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Unidad 3: BIOQUÍMICA METABÓLICA APLICADA

Capítulo 7: Bioquímica de Forrajes

Lección 31. Fotosíntesis, Redes alimentarias y flujo de energía

Siguiendo la pista a la fuente última de energía utilizada por un organismo determinado en

su hábitat natural, por ejemplo un zorro en un dominio dado de bosque, encontraríamos

que existe una jerarquía de organismos, llamada cadena alimentaria, o trófica, que provee

al zorro de la energía y de los materiales necesarios para sustentar su vida. Esta cadena

alimentaria podría empezar con las células fotosintéticas de las plantas verdes, que

convierten el Gas carbónico (CO2) en material celular nuevo. La planta puede, a su vez,

ser consumida por larvas de insectos que, del mismo modo, pueden ser consumidas por

sapos o pájaros que, a su vez pueden ser consumidos por el zorro. En una comunidad

ecológica dada de organismos vivos, se interconectan entre sí muchas cadenas

alimentarias individuales, formando lo que se llama una red alimentaria ó red trófica.

Tal red alimentaria está formada por varias capas de organismos. En primer lugar,

tenemos a los productores, aquellas células que pueden utilizar las formas más simples

del carbono procedentes del medio ambiente, tales como el (CO2), Después, tenemos una

capa primaria de consumidores, que se alimentan de los productores, seguida de

ulteriores capas de consumidores. Finalmente, para completar el ciclo, están los

desintegradores: bacterias y hongos, que provocan la descomposición y putrefacción de

los consumidores muertos y que, de este modo, devuelven al suelo y a la atmosfera

formas simples de carbono. Los organismos vivos se pueden clasificar en dos grandes

grupos según su posición en la red alimentaria: autótrofos y heterótrofos. Organismos

autótrofos (el término significa que se autoalimentan) son aquellos que pueden utilizar

formas simples de carbono, a partir de los cuales elaboran todos sus componentes

celulares. Los productores situados en la base de la red alimentaria son autótrofos; entre

ellos están incluídas muchas bacterias y algas, así como pantas superiores. Los

organismos heterótrofos (que se alimentan por otros ), por otra parte, no pueden utilizar

formas simples de carbono, tales como (CO2), y que requieren formas más complejas:

moléculas orgánicas como la glucosa(C6H12O6). Los consumidores y desintegradores de

la red alimentaria son heterótrofos y dependen, en última instancia, de los autótrofos para

generar los complejos nutrientes que necesitan.

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Examinemos ahora esta red alimentaria e investiguemos las fuentes de energía para

cada capa de organismos. Al hacerlo, encontraremos que la gran mayoría de los

organismos autótrofos productores obtienen su energía de la luz solar, la cual utilizan para

convertir el Gas carbónico en materiales celulares más complejos mediante la

fotosíntesis. Así, la mayor parte de los productores son autótrofos fotosintéticos. Pero

cuando examinamos las capas sucesivas de consumidores, encontramos que ninguna de

ellas tiene la capacidad de utilizar energía luminosa. Más bien, la mayor parte de ellos

obtienen la energía que necesitan mediante la combustión de moléculas orgánicas

complejas, tales como la glucosa, obtenidas a partir de los productores que ellos

consumen. En este proceso, que requiere Oxígeno y que se llama respiración, la molécula

sencilla y pequeña de anhídrido carbónico (CO2), es el producto final. Las células

heterotróficas, por lo tanto obtienen energía mediante la degradación de moléculas

nutrientes complejas a formas más simples

En cada nivel de la red alimentaria se consume energía para realizar diversas clases de

trabajo biológico, tal como la síntesis de material celular nuevo a partir de precursores

simples, el movimiento de materiales en contra de gradientes y el trabajo de contracción o

movimiento. Sin embargo, en cada nivel de la red alimentaria encontramos que hay

pérdidas por degradación, de tal modo que cada vez que tiene lugar algún proceso físico

o químico hay una conversión incompleta de energía de una clase en otra. Como

resultado, parte de la energía hecha aprovechable para cada capa de organismos es

disipada en el medio y, por lo tanto no es utilizable para realizar trabajo. Solamente una

pequeña fracción de la energía solar absorbida por los productores en la capa básica de

la red alimentaria alcanza siempre a la capa superior de los últimos consumidores a

medida que estos consumidores últimos mueren y sus tejidos son degradados a

productos orgánicos simples por los desintegradores, la energía de nuevo se pierde y se

disipa en el medio. En definitiva, el flujo de energía que parte del sol y que corre a través

de la red alimentaria se dispersa finalmente en el medio, generando la denominada

entropía.

ENERGIA SOLAR Y FOTOSÍNTESIS

La luz sola visible, fuente de toda la energía biológica, es una forma de energía

electromagnética o radiante que, en la última instancia, surge de la energía nuclear. A la

temperatura inmensamente elevada del sol, la cual se cree que es de varios millones de

grados centígrados, una parte de la enorme energía encerrada en el núcleo de los átomos

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de hidrógeno es liberada a medida que estos últimos se convierten en átomos de helio

(He) y positrones, mediante fusión termonuclear. En este proceso se libera un cuanto de

energía en forma de radiación gamma. El cuanto se presenta por el termino (h), en el

cual h es la constante de planck y es la frecuencia de la radiación gamma. Después de

una compleja serie de reacciones en las cuales la radiación gamma es absorbida por los

positrones, gran parte de la energía de la radiación gamma es emitida en forma de

fotones o cuantos de energía luminosa. Las reacciones de fusión nuclear que tienen lugar

en el sol son, en última instancia, la fuente de toda la energía biológica sobre la tierra.

En general, tendemos a asociar el término (fotosíntesis) con el mundo visible de las

plantas superiores: pastos, cultivos herbáceos y árboles. Pero esos organismos

fotosintéticos macroscópicos realmente no constituyen sino una pequeña fracción de

todos los organismos conocidos capaces de fotosintetizar. Se ha estimado que un 90 por

100 de las fotosíntesis que se lleva a cabo sobre la tierra es realizado en el mar por

diversas clases de microorganismos entre los que se incluyen las bacterias, algas,

diatomeas y dinoflagelados.

Existe otro error común en torno a la fotosíntesis de las plantas superiores, no todas las

células de las raíces, los tallos y los frutos de las plantas son capaces de fotosintetizar:

son heterotróficas y, por lo tanto, se parecen a las células animales. Solamente las células

que poseen el pigmento verde de la clorofila pueden llevar a cabo dicho proceso. Por otra

parte, en la oscuridad, cuando no se dispone de energía solar, incluso estas células

funcionas como las células heterotróficas: deben oxidar parte de su glucosa, a expensas

del Oxígeno, para obtener energía en la oscuridad.

La fotosíntesis consiste en la absorción de la energía radiante por la clorofila y otros

pigmentos, seguida de la conversión de la energía luminosa absorbida en energía

química, y la utilización de esa energía química para la reducción del anhídrido carbónico

absorbido de la atmosfera para formar glucosa. En la mayor parte de los organismos

fotosintéticos, en particular las plantas superiores, el Oxígeno molecular(O2) es el otro

producto final importante, pero en otras, tales como las bacterias fotosintéticas, no se

forma Oxígeno. La forma más simple de la ecuación global para la formación fotosintética

de glucosa y Oxígeno a partir de anhídrido carbónico (Dióxido de Carbono) y agua en las

plantas superior es:

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Donde 686 Kcal, representa la cantidad mínima de energía útil que debe ser

proporcionada por la luz solar absorbida para lograr la formación de un mol de glucosa a

partir de un mol de CO2 y otro de H2O en condiciones estándar. En termodinámica

química la unidad básica de energía es la caloría- gramo y se define como la cantidad de

energía requerida, en forma de calor, para elevar la temperatura de 1g de agua a 15°C,

exactamente en 1°C. La gran cantidad de energía necesaria para que tenga lugar la

fotosíntesis es suministrada por la energía luminosa captada por la clorofila de las hojas.

La ecuación fotosintética puede volver a escribirse, de modo que indique que la fuente de

energía son los cuantos luminosos: nh , como sigue.

Esta ecuación nos da solamente una visión global del proceso fotosintético; no dice nada

acerca del mecanismo o del camino por el cual tiene lugar. Realmente, la fotosíntesis en

las células de las plantas es un proceso mucho más complejo que lo que esta ecuación

de apariencia sencilla puede sugerir. Existen más de un centenar de RBE consecutivas en

la producción fotosintética de glucosa a partir de anhídrido carbónico y agua, cada uno de

las cuales está catalizada por una molécula enzimática especifica, las cuales están

agrupadas en dos etapas claves: Reacciones de Fase lumínica y Reacciones del Ciclo de

Calvin

La glucosa no es el único producto de la fotosíntesis. Durante dicho proceso se sintetizan

también otros componentes carbonados de las células vegetales, tales como la celulosa,

proteínas y lípidos. Todas estas sustancias, ricas en energía química, son utilizadas

posteriormente como fuente de energía por los organismos heterotróficos, es decir, por

los consumidores que se alimentan de plantas verdes.

Lección 32. RESPIRACION EN CELULAS HETEROTRÓFICAS

6CO2 + 6H

2O + 686kcal C

6H

12O

6 + 6O

2

Radiación UV

E=h

6CO2 + 6H

2O + nh C

6H

12O

6 + 6O

2

Radiación UV

E=nh

5

La fase siguiente en el flujo de la energía biológica es la utilización de la energía de los

carbohidratos, grasas y proteínas producidas en la fotosíntesis por los organismos

heterótrofos, que oxidan estos materiales por medio del Oxígeno. Realmente, los

organismos heterótrofos necesitan los complejos productos de la fotosíntesis por dos

razones. En primer lugar, necesitan la energía química que pueden obtener por

degradación de las estructuras complejas de alta energía de moléculas tales como la

glucosa. Pero los heterótrofos necesitan también complejos compuestos de carbono, tales

como la glucosa, como unidades estructurales para la síntesis de sus propios

componentes celulares, ya que son incapaces de utilizar el anhídrido carbónico con este

fin. Entre los heterótrofos están incluÍdos todos los organismos del reino animal, muchas

bacterias y hongos, así como muchas células del reino vegetal. Se estima que más del 90

por 100 de todo el Oxígeno consumido por todos los heterótrofos es utilizado por

microorganismos invisibles del suelo y del mar.

La mayor parte de las células heterotróficas utilizan el Oxígeno que toman de la atmosfera

para oxidar la glucosa y otros nutrientes, dando lugar a los productos finales estables,

anhídrido carbónico y agua. Sin embargo, algunos heterótrofos son incapaces de utilizar

el Oxígeno; degradan la glucosa en compuestos más simples, tales como el acido láctico:

H3C-CH (OH)-COOH, en ausencia de Oxígeno, en el proceso llamado fermentación. Los

productos de la fermentación, tales como el acido láctico, son posteriormente oxidados

hasta CO2 y H2O por otros organismos heterotróficos, en particular, aquellos que utilizan

Oxígeno. En definitiva, las células del mundo heterotrófico llevan a cabo la oxidación

completa de los nutrientes orgánicos producidos por los autótrofos hasta convertirlos en el

producto final, anhídrido carbónico. En el proceso global, mediante el cual las moléculas

de alimentos son oxidadas por las células heterotróficas a expensas del Oxígeno, recibe

el nombre de respiración.

