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UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO
EN DIFERENTES PUNTOS COMERCIALES EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL
TESIS
PORTADA
Trabajo de titulación presentado como requisito para la
obtención del título de
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
AUTOR
RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO
TUTOR
M.V.Z. EDUARDO AUGUSTO HABLICH FREIRE MSc.
GUAYAQUIL – ECUADOR
2020
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UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
APROBACIÓN DEL TUTOR
Yo, Eduardo Augusto Hablich Freire, docente de la Universidad Agraria del
Ecuador, en mi calidad de Tutor, certifico que el presente trabajo de titulación:
Determinación de parásitos intestinales en psitácidos mantenidos en cautiverio en
diferentes puntos de comercialización en el centro de Guayaquil, realizado por el
estudiante RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO; con cédula de identidad
N° 0930902218 de la carrera MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA, Unidad
Académica Guayaquil, ha sido orientado y revisado durante su ejecución; y cumple
con los requisitos técnicos exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador; por lo
tanto, se aprueba la presentación del mismo.
Atentamente, M.V.Z. Eduardo Augusto Hablich. MSc. ehablichf@uagraria.edu.ec Guayaquil, 08 de Octubre del 2020
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UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN
Los abajo firmantes, docentes designados por el H. Consejo Directivo como miembros del Tribunal de Sustentación, aprobamos la defensa del trabajo de titulación: “DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN DIFERENTES PUNTOS DE COMERCIALIZACIÓN EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL”, realizado por el estudiante RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO, el mismo que cumple con los requisitos exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador. Atentamente,
Dra. Gloria Mieles Soriano MS.c PRESIDENTE
Mvz. Mariella Chacón Morales MS.c Blgo. Edwin Moncayo Calderon MS.c EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL
Mvz. Eduardo Hablich Freire MS.c EXAMINADOR SUPLENTE
Guayaquil, 13 de Noviembre del 2020
4
Dedicatoria
Dedico este trabajo a mi madre quien ha sido mi
apoyo incondicional y me ha impulsado a seguir
adelante a pesar de las adversidades.
5
Agradecimiento
Quiero expresar mi gratitud a Dios por todas
sus bendiciones, a mi madre que ha sido un
ejemplo de trabajo y honradez.
También quiero agradecer a todos mis
amigos y colegas que me han prestado todo
su apoyo durante el proceso de investigación
y redacción de este trabajo.
6
Autorización de autoría intelectual
Yo Christian Ricardo Rizzo Marmolejo, en calidad de autor del proyecto realizado,
sobre “DETERMINACIÓN DE PARÁSITOS INTESTINALES EN PSITÁCIDOS
MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN DIFERENTES PUNTOS DE
COMERCIALIZACIÓN EN EL CENTRO DE GUAYAQUIL” para optar el título de
MEDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA, por la presente autorizo a la
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que
me pertenecen o parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente
académicos o de investigación.
Los derechos que como autor(a) me correspondan, con excepción de la presente
autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los
artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su
Reglamento.
Guayaquil, 13 de Noviembre del 2020.
RIZZO MARMOLEJO CHRISTIAN RICARDO C.I. 0930902218
7
Índice general
PORTADA .......................................................................................................... 1
APROBACIÓN DEL TUTOR ............................................................................... 2
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN ...................................... 3
Dedicatoria .......................................................................................................... 4
Agradecimiento ................................................................................................... 5
Autorización de autoría intelectual ...................................................................... 6
Índice general ..................................................................................................... 7
Índice de tablas ................................................................................................. 10
Resumen .......................................................................................................... 11
Abstract............................................................................................................. 12
1. INTRODUCCIÓN .......................................................................................... 13
1.1 Antecedentes del problema ..................................................................... 13
1.2 Planteamiento y formulación del problema ............................................. 14
1.2.1 Planteamiento del problema ............................................................. 14
1.2.2 Formulación del problema ................................................................ 15
1.3 Justificación de la investigación .............................................................. 15
1.4 Delimitación de la investigación .............................................................. 16
1.5 Objetivo general ...................................................................................... 16
1.6 Objetivos específicos .............................................................................. 16
1.7 Hipótesis ................................................................................................. 16
1.7.1 Hipótesis alternativa ......................................................................... 16
1.7.2 Hipótesis nula ................................................................................... 17
MARCO TEÓRICO .......................................................................................... 18
2.1 Estado del arte ........................................................................................ 18
2.2 Bases teóricas ......................................................................................... 18
2.2.1 Ecología parasitaria .......................................................................... 18
2.2.2 Protozoarios ..................................................................................... 19
2.2.2.1 Características morfológicas ...................................................... 20
2.2.2.2 Reproducción ............................................................................. 21
2.2.2.3 Género Eimeria .......................................................................... 22
2.2.2.4 Genero Giardia ........................................................................... 24
8
2.2.3 Nematodos ....................................................................................... 24
2.2.3.1 Características morfológicas ...................................................... 25
2.2.3.2 Reproducción ............................................................................. 26
2.2.3.3 Género Capillaria ....................................................................... 26
2.2.3.4 Género Ascaridia ....................................................................... 27
2.2.3.5 Género Trichostrongylus ............................................................ 27
2.2.4 Cestodos .......................................................................................... 28
2.2.4.1 Características morfológicas ...................................................... 29
2.2.4.2 Reproducción ............................................................................. 29
2.3 Marco legal .............................................................................................. 30
MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................ 32
3.1 Enfoque de la investigación .................................................................... 32
3.1.1 Tipo de investigación ........................................................................ 32
3.1.2 Diseño de investigación .................................................................... 32
3.2 Metodología ............................................................................................ 32
3.2.1 Variables ........................................................................................... 32
3.2.1.1 Variable independiente .............................................................. 32
3.2.1.2 Variable dependiente ................................................................. 32
3.2.2 Diseño experimental ......................................................................... 33
3.2.3 Recolección de datos ....................................................................... 33
3.2.3.1 Recursos .................................................................................... 33
3.2.4 Métodos y técnicas ........................................................................... 33
3.2.5 Análisis estadístico ........................................................................... 34
RESULTADOS ................................................................................................. 36
4.1 Clasificación de parásitos intestinales identificados en las muestras ...... 36
4.2 Determinación de factores de riesgo de la población. ............................. 38
4.3 Relación entre la presencia de parásitos con factores de riesgo ............ 40
DISCUSIÓN ..................................................................................................... 43
CONCLUSIONES ............................................................................................ 44
RECOMENDACIONES .................................................................................... 45
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................... 46
9
ANEXOS .......................................................................................................... 50
10
Índice de tablas
Tabla 1. Porcentajes de casos positivos y negativos de acuerdo a la presencia de
parásitos en muestras fecales .............................................................................. 36
Tabla 2. Clasificación de casos positivos y negativos según la especie de
psitácido ............................................................................................................... 36
Tabla 3. Clasificación de parásitos intestinales según especie de psitácidos ...... 37
Tabla 4. Factor de riesgo “Alimentación” .............................................................. 38
Tabla 5. Factor de riesgo “Agua de bebida” ......................................................... 38
Tabla 6. Factor de riesgo “Distribución de aves según la especie” ...................... 39
Tabla 7. Estimación de riesgo para el factor de riesgo Distribución de aves por
jaula. ..................................................................................................................... 39
Tabla 8. Odds ratios para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula. ....... 39
Tabla 9. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Alimentación ..... 40
Tabla 10. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Agua de bebida.
