UNIVERSIDAD DE CALDAS
VICERRECTORÍA DE INVESTIGACIONES Y POSTGRADOS
1. Información general
Título del proyecto: EVALUACIÓN DE LA INCIDENCIA DE POBLACIONES DE Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp., EN LA PRODUCCIÓN DE PLÁTANO DOMINICO HARTÓN (Musa AAB SIMMONDS)
Nombre de los Grupos de Investigación: (registre la información de los grupos que participan)
Nombre del Grupo: Fitotecnia Facultad/Departamento: Facultad de Ciencias Agropecuarias, departamento de Producción Agropecuaria
Clasificación A1
Nombre: Facultad/Departamento:
Clasificación _____
Tipo de proyecto de I&D: Investigación Básica: Investigación Aplicada: Creación: Innovación Tecnológica1:
Tipo de innovación: Innovación tecnológica de producto Innovación tecnológica de proceso Innovación organizacional
Área Estrátegica del Plan de Desarrollo
Biotecnología
Artes, Cultura y Humanidades Problemática Social
Salud
Ambiental
No corresponde a ninguna de las áreas estratégicas
INTEGRANTES DEL EQUIPO DE INVESTIGACIÓN (indicar cuál es el investigador responsable)
NOMBRE/TIPO DE VINCULACIÓN EN LA UNIVERSIDAD DE CALDAS
DEPARTAMENTO o PROGRAMA
ÁREA DE CONOCIMIENTO (según anexo 1)
ÓSCAR ADRIÁN GUZMÁN PIEDRAHITA Estudiante de doctorado en Ciencias Agrarias,
Universidad de Caldas
Producción Agropecuaria
Agronomía, veterinaria y afines
HORACIO LÓPEZ NICORA Director Tesis Doctorado
Ph.D. en Fitopatología Universidad de Ohio
Agronomía, veterinaria y afines
CAROLINA ZAMORANO MONTAÑEZ Co-Director Tesis Doctorado
Ph.D. en Malherbología. Producción Agropecuaria
Agronomía, veterinaria y afines
JAIRO LEGUIZAMÓN CAYCEDO Ph.D. en Fitopatología Agronomía,
1 Se refiere a aquellos proyectos que tienen como objetivo el desarrollo de nuevos productos o procesos, así
como las modificaciones tecnológicas importantes en productos o procesos
X X
X
Integrante Comité Evaluador Tesis Doctorado veterinaria y afines
BERTHA LUCÍA CASTRO CAYCEDO Integrante Comité Evaluador Tesis Doctorado
Ph.D. en Fitopatología
Agronomía, veterinaria y afines
Lugar de Ejecución del Proyecto: (Municipio/Departamento) Ciudad: Palestina…………………Departamento: Caldas
Presupuesto
Valor total del proyecto: $ 52.436.725 Fuentes de financiación: COLCIENCIAS
Valor solicitado en esta convocatoria: $
Duración total (meses): 30 meses
2. Resumen ejecutivo
En el mundo, las plantaciones de plátano (Musa AAB Simmonds) y banano
(Musa AAA Simmonds), han sido tradicionalmente establecidas mediante
propagación vegetativa o asexual como cormos, rizomas o plántulas (Aguas &
Martínez, 2003; Tenkouano et al., 2006; Díaz et al., 2007), la cual ha sido la
principal responsable de la diseminación a gran escala de plagas y
enfermedades en la semilla contaminada, principalmente de nematodos
fitoparásitos como Radopholus similis Cobb (Thorne) y Pratylenchus coffeae
(Zimmermann, 1898) Filipjev & Schuurmans Stekhoven (Sarah et al., 1996;
Gowen et al., 2005; Guzmán, 2011), y Meloidogyne incognita (Kofoid & White)
Chitwood, y M. javanica (Treub) Chitwood(De Waele & Davide, 1998; Gowen
et al., 2005). En Colombia, hay desconocimiento de las pérdidas y daños que
los nematodos fitoparásitos ocasionan en plantas de plátano Dominico Hartón
en condiciones de almácigo y campo.
Por tales motivos, el objetivo general de esta investigación será contribuir al
conocimiento de la incidencia de los nematodos fitoparásitos en la producción
de plátano Dominico Hartón (Musa AAB). La investigación se realizará en la
granja Montelindo de la Universidad de Caldas, ubicada en la vereda
Santágueda, municipio de Palestina, departamento de Caldas. En condiciones
de almácigo se evaluará el efecto de diferentes poblaciones de nematodos
fitoparásitos sobre la producción de materia seca del plátano Dominico Hartón.
Para ello, se tomarán 1.095 plántulas de plátano Dominico Hartón que serán
sembradas en bolsas de plástico color negro de 30 X 40 cm largo y ancho,
respectivamente (6 kg de capacidad), cada una denominada como unidad
experimental. A los 15 días después de sembradas las plántulas, serán
asignadas aleatoriamente a cada uno de los tratamientos, cada uno con 10
unidades experimentales, donde serán inoculadas con cada una de las
poblaciones de R. similis, P. coffeae, H. dihystera y Meloidogyne spp., al 25, 50,
75 y 100% y sus interacciones. A las 16 semanas después de la siembra, se
evaluará la materia seca de raíces y parte aérea (g) en cada unidad experimental
(variable de respuesta) y la población de nematodos en 100 g de suelo y de
raíces (variable complementaria). En condiciones de campo se evaluará el
efecto del nivel de población de nematodos fitoparásitos en la producción del
plátano Dominico Hartón. Para lo cual se tomarán 1.445 plántulas de plátano
Dominico Hartón que serán sembradas en bolsas de plástico de 2 kg de
capacidad, cada una denominada como unidad experimental. A los quince (15)
días después de sembradas las plántulas, 340 de ellas serán inoculadas con R.
similis, en donde 85 plántulas serán inoculadas con cada una de las poblaciones
del nematodo al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente. El mismo procedimiento
se realizará con los fitonematodos P. coffeae, H. dihystera y Meloidogyne spp.
Los resultados esperados serán la generación de nuevo conocimiento sobre el
efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en producción de
materia seca y la producción del plátano Dominico Hartón.
3. Conformación y trayectoria del equipo de investigadores (máximo 500
palabras)
El grupo Fitotecnia, adscrito al Departamento de Producción Agropecuarias de la
Universidad de Caldas, se conformó en el año 1996 y a partir de 2005 fue registrado
en COLCIENCIAS. Actualmente se encuentra escalafonado en Categoría A1 ante
COLCIENCIAS y conformado por siete investigadores, cinco con título de doctorado
y dos con título de maestría.
Desde su conformación ha venido realizando actividades en cuatro líneas de
investigación: (1) Biología, hábitos y manejo integrado de nematodos fitoparásitos,
(2) Estrategias de manejo integrado de artrópodos-plaga, (3). Manejo integrado de
enfermedades y (4) Tecnología para el cultivo del plátano en la zona cafetera central
colombiana.
Hasta el presente y como resultado de la actividad investigativa los miembros del
grupo han publicado 154 artículos científicos en revistas periódicas nacionales e
internacionales. Asimismo, la actividad de investigación en el grupo ha permitido la
graduación de 60 profesionales del programa Ingeniería Agronómica, 16 del
programa de Maestría en Fitopatología y uno del doctorado en Ciencias Agrarias
de la Universidad de Caldas.
Los principales logros del grupo han sido:
El desarrollo de una técnica de campo y laboratorio para diferenciar los
agentes causantes de las Sigatokas amarilla y negra.
El establecimiento de las etapas de crecimiento de la planta de plátano con
su respectiva identificación y descripción.
La validación de la práctica del desmane para el mejoramiento de la calidad
comercial del plátano.
El establecimiento de una técnica de preaviso bioclimático para el manejo de
las Sigatokas del plátano en la región Santágueda.
El cálculo del balance hídrico para el cultivo del plátano en la región
Santágueda.
La generación de curvas y modelos matemáticos para describir distintos
aspectos del desarrollo de la planta de plátano.
La importancia de la limpieza sanitaria del cormo o material de siembra de
las musáceas para el manejo de nematodos fitoparásitos y evitar su
diseminación a nuevas zonas de cultivo.
La determinación clara de las especies de virus que afectan los cultivos de
musáceas en el eje cafetero.
4. Descripción del proyecto (máximo 15 páginas Letra Arial 12, espacio doble)
4.1 Planteamiento de la pregunta o problema de investigación y su
justificación
Planteamiento del problema:
En Colombia y en los países productores de musáceas, las plantaciones de
plátano (Musa AAB Simmonds) y banano (Musa AAA Simmonds), han sido
tradicionalmente establecidas mediante propagación vegetativa o asexual como
cormos, rizomas o plántulas (Aguas & Martínez, 2003; Coyne et al., 2003;
Tenkouano et al., 2006; Díaz et al., 2007; Hauser, 2007), la cual ha sido la
principal responsable de la diseminación a gran escala de plagas y
enfermedades en la semilla contaminada, principalmente de nematodos
endoparásitos migratorios como Radopholus similis Cobb (Thorne) y
Pratylenchus coffeae (Zimmermann, 1898) Filipjev & Schuurmans Stekhoven
(Sarah et al., 1996; Gowen et al., 2005; Guzmán, 2011), y endoparásitos
sedentarios como Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood, y M.
javanica (Treub) Chitwood(De Waele & Davide, 1998; Gowen et al., 2005),
bacterias como Ralstonia solanacearum raza 2 Smith, causante del Moko o
Maduraviche (Granada, 2003; Gómez et al., 2005), y Dickeya chrysanthemi
(Burkholder et al., 1953) Samson et al. (2005), causante de la pudrición acuosa
del pseudotallo (Van Vaerenbergh et al., 2012), virus como el Rayado del
banano – Banana streak badnavirus (BSV) y el Mosaico del pepino – Cucumber
mosaic cucumovirus (CMV) (Lockhart & Jones, 1999; Daniells et al., 1995;
Roossinck, 1999; Martínez, 2005) y el hongo Fusarium oxysporum f. sp. cubense
(E.F. Smith) Snyder & Hansen, agente causal del Marchitamiento por Fusarium
o Mal de Panamá (Ploetz, 2006).
En los cultivos de plátano y banano, después de las Sigatokas negra,
ocasionada por Mycosphaerella fijiensis Morelet (sin. M. fijiensis var. difformis
Mulder & Stover) [anamorfo Paracercospora fijiensis (Morelet) Deighton, sin.
Cercospora fijiensis Morelet y Pseudocercospora fijiensis (Morelet) Deighton], y
amarilla causada por Mycosphaerella musicola Leach [anamorfo
Pseudocercospora musae (A. Zimmerm) Deighton, sin. Cercospora musae A.
Zimmerm.] causantes de lesiones foliares en musaceas (Mourichon & Fullerton,
1990), el daño en raíces y cormo causado por los nematodos fitoparásitos son
determinantes en reducir su rendimiento (Araya, 2003). En plantaciones con
varios años de establecidas, lo común es encontrar comunidades
poliespecíficas de fitonematodos, compuestas por Radopholus similis,
Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus multicinctus o H. dihysteria, y
Meloidogyne incognita o M. javania (De Waele & Davide, 1998; Araya, 2003;
Guzmán & Castaño, 2004; Gowen et al., 2005; Moens et al., 2006).
Según Araya (2004), evaluaciones precisas de los efectos de los nematodos en
la producción de musáceas son escasas, pero algunas estimaciones que se
reportan en la literatura indican que las pérdidas pueden llegar hasta el 100%,
las cuales, dependen del cultivar, el tipo de suelo y las condiciones
agroecológicas. Las pérdidas en la producción se estiman en un 20% (Sasser &
Freckman, 1987). En plantaciones infectadas con control deficiente, las pérdidas
en rendimiento pueden estar entre un 44 y 50% (Loos & Loos, 1960; Araya,
2003). En condiciones extremas, en suelos pobres y erosionados, las pérdidas
acumulativas durante tres ciclos de producción pueden alcanzar hasta 75%,
debido a la reducción del peso del racimo y a la caída de las plantas como ha
ocurrido en Costa de Marfil (Sarah et al., 1996). Así mismo, Guzmán (2011)
reportó pérdidas del 70% ocasionadas por R. similis, principalmente por efecto
del volcamiento, en plátano Dominico Hartón en la Granja Montelindo de la
Universidad de Caldas (Colombia), en el primer ciclo de producción. Fogain
(2000), encontró un mayor número de plantas caídas con 18,3 y 52,5%, en la
primera y segunda cosecha, respectivamente, en áreas infestadas por R. similis
sin tratar con nematicida, y un menor número de plantas caídas con 2,5 y 7,5%,
en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en las áreas tratadas con
nematicidas. Lo anterior, disminuyó el rendimiento (t.ha-1) en 60 y 52% en las
plantas enfermas, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en
comparación con las plantas tratadas.
El problema a tratar en esta investigación es el desconocimiento de las pérdidas
y daños que los nematodos fitoparásitos como Radopholus similis, Pratylenchus
coffeae, Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp., ocasionan en plantas de
plátano Dominico Hartón en condiciones de almácigo y campo, lo cual será una
importante información para la aplicación de tratamientos y para escoger
medidas apropiadas de manejo. Debido a lo antes mencionado, las preguntas a
resolver en esta investigación son:
Pregunta 1: ¿La disminución de la materia seca del plátano Dominico Hartón
depende de las especies de nematodos fitoparásitos y de sus poblaciones?
Pregunta 2: ¿Independientemente de la especie de nematodo fitoparásito, a
partir de qué nivel de población ocurre menor producción de plátano Dominico
Hartón?