La ecuación química para la oxidación de la glucosa durante la respiración es :

Vemos inmediatamente que esta ecuación es la inversa de la correspondiente a la

fotosíntesis. Por otra parte, observamos que la combustión completa de un mol de

glucosa puede producir un máximo de 38ATP de energía química útil. Aunque la

C6H

12O

6 + 6O

2 6CO

2 + 6H

2O + 38ATP

RBE

Mitocondria

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ecuación química de la respiración parece sencilla, no nos dice nada acerca de los

mecanismos o del camino seguido por la respiración en las células heterotróficas.

Realmente, hay más de 70 reacciones Bioquímicas enzimáticas (RBE) consecutivas en la

oxidación de la glucosa en las células heterotróficas, las cuales se desarrollan en los

procesos catabólicos celulares como: Glucólisis, Betaoxidación de ácidos grasos,

desaminación y transaminación oxidativa, lipólisis, Ciclo de Krebs y Fosforilación

Oxidativa (Adaptado de Lehninger.,1975, por el autor)

Lección 33. Fijación Biológica del Nitrógeno (FBN)

A pesar de que la atmósfera de la tierra posee un 78% del Nitrógeno gaseoso (N2), siendo

el principal reservorio de este elemento, este se encuentra en cantidades reducidas en los

organismos , especialmente en las plantas. Sin embargo, como la mayoría de los seres

vivos no pueden utilizar dicho nitrógeno atmosférico para biosintetizar aminoácidos,

proteínas y otros compuestos nitrogenados, entonces, dependen del nitrógeno presente

en los minerales del suelo. En consecuencia, a pesar de esta abundancia de nitrógeno en

la atmósfera, la escasez de nitrógeno en el suelo constituye un factor limitante para el

crecimiento y desarrollo de las plantas. Es importante anotar que tan sólo ciertos

microorganismos son capaces de asimilar nitrógeno molecular transformándolo en

biomoléculas utilizables para ellas (Bidwell, R., 1989). El proceso a través del cual circula

nitrógeno a través del mundo orgánico y el mundo físico se denomina ciclo del

nitrógeno. Este ciclo consta de las siguientes etapas:

Fijación biológica del nitrógeno (FBN):Es un proceso simbiótico reductivo dado en

bacterias fijadoras como las del género Rhizobium, que viven en nódulos de las raíces de

leguminosas y de algunas plantas leñosas ó las cianobacterias que son propias de

ambientes acuáticos. La FBN , consiste en la conversión del nitrógeno gaseoso (N2)

mediante la enzima nitrogenasa que cataliza la ruptura del triple enlace ,hasta producir

amoníaco (NH3), forma utilizable para los organismos. La ecuación química es la

siguiente:

N2 + 8e

- + 16 Mg ATP + 16 H

2O

2NH3 + H

2 + 16 Mg ADP + 16 P

i + 8 H

+

Nitrogenasa

Raices

7

Donde :

e- = electrones; Mg= Magnesio ; ATP =Adenosín trifosfato ; ADP =Aenosín Difosfato ; Pi =

Fosfato inorgánico

Nitrificación: proceso de oxidación del amoníaco realizado por dos tipos de bacterias:

Nitrosomonas y Nitrobacter (comunes en el suelo). Dicho proceso ocurre en dos

etapas:

A. Nitrosación: Producción de Nitrito (NO2-)

Las bacterias nitrosomas oxidan el amoníaco produciendo nitrito (NO2-) , hidrógenos y

agua; los H+ son utilizados en el metabolismo bacteriano para generar moléculas

energéticas de ATP ; La ecuación química del proceso es como sigue:

B. Nitratación : Producción de Nitrato (NO3-)

Como el nitrito es un ión tóxico para las plantas limitando la mayoría de cultivos , las

nitrobacter lo continúan oxidando , hasta generar el ión nitrato, el cual es fácilmente

asimilado por las plantas; la ecuación es la siguiente:

Lo

descrito

anteriormente se puede observar en la figura 4:

2 NH3

+ 3 O2(g)

2 NO2

- + 2

H+ + 2 H

2O

Nitrosomas

2 NO2

- +

O

2 (g)

2 NO3

-

Nitrobacter

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Figura 4:Etapas dadas en el ciclo del Nitrógeno (Tomado de:

http://quimica.laguia2000.com/conceptos-basicos/ciclo-del-nitrogeno )

Asimilación: las raíces de las plantas absorben el amoníaco (NH3) o el nitrato (NO3 -), e

incorporan el nitrógeno en proteínas, ácidos nucleicos y clorofila. Cuando los animales se

alimentan de vegetales consumen compuestos nitrogenados vegetales y los transforman

en compuestos nitrogenados animales.

Amonificación: consiste en la conversión de compuestos nitrogenados orgánicos en

amoníaco, se inicia cuando los organismos producen desechos como urea (orina) y ácido

úrico (excreta de las aves), sustancias que son degradadas para liberar como amoníaco

el nitrógeno en el ambiente abiótico. El amoníaco queda disponible para los procesos de

nitrificación y asimilación. El nitrógeno presente en el suelo es el resultado de la

descomposición de materiales orgánicos y se encuentra en forma de compuestos

orgánicos complejos, como proteínas, aminoácidos, ácidos nucleicos y nucleótidos, que

son degradados a compuestos simples por microorganismos - bacterias y hongos - que se

encuentran en el suelo. Estos microorganismos usan las proteínas y los aminoácidos para

producir sus propias proteínas y liberan el exceso de nitrógeno en forma de amoníaco

(NH3) o ion amonio (NH4+).

Desnitrificación: es el proceso que realizan algunas bacterias ante la ausencia de

oxígeno, degradan nitratos (NO3 -) liberando nitrógeno (N2) a la atmósfera a fin de utilizar

el oxígeno para su propia respiración. Ocurre en suelos mal drenados.

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A pesar de las pérdidas de nitrógeno, el ciclo se mantiene gracias a la actividad de las

bacterias fijadoras de nitrógeno, capaces de incorporar el nitrógeno gaseoso del aire a

compuestos orgánicos nitrogenados. En los sistemas naturales, el nitrógeno que se pierde

por desnitrificación , lixiviación, erosión y procesos similares es reemplazado por el

proceso de fijación y otras fuentes de nitrógeno. La interferencia antrópica (humana) en el

ciclo del nitrógeno puede, no obstante, hacer que haya menos nitrógeno en el ciclo, o que

se produzca una sobrecarga en el sistema. Por ejemplo, los cultivos intensivos, su

recogida y la tala de bosques han causado un descenso del contenido de nitrógeno en el

suelo (algunas de las pérdidas en los territorios agrícolas sólo pueden restituirse por

medio de fertilizantes nitrogenados artificiales, que suponen un gran gasto energético).

Por otra parte, la lixiviación del nitrógeno de las tierras de cultivo demasiado fertilizadas, la

tala indiscriminada de bosques, los residuos animales y las aguas residuales han añadido

demasiado nitrógeno a los ecosistemas acuáticos, produciendo un descenso en la calidad

del agua y estimulando un crecimiento excesivo de las algas. Lo analizado anteriormente

, se resume en la figura 5:

Figura 5 : Resumen esquemático del ciclo del Nitrógeno (Tomado de :

http://roble.pntic.mec.es/~mbedmar/iesao/quimica/ciclodel.htm)

Lección 34. Forrajes : composición y análisis químico proximal

EVALUACIÓN PROXIMAL DE TRES ESPECIES

CON POTENCIAL FORRAJERO Puerto, Luz1 ; Granados, Jairo 2; Barreto, Leonor3

1,2,3, Escuela de Ciencias Agrícolas, Pecuarias y del Medio Ambiente. ECAPMA-UNAD, 2010.

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RESUMEN

Se evaluó la composición fitoquímica de dos especies leguminosas y una herbácea, con

el fin de conocer diferencias asociadas a la zona lumínica de muestreo (zona alta o

fototrópica, zona media y zona baja o geotrópica). Se escogieron las leguminosas Acacia

negra (Acacia decurrens), Matarratón (Gliricidia sepium) y la herbácea Botón de Oro

(Tithonia diversifolia), las cuales fueron evaluadas en el laboratorio de nutrición animal de

la Universidad Nacional Abierta y a Distancia (UNAD) Sede Bogotá D.C. Colombia,

mediante un diseño totalmente aleatorizado y tres réplicas por zona lumínica de cada

especie. Los contenidos que presentaron un nivel significativamente superior al resto

fueron para los contenidos de materia seca para Acacia decurrens con 45,60%, cenizas

para Tithonia diversifolia con 11,36%, materia orgánica para Acacia decurrens con

95,68%, nitrógeno total para Tithonia diversifolia con 2,58%, y proteína cruda fueron

mayores en Tithonia diversifolia con (16,15%), seguido de Gliricidia sepium con (13,48%)

y Acacia decurrens con (13,47%). Por lo tanto estas especies constituyen buenas

alternativas como suplemento en los sistemas de producción ganadero en el trópico

Colombiano.

Palabras clave: Leguminosas, Herbácea, composición química, materia seca, cenizas, materia

orgánica, nitrógeno total y proteína cruda.

INTRODUCCIÓN

Estas especies son conocidas por los ganaderos pero poco utilizadas, tal vez debido al

desconocimiento acerca de sus propiedades proteicas, minerales y vitamínicas,

adaptación, buen rendimiento de biomasa y rápida recuperación después del corte,

resistencia a la sequia, asociación con otras especies arbóreas, mejoramiento del suelo,

y lo mejor siendo fuentes generadoras de oxigeno y de agua; además del ahorro por

concentrado que se tendría en el consumo en grandes y pequeñas producciones

agropecuarias. Estas especies se encuentran usualmente en los caminos de las

carreteras, actúan como barreras rompevientos y heladas, cercas vivas, plantas de

adorno debido a su belleza, son muy fructíferas en época de verano; pueden ser

suministradas en pastoreo o como forraje en hoja verde, en ensilaje, en hoja seca o

molida. Es posible su almacenamiento por largos periodos; son un excelente alimento

para los animales, dando como resultados aumento en la producción y calidad de la

leche, aumento de fertilidad, calidad en cuanto a pigmentación de huevos y carne. Es un

reto el uso de estas plantas arbóreas especialmente en la ganadería colombiana, las

cuales al ser incluidas en la dieta animal se generaría una reducción en los costos

además de ofrecer alternativas ecológicamente razonables y eficientes con el medio

ambiente.

El propósito del presente trabajo fue evaluar la composición del análisis químico proximal

el cual incluye: materia seca cenizas, materia orgánica, nitrógeno total y proteína cruda

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de tres especies potencialmente forrajeras como son de clima frío Acacia decurrens y de

clima templado Tithonia diversifolia y Gliricidia sepium.

MATERIALES Y MÉTODOS

Características de la zona de muestreo

La recolección del material vegetal se realizo así: Acacia decurrens (municipio Bojacá

Cundinamarca, finca Acapulco, con 2598 msnm y temperatura media 14ªC), Tithonia

diversifolia (municipio Silvania Cundinamarca, orilla de la carretera, con 1470 msnm y

temperatura media 20ªC) y Gliricidia sepium (municipio La Mesa Cundinamarca, Finca

Orquídeas, con 1198 msnm y temperatura media 20ªC).

