Toma y Envio de Muestras-Iso Final1

DIRECCION DE SANIDAD VEGETAL

Subdirección de

Análisis de Riesgo y

Vigilancia Fitosanitaria

ITR-SARVF-02

INSTRUCTIVO: TOMA Y ENVIO DE

MUESTRAS PARA IDENTIFICACION

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Elaborado por: Revisado por: Aprobado por:

Percy Mamani Sánchez Coordinador del

proyecto

Johny Naccha Oyola Director SARVF

Jorge Barrenechea C. Director Sanidad

Vegetal

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Jorge Tanaka Director UCDSV

TABLA DE CONTENIDO

1. Objetivo 2. Alcance

3. Referencias

4. Definiciones

5. Responsabilidades

6. Descripción

7. Registros

8. Anexos

9. Control de Cambios


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1. OBJETIVO Garantizar la ejecución de una eficiente toma y envío de muestras vegetales con daños o enfermedades; y especímenes de plagas, desde el campo hacia los laboratorios de la Unidad de Centros de Diagnóstico de Sanidad Vegetal del SENASA (UCDSV) para su diagnóstico.

2. ALCANCE

Aplica a todos las Direcciones Ejecutivas del SENASA para todos los cultivos en

general, con énfasis en los cultivos de granadilla, maracuyá, mango, palto, zapallo,

espárrago, piña, chirimoya y banano priorizados para el 2010 y otros 18 cultivos

seleccionados para el período 2011-2013, en el marco del Proyecto de Fortalecimiento

del Sistema de Vigilancia Fitosanitaria y del Programa “Desarrollo de la Sanidad

Agraria e Inocuidad Agro-Alimentaria - PRODESA.

3. REFERENCIAS

3.1. Proyecto: Fortalecimiento del Sistema de Vigilancia Fitosanitaria, Contrato de Préstamo N° 2045/OC-PE suscrito entre la República del Perú y el Banco Interamericano de Desarrollo.

3.2. ITR-SARVF-01: Instructivo: Prospección fitosanitaria a nivel nacional. 3.3. PRO-UCDSV-001: Toma y envío de muestras para el diagnóstico de plagas. 3.4. ITR-UCDSV-Ent-001: Toma y envío de insectos ácaros y moluscos con fines

identificación. 3.5. ITR-UCDSV-Mal-002: Toma y envío de muestras para su identificación

malezologica. 3.6. ITR-UCDSV-Mic-006: Toma y envío de muestras para diagnostico de hongos

fitopatogenos. 3.7. ITR-UCDSV-Mic-006: Toma y envío de muestras para diagnostico de hongos

fitopatogenos. 3.8. ITR-UCDSV-Nem-001: Toma y envío muestras para diagnostico nematodos

fitoparasitos. 3.9. ITR-UCDSV-Vir-002: Toma y envío de muestras para detección de virus

fitopatogenos. 3.10. ITR-UCDSV-Bac-002: Toma y envío de muestras para el diagnostico de

bacterias fitopatogenas.

4. DEFINICIONES

4.1 Colección: Conjunto de ejemplares botánicos por lo general de una misma clase y

reunidas por su especial interés o valor. 4.2 Cuadrado de inventario: Área de muestreo que puede ser de diferente forma y

tamaño, usado para las evaluaciones de poblaciones de malezas en cultivos. 4.3 Cultivo priorizado: Cultivo que ha sido seleccionado y será prospectado durante la

ejecución del proyecto.


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4.4 Espécimen: Muestra o ejemplar con las características de su especie bien definidas. 4.5 Fitoplasmas: Organismos procarióticos, unicelulares que carecen de pared celular,

algo más pequeños que las bacterias y parecen ser biológicamente similares a los micoplasmas que infectan animales. En el pasado fueron conocidos con el nombre de "organismos similares a micoplasmas" o MLOs.

1. Hábito de crecimiento: Forma o aspecto de crecimiento de una planta

(erguido, postrado, rastrero, etc.). 2. Hábitat: Lugar donde se crece la maleza (ejemplo: borde de acequia,

caminos, campo de cultivo, etc.). 3. Hiperplásicas: Se caracteriza por la presencia de tumores o agallas, o la

formación de órganos adicionales (raíces o brotes), a partir de yemas adventicias o dormidas. En estos casos, el exceso de actividad celular se manifiesta exteriormente con la aparición de esas malformaciones.

4. Hojas palmati-compuestas: Hoja compuesta cuyos foliolos surgen todos del

ápice del pecíolo común. 5. Hojas pinnati-compuestas: Hoja simplemente compuesta cuyos foliolos se

disponen a ambos flancos del raquis. 6. Malezas: Plantas perjudiciales que interfieren con el normal desarrollo de las

plantas cultivadas, compiten directamente con ellas por factores fundamentales para el crecimiento como: agua, nutrientes minerales, luz, anhídrido carbónico y espacio vital, disminuyendo significativamente la calidad y cantidad de las cosechas.

7. Mollicutes: Los Fitoplasmas son también llamados Mollicutes. 8. Muestra: Parte o porción extraída de un conjunto por métodos que permiten

considerarla como representativa de él (Real Academia de la Lengua Española). Material biológico como plantas, partes de plantas (hojas, tallos, ramas, semillas, frutos, raíces y flores), especímenes de insectos y ácaros y sustratos como turbe que van a ser analizados.

9. Muestra nematologica: Porción de suelo tomada después de mezclar y homogenizar las submuestras.

10. Parenquimáticas: La bacteria invade los tejidos suculentos en primer lugar y

luego avanza hacia los tejidos vasculares adyacentes. Las enfermedades de este tipo presentan como síntomas, necrosis, manchas, atizonamiento y a veces, podredumbre total de los órganos atacados.

11. Plaga: Cualquier especie, raza o biotipo vegetal o animal o agente patógeno

dañino para las plantas o productos vegetales (FAO, 2005). 12. Planta madre: Individuo botánico o planta adulta de la cual se obtiene

material de multiplicación. 13. Saprofito: Organismo que obtiene sus nutrientes a partir de la materia

orgánica muerta (Agrios, 1996). 14. SINAVIF: Sistema Nacional de Vigilancia Fitosanitaria. 15. Signo: Patógeno o sus partes o productos que se observan sobre una planta

hospedante (Agrios, 1996). 16. Síntoma: Reacciones o alteraciones internas y externas que sufre una planta

como resultado de su enfermedad (Agrios, 1996). 17. Submuestras: Porción de suelo tomada en cada punto de muestreo. 18. Técnicas Moleculares: Procedimientos basados en ensayos con ácidos

nucleícos aplicados al diagnóstico, caracterización, mejoramiento genético,


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evolución, análisis poblacional, entre otros. En el presente instructivo hacen referencia a PCR.

