UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA DE LA MIXTECA - … y... · HUAJUAPAN DE LEÓN, OAXACA, MÉXICO, JUNIO DE...

UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA DE LA MIXTECA DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO

DESHIDRATADO DE REBANADAS DE MANGO TOMMY ATKINS

UTILIZANDO EXTRACTOS DE SUS SEMILLAS Y METABISULFITO DE SODIO COMO PRETRATAMIENTOS

TESIS

PARA OBTENER EL GRADO DE :

MAESTRO EN CIENCIAS DE PRODUCTOS NATURALES Y

ALIMENTOS

PRESENTA:

I. A. ANALLELI JIMÉNEZ DURÁN

DIRECTOR DE TESIS: DR. RAÚL SALAS CORONADO

HUAJUAPAN DE LEÓN, OAXACA, MÉXICO, JUNIO DE 2014

I

El proyecto se llevó a cabo en las instalaciones de los laboratorios de Ciencias Químico-

Biológicas de la Universidad Tecnológica de la Mixteca.

II

RESUMEN

El presente estudio consistió en llevar a cabo un análisis fisicoquímico de la pulpa y semilla del mango var. Tommy Atkins. A partir del mango fresco se obtuvieron las rebandas de 3.4 ± 0.2 mm de grosor. El extracto se preparó a partir de las semillas de mango, el cual presentó un contenido de compuestos fenólicos de 230.00 ± 0.08 mg EAG/100 g de semilla fresca y una eficiencia antirradicalar de 1.80 x 10-4 kg de DPPH•/g de extracto•min. El pretratamiento con metabisulfito de sodio al 0.5% (PT1), se preparó con 1 g de Na2S2O5 llevado a un volumen de 100 mL con agua; para el pretratamiento con extracto al 100% (PT2), se preparó con 100 mL de extracto acuoso al 1.4% (p/v); mientras que el pretratamiento consistente de la mezcla de metabisulfito de sodio al 0.5% + extracto de semilla de mango al 1.44% (p/v) (PT3), se preparó con 50 mL de extracto al 2.88% (p/v) y 50 mL de metabisulfito de sodio al 1%. Después se llevó a cabo la inmersión de las rebanadas de mango en las soluciones preparadas durante 3 min, seguido de un drenado por 1 min. Finalmente el deshidratado se llevó a cabo en un deshidratador de charolas giratorias a 60°C y 1.2 m•s-1 hasta obtener una humedad final de 15% aproximadamente. Durante el secado de las rebanadas de mango se realizó un monitoreo de la pérdida de humedad. Estos datos permitieron generar las curvas de secado y determinar las constantes de velocidad mediante una regresión no lineal utilizando el modelo de Midilli et al. (2002), así como también la difusividad efectiva. A todas las rebanadas, incluyendo las de mango fresco, se les determinó el color en un colorímetro Ultrascan/Vis, HunterLab, también se les determinó el contenido de vitamina C, fenoles totales y carotenos totales con resultados en los intervalos de 32.15 ± 1.21 - 96.52 ± 5.09 mg EAA/100 g de masa seca, 88.22 ± 4.61 - 368.00 ± 11.84 mg de EAG/100 g de masa seca y 7.06 ± 0.21 - 10.27 ± 0.23 mg β-caroteno/100 g de masa seca”, respectivamente. Las mejores retenciones de los contituyentes se observaron en las rabanadas PT3. También se derminaron los sulfitos utilizando el lector de microplacas Biotek ELX-808, obteniedo una concentración de 820.10 ± 11.45 y 900.28 ± 43.97 mg de Na2S2O5/kg de masa seca, para PT1 y PT3 respectivamente. Los resultados obtenidos se correlacionaron para determinar si existe un efecto significativo sobre la retención de los constituyentes al utilizar los extractos de semilla de mango y los sulfitos, los cuales mostraron que la combinación del extracto y sulfitos, juegan un papel importante sobre la retención de los contituyentes. También se observa un enriquecimiento de compuestos fenólicos en las rebanadas deshidratadas pretratadas con extracto de las semillas de mango, de cuatro veces más respecto a las rebanadas deshidratadas sin pretratamiento.

III

ÍNDICE GENERAL

ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................................................... V ÍNDICE DE TABLAS....................................................................................................................... VII LISTA DE SÍMBOLOS ...................................................................................................................VIII LISTA DE ABREVIATURAS ...........................................................................................................IX

1. INTRODUCCIÓN............................................................................................................... 1 2. ANÁLISIS DE FUNDAMENTOS ..................................................................................... 4 2.1. PARÁMETROS DE CALIDAD DEL MANGO...................................................................................... 4 2.2. SECADO EN CHAROLAS........................................................................................................................... 7 2.3. FACTORES QUE INTERVIENEN EN EL PROCESO DE DESHIDRATADO DEL MANGO.. 9 2.4. CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDADES EFECTIVAS (Deff) Y CONSTANTES DE VELOCIDAD (k)..................................................................................................................................................12 2.5. PRETRATAMIENTOS..............................................................................................................................19 2.6. IMPORTANCIA DE LA SEMILLA DE MANGO................................................................................27 2.7. IMPORTANCIA DE LOS COMPUESTOS ANTIOXIDANTES EN EL MANGO..................30

3. ORIGINALIDAD..............................................................................................................37 4. OBJETIVOS......................................................................................................................38

OBJETIVO GENERAL ..................................................................................................................................38 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.........................................................................................................................38

5. METAS..............................................................................................................................39 6. METODOLOGÍA..............................................................................................................40

6.1. OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MANGO...........................................................................40 6.2. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA Y LA PULPA DE MANGO............40 6.3. OBTENCIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA.............................................................................41 6.4. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIRRADICAL .....................................................42 6.5. PRETRATAMIENTO DE LAS REBANADAS DE MANGO ......................................................44 6.5. OBTENCIÓN DE CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDAD EFECTIVA Y CONSTANTE DE VELOCIDAD DE SECADO..........................................................................................................................45 6.6. DETERMINACIÓN DE COLOR........................................................................................................46 6.7. CUANTIFICACIÓN DE FENOLES TOTALES..............................................................................47 6.8. CUANTIFICACIÓN DE VITAMINA C ............................................................................................48 6.9. CUANTIFICACIÓN DE CAROTENOS TOTALES .......................................................................50 6.10. DETERMINACIÓN DE SULFITOS ...............................................................................................51 6.11. DETERMINACIÓN DE GALATO DE METILO Y MANGIFERINA.....................................53 6.12. ANÁLISIS ESTADÍSTICO................................................................................................................54

7. RESULTADOS .................................................................................................................56 7.1. OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MANGO...........................................................................56 7.2. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA Y PULPA DE MANGO...................57 7.3. OBTENCIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA Y ACTIVIDAD ANTIRRADICAL ............59 7.4. PRETRATAMIENTO DE LAS REBANADAS DE MANGO ......................................................61

IV

7.4. OBTENCIÓN DE CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDAD EFECTIVA Y CONSTANTE DE VELOCIDAD DE SECADO..........................................................................................................................62 7.5. DETERMINACIÓN DE COLOR........................................................................................................66 7.6. CUANTIFICACIÓN DE FENOLES TOTALES..............................................................................67 7.7. CUANTIFICACIÓN DE VITAMINA C ............................................................................................69 7.8. CUANTIFICACIÓN DE CAROTENOS TOTALES .......................................................................70 7.9. DETERMINACIÓN DE SULFITOS..................................................................................................71

8. CONCLUSIONES .............................................................................................................73 9. BIBLIOGRAFÍA...............................................................................................................74 10. APÉNDICE.....................................................................................................................83 11. ANEXO ...........................................................................................................................92

V

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Productos de las reacciones de Maillard ................................................................................. 6

Figura 2. Cambios en los parámetros de color L*, a* y b* por efecto de la temperatura . ...... 7

Figura 3. Diagrama del secador de charolas giratorias utilizado en este proyecto. .................. 8 Figura 4. Influencia de la humedad relativa en el tiempo total del secado. ................................10 Figura 5. Influencia del flujo de aire en el tiempo total del secado.................................................11 Figura 6. Curva típica de secado para condiciones constantes de secado, contenido de

humedad en función del tiempo . .........................................................................................................13 Figura 7. Porcentaje de iones libres en solución a diferente pH´s. .................................................20 Figura 8. Reacción colorida donde el MNB (5-‐mercapto-‐2-‐ nitrobenzoato) es desplazado

por el sulfito en la estructura del DTNB ...........................................................................................24 Figura 9. Reacción del DPPH• en presencia de una especie antioxidante. ..................................25 Figura 10. Efecto del extracto de semilla de mango (MSKE) en la determinación del índice

de peróxido durante el almacenamiento del aceite de girasol................................................27 Figura 12. A) Ácido L-‐ascórbico, B) ácido dehidroascórbico y C) ácido 2-‐ceto-‐L-‐gulónico.31 Figura 13. Estructura de algunos compuestos fenólicos presentes en la pulpa de mango..33 Figura 14. Estructura de los carotenoides presentes en la pulpa de mango .............................35 Figura 15. Mangos de la variedad Tommy Atkins..................................................................................56 Figura 16. Escaldado de los mangos. ...........................................................................................................57 Figura 17. Rebanadas de mango....................................................................................................................57 Figura 18. Semilla de mango. ..........................................................................................................................58 Figura 19. Extractos obtenidos de la semilla de mango ......................................................................59 Figura 20. Curva de los estándares del extracto de la semilla de mango para el cálculo de

IC50. ....................................................................................................................................................................60

VI

Figura 21. Determinación gráfica del tiempo TEC50 para el extracto de semilla de mango usando la primera derivada. ............................................................................................................61

Figura 22. Pretratamientos: (A) 100% extracto, (B) 50% metabisulfito de sodio al 0.5% +

50% de extracto, (C) metabisulfito de sodio al 0.5%. .................................................................62 Figura 23. Curvas de secado para el mango deshidratado con diferentes pretratamientos.

.............................................................................................................................................................................63 Figura 24. Gráfica de ln (MR) en función del tiempo de secado 60 ºC. .........................................64 Figura 25. Comparación del contenido de fenoles totales de mango deshidratado y fresco

(Control= Mango deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratadocon 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%)................................................................................68

Figura 26. Comparación del contenido de vitamina C de mango deshidratado y fresco

(Control = Mango deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratadocon 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). .......................................................69

Figura 27. Contenido de carotenos en mango deshidratado y fresco (Control = Mango

deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratado con 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). ........................................................................................................................71

Figura 28. Concentracion de Na2S2O5 en las rebanadas de mango deshidratadas (PT1=

Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). a-‐b son diferentes significativamente a p > 0.05................................72

VII

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Parámetros de color CIELAB para algunos mangos frescos..................................................................5 Tabla 2. Análisis comparativo de algunos pretratamientos. .............................................................19 Tabla 3. Tiempo de deshidratado de las rebanadas de mango fresco...........................................23 Tabla 4. Contenido de fenoles totales en algunas semillas de frutas. ............................................29 Tabla 5. Compuestos fenólicos (mg EAG/100 g de semilla seca) en semillas de mango ......29 Tabla 6. Rendimiento y actividad antioxidante de extractos de semillas de mango. ............30 Tabla 7. Clasificación de la eficiencia antirradicalar. ............................................................................36 Tabla 8. Pretratamientos para las rebanadas de mango.....................................................................44 Tabla 9. Mediciones de las absorbancias. ..................................................................................................49 Tabla 10. Datos para generar la curva de calibración para sulfitos. ..............................................52 Tabla 11. Diseño comparativo simple.........................................................................................................55 Tabla 12. Análisis fisicoquímicas del mango............................................................................................58 Tabla 13. Difusividades efectivas de rebanadas de mango deshidratado. ..................................65 Tabla 14. Constantes de velocidad de secado..........................................................................................66 Tabla 15. Color en las rebanadas deshidratadas y fresco...................................................................67

VIII

LISTA DE SÍMBOLOS

A Área superficial expuesta (m2).

ArOH Fenoles.

a* Valores positivos (rojo) y valores negativos (verde).

b* Valores positivos (amarillo) y valores negativos (azul).

Deff Difusividad efectiva (m2•s-1).

Ea Energía de activación (kJ•mol-1).

H Tono (°). L* Luminosidad. L Grosor de la rebanada (m).

M Molar

Me Contenido de humedad en equilibrio (kg de agua/kg de sólido seco).

Mo Contenido de humedad inicial (kg de agua/kg de sólido seco).

Mt Contenido de humedad en cualquier tiempo (kg de agua/kg de sólido seco).

mm Milímetro

R2 Coeficiente de correlación.

t Tiempo (min).

W Peso del sólido húmedo (kg). Ws Peso del sólido seco (kg de sólido seco). MR Humedad libre (kg de agua libre/kg de sólido seco).

MR* Humedad en equilibrio (kg de sólido seco).

MRt Razón de humedad en cualquier tiempo (kg de agua/kg de sólido seco).

X2 Chi-cuadrado.

EC50 Cantidad de muestra requerida para reducir el 50% del rádical DPPH.

TEC50 Tiempo necesario para alcanzar el estado de equilibrio a la concentración correspondiente al EC50

IX

LISTA DE ABREVIATURAS

AcOEt

Acetato de etilo. DCPI 2,6-dicloroindofenolato de sodio. DPPH DTNB

2,2-difenil-l-picrilhidracilo. 5,5’-ditiobis-(2 nitrobenzoico).

EA Eficiencia antirradicalar

EAG Equivalente de ácido gálico EDTA Etilendiaminotetraacetato disódico. EtOH Etanol

FAO Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (del inglés Food and Agriculture Organization).

H2O Agua MNB 5-mercapto-2-nitrobenzoato. MeOH Metanol. rpm Revoluciones por minuto. Tris Tris[hidroximetil]aminometano.

1

1. INTRODUCCIÓN El mango (Mangifera indica L.) es uno de los frutos comerciales más importantes en el

mundo, con una producción global de alrededor de 35 millones de toneladas (FAOSTAT,

2010). Particularmente, México ocupa uno de los primeros lugares en la producción de mango

a nivel mundial, con una producción de alrededor de 1.5 millones de toneladas de mango

(SIAP, 2012). En México, los estados con mayor producción de mango son Guerrero, Nayarit,

Chiapas, Oaxaca, Sinaloa, Veracruz y Michoacán, quienes de manera conjunta aportaron más

de 1.38 millones de toneladas de este fruto en el 2012. Es decir, nueve de cada diez mangos de

la producción nacional (89%) provienen de estos estados. El estado de Oaxaca con 191 mil

toneladas1 ocupa el cuarto lugar en la producción. De este mango, solo se aprovecha el 60%

para su exportación en fresco principalmente. El producto restante se desecha debido a que no

pasa el nivel de calidad para ser exportado o no son recolectados por los productores (Santiago

et al., 2000). Cabe señalar que en los últimos años se han incrementado los productos

derivados del mango tales como cubos de mango congelado, Pepsi sabor a mango, mousse de

Nestle®, deshidratado The Healthy Fruit®, polvo para bebidas Lipton®, yogur con mango de

Actimel, Activia y Vitalinea de Danone® y jugo de mango, entre otros. Los cuales se suman a

los ya existentes, jugos, néctares, conservas, purés y deshidrados.

El mango cobra relevancia por la mangiferina, el galato de metilo, la vitamina C y los

carotenoides, que son sus compuestos antioxidantes más importantes, ya que de forma general

1 Fundación Produce de Guerrero, A. C. MANGO.2012. http://fundacionproducegro.org.mx/wp-content/uploads/2012/05/02-

Mango.pdf

2

presentan actividad gastroprotectora, analgésica, antibacterial, citoprotectora, antitumoral y

antioxidante (Ferreira et al., 2013). Sin embargo son muy sensibles al procesado térmico.

Cosiderando lo anterior, es importante llevar a cabo estudios orientados hacia la obtención de

métodos de conservación que sean fáciles, relativamente rápidos, baratos y que conserven la

mayor cantidad posible de compuestos bioactivos y color. La selección de un proceso

adecuado es importante, ya que de éste depende la calidad del producto final. Existen diversos

métodos para la conservación de alimentos como el congelado, las altas presiones,

fermentación, la adición de azúcar, los campos eléctricos y el deshidratado, por mencionar

algunos (Aguilar, 2012). La deshidratación, es uno de los métodos más antiguos y usados, que

consiste en la extracción del agua contenida en los alimentos por medios físicos. Este proceso

es apropiado para prolongar el tiempo de vida del producto. Existen diferentes procesos de

deshidratado, los cuales dependen de las características deseadas del producto final. Algunos

de estos procesos son el deshidratado por liofilización, por ósmosis, al sol, por aspersión, en

lecho fluidizado, asistido por infrarrojo, asistido por microondas y en charolas (Dissa et al.,

2008). En el deshidratado se hace uso de pretratamientos para mejorar la calidad del producto,

reduciendo el efecto del oscurecimiento y la pérdida de algunos compuestos bioactivos. Estos

pretratamientos consisten en soluciones de ácido ascórbico, sacarosa, NaHSO3, CaCl2, NaCl y

Na2S2O5 o extractos ricos en compuestos fenólicos (Chen et al., 2007. Villegas-Santiago,

2011. Malheiro et al., 2013).

En el presente proyecto se hizo uso del extracto de semilla de mango y Na2S2O5 al 0.5%, así

como también la combinación de éstos con la finalidad de obtener rebanadas de mango

deshidratadas con una reducción de la pérdida de sus compuestos bioactivos y la retención del

3

color característico del mango fresco. Finalmente, se realizó un análisis comparativo de los

pretratamientos para determinar cuál fué el mejor pretratamiento.