Recolección y preparación de las muestras

Las muestras de las hojas fueron seleccionadas al azar por cada zona lumínica de la

planta como son: alta o fototrópica, media y baja o geotrópica, fueron secadas a

temperatura ambiente, colocadas en bolsas de papel y rotuladas de acuerdo a la zona

lumínica de muestreo, para su posterior análisis en el laboratorio de la Universidad

Nacional Abierta y a Distancia (UNAD).

Las muestras fueron recolectadas en los meses de abril, mayo y junio de 2009, en esta

época se observo un verano prolongado. La edad de las plantas no fue determinada, sin

embargo se cree que las especies Acacia decurrens y Tithonia diversifolia eran plantas

maduras y la especie Gliricidia sepium tenia aproximadamente un año según comentario

del propietario de la finca donde se recolecto la muestra.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Análisis Proximal

En la tabla 1 se muestran los resultados obtenidos de los análisis en las especies

evaluadas.

Tabla 1. Composición bromatológica de análisis proximal

Especie MS Cz MO NT PC

-------------

----------------

(%) -------------

----------------

A. decurrens

45,60a 4,32a 95,68a 2,15a 13,47a

T. diversifolia

28,43a 11,36b 88,64b 2,58a 16,15a

G. sepium 30,37b 8,25c 91,75c 2,16b 13,48b EEM 0,387 0,387 0,387 0,052 0,327

(MS)=Materia seca, (Cz)=Cenizas, (MO)=Materia orgánica, (NT)= Nitrógeno total, (PC)=Proteína

cruda. Distintas letras en una columna indican diferencias significativas en las medias (P<0.05).

EEM: Error estándar de la media.

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Materia Seca (MS). El análisis de varianza muestra que se presentaron diferencias

altamente significativas (P<0,01) entre los promedios de las medias de las especies

trabajadas. Los promedios indican que la mayor especie que tuvo materia seca fue Acacia

decurrens con 45,60%, seguido de Gliricidia sepium con 30,37% y Tithonia diversifolia con

28,43%, la especie Acacia decurrens tiene mayor porcentaje de materia seca que

Gliricidia sepium y Tithonia diversifolia. Acacia decurrens supera a Gliricidia sepium en un

15.23% mientras que la diferencia con Tithonia diversifolia es de 17,17%. Los datos

encontrados son similares a los reportados por (Londoño y Velasquez,1999) con 48,72%

para Acacia decurrens, (Rosales, 1992) con 23% para Tithonia diversifolia, y (Laredo y

Cuesta,1990) con 24,9% para Gliricidia sepium. (Gráfica 1).

En cuanto a la prueba Duncan se analizó medidas en una columna con diferente letra,

indicando diferencia estadística (P<0,05).

Gráfica 1. Promedio comparativo %Materia Seca

Cenizas (Cz). El análisis de varianza muestra que se presentaron diferencias altamente

significativas (P<0,01) entre los promedios de las medias de las especies trabajadas. Los

promedios muestran que la mayor concentración de cenizas la tuvo la especie Tithonia

diversifolia con 11,36% seguido de Gliricidia sepium con 8,25% y luego Acacia decurrens

con 4,32% lo que demuestra que la especie Tithonia diversifolia, contiene un mayor

contenido de minerales que Gliricidia sepium y Acacia decurrens. Tithonia diversifolia

supera a Gliricidia sepium en un 3,11% mientras que la diferencia con Acacia decurrens

es de 7,04%. Los datos encontrados son similares a los reportados por (Carvajal T,1999)

con 4,29% para Acacia decurrens; mayores a los reportados (Navarro,1990) con 9,42%

para Tithonia diversifolia y similares a los reportados por (Laredo y Cuesta,1990) con

8,90% para Gliricidia sepium. (Gráfica 2).

-10%

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

45,60% 48,72%

28,43% 23,00%

30,37% 24,90%

%Materia Seca

Fototropica Media Geotropica

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Gráfica 2. Promedio comparativo % Cenizas

Materia Orgánica (MO). El análisis de varianza muestra que se presentaron diferencias

altamente significativas (P<0,01) entre los promedios de las medias de las especies

trabajadas. Los promedios indican que la mayor cantidad de materia orgánica se encontró

en la especie Acacia decurrens con 95,68% seguido de Gliricidia sepium con 91,75% y

por último de Tithonia diversifolia con 88,64%, lo que demuestra que la especie Acacia

decurrens, contiene un mayor contenido de materia orgánica que Gliricidia sepium y

Tithonia diversifolia. Acacia decurrens supera a Gliricidia sepium en un 3,93% mientras

que la diferencia con Tithonia diversifolia es de 7,04%. Los datos encontrados son

similares según los reportados por (Carvajal, T.) con 95,18% para Acacia decurrens.

(Gráfica 3).

Gráfica 3. Promedio comparativo %Materia Orgánica

0%

5%

10%

15%

4,32% 4,29%

11,36%

9,42% 8,25% 8,90%

%Cenizas

Fototropica Media Geotropica

0%

10%

20%

30%

40%

50%

60%

70%

80%

90%

100%95,68% 95,18%

88,64% 78,59%

91,75% %Materia Orgánica

Fototropica Media Geotropica

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Nitrógeno total (NT). El análisis de varianza muestra que se presentaron diferencias

significativas (P<0,05) entre los promedios de las medias de las especies trabajadas. Los

promedios enseñan que la mayor concentración de nitrógeno total se presento en la

especie Tithonia diversifolia con 2,58% seguido por Gliricidia sepium con 2,16% y por

último Acacia decurrens con 2,15%, lo que demuestra que la especie Tithonia diversifolia,

contiene un mayor contenido de nitrógeno total que Gliricidia sepium y Acacia decurrens.

Tithonia diversifolia supera a Gliricidia sepium en un 0,42% mientras que la diferencia con

Acacia decurrens es de 0,43%. (Gráfica 4).

Gráfica 4. Promedio comparativo %Nitrógeno Total

Proteína Cruda (PC). El análisis de varianza muestra que se presentaron diferencias

significativas (P<0,05) entre los promedios de las medias de las especies trabajadas. Los

promedios indican que la mayor concentración de proteína cruda se presento en la

especie Tithonia diversifolia con 16,15% seguido de Gliricidia sepium con 13,48% y luego

por Acacia decurrens con 13,47%, lo que demuestra que la especie Tithonia diversifolia,

contiene un mayor contenido de proteína cruda que Gliricidia sepium y Acacia decurrens.

Tithonia diversifolia supera a Gliricidia sepium en un 2,67% mientras que la diferencia con

Acacia decurrens es de 2,68%. Los datos encontrados son similares según los

reportados por (Londoño et al.,1999) con 14,86% para Acacia decurrens, (Navarro et

al.,1990) con 14,84% para Tithonia diversifolia, y (Rosales et al., 1996) con 14,7% para

Gliricidia sepium . (Gráfica 5).

0,00%

0,50%

1,00%

1,50%

2,00%

2,50%

3,00%

Adta Promedio Tdtm Promedio Gstm Promedio

2,15%

2,58%

2,16%

%Nitrógeno Total

Fototropica Media Geotropica

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Análisis químico de ensilajes de cogollo de caña, inoculados con dos clases de bacterias

ácido lácticas

Jairo E. Granados* José D. Neva**. Departamento de Química, Facultad de Ciencias Agrarias. UNAD, Bogota D.C. Colombia. Calle 14 S Nº 14-23. *Docente MSc. ECAPMA; Jairoenriquegm@yahoo.com. **

Zootecnista UNAD

Gráfica 5. Promedio comparativo %Proteína Cruda

Conclusiones y Recomendaciones

Las especies estudiadas constituyen una importante fuente de forraje en la alimentación

animal, especialmente de rumiantes, ya que los contenidos de proteína cruda fueron

considerables, en donde se presento mayor porcentaje en la especie Tithonia diversifolia

con (16,15%), seguido de Gliricidia sepium con (13,48%) y Acacia decurrens con

(13,47%).

Estadísticamente se observaron diferencias significativas (P<0,05) y altamente

significativas (P<0,01) entre especies; con respecto a las zonas no se observaron

diferencias estadística (P>0,05) para los análisis bromatológicos. Esto significa que se

presentan diferencias entre las especies, pero no se presentan diferencias entre las zonas

de cada especie.

Se recomienda el uso de estas tres especies en sistemas silvopastoriles, ya que ayudan a

favorecer la composición química de los pastos, hay sombra para el pasto y los animales,

disminución de temperatura, disponibilidad de nutrientes y de agua, existiendo así

mejoras en la fertilidad del suelo; además de incrementar significativamente las

contribuciones económicas y sociales, que son fundamentales para el proceso de cambio.

Se recomienda diseñar y evaluar dietas para rumiantes y monogástricos con estas

especies arbóreas, con el fin de determinar el valor nutritivo, rendimiento y producción en

la alimentación animal como: gallinas ponedoras, pollo engorde, cerdos, rumiantes y

otros.

Lección 35. Bioquímica del ensilaje

0,00%

5,00%

10,00%

15,00%

20,00%

13,47% 14,86%

16,15% 14,84%

13,48% 14,70%

%Proteina Cruda

Fototropica Media Geotropica

16

PALABRAS CLAVES: Ensilaje, lactobacillus, ácido láctico, cogollo de caña

Introducciòn: El ensilaje es una técnica de conservación de forrajes o productos

agrícolas basado en los procesos bioquímicos de fermentación de carbohidratos solubles

(CHOS), presentes en la microflora epifítica del forraje, que produce principalmente ácido

láctico (Davies et al., 1998). Este método, permite mantener la calidad nutricional que

tenía el forraje en el momento de corte, lo cual depende de factores como: concentración

y disponibilidad de CHOS, tipo de bacterias ácido lácticas epifíticas y la cantidad de

microorganismos indeseables, como la enterobacteria y el clostridium presentes en el

material que se ensila (Davies et al., 1998). En este experimento se evaluò la inclusión de

dos tipos de bacterias ácido lácticas en ensilajes de cogollo de caña y su efecto en la

producción de ácidos láctico y acético, lo mismo que en la reducción del pH, cambios en

la cantidad de proteína cruda, CHOS, materia seca y porcentaje de cenizas.

Metodología: El experimento se desarrollò en dos etapas: 1. Preparación de 25

ensilados a partir de cogollo de caña tipo panelera fresca tipo Puerto Rico, que presentó

un 8.10% de CHOS, los cuales se distribuyeron en un diseño al azar constituido por cinco

tratamientos y cinco réplicas por cada uno. Los componentes utilizados en la preparación

de los ensilajes experimentales que constituyeron cada tratamiento, se muestran en la

Tabla 1.

TABLA 1. Tratamientos utilizados en el experimento

Componente

T1 T2 T3 T4 T5

Cogollo (Kg) Melaza (Kg) Agua (Kg) Urea (Kg) Inóculo A*(g/dL) Inóculo B *(g/dL)

100.0 3.0 3.0 0.5 0.0 0.0

100.0 3.0 3.0 0.5 0.5 0.0

100.0 3.0 3.0 0.5 1.5 0.0

100.0 3.0 3.0 0.5 0.0 0.5

100.0 3.0 3.0 0.5 0.0 1.5

*IA: Lactobacillus plantarum, estreptococus faecium, pediococcus acidoláctico + complejo enzimático: Celulasa, amilasa y pentosana. *IB: Lactobacillus faecium; estreptococcus

acidoláctico+complejo celulasa-amilasa

Análisis químicos en el laboratorio:

Al final del experimento (40 días), se tomaron porciones iguales de cada réplica,

aproximadamente 500 g del ensilado. Para efectuar análisis de materia seca (MS);

humedad (H); Cenizas (CZ); Nitrógeno (N); pH, carbohidratos solubles (CHOS); ácido

láctico (AL); y ácido acético (AA). Esto se realizò según técnicas analíticas de la AOAC

(1988).