19. Viroides: partículas infecciosas diminutas que causan enfermedades en

plantas superiores. Su tamaño es diez veces menor que el de los virus más pequeños, no poseen proteínas ni lípidos y su estructura es una cadena cíclica corta de ARN desnudo. Las plantas infectadas muestran un desarrollo deficiente y decoloración y pueden llegar a morir.

5. RESPONSABILIDADES

5.1 El Director General de Sanidad Vegetal es responsable de aprobar el presente Instructivo.

5.2 La Subdirección de Análisis de Riesgo y Vigilancia Fitosanitaria, de la Dirección de Sanidad Vegetal, a través de su Director, el Responsable Técnico del Proyecto y el Coordinador Técnico del mismo son responsables de gestionar los requerimientos necesarios para realizar las actividades determinadas en el presente instructivo, así como supervisar in situ el desarrollo de la toma y envío de muestras a la UCDSV, en coordinación con las Direcciones Ejecutivas del SENASA.

5.3 Las Direcciones Ejecutivas del SENASA, están conformadas por un Director

Ejecutivo, un Jefe del Área de Sanidad Vegetal y personal profesional y técnico. En las actividades de toma y envío de muestras la responsabilidad de los Directores y Jefes de Area de Sanidad Vegetal es la de supervisión in situ de la ejecución de estas actividades y el cumplimiento de las metas físicas programadas en el Plan Operativo.

5.4 La SARVF es responsable de difundir y actualizar el presente Instructivo.

6. DESCRIPCION

Se ha elaborado este Instructivo con el fin de dar a conocer a los especialistas y técnicos del SENASA de las regiones del país, los métodos y procedimientos para una eficiente colecta de muestras vegetales afectadas por plagas con fines de identificación taxonómica en laboratorio.

En este instructivo se presentan las formas correctas de colecta para los diversos grupos de plagas que se encuentran mayormente en los cultivos. Igualmente ilustra con numerosas fotografías, los síntomas, daños y grupos de plagas que se presentan con mayor frecuencia en los cultivos, así como los materiales e insumos que son necesarios para una buena colecta.

De forma práctica, igualmente presenta la forma correcta de recorrer los campos para realizar la colecta de las muestras, lo que permitirá de una manera eficiente, determinar y colectar las plagas que estén afectando a los cultivos.


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6.1. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA DIAGNOSTICO DE INSECTOS Y ACAROS CON FINES DE IDENTIFICACION

Materiales necesarios para la colecta de insectos:

Pinzas entomológicas de punta fina. Lupa de campo. Red entomológica. Alcohol al 70% o 80%. Frasco para matar insectos. Frascos de diversas capacidades con tapa hermética. Lápiz negro. Etiquetas. Bolsas de papel. Libreta de campo. GPS o PDA. Aguja histológica

6.1.1. Recolección y envío de “queresas o cochinillas” de las familias Diaspididae, Coccidae, Pseudococcidae y “afidos” de la familia Aphididae

Recolección

Estos insectos suelen preferir lugares protegidos de las plantas, así por ejemplo, en las partes aéreas hay que observar los brotes jóvenes, el envés de las hojas, junto a las nervaduras, las axilas de las hojas, el pedúnculo de las flores y frutos. Aquellas que afectan gramíneas, se ubican en la base de la vaina, por lo que conviene desprender las hojas con mucho cuidado. Algunas se encuentran en el tronco y suelen ubicarse en depresiones o heridas de la corteza o debajo de ella. Las que llevan una vida subterránea se encuentran preferiblemente en el cuello de la raíz; su coloración rosada o grisácea las confunde con los granos de arena o tierra, por lo que pueden pasar inadvertidas.

Un elemento que nos ayudará a ubicar a estos insectos es la presencia de hormigas, ya que las cochinillas son muy visitadas por ellas por que se alimentan

de su melado o excreciones azucaradas, de donde obtienen aminoácidos y minerales para su dieta. También la presencia de hongos del tipo de la fumagina, que se forman a expensas del melado, nos ayuda a la detección de estos insectos.


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Es conveniente disponer de una mochila o bolsa (que nos deje las manos libres), provista de bolsas de papel o polietileno, un frasco con tubos de vidrio con tapones de goma, un frasco con alcohol 70 - 80%, tijera de podar, palita de jardinería, aguja histológica, pincel suave y fino, etiquetas, cuaderno o libreta de campo, lápiz y una carpeta y papeles para formar un herbario. Una vez encontrado el material es conveniente buscar un lugar apropiado, sentarse (cómodo) y con el pincel o aguja, recoger las cochinillas y sumergirlas en el tubo con alcohol. Si el material es escaso y teme que al tratar de introducirlas en el tubo se desprendan del pincel o se deterioren con el manipuleo, corte el trozo de raíz u hoja donde se encuentra la cochinilla y guarde ambos en el tubo con alcohol. Si el material es abundante, puede conservarlo junto con la planta hospedera, en bolsas de plástico o papel y separar luego los ejemplares en la oficina o gabinete, aunque de esta forma corre el riesgo de perder parte del material porque se caen en la bolsa o se aplastan en el traslado. Estos insectos son fitófagos y el hospedero es importante. Si no conoce la planta huésped, herborizarla y hacerla identificar; para ello es necesario tratar en lo posible de encontrar plantas con flores. Identifique su muestra de herbario y el tubo con cochinillas con una letra o número que las relacione. En la libreta de campo anote todo aquello que le haya llamado la atención, como por ejemplo, la presencia de hormigas, orugas u otros insectos que pueda estar relacionado con las cochinillas y si es posible, colectarlas también, ya que puede tratarse de predadores y no olvide poner el número de muestra que corresponde. Especímenes de Coccidae como las especies del Género Saisseteia, Parassaisetia, Parthenolecanium, deberán contener aquellos que recién han mudado y tienen una coloración plomiza dorsalmente. En Ceroplastes, tendrá que observarse que la parte ventral de los especímenes tengan una coloración algo rosada. Envío

Se deben remitir en alcohol al 70 - 80%, los especímenes deben ser adultos jóvenes, con un número alto de individuos ya que muchos pueden estar parasitados. Especímenes secos generalmente están hongüeados, por lo que están cubiertos con estructuras microscópicas que impiden la identificación. En el caso de afidos, se deben remitir individuos ápteros y alados, ya que estos últimos tienen mejores características para la identificación. Enviar igualmente un número alto de individuos debido a que muchos pueden ser inmaduros o estar parasitados.