4

2. ANÁLISIS DE FUNDAMENTOS En la presente sección se describen los parámetros de calidad para el mango y sus productos,

el proceso de deshidratado en charolas y los factores que afectan la calidad del mango; así

como la importancia de los diferentes pretratamientos utilizados para reducir los efectos

ocasionados por el procesamiento, especialmente se mencionan las ventajas del uso de sulfitos

y extractos naturales, también se describe la capacidad antioxidante de las semillas de mango

atribuída principalmente a la presencia de compuestos fenólicos y finalmente se realiza un

análisis en los compuestos antioxidantes presentes en el mango, entre ellos vitamina C,

compuestos fenólicos y carotenos.

2.1. PARÁMETROS DE CALIDAD DEL MANGO

La calidad se refiere al conjunto de propiedades que le confieren las características

representativas a un producto para satisfacer las necesidades del consumidor (Escalante,

2006). En el mango fresco la calidad se puede medir a partir de la uniformidad de tamaño y su

forma, así como por la ausencia de enfermedades, defectos físicos, color de la cáscara y la

pulpa, firmeza de la pulpa y su sabor (Kader, 2008). Uno de los parámetros de calidad más

importantes para medir la calidad del mango es el color ya que determina la madurez y vida

postcosecha del fruto. También el color es importante para monitorear la calidad de los

productos deshidratados del mango. La medición de éste parámetro se lleva a cabo a través de

técnicas espectrofotométricas utilizando la escala CIELAB. Tales mediciones generan tres

valores, L*, a* y b*; donde L* mide la luminosidad que varía de cero (negro) a 100 (blanco),

de a+ (rojo) a a- (verde) y de b+ (amarillo) a b- (azul) (Ribeiro-Rocha et al., 2007). En la

5

Tabla 1 se presentan los parámetros de color para la pulpa de mango maduro fresco,

particularmente los valores de L*a*b* reportados por Ribeiro-Rocha et al. (2008) señalan el

intervalo de madurez para el mango Tommy Atkins, junto con valores de sólidos solubles

totales expresados en ºBrix en un intervalo de 14 a 16. Estos valores son similares con los

reportados por Brecht (2010), quien indica que esos intervalos coinciden con una etapa de

madurez 5, en una escala de cinco etapas, 1-5 (Anexo 3).

Tabla 1. Parámetros de color CIELAB para algunos mangos frescos.

En el caso de productos de mango deshidratado, los cambios de color que pueden ser

atribuidos a una combinación del oscurecimiento enzimático siendo esta la transformación

enzimática en sus primeras etapas de compuestos fenólicos en polímeros coloridos (Cheftel y

Cheftel, 2000) y no enzimático, productos de las reacciones de Maillard (Figura 1) debido a

temperaturas altas y presencia de oxígeno (Nursten et al., 2005).

Referencia L* a* b*

(Ribeiro et al., 2008) 55.0-‐61.0 11.5-‐14.4 40.0-‐50.0

(Zou et al., 2013) 60.8±6.0 13.7±1.5 55.8±5.9

(Kaushik et al., 2002) 44.9±2.2 14.5±3.0 47.2±2.9

6

Aminoácidos

Azúcares

CHO

OHH

HHO

OHH

OHH

CH2OH

+ R-NH2 N

R

n

R= CH2 CH2CO2H, H Melanoidinas

N

N

N

NH2

H2N NH2 Melaninas

N

N

Pirazinas

Pironas

o

o

O

O O

O

O

H

N

N

H

Furanonas

Furfurales

Furanos

Imidazoles

Figura 1. Productos de las reacciones de Maillard (Nursten et al., 2005).

El-Amin et al. 2008 realizaron deshidrataciones de rebanadas de mango de la variedad Kent usando

temperaturas de 60, 70 y 80 ºC, con una velocidad de aire igual a 1.5 m•s-1 y 3 mm de grosor de

rebanada. Los resultados indicaron que el tiempo de secado tiene un efecto significativo sobre

el cambio de color: los parámetros L*, a* y b* disminuyeron a medida que la temperatura y

tiempo de secado aumentaron (Figura 2).

7

Temperatura de deshidratado (°C)

Valores

Figura 2. Cambios en los parámetros de color L*, a* y b* por efecto de la temperatura (El-Amin et al.,

2008).

Además de los parámetros antes mencionados, se han encontrado parámetros fisicoquímicos

que nos ayudan a medir la calidad del mango deshidratado, entre ellos se encuentran la

vitamina C, fenoles totales y carotenos (Santaella y Bruna2).

2.2. SECADO EN CHAROLAS

El secador de charolas es uno de los equipos que más se ha empleado para el deshidratado de

frutas y hortalizas (Vega-Mercado et al., 2001). Existen dos tipos de secadores, estos pueden

ser del tipo de charolas giratorias o estáticas. En el primer caso, las charolas se cargan con el

producto a deshidratar sobre charolas que giran a las revoluciones indicadas y, en el segundo

el producto se carga directamente en bastidores fijos dentro del secador.

2 http://www.horticom.com/pd/imagenes/73/161/73161.pdf

8

2.2.1. Secador de charolas giratorias. Este tipo de secadores tienen la ventaja de lograr un

secado uniforme de los alimentos deshidratados. En el presente proyecto, se hizo uso de un

deshidratador de charolas giratorias que fue diseñado y construido en la Universidad

Tecnológica de la Mixteca (Figura 3), con características operacionales de: a) temperatura

entre 20 y 60 º C, b) velocidad del aire de 0 a 1.2 m•s1, y c) uso opcional de la rotación de

charolas a 20 rpm.

Figura 3. Diagrama del secador de charolas giratorias utilizado en este proyecto. (Santos-Sánchez et al. 2012). Santos-Sánchez et al. (2012) estudiaron el efecto que se genera al utilizar el secador de

charolas giratorias a tres diferentes temperaturas de secado (55, 60 y 70ºC) y dos velocidades

de secado (0.6 y 1.2 m•s-1) sobre los componentes antioxidantes, color y rehidratación durante

la deshidratación de tomate saladette (Lycopersicon esculentum). Los resultados obtenidos

muestran que el producto deshidratado, con rotación de charolas, se obtuvo a menores tiempos

de secado que el realizado sin rotación de charolas. Además, los autores evidenciaron que el

Bandeja de secado

Escape de gases

Cámara de secado

Válvula de apertura

Ventilador

Suministro de aire caliente

Maquina rotatoria

9

secado con rotación de charolas a un temperatura de 60ºC y velocidad de secado de 1.2 m•s-1

se favorece la retención de constituyentes antioxidantes en el tomate.

2.3. FACTORES QUE INTERVIENEN EN EL PROCESO DE

DESHIDRATADO DEL MANGO

Las condiciones de secado como temperatura del aire, humedad relativa del aire, flujo de aire,

deben ser las adecuadas para obtener los productos deshidratados con las mejores

características deseables en el alimento.

A continuación se presentan algunos de estos factores.

2.3.1. Temperatura del aire. En el secado, conforme se incrementa la temperatura del aire, la

velocidad de eliminación del agua en el mango también se incrementa y los tiempos de secado

se acortan. Pero a temperaturas mayores a los 80ºC, existe una reducción significativa en el

contenido de carotenoides, vitamina C y fenoles. También se empieza a promover el

oscurecimiento del producto por efecto de las reacciones de Maillard (Hayes et al., 1998).

Desmorieux et al. (2008) reportaron a una temperatura de 60ºC se obtiene la mejor calidad de

mangos deshidratados. También Goyal et al. (2006); Jaya & Das (2003); Ahmed et al. (2002)

utilizaron un intervalo de temperatura de 50 a 90ºC para deshidratar rebanadas de mango y

observaron que los mejores resultados se obtienen a temperaturas de entre 60 y 72.3ºC. La

temperatura que se utilizó en este proyecto fue de 60ºC.

10

Tie

mpo

de

seca

do (h

)

Humedad relativa del aire (%)

2.3.2. Humedad relativa del aire. Es un parámetro importante, que puede afectar el tiempo

de secado. Desmorieux et al. (2008) realizaron un estudio que consistió en evaluar el efecto

del contenido de humedad en el aire secante durante el deshidratado de mango. En la Figura 4,

se observa que entre mayor cantidad de agua haya en el aire secante, se requiere mator tiempo

de secado. También, esos autores mencionan que el deshidratado se puede llevar a cabo con

una humedad relativa de aire del 60% y obtener un secado de mango sin afectar la calidad del

producto por degradación enzimática o bacterial. Para acortar el tiempo de secado se puede

hacer uso de humedades relativas del 30%.

are introduced in succession at 1 h intervals. The solid line curveshows the evolution of mango moisture content at precise loca-tions in the drying tunnel (locations n! 1, 6 and 12). During the firstcycle these same curves also correspond to the evolution of themoisture content on these three wagons until 24 h after entry ofthe first wagon. The evolution of the mango moisture content ofthe trays of wagons n! 6 and 12 is represented by the dotted lines.

The second cycle starts 24 h after the beginning of the first cy-cle. As soon as the first wagon of mangoes of the first cycle (or ingeneral the closest wagon to the exit) has dried, this wagon isbrought out and a new wagon belonging to the next cycle isbrought in at the other end of the tunnel. The other wagons aremoved forward (Fig. 2).

As can be seen in Fig. 8, each wagon is introduced with productswith the same initial moisture content. The drying curves aresimilar because air arriving over tray n! 12, which is the last tobe introduced in the drying tunnel, has low relative humidity, asshown in Fig. 9. When the last wagon (the 12th of a cycle) entersthe tunnel, mangoes in the first wagon have already lost 90% oftheir initial moisture content and those of the11th, 20%.

3.2.1. Influence of parameters3.2.1.1. Air flow rate. Fig. 10a–c shows the influence of parametersthat change most from one producer to another. Fig. 10a showsthat the higher the flow rate, the lower the drying time, with log-arithmic evolution. These theoretical results are limited by the‘‘crusting” effect resulting from too high air flow rates. These limitscan be identified experimentally by studying mango crusting,depending on the drying air conditions and size parameters andalso on ripeness.

3.2.1.2. Air relative humidity at the entrance. Fig. 10b shows that themore the air is loaded with water, the longer the mango dryingtime required. Even with 60% air relative humidity at the entrance,the whole mango load of one cycle can be dried completely. How-ever, the total drying time needed is more than 3 days. This dryingtime is too long, resulting in product spoilage which reduces theproduct quality by enzymatic or bacterial damage or mould growthif water activity in the product is above 0.7. With external air of60% relative humidity and 30 !C temperature in the rainy season,the hygrometric chart (e.g., the Veron Casari chart) shows thatthe air relative humidity drops down to 20–30% after heating upto 60 !C. Then, at an air relative humidity of 30%, the total dryingtime is almost one and a half days. This time period is possible,however long, producing 2nd quality mango products. If part ofthe harvesting occurs at the beginning of the rainy season, it is thennecessary to control the relative humidity of the air.

3.2.1.3. Chip size. The program makes it possible to consider thesimulation of other chip layouts, for instance placing them closerto each other and taking into consideration the transfer surfaceper m2 surface of tray and a heat transfer coefficient consideringthe available transfer surface. Fig. 10c shows the influence of man-go chip specific surface calculated for pieces of 1 cm thick andvarying lengths from 2 to 8 cm. The smaller the chip, the biggerthe specific transfer surface it presents. The drying time is thenshorter. When preparing the mangoes, it is therefore importantthat they are cut in standard sizes in order to obtain homogeneousdrying. It should be noted that mango chips of a different shapewould require the identification of another CDC, for each curvecharacterizes the drying for a given particle size and shape.

4. Conclusion

A new mangos dryer is proposed by taking into account the lo-cal and actual need: a drying cycle capacity of 500 kg mangoes cut

into chips. The gas energy is used. The wagons are introduced intothe drying tunnel, one every hour, and moved in a counter flowmanner according to the air flow.

First, the experiments allow a linear characteristic drying curvefor the convective drying of mangoes to be identified. That assumeslow water diffusion through the mangoes. Then this study dealswith a simulation of the dryer operation in order to verify andcharacterize it. The operation of one and several drying cyclesand of wagon displacement during a cycle is simulated. With usualair conditions, after heating at 60 !C, a 10% relative humidity andan air flow rate of 2600 m3 h!1, all the 12 wagons get dried inthe same time over a 24 h period. The modeling confirms the mainadvantage of this technology: because the relative humidity of the

0

20

40

60

80

100

0 20 40 60Air relative humidity (%)

Dry

ing

tim

e (h

)

0

12

24

36

48

420 440 460 480 500 520

Specific area(m2/m3)

Dry

ing

tim

e (h

)

0

12

24

36

48

60

0 2000 4000 6000 8000

Air flow (m3/h)

Dry

ing

tim

e (h

)

Fig. 10. Influence of parameters on the total drying time. (a) Influence of air relativehumidity. (b) Influence of specific area of the mangoes chips, mangos are cut intoparallelepipedic form. (c) Influence of the air flow.

126 H. Desmorieux et al. / Journal of Food Engineering 89 (2008) 119–127

Figura 4. Influencia de la humedad relativa en el tiempo total del secado.

2.3.3. Velocidad del aire secante. Shi et al. (2013) analizaron el efecto que tiene la velocidad

del aire en el deshidratado de rebanadas de camote a una temperatura constante de 25°C. En la

Figura 5 se observa que un aumento en la velocidad del aire, conduce a una disminución en el

tiempo debido a la mejora en la convección del calor y la transferencia de masa entre el aire

de secado y los trozos de camote. Por otra prte se ha demostrado que a velocidades de aire

superiores a 6 m•s-1 en combinación con aire secante de contenido de humedad bajo (< 20%),

11

MR

(kg

de a

gua/

kg d

e só

lido)

temperaturas superiores a 100 ºC y el estado de madurez del alimento, favorecen la formación

de costras, esto es una limitante para obtener un deshidratado uniforme (Desmorieux et al.,

2008).

Figura 5. Influencia del flujo de aire en el tiempo total del secado (Shi et al., 2013).

Autores como Corzo et al. (2008), Kabiru et al. (2013) y El-Amin et al. (2008) aplicaron una

velocidad de aire para el deshidratado de mango en el intervalo de 1.5 a 3.5 m•s-1 sin reportar

la presencia de costras. En este proyecto se llevó a cabo la deshidratación a una velocidad de

aire de 1.2 m•s-1.

Tiempo de deshidratado (h)

Velocidades

12

2.4. CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDADES EFECTIVAS (Deff) Y

CONSTANTES DE VELOCIDAD (k)

El comportamiento de la remoción del agua durante el proceso de deshidratado de un alimento

tiene un patrón general de comportamiento representado por una curva de secado. En la Figura

6 se observa el segmento AB de la curva, que es un periodo de estado inestable durante el cual

la temperatura del alimento está variando. El segmento BC se define como el periodo de

velocidad constante; en este intervalo la superficie total del alimento expuesta al aire secante

se encuentra saturada de agua. La temperatura de la superficie del alimento alcanza la

temperatura del bulbo húmedo del aire secante. El periodo de velocidad de secado constante

ocurre solamente durante el tiempo que la masa de agua transferida desde la superficie al aire

circundante es reemplazada de manera continua por el movimiento del agua desde el interior

del alimento. En el segmento CD, el agua en la superficie del alimento comienza a agotarse

debido a que la difusión del líquido hacía la superficie es menor que la velocidad de

transferencia de masa desde la superficie. En el segmento DE, a medida que las humedades

relativas del aire secante y del alimento se aproximan entre si, la velocidad de secado

disminuye hasta no existir más cambios en el alimento, por lo tanto se llega al equilibrio en el

punto E.

13

Figura 6. Curva típica de secado para condiciones constantes de secado, contenido de humedad en función del tiempo (Foust et al., 2004).

Los mecanismos mediante los cuales se transfiere la masa (agua) durante el deshidratado son

la convección, migración y difusión (Ortíz et al., 2006). Éste último es el mecanismo

predominante en el proceso de deshidratado y consiste en el transporte de masa desde una

parte de un sistema de mayor concentración a otro de menor concentración como un resultado

de movimientos moleculares aleatorios (Crank, 1975). La velocidad de movimiento del agua

en el alimento expresada en función del mecanismo de difusión se expresa mediante la

segunda Ley de Fick modificada, Ecuación 1, (Foust, 1987).

€

dCidt

= D∗ d2Cidx 2

(1)

Donde:

D= Coeficiente de difusión o difusividad del agua aplicable al movimiento a través de la

matriz del alimento.

MR*

14

dCi= Derivada de la concentración inicial.

dt= Derivada de la temperatura.

d2Ci=Segunda derivada de la concentración inicial.

dx2= Segunda derivada de la distancia.

Cuando se habla de la transferencia de masa se suelen hacer una serie de suposiciones, por

ejemplo que las superficies del material son lisas y no porosas y que también tienen una forma

perfectamente definida. Sin embargo esto no es totalmente cierto ya que algunos alimentos

tienen la superficie porosa. Por lo que es necesario introducir una serie de factores de

corrección que permitan obtener un valor más real. Este valor real corresponde a la difusividad

efectiva (Deff) y para ello se hace una serie de consideraciones:

• La materia no posee una superficie homogénea.

• Los poros no son rectos ni cilíndricos, poseen una serie de caminos irregulares con

interconexiones.

• Los poros poseen área transversal variable.

• No toda el área normal a la dirección del flujo está disponible para difusión de las

moléculas.

A partir de las consideraciones anteriores se puede proponer la solución a la Ecuación

mediante el uso de la ecuación de Sherwood y Newman (Ecuación 2), donde se requiere

establecer condiciones límite de operación y especificar las caracteristicas de la difusividad

efectiva (Deff). La consideración más simple es establecer que la Deff es constante y que el

secado se favorece ya sea a través de una o dos de las caras del alimento. El equilibrio en la

15

fase interna como una condición de frontera es un factor clave para el uso de la ecuación 2,

donde 2L indica que la difusión del agua se lleva a cabo a través de las dos caras de la

rebanada de alimento (Foust, 1987).