Resultados y Discusión

17

Los datos provenientes de las variables estudiadas, fueron analizadas por medio del paquete estadístico SPSS para Windows Versión 10.0. Se utilizò el análisis de varianza (ANAVA) en una sola vìa, para detectar las diferencias estadísticas entre los tratamientos. Además, se aplicaron pruebas de comparaciones múltiples de Tukey y 6 contrastes ortogonales.

Los resultados, mostraron un incremento de la concentración de ácido láctico en los ensilados T2, T3, T4 y T5 a expensas del descenso en el nivel de carbohidratos solubles de cada tratamiento. Dicha reducción fue lineal (r2 = 0.912) y significativa (p<0.05) con respecto a la producción de ácido láctico. Además, la disminución del pH fue causada por el incremento altamente significativo (p<0.01) del A.L. En los ensilajes tratados con el inòculo A. Este comportamiento se puede explicar por la probable acciòn conjunta de celulasas amilasas, pentosanas y bacterias ácido lácticas, sobre los procesos de hidrólisis y fermentación anaeróbica de los carbohidratos solubles presentes en el material ensilado, hasta producir gran cantidad de ácido láctico y en algunos casos ácido acético (Méndez, 1989).

En general los inóculos bacterianos incrementaron la materia seca y el porcentaje de cenizas de los ensilados, lo cual causó una disminución apreciable de su humedad y un aumento significativo (p<0.05) de la proteína cruda.

Se concluyó que el inòculo A, adicionado en el nivel 1.5 g/dL, generó una mayor preservación y calidad nutricional de los ensilados de cogollo de caña, demostrado en la recuperación de materia seca, aumento en la proteína cruda, notable degradación de los carbohidratos solubles e incremento significativo del ácido láctico y disminución del pH.

Referencias

Association of analytical chemists. 1980. oficial methods of análisis. 12th ed. AOAC. Washington, D.C. Alltech, Inc. 1999. Biotechnology Center. Bacterias y enzimas para conservación de ensilajes. Nicholasville, K.Y. 40356. Davies, D.R. J. merry, A.P. williams. E.L. Bakewell. D-K- Leemans and J.K.S. Tweed: 1998. Proteolysis during Ensilaje of Forages Varying in soluble sugar content. J. Dairy, SCi, 81: 444-453. Dubois, M.K.A. Guilles, J.K. Harnilton, P.A. Rebers and F. Smith. 1956. Colorimetric method for determination of sugars and related substances anal chem. 28:350-356. Méndez, G. 1989. curso de ensilajes I.C.A. Tibaitatá. Bogotá D.C. – Colombia. Capítulo 8. Metabolismo primario en animales y plantas

(Tomado y adaptado de: Aurora Hilda Ramírez-Pérez y Silvia E. Buntinx Dios

http://amaltea.fmvz.unam.mx/textos/alimenta/MET_CHO_LIP_PRO2.pdf)

Introducción: El metabolismo es el ensamble de las transformaciones moleculares y de

transferencia de energia que se desarrollan sin interrupciones dentro de la celula o del

organismo. Los procesos son ordenados, interviniendo procesos de degradación

18

(catabolismo) y de síntesis orgánica (anabolismo). Se puede distinguir el metabolismo

basal (durante el sueño) y el metabolismo en actividad (actividad cotidiana).Toda actividad

celular y del organismo requiere de energía, pero también, de nutrimentos específicos

(proteinas, ácidos nucleícos, lípidos, minerales, vitaminas), que deben moverse a través

de membranas, con frecuencia contra un gradiente de concentración, lo que implica un

gasto importante de energía. Los niveles de energía y las concentraciones de nutrimentos

deben estar disponibles constantemente y deberán satisfacer la tasa de actividad y sus

variaciones. Los organismos deben regular sus actividades metabólicas económicamente

para evitar deficiencias o excesos de productos metabólicos. El organismo debe ser

flexible para poder alterar su metabolismo ante cambios significativos en su medio

(variaciones en las concentraciones o en el tipo de nutrientes).

Lección 36. Metabolismo de carbohidratos: Glucólisis y Vía Pentosa Fosfato

Los carbohidratos de la ración proporcionan mas del 50% de la energía necesaria para el

trabajo metabólico, el crecimiento, la reparación, la secreción, la absorción, la excreción y

el trabajo mecánico.

El metabolismo de carbohidratos incluye las reacciones que experimentan los de orígen

alimentario o los formados a partir de compuestos diferentes a estos La oxidación de este

tipo de glúcidos proporciona energia, se almacenan como glucógeno, sirven para la

síntesis de aminoácidos no esenciales.

Glucólisis (Vía de Embden-Meyerhof)

La glucólisis es un proceso común a todas las células, es la principal vía metabólica de

utilización de hexosas, principalmente glucosa pero también directamente de la fructosa y

de la galactosa. El conjunto de las reacciones permiten oxidar parcialmente la glucosa

para formar piruvato con el objeto de liberar energía para sintetizar ATP. Esta vía se

desarrolla totalmente en el citoplasma celular en condiciones anaeróbicas o aeróbicas.

Pueden considerarse dos fases dentro de esta vía.

1. La primera parte o fase preparativa, la glucosa es activada y para ello se emplean dos

ATP. Los enzimas hexocinasa y glucosinasa son responsables de la conversión de

glucosa a glucosa 6-P. La hexocinasa se encuentra en todos los tejidos, tiene una gran

afinidad por la glucosa y otras hexosas, puede llevar a cabo la reaccion aun a bajas

concentraciones del enzima y es inhibido por la glucosa 6-P. La enzima glucocinasa se

localiza en el hígado y en las celulas β del páncreas, tiene una baja afinidad por la

glucosa, por ello es efectiva cuando la glucosa se encuentra a elevadas concentraciones,

no es inhibido por el producto y está ausente o sus concentraciones son muy bajas en los

rumiantes. La formación de fructosa 1, 6-bi fosfato se lleva a cabo por la fosfofructocinasa.

Esta enzima está presente solo en la glucólisis, así, constituye un sitio de control. La

adrenalina, el glucagón, aumento en los ácidos grasos libres, el citrato, y el ATP inhiben

su actividad.

2. En la segunda parte de la glucólisis o fase productora de energía, se lleva a cabo la

generación de ATP.

19

La vía colateral de las pentosas (ruta de la pentosa fosfato)

Esta via metabólica ni requiere, ni produce ATP, se desarrolla en el citoplasma de las

células de tejidos con elevada actividad lipogenética (hígado, tejido adiposo, glándula

mamaria, cerebro en desarrollo). La molécula de glucosa 6-fosfato será transformada en y

una pentosa fosfato. Los carbonos de la pentosa se transferirán en piezas de 2 a 3

carbonos entre moléculas. Los productos finales pueden contener de 3 a 7 átomos de

carbono que serán utilizadas posteriormente en la glucólisis (triosas fosfato), en la síntesis

de aminoácidos (eritrosa 4-fosfato), en la síntesis de ac: nucleicos, NAD, FAD, y CoA. En

esta vía se genera también NADPH, esta coenzima se utilizará para la síntesis de ácidos

grasos de cadena larga, de colesterol, la hidroxilación de ácidos grasos y esteroides,

mantenimiento de la glutation reducido (GSSG) en los glóbulos rojos.

Gluconeogénesis

Es la producción de azúcares a partir de sustancias diferentes a los carbohidratos (lactato,

aminoacidos, propionato y glicerol). Esta vía permite tener una fuente alterna de glucosa,

remover el lactato (producido por los glóbulos rojos y el tejido muscular) de la sangre,

remover el glicerol producido por el tejido adiposo. Esta vía metabólica se activa ante la

disminución de la glucosa sanguínea, en el cerdo su activacion es el ayuno: cerdo, 24 h,

hombre 8 y en el pollo 2 h. En el rumiante es una vía constantemente activa. La

gluconeogénesis se encuentra bajo control hormonal (insulina, glucagón y adrenalina).

Los rumiantes son eficientes para realizar la gluconeogénesis y su aparato digestivo se ha

adaptado a una falta de azúcar y almidón, por lo que la capacidad para el manejo de

estos carbohidratos es limitada. Asi, los rumiantes absorben la mayoría de su carbono

dietario digerido (energía) en forma de ácidos grasos volátiles (AGV). Los AGV son

producidos por la fermentación bacteriana de los carbohidratos en el rumen y en menor

cantidad en el intestino grueso, pueden contribuir con 70-80% de la energía total que el

animal necesita.

Lección 37. Metabolismo de Aminoácidos y proteínas

Las proteinas funcionan como enzimas, para formar estructuras, pero además los

aminoácidos pueden utilizarse como fuente de energía o como sustratos para otras rutas

biosintéticas. En los animales superiores, los aminoácidos provienen de la proteina de la

dieta o por recambio metabólico de proteína endógena. El exceso de aminoácidos se

degrada parcialmente para dejar esqueletos de carbono para biosíntesis o se degradan

totalmente para producir energía.

Los aminoácidos son catabolizados a través de la remoción del nitrógeno (N), a través de

dos rutas principales: la transaminación y la desaminación oxidativa. En la

transaminación, un aminoácido dona su grupo amino al α-cetoglutarato (ciclo de Krebs) se

forma un α-cetoácido y glutamato, el coenzima utilizado es principalmente el piridoxal

fosfato. Esta reacción es reversible y se encuentra ampliamente distribuída en los tejidos,

especialmente: cerebro, corazón, riñón, hígado. Solo la lisina, treonina, prolina e

hidroxiprolina no sufren transaminación. La regeneracion del α-cetoglutarato se consigue

20

mediante la desaminación oxidativa del glutamato catalizada por la glutamato

deshidrogenasa unida al NAD. El amoníaco resultante de la desaminación de, se

transforma en urea en el hígado para detoxificarlo. En muchos órganos (cerebro, intestino,

músculo esquelético), la glutamina es el transportador del exceso de N. En el músculo

esquelético existe el ciclo glucosa-alanina (Ciclo de Cori) para transportar el amoníaco al

hígado bajo la forma de alanina. La formación de urea involucra una serie de pasos de la

ornitina en arginina. La urea se forma a partir de la arginina. El ciclo de la urea utiliza

cinco enzimas: argininosuccinato sintasa, arginasa, arginosuccinato liasa (los tres se

encuentran en el citosol), ornitina transcarbamoilasa y carbamoil fosfato sintasa

(presentes en la mitocondria). El amonio libre formado en la desaminación oxidativa del

glutamato se convierte en carbamoil fosfato, reacción catalizada por la carbamoil fosfato

sintetasa I y que requiere dos ATP. El carbamoil fosfato transfiere su grupo amino a la

ornitina y forma citrulina. Esta debe transportarse a través de la membrana mitocondrial al

citosol, donde se formará la urea.