Justificación:
En Colombia, hay sembradas 429.642 ha en cultivos de plátano con una
producción de 3.177.784 t y un rendimiento de 8,3 t/ha (Agronet, 2016)
generando 286.000 empleos permanentes anualmente, convirtiéndose en un
producto de gran importancia socioeconómica en el sector tradicional de
economía campesina (Espinal et al., 2006). Así mismo, el plátano es un alimento
básico de la canasta familiar debido a su calidad alimenticia como fuente de
carbohidratos y posibilidad adquisitiva, con un consumo per cápita entre 105 y
160 y entre 50 y 64 kg/persona/año en las zonas rurales y urbanas,
respectivamente, siendo de los mayores del mundo (Grisales & Lescot, 1999;
Agronet, 2016).
En nuestro país, los rendimientos del cultivo de plátano son muy bajos, con
valores entre 7,1 y 8,3 t/ha desde el año 2000 hasta el 2014 (Agronet, 2016),
mientras que en condiciones experimentales de campo se han reportado
mayores rendimientos con valores de 15,7 t/ha (Corpoica, 1996) y 23,9 t/ha
(Guzmán et al., 2012). Mediante investigación, se ha estimado que el potencial
productivo del plátano Dominico Hartón puede alcanzar 30 t/ha, las cuales son
difíciles de alcanzar como consecuencia principalmente de los problemas
fitosanitarios antes mencionados y al desconocimiento de las pérdidas reales
que estos problemas sanitarios ocasionan en los cultivos, en especial los
nematodos fitoparásitos como Radopholus similis, Pratylenchus coffeae,
Helicotylenchus dihystera y Meloidogyne spp.
En esta investigación se pretende generar conocimiento sobre el efecto de
diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en la materia seca de las
plántulas de plátano Dominico Hartón en condiciones de almácigo y su efecto
en campo sobre la producción, los cuales son elementos fundamentales en la
implementación de medidas apropiadas de manejo. Adicionalmente, una vez
que los agricultores colombianos conozcan las pérdidas y los daños
ocasionados por los nematodos fitoparásitos en el cultivo del plátano Dominico
Hartón, los resultados de esta investigación permitirán mejorar el rendimiento
de los cultivos al sembrar material vegetal sano, obteniendo un mayor
crecimiento de las plantas con mayor peso de los racimos y aumentando la vida
útil de la plantación, optimizando los indicadores productivos del cultivo de
plátano en el país, al igual que los ingresos del agricultor y la calidad de vida de
las familias que sustentan ingresos con éste cultivo.
4.2 Marco Teórico (máximo 2000 palabras)
El cultivo de plátano.
En Colombia, hay sembradas 429.642 ha de cultivo del plátano con una
producción de 3.177.784 t y un rendimiento de 8,3 t/ha (Agronet, 2016)
generando 286.000 empleos permanentes anualmente, convirtiéndose en un
producto de gran importancia socioeconómica en el sector tradicional de
economía campesina (Espinal et al., 2006). Así mismo, el plátano es un alimento
básico de la canasta familiar debido a su calidad alimenticia como fuente de
carbohidratos y posibilidad adquisitiva, con un consumo per cápita entre 105 y
160 y entre 50 y 64 kg/persona/año en las zonas rurales y urbanas,
respectivamente, siendo de los mayores del mundo (Grisales & Lescot, 1999;
Agronet, 2016).
El plátano Dominico Hartón, grupo Musa AAB, perteneciente al tipo “falso
cuerno”: bellota pequeña al florecer que se degenera y se seca antes de la
cosecha, predomina en Colombia, especialmente en los departamentos de
Caldas, Quindío, Risaralda, Tolima y Valle del Cauca por su mejor aceptación
gustativa y su valor comercial, en comparación con los plátanos Dominico,
Hartón Enano y Hartón que son poco cultivados. Desde el punto de vista
ecológico, el plátano Dominico Hartón se cultiva entre 650 y 1700 msnm
(Grisales y Lescot, 1999) y se comporta como susceptible al nematodo
barrenador R. similis y es considerado un material intermedio entre el Dominico
y el Hartón (Belalcázar, 1991; Guzmán y Castaño, 2004; Guzmán et al., 2012).
Nematodos fitoparásitos.
En plantaciones de musáceas con varios años de establecidas, lo común es
encontrar comunidades poliespecíficas, compuestas por los endoparásitos
migratorios Radopholus similis y Pratylenchus coffeae, los ecto-endoparásitos
Helicotylenchus multicinctus y H. dihysteria, los endoparásitos sedentarios
Meloidogyne incognita y M. javanica y el semi-endoparásito Rotylenchulus
reniformis (Araya, 2003; Gowen et al., 2005). Sin embargo, la frecuencia y
abundancia de cada uno de los géneros de nematodos puede cambiar según
sea el cultivo de banano o plátano y con las condiciones agroecológicas (Araya,
2003).
En Colombia, los principales nematodos reportados parasitando plantas de
plátano y banano son: Radopholus similis, Pratylenchus spp., Helicotylenchus
spp., Meloidogyne incognita, M. javanica y M. arenaria (Guzmán & Castaño,
2004; Guzmán, 2011; ICA, 2014). En estudios realizados en el municipio de
Palestina, Caldas, el nematodo barrenador, R. similis es el de mayor prevalencia
en plantas de plátano Dominico Hartón (Musa AAB) (Guzmán & Castaño, 2004;
Alarcón & Castaño, 2006; Guzmán, 2011; Valencia et al., 2014). Así mismo,
Grisales y Lescot (1999) identificaron que, en la zona cafetera central de
Colombia, los principales problemas en el cultivo del plátano son: nutrición,
deficiencia de manejo y necrosis radical en orden jerárquico; poniendo en
evidencia la existencia de problemas nutricionales y puntualmente necrosis
radicales, para los cuales no hay soluciones debido al desconocimiento de los
elementos involucrados.
Radopholus similis (Cobb) Thorne, nematodo barrenador. Este
fitonematodo se encuentra en las regiones tropicales y subtropicales del mundo
parasitando cultivos de banano y plátano (Thorne, 1961; Sher, 1968; Román,
1978; Araya, 2003), y es considerado como el cuarto más importante del mundo
después de los nematodos formadores de nudos (Meloidogyne spp.), quistes
(Heterodera spp. y Globodera spp.) y lesiones (Pratylenchus spp.) (Jones et al.,
2013).
Radopholus similis es un parásito obligado de tejidos de plantas, es decir,
necesita de un hospedante vivo para sobrevivir (Siddiqi, 2000; Sarah et al.,
1996). Su hábitat alimenticio es de endoparásito migratorio y realiza su ciclo de
vida en el sistema radical y el cormo (Blake, 1961; Loos, 1962; Sarah, 2000). El
nematodo perfora la pared celular e ingresa principalmente cerca a la cofia de
las raíces, o lo largo de ellas, mediante su estomatoestilete y luego se alimenta
del citoplasma. Tanto juveniles como adultos viven en el parénquima cortical
donde se mueven activamente causando daño conforme se alimentan del
citoplasma de las células vecinas. Las células son destruidas y el nematodo
migra intra e intercelularmente en el cilindro cortical de las raíces, y los cormos;
en el primero, hace cavidades o lesiones que cuando hay altas infestaciones,
las lesiones en la raíz se unen, anillándola completamente. Estas cavidades,
semejan agujeros barrenados en las células, bajo esta condición se derivó el
nombre de nematodo barrenador.
Síntomas primarios. En las células del cilindro cortical, R. similis produce
lesiones de longitud variable de 5 ó más centímetros con forma de estrías, éstas
inicialmente tienen colores que varían desde amarillo claro hasta oscuro, luego
rosado rojizas y finalmente marrón o negras. En algunos casos produce
depresiones en el tejido que modifican la anatomía cilíndrica original de las
raíces (Blake, 1961; Thorne, 1961; Blake, 1966; Valette et al., 1998; Oramas y
Román, 2006). En infestaciones altas, las lesiones rodean completamente las
raíces, hasta destruirlas totalmente (Sarah et al., 1996; Marín et al., 1998; Araya
y De Waele, 2004; Gowen et al., 2005). Dicha coloración se caracteriza por estar
infestada con todos los estados de desarrollo del nematodo (Sarah et al., 1996;
Marín et al., 1998; Gowen et al., 2005). Blake (1966) y Oramas y Román (2006),
encontraron que R. similis no sólo causa daño físico, sino que también, causa
daño fisiológico al producir hipertrofia del núcleo y nucléolo de las células.
Síntomas secundarios. En las plantas infectadas por R. similis se reduce la
absorción de agua y nutrientes, resultando en varios síntomas como
amarillamiento de hojas y disminución del tamaño y longevidad de las plantas,
los cuales pueden ser fácilmente confundidos con deficiencias nutricionales. Los
colinos infectados por R. similis son de menor tamaño y vigor, con hojas más
pequeñas y en algunos casos, sobresalen del suelo (envalconados) y con el
peciolo de las hojas viejas necrótico, diferente a los colinos de las plantas sanas.
Las diferencias en los síntomas, son también determinadas por las
características químicas y físicas del suelo, disponibilidad de nutrientes, la
especie hospedante y el género de fitonematodo involucrado (Thorne, 1961;
Sarah et al., 1996). Lo anterior, se refleja en un menor número y tamaño de las
hojas y menor peso del racimo, en un incremento del tiempo de siembra a
floración, de floración a cosecha, entre floraciones y entre cosechas (Sarah et
al., 1996; Araya, 2003; Gowen et al., 2005).
Finalmente, las plantas pierden anclaje por el deterioro del sistema radical, por
lo cual tienden a desraizarse o volcarse, esto puede ocurrir en plantas jóvenes,
y adultas, principalmente entre la época de floración y cosecha debido al peso
del racimo, particularmente durante vientos y lluvias fuertes, lo que causa
pérdidas económicas altas (Loos Loos, 1960; Sarah et al., 1996; Montiel et al,
1997; Sarah, 2000; Araya, 2003; Guzmán, 2011).
Las pérdidas en la producción de musáceas se estiman en un 20% (Sasser y
Freckman, 1987). En plantaciones infectadas con control deficiente, las pérdidas
en rendimiento están entre 44 y 50% (Loos Loos, 1960; Araya, 2003). En
condiciones extremas, en suelos pobres y erosionados, las pérdidas
acumulativas durante tres ciclos de producción pueden alcanzar hasta 75%,
debido a la reducción del peso del racimo y a la caída de las plantas como ha
ocurrido en Costa de Marfil (Sarah et al., 1996).
Fogain (2000), encontró un mayor número de plantas caídas (18.3 y 52.5%, en
la primera y segunda cosecha, respectivamente) en áreas infestadas por R.
similis sin tratar con nematicida, y un menor número de plantas caídas (2,5 y
7,5%, en la primera y segunda cosecha, respectivamente) en las áreas tratadas
con nematicidas. Lo anterior, disminuyó el rendimiento (t ha-1) en un 60 y 52%
en las plantas enfermas, en la primera y segunda cosecha, respectivamente, en
comparación con las plantas tratadas.
En plantas de Grande Naine, cultivar de banano Cavendish, R. similis redujo el
peso de las raíces en un 66%, mientras que el daño ocasionado a las raíces fue
más alto y el peso de los racimos más bajo, en plantas inoculadas con R. similis
y P coffeae, en comparación con el testigo (Moens et al., 2004). Moens et al.
(2003), cuando inocularon R. similis con incrementos de densidades desde 0,14
a 2,24 nematodos mL-1 de sustrato, correspondiendo a 254 y 2128 R. similis por
vaso de 1,8 L, respectivamente, encontraron una reducción lineal del peso de
las raíces. En ellas, por cada 1.000 nematodos inoculados se redujo el peso en
3,9 g (16%). Así mismo, Fallas et al. (1995), inocularon 100 R. similis en plantas
de banana variedad Valery en vasos de 0,8 L, encontraron una disminución en
el peso de raíces entre 11 a 53% después de 12 semanas.
Pratylenchus coffeae (Zimmermann) Filipjev & Schuurmans Stekhoven,
nematodo lesionador. Pratylenchus coffeae es un endoparasito migratorio que
coloniza los tejidos del córtex de la raíz y el rizoma de bananos diploides y
triploides, plátano y abacá, en cuyos tejidos se alimenta y multiplica, razón por
la cual, es probable que se haya difundido por el mundo con el material de
siembra contaminado. Tiene distribución mundial, en África del Sur, América
Central y del Sur, P. coffeae esta ampliamente extendido ocasionando daños en
Pisang Awak (Musa ABB) y cultivares Cavendish (Musa AAA) (Bridge et al.,
1997). También parasita raíces de cultivos de café (Coffea spp.) en Brasil,
Honduras, Puerto Rico, Martinica, China, India y Indonesia; al igual que cítricos
en la India, Japón y Estados Unidos (Castillo y Vovlas, 2007).
Todas las fases del ciclo biológico de P. coffeae las realiza al interior de los
tejidos de las raíces y rizomas de musáceas, siendo menor a 30 días a 25-30ºC.
Los síntomas primarios corresponden a lesiones de color rojo en el córtex de la
raíz, las cuales son de color negro cuando están viejas; hay ruptura de la
epidermis de las raíces, y también puede parasitar el rizoma ocasionando
lesiones necróticas. Pratylenchus spp. no penetra en el cilindro vascular de la
raíz, que permanece de color blanco (Bridge et al., 1997). Como consecuencia
de lo anterior, se presentan síntomas secundarios como menor crecimiento de
las plantas, disminución en el peso de los racimos, alargamiento del ciclo de
producción y caída o desraizamiento de las plantas (Gowen & Queneherve,
1990; Castillo & Volvas, 2007; Ravichandra, 2014). Según Pinochet (1978) y
Bridge et al. (1997), en Honduras, África del Sur y Ghana, P. coffeae ocasiona
pérdidas de producción del 62% en cultivos de plátanos (Musa AAB).
Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood, y Meloidogyne javanica
(Treub) Chitwood, nematodo de los nudos radicales. Es un endoparásito
sedentario, que se encuentra en las raíces de bananos y plátanos en todos los
lugares donde crecen estos cultivos, junto con otras especies de nematodos
como Radopholus similis y Pratylenchus spp. Meloidogyne spp., penetra dentro
de la endodermis de las raíces y después en el cilindro vascular donde induce
la formación de células multinucleadas. El síntoma primario característico son
nudos o agallas en las raíces primarias y en menor cantidad en raíces
secundarias y terciarias, produciendo síntomas secundarios como
amarillamiento en la parte aérea de las plantas, hojas más angostas, detención
del crecimiento de la planta y menor producción (De Waele & Davide, 1998; De
Waele, 2000; Perry et al., 2009). Radopholus similis y, en menor grado,
Pratylenchus spp., tienden a superar las poblaciones de Meloidogyne spp. y
finalmente, reemplazarlas. Existen indicaciones de que la importancia de
Meloidogyne spp. en las raíces podría estar descuidada, especialmente en las
áreas donde R. similis no esta presente (De Waele & Davide, 1998).
En Filipinas, un experimento de evaluación del rendimiento de los bananos de
postre de tipo Cavendish gigante bajo condiciones de campo infectados con M.
incognita, mostro que un nivel de inoculó de 1.000 estados juveniles (J2) por
planta causó 26,4% de pérdida de rendimiento, con 10.000 J2 ocasionó 45,4%
de pérdida de rendimiento, y con 20.000 J2, produjo 57,1% de pérdida de
rendimiento en comparación con las plantas no inoculadas (Davide &
Marasigan, 1985).
Helicotylenchus multicinctus (Cobb) Golden y H. dihystera (Cobb) Sher,
nematodo espiral. Después de R. similis, los nematodos espirales, H.
multicinctus y H. dihystera, son los más diseminados y abundantes en los
cultivos de banano y plátano en el trópico, donde las condiciones agro-
ecológicas son óptimas para el cultivo de musáceas (Luc et al., 2005; Gowen et
al., 2005).
Biológicamente y dependiendo del hospedante, el hábito alimenticio de
Helicotylenchus spp., se caracteriza por ser ectoparásito o semi-endoparásito
en las células parenquimatosas del córtex de la raíz de banano. Como síntoma
primario, el nematodo produce lesiones pequeñas longitudinales, entre 3 y 10
cm, que generalmente no profundizan al parénquima cortical; son de color
castaño rojizo a negro (Araya, 2004). Sin embargo, en altas infestaciones, estas
lesiones pueden unirse, causando necrosis extensiva de la raíz en la capa más
externa del córtex, las raíces terciarias aparecen necróticas, con coloración
violeta (Gowen, 2000; Guzmán, 2011).
Como síntoma secundario, Helicotylenchus spp. en banano y plátano ocasiona
reducción en tamaño de la planta, enanismo, alargando el ciclo vegetativo y
reduciendo la vida productiva de la plantación después de 3 años. Los
componentes de las pérdidas incluyen menor peso del racimo, reflejado en
reducido tamaño de los frutos, madurez retardada y pérdidas en el mercadeo
(Quénéhervé et al., 1995). El volcamiento de las plantas puede también ocurrir
con altas infestaciones del nematodo (Gowen et al., 2005).
La mayoría de especies como H. dihystera y otras se reproducen por
partenogénesis mitótica, es decir, reproducción asexual (Hirschmann &
Triantaphyllou, 1968), mientras H. multicinctus, se reproduce por anfimixis, o sea
por unión de gametos masculino y femenino (Siddiqi, 1973; Luc et al., 2005).
Helicotylenchus multicinctus y H. dihystera dañan el sistema radical del banano
y reducen la producción entre 19 (Speijer & Fogain, 1999) y 34% (Reddy, 1994).
Moens et al. (2006), en un experimento realizado en recipientes de 200 L
conteniendo suelo esterilizado y plantas de Musa AAB cv. Grande Naine
inoculadas con 1.000 ± 50 H. multicinctus, encontraron que el sistema radical
disminuyó en 0,40 kg (7,6%) y el peso del racimo en 0,42kg (7,6%) en relación
con las plantas sin inocular; mientras que la presencia de H. multicinctus en
vasos de 1,8 L, disminuyó en 13% el peso de raíces de la misma especie de
Musa en comparación con el testigo, después de 16 semanas de exposición.
4.3 Objetivos
Objetivo general:
Contribuir al conocimiento de la incidencia de los nematodos fitoparásitos
Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Helicotylenchus dihystera y
Meloidogyne spp., en la producción de plátano Dominico Hartón (Musa AAB).
Objetivos específicos:
1. Evaluar el efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos
en la materia seca del plátano Dominico Hartón.
2. Determinar el efecto de diferentes poblaciones de nematodos
fitoparásitos sobre la producción de plátano Dominico Hartón.
Hipótesis: Las hipótesis de investigación a evaluar son:
Hipótesis 1: La disminución de la materia seca en plátano Dominico
Hartón no depende de la interacción: especie de nematodo fitoparásito X
tamaño de la población.
Hipótesis 2: Independientemente de la especie de nematodo
fitoparásito, a partir del 25% de la población, ocurre menor producción en
las plantas de plátano Dominico Hartón.
4.4 Metodología propuesta (máximo 1000 palabras)
Localización. La investigación se realizará en la granja ‘Montelindo’ de la
Universidad de Caldas, ubicada en la vereda Santágueda, municipio de
Palestina, departamento de Caldas, ubicada en las coordenadas a 5º 05´N y 75º
40´W, altitud de 1050 msnm, temperatura promedio anual de 23ºC, humedad
relativa del 74% y precipitación anual de 2100 mm.
Material vegetal. Se utilizarán plántulas de plátano Dominico Hartón de 20g de
peso, obtenidas a partir de cormos madre (ver procedimiento en actividades
complementarias), las cuales serán sembradas en bolsas de plástico color negro
de dos tamaños: 30 X 40 cm largo y ancho, respectivamente (6 kg de capacidad)
para el experimento en condiciones de almácigo, y 17 X 23 cm, respectivamente
(2 kg de capacidad) para la etapa inicial del experimento en condiciones de
campo.
Sustrato. Las bolsas de plástico se llenarán (serán llenadas) con el sustrato
suelo más arena en relación 3:1, el cual se esterilizará con Dazomet (Basamid®)
en dosis de 50g.m-2. El suelo de la granja Montelindo se clasifica
taxonómicamente como Andisoles, (ando: oscuros) del grupo Humic (alta
presencia de ácidos húmicos) Udivitrands (régimen de humedad údico, o sea,
cuando la sección del suelo se seca menos de 90 días acumulativos durante el
año, vitrans significa presencia de vidrio volcánico), con buen drenaje, textura
gruesa, suelos altamente fijadores de fósforo, altos contenidos de materia
orgánica (Cuartas y Obando, 2010). Los suelos Andisoles, son formados a partir
de cenizas volcánicas, caracterizados por minerales dominantes amorfos como
la alofana y la imogolita; como consecuencia de lo anterior, poseen una alta
capacidad de almacenamiento de humedad y habilidad para fijar grandes
cantidades de fósforo (fósforo no disponible para las plantas) (Baillie, 2001).
Posteriormente, se tomarán muestras del sustrato para verificar la ausencia de
nematodos siguiendo la metodología de Jenkins (1964) y Meredith (1973) (ver
procedimiento en actividades complementarias) y se le realizará un análisis de
fertilidad de suelos que permitirá definir los macro y micro-nutrientes a utilizar.
En el sitio donde se establecerá el experimento en condiciones de campo, se
recolectarán 2 kg de suelo para realizar análisis de fertilidad de suelos que
permitirá definir los macro y micro-nutrientes a utilizar, al igual que conteo e
identificación de nematodos fitoparásitos. Las muestras se colocarán en bolsas
de plástico debidamente identificadas y se trasladarán al laboratorio de
Nematología del departamento de Producción Agropecuaria de la Universidad
de Caldas para su análisis.
Procedimiento para alcanzar el primer objetivo específico y evaluar la
primera hipótesis de investigación:
Se tomarán 1.095 plántulas de plátano Dominico Hartón que serán sembradas
en bolsas de plástico color negro de 30 X 40 cm largo y ancho, respectivamente
(6 kg de capacidad), cada una denominada como unidad de trabajo. A los quince
(15) días después de sembradas las plántulas, serán asignadas aleatoriamente
a cada uno de los tratamientos que incluyen las cuatro especies de nematodos,
descritos en la Tabla 1, donde serán inoculadas con cada una de las poblaciones
del nematodo al 25, 50, 75 y 100% y sus interacciones. La población del 100%
serán 10.000 individuos por planta.
El efecto de los tratamientos será evaluado bajo el diseño experimental bloques
completos al azar (Tabla 2), donde el factor de bloqueo será la condición
ambiental del día a partir del cual se instalan las unidades experimentales. Se
tendrán 15 bloques de tal manera que el primer día se instalará la primera unidad
experimental de todos los tratamientos y así sucesivamente hasta que el décimo
quinto día se instalará el último bloque, con la última unidad de trabajo de todos
los tratamientos.
Todas las plantas del experimento serán ubicadas en mesas de guadua de 4 X
2 X 0.5 m de largo, ancho y alto, respectivamente, a 50 cm de alto desde el
suelo para evitar la contaminación de las unidades experimentales y a una altura
de 1,80 m, en la parte superior del almácigo, se colocará una malla de color
negro que produce 60% de sombra. Cuando sea necesario se aplicará riego a
las plántulas hasta el final del experimento, con un intervalo de 4-5 días, con el
fin de mantenerlas a 60% de capacidad de campo. Con base en el análisis de
suelos y las recomendaciones de Lardizábal y Gutiérrez (2006) y Coto (2009),
las bolsas se fertilizarán semanalmente desde la segunda semana después del
trasplante con una mezcla de urea: Fertilizante rico en nitrógeno (60% N); DAP:
fosfato diamónico rico en fósforo asimilable (48% de P2O5); y KCl: Cloruro de
potasio (60% de K2O).
Información a registrar:
A las 16 semanas después de la inoculación se realizará muestreo destructivo
de las plántulas para evaluar la materia seca de raíces y parte aérea (g) en cada
unidad experimental (variable de respuesta).
Población (#) de cada especie de nematodos en 100 cm3 de suelo y de raíces
para lo cual se tomarán muestras de 1kg de suelo (variable complementaria).
Altura (cm) de plántulas al final del experimento (distancia en centímetros
desde el nivel del suelo hasta la base de hoja bandera) (variable
complementaria).
Evaluación de los daños (severidad) ocasionados por los R. similis, P.
coffeae y H. dihystera en las raíces con base en la escala de severidad de
Carlier et al. (2003), y el índice de nudos radicales o agallas ocasionados por
Meloidogyne spp., con la escala propuesta por Bridge y Page (1980), al final
del experimento (variables complementarias).
Análisis de la información
Para cada tratamiento, estimación del promedio y error estándar, tanto con
la variable de respuesta como con las variables complementarias.
Análisis de varianza al 5%, con la variable de respuesta, de acuerdo con el
modelo de análisis para el diseño bloques completos al azar, con la siguiente
descomposición para la fuente de variación de tratamientos:
1. Con los tratamientos del 1 al 16: Nematodos, poblaciones del nematodo,
y la interacción poblaciones de nematodos por dosis.
2. Con los tratamientos del 17 al 32: Efectos de ellos.
3. Con los tratamientos del 33 al 48: Efectos de ellos.
4. Con los tratamientos del 49 al 64: Efectos de ellos.
5. Con los tratamientos del 65 al 68: Efectos de ellos.
6. Con los tratamientos del 69 al 72: Efectos de ellos.
En el caso que las interacciones sean significativas, se identificará la mejor
combinación de la interacción, a través de la prueba de contraste al 5%. Si
la interacción no es significativa, se evaluará el efecto de los factores por
separado. En el caso que haya efecto de la poblaciones de nematodos, se
aplicará la prueba de Tukey al 5%; en el caso que haya efecto de las
poblaciones, se evaluará la tendencia lineal, cuadrática y cúbica, de acuerdo
con el estadístico de prueba f al 5%.
Se compararán los mejores tratamientos de cada una de la descomposición
de la fuente de variación para los tratamientos (numerales 1-6), y con el
testigo absoluto, con la prueba de contraste, al 5%.
Se evaluará la correlación lineal entre la variable de respuesta y cada una
de las variables complementarias.
Tabla 1. Descripción de tratamientos en condiciones de almácigo. Plántulas de
plátano Dominico Hartón inoculadas con Radopholus similis (R.s), Pratylenchus
coffeae (Pra), Meloidogyne spp. (Mel), y Helicotylenchus dihystera (Hel) y sus
combinaciones.
Tratamiento Nematodo fitoparásito Densidad de población (%) individual y sus combinaciones
1
Radopholus similis
25
2 50
3 75
4 100
5
Pratylenchus coffeae
25
6 50
7 75
8 100
9
Helicotylenchus dihystera
25
10 50
11 75
12 100
13
Meloidogyne spp.