............................................................................................................................. 41
Tabla 11. Distribución de chi cuadrado para el factor de riesgo Especies por jaulas
............................................................................................................................. 42
11
Resumen
El presente trabajo descriptivo y observacional, tiene como objetivo determinar la
presencia de parásitos intestinales en psitácidos ornamentales (Melopsittacus
undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis sp.) que se encuentran en
cautividad para comercialización en diferentes puntos ubicados en el centro de la
ciudad de Guayaquil. La obtención de las muestras se realizó mediante la técnica
de isopado cloacal directo, las aves a muestrear eran separadas en jaulas
individuales según la especie de psitácido un día antes de la recolección,
posteriormente se procedía a recolectar las heces utilizando guantes estériles. Esto
se llevó a cabo cada 15 días, tiempo estimado en el cual ingresaba un lote nuevo
de aves a los locales. Una vez obtenidas las muestras se procedía a almacenar de
forma segura en envases para su posterior traslado y análisis en el laboratorio. El
método de diagnóstico empleado fue el de frotis directo. Bajo este método se
obtuvo los siguientes resultados: El total de aves muestreadas fueron 256, de las
cuales 132 (51,56%) dieron como resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron
negativo a parasitosis. El mayor índice de parásitos al género Eimeria sp. con 83
aves positivas, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total de 74
aves positivas, el siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20 positivos
y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas. En menor índice se encontró el género
Cestodo sp. con 3 aves positivas de las 256 muestras analizadas.
Palabras clave: Psitácidos, Parásitos, Aves, Cautiverio
12
Abstract
The present descriptive and observational work aims to determine the presence of
intestinal parasites in ornamental parrots (Melopsittacus undulatus, Nymphicus
hollandicus and Agapornis sp.) That are in captivity for commercialization in different
points located in the center of the city of Guayaquil. The samples were obtained by
means of the direct cloacal isopation technique, the birds to be sampled were
separated in individual cages according to the parrot species one day before
collection, then the faeces were collected using sterile gloves. This was carried out
every 15 days, the estimated time in which a new batch of birds entered the
premises. Once the samples were obtained, they were safely stored in containers
for later transfer and analysis in the laboratory. The diagnostic method used was the
direct smear. Under this method the following results were obtained: The total
number of birds sampled was 256, of which 132 (51.56%) gave positive results and
124 (48.44%) were negative for parasitosis. The highest index of parasites to the
genus Eimeria sp. with 83 positive birds, the next genus is the protozoan Giardia
sp. with a total of 74 positive birds, the following is the nematode of the genus
Ascaridia sp. with 20 positives and for Capillaria sp. there were 4 positive birds. In
a lower index, the genus Cestodo sp. with 3 positive birds of the 256 samples
analyzed.
Key Words: Parrots, Parasites, Birds, Captivity
13
1. Introducción
1.1 Antecedentes del problema
La presencia de parásitos intestinales constituye un grave problema para la salud
de los animales. Debido al cambio climático, especies migratorias y a la
comercialización de especies en tiendas de mascotas han ido propagándose a
diversos lugares a nivel mundial (Martinez C. et al, 2015).
Estos organismos deterioran la salud de su hospedador, algunos endoparásitos
(nematodos, cestodos, helmintos, protozoos, etc) son imperceptibles al ojo
humano, para lo cual es necesario realizar análisis microscópicos para
identificarlos. (Bowman D., 2011).
En las tiendas de mascotas es común observar variedad de especies criadas en
cautividad para ser comercializadas, entre las que destacan las aves
ornamentales, estas pueden sufrir parasitismo, siendo entre los factores
predisponentes la sobrepoblación y la falta de aseo en los lugares de
comercialización. (Acosta I., 2009)
Entre las aves ornamentales comercializadas tenemos a los psitácidos
(Melopsittacus undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis spp), los cuales, por
su atractivo plumaje y singular canto, son las aves que más llaman la atención en
las tiendas de mascotas.
Estas características han llevado a que muchas personas las adquieran,
proporcionándoles los cuidados necesarios para darles un estilo de vida
adecuado, sin embargo, debido a la falta de estudios muchos desconocen los
organismos que las parasitan, para lo cual es necesario realizar un estudio
14
coproparasitario, con la finalidad de identificar los principales parásitos que estas
albergan. (Silva M., 2011)
Algunos vermes (Ascaridia sp.), protozoos (Eimeria sp.) y bacterias (Salmonella
sp.) pueden producir cuadros críticos en los animales, el realizar una debida
identificación de la afección es tarea del médico veterinario (Troncoso I, et al,
2013).
Estas sintomatologías clínicas deben ser consideradas como urgencia dentro de
la medicina de especies exóticas, siendo en muchas ocasiones tratadas con un
esquema similar a las utilizadas en perros y gatos, sin embargo, existen
diferencias entre hospedadores y parásitos que los afectan.
El accionar rápido del equipo médico capacitado puede salvaguardar la vida del
paciente, siempre y cuando se conozca a que se están enfrentando, al igual que
los medicamentos y dosis a utilizar según la especie que se esté tratando (Soto
C., 2011).
1.2 Planteamiento y formulación del problema
1.2.1 Planteamiento del problema
Hoy en día las aves ornamentales forman parte de muchos hogares, algunas
personas las emplean como adorno, mientras que otras las ven como un miembro
más de la familia. Al ser muy vistosas por su plumaje y su canto característico de
cada especie, se las puede encontrar en casi todas las tiendas de mascotas.
Sin embargo, el problema recae en que estas aves pueden ser hospedadoras de
diversos parásitos y los estudios realizados en estas son escasos.
Entre las aves que más se comercializan encontramos a la especie
Melopsittacus undulatus (periquitos australianos), Nymphicus hollandicus
15
(cacatúas ninfas) y Agapornis spp. (agapornis), gracias a la experiencia obtenida
durante su crianza y reproducción, se ha podido ofrecer una mejor forma de vida
y cuidados para las mismas, sin embargo, las investigaciones acerca de los
endoparásitos que afectan estos psitácidos son muy escasas, y muchas veces
llegan a perecer debido a las afecciones que los pueden llegar a ocasionar.
Estos microorganismos pueden provocar lesiones en las aves y afectar su
condición corporal produciendo cuadros de anorexia, pérdida de peso, lento
crecimiento, diarreas, regurgitación, problemas reproductivos, llegando incluso
causar la muerte del hospedador, dependiendo de la carga parasitaria, tipo de
parasito intestinal que cause la afección y el estado inmunitario del ave
1.2.2 Formulación del problema
¿Es necesario realizar exámenes coproparasitario a las aves de
comercialización?