En cada vuelta del ciclo de la urea se eliminan dos N, uno que se origina de la

desaminación oxidativa del glutamato y el otro del aspartato. El fumarato es el vinculo

entre el ciclo de la urea y el de Krebs. Después de la desaminación, el esqueleto de

carbono de los aminoácidos puede ser utilizado para la producción de energía. El

catabolismo de los aminoácidos involucra su conversión a intermediarios en el ciclo de

Krebs, su conversion a piruvato o a acetil-CoA. Este último puede oxidarse en el ciclo de

Krebs o puede convertirse en acetoacetato y lípidos. Los aminoácidos que forman

acetoacetato son cetogénicos, ya que no pueden convertirse en glucosa. Los aminoácidos

que forman α-cetoglutarato o acidos dicarboxílicos de cuatro carbonos estimulan el

funcionamiento del ciclo de Krebs y son considerados glucogénicos.

Lección 38. Betaoxidación de ácidos Grasos

Los Ácidos grasos (AG) son los componentes principales de los lÍpidos complejos

(triacilgliceroles, fosfolÍpidos). Los triacilgliceroles son la forma más importante de

almacenamiento de energía en los animales. Este tipo de almacenamiento presenta sus

ventajas, al oxidarse el C de los AG producen más ATP que cualquier otra forma de C,

además, los lípidos están menos hidratados que los polisacáridos, por lo que ocupan

menos espacio. Los AG se incorporan a las membranas celulares. El principal órgano de

interconversión y metabolismo de lípidos es el hígado.

Oxidación de los ácidos grasos

Cuando el aporte de energía de la dieta es insuficiente, el animal responde con la señal

hormonal, que se transmite al tejido adiposo por medio de la liberación de adrenalina,

glucagón u otras hormonas.

Estas se unen a la membrana de la célula adiposa y estimulan la síntesis. Los trigliceridos

se hidrolizan a diglicéridos, liberando un ácido graso del carbono 1 o 3 del glicerol. Los

diglicéridos y los monoglicéridos son hidrolizados rápidamente para producir ácidos

grasos y glicerol. El ácido graso no esterificado sale a la sangre y se une a la albúmina

para ser transportado a otros tejidos, y el glicerol

21

será utilizado por el hígado para la producción de glucosa. Los AG se oxidan en el

carbono β, de ahí el nombre de β-oxidación y se degradan a ácido acético y un ácido

graso con dos carbonos menos.

La β-oxidación inicia con una reacción de deshidrogenación (acil-CoA deshidrogenasa),

utilizando a FAD como coenzima. El producto de esta reacción es un enoil-CoA y . El

enoil-Coa es hidratado por la enoil-CoA hidrasa, se produce un hidroxiacil-CoA. El grupo

hidroxilo de este compuesto es oxidado por y la hidroxiacil-CoA deshidrogenasa, se

produce β-cetoacil-CoA y NADH. El último paso es catalizado por una tiolasa,

produciendo acetil-CoA y un acil-CoA, con dos carbonos menos que el sustrato inicial.

Estos pasos se repiten hasta que en la última secuencia de reacciones el butiril-CoA es

degradado a dos acetil-CoA.

En los rumiantes, la oxidación de AG de cadena impar puede representar tanto como el

25% de sus requerimientos de energía. La oxidacion de un AG de 17 carbonos da por

resultado 7 acetil-CoA y un propionil-CoA. El propionil-CoA es también un producto de la

degradacion de valina e isoleucina. El propionil-CoA es convertido en succinil-CoA y será

utilizado en el ciclo de Krebs.

Lección 39. El ciclo de Krebs (CK)

También denominado: ciclo del ácido tricarboxílico- CATC o del ácido cítrico-CAC

La glucólisis y el ciclo de Krebs son consideradas las vías metabólicas centrales,

participan en la degradación de casi todos los componentes que la célula es capaz de

degradar y proveen el poder reductor y los materiales de construcción. El proceso general

es el de metabolismo respiratorio aeróbico. En estas condiciones, el es el último aceptor

de energía.

En este ciclo se pueden mencionar dos procesos separados pero relacionados:

1. El metabolismo oxidativo, hay remoción y flujo de electrones de sustancias orgánicas y

transferencia a coenzimas.

2. Hay reoxidación de las coenzimas a través de la transferencia de electrones

acompañada directamente de la generacion de ATP.

En anaerobiosis, la glucólisis es la fase inicial del catabolismo de la glucosa. Los otros

componentes del metabolismo de respiración son el ciclo de Krebs (continuacion de la

oxidación del piruvato), la cadena de transporte de electrones y la fosforilación oxidativa

de ADP a ATP a través de un gradiente de protones generado en el transporte de

electrones. El proceso completo genera de 36 a 38

moléculas de ATP/mol de glucosa, en cada vuelta del ciclo de Krebs entran dos moles de

acetil CoA y se liberan 2 carbonos, lo que regenera la molécula de oxaloacetato (OAA).

Lección 40. Foto-respiración

22

ACTIVIDAD FOTORRESPIRATORIA EN EL FRUTO DE MORA(Rubus glaucus)

Alexandra Ortiz *; Jenny Rincón*Jairo Granados** *Ingenieras Agrónomas; **Docente, MSc; ECAPMA

RESUMEN

El fruto de mora de castilla (Rubus glaucus) es un fruto blando por lo que se considera

altamente perecedero teniendo una vida útil de 3-5 días, en consecuencia se obtienen

grandes pérdidas en la poscosecha. El principal objetivo de este trabajo fue la

caracterización fisicoquímica y la evaluación de las enzimas Peroxidasa (POD) y

polifenoloxidasa (PFO) en este fruto las que intervienen en el pardeamiento enzimático

durante la maduración de los frutos; así como evaluar la efectividad de tres inhibidores el

Acido ascórbico, Cloruro de Sodio y Cloruro de Calcio en tres concentraciones 1, 2 y 4%.

Los frutos de mora de castilla (Rubus glaucus) fueron muestreados de dos fincas

ubicadas en los municipios de San Bernardo y Silvania, los cuales fueron recolectados en

dos índices de madurez 2 y 5 de acuerdo a la tabla de color diseñada por ICONTEC

conocida como NTC 4106. Se encontró que en la mayoría de las variables no hubo

diferencias significativas entre las fincas, pero si entre los índices lo cual es coherente ya

que son frutos de dos índices con madurez fisiológica diferentes. Como mejor

tratamiento en la inhibición de las estas enzimas evaluadas se encontró la aplicación del

Cloruro de Calcio en las tres concentraciones al 1, 2 y 4% siendo la última concentración

la más efectiva.

Palabras claves: Fruto de Mora (Rubus Glaucus), Peroxidasa, inhibidores enzimáticos.

INTRODUCCION

La mora de Castilla (Rubus glaucus) es originaria de las zonas tropicales de América

latina (Castellanos, 2003), en Colombia los principales departamentos productores son,

Cundinamarca, Santander, Huila, Antioquia y Caldas donde se concentra el 95% de la

producción (Rojas et al., 2004). El fruto de la mora (Rubus glaucus) está incluido en el

grupo de lo que algunos autores denominan “frutos blandos” ya que sufre un rápido

ablandamiento, igualmente, el pardeamiento de la pulpa se debe a la acción de enzimas

como: la polifenoloxidasa (PFO), la cual en presencia de oxígeno cataliza la oxidación de

numerosos compuestos como los fenoles y la peroxidasa (POD) la cual a niveles altos de

peróxido de hidrogeno H2O2 oxida fenoles a quinonas generando pardeamiento por la

reacción denominada polimerización (Candan, 2004). El fenómeno de pardeamiento de

frutos y vegetales durante el crecimiento, colección, almacenamiento y procesado, es un

problema de primera magnitud en la industria alimentaria y se reconoce como una de las

principales causas de pérdida de calidad y valor comercial. Este pardeamiento produce

cambios importantes tanto en la apariencia (colores oscuros) como en las propiedades

organolépticas (sabor, textura) de alimentos comestibles (Mayer, 1987, citado por Sellés,

2007).

La peroxidasa es una hemoproteina monomérica que cataliza la oxidacion de un amplio

número de sustratos (fenoles, aminas, aromaticas e hidroquinonas) utilizando peroxido de

23

hidrogeno como cofactor a quinonas. Se encuentra en los peroxisomas, cloroplastos,

vacuolas y en la pared celular (Narváez, 2002, citado por Hernandez, 2006). Es miembro

de un grupo de enzimas llamadas oxido reductoras, la encontrada en plantas superiores,

es la ferriprotoporfirina (hematina) en general reportada como EC. 1.11.1.7 (Daoudi,

2004). Hernández (2006) evaluó la actividad de peroxidasa según la técnica descrita por

Dalisay y Kúc (1995), la cual se fundamenta en la determinación del cambio de

Absorbancia por minuto a 436 nm, producido por la oxidación de un sustrato de la enzima

como la o-dianisidina en presencia de peróxido de hidrógeno. La PFO cataliza la reacción

dependiente de oxigeno que transforma o-difenoles en o-quinonas, esta transformación

tiene lugar en dos pasos: hidroxilación de monofenoles en o-difenoles, y oxidación de

estos o-difenoles a o-quinonas, que corresponden a las dos actividades consecutivas

realizadas por la polifenoloxidasa (Pérez, 2003), esta actividad causa cambios en el color,

sabor, en la calidad de los productos procesados y daños nutricionales (García, 2004).

Esta es la razón fundamental por la que el contenido en fenoles y la actividad PFO se

consideran determinantes en la calidad de los frutos y vegetales (Casado, 2004). Se sabe

que las enzimas PFO y POD extraídas de diferentes tejidos vegetales pueden ser

inactivadas por tratamientos térmicos y por ciertos compuestos químicos usados en la

industria de los alimentos, como cloruro de sodio, sulfitos, ácido ascórbico, sacarosa,

EDTA y ácido benzoico (Rivera et al., 2004). El objetivo de este trabajo fue el de evaluar y

caracterizar física y químicamente los frutos de mora variedad Castilla (Rubus glaucus) y

la actividad enzimática de peroxidasa (POD) y polifenoloxidasa (PFO), principales

enzimas involucradas en el pardeamiento enzimático del fruto durante la maduración y

senescencia y a su vez aplicar tratamientos permitidos por la industria alimentaria que

inhiban su actividad, a fin de alargar la vida útil del fruto reduciendo las pérdidas en el

manejo de poscosecha manteniendo la calidad comercial de estos frutos.

MATERIALES Y METODOS

MATERIAL VEGETAL

Las muestras se recolectaron de dos fincas, la primera se encuentra localizada en el

municipio de San Bernardo (F1) ubicado en el departamento de Cundinamarca

(Colombia) con una temperatura promedio de 20 ºC, situada a una altura de 2300

m.s.n.m, y la segunda finca está ubicada en la vereda Noruega alta del municipio de

Silvania (F2), Cundinamarca, a 1470 m.s.n.m. con temperatura media de 20ºC, la

recolección de estas se hizo en dos índices de madurez 2 y 5 de acuerdo a la escala de

color según la NTC 4106, se seleccionaron los frutos de forma homogénea por sus

características físicas, sin daños mecánicos u ocasionados por plagas o enfermedades,

para luego aplicar los respectivos análisis fisicoquímicos y enzimáticos.