€

MRt −MR*

MRo −MR* =

8π 2(2n +1)2n=0

α

∑ exp −(2n +1)2 π2

4F

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ (2)

Donde

€

F =Deff * tL2

: F= número de Fourier, Deff= difusividad efectiva, t= es el tiempo, L=

espesor de la rebanada, n= número de serie de Fourier y

€

MR =MRt −MR

*

MRo −MR* : MR = Razón de

humedad, MR* = humedad en el equilibrio, MRt= humedad al tiempo t, MRo= humedad

inicial. La Ecuación 2, por lo tanto se puede expresar como:

€

MR =8

π 2(2n +1)2n=0

α

∑ exp −(2n +1)2π 2Deff t4L2

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ (3)

La solución a la ecuación anterior, se logra finalmente a partir de la siguiente condición

€

F =Deff * tL2

> 0.1 (Aguerre et al., 1985), para períodos de secado mayores a 5 min. Bajo éstas

condiciones, la contribución de los términos generados por n = 1, 2, 3, …, en la Ecuación 3 es

prácticamente nula y por lo tanto se puede reducir a su mínima expresión, donde n = 0

(Apéndice 1), obteniéndose:

€

MR =8π 2exp −π 2

Deff

4L2t

⎛

⎝ ⎜

⎞

⎠ ⎟ (4)

Al aplicar el logaritmo natural a la ecuación 4, se obtiene:

16

€

lnMR = ln 8π 2

−π 2Deff

4L2⎛

⎝ ⎜

⎞

⎠ ⎟ t (5)

La Deff por lo tanto se puede determinar a partir de la pendiente de la curva de ln MR (Razón

de humedad) vs tiempo, expresada en la Ecuación 6.

€

Pendiente =π 2Deff

4L2 (6)

Donde:

Deff = Difusividad efectiva (m2s-1)

L = Grosor de la rebanada (m)

En el 2010, Villa-Corrales et al. usaron este método para determinar la difusividad efectiva, y

encontraron un intervalo de 4.41-5.95 x10 -10 m2s-1, para rebanadas de mango Ataulfo de 2-5

mm de grosor y temperaturas de 50-70ºC.

También Dissa et al. (2008), deshidrataron rebanadas de mango con 2.5 y 5 mm de grosor y

una temperatura de secado a 70 y 60ºC respectivamente, obtuvieron difusividades efectivas de

1.09 x 10-9 y 1.45 x 10-9 m2•s-1 para cada una de las condiciones.

Murthy y Manohar (2013), encontraron un intervalo de difusividades efectivas de 3.771-

12.265 x 10 -10 m2s-1 usado temperaturas de 40-70ºC con velocidades de aire de 0.84-2.25

ms-1 y 1.77 ± 0.02 mm de grosor.

17

Teórico

Empírico

En las curvas de secado es de interes emplear modelos para describir el comportamiento de los

datos de los deshidratados. La ecuación 7 es propuesta por Lewis empleada para describir el

comportamiento del secado es análoga a la ley del enfriamiento de Newton.

€

€

dMRdt

= k MR −MR*( ) (7)

Asumiendo que la cantidad de masa (M) depende del tiempo de secado (t), la integración de la

Ecuación 7, genera una solución, representada por la Ecuación 8.

€

dMRMR −MR*( )Mo

Mt

∫ = −k dt0

t

∫

€

ln MR −MR*( ) Mo

Mt= −k

0

t

€

ln MRt −MR*( ) − ln MRo −MR*( ) = −kt

€

ln MRt −MR*

MRo −MR*

⎛

⎝ ⎜

⎞

⎠ ⎟ = −kt

€

MRt −MR*

MRo −MR*

⎛

⎝ ⎜

⎞

⎠ ⎟ = e−kt

€

MR =MRt −MR

*

MRo −MR* = e−kt (8)

El modelo descrito anteriormente sirve sólo para predecir comportamientos simples, por lo

que se han desarrollado nuevos modelos. Existen aproximadamente 17 modelos matemáticos

18

en la literatura utilizados para explicar el comportamiento y el desarrollo del deshidratado de

frutas y hortalizas (Anexo 4). El modelo de Midilli et al. (2002) es uno de los modelos que

presenta mayor ajuste a los datos de deshidratado de mango, así como de otras frutas y

hortalizas (Akpinar. 2006; Murthy y Manohar. 2013), Ecuación 9.

€

MR = aexp −kt n( ) + bt (9)

Donde:

k =contante de secado.

a, b y n = constantes del modelo.

MR = razón de humedad.

t = tiempo de secado.

Algunos investigadores han encontrado que el modelo de Midilli et al. (2002) fue el mejor

ajustando los datos de la curva. En el 2006, Akpinar utilizó 13 modelos matemáticos para

predecir el comportamiento del deshidratado de rebanadas de papa, manzana y calabaza.

Utilizando un intervalo de temperaturas de 60-80ºC y velocidades de aire de 1-1.5 ms-1.

Encontró que el modelo de Midilli et al. (2002) produjo los mejores resultados, mostrando una

buena correlación con los datos experimentales de todos los productos deshidratados,

obteniendo un intervalo de R2 = 0.9955-0.9984 y χ2 = 2.26-7.76 x 10-4.

También Murthy y Manohar. 2013, realizaron un deshidratado de rebanadas de mango de 1.77

± 0.02 mm de grosor, usaron un intervalo de temperatura de 40-70ºC y velocidades de aire de

0.84-2.25 ms-1. Estos autores evaluaron 10 modelos matemáticos de secado para representar

19

las curvas de velocidad de secado y determinaron el nivel de ajuste con respecto a los valores

experimentales. A partir de esos estudios encontraron que el modelo de Midilli et al. (2002)

presentó el mejor ajuste respecto a los datos de secado experimentales, con R2= 0.996-0.999 y

χ2 = 1.16-8.33 x 10-5.

2.5. PRETRATAMIENTOS

Los pretratamientos en el proceso de deshidratado son ampliamente usados para evitar

reacciones generadoras de oscurecimiento, así como la pérdida de compuestos bioactivos. En

la Tabla 2 se observan algunos de ellos y sus efectos. Aunque los pretratamientos de mayor

interés para este proyecto son las soluciones de sulfitos y extractos.

Tabla 2. Análisis comparativo de algunos pretratamientos.

Pretratamientos Reacción de Maillard

Oscurecimiento enzimático

Otros efectos

Sulfitos Limita fuertemente

Limita poco Acelera la deshidratación. Ayuda a retener las vitaminas A y C

Ácido cítrico Favorece poco Limita Disminuye pH Ácido ascórbico Favorece poco Limita

fuertemente Disminuye pH

Almíbar Favorece fuertemente

No influye Deshidratación parcial

Salmuera No influye Limita poco Deshidratación parcial Extractos No influye Limita poco Ayuda a retener y reducir la

degradación de compuestos antioxidantes. Disminuye el pH

(Almada et al., 2005 y Abdalla et al.,2007).

20

2.5.1. Sulfitos. Los sulfitos se utilizan comercialmente en procesos de deshidratado de mango

con la finalidad de lograr de manera general su preservación física, microbiológica y retener

componentes antioxidantes (Zou et al., 2013). También, ayudan a incrementar la velocidad de

secado, disminuyendo así los costos del proceso. Bajo el nombre de sulfitos se agrupan el

ácido sulfuroso (H2SO3), los iones sulfito (SO32-) y bisulfito (HSO3-) en diferentes

proporciones que dependen del pH de la solución (Figura 7).

Figura 7. Porcentaje de iones libres en solución a diferente pH´s3.

Los sulfitos y el dióxido de azufre son sustancias que tienen una amplia gama de funciones,

como se detalla a continuación: a) Inhiben el oscurecimiento no enzimático. Bloquean los grupos carbonilo libres

presentes en los azúcares, de tal forma que un átomo de azufre reacciona con dos moléculas de

glucosa y evitan que éstos interaccionen con los aminoácidos, por lo que previenen la

3 Proposition 65, Interpretative Guideline No. 2012-02. Consumption of Sulfur Dioxide in Dried Fruits.

http://oehha.ca.gov/prop65/law/pdf_zip/SO2driedfruitIG.pdf

21

formación de productos de oscurecimiento derivados de las reacciones de Maillard. También

se ha demostrado que ejercen una acción decolorante (Wedzicha et al., 1991). b) Inhiben el oscurecimiento enzimático. Debido a su poder reductor inhiben la síntesis

de quinonas, actúan como agentes quelantes, y son capaces de extraer los átomos de cobre del

centro activo de la enzima, produciendo su inactivación (Hernandez-Valdez, 2009). Cabe

señalar que las quinonas son productos de la oxidación de compuestos fenólicos antioxidantes. c) Previenen el deterioro oxidativo. Actúan reduciendo el oxígeno molecular presente

en el alimento y hacen que éste no esté disponible para reacciones de oxidación de los

compuestos bioactivos que son susceptibles a ser oxidables, provocando la generación de

sulfatos (Almeida & Nogueira, 1995). d) Inhiben el crecimiento de bacterias y hongos. Ejercen una acción antimicrobiana

sobre diversos hongos, levaduras y bacterias, cuyo modo de acción no se conoce totalmente,

aunque existen varias teorías al respecto que se basan en el hecho de que el H2SO3 penetra en

la célula microbiana y provoca: 1) reacciones de condensación con el acetaldehído de las

células, 2) reacciones con enzimas que contienen enlaces disulfuro, y 3) interferencias de los

mecanismos de respiración de los microorganismos en los que interviene la nicotinamida

adenina dinucleótido (Calvo, 1991).

Los sulfitos por su amplia gama de acción, se utilizan en diversos alimentos deshidratados,

entre éstos la deshidratación de frutas. Cabe resaltar que el SO2 en los frutos deshidratados, se

encuentra en forma ligada o libre y la combinación de estas formas se conoce como sulfitos

totales ó SO2 total. Los sulfitos totales incluyen compuestos de azufre que están unidos a

componentes de los alimentos tanto reversible como irreversible. La forma ligada constituye la

22

mayor proporción de los sulfitos totales en las frutas. Los sulfitos libres representan el SO2

disuelto total, que existe como un equilibrio entre el SO2 molecular, iones bisulfito (HSO-3) y

sulfito (SO3-2).

El uso de los sulfitos en el mango deshidratado es común y existe un número importante de

estudios relacionados con los beneficios que tienen en la calidad del producto final. Por

ejemplo, Chen et al. (2007) realizaron un estudio para determinar la estabilidad de los

carotenoides en el deshidratado de mango (variedad Taiwanese). El estudio consistió en

aplicar un pretratamiento con NaHSO3 al 1% al mango previo a su deshidratación a una

temperatura de aire secante de 60ºC. Los resultados mostraron que el mango pretratado

deshidratado contenía 4.23 mg/100 g de carotenoides totales, mientras que el mango sin

pretratar presentó 3.28 mg/100 g. El uso de NaHSO3 al 1% logró retener un 22.48% de los

carotenoides totales. También Goyal et al. (2006), realizaron deshidratados de mango

(variedad Dasehari) utilizando tres temperaturas y tres pretratamientos (Tabla 3). El estudio

demostró que el mango pretratado con K2S2O5 se deshidrata más rápidamente que el mango

escaldado y que el control (mango sin pretratamiento) a temperaturas de 60 y 65ºC.

23

Tabla 3. Tiempo de deshidratado de las rebanadas de mango fresco.

(Goyal et al., 2006)

Debido a que los sulfitos son utilizados ampliamente a nivel comercial se han establecido

normas para regular las concentraciones en los diversos productos procesados. En México la

Norma Oficial Mexicana NOM-130-SSA1-1995 es la que regula la concentración de sulfitos

en algunos alimentos como frutas en almíbar, ates, mermeladas, salsas y jaleas. El límite

máximo establecido para los alimentos antes mencionados establecidos en ésta norma es de

100 mg de sulfitos/kg de alimento.

La NOM-130-SSA1-1995 no hace mención de la concentración permitida para productos

deshidratados derivados de frutas. Sin embargo, existen reportes en la literatura científica que

mencionan concentraciones de sulfitos en alimentos sólidos, entre ellos deshidratados, por

ejemplo, Isaac et al. (2006) reportaron un intervalo de 280 a 2100 mg de sulfitos/kg de

alimento deshidratado. La US Federal Register (1988) estableció una concentración límite de

2000 mg de sulfitos/kg de frutos deshidratados.

Para la identificación y cuantificación de sulfitos en alimentos, se hace uso de ensayos

cualitativos, métodos colorimétricos y de polarografia de pulso diferencial (AOAC, 1995;

Temperatura de deshidratado, ºC

Pretratamiento Tiempo de deshidratado, min

Control 210 Escaldado 210

55

Metabisulfito de potasio al 1% 180 Control 210 Escaldado 180

60

Metabisulfito de potasio al 1% 150 Control 180 Escaldado 180

65

Metabisulfito de potasio al 1% 150

24

963.20, 961.09, 987.04). También se utilizan métodos espectroscópicos debido a que pueden

ser baratos ya que solo requieren de un espectrofotómetro; y además, son confiables y precisos

a concentraciones bajas, 1-100 ppm. La utilización del reactivo de Ellman, el 5,5’-ditiobis-(2-

nitrobenzoico) (DTNB), se utiliza ampliamente en la cuantificación de sulfitos en agua debido

a que es confiable, los autores no hacen mención de la presencia de interferencias (Sadegh y

Schreck 2003). En la Figura 8 se muestra la reacción de DTNB-Sulfito donde el sulfito rompe

el enlace azufre-azufre generando dos compuestos, el tiol cromóforo y el 5-mercapto-2-

nitrobenzoato (MNB), este último produce una coloración amarilla.

Figura 8. Reacción colorida donde el MNB (5-mercapto-2- nitrobenzoato) es desplazado por el sulfito en la estructura del DTNB (Sadegh y Schreck, 2003).

2.5.2. Usos de extractos naturales en alimentos. En años recientes el uso de los extractos

naturales ha aumentado de manera importante debido a que éstos confieren propiedades

antioxidantes y antimicrobianas a los alimentos, logrando preservar el color y mantener o

incrementar la vida de anaquel de éstos. Nanasombat y Wimuttigosol (2011) estudiaron la

actividad antimicrobiana y antioxidante de extractos de aceites de anís, cardamomo, canela,

25

eneldo, macis, pericón y jengibre amargo. Los resultados demostraron que los aceites de

canela, macis, y pericón tuvieron una fuerte actividad antioxidante in vitro frente al radical

DPPH, con valores de EC50 = 0.29-5.66 mg/mL y un contenido de fenoles totales de 51.54-

140.9 g EAG/mg de aceite. El radical DPPH es relativamente estable y reacciona con los

antioxidantes aceptando un radical hidrógeno, para formar una molécula estable (Figura 9)

(Maisuthisakul et al., 2007). Para medir la actividad antioxidante de los extractos frente al

radical DPPH se utiliza el valor del EC50, definido como la concentración de extracto

necesaria para reducir en un 50 % la concentración del radical DPPH en el medio de reacción.

Figura 9. Reacción del DPPH• en presencia de una especie antioxidante.

También se han utilizado los extractos de las semillas de mango debido a su poder

antioxidante y antimicrobiano. Abdalla et al. (2007) usaron extractos de varias semillas de

mango (Egipto). Para evaluar el efecto de extractos de semilla mango sobre la vida de anaquel

de aceite de girasol, se realizaron dos experimentos, el primero consistió almacenar durante 12

meses en ausencia de luz el aceite y el segundo experimento consistió en exponer al aceite

durante 12 semanas a la luz y temperatura ambiental. Para éstos experimentos, se utilizaron

26

concentraciones de 200, 400 y 800 ppm de extracto de la semilla de mango. Los resultados

(Figura 10) muestran que la concentración a 800 ppm presenta una rancidez oxidativa más

baja que a concentraciones de extracto menores. Estos autores también analizaron la

combinación de los extractos de semilla y aceite de mango para evitar la oxidación de papas

fritas, los resultados mostratron que al usar una solución con una concentración de 800 ppm de

extracto y 5% de aceite de semilla de mango, las papas fritas tuvieron mejor color, sabor y

frescura con una aceptabilidad general de 3.4, un valor alto respecto al control (sin la

presencia de extracto y aceite de la semilla de mango). Estos efectos se deben a que los

extractos contienen una cantidad alta de compuestos fenólicos, responsables de la actividad

antioxidante, ayudando a neutralizar los radicales libres y a reducir los peróxidos.

27

Índi

ce d

e pe

róxi

do (E

q de

O2/k

g ac

eite

)

Almacenado en la oscuridad (meses)

Almacenado en presencia de luz (semanas)

02468

101214161820

Ani

sidi

ne v

alue

0

5

10

15

20

25

Storage under light exposure (weeks)

Ani

sidi

ne v

alue

TBHQMSKE 200ppm MSKE 400ppmMSKE 800ppm

0

5

10

15

20

25

30

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

Per

oxid

e va

lue

(2/K

g oi

l)

0

510

1520

25

3035

4045

50

Per

oxid

e va

lue

(meq

. O

2/K

g oi

l)

a

b

c

d

Storage in the dark (months)

Control

meq

.o

Fig. 1. E!ect of mango seed kernel extract MSKE on the determination of peroxide and anisidine values in sunflower oil during storage in the dark (a, b)for 12 months and under light exposure (c, d) for 12 weeks at ambient temperature 20 ± 4 !C (mean of three determinations). Sunflower oil withoutsynthetic antioxidants containing 410 ppm a-tocopherol. TBHQ is tertiary butylated hydroxy quinon.

A.E.M. Abdalla et al. / Food Chemistry 103 (2007) 1141–1152 1145

02468

101214161820

Ani

sidi

ne v

alue

0

5

10

15

20

25


Ani

sidi

ne v

alue


0

5

10

15

20

25

30

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

Per

oxid

e va

lue

(2/K

g oi

l)

0

510

1520

25

3035

4045

50P

erox

ide

valu

e(m

eq.