¿Se debería ofrecer información a los propietarios de los negocios sobre las
enfermedades que causan los parásitos intestinales en aves ornamentales?
1.3 Justificación de la investigación
Al momento de recopilar información acerca de parasitosis en psitácidos
ornamentales esta es escasa; es por ello que al determinar la presencia de
parásitos intestinales que afectan a estas aves por medio de un análisis
coproparasitario se podrá dar una pauta para investigaciones futuras y así ampliar
más la bibliografía de esta patología en el campo de la veterinaria en especies
exóticas.
16
1.4 Delimitación de la investigación
Espacio: El presente estudio se realizó en el centro de la ciudad de
Guayaquil, específicamente en la calle Eloy Alfaro, en la cual se encuentran
distribuidas las diferentes tiendas de mascotas.
Tiempo: La recolección de muestras y su respectivo análisis de laboratorio
se llevaron a cabo desde el 1 de Junio hasta el 1 de Agosto del 2020, con
una duración de dos meses.
1.5 Objetivo general
Determinar la presencia de parásitos intestinales en psitácidos ornamentales
(Melopsittacus undulatus, Nymphicus hollandicus y Agapornis sp.) que se
encuentran en cautividad para comercialización en diferentes puntos ubicados en
el centro de la ciudad de Guayaquil.
1.6 Objetivos específicos
Clasificar los parásitos intestinales encontrados en las muestras analizadas.
Determinar los factores de riesgo de la población.
Relacionar la presencia de parásitos con los factores de riesgo.
1.7 Hipótesis
1.7.1 Hipótesis alternativa
La presencia de parásitos es alta considerando los factores de riesgos de las
aves mantenidas en cautiverio.
17
1.7.2 Hipótesis nula
La presencia de parásitos no es alta considerando los factores de riesgos de las
aves mantenidas en cautiverio.
18
Marco teórico
2.1 Estado del arte
Acosta I., 2009, en su publicación “Presencia de Giardias en periquitos
australianos en Cuba”, nos dice que la presencia de Giardia en M. undulatus fue
reportado en aves que pesentaban cuadros diarreicos, clasificandolo como G.
psittaci. Dicho estudio se realizó en dos aviarios criaderos en el cuál el resultado
fue un 60% positivo de la población analizada.
Por otra parte, Lew S. et al., 2015, en su estudio denominado “Occurrence of
gastrointestinal parasites in wild animals in State of Paraná, Brazil”, dice lo
siguiente “La taza de positividad en aves estudiadas fue de un 37.9% a la
presencia de quistes, huevos y trofozoitos de parasitos, en N. hollandycus fue de
un 20%”.
Sciabarrasi A. & Gervasoni S., 2009, en su estudio denomidado “Parásitos
gastrointestinales hallados en Psitaciformes de la Estación la Estación Zoológica
Experimental ¨Granja la Esmeralda¨, Santa Fe, Argentina”, obtuvo como resultado
que la presencia de parasitos en psitacidos fue de un 33.3% de casos positivos a
ooquistes de coccidias.
2.2 Bases teóricas
2.2.1 Ecología parasitaria
Según ¨Cordero M. et all, 2001¨, dice que la población parasitaria está
relacionada directamente con la de los hospedadores de manera binominal, es
decir que estos se correlacionan a causa de la existencia de poblaciones
hospedadoras tomando en cuenta la carga parasitaria de cada individuo que
19
puede ser baja y asintomática hasta aquellos con altas cargas parasitarias y que
manifiestan signos clínicos.
Por otra parte la viabilidad y transmisión de los microorganismos y la presencia
de enfermedades se ven influenciados por los diversos factores ambientales.
Dichos factores pueden ser abióticos, tal es el caso del clima, el cual favorece al
ciclo biológico de los parásitos debido a condiciones como temperatura y
humedad optimos para el desarrollo de los comensales (Padilla & Osorio, 2018).
Entre los factores bióticos se puede considerar la alimentación en base de
plantas, las cuales en ciertos casos inhiben la proloferación microbiologica y en
otras ocaciones facilitan su multiplicación en el huesped.
Entre los factores que intervienen en la presentación de enfermedades
parasitarias tenemos, los cambios estacionales y los cambios en la población
parasitaria tanto cualitativa como cuantitativa. En cuanto a su distribición
geográfica el cambio climatico se puede definir como el principal factor para la
presencia de microorganismos parasitarios. (Cordero M. et all, 2001).
2.2.2 Protozoarios
Integrantes del reino protista, son microorganismos unicelulares eucariotas.
Presentan uno o varios núcleos y un citoplasma en el cual se encuentran
organoides que cumplen diferentes funciones (Vignau M. et al, 2005).
Estos organismos comúnmente son de vida libre, sin embargo, una parte de ellos
parasitan a diversas especies incluido el hombre. Determinados protozoos
intestinales se multiplican cuando el hospedador presenta un estado inmunitario
deteriorado, dando como resultado la presencia de un gran número de estos en
muestras fecales (Valencia, 2017).
20
Por otra parte, existen protozoos que se comportan como patógenos primarios y
son los causantes de enfermedades importantes en los hospedadores (Bowman
D., 2011).
2.2.2.1 Características morfológicas
Presentan una vesícula nuclear verdadera o núcleo, propia de los protozoos
parasitarios en cuyo interior se encuentra un endosoma o nucléolo, el cual se halla
separado del resto del citoplasma por una membrana doble. La membrana
plasmática es un recubrimiento de 6 a 10 nanómetros de espesor, conformada
por una doble capa lipídica, cuya función principal es la de controlar la entrada y
salida de moléculas mediante el mecanismo de endocitosis y exocitosis (Cordero
M. et all, 2001).
En el citoplasma podemos diferenciar dos partes, la primera, constituida por el
núcleo, retículo endoplasmático y aparato de Golgi, y la segunda denominada
citosol, este último contiene proteínas y enzimas responsables del movimiento
intracelular, en el encontramos el citoesqueleto y los orgánulos de membrana
(Cordero M. et all, 2001).
Estos organismos poseen uno o más núcleos, en los ciliados el núcleo es
vesicular sin acido desoxirribonucleico, podemos encontrarlo en tripanosomas,
amibas parasitarias y fitoflagelados, otro tipo de núcleo vesicular puede estar
constituido por uno o más nucléolos, comúnmente se encuentran en
esporozoarios, flagelados, hipermastigóridos, opalinos, dinoflagelados y
radiolarios (Quiroz H., 2005).
21
Ciertos protozoarios presentan dos tipos de núcleos, un micronúcleo encargado
de mantener y coordinar las funciones reproductivas y un macro núcleo el cual
dirige las funciones vegetativas (Vignau M. et al, 2005).
