Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas ... · peces por acuario). No se detectó...

Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para

crecimiento de tilapia nilótica Oreochromis niloticus

Jaime Enrique Vinchira Salazar

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia, Departamento de Producción Animal

Bogotá, Colombia

2014

Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para


Jaime Enrique Vinchira Salazar

Tesis presentada como requisito parcial para optar al título de:

Magister en Producción Animal

Directora:

Ph.D. Adriana Patricia Muñoz Ramírez

Línea de Investigación:

Nutrición Animal

Grupo de Investigación:

UN-ACUICTIO


Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia, Departamento de Producción Animal

Bogotá, Colombia

2014

Agradecimientos

A los profesores Adriana Patricia Muñoz Ramírez y Gustavo Álvaro Wills Franco por sus

enseñanzas, cuestionamientos, consejo y apoyo

Al profesor Luis Fernando Ospina Giraldo por sus enseñanzas, valioso e incondicional

acompañamiento en el desarrollo de este trabajo

A los profesores Luis Gabriel Quintero, Jaime Fernando Gonzales, Miguel Angel Landinez

y Nhora Martínez Rueda por las observaciones y sugerencias relacionadas con el

desarrollo de este trabajo

Al Fondo de Investigación de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia y la

Dirección de Investigación Sede Bogotá de la Universidad Nacional de Colombia por la

financiación del proyecto

A la empresa Alltech Colombia Ltda por la donación del producto Sel-Plex 1000® y el

financiamiento de algunos análisis de laboratorio

A la Piscícola Pénjamo (Huila) por la donación de los animales experimentales

Al Laboratorio Instrumental de Alta Complejidad de la Universidad de La Salle, Nutrianálisis

Ltda, el Laboratorio de Ensayos Farmacológicos y el Laboratorio de Nutrición Animal de la


A Nelson Ibarra, Adaza Bermúdez, Jennifer Coronado, Caroll Cortes y Luisa Segura por

su permanente colaboración durante el desarrollo de este estudio

Resumen y Abstract VII

Resumen

El selenio es un nutriente esencial para los peces. El presente estudio evaluó la

suplementación de selenio dietario en la alimentación de la tilapia nilótica (Oreochromis

niloticus). Se elaboró una dieta práctica compuesta de materias primas convencionales y

premezcla mineral sin selenio. La dieta fue suplementada con selenio en forma de selenito

de sodio o seleno-levadura en niveles crecientes de suplementación (0,00, 0,10, 0,20,

0,40, 0,80, 1,60 mg/kg de dieta). La concentración basal de selenio en la dieta fue de 0,21

mg/kg. El experimento se realizó bajo un modelo completamente al azar con estructura

factorial 2x6. Un total de 336 individuos de tilapia nilótica, reversados, con un peso inicial

de 13,41±0,12 g fueron distribuidos de forma aleatoria en 48 acuarios de vidrio (80 L, 7

peces por acuario). No se detectó selenio en el agua de abastecimiento. Los peces fueron

alimentados hasta saciedad aparente 3 veces al día (8:30 am, 12:30 pm y 4:30 pm) por un

periodo de 9 semanas. Se evaluaron los parámetros productivos sobrevivencia, ganancia

diaria de peso, tasa específica de crecimiento y conversión alimenticia aparente. Al

finalizar el experimento se determinó la concentración de selenio corporal y se realizó un

análisis de biodisponibilidad relativa para las fuentes de selenio evaluadas. Adicionalmente

se tomaron muestras de sangre para evaluar las transaminasas plasmáticas alanina

aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST). Se determinó la actividad

glutatión peroxidasa (GPx), superóxido dismutasa (SOD), catalasa (CAT) y la

concentración de glutatión reducido (GSH) en hígado. El desempeño productivo de la

tilapia nilótica no fue afectado (P>0,05) por la suplementación de selenio dietario. El

selenio corporal se incrementó de forma lineal (P<0,05) con la suplementación de selenio

orgánico e inorgánico. La composición corporal de selenio fue menor (P<0,05) en los

peces suplementados con selenito de sodio (1,67±0,14 mg/kg) en comparación con la

seleno-levadura (1,95±0,21 mg/kg). A partir de la relación entre pendientes se estimó que

la biodisponibilidad relativa de la seleno-levadura para la composición de selenio corporal

fue de 155,72% con relación al selenito de sodio (fijada en 100%). No se encontró una

respuesta significativa (P>0,05) del nivel de suplementación dentro de cada fuente de

VIII Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para crecimiento de

tilapia nilótica Oreochromis niloticus

selenio para las transaminasas plasmáticas ALT y AST. La suplementación de selenito de

sodio y seleno-levadura condujo a una reducción (P<0,05) la concentración de GSH. La

actividad SOD se incrementó con niveles superiores a 0,89 mg/kg (P<0,05) sugiriendo un

efecto pro-oxidante del selenito de sodio y la seleno-levadura. Esta respuesta promovió la

actividad de las enzimas antioxidantes GPx y CAT de forma variable de acuerdo a la fuente

de selenio. La suplementación de selenio (0,10-1,60 mg/kg) no afectó el desempeño

productivo de los peces, sin embargo, de acuerdo con los resultados en los bio-

marcadores de estrés oxidativo, una concentración de selenio total entre 0,21-0,89 mg/kg

es adecuada para la alimentación de juveniles de tilapia nilótica.

Palabras clave: bioacumulación, biodisponibilidad relativa, estrés oxidativo, juveniles,

seleno-levadura, selenito de sodio

Abstract

Selenium is an essential mineral for fish. The aim of this study was to evaluate the selenium

supplementation in Nile tilapia (Oreochromis niloticus). A basal diet comprising feed

ingredients commonly used in animal nutrition industry and selenium free mineral premix

was supplemented with either sodium selenite or selenium-yeast at graded levels of

selenium (0.00, 0.10, 0.20, 0.40, 0.80, 1.60 mg/kg). Basal content of selenium was 0.21

mg/kg. The study was done according to a completely randomized model with factorial

arrangement (2x6). Sex-reversed Nile tilapia fish (n=336) with an initial weight of 13.41 ±

0.12 g were randomly distributed into forty eight glass aquaria (80 L, seven fish per

aquarium). Selenium was not detectable in supply water. Fish were fed the experimental

diets to apparent satiation three times daily for nine weeks (8:30, 12:30 and 16:30 hours).

At the end of the trial whole body selenium content was determined. Plasmatic alanine

aminotransferase (ALT), aspartate aminotransferase (AST) and hepatic glutathione

peroxidase (GPx), superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) and reduced glutathione

(GSH) were evaluated. Selenium source and supplementation level did not affect the daily

weight gain, specific growth rate, apparent feed intake, apparent feed conversion and

survival of fish (P>0.05). Total whole body selenium increased linearly in response to

dietary selenium supplementation (P<0.05). Based on the slope-ratio assay for whole body

Resumen y Abstract IX

selenium, the relative bioavailability of selenium-yeast was 155.72% compared to sodium

selenite (set at 100%). Supplementation level inside each selenium source did not affect

the ALT and AST responses. Supplementation of sodium selenite and selenium-yeast

reduced the hepatic GSH. SOD increased above 0.89 mg/kg (P<0.05) suggesting a pro-

oxidant effect of sodium selenite and selenium-yeast. This response induced hepatic GPx

and CAT in different way depending on selenium source. Selenium supplementation (0.10-

1.60 mg/kg) did not affect the productive performance of fish, however, according to the

oxidative stress biomarkers a total selenium level between 0.21-0.89 mg/kg is adequate for

juvenile Nile tilapia feeding.

Keywords: bioaccumulation, juvenile, oxidative stress, relative bioavailability, selenium-

yeast, sodium selenite

Contenido XI

Contenido

Pág.

Resumen ....................................................................................................................... VII

Lista de figuras ............................................................................................................ XIII

Lista de tablas .............................................................................................................. XV

Lista de abreviaturas y símbolos ............................................................................... XVI

Introducción .................................................................................................................... 1

Capítulo 1: Revisión de Literatura ........................................................................... 5 1.1. Generalidades .................................................................................................... 5 1.2. Selenio en nutrición de peces ............................................................................ 7

1.2.1. Requerimiento ................................................................................................. 7 1.2.2. Metabolismo e interacciones............................................................................ 8 1.2.3. Fuentes y suplementación en dietas para peces ........................................... 11 1.2.4. Toxicidad ....................................................................................................... 13

1.3. Referencias ...................................................................................................... 21

Capítulo 2: Desempeño productivo, composición y biodisponibilidad relativa de selenio en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus) suplementada con selenio

orgánico e inorgánico ................................................................................................... 37 2.1. Resumen .......................................................................................................... 37 2.2. Introducción ...................................................................................................... 38 2.3. Materiales y métodos ....................................................................................... 40

2.3.1. Dietas experimentales ................................................................................... 40 2.3.2. Procedimiento experimental........................................................................... 41 2.3.3. Métodos analíticos ......................................................................................... 42 2.3.4. Cálculos y análisis estadístico ....................................................................... 43

2.4. Resultados ....................................................................................................... 45 2.4.1. Parámetros productivos ................................................................................. 45 2.4.2. Composición corporal de selenio ................................................................... 45

2.5. Discusión ......................................................................................................... 46 2.5.1. Parámetros productivos ................................................................................. 46

2.5.2. Composición corporal de selenio .................................................................. 49 2.6. Conclusiones .................................................................................................... 51 2.7. Referencias ...................................................................................................... 56

XII Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para


Capítulo 3: Efecto de la suplementación de selenio sobre bio-marcadores de

estrés oxidativo en tilapia nilótica ............................................................................... 67 3.1. Resumen .......................................................................................................... 67 3.2. Introducción ...................................................................................................... 68 3.3. Materiales y métodos ........................................................................................ 69

3.3.1. Procedimiento experimental ........................................................................... 69 3.3.2. Métodos analíticos ........................................................................................ 71

3.3.3. Análisis estadístico ........................................................................................ 73 3.4. Resultados ........................................................................................................ 74 3.5. Discusión .......................................................................................................... 75 3.6. Conclusiones .................................................................................................... 78 3.7. Referencias ....................................................................................................... 84

Capítulo 4: Discusión, conclusiones y recomendaciones .................................. 93 4.1. Discusión .......................................................................................................... 93 4.2. Conclusiones .................................................................................................... 95 4.3. Recomendaciones ............................................................................................ 96

Lista de figuras XIII

Lista de figuras

Pág.

Figura 1-1: Rutas del metabolismo de selenio dietario en animales……………………......17

Figura 1-2: Interacciones del selenio con otros nutrientes/elementos…………………….17

Figura 1-3: Posibles rutas de producción de formas reactivas de oxígeno por el selenio en presencia de glutatión……………………………………………………………………………18

Figura 2-1: Selenio corporal en tilapia nilótica suplementada con selenito de sodio y

seleno-levadura…………………………………………………………………………..………55

Figura 2-2: Relación entre el selenio dietario y el factor de concentración selenio corporal…………………………………………………………………………………..……….55

Figura 3-1: Actividad alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST)

plasmáticas en tilapia nilótica suplementada con selenito de sodio y seleno-

levadura………………………………………………………….…….………………………….84

Figura 3-2: Concentración de glutatión reducido (GSH) y actividad glutatión peroxidasa

(GPx), superóxido dismutasa (SOD) y catalasa (CAT) hepáticas en tilapia nilótica

suplementada con selenito de sodio y seleno-

levadura………………………….........................................................................................85

XIV Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para


Lista de tablas XV

Lista de tablas

Pág.

Tabla 1-1: Requerimiento nutricional de selenio en algunas especies de peces……….....19

Tabla 1-2: Efectos de la suplementación con selenio en peces expuestos a algún tipo de

estrés…………………………………………………………………………………………..….19

Tabla 1-3: Toxicidad por selenio dietario en peces ……………………………...….……… 20

Tabla 2-1: Inclusión de ingredientes y composición analizada de la dieta

basal…………………………………………………………………………………………….…52

Tabla 2-2: Desempeño productivo de tilapia nilótica con suplementación de selenio…………...………………………………………………………………………………..53

Tabla 2-3: Concentración de selenio corporal y biodisponibilidad

relativa…………………………………………………………………………………………….54

Tabla 3-1: Bio-marcadores bioquímicos en tilapia nilótica suplementada con selenio

dietario…………………………………………………………………………………………….83

Lista de abreviaturas y símbolos XVI

Lista de abreviaturas y símbolos

Abreviatura Término

Ag Plata

ALT Alanina aminotransferasa

AST Aspartato aminotransferasa

CAA Conversión alimenticia aparente

CAT Catalasa

Cd Cadmio

Co Cobalto

CON Consumo aparente de alimento acuario

Cu Cobre

DTNB 5,5′-dithio-bis (2-ácido nitrobenzoico)

Ɛ Coeficiente de extinción molar

EDTA Ácido etilendiaminotetra acético

FC Factor de concentración

GDP Ganancia diaria de peso

GPx Glutatión peroxidasa

GPx1 Glutatión peroxidasa citosólica

GPx2 Glutatión peroxidasa gastrointestinal

Lista de abreviaturas y símbolos XVII


GPX3 Glutatión peroxidasa extracelular

GPX4/ PHGPx Glutatión peroxidasa en fosfolípidos

GR Glutatión reductasa

GSH Glutatión reducido

H2O2 Peróxido de hidrógeno

Hg Mercurio

I Yodo

Mo Molibdeno

mRNA Ácido ribonucleico mensajero

NADPH Nicotinamida adenina dinucleótido fosfato reducido

O2- Radical superóxido

Pb Plomo

RBV Biodisponibilidad relativa

S Azufre

Sb Sobrevivencia

Se Selenio

Se0 Selenio estado redox 0

SelJ Seleno-proteína J

SelL Seleno-proteína L

Se-Met Seleno-metionina

Se-Se-Se Tri-selenio

SOD Superóxido dismutasa

XVIII Lista de abreviaturas y símbolos


SS Selenito de sodio

S-S Enlace disulfuro

S-Se-S Seleno-trisulfuro

SY Seleno-levadura

T3 Triyodotironina

TEC Tasa específica de crecimiento

TNB 5-thio-2-ácido nitrobenzoico

tRNA[Ser]Sec Ácido ribonucleico de transferencia para seleno-cisteína

Introducción

La acuicultura representa una actividad que genera ingresos, bienestar y una fuente

accesible de proteína de origen animal en diferentes regiones del mundo, para el año 2010

representó alrededor del 47% de la producción mundial de pescado (FAO, 2012). En

Colombia, la producción piscícola continental ha tenido un crecimiento progresivo, para el

año 2010 se obtuvo una producción total aproximada de 67.700 toneladas. La tilapia

representa la principal especie de cultivo (alrededor de 49.800 Ton), seguida por la

cachama (11.500 Ton) y la trucha (2.800 Ton) (FAO-INCODER, 2011).

La acuicultura se diferencia de la actividad pesquera por el grado de intervención del ser

humano (manejo, alimentación, selección, reproducción controlada, medicación) en los

sistemas acuícolas buscando incrementar la productividad (Sapkota et al., 2008). La

alimentación representa uno de los principales factores que determina el éxito de la

producción en sistemas intensivos, permitiendo promover respuestas específicas en los

animales (desempeño productivo, inmunidad, respuesta frente a agentes inductores de

estrés), obtener características diferenciales en producto final y minimizar el impacto

ambiental (Amirkolaie, 2011, Chiu et al., 2010, Ibrahem et al., 2010, Cotter et al., 2009,

Rider et al., 2009). De esta forma, se resalta la importancia de comprender y profundizar

aspectos relacionados con nutrición y materias primas utilizadas en la formulación de

raciones para especies acuícolas (National Research Council, 2011).

El estudio de los nutrientes y su relación con las respuestas fisiológicas observadas en los

animales permiten optimizar su utilización en los sistemas de producción. Un nutriente que

ha despertado especial interés, tanto por sus beneficios como perjuicios en nutrición animal

y humana, es el mineral selenio (Se) (Lyons et al., 2007, Schrauzer & Surai, 2009, Kieliszek

& Błażejak, 2013). El selenio es un micro esencial para los peces que interviene en

diferentes procesos fisiológicos en forma de seleno-proteínas (Kryukov & Gladyshev,

2 Introducción

2000), permitiendo observar efectos positivos de la suplementación relacionados

principalmente con la respuesta frente a agentes generadores de estrés (Rider et al.,

2009). Sin embargo, se considera que para este mineral existe una estrecha relación entre

esencialidad y toxicidad (Lyons et al., 2007, Hamilton, 2004).

La utilización de selenio por parte de los peces está condicionada, entre otros factores, por

la forma química del mineral presente en el alimento. Existen compuestos orgánicos e

inorgánicos disponibles comercialmente, siendo las formas inorgánicas más ampliamente

utilizadas por la industria de alimentos balanceados para animales. Teniendo en cuenta la

importancia del selenio en la nutrición de los peces, sus aplicaciones potenciales en los

sistemas de producción y el riesgo de toxicidad que existe si se exceden determinados

límites de inclusión, es necesario profundizar en el conocimiento de este mineral para

optimizar su utilización en los sistemas de producción acuícola. De tal forma, se planteó

evaluar la inclusión de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para crecimiento

de juveniles de tilapia nilótica (Oreochromis niloticus). El presente documento está

compuesto por cuatro capítulos. En el capítulo 1 se presenta una revisión de literatura que

contempla aspectos generales del selenio y temas específicos en nutrición de peces como

el requerimiento nutricional de selenio, metabolismo e interacciones, fuentes del mineral,

suplementación y toxicidad. En el capítulo 2 y 3 se presenta el trabajo de investigación

realizado incluyendo la metodología empleada y la discusión de los resultados obtenidos

para las variables productivas, de composición corporal de selenio (capítulo 2) y actividad

de bio-marcadores hepáticos de estrés oxidativo evaluados (capítulo 3). Finalmente se

presenta un capítulo con una discusión, conclusiones y recomendaciones generales

derivadas del trabajo realizado (capítulo 4).

Referencias

Amirkolaie, A.K. (2011) Reduction in the environmental impact of waste discharged by fish

farms through feed and feeding. Reviews in Aquaculture, 3, 19-26.

Chiu, S.-T., Hsieh, S.-L., Yeh, S.-P., Jian, S.-J., Cheng, W. & Liu, C.-H. (2010) The increase

of immunity and disease resistance of the giant freshwater prawn, Macrobrachium

Introducción 3

rosenbergii by feeding with selenium enriched-diet. Fish & Shellfish Immunology, 29, 623-

629.

Cotter, P.A., McLean, E. & Craig, S.R. (2009) Designing fish for improved human health

status. Nutrition and Health, 20, 1-9.

FAO (2012) State of World Fisheries and Aquaculture 2012, Food and Agriculture

Organization of the United Nations, Rome.

FAO-INCODER (2011) Diagnóstico del Estado de la Acuicultura en Colombia, Plan

Nacional de Desarrollo de la Acuicultura Sostenible en Colombia.

Hamilton, S.J. (2004) Review of selenium toxicity in the aquatic food chain. Science of the

Total Environment, 326, 1-31.

Ibrahem, M.D., Fathi, M., Mesalhy, S. & Abd El-Aty, A.M. (2010) Effect of dietary

supplementation of inulin and vitamin C on the growth, hematology, innate immunity, and

resistance of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Fish and Shellfish Immunology, 29, 241-

246.

Kieliszek, M. & Błażejak, S. (2013) Selenium: Significance, and outlook for

supplementation. Nutrition, 29, 713-718.

Kryukov, G.V. & Gladyshev, V.N. (2000) Selenium metabolism in zebrafish: Multiplicity of

selenoprotein genes and expression of a protein containing 17 selenocysteine residues.

Genes to Cells, 5, 1049-1060.

Lyons, M.P., Papazyan, T.T. & Surai, P.F. (2007) Selenium in food chain and animal

nutrition: Lessons from nature - Review. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences,

20, 1135-1155.

National Research Council (2011) Nutrient Requirements of Fish and Shrimp, The National

Academies Press, Washington, DC.

4 Introducción

Rider, S.A., Davies, S.J., Jha, A.N., Fisher, A.A., Knight, J. & Sweetman, J.W. (2009)

Supra-nutritional dietary intake of selenite and selenium yeast in normal and stressed

rainbow trout (Oncorhynchus mykiss): Implications on selenium status and health

responses. Aquaculture, 295, 282-291.

Sapkota, A., Sapkota, A.R., Kucharski, M., Burke, J., McKenzie, S., Walker, P. & Lawrence,

R. (2008) Aquaculture practices and potential human health risks: Current knowledge and

future priorities. Environment International, 34, 1215-1226.

Schrauzer, G.N. & Surai, P.F. (2009) Selenium in human and animal nutrition: resolved and

unresolved issues. A partly historical treatise in commemoration of the fiftieth anniversary

of the discovery of the biological essentiality of selenium, dedicated to the memory of Klaus

Schwarz (1914-1978) on the occasion of the thirtieth anniversary of his death. Critical

Reviews In Biotechnology, 29, 2-9.

Capítulo 1: Revisión de Literatura

1.1. Generalidades

El selenio (Se) es un micro mineral de importancia biológica para los humanos, animales

y ciertos microorganismos, así como un recurso natural con diversas aplicaciones

industriales (Hatfield et al., 2012, Kieliszek & Błażejak, 2013). Es un metaloide que puede

formar compuestos orgánicos e inorgánicos dentro de los cuales poseen relevancia

biológica los derivados de aminoácidos azufrados, derivados metilados de seleno-

aminoácidos y las sales de selenio (Finley, 2006, Dumont et al., 2006).

El selenio es un micro mineral que interviene en la respuesta antioxidante, antiinflamatoria,

actividad de la tiroides, fertilidad y respuesta inmune en forma de enzimas (Flohé &

Brigelius-Flohé, 2012, Ryan-Harshman & Aldoori, 2005); para el ser humano se ha

establecido que el requerimiento nutricional de selenio en adultos se encuentra entre 50-

70 µg por día (Fairweather-Tait et al., 2011). La deficiencia de selenio está asociada a

efectos negativos para la salud como envejecimiento, artritis, cáncer, enfermedades

cardiovasculares, enfermedades de Keshan (cardiomiopatía) y Kashin–Beck (osteoartritis),

inmunodeficiencia, distrofia muscular, entre otros (Gao et al., 2011, Ryan-Harshman &

Aldoori, 2005); aunque no existe una prueba definitiva de la relación entre el selenio y la

manifestación de cáncer, de acuerdo con Gromadzińska et al. (2008) se han reportado

efectos benéficos de niveles superiores de selenio (con relación al requerimiento) sobre la

incidencia de cáncer de próstata, pulmón y colon, así como mayores riesgos de adquirir

alguno de estos trastornos cuando el consumo del mineral no es adecuado.

6 Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para crecimiento

de tilapia nilótica Oreochromis niloticus

El selenio se encuentra distribuido de forma variable en la corteza terrestre identificándose

regiones con suelos pobres en selenio en países como China, Nueva Zelanda, Dinamarca

y Australia, por el contrario, en zonas de países como Canadá, Estados Unidos, Irlanda,

Alemania, Venezuela y Colombia se pueden encontrar suelos con niveles altos de selenio

(Navarro-Alarcon & Cabrera-Vique, 2008); en Colombia estas zonas se encuentran en los

departamentos Cundinamarca, Boyacá y Santander (Matamoros, 2002). Teniendo en

cuenta que las plantas representan la principal ruta de ingreso del selenio a la cadena

alimenticia, la concentración de este mineral en los recursos alimenticios depende de la

localización geográfica, la clase y características de los suelos, la disponibilidad del selenio

para las plantas, así como las prácticas agrícolas que se desarrollan localmente (Lyons et

al., 2007, Rayman, 2008, Pilarczyk et al., 2010). De acuerdo con Sigrist et al. (2012) en la

actualidad existe un creciente interés por determinar la concentración de selenio en los

alimentos teniendo en cuenta las implicaciones que puede tener en las poblaciones, razón

por la cual se encuentran disponibles diferentes métodos analíticos de absorción atómica

que permiten realizar una aproximación al consumo actual de selenio.