O2/K

g oi

l)

a

b

c

d


Control

meq

.o



Figura 10. Efecto del extracto de semilla de mango (MSKE) en la determinación del índice de peróxido durante el almacenamiento del aceite de girasol.

Debido a que en este proyecto se utilizará la semilla de mango como un pretratamiento

durante el deshidratado de rebanadas de mango, a continuación se presenta una sección sobre

la importancia de la semilla de mango.

2.6. IMPORTANCIA DE LA SEMILLA DE MANGO

Las semillas de mango en promedio contienen (materia fresca) 2.6% de proteína, 4.2% de

grasa, 7.9% de azucar total, 0.9% de fibra, 57.8% de almidón y 10.6% de taninos (Garg y

02468

101214161820

Ani

sidi

ne v

alue

0

5

10

15

20

25


Ani

sidi

ne v

alue


0

5

10

15

20

25

30

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

0 1 2 4 6 8 10 12

Per

oxid

e va

lue

(2/K

g oi

l)

0

510

1520

25

3035

4045

50

Per

oxid

e va

lue

(meq

. O

2/K

g oi

l)

a

b

c

d


Control

meq

.o



Índi

ce d

e pe

róxi

do (E

q de

O

2/kg

acei

te)

28

Prakash. 2006). Cabe resaltar que la concentración de compuestos fenólicos totales en la

semilla de mango Tommy Atkins es de aproximadamente 6 veces mayor respecto a la cáscara

(Figura 11) (Sogi et al., 2013).

Figura 11. Efecto de diferentes métodos de deshidratados en el contenido de compuestos fenólicos totales de los extractos de la cáscara y semilla de mango Tommy Atkins (FD-Liofilización; CD-Secado por gabinete; VD-Secado al vacío; IR-Secado por infrarrojo).

La concentración de compuestos fenólicos de la semilla de mango es alta, comparada con

otras semillas de frutas (Tabla 4). Kittiphoom y Sutasinee (2013) realizaron un análisis

comparativo del contenido de fenoles y la actividad antioxidante de algunas semillas de frutas,

y encontraron que la semilla de mango tiene la actividad antioxidante más alta, atribuida a un

contenido alto de compuestos fenólicos. Estos datos respaldan la factibilidad de utilizar

industrialmente la semilla de mango como ingrediente alimenticio funcional o su aplicación en

pretratamientos durante el procesado de alimentos.

29

Tabla 4. Contenido de fenoles totales en algunas semillas de frutas.

Semilla Contenido de fenoles totales

(mg/100g de semilla fresca)

Mangoa 98.7 ± 8.8

Mangob 117 ± 13.5

Tamarindo 94.5 ± 4.5

Aguacate 88.2 ± 2.2

Yaca 27.7 ± 3.4

a (Kittiphoom and Sutasinee, 2013) b (Soong and Barlow, 2006)

La semilla de mango contiene diversos compuestos fenólicos, en la Tabla 5 se muestran los

más importantes y los de mayor concentración para mangos maduros de las variedades Zebda,

Balady y Succary originarios de Egipto (Masibo y He, 2008). Estas semillas se obtuvieron a

partir de los desechos de plantas procesadoras de mango.

Tabla 5. Compuestos fenólicos (mg EAG/100 g de semilla seca) en semillas de mango.

(Masibo y He, 2008)

Compuestos polifenólicos Cantidad (mg EAG/100 g)

Tanino 20.7 Ácido gálico 6.0 Cumarina 12.6 Ácido cafeico 7.7 Vainillina 20.2 Mangiferina 4.2 Ácido ferúlico 10.4 Ácido cinámico 11.2 Compuestos desconocidos 7.1 Contenido de fenoles totales 112

30

Maisuthisakul (2008) reportaron el contenido de fenoles totales en semillas de mango de

algunas variedades de originarias de Tailandia, y encontraron que el valor promedio de éstos

compuestos fue de 96.20 mg EAG/100 g de semilla fresca. En ese mismo estudio se reporta la

actividad antioxidante y los rendimientos de los extractos.

Tabla 6. Rendimiento y actividad antioxidante de extractos de semillas de mango.

Variedad Rendiemiento (%) de extractos

EC50 (µg/mL)

α-tocoferol - 14.95 ± 0.23 Kaew 3.25 ± 0.08 13.06 ± 0.86 Namdokmai 3.09 ± 0.03 14.49 ± 0.22 Keawsawoi 3.07 ± 0.04 16.48 ± 0.43 Pimsaen 3.41 ± 0.06 18.72 ± 0.21 Chokeanan 3.33 ± 0.07 13.67 ± 0.44 Rad 3.17 ± 0.05 15.65 ± 0.30 Phalun 3.27 ± 0.04 19.69 ± 0.16 Huachang 3.25 ± 0.04 14.11 ± 0.07 Munduankao 3.11 ± 0.03 20.54 ± 0.14 Okrong 3.09 ± 0.03 16.94 ± 0.14

Maisuthisakul (2008)

Es importante resaltar que aunque los extractos de la semilla de mango presentan una

actividad antioxidante potente; estas generalmente, siempre se desechan como residuos

durante la elaboración y el consumo de la fruta de mango. Se conoce que, en algunos países

como la India y Fiji, éstas semillas se utilizan de manera tradicional para el tratamiento de

disentería, sinusitis y caspa (Barreto et al., 2008).

2.7. IMPORTANCIA DE LOS COMPUESTOS ANTIOXIDANTES EN EL MANGO

El mango contiene una mezcla de antioxidantes íncluyendo polifenoles, ácido ascórbico y

carotenoides (Schieber et al., 2000). Estos compuestos antioxidantes se ha demostrado que

presentan diversas funciones biológicas, tales como antimicrobianas, anticancerígenas,

31

B) C)

antiinflamatorias, antivirales, antifúngicas, inmunomoduladoras y antioxidantes (Sahu et al.,

2007; Ribeiro-Rocha y Schieber, 2010).

Cabe mencionar que debido a la importacia biológica que presenta la mangiferina y galato de

metilo, en esta sección se presentan de manera individual.

2.7.1. Vitamina C. La vitamina C puede presentarse en forma de ácido L-ascórbico, ácido

dehidroascórbico o ácido 2-ceto-L-gulónico, Figura 12.

O

OHO

O

OH

OH

COOHHO

HO

HO

OH OHH H

Figura 11. A) Ácido L-ascórbico, B) ácido dehidroascórbico y C) ácido 2-ceto-L-gulónico

La vitamina C es una de las vitaminas más abundantes en el mango y su concentración varía

con el estado de madurez del fruto, así como con el manejo postcosecha y el método de

procesamiento. Ribeiro-Rocha et al. (2007) reportaron una concentración de vitamina C para

el mango fresco de 9.79 mg/100 g para la variedadad Tommy Atkins de Brazil. Generalmente,

la vitamina C tiende a disminuir por efectos térmicos, exposición al aire y a la luz (Liu et al.,

2014). Para la cuantificación de la vitamina C se emplean la fluorimetría, cromatografía,

métodos electroquímicos y espectrofotométricos (Torregrosa, 2006).

A)

32

2.7.2. Compuestos fenólicos. Los polifenoles identificados en la parte comestible del mango

han sido previamente caracterizados e incluyen flavoniodes como la quercetina y glicósidos de

kaempferol, ácidos fenólicos, galoil-glicósidos y mangiferina (Schieber et al., 2000; Barreto et

al., 2008) en la Figura 13 se presenta la estructura de los compuestos fenólicos más relevantes.

El ácido gálico es el compuesto fenólico mas abundante presente en la pulpa de mango. La

actividad antioxidante de los polifenoles se rige por el número, la reactividad, y la ubicación

de sus grupos hidroxilo en el anillo aromático (Masibo y He, 2008).

HO O

OH

OH

HO

Ácido gálico Ácido-p-hidrobenzoico Ácido-m-cumarico

Ácido-p-cumarico Ácido ferúlico

33

Mangiferina Galato de metilo

Figura 12. Estructura de algunos compuestos fenólicos presentes en la pulpa de mango.

Manthey y Perkins-Veazie (2009) reportaron una concenración de fenoles totales para la pulpa

de mango entre 20.1-30.1 mg EAG/100 g de mango fresco para la variedad Tommy Atkins

originaria de México. Los fenoles son importantes debido a que poseen propiedades

funcionales y son indicadores de la calidad del mango ya que le confieren un sabor astringente

característico. Entre estas propiedades encontramos la actividad antiinflamatoria,

anticancerígena, antiarterioesclerótica (Masibo y He. 2008).

Los factores que afectan a los fenoles son los mismos que afectan a la vitamina C. Para la

determinación de compuestos fenólicos se pueden usar técnicas cromatográficas y los métodos

espectrofotométricos (Martínez-Valverde et al., 2000).

2.7.2.1. Mangiferina. La mangiferina es una C-glucosilxantona que se encuentra en algunos

mangos como el Tommy Atkins, Haden y Ubi. El interés en la mangiferina se debe a su

amplia gama de acciones biológicas, debido a que actúa como gastroprotector, analgésico,

antibacteriano y citoprotector (Masibo y He. 2008). El potencial terapéutico de la mangiferina

se ha investigado en la prevención y el tratamiento de la periodontitis (Ferreira et al., 2013).

34

Se han reportado concentraciones de éste compuesto de 2.2 ± 0.1 mg/kg en pulpa seca, para la

variedad Tommy Atkins originaria de Brasil (Ribeiro- Rocha et al., 2008) y de 4.4 mg/kg de

pulpa fresca y 42 mg/kg de semilla en la variedad Alphonso originaria de Alemania (Masibo

y He. 2008).

2.7.2.2. Galato de metilo. El galato de metilo es uno de los compuestos fenólicos más

importantes presentes en la naturaleza, debido a sus excelentes propiedades antioxidantes. El

galato de metilo, es considerado un potente protector de las células contra el estrés oxidativo,

reduce la peroxidación lipídica (LPO) y las especies de oxígeno reactivas (ROS) (Whang et

al., 2005). Este compuesto también podría ser útil en el tratamiento de enfermedades

neurodegenerativas donde el estrés oxidativo está asociado con el proceso de apoptosis

celular. Lee et al. (2010) reportaron que el galato de metilo es un supresor de células

reguladoras T (Treg) en tumores malignos en ratones, esto se debe a que las células Treg estan

directamente relacionadas con el crecimiento de los tumores.

Se han realizado algunos estudios de cuantificación de galato de metilo en mango; en

particular Barreto et al. (2008) reportaron una concentración de 25 mg/100 g en cáscara seca

en mango Tommy Atkins. Rastraelli et al. (2002) reportaron 445.2 mg/100 g de materia seca

de extractos de la corteza del árbol de mango.

2.7.3. Carotenos. Los carotenos son constituyentes importantes del mango no sólo por ser

pigmentos que confieren el color característico del fruto, sino por su valor nutricional y

funcional, ya que es precursor de la vitamina A. Los carotenoides de mayor concentración que

35

β-Caroteno=1-C-1 Vioxantina=3-C-3 Neocromo=4-C-5 Luteoxantina=3-C-5 Neoxantina=4-C-3 Zeaxantina=2-C-2

se han identificado en el mango son β-caroteno, vioxantina, neocromo, luteoxantina,

neoxantina y zeaxantina (Figura 14) (Ajila et al., 2010).

C

1) 2) 3)

4) 5)

Figura 13. Estructura de los carotenoides presentes en la pulpa de mango (Egeland et al., 1995).

Manthey y Perkins-Veazie (2009) reportan una concentración de 3.85-6.92 mg de

carotenoides/kg de mango fresco, de la variedad Tommy Atkins originaria de México. El

contenido de β-caroteno con frecuencia se utiliza como un indicativo de la magnitud de los

daños del mango durante el procesamiento y almacenamiento.

La degradación de los carotenoides puede atribuirse a diversas causas, tales como la

exposición prolongada al oxígeno, actividad de agua baja, temperaturas altas, inestabilidad de

iones metálico (cobre y el hierro) e inestabilidad de antioxidantes y lípidos presentes en el

alimento, tipo y estado físico del carotenoide presente; severidad del tratamiento físico. El

36

calentamiento promueve la isomerización trans-cis de los carotenoides. (Chen et al., 2007). La

determinación de los carotenoides en alimentos se lleva cabo a través de métodos

cromatográficos y espectrofotométricos (Wrostald et al., 2005).

El poder antioxidante de los compuestos del mango, es el resultado primero de la capacidad

para evitar la auto-oxidación medida por radicales libres del sustrato a baja concentración; y

segundo, de la estabilidad del radical resultante. Sánchez-Moreno et al. (1998) tambien

consideran que como primera condición para definir la capacidad antioxidante se debe tener

una concentración y tiempo bajos. Tomando en cuenta esta consideración, éstos autores

proponen el parametro de eficiencia antiradicalar (EA). En la Tabla 7 se presenta una

clasificación para la EA.

Tabla 7. Clasificación de la eficiencia antirradicalar.

Clasificación

EA ≤ 1 x 10-3 Bajo

1 x 10-3 <EA ≤ 5 x 10-3 Medio

5 x 10-3 < EA ≤ 10 x 10-3 Alto EA> 10 x 10-3 Muy alto

(Sánchez-Moreno et al.,1998)

37

3. ORIGINALIDAD

Debido a las amplias funciones, especialmente como antioxidante, los sulfitos son

ampliamente usados para conservar las propiedades físicoquímicas de los alimentos

procesados. En este proyecto se realizaron estudios con extractos de semilla de mango rico en

compuestos fenólicos. Solos y como mezcla con sulfitos con la finalidad de reducir la pérdida

de principios bioactivos en las rebanadas de mango durante su deshidratación en un secador de

charolas giratorias.

La novedad del presente trabajo radica en el uso de sulfitos, a una concentración usada

comúnmente de manera comercial, combinado con extractos de semilla de mango rico en

compuestos fenólicos. Esto tiene como finalidad ayudar a reducir la pérdida de principios

bioactivos en las rebanadas de mango durante su deshidratación en un secador de charolas

giratorias.

38

4. OBJETIVOS

OBJETIVO GENERAL

Obtener rebanadas de mango deshidratadas con una retención significativa de compuestos

bioactivos antioxidantes y color respecto al control (rebanadas de mango sin pretratamiento)

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

o Obtener el extracto acuoso de la semilla de mango.

o Realizar los pretratamientos de rebanadas de mango con extractos de semilla y/o

metabisulfito de sodio.

o Obtener las constantes de velocidad de secado y la Deff para los deshidratados de

rebanadas de mango.

o Cuantificar los principios antioxidantes en el producto deshidratado y mango fresco.

o Realizar el análisis comparativo para determinar los efectos de los pretratamientos.

39

5. METAS

1. Realizar la caracterización fisicoquímica de frutos y semilla de mango Tommy Atkins.

2. Obtener extractos acuosos de semilla de mango y evaluar su actividad antioxidante.

3. Obtener rebanadas de mango y preparación de las soluciones de metabilsulfito de sodio

y/o extractos de semilla de mango para realizar el pretratamiento.

4. Obtener las curvas de secado del proceso de deshidratación de las rebanadas de mango.

5. Cuantificar las concentraciones de vitamina C, fenoles totales, β-caroteno, galato de

metilo, mangiferina y sulfitos en las muestras de mango fresco y deshidratado.

6. Determinar el efecto de los pretratamientos sobre los compuestos antioxidantes en el

producto deshidratado.

40

6. METODOLOGÍA

6.1. OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MANGO

El objeto del presente estudio fué el mango (Mangifera indica L.) var. Tommy Atkins,

adquirido en el mercado Porfirio Díaz de la Ciudad de Huajuapan de León, Oaxaca. Los frutos

maduros se seleccionaron por observación subjetiva a partir de la apreciación visual del color

de la cáscara y de la firmeza del fruto a través del tacto (Crisoto C., 1994), descartando

aquellos frutos que presentaron daños físicos, tales como magulladuras, raspones y

enfermedades. El mango se escaldó con agua hirviendo por 1 min, para inactivar enzimas y

mejorar el color. Se mantuvo en refrigeración dos días a 4 ºC para su posterior uso (Nieto et

al,. 2001). Las rebanadas de mango se obtuvieron con un rebanador doméstico a un espesor de

aproximadamente 3.5 mm.

6.2. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA Y LA PULPA DE MANGO

El estudio de las propiedades fisicoqímicas del mango fresco consistió en la determinación

del contenido de sólidos solubles en un refractómetro Abbe, la humedad se determinó en una

estufa a una temperatura de 102 ºC, la acidez titulable se realizó por titulación y el pH con la

ayuda de un potenciómetro (AOAC, 1988; 932.12, 942.05, 981.12). Estos parámetros son

indicadores del estado de madurez del mango fresco.

41

6.3. OBTENCIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA

Se retiró la cáscara y la pulpa de la fruta de mango, con la ayuda de un cuchillo.

Posteriormente se obtuvo la semilla, la cual se cortó en trozos pequeños, éstos se molieron en

una licuadora durante 2 min y se tamizaron a través de una malla #40.

Extracción de cantidades pequeñas (Oropeza-Guerrero, 2012)

Un gramo del polvo tamizado se mezcló con 20 mL de metanol al 99.5% y se sonicó por 20

min a temperatura ambiente. Después se centrifugó durante 15 min a 7000 rpm. El

sobrenadante se filtró en papel filtro de 70 mm de diámetro (Whatman # 1), la extracción de

los sólidos se realizó por triplicado. Los filtrados se concentraron en un rotavapor a 40 ºC

hasta llevar a sequedad total.