Ceroplastes floridensis

Macrosiphum euphorbiae


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Hortensia similis (Hemiptera: Cicadellidae)

6.1.2. Recolección y envío de Heteroptera y Auchenorhyncha

Este grupo de insectos pueden se recolectados con red entomológica o con aspiradores manuales. Preferible, deben ser enviados en sobres entomológicos o acondicionados en cajas pequeñas y duras entre capas de papel toalla. Luego las cajas pequeñas dentro de otra de mayor tamaño conteniendo material de embalaje a fin de protegerla de los golpes. En Cicadellidae se requieren machos para la identificación de la especie. 6.1.3 Recolección y envío de Thysanoptera Se tomaran brotes, hojas flores y frutos que presenten daño y los estados de desarrollo como larvas, prepupas pupas y adultos se conservaran en alcohol al 70%. Recuerde que es preferible remitir los insectos muertos. 6.1.4 Recolección y envío de coleóptera

La recolección puede ser manual o con red entomológica. También se tomaran como muestras órganos de la planta afectados y con presencia de este grupo en alcohol al 70%. Se debe tener en cuenta que algunas especies se alimentan de noche y en el día se ubican debajo de la hojarasca o terrones del campo. Ejemplo: Tenebrionidae del género Paraepitragus, que se alimentan de flores de frutales. 6.1.5 Recolección y envío de muestra de Díptera

Se toman órganos de la planta con daño y larvas, luego se acondicionan para recuperar adultos. Para la identificación de Agromyzidae como en Cecidomyiidae, se requiere especímenes machos, en tanto que en Tephritidae es necesario de hembras. El material biológico debe contener un número mínimo de 06 individuos (entre hembras y machos), dentro de viales con alcohol al 70%.

Dysdercus mimus (Hemíptera: Pyrrhocoridae) Confección de sobres entomológicos


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6.1.6 Recolección y envío de lepidóptera

Los especímenes adultos deben ser acondicionados en sobres entomológicos, evitando que no se encuentren descamados; por lo que cuando se recuperan de una crianza estos ni bien han extendido sus alas y a tomado la coloración definitiva deben ser muertos. Evitar que vuelen, y se dañen. Esto es aplicable para muchos insectos. Nota: Se recomienda examinar alrededor y cerca de la planta teniendo en cuenta que

muchas especies se refugian en el día y salen de noche a alimentarse subiendo para ello a la copa de los árboles como en algunas especies de Arctiidae, “gusanos de tierra”.

Oiketycus kyrbii (Lepidóptera: Psychidae)

Spodoptera frugiperda, hembra

(izquierda), macho (centro),

larva (derecha). (Lepidoptera:

Noctuidae)


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6.1.7 Recolección y envío de hymenoptera

En alcohol al 70% o en sobres entomológicos. Hay microavispas que son fitófagas y pueden estar alimentándose de semillas de los frutos o formando agallas (Las larvas de algunas especies de la familia Tanaostigmatidae, Eurytomidae, Cynipidae, entre otras). En estos casos se recolectaran y acondicionaran los órganos infestados para la recuperación de los adultos. 6.1.8 Forma de remisión de las muestras Los siguientes órdenes de insectos: Isoptera, Psocoptera, Thysanoptera, Aphididae, Aleyrodidae, Diapididae, Coleoptera, Diptera, Hymenoptera, Pthiraptera, Syphonaptera; los ácaros y moluscos, deben ser muertos y remitidos al Laboratorio de Entomología de la UCDSV, en alcohol al 70%, en viales o frascos de polietileno. Partes de las plantas conteniendo plagas también pueden ser remitidas de esta forma. En Lepidóptera adultos, éstos deben ser muertos en cámaras letales y enviados de esta forma en sobres, los cuales deberán estar contenidos en envases más resistentes, como cajas de cartón. 6.1.9 Etiquetado de la muestra

Se recomienda realizar una pequeña etiqueta de cartón o de papel adherida al frasco, la cual debe contener datos escritos con lápiz o tinta china: como el código, el nombre científico del hospedante, nombre común o local entre comillas, localidad, fecha, de colección y nombre del colector. A las muestra debe acompañar la solicitud para el diagnostico de plagas. 6.1.10 Embalaje o acondicionamiento del material biológico para la remisión de muestras colectadas en campo

Preferentemente se usarán frascos de polietileno de 100 ml de capacidad conteniendo el material biológico en alcohol. Estos frascos (o viales), se acondicionarán en envases resistentes que pueden ser un taper, otro frasco de plástico significativamente más grande, o cualquier caja conteniendo suficiente material de amortiguación: chizitos de tecnopor, papel, etc.


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Proceso ideal de embalaje de una

muestra entomológica


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6.1.11 Embalaje o acondicionamiento de insectos vivos en hojas o frutos

Estos envíos serán excepcionales, o previa coordinación con personal del laboratorio a fin de prever y evitar la introducción de plagas de otras localidades. Las hojas o frutos, se deben acondicionar entre hojas de papel para absorber, luego colocarlas dentro de una bolsa de papel kraff, y finalmente esta última dentro de una caja dura o de tecnopor si se quieren adicionar geles refrigerantes.

6.1.12 Embalaje de insectos montados en alfiler Los insectos son colocados en pequeñas cajitas cuyo fondo está revestido de corcho (no use tecnopor) a fin de asegurar bien los especímenes. En los espacios libres coloque más alfileres (sin especímenes) a fin que de más apoyo a una falsa tapa; entre la falsa tapa y la tapa de la caja se llena el espacio con papel para evitar que los especímenes puedan moverse con los golpes durante el viaje. Asegurada la tapa con cinta de embalaje, se coloca ésta dentro de una caja más grande dura conteniendo material de relleno.


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6.1.13 Como no se debe embalar

Colocar tubos de vidrio, como los tubos de ensayo envueltos en papel o plásticos, en una caja de cartón blando. Muchas de estas muestras llegan con los tubos rotos y con el alto riesgo de escape de plagas de importancia cuarentenaria si los envían vivos.


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Nota: Coccidae, Aleyrodidae o Diaspididae, se pueden enviar parte de órganos.

Información que debe acompañar a la muestra

Deberá adjuntar la solicitud para el diagnostico de plagas.

6.2. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE HONGOS Y BACTERIAS CON FINES DE IDENTIFICACION

A) Elección de la muestra:

Para seleccionar el material afectado debe de considerarse lo siguiente: a) Tomar las muestras antes de la aplicación de plaguicidas, de lo contrario la

recuperación de los patógenos puede ser limitada. b) Cantidad: Obtener material fresco en cantidades razonables que incluyan varios

ejemplares de los síntomas característicos. Envíe un mínimo de doce ejemplares con los síntomas característicos.

c) Claridad o calidad: Se debe obtener material vegetal que muestre síntomas muy claros, en diferentes estados de ataque, preferentemente de inicio a intermedio. Inicio de la infección (síntomas iniciales como pequeñas manchas foliares,

pústulas, clorosis, etc.) Desarrollo Intermedio de la infección (síntomas intermedios como: numerosas

manchas foliares, inicio de necrosis, etc.) Los tejidos muertos son una fuente de microorganismos saprofitos consecuentemente el aislamiento del patógeno es imposible.

d) Añadir muestras sanas para fines comparativos. C) Sobre el muestreo en campo:

a) Para determinar el nivel de incidencia de un hongo o una bacteria en un cultivo determinado, es necesario realizar una evaluación, muestreo o contada. Los diferentes métodos de muestreo se refieren a la inspección de 100 plantas o el mismo número de sus órganos (hojas, brotes, botones florales, flores, frutos, tallos, raíces y plantas completas) en un campo no mayor de 5 hectáreas. La incidencia es el porcentaje de plantas afectadas por una plaga determinada.

b) Para determinar la incidencia, se puede dividir el campo en cinco zonas o sectores (Figura 1a) y en cada una de ellas realizar veinte contadas; otra forma es cruzar el campo en zig-zag (Figura 1b) o bien en diagonal (Figura 1c) efectuando el muestreo.