La locomoción está dada por estructuras externas que pueden ser cilios, flagelos,
seudópodos o membranas ondulantes, las cuales les permiten a estos
microorganismos la movilidad. También pueden trasladarse por contracciones,
esta característica se observa en el toxoplasma, sarcocystis y merozoitos de
coccidias (Quiroz H., 2005).
En cuanto a la nutrición, aquellos protozoos de vida libre son autótrofos, es decir,
obtienen su energía a partir de la síntesis de compuestos orgánicos, química o
lumínica, mientras que los protozoos de vida parasitaria son heterótrofos, y su
energía la obtienen de su hospedador (Cordero M. et all, 2001).
2.2.2.2 Reproducción
El tipo de reproducción presente en los protozoarios puede ser asexual o sexual,
algunos como los apicomplejos alternan su mecanismo de reproducción. En los
organismos parasitarios comúnmente predomina la reproducción clonal (Cordero
M. et all, 2001).
La reproducción asexual puede ser mediante fisión binaria, fisión múltiple o
esquizogonia, endodiogenia y quistes. Por otra parte la reproducción sexual se da
mediante gametogonia, dando origen a un cigoto el cual sufre múltiples divisiones
post cigóticas, la esporogonia se forma después de la fusión de los gametos dando
lugar a un ooquistes inmaduro, el cual se transforma mediante procesos de
división celular en un ooquiste maduro, posterior a este se forman los
22
esporozoitos, los cuales pueden o no estar recubiertos por una capsula (Vignau
M. et al, 2005).
Dentro de los protozoarios que han sido reportados en especies de psitácidos
ornamentales (N. hollandicus, Agaporni sp. y M. undulatus) se encuentran el
género Eimeria spp y Giardia spp, estos fueron hallados en muestras fecales
realizados en diferentes estudios (Acosta I., 2009), (Silva M., 2011), (Troncoso I,
et al, 2013), (Ferrer D. et al., 1998), (Lew S. et al., 2015), (Patel P. et al, 2000),
(Santana V. et al, 2016).
2.2.2.3 Género Eimeria
La Eimeria spp es la responsable de producir la coccidiosis en las aves,
pertenece al Phylum Apicomplexa, clase Conoidasida, orden Eucoccidiorida,
Familia Eimeriidae. Esta enfermedad se produce principalmente por la ingesta de
ooquistes esporulados, originándose cuadros clínicos o subclínicos, los cuales se
caracterizan por la presencia de diarrea (Cordero M. et all, 2001).
La mayoría de las especies de Eimerias parasitarias se encuentran en el intestino
de las aves. Presentan un ciclo biológico directo y su transmisión se da por medio
de alimentos contaminados (Quiroz H., 2005).
Ciclo Biológico
El ciclo biológico de la Eimeria implica la reproducción sexual como la asexual,
la primera finaliza con la aparición de los ooquistes, los cuales son expulsados por
medio de las heces. Este género de protozoario se encuentra presente en un solo
huésped, en donde sus primeros estadios se desarrollan (esquizogonia y
gametogonia), para luego esporularse en el suelo, esta última fase de
23
esporulación es conocida como esporogonia, la cual es altamente infectante y
muy resistente en el medio ambiente (Quiroz H., 2005).
‘Bowman D., 2011 indica que los hospedadores de las eimerias pueden ser
parasitados por diferentes especies, es decir, en un mismo individuo se pueden
identificar varios parásitos, pudiendo ser diferenciados mediante los ooquistes
expulsados en las heces.
La Eimeria comienza su ciclo en el medio ambiente, como ooquistes, los cuales
como se mencionó anteriormente, son liberados en las heces de individuos con
alta carga parasitaria. Una vez en el exterior, estos comienzan el proceso de
esporulación, cada ooquiste esporulado puede contener hasta 8 trofozoitos, los
cuales ingresan al hospedador mediante la ingesta (Camareno, Chávez, & Pinedo,
2016).
Ingerido el ooquiste se rompe liberando los trofozoitos, que invaden las células
de la mucosa intestinal, y se multiplican rápidamente mediante reproducción
asexual, dando lugar a la siguiente fase, la esquizogonia y luego se producen los
esquizontes que albergan en su interior un gran número de trofozoitos, estos son
liberados y el ciclo asexual se repite durante 2 a 3 generaciones (Montero,
Salamanca, & Ticona, 2016).
Posteriormente los trofozoitos maduros dan lugar a las gametogonias, en donde
se da la reproducción sexual mediante la fecundación originándose los ooquistes
no esporulados, estos se liberan en las heces y esporulan para resistir las
condiciones ambientales e infestar un nuevo huésped (Bowman D., 2011).
24
2.2.2.4 Genero Giardia
Las giardias pertenecen al Phylum Sarcomastigosphorea, clase
Zoomastigosphora, Orden Diplomonadida, familia Hexamitidae. Existen diferentes
especies estos protozoarios, las que afectan a aves se denominan Giardia psittaci
(Bowman D., 2011).
Estos presentan una forma ovoide con una ventosa en el centro, la cual le
permite fijarse a la mucosa del intestino, además de poseer dos núcleos y ocho
flagelos como órganos de locomoción (Quiroz H., 2005).
Ciclo biológico
Comienza por la ingesta de quistes presentes en el agua y alimentos
contaminados, una vez ingresan se liberan de los quistes los trofozoitos
infectantes, los cuales están adaptados para fijarse a las células epiteliales del
intestino delgado. Posteriormente se dividen mediante fisión binaria, y se
transforman en quistes antes de ser expulsados en las heces. Cada quiste puede
contener dos trofozoitos en su interior (Bowman D., 2011)
2.2.3 Nematodos
Integrantes del reino animalia, los nematodos son un grupo numeroso de
gusanos redondos no segmentados, que parasitan a una gran cantidad de
vertebrados. Están presentes en una variedad de hábitats, algunos son de vida
libre. Aquellos que parasitan a los vertebrados domésticos producen grandes
daños a la salud de los mismos, debido a que tienen una gran morbilidad, en
algunos casos los cuadros clínicos llegan a ser crónicos y provocan la muerte del
huésped (Quiroz H., 2005).
25
2.2.3.1 Características morfológicas
Se encuentran cubiertos por una cutícula constituida por varias capas
proteínicas, en ciertos casos esta se encuentra recubierta por otra envoltura rica
en hidratos de carbono. Más profundo se ubica una capa mucho más delgada
denominada hipodermis la misma que tiene la función de secretar las células que
forman la capa más exterior (Cordero M. et all, 2001).
Tienen un sistema muscular conformado por dos tipos, uno por músculos no
especializados, los cuales tienen la función de facilitar la movilidad y coordinar los
movimientos del parasito. Los músculos especializados se encuentran formando
parte de los órganos internos y su función es la de controlar los movimientos de
estos (Quiroz H., 2005).
El tracto digestivo está constituido por un largo conducto que inicia por la
abertura oral, en la cual se encuentran estructuras que se asemejan a dientes, a
continuación se encuentra la capsula bucal, el esófago, seguido de la válvula
intestinal, el intestino en cuya pared presenta microvellosidades con función de
absorción, para finalmente desembocar en el recto y el ano (Quiroz H., 2005).