25
14 50
15 75
16 100
17
Combinación entre Radopholus similis (R.s) y Pratylenchus coffeae (Pra)
R.s-25%*Pra-25%
18 R.s-25%*Pra-50%
19 R.s-25%*Pra-75%
20 R.s-25%*Pra-100%
21 R.s-50%*Pra-25%
22 R.s-50%*Pra-50%
23 R.s-50%*Pra-75%
24 R.s-50%*Pra-100%
25 R.s-75%*Pra-25%
26 R.s-75%*Pra-50%
27 R.s-75%*Pra-75%
28 R.s-75%*Pra-100%
29 R.s-100%*Pra-25%
30 R.s-100%*Pra-50%
31 R.s-100%*Pra-75%
32 R.s-100%*Pra-100%
33 Combinación entre Radopholus similis
y Meloidogyne spp. (Mel)
R.s-25%*Mel-100%
34 R.s-25%*Mel-75%
35 R.s-25%*Mel-50%
36 R.s-25%*Mel-25%
37 R.s-50%*Mel-100%
38 R.s-50%*Mel-75%
39 R.s-50%*Mel-50%
40 R.s-50%*Mel-25%
41 R.s-75%*Mel-100% 42 R.s-75%*Mel-75% 43 R.s-75%*Mel-50% 44 R.s-75%*Mel-25% 45 R.s-100%*Mel-100% 46 R.s-100%*Mel-75% 47 R.s-100%*Mel-50% 48 R.s-100%*Mel-25% 49
Combinación entre Radopholus similis y
Helicotylenchus dihystera (Hel)
R.s-25%*Hel-100% 50 R.s-25%*Hel-75% 51 R.s-25%*Hel-50% 52 R.s-25%*Hel-25% 53 R.s-50%*Hel-100% 54 R.s-50%*Hel-75% 55 R.s-50%*Hel-50% 56 R.s-50%*Hel-25% 57 R.s-75%*Hel-100% 58 R.s-75%*Hel-75% 59 R.s-75%*Hel-50% 60 R.s-75%*Hel-25% 61 R.s-100%*Hel-100% 62 R.s-100%*Hel-75% 63 R.s-100%*Hel-50% 64 R.s-100%*Hel-25% 65
Combinación entre Radopholus similis,
Pratylenchus coffeae y Meloidogyne spp.
R.s-100%*Pra-100%*Mel-100% 66 R.s-75%*Pra-75%*Mel-75% 67 R.s-50%*Pra-50%*Mel-50% 68 R.s-25%*Pra-25%*Mel-25% 69
Combinación entre Radopholus similis,
Pratylenchus coffeae y Helicotylenchus dihistera
R.s-100%*Pra-100%*Hel-100% 70 R.s-75*Pra-75%*Hel-75% 71 R.s-50%*Pra-50%*Hel-50% 72 R.s-25%*Pra-25%*Hel-25% 73 Testigo absoluto (agua)
Tabla 2. Sorteo de tratamientos para ser asignados bajo el diseño experimental de bloques completos al azar, en condiciones de almácigo. El factor
de bloqueo será la condición ambiental del día a partir del cual se instalan las unidades experimentales.
Bloque TRATAMIENTOS
I 61 21 60 36 55 46 64 37 11 23 72 30 2 42 53 17 26 69 54 56 22 32 45 9 35 38 40 65 50 24 14 62 10 68 13 70 8 66 29 73 41 1 3 49 27 43 25 48 7 52 51 5 67 18 39 6 59 57 28 4 19 12 34 63 44 15 20 58 47 31 71 33 16
II 68 3 5 54 14 34 1 21 62 60 58 39 13 69 46 35 7 57 67 26 50 44 20 48 24 56 30 28 31 9 41 2 70 12 11 32 53 45 73 23 72 18 55 29 19 4 71 16 63 43 66 27 49 61 15 59 37 52 8 38 65 51 40 6 25 10 64 47 36 42 33 22 17
III 66 6 42 21 9 25 54 5 59 32 10 13 11 23 19 56 28 16 70 22 65 67 27 30 43 52 73 18 40 36 60 35 2 17 7 20 45 62 41 15 71 61 69 26 55 37 29 31 12 34 38 47 63 72 8 58 49 33 3 48 64 53 4 44 14 1 24 39 46 51 57 68 50
IV 33 44 34 47 29 16 58 52 69 4 19 53 31 60 28 10 46 49 55 61 32 54 30 64 51 35 37 67 50 48 56 57 15 59 27 43 24 26 40 11 41 2 73 22 21 20 5 9 18 45 70 7 1 23 62 72 65 6 14 12 17 25 63 38 8 68 39 71 3 36 42 13 66
V 18 54 5 20 3 65 38 19 32 27 35 57 42 64 62 6 21 9 72 61 70 43 36 23 24 26 50 69 63 56 16 73 25 7 59 31 34 45 30 28 44 2 53 60 41 37 17 11 40 1 8 22 46 68 33 39 49 47 58 51 13 48 4 29 67 15 52 71 55 14 12 10 66
VI 68 62 57 15 31 36 69 53 24 16 25 21 47 48 52 13 28 54 39 43 5 56 33 73 34 6 11 35 60 8 45 51 12 18 19 22 71 9 37 67 27 46 14 70 55 44 65 58 7 40 23 72 29 61 4 64 1 30 2 32 38 59 26 66 3 42 49 17 63 50 20 10 41
VII 36 2 41 45 55 61 5 13 8 7 21 57 1 17 31 16 64 62 73 30 63 52 25 12 72 33 15 42 40 54 71 9 14 10 4 19 53 49 35 6 11 29 26 50 46 56 3 58 24 48 66 37 20 44 38 34 43 51 18 60 23 28 67 22 68 70 69 39 65 47 59 27 32
VIII 57 5 65 68 42 29 70 43 22 20 16 11 73 26 21 56 4 17 72 71 63 33 47 60 44 61 28 10 50 12 14 1 3 41 7 13 54 37 52 8 67 69 27 2 59 40 35 53 23 49 6 58 45 39 32 31 9 18 62 64 46 48 25 51 24 55 15 38 30 34 19 66 36
IX 56 32 40 25 42 46 3 19 23 48 41 55 24 9 34 8 38 16 65 59 21 50 45 5 2 39 15 35 12 51 7 30 22 44 72 58 17 68 37 31 52 49 43 47 64 54 27 73 71 33 62 11 53 20 70 6 10 18 26 29 28 13 4 67 60 69 61 1 14 63 57 66 36
X 71 55 26 44 59 15 73 31 60 41 54 2 11 72 27 7 14 19 47 62 48 45 32 1 37 50 6 16 21 42 4 46 29 10 25 43 57 34 52 51 33 68 24 17 20 30 63 8 61 3 22 49 58 5 67 23 13 28 18 70 35 38 53 65 69 64 9 39 12 66 40 56 36
XI 70 25 22 58 50 27 48 31 4 37 45 52 72 73 10 69 2 60 64 20 43 65 30 12 53 28 44 13 17 8 16 61 63 1 33 21 11 59 7 15 24 14 49 41 68 35 40 32 57 38 6 29 3 67 5 19 18 46 9 54 62 51 55 34 23 39 47 42 26 36 71 56 66
XII 4 33 15 32 6 5 43 49 2 62 16 73 14 41 63 9 27 1 48 53 25 47 13 46 21 23 3 72 29 20 64 17 40 67 22 35 58 65 59 7 60 31 52 45 55 24 51 61 66 28 10 18 38 39 44 11 8 19 68 54 30 34 37 69 42 50 26 12 70 57 36 56 71
XIII 47 59 62 49 67 52 26 30 68 29 48 20 73 6 61 34 72 54 31 14 37 60 53 1 45 11 25 39 32 35 27 24 58 41 43 10 65 46 51 21 38 19 17 40 63 22 18 42 16 50 2 64 13 28 69 15 9 5 36 8 7 33 70 3 55 12 44 23 57 66 71 56 4
XIV 54 25 73 29 48 59 46 35 68 7 11 65 58 5 19 15 34 32 24 39 61 42 44 12 47 26 13 63 31 8 45 16 1 38 21 3 33 17 2 14 30 40 20 72 71 43 67 69 22 64 62 70 27 66 52 51 60 23 50 57 28 53 10 49 18 9 41 6 55 37 56 36 4
XV 20 1 6 33 22 17 69 50 40 16 24 29 72 14 42 62 30 39 18 37 26 34 9 28 36 58 51 52 48 64 61 53 8 45 13 2 32 43 63 4 44 10 12 55 11 71 25 19 47 21 65 3 60 35 70 67 7 15 23 27 38 41 31 5 59 68 73 46 49 57 66 54 56
Procedimiento para alcanzar el segundo objetivo específico y evaluar la
segunda hipótesis de trabajo:
Los tratamientos a evaluar en campo se describen en la tabla 3. La unidad de
trabajo será la planta de plátano y ellas serán asignadas a los tratamientos bajo el
diseño en bloques completos al azar (Tabla 4) donde el factor de bloqueo es el
gradiente de fertilización. Se tendrán 12 bloques.
Cada unidad de trabajo (plántulas de plátano Dominico Hartón) será sembrada en
bolsas de plástico color negro de 17 X 23 cm con 2 kg de capacidad, en el sustrato
describió anteriormente. A los quince (15) días después de sembradas las
plántulas, 340 de ellas serán inoculadas con diferentes poblaciones de R. similis.
Así 85 plántulas serán inoculadas con el nematodo al 25, 50, 75 y 100%,
respectivamente. A otras 340 plántulas de plátano Dominico Hartón se les
realizarán inoculaciones con las mismas poblaciones al 25, 50, 75 y 100%,
respectivamente, con P. coffeae, y finalmente, también se realizarán inoculaciones
con las mismas poblaciones al 25, 50, 75 y 100%, respectivamente, con
Meloidogyne spp.
Con base en los resultados obtenidos en el primer experimento (Objetivo 1), se
seleccionarán las tres (3) interacciones de los fitonematodos que ocasionen la
mayor disminución de materia seca a partir del 25% de la población de nematodos
inoculados. Estos tratamientos (interacciones) se incluirán en el experimento de
campo, utilizando 85 plántulas para cada uno de ellos. También, se incluirán 85
plántulas para conformar el testigo absoluto, e igual número para el testigo de
referencia con aplicación del nematicida (Cadusafos, Rugby®, aplicado 20 días
antes de la siembra de las plántulas, en dosis recomendada por área (m2) =
15g/m2). Con base en la anterior inoculación de las plántulas en el almácigo se
realizará la asignación de los tratamientos en el campo como se describen en la
Tabla 3.
Antes del establecimiento de las plántulas en condiciones de campo, se recolectará
una muestra de suelo para realizarle un análisis de fertilidad de suelos que permitirá
definir los macro y micro-nutrientes a ser aplicados.
A los 50 días después de la inoculación con los nematodos fitoparásitos, las
plántulas serán sembradas directamente en el campo en hoyos de 30 cm de
diámetro y 40 cm de profundidad. La distancia de siembra será de 3 m entre surcos
y 2 m entre plantas. Los tratamientos se describen en la Tabla 3.
La parcela experimental estará conformada por 5 plantas de Dominico Hartón y la
parcela efectiva estará constituida por las 3 plantas centrales. El efecto de los
tratamientos será evaluado bajo el diseño experimental bloques completos al azar,
donde el factor de bloqueo será las condiciones edáficas.
En principio se proponen 12 bloques, siempre y cuando la varianza asociada a la
variable materia seca de la primera etapa no indique que el número de bloques sea
mayor; en el caso que se requieran más bloques se disminuirá el número de plantas
por parcela.
El control de malezas y la aplicación de fertilizantes en condiciones de almácigo se
hará de la misma manera como se explicó anteriormente en el procedimiento para
alcanzar el primer objetivo específico. En condicines de campo, se realizarán cada
tres meses con base en los análisis de fertilidad de suelo y siguiendo las
recomendaciones de (Aristizábal et al., 2006), el programa de fertilización incluirá
aplicaciones de urea (100 g por planta) y de cloruro de potasio (200 g por planta).
La presencia de las Sigatokas negra y amarilla será controlada únicamente
mediante la eliminación parcial (despunte) o total (deshoja) de hojas agobiadas y
manchadas o necrosadas con el fin de reducir la producción de inóculo, cada 15
días, según recomendaciones de Merchan (2000).
Información a registrar:
Peso (kg) del racimo/planta. La cosecha de las plantas se iniciará con el
tratamiento correspondiente al testigo absoluto, y seguidamente los demás
tratamientos (variable de respuesta).
Altura de plántulas al final del experimento (distancia en centímetros desde
el nivel del suelo hasta la base de hoja bandera) y al momento de floración
(emisión de bellota) (variable complementaria).
Circunferencia del pseudotallo (cm) a 1 m de altura al momento de floración
(emisión de bellota) (variable complementaria).
Cantidad (número) de hojas funcionales a floración (emisión de bellota) y a
cosecha (variable complementaria).
Cantidad (#) de manos por planta (variable complementaria).
Días (#) a floración y días (número) a cosecha (variable complementaria).
Evaluación de los daños (severidad) ocasionados por los R. similis, P.
coffeae y H. dihystera en las raíces con base en la escala de severidad de
Carlier et al. (2003), y el índice de nudos radicales o agallas ocasionados por
Meloidogyne spp., con la escala propuesta por Bridge y Page (1980), al final
del experimento (variables complementarias).
Límite de tolerancia al nematodo (variable complementaria); éste se
calculará con la fórmula siguiente:
𝑇 = 𝐶𝑡
(𝑃 𝑥 𝐶𝑑 𝑥 𝐸)
donde: T: Límite de tolerancia
Ct: Costo del control P: Precio de la cosecha Cd: Coeficiente de daño E: Eficacia del método de control
El coeficiente de daño o de pérdida se calcula con la siguiente fórmula:
𝐶𝑑 = (𝑎 − 𝑏)
𝑎 𝑥 100
Donde: Cd: Coeficiente de daño
a: Rendimiento de las plantas sanas b: Rendimiento de las plantas enfermas
La eficacia (E) de un tratamiento se calcula con la fórmula de Abbott (1925), así:
𝐸 (%) = 𝐺𝑟𝑎𝑑𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑡𝑎𝑞𝑢𝑒 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑡𝑒𝑠𝑡𝑖𝑔𝑜 − 𝐺𝑟𝑎𝑑𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑡𝑎𝑞𝑢𝑒 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑡𝑟𝑎𝑡𝑎𝑑𝑜
𝐺𝑟𝑎𝑑𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑡𝑎𝑞𝑢𝑒 𝑒𝑛 𝑒𝑙 𝑡𝑒𝑠𝑡𝑖𝑔𝑜
Tabla 3. Descripción de tratamientos en condiciones de campo. Plántulas de
plátano Dominico Hartón inoculadas con Radopholus similis (R.s), Pratylenchus
coffeae (Pra) y Meloidogyne spp. (Mel), y las tres (3) interacciones de los
fitonematodos que presenten la mayor disminución en la materia seca a partir del
25% de población de nematodo en almácigo.