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c) En el caso de no completar el número de muestras, reingresar al campo pero en sentido contrario; tomar en cuenta que el primer punto de muestreo deberá estar aproximadamente a diez metros del borde del campo.

Figura 1. Diferentes métodos de muestreo de campos de cultivo. a) División del campo en cinco sectores. b) Recorrido del campo en zig-zag. c) Recorrido del campo en diagonal.

6.2.1 Consideraciones para la elección y remisión de muestras para el diagnóstico de bacterias fitopatógenas

Generalmente el informe del Laboratorio de Bacteriología sólo puede indicar los hallazgos obtenidos por ensayos microscópicos, siembra en medios de cultivo o serología, de esta manera se confirma o no, un diagnóstico etiológico. Sin embargo, en algunas ocasiones no es posible el aislamiento e identificación del agente etiológico aun empleándose la metodología especifica, siendo la causa originaria una selección inapropiada de la muestra, cantidad de ella o por deficiencias en el transporte a la que es sometida. Al respecto, a continuación se presentan consideraciones generales acerca de la recolección de muestras para cultivo, aislamiento bacteriológico o identificación serológica. a. Procedimiento de colecta de muestras con patógenos específicos a.1. Para la identificación de Phytomonas en palma aceitera

El primer paso en la colecta de muestras en una plantación que se sospeche estar afectada por Phytomonas es establecer la presencia de la enfermedad mediante la observación de los síntomas aéreos característicos como el amarillamiento de las hojas y la necrosis apical de color rojizo oscura que avanza hacia arriba, (este síntoma podría confundirse con deficiencia de magnesio), adicionalmente se percibe un olor a fermentado. Para el diagnóstico colecte muestras de: raíces sanas de

aproximadamente 20 a 25 centímetros de largo y 2 cm de diámetro, un grupo de 10 raíces, acondicione las raíces con papel periódico y colóquelas dentro de una caja de tecnopor con cojín de gel refrigerante, cuide que la muestra no entre en contacto directo con el cojín congelado. Envíe al laboratorio inmediatamente después de su colecta, debido a que el flagelado sobrevive poco tiempo en las raíces.

D E

A B

C

a b c


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a.2 Para la identificación de Phytoplasmas

Colecte hojas decoloradas o con mucha coloración, ramas con síntomas de sobrebrotamientos, perdida de vigor, u otra anomalía del desarrollo que pudiera establecer comparaciones entre las plantas enfermas y las plantas sanas. Obtenga dos muestras una de la planta enferma (6 a 8 hojas, o una rama procedente del sobrebrotamiento) y otra de la sana para poder establecer diferencias. Estas muestras deben llegar frescas al laboratorio para realizar ensayos de serología o PCR.

b. Procedimiento de colecta de muestras para identificaciones bacterianas por sus

síntomas

a. Podredumbres blandas: Generalmente es causado por Pectobacterium que ingresa a la planta por

heridas, viven dentro y se reproducen entre los espacios intercelulares segregando varias enzimas que destruyen la lamina media de las células, las muestras colectadas en estos casos son muy húmedas, por lo que se recomienda acondicionarlas en bolsa de papel y luego en bolsas de plástico previamente identificadas. Colectar dos muestras uno con avance y otra en fase intermedia de la enfermedad.

b. Manchas foliares: Cuando la bacteria penetra directamente por los estomas, se desarrolla en los espacios subestomáticos, invadiendo los espacios intercelulares del tejido parenquimático aun vivo. La reacción de la planta es una necrosis localizada. Generalmente lo primero que se observa es una mancha acuosa, traslucida, de color verde más claro que el resto del tejido. Colectar aproximadamente de 8 a 10 hojas con síntomas iniciales e intermedios y algunas sanas, formar grupos de acuerdo a los avances de los

síntomas y acondicionarlas por separado en bolsas de papel y luego en bolsas de plástico previamente identificadas.

c. Tizones: El síntoma más frecuente es el ennegrecimiento rápido de los órganos atacados que aparecen como si hubiera sido quemado, en el caso de quemazón del tabaco (Pseudomonas tabaci),

colectar plantas, dos plantas completas con inicio y avance de síntomas y acondicionarlas.


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d. Marchitamientos: El síntoma es muy fácil de

reconocer, la bacteria ingresa por heridas y se ubica

en los vasos xilemáticos, sus elementos se llenan

rápidamente por el desarrollo bacteriano y el agua

no puede traslocarse hasta las hojas, las que se

marchitan. Colectar dos plantas sin raíces con inicio

y avance de síntomas y acondicionarlas.

e. Tumores o agallas: El patógeno penetra por heridas, una vez dentro de la planta, estimula una división anárquica, incontrolada e indefinida de las células, (hipertrofia e hiperplasia). Es lo que ocurre en la “agalla del cuello” (Rhizobium radiobacter); “Tuberculosis” del olivo (Pseudomonas savastonoi).

Colectar, de cuatro a seis tallos, hojas, ramillas, donde se observe los tumores mas pequeñitos de color crema (formación reciente de las agallas).

f. Cancros: Lesiones ubicadas en hojas, frutos y ramitas están constituidas por capas de tejido suberoso formando una pequeña elevación en forma de creta y con centro algo deprimido. Seleccionar, hojas, frutos y ramitas con cancros tiernos donde no hay mucha formación de tejido suberoso, colectar 5 muestras por cada órgano de la planta.


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c. Procedimiento de colecta de muestras para la identificación de hongos.

a. Mancha foliar: (Royas, oidiosis, mildius,

sarnas, antracnosis, tizones etc.); Colecte

hojas que muestren estados iniciales y

tardíos de la infección. Anote si hubo

alguna aplicación de plaguicidas. Plantas

con hojas pequeñas cortar ramas con

hoja intactas. Las hojas muy suculentas

recibirán tratamiento detallado para frutos

frescos.

b. Quemaduras en puntas y márgenes de

la hoja: Colecte la planta completa con

raíz y suelo. Anote las aplicaciones de

plaguicidas, fertilizantes y otras labores

culturales efectuadas. Si es posible

indicar pH de suelo.

c. Deformación de hojas: Colecte muestras

representativas de todos los síntomas.

Anote las labores culturales efectuadas.