ANÁLISIS FÍSICO-QUÍMICO

Para determinar el pH se realizó por medio de un pHmetro calibrado a temperatura 20°C

donde se pesó 1 gr de fruto picado se le adicionó 10 ml de agua destilada, se agitó 5 min

24

y luego se procedió a medir el pH, se adicionó 40 ml de agua destilada, se agito 5 min y

luego se procedió a titular con NaOH 0,1 N hasta alcanzar un pH de 8,5 en la solución,

para la determinación de índice de acidez. Los grados Brix se midió por medio de un

refractómetro digital, la firmeza se determinó mediante un Penetrómetro BERTUZZI

midiendo la fuerza (Newtons) necesaria para penetrar la pulpa y las medida de longitud y

diámetro se tomaron utilizando un Calibrador Vernier digital. Las anteriores variables se

evaluaron en 20 frutos enteros para cada índice.

ACTIVIDAD ENZIMATICA

Extracción de la enzima. En la técnica que se implementó se utilizó los polvos de

acetona que permiten que el extracto presente una alta actividad con una mayor

estabilidad, porque con la acetona se retiran los fenoles, β-carotenos y ácidos orgánicos

del extracto disminuyendo así la reacción de las enzimas (Baquero, 2005). Se utilizó 5 g

de fruta picada homogenizados con 25 ml de acetona 4°C se filtró al vacío, y el retenido

(polvos de acetona) fue lavado dos veces con 25 ml de acetona. Los polvos de acetona

fueron suspendidos en 25 ml buffer de fosfato pH 7, luego, la suspensión fue centrifugada

a 10000 rpm durante 30 min, el sólido se desechó, el sobrenadante fue mantenido

refrigerado. Las medidas de actividad enzimática fueron desarrolladas a las condiciones

de temperatura, en las que se obtuvieron las máximas respuestas, evaluadas en reportes

anteriores y en este trabajo.

Medida de Actividad de Peroxidasa. La actividad de esta enzima se estimó por

espectrofotométria del incremento de la absorbancia a 470 nm cada 15 s durante 300 s,

utilizando como sustrato el guayacol. La mezcla con un volumen final de 4 ml, contenía 1

ml de Buffer Fosfato pH 7, 2 ml de H2O2 0.03 M en Buffer Fosfato pH 7, 1 ml de Guayacol

y 2 ml de extracto diluido, manteniendo la mezcla a 22°C. Para el blanco se utilizó Buffer

Fosfato pH 7. Una unidad de actividad (UPOD) se definió como el cambio en una unidad

de absorbancia por min. La actividad específica se expresó en unidades de actividad por

mg de proteína (UPOD/min/mg proteína).

Medida de Actividad de Polifenoloxidasa. Para medir la actividad de esta enzima se

empleo como sustrato el catecol efectuando la lectura de absorbancia a 420 nm cada 15

s durante 300 s. La mezcla de reacción consistió en 2 ml de Catecol 20 mM en Buffer

Fosfato pH 7, 0.8 ml de Buffer Fosfato pH 7 y 0.2 ml de extracto enzimático. Se incubo la

mezcla durante 3 minutos a una temperatura de 20°C. El blanco se utilizó el mismo que

en POD. La unidad de actividad se manejó igual que en la Peroxidasa.

INHIBIDORES

Se evaluó el efecto en los frutos recolectados de dos estados de madurez el Cloruro de

calcio (CaCl2), Cloruro de sodio (NaCl) y el Ácido Ascórbico en tres concentraciones al

1%, 2% y 4% en cada tratamiento sometido a tres repeticiones. La descripción se

presenta en el cuadro 1. El tiempo de inmersión se determinó con ensayos previos

utilizando 2 tiempos a 10 y 20 min en donde se tomó el pH, IA y ºBrix de los frutos para

25

observar los efectos del tiempo en estas características, al no arrojar diferencias se

determinó sumergir el fruto por 10 min para cada tratamiento.

Cuadro 1. Descripción de tratamientos.

TRATAMIENTO DESCRIPCION

T1 Ácido Ascórbico 1%

T2 Ácido Ascórbico 2%

T3 Ácido Ascórbico 4%

T4 Cloruro de sodio 1%

T5 Cloruro de sodio 2%

T6 Cloruro de sodio 4%

T7 Cloruro de calcio 1%

T8 Cloruro de calcio 2%

T9 Cloruro de calcio 4%

T10 Testigo

ANÁLISIS ESTADÍSTICO

Para el análisis de los resultados se utilizaron los elementos de la estadística descriptiva

como promedios, desviación típica estándar y coeficiente de variación. A partir de las

medidas de actividad de las diferentes variables se calcularon los valores promedio de las

tres repeticiones, se efectuó los ANAVA y se evaluaron las diferencias entre tratamientos

por la prueba Duncan. Todo este tipo de análisis estadístico se desarrolló con base en el

programa SPSS, versión 10 para Windows.

DISCUSION Y RESULTADOS

PROPIEDADES FISICAS Y QUIMICAS EN FRUTOS DE MORA (Rubus glaucus)

Se encontraron en las variables físicas y químicas diferencias estadísticas entre los

índices de los 40 frutos evaluados de cada finca, lo cual es coherente ya que un índice

tiene un mayor grado de madurez y adquiere ciertas características de un fruto más

maduro, como el obtener mayores dimensiones y peso en los frutos del índice 5, como se

puede observar en la tabla 1 en la que se presenta todos los datos obtenidos para los dos

índices; se presenta una menor firmeza en el índice 5 (Grafico 1) ya que el fruto al estar

más maduro es más blando a consecuencia de procesos químicos como la perdida de

turgencia, la degradación de la pectina de la pared celular en las que interviene enzimas

como la PME y PGA; el contenido de azúcar también es mayor en este índice (Grafico 2)

debido a que en las frutas ocurre un comportamiento general en donde el aumento del

contenido de azúcar es a medida que avanza su madurez en donde el almidón o ácidos

orgánicos se han hidrolizado en azucares como fructosa, sacarosa y glucosa (Rojas et al.,

2004), por tanto se va a tener una mayor concentración de azucares en los últimos

índices de madurez lo que se puede deber a una mayor translocación de fotosintetizados

26

hacia el fruto o a que ciertos polisacáridos de reserva que forman parte de las substancias

cementantes de las células se hidrolicen (Hernández, 2006).

Tabla 1. Propiedades físicas y químicas encontradas en el índice 2 y 5 en el fruto de mora (Rubus

glaucus).

VARIABLE

INDICE 2 INDICE 5

MIN-MAX

MEDIA DESV

ESTAN

MIN-MAX

MEDIA DESV

ESTAN

Longitud (mm) 21 - 33 2,84 2,37 21 - 44 2,57 4,04

Diámetro

(mm)

16 - 22 6,26 1,15 15 - 24,24 7,41 1,26

1,36

Peso fresco

(g)

2,86 - 6,55 3,97 0,61 5,11 - 11 1,56

Firmeza (N) 10 - 82 26,55 15,16 7 - 27,2 29,88 4,8

pH 2,46 - 2,27 18,45 0,06 1,86 - 3,29 21,43 0,34

Grados Brix 4,4 - 8,6 4,8 0,49 5 - 10,7 7,48 1,18

Índice de

Acidez

3,26 - 4,9 49,42 0,22 0,77 - 2,33 17,36 0,24

Índice de

Madurez

1-2.19 1.58 0.22 0.77-6.52 5.09 0.24

Gráfica 1 y 2. Media de Firmeza y Grados Brix por fincas e índices del fruto de mora (Rubus

glaucus).

ACTIVIDADE ENZIMÁTICA

Peroxidasa (POD). La actividad de Peroxidasa se encontró desde 0,16 a 0,83 UA/min/mg

de proteína este resultado es acorde a lo encontrado por Baquero (2009), quien encontró

una actividad máxima de 0,9 UA/min/mg en tomate de árbol y por Baquero (2005) en

pitaya valores de 0,03 hasta 3,1UA/min/mg de proteína, a diferencia de lo reportado por

estos autores el fruto de mora presenta una baja actividad.

Como se aprecia en la gráfica 3 existe una mayor actividad de esta enzima en los frutos

con una maduración más avanzada lo cual es acorde ya que en los últimos índices de

49,5 49,34

15,71 19,02

0

10

20

30

40

50

60

F1 F2

FIR

ME

ZA

(N

)

FINCAS

INDICE 2

INDICE 5 5,93 6,6 6,76

8,06

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

F1 F2

GR

AD

OS

BR

IX

FINCAS

INDICE 2

INDICE 5

27

madurez se empieza a evidenciar el pardeamiento enzimático por la aparición de daños

en las membranas debido al procesos de senescencia, daños por insectos, aparición de

patógenos (principalmente Botrytis) labores del cultivo (manejo cosecha, poscosecha) lo

que hace más fácil el contacto sustrato-enzima.

Gráfica 3. Actividad de Peroxidasa en el furo de mora (Rubus glaucus) sin la aplicación de

tratamientos

Polifenoloxidasa (PFO). La actividad de esta enzima se encontró entre los rangos de

0,03 y 0,24UA/min/mg de proteína los cuales son más bajos que lo reportado por Gasull

(2006), encontrando para la pera valores de 1 UA/min/mg de proteína y para manzana 0.9

UA/min/mg de proteína, lo cual es lógico ya que estas frutas son reportadas como las

más sensibles al pardeamiento enzimático.

Gráfica 4. Actividad de Polifenoloxidasa en el furo de mora (Rubus glaucus) sin la aplicación de

tratamientos.

En cuanto a la actividad de esta enzima no tuvo un comportamiento similar en los índices

de las dos fincas (Grafico 4), existe gran heterogeneidad en los resultados de las

publicaciones referentes a parámetros que afectan a la actividad enzimática de la

polifenoloxidasa (pH óptimo, latencia, especificidad por el sustrato, etc.) entre especies y

dentro de la misma especie, entre variedades y diferentes estados de desarrollo (la

actividad enzimática es más elevada en frutos jóvenes que en los maduros) (Robards et

al., 1999, citado por Pérez, 2003), como también se reportó que la actividad de la PFO es

alta en los tejidos en desarrollo y en los tejidos meristemáticos, pero disminuye al madurar

0,23 0,29

0,44 0,42

0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

F1 F2

UA

/min

/mg d

e p

rote

ína

FINCAS

INDICE 2

INDICE 5

0,079

0,062

0,044

0,074

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

F1 F2

UA

/min

/mg d

e p

rote

ina

FINCAS

INDICE 2

INDICE 5

28

las células (Cary et al., 1992; Shahar et al., 1992 citado por Gooding, 2001) como se

observa comparando los dos índices de la F1.En otra investigación con frutos de

guanábana, determinaron que existe una correlación positiva entre la actividad de la

enzima y los compuestos fenólicos, en la medida que avanza la maduración de frutos

verdes a maduros e igualmente señalan que la concentración de la enzima en el punto de

maduración óptima del fruto es mínima (García, 2004).