El aparato reproductor, en varios nematodos se puede diferencia ya que
presentan sexos separados, el macho tiene uno o dos testículos tubulares, una
vesícula seminal y el conducto eyaculador que desemboca en la cloaca (Lima &
Bravo, 2019).
Adicional presenta unas estructuras denominadas espículas, las cuales
intervienen en la copula y facilita la entrada de los espermatozoides. La hembra
presenta uno o dos ovarios, en donde se forman los óvulos y son transportados
por el oviducto hasta los úteros que desembocan en la vagina (Quiroz H., 2005).
26
En cuanto a nutrición, los nemátodos parásitos se nutren de material pre digerido
del huésped. Dependiendo del estadio en el que se encuentren, se distribuirán y
alimentaran según la zona, los primeros estadios se encuentran en la primera
porción del intestino delgado y se nutren del quimo, a medida que se desarrollan
irán descendiendo por el tracto digestivo del huésped (Cordero M. et all, 2001).
2.2.3.2 Reproducción
Al presentar dimorfismo sexual, el tipo de reproducción es sexual, los machos
producen espermatozoides y las hembras óvulos los mismos que son fecundados
luego de la cópula, posterior a esto los huevos se recubren por tres capas, la
externa formada por lipoproteínas, una media quitinosa y una capa interna vitelina.
Los huevos pueden ser puestos de dos maneras, la vivípara, en la que los
embriones han alcanzado un desarrollo casi completo y la ovovivípara, en la que
los embriones se desarrollan según las condiciones presentes (Cordero M. et all,
2001).
2.2.3.3 Género Capillaria
Son un grupo extenso de vermes que parasitan a diversidad de vertebrados,
pertenecen al Phylum Nematoda, Clase Adenophorea, Orden Trichurida, Familia
Trichinellidae. Se distribuyen en diferentes órganos del huésped, siendo
identificados en cavidad nasal, bronquios, intestinos, aparato urinario y en el
hígado (Cordero M. et all, 2001).
Ciclo biológico
La Capillaria spp. tiene un ciclo biológico directo, los huevos son expulsados por
medio de las heces infectando el agua de bebida y alimentos, en el medio
ambiente las larvas se L1 se desarrollan dentro del huevo en un periodo de dos a
27
tres semanas, luego el huésped ingiere los huevos y las larvas se liberan en el
lumen intestinal en donde pasan a L2 en nueve días y continúan su desarrollo
hasta la etapa adulta en tres semanas (Qamar, Butt, & Ehtisham, 2017).
Los adultos machos fecundan a las hembras y estas liberan los huevos al lumen
intestinal y estos salen al medio externo por las excretas del ave (Cordero M. et
all, 2001).
2.2.3.4 Género Ascaridia
Se encuentran dentro de los nematodos de mayor tamaño que afectan al aparato
digestivo. Los huevos presentan una cubierta resistente lo que les permite resistir
por periodos prologados en el ambiente (Bowman D., 2011).
Ciclo biológico
Presentan un ciclo biológico directo, transmitiéndose por ingesta de agua y
comida contaminadas. En el medio externo las larvas comienzan a desarrollarse
dentro del huevo y en un periodo de 10 a 14 días se generan las larvas infectantes
(Canales, Pérez, Ruvalcaba, & Irene, 2018).
Los huevos salen junto con las heces, estos son ingeridos por los hospedadores
en donde las larvas se liberan en el proventrículo, en un periodo de 8 días migran
a la mucosa intestinal, las larvas que se encuentran en el intestino pasan por un
proceso de muda en dos ocasiones hasta convertirse en adultas y reproducirse,
donde se generan nuevos huevos que son fecundados y liberados al exterior
(Quiroz H., 2005).
2.2.3.5 Género Trichostrongylus
Pertenecen al Reino Animalia, Phylum Nematoda, Orden Strongylida, Género
Trichostrongylus. Son nemátodos de pequeño tamaño, poseen una porción
28
cefálica delgada y carecen de cápsula bucal. Presentan espículas de color café.
Los huevos son de cascaron delgado y puestos de manera segmentada (Cordero
M. et all, 2001).
Ciclo biológico
Estos nemátodos tienen un ciclo biológico directo. Las larvas se desarrollan en
el medio externo en condiciones adecuadas de temperatura y humedad, el tiempo
de desarrollo depende de la temperatura presente, así si la temperatura es de 18
°C las larvas se desarrollaran en 8 a 10 días, por otra parte, si la temperatura es
de 12 °C desarrollan de 16 a 20 días.
Una vez alcanzado el estadio infectante pueden sobrevivir a bajas y altas
condiciones climáticas. Posteriormente dentro del hospedador las larvas rompen
su cubierta protectora en el lumen intestinal y penetran la mucosa de este en
donde pasan una muda, luego las larvas emergen e ingresan en las pequeñas
arteriolas del intestino para migrar a través de las arterias cólica y cecal, llegan a
la arteria mesentérica craneal y durante dos a cuatro meses viajando a través del
torrente sanguíneo (Cooper, Cerutti, & Torrents, 2016).
Posteriormente llegan a las arteriolas de la pared subserosa de la mucosa
intestinal, provocan inflamación en estas, pasan nuevamente por una última muda
y se liberan los adultos inmaduros, estos penetran la mucosa intestinal para
madurar y salir comenzar el proceso de reproducción (Bowman D., 2011).
2.2.4 Cestodos
Los cestodos conforman un grupo de gusanos aplanados con forma de cinta,
carecen de cavidad corporal y tubo digestivo, se localizan principalmente en el
intestino y conductos biliares. Son de tamaño variable que van desde unos
29
cuantos milímetros a varios metros. Durante su desarrollo requieren uno o más
hospedadores intermediarios ya sean vertebrado o invertebrado (Quiroz H., 2005).
2.2.4.1 Características morfológicas
Cuando son adultos presentan una tonalidad blanco-amarillenta o gris claro,
poseen 3 regiones, la primera denominada escólex, en la cual tiene los órganos
de fijación, la segunda denominada cuello, se sitúa inmediatamente después del
escólex, este puede ser alargado o corto, y por último la tercera región, formada
por las proglótides, los cuales se clasifican en inmaduros, maduros y grávidos.
Cada proglótide posee un par de órganos reproductores (Cordero M. et all, 2001).
En cuanto a nutrición, los cestodos carecen de aparato digestivo, por tanto, se
alimentan a través de la pared corporal absorbiendo nutrientes del material
semidigerido presente en el intestino del hospedador (Quiroz H., 2005).
2.2.4.2 Reproducción
Todos los cestodos son hermafroditas, es decir, tanto el aparato reproductor
masculino como el femenino se encuentran ubicados en las proglótides. El
aparato reproductor masculino está conformado por uno o varios testículos,
distribuidos en el parénquima medular, en cambio el aparato reproductor femenino
está conformado por un solo ovario. La fecundación se lleva a cabo en el ootipo
(Quiroz H., 2005).