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d. Defoliación: Colecte toda la planta si es

posible. Si no, envíe raíces y ramas con

hojas en forma separada, pero en la

misma muestra. Anote los tratamientos

aplicados al cultivo.

e. Amarillamiento: Si es posible, colecte toda

la planta, con raíz y suelo, sino, proceda

como en el caso anterior.

f. Marchitez, deformaciones, pudriciones

radiculares y muerte regresiva: Colecte

toda la planta, con raíz y suelo

(herbáceas), en caso de plantas perennes

colecte una buena cantidad de raicillas,

incluya además raíces gruesas que

presenten pudrición, también colectar

ramas o ramillas con follaje mostrando los

síntomas. Si sospecha de Phytophthora,

colecte raicillas, colóquelas sobre papel

húmedo y bolsa de plástico ya que

necesitan mucha humedad para llegar al

laboratorio.


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g. Pústulas: Colecte muestras

representativas de todos los estados de

la enfermedad.

h. Carbones: Colecte muestras

representativas de todos los estados de la

enfermedad.

i. Caída de flores y frutos: Colecte flores y

frutos con pedúnculos y ramas.


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1.2.2 Condiciones del embalaje y remisión para análisis bacteriológico y micológico

- Plantas que muestren marchitamiento, amarillamiento o decaimiento general: siempre se debe enviar la planta completa, incluyendo las raíces y el material de soporte. No mezcle diferentes componentes de la muestra en la misma bolsa de envío (ejemplo: en plantas completas separar raíces con material de soporte de la parte aérea).

a. Para parte aérea de la planta a excepción de los frutos

- Se debe enviar la muestra dentro de una bolsa de papel o cubierta con papel y luego

introducirla en una bolsa plástica para evitar pérdida de humedad, colocando la

identificación entre las bolsas.

- Partes de plantas que muestren cancros: es preferible seleccionar en lo posible

infecciones recientes, se envía la porción cancrosa completa, con algo de madera

sana por encima y debajo del cancro. El tamaño de muestra no debe ser menor a 10

unidades. Nunca debe enviarse ramas muertas. La muestra se envía de la misma

forma que la descrita en la parte superior.

- Partes de plantas que muestren manchas foliares o pústulas: Se colecta hojas que

en lo posible muestren estadios tempranos y tardíos de infección. Es preferible no

enviar aquellas hojas que muestren quemaduras marginales, pues este síntoma se

puede deber a condiciones abióticas, enfermedades radiculares o productos

químicos.

Un mínimo de 20 hojas deben remitirse colocándolas extendidas entre papel toalla, la

misma que debe introducirse en una bolsa de papel y luego en una bolsa plástica,

colocando la identificación entre las bolsas.

j. Pudriciones de frutos y otros tejidos

frescos o suculentos: Colecte las

muestras en estados tempranos de

infección o daño.


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b. Para frutos

- Frutos frescos (carnosos): la podredumbre de frutos frescos y verduras deben ser

tratados de forma especial. Nunca se debe enviar estos en avanzado proceso de

descomposición. Es preferible colectar frutos con síntomas recientes de infección. El

tamaño de muestra enviada al laboratorio no debe ser menor a 10 unidades.

- Los frutos jugosos y otros tejidos frescos suculentos deben limpiarse del exceso de

humedad y envolverlos individualmente en doble papel toalla seco los mismos que

deben introducirse en una bolsa de papel y luego en una bolsa plástica, colocando la

identificación entre las bolsas.

6.3. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE VIRUS

FITOPATOGENOS CON FINES DE IDENTIFICACION

6.3.1 Consideraciones Generales

Un gran número de síntomas producidos por infecciones virales dependen de la

interrelación entre el genotipo de la planta, el virus y sus variantes, y las condiciones

ambientales donde interactúan. En este sentido deben tomarse en cuenta las siguientes

consideraciones:

Los síntomas pueden ser distinguidos como:

a) Locales: son los primeros en presentarse en la planta. Las hojas presentan

lesiones cloróticas o necróticas de tamaño y tipo diferente, que dependen del huésped.

Algunas plantas indicadoras ayudan a caracterizar un virus.

b) Sistémicos: resultan de la translocación y acumulación del virus en la planta, por

ello se presentan lejos de las zonas de la planta por donde el virus fue inoculado.

Ejemplo: casos de necrosis en los tubérculos de papa.

Las infecciones virales frecuentemente causan

alteraciones macroscópicas en las hojas

relacionadas a desviaciones de color:

Mosaicos o Moteados: son áreas cloróticas en las

hojas, producidos por la destrucción de cloroplastos

y reducción en la producción de clorofila.

Aclaramiento de las venas: el color es más claro

que el normal. Es un síntoma transitorio y

comúnmente precede a los mosaicos.


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Amarillamiento: pueden ser anillos, líneas

o manchas pequeñas que contrasta con el color verde de la lámina foliar.

Pigmentación anormal: producción excesiva de algunas

sustancias y su translocación irregular. Ejemplo: hojas con antocianina muestran coloraciones púrpura, rojo o azul (Antocianescencia). Hojas con melanina muestran color marrón o negro (Bronceamiento).

Otros síntomas pueden ser desviaciones de forma, tamaño y textura de hojas:

Enrollamiento: foliolos enrollados hacia arriba,

causados por Potato leafroll virus, puede también ser causado por Rhizoctonia en cultivos de Papa.

Encrespamiento: los márgenes foliares con

apariencia ondulada, asociada con mosaicos.


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Deformación: presentan la lamina foliar

ensanchada o alongada.

Rugosidad: crecimiento desproporcionado de las

venas y láminas foliares.

Hojas coriáceas: hay acumulación de almidón en

las células, asociadas al enrollamiento.

Enación: sobrecrecimiento de tejido a nivel de la vena

principal de la hoja. Existen otras desviaciones del aspecto general de la planta, tales como: Enanismo: plantas que emergen tardíamente y son más pequeñas que las sanas, pueden mostrar además un grado de deformación en tallos y hojas.


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Arrosetamiento: hojas pequeñas y encrespadas

en parte apical de la planta.

Escoba de brujas: proliferación de ramas axilares

en los tallos principales, asociado con enanismo y

clorosis foliar.

6.3.2 Consideraciones previas a la toma de muestras en campo

En el caso de virus, se deben tomar las mismas consideraciones indicadas en la parte de

hongos y bacterias.


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6.4. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE VIRUS,

VIROIDES Y FITOPLASMAS MEDIANTE TECNICAS MOLECULARES CON FINES

DE IDENTIFICACION

6.4.1 Consideraciones generales

Un gran número de síntomas producidos por infecciones causadas por virus, viroides y

fitoplasmas, dependen de la interrelación entre el genotipo de la planta, el genotipo del

patógeno y sus variantes, así como las condiciones ambientales donde interactúan

(Cuadro Nº 1). Los síntomas pueden ser distinguidos como:

a) Locales: Son síntomas primarios que se desarrollan en el sitio de entrada del

patógeno en las hojas, a menudo forman áreas típicas de células enfermas denominadas

lesiones locales que varían en forma y color, las más comunes son pequeñas zonas de

tejido clorótico producido por la pérdida de clorofila.

b) Sistémicos: resultan de la translocación y acumulación del patógeno en la planta,

por ello se presentan lejos de las zonas de la planta por donde fue inoculado.