Extracción de grandes cantidades

Se pesó 25 g de semilla tamizada y mezcló con 500 mL de metanol al 99.5%. Antes y después

de la sonicación se agitó vigorosamente. La sonicación se llevó a cabo por 30 min a

temperatura ambiente. Se dejo sedimentar hasta que se observaron dos fases. Posteriormente

se decantó y filtró en papel filtro de 70 mm de diámetro (Whatman # 1). El material

sedimentado se volvió a pasar por el mismo proceso de extracción (tres veces). Al final se

recolectarón los filtrados y se evaporaron en un rotavapor a 40 ºC. Al material seco se le

agregó una mezcla azeotropica de agua:etanol y se volvió a evaporar a 50-60 ºC, con la

finalidad de eliminar el metanol todavía presente en el extracto seco. Una vez evaporado el

disolvente, el polvo se aforó con agua destilada y se almacenó a -20 ºC para su posterior uso.

42

6.4. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIRRADICAL

El método más comúnmente utilizado para evaluar la actividad antirradical consiste en poner

radical DPPH• en presencia de soluciones antioxidantes. El DPPH• tiene una coloración azul

intensa que al exponerse a la presencia de donadores de H• cambia de color a amarillo. Este

cambio de color se puede cuantificar espectrofotométricamente.

Preparación de soluciones

Solución patrón de DPPH• al 0.1% (p/v). Se disolvió 10 mg de DPPH• en 10 mL de MeOH en

ausencia de luz. A partir de esta solución se prepararó una solución de DPPH• al 0.004%.

Soluciones de estándares de ácido gálico 0.5, 1.0, 1.5, 2.0 y 2.5 ppm (Apéndice ). Primero se

preparó una solución patrón de 100 ppm de ácido gálico (1 mg de ácido gálico llevado a un

volumen final de 10 mL con EtOH al 90%). A partir de esta disolución se prepararon los

estándares antes mencionados.

Soluciones de extractos. Estas soluciones se prepararon a concentraciones que permitieron

reducir al DPPH• entre el 20 y el 90% donde se observó la concentración a la cual se da la

reducción al 50%.

Ensayo de la capacidad antioxidante por el método del DPPH• (Julián-Loaeza et al., 2011).

En la microplaca se colocaron las siguientes reacciones:

Muestra o estandar = 70 µL del extracto o del estándar se mezclaron con 70 µL de DPPH• al

0.004%.

Blanco de la muestra o estandar = 70 µL del extracto o del estándar se mezclaron con 70 µL

de MeOH.

Control = mezcla de 70 µL del DPPH• al 0.004% y 70 µL de MeOH.

43

Blanco del control = 140 µL de MeOH.

Posteriormente se colocó la placa en el lector de microplacas durante 30 min en reposo a

temperatura ambiente en ausencia de luz, posteriormente se agitó durante 15 s. Se realizó la

lectura a una absorbancia a 515 nm

Acontrol = Control- Blanco del control

Aextracto = Muestra- Blanco de la muestra

La actividad antirradical se expresó como se observa en la Ecuación 9:

€

%inhibición = (Acontrol − Aextracto

Acontrol

) *100 (9)

Donde : A= Absorbancia.

El valor EC50, corresponde a la cantidad de muestra requerida para reducir el 50% del DPPH•.

Este valor se reportó en gramos de muestra/kg de DPPH•.

Cinética de eficiencia antirradical (Sanchez-Moreno et al., 1998).

La cinética se determinó con el extracto a la concentración que expresó el valor de EC50. Se

realizó una lectura de absorbancia a intervalos de 30 s durante 100 min. Se calcularon los

valores del %inhibición, después se llevó a cabo el calculó del %remanente = 100-

%inhibición. Los valores del %remanente se graficaron contra el tiempo de reacción para

determinar el tiempo en el cual inició el estado estable, a ese punto se denominó TEC50. Para

verificar la presición del valor de TEC50 se usó la primera derivada (Δ%rem/Δt) y tiempo (t)

para la verificación del tiempo TEC50. (Harris 2007). (Apéndice 2)

Δt =media de los dos primeros tiempos.

Δ%rem= media de los dos primeros %remanente.

44

Con los valores de EC50 y TEC50 se calculó el valor de la eficiencia antirradicalar (EA) como se

muestra en la Ecuación 10, expresada como kg de DPPH•/(g de antioxidante•min).

€

EA =1

EC50 *TEC 50 (10)

6.5. PRETRATAMIENTO DE LAS REBANADAS DE MANGO

Las soluciones y extractos usados son: 1) Solución de extracto acuoso de semilla de mango al

1.4% (m/v) (14.36 mg/mL), 2) solución con una concentración de extracto de semilla de

mango al 2.8% (m/v) (28.76 mg/mL) más metabisulfito de sodio al 1.0% (m/v) y 3) solución

de metabisulfito de sodio al 0.5% (Tabla 8 ). Por separado, se sumergieron las rebanadas de

mango de 3.4 ± 0.2 mm de espesor en las soluciones por 3 min a temperatura ambiente y

posteriormente la solución se drenó durante 1 min.

Tabla 8. Pretratamientos para las rebanadas de mango.

Número Tratamiento 1 Control (Rebanada sin pretratamiento) 2 Extracto de semilla de mango al 1.4% 3 Extracto de semilla de mango al 2.8% y Na2S2O5 al 1.0% 4 Na2S2O5 al 0.5%

45

6.5. OBTENCIÓN DE CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDAD EFECTIVA Y

CONSTANTE DE VELOCIDAD DE SECADO

Las rebanadas de mango (pretratadas y no pretratadas) se deshidrataron a una temperatura de

60°C, velocidad de aire de 1.2 m•s-1 y con rotación de charolas a 20 rpm. La pérdida de

humedad se determinó en una balanza analítica (BL 210S, Sartorius), realizando mediciones

de masa cada 15 min, hasta que se obtuvo un contenido de humedad final de 15%

aproximadamente en el producto.

Para obtener la curva de secado, se usó el siguiente procedimiento. Primero se calculó el valor

de la humedad al tiempo t con la ecuación 11.

€

MRt =W −Wt

Wt

(11)

Donde:

MRt = Razón de humedad al tiempo t (g de agua/ g de sólido seco).

W = Peso del sólido húmedo (g totales de muestra).

Wt = Peso final a cada tiempo t (g de muestra deshidratada).

Después de establecer las condiciones de secado constante y el contenido de humedad en

equilibrio, se procede a calcular el contenido de humedad libre MR, para cada valor de MRt,

con la siguiente ecuación:

46

€

MR = MRt −MR* (12)

Donde:

MR = Humedad libre (kg de agua libre/ kg de sólido seco).

MR* = Humedad en equilibrio (kg de agua en equilibrio /kg de sólido seco).

Al final se realiza una gráfica de la humedad libre MR (kg de agua libre/kg de sólido seco) vs

tiempo t (h) con los valores que se obtienen en la Ecuación 12.

Las curvas de secado, se obtuvieron al graficar la razón de humedad, Ecuaciones 11 y 12,

(MR) vs t con la finalidad de calcular los parámetros de secado correspondientes. Estos

parámetros son la difusividad efectiva (Deff) y la contante de velocidad de secado (k). La Deff y

k se calcularon a partir de las Ecuaciones 6 y 9, respectivamente, descritas en la sección 2.4.

del “Análisis de Fundamentos”. Los valores de k se obtuvieron a partir de una regresión no

lineal utilizando del paquete computacional InterRegTM.

6.6. DETERMINACIÓN DE COLOR

Para determinar el color de las muestras de mango se utilizó un espectrofotómetro HunterLab.

Se empleó el iluminante D65, con un ángulo de observación de 10° y con un diámetro de

observación de 0.9525 cm. Para cada determinación se utilizaron tres rebanadas de mango. A

47

cada una de las rebanadas se le midieron los valores de L*, a* y b* en 10 puntos distintos y se

reportó el valor de color promedio, siendo b* el valor del color amarillo, característico de la

pulpa de mango (Quevedo y Pérez, 2006). En la sección 2.1. del “Análisis de Fundamentos” se

presenta la explicación de cada uno de los parámetros de color.

6.7. CUANTIFICACIÓN DE FENOLES TOTALES

Proceso de extracción

Se pesó 1 g de pulpa de mango fresco y 0.05 g para los deshidratados, se les adicionó 5 y 2

mL de EtOH/ H2O 60:40 (v/v) respectivamente, seguido de un mezclado en vortex por 5 min.

Se llevaron a sonicación por 30 min a temperatura ambiente. Posteriormente se centrifugaron

por 15 min a 1000 rpm, después se filtraron usando papel Whatman # 1. Los extractos se

obtuvieron por triplicado.

Ensayo de fenoles totales

La cuantificación de fenoles totales se realizó en un lector de microplacas Biotek ELX-808,

modificando el método colorimétrico de Folin-Ciocalteu, descrito por Dewanto et al. (2002).

Se colocaron por triplicado 40 µL de extracto o del estándar en una microplaca con 40 µL de

reactivo de Folin-Ciocalteu al 0.1 M. Posteriormente se dejó en reposo durante 3 min en el

lector de microplacas, y la mezcla se agitó durante 15 s a baja velocidad. Después de esto se

adicionaron 40 µL de Na2CO3 al 0.5% y se mezclaron mediante succión con pipeta multicanal.

La muestra se dejó reposar durante 30 min a 40ºC, y después de éste tiempo se agitó 1 min a

velocidad media en el lector de microplacas. La absorbancia se leyó a 750 nm. La curva de

48

calibración se preparó utilizando un patrón de ácido gálico (100 µg/mL) como referencia y

utilizando concentraciones de 5, 10, 15, 20 y 25 ppm (Apéndice 3).

El contenido de fenoles totales en las muestras de extracto de mango se determinó usando la

curva de calibración, y se expresó en miligramos equivalentes de ácido gálico (EAG) por cada

100 g de masa fresca.

6.8. CUANTIFICACIÓN DE VITAMINA C

La vitamina C se cuantificó de acuerdo al método descrito por Dürüst et al. (1997) adaptado a

un lector de microplacas. Este método consiste en medir la cantidad de dicloroindofenolato de

sodio (DCIP) remanente después de su exposición a la reacción de reducción provocada por la

vitamina C.

Preparación de soluciones

Solución extractora. Se disolvieron 2 g de ácido metafosfórico con una pureza del 96% en 200

mL de agua destilada.

Solución stock (500 ppm). Se aforaron 0.05 g de vitamina C con la solución extractora en un

matraz de 100 mL.

Solución stock (100 ppm). Se tomaron 2 mL de la solución stock a 500 ppm y se aforó en un

matraz de 10 mL con la solución extractora.

DCIP (30 ppm). Primero se preparó una solución de 600 ppm de DCIP a partir de 6 mg de

DCIP (Sigma Aldrich) llevado a un volumen de 10 mL con agua destilada. Para obtener DCIP

a 30 ppm, se tomaron 500 µL de DCIP a 600 ppm y se llevó a un volumen de 10 mL con agua

destilada.

49

Buffer de acetato. Se pesaron 4.5 g de acetato de sodio con una pureza del 97.7% (J.T.Baker)

y se agregaron 10.5 mL de agua destilada y 15 mL de ácido acético con una pureza del 99.8%

(J.T.Baker).

A continuación en la Tabla 9, se presenta el procedimiento para la preparación de las

soluciones de los blancos, estándares y muestras.

Tabla 9. Mediciones de las absorbancias.

Medición de la absorbancia Procedimiento

Extractos (SLP) y estándares

(STD)

Colocar 40 µL de extracto o del estándar con 40 µL de

buffer de acetato y 40 µL de DCIP en una microplaca

Blanco del extracto (BLK SLP) Colocar 40 µL del extracto con 40 µL de buffer de

acetato y 40 µL de agua destilada. Blanco del DCIP (BLK DCIP) Colocar 40 µL de buffer de acetato más 80 µL de agua

destilada. DCIP (DCIP) Colocar 40 µL de agua destilada con 40 µL de buffer

de acetato y 40 µL de DCIP

Después de seguir el procedimiento para leear la obsorbancia se agitó la microplaca por 1 min,

después se lee la absorbancia a 515 nm en un lector de microplacas (Biotec LX-808).

Para calcular la concentración de vitamina C en las muestras, se llevó a cabo los siguientes

cálculos.

L2 (STD) = STD-BLK STD

L2 (SLP) = SLP-BLK SLP

L1 (DCIP) = DCIP-BLK DCIP

50

Donde:

L1-L2 (STD) = Absorbancia del estándar.

L1-L2 (SLP) = Absorbancia de la muestra.

La concentración de vitamina C en las muestras se determinó graficando L1-L2 (SLP) contra la

concentración de vitamina C en ppm, obtenido de la curva de calibración.

6.9. CUANTIFICACIÓN DE CAROTENOS TOTALES

Para la cuantificación de carotenoS se utilizó el método modificado descrito por Wrostald, et

al. (2005) se pesó 1 g de mango fresco (0.3 g del mango deshidratado), se mezcló y molió en

un mortero con 2 y 3 mL de agua, respectivamente. Se colocaron en frascos ámbar,

agregándoles 4 y 6 mL de etanol al 95%, respectivamente y se agitaron en vortex (Barnstead

International Type 16700 Mixer) durante 4 min. Se filtraron al vacío sobre papel filtro # 1 de

55 mm de diámentro (Whatman), los filtrados se lavaron dos veces o hasta que se observen

cristalinos, posteriormente se colocó el líquido que contiene a los carotenoides en un embudo

de separación de 25 mL y se agregaron 10 mL de hexano con pureza de 98.5% (EMD),

después se agitó. Se dejó reposar durante 2 min y se retiró la fase etanólica, mientras que la

fase hexánica se aforó en un matraz de 10 mL para después leer la absorbancia en un

espectrofotómetro UV/Vis (Perkin-Elmer Lambda 35) a 450 nm. Las mediciones de las

muestras se realizaron por triplicado.

51

6.10. DETERMINACIÓN DE SULFITOS

Para la determinación de los sulfitos, se utilizó un método que se adaptó a un lector de

microplacas (Meiping et al., 2006, Sadegh et al., 2003).

Soluciones

Solución de sal disódica del EDTA a 0.1 mM. Se pesó 0.0372 g de EDTA en un matraz

aforado de 100 mL, se agregó agua desionizada y degasificada hasta el aforo. Degasificar por

15 minutos.

Solución de buffer Tris a pH =8. Se pesó 0.1 g del reactivo Tris en un matraz aforado de 100

mL, se agregó agua desionizada y degasificada hasta el aforo. Degasificar por 15 minutos.

Solución de stock de sulfitos a 1000 ppm. Se pesó 0.05 g de metabisulfito de sodio en un

matraz aforado de 50 mL, se agregó la solución de EDTA hasta el aforo. Degasificar por 15

minutos.

Solución de DTNB 3x10-4 M. Se pesó 0.012 g de DTNB en un matraz aforado de 100 mL, se

agregó solución buffer Tris hasta el afore. Degasificar por 15 minutos.

En la Tabla 10, se presentan las concentraciones que se usaron para generar la curva de

calibración de sulfitos.

52

Tabla 10. Datos para generar la curva de calibración para sulfitos.

Preparación de la muestra

Se pesaron 0.02 g de muestra deshidratada molida en mortero, y posteriormente se agregaron 1

mL de EDTA, seguido de un mezclado en vortex durante 2 min y una sonicación por 15 min.

Posteriormente, la solución se centrifugó por 5 min.

Preparación de las mezclas de reacciones de los estándares y las muestras

Para las muestras o estándares: En una microplaca se colocaron 60 µL del extracto o del

estándar y se adicionaron 60 µL de la solución de DTNB. La solción se mezcló con la

micropipeta por succión tres veces.

Blanco de la muestra (BLK (Muestra)): Se colocaron 60 µL de la muestra o estándar y se

adicionaron 60 µL de Tris. La solción se mezcló con la micropipeta por succión tres veces.

Blanco de DTNB (BLK (DTNB)): Se colocaron 60 µL de DTNB y se adicionó 60 µL de

EDTA. La solución se mezcló con la micropipeta por succión tres veces.

Posteriormente las mezclas de reacción, se llevaron a cabo a 25 °C durante 5 min. Se agitó por

30 s y se determinó la absorbacia a 405 nm en un lector de microplacas Biotek ELX-808. Se

Concentración (ppm)

Sol. stock de sulfito (µL)

Sol. EDTA (mL)

20 200 9.800 13.28 133 9.867 10 100 9.900 8 80 9.920

6.64 67 9.933

53

debe de tener cuidado con las corrientes de aire y el tiempo en que se conservan las diluciones,

ya que la presencia de oxígeno favorece la degradación de los sulfitos.

Cálculo de los sulfitos

Absorbancia de sulfitos= Muestra-(BLK (DTNB)+(BLK (Muestra)))

6.11. DETERMINACIÓN DE GALATO DE METILO Y MANGIFERINA

Proceso de extracción para el mango deshidratado y en fresco

Se pesó 1 g de pulpa de mango fresco y 0.05 g para los deshidratados, se les adicionó 5 y 2

mL de EtOH/ H2O 60:40 (v/v) respectivamente. Se mezclaron en vortex por 5 min. Se

llevaron a sonicación por 30 min a temperatura ambiente. Posteriormente se centrifugaron por

15 min a 1000 rpm, después se filtraron usando papel Whatman # 1. Los extractos se

obtuvieron por triplicado.

Proceso de limpieza para el mango deshidratado y en fresco

En la limpieza de los extractos fenólicos del mango deshidratado y fresco, se utilizaron

cartuchos C18 de 6 mL (Supelco), primero se realizó un acondicionamiento previo con 1 mL

de agua destilada. Posteriormente se agregó 1 mL de los extractos y se aluyó con 4 mL de

agua, 5 mL de MeOH/H2O 50:50 (v/v) y 5 mL de MeOH. Se recolectaron todas las fracciones

y se analizaron en el HPLC.

Proceso de limpieza para las soluciones usadas en el pretratamiento de las rebanadas de

mango

54

Primero se realizaron diluciones para obtener una concentración de las soluciones de 500 ppm.