La incidencia de trastornos de salud en algunas regiones del mundo asociados a

deficiencias nutricionales de selenio (Ej. China), ha promovido la necesidad de

implementar estrategias para incrementar en consumo de este mineral. Una de las

alternativas consideradas es la suplementación de selenio en las dietas para animales de

granja, encontrando experiencias positivas de la suplementación para aumentar el nivel de

selenio en la leche, huevos y carne (Lyons et al., 2007, Fisinin et al., 2009, Zhang et al.,

2010). De acuerdo con Cotter et al. (2008, 2009) la acuacultura puede realizar un aporte

importante en este sentido, proporcionando una fuente de selenio de alta disponibilidad

(Fox et al., 2004) que a su vez representaría una alternativa para la comercialización de

productos con valor agregado.

Capítulo 1 7

1.2. Selenio en nutrición de peces

1.2.1. Requerimiento

El selenio es un nutriente esencial para los peces, necesario para un adecuado desarrollo,

crecimiento y mantenimiento de funciones metabólicas normales (Watanabe et al., 1997).

Este mineral forma parte estructural (en forma de seleno-cisteína) de un grupo de enzimas

con funciones antioxidantes y de óxido-reducción conocidas como seleno-proteínas,

identificadas en organismos procariontes y eucariontes; la incorporación de seleno-cisteína

en los sistemas enzimáticos se debe a una mayor estabilidad y velocidad de catálisis en

comparación con la cisteína (Rocher et al., 1992, Nauser et al., 2012).

El conjunto de seleno-proteínas en un organismo se conoce como seleno-proteoma

(Lobanov et al., 2007). Al comparar diversos organismos se ha encontrado que los peces

contienen seleno-proteomas de mayor tamaño en comparación con los mamíferos, con

genes que codifican para 32-37 seleno-proteínas, mientras en mamíferos se han

identificado de 23-25 (Lobanov et al., 2008, Lobanov et al., 2009). Se ha sugerido que los

ecosistemas acuáticos favorecen una mayor dependencia de seleno-proteínas que los

terrestres por factores ambientales y evolutivos (Lobanov et al., 2007).

Algunas de las seleno-proteínas encontradas en mamíferos tienen sus respectivos

homólogos identificados en los peces (Kryukov & Gladyshev, 2000) como las enzimas

deiodinasas y reductasas que intervienen en el metabolismo de hormonas tiroideas

(Sanders et al., 1999), las tiorredoxina reductasas con funciones de óxido-reducción (Arnér

& Holmgren, 2000) y las glutatión peroxidasas que catalizan la reducción de peróxidos

lipídicos y peróxido de hidrógeno a sus respectivos alcoholes y agua (Arteel & Sies, 2001),

entre otras seleno-proteínas. Por otro lado, se han identificado algunas seleno-proteínas

de mayor ocurrencia o de carácter exclusivo en especies acuáticas como la seleno-

proteína J (SeIJ) (Castellano et al., 2005), la Fep15 (Novoselov et al., 2006) y la seleno-

proteína L (SelL) (Shchedrina et al., 2007).

La enzima glutatión peroxidasa (GPx) es una de las seleno-proteínas más estudiadas,

encontrándose en un diverso número de organismos (Flohé & Brigelius-Flohé, 2012). En



mamíferos se han identificado ocho grupos de glutatión peroxidasas de los cuales seis

contienen residuos de seleno-cisteína (Mariotti et al., 2012), por otro lado, de acuerdo con

Kryukov & Gladyshev (2000) y Pacitti et al. (2013) en peces se han identificado los grupos

seleno-dependientes GPx1 (citosólica), GPx2 (gastrointestinal), GPx3 (extracelular) y la

GPx4 (peróxidos en fosofolípidos, PHGPx); las formas no dependientes de selenio se

encuentran asociadas con la familia de las glutatión-S-transferasas que actúan

principalmente sobre peróxidos orgánicos (Arthur, 2001). Usualmente la actividad de la

enzima GPx es empleada como indicador del nivel nutricional de selenio (National

Research Council, 1993, Hefnawy & Tórtora-Pérez, 2010).

Por su intervención en diferentes procesos fisiológicos la deficiencia de selenio en los

peces genera impactos negativos como retraso en el crecimiento, incremento de la

mortalidad, distrofia muscular (cuando cursa con una deficiencia de vitamina E) y reducción

en la actividad de seleno-proteínas, entre otros (Bell et al., 1987, Gatlin III & Wilson, 1984,

Poston et al., 1976). En la Tabla 1-1 se presenta el requerimiento nutricional de selenio

para algunas especies de peces. Los valores de requerimiento reportados por Hilton et al.

(1980) y Gatlin et al. (1984) usualmente son utilizados como referencia en especies de

aguas continentales para las cuales el requerimiento no se ha cuantificado.

El requerimiento de selenio está relacionado con la fuente del mineral, su biodisponibilidad

(Wang & Lovell, 1997), el contenido de vitamina E (Lin & Shiau, 2009) y ácidos grasos poli-

insaturados en la dieta (Webster, 2002, Pappas et al., 2005, Schäfer et al., 2004), la

interacción con otros nutrientes, la concentración de selenio en el agua (National Research

Council, 1993) y la exposición a condiciones o agentes generadores de estrés (Abdel-

Tawwab & Wafeek, 2010, Rider et al., 2009).

1.2.2. Metabolismo e interacciones

El selenio que utilizan los peces proviene del alimento y el agua, teniendo en cuenta que

pueden capturar selenio por medio de las branquias y la epidermis (Hodson & Hilton, 1983,

Hamilton, 2004). Se considera que el aporte de selenio dietario (incluyendo productividad

Capítulo 1 9

primaria) es más representativo que la captura directa de selenio desde el agua

(Muscatello, 2009, Hamilton, 2004). La principal forma de selenio dietario en las cadenas

tróficas es la seleno-metionina que representa una fuente clave de bioacumulación y

ecotoxicidad (Fan et al., 2002).

La absorción del selenio dietario en el intestino de los peces es un proceso eficiente. Los

seleno-aminoácidos comparten la misma ruta de transporte activo dependiente de sodio

que los aminoácidos (Bogé et al., 2002, Bakke et al., 2010). Las formas inorgánicas se

absorben de forma activa por co-transporte (selenato) y por difusión pasiva (selenito)

(Simcock et al., 2002). En los mamíferos una fracción importante del selenio es

transportada en el torrente sanguíneo por medio de la seleno-proteína P (Burk & Hill, 2009).

En los peces se han identificado homólogos de esta proteína que podrían desempeñar

está misma función (Kryukov & Gladyshev, 2000); la GPx y la albúmina sérica, representan

otras moléculas de transporte de selenio en el torrente sanguíneo (Suzuki, 2005).

Los principales órganos que intervienen en el metabolismo del selenio son el hígado y

riñón regulando la asimilación y excreción del mineral (principalmente por vía renal) (Hilton

et al., 1982, Hilton JW, 1980, Tashjian & Hung, 2006). El selenio se acumula en los tejidos

de los peces dependiendo de la cantidad ingerida y/o capturada del medio. Se puede

encontrar una mayor retención del mineral en órganos como el hígado, riñones, branquias,

cerebro, bazo y gónadas (Fan et al., 2002, Hilton JW, 1980, Tashjian & Hung, 2006, Lee

et al., 2008). La principal forma de incorporación de selenio en los tejidos es como seleno-

aminoácidos, seleno-metionina, seleno-cisteína y seleno-cistina (Misra et al., 2012b). En

la Figura 1-1 se presenta un esquema general de las rutas metabólicas del selenio dietario

en animales (no se incluyen todos los intermediarios y enzimas conocidas involucradas en

el proceso).

El selenato y selenito son reducidos para obtener selenuro que es el intermediario común

utilizado para la síntesis de seleno-proteínas o para la excreción de selenio después de un

proceso de metilación (Suzuki, 2005). La seleno-metionina ingresa a las proteínas de forma

inespecífica sin ser discriminada de la metionina en el proceso de síntesis (Schrauzer,

2000) representando una vía no regulada de almacenamiento de selenio en el organismo.

Por otro lado, la seleno-metionina puede ser transformada a selenuro o ser utilizada como

reserva para una eventual síntesis de seleno-cisteína. La seleno-cisteína en el organismo



está presente como residuo en seleno-proteínas y es incorporada en un proceso regulado

a escala molecular a través del tRNA[Ser]Sec (Böck et al., 2007, Pacitti et al., 2013).

El selenio es un mineral que interactúa con otros nutrientes/elementos. En la Figura 1-2 se

presenta un esquema general de las principales interacciones. Una interacción reconocida

es el sinergismo que existe entre el selenio y la vitamina E para cumplir funciones de

protección contra agentes oxidantes, principalmente a través de la PHGPx (Hamre, 2011).

De acuerdo con Lin & Shiau (2009) existe una compensación parcial de funciones entre

ambos nutrientes cuando alguno de estos escasea. Una deficiencia de selenio podría

provocar la disminución del nivel de vitamina E en los tejidos, lo que hace necesario

mantener un adecuado suministro de estos dos nutrientes (Hamre, 2011).

Se ha establecido que existe una relación entre los minerales selenio y yodo en la red

hormonal ya que se han identificado seleno-proteínas que intervienen en la activación de

la hormona tiroidea triyodotironina (T3), así como una elevada concentración de selenio y

seleno-proteínas antioxidantes en la glándula tiroides (Sanders et al., 1999, Schmutzler et

al., 2007). El metabolismo de esta hormona está regulado, entre otros factores, por la

actividad de las enzimas deiodinasas dependientes de selenio y los cambios en el

suministro de yodo (Reeves & Hoffmann, 2009, Ribeiro et al., 2012).

El selenio es un mineral con propiedades químicas similares al azufre (Wessjohann et al.,

2007). Por tal razón, el azufre presente en compuestos de importancia biológica como los

aminoácidos metionina y cisteína puede ser reemplazado por el selenio, propiedad que ha

sido determinante en la incorporación del selenio en los sistemas biológicos (Nauser et al.,

2012, Fan et al., 2002). El selenio puede interactuar con otros minerales como el cobre,

mercurio, cobalto, molibdeno, plomo, cadmio y plata mediante la formación de complejos

(Schrauzer, 2009, Lorentzen et al., 1998, Belzile et al., 2006). La creación de complejos

reduce la disponibilidad de los elementos involucrados razón por la cual el selenio es

conocido como un mineral que mitiga el efecto tóxico provocado por metales pesados

(Abdel-Tawwab & Wafeek, 2010, Lin & Shiau, 2007).

Capítulo 1 11

1.2.3. Fuentes y suplementación en dietas para peces

La utilización de selenio por parte de los peces está condicionada, entre otros factores, por

la forma química del mineral presente en el alimento (Figura 1-1). El selenio presente en

los recursos alimenticios se encuentra principalmente en forma orgánica como seleno-

aminoácidos (Navarro-Alarcon & Cabrera-Vique, 2008). La harina de pescado y los

subproductos de mar representan las principales fuentes de selenio entre las materias

primas empleadas para la alimentación de peces. Sin embargo, la disponibilidad del

selenio de algunas harinas de pescado (contaminadas con metales pesados) puede ser

afectada debido a la formación de complejos (Figura 1-2) (Yoshida et al., 2011, Bell &

Cowey, 1989). La baja disponibilidad del selenio que pueden tener algunas harinas de

pescado y la inclusión mayoritaria de materias primas de origen vegetal en dietas para

especies como pez gato (Ictalurus punctatus) y tilapia (Oreochromis sp.), ha llevado a que

se considere suplementar selenio en las dietas para garantizar el requerimiento nutricional

(Lovell & Wang, 1997).

En la alimentación de peces se han evaluado diferentes suplementos como fuente de

selenio. Las fuentes inorgánicas más comunes son el selenito de sodio y el selenato de

sodio, mientras que las orgánicas comprenden los quelatos (aminoácidos, proteínas) y la

levadura enriquecida (seleno-levadura). El selenio proveniente de levaduras se encuentra

principalmente en forma de seleno-metionina (60-85%) y seleno-cisteína (2-4%) y se

obtiene cultivando al microorganismo, generalmente Saccharomyces cerevisiae, en un

medio enriquecido con el mineral (selenito de sodio) (EFSA, 2008, Paripatananont & Lovell,

1997).

Una fuente de selenio adicional que se ha evaluado en la alimentación de peces son las

nanopartículas en un estado redox cero (Se0), obtenidas mediante la adición de albúmina

de suero bovino a un sistema redox de selenito y glutatión (Zhang et al., 2001). Zhou et al.

(2009) determinaron el efecto de las nanopartículas en dietas para carpa dorada salvaje

(Carassius auratus gibelio) y demostraron que las nanopartículas sirven como fuente

alternativa de selenio para suplementar dietas en la especie, generando respuestas de

crecimiento similares a las alcanzadas con una fuente orgánica como la seleno-metionina.

Otra alternativa de suplementación valorada en la alimentación de peces consiste en



enriquecer recursos alimenticios con selenio. Penglase et al. (2010) incrementaron la

concentración de selenio en rotíferos (Brachionus plicatilis) mediante el suministro de

selenio proveniente de levaduras para la alimentación en cautiverio de larvas de bacalao

(Gadus morhua L.). Se demostró la viabilidad de enriquecer rotíferos con selenio como

suplemento para maximizar la actividad de la glutatión peroxidasa y la expresión de mRNA

en las larvas. De forma similar, Ribeiro et al. (2012) aumentaron la concentración de

selenio en alimento vivo (rotíferos, microalgas, artemia) para la alimentación de larvas de

lenguado (Solea senegalensis) con la adición de selenio proveniente de levaduras,

observando un efecto positivo de la suplementación en la actividad glutatión peroxidasa y

los niveles de hormonas tiroideas. Por otro lado, Schram et al. (2008, 2010) evaluaron la

inclusión de ajo enriquecido con selenio (planta acumuladora) en dietas para pez gato

africano (Clarias gariepinus) buscando incrementar el contenido del mineral en el filete. La

inclusión de ajo enriquecido permitió incrementar el contenido de selenio en los tejidos sin

afectar el rendimiento de los animales.

El término biodisponibilidad hace referencia al grado en el cual un nutriente ingerido (de

alguna fuente particular) es absorbido de manera que puede ser utilizado por el

metabolismo del animal (Ammerman et al., 1995), en el caso de los minerales la

acumulación de estos nutrientes en los tejidos corporales se considera un parámetro

pertinente para la determinación de la biodisponibilidad (Wang et al., 2012). Dentro de las

metodologías existentes para la estimación de la biodisponibilidad, la aproximación

matemática a través del análisis de pendientes ha sido ampliamente utilizada en especies

terrestres (Huang et al., 2013, Wang et al., 2012, Zhang & Guo, 2007, Littell et al., 1997) y

acuáticas (Shao et al., 2010, Do Carmo E SÁ et al., 2005, Jaramillo Jr et al., 2009).

La biodisponibilidad del selenio presente en las diferentes fuentes alimenticias depende de

factores como la forma química del elemento, la solubilización en el intestino, interacción

con otros elementos y el estado fisiológico (Surai, 2000). Teniendo en cuenta la retención

corporal de selenio las fuentes orgánicas presentan mayor biodisponibilidad para los peces

en comparación con las inorgánicas (Bell & Cowey, 1989, Wang & Lovell, 1997, Jaramillo

Jr et al., 2009, Rider et al., 2009, Rider et al., 2010, Paripatananont & Lovell, 1997).

Capítulo 1 13

Se han reportado efectos positivos de la suplementación con selenio en dietas para peces,

principalmente relacionados con la respuesta frente agentes generadores de estrés (en la

Tabla 1-2 se presentan algunos estudios al respecto). La acción antioxidante del selenio

(mediada por enzimas como la glutatión peroxidasa) representa un mecanismo de defensa

frente al daño celular oxidativo inducido por estrés. En peces expuestos a condiciones de

estrés crónico se presenta un incremento de la actividad glutatión peroxidasa y disminución

de la concentración de selenio corporal, indicando un incremento en la movilización y

demanda del mineral por parte de los peces (Halver et al., 2004). Se considera

recomendable la suplementación con selenio buscando mantener reservas del mineral

como prevención frente a factores de estrés (Halver et al., 2004, Kücükbay et al., 2009,

Rider et al., 2009). Por otro lado, la interacción del selenio con metales pesados representa

una alternativa de manejo frente a condiciones ambientales desfavorables por

contaminación con estos minerales (Abdel-Tawwab & Wafeek, 2010).

Por medio de la suplementación de selenio en las dietas para peces se puede modificar la

concentración del mineral en los tejidos. Existen experiencias de suplementación utilizando

fuentes empleadas comúnmente (selenito de sodio, selenio de levaduras y seleno-

metionina) (Cotter et al., 2008, Lorentzen et al., 1994, Wang et al., 2007, Wang & Lovell,

1997) y fuentes no convencionales como el ajo (Schram et al., 2008, Schram et al., 2010)

y las nanopartículas (Zhou et al., 2009). En estos estudios se observa la influencia de la

fuente, la cantidad y el tiempo de suplementación sobre el nivel de selenio acumulado en

los diferentes tejidos.

1.2.4. Toxicidad

El selenio es un mineral tóxico para los peces cuando se ingiere en exceso. La

manifestación de efectos tóxicos provocados por el selenio varía de acuerdo a factores

como la especie, edad, tipo, fuente, cantidad y tiempo de exposición. En la literatura existen

diversos estudios que demuestran el efecto tóxico del mineral por diferentes rutas de

exposición (Hamilton, 2004). En la Tabla 1-3 se presentan algunos ensayos donde se

reportan efectos tóxicos por selenio dietario. De acuerdo con estos estudios las principales

manifestaciones de toxicidad son retraso en crecimiento, alteraciones en la capacidad de



nado, lesiones histopatológicas en órganos como el hígado, riñón y mortalidad; se

presentan los valores mínimos evaluados de selenio para evidenciar un efecto tóxico, sin

embargo, la cantidad de selenio dietario necesaria para generar un efecto negativo en los

animales puede ser inferior al valor reportado debido a los amplios rangos de inclusión de

selenio utilizados por algunos autores.

Se han planteado diferentes mecanismos de toxicidad inducida por selenio. Según Lemly

(2002) la toxicidad provocada por el selenio responde a alteraciones en el funcionamiento

y síntesis de proteínas. El azufre es un mineral que interviene en el mantenimiento de la

estructura y funcionalidad de las proteínas por medio de los enlaces disulfuro (S-S) (Berg

et al., 2007). Cuando existe un exceso de selenio este sustituye al azufre resultando en la

formación de enlaces seleno-trisulfuro (S-Se-S) o tri-selenio (Se-Se-Se) los cuales evitan

la formación de enlaces disulfuro, generando enzimas y moléculas disfuncionales (Lemly,

2002). Por otro lado, Janz et al. (2011) sugieren que este mecanismo de toxicidad puede

ser cuestionable debido a que el ingreso del selenio a las proteínas se realiza por medio

de seleno-aminoácidos que no alteran su estructura o función, principalmente en el caso

de la seleno-cisteína cuya incorporación está estrictamente regulada a escala molecular.

Se ha propuesto otro mecanismo potencial de toxicidad inducida por selenio. El exceso de

selenio, tanto orgánico como inorgánico, conduce a la generación de formas reactivas de

oxígeno en presencia de glutatión, provocando citotoxicidad por daño oxidativo (Palace et

al., 2004, Spallholz et al., 2004, Misra & Niyogi, 2009, Misra et al., 2012a). Los

antioxidantes enzimáticos glutatión peroxidasa, superoxido dismutasa (SOD), catalasa

(CAT) y no enzimáticos como el glutatión (GSH), ascorbato, caroteno, entre otros, son

usados como bio-marcadores para detectar estrés oxidativo en los organismos

(Valavanidis et al., 2006, Vidal et al., 2005, Li et al., 2008).

En la Figura 1-3 se presentan las posibles rutas de producción de formas reactivas de

oxígeno por el exceso de selenio en presencia de glutatión. Las formas inorgánicas de

selenio pueden reaccionar con los tioles presentes en los tejidos y generar anión

superóxido (Shen et al., 2000). Por otro lado, la seleno-metionina que representa la

principal forma de selenio orgánico en las cadenas tróficas (Fan et al., 2002) no genera

moléculas de anión superóxido en presencia de tioles, sin embargo, en el ciclo redox de

Capítulo 1 15

un intermediario del metabolismo de este compuesto, el metil-selenol, se puede formar

radical superóxido en presencia de glutatión (Misra et al., 2012a). La producción de estas

formas reactivas de oxígeno es controlada (hasta determinado límite) por antioxidantes

enzimáticos y no enzimáticos endógenos.

El exceso de selenio puede promover mecanismos inhibitorios en la actividad de las

enzimas antioxidantes. Los trabajos realizados por Tallandini et al. (1996) con pez gobio

(Zosterisessor ophiocephalus) y Gan et al. (2002) con ratas (Rattus norvegicus) sugieren

que a partir de determinadas concentraciones, el selenio puede inducir una disminución en

la síntesis de la enzima glutatión peroxidasa o una inhibición directa de la actividad

enzimática. Gan et al. (2002) reportaron una disminución en la actividad glutatión

peroxidasa hepática y la cantidad de mRNA para la síntesis de glutatión peroxidasa por la

dosificación de selenio (selenito de sodio) intra-peritoneal con dosis superiores a 40

μg/kg/d, sugiriendo un efecto deletéreo del selenio a partir de ese nivel de dosificación.

Se ha sugerido que las fuentes orgánicas de selenio son más seguras que las inorgánicas,

en términos de toxicidad crónica, basándose en las diferentes rutas metabólicas y

mecanismos de absorción que tienen estas formas de selenio (Lyons et al., 2007,

Schrauzer, 2000). Sin embargo, el exceso de seleno-metionina y la hiper-acumulación

también pueden favorecer la producción de formas reactivas de oxígeno (Palace et al.,

2004), efectos que se pueden acentuar si la fuente de selenio utilizada tiene alta

biodisponibilidad (Li et al., 2008).

En este documento se presentaron algunos aspectos relacionados con el selenio y sus

implicaciones en la nutrición de los peces. Teniendo en cuenta la importancia del selenio

en la nutrición de los peces, sus aplicaciones potenciales en los sistemas de producción y

el riesgo de toxicidad que existe si se exceden determinados límites de inclusión, es

importante profundizar en aspectos relacionados con la suplementación de selenio en las

dietas para especies de importancia en la piscicultura del país, evaluar fuentes del mineral,

biodisponibilidad, niveles de retención, toxicidad, efecto del procesamiento y protocolos de

producción para la obtención de productos diferenciados. En particular, en el tema de

toxicidad es importante evaluar parámetros fisiológicos específicos asociados a los

mecanismos de toxicidad inducida por selenio, como complemento a la evaluación basada

en variables de desempeño productivo.