6.4.2 Muestreo en Campo

Considerar las pautas dadas en los casos de virus, bacterias y hongos. En el caso de la

cantidad de muestras a tomar, considerar el Cuadro Nº 2.

6.4.3 Procedimiento de muestreo en campo

Tener las mismas consideraciones que en los casos anteriores. En el caso de

diagnostico de fitoplasma solo se descarta la presencia o ausencia de los mismos. El

diagnostico por grupo de fitoplasma se establecerá de acuerdo a la disponibilidad del

desarrollo de la técnica especifica.


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Cuadro Nº 1. Síntomas causados por virus, viroides y fitoplasmas

Patógeno Cultivo o

espécimen

Síntomas característicos

Inicial Avanzado

Viroide del Manchado

solar del palto

(ASBVd)

Palto

Ligera deformación de las hojas

Ligeras manchas amarillentas

longitudinales en la corteza de las

ramas

Frutos con ligeras manchas

amarillentas.

Hendiduras amarillentas y alargadas

en la corteza de las ramas

Manchas amarillas o rojas con

hendidura en los Frutos

Hojas y frutos deformes

Corteza de tronco con “piel de

cocodrilo”

Viroide del Tubérculo

Ahusado de la

Papa (PSTVd)

Papa

Ligera disminución en el tamaño de

las hojas y de la planta

Ligera distorsión de los foliolos y

rugosidad de la superficie de la hoja

Tubérculos de forma alargada

(fusiformes)

Agrietamiento de tubérculos

Viroide de Exocortis

de los Cítricos (CEVd) Cítricos

Epinastia foliar

Agrietado de la corteza

Descortezado de la madera

Raquitismo de los árboles

Amarillamiento de la copa de los

árboles

Decaimiento general

Viroide de Cachexia

de los Cítricos

(CCaVd)

Cítricos

Decoloración de la corteza

Gomosis de la corteza

Agrietado de la corteza

Hundimiento agujereado de la

madera

Clorosis de los árboles

Raquitismo de los árboles

Virus de la Tristeza de

los Cítricos

(CTV)

Cítricos

Goma asociada con finos orificios

Aclaración de venas

Decaimiento de los árboles

Agujereado grave de la madera

Clorosis grave

Enanismo y muerte

Fitoplasma Zanahoria

Coloración púrpura, Amarillamiento de las hojas , proliferación de raíces,

malformación de las raíces y Necrosis , proliferación de brotes en un solo

punto “escoba de brujas”

Fitoplasma Papa

Clorosis de los foliolos , enanismo , disminución del espacio internodal ,

proliferación de brotes en un solo punto “escoba de brujas” , enrollamiento de

los foliolos , producción de tubérculos pequeños y flácidos

Fitoplasma Haba Deformación de las hojas, arrocetamiento

Fitoplasma Avena Coloración púrpura , Incremento de la coloración púrpura

Fitoplasma Maíz

Disminución del tamaño , incremento de la coloración , disminución del

espacio internodal


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Patógeno Cultivo o

espécimen

Síntomas característicos

Fitoplasma Alfalfa Amarillamiento y reducción del tamaño

Fitoplasma Col Coloración púrpura

Fitoplasma Culantro Coloración púrpura

Fitoplasma Perejil Clorosis, mosaico, enanismo

Fitoplasma Nabo

Coloración púrpura, malformación de las raíces, proliferación de raíces, y

Necrosis interna

Fitoplasma Lechuga

Amarillamiento de las hojas , disminución del espacio internodal , enanismo,

mosaico , proliferación de brotes en un solo punto “


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Cuadro 2. Requisitos de las muestras para diagnóstico mediante técnicas moleculares

Patógeno Cultivo o

espécimen

Muestra

Calidad

Cantidad de

muestra. Dirigido

a descarte por

muestra (6.2.2.2)

Cantidad por punto

de muestreo.

Dirigido a descarte

por campo (6.2.2.1)

Viroide del Manchado

solar del palto ASBVd Palto

Tallos o ramas

jóvenes con hojas

2 tallos de aprox.

50 a 60 cm de long.

de la misma planta

1 tallo de aprox. 50 a

60 cm de longitud

Viroide del Tubérculo

Ahusado de la Papa

PSTVd

Papa Hojas jóvenes de la

parte superior

4 hojas de la misma

planta 2 hojas

Viroide de Exocortis de

los Cítricos CEVd Cítricos Hojas jóvenes

10 hojas de la

misma planta 1 hoja

Viroide de Cachexia de

los Cítricos CCaVd Cítricos Hojas jóvenes

10 hojas de la

misma planta 1 hoja

Virus de la Tristeza de

los Cítricos CTV Cítricos Hojas jóvenes

10 hojas de la

misma planta 1 hoja

Fitoplasma Zanahoria Planta completa

(incluyendo la raíz) 6 plantas 1 planta

Fitoplasma Papa Planta de cualquier

edad sin raíz. 4 plantas 1 planta

Fitoplasma Haba Planta de cualquier


Fitoplasma Avena Planta de cualquier


Fitoplasma Maíz

Hojas jóvenes e

incluir mazorca

afectadas, cuando

sea el caso.

4 plantas 1 planta

Fitoplasma Alfalfa Planta de cualquier


Fitoplasma Col Planta de cualquier


Fitoplasma Culantro Planta de cualquier


Fitoplasma Perejil Planta de cualquier


Fitoplasma Nabo Planta completa

(incluyendo la raíz) 4 plantas 1 planta

Fitoplasma

Insecto

picador

chupador

Insectos adultos

identificados

previamente por

entomología de

UCDSV

Mínimo 5

especímenes por

género identificado

No aplica


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6.4.4 Muestreo de materiales de propagación

a) Cantidad y calidad del material de propagación

Considerando el alcance de las técnicas moleculares desarrolladas, aplican los siguientes

materiales de propagación: estacas yemeras y plantones. En el Cuadro Nº 3, se presenta

la calidad y cantidad de muestra requerida.

Cuadro 3. Requisitos para la muestra procedente de viveros para su análisis por técnicas

moleculares

Patógeno Material de

propagación

Muestra

Cantidad de muestra. Ensayo

individual

Cantidad por punto de

muestreo. Dirigido a

descarte por vivero

Viroide del

Manchado solar

del palto ASBVd

Estacas (tallo) y

yemas de palto de

plantas madre

2 estacas aproximadamente 20 cm de

longitud procedente de la misma

planta madre

No aplica

Plantón de palto 1 rama procedente del plantón

1 rama.