Tratamiento Nematodo fitoparásito Densidad de población (%) individual y
sus interacciones
1
Radopholus similis
25
2 50
3 75
4 100
5
Pratylenchus spp.
25
6 50
7 75
8 100
9
Meloidogyne spp.
25
10 50
11 75
12 100
13 Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo
14 Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo
15 Interacción entre nematodos por definir de acuerdo a resultados de almácigo
16 Testigo absoluto (con agua)
17 Testigo con nematicida
El efecto de los tratamientos se evaluará bajo el diseño experimental bloques
completos al azar, donde el factor de bloqueo será las condiciones edáficas. En la
tabla 4, se ilustra la asignación de las parcelas experimentales de cada tratamiento,
en cada bloque. La información recolectada de las variables de respuesta se
registrará en bases de datos en el programa Excel.
Tabla 4. Sorteo de tratamientos para ser asignados bajo el diseño experimental de bloques completos al azar, en condiciones de campo. El factor de
bloqueo será las condiciones edáficas.
Bloques Tratamientos
I 13 5 11 8 7 16 4 10 9 17 3 2 1 15 6 12 14
II 5 13 12 16 9 17 15 13 14 6 8 10 7 4 2 11 1
III 15 11 9 3 4 17 7 2 1 14 16 8 6 5 13 12 10
IV 1 8 2 10 5 13 4 14 6 7 3 17 9 12 15 16 11
V 8 14 7 17 1 16 15 13 12 16 9 3 10 5 4 2 11
VI 15 9 7 10 13 4 12 5 2 17 11 16 14 3 8 1 6
VII 11 1 13 2 17 7 5 6 10 16 12 9 8 3 4 15 14
VII 4 8 15 2 14 6 12 9 3 17 13 1 10 16 11 7 5
VIII 13 12 11 16 17 15 8 7 1 6 2 9 14 10 5 3 4
IX 16 1 2 9 10 11 13 5 12 15 4 7 13 6 8 14 17
X 11 14 17 15 1 13 16 4 2 9 10 7 5 3 6 8 12
XI 3 7 11 9 2 4 1 15 14 8 6 13 12 5 10 17 16
XII 12 15 17 1 5 16 4 7 10 6 9 8 2 13 3 11 14
Análisis de la información en condiciones de campo
- Promedio y error estándar por tratamiento, tanto con la variable de respuesta
como las complementarias.
- Análisis de varianza al 5%, con la variable de respuesta, de acuerdo con el
modelo de análisis para el diseño bloques completos al azar, en arreglo factorial
3*4+5 (tres géneros de nematodos, 4 poblaciones de nematodos y 4 testigos
relativos y 1 testigo absoluto).
- Si el análisis de varianza muestra efecto de tratamientos: se aplicará la prueba
de Dunnett al 5% para establecer la diferencia entre los promedios de los
tratamientos con el testigo absoluto (cero poblaciones de nematodos). Si todos
los tratamientos difieren del testigo absoluto, se procederá a evaluar la
interacción nematodos por población de nematodos, con respecto a cada uno
de los testigos relativos, es decir, los tratamientos del 1 al 14 vs 13, 14, 15 y 17
(tabla 3), según prueba de contraste al 5%.
Evaluación de las hipótesis de investigación.
La primera hipótesis de investigación será corroborada siempre y cuando,
el análisis de varianza, sin contar con el testigo, no muestre efecto de
tratamientos, con la variable de respuesta peso seco de la planta.
La segunda hipótesis de investigación será corroborada siempre y
cuando el análisis de varianza, indique efecto de las poblaciones del
nematodo en la variable de respuesta peso del racimo y el daño en el
sistema radical de las plantas a partir del 25% de población.
ACTIVIDADES COMPLEMENTARIAS
Multiplicación masiva (producción) de semillas de plátano Dominico
Hartón mediante técnica PIF (Plants Issues de Fragments de tige, por sus
siglas en francés) o plantas cultivadas a partir de fragmentos madre. Esta
técnica de multiplicación rápida de plántulas (cormos) de plátano, desarrollada
en Camerún (África) por Moïse (2003), permite producir de entre 1.500 y 5.000
plantas.m-2 dependiendo de la variedad.
La técnica consiste en separar 50 hijuelos (propágulos) tipo espada de menos
de 40 cm de altura de plantas madre sanas y vigorosas; estos se lavan, se les
cortan las raíces y se les eliminan desde la base de tres a seis de las brácteas
presentes. En seguida, se corta el remanente de pseudotallo para dejarlo 1 a 3
cm por encima del nudo de la última bráctea removida. Los propágulos se
colocan sobre una superficie de cemento, seca y limpia, y sin contacto con suelo,
durante 72 h. Luego, en cada propágulo se elimina el pseudotallo remanente
hasta una altura de 2 a 3 mm por encima del nudo de la última bráctea removida.
En seguida y con un sacabocado, a cada propágulo se le extrae el punto de
crecimiento, para eliminar el efecto de la dominancia apical durante el período
de germinador. Los propágulos así preparados son colocados en un germinador
levantado del suelo y ubicado en una cámara térmica con sistema automático
de nebulización; se disponen verticalmente separados 10 cm, se cubren con una
capa de aserrín fino de madera de 2 – 4 cm de espesor y se tapan con plástico,
el cual se levanta cuando se va a suministrar riego y se quita en definitiva cuando
inicie la brotación. El primer riego del germinador se realiza entre las 24 y 30 h
después de la siembra.
A las 4 semanas después de la siembra, se efectúa un primer registro del
número de brotes por propágulo; 4 semanas después se debe dar inicio al
trasplante de los brotes a bolsas plásticas. En este momento se hace un
segundo registro del número de brotes por propágulo y se extraen
cuidadosamente con un cuchillo los que tengan mínimo tres hojas, se siembran
en bolsas plásticas de 2 Kg de capacidad y llenas con suelo esterilizado
mediante tratamiento químico (basamid, 40 g por 200 dm3 de suelo) y se colocan
en una estructura levantada 1 m del suelo y cubierta con polisombra para su
aclimatación, en donde permanecerán hasta que desarrollen entre 6 y 8 hojas
funcionales.
Incremento de las especies de nematodos fitoparásitos. Éste se realizará
en la granja Montelindo de la Universidad de Caldas, previamente descrita su
ubicación, y la extracción e identificación de los nematodos se hará en el
laboratorio de Nematología de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la
misma Universidad. El procedimiento para la recolección de tejidos parasitados,
aislamiento e incremento de los géneros Radopholus y Meloidogyne se describe
a continuación:
Ubicación de focos de plantas de plátano Dominico Hartón donde
tradicionalmente se han tenido cultivos parasitados por los diferentes
géneros de nematodos.
Recolección de muestras de raíces y cormos de las plantas de plátano
Dominico Hartón.
Transporte de las muestras al laboratorio de Nematología de la Facultad
de Ciencias Agropecuarias de la Universidad de Caldas.
Extracción de nematodos con base en el principio de flotación de los
nematodos en azúcar realizado por Jenkins (1964) y Meredith (1973) e
identificación de las especies con las claves taxonómicas de Mai et al.
(1996), Siddiqi (2000), Castillo y Vovlas (2007), Perry et al. (2009) y
Guzmán (2016).
Incremento individual de los nematodos mediante inoculación de los
géneros en raíces de plántulas de plátano Dominico Hartón sanas
sembradas en las bandejas de multiplicación masiva (producción) de
semillas de plátano mediante técnica PIF, descrita anteriormente.
Aproximadamente 12 semanas.
Finalmente, nuevamente se realizará la extracción de nematodos,
procedimiento descrito anteriormente, para calcular las diferentes
densidades de nematodos y realizar las inoculaciones en los
experimentos en condiciones de campo y almácigo.
Para facilitar el incremento de los géneros Helicotylenchus y Pratylenchus, estos
serán asilados de tejidos de raíces de maíz de la misma granja y de raíces y
cormos de plátano Dominico de la finca El retiro I, vereda El Bosque, municipio
de San José, Caldas. Posteriormente, para su multiplicación se realizará el
mismo procedimiento antes descrito.
Extracción e identificación de nematodos fitoparásitos. La extracción de
nematodos se realizará con base en el principio de flotación de los nematodos
en azúcar realizado por Jenkins (1964) y Meredith (1973); para lo cual se
procede de la siguiente manera: las raíces se lavan con agua corriente, después
de dejarlas secar a temperatura ambiente, se pesan 30 g de ellas en una
balanza Analytical Plus, y con la ayuda de tijeras se cortan transversalmente en
trozos de 1 cm, que luego se homogenizan*. Estos trozos se colocan en un vaso
de licuadora Osterizer, modelo 565-15, con 500 mL de agua y luego se licuan,
realizando prendido y apagó 3 veces por un período de 10 segundos y entre
cada lapso de tiempo se deja reposar 5 segundos. El licuado se deposita en un
tamiz de 250 µm colocado sobre un tamiz de 150 µm, y éste sobre otro de 25
µm. La muestra se lava con agua a presión para que ocurra el desprendimiento
de los nematodos; y el material que queda en el tamiz de 25 µm se deposita
todo el contenido en tubos de centrifugación de 50 mL de capacidad y se
centrifuga a 3800g durante 5 minutos. Luego se elimina el sobrenadante.
Seguidamente, los tubos se llenan nuevamente con solución de sacarosa al
50% (solución de azúcar) y de nuevo se someten a centrifugación a 3800g
durante 5 minutos. El sobrenadante se deposita en el tamiz de 25 µm para lavar
la sacarosa con agua corriente a presión baja, evitando que el azúcar los afecte.
Finalmente, se recogen 20 mL en una caja de Petri para realizar los conteos e
identificación.
De acuerdo con el objetivo del trabajo se separan las raíces necróticas de las
funcionales y se realiza la extracción de fitonematodos de éstas según el
propósito.
En cada muestra se contabiliza el número de nematodos fitoparásitos en 100 g
de raíces. La identificación de fitonemátodos se realizará recolectando 30
nematodos de cada caja de Petri, los cuales se colocan en un porta-objetos con
una gota de agua que se cubre con un cubre-objetos; las observaciones se
realizan con un microscopio compuesto de luz marca Nikon a través del objetivo
40X. La identificaron de nematodos fitoparásitos se realizará con claves
taxonómicas antes descritas.
Índices de severidad del daño por R. similis. Cuando se realice el muestreo
destructivo en almácigo y al final del experimento en condiciones de campo, se
evaluará el porcentaje de necrosis en raíces con la escala realizada por Carlier
et al. (2003). Para lo cual se seleccionará al azar cinco raíces funcionales por
plántula, cada raíz deberá tener al menos 10 cm de longitud; se cortará
longitudinalmente cada raíz por la mitad y se descartará una de las mitades, el
daño de la otra mitad de la raíz se estimará de acuerdo con el porcentaje que
muestra necrosis. Cada raíz contribuirá un 20% al total de la muestra, que
sumándolas se obtendrá el 100% para las cinco raíces. Así, si la mitad de la raíz
muestra necrosis, se registrará como 10%, si la raíz no muestra necrosis, se
registrará como 0% (Figura 1). Una vez se realice el registro de cada una de las
cinco raíces, se sumarán los 5 índices para obtener la necrosis radical total de
la muestra n porcentaje.
Figura 1. Escalas para la evaluación del porcentaje de necrosis en raíces según Speijer y De Waele (1997).
Índice de nudos radicales o agallas para Meloidogyne spp. Se tomarán al
azar ocho muestras de raíces por cada tratamiento para evaluar visualmente el
índice de los nudos radicales, para lo cual se utilizará la escala de evaluación
de infección de raíces con nudos causadas por Meloidogyne spp., propuesta por
Bridge y Page (1980) (Figura 2 y Tabla 5).
Figura 2. Diagrama del índice de los nudos radicales o agallas causadas por
Meloidogyne spp., propuesto por Bridge y Page (1980).
Tabla 5. Escala para evaluación de índice de nódulos radicales o agallas
causadas por Meloidogyne spp., propuesto por Bridge y Page (1980).
Escala Observación
0 No se observa agallas en las raíces.
1 Pocas agallas pequeñas difíciles de encontrar.
2 Solo agallas pequeñas, claramente visibles, raíces principales limpias.
3 Algunas agallas visibles y grandes
4 Predominan las agallas grandes, pero las agallas principalmente están limpias
5 50% de las raíces afectadas. Agallas en algunas raíces principales y sistema radical reducido.
6 Agallas en las raíces principales.
7 La mayoría de las raíces principales con agallas
8 Todas las raíces principales con agallas y se observan pocas raíces limpias.
9 Todas las raíces gravemente agalladas.
10 Todas las raíces gravemente agalladas, ya no hay sistema radical, plantas generalmente muertas.
4.5 Resultados esperados2
Los resultados esperados serán la generación de nuevo conocimiento sobre el
efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en la materia seca
del plátano Dominico Hartón mediante la realización de un almácigo donde
serán sembradas de 1.445 plántulas de plátano inoculadas con Radopholus
similis (R.s), Pratylenchus coffeae (Pra), Meloidogyne spp. (Mel), y
Helicotylenchus dihystera (Hel) y sus interacciones (los tratamientos están
descritos en la tabla 1), a los ocho (8) días después de sembradas las plántulas.
La investigación también permitirá conocer el efecto de las diferentes
poblaciones de los nematodos fitoparásitos antes mencionados en el
rendimiento del plátano Dominico Hartón. Los resultados obtenidos son un
prerrequisito para la aplicación de tratamientos y para escoger medidas
apropiadas de manejo de estos fitonematodos.
Esta investigación permitirá la formación de un nuevo investigador con título de
doctorado en Ciencias Agrarias, área de la Nematología Vegetal de Colombia,
escasa en Colombia, al involucrar un estudiante de doctorado, permitiendo el
fortalecimiento de la comunidad científica del país. Así mismo, el fortalecimiento
y consolidación de la línea de investigación en biología, hábitos y manejo
integrado de nematodos fitoparásitos, del grupo Fitotecnia, escalafonado en
Categoría A1 ante COLCIENCIAS.