Capítulo 1 17

FIGURAS Y TABLAS

Figura 1-1: Rutas básicas del metabolismo de selenio dietario en animales. Adaptado de

Combs (2001), Suzuki (2005) y Fairweather-Tait et al. (2011)

Figura 1-2: Interacciones del selenio con otros nutrientes/elementos



Figura 1-3. Posibles rutas de producción de formas reactivas de oxígeno por el selenio en

presencia de glutatión. Adaptado de Miller (2006)

Capítulo 1 19

Tabla 1-1: Requerimiento nutricional de selenio en algunas especies de peces1

Especie Selenio (mg/kg) Fuente utilizada2 Referencia

Trucha arco iris 0,15-0,38 SS (Hilton JW, 1980)

Pez gato 0,25 SS (Gatlin III & Wilson, 1984)

Pez gato 0,17-0,28 SS (Wang & Lovell, 1997)

0,09-0,12 Se-Met

0,11-0,12 SY

Mero 0,70 Se-Met (Lin & Shiau, 2005)

Lubina estriada 0,17 SS (Jaramillo, 2006)

0,12 Se-Met

0,19 SY

Cobia 0,78-0,81 Se-Met (Liu et al., 2010)

Carpa gibel 1,18 Se-Met (Han et al., 2011) 1 Evaluado en dietas semi-purificadas. Criterios de evaluación: Crecimiento, actividad glutatión

peroxidasa y retención corporal de selenio

2 SS: Selenito de sodio; Se-Met: Seleno-Metionina; SY: Seleno-Levadura

Tabla 1-2: Efectos de la suplementación con selenio en peces expuestos a algún tipo de estrés

Especie Fuente a Nivel b Efecto Referencia

Mero Se-Met 0,80-1,60; Reducción estrés oxidativo por alto cobre dietario (Lin & Shiau, 2007)

0,16 (20 mg/kg) con 1,6 mgSe/kg

Pez gato SY 0,87-4,5 ; Reducción efectos negativos por cobre en el (Abdel-Tawwab et al., 2007)

1,04 agua (2,27 mg/L). Respuesta con 2,63 mgSe/kg

Trucha arco iris SS, 0,15-0,30; Reducción estrés oxidativo por manejo en altas (Kücükbay et al., 2009)

Se-Met 0,80 densidades con ≥0,15 mgSe/kg

Matrinxa SS 1,50; Protección contra estrés oxidativo inducido por (Monteiro et al., 2009)

0,002 metil-paratión en el agua (2,0 mg/L)

Tilapia nilótica SY 4,50; Reducción efectos negativos por cadmio en (Abdel-Tawwab & Wafeek, 2010)

1,04 el agua (2,32 mg/L)

a Nivel suplementado en mg/kg; nivel basal

b Se-Met: Seleno-metionina; SY: seleno-levadura; SS: Selenito de sodio



Tabla 1-3: Toxicidad por selenio dietario en peces

Especie Nivel (mg/kg)1 Fuente2 Tiempo3 Efecto tóxico Referencia

Trucha arco iris 13,0 SS 20 Retraso crecimiento, pobre (Hilton JW, 1980)

eficiencia, mortalidad

Pez gato 15,0 SS 15 Retraso crecimiento (Gatlin III & Wilson,

1984) Trucha arco iris 4,6 Se-Met 12 Retraso crecimiento (Vidal et al., 2005)

Esturión 20,0 Se-Met 8 Lesiones histopatológicas, (Tashjian et al.,

2006) retraso crecimiento

Pargo 12,3 SS 15 Retraso crecimiento, pobre (Lee et al., 2008)

eficiencia, lesiones histopa-

tológicas

Lubina estriada 20,0 SS 12 Retraso crecimiento, pobre (Jaramillo et al.,

2009) eficiencia, mortalidad

Hirame 7,4 Se-Met 10 Retraso crecimiento, pobre (Lee et al., 2010)

eficiencia, mortalidad, lesio-

nes histopatológicas

Pez zebra 3,8 Se-Met 12 Nado anormal, alteración (Thomas & Janz, 2011)

metabolismo energético

1 Valor mínimo para la manifestación de algún efecto tóxico

2 SS: Selenito de sodio; Se-Met: Seleno-metionina 3 Tiempo de exposición en semanas

Capítulo 1 21

1.3. Referencias

Abdel-Tawwab, M., Mousa, M.A.A. & Abbass, F.E. (2007) Growth performance and

physiological response of African catfish, Clarias gariepinus (B.) fed organic selenium prior

to the exposure to environmental copper toxicity. Aquaculture, 272, 335-345.

Abdel-Tawwab, M. & Wafeek, M. (2010) Response of Nile Tilapia, Oreochromis niloticus

(L.) to environmental cadmium toxicity during organic selenium supplementation. Journal

of the World Aquaculture Society, 41, 106-114.

Ammerman, C.B., Baker, D.P. & Lewis, A.J. (1995) Bioavailability of Nutrients for Animals:

Amino Acids, Minerals, Vitamins, Elsevier Science.

Arnér, E.S.J. & Holmgren, A. (2000) Physiological functions of thioredoxin and thioredoxin

reductase. European Journal of Biochemistry, 267, 6102-6109.

Arteel, G.E. & Sies, H. (2001) The biochemistry of selenium and the glutathione system.

Environmental Toxicology and Pharmacology, 10, 153-158.

Arthur, J.R. (2001) The glutathione peroxidases. Cellular and Molecular Life Sciences

CMLS, 57, 1825-1835.

Bakke, A.M., Tashjian, D.H., Wang, C.F., Lee, S.H., Bai, S.C. & Hung, S.S.O. (2010)

Competition between selenomethionine and methionine absorption in the intestinal tract of

green sturgeon (Acipenser medirostris). Aquatic Toxicology, 96, 62-69.

Bell, J.G. & Cowey, C.B. (1989) Digestibility and bioavailability of dietary selenium from

fishmeal, selenite, selenomethionine and selenocystine in Atlantic salmon (Salmo salar).

Aquaculture, 81, 61-68.



Bell, J.G., Cowey, C.B., Adron, J.W. & Pirie, B.J.S. (1987) Some effects of selenium

deficiency on enzyme activities and indices of tissue peroxidation in Atlantic salmon parr

(Salmo salar). Aquaculture, 65, 43-54.

Belzile, N., Yu-Wei, C., Gunn, J.M., Jian, T., Alarie, Y., Delonchamp, T. & Chun-Yan, L.

(2006) The effect of selenium on mercury assimilation by freshwater organisms. Canadian

Journal of Fisheries & Aquatic Sciences, 63, 1-10.

Berg, J.M., Tymoczko, J.L. & Stryer, L. (2007) Biochemistry, W. H. Freeman.

Bogé, G., Roche, H. & Balocco, C. (2002) Amino acid transport by intestinal brush border

vesicles of a marine fish, Boops salpa. Comparative Biochemistry and Physiology Part B:

Biochemistry and Molecular Biology, 131, 19-26.

Burk, R.F. & Hill, K.E. (2009) Selenoprotein P--Expression, functions, and roles in

mammals. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects, 1790, 1441-1447.

Böck, A., Flohé, L. & Köhrle, J. (2007) Selenoproteins – biochemistry and clinical relevance.

Biological Chemistry, 388, 985-986.

Castellano, S., Lobanov, A.V., Chapple, C., Novoselov, S.V., Albrecht, M., Hua, D.,

Lescure, A., Lengauer, T., Krol, A., Gladyshev, V.N. & Guigó, R. (2005) Diversity and

functional plasticity of eukaryotic selenoproteins: Identification and characterization of the

SelJ family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of

America, 102, 16188-16193.

Combs, G.F. (2001) Selenium in global food systems. British Journal of Nutrition, 85, 517-

547.

Cotter, P.A., Craig, S.R. & McLean, E. (2008) Hyperaccumulation of selenium in hybrid

striped bass: a functional food for aquaculture? Aquaculture Nutrition, 14, 215-222.

Capítulo 1 23



Do Carmo E SÁ, M.V., Pezzato, L.E., Barros, M.M. & De MagalhÃes Padilha, P. (2005)

Relative bioavailability of zinc in supplemental inorganic and organic sources for Nile tilapia

Oreochromis niloticus fingerlings. Aquaculture Nutrition, 11, 273-281.

Dumont, E., Vanhaecke, F. & Cornelis, R. (2006) Selenium speciation from food source to

metabolites: a critical review. Analytical & Bioanalytical Chemistry, 385, 1304-1323.

EFSA (2008) Selenium-enriched yeast as source for selenium added for nutritional

purposes in foods for particular nutritional uses and foods (including food supplements) for

the general population. The EFSA Journal, 766, 1-42.

Fairweather-Tait, S.J., Bao, Y.P., Broadley, M.R., Collings, R., Ford, D., Hesketh, J.E. &

Hurst, R. (2011) Selenium in Human Health and Disease. Antioxidants & Redox Signaling,

14, 1337-1383.

Fan, T.W.M., Teh, S.J., Hinton, D.E. & Higashi, R.M. (2002) Selenium biotransformations

into proteinaceous forms by foodweb organisms of selenium-laden drainage waters in

California. Aquatic Toxicology, 57, 65-84.

Finley, J.W. (2006) Bioavailability of selenium from foods. Nutrition Reviews, 64, 146-151.

Fisinin, V.I., Papazyan, T.T. & Surai, P.F. (2009) Producing selenium-enriched eggs and

meat to improve the selenium status of the general population. Critical Reviews In

Biotechnology, 29, 18-28.

Flohé, L. & Brigelius-Flohé, R. (2012) Selenoproteins of the Glutathione Peroxidase family,

Selenium (Hatfield, D.L eds.), pp. 167-180. Springer New York.

Fox, T.E., Van den Heuvel, E.G.H.M., Atherton, C.A., Dainty, J.R., Lewis, D.J., Langford,

N.J., Crews, H.M., Luten, J.B., Lorentzen, M., Sieling, F.W., van Aken-Schneyder, P., Hoek,

M., Kotterman, M.J.J., van Dael, P. & Firweather-Tail, S.J. (2004) Biovailability of selenium



from fish, yeast and selenate: A comparative study in humans using stable isotopes.

European Journal of Clinical Nutrition, 58, 343-349.

Gan, L., Liu, Q., Xu, H.-B., Zhu, Y.-S. & Yang, X.-L. (2002) Effects of selenium

overexposure on glutathione peroxidase and thioredoxin reductase gene expressions and

activities. Biological Trace Element Research, 89, 165-175.

Gao, J., Liu, Y., Huang, Y., Lin, Z.-q., Bañuelos, G.S., Lam, M.H.-W. & Yin, X. (2011) Daily

selenium intake in a moderate selenium deficiency area of Suzhou, China. Food Chemistry,

126, 1088-1093.

Gatlin III, D.M. & Wilson, R.P. (1984) Dietary selenium requirement of fingerling channel

catfish. Journal of Nutrition, 114, 627-633.

Gromadzińska, J., Reszka, E., Bruzelius, K., Wasowicz, W. & Akesson, B. (2008) Selenium

and cancer: biomarkers of selenium status and molecular action of selenium supplements.

European Journal of Nutrition, 47 Suppl 2, 29-50.

Halver, J.E., Felton, S.M. & Zbanyszek, R. (2004) Carcass selenium loss as an indicator of

stress in barge transported chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha Walbaum) smolts.

Aquaculture Research, 35, 1099-1103.



Hamre, K. (2011) Metabolism, interactions, requirements and functions of vitamin E in fish.

Aquaculture Nutrition, 17, 98-115.

Han, D., Xie, S., Liu, M., Xiao, X., Liu, H., Zhu, X. & Yang, Y. (2011) The effects of dietary

selenium on growth performances, oxidative stress and tissue selenium concentration of

gibel carp (Carassius auratus gibelio). Aquaculture Nutrition, 17, E741-E749.

Hatfield, D., Berry, M. & Gladyshev, V. (2012) Selenium, Springer.

Capítulo 1 25

Hefnawy, A.E.G. & Tórtora-Pérez, J.L. (2010) The importance of selenium and the effects

of its deficiency in animal health. Small Ruminant Research, 89, 185-192.

Hilton, J.W., Hodson, P.V. & Slinger, S.J. (1982) Absorption, distribution, half-life and

possible routes of elimination of dietary selenium in juvenile rainbow trout (Salmo gairdneri).

Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Comparative Pharmacology, 71, 49-55.

Hilton JW, H.P., Slinger SJ (1980) The Requirement and Toxicity of Selenium in Rainbow

Trout (Salmo Gairdneri). The Journal of Nutrition, 110, 2527-2535.

Hodson, P.V. & Hilton, J.W. (1983) The nutritional requirements and toxicity to fish of dietary

and waterborne selenium. Environmental biogeochemistry. Proc. 5th international

symposium, Stockholm, 1981, 335-340.

Huang, Y.L., Lu, L., Xie, J.J., Li, S.F., Li, X.L., Liu, S.B., Zhang, L.Y., Xi, L. & Luo, X.G.

(2013) Relative bioavailabilities of organic zinc sources with different chelation strengths

for broilers fed diets with low or high phytate content. Animal Feed Science and Technology,

179, 144-148.

Janz, D.M. (2011) Selenium in Fish Physiology: Homeostasis and Toxicology of Non-

Essential (Wood, C., ed.), Vol. Volume 31, Part A, pp. 327-374. Academic Press.

Jaramillo, F. (2006) Selenium nutrition of Morone hybrids including dietary requirements,

bioavailability, toxicity and effects on immune responses and disease resistance. Doctoral

Dissrtation. Texas A&M University.

Jaramillo Jr, F., Peng, L.I. & Gatlin Iii, D.M. (2009) Selenium nutrition of hybrid striped bass

(Morone chrysops × M. saxatilis) bioavailability, toxicity and interaction with vitamin E.


Kieliszek, M. & Błażejak, S. (2013) Selenium: Significance, and outlook for

supplementation. Nutrition, 29, 713-718.






Kücükbay, F.Z., Yazlak, H., Karaca, I., Sahin, N., Tuzcu, M., Cakmak, M.N. & Sahin, K.

(2009) The effects of dietary organic or inorganic selenium in rainbow trout (Oncorhynchus

mykiss) under crowding conditions. Aquaculture Nutrition, 15, 569-576.

Lee, S., Lee, J.-H., Bai, S.C. & Hung, S.S.O. (2010) Evaluation of the Dietary Toxic Level

of Selenium (Se) in Juvenile Olive Flounder, Paralichthys olivaceus. Journal of the World

Aquaculture Society, 41, 245-254.

Lee, S., Lee, J.H. & Bai, S.C. (2008) A preliminary study on effects of different dietary

selenium (Se) levels on growth performance and toxicity in juvenile black seabream,

Acathopagrus schlegeli (Bleeker). Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 21,

1794-1799.

Lemly, A.D. (2002) Symptoms and implications of selenium toxicity in fish: the Belews Lake

case example. Aquatic Toxicology, 57, 39-49.

Li, H., Zhang, J., Wang, T., Luo, W., Zhou, Q. & Jiang, G. (2008) Elemental selenium

particles at nano-size (Nano-Se) are more toxic to Medaka (Oryzias latipes) as a

consequence of hyper-accumulation of selenium: A comparison with sodium selenite.

Aquatic Toxicology, 89, 251-256.

Lin, Y.-H. & Shiau, S.-Y. (2005) Dietary selenium requirements of juvenile grouper,

Epinephelus malabaricus. Aquaculture, 250, 356-363.

Lin, Y.-H. & Shiau, S.-Y. (2007) The effects of dietary selenium on the oxidative stress of

grouper, Epinephelus malabaricus, fed high copper. Aquaculture, 267, 38-43.

Lin, Y.-H. & Shiau, S.-Y. (2009) Mutual sparing of dietary requirements for alpha-tocopherol

and selenium in grouper, Epinephelus malabaricus. Aquaculture, 294, 242-245.

Capítulo 1 27

Littell, R.C., Henry, P.R., Lewis, A.J. & Ammerman, C.B. (1997) Estimation of Relative

Bioavailability of Nutrients Using SAS Procedures. Journal of Animal Science, 75, 2672-

2683.

Liu, K., Wang, X.J., Ai, Q., Mai, K. & Zhang, W. (2010) Dietary selenium requirement for

juvenile cobia, Rachycentron canadum L. Aquaculture Research, 41, e594-e601.

Lobanov, A., Fomenko, D., Zhang, Y., Sengupta, A., Hatfield, D. & Gladyshev, V. (2007)

Evolutionary dynamics of eukaryotic selenoproteomes: large selenoproteomes may

associate with aquatic life and small with terrestrial life. Genome Biology, 8, R198.

Lobanov, A., Hatfield, D. & Gladyshev, V. (2008) Reduced reliance on the trace element

selenium during evolution of mammals. Genome Biology, 9, R62.

Lobanov, A.V., Hatfield, D.L. & Gladyshev, V.N. (2009) Eukaryotic selenoproteins and

selenoproteomes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects, 1790, 1424-

1428.

Lorentzen, Maage & Julshamn (1998) Supplementing copper to a fish meal based diet fed

to Atlantic salmon parr affects liver copper and selenium concentrations. Aquaculture

Nutrition, 4, 67-72.

Lorentzen, M., Maage, A. & Julshamn, K. (1994) Effects of dietary selenite or

selenomethionine on tissue selenium levels of Atlantic salmon (Salmo salar). Aquaculture,

121, 359-367.

Lovell, R. & Wang, C. (1997) Comparison of organic and inorganic sources of selenium for

growth and health of Channel Catfish. Biotechnology in the feed industry: proceedings of

Alltech's thirteenth annual symposium, Nottingham University Press, Nottingham.



20, 1135-1155.



Mariotti, M., Ridge, P.G., Zhang, Y., Lobanov, A.V., Pringle, T.H., Guigo, R., Hatfield, D.L.

& Gladyshev, V.N. (2012) Composition and evolution of the vertebrate and mammalian

selenoproteomes. PLoS One, 7, e33066.

Matamoros, A. (2002) Distribución espacial de selenio en los suelos y su comportamiento

geoquímico local al oriente de los municipios de Útica y Villeta. Tesis Maestría.

Universidad Nacional de Colombia, Bogotá DC.

Miller, L.L. (2006) The effects of selenium on the physiological stress response in fish,

Master Dissertation. University of Lethbridge, Dept. of Biological Sciences, University of

Lethbridge, Lethbridge

Misra, S., Hamilton, C. & Niyogi, S. (2012a) Induction of oxidative stress by

selenomethionine in isolated hepatocytes of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss).

Toxicology in Vitro, 26, 621-629.

Misra, S. & Niyogi, S. (2009) Selenite causes cytotoxicity in rainbow trout (Oncorhynchus

mykiss) hepatocytes by inducing oxidative stress. Toxicology in Vitro, 23, 1249-1258.

Misra, S., Peak, D., Chen, N., Hamilton, C. & Niyogi, S. (2012b) Tissue-specific

accumulation and speciation of selenium in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) exposed

to elevated dietary selenomethionine. Comparative Biochemistry and Physiology Part C:

Toxicology & Pharmacology, 155, 560-565.

Monteiro, D.A., Rantin, F.T. & Kalinin, A.L. (2009) The effects of selenium on oxidative

stress biomarkers in the freshwater characid fish matrinxã, Brycon cephalus () exposed to

organophosphate insecticide Folisuper 600 BR® (methyl parathion). Comparative

Biochemistry & Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology, 149, 40-49.

Muscatello, J. (2009) Selenium accumulation and effects in aquatic organisms downstream

of uranium mining and milling operations in northern Saskatchewan, Doctoral Dissertation.

University of Saskatchewan, Saskatoon, Saskatchewan.

Capítulo 1 29

National Research Council, S. (1993) Nutrient Requirements of Fish, National Academies

Press, Washington, DC, USA.

Nauser, T., Steinmann, D. & Koppenol, W. (2012) Why do proteins use selenocysteine

instead of cysteine? Amino Acids, 42, 39-44.

Navarro-Alarcon, M. & Cabrera-Vique, C. (2008) Selenium in food and the human body: A

review. Science of The Total Environment, 400, 115-141.

Novoselov, S.V., Hua, D., Lobanov, A.V. & Gladyshev, V.N. (2006) Identification and

characterization of Fep15, a new selenocysteine-containing member of the Sep15 protein

family. Biochemical Journal, 394, 575-579.

Pacitti, D., Wang, T., Page, M.M., Martin, S.A.M., Sweetman, J., Feldmann, J. & Secombes,

C.J. (2013) Characterization of cytosolic glutathione peroxidase and phospholipid-

hydroperoxide glutathione peroxidase genes in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and

their modulation by in vitro selenium exposure. Aquatic Toxicology, 130–131, 97-111.

Palace, V.P., Spallholz, J.E., Holm, J., Wautier, K., Evans, R.E. & Baron, C.L. (2004)

Metabolism of selenomethionine by rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) embryos can

generate oxidative stress. Ecotoxicology and Environmental Safety, 58, 17-21.

Pappas, A.C., Acamovic, T., Sparks, N.H., Surai, P.F. & McDevitt, R.M. (2005) Effects of

supplementing broiler breeder diets with organic selenium and polyunsaturated fatty acids

on egg quality during storage. Poultry Science, 84, 865-874.

Paripatananont, T. & Lovell, R.T. (1997) Comparative Net Absorption of Chelated and

Inorganic Trace Minerals in Channel Catfish Ictalurus punctatus Diets. Journal of the World


Penglase, S., Nordgreen, A., van der Meeren, T., Olsvik, P.A., Sæle, Ø., Sweetman, J.W.,

Baeverfjord, G., Helland, S. & Hamre, K. (2010) Increasing the level of selenium in rotifers



(Brachionus plicatilis 'Cayman') enhances the mRNA expression and activity of glutathione

peroxidase in cod (Gadus morhua L.) larvae. Aquaculture, 306, 259-269.

Pilarczyk, B., Tomza-Marciniak, A., Mituniewicz-Małek, A., Wieczorek-Dąbrowska, M.,

Pilarczyk, R., Wójcik, J., Balicka-Ramisz, A., Bąkowska, M. & Dmytrów, I. (2010) Selenium

content in selected products of animal origin and estimation of the degree of cover daily Se

requirement in Poland. International Journal of Food Science & Technology, 45, 186-191.

Poston, H.A., Combs, G.F. & Leibovitz, L. (1976) Vitamin E and Selenium Interrelations in

the Diet of Atlantic Salmon (Salmo salar): Gross, Histological and Biochemical Deficiency

Signs. The Journal of Nutrition, 106, 892-904.

Rayman, M.P. (2008) Food-chain selenium and human health: emphasis on intake. British

Journal of Nutrition, 100, 254-268.

Reeves, M.A. & Hoffmann, P.R. (2009) The human selenoproteome: recent insights into

functions and regulation. Cellular And Molecular Life Sciences: CMLS, 66, 2457-2478.

Ribeiro, A.R.A., Ribeiro, L., SÆLe, Ø., Hamre, K., Dinis, M.T. & Moren, M. (2012) Selenium

supplementation changes glutathione peroxidase activity and thyroid hormone production

in Senegalese sole (Solea senegalensis) larvae. Aquaculture Nutrition, 18, 559-567.

Rider, S.A., Davies, S.J., Jha, A.N., Clough, R. & Sweetman, J.W. (2010) Bioavailability of

co-supplemented organic and inorganic zinc and selenium sources in a white fishmeal-

based rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) diet. Journal of Animal Physiology and Animal






Capítulo 1 31

Rocher, C., Lalanne, J.-L. & ChaudiÈRe, J. (1992) Purification and properties of a

recombinant sulfur analog of murine selenium-glutathione peroxidase. European Journal of

Biochemistry, 205, 955-960.

Ryan-Harshman, M. & Aldoori, W. (2005) The relevance of selenium to immunity, cancer,

and infectious/inflammatory diseases. Canadian Journal of Dietetic Practice and Research,

66, 98-102.