Número total de puntos de

muestreo: 10% de la

población

Viroide de

Exocortis de los

Cítricos CEVd

Estacas de cítricos de

plantas madre



planta madre

No aplica

Plantón de cítricos 1 rama procedente del plantón

1 rama.


muestreo: 10% de la

población

Viroide de

Cachexia de los

Cítricos CCaVd


plantas madre



planta madre

No aplica


1 rama.


muestreo: 10% de la

población

Virus de la Tristeza

de los Cítricos CTV


plantas madre



planta madre

No aplica


1 rama.


muestreo: 10% de la

población


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b) Procedimiento de muestreo en viveros

En el caso que se requiera descartar la presencia de virus y viroides en un lote de plantones o estacas yemeras procedentes de paltos y cítricos, se seguirán las siguientes pautas:

Estacas yemeras

Cada muestra de estacas debe proceder de una planta madre debidamente identificada.

Se remitirá la cantidad indicada en la columna 3 del Cuadro Nº 2.

Lote de plantones

a) Cuando se trate de un campo o lote, se realiza un muestreo del 10% de la población de plantas.

b) Para obtener las muestras aleatoriamente dividir la población de plantones en cinco grupos y en cada una tomar la misma cantidad de muestras.

c) De cada punto de muestreo se tomará la cantidad y calidad indicada en el Cuadro 2, columna 2 y 4.

6.4.5 Procedimiento para el envío de muestras

a) Para plantas vivas

Para el envío de muestras se sigue lo establecido en el procedimiento para envío de

muestras de los casos anteriores.

b) Para frutos

Para el envío de muestras se sigue lo establecido en el procedimiento para envío de

muestras de los casos anteriores.


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1.4.6. Síntomas más frecuentes causados por virus, viroides y fitoplasmas

a.- Sintomatología causada por virus.- Las infecciones causan alteraciones en las

hojas relacionadas con desviaciones de color, de forma, tamaño y textura de hojas:

b. Síntomas causados por viroides

Enrollamiento

Deformación

Enanismo Arrosetamiento

Virus de la tristeza de los cítricos (CTV): orificios alargados en la madera, enanismo, declinamiento de los tallos, aclaramiento de venas, clorosis, reducción del tamaño del fruto y colapso total del árbol.

Mosaicos, Moteados y

Aclaramiento de venas

Amarillamiento

Pigmentación

anormal

Rugosidad

Encrespamiento


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c. Sintomatología causada por fitoplasmas

ASBVd: a) hoja sin síntomas, b) hojas con deformación, c) hojas con encarrujamiento, y fuerte deformación d)

fruto con la mancha solar e) corteza de tronco con “piel de lagarto” y f) corteza de rama con mancha y

hendidura longitudinales.

a c

e f

b

d

CCaVd: Protuberancias y depresiones en la corteza y madera con

descoloración gomosa en ambos tejidos.

PSTVd: Tubérculos de papa con

ahusamiento y agrietamiento

con PSTVd

Sanos


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c. Sintomatología causada por fitoplasmas (continuación)

CEVd: Pequeñas gotas de goma bajo la corteza; secado, agrietamiento y descascaramiento de la corteza. Arboles con retraso en el crecimiento.

Papa: amarillamiento de las hojas, reducción del tamaño de la planta y alteraciones en la morfología de

los tubérculos.

Avena: disminución en

el tamaño de la planta

y manchas moradas.

Haba: hojas con

alteraciones morfológicas

y manchado púrpura del

envés

Maíz: disminución del espacio internodal,

reducción en la producción, manchado de las

hojas inicialmente amarillas y luego púrpuras.


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Lechugas: encarrujamiento de las hojas, amarillamiento de las hojas, mosaico, reducción del tamaño de la planta,

proliferación excesiva en la zona de crecimiento internodal y escoba de brujas

Zanahoria: coloración púrpura o amarilla de las hojas, incremento en el número de radículas, alteraciones en la

morfología de la raíz y disminución severa del espacio internodal.

Col: antocianosis en las hojas Culantro: antocianosis, achaparra

miento y deformación de las hojas Perejil: mosaico y disminución del tamaño


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6.5. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE NEMATODES CON FINES DE IDENTIFICACION

En cualquier ambiente que los nematodos se encuentren, su distribución es irregular. Debido a su poca movilidad, se encuentran localizados en ciertas zonas de un campo. Como no es posible examinar todo el ambiente en que los nematodos se encuentran y muchas veces no se sabe en qué zonas están, es necesario hacer un muestreo. 6.5.1. Tipos de muestreo

a. Con fines de diagnosis Se realiza cuando se observan los síntomas en el campo, a fin de relacionar la sintomatología con la densidad poblacional de nematodos. Para este proyecto, se realizará este tipo de muestreo. a. Con fines de determinación de la densidad media Se realiza para determinar la población de nematodos presentes en el campo. Los resultados se utilizan para decidir las medidas de control a implementar.

6.5.2. Muestreo nematológico

Como se mencionó en el punto anterior, para el proyecto se realizará el muestreo con fines de diagnóstico, debiendo tenerse en cuenta si es en un cultivo anual o perenne. Muestreo de cultivos anuales

Con un muestreador o una lampita se toman tres muestras por parche (fig. 2). La primera muestra (A) se toma dentro del parche; la segunda (B), en el límite entre el parche y las plantas sanas; y la tercera (C), fuera del parche donde crecen plantas aparentemente sanas.

Nabo: antocianosis, enanismo, y deformación de la raíz Alfalfa: Amarillamiento y achaparramiento


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A

B

C

Figura Nº 2: Campo de cultivo afectado por nematodos

Para realizar este muestreo, se recomienda lo siguiente:

a. Se recomiendan tomar muestras de 30 puntos por hectárea, siguiendo el recorrido que se muestra en el grafico 1.

b. Quitar la capa superficial del suelo con la ayuda de una lampita, luego se toma la submuestra hasta una profundidad entre 0 - 30 cm. las que se juntan en un balde.

c. Homogenizar y extraer una muestra de aproximadamente 1 kg.

d. El la siguiente Figura Nº 3, se detalla las formas de recorrer el campo para el trabajo de toma de muestras son los siguientes: A. Zigzag; B. Diagonal y C. General

Figura Nº 3: Tipos de recorrido para la toma de muestra nematológico


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Muestreo de cultivos perennes (frutales)

En árboles se deben tomar muestras alrededor del árbol, justo en la proyección de la copa, las que luego se mezclan. A veces es recomendable muestrear árboles con diferentes grados de la enfermedad. El procedimiento es el siguiente:

a) Siguiendo el recorrido del Figura Nº 4, se toman muestras de 30 puntos por hectárea.

b) Quitar la capa superficial del suelo con la ayuda de una lampita, luego se toma la submuestra hasta una profundidad entre 20 a 50 cm.

c) Juntar en un balde, homogenizar y extraer una muestra de aproximadamente 1 kg.