30
2.3 Marco legal
LEY ORGÁNICA DE SANIDAD AGROPECUARIA DEL ECUADOR
CAPITULO IV DEL BIENESTAR ANIMAL
Art. 48.- Del bienestar animal.- Las disposiciones relativas al bienestar animal,
observarán los estándares establecidos en la Ley de la materia y en los
instrumentos internacionales. La Agencia de Regulación y Control Fito y
Zoosanitario reglamentará y controlará los estándares de bienestar animal en las
explotaciones productivas pecuarias industriales destinadas al mercado de
consumo, tomando en consideración las necesidades que deben ser satisfechas
a todo animal, como no sufrir: hambre, sed, malestar físico, dolor, heridas,
enfermedades, miedo, angustia y que puedan manifestar su comportamiento
natural.
REGLAMENTO GENERAL DE LA LEY ORGÁNICA DE SANIDAD
AGROPECUARIA
SECCIÓN III DE LA REGULACIÓN PARA ACTIVIDADES DE INVESTIGACION
Art. 244.- De la regulación para actividades de investigación, educación,
recreación y actividades culturales en el ámbito de bienestar animal.- Para la
regulación de la utilización de animales para actividades de investigación,
educación, recreación o actividades culturales, la Agencia tomará como base los
lineamientos internacionales que en la materia de bienestar animal ha establecido
la Organización Mundial de Sanidad Animal.
Art. 245.- De la utilización de animales en actividades de educación e
investigación.- La utilización de animales para estos fines tendrá lugar cuando, en
virtud de actividades de educación y/o investigación, se busque verificar una
hipótesis científica, probar un producto natural o sintético, producir sustancias de
31
uso médico o biológico, realizar demostraciones docentes, efectuar intervenciones
quirúrgicas y, en general, estudiar y conocer el comportamiento de los animales,
lo que deberá acogerse a los lineamientos que la Agencia establezca con este fin,
los cuales estarán acorde a las normas establecidas por la Organización Mundial
de Sanidad Animal.
CÓDIGO ORGÁNICO INTEGRAL PENAL, COIP
PARÁGRAFO ÚNICO
Art. 249.- Maltrato o muerte de mascotas o animales de compañía.- La persona
que por acción u omisión cause daño, produzca lesiones, deterioro a la integridad
física de una mascota o animal de compañía, será sancionada con pena de
cincuenta a cien horas de servicio comunitario. Si se causa la muerte del animal
será sancionada con pena privativa de libertad de tres a siete días.
32
Materiales y métodos
3.1 Enfoque de la investigación
3.1.1 Tipo de investigación
El presente estudio se lo considera investigación de tipo descriptiva; que
cumplirá con la recolección de muestras en los puntos de comercialización de las
aves y su posterior análisis en laboratorio.
3.1.2 Diseño de investigación
Es una investigación de tipo no experimental, porque se investigará la presencia
de parásitos en aves ornamentales, específicamente en tres especies de
psitácidas, al igual que se realizará un análisis para determinar los factores de
riesgos asociados a la parasitosis.
3.2 Metodología
3.2.1 Variables
3.2.1.1 Variable independiente
La Manejo de las aves en lugares de comercialización: alimentación,
agua de bebida, población.
Tipo de parasito encontrado: Nematodo, Cestodo, Protozoario.
Especie: psitácidos M.undulatus, Agapornis sp. y N. hollandicus.
3.2.1.2 Variable dependiente
La Presencia de parásitos intestinales en muestras fecales.
33
3.2.2 Diseño experimental
El estudio no presentara diseño experimental debido que se considera descriptivo
y observacional.
3.2.3 Recolección de datos
3.2.3.1 Recursos
Equipos de laboratorio: Microscopio
Materiales de Campo
Envase para muestras
Hisopos
Guantes
Marcador
Materiales de Laboratorio
Guantes
Mandil
Portaobjetos
Cubreobjetos
Cubrebocas
Lugol
Recursos Humanos
Director de tesis:
Tutor Estadístico: Ing. David Octavio Rugel.
Investigador: Christian Ricardo Rizzo Marmolejo
3.2.4 Métodos y técnicas
Para la ejecución del proyecto fue necesario realizar una pequeña serie de
preguntas a los propietarios de los diferentes locales, con el fin de proporcionar la
información necesaria para determinar la población de estudio, la cual consistió
34
en 256 aves distribuidas de la siguiente manera; 49 del género N. hollandicus, 40
del género Agaporni spp y 167 del género M.undulatus.
La obtención de las muestras se realizó mediante la técnica de hisopado cloacal
directo. Las aves que ya habían sido muestreadas fueron marcadas para evitar
reincidir con el muestreo de estas. Esto se llevó a cabo cada 7 días, tiempo
estimado en el cual ingresaba un lote nuevo de aves a los locales, aquellas que
ya habían sido marcadas eran colocadas en jaulas separadas para su posterior
comercialización.
Una vez obtenidas las muestras se procedía a almacenar de forma segura para
su traslado y análisis en el laboratorio en la Clínica Mundo Veterinario, ubicada en
el cantón Durán.
El método de diagnóstico empleado fue el frotis directo, el cual consiste en tomar
una muestra directamente de la cloaca con un hisopo, se extiende sobre una placa
porta objetos y posteriormente se añade una gota de solución lugol para su
observación al microscopio (Martinez C. et al, 2015).
3.2.5 Análisis estadístico
Análisis descriptivo no experimental.
Prueba Chi 2
Para el análisis estadístico de comprobación de la hipótesis estadística se realizó
la prueba de chi2 mediante la siguiente formula:
35
Donde:
f = número de filas
c = número de columnas
o = Son las frecuencias observadas
E = Son las frecuencias esperadas o teóricas
36
Resultados
En animales que están en cautiverio es muy común que se presenten infecciones
intestinales, las cuales pueden ser por varios factores, como es la alimentación,
la distribución del agua, limpieza de las jaulas, la distribución de las aves, medidas
de higiene implementadas, etc. Dentro de este contexto se procedió a realizar los
siguientes análisis y a su vez se obtuvieron los siguientes resultados.
4.1 Clasificación de parásitos intestinales identificados en las muestras
Tabla 1. Porcentajes de casos positivos y negativos de acuerdo a la presencia de parásitos en muestras fecales
Presencia de Parásitos
Frecuencia Porcentaje
Positivos 132 51,56%
Negativos 124 48,44%
Total 256 100% Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
El total de aves muestreadas fueron 256, de las cuales 132 (51,56%) dieron
como resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis.
Tabla 2. Clasificación de casos positivos y negativos según la especie de psitácido
Frecuencia Porcentaje
N. hollandicus 49 Positivos 20 40,80% Negativos 29 59,20%
Agapornis spp. 40 Positivos 17 42,50% Negativos 23 57,50%
M. undulatus 167 Positivos 95 56,90%
Negativos 72 43,10% Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
37
Del total de la población se distribuyeron las tres especies de psitácidos, de las
cuales 49 (19%) correspondían al género N.hollandicus, 40 (16%) al género
Agaporni spp y 167 (65%) a el género M. undulatus.