Posteriormente se siguió el mismo proceso de limpieza para el mango deshidratado y en fresco

(Noratto et al., 2010).

Proceso de cuantificacion de manguiferina y galato de metilo

Los compuestos fueron cuantificados usando los estándares externos de manguiferina y galato

de metilo. Se utilizó un HPLC (GBC) con bomba LC 1150, detector UV/Vis LC 1205,

equipado con una columna C18 de fase reversa, de 250 x 4.6 mm y 5µm de diámetro interno

(Inertsil ODS-3) asistida con una precolumna. Se utilizó un volumen de inyección de 10 µL y

una elución de velocidad/flujo de 1 mL/min. La fase móvil usada fue A: una solución de 2 %

ácido acético en agua y B: acetonitrilo. La fase movil fue aplicada en un programa de

gradiente como sigue: 5 min 10% B, 15 min 80% B y 3 min 100% B. La longitud de onda UV

usada fue de 254 nm (Ruiz-Montañez et al., 2014).

6.12. ANÁLISIS ESTADÍSTICO

Para el análisis estadístico se realizó un diseño comparativo simple. En la Tabla 9 se muestran

las variables y los tratamientos que se manejaron. También se realizó análisis de varianza

(ANOVA) y de comparación de medias por el método de rangos múltiples de Duncan con un

nivel de significancia p<0.05 entre los tratamientos y las variables. Con el apoyo del programa

Desing-Expert® 6.0. También se realizó una correlación de todas las variables por el método

de Pearson (Montgomery 1991).

55

Tabla 11. Diseño comparativo simple

Variables de respuesta

Tratamientos Vitamina C Carotenoides Metil galato Mangiferina Fenoles

Control x x x x x Na2S2O5 al 1.0% x x x x x

Na2S2O5 al 1.0% + extracto de semilla de mango

x x x x x

Extracto de semilla de mango x x x x x

56

7. RESULTADOS

7.1. OBTENCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MANGO

El mango Tommy Atkins se obtuvo del mercado Zaragosa de la ciudad de Huajuapan de León,

Oaxaca. Se compraron 7 kilogramos del cual se hizo una selección respecto del tamaño, color

y daño físico. Seguido de un lavado, Figura 15.

Figura 14. Mangos de la variedad Tommy Atkins.

Una vez pasados por el proceso de selección y lavado, se realizó un escaldado de los mango para inactivar enzimas y mejorar el color. Figura 16.

57

Figura 15. Escaldado de los mangos.

Después del escaldado, se obtuvieron las rebanadas de 3.4 ± 0.2 mm de grosor con la ayuda de un cuchillo y un rebanador casero. Figura 17.

Figura 16. Rebanadas de mango.

7.2. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA Y PULPA DE MANGO

Se realizó un estudio fisocoquímico de las semillas y pulpa del mango para conocer las

características en las que se encontraban.

En el caso de las semillas de mango, presentaron una humedad de 37.68 ± 0.31%, con un peso

de 24.63 ± 7.50 g y una longitud de 6.49 ± 0.51 cm, Figura 18.

58

Figura 17. Semilla de mango.

Para la pulpa de mango, en la Tabla 10 se presenta un análisis proximal del mango utilizado

para el deshidratado. La cantidad de azúcares solubles y la ácidez son componentes

importantes del sabor de los mangos maduros. Los valores de los resultados obtenidos se

asemenjan a los valores reportados por autores en la Tabla 12. Lígia, et al. (2003) mencionan,

que conforme pasan los días después de la cosecha del mango, los °Brix van aumentando y la

ácidez va disminuyendo. De acuerdo a esto se puede decir que se trabajó con un mango

maduro.

Tabla 12. Análisis fisicoquímicas del mango.

(Siddiq, et al. 2013)

Tommy A. Oaxaca

Tommy A. Michigan

Peso (g) 671.46 ± 80.47 °Brix 16.22 ± 1.62 11.9 ± 0.3 Humedad (%) 88.30 ± 1.09 pH 3.78 ± 0.15 3.4 ± 0.1 % acidez 0.47 ± 0.07 0.9 ± 0.0

59

7.3. OBTENCIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA Y ACTIVIDAD ANTIRRADICAL

Los extractos Figura 19, se obtuvieron con un rendimiento 12.18 ± 0.287%, valor semejante a

lo reportado por Dorta, et al. (2012), ya que obtuvieron rendimientos de 4 ± 0.4 -‐ 12± 1.0 %.

Por otro lado es un valor alto comparado con lo que reporta Maisuthisakul (2008).

Figura 18. Extractos obtenidos de la semilla de mango

Tambien se determinó el contenido total de los compuestos fenólicos y la actividad

antiraticalar, éstos fueron necesarios para tener información sobre la actividad antioxidante del

extracto con el que se trabajó, además de que fué útil para realizar el cálculo de la

concentración al cual se preparó el extracto rico en compuestos fenólicos para usarse en el

pretratamiento de las rebanadas de mango.

La concentración de fenoles totales de las semillas frescas de mango Tommy Atkins fué de

230 ± 0.08 mg EAG/100g de semilla fresca, aportando un 49.1% más de lo reportado por

Kittiphoom and Sutasinee (2013) para otras variedades de mangos. Este valor se puede deber a

las condiciones climáticas tan drásticas que presenta el estado de Oaxaca, provocando que

todas las partes de la planta incluyendo el fruto tengan que sintetizar más compuestos

fenólicos para contrarestar estos efectos, además de que se trata de otra variedad de mango.

60

Respecto al valor de IC50 se obtuvo un valor de 8.95 ± 0.34 que es 31.47% menos comparado

con lo reportado por Maisuthisakul (2008), reportan un IC50 de 13.06 ± 0.86 – 20.54 ± 0.14

µg/mL para diferentes variedades de mango, esto quiere decir que se necesita menos cantidad

de extracto de las semillas de mango Tommy Atkins para inhibir al 50% de los radicales de

DPPH, Figura 20.

Figura 19. Curva de los estándares del extracto de la semilla de mango para el cálculo de IC50.

Respecto a la eficiencia antiradicalar (EA) se obtuvo un valor de 1.80 x 10-4 kg de DPPH•/g de

antioxidante•min, según Sánchez-Moreno, et al. (1998) se clasifica como baja, ya que es

menor de 1 x 10-3 kg de DPPH•/g de antioxidante•min. En la Figura 21 se presenta la gráfica

de la primera derivada donde se observa el valor de TEC50 = 25 min para realizar el cálculo de

la EA.

61

Figura 20. Determinación gráfica del tiempo TEC50 para el extracto de semilla de mango usando la primera derivada.

7.4. PRETRATAMIENTO DE LAS REBANADAS DE MANGO

El pretratamiento con extracto al 100%, Figura 22(A), se preparó a una concentración 10

veces mayor de fenoles totales, con respecto al mango fresco. Con la finalidad de asegurar el

desplazamiento de los fenoles totales desde el extracto hacía las rebanadas de mango. Además

de que Ling, et al. (2009) reportan una relación de mangiferina/fenoles de aproximadamente

12.4%. Por lo tanto el extracto al 100% se preparó a una concentración de 14363.79 ppm

Figura 22 (A). El pretratamiento con metabisulfito de sodio al 0.5% + extracto, Figura 22 (B),

se preparó con 50 mL de extracto a 28767.58 ppm y 50 mL de metabisulfito de sodio al 1%.

Se utilizaron estas concentraciones por el efecto de la dilución en ambos casos.

El pretratamiento con metabisulfito de sodio al 0.5%, Figura 22 (C), se preparó con 1g de

Na2SO2O5 y 100 mL de agua.

TIC50 = 25 min

62

(A) (B) (C)

Figura 21. Pretratamientos: (A) 100% extracto, (B) 50% metabisulfito de sodio al 0.5% + 50% de

extracto, (C) metabisulfito de sodio al 0.5%.

7.4. OBTENCIÓN DE CURVAS DE SECADO, DIFUSIVIDAD EFECTIVA Y

CONSTANTE DE VELOCIDAD DE SECADO

En general todos los deshidratados requirieron tiempos de secado de 105 min. Siendo las

humedades diferentes para cada pretratamiento. Los deshidratados sin pretratamiento llegaron

a una humedad final de 14.6%. En las rebanadas de mango pretratadas con metabisulfito de

sodio al 0.5% llegaron a una humedad final de 16.3%. Para rebanadas de mango pretratadas

con 100% de extracto de semilla de mango, llegaron a una humedad final de 19.1%. Para

rebanadas de mango pretratadas con 50% de metabisulfito de sodio al 0.5% más 50% de

extracto, llegaron a una humedad final de 17.7%.

De acuerdo al análisis de varianza que se realizó para los datos de secado respecto del tiempo,

se observó que de 0 a 15 min no existe una diferencia entre el contenido de agua respecto a

63

cada pretratamiento con una significancia a un nivel del 0.05%. Pero de 15 a 45 min si existe

una diferencia significativa del contenido de humedad respecto del tiempo. Después vuelve a

cambiar de 60 a 105 min indicando que no hay diferencia significativa. Esto indica que en los

pretatamientos donde no se observa diferencia, existe una relación molecular entre el sulfito y

el contenido de agua que está en forma ligada. En la Figura 23 se observa el comportamiento

del secado de mango a diferentes pretratamientos.

Figura 22. Curvas de secado para el mango deshidratado con diferentes pretratamientos.

Por otra parte la difusividad efectiva (Deff), se determinó con la pendiente de la curva ln (MR)

vs tiempo, Figura 24, donde se obtuvo la pendiente de la recta la cuál es análoga a la ecuación

7 descrita en la sección “Estado del Arte”, por lo que a partir de ella se despejó el valor de la

Deff.

64

Figura 23. Gráfica de ln (MR) en función del tiempo de secado 60 ºC.

En el 2013 Aremu et al. Encontraron, valores para Deff de 3.89 y 6.99 x 10-10 m2•s-1 para

rebanadas de mango deshidratadas a una temperatura de 60, 70 y 80 ºC a una velocidad de aire

de 3.5 m•s-1 los grosores de las rebanadas obtenidas fueron de 3, 6 y 9 mm. Dissa et al. (2008),

deshidrataron rebanadas de mango con 2.5 y 5 mm de grosor y una temperatura de secado a 70

y 60ºC respectivamente, obtuvieron difusividades efectivas de 1.09 x 10-9 y 1.45 x 10-9 m2•s-1

para cada una de las condiciones. Ambos estudios coindicen en que la difusividad efectiva se

ve más afectada con el aumento de la temperatura. Los valores encontrados estan dentro del

rango de cantidades normalmente esperados de Deff (10-12 a 10-8 ) para alimentos deshidratados

(Corzo et al ., 2008). En la Tabla 13, se presentan las difusividades efectivas de este estudio y

se observa que son más grandes con las reportadas por los autores antes mencionados, esto es

dibido al efecto que indujeron los pretratamientos, al efecto osmótico y el grosor de la

rebanadas de mango.

65

Tabla 13. Difusividades efectivas de rebanadas de mango deshidratado.

No hay diferencias significativas (p<0,05) entre las condiciones.

Continuando con el estudio de las rebanadas de mango deshidratadas. Las constantes de

velocidad de secado se calcularon utilizando el paquete computacional InterRegTM, empleando

el método de regresión de Levenberg-‐Marquardt, Tabla 14. Este método de aproximación es una

modificación del método de Newton y se emplea para regresiones no lineales. El parámetro k

puede ser considerado como una medida de la velocidad de perdida de agua. En este proyecto

se observa que no hay diferencia significativa de la constante k entre los pretratamientos, debido

a las condiciones de grosor y las condiciones de secado que fueron sometidas. Obteniendo

valores similares.

Tratamientos Deff x 10-9 (m2/s)

Control 1.17 ± 0.06 100% de extracto 1.24 ± 0.09 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%

1.29 ± 0.09

0.5% de Na2S2O5 1.35 ± 0.01

66

Tabla 14. Constantes de velocidad de secado.

Ecuación de Midilli 𝑒𝑡 𝑎𝑙 . (2002)→MR=aexp−𝑘 𝑡𝑛 +𝑏 La letras a-c indicant diferencia media significativa a p > 0.05 por la prueba de Duncan. Para las constantes n y k no existe diferencia significativa.

7.5. DETERMINACIÓN DE COLOR

Debido a que el color es un parámetro de calidad muy importante, se determinaron las

variaciones en el color de los diferentes pretratamientos que se sometieron al deshidratado,

Tabla 15. El parámeto de color más importante en el deshidrtado de mango es el b*, con

valores positivos mide el grado de amarillez y con valores negativos mide el color azul. El

análisis Duncan, muestra que en general todas las rebanadas que fueron pretratados con el

extracto rico en compuestos fenólicos presentan una disminución del valor b*, siendo mayor

para las rebanadas pretratadas con 100% de extracto. Este suceso ocurre cuando sustratos de

tipo fenólico se exponen al oxigeno, siendo convertidos por vía enzimática en melaninas, que

son compuestos oscuros de color marrón y caracterizan a este tipo de oscureciemiento. Se sabe

que existen diversos tipos de compuestos fenólicos en los alimentos que pueden actuar como

sustratos para la reacción de oscurecimiento enzimatico tales como: ácido cafeíco, ácido

Tratamientos n k x 10-3

a

Control 1.46 ± 0.12 1.97 ± 0.90 7.30 ± 0.09a,b,c

0.5% de Na2S2O5 1.54 ± 0.13 1.53 ± 0.90 7.75 ± 0.09a

100% de extracto 1.42 ± 0.09 2.27 ± 0.80 7.16 ± 0.04c

50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5% 1.46 ± 0.11 2.03 ± 0.90

7.45 ± 0.14a,b

67

clorogénico, 3-4, dihidróxi fenilalanina, ácido gálico, floroglucinol, hidroquinonas,

antocianinas, flavonoides, ácido ferúlico, entre otros (Barreiro y Sandoval 2006).

Otro parámetro tambien importante es el valor L*, el cual indica el grado de luminosidad de la

muestra en una escala de 0 (color negro) a 100 (blanco). El análisis Duncan, muestra que las

rebanadas de mango deshidratadas pretratadas con 100% extracto y 50% extracto + 50% de

Na2S2O5 al 0.5%, fueron las más afectadas por las condiciones del deshidratado, debido a que

contienen a más compuestos fenólicos y algunos de ellos reacciona con el oxigeno para

originar oscurecimiento.

Tabla 15. Color en las rebanadas deshidratadas y fresco.

Los datos seguidos de letras diferentes dentro de cada columna son significativamente diferentes de acuerdo al Test de Rango Múltiple de Duncan a p < 0.05. Datos obtenidos a partir de tres repeticiones.

7.6. CUANTIFICACIÓN DE FENOLES TOTALES

El contenido de fenoles totales para las rebanadas de mango pretratadas y deshidratadas, así

como para tambien, el mango fresco y el control, se muestran en la Figura 25. Realizando el

Rebanas de mango

L* a* b* C h°

Control 65.61±3.00a,b,c 16.97±1.37 66.74±4.33a,b 68.88±4.37a,b,c 75.72±1.00b

100% de extracto 60.50±4.20c 14.14±1.87a 58.81±5.01c 60.52±4.87c 76.39±2.17b

50% extracto + 50% de Na2S2O5

al 0.5%

66.83±3.97a,b

12.33±1.53a,b

63.44±4.64a,b,c

64.64±4.56a,b

78.96±1.59a

0.5% de Na2S2O5 71.38±3.39a 10.88±1.88b 69.35±2.37a 70.22±2.31a 81.08±1.61a

Fresco 63.56±4.73 11.45±1.95 57.81±4.22 58.95±4.40 78.84±1.43

68

análisis Duncan, se observa que hay diferencia significativa entre todos los pares de media con

excepción de las medias de el control y 0.5% de Na2S2O5. En las rebanadas que fueron

pretratadas con el extracto de las semillas de mango, el contenido compuestos fenólicos es

mayor hasta en un 76.03% con respecto al control y con 46.93% con el mango fresco, esto

indica que hubo un desplazamiento de los compuestos fenólicos del extracto utilizado en el

pretratamiento hacía las rebanadas de mango que fueron deshidratadas. En el caso del mango

en fresco se observó una concentración de 22.84 ± 0.64 mg de EAG/100 g de mango fresco

valores muy similares a los encontrado por Manthey and Perkins-Veazie (2009) donde

reportan para tres fechas de corte valores de 20.1, 21,6 y 30.1 mg de EAG/100 g de mango

fresco.

Figura 24. Comparación del contenido de fenoles totales de mango deshidratado y fresco (Control=

Mango deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratadocon 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). a-d diferencia media significativa a p > 0.05 por la prueba de Duncan.

a a

b

c d

69

7.7. CUANTIFICACIÓN DE VITAMINA C

En general las rebanadas que fueron pretratadas con Na2S2O5 muestran una mayor retneción

de la vitamin C, Figura 26. Por el análisis Duncan, se observa que hay diferencia significativa

entre todos los pares de media con excepción de las medias de el control y 100% extracto.

Para las rebanadas que fueron pretratadas con la mezcla de Na2S2O5 al 0.5% y extracto de las

semillas de mango, el contenido de viamina C es mayor hasta en un 33.41% con respecto al

control y al 100% de extracto. Esto es debido a que los sulfitos ayudan a conservar la vitamina

C ( Calvo 1991 ).

El contenido de vitamina C para el mango fresco fue de 15.88 ± 0.39 mg EAA/100 g de peso

fresco, valor similar a los reportados por Ribeiro-Rocha, et al. (2007) siendo este de 11

mg/100 g de peso fresco y Jha, et al. (2010) de 6.8-3.8 mg/100g de pulpa.