2 Serán reportados en los informes técnicos de avance (anual) o final, de acuerdo al formato para tal fin,
disponible en la página web de la Universidad en el link de investigaciones
4.6 Impactos esperados a partir del uso de los resultados (máximo 1 página)
Los resultados de esta investigación permitirán generar conocimiento sobre el
efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en el crecimiento y
desarrollo de las plántulas de plátano Dominico Hartón en condiciones de
almácigo y su efecto en la producción de éste cultivo en condiciones de campo,
los cuales son elementos fundamentales en la aplicación de tratamientos y para
escoger medidas apropiadas de manejo. Adicionalmente, una vez que los
agricultores colombianos conozcan las pérdidas y los daños ocasionados por
los nematodos fitoparásitos en el cultivo del plátano Dominico Hartón, los
resultados de esta investigación permitirán mejorar el rendimiento de los cultivos
al sembrar material vegetal sano, permitiendo un mayor crecimiento de las
plantas con mayor peso de los racimos y aumentando la vida útil de la
plantación, optimizando los indicadores productivos del cultivo de plátano del
país, al igual que los ingresos del agricultor y la calidad de vida de las familias
que sustentan ingresos con éste cultivo. Adicionalmente, la implementación de
la técnica de producción de colinos de plátano sanos a gran escala será otro
logro importante.
Impacto social: Los resultados del proyecto permitirán incrementar el número
de agricultores vinculados al cultivos del plátano o la ampliación de las áreas
sembradas con dicho cultivo; esto en razón del conocimiento generado sobre el
efecto de diferentes poblaciones de nematodos fitoparásitos en el crecimiento y
desarrollo de las plántulas de plátano Dominico Hartón en condiciones de
almácigo y su efecto en la producción de éste cultivo en condiciones de campo,
los cuales son elementos fundamentales en la aplicación de tratamientos y para
escoger medidas apropiadas de manejo. Esto último, tiene un efecto positivo
sobre aquellas comunidades relacionadas con este sector ya que constituye la
principal fuente de empleo en el sector agrícola, después del café en el eje
cafetero debido principalmente al aumento de las exportaciones de plátano del
departamento de Caldas.
Impacto académico: El principal aporte que este proyecto hace a la educación
es a nivel profesional, ya que servirá de base para la formación de un estudiante
de posgrado (Doctorado en Ciencias Agrarias) de la Facultad de Ciencias
Agropecuarias de la Universidad. Adicionalmente, los agricultores, técnicos,
investigadores y profesionales del sector agrícola tendrán acceso al
conocimiento del efecto de los nematodos fitoparásitos en el cultivo de plátano
Dominico Hartón, a través de las publicaciones (artículos científicos) que se
realicen con los resultados del presente proyecto.
Impacto ambiental. Los resultados de esta investigación permitirán que se
incentive la producción en los viveros de material de plátano libre de problemas
fitosanitarios como los nematodos fitoparásitos. Partir de material de
propagación libre de nematodos garantiza que los productores obtengan
mayores rendimientos y tengan que emplear menos productos agroquímicos de
alta toxicidad.
4.7 Cronograma de actividades: Cronograma de actividades de campo y laboratorio para el manejo integrado de nematodos fitoparásitos en plátano Dominico Hartón.
Actividades de campo y/o laboratorio
AÑO
2017 (mes)
2018 (mes)
2019 (mes)
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 1 2 3 4 5 6 7 9 10 11 12
Compra de insumos para montaje de experimentos
X X X X X X X
Objetivo 1.
Multiplicación masiva (producción) de semillas de plátano Dominico Hartón mediante técnica PIF e Incremento de nematodos fitoparásitos.
X X X X X X X X X X
Adecuación y montaje de experimento en Granja Montelindo.
X X X X X X X
Seguimiento de experimento y medición de variables
X X X X X X X
Análisis de laboratorio X X X X X
Análisis estadístico X X X X X
Elaboración de artículo científico X X X X X X X
Objetivo 2.
Multiplicación masiva (producción) de semillas de plátano Dominico Hartón mediante técnica PIF e Incremento de nematodos fitoparásitos.
X X X X
Adecuación y montaje de experimento en Granja Montelindo
X X X
Seguimiento de experimento y medición de variables
X X X X X X X X X X X X X X X X X X
Análisis de laboratorio X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X X
Análisis estadístico X X X X X X X X X
Elaboración de artículo científico y tesis
X X X X X X
5. Compromisos
Graduación de un estudiante de doctorado y dos estudiantes de pregrado
del programa Ingeniería Agronómica.
Publicación de dos artículos científicos en revistas indexadas Categoría
A2.
Informes técnicos semestrales y un informe técnico final.
6. Bibliografía Abbott, W.S. 1925. A method of computing the effectiveness of an insecticide. J. Econ. Entomol, 18: 265-267. Agronet. 2016. Sistema de Estadísticas Agropecuarias – SEA. Disponible en: http://www.agronet.gov.co/Paginas/default.aspx Aguas, A. A. & Martinez, M. 2003. Técnicas rápidas para la multiplicación de semillas de plátano. Boletines Divulgativos Ecorregión Caribe (COL), (69), 7p. Alarcon, J. & Castano-Zapata, J. 2006. Reconocimiento fitosanitario de las principales enfermedades del plátano Dominico Hartón (Musa AAB Simmonds). Agronomia, 14(1): 65-79. Araya, M. 2003. Situación actual del manejo de nematodos en banano (Musa AAA) y plátano (Musa AAB) en el trópico americano. En: Manejo convencional y alternativo de la Sigatoka negra, nematodos y otras plagas asociadas al cultivo de Musáceas en los trópicos Actas del Taller “Manejo convencional y alternativo de la Sigatoka negra, nematodos y otras plagas asociadas al cultivo de Musáceas”, celebrado en Guayaquil, Ecuador. 11- 13 de agosto, 2003. Galileo Rivas y Franklin Rosales, editores. Pag 79-102. Araya, M. 2004. Los fitonemátodos del banano (Musa AAA Subgrupo Cavendish cultivares Grande Naine, Valery y Williams) su parasitismo y combate. XVI Reunión Internacional ACORBAT. pp. 84-105. Araya, M. & De Waele, D. 2004. Spatial distribution of nematodes in three banana (Musa AAA) root parts considering two root thickness in three farm management systems. Acta Oecologica, 26: 137-148. Aristizábal, M., Orozco, M.L. & Ostos, M.A. 2006. Efectos del sistema de manejo de las Sigatokas y la frecuencia de fertilización sobre el crecimiento y producción del plátano Dominico Hartón (Musa AAB). Agronomía, 14(1): 25-35.
Baillie, I.C. 2001. Soil Survey Staff 1999, Soil Taxonomy A basic system of soil classification for making and interpreting soil survey; 2nd edition. Agricultural Handbook 436; natural Resources Conservation Service, USDA, Washington DC, USA. 869p. Belalcázar, S. 1991. El cultivo del plátano (Musa AAB Simmonds) en el trópico. Manual de asistencia técnica No. 50. Blake, C. D. 1961. Root rot of bananas caused by Radopholus similis (Cobb) and its control in New South Wales. Nematologica 6: 295-310. Blake, C. D. 1966. The histological changes in banana roots caused by Radopholus similis and Helicotylenchus multicinctus. Nematologica 12: 129-137. Bridge, J., Fogain, R. & Speijer, P.R. 1997. The root lesion nematodes of bananas: Pratylenchus coffeae (Zimmermann, 1898) Filip. and Schu. Stek., 1941, Pratylenchus goodeyi Sher & Allen, 1953. Musa Pest Fact Sheet No. 2. INIBAP, Montpellier, France. Carlier, J., De Waele, D. & Escalant, J.V. 2003. Evaluación global de la resistencia de los bananos al marchitamiento por Fusarium, enfermedades de las manchas foliares causadas por Mycosphaerella y nematodos. Evaluación de comportamiento (A. Vézina y C. Picq, eds). Guías técnicas INIBAP 7. Red Internacional para el Mejoramiento del Banano y el Plátano, Montpellier, Francia. 57p. Castillo, P., & Vovlas, N. 2007. Pratylenchus (Nematoda: Pratylenchidae): diagnosis, biology, pathogenicity and management. Nematology Monographs and Perspectives Volume 6. Brill Leiden-Boston. 529p. Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria, CORPOICA. 1996. Tecnología del eje cafetero para la siembra y explotación rentable del cultivo del plátano. 130p. Coto J. 2009. Guía para la multiplicación rápida de cormos de plátano y banano. Fundación Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA). La Lima, Cortés, Honduras. 25 p. Disponible en: http://www.fhia.org.hn/dowloads/proteccion_ veg_pdfs/multiplicacion_rapida_de_cormos_de_platano_y_banano.pdf Coyne, D., Kajumba, C. & Kagoda, F. 2003. Nematode management at the International Institute of Tropical Agriculture. p.141-148. In: G. Blomme, C. Gold and E. Karamura (eds.), Farmer-Participatory Testing of Banana Integrated Pest Management Options for Sustainable Banana Production in Eastern Africa, Proc. Workshop on Farmer-participatory testing of IPM options for sustainable banana production in Eastern Africa, held in Seeta, Uganda, 8-9 December 2003, INIBAP, Montpellier, France. 150p. Cuartas, A.F. & Obando, F.H. 2010. Centro de información y referencia de suelos agrícolas de Caldas (CIRSAC) y estudio de calidad del suelo para la granja
experimental Montelindo. Trabajo de grado para optar al título de Ingeniero Agrónomo, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad de Caldas. 86p. Daniells J, Thomas J.E. & Smith, M. 1995. Seed transmission of banana streak virus confirmed. Infomusa, 4(1):7. Davide, R.G. & Marasigan, L.Q. 1985. Yield loss assessment evaluation of resistance of banana cultivars to the nematodes Radopholus similis Thorne and Meloidogyne incognita Chitwood. The Philippine Agricultturist. 68: 335-349. De Waele, D., & Davide, R. 1998. Nematodos noduladores de las raíces del banano, Meloidogyne incognita (Kofoid y White, 1919) Chitwood, 1949 y Meloidogyne javanica (Treub, 1885) Chitwood, 1949. En: Plagas de Musa. Hoja divulgativa No 3. De Waele, D. 2000. Root-knot nematodes. Pp: 307-314. In D.R. Jones ed. Diseases of Banana, Abacá and Enset. CABI Publishing.Wallingford, UK. Díaz M., J., Rivera C.M. & Durán, L. 2007. Como proteger de las plagas del suelo los Cormos-Semilla de Plátano y Banano. 1a ed. La Lima, Cortés, Honduras: FHIA, Departamento de Protección Vegetal. 18p. Espinal, C., Martinez, H. & Peña, Y. La cadena del plátano en Colombia. Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural. Documento de trabajo N0. 12, 2006. Fallas, G. A., Sarah, J. L. & Fargette, M. 1995. Reproductive fitness and pathogenicity of eight Radopholus similis isolates on banana plants (Musa AAA cv. Poyo). Nematropica, 25(2): 135 - 141. Fogain, R. 2000. Effect of Radopholus similis on plant growth and yield of plantain (Musa AAB). Nematology, 2: 129 - 133. Gowen, S.R. 2000. Root-lesion nematodes. Pp: 303-306. In D.R. Jones ed. Diseases of Banana, Abacá and Enset. CABI Publishing.Wallingford, UK. Gowen, S. & Quénéhervé, P. 1990. Nematode of bananas, plantains and abaca. In: Plant Parasitic Nematodes in Subtropical and Tropical Agriculture. Edited by: LUC, M.; SIKORA, J.; BRIDGE. 1990. CAB International. Londres. Pp. 431-460. Gowen, S., Quénéhervé, P. & Fogain, R. 2005. Capitulo 16: Nematodes Parasites of Bananas and Plantains. pp. 611-643. In: Plant Parasitic Nematodes in Subtropical and Tropical Agriculture. Edited by: Luc, M., Sikora, J. & Bridge, J. 2005. Gómez, G; Álvarez, E. & Llano, E. 2005. Identificación y caracterización del agente causal del Moko de plátano Ralstonia solanacearum raza 2 provenientes de plantaciones afectadas en Colombia. Fitopatología Colombiana, 28(2): 71–75.
Granada, G. A. 2003. Manejo integrado del Moko (Ralstonia solanacearum Raza 2) en cultivos de banano y plátano. Centro de Investigación del Banano-CENIBANANO. Boletín Técnico No. 2. Pp. 6-12. Grisales, L.F. & Lescot, T. 1999. Encuesta diagnóstico multifactorial sobre plátano en la zona cafetera central de Colombia. CENICAFE - Chinchina - Caldas - Colombia. 66p. Guzmán P., O.A. & Castaño, J. 2004. Reconocimiento de nematodos fitopatogenos en plátano Dominico Hartón (Musa AAB Simmonds), África, FHIA-20 y FHIA-21 en la Granja Montelindo, Municipio de Palestina Caldas, Colombia. En: Revista Académica Colombia y Ciencia. Vol. 28 (107): 295-301. Guzmán P., O.A. 2011. El nematodo barrenador (Radopholus similis [Cobb] Thorne) del banano y plátano. Revista.luna.azúl. 32: 137-153. Guzmán P., O.A. 2011. Importancia de los nematodos Espiral, Helicotylenchus multicinctus (Cobb) Golden y H. dihystera (Cobb) Sher, en banano y plátano. Revista Agronomía 19(2): 19 – 32. Guzmán P., O.A.; Castaño Z. J., & Villegas, E. B. 2012. Efectividad de la sanidad de cormos de plátano Dominico Hartón (Musa AAB Simmonds), sobre nematodos fitoparásitos y rendimiento del cultivo. Rev. Acad. Colomb. Cienc. 36 (138): 45-55. Guzmán P., O. A. 2016. Manual para la identificación de nematodos fitoparásitos. Manizales, Caldas. 134p. Hirschmanhn & Triantaprylloau, C. 1968. Mode of reproduction and development of the reproductive system of Helicotylenchus dihystera. Nematologica, 13: 558-574. Hauser, S. 2007. Plantain (Musa spp. AAB) bunch yield and root health response to combinations of physical, thermal and chemical sucker sanitation measures. African Plant Protection 13: 1–15. Instituto Colombiano Agropecuario - ICA. 2014. Manejo de las principales plagas y enfermedades del cultivo del plátano. Bogotá: Produmedios. Jenkins, W.R. 1964. A rapid centrifugal flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter, 48(9):692. Jones, J., Haegeman, A., Danchin, E.G., Gaur, H.S., Helder, J., Jones, M.G., Kikuchi, T., Manzanilla-López, R., Palomares-Rius, JE., Wesemael, WM., & Perry, R.N. 2013. Top 10 plant-parasitic nematodes in molecular plant pathology. Molecular Plant Pathology (2013) 14(9): 946–961. Loos, C.A., & Loos, S. 1960. The blackhead disease of bananas (Musa acuminata). Proc. Helminthol. Soc. Wash., 27: 189-193.