Figura Nº 4 Recorrido para la toma de muestras en frutales

6.5.3. Como embalar la muestra e identificarla

a) Llenar en bolsas de polietileno, de preferencia colocar dos bolsas. Amarrar

o sellarlas bien.

b) Identificar las muestras, la cual debe llenarse a lápiz para evitar que la

humedad de la muestra borre los datos de identificación. Se deben

emplear dos etiquetas de identificación, una en la bolsa con la muestra y la

otra, en la parte externa.

6.5.4 Cuidados que deben tenerse con las muestras

a) No maltratarlas o manipularlas demasiado. Algunas especies de

nematodos son susceptibles al manipuleo.

b) Evitar que se seque o se caliente demasiado.

c) No dejarla expuesta a la acción del sol.

d) Almacenarlas en lugares húmedos y fríos, de 4 a 7oC.


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6.6. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO MALEZOLOGICO CON FINES DE IDENTIFICACION

6.6.1. Elección de la muestra

Para seleccionar el material botánico a remitir debe considerarse lo siguiente:

a) Las muestras deben ser lo más completa posibles, es decir deben incluir raíz (si fuera posible), tallo, hojas, flores y frutos.

b) Cantidad: Colectar material en cantidad razonable, que incluyan varios ejemplares. Enviar como mínimo 3 ejemplares.

c) Calidad: Debe elegirse ejemplares que no presenten daños de insectos o patógenos.

De acuerdo a su hábitat debe considerarse lo siguiente:

a) Malezas terrestres: Cuando son pequeñas, colectar la muestra en forma completa. En caso contrario tomar una muestra que tenga parte del tallo, hojas, flores y frutos. El mismo patrón debe seguirse para colectar malezas parásitas y hemiparásitas.

b) Malezas acuáticas: Introducir un papel periódico o cartulina suave debajo de la planta y levantarlo paulatinamente. No debe sacarse la planta del agua sin estar apoyada en el papel o cartulina de lo contrario pierde su forma natural.

c) Malezas arbustivas: Tomar la muestra con una parte del tallo y ramas con flores y frutos. No debe tomarse ejemplares que solo tengan ramas estériles.

d) Malezas arbóreas: Tomar muestras de ramas conteniendo hojas, flores y frutos de tamaño representativo. En caso de hojas de gran tamaño tomar parte de la hoja con pecíolo adherido a la rama.

6.6.2 Muestreo

a) Para determinar el grado de incidencia de una maleza en un campo de cultivo, es necesario hacer una evaluación o muestreo.

b) Los métodos de muestreo varían de acuerdo al tipo de cultivo, la población de malezas y su distribución en el mismo (al azar, uniforme o en rodales).

c) El método del “cuadrado de inventario” o censo, es el más usado en las evaluaciones de malezas para determinar su grado de incidencia.

d) Para la evaluación se puede dividir el campo en cinco zonas o sectores (Figura Nº 5a) y en cada una de ellas evaluar 2 a 3 “cuadrados”; otra forma es cruzar el campo en zig-zag (Fig. 5b) o bien en diagonal (Fig. 5c).


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1a 1b 1c

6.6.3 Condiciones de embalaje

Las muestras colectadas deben ser embaladas adecuadamente a fin de protegerlas durante su traslado. En todo caso tener presente las siguientes consideraciones

a) Cuando las muestras van a ser transportadas a corta distancia y pueden llegar al laboratorio el mismo día, extender el material fresco entre pliegos de papel periódico y cartones, estas a la vez dentro de bolsas de plástico o cajas de cartón, cuidando que no sufran la acción directa del sol o de altas temperaturas y trasladarlas inmediatamente.

b) Colocar varios ejemplares en un solo papel, si la maleza es pequeña

c) Plantas herbáceas no mayores de 60 cm de longitud incluyendo raíces, acomodarlas en papel periódico doblándolas en forma de V, M o N, cuidando de no quebrar los tallos o ramas al doblar.

d) Si los especímenes tienen muchas hojas cortar algunas de ellas, dejando parte del pecíolo adherido al tallo, con el fin de observar la disposición que tienen las hojas en el tallo o en la rama. Esto mismo puede hacerse con las inflorescencias, dejando el pedúnculo sobre el cual se encuentran las flores.

e) Arreglar la disposición de las hojas de manera que unas queden por el haz y otras por el envés.

f) Si las hojas son pinnati-compuestas o muy grandes, cortarlas y dejar solo una de muestra. Las hojas palmati-compuestas muy grandes partirlas por la mitad desecando una de las dos mitades, también puede doblarse en varias partes hasta que alcance en el papel periódico.

g) Los especímenes colectados que contienen bulbos, tubérculos, rizomas o estolones, si son pequeños incluirlos en forma completa en la muestra, pero si son grandes y gruesos, en la muestra incluir solamente una parte de dicho órgano (corte transversal o longitudinal).


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7. REGISTRO REG-SARVF/Pps-03: Informe para la supervisión in situ

8. ANEXOS

Anexo 01: Índice del contenido

Anexo 02: Flujograma que sigue una muestra desde la toma

9. CONTROL DE CAMBIOS

PARRAFO DICE DEBE DECIR


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REG-SARVF/Pps-03: Informe para la supervisión in situ

Informe de supervisión in situ

1. Nº de informe

2. Objetivo

3. Actividades desarrolladas

4. Resultados

5. Recomendaciones y conclusiones


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Anexo 01: Índice del contenido

TABLA DE CONTENIDO

1. OBJETIVO …………………………….………………………………..……………………. 2

2. ALCANCE ..…………………………..……………………………….……………………… 2

3. REFERENCIAS ..…………………..……………………………….……………………….. 2

4. DEFINICIONES …………………..……………………………….…………………………. 2

5. RESPONSABILIDAD …………..……………………………….…………………………… 3

6. DESCRIPCION ………………..……………………………….…………………………….. 4

6.1 Toma y envío de muestras para el diagnostico de insectos y ácaros con fines de

identificación ………………………………………..…………………………………………… 4

6.2 Toma y envío de muestras para el diagnostico de hongos y bacterias con fines de

identificación ……………………….…………………………………………………………… 12

6.3 Toma y envío de muestras para el diagnostico de virus fitopatógenos con fines de

identificación ……………………………………………………………………………………. 20

6.4 Toma y envío de muestras para el diagnostico de virus, viroides y fitoplasmas

mediante técnicas moleculares .…..……….…………………………………………………. 24

6.5 Toma y envío de muestras para el diagnóstico de nematodos con fines de

identificación ……………………………….…………………………………………………… 35

6.6 Toma y envío de muestras para el diagnóstico malezológico con fines de

Identificación ……………………………..…..…………………………………………………. 37

7. REGISTRO . ……………………………………………..………………………………….. 38

8. ANEXO ……………………………………………………………..……….……………….. 39

9. CONTROL DE CAMBIO .………………………………………………..…………………. 39


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Anexo 02: Flujograma que sigue una muestra desde la toma

Toma y Envio de Muestras-Iso Final1

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