Los resultados obtenidos se detallan a continuación; del total muestreado para
N. hollandicus, 20 (40.8%) fueron positivas y 29 (59,2%) negativas, para Agaporni
spp, 17 (42,5%) fueron positivas y 23 (57,5%) fueron negativas, por ultimo para
M. undulatus, 95 (56,9%) positivas y 72 (43,1%) fueron negativas a presencia de
parásitos.
Tabla 3. Clasificación de parásitos intestinales según especie de psitácidos Parásitos intestinales encontrados
Especie de aves
Protozoarios Nematodos Cestodos TOTAL
Eimeria sp. Giardia sp. Ascaridia
sp. Capillaria
sp. Cestodo
sp. de muestras
(Ooquistes) (Ooquistes) (Huevos) (Huevos) (Huevos)
+ + + + +
N.hollandicus 16 33 0 49 8 41 4 45 1 48 49
Agapornis sp 8 32 7 33 5 35 0 40 2 38 40
M. undulatus 59 108 67 100 7 160 0 167 0 167 167
TOTAL 83 173 74 182 20 236 4 252 3 253 256
Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
En la tabla 3 se representa el total de casos positivos y negativos por especie de
psitácido y la clasificación de los parásitos intestinales encontrados en las
muestras de heces.
El mayor índice de parásitos al género Eimeria sp. con 83 aves positivas de las
256, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total de 74 aves
positivas de las 256. El siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20
positivos de los 256 y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas de las 256. En
menor índice se encontró el género Cestodo sp. con 3 aves positivas de las 256
muestras analizadas.
38
4.2 Determinación de factores de riesgo de la población.
Para determinar los factores que conllevan a la presencia de parásitos en las
aves, fue necesario realizar una breve encuesta a los propietarios de los locales.
Dentro de los posibles factores de riesgo se incluyó la Alimentación (Mixtura,
legumbres o ambas), Agua de bebida, Limpieza de las jaulas, Distribución de las
aves según especie y Limpieza de los utensilios (bebederos y comederos).
Tabla 4. Factor de riesgo “Alimentación”
Factor de riesgo Alimentación Mixtura y Legumbres
SI NO Total
+ 132 ----- 132
Presencia de parásitos
124 ----- 124
Total 256 ----- 256
Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
En la tabla 4 se muestra el factor de riesgo tipo de alimentación, esta incluye
mixtura (semillas varias) y legumbres (alfalfa, apio, espinaca, brócoli, etc.) las
cuales eran proporcionadas a todas las aves como parte de su dieta alimenticia
en todos los puntos en donde se comercializaban.
Tabla 5. Factor de riesgo “Agua de bebida”
Factor de riesgo Agua de bebida
Suministrada directamente
del grifo
Suministro de agua tratada
Total
Presencia de parásitos
+ 132 ------ 132
124 ------ 124
Total 256 ------ 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
En la tabla 5, se detalla el origen del agua de bebida que era suministrada a las
aves, la cual provenía directamente del grifo, siendo este un factor relevante para
la presencia de parásitos.
39
Tabla 6. Factor de riesgo “Distribución de aves según la especie”
Factor de riesgo Especies de aves por jaula
Frecuencia N. hollandicus M. undulatus
N. hollandicus
con M. undulatus
Agapornis sp.
Total
+ 12 61 42 17 132
17 50 34 23 124
Total 29 111 76 40 256
Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo, 2020
En la tabla 6 se detalla el factor de riesgo Distribución de aves según la especie,
en la cual podemos observar que las especies N. hollandicus y M. undulatus
compartían la misma jaula, mientras que la especie Agaporni sp. estaban
distribuidas en jaulas separadas.
Tabla 7. Estimación de riesgo para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula.
Negativos Positivos Total
N.hollandicus y M.undulatus en jaulas separadas
N. hollandicus y M.undulatus
en la misma jaula
67 73 140
34 42 76
Total 101 115 216
Tabla 8. Odds ratios para el factor de riesgo Distribución de aves por jaula.
Valor
Intervalo de confianza de 95%
Inferior Superior
Odds Ratio para Especies (N.hollandicus y M.undulatus en jaulas
separadas- N.hollandicus y M.undulatus en misma jaula)
1.13
0.64
1.98
Para cohorte Frecuencia/ Negativo 1.07 0.78 1.45
Para cohorte Frecuencia/ Positivo 0.94 0.73 1.22
40
En las tablas 7 y 8 podemos observar el análisis para la estimación de riesgo
mediante Odds Ratios indicándonos que la razón entre la presencia de parásitos
versus el factor de riesgo Distribución de aves por jaula es 1,13 veces mayor en
especies distribuidas en jaulas separadas en comparación a especies que se
encontraban en la misma jaula. Esta asociación es estadísticamente significativa,
es decir que lo observado es poco probable que se haya dado al azar.
4.3 Relación entre la presencia de parásitos con factores de riesgo
Tabla 9. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Alimentación
N.
hollandicus Agapornis
sp. M.
undulatus Total
Frecuencia + 25,26 20,63 86,11 132
23,73 19,38 80,89 124
Total 49 40 167 256
Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020
Grado de libertad = 2
Margen de error = 0,05%
Chi2 de la tabla = 5.9915
Chi2 calculado = 5.47
5.47 < 5.9915
5.47 > 5.9915
Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Alimentación con la presencia de
parásitos.
Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Alimentación con la presencia
de parásitos.
De acuerdo con la tabla se obtuvo 5.47 del Chi2 calculado comparado con el Chi2
de la tabla se observa que es menor a 5.9915, con el resultado obtenido se anula
41
la Hipótesis nula dando validez a la Hipótesis alternativa. Por consiguiente, si
existe relación entre el factor de riesgo y la presencia de parásitos debido a que
el alimento suministrado a todas las aves era el mismo.
Tabla 10. Distribución del chi cuadrado para el Factor de riesgo Agua de bebida.
N.
hollandicus Agapornis
sp. M.
undulatus Total
Frecuencia + 25,26 20,63 86,11 132
23,73 19,38 80,89 124
Total 49 40 167 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020
Grado de libertad = 2
Margen de error = 0,05%
Chi2 de la tabla = 5.9915
Chi2 calculado = 5.47
5.47 < 5.9915
5.47 > 5.9915
Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Agua de bebida con la presencia
de parásitos.
Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Agua de bebida con la
presencia de parásitos.
De acuerdo con la tabla se obtuvo 5.47 del Chi2 calculado comparado con el Chi2
de la tabla se observa que es menor a 5.9915, con el resultado obtenido se anula
la Hipótesis nula dando validez a la Hipótesis alternativa. Lo que nos indica que si
existe relación entre el agua suministrada a las aves como factor de riesgo y la
presencia de parásitos identificados en las muestras debido a que el agua era
administrada directamente del grifo para todas aves.