Figura 25. Comparación del contenido de vitamina C de mango deshidratado y fresco (Control =

Mango deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratadocon 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). a-d diferencia media significativa a p > 0.05 por la prueba de Duncan.

d

a

b a

c

70

7.8. CUANTIFICACIÓN DE CAROTENOS TOTALES

El β-caroteno es uno de los caroteniodes que se encuentra en mayor cantidad en el mango y es

uno de los más importantes. En este estudio, se observa que hay una retención del 68.74% de

las rebanadas deshidratadas que fueron pretratadas con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al

0.5% con respecto al control, Figura 27. Esto se debe a que los compuestos fenólicos del

extracto utilizado y los sulfitos, generan una capa protectora.

Cuando se hace la comparación con el mango fresco, se observa que hay una pérdida de

59.78% del β-caroteno. La concentración para el mango fresco fue de 2.99±0.81 mg β-

caroteno/100g de masa fresca, valor muy similar a lo reportado por Manthey & Perkins-

Veazie (2009) reportan una concentración de 1.7-5.12 mg de carotenos/100g de mango fresco,

de la variedad Tommy Atkins originaria de México. Por otro lado en el análisis Duncan, se

observa que hay diferencia significativa entre todos los pares de medias de los pretratamientos

con excepción de las medias de el control y 100% de extracto, lo que quiere decir, que el

extracto por si solo no tiene ningun efecto positivo de conservación de carotenos totales, pero

ya convinado con los sulfitos si presenta el poder protector.

71

Figura 26. Contenido de carotenos en mango deshidratado y fresco (Control = Mango deshidratado sin pretratamiento, PT1= Mango pretratado 0.5% de Na2S2O5, PT2= Mango pretratado con 100% de extracto, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). a-d diferencia media significativa a p > 0.05 por la prueba de Duncan.

7.9. DETERMINACIÓN DE SULFITOS

Los sulfitos son ampliamente usados en el deshidratado de las frutas, por los beneficios que le

confieren a estos, por eso es importante saber la concentración final que presentan los

deshidratados. En la Figura 28, se observan las concentracines de Na2S2O5, de las rebanadas

que se les aplicó el pretratamiento con sulfitos.

72

Figura 27. Concentracion de Na2S2O5 en las rebanadas de mango deshidratadas (PT1= Mango pretratado

0.5% de Na2S2O5, PT3= Mango pretratado con 50% extracto + 50% de Na2S2O5 al 0.5%). a-b son diferentes significativamente a p > 0.05.

Deacuerdo al análisis estadistico de las medias, se comprueba que existe diferencia

significativa (α = 0.05) entre las dos concentraciones, siendo mayor PT3 con 8.9%. Esto

quiere decir que el extracto contribuyo para que hubiera un mayor desplazamiento de los

sulfitos hacia la rebanada.

Las concentraciones encontradas son muy similares a las concentraciones mencionadas por

Isaac, et al. (2006) de 280 - 2100 mg/kg del ion SO3-2 para alimentos sólidos, entre ellos los

deshidratados. Tambien Kubilay, et al. (2006) mencionan que la concentración en frutos

deshidratados se ha establecido como 2000 ppm (US Federal Register, 1988).

a b

73

8. CONCLUSIONES

La combinación del extracto y sulfitos, juegan un papel importante sobre la retención

de los constituyentes. En el caso de los compuestos fenólicos la concentración se

cuadruplica respecto a las rebanadas deshidratadas sin pretratamiento y duplica

respecto al mango fresco. Debido a ésto se puede decir que la combinación de extracto

y sulfitos es una herramienta útil para la preservación de carotenoides y vitamina C.

Respecto a los compuestos fenólicos se puede realizar un enriquecimiento si se utiliza

el extracto.

El valor de color b* es afectado por la presencia de fenolasas, que generan un

oscurecimiento en las rebanadas que fueron pretratadas con el extracto rico en

compuestos fenólicos.

Las concentraciones de sulfitos son 820.10 ± 11.45 y 900.28 ± 43.97 mg de

metabisulfito de sodio/kg de masa seca para rebanadas con 0.5% de Na2S2O5 y la

mezcla de exrracto + 0.5% de Na2S2O5 respectivamente. Valores muy similares a lo

reportado por Isaac, et al. (2006) y Kubilay, et al. (2006).

Las constantes de velocidad no se ven afectadas por los pretratamientos debido al

grosor y madurez de las rebanadas; así como por la temperatura utilizada en el

deshidratado.

74

9. BIBLIOGRAFÍA

Abdalla E. M. A., Darwish S. M., Ayad E. H. E., El-Hamahmy R. M. 2007. Egyptian mango

by-product 2: Antioxidant and antimicrobial activities of extract and oil from mango

seed kernel. Food Chemistry. 103, 1141-1152.

AOAC Official Methods of Analysis. 1995. Food additives. Capítulo 47. 27-29.

Ahmed A., Saeid D., Eman A., Reham E. 2007. Egyptian mango by-produt 1. Compositional

quality of mango seed kernel. Food Chemistry. 103, 1134-1140.

Ahmed J., Shivhare U.S., Kaur M. 2002. Thermal colour degradation kinetics of mango puree.

International Journal of Food Properties. 5, 359-366.

Ajila M. C., Rao-Jaganmohan J. L., Rao-Prasada S. J. U. 2010. Characterization of bioactive

compounds from raw and ripe Mangifera indica L. Peel extracts. Food and Chemical

Toxicology. 48, 3406-3411.

Akpinar K. E. 2006. Determination of suitable thin layer drying curve model for some

vegetables and fruits. Journal of Food Engineering. 73, 75-84.

Agilar M. J. 2012. Métodos de conservación de alimentos. Estado de México. Editorial, Red

Tercer Milenio.

Aguerre R. J., Gabitto J. F., Chirife J. 1985. Utilization of Fick´s second law for the evaluation

of diffusion coefficients in food processes controlled by internal diffusion. Journal of

Food Technology. 20, 623-629.

Almeida M. E. M y Nogueira J. N. 1995.The control of polyphenol oxidase activity in fruits

and vegetables A study of the interactions between the chemical compounds used and

heat treatment. Plant Foods for Human Nutrition. 47, 245-256.

Arellanes J. N., Arce G. F. 2000. Tecnologías integradas para el manejo postcosecha del

mango Oro (Mangifera indica L). Memoria del primer seminario de investigación

científica y tecnológica sobre el Istmo de los estados de Veracruz, Chiapas, Tabasco y

Oaxaca. (Accesado Marzo, 2013).

Aremu A. K; Adedokun A. J; Abdulganiy O. R. 2013. Effect of slice thickness and

temperature on the drying kinetics of mango (Mangifera Indica). International Journal of

Research and Reviews in Applied Sciences. 15, 41-50.

75

Barreiro M. J. A; Sandoval B. A. J. 2006. Operaciones de conservación de alimentos por bajas

temperaturas. Venezuela. Editorial, Equinoccio Universadad Simón Bolivar.

Barreto J. C., Trevisan M.T.S., Hull W. E., Erben G., De Brito E. S., Pfundstein B., Owen

R.W. 2008. Characterization and Quantitation of Polyphenolic Compounds in Bark,

Kernel, Leaves, and Peel of Mango (Mangifera indica L.). Journal of Agricultural and

Food Chemistry. 56, 5599-5610.

Brecht J. K. 2010. Mango postharvest best management practices manual. University of

Florida. Pag. 58.

Calvo R. M. 1991. Aditivos alimentarios. Propiedades, aplicaciones y efectos sobre la salud.

México. Editorial Zaragoza.

Corzo O., Bracho N., Alvarez C. 2008. Determination of suitable thin layer model for air

drying of mango slices (Mangifera indica L.) at different air temperatures and velocities.

Journal of Food Process Engineering. 34, 332-350.

Corzo O., Bracho N., Alvarez C. 2008. Water effective diffusion coefficient of mango slices at

different maturity stages during air drying. Journal of Food Engineering. 87, 479-484.

Chen J. P., Tai C. Y., Chen B. H. 2007. Effects of different treatments on the stability of

carotenoids in Taiwanese mango (Mangifera indica L.). Food Chemistry. 100, 1005-

1010.

Cheftel J. C y Cheftel H. 2000. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de los alimentos.

Acribia. Zaragoza.

Crank J. 1975. The mathematics of diffusion. 2da Ed. OXFORD. New York.

Crisoto C. 1994. Stone fruit maturity indices: a descriptive review. Postharvest News and

Information. V.5, n.6. 65N-68N.

Desmorieux H., Diallo C., Coulibaly Y. 2008. Operation simulation of a convective and semi-

industrial mango dryer. Journal of Food Engineering. 89, 119-127.

Dewanto V., Wu X., Adom K. K., Liu R. H. 2002. Thermal processing enhances the

nutritional value of tomatoes by increasing total antioxidant activity. Journal of

Agricultural Food Chemistry. 50, 3010-3014.

Dinani T. S., Hamdami N., Shahedi M., Havet M. 2014. Mathematical modeling of hot air/

electrohydrohynamic (EHD) drying kinetics of mushroom slices. Energy Conversion

and Management. 86, 70-80.

76

Dissa A. O., Desmorieux H., Barthiebo J., Koulidiati J. 2008. Convective drying

characteristics of Amelie mango (Mangifera Indica L. CV.’Amelie’) with correction for

shrinkage. Journal of Food Engineering. 88, 429-437.

Dissa A. O., Bathiebo J. D; Desmorieux H., Coulibary O., Koulidiati J. 2011. Experimental

characterization and modeling of thin layer direct solar drying of Amelie and Brooks

mangoes. Energy. 36, 2517-2527.

Dorta E. M; Lobo G; Gonzáles M. 2012. Using drying treatments to stabilize mango peel and

seed: Effect on antioxidant activity. LWT- Food Science and Technology. 45, 261-268.

Dürüst N., Sümengen D., Dürüst Y. 1997. Ascorbic-acid and element contents of foods of

Trabzon (turkey). Journal of Agriculture and Food Chemistry. 45, 2085-2087.

El-Amin O. M. A., Dieter V. H., Wolfgang L. 2008. Drying kinetics and colour change of

mango slices as affected by drying temperature and time. 2008 Tropentag international

conference on “Competition for resources in achaging world: new drive for rural

development” Hohenheim, Alemania.

Egeland S. E., Eikrem W., Throndsen J., Wilhelm C., Zapata M., Liaaen-Jersen S. 1995.

Carotenoids from further prasinophytes. Biochemical Systematics and Ecology. 23, 747-

755.

Escalante E. V. 2006. Análisis y mejoramiento de la calidad. 1ra Ed. Limusa. México.

FAOSTAT. FAO Statistical Database-Agriculture. 2010. http://www.unctad.Info/en/Infoco

mm/AACP-Products/COMMODITY-PROFILE---Mango/ (Accesado Enero, 2013)

Ferreira F. R., Valentim I. B., Ramonesa E. L-C., Trevisan M. T-S., Olea-Azar, B., Perez-Cruz

F., Abreua F. C., Goulart M. O-F. 2013. Antioxidant activity of the mangiferin inclusion

complex with b-cyclodextrin. Food Science and Technology. 1-2.

Foust S. A., Wenzel A. L., Clump W. C., Maus L., Andersen B. L. 1987. Principios de

operaciones unitarias. 2da Ed. CECSA. México.

García O. J. A., Robles G. M. L., Gómez T. B., Oca M. M. M., Martínez V. V. A. 2002.

Calidad del mango Ataúlfo producido en Nayarit, México. Revista Fitotecnia Mexicana.

25, 4.

Garg N y Prakash O. 2006. Biodegradation of mango kernel by Syncephalastrum racemosum

and its biological control. BioControl. 51, 353-361.

Gómez-Gómez nM. S. 2009. Deshidratado de tomate saladette en un secador de charolas

77

giratorias. Tesis de Licenciatura, Universidad Tecnológica de la Mixteca.

Goyal R. K., Kingsly A. A. P., Manikantan., Ilaayas S. M. 2006. Thin-layer Drying Kinetics

of Raw Mango Slices. Biosystems Engineering. 95, 43-49.

Harris C. D. 2007. Análisis químico cuantitativo. California. Editorial Reverté.

Hayes W. A., Smith P. G., Morris A. E. 1998. The production and quality of tomato

concentrates. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 7, 537-564.

Heekyung Lee, Hyojung Lee, Youngjoo Kwon, Jun-Ho Lee, Jinju Kim, Min-Kyu Shin, Sung-

Hoon Kim and Hyunsu Bae. 2013. Methyl Gallate Exhibits Potent Antitumor Activities

by Inhibiting Tumor Infiltration of CD4+CD25+ Regulatory T Cells. The Journal

Inmmunology. 10, 4049.

Hernández-Valdez C. E. 2009. Acción y efectos de la polifenol oxidasa en alimentos.

Monografía, Universidad Veracruzana.

Issac A; Livingstone C; Wain A. J; Compton R. G; Davis J. 2006. Electroanalytical methods

for the determination of sulfite in food and beverages. Trends in analytical Chemistry.

25, 589-598.

Jaya S., Das H. 2003. A vacuum drying model for mango pulp. Drying Technology. 21, 1215-

1234.

Jha S. N. Narsaiah K. Sharma A. D. Singh M. Bansal S. Kumar R. 2010. Quality parameters

of mango and potential of non-destructive techniques for their measurement – a review.

Journal Food Science Technology. 47, 1-14.

Julián-Loaeza A. P., Santos-Sánchez N. F., Valadez-Blanco R., Sánchez-Guzmán B. S., Salas-

Coronado R. 2011. Chemical composition, color, and antioxidant activity of three

varieties of Annona diversifolia Safford fruits. Industrial Crops and Products. 34 (2),

1262-1268.

Kabiru A. A., Joshua A. A., Raji O.A. 2013. Efect of slice thickness and temperature on the

drying kinetics of mango (Mangifera Indica). International Journal of Research and

Reviews in Applied Sciences. 15, 41-50.

Kader A. A., 2008. Parámetros de calidad y estándares de clasificación en mango: Revisión de

información disponible y futuras necesidades de investigación. Consiltor manejo

postcosecha de fruta y vegetales, Kader consilting service, P.O. Box 600.

78

http://www.mango.org/media/30973/estandares_de_calidad_de_mango_reporte_complet

a.pdf. (Accesado Mayo, 2014)

Kaushik N., Kaur P. B., Rao S. P., Mishra N. H. 2014. Effect of high pressure processing on

color, biochemical and microbiological characteristics of mango pulp (Mangifera indica

Cv. Amrapali). Innovative Food Science and Emerging Technologies. 22, 40-50.

Kim Y., Lounds-Singleton A., Talcott S. 2009. Antioxidant phytochemical and quality

changes associated with hot water immersion treatment of mangoes

(MangiferinaindicaL.). Food Chemistry. 115, 989-993.

Kittiphoom S., Sutasinee S. 2013. Mango seed kernel oil its physicochemical properties.

International Food Research Journal. 20, 1145-1149.

Kova B. K., Fassinou F. W., Gloaha P., Toure S. 2009. Mathematical modelling of the thin

layer solar drying of banana, mango and cassava. Energy. 34, 1594-1602.

Lígia D. P. de Morais; Filgueiras A. H; Licínico N. J. de Pinho; Alves E. R; Simão J. de Assis.

2003. Vida útil de mangos cv. Tommy Atkins recolectados en el estadio de maduración

commercial. Iberoamericana de Tecnología postcosecha. 5, 26-32.

Ling T. L; Yap S-A; Radhakrishnan K. A. Subramaniam T; Cheng M. H; Palanisamy D. U.

2009. Standardised Mangifera indica extract is an ideal antioxidant. Food Chemistry.

113, 1154-1159.

Liu F., Wang Y., Li R., Bi X., Liao X. 2014. Effects of high hydrostatic pressure and high

temperature short time on antioxidant activity, antioxidant compounds and color of

mango nectars. Innovative Food Science and Emerging Technologies. 21, 35-43.

Maisuthisakul P. 2008. Antiradical scavenging activity and polyphenolic compounds extracted

from Thai mango seed kernels. Asian Journal of Food and Agro-Industry. 02, 87-96.

Maisuthisakul P., Suttajit M., Pongsawatmanit R. 2007. Assessment of phenolic content and

free radical-scavenging capacity of some Thai indigenous plants. Food Chemistry. 100,

1409-1418.

Malheiro R., Rodrigues N., Manzke G., Bento A., Pereira J. A., Casal S. 2013. The use of

olive leaves and tea extracts as effective antioxidant ts against the oxidation of soybean

oil under microwave heating. Industrial Crops and Products. 44, 37– 43.

Manthey J. A., Perkins-Veazie P. 2009. Influences of Harvest Date and Location on the Levels

of β-Carotene, Ascorbic Acid, Total Phenols, the in Vitro Antioxidant Capacity, and

79

Phenolic Profiles of Five Commercial Varieties of Mango (Mangifera indica L.).

Agriculture Food Chemistry. 57, 10825-10830.

Martínez-Valverde I., Periago M. J., Ros G. 2000. Significado nutricional de los compuestos

fenólicos de la dieta. Archivos Latinoamericamos de Nutrición. 50, 5-18.

Masibo M., He Q. 2008. Major mango polyphenols and their potential significance to human

health. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety. 7, 309-319.

Meiping Z., Yongjie L. 2006. Simple methods for rapid determination of sulfite in food

products. Food Control. 17, 975-980.

Midilli A; kucuk h; Yapar Z. 2002. A new model for single-layer drying technology. Drying

Technology. 20, 1503-1513.

Montgomery D. 1991. Diseño y análisis de experimentos. México. Editorial Iberoamericana.

Moreno A., León D., Giraldo G., Rios E. 2010. Study the physicochemycal kinetics of mango

(Mangifera indica L. Var. Tommy Atkins) treated by combined methods of drying. Dyna

rev. Nac. Minas. 77, 75-84.

Murthy K. P. T y Manohar B. 2013. Hot air drying characteristics of mango ginger: Prediction

of drying kinetics by mathematical modeling and artificial neural network. Journal of

Food Science and Technology. DOI 10.1007/s 13197-013-0941-y.