Sanders, J.P., Van der Geyten, S., Kaptein, E., Darras, V.M., Kuhn, E.R., Leonard, J.L. &

Visser, T.J. (1999) Cloning and Characterization of Type III Iodothyronine Deiodinase from

the Fish Oreochromis niloticus. Endocrinology, 140, 3666-3673.

Schmutzler, C., Mentrup, B., Schomburg, L., Cuong, H.-V., Herzog, V. & Köhrle, J. (2007)

Selenoproteins of the thyroid gland: expression, localization and possible function of

glutathione peroxidase 3. Biological Chemistry, 388, 1053-1059.

Schram, E., Pedrero, Z., Cámara, C., Van Der Heul, J.W. & Luten, J.B. (2008) Enrichment

of African catfish with functional selenium originating from garlic. Aquaculture Research,

39, 850-860.

Schram, E., Schelvis-Smit, R.A.A.M., Van Der Heul, J.W. & Luten, J.B. (2010) Enrichment

of the African catfish Clarias gariepinus (Burchell) with functional selenium originating from

garlic: effect of enrichment period and depuration on total selenium level and sensory

properties. Aquaculture Research, 41, 793-803.

Schrauzer, G.N. (2000) Selenomethionine: A Review of Its Nutritional Significance,

Metabolism and Toxicity. The Journal of Nutrition, 130, 1653-1656.

Schrauzer, G.N. (2009) Selenium and selenium-antagonistic elements in nutritional cancer

prevention. Critical Reviews in Biotechnology, 29, 10-17.

Schäfer, K., Kyriakopoulos, A., Gessner, H., Grune, T. & Behne, D. (2004) Effects of

selenium deficiency on fatty acid metabolism in rats fed fish oil-enriched diets. Journal of

Trace Elements in Medicine and Biology, 18, 89-97.



Shao, X.-p., Liu, W.-b., Xu, W.-n., Lu, K.-l., Xia, W. & Jiang, Y.-y. (2010) Effects of dietary

copper sources and levels on performance, copper status, plasma antioxidant activities and

relative copper bioavailability in Carassius auratus gibelio. Aquaculture, 308, 60-65.

Shchedrina, V.A., Novoselov, S.V., Malinouski, M.Y. & Gladyshev, V.N. (2007)

Identification and characterization of a selenoprotein family containing a diselenide bond in

a redox motif. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of

America, 104, 13919-13924.

Shen, H.-M., Yang, C.-F., Liu, J. & Ong, C.-N. (2000) Dual role of glutathione in selenite-

induced oxidative stress and apoptosis in human hepatoma cells. Free Radical Biology and

Medicine, 28, 1115-1124.

Sigrist, M., Brusa, L., Campagnoli, D. & Beldomenico, H. (2012) Determination of selenium

in selected food samples from Argentina and estimation of their contribution to the Se

dietary intake. Food Chemistry, 134, 1932-1937.

Simcock, S., Rutherfurd, S. & Hendriks, W. (2002) The role of selenium in companion

animal health and nutrition. Nutritional biotechnology in the feed and food industries:

proceedings of Alltech's eighteenth annual symposium, Nottingham University Press,

Nottingham, England.

Spallholz, J.E., Palace, V.P. & Reid, T.W. (2004) Methioninase and selenomethionine but

not Se-methylselenocysteine generate methylselenol and superoxide in an in vitro

chemiluminescent assay: implications for the nutritional carcinostatic activity of

selenoamino acids. Biochemical Pharmacology, 67, 547-554.

Surai, P.F. (2000) Effect of selenium and vitamin E content of the maternal diet on the

antioxidant system of the yolk and the developing chick. British Poultry Science, 41, 235-

243.

Capítulo 1 33

Suzuki, K.T. (2005) Metabolomics of selenium: Se metabolites based on speciation studies.

Journal of Health Science, 51, 107-114.

Tallandini, L., Cecchi, R., Boni, S., Galassini, S., Ghermandi, G., Gialanella, G., Liu, N.,

Moro, R., Turchetto, M. & Zhang, Y. (1996) Toxic levels of selenium in enzymes and

selenium uptake in tissues of a marine fish. Biological Trace Element Research, 51, 97-

106.

Tashjian, D.H. & Hung, S.S.O. (2006) Selenium absorption, distribution, and excretion in

white sturgeon orally dosed with l-selenomethionine. Environmental Toxicology And

Chemistry / SETAC, 25, 2618-2622.

Tashjian, D.H., Teh, S.J., Sogomonyan, A. & Hung, S.S.O. (2006) Bioaccumulation and

chronic toxicity of dietary l-selenomethionine in juvenile white sturgeon (Acipenser

transmontanus). Aquatic Toxicology, 79, 401-409.

Thomas, J.K. & Janz, D.M. (2011) Dietary selenomethionine exposure in adult zebrafish

alters swimming performance, energetics and the physiological stress response. Aquatic

Toxicology, 102, 79-86.

Timme-Laragy, A.R., Goldstone, J.V., Imhoff, B.R., Stegeman, J.J., Hahn, M.E. & Hansen,

J.M. (2013) Glutathione redox dynamics and expression of glutathione-related genes in the

developing embryo. Free Radical Biology and Medicine, 65, 89-101.

Valavanidis, A., Vlahogianni, T., Dassenakis, M. & Scoullos, M. (2006) Molecular

biomarkers of oxidative stress in aquatic organisms in relation to toxic environmental

pollutants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 64, 178-189.

Vidal, D., Bay, S.M. & Schlenk, D. (2005) Effects of dietary selenomethionine on larval

rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Archives of Environmental Contamination And




Wang, C. & Lovell, R.T. (1997) Organic selenium sources, selenomethionine and

selenoyeast, have higher bioavailability than an inorganic selenium source, sodium

selenite, in diets for channel catfish (Ictalurus punctatus). Aquaculture, 152, 223-234.

Wang, F., Lu, L., Li, S., Liu, S., Zhang, L., Yao, J. & Luo, X. (2012) Relative bioavailability

of manganese proteinate for broilers fed a conventional corn–soybean meal diet. Biological

Trace Element Research, 146, 181-186.

Wang, Y., Han, J., Li, W. & Xu, Z. (2007) Effect of different selenium source on growth

performances, glutathione peroxidase activities, muscle composition and selenium

concentration of allogynogenetic crucian carp (Carassius auratus gibelio). Animal Feed

Science and Technology, 134, 243-251.

Watanabe, T., Kiron, V. & Satoh, S. (1997) Trace minerals in fish nutrition. Aquaculture,

151, 185-207.

Webster, C.D. (2002) Nutrient requirements and feeding of finfish for aquaculture, CABI

Publishing., Wallingford

Wessjohann, L.A., Schneider, A., Abbas, M. & Brandt, W. (2007) Selenium in chemistry

and biochemistry in comparison to sulfur. Biological Chemistry, 388, 997-1006.

Yoshida, S., Haratake, M., Fuchigami, T. & Nakayama, M. (2011) Selenium in Seafood

Materials. Journal of Health Science, 57, 215-224.

Zhang, B. & Guo, Y. (2007) Beneficial effects of tetrabasic zinc chloride for weanling piglets

and the bioavailability of zinc in tetrabasic form relative to ZnO. Animal Feed Science and

Technology, 135, 75-85.

Zhang, J.S., Gao, X.Y., Zhang, L.D. & Bao, Y.P. (2001) Biological effects of a nano red

elemental selenium. Biofactors, 15, 27-38.

Capítulo 1 35

Zhang, W., Xiao, S., Samaraweera, H., Lee, E.J. & Ahn, D.U. (2010) Improving functional

value of meat products. Meat Science, 86, 15-31.

Zhou, X., Wang, Y., Gu, Q. & Li, W. (2009) Effects of different dietary selenium sources

(selenium nanoparticle and selenomethionine) on growth performance, muscle composition

and glutathione peroxidase enzyme activity of crucian carp (Carassius auratus gibelio).


Capítulo 2: Desempeño productivo,

composición y biodisponibilidad relativa de

selenio en tilapia nilótica (Oreochromis

niloticus) suplementada con selenio

orgánico e inorgánico

2.1. Resumen

El presente estudio evaluó el desempeño productivo y la composición corporal de selenio

en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus) suplementada con selenio dietario. Una dieta

práctica fue suplementada con selenio en forma de selenito de sodio o seleno-levadura en

niveles crecientes de suplementación (0,00, 0,10, 0,20, 0,40, 0,80, 1,60 mg/kg de dieta).

Un total de 336 individuos tilapia nilótica con un peso inicial de 13,41±0,12 g fueron

distribuidos de forma aleatoria en 48 acuarios de vidrio (80 L, 4 réplicas, 7 peces por

acuario). No se detectó selenio en el agua de abastecimiento. Los peces fueron

alimentados hasta saciedad aparente 3 veces al día por un periodo de 9 semanas. El

desempeño productivo de la tilapia nilótica no fue afectado (P>0,05) por la suplementación

de selenio dietario. El selenio corporal se incrementó de forma lineal (P<0,05) con la

suplementación de selenio orgánico e inorgánico. La composición corporal de selenio fue

menor (P<0,05) en los peces suplementados con selenito de sodio (1,67±0,14 mg/kg) en

comparación con la seleno-levadura (1,95±0,21 mg/kg). A partir de la relación entre

pendientes se estimó que la biodisponibilidad relativa de la seleno-levadura para la

composición de selenio corporal fue de 155,72% con relación al selenito de sodio (fijada

en 100%). De acuerdo con los resultados, la concentración basal de selenio dietario (0,21

mg/kg) no limitó el desempeño productivo de la tilapia nilótica. La suplementación de



selenio orgánico (seleno-levadura) e inorgánico (selenito de sodio) entre 0,10 y 1,60 mg/kg

no afectó el desempeño productivo de la tilapia nilótica.

Palabras clave: biodisponibilidad relativa, selenito de sodio, seleno-levadura,

suplementación

2.2. Introducción

El selenio es un nutriente esencial para los peces, necesario para un adecuado desarrollo,

crecimiento y mantenimiento de funciones metabólicas (Watanabe et al., 1997). El carácter

esencial de este mineral responde a la intervención que tiene en diversos procesos

fisiológicos (principalmente de óxido-reducción y sistema antioxidante) en forma de

enzimas (seleno-proteínas) que contienen en su estructura el aminoácido seleno-cisteína

(Lobanov et al., 2009, Lobanov et al., 2007). El selenio es componente integral de enzimas

como la glutatión peroxidasa (Pacitti et al., 2013), tiorredoxina reductasa (Arnér &

Holmgren, 2000) e iodotironina deiodinasa (Sanders et al., 1999, Köhrle et al., 2005), entre

otras seleno-proteínas (Kryukov & Gladyshev, 2000).

El requerimiento de selenio dietario se ha determinado en trucha (Salmo gairdneri) (0,15-

0,38 mg/kg), pez gato americano (Ictalurus punctatus) (0,25 mg/kg), mero (Epinephelus

malabaricus) (0,70 mg/kg), lubina estriada (Morone chrysops x M. saxatilis) (0,15 mg/kg),

cobia (Rachycentron canadum) (0,79 mg/kg) y carpa (Carassius auratus gibelio) (1,18

mg/kg) (Hilton JW, 1980, Gatlin III & Wilson, 1984, Lin & Shiau, 2005, Jaramillo, 2006, Liu

et al., 2010, Han et al., 2011), en términos de crecimiento, actividad glutatión peroxidasa y

retención corporal de selenio. Debido al carácter esencial del selenio para los peces se ha

considerado la necesidad de suplementar el mineral, principalmente para especies cuyos

hábitos alimenticios permiten la inclusión mayoritaria de materias primas de origen vegetal,

como la tilapia (Oreochromis sp.) (Lovell & Wang, 1997, El-Saidy & Gaber, 2002). Las

harinas de pescado y subproductos de mar representan las principales fuentes de selenio

entre las materias primas empleadas para la alimentación de peces (National Research

Council, 2011), sin embargo, se ha sugerido que la disponibilidad del selenio presente en

Capítulo 2 39

algunas harinas de pescado es limitada debido a la formación de complejos (presencia de

metales pesados) (Yoshida et al., 2011, Bell & Cowey, 1989). Por otro lado, no se puede

desconocer la importancia de reducir progresivamente la utilización estos insumos en la

acuicultura (Hardy, 2010, Da et al., 2012).

Se han reportado efectos positivos de la suplementación con selenio en dietas para peces,

principalmente relacionados con la respuesta frente a agentes generadores de estrés

como el manejo en altas densidades (Kücükbay et al., 2009), manipulación continua (Rider

et al., 2009), metales pesados (Abdel-Tawwab et al., 2007, Abdel-Tawwab & Wafeek,

2010, Lin & Shiau, 2007) y contaminantes químicos como el metil- paratión (Monteiro et

al., 2009). Considerar la suplementación de selenio en la alimentación de los peces

requiere establecer un margen se seguridad, teniendo en cuenta que es un mineral tóxico

cuando se sobrepasan determinados niveles de ingestión, que varían de acuerdo a la

especie, la fuente de selenio, la cantidad y tiempo de exposición, entre otros factores

(Hamilton, 2004, Lee et al., 2010).

Existen diversas fuentes comerciales de selenio que han sido utilizadas en la alimentación

de peces. Las fuentes orgánicas más comunes comprenden los quelatos (aminoácidos,

proteínas) y la levadura enriquecida (seleno-levadura); por otro lado, las principales

fuentes inorgánicas son el selenato y selenito de sodio (EFSA, 2008, Paripatananont &

Lovell, 1997). Las fuentes de selenio orgánico presentan una mayor disponibilidad para los

peces en comparación con las inorgánicas (Wang & Lovell, 1997, Rider et al., 2010, Wang

et al., 2007). Una metodología empleada para estimar la biodisponibilidad de un nutriente

es el análisis de relación de pendientes (Littell et al., 1995, Littell et al., 1997) que ha sido

utilizada en especies terrestres (Huang et al., 2013, Wang et al., 2012, Zhang & Guo, 2007)

y acuáticas (Shao et al., 2010, Do Carmo E SÁ et al., 2005, Jaramillo Jr et al., 2009).

El objetivo del presente trabajo fue evaluar el desempeño productivo, la retención corporal

y biodisponibilidad relativa de selenio en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus)

suplementada con selenito de sodio y seleno-levadura.



2.3. Materiales y métodos

2.3.1. Dietas experimentales

Se formuló una dieta basal teniendo en cuenta los requerimientos nutricionales descritos

para la tilapia (National Research Council, 2011), utilizando materias primas de uso

frecuente en la industria de alimentos balanceados para animales y premezcla mineral sin

selenio (Tabla 2-1). Las dietas se fabricaron en la Unidad de Procesamiento de Alimentos

de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad Nacional de

Colombia.

Para la elaboración de la dieta basal los ingredientes fueron molidos y mezclados

mecánicamente (Javar MZ-100, Javar, COL). La dieta basal fue suplementada con selenio

en forma de selenito de sodio (10% selenio, Solla S.A.) o seleno-levadura (Sel-Plex 1000,

Alltech, USA) en niveles crecientes de suplementación (0,00, 0,10, 0,20, 0,40, 0,80, 1,60

mg/kg de dieta), para obtener un total de 12 dietas experimentales. Las fuentes de selenio

fueron incorporadas gradualmente a la dieta basal. Inicialmente, la fuente de selenio se

mezcló en 50 g de dieta basal, posteriormente en 500 g y finalmente se agregó a la

totalidad de la dieta para su incorporación definitiva con un mezclador en “V” (Yoshida

Seisakusho, JAP).

Las mezclas fueron humedecidas con agua destilada deionizada (23% del peso de la

mezcla), tamizadas y extruidas en micro extrusora (Exteec Máquinas, BRA) para obtener

un tamaño de partícula alrededor de 2,5 mm de diámetro. Posteriormente las dietas fueron

secadas en horno de aire forzado (Shel Lab FX28-2, USA) por 24 horas a 60°C y enfriadas

a temperatura ambiente. Las dietas fueron empacadas y almacenadas en recipientes

plásticos.

Capítulo 2 41

2.3.2. Procedimiento experimental

El estudio se llevó a cabo en la Universidad Nacional de Colombia sede Bogotá, en el

Laboratorio de Nutrición Acuícola de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia.

Para el desarrollo del ensayo se utilizaron 48 acuarios de vidrio, con capacidad de 80 litros,

dotados con termostatos y filtros individuales adaptados a un sistema de aireación. Los

acuarios estaban parcialmente cubiertos (cara posterior y laterales) con material plástico

para minimizar el estrés. No se utilizó iluminación artificial durante el desarrollo del estudio.

Para el desarrollo del ensayo se utilizó agua del sistema de acueducto local. El agua era

almacenada en tanques plásticos con aireación permanente (piedra difusora) por 48 horas

antes de ser utilizada.

Se utilizaron 672 alevinos reversados de tilapia nilótica (Oreochromis niloticus, variedad

Chitralada) adquiridos en una explotación comercial. Antes de iniciar la fase experimental

los animales tuvieron un periodo de acostumbramiento de 45 días a las condiciones de

manejo del laboratorio (14 peces/acuario) y a la dieta basal (sin suplementación de

selenio). Durante el periodo de acostumbramiento y la fase experimental se realizó

limpieza del acuario por sifoneo y recambio de agua (6,25%, 5 litros acuario/día). Para el

periodo experimental se registró diariamente la temperatura del agua por medio de

termómetros de mercurio adaptados a cada acuario (26,53±0,02°C) y semanalmente se

realizaron determinaciones de oxígeno disuelto (4,88±0,40 mg/L), pH (6,14±0,10), amonio

(0,02±0,00 mg/L), nitritos (0,59±0,08 mg/L), dureza (57,34±2,04 mg/L) y alcalinidad

(47,28±1,81 mg/L) con Kit Hach FF1-A (Hach, USA). Los parámetros de calidad de agua

fueron cercanos a los valores óptimos para crecimiento de la tilapia (Mjoun & Rosentrater,

2010, DeLong et al., 2009).

Una vez terminado el periodo de acostumbramiento se realizó un periodo de ayuno de 24

horas y se registró el peso de los peces en balanza digital (WTB 3000, Radwag, PO). Del

grupo inicial de peces se seleccionaron 336 individuos con un peso promedio de

13,41±0,12 g que fueron distribuidos de forma aleatoria en los 48 acuarios (7

animales/acuario). Cada una de las 12 dietas experimentales fue asignada aleatoriamente

a 4 acuarios.



El periodo experimental tuvo una duración de 9 semanas. Durante este periodo los peces

fueron alimentados con las dietas experimentales tres veces por día (8:30 am, 12:30 pm y

4:30 pm) hasta saciedad aparente. Los residuos de alimento eran retirados al finalizar cada

rutina de alimentación mediante sifoneo. Diariamente se registró la cantidad de alimento

ofrecida a cada acuario. Al finalizar el periodo experimental se realizó un periodo de ayuno

de 24 horas y se registró el peso de cada individuo en los diferentes acuarios.

Posteriormente, 3 peces de cada acuario fueron inmovilizados mediante hipotermia (Ross

& Ross, 2008), sacrificados mediante corte de la médula espinal, dispuestos en bolsas

plásticas herméticas y congelados a -20°C (Tinggi, 1999, Silva et al., 2011). Los animales

congelados fueron cortados en trozos, procesados en molino de carne (JavarM-12, Javar,

COL) y homogenizados formando un pool por acuario; este material fue secado en horno

de aire forzado (Shel Lab FX28-2, USA) a 60°C por 48 horas (Diaz-Alarcon et al., 1996).

Las muestras deshidratadas fueron maceradas en un mortero de porcelana, procesadas

en micro-molino (A11 Basic, IKA, CHN) y almacenadas en bolsas plásticas herméticas a

temperatura ambiente para el posterior análisis.

2.3.3. Métodos analíticos

La composición proximal de la dieta basal (Tabla 2-1) fue determinada en el Laboratorio

de Nutrición Animal de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia de la

Universidad Nacional de Colombia (Bogotá) de acuerdo a los protocolos establecidos por

la AOAC (1990). La concentración de selenio en las dietas experimentales se determinó

en el Laboratorio Especializado en Análisis de Elementos Traza de la Universidad de La

Salle con base en el método EPA I03.1 y el propuesto por Harper et al. (1983), por medio

de espectrometría de masas con plasma de acoplamiento inductivo (ICAP 6300, Thermo

Scientific, USA). La determinación de selenio corporal se realizó en Nutrianálisis Ltda.

mediante espectrofotometría de absorción atómica con generador de hidruros (Perkin

Elmer 800 FIAS-100, PerkinElmer, USA) tomando como referencia el método 986.15

descrito por la AOAC (2006). Para las muestras de cuerpo entero deshidratado se realizó

un proceso de digestión húmeda en frascos de vidrio con cierre hermético. Se pesaron 0,5

g de muestra molida y se añadieron 3 ml de ácido nítrico concentrado (≥65%, Sigma-

Capítulo 2 43

Aldrich, USA). Las muestras se calentaron a 90°C en autoclave con agua a nivel de la

muestra por 15 minutos. Posteriormente el contenido de los frascos se transfirió a un balón

volumétrico de 25 ml, lavando cuidadosamente las paredes con agua destilada

desionizada y se ajustó el volumen final. La muestra se agitó repetidamente y se filtró para

retirar cualquier residuo. El material filtrado se utilizó para la lectura por absorción atómica,

ajustando el equipo de acuerdo a las especificaciones del fabricante. La concentración de

selenio total en las muestras de alimento y cuerpo entero se reportó en mg/kg de materia

seca.

Se evaluó la concentración de selenio en el agua de abastecimiento del laboratorio por

espectrofotometría de absorción atómica con generador de hidruros (Shimadzu AA 6800,

Shimadzu, JAP) con base en el método 3114C descrito por la APHA (2005). Este análisis

se llevó acabo en el Laboratorio Instrumental de Alta Complejidad de la Universidad de La

Salle.

2.3.4. Cálculos y análisis estadístico

Todos los resultados se presentan como media ± error estándar. Para el periodo

experimental de 9 semanas se evaluó el desempeño productivo de los animales y la

composición final de selenio corporal. Las variables evaluadas fueron calculadas de la

siguiente manera:

Sobrevivencia (Sb, %) = (Número de peces final / Número de peces inicial) x 100

Ganancia diaria de peso (GDP, g/d) = (biomasa final acuario (g) - biomasa inicial

acuario (g))/ tiempo (d)

Consumo aparente de alimento acuario (CON, g/d) = alimento ofrecido periodo

(g) / tiempo (d)

Conversión alimenticia aparente (CAA) = alimento ofrecido acuario (g) / ganancia

de peso acuario (g)

Tasa específica de crecimiento (TEC, %/d) = [(ln biomasa final (g) - ln biomasa

inicial (g))/ tiempo (d)] x 100



Consumo estimado de selenio (mg) = concentración selenio dieta (mg/kg) x

consumo aparente de alimento en el periodo (kg)

Factor de concentración (FC) = selenio corporal (mg) / consumo estimado de

selenio (mg)

El experimento se realizó bajo un modelo completamente al azar con estructura factorial

2x6, con dos fuentes de selenio (selenito de sodio y seleno-levadura) y seis niveles de

inclusión de selenio dietario (0,00, 0,10, 0,20, 0,40, 0,80, 1,60 mg/kg). Se consideró cada

acuario como la unidad experimental y se obtuvo una respuesta única por acuario. Para

todas las variables se verificaron los supuestos del modelo y se realizó el análisis de

varianza correspondiente siguiendo la metodología de Martínez et al. (2011). La variable

CAA fue transformada empleando la función logaritmo (Log10Y). Cuando se identificaron

diferencias significativas (P<0,05) por el efecto de los tratamientos, la comparación entre

las medias se realizó mediante análisis de regresión polinomial.