Capítulo 9. Metabolismo especiales aplicados

Lección 41. Metabolismo secundario de las plantas

Metabolitos secundarios en las especies Gliricidia sepium y Tithonia diversifolia

Luz Elena Santacoloma Varón 1 y Jairo Enrique Granados

2 ;

1,2 Docentes investigadores, ECAPMA,

UNAD

Resumen

Se recolectaron muestras de 2 especies forrajeras (hoja peciolo) de las especies Gliricidia

sepium, y Tithonia diversifolia en diferentes condiciones edáficas (departamentos del Valle

del Cauca y Cesar) y se evaluó su contenido de polifenoles totales, taninos totales,

taninos condensados y saponinas. El propósito fué detectar el efecto de las condiciones

de conductividad eléctrica sobre la concentración de estas fitobiomoléculas secundarias

metabolizadas por la célula vegetal.

Introducción

El uso de leguminosas y asteráceas en sistemas de alimentación animal es una práctica

que se ha venido implementando desde hace varios años en muchas regiones del trópico;

por el alto contenido de proteína y minerales que contienen. Entre las leguminosas se

destaca la arbórea Gliricidia sepium, especie poco valorada como fuente suplementaria

de proteína, especialmente en la época seca, cuando los forrajes son escasos y de mala

calidad (Palma et al 1999). Entre las asteráceas sobresale la Tithonia diversifoli, planta de

gran adaptabilidad a diversos pisos térmicos y con alto contenido de nutrientes para

rumiantes y no rumiantes. No obstante a lo anterior, es importante tener en cuenta un

factor que en cierta medida puede constituir una limitante en el uso de estas plantas como

material forrajero y es la presencia de metabolitos secundarios que pueden afectar la

29

digestibilidad, los cuales no solamente pueden interferir con los procesos de digestión y

absorción de los nutrientes, sino que, previo paso al torrente sanguíneo, pueden

desencadenar variados efectos sistémicos en los animales (Jackson et al., 1996).

El contenido de varios tipos de estos metabolitos secundarios, está influenciado por el

genotipo de la planta (la especie y la variedad), las características ambientales (radiación

solar y disponibilidad de agua), la velocidad de crecimiento, la madurez, la condición

nutricional del suelo, la depredación y las enfermedades (Waterman y Mole 1995). Así

mismo, la aparición de los compuestos secundarios está relacionada con los mecanismos

de defensa de la planta y los efectos del suelo y el clima (Harborne, 1993).

Kumar 1997 plantea. que los distintos compuestos que puede producir una especie

presentan una determinada distribución dentro de los órganos, tejidos y células de una

planta, y ello responde frecuentemente a las influencias ambientales.

Entre los metabolitos secundarios, se destacan los taninos, por su abundancia en la

naturaleza, y particularmente en los forrajes; Posada (2005) los define como un grupo de

polifenoles solubles en agua, de relativo alto peso molecular, con presencia en casi todas

las plantas, particularmente en las dicotiledóneas, de las cuales hacen parte las

leguminosas. Leinmúller 1991 explica que su distribución al interior de ellas varía entre

especies y a nivel de célula vegetal se encuentran en las vacuolas citoplasmáticas o en la

pared celular. La síntesis de taninos, por su parte, se presenta a partir de esqueletos de

carbono del metabolismo primario, como ocurre con los rebrotes más jóvenes de la

planta, que también necesitan las reservas de carbono para su crecimiento (Haukioja et

al 1985). Así mismo, los taninos tienen la capacidad para formar enlaces químicos más o

menos estables al interactuar con proteínas, carbohidratos y otras macromoléculas de los

alimentos, o con las enzimas digestivas; además se ha demostrado que los taninos

pueden ser tóxicos para bacterias; en los rumiantes se refleja en cambios de la digestión

ruminal de proteínas y carbohidratos, y en la producción de ácidos grasos volátiles (

Makkar et al 1988, Reed 1995).

Para Norton (1997), los aspectos que inciden en el contenido de taninos en los árboles y

que tienen relación con la planta son; la composición genética, la especie, el grado de

madurez, el estado de crecimiento y la defoliación por herbívoros. Según este mismo

autor los factores ambientales que mayor incidencia tienen en el contenido de taninos

son; la estación climática, la humedad ambiental y luminosidad.

Otros aspectos inherentes a la planta que inciden en el contenido de taninos es la parte

de ésta a la cual pertenece, siendo diferente el contenido de estos metabolitos en el

peciolo, que en la hoja. Por su parte, Oncina et al 2000 y Fedoreyev et al., 2000 han

demostrado que las partes de la planta, presentan productividades diferentes de

metabolitos secundarios y que se acumulan cantidades de metabolitos diferentes de

acuerdo a la parte de la planta a la cual corresponde.

Los taninos pueden dividirse, según su estructura química, en taninos condensados

(proantocianidinas) , y taninos hidrolizables (derivados de los ácidos gálico y elágico). Al

30

respecto, Romero y Palma 2001 encontraron que factores como el pastoreo provocan una

disminución en el contenido de taninos condensados y de los fenoles totales en G sepium,

probablemente, porque se presenta una mayor competición por reservas para la

generación de hojas, más que para la producción de taninos condensados. El efecto de

la época, también varió según la naturaleza del tanino, sin mostrar tendencias

consistentes. Los mismos autores reportan que los taninos adheridos a proteína

representaron alrededor de 70-75% de los taninos condensados totales, siendo más alto

los valores en época de secas que en la de lluvias. Los taninos condensados pueden

llegar a producir efectos depresivos sobre el consumo y la digestibilidad de la materia

seca y el nitrógeno, ya que provoca saciedad y limita por lo tanto el consumo de materia

seca (Flores et al 1999; Gutiérrez et al 2003).

Gershenzon 1984 reporta que la disponibilidad de agua contribuye a la producción de

taninos condensados; las plantas al encontrarse en periodo de escasez de agua, cierran

sus estomas y restringen el proceso de fotosíntesis. De este modo, se esperaría una

relación negativa entre el estrés hídrico y la producción de compuestos fenólicos.

Por su parte, la leguminosa G sepium puede ser considerada como una de las

leguminosas tropicales con menor contenido de taninos condensados, en comparación

con otras como Flemingia macrophylla con 388 g/kg (Cano et al 1994), Desmodium

ovalifolium 238 g/kg, Acacia mangium 100 g/kg, Callyandra sp 194 g/kg (Jackson y Barry

1996). Esta concentración pudiera explicar el comportamiento de los animales de

desarrollar un grado de gustocidad medio para G. sepium (Kaito et al 1996). Por tanto,

cconsiderando todos los análisis químicos realizados, la hoja de Matarratón es un

excelente forraje para dietas tropicales, por que presenta los compuestos nutricionales

más altos, una buena tasa de degradabilidad y los principios tóxicos más bajos que los

otros forrajes estudiados

Respecto a la especie forrajera Tithonia diversifolia, en un análisis de metabolitos

secundarios realizado por Rosales (1992), no se encontraron ni fenoles ni taninos,

mientras que Vargas (1994) encontró un bajo contenido de fenoles y ausencia de

saponinas. Murgaruline et al (1993) encontraron en esta especie un compuesto citotóxico

Tagitinin. Dutta et al (1993), citado por Rosales encontraron Hispidulin, además del

compuesto Tagitinin, a los cuales le atribuyen el efecto repelente contra los insectos.

Las saponinas son otro tipo de metabolitos secundarios conformados por compuestos que

en forma glucosídica (como esteroides reguladores del crecimiento) pueden generar en

las plantas alto crecimiento, desarrollo, rápida recuperación ante la poda y brotes

abundantes (Ashok., K.J Vincent R.M y Nessler 2000. También Kumar 1997, en

dependencia de las concentraciones y las estructuras químicas específicas los

compuestos saponínicos pueden constituir factores antinutricionales en rumiantes y

monogástricos por conferirle a los forrajes un sabor amargo, provocar espumas

consistentes, e interferir en la absorción de los alimentos No obstante también puede

tener un efecto positivo en el metabolismo digestivo, al generar complejos con otros

metabolitos secundarios con características tóxicas (Makkar., 1997).

31

En consecuencia, es necesario realizar investigaciones sobre los efectos de los factores

ambientales, como son los edáficos, en la producción de metabolitos secundarios, en las

interacciones suelo- planta- así como en la determinación de los factores que inciden en

su concentración. Para ello se parte de una hipótesis fundamental y es que el contenido

de metabolitos secundarios de las plantas varía en función de las características del

suelo, expresadas en variables como la conductividad eléctrica.

Metodología

Zona de muestreo

La recolección del material vegetal y de suelos se realizó en fincas ubicadas en la zona

central del Valle, en el municipio de la Paz y de Pueblo Bello en el Cesar con las

condiciones climáticas que se presentan en la Tabla 1.

Tabla 1. Condiciones climáticas de las regiones donde fueron tomadas las muestras de forraje

Zonas de muestreo

Condiciones climáticas

Temperatura

promedio (Grados

centígrados)

Precipitación

promedio (mm

lluvia)

Altura (m.s.n.n)

Tuluá (Valle del

Cauca) 27 1200 950

San Diego (César) 29 1311 500

Pueblo Bello

(César) 21 - 1200

Fuente: Plan de desarrollo de los municipios (2011)

Recolección de las muestras: La fracción vegetal (hojas y tallos tiernos) de Gliricidia

sepium y Tithonia diversifolia fue colectada a partir de plantas adultas en los tres sitios

mencionados durante el mes de agosto de 2011 en el cual predomina tiempo seco en los

tres lugares. El material fue llevado al laboratorio de Nutrición Animal de la sede

Nacional José Celestino Mutis de la UNAD y fue sometido a proceso de secado a

temperatura ambiente, en un lugar ventilado durante 72 horas. Posteriormente, las

muestras fueron molidas, tamizadas y se extrajeron los extractos para realizarse el

análisis de los metabolitos secundarios.

Preparación y extracción del material para análisis fitoquímico

Las muestras se secaron a la sombra durante 30 días, posteriormente se molieron hasta

menos de 1 mm de tamaño de partícula en un molino de martillo para laboratorio. Se

prepararon 3 fracciones (etanol, eter dietílico y agua) con 10 g de cada muestra y

finalmente se efectuó un tamizaje fitoquímico de acuerdo a Cuéllar (1991). Por último, se

cuantificaron las cantidades de polifenoles totales, taninos totales y taninos condensados

32

presentes en las muestras, utilizando etanol como solvente y tomando como base las

técnicas descritas por AOAC (1995).

Métodos analíticos para los fitometabolitos estudiados

Los métodos utilizados se describen en el cuadro 1

Cuadro 1. Identificación de variables analizadas y la técnica analítica utilizada

Variable Técnica analítica Fuente

Polifenoles Totales (PFT) Espectrofotometría con

reactivo de Folin Ciocalteu Dewanto et

al. (2002),

Taninos condensados (TC)

Espectrofotometría con

n –butanol -HCl

Terrill et al.