42
Tabla 11. Distribución de chi cuadrado para el factor de riesgo Especies por jaulas
N.
hollandicus M.
undulatus
N.hollandicus Agaporni
sp. Total
M.undulatus
Frecuencia + 14,95 57,23 39,19 20,63 132
14,05 53,77 36,81 19,37 124
Total 29 111 76 40 256 Fuente: Investigación de Campo Autor: Rizzo C., 2020 Grado de libertad = 3
Margen de error = 0,05%
Chi2 de la tabla = 7.8147
Chi2 calculado = 3.44
3.44 < 7.8147
3.44 > 7.8147
Ha: Existe relación entre el factor de riesgo Distribución de especies por jaula
con la presencia de parásitos.
Ho: No existe relación entre el factor de riesgo Distribución de especies por
jaula con la presencia de parásitos.
De acuerdo con la tabla se obtuvo 3.44 del Chi2 calculado comparado con el Chi2
de la tabla se observa que es menor a 7.8147, con el resultado obtenido se anula
la hipótesis nula dando validez a la hipótesis alternativa. Por consiguiente, el factor
de riesgo está relacionado a la presencia de parásitos debido a que en algunos
casos las aves no se encontraban distribuidas exclusivamente por la especie, tal
es el caso de N.hollandicus con M. undulatus.
43
Discusión
En un estudio realizado en Colombia por Diego García, Se encontró que el 96%
de las aves presentaban alguna entidad parasitaria, siendo Coccidia el parasito
de mayor prevalencia (93%), dentro del grupo de aves estudiadas, donde las
familias Psittacidae y Ramphastidae presentaron mayor cantidad de entidades
parasitarias. (Corredor, Parada, Medellín, & Becerra, 2013).
Sciabarrasi A. & Gervasoni S., 2009, en su estudio denomidado “Parásitos
gastrointestinales hallados en Psitaciformes de la Estación la Estación Zoológica
Experimental ¨Granja la Esmeralda¨, Santa Fe, Argentina”, obtuvo como resultado
que la presencia de parasitos en psitacidos fue de un 33.3% de casos positivos a
ooquistes de coccidias, de la muestra fecal de un total de 18 especies diferentes
(Sciabarrasi & Gervasoni , 2009). .
De acuerdo con los estudios citados, el de Colombia destaca con un porcentaje
del 93% de mayor prevalencia de parásitos dentro de las familias Psittacidae y
Ramphastidae, el de argentina con un 33% de casos positivos, comparados con
nuestros resultados, podemos decir que tenemos un porcentaje moderado de
parásitos encontrados en las muestras fecales de la familia Psittacidae que fueron
un total de 256, siendo el informe positivo de presencia de parásitos con el
(51,56%) y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis.
44
Conclusiones
En esta investigación se logró la Clasificación de parásitos intestinales
identificados en las 256 muestras, de las cuales 132 (51,56%) dieron como
resultado positivo y 124 (48,44%) resultaron negativo a parasitosis, La prevalencia
de especies de parásitos encontrados fue del género Eimeria sp. con 83 aves
positivas de las 256, el género que le sigue es el protozoo Giardia sp. con un total
de 74 aves positivas, el siguiente es el nematodo del género Ascaridia sp. con 20
positivos y para Capillaria sp. hubo 4 aves positivas. En menor índice se encontró
el género Cestodo sp. con 3 aves positivas..
También se pudo determinar los factores de riesgo de la población que conllevan
a la presencia de parásitos en las aves, con la encuesta realizada a los
propietarios de los locales. Siendo un factor de riesgo la Alimentación (Mixtura,
legumbres o ambas), el agua de bebida, la limpieza de las jaulas, Distribución de
las aves según especie y Limpieza de los utensilios (bebederos y comederos).
Siendo el enfoque de estudio de las aves en cautiverio, se pudo observar la
relación entre la presencia de parásitos con los factores de riesgos. Por
consiguiente, si existe relación entre el factor de riesgo y la presencia de parásitos
debido a que el alimento suministrado a todas las aves era el mismo, con respecto
al agua surtida a las aves de igual manera, debido a que el agua era administrada
directamente del grifo para todas aves, en relación a la distribución por especies,
estas no estaban distribuida exclusivamente tal es el caso de N.hollandicus con
M. undulatus.
45
Recomendaciones
Fomentar buenas prácticas de manejo en los centros de fauna silvestre a
nivel nacional con el fin de garantizar el bienestar y supervivencia de aves
en cautiverio.
Realizar estudios posteriores de aves en cautiverio con el fin de
determinar la interacción entre agente patógeno, hospedador y medio
ambiente.
Que exista una regulación por parte del Municipio de Guayaquil en donde
se inspeccione la conserva y venta de estas aves, evitando de esta
manera las enfermedades producidas por parásitos intestinales.
A los locales comerciales visitados se les recomienda replantear los
métodos de conserva y manejo de productos orgánicos, para poder
brindar alimentos en correcto estado a las aves.
46
Bibliografía
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undulatus) en Cuba. Cuba: REDVET.
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de necropsia, de las especies Amazona autumnalis, Amazona albifrons,
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Vida Silvestre (ARCAS), Petén, febrero a julio 2016. Doctoral dissertation,
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peligro de extinción. Huitzil, 19(1), 79-84.
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control de aislamientos de Haemonchus contortus y Trichostrongylus spp.
con resistencia múltiple (ivermectina y febendazole) en caprinos. Facultad
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Cordero M. et all. (2001). Parasitología Veterinaria. Madrid-España: McGraw-Hill.
Corredor, D. J., Parada, O. J., Medellín, M. O., & Becerra, R. J. (2013).
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Anexos
Anexo A. Evidencia fotográfica
Foto 1. Aves del género N.hollandicus. Distribución por jaulas.
Foto 2. Aves del género M. undulatus. Distribución por jaulas.
51
Foto 3. Aves del género Agapornis sp. Distribución por jaulas.
Foto 4. Aves del género N. hollandicus y M. undulatus. Distribución por jaulas.
52
Foto 5. Toma de muestra mediante isopado en ave del genero N. hollandicus.
Foto 6. Toma de muestra mediante isopado en ave del genero M. undulatus
Foto 7. Muestras para análisis de laboratorio. Foto 8. Observación microscópica en laboratorio.
53
Foto 9. Ooquistes de Eimeria sp. Identificado en muestra de M.undulatus. Vista x40.
Foto 11. Ooquiste de Giardia sp. Identificado en muestra de M. undulatus. Vista x40.
Foto 10. Huevo de Capillaria sp. Identificado en
muestra de N.hollandicus. Vista x40.
Foto 12. Huevo de Ascaris sp. Identificado en muestra de N.hollandicus. Vista x40.
54
Foto 13. Huevo de Cestodo sp. Identificado en muestra de Agaporni sp. Vista x40.
Foto 14. Huevo de Capillaria sp. Identificado en muestra de N.hollandicus. Vista x40.