Nanasombat S., Wimuttigosol P. 2011. Antimicrobial and antioxidant activity of spice

essential oils. Food Science and BiotechnKology. 20, 45-53.

NOM-130-SSA1-1995, Bienes y servicios. Alimentos envasados en recipientes de cierres

herméticos y sometidos a tratamiento térmico. Disposiciones y especificaciones

sanitarias.

Nieto A., Castro M. A., Alzamora S. M. 2001. Kinetics of moisture transfer during air drying

of blanched and/or osmotically dehydrated mango. Journal of Food Engineering. 50,

175-185.

Noratto D. G; Bertoldi M; Krenek k; Talcott T. S; Stringheta C. P; Mertens-Talcott U. S.

2010. Anticarcinogenic effects of polyphenolics from mango (Mangifera indica)

varieties. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 58, 4104-4112.

Nursten H. E. 2005. The Maillard reaction chemistry, biochemistry, and implications. Royal

Society of Chemistry. DIO:10.1016/j. Ijbiomac.2007.03.007.

80

Oropeza-Guerrero M. P., 2012. “Alcaloides totales y actividad antioxidante de extractos

metanólicos de hojas de Ipomoea murucoides (casahuate)”. Tesis de Licenciatura. UTM.

Ortíz R. R., Martínez Y., Hernández R. 2006. Ténicas electroanalíticas. Parte II

voltamperometría. Universidad de los Andes Facultad de Ciencias. Mérida.

Quevedo M. N., Pérez-Bello L. A. 2006. Producción de almidones pregelatinizados a partir de

mezclas de almidones de fuentes no convencionales usando un extrusor de doble

tornillo. Tesis de maestría, Instituto Politécnico Nacional.

Rastraelli L., Selles A. J. N., Castro H. T. V, Aguero-Aguero J., Gonzalez-Gonzalez J.,

Naddeo F., Si-mone F. D. 2002. Isolation and quantitative analysis of phenolic

antioxidants, free sugars, and polyols from mango (Mangifera indica L.) stem bark

aqueous decoction used in Cuba as a nutritional Supplement. Journal Agriculture Food

Chemistry. 50, 762–766.

Ribeiro-Rocha S. M., Queiroz J. H., Queiroz-Ribeiro M. E. L., Campos F. M., Sant’ ana M. P.

2007. Antioxidant in Mango (Mangifera indica L.) Pulp. Plant Foods for Human

Nutrition. 62, 13-17.

Ribeiro-Rocha S. M., Barbosa A. L. C., Queiroz J. H., Knödler M., Schieber A. 2008.

Phenolic compounds and antioxidant capacity of Brazilian mango (Mangifera indica L.)

varieties. Food Chemistry. 110, 620-626.

Ribeiro-Rocha S. M., Schieber A. 2010. Chaper 34-Bioactive compounds in mango

(Mangifera indica L.). Bioactive Foods in Promoting Health, Fruits and Vegetables.

507-523.

Ruiz-Montañez G; Ragazzo-Sánchez J. A; Calderón-Santoyo M; Velázquez de la Cruz G;

Ramírez de León J. A; Navarro-Ocaña A. 2014. Evaluation of extraction methods for

preparative scale obtention of mangiferin and lupeol from mango peels (Mangifera

indica L.). Food Chemistry. 159, 267-272.

Sadegh C., Schreck R. P. 2003. The spectroscopic determination of aqueous sulfite using

Ellman’s reagent. Academy for the Advancement of Science and Technology. 8, 39-43.

Sánchez-Moreno C; Larrauri A. J; Saura-Calixto F. 1998. Aprocedure to Measure the

Antiradical Efficiency of Polyphenols. Journal of the Science of Food and Agricola. 76,

270-276.

81

Sahu S; Das K. B., Pradhan J., Mohapatra B. C., Mishra B. K., Sarangi N. 2007. Effect of

Mangiferina Indica kernel as a feed additive on immunity and resistance to Aeromonas

Hydrophila in Labes Rohita fingerlings. Fish & Shellfis Immunology. 23, 109-118.

Santiago G. P., Yahia K. E., Lagunez R. R., Ruiz V. J., Benito B. P., Matadamas O. P.,

Arellanes J. N., Arce G. F. 2000. Tecnologías integradas para el manejo postcosecha del

mango Oro (Mangifera indica L). Memoria del primer seminario de investigación

científica y tecnológica sobre el Istmo de los estados de Veracruz, Chiapas, Tabasco y

Oaxaca. http://www.ciesas-golfo.edu.mx/istmo/docs/ponencias/tecnologias01.htm.

(Accesado Noviembre, 2012).

Santaella S. W y Bruna A. Índices de madurez y momento óptimo de correlación con el

almacenamiento refrigerado del melocotón.

Schieber A., Ullrich W., Carle R. 2000. Characterization of polyphenols in mango puree

concéntrate by HPLC with diode array and mass spectrometric detection. Innovative

Food Science and Emerging Technologies. 1, 161-166.

SIAP. Producción de mango. 2012. http://www.siap.gob.mx/index.php?option=com_wrap

per&view=wrapper&Itemid=350. (Accesado Febrero, 2013).

Siddiq M; Sogi D. S; Dolan K. D. 2013. Antioxidant properties, total phenolics, and quality of

fresh-cut ‘Tommy Atkins’ mangoes as affected by different pre-treatments. LWT-Food

Science and Technology. 1,7.

Sogi S. D., Siddiq M., Greiby I., Dolan D. K. 2013. Total phenolics, antioxidant activity, and

functional properties of ‘Tommy Atkins’ mango peel and kernel as affected by drying

methods. Food Chemistry. 141, 2649-2655.

Skoog D. A. 2005. Fundamentos de química Analítica. México. Editorial, Thomson.

Shi Q., Zheng Y., Zhao Y. 2013. Mathematical modeling on thin-layer heat pump drying of

yacon (Smallanthus sonchifolius) slices. Energy Conversion and Management. 17, 208-

216.

Tharanathan R. N., Yashoda H. M., Prabha T. N. 2006. Mango (Mangifera indica L), “The

king of fruits”-An overview. Food Reviews International. 22, 95-123.

Torregrosa V. F. 2006. Determinación de vitamina C y carotenoides en zumos de frutas y

hortalizas frescos, tratados por calor por pulsos eléctricos de alta intensidad (PEAI).

Servei publicaciones. I.S.B.N. 84-370-6487-2. España.

82

US Federal Register (1988). Sulfiting agents in standardized foods labeling requirements;

proposed rule. Washington, US Goverment Printing Office.

Vega-Mercado H., Góngora-Nieto M. M., Barbosa-Cánovas, G. V. 2001. Advances in

dehydration of foods. Journal of Food Engineering. 49, 271-289.

Villa-Cortes L., Flores-Prieto J. J., Xamán-Villaseñor J. P., García-Hernández E. 2010.

Numerical and experimental analysis of heat and moisture transfer during drying of

Ataulfo mango. Journal of Food Engineering. 98, 198-206.

Villegas-Santiago J., Calderon-Santoyo M., Ragazzo-Sánchez A., Salgado-Cervantes M. A.,

Luna-Solano G. 2011. Fluidized bed and tray drying of thinly sliced mango (Mangifera

indica) pretreated with ascorbic and citric acid. International Journal of Food Science

and Technology. 46, 296-1302.

Whang K. W., Park S. H., Ham I., Oh M., Namkoong H., Kim K. H., Hwang W. D., Hur Y.

S., Kim E. T., Park G.Y., Kim Jae-Ryong., Kim W. J. 2005. Methyl gallate and

chemicals structurally related to methyl gallate protect human umbilical vein endothelial

cells from oxidative stress. EXPERIMENTAL and MOLECULAR MEDICINE. 37, 343-

352.

Wedzicha B. L., Belliun, Goddard S. J. 1991. Inhibition of browning by sulfites. In Nutritional

and Toxicological Consequences of Food Processing. 289, 217-236.

Wrostald R. E., Acree T. E., Decker E. A., Penner M. H., Reid D. S., Schwart S. J.,

Shoemaker C. F., Smith D., Haboken P. S., 2005. Wiley-Interscience. Handbook of Food

Analytical Chemistry, 2. New Jersey.

Zou K., Teng J., Huang L., Dai X., Wei B. 2013. Effect of osmotic pretreatment on quality of

mango chips by explosion puffing drying. LTW-Food Science and Technology. 51, 253-

259.

83

10. APÉNDICE

Apéndice 1. Generación de la curva de MR (humedad relativa) vs F

(número de Fourier).

Para láminas Ecuación de Sherwood y Newman (Foust et al., 1987)

€

MRt −MR*

MRo −MR* =

8π 2(2n +1)n=0

α

∑ exp −(2n +1)2 π2

4F

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ (1)

donde

€

F =Deff * tL2

, F= número de Fourier y

€

MRt −MR*

MRo −MR* = MR , MR= humedad relativa.

Se proponen 6 números de F.

F=0.001, 0.01, 0.015, 0.1, 0.15, 0.2 y 0.3.

Se trabajaron con dos números de serie n=0 y 1. Obteniendose dos Ecuaciones.

€

MR =8π 2exp −

π 2

4F

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ (2)

€

MR =89π 2

exp −9π 2

4F

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ +

8π 2exp −

π 2

4F

⎡

⎣ ⎢

⎤

⎦ ⎥ (3)

84

MR

calc

ulad

a

Fpropuesto

Se obtuvo una gráfica.

En la grafica se observa que para F=0.1 los valores de MRcalculados son

iguales, usando cualquiera de las dos ecuaciones (Ecuación 2 y 3).

85

Apéndice 1. Modelos matemáticos para las curvas de deshidratado.

N° de Modelo Nombre del modelo Ecuación del modelo 1 Modelo de Lewis MR= exp(-kt) 2 Modelo de Page MR= exp(-ktn) 3 Modelo de Page modificado MR= exp(-kt)n 4 Handerson y Pabis MR= a•exp(-kt) 5 Modelo de Midilli et al 2011 MR= a•exp(-ktn) + bt 6 Ecuación simplificada de la difusión de Fick MR= a•exp(-k(t/L2)) 7 Aproximación de la difusión MR= a•exp(-kt) + (1-a)exp(-b•kt) 8 Modelo logístico MR=b/(1+a•exp(k)t)) 9 Modelo de dos términos MR= a•exp(-k1t) + b•exp(-k2t)

10 Modelo de Thompson t= a•lnMR + b•(lnMR)2 11 Modelo de Newton MR= exp(-kt) 12 Wang y Singh MR= 1 + at + bt2 13 Logarítmica MR= a•exp(-kt) + C 14 Weibull MR= exp[-(t/β)α] 15 Silvia et al 2012 MR= exp(-kt-b) 16 Parabólico MR= a + bt + ct2 17 Modelo de Dinani et al 2014 MR= a•exp(-(t-b/c)2)

(Murthy y Manohar 2013, Kova et al., 2009, Dinani et al., 2014)

86

Apéndice 2. Calculo de la primera derivada para obtener TEC50.

PRIMERA DERIVADA

Tiempo %remanente Tiempo Δ%rem/Δt

0 62.03

0.3 60.73 0.15 4.333

1 59.56 0.65 1.671

1.3 58.73 1.15 2.767

2.0 58.05 1.65 0.971

2.3 57.55 2.15 1.667

3.0 56.92 2.65 0.900

3.3 56.5 3.15 1.400

4.0 56.26 3.65 0.343

4.3 55.67 4.15 1.967

5.0 55.24 4.65 0.614

5.3 54.91 5.15 1.100

6.0 54.37 5.65 0.771

6.3 54.29 6.15 0.267

7.0 53.9 6.65 0.557

7.3 53.56 7.15 1.133

8.0 53.33 7.65 0.329

8.3 52.94 8.15 1.300

9.0 52.66 8.65 0.400

9.3 52.42 9.15 0.800

10.0 52.09 9.65 0.471

10.3 51.8 10.15 0.967

11.0 51.71 10.65 0.129

11.3 51.42 11.15 0.967

12.0 51.14 11.65 0.400

12.3 50.85 12.15 0.967

13.0 50.81 12.65 0.057

13.3 50.47 13.15 1.133

87

14.0 50.28 13.65 0.271

14.3 50.19 14.15 0.300

15.0 49.91 14.65 0.400

Apéndice 3. Curva de calibración de estándares de ácido gálico para la cuantificación de fenoles totales.

88

Apéndice 4. Curva de calibración de estándares de ácido gálico para la

cuantificación de DPPH•.

89

Apéndice 5. Curva de los estándares del extracto de la semilla de mango para

la cuantificación DPPH•.

90

Apéndice 6. Determinación gráfica del tiempo TEC50 para el extracto de semilla

de mango.

91

Apéndice 7. Curva de calibración de estándares de metabisulfito de sodio para la cuantificación de sulfitos.

92

11. ANEXO

Anexo 1. Efecto del extracto de la semilla de mango en la actividad

microbiana total cuenta de coliformes en la leche cruda de vaca (Abdalla et

al,. 2007).

93

Anexo 2. Mecanismo de acción de la Mangiferina.

Major mango polyphenols . . .

to development of hyperglycemia. Therefore, the reduction oftriglycerides following administration with mangiferin would alsofacilitate glucose oxidation and utilization and, subsequently, re-duction of hyperglycemia (Muruganandan and others 2005).

It has been demonstrated elsewhere that mangiferin possessesa wide range of antibacterial effects, both with regard to Gram-positive and Gram-negative bacteria. The species most sensi-tive to mangiferin among the Gram-positive microorganisms wasBacillus pumilus, whereas among the Gram-negative species themost sensitive to mangiferin was Salmonella agona, though it hasto be noted that higher concentrations of mangiferin were nec-essary (30% to 35%) to achieve the desired effect with regard tothe Gram-negative microorganisms (Stoilova and others 2005).Antifungal effect of mangiferin has also been shown with re-gard to Thermoascus aurantiacus, Saccharomyces cerevisiae, Tri-choderma reesei, and Aspergillus flavus (Lova and others 2005).Chakrabarti and Ghosal (1985) found that the fungus Fusariummoniliforme var. subglutinans transforms mangiferin into poly-merous quinone, possibly due to the phenoloxidase it releases.It is possible that the resistance to mangiferin by various othermycelial fungi is due to this mechanism.

At this point, it is worth mentioning that Mangiferin alone didnot show higher biological activity than the whole extract of eitherthe leaf or bark raw material, and it has been hypothesized that thetotal antioxidant effect of any mango extract is due to the presenceof a combination of several polyphenolic compounds and theirderivatives and not only the single, though potent, compoundmangiferin (Arts and others 2000).

Mechanism of mangiferin bioactivityThe chemical structure of mangiferin fulfills the 4 requisites that

have been reported to have high bioavailability by oral adminis-tration: molecular weight below 500 Dalton (C19H18O12); fewer

Figure 2 --- Mechanism of action ofmangiferin (Ghosal and Rao 1996).

than 5 donor functions for hydrogen bonds; fewer than 10 accep-tor functions for hydrogen bonds; and potential log P (calculated)less than + 5 (log Pmangiferin:+ 2.73). These similar properties areshared by most of the other mango polyphenols.

The mechanism of bioactivities of mangiferin is mainly cen-tered on its capacity to provide cellular protection as an antioxi-dant and radical captodative agent. A biologically active antioxi-dant is a substance that, when present even at low concentration,compared to those of an oxidizable substrate such as membranelipid or DNA, significantly delays or inhibits oxidation of thatsubstrate. Mangiferin performs its antioxidant function at differ-ent levels of the oxidative sequence. As far as membrane lipidperoxidation is concerned, it acts by (a) decreasing the localizedO2 concentration and generating mangiferin phenoxy radicals (2)(Figure 2) in concert, (b) binding metal ions (Fe 2+/3+) in the formof a mangiferin–iron complex also called metal ligand complex(3) (Figure 2), which is a stable complex structure that will not al-low the generation of such tissue damaging ·OH radicals and/oroxo-ferryl groups; (c) regulating polymer chain initiation by in-teraction with the reactive oxygen species to produce feebly-reactive oxo-ferryl radical (caged oxygen radical) (4) (Figure 2).This radical acts as a soft inducer of polymerization of thevinylic monomer methylmethacrylate (MMA). The generated rad-ical complex containing a polar end group (mangiferin –Fe3+-O-)acts as a chain terminator by oxidizing the other end group car-bon radical of the polymer resulting in a low-molecular-weightmangiferin–Fe–PMMA (polymethylmethacrylate)–polymer (5)(Figure 2), (d) scavenging lipid peroxy/alkoxy radicals and therebypreventing continued abstraction of hydrogen from cellular lipids,and (e) maintaining a cellular oxidation–antioxidant balance (via1!2) (Figure 2) (Ghosal and Rao 1996).

The deficiency in the body’s functioning has for long been as-sociated with free radicals, and thus one tends to view oxidants

Vol. 7, 2008—COMPREHENSIVE REVIEWS IN FOOD SCIENCE AND FOOD SAFETY 313

94

Anexo 3. Parámetros de madurez para el mango Tommy Atkins.

95

Anexo 4. Definición y esquema de migración, convección y difusión. MIGRACIÓN: Movimiento de especies por diferencia de carga. Un ejemplo de la migración es la electroforesis.

(1) CONVECCIÓN: Movimiento de la materia por cambios físicos. Presión

(2)

DIFUSIÓN: Movimiento de las especies por gradiente de concentración. Este proceso se debe

al constante movimiento en que se encuentran las partículas de líquidos y gases.

96

(3)

(1) http://www.micruxfluidic.com/es/tecnologia.html (2) http://nefrologiadigital.revistanefrologia.com/modules.php?name=libro&op=viewCap&idpublication=1

&idedition=13&idcapitulo=70 (3) http://ciencia-basica-experimental.net/1er-curso/carlos.htm

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