Loos, C.A. 1962. Studies on the life-history and habits of the burrowing nematode, Radopholus similis, the cause of black-head disease of bananas. Proc. Helminthol. Soc. Wash., 29: 43-56. Luc, M., Sikora, R. & Bridge, J. 2005. Plant Parasitic nematodes in subtropical and tropical agriculture. 2nd Edition. 871 p. Mai, W., Mullin, P., Lyon, H. & Loeffler, K.1996. Plant parasitic nematodes. A pictorical key to genera. Fifth edition. Comstock Publishing Associates A Division of Cornell University Press. 277p. Marín, D., Sutton, T., & Barber, K. 1998. Dissemination or bananas in Latin America and the Caribbean and its relationship to the occurrence of Radopholus similis. Plant Disease, 82(9): 964-974. Martínez, G. 2005. Los virus del plátano en la zona cafetera: su influencia en la viabilidad económica del cultivo. En: Memorias II Seminario Internacional Sobre Producción , Comercialización e Industrialización de Plátano. Manizales, Colombia, Agosto 28 a Septiembre 2 de 2005. Pp: 214-219. Merchan, V.M. 2000. Prevención y manejo de la Sigatoka negra. Boletín divulgativo. Instituto Colombiano Agropecuario (ICA). Segunda edición. Manizales, Caldas. 30p. Meredith, J. 1973. Algunos métodos de campo y laboratorio para trabajar con nematodos. Maracaibo, Venezuela. P. 44. Moens, T., Araya, M., Swennen, R., De Waele, D., & Sandoval, J. 2003. Growing medium, inoculum density, exposure time and pot volume: factors affecting the resistance screening for Radopholus similis in banana (Musa spp.). Nematropica, 33(1): 9-26. Moens, T., Araya, M., Swennen, R. & De Waele, D. 2004. Enhanced biodegradation of nematicides after repetitive applications and its effect on root and yield parameters in commercial banana plantations. Bio Fertil Soils, 39: 407-414. Moens, T., Araya, M., Swennen, R. & De Waele, D. 2006. Reproduction and pathogenicity of Helicotylenchus multicinctus, Meloidogyne incognita and Pratylenchus coffeae, and their interaction with Radopholus similis on Musa. Nematology, 8(1): 45-58. Moise, K. 2003. Activation of latent buds and use of banana stem fragments for the in vivo mass propagation of seedlings. Fruits, 58: 315–328. Montiel, C.; Sosa, L.; Medrano, C., & Romero, D. 1997. Nematodos fitoparásitos en plantaciones de plátano (Musa AAB) de la margen izquierda del río Chana. Estado Zulia, Venezuela. Departamento Fitosanitario. Facultad de Agronomía. Universidad de Zulia. Venezuela. Pp. 245-251.
Mourichon, X., & Fullerton, R. A. 1990. Geographical distribution of the two species Mycosphaerella musicola Leach (Cercospora musae) and Mycosphaerella fijiensis Morelet (Cercospora fijiensis), respectively agents of Sigatoka disease in bananas and plantains. Fruits 45(3): 213-218. Lardizábal R. & Gutiérrez H. 2006. Producción de plátano de alta densidad: Manual de Producción. Programa de Diversificación Económica Rural de la Agencia de los Estados Unidos para el Desarrollo Internacional (USAID-RED). 35 p. Lockhart B.E.L. & Jones D.R. 1999. Banana streak virus. In: Jones D.R., ed. Diseases of Banana, Abacá and Enset. Wallingford, UK: CAB Publishing, 263-274. Oramas Nival, D., & Román, J. 2006. Histopatología de los nematodos Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Rotylenchulus reniformis y Meloidogyne incognita en plátano (Musa acumulata X M. balbisiana, AAB). J. Agric. Univ. P.R., 90(1-2): 83-97. Pinochet, J. 1978. Histopathology of the root lesion nematode, Pratylenchus coffeae, on plantain, Musa AAB. Nematologica 24: 331-340. Perry, R., Moens, M. & Starr, J. 2009. Root knot nematodes. CAB International. London. 480p. Ploetz, R. C. 2006. Fusarium wilt of banana is caused by several pathogens referred to as Fusarium oxysporum f. sp. cubense. Phytopathology, 96: 653-656. Quénéhervé, P., Drob, F. & Topart, P. 1995. Host status of some weeds to Meloidogyne spp. Helicotylenchus spp. and Rotylenchulus reniformis associated with vegetables cultivated in polytunnels in Martinique. Nematropica, 25: 149–157. Román, J. 1978. Fitonematología tropical. Universidad de Puerto Rico, Est. Exp. Roossinck, M.J. 1999. Cucumoviruses (Bromiviridae)-general features. In: A. Granoff and R.G. Webster (Eds). Encyclopedia of Virology, 2nd edn. Academic Press, San Diego. Pp. 315-320. Sasser, J. N., & Freckman, D. W. 1987. World perspective on nematology: The role of society. En Veech, J. A., y Dicson, D. W. (eds.), Vistas on Nematology: A commemoration of the Twenty- fifth Anniversary of the Society of Nematologist (pp. 7-14). Society of Nematologist, Inc Hyattsville, MD. Sarah, J.L., Pinochet, J. & Stanton, J. 1996. El nematodo Barrenador del Banano Radopholus Similis Cobb. Plagas de Musa - Hoja Divulgativa No. 1 (Diciembre, 1996). Sarah, J. L. 2000. Burrowing nematode. En Jones, D. R. (ed.), Diseases of Banana, Abacá and Enset (pp. 295-303). Wallingford, UK: CABI Publishing.
Sher, S. A. 1968. Revision of the genus Radopholus Thorne, 1949 (Nematoda: Tylenchoidea). Proc. Helminthol. Soc. Wash., 35: 219-237. Siddiqi, M.R. 1973. Helicotylenchus multicinctus. CIH Descriptions of Plant-parasitic Nematodes. Set 2, No. 23. Commonwealth Agricultural Bureaux, Farnham Royal, UK. Siddiqi, M. R. 2000. Tylenchida: Parasites of plants and insects, 2nd Edition. CABI Bookshop. 834p. Tenkouano, A., Hauser, S., Coyne, D. & Coulibale, O. 2006. Clean planting materials and management practices for sustained production of banana and plantain in Africa. Chronica Horticulturae 46:14–18. Thorne, G. 1961. Principles of nematology. New York: McGraw- Hill. 553p. Valette, C., Nicole, M., Sarah, J. L., Boisseau, M., Boher, B., Fargette, M., & Geiger, J. P. 1997. Ultrastructure and cytochemistry of interactions between banana and the nematode Radopholus similis. Fund. Appl. Nematol, 21: 65-77. Van Vaerenbergh J., Baeyen, S., De Vos P., & Maes, M. 2012. Sequence diversity in the Dickeya fliC gene: Phylogeny of the Dickeya genus and TaqMan® PCR for ‘D. solani’, New Biovar 3 variant on potato in Europe. En línea: http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0035738. Valencia S., R.A., Guzmán P., O.A.; Castaño Z. J., & Villegas E. B. 2014. Manejo Integrado de Nematodos Fitoparásitos en Almácigos de Plátano Dominico Hartón (Musa AAB SIMMONDS). Revista Luna Azul, 39: 165-185. Volcy, C. 1997. Nematodos. Tomo 1. El ABC de la nematologia. Primera edición. Ecograficas Ltda., Medellin. 62p.
7. Presupuesto
Completar el anexo 2, sólo en los recuadros claros, los sombreados representan
que los rubros no son permitidos.
4. Finalización del proyecto La finalización del proyecto, está determinada por los requisitos de cada convocatoria.
5. Documentación complementaria para inscripción del proyecto
Si el proyecto es aprobado, los proponentes deberán diligenciar la ficha de
inscripción del proyecto, la ficha de inscripción de cada integrante y la carta de
compromiso firmada por todos los autores (ver formatos para inscripción de
proyectos, CÓDIGO:
R-1108-P-IN-77, del procedimiento P-IN-77 del SIG).
NOTA IMPORTANTE: los investigadores firmarán con la Universidad de Caldas
un acta de propiedad intelectual, una vez analizada la necesidad, en desarrollo
de la política recientemente aprobada por el Consejo Superior.
6. Anexos Anexo 1
Áreas del conocimiento según Colciencias:
Agronomía, veterinaria y afines
Bellas artes
Ciencias de la educación
Ciencias de la salud
Ciencias sociales y humanas
Economía, Administración, Contaduría y afines
Arquitectura, Urbanismo y afines
Ingeniería Civil
Ingeniería Química
Ingeniería Eléctrica
Ingeniería de Sistemas
Ingeniería de Sistemas y telecomunicaciones
Ingeniería Electrónica
Ingeniería Industrial
Ingeniería Mecánica
Ingeniería Ambiental
Otras ingenierías
Matemáticas
Ciencias Naturales
Humanidades y Ciencias Religiosas
Anexo 2
PRESUPUESTO (RUBROS Y FUENTES)
AÑO 1 (debe hacerse cada año por separado)
PRESUPUESTO *
AÑO 1
RUBROS
FUENTES
TOTAL UNIVERSIDAD DE CALDAS FINANCIACIÓN EXTERNA
RECURRENTE
[1]
Solicitado a
V.I.P RECURRENTE
RECURSOS
FRESCOS
1. SERVICIOS PERSONALES 11.887.523 0 0 11.887.523
1.1. Investigadores 11.887.523 0 11.887.523
1.2. Auxiliares 0 0
1.3. Consultores 0
1.4. Asesores 0 0
2. GASTOS GENERALES 0 0 0 18.897.279 18.897.279
2.1. Servicios técnicos 0 0 0 0
2.1.1. Exámenes 0
2.1.2. Pruebas técnicas 0 0
2.1.3. Servicios de encuestas 0
2.2. Materiales e insumos 0 0 0 11.132.879 11.132.879
2.2.1. De campo 5.575.000 5.575.000
2.2.2. De oficina (papel, tinta, fotocopias) 149.213 149.213
2.2.3. De laboratorio 5.408.666 5.408.666
2.3. Apoyo económico para gastos de viaje 0 0 0 7.764.400 7.764.400
2.3.1. Tiquetes aéreos 0 0
2.3.2. Pasajes terrestres 0 0
2.3.3. Gastos de viaje (gasolina y peajes) 0 0
2.3.4. Auxilio para viaje 0
2.3.5. Apoyo económico para alojamiento y
alimentación [2] 7.764.400 7.764.400
2.4. Gastos para uso de equipos 0 0 0 0 0
2.4.1. Pago de alquiler de equipos 0 0
3. INVERSIÓN 0 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1. En equipos 0 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1.1. Para compra de equipos 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1.2. Equipos propios 0 0 0
3.2. En planta física 0 0 0 0 0
3.2.1. Adecuaciones 0 0 0
3.2.2. Alquiler de planta física 0 0 0
3.3. En material bibliográfico necesario
para esta investigación 0 0 0 0 0
3.3.1. Para comprar 0 0 0 0
3.4. En software necesario para esta
investigación 0 0 0 0 0
3.4.1. Para comprar 0 0 0 0
3.4.2. Propio 0 0
SUB-TOTAL 11.887.523 0 0 20.897.279 32.784.802
ADMINISTRACIÓN, 20% 0 0 0 0 0
TOTAL 11.887.523 0 0 20.897.279 32.784.802
PORCENTAJE DE FUENTES 36,3% 0,0% 63,7% 100,0%
AÑO 2 (debe hacerse cada año por separado)
PRESUPUESTO * AÑO 2
RUBROS
FUENTES
TOTAL UNIVERSIDAD DE CALDAS FINANCIACIÓN EXTERNA
RECURRENTE
[1]
Solicitado a
V.I.P RECURRENTE
RECURSOS
FRESCOS
1. SERVICIOS PERSONALES 11.887.523 0 0 0 11.887.523
1.1. Investigadores 11.887.523 0 0 11.887.523
1.2. Auxiliares 0 0 0
1.3. Consultores 0
1.4. Asesores 0
2. GASTOS GENERALES 0 0 0 7.764.400 7.764.400
2.1. Servicios técnicos 0 0 0 0
2.1.1. Exámenes 0
2.1.2. Pruebas técnicas 0