Se determinó la biodisponibilidad relativa (RBV) de la seleno-levadura con relación al

selenito de sodio para la composición corporal de selenio. Este procedimiento se realizó

mediante regresión lineal múltiple de acuerdo a la metodología de análisis de pendientes

y estimación de error estándar aproximado propuesta por Littell et al. (1995, 1997),

evaluando los supuestos de validez y relación de pendientes con una significancia del 5%.

Para este análisis se utilizó el consumo estimado de selenio en el periodo como variable

independiente. Se realizó un procedimiento de regresión (línea quebrada) para el FC

mediante la metodología propuesta por Robbins et al. (2006). Los análisis estadísticos se

realizaron con el programa de análisis estadístico SAS 9.2 (Statistical Analysis System,

USA).

Capítulo 2 45

2.4. Resultados

2.4.1. Parámetros productivos

No se detectó selenio en las muestras de agua de abastecimiento analizadas. En la Tabla

2-2 se presentan los resultados productivos obtenidos al finalizar el estudio con las dietas

experimentales. No se observaron diferencias significativas (P>0,05) entre las fuentes de

selenio utilizadas para las variables de desempeño evaluadas. La GDP, TEC y CON fueron

significativos (P<0,05) para el nivel de suplementación de selenio dietario, sin embargo no

se encontró una respuesta lineal, cuadrática, ni cúbica (P>0,05) de estas variables

productivas con los diferentes niveles de suplementación. La sobrevivencia para el ensayo

fue superior al 85,71% (Tabla 2-2).

2.4.2. Composición corporal de selenio

En la Tabla 2-3 se presentan los resultados de concentración de selenio corporal y

biodisponibilidad relativa (RBV). La suplementación de selenio dietario influenció la

composición final de selenio corporal en los animales experimentales. La acumulación de

selenio corporal fue mayor (P<0,05) con la seleno-levadura (1,95±0,21 mg/kg) en

comparación con el selenito de sodio (1,67±0,14 mg/kg). La concentración corporal de

selenio se incrementó de manera lineal (P<0,05) con la suplementación de selenio dietario.

No se encontró interacción (P>0,05) entre las fuentes de selenio evaluadas con el nivel de

suplementación. En la Figura 2-1 se observa la composición corporal de selenio en la

tilapia nilótica suplementada con selenio dietario.

De acuerdo al análisis de biodisponibilidad relativa se observaron diferencias significativas

(P<0,05) entre las pendientes para la concentración corporal de selenio por la

suplementación con selenito de sodio y seleno-levadura. A partir de la relación entre

pendientes se estimó que la biodisponibilidad relativa de la seleno-levadura para la

composición de selenio corporal fue de 155,72% (Tabla 2-3). El factor de concentración de

selenio corporal fue afectado únicamente por el nivel de suplementación (P<0,05). En la



Figura 2-2 se observa la relación entre el selenio dietario y el factor de concentración. El

factor de concentración disminuye desde el menor nivel de suplementación de selenio

dietario (0,10 mg/kg) hasta un valor estimado de 0,64 mg/kg a partir del cual permanece

constante.

2.5. Discusión

2.5.1. Parámetros productivos

La dieta basal suministrada a los peces en el presente estudio tenía un contenido de

selenio de 0,21 mg/kg y adición de vitamina E de acuerdo al requerimiento para la especie

(National Research Council, 2011). Teniendo en cuenta que no se encontró presencia de

selenio en el agua de abastecimiento se asumió que la dieta representó la única fuente de

selenio que ingresó al sistema (acuario). De acuerdo a los resultados, la suplementación

de selenio en forma de selenito de sodio o seleno-levadura no afectó el desempeño

productivo de los animales experimentales (Tabla 2-2). Resultados similares fueron

obtenidos por Gomes (2008) y Massago (2012) quienes evaluaron la suplementación de

seleno-metionina (0,00-1,50 mg/kg) y dos fuentes de selenio dietario (selenito de sodio y

seleno-levadura, 0,00-1,00 mg/kg), respectivamente, en dietas prácticas para juveniles de

tilapia nilótica. En estos trabajos no se encontraron efectos significativos de la adición de

selenio en el desempeño productivo de los animales. En otro estudio, Pereira et al. (2009)

evaluaron la suplementación de seleno-levadura (0,00-1,00 mg/kg) en dietas prácticas

para reproductores de tilapia nilótica sin encontrar diferencias significativas en términos de

crecimiento y consumo de alimento. Goes (2012) evaluó la suplementación de selenio

(0,00-4,00 mg/kg) y vitamina E (0,00-200 mg/kg) en la ración de juveniles de pacú

(Piaractus mesopotamicus). En dicho estudio los niveles de vitamina E y selenio no

interactuaron entre sí y no afectaron significativamente el desempeño productivo de los

animales. En contraste, existen reportes de efectos positivos de la suplementación de

selenio en el crecimiento de peces como matrinxa (Brycon cephalus) (selenito de sodio,

1,32 mg/kg) (Monteiro et al., 2007), carpa común (Cyprinus carpio) (selenito de sodio, 0,16

mg/kg) (Gaber, 2007) y carpa (Carassius auratus gibelio) empleando selenito de sodio y

Capítulo 2 47

seleno-metionina (0,50 mg/kg) (Wang et al., 2007), así como seleno-metionina y nano

partículas de selenio (0,50 mg/kg) (Zhou et al., 2009); es importante resaltar que la

concentración analizada de selenio en las dietas control de dichas investigaciones era

claramente deficitaria en selenio (valores inferiores a 0,1 mg/kg) (Watanabe et al., 1997),

razón por la cual la promoción en la repuesta de los animales representaba un evento

probable (selenio nutriente esencial).

El selenio es un mineral esencial para los peces, la deficiencia genera impactos negativos

en estos animales como retraso en el crecimiento, incremento de la mortalidad y reducción

en la actividad de seleno-proteínas, entre otros (Bell et al., 1987, Gatlin III & Wilson, 1984,

Poston et al., 1976). De acuerdo a los resultados, en las condiciones de manejo empleadas

una concentración de selenio dietario alrededor de 0,21 mg/kg no limitó el desempeño

productivo de la tilapia nilótica y el contenido de selenio en las materias primas utilizadas

fue suficiente para soportar la demanda para el crecimiento de los animales. Una

concentración superior de selenio dietario, sin importar la forma química, no indujo una

mejora adicional en el rendimiento de la tilapia nilótica. El requerimiento de selenio dietario

en especies de aguas continentales como la trucha arco iris, pez gato americano y lubina

estriada, se encuentra entre 0,15 y 0,38 mg/kg de selenio (dietas semi-purificadas) (Hilton

JW, 1980, Gatlin III & Wilson, 1984, Jaramillo, 2006), rango dentro del cual se ubica la

concentración de selenio de la dieta basal empleada en este estudio; en el presente trabajo

se decidió considerar la utilización de dietas prácticas ya que permiten una mayor

aproximación a las características de las matrices alimenticias suministradas en

condiciones comerciales (Fernandes, 2008).

Teniendo en cuenta que la función del selenio en la nutrición de los peces y organismos

terrestres está principalmente relacionada con procesos de óxido-reducción y sistema

antioxidante (Lobanov et al., 2009, Pacitti et al., 2013), los efectos positivos de la

suplementación de selenio en el desempeño productivo de los animales son apreciables

cuando se presentan eventos manifiestos de estrés, los cuales incrementan la demanda

de agentes antioxidantes (Halver et al., 2004, Rider et al., 2009, Hamre et al., 2004). Este

escenario se evidencia en la investigación realizada por Abdel-Tawwab & Wafeek (2010)

quienes mostraron que la suplementación de selenio dietario (4,5 mg/kg seleno-levadura,

concentración final selenio 5,54 mg/kg) mejoró la ganancia de peso y conversión

alimenticia de la tilapia nilótica expuesta a concentraciones crecientes de cadmio en el



agua (0,00-2,23 mg/L), en comparación con dietas sin adición de selenio. En otro estudio,

Kücükbay et al. (2009) identificaron una respuesta lineal positiva de la ganancia de peso y

conversión alimenticia en trucha arcoíris sometida a un manejo en altas densidades (25

vs. 100 kg/m3) por la suplementación de selenio en forma de selenito de sodio o seleno-

metionina (0,30 mg/kg, concentración final selenio 1,10 mg/kg). En el caso particular del

presente estudio, se buscó minimizar la manifestación de agentes generadores de estrés

ajenos a las dinámicas específicas de cada unidad experimental y al efecto de su

respectivo tratamiento en las condiciones de manejo establecidas.

La tilapia nilótica es considerada una especie territorial, que establece rápidamente

relaciones jerárquicas que determinan el estatus, comportamiento social y desempeño de

los individuos dentro de una población específica (Barcellos et al., 1999). Este

comportamiento natural de la especie fue observado en el presente estudio, principalmente

en las etapas de la investigación que requerían el establecimiento de nuevos grupos de

animales. Sin embargo, un evento particular registrado durante el transcurso del

experimento fue un marcado comportamiento agresivo de individuos en algunas unidades

experimentales de los tratamientos con menor concentración de selenio (suplementación

0,00 y 0,10 mg/kg), situación que no ocurrió con la misma intensidad en el resto de los

grupos. Monteiro et al. (2007) reportaron la manifestación de canibalismo en matrinxa

alimentada con una dieta baja en selenio (0,0024 mg/kg) en comparación con animales

suplementados con el mineral (1,5 mg/kg), sugiriendo la deficiencia de selenio como uno

de los factores que promovió este tipo de comportamiento en los individuos. Sin embargo,

la presentación de eventos pronunciados de agresión en algunas unidades experimentales

de los menores niveles de suplementación del presente estudio y su asociación con una

deficiencia nutricional de selenio, debe ser confrontada con parámetros fisiológicos

específicos. Adicionalmente, se debe tener en cuenta que los cambios en el

comportamiento de los peces responden diversos factores tanto bióticos como abióticos

(Vera Cruz & Brown, 2007, Carvalho et al., 2013). Profundizar en la relación entre la

suplementación de selenio dietario y el comportamiento social de la tilapia nilótica se

apartaba de los alcances de este estudio, así como las metodologías necesarias para

evaluar de forma certera este tipo de asociación.

Capítulo 2 49

El selenio es un mineral esencial, sin embargo su potencial como agente tóxico se

encuentra ampliamente documentado en peces (Hamilton, 2004). Los niveles de

suplementación de selenio dietario empleados en este estudio (0,10-1,60 mg/kg como

selenito de sodio o seleno-levadura) aparentemente no generaron efectos tóxicos para la

tilapia nilótica en términos de desempeño productivo, considerando que no afectaron los

parámetros evaluados. El mayor nivel de suplementación empleado (1,60 mg/kg –

alrededor de 1,93 mg/kg total) se encuentra por debajo del umbral de toxicidad para peces

de aguas continentales sugerido por Hamilton (2003) (3 mg/kg selenio dietario). No se

observaron patrones de comportamiento atípicos para la tilapia nilótica como alteraciones

en la capacidad de nado, previamente reportados en casos de intoxicación por selenio

(Thomas & Janz, 2011, Tashjian et al., 2006).

2.5.2. Composición corporal de selenio

La utilización del selenio dietario por parte de los peces depende, entre otros factores, de

la forma química en que se encuentre este mineral. En el presente estudio la acumulación

de selenio corporal fue superior con la fuente orgánica (seleno-levadura) en comparación

con la forma inorgánica (selenito de sodio) (Tabla 2-3). Estos resultados concuerdan con

los hallazgos reportados tanto en peces como en animales terrestres, la biodisponibilidad

para la acumulación en tejidos de las formas orgánicas de selenio es mayor que la de

compuestos inorgánicos (Lorentzen et al., 1994, Wang & Lovell, 1997, Paripatananont &

Lovell, 1997, Jaramillo, 2006, Lyons et al., 2007). En el presente estudio no se realizó la

verificación de las principales formas químicas de selenio presentes en la fuente orgánica

utilizada (seleno-levadura), sin embargo, existen reportes que indican que la seleno-

levadura está compuesta principalmente de seleno-metionina (60-85%), seleno-cisteína

(2-4%), un residual inorgánico (alrededor de 1%) y otras formas menores de selenio

(proporción restante) (EFSA, 2008).

La acumulación de selenio en los tejidos de los peces es diferencial, generalmente mayor

en órganos que intervienen en la asimilación y excreción del mineral como el hígado, riñón

y branquias (Lee et al., 2008, Tashjian et al., 2006, Wang & Lovell, 1997). En este trabajo

se evaluó la composición corporal de selenio como indicador global de la acumulación de



selenio dietario. La composición corporal de selenio tuvo un comportamiento lineal con

relación a la suplementación de selenio dietario (Tabla 2-3, Figura 2-1), respuesta

previamente documentada (Schram et al., 2008, Jaramillo et al., 2009, Cotter et al., 2008,

Gatlin III & Wilson, 1984).

De acuerdo con Ammerman et al. (1995), el término “biodisponibilidad” hace referencia al

grado en el cual un nutriente ingerido (de alguna fuente particular) es absorbido de manera

que puede ser utilizado por el metabolismo del animal. En el caso de los minerales, la

acumulación de estos nutrientes en los tejidos corporales se considera un parámetro

pertinente para la determinación de la biodisponibilidad (Wang et al., 2012). En el presente

estudio, la biodisponibilidad del selenio en la seleno-levadura para acumulación corporal

fue de 155,72% (relativa al selenito de sodio). Como se mencionó anteriormente, la seleno-

levadura está compuesta de diferentes formas de selenio, siendo la seleno-metionina el

componente mayoritario. Este seleno-aminoácido ingresa a los tejidos de forma

inespecífica sin ser discriminado de la metionina en el proceso de síntesis de proteínas

(Schrauzer, 2000), razón por la cual es acumulado de forma eficiente y representa una de

las principales formas de selenio identificadas en los tejidos (Schram et al., 2008). Existen

reportes de biodisponibilidad relativa de fuentes de selenio en alimentación de peces como

el estudio de Wang & Lovell (1997), quienes trabajaron con pez gato americano alimentado

con dietas semi-purificadas y determinaron que la biodisponibilidad relativa de la seleno-

levadura con relación al selenito de sodio (182 y 453% para la acumulación de selenio en

hígado y músculo, respectivamente). Jaramillo et al. (2009) evaluaron la suplementación

de seleno-metionina en lubina estriada alimentada con dietas semi-purificadas,

encontrando que la biodisponibilidad relativa de esta fuente para acumulación de selenio

corporal fue 330% con relación al selenito de sodio. Este último valor es claramente

superior al encontrado en el presente estudio con tilapia nilótica, ratificando que la

biodisponibilidad de un nutriente depende de diferentes factores como la especie, las

características de la fuente evaluada, tiempo y nivel de suplementación, tipo de

alimentación y el parámetro o tejido considerado en la evaluación.

En los peces los principales órganos que intervienen en el metabolismo del selenio son el

hígado y riñón, regulando la asimilación y excreción del mineral (Hilton et al., 1982,

Tashjian & Hung, 2006). El incremento de la concentración de selenio corporal y la

Capítulo 2 51

reducción en el factor de concentración observada en el presente estudio (Figura 2-2)

sugiere que pudo existir una progresiva excreción del mineral o una reducción en la

eficiencia de asimilación del mismo por debajo de 0,64 mg/kg (Hilton JW, 1980, Hilton et

al., 1982). Por encima de esta cantidad los mecanismos de regulación del selenio corporal

en la tilapia nilótica podrían haber sido limitados, teniendo en cuenta que la relación entre

selenio corporal y dietario se mantuvo estable a pesar del mayor ingreso de selenio al

sistema (indicando un proceso de bioacumulación). El factor de concentración de selenio

corporal observado fue similar para las dos fuentes de selenio evaluadas (P>0,05).

Teniendo en cuenta la mayor biodisponibilidad de la seleno-levadura este resultado

remarca el potencial de bioacumulación de las formas orgánicas de selenio que

representan una alternativa viable si se pretende incrementar la concentración corporal de

selenio en los peces con fines comerciales (Cotter et al., 2009). Por otro lado, de acuerdo

a Fan et al. (2002), las formas orgánicas de selenio atraen especial atención ya que

representan agentes claves de bioaculumación y ecotoxicidad en las cadenas tróficas.

Cómo se mencionó antes, en este trabajo aparentemente no existió un evento manifiesto

de toxicidad por selenio. La mayor concentración de selenio corporal obtenida fue de

3,46±0,29 mg/kg con la seleno-levadura (Tabla 2-3), valor cercano umbral de toxicidad

sugerido por Hamilton (2003) (4 mg/kg selenio corporal).

2.6. Conclusiones

La concentración basal de selenio dietario en la dieta práctica evaluada (0,21 mg/kg) no

limitó el desempeño productivo de la tilapia nilótica. La suplementación de selenio orgánico

(seleno-levadura) e inorgánico (selenito de sodio) entre 0,10 y 1,60 mg/kg no afectó el

desempeño productivo de la tilapia nilótica. El selenio corporal se incrementó de forma

lineal con la suplementación de selenio en forma de selenito de sodio y seleno-levadura.

De acuerdo al análisis de pendientes la biodisponibilidad relativa de la seleno-levadura con

respecto al selenito de sodio para acumulación corporal de selenio fue de 155,72%,

ratificando el potencial de bioacumulación de las fuentes orgánicas para incrementar la

concentración corporal de selenio en los peces.



TABLAS Y FIGURAS

Tabla 2-1: Inclusión de ingredientes y composición analizada de la dieta basal

Ingrediente %

Torta de soya (47%) 34,50 Composición analizada

Maíz 18,47 Materia seca, % 89,75

Gluten de maíz 14,50 Proteína cruda, % 34,96

Soya integral tostada 13,10 Energía bruta, kcal/kg 4398,00

Arroz quebrado 9,70 Extracto etéreo, % 4,86

Harina de pescado (67%) 2,91 Fibra bruta, % 2,66

Fosfato bicálcico 2,87 Cenizas, % 6,70

Aceite de palma 1,05 Selenio, mg/kg 0,21

Aceite de soya 0,60

L-Lisina HCl 0,55

DL-Metionina 0,47

L-Treonina 0,29

L-Triptófano 0,01

Sal Común 0,43

Carbonato de calcio 0,23

Premezcla Min, Vit 1 0,20

Cloruro de colina 0,10

BHT 0,02 1 Suplemento vitamínico y mineral, sin selenio (Solla S.A., composición por kilogramo de producto):

Vit.A 2.700.000 UI; Vit.D3 180.000 UI; Vit.E 30.000 mg; Vit.K3 200 mg; Vit.B1 4.500 mg; Vit.B2

3.000 mg; Niacina 13.000 mg; Ácido pantoténico 5.000 mg; Vit.B6 7.500 mg; Biotina 30 mg;

Ácido fólico 500 mg; Vit. B12 5 mg; Vit.C 10.000 mg; Cu 2.500 mg; I 400 mg; Fe 42.500 mg;

Mn 3.500 mg; Zn 10.000 mg

Capítulo 2 53

Tabla 2-2: Desempeño productivo de tilapia nilótica con suplementación de selenio1

Selenio suplementado GDP (g/d) TEC (%/d) CON (g/d) CAA Sb (%)

Fuente

Selenito de sodio 9,55±0,24 3,09±0,04 8,40±0,10 0,89±0,02 95,03±2,31

Seleno-levadura 9,75±0,22 3,12±0,03 8,22±0,15 0,85±0,01 95,92±1,75

Nivel (mg/kg)

0,00 10,55±0,17 3,23±0,02 8,78±0,18 0,83±0,02 95,92±2,63

0,10 8,69±0,34 2,96±0,05 7,92±0,31 0,91±0,02 93,88±2,89

0,20 10,16±0,27 3,17±0,04 8,67±0,19 0,86±0,02 100,00±00,00

0,40 9,76±0,21 3,13±0,03 8,24±0,12 0,85±0,01 97,96±2,04

0,80 9,54±0,47 3,09±0,07 8,10±0,21 0,86±0,04 94,64±3,76

1,60 9,25±0,45 3,03±0,07 8,23±0,17 0,91±0,06 91,07±5,36

Fuente x Nivel 2

Selenito de sodio

0,00 (0,20) 10,88±0,29 3,27±0,04 8,84±0,14 0,81±0,03 100,00±00,00

0,10 (0,26) 9,23±0,28 3,04±0,05 8,30±0,32 0,90±0,02 96,43±3,57

0,20 (0,38) 9,84±0,33 3,13±0,06 8,46±0,13 0,86±0,02 100,00±00,00

0,40 (0,59) 9,91±0,22 3,14±0,03 8,25±0,18 0,83±0,01 100,00±00,00

0,80 (0,95) 8,93±0,84 3,00±0,12 8,12±0,44 0,92±0,06 89,29±6,84

1,60 (1,91) 8,87±0,83 2,98±0,13 8,54±0,12 0,99±0,11 85,71±10,10

Seleno-levadura

0,00 (0,22) 10,31±0,09 3,20±0,02 8,74±0,31 0,85±0,02 92,86±4,12

0,10 (0,30) 7,96±0,43 2,85±0,07 7,40±0,48 0,93±0,05 90,48±4,76

0,20 (0,42) 10,60±0,38 3,24±0,06 8,95±0,39 0,85±0,04 100,00±00,00

0,40 (0,58) 9,56±0,42 3,11±0,06 8,23±0,17 0,86±0,02 95,24±4,76

0,80 (0,97) 10,16±0,31 3,18±0,05 8,07±0,15 0,80±0,01 100,00±00,00

1,60 (1,94) 9,63±0,37 3,09±0,06 7,92±0,24 0,83±0,04 96,43±3,57

P>F

Fuente 0,474 0,428 0,267 0,125 0,744

Nivel 0,008 0,011 0,026 0,472 0,477

Fuente x Nivel 0,091 0,118 0,212 0,136 0,195

Regresión 3 NS NS NS 1 GDP: Ganancia diaria de peso; TEC: Tasa específica de crecimiento; CON: Consumo de alimento; CAA: Conversión alimenticia aparente; SB: Sobrevivencia 2 En paréntesis valor de selenio analizado (mg/kg) 3 NS: Respuesta no significativa (P>0,05) al nivel de suplementación para efectos lineal, cuadrático y cúbico



Tabla 2-3: Concentración de selenio corporal y biodisponibilidad relativa (RBV) 1

Selenio suplementado

Selenio corporal FC 2

Regresión RBV 3

(mg/kg) Pendiente RBV (%)

Fuente

Selenito de sodio 1,67±0,14b 3,88±0,49 1,34±0,22 100,00

Seleno-levadura 1,95±0,21a 3,88±0,37 2,09±0,23 155,72±0,10

Nivel de Selenio (mg/kg)

0,0 1,16±0,10 6,49±0,59

0,1 1,47±0,09 5,90±0,41

0,2 1,51±0,14 4,43±0,46

0,4 1,17±0,14 2,35±0,28

0,8 2,21±0,19 2,73±0,30

1,6 3,07±0,26 1,82±0,19

Fuente x Nivel 4

Selenito de sodio

0,0 (0,20) 1,13±0,19 6,78±1,18

0,1 (0,26) 1,49±0,15 6,35±0,52

0,2 (0,38) 1,65±0,23 5,00±0,70

0,4 (0,59) 1,06±0,23 2,14±0,48

0,8 (0,95) 1,90±0,16 2,23±0,31

1,6 (1,91) 2,68±0,34 1,49±0,28

Seleno-levadura

0,0 (0,22) 1,18±0,12 6,26±0,69

0,1 (0,30) 1,43±0,09 5,30±0,57

0,2 (0,42) 1,33±0,06 3,66±0,01

0,4 (0,58) 1,32±0,10 2,63±0,19

0,8 (0,97) 2,53±0,27 3,24±0,40

1,6 (1,94) 3,46±0,29 2,15±0,12

P-Valor

Fuente 0,038 0,996

Nivel <0,001 <0,001

Fuente x Nivel 0,133 0,156

Regresión 5 S (L) S (L,Q,C) 1 Resultados expresados en materia seca 2 FC: Factor de concentración 3 Diferencia entre pendientes por fuente de selenio (P=0,002). Consumo estimado de selenio como

variable independiente. RBV del selenito de sodio fijada en 100%. 4 En paréntesis valor de selenio analizado (mg/kg) 5 S: Respuesta significativa (P<0,05) al nivel de suplementación. L (Lineal), Q (cuadrático),

C (cúbico)

Capítulo 2 55

Figura 2-1: Selenio corporal en tilapia nilótica suplementada con selenito de sodio y

seleno-levadura

Figura 2-2: Relación entre el selenio dietario y el factor de concentración selenio corporal

(▲) Selenito de sodio y = 0,82 x+1,07

R2Ajustado= 0,74

(■) Seleno-Levadura y =1,38 x + 0,86

R2Ajustado= 0,92

y = 2,28 + 10,44 (0,64 - x) R

2Ajustado= 0,94



2.7. Referencias

Abdel-Tawwab, M., Mousa, M.A.A. & Abbass, F.E. (2007) Growth performance and

physiological response of African catfish, Clarias gariepinus (B.) fed organic selenium prior

to the exposure to environmental copper toxicity. Aquaculture, 272, 335-345.

Abdel-Tawwab, M. & Wafeek, M. (2010) Response of Nile Tilapia, Oreochromis niloticus

(L.) to environmental cadmium toxicity during organic selenium supplementation. Journal

of the World Aquaculture Society, 41, 106-114.

Ammerman, C.B., Baker, D.P. & Lewis, A.J. (1995) Bioavailability of Nutrients for Animals:

Amino Acids, Minerals, Vitamins, Elsevier Science.

AOAC (1990) Official Methods of Analysis. Association of Official Analytical Chemists.

AOAC (2006) AOAC 18th Ed Official Method 986.15 Arsenic, Cadmium, Lead, Selenium

and Zinc in Human and Pet Foods. Association of Official Analytical Chemists.

APHA (2005) Standard Methods for the Examination of Water & Wastewater, 21st ed.,

American Public Health Association, Washington, DC.



Barcellos, L.J.G., Nicolaiewsky, S., de Souza, S.M.G. & Lulhier, F. (1999) The effects of

stocking density and social interaction on acute stress response in Nile tilapia Oreochromis

niloticus (L.) fingerlings. Aquaculture Research, 30, 887-892.

Capítulo 2 57

Bell, J.G. & Cowey, C.B. (1989) Digestibility and bioavailability of dietary selenium from

fishmeal, selenite, selenomethionine and selenocystine in Atlantic salmon (Salmo salar).


Bell, J.G., Cowey, C.B., Adron, J.W. & Pirie, B.J.S. (1987) Some effects of selenium

deficiency on enzyme activities and indices of tissue peroxidation in Atlantic salmon parr

(Salmo salar). Aquaculture, 65, 43-54.

Carvalho, T.B., Mendonca, F.Z., Costa-Ferreira, R.S. & Goncalves-de-Freitas, E. (2013)

The effect of increased light intensity on the aggressive behavior of the Nile tilapia,

Oreochromis niloticus (Teleostei: Cichlidae). Zoologia, 30, 125-129.





Da, C.T., Lundh, T. & Lindberg, J.E. (2012) Evaluation of local feed resources as

alternatives to fish meal in terms of growth performance, feed utilisation and biological

indices of striped catfish (Pangasianodon hypophthalmus) fingerlings. Aquaculture, 364–

365, 150-156.

DeLong, D.P., Losordo, T., Rakocy, J. & Southern Regional Aquaculture, C. (2009) Tank

Culture of Tilapia, Southern Regional Aquaculture Center.

Diaz-Alarcon, J.P., Navarro-Alarcon, M., Lopez-Garcia de la Serrana, H. & Lopez-Martinez,

M.C. (1996) Determination of Selenium in Meat Products by Hydride Generation Atomic

Absorption Spectrometry Selenium Levels in Meat, Organ Meats, and Sausages in Spain.

Journal of Agricultural and Food Chemistry, 44, 1494-1497.

Do Carmo E SÁ, M.V., Pezzato, L.E., Barros, M.M. & De MagalhÃEs Padilha, P. (2005)

Relative bioavailability of zinc in supplemental inorganic and organic sources for Nile tilapia

Oreochromis niloticus fingerlings. Aquaculture Nutrition, 11, 273-281.






El-Saidy, D.M.S.D. & Gaber, M.M.A. (2002) Complete Replacement of Fish Meal by

Soybean Meal with Dietary L-Lysine Supplementation for Nile Tilapia Oreochromis niloticus

(L.) fingerlings. Journal of the World Aquaculture Society, 33, 297-306.

Fan, T.W.M., Teh, S.J., Hinton, D.E. & Higashi, R.M. (2002) Selenium biotransformations

into proteinaceous forms by foodweb organisms of selenium-laden drainage waters in

California. Aquatic Toxicology, 57, 65-84.

Fernandes, A. (2008) Colina em rações para tilápia do Nilo: desemphenho produtivo e

repostas hematológicas antes e após o estímulo a frio. Dissertaçao Mestrado. Faculdade

de Medicina Veterinaria e Zootecnia, Universidade Estadual Paulista – Botacatu.

Gaber, M. (2007) Efficiency of selenium ion inclusion into common carp (Cyprinus carpio

L) diets. Journal of Fisheries International, 2, 250-254.



Goes, E. (2012) Suplementação de selênio e vitamina E em dietas para o pacu (Piaractus

mesopotamicus). Dissertaçao Mestrado. Universidade Estadual do Oeste do Paraná.

Gomes, G. (2008) Suplementaçao com selênio orgânico nas dietas de tilápias do nilo

(Oreochromis niloticus). Dissertaçao Mestrado. Universidade Estadual Paulista -

Jaboticabal.

Halver, J.E., Felton, S.M. & Zbanyszek, R. (2004) Carcass selenium loss as an indicator of

stress in barge transported chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha Walbaum) smolts.


Capítulo 2 59

Hamilton, S.J. (2003) Review of residue-based selenium toxicity thresholds for freshwater

fish. Ecotoxicology and Environmental Safety, 56, 201-210.



Hamre, K., Christiansen, R., Waagbø, R., Maage, A., Torstensen, B.E., Lygren, B., Lie, Ø.,

Wathne, E. & Albrektsen, S. (2004) Antioxidant vitamins, minerals and lipid levels in diets

for Atlantic salmon (Salmo salar, L.): effects on growth performance and fillet quality.


Han, D., Xie, S., Liu, M., Xiao, X., Liu, H., Zhu, X. & Yang, Y. (2011) The effects of dietary

selenium on growth performances, oxidative stress and tissue selenium concentration of

gibel carp (Carassius auratus gibelio). Aquaculture Nutrition, 17, E741-E749.

Hardy, R.W. (2010) Utilization of plant proteins in fish diets: effects of global demand and

supplies of fishmeal. Aquaculture Research, 41, 770-776.

Harper, S.L., Walling, J.F., Holland, D.M. & Pranger, L.J. (1983) Simplex optimization of

multielement ultrasonic extraction of atmospheric particulates. Analytical Chemistry, 55,

1553-1557.




Hilton JW, H.P., Slinger SJ (1980) The Requirement and Toxicity of Selenium in Rainbow


Huang, Y.L., Lu, L., Xie, J.J., Li, S.F., Li, X.L., Liu, S.B., Zhang, L.Y., Xi, L. & Luo, X.G.

(2013) Relative bioavailabilities of organic zinc sources with different chelation strengths

for broilers fed diets with low or high phytate content. Animal Feed Science and Technology,

179, 144-148.





Dissertation. Texas A&M University.

Jaramillo Jr, F., Peng, L.I. & Gatlin Iii, D.M. (2009) Selenium nutrition of hybrid striped bass

(Morone chrysops × M. saxatilis) bioavailability, toxicity and interaction with vitamin E.





Köhrle, J., Jakob, F., Contempré, B. & Dumont, J.E. (2005) Selenium, the thyroid, and the

endocrine system. Endocrine Reviews, 26, 944-984.




Lee, S., Lee, J.-H., Bai, S.C. & Hung, S.S.O. (2010) Evaluation of the Dietary Toxic Level

of Selenium (Se) in Juvenile Olive Flounder, Paralichthys olivaceus. Journal of the World


Lee, S., Lee, J.H. & Bai, S.C. (2008) A preliminary study on effects of different dietary

selenium (Se) levels on growth performance and toxicity in juvenile black seabream,

Acathopagrus schlegeli (Bleeker). Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 21,

1794-1799.

Lin, Y.-H. & Shiau, S.-Y. (2005) Dietary selenium requirements of juvenile grouper,

Epinephelus malabaricus. Aquaculture, 250, 356-363.

Capítulo 2 61

Lin, Y.-H. & Shiau, S.-Y. (2007) The effects of dietary selenium on the oxidative stress of

grouper, Epinephelus malabaricus, fed high copper. Aquaculture, 267, 38-43.

Littell, R.C., Henry, P.R., Lewis, A.J. & Ammerman, C.B. (1997) Estimation of Relative

Bioavailability of Nutrients Using SAS Procedures. Journal of Animal Science, 75, 2672-

2683.

Littell, R.C., Lewis, A.J. & Henry, P.R. (1995) Statistical evaluation of bioavailability assays

In Bioavailability of Nutrients for Animals (Clarence, B.A., et al. eds.), pp. 5-33. Academic

Press, San Diego.



Lobanov, A., Fomenko, D., Zhang, Y., Sengupta, A., Hatfield, D. & Gladyshev, V. (2007)

Evolutionary dynamics of eukaryotic selenoproteomes: large selenoproteomes may

associate with aquatic life and small with terrestrial life. Genome Biology, 8, R198.

Lobanov, A.V., Hatfield, D.L. & Gladyshev, V.N. (2009) Eukaryotic selenoproteins and

selenoproteomes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General Subjects, 1790, 1424-

1428.



121, 359-367.

Lovell, R. & Wang, C. (1997) Comparison of organic and inorganic sources of selenium for

growth and health of Channel Catfish. Biotechnology in the feed industry: proceedings of

Alltech's thirteenth annual symposium, Nottingham University Press, Nottingham.



20, 1135-1155.



Martínez, R., Martínez, N. & Martínez, M. (2011) Diseño de experimentos en ciencias

agropecuarias y biológicas con SAS, SPSS, R y Statistix, Fondo Nacional Universitario,

IAC.

Massago, H. (2012) Suplementaçao de selenio em dietas para a tilapia do nilo

(Oreochromis niloticus). Dissertaçao Doutorado. Centro de Aquicultura da UNESP -

CAUNESP, Universidade Estadual Paulista - Jaboticabal.

Mjoun, K. & Rosentrater, K.A. (2010) Tilapia: Environmental biology and nutritional

requirements. South Dakota Cooperative Extension Service FS963-02 - South Dakota

State University.

Monteiro, D., Rantin, F. & Kalinin, A. (2007) Uso do selênio na dieta de matrinxã, Brycon

cephalus. Revista Brasileira de Saude e Producao Animal, 8, 32-47.

Monteiro, D.A., Rantin, F.T. & Kalinin, A.L. (2009) The effects of selenium on oxidative

stress biomarkers in the freshwater characid fish matrinxã, Brycon cephalus () exposed to

organophosphate insecticide Folisuper 600 BR® (methyl parathion). Comparative

Biochemistry & Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology, 149, 40-49.

National Research Council (2011) Nutrient Requirements of Fish and Shrimp, The National

Academies Press, Washington, DC.





Paripatananont, T. & Lovell, R.T. (1997) Comparative Net Absorption of Chelated and

Inorganic Trace Minerals in Channel Catfish Ictalurus punctatus diets. Journal of the World


Capítulo 2 63

Pereira, T., Fabregat, T., Fernandes, J., Boscolo, C., Castillo, J. & Koberstein, T. (2009)

Selênio orgnico na alimentação de matrizes de tilápia-do-Nilo (Oreochromis niloticus). Acta

Scientiarum Animal Sciences, 31, 433-437.

Poston, H.A., Combs, G.F. & Leibovitz, L. (1976) Vitamin E and Selenium Interrelations in

the Diet of Atlantic Salmon (Salmo salar): Gross, Histological and Biochemical Deficiency

Signs. The Journal of Nutrition, 106, 892-904.

Rider, S.A., Davies, S.J., Jha, A.N., Clough, R. & Sweetman, J.W. (2010) Bioavailability of

co-supplemented organic and inorganic zinc and selenium sources in a white fishmeal-

based rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) diet. Journal of Animal Physiology and Animal






Robbins, K.R., Saxton, A.M. & Southern, L.L. (2006) Estimation of nutrient requirements

using broken-line regression analysis. Journal of animal science, 84 Suppl, E155-165.

Ross, L. & Ross, B. (2008) Anaesthetic and Sedative Techniques for Aquatic Animals,

Blackwell.

Sanders, J.P., Van der Geyten, S., Kaptein, E., Darras, V.M., Kuhn, E.R., Leonard, J.L. &

Visser, T.J. (1999) Cloning and Characterization of Type III Iodothyronine Deiodinase from

the Fish Oreochromis niloticus. Endocrinology, 140, 3666-3673.

Schram, E., Pedrero, Z., Cámara, C., Van Der Heul, J.W. & Luten, J.B. (2008) Enrichment

of African catfish with functional selenium originating from garlic. Aquaculture Research,

39, 850-860.

Schrauzer, G.N. (2000) Selenomethionine: A Review of Its Nutritional Significance,

Metabolism and Toxicity. The Journal of Nutrition, 130, 1653-1656.



Shao, X.-p., Liu, W.-b., Xu, W.-n., Lu, K.-l., Xia, W. & Jiang, Y.-y. (2010) Effects of dietary

copper sources and levels on performance, copper status, plasma antioxidant activities and

relative copper bioavailability in Carassius auratus gibelio. Aquaculture, 308, 60-65.

Silva, F.A., Padilha, C.C.F., De Castro, G.R., Dos Santos Roldan, P., De Araujo Nogueira,

A.R., Moraes, P.M. & Padilha, P.M. (2011) Selenium determination in tissue samples of

Nile tilapia using ultrasound-assisted extraction. Central European Journal of Chemistry, 9,

119-125.

Tashjian, D.H. & Hung, S.S.O. (2006) Selenium absorption, distribution, and excretion in

white sturgeon orally dosed with l-selenomethionine. Environmental Toxicology and

Chemistry / SETAC, 25, 2618-2622.

Tashjian, D.H., Teh, S.J., Sogomonyan, A. & Hung, S.S.O. (2006) Bioaccumulation and

chronic toxicity of dietary l-selenomethionine in juvenile white sturgeon (Acipenser

transmontanus). Aquatic Toxicology, 79, 401-409.

Thomas, J.K. & Janz, D.M. (2011) Dietary selenomethionine exposure in adult zebrafish

alters swimming performance, energetics and the physiological stress response. Aquatic


Tinggi, U. (1999) Determination of selenium in meat products by hydride generation atomic

absorption spectrophotometry. Journal of AOAC International, 82, 364-367.

Vera Cruz, E.M. & Brown, C.L. (2007) The influence of social status on the rate of growth,

eye color pattern and Insulin-like Growth Factor-I gene expression in Nile tilapia,

Oreochromis niloticus. Hormones and Behavior, 51, 611-619.

Wang, C. & Lovell, R.T. (1997) Organic selenium sources, selenomethionine and

selenoyeast, have higher bioavailability than an inorganic selenium source, sodium

selenite, in diets for channel catfish (Ictalurus punctatus). Aquaculture, 152, 223-234.

Capítulo 2 65

Wang, F., Lu, L., Li, S., Liu, S., Zhang, L., Yao, J. & Luo, X. (2012) Relative bioavailability

of manganese proteinate for broilers fed a conventional corn–soybean meal diet. Biological

Trace Element Research, 146, 181-186.





Watanabe, T., Kiron, V. & Satoh, S. (1997) Trace minerals in fish nutrition. Aquaculture,

151, 185-207.

Yoshida, S., Haratake, M., Fuchigami, T. & Nakayama, M. (2011) Selenium in Seafood

Materials. Journal of Health Science, 57, 215-224.

Zhang, B. & Guo, Y. (2007) Beneficial effects of tetrabasic zinc chloride for weanling piglets

and the bioavailability of zinc in tetrabasic form relative to ZnO. Animal Feed Science and

Technology, 135, 75-85.

Zhou, X., Wang, Y., Gu, Q. & Li, W. (2009) Effects of different dietary selenium sources

(selenium nanoparticle and selenomethionine) on growth performance, muscle composition

and glutathione peroxidase enzyme activity of crucian carp (Carassius auratus gibelio).


Capítulo 3: Efecto de la suplementación de

selenio sobre bio-marcadores de estrés

oxidativo en tilapia nilótica

3.1. Resumen

En el presente estudio se evaluaron los bio-marcadores de estrés oxidativo glutatión

peroxidasa (GPx), superóxido dismutasa (SOD), catalasa (CAT) y glutatión reducido

(GSH), así como la actividad de las transaminasas plasmáticas alanina aminotransferasa

(ALT) y aspartato aminotransferasa (AST) en tilapia nilótica (Oreochromis niloticus)

suplementada con selenio dietario. Una dieta práctica fue suplementada con selenio en

forma de selenito de sodio o seleno-levadura en niveles crecientes de suplementación (0,0,

0,1, 0,2, 0,4, 0,8, 1,6 mg/kg de dieta). Un total de 336 individuos tilapia nilótica con un peso

inicial de 13,41±0,12 g fueron distribuidos de forma aleatoria en 48 acuarios de vidrio (80

L, 4 réplicas, 7 peces por acuario). No se detectó selenio en el agua de abastecimiento.

Los peces fueron alimentados hasta saciedad aparente 3 veces al día por un periodo de 9

semanas. Las transaminasas plasmáticas ALT y AST no indicaron que se presentara daño

en las estructuras celulares asociado a la suplementación de selenio (P>0,05). La

suplementación de selenio dietario tuvo un efecto dosis-dependiente sobre los bio-

marcadores hepáticos de estrés oxidativo evaluados. La suplementación de selenio en

forma de selenito de sodio y seleno-levadura condujo a una reducción progresiva de la

concentración de GSH. La concentración de GSH fue inferior (P<0,05) con el selenito de

sodio (0,63±0,06 µmol/mg de proteína) en comparación con la seleno-levadura (0,89±0,07

µmol/mg de proteína). Una concentración de selenio en el alimento superior a 0,89 mg/kg

provocó un incremento en la actividad SOD sugiriendo un efecto pro-oxidante del selenito

68 Utilización de selenio orgánico e inorgánico en dietas prácticas para


de sodio y la seleno-levadura, esta respuesta promovió la actividad de las enzimas

antioxidantes GPx y CAT de forma variable de acuerdo a la fuente de selenio.

3.2. Introducción

Permanentemente los peces se encuentran expuestos a factores bióticos y abióticos que

promueven respuestas fisiológicas para mantener la homeostasis (Miller et al., 2007,

Sweetman et al., 2010). La generación de formas reactivas de oxígeno hace parte del

metabolismo normal y tiene funciones determinadas en la célula (Rice-Evans & Burdon,

1993, Kelly et al., 1998), sin embargo, cuando la cantidad de estas formas reactivas de

oxígeno supera los mecanismos naturales de defensa se presenta un evento de estrés

oxidativo (Lushchak, 2011). Diversos generadores de estrés como el manejo en altas

densidades, la exposición a contaminantes químicos o elementos tóxicos, entre otros,

pueden catalizar la formación de formas reactivas de oxígeno generando daño en las

estructuras celulares (Carvalho et al., 2012, Dorval & Hontela, 2003, Kücükbay et al.,

2009). Los mecanismos antioxidantes endógenos que poseen los peces para controlar o

mitigar los efectos nocivos de agentes oxidantes están representados por enzimas como

la glutatión peroxidasa, glutatión transferasa, tiorredoxina reductasa, superóxido dismutasa

y catalasa, entre otras, así como antioxidantes no enzimáticos de bajo peso molecular

como el glutatión reducido, ácido ascórbico, tocoferoles y carotenoides (Bragadóttir, 2001,

Martinez-Alvarez et al., 2005). Estos antioxidantes han sido usados como bio-marcadores

para detectar estrés oxidativo en los organismos acuáticos (Valavanidis et al., 2006, Vidal

et al., 2005, Li et al., 2008, Carvalho et al., 2012).

El selenio es un mineral esencial reconocido por ser parte estructural de enzimas

antioxidantes de la familia glutatión peroxidasa y tiorredoxina reductasa, entre otras

proteínas (Pacitti et al., 2013, Arnér & Holmgren, 2000, Kryukov & Gladyshev, 2000). El

requerimiento de selenio dietario en especies de aguas continentales como la trucha

(Salmo gairdneri), pez gato americano (Ictalurus punctatus) y lubina estriada (Morone

chrysops x M. saxatilis) se encuentra entre 0,15 y 0,38 mg/kg de selenio (dietas semi-

purificadas), determinado en términos de crecimiento y actividad glutatión peroxidasa

Capítulo 3 69

(Hilton JW, 1980, Gatlin III & Wilson, 1984, Jaramillo, 2006). Por lo anterior, la

suplementación de selenio orgánico e inorgánico en el alimento para animales representa

una práctica habitual (Lyons et al., 2007, Kim & Mahan, 2003).

Aunque el selenio es un mineral esencial para los peces, es potencialmente tóxico cuando

se sobrepasan determinados niveles de ingestión o exposición, que varían de acuerdo a

la especie, fuente de selenio, cantidad y tiempo de exposición, entre otros factores

(Hamilton, 2004). De acuerdo con Lemly (2002) las primeras manifestaciones de

intoxicación por selenio responden a alteraciones en el funcionamiento y síntesis de

proteínas tras la sustitución del elemento azufre por selenio, alterando la formación de

enlaces disulfuro (S-S); autores como Janz et al. (2011) sugieren que este mecanismo de

toxicidad por selenio puede ser cuestionable.

Diversos autores han reportado un mecanismo adicional de toxicidad inducida por selenio

que evidencia la faceta antioxidante y pro-oxidante que puede tener este mineral. El exceso

de selenio en forma orgánica e inorgánica puede provocar la generación de formas

reactivas de oxígeno y citotoxicidad por daño oxidativo (Misra & Niyogi, 2009, Mézes &

Balogh, 2009, Spallholz et al., 2004, Palace et al., 2004, Hoffman, 2002). De tal forma, el

objetivo del presente trabajo fue determinar el efecto de la suplementación de selenio en

forma de selenito de sodio y seleno-levadura en una dieta práctica para tilapia nilótica

sobre bio-marcadores de estrés oxidativo.

3.3. Materiales y métodos

3.3.1. Procedimiento experimental

Las dietas experimentales, material biológico, condiciones de manejo y régimen de

alimentación corresponden a los presentados en el Capítulo 2 (numerales 2.3.1 y 2.3.2).