2.1.3. Servicios de encuestas 0
2.2. Materiales e insumos 0 0 0 0 0
2.2.1. De campo 0
2.2.2. De oficina (papel, tinta, fotocopias) 0 0
2.2.3. De laboratorio 0
2.3. Apoyo económico para gastos de viaje 0 0 0 7.764.400 7.764.400
2.3.1. Tiquetes aéreos 0 0
2.3.2. Pasajes terrestres 0
2.3.3. Gastos de viaje (gasolina y peajes) 0
2.3.4. Auxilio para viaje 0
2.3.5. Apoyo económico para alojamiento y
alimentación [2] 7.764.400 7.764.400
2.4. Gastos para uso de equipos 0 0 0 0 0
2.4.1. Pago de alquiler de equipos 0 0 0
3. INVERSIÓN 0 0 0 0 0
3.1. En equipos 0 0 0 0 0
3.1.1. Para compra de equipos 0 0 0
3.1.2. Equipos propios 0 0
3.2. En planta física 0 0 0 0 0
3.2.1. Adecuaciones 0 0 0
3.2.2. Alquiler de planta física 0 0 0
3.3. En material bibliográfico necesario
para esta investigación 0 0 0 0 0
3.3.1. Para comprar 0 0 0
3.4. En software necesario para esta
investigación 0 0 0 0 0
3.4.1. Para comprar 0 0 0
3.4.2. Propio 0 0
SUB-TOTAL 11.887.523 0 7.764.400 19.651.923
ADMINISTRACIÓN, 20% 0 0 0 0
TOTAL 11.887.523 0 7.764.400 19.651.923
PORCENTAJE DE FUENTES 60,5% 0,0% 39,5% 100,0%
PRESUPUESTO TOTAL *
RUBROS
FUENTES
TOTAL UNIVERSIDAD DE CALDAS FINANCIACIÓN EXTERNA
RECURRENTE
[1]
Solicitado a
V.I.P RECURRENTE
RECURSOS
FRESCOS
1. SERVICIOS PERSONALES 23.775.046 0 0 0 23.775.046
1.1. Investigadores 23.775.046 0 0 0 23.775.046
1.2. Auxiliares 0 0 0 0 0
1.3. Consultores 0 0 0 0 0
1.4. Asesores 0 0 0 0 0
2. GASTOS GENERALES 0 0 0 26.661.679 26.661.679
2.1. Servicios técnicos 0 0 0 0 0
2.1.1. Exámenes 0 0 0 0 0
2.1.2. Pruebas técnicas 0 0 0 0 0
2.1.3. Servicios de encuestas 0 0 0 0 0
2.2. Materiales e insumos 0 0 0 11.132.879 11.132.879
2.2.1. De campo 0 0 0 5.575.000 5.575.000
2.2.2. De oficina (papel, tinta, fotocopias) 0 0 0 149.213 149.213
2.2.3. De laboratorio 0 0 0 5.408.666 5.408.666
2.3. Apoyo económico para gastos de viaje 0 0 0 15.528.800 15.528.800
2.3.1. Tiquetes aéreos 0 0 0 0 0
2.3.2. Pasajes terrestres 0 0 0 0 0
2.3.3. Gastos de viaje (gasolina y peajes) 0 0 0 0 0
2.3.4. Auxilio para viaje 0 0 0 0 0
2.3.5. Apoyo económico para alojamiento y
alimentación [2] 0 0 0 15.528.800 15.528.800
2.4. Gastos para uso de equipos 0 0 0 0 0
2.4.1. Pago de alquiler de equipos 0 0 0 0 0
3. INVERSIÓN 0 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1. En equipos 0 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1.1. Para compra de equipos 0 0 0 2.000.000 2.000.000
3.1.2. Equipos propios 0 0 0 0 0
3.2. En planta física 0 0 0 0 0
3.2.1. Adecuaciones 0 0 0 0 0
3.2.2. Alquiler de planta física 0 0 0 0 0
3.3. En material bibliográfico necesario
para esta investigación 0 0 0 0 0
3.3.1. Para comprar 0 0 0 0 0
3.4. En software necesario para esta
investigación 0 0 0 0 0
3.4.1. Para comprar 0 0 0 0 0
3.4.2. Propio 0 0 0 0 0
SUB-TOTAL 23.775.046 0 0 28.661.679 52.436.725
ADMINISTRACIÓN, 20% 0 0 0 0 0
TOTAL 23.775.046 0 0 28.661.679 52.436.725
PORCENTAJE DE FUENTES 45,3% 0,0% 0,0% 54,7% 100,0%
TABLAS DE ANEXO AL PRESUPUESTO
Descripción de los gastos de personal
Nombre del
Investigador /
Experto/
Auxiliar/estudiante
Formación Académica
Función dentro del
proyecto
Institución
o Empresa
Tipo de
vinculación
DEDICACIÓN Horas/semana
Fuentes
Total
($) COLCIENCIAS Especie
CAROLINA
ZAMORANO
MONTAÑEZ
Ph.D. Investigadora
principal Universidad
de Caldas
Docente de
planta 8
$17.391,625 (hora día) X
1,78 X
8h/semana X
4 semanas X
24 meses
23.775.047 23.775.047
Totales 23.775.047
Descripción de equipos a adquirir
Equipos Justificación
Fuentes Otras fuentes Total
COLCIENCIAS
Balanza analítica
No se dispone de balanza analítica en laboratorio de
Nematología, la cual se requiere para pesar cantidades muy
pequeñas de productos químicos.
2.000.000
2.000.000
Totales 2’.000.000
Descripción de software a adquirir
Software Justificación
Fuentes Otras fuentes Total
COLCIENCIAS
Descripción y justificación de viajes
Lugar /No. de viajes Justificación Pasajes ($) Estadía ($) Total días Total
Totales
Valoración de salidas de campo (complete un cuadro por salida o pondere el total de las salidas)
Lugar de la Salida : Granja Montelindo
Justificación: Montaje de experimentos, recolección de muestras y lecturas semanales durante 22
meses
Concepto $ / día No. de Días TOTAL
Alimentación y transporte investigador principal
$41.300, Inv. principal
$41.300, Est. Doctorado Óscar Adrián Guzmán Piedrahita
88 días (22 meses x 4 veces al mes)
$41.300 (todo el día)
X 3h/semana
X 4 semanas
X
24 meses
3.634.400 11.894.400
TOTAL
15.528.800
Material Bibliográfico (en miles de $)
Ítem Justificación Valor
TOTAL
MATERIALES E INSUMOS DE LABORATORIO
ITEM DESCRIPCIÓN TÉCNICA UNIDAD DE MEDIDA CANTIDAD
PRECIO UNITARIO ESTIMADO INCLUIDO
IVA 16% 2010
TOTAL DINERO
Azúcar Azúcar altamente refinada. Kilo 20 $ 1.500 $ 30.000
Jabón liquido dispensador tipo familia 8008 spray soap 800 ml 2 $ 20.000 $ 40.000
Toalla de mano en rollo precortada x 100 mts hoja doble blanca
Tipo Familia línea clásica Ref. 7360 Rollo x 100 mts 5 $ 10.335 $ 51.675
Alcohol uso doméstico antiséptico Alcohol Etílico al 96% puro Botella x 750 C.C. 10 $ 2.801 $ 28.010
Balde plástico Balde de polipropileno con capacidad de 10 lts Capacidad x 10 Lts 5 $ 2.923 $ 14.615
Bolsa transparente para recolección de muestras Tamaño 40 ancho 80 largo Bolsa para recolectar muestras
Und. 1000 $ 300 $ 300.000
Bolsa color Negro para Desechos Tamaño 100cm x 70 xm
Bolsa color Negro para Desechos Tamaño 100cm x 70 xm Unidades 100 $ 500 $ 50.000
Guante de caucho calibre 35 talla 8 Guante negro Cal 35 Par 3 $ 2.883 $ 8.649
Jabón antibacterial para manos Jabón antibacterial para manos galón 5 $ 10.000 $ 50.000
Papel aluminio ROLO X 40 MTS Rollo 1 $ 7.829 $ 7.829
Overoles 1 pieza negro talla 42 und 2 $ 60.000 $ 120.000
Hipoclorito de Sodio Galón 2 $ 23.500 $ 47.000
Ácido clorhídrico ACIDO CLORHÍDRICO GRADO ANALITICO FRASCO 2.5 L 1 $ 168.084 $ 168.084
Hidróxido de potasio HIDROXIDO DE POTASIO GRADO ANALITICO TARRO 1 Kg 2 $ 100.000 $ 200.000
Azul de Lactofenol Fco x 100 ml 1 $ 30.740 $ 30.740
Lupa 30x de bolsillo Unidad 2 $ 46.200 $ 92.400
Streptomicina Fco 1 $ 200.000 $ 200.000
Frasco Lavador de cuello estrecho de 500 ml Frasco Lavador de cuello extrecho de 500 ml Unidades 3 $ 10.000 $ 30.000
Mango para bisturí en acero inoxidable No. 3 Mango para bisturí en acero inoxidable No. 3 unidad 2 $ 15.000 $ 30.000
Mango para bisturí en acero inoxidable No. 4 Mango para bisturí en acero inoxidable No. 4 unidad 2 $ 15.000 $ 30.000
Cuchillas bisturí para mango No. 3 Caja X 100 und 2 $ 23.200 $ 46.400
Cuchillas bisturí para mango No. 4 Caja X 100 und 2 $ 23.200 $ 46.400
Blusas de laboratorio blancas en dril talla 42 con logo Universidad de Caldas
Blusas de laboratorio blancas en dril talla 40 con logo ICA-LANIA
unidad 3 $ 30.000 $ 90.000
Tamiz tamaño de malla de 25 micrómetros Tamiz tamaño de malla de 25 micrómetros Unidad 2 $ 120.000 $ 240.000
Cubreobjetos Cubreobjetos. cuadrados 2x2 cmº cajita de 100 und 20 $ 2.705 $ 54.100
Lámina portaobjetos Laminas Portaobjetos Caja x 50 unidades 20 $ 5.000 $ 100.000
Materos plásticos de 30 cm Unidad 100 $ 5.000 $ 500.000
Glicerina Frasco unidad 2 $ 100.000 $ 200.000
Lactofenol Frasco unidad 1 $ 100.000 $ 100.000
Esmalte Frasco unidad 10 $ 1.000 $ 10.000
Etanol Frasco unidad 1 $ 100.000 $ 100.000
Formalina Frasco unidad 1 $ 100.000 $ 100.000
Barreno unidad 5 $ 40.000 $ 200.000
Pala unidad 2 $ 12.000 $ 24.000
Palín unidad 2 $ 12.000 $ 24.000
Cámara de conteo Cámara de conteo para nematodos fitoparásitos unidad 3 $ 150.000 $ 450.000
Embudos Infraestructura de madera adecuada con embudos adecuados con mallas
unidad 1 $ 1.000.000 $ 1.000.000
Phloxine B Rojo Congo, utilizado para tinción de raíces con nematodos Fco 1 $ 198.000 $ 198.000
Acid fuchsin Fco $ 200.000 $ 0
Guantes para Cirugia de latex talla S caja x 100 2 $ 8.000 $ 16.000
Tijeras 14.5 cm en acero inoxidable rectas DIMEDA unidad 2 $ 5.382 $ 10.764
Agar nutritivo Fco 1 $ 370.000 $ 370.000
TOTAL
$
5.408.666
MATERIALES E INSUMOS DE CAMPO
FERTILIZANTES Urea, DAP, KCl, MgO, Agrimins bultos 20 80.000 1.600.000
HERBICIDAS Glifosato Galón 5 55.000 275.000
FUMIGANTE Basamid Bolsa (1kg) 10 30.000 300.000
MATERIA ORGÁNICA Gallinaza Bulto de 50 Kg 20 10.000 200.000
NEMATICIDA Rugby Bolsa (1kg) 10 30.000 300.000
HERRAMIENTAS Palín, pala, machete, lima, etc unidades 10 15.000 150.000
BOLSAS DE PLÁSTICO COLOR NEGRO Bolsas para almácigo color negro (16” largo X 14” ancho) de 6 kg de capacidad Unidad (1.000) 4 400.000 1.600.000
BOLSAS DE PLÁSTICO COLOR NEGRO Bolsas para almácigo color negro (17 X 23) de 62 kg de capacidad Unidad (1.000) 2 350.000 700.000
BOLSAS DE PAPEL PARA SECAR MUESTRAS EN ESTUFA
Bolsas de papel para estufa Unidad (100) 30 15 450.000
TOTAL 5.575.000
MATERIALES E INSUMOS DE OFICINA
ELEMENTO Y/O SERVICIO
DESCRIPCIÓN TÉCNICA UNIDAD DE
MEDIDA CANTIDAD
PRECIO UNITARIO ESTIMADO INCLUIDO
IVA 16% 2010 TOTAL DINERO
Memoria USB 4GB Und. 1 $ 45.000 $ 45.000
Cinta transparente Cinta ancha transparente tipo 3m ref:301 o su equivalente
Und. 5 $ 3.134 $ 15.671
Cinta de enmascarar cinta de enmascarar de 1" de ancho 40mm envueltos en tubo de cartón (cinta adhesiva de color beige)
Und. 10 $ 1.850 $ 18.499
Cosedora de escritorio
Cosedora para grapa No. 26/6, con capacidad máxima de 200 grapas, con profundidad de entrada horizontal en el papel de 0-65 mm, con capacidad de cosido para 25 hojas. Parte de cargador metálica niquelado metalico negro
Und. 1 $ 13.394 $ 13.394
Cuaderno argollado Cuaderno Argollado de 100 hojas Cuadriculado grande 20x 27.5 hojas en papel bond, y tapadura plastificada
Und. 5 $ 2.963 $ 14.813
Fólder AZ
Fólder AZ tamaño carta, color azul , pasta de cartón duro, plastificado con sistema de sujeción interno remachado a cuatro partes con dos ganchos de apertura y cierre por medio de palanca.
Und. 5 $5.426 $ 17.129
Guías clasificadoras Guías Clasificadoras Plásticas de la A-Z tamaño carta con pestaña impresa con letra de A a la Z
Und. 1 $ 9.707 $ 9.707
Papel higiénico Doble hoja Rollo 5 $ 1.000 $ 5.000
Papeleras plásticas Para escritorio Und. 1 $ 10.000 $ 10.000
TOTAL $ 149.213
Top Related