El periodo experimental tuvo una duración de 9 semanas. Al finalizar el periodo

experimental se realizó un periodo de ayuno de 24 horas. Posteriormente se seleccionaron



al azar animales para efectuar análisis bioquímicos que consistieron en determinar la

actividad alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST) plasmáticas,

así como la actividad de las enzimas hepáticas glutatión peroxidasa (dependiente de

selenio, GPx), superóxido dismutasa (SOD), catalasa (CAT) y la concentración de glutatión

reducido (GSH) en hígado. Para la determinación de la actividad ALT y AST plasmáticas

se seleccionaron al azar 2 animales de cada acuario (8 animales/tratamiento) y se tomaron

muestras de sangre (vena caudal) utilizando agujas con EDTA como anticoagulante. Una

vez obtenidas las muestras de sangre, inmediatamente fueron centrifugadas a 5000 rpm

por 10 minutos en microcentrífuga refrigerada (4°C) (Heraeus Labofuge 400, Thermo

Scientific, USA). Los animales fueron inmovilizados por hipotermia (Ross & Ross, 2008),

sacrificados mediante corte de la médula espinal, dispuestos en bolsas plásticas

herméticas y congelados a -20°C (Silva et al., 2011).

La actividad GPx, SOD, CAT y la concentración GSH en hígado se determinó en

sobrenadante post-mitocondrial (S-9) (Ochoa, 2009, Ahmad et al., 2000). Para realizar

estos análisis se utilizó el hígado fresco de 2 animales seleccionados al azar de cada

acuario (8 animales/tratamiento). Los hígados fueron removidos e inmediatamente lavados

con una solución refrigerada de cloruro de potasio (1,17% p/v) para retirar material extraño

y restos de sangre (González Mantilla, 2006). Los hígados fueron homogenizados (pool)

en presencia de solución helada buffer sodio fosfato (0,1 M, pH 7,4) en una relación 1:4

(p/v, 1 g tejido: 4 ml buffer) utilizando un homogenizador de tejidos tipo Potter-Elvehjem

acoplado a un rotor eléctrico (Glas-Col, Cole-Parmer, USA). Durante todos los pasos del

procesamiento se buscó minimizar el tiempo de manipulación y se mantuvo una cadena

de frío por medio de hielo quebrado, evitando el contacto directo con las muestras. El

material homogenizado fue centrifugado a 12500 rpm por 30 minutos en microcentrífuga

refrigerada (4°C) (Heraeus Labofuge 400, Thermo Scientific, USA). El sobrenadante se

recuperó en criovioales y se almacenó en ultracongelador (Thermo Scientific, USA) a

-73°C hasta el posterior análisis.

Capítulo 3 71

3.3.2. Métodos analíticos

La metodología empleada para determinar la composición proximal de la dieta basal y la

concentración de selenio total en las dietas experimentales y el agua de abastecimiento

corresponde a la presentada en el Capitulo 2 (numeral 2.3.3).

Las muestras de plasma para la determinación de transaminasas ALT y AST fueron

analizadas en el Laboratorio Clínico de la Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia

por espectrofotometría (340 nm) utilizando kits comerciales Spinreact (Spinreact, ESP). La

actividad de las enzimas ALT y AST fue expresada en unidades internacionales por litro

(U/L).

Los análisis bioquímicos para las muestras S-9 se realizaron en el Laboratorio de Ensayos

Farmacológicos del Departamento de Farmacia de la Universidad Nacional de Colombia.

Los análisis de actividad enzimática GPx, SOD, la concentración GSH en hígado y la

cuantificación de proteína se realizaron en microplacas de 96 pocillos empleando un

espectrofotómetro (xMark, Bio-Rad, USA). La actividad CAT se determinó utilizando

cubetas de cuarzo de 1 cm de paso (ATI Unicam UV2, ATI-Unicam, UK). Los análisis se

realizaron por triplicado o cuadriplicado de ser posible, realizando diluciones de las

muestras S-9 en caso de ser necesario. Las muestras de sobrenadante S-9 y los reactivos

utilizados fueron aclimatados a temperatura ambiente antes de realizar los análisis. La

concentración de los reactivos que se presenta corresponde a la concentración final en

cada pocillo/cubeta. Para las variables bioquímicas evaluadas el valor reportado considera

las diluciones que tuvieron las muestras desde el proceso de homogenización de los

hígados hasta su adición final en cada pocillo/cubeta.

GPx: La actividad GPx se determinó de acuerdo a la metodología propuesta por

Smith & Levander (2002), registrando la disminución de la absorbancia a 340 nm

debido a la oxidación del nicotinamida adenina dinucleótido fosfato reducido

(NADPH). El volumen total de reacción fue de 250 µl de los cuales 200 µl

correspondían a una mezcla de reacción y 50 µl a la muestra de sobrenadante S-

9. La mezcla de reacción estaba compuesta de buffer potasio fosfato 50 mM (pH

7,4) con EDTA 5 mM, glutatión reducido 2 mM, azida de sodio 1 mM, NADPH 0,4



mM, glutatión reductasa 2 U/ml y peróxido de hidrógeno (H2O2) 0,25 mM como

inductor de la reacción (Welker et al., 2012, Berntssen et al., 2003). El NADPH, la

glutatión reductasa y el H2O2 se reunieron con los componentes restantes de la

mezcla de reacción justo antes de iniciar la determinación de la absorbancia en el

equipo. La reacción inició al agregar los 200 µl de la mezcla de ensayo a los 50 µl

de muestra S-9. Se realizó seguimiento del cambio de absorbancia en cada pocillo

por 3 minutos cada 15 segundos. La actividad GPx se expresó en nmoles de

NADPH oxidado por minuto por miligramo de proteína (Ɛ = 6,22 M-1 cm-1).

SOD: La actividad SOD se determinó por el método del citocromo c utilizando el

sistema xantina/xantina oxidasa como fuente de radicales superóxido (Morales et

al., 2004, McCord & Fridovich, 1969). En este método la SOD compite con el

citocromo c por el anión superóxido generado por el sistema xantina/xantina

oxidasa (Ferreira et al., 2005). El volumen total de reacción fue de 200 µl de los

cuales 180 µl correspondían a una mezcla de reacción, 10 µl a la muestra de

sobrenadante S-9 y 10 µl a la xantina oxidasa. La mezcla de reacción consistió en

buffer sodio fosfato 50 mM (pH 7,8) con EDTA 1 mM, xantina 0,1 mM y citocromo

c 0,013 mM. La xantina oxidasa (0,024 U/ml) se utilizó como inductor de la reacción.

La tasa de reducción del citocromo c fue evaluada a 550 nm por 2 minutos cada 15

segundos (Berntssen et al., 2003). La actividad SOD fue estimada a partir de una

curva lineal de SOD (0-120 U/ml) empleando un estándar de origen bovino (Sigma-

Aldrich, USA) y se expresó en unidades por miligramo de proteína. Una unidad está

definida como la cantidad de SOD necesaria para producir un 50% de inhibición de

la tasa de reducción del citocromo c (McCord & Fridovich, 1969).

CAT: La actividad CAT se determinó a partir de la metodología propuesta por

Ahmad et al. (2000). La mezcla de reacción consistió en 1,95 ml de buffer potasio

fosfato 50 mM (pH 7,4), 0,05 ml de sobrenadante S-9 y 1 ml de H2O2 19 mM (final

6,33 mM), para un volumen total de 3 ml. Se registró la disminución de la

absorbancia en cada cubeta por 2 minutos a una longitud de onda de 240 nm. La

actividad CAT se expresó en nmoles de H2O2 consumido por minuto por miligramo

de proteína (Ɛ = 40 M-1 cm-1).

Capítulo 3 73

GSH: Este análisis se basó en la reacción entre el GSH y el 5,5′-dithio-bis (2-ácido

nitrobenzoico) (DTNB) para formar el cromógeno 5-thio-2-ácido nitrobenzoico

(TNB) (Ahmad et al., 2000, Rahman et al., 2007). Las muestras S-9 fueron

precipitadas con ácido sulfosalicílico (4%) en una proporción 1:1. Esta mezcla se

mantuvo a 4°C por 10 minutos y posteriormente fue centrifugada a 1200 rpm por

15 minutos en centrifuga refrigerada (4°C) (Mikro 220R, Hettich, UK). La mezcla de

reacción consistió en 20 µl del sobrenadante recuperado y 180 µl de DTNB 0,56

mM (en buffer sodio fosfato 0,1 M pH 7,4 con EDTA 5 mM) para un volumen total

de reacción de 200 µl. La densidad óptica del producto de reacción fue determinada

inmediatamente a una longitud de onda de 412 nm. La concentración de GSH en

las muestras fue estimada a partir de una curva lineal de GSH (0-0,325 µmol/ml) y

expresada en µmol de GSH por miligramo de proteína.

Determinación de proteína: La concentración de proteína en las muestras de

sobrenadante S-9 fue determinada por el método del ácido bicinconínico utilizando

un kit comercial (Sigma-Aldrich, USA). Se registró la absorbancia a 562 nm y se

estimó la concentración de proteína a partir de una curva estándar de albúmina

sérica bovina (200-1000 µg/ml).

3.3.3. Análisis estadístico

Todos los resultados para el periodo experimental de 9 semanas se presentan como media

± error estándar. El experimento se realizó bajo un modelo completamente al azar con

estructura factorial 2x6, con dos fuentes de selenio (selenito de sodio y seleno-levadura) y

seis niveles de inclusión de selenio dietario (0,00, 0,10, 0,20, 0,40, 0,80, 1,60 mg/kg). Se

consideró cada acuario como la unidad experimental y se obtuvo una respuesta única por

acuario. Para todas las variables se verificaron los supuestos del modelo y se realizó el

análisis de varianza correspondiente siguiendo la metodología de Martínez et al. (2011).

Las variables AST, SOD, CAT y GPx fueron transformadas empleando la función logaritmo

(Ln Y) y raíz cuadrada (√Y), respectivamente. Cuando se identificaron diferencias

significativas (P<0,05) por el efecto de los tratamientos la comparación entre las medias

se realizó mediante análisis de regresión polinomial. Se realizó un procedimiento de



regresión (línea quebrada) para las variables evaluadas mediante metodología propuesta

por Robbins et al. (2006). Los análisis estadísticos se realizaron con el programa de

análisis estadístico SAS 9.2 (Statistical Analysis System, USA).

3.4. Resultados

No se detectó selenio en ninguna de las muestras de agua analizadas. En la Tabla 3-1 se

presentan los resultados en los parámetros bioquímicos evaluados para la tilapia nilótica

suplementada con selenio dietario. Para las transaminasas plasmáticas ALT y AST la

interacción entre los factores principales fue significativa (P<0,05), sin embargo no se

encontró una respuesta lineal, cuadrática, ni cúbica (P>0,05) para el nivel de

suplementación dentro de cada fuente de selenio (Figura 3-1).

En el hígado solamente se identificó interacción significativa (P<0,05) entre la fuente de

selenio dietario y los niveles de suplementación para las variables GPx y CAT. La actividad

GPx con la suplementación de selenito de sodio presentó un comportamiento cuadrático

(P<0,05) a medida que se incrementó el nivel de suplementación, mientras que para la

seleno-levadura la actividad disminuyó de forma lineal (P<0,05) hasta un valor de 0,59

mg/kg (Figura 3-2). La actividad CAT disminuyó de forma lineal (P<0,05) con la

suplementación de selenito de sodio y de forma cuadrática (P<0,05) con la suplementación

de la seleno-levadura hasta un valor de 0,51 mg/kg (Figura 3-2). La actividad SOD fue

afectada únicamente por el nivel de suplementación (P<0,05) incrementándose de forma

cuadrática (P<0,05) con un mínimo en el valor de 0,89 mg/kg. La concentración GSH fue

significativa para la fuente de selenio y el nivel de suplementación, observándose una

disminución cuadrática con la adición de selenio (P<0,05). La concentración de GSH fue

inferior (P<0,05) con el selenito de sodio (0,63±0,06 µmol/mg de proteína) en comparación

con la seleno-levadura (0,89±0,07 µmol/mg de proteína).

Capítulo 3 75

3.5. Discusión

Las transaminasas plasmáticas ALT y AST suelen emplearse como indicadores de daño

en tejidos ocasionado por agentes tóxicos (Vutukuru et al., 2007). En el presente estudio

no se encontró una respuesta lineal, cuadrática, ni cúbica (P>0,05) de las transaminasas

plasmáticas con nivel de suplementación dentro de las fuentes de selenio evaluadas (Tabla

3-1). Estos resultados sugieren que las transaminasas plasmáticas no reflejaron un efecto

nocivo sobre las estructuras celulares relacionado con la suplementación de selenio.

Teniendo en cuenta que uno de los mecanismos de toxicidad inducida por selenio es el

daño en las estructuras celulares debido a un efecto pro-oxidante (Hoffman, 2002), sería

recomendable evaluar en posteriores estudios la peroxidación lipídica como un indicador

más específico para evidenciar daño celular ocasionado por formas reactivas de oxígeno.

Los valores observados en las transaminasas plasmáticas en el presente estudio fueron

claramente superiores a los valores de referencia para tilapia (Oreochromis Hybrid)

reportados por Hrubec et al. (2000); sin embargo, es importante reconocer que la respuesta

observada en este tipo de parámetros plasmáticos está influencia por diversos factores

como la especie, densidad de cultivo y el esquema de alimentación (Abdel-Tawwab, 2012,

Lin & Luo, 2011).

En el presente estudio los bio-marcadores hepáticos evaluados fueron afectados por las

dietas experimentales suplementadas con selenio (Tabla 3-1). La enzima GPx cataliza la

reducción de peróxidos lipídicos y peróxido de hidrógeno a sus respectivos alcoholes y

agua utilizando GSH (Arteel & Sies, 2001). Diversos autores reportan incrementos de la

actividad GPx hepática con la suplementación de selenio dietario, identificando en algunos

estudios un típico comportamiento de línea quebrada (Monteiro et al., 2007, Liu et al., 2010,

Wang et al., 2007, Jaramillo, 2006, Gatlin III & Wilson, 1984). En contraste, en el presente

trabajo la actividad GPx hepática presentó una respuesta cuadrática y lineal (P<0,05) con

la suplementación de selenito de sodio y seleno-levadura respectivamente, identificándose

una reducción de la actividad con la suplementación de selenio (Figura 3-2). Los resultados

encontrados en el presente trabajo sugieren que la concentración basal de selenio en las

dietas experimentales (0,21 mg/kg) fue suficiente para asegurar la actividad GPx y que

valores superiores de selenio promovieron ajustes en la expresión de esta enzima

antioxidante; el requerimiento de selenio dietario en especies de aguas continentales como



la trucha (Salmo gairdneri), pez gato americano (Ictalurus punctatus) y lubina estriada

(Morone chrysops x M. saxatilis) se encuentra entre 0,15 y 0,38 mg/kg de selenio (dietas

semi-purificadas) (Hilton JW, 1980, Gatlin III & Wilson, 1984, Jaramillo, 2006).

La inducción de los diferentes mecanismos de defensa antioxidante que poseen los

animales está influenciada por diversos factores bióticos y abióticos que determinan la

intensidad y características de la respuesta observada (Martinez-Alvarez et al., 2005). Es

posible que la disminución en la actividad GPx observada estuviera relacionada con una

mayor intervención de otros agentes antioxidantes endógenos y/o una limitación a nivel de

sustrato (peróxidos) (Bragadóttir, 2001, Misra & Niyogi, 2009). Por otro lado, aunque la

enzima GPx es dependiente de selenio la incorporación para la síntesis de seleno-

proteínas (en forma de seleno-cisteína) es un proceso regulado a escala molecular a través

del tRNA[Ser]Sec (Pacitti et al., 2013, Böck et al., 2007). De tal forma, el selenio que no se

destina a la síntesis de seleno-proteínas, como la GPx, puede se ser excretado y/o

acumulado en los tejidos corporales (Suzuki, 2005, Hilton et al., 1982). Existen algunos

estudios en los cuales se han identificado respuestas decrecientes, o donde no se

observaron cambios significativos en la actividad GPx, aunque la cantidad de selenio

disponible para los animales se incrementara. Cotter et al. (2008) reportaron una

disminución significativa de la actividad GPx en hígado al suplementar selenio en forma de

seleno-levadura (0,1-3,2 mg/kg) en una dieta basada en harina de pescado (selenio basal

1,2 mg/kg) para lubina estriada (Morone chrysops x M. saxatilis). En el cangrejo de río

(Procambarus clarkii) Dörr et al. (2008) reportaron una reducción en la actividad GPx en

hepatopáncreas de machos alimentados con una dieta comercial a base de harina de

pescado enriquecida con selenio (1,21 mg/kg) en comparación con una dieta control (0,3

mg/kg). Por otro lado, Lorentzen et al. (1994) suplementaron selenio en forma de selenito

de sodio o seleno-metionina (1 y 2 mg/kg) a una dieta a base de harina de pescado (selenio

basal 1,2 mg/kg) para salmón (Salmo salar) sin observar cambios en la actividad GPx

sérica.

El comportamiento cuadrático de la actividad GPx con el selenito de sodio (P<0,05)

respondió a un incremento de la actividad con el mayor nivel de suplementación (1,6

mg/kg). Miller et al. (2007) evaluaron en trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss) la

exposición aguda a selenito de sodio en el agua (0,72-3,60 mg/L) identificando un patrón

Capítulo 3 77

en forma de “U” para la actividad GPx hepática, así como una reducción de la

concentración GSH con el nivel más alto de exposición, sugiriendo un posible efecto pro-

oxidante del selenio en presencia de GSH.

El GSH es uno de los principales antioxidantes no enzimáticos que poseen los peces como

mecanismo de defensa frente a diversas sustancias tóxicas (Timme-Laragy et al., 2013).

En el presente estudio la concentración GSH disminuyó (P<0,05) con la suplementación

de selenito de sodio y seleno-levadura (Figura 3-2), efectos que sugieren un ambiente

celular oxidativo. Se ha establecido que el selenito de sodio puede generar formas

reactivas de oxígeno como el anión superóxido en presencia de tioles (Misra & Niyogi,

2009) conduciendo a una reducción en la capacidad antioxidante; este tipo de respuesta

evidencia la naturaleza pro-oxidante del GSH en el metabolismo del selenio (Shen et al.,

2000).

La fuente de selenio orgánica utilizada en el presente estudio (seleno-levadura) está

compuesta principalmente de seleno-metionina (60-85%), seleno-cisteína (2-4%), un

residual inorgánico (alrededor de 1%) y otras formas menores de selenio (proporción

restante) (EFSA, 2008). Aunque la seleno-metionina no genera moléculas de anión

superóxido en presencia de tioles, en el ciclo redox de un intermediario del metabolismo

de este compuesto, el metil- selenol, se puede formar radical superóxido en presencia de

GSH (Palace et al., 2004, Misra et al., 2012, Spallholz et al., 2004). Teniendo en cuenta

que la concentración de GSH también disminuyó con la suplementación de seleno-

levadura (P<0,05), la generación gradual de formas reactivas de oxígeno podría explicar

esta reducción.

La actividad SOD presentó un comportamiento cuadrático (P<0,05) con la suplementación

de selenio dietario, observándose un incremento con el mayor nivel de suplementación

(1,6 mg/kg) (Tabla 3-1, Figura 3-2). La función de la enzima antioxidante SOD consiste en

dismutar el anión superóxido a peróxido de hidrógeno y oxígeno (Kelly et al., 1998). Como

se mencionó anteriormente, la reducción progresiva de la concentración de GSH

observada en este estudio pudo estar asociada a la generación de anión superóxido y a

una disminución de la capacidad antioxidante celular, como consecuencia se pudo inducir

la actividad SOD con el mayor nivel de suplementación de selenio (Misra et al., 2012).

Aunque en este estudio la concentración de GSH fue mayor con la seleno-levadura



(0,89±0,07 µmol/mg de proteína) en comparación con el selenito de sodio (0,63±0,06

µmol/mg de proteína) (P<0,05), la actividad SOD no fue afectada significativamente por la

fuente de selenio dietario (P>0,05), indicando que la seleno-levadura en presencia de GSH

generó una cantidad de anión superóxido comparable con el selenito de sodio. Al respecto,

Chen et al. (2007) evaluaron el efecto catalítico del selenito de sodio y dos fuentes

orgánicas de selenio (seleno-cistamina y ácido diseleno-dipropionico) en la oxidación del

GSH, encontrando que la generación de anión superóxido fue mayor y más rápida con la

fuente inorgánica, pero continua y sostenida en el tiempo con las fuentes orgánicas de

selenio.

Uno de los productos de reacción de la SOD es el peróxido de hidrógeno que a su vez es

sustrato de la GPx y la CAT. El incremento de la actividad SOD observada para el mayor

nivel de suplementación de selenio indicaría que se generó peróxido de hidrógeno como

producto de reacción. Probablemente esta producción de peróxido de hidrógeno fue

responsable de inducir el incremento de la actividad GPx observado con el selenito de

sodio para el mayor nivel de suplementación (1,60 mg/kg) (efecto cuadrático, P<0,05)

(Figura 3-2). La CAT no se incrementó con el mayor nivel de inclusión de selenito de sodio

posiblemente debido a que la GPx tiene mayor afinidad por el peróxido de hidrógeno

(Izawa et al., 1996), representando la primera enzima que intervendría en la degradación

de este agente oxidante. Por otro lado, de manera particular con la suplementación de

seleno-levadura la actividad GPx y CAT se mantuvo constante a partir de 0,54 y 0,51 mg/kg

respectivamente (Figura 3-2), sugiriendo un posible mecanismo de compensación entre

estas enzimas para contrarrestar la producción de peróxido de hidrógeno generado por la

SOD.

3.6. Conclusiones

Las transaminasas plasmáticas ALT y AST no indicaron que se presentara daño en las

estructuras celulares asociado a la suplementación de selenio. La concentración basal de

selenio en las dietas experimentales (0,21 mg/kg) no fue limitante para asegurar la

actividad GPx. La suplementación de selenio dietario tuvo un efecto dosis-dependiente

Capítulo 3 79

sobre los bio-marcadores hepáticos de estrés oxidativo evaluados. Se encontró que la

suplementación de selenio en forma de selenito de sodio y seleno-levadura condujo a una

reducción progresiva de la concentración de GSH generando un ambiente celular

oxidativo. Una concentración de selenio en el alimento superior a 0,89 mg/kg provocó un

incremento en la actividad SOD sugiriendo un efecto pro-oxidante del selenito de sodio y

la seleno-levadura, respuesta que promovió la actividad de las enzimas antioxidantes GPx

y CAT de forma diferente de acuerdo a la fuente de selenio.



TABLAS Y FIGURAS

Tabla 3-1: Bio-marcadores bioquímicos en tilapia nilótica suplementada con selenio dietario 1

Selenio suplementado Plasma Hígado

(mg/kg) AST ALT GPx SOD CAT GSH

Fuente

Selenito de sodio 174,79±27,49 24,52±1,76 56,88±4,68 8,72±1,19 4,99±0,66 0,63±0,06b

Seleno-levadura 209,44±22,22 22,73±2,03 57,97±3,64 10,29±1,43 4,89±0,61 0,89±0,07a

Nivel de Selenio

0,0 113,60±9,55 17,51±1,55 74,81±2,74 12,12±0,68 9,06±0,85 1,05±0,12

0,1 294,51±45,20 34,26±2,31 71,27±7,46 8,07±1,55 4,97±0,81 0,88±0,11

0,2 127,30±22,75 18,48±2,14 49,39±5,52 8,20±1,23 5,47±0,79 0,79±0,15

0,4 267,73±62,20 24,79±3,31 46,80±2,47 4,80±0,84 3,88±0,63 0,72±0,10

0,8 158,61± 28,62 19,74±2,15 43,67±5,74 4,62±0,53 3,72±0,47 0,53±0,10

1,6 195,43±24,52 26,11±3,28 60,47±7,54 19,61±2,47 2,31±0,39 0,58±0,10

Fuente x Nivel 2

Selenito de sodio (SS)

0,0 (0,20) 101,42±6,03 15,30±2,72 73,78±4,45 12,93±0,64 9,63±1,18 0,97±0,11

0,1 (0,26) 217,40±48,50 31,31±2,71 73,43±11,81 6,12±1,41 4,45±0,99 0,76±0,15

0,2 (0,38) 80,45±5,10 21,00 ± 3,49 40,79±0,51 6,78±0,97 6,71±0,44 0,55±0,13

0,4 (0,59) 357,60±101,14 30,06±4,07 47,31±4,18 3,84±0,35 4,67±1,13 0,65±0,14

0,8 (0,95) 100,93±4,14 22,33± 3,64 33,07±9,04 4,63±0,99 4,09±0,42 0,30±0,03

1,6 (1,91) 176,75± 16,22 23,00±3,32 76,10±5,88 16,58±2,83 1,55±0,28 0,49±0,11

Seleno-levadura (SY)

0,0 (0,22) 122,74±15,38 19,16±1,59 75,85±4,08 11,31±1,16 8,62±1,30 1,14±0,24

0,1 (0,30) 397,33±18,67 38,18±3,02 69,65±11,09 10,02 ± 2,51 5,49±1,42 1,04±0,15

0,2 (0,42) 174,15±19,13 15,95±2,10 57,99±8,83 9,27±1,99 4,22±1,18 1,02±0,20

0,4 (0,58) 177,87±32,20 17,77±0,69 46,13±2,70 5,76±1,58 3,10±0,36 0,81±0,17

0,8 (0,97) 201,88±37,45 17,80±2,58 51,62±5,03 4,62±0,71 3,34±0,89 0,69±0,12

1,6 (1,94) 214,12±48,94 28,45±5,28 44,83±2,29 22,64±3,67 3,32±0,16 0,68±0,17

P-Valor

Fuente 0,025 0,356 0,621 0,138 0,735 0,007

Nivel 0,001 0,001 0,001 0,001 0,001 0,014

Fuente x Nivel 0,008 0,047 0,011 0,486 0,032 0,864

Regresión Nivel 3 NS NS S (Q) S (L,Q) S (L,Q) S (L,Q)

Regresión interacción 4 SS(NS);SY(NS) SS(NS);SY(NS) SS(Q);SY(L) SS(L);SY(L,Q)

1 AST, ALT (U/L); GPx (nmol NADPH/min/mg proteína); SOD (KU/mg proteína); CAT (mmol H2O2/min/mg proteína); GSH

(µmol GSH/mg proteína).

2 En paréntesis valor de selenio analizado (mg/kg)

3 S: Respuesta significativa (P<0,05) al nivel de suplementación, L (Lineal), Q (cuadrático); NS: No significativo

4 L,Q: Respuesta significativa (P<0,05) al nivel de suplementación dentro de cada fuente de selenio; NS: No significativo

Capítulo 3 81

Figura 3-1: Actividad alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST)

plasmáticas en tilapia nilótica suplementada con selenito de sodio y seleno-levadura

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

0,0 0,1 0,2 0,4 0,8 1,6

AS

T (

U/L

)

Selenio suplementado (mg/kg)

Selenito de sodio Seleno-levadura

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

0,0 0,1 0,2 0,4 0,8 1,6

AL

T (

U/L

)

Selenio suplementado (mg/kg)

Selenito de sodio Seleno-levadura





suplementada con selenito de sodio y seleno-levadura

(▲) Selenito de sodio y = 0,52x2 - 1,32x + 1,12

R² = 0,81

(■) Seleno-levaduray = 0,36x2 - 1,04x + 1,34

R² = 0,97

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00

Selenio dietario (mg/kg)

GS

H (

µm

ol

GS

H/m

g p

rote

ína

)

(▲) Selenito de sodio y = 13,112 - 23,68x + 14,16

R² = 0,86

(■) Seleno-levaduray = 16,07x2 - 28,41x + 17,23

R² = 0,99

0

5

10

15

20

25

0,0 0,5 1,0 1,5 2,0

SO

D (

KU

/mg

pro

teín

a)


Capítulo 3 83



suplementada con selenito de sodio y seleno-levadura

(▲) Selenito de sodio y = 58,59x2 - 120,82x + 93,51

R² = 0,83

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00

GP

x (

nm

ol N

AD

PH

/min

/mg

pro

teín

a)


(■) Seleno-levadura y = 47,53 + 89,92 (0,54 - x)

R2= 0,97

(▲) Selenito de sodio y = -3,36x + 7,59

R² = 0,63

0

2

4

6

8

10

12

0,00 0,50 1,00 1,50 2,00

CA

T (

mm

ol H

2O

2/m

in/m

g p

rote

ína

)


(■) Seleno-levadura y = 3,31 + 62,75 (0,51 - x)(0,51 - x)

R2= 0,98



3.7. Referencias

Abdel-Tawwab, M. (2012) Effects of dietary protein levels and rearing density on growth

performance and stress response of Nile tilapia, Oreochromis niloticus (L.). International

Aquatic Research, 4, 1-13.

Ahmad, I., Hamid, T., Fatima, M., Chand, H.S., Jain, S.K., Athar, M. & Raisuddin, S. (2000)

Induction of hepatic antioxidants in freshwater catfish (Channa punctatus Bloch) is a

biomarker of paper mill effluent exposure. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - General

Subjects, 1523, 37-48.



Arteel, G.E. & Sies, H. (2001) The biochemistry of selenium and the glutathione system.

Environmental Toxicology and Pharmacology, 10, 153-158.

Berntssen, M.H.G., Aatland, A. & Handy, R.D. (2003) Chronic dietary mercury exposure

causes oxidative stress, brain lesions, and altered behaviour in Atlantic salmon (Salmo

salar) parr. Aquatic Toxicology, 65, 55-72.

Bragadóttir, M. (2001) Endogenous antioxidants in fish, Master Dissertation. University of

Iceland - Department of Food Science.

Böck, A., Flohé, L. & Köhrle, J. (2007) Selenoproteins – biochemistry and clinical relevance.

Biological Chemistry, 388, 985-986.

Carvalho, C.D.S., Bernusso, V.A., Araújo, H.S.S.D., Espíndola, E.L.G. & Fernandes, M.N.

(2012) Biomarker responses as indication of contaminant effects in Oreochromis niloticus.

Chemosphere, 89, 60-69.

Capítulo 3 85

Chen, J.J., Boylan, L.M., Wu, C.K. & Spallholz, J.E. (2007) Oxidation of glutathione and

superoxide generation by inorganic and organic selenium compounds. Biofactors, 31, 55-

66.



Dorval, J. & Hontela, A. (2003) Role of glutathione redox cycle and catalase in defense

against oxidative stress induced by endosulfan in adrenocortical cells of rainbow trout

(Oncorhynchus mykiss). Toxicology and Applied Pharmacology, 192, 191-200.

Dörr, A.J.M., Pacini, N., Abete, M.C., Prearo, M. & Elia, A.C. (2008) Effects of a selenium-

enriched diet on antioxidant response in adult crayfish (Procambarus clarkii).

Chemosphere, 73, 1090-1095.




Ferreira, M., Moradas-Ferreira, P. & Reis-Henriques, M.A. (2005) Oxidative stress

biomarkers in two resident species, mullet (Mugil cephalus) and flounder (Platichthys

flesus), from a polluted site in River Douro Estuary, Portugal. Aquatic Toxicology, 71, 39-

48.



González Mantilla, J.F. (2006) Hepatic phase I and II biotransformation kinetics in fishes a

comparative study, Doctoral Dissertation. University of Maryland, College Park, Md.








Hilton JW, H.P., Slinger SJ (1980) The requirement and toxicity of selenium in Rainbow


Hoffman, D.J. (2002) Role of selenium toxicity and oxidative stress in aquatic birds. Aquatic


Hrubec, T.C., Cardinale, J.L. & Smith, S.A. (2000) Hematology and Plasma Chemistry

Reference Intervals for Cultured Tilapia (Oreochromis Hybrid). Veterinary Clinical

Pathology, 29, 7-12.

Izawa, S., Inoue, Y. & Kimura, A. (1996) Importance of catalase in the adaptive response

to hydrogen peroxide: analysis of acatalasaemic Saccharomyces cerevisiae. Biochemical

Journal, 320, 61-67.

Janz, D.M. (2011) Selenium In Fish Physiology : Homeostasis and Toxicology of Non-

Essential (Wood, C., et al. eds.), Vol. Volume 31, Part A, pp. 327-374. Academic Press.



Dissertation. Texas A&M University.

Kelly, S.A., Havrilla, C.M., Brady, T.C., Abramo, K.H. & Levin, E.D. (1998) Oxidative Stress

in Toxicology: Established Mammalian and Emerging Piscine Model Systems.

Environmental Health Perspectives, 106, 375-384.

Kim, Y.Y. & Mahan, D.C. (2003) Biological aspects of selenium in farm animals. Asian-

Australasian Journal of Animal Sciences, 16, 435-444.

Capítulo 3 87







Lemly, A.D. (2002) Symptoms and implications of selenium toxicity in fish: the Belews Lake

case example. Aquatic Toxicology, 57, 39-49.

Li, H., Zhang, J., Wang, T., Luo, W., Zhou, Q. & Jiang, G. (2008) Elemental selenium

particles at nano-size (Nano-Se) are more toxic to Medaka (Oryzias latipes) as a

consequence of hyper-accumulation of selenium: A comparison with sodium selenite.

Aquatic Toxicology, 89, 251-256.

Lin, S.M. & Luo, L. (2011) Effects of different levels of soybean meal inclusion in

replacement for fish meal on growth, digestive enzymes and transaminase activities in

practical diets for juvenile tilapia, Oreochromis niloticus x O. aureus. Animal Feed Science

and Technology, 168, 80-87.





121, 359-367.

Lushchak, V.I. (2011) Environmentally induced oxidative stress in aquatic animals. Aquatic




20, 1135-1155.



Martinez-Alvarez, R.M., Morales, A.E. & Sanz, A. (2005) Antioxidant defenses in fish: Biotic

and abiotic factors. Reviews in Fish Biology and Fisheries, 15, 75-88.

Martínez, R., Martínez, N. & Martínez, M. (2011) Diseño de experimentos en ciencias

agropecuarias y biológicas con SAS, SPSS, R y Statistix, Fondo Nacional Universitario,

IAC.

McCord, J.M. & Fridovich, I. (1969) Superoxide Dismutase. Journal of Biological Chemistry,

244, 6049-6055.

Miller, L.L., Wang, F., Palace, V.P. & Hontela, A. (2007) Effects of acute and subchronic

exposures to waterborne selenite on the physiological stress response and oxidative stress

indicators in juvenile rainbow trout. Aquatic Toxicology, 83, 263-271.

Misra, S., Hamilton, C. & Niyogi, S. (2012) Induction of oxidative stress by

selenomethionine in isolated hepatocytes of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss).

Toxicology in Vitro, 26, 621-629.

Misra, S. & Niyogi, S. (2009) Selenite causes cytotoxicity in rainbow trout (Oncorhynchus

mykiss) hepatocytes by inducing oxidative stress. Toxicology in Vitro, 23, 1249-1258.

Monteiro, D., Rantin, F. & Kalinin, A. (2007) Uso do selênio na dieta de matrinxã, Brycon

cephalus. Revista Brasileira de Saude e Producao Animal, 8, 32-47.

Morales, A.E., Pérez-Jiménez, A., Carmen Hidalgo, M., Abellán, E. & Cardenete, G. (2004)

Oxidative stress and antioxidant defenses after prolonged starvation in Dentex dentex liver.

Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology, 139,

153-161.

Mézes, M. & Balogh, K. (2009) Prooxidant mechanisms of selenium toxicity - A review. Acta

Biologica Szegediensis, 53, 15-18.

Capítulo 3 89

Ochoa, D. (2009) Respuestas de estrés oxidativo en la exposición aguda a glifosato en

cachma blanca (Piaractus brachypomus) y yamú (Brycon amazonicus). Tesis Maestría.

Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia, Universidad Nacional de Colombia.





Palace, V.P., Spallholz, J.E., Holm, J., Wautier, K., Evans, R.E. & Baron, C.L. (2004)

Metabolism of selenomethionine by rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) embryos can

generate oxidative stress. Ecotoxicology and Environmental Safety, 58, 17-21.

Rahman, I., Kode, A. & Biswas, S.K. (2007) Assay for quantitative determination of

glutathione and glutathione disulfide levels using enzymatic recycling method. Nature

Protocols, 1, 3159-3165.

Rice-Evans, C. & Burdon, R. (1993) Free radical-lipid interactions and their pathological

consequences. Progress in Lipid Research, 32, 71-110.

Robbins, K.R., Saxton, A.M. & Southern, L.L. (2006) Estimation of nutrient requirements

using broken-line regression analysis. Journal of animal science, 84 Suppl, E155-165.

Ross, L. & Ross, B. (2008) Anaesthetic and Sedative Techniques for Aquatic Animals,

Blackwell.

Shen, H.-M., Yang, C.-F., Liu, J. & Ong, C.-N. (2000) Dual role of glutathione in selenite-

induced oxidative stress and apoptosis in human hepatoma cells. Free Radical Biology and

Medicine, 28, 1115-1124.

Silva, F.A., Padilha, C.C.F., De Castro, G.R., Dos Santos Roldan, P., De Araujo Nogueira,

A.R., Moraes, P.M. & Padilha, P.M. (2011) Selenium determination in tissue samples of

Nile tilapia using ultrasound-assisted extraction. Central European Journal of Chemistry, 9,

119-125.



Smith, A.D. & Levander, O.A. (2002) High-throughput 96-well microplate assays for

determining specific activities of glutathione peroxidase and thioredoxin reductase.

Methods in Enzymology, 347, 113-121.

Spallholz, J.E., Palace, V.P. & Reid, T.W. (2004) Methioninase and selenomethionine but

not Se-methylselenocysteine generate methylselenol and superoxide in an in vitro

chemiluminescent assay: implications for the nutritional carcinostatic activity of

selenoamino acids. Biochemical Pharmacology, 67, 547-554.

Suzuki, K.T. (2005) Metabolomics of selenium: Se metabolites based on speciation studies.

Journal of Health Science, 51, 107-114.

Sweetman, J.W., Torrecillas, S., Dimitroglou, A., Rider, S., Davies, S.J. & Izquierdo, M.S.

(2010) Enhancing the natural defences and barrier protection of aquaculture species.


Timme-Laragy, A.R., Goldstone, J.V., Imhoff, B.R., Stegeman, J.J., Hahn, M.E. & Hansen,

J.M. (2013) Glutathione redox dynamics and expression of glutathione-related genes in the

developing embryo. Free Radical Biology and Medicine, 65, 89-101.

Valavanidis, A., Vlahogianni, T., Dassenakis, M. & Scoullos, M. (2006) Molecular

biomarkers of oxidative stress in aquatic organisms in relation to toxic environmental

pollutants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 64, 178-189.

Vidal, D., Bay, S.M. & Schlenk, D. (2005) Effects of dietary selenomethionine on larval

rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Archives of Environmental Contamination And


Vutukuru, S.S., Arun Prabhath, N., Raghavender, M. & Yerramilli, A. (2007) Effect of

arsenic and chromium on the serum amino-transferases activity in Indian major carp, Labeo

rohita. International Journal of Environmental Research and Public Health, 4, 224-227.

Capítulo 3 91





Welker, A.F., Campos, E.G., Cardoso, L.A. & Hermes-Lima, M. (2012) Role of catalase on

the hypoxia/reoxygenation stress in the hypoxia-tolerant Nile tilapia. American Journal of

Physiology - Regulatory Integrative and Comparative Physiology, 302, R1111-R1118.

Capítulo 4: Discusión, conclusiones y

recomendaciones

4.1. Discusión

El selenio es un nutriente esencial para los humanos, animales y ciertos microorganismos.

El descubrimiento de diversas enzimas que incorporan selenio como parte de su estructura

funcional, la evidencia de trastornos en la salud asociados a la deficiencia del mineral, así

como los efectos tóxicos que produce sobre los organismos, señalan la relevancia de

progresar en el conocimiento de la participación del selenio en los sistemas biológicos.

En el caso de los organismos acuáticos se encuentra disponible una importante cantidad

de información relacionada con el impacto negativo de la contaminación con selenio en

determinados ecosistemas, sin embargo, aún es limitada la información disponible acerca

del selenio en la nutrición de especies ícticas y las implicaciones de la suplementación. De

esta forma, surgió la necesidad de profundizar en algunos aspectos básicos de la nutrición

de selenio en la tilapia que representa una de las principales especies en la producción

acuícola nacional.

La intervención del selenio en diferentes funciones fisiológicas se ha asociado con

beneficios para el crecimiento de los peces, sin embargo, estos hallazgos son evidentes

cuando las concentraciones de selenio dietario son claramente marginales, evento

necesario en las investigaciones dirigidas a determinar el requerimiento nutricional. En el

presente estudio se utilizó una dieta práctica cuya concentración de selenio fue de 0,21



mg/kg y no representó un limitante para el crecimiento de los animales en las condiciones

de manejo consideradas. Dicha concentración fue cercana al valor de requerimiento de

selenio estimado para otras especies de aguas continentales y es fácilmente alcanzada o

superada con el tipo de dietas que se utilizan comercialmente para la alimentación de la

tilapia, principalmente en fases iniciales del ciclo productivo donde la participación de

materias primas de origen animal (en especial las harinas de pescado) en las

formulaciones es más representativa.

El efecto positivo de la suplementación de selenio en el desempeño productivo de los

animales es apreciable cuando se presentan eventos manifiestos de estrés que pueden

presentarse en los sistemas de producción intensivos. Por tal razón es recomendable

mantener adecuadas reservas corporales de selenio. La magnitud con la cual el selenio es

incorporado en los tejidos corporales depende, entre otros factores, de la forma química

del mineral. En el presente estudio se evaluaron dos fuentes de selenio disponibles

comercialmente en la industria, que se discriminaron como inorgánico (selenito de sodio)

y orgánico (seleno-levadura), sin desconocer que el selenio presente en esta última fuente

puede contener un residual inorgánico que se considera mínimo. De acuerdo a los

resultados, la acumulación de selenio corporal se incrementó de forma lineal dentro del

rango de suplementación evaluado (0,1-1,6 mg/kg), identificándose una mayor

biodisponibilidad para la seleno-levadura.

La suplementación de selenio influenció la respuesta de las enzimas GPx, SOD, CAT y la

concentración de GSH hepático. Con la suplementación de selenio en forma orgánica e

inorgánica se observó una reducción en la concentración de GSH y un incremento de la

actividad SOD con dosis superiores a 0,89 mg/kg, respuesta consistente con un efecto pro-

oxidante del selenio en presencia de GSH. Los compuestos oxidantes provocan impactos

negativos en el crecimiento y desempeño de los peces, sin embargo, el efecto pro-oxidante

de la suplementación no se reflejó en el desempeño productivo de los animales sugiriendo

que los mecanismos endógenos de defensa antioxidante (dependientes y no dependientes

de selenio) controlaron la producción de formas reactivas de oxígeno como se observó con

la actividad de las enzimas GPx y CAT.

Capítulo 4 95

Se ha sugerido que las fuentes orgánicas de selenio son más seguras que las inorgánicas,

basándose en las diferentes rutas metabólicas y mecanismos de absorción que tienen

estas formas de selenio. Sin embargo, en el presente estudio se encontró que tanto el

selenito de sodio como la seleno-levadura pudieron favorecer la producción de formas

reactivas de oxígeno, efecto que representa uno de los principales mecanismos de

toxicidad inducida por selenio. Adicionalmente, se confirmó el potencial de acumulación de

selenio en los tejidos corporales, respuesta que puede acentuar el efecto pro-oxidante de

este mineral.

4.2. Conclusiones

El desempeño productivo de la tilapia nilótica no fue afectado por la suplementación

de selenio (0,1-1,6 mg/kg), independientemente del nivel o la forma química del

mineral (inorgánica u orgánica).

La acumulación de selenio corporal se incrementó de forma lineal por la

suplementación de selenito de sodio o seleno-levadura (0,1-1,6 mg/kg), siendo

mayor para la fuente orgánica.

La biodisponibilidad relativa para acumulación de selenio corporal de la seleno-

levadura con respecto al selenito de sodio fue de 155,72%, representando una

fuente más eficiente para la retención de selenio en los tejidos.

De acuerdo con la relación establecida entre el selenio dietario y el factor de

concentración de selenio corporal, a partir de una concentración alrededor de 0,64

mg Se/kg se evidencia un proceso de bioacumulación del selenio suplementado.

La suplementación de selenio no alteró la actividad de las transaminasas

plasmáticas ALT y AST, indicando que no se presentó daño en las estructuras

celulares asociado a la ingestión del mineral.



La disminución de la concentración de GSH y el incremento de la actividad SOD

con dosis de selenio total superiores a 0,89 mg/kg (orgánico e inorgánico), sugieren

un efecto pro-oxidante del mineral.

La suplementación de selenio (0,1-1,6 mg/kg) no afectó el desempeño productivo

de los peces, sin embargo, de acuerdo con los resultados en los bio-marcadores

de estrés oxidativo, una concentración de selenio total entre 0,21-0,89 mg/kg es

adecuada para la alimentación de juveniles de tilapia nilótica.

4.3. Recomendaciones

Considerando que los requerimientos nutricionales son dinámicos, se requiere la

realización de más estudios sobre el efecto de la suplementación de selenio en las

diferentes etapas de desarrollo de la tilapia.

La comprensión del modo de acción y diversidad de las seleno-proteínas ha

ampliado la visión que existía sobre la forma en que el selenio interviene en los

sistemas biológicos y cómo interactúa con otros nutrientes. Teniendo en cuenta lo

anterior, es fundamental ampliar la discusión acerca de cuál es criterio más

adecuado para definir el requerimiento nutricional de selenio y sus efectos

fisiológicos.

En posteriores estudios es importante profundizar en las interacciones del selenio

con otros minerales (yodo, mercurio, por ejemplo) en la nutrición de la tilapia y los

usos potenciales de la suplementación de selenio.

En posteriores estudios es recomendable valorar la composición de formas

orgánicas de selenio (seleno-metionina, seleno cisteína, por ejemplo) en las

fuentes evaluadas.

Capítulo 4 97

En estudios orientados a conocer el impacto del selenio en la respuesta

antioxidante de la tilapia, es recomendable incluir indicadores de peroxidación

lipídica para determinar daño celular ocasionado por formas reactivas de oxígeno.

La selección de una fuente de selenio para la alimentación de peces depende del

objetivo de la suplementación. Es recomendable considerar la biodisponibilidad de

las diferentes fuentes de selenio y seleccionar la más conveniente, así como el nivel

de suplementación, para alcanzar el efecto esperado (garantizar desempeño

productivo, incrementar la concentración de selenio en los tejidos).

A futuro sería importante profundizar en temas como la incorporación del selenio

en el filete de la tilapia, niveles de retención, relación con otros nutrientes, efecto

del procesamiento del alimento, protocolos de producción e impacto sobre la

estabilidad del producto final.

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