Taninos Totales Folin-Denis y Folin

Ciocalteu

Posada, Et al

2006

Fuente: Laboratorio de Nutrición animal UNAD., (2011)

Para la prueba de las saponinas se tomó 1 mL de metanol y se añadieron 9 mL de agua,

para luego filtrarse esta solución. Se tomó 1 mL de este filtrado en un tubo de prueba

pequeño, se agitó vigorosamente por 30 segundos y se dejó en reposo durante 15

minutos. La espuma sobrenadante indica la presencia de saponinas en el forraje. La

proporción de saponinas se midió de acuerdo a la altura (h) de la espuma sobrenadante:

Tabla 1.Determinación de saponinas según la altura de la espuma

Rango h (mm) Indicador

0.0 Prueba negativa

0.1-5.0 Contenido muy bajo

5.1-9.0 Contenido bajo

9.1-14 Contenido moderado

Mayor de 14 Contenido alto

Fuente: Cuéllar (1991)

Con respecto a los análisis de pH y conductividad eléctrica de las muestras de suelo se

utilizó la técnica descrita en IGAG (2009)

Los resultados obtenidos para cada variable se sometieron a un análisis de varianza en

doble vía, con el fin de determinar diferencias estadísticas entre zonas muestreadas y

especies evaluadas. Adicionalmente, se realizó un análisis de correlación múltiple,

utilizando el coeficiente de Pearson, con el propósito de detectar las posibles

correlaciones entre conductividad eléctrica, pH y el contenido de los metabolitos

33

secundarios cuantifcados en las especies muestreadas. Para lo anterior, se utilizó el

paquete estadístico SPSS, versión 11.5.

Lección 42: Bioquímica de la Madera

La madera es una mezcla de tres polímeros naturales: celulosa, lignina y hemicelulosas,

que guardan una relación aproximada de 50:25:25, según la especie, las variaciones

biológicas, tales como las diferencias genéticas que pueda haber dentro de una especie, y

las condiciones de crecimiento. La celulosa y las hemicelulosas son polímeras de hidratos

de carbono formados a partir de moléculas de monosacáridos, y la lignina es un polímero

de unidades fenilpropánicas (Browning, 1963).

La celulosa es un polímero de la glucosa de cadena larga que únicamente se diferencia

del almidón, que es también un polímero glucósico, por la configuración de las moléculas

glucósicas. El carácter fibroso de las células leñosas es el resultado de la disposición

lineal, orientada y cristalina de su elemento más abundante, la celulosa.

Las hemicelulosas son polímeras de cadena más corta o ramificada de sacáridos con

cinco átomos de carbono (pentosas), tales como la xilosa, o de seis átomos de carbono

(hexosas) aparte de la glucosa. Son de naturaleza amorfa y sirven, con la lignina, para

formar la matriz en la cual se incrustan las fibrillas de celulosa. Aunque la estructura de la

celulosa es la misma en las diferentes especies las hemicelulosas varían

considerablemente entre especies, especialmente entre las frondosas y las coníferas. Las

hemicelulosas de las frondosas son, en general, más ricas en pentosas mientras que las

hemicelulosas de las coníferas suelen contener más hexosas.

La lignina, que es el tercer componente de la membrana celular, es un polímero

tridimensional que se forma a partir de las unidades fenilpropánicas que se han

desarrollado aleatoriamente formando una molécula grande y compleja con muchas

diferentes clases de ligamentos entre los bloques estructurales. La estructura de la lignina

también varía según se trate de una especie frondosa o conífera. Los grupos fenílicos de

la lignina de frondosas se sustituyen más con grupos metóxilos que los de la lignina de

coníferas. Una de las consecuencias de esta diferencia es que las ligninas de frondosas

están menos reticuladas y son más fáciles de disolver durante la conversión a pasta.

La lignina actúa de cemento entre las fibras leñosas y como agente endurecedor entre las

fibras en la producción de pasta de madera química. Se disuelve por varios tratamientos

químicos, quedando la celulosa y las hemicelulosas en forma fibrosa. Algunas

hemicelulosas se pierden durante este proceso a causa de su menor peso molecular,

mayor solubilidad y más fácil hidrolización.

Además de los componentes poliméricos del tabique celular que constituyen la fracción

principal de la madera, hay diferentes especies que contienen diversas cantidades y

clases de materiales extraños que se llaman, en conjunto, extractivos. En las coníferas, se

encuentran con frecuencia cantidades considerables de resinas que consisten tanto en

34

ácidos grasos como en los llamados ácidos resinosos que se derivan de terpenos simples

tales como la trementina y el aceite de pino. Los taninos son fenoles polihidroxílicos que

se encuentran en el duramen y corteza de muchas especies. El caucho se obtiene de la

corteza interior de ciertos árboles, en forma de látex. También pueden obtenerse de

diversas especies aceites aromáticos y azúcares solubles. El aceite de cedro y el azúcar

de arce son ejemplos bien conocidos.

43. Productos químicos derivados de la madera

Tomado de: IRVING S. GOLDSTEIN, profesor del Departament of Wood and Paper Science, de la

Universidad del Estado de Carolina del Norte, Estados Unidos.

Además de la celulosa, que es el polímero más empleado hoy día y que se utiliza

principalmente en su estado natural fibroso después de extraído, se siguen empleando

todavía cantidades considerables de los llamados productos «silviquímicos» (Goheen,

1972) a pesar de la preponderancia de las sustancias químicas derivadas del petróleo, o

productos «petroquímicos».

Licores de pulpación. Los fragmentos químicos de los polímeras del tabique celular que

quedan en solución después de la fabricación de la pasta pueden, con frecuencia, aislarse

de los licores de la fabricación de pasta y utilizarse. En general, los licores resultantes de

la fabricación de pasta por medios alcalinos se queman durante la recuperación de los

productos químicos empleados, pero los licores resultantes de la fabricación de pasta al

sulfito suelen tratarse para obtener subproductos útiles.

La lignina sulfonada puede precipitarse en forma de sulfonatos de lignina y utilizarse como

productos tánicos, adhesivos, aglutinantes, dispersantes, etc. Los sacáridos contenidos

en el licor de sulfito agotado se fermentan con levadura para producir alcohol etílico y

suplementos de forrajes y piensos. Mediante la oxidación alcalina suave de los sulfonatos

de lignina, se obtiene vainillina para aromatizantes y odorantes.

La lignina de álcali obtenido del sulfato o del licor negro kraft se precipita y utiliza como

diluente de resinas, para refuerzo del cancho y la estabilización de emulsiones. Entre los

productos volátiles obtenidos del licor negro kraft figuran el dimetil sulfuro, dimetil

sulfóxido y dimetil sulfona, que son útiles como disolventes y reactivos químicos.

Talol. La industria de calafateantes navales ha quedado en gran parte desplazada por la

recuperación de los componentes oleorresinosos de la madera resultantes del

procedimiento de fabricación de pasta kraft (Uprichard, 1978; Zinkel, 1975). Algunas

esencias volátiles como la trementina se recuperan de los gases de alivio expulsados de

los digestores. El licor resultante de la fabricación de pasta con álcali convierte a los

ácidos grasos y a los ácidos resinosos en sales sódicas que se despuman del licor negro

concentrado y se acidifican para producir talol crudo.

35

Hidrólisis de la madera. La hidrólisis de la madera, o sea la conversión de los polímeras

de carbohidratos que contiene la madera en monosacáridos mediante reacción química

con agua en presencia de catalizadores ácidos, es un procedimiento que se conoce

desde hace 150 años y que se ha empleado en escala comercial en los Estados Unidos

durante la primera guerra mundial, en Alemania durante la segunda guerra mundial, y se

utiliza actualmente en la U.R.S.S. El producto principal es la glucosa, que puede

convertirse después en etanol o levadura.

Polímeros celulósicos. La celulosa química de gran pureza, o pasta soluble, es el

material de partida de derivados poliméricos de la celulosa tales como el rayón y el

celofán (que son ambos celulosas regeneradas); ésteres celulósicas tales como el acetato

y el butirato para la producción de fibras; películas y aplicaciones de moldeo, y éteres

celulósicas tales como la carboximetilcelulosa, la etilcelulosa, y la hidroxietilcelulosa, que

se utilizan como gomas.

Extractivos. Todavía se sigue obteniendo de los tocones de pino, por destilación al vapor

o por extracción, cierta cantidad de trementina y colofonia. La arabinogalactana, que es

una goma hemicelulósica extraída del alerce, se utiliza como sucedáneo de la goma

arábica. Los ácidos fenólicos extraídos de la corteza de varias coníferas se emplean como

diluentes para adhesivos resinosos sintéticos y como aglutinantes y dispersantes. Las

ceras que se extraen de la corteza del abeto Douglas pueden utilizarse en las

aplicaciones generales de la cera, y el caucho natural sigue siendo un material

importante.

Productos químicos que se obtendrán de la madera

En el futuro, la utilización de la madera para la obtención de productos químicos revestirá

dos categorías principales: por una parte, la extensión y ampliación de los procedimientos

actuales, y por otra, la transformación de los polímeras de la membrana celular en

materias primas químicas de poco peso molecular. Además de la ampliación material de

las operaciones actuales, se persigue también su extensión a otros aprovechamientos

afines en la utilización de los productos y extractivos. Los ejemplos que aquí se citan son

ilustrativos y no Imitadores.

Los extractivos obtenidos de la corteza y el leño tienen un potencial mucho mayor que el

que indica su aprovechamiento actual (Hillis, 1978; Laver, 1978). Los polímeras

celulósicas podrían tener una mayor importancia si se pudieran reducir los costos de

energía y mejorar sus propiedades (Allan, 1978; Goldstein, 1977). Se puede estimular la

producción de oleorresina de los pinos aplicando herbicidas (Roberts, 1973). Se pueden

obtener polímeros hidrocarbúricos con el cultivo comercial de nuevas plantas (Calvin,

1978), y producir fenoles de poco peso molecular a partir de la lignina, subproducto de los

licores de la fabricación de pasta (Goheen, 1971; Benigni y Goldstein, 1971). Es posible

recuperar ácidos sacarínicos del licor negro kraft (Sarkanen, 1976). El follaje puede

producir aceites esenciales, clorofila y proteína (Barton, 1978).

36

Conversión de los polímeros de la membrana celular. La porción principal de la

madera consiste en los componentes del tabique celular. En cuanto a volumen, esta

fuente de materia prima supera con mucho a los elementos extractivos o subproductos

químicos y representa un recurso potencial para satisfacer todas las necesidades

químicas en sustitución de los productos petroquímicos. Se puede lograr una producción

en gran escala de sustancias químicas, importantes desde el punto de vista industrial,

derivadas de la lignocelulosa, siguiendo diversos procedimientos (Goldstein, 1976a).

Estas cantidades industriales pueden proveer los bloques estructurales químicos

fundamentales para la conversión en polímeros sintéticos (Goldstein, 1975a).

Madera total. Los polímeros del tabique celular en su estado natural mixto pueden

descomponerse en preparados más simples mediante tratamientos rigurosos que implican

temperaturas altas y también, en algunos casos, presiones elevadas. Estos

procedimientos no son de por si selectivos y son idénticos a los que se emplean con

buenos resultados para la transformación en productos químicos de los desperdicios

sólidos orgánicos o del carbón.

En la gasificación, la madera se calienta a temperaturas de hasta 1000°C para formar una

mezcla de monóxido de carbono y de hidrógeno como principales productos (Prahacs et

al., 1971). Como subproductos se obtienen pequeñas cantidades de etileno, acetileno,

propileno, benceno y tolueno. El monóxido de carbono y el hidrógeno que se forman de

igual manera que en la gasificación del carbón se pueden: (a) tratar más aún para obtener

hidrógeno con vistas a la producción de amoniaco; (b) convertir por catálisis en metanol;

(c) enriquecer con hidrógeno y someter a reacción para formar metano, o (d) convertir por

catalización en una mezcla de hidrocarburos alifáticos por el procedimiento Fisher-

Tropsch.

La madera se licúa por reacción con monóxido de carbono y agua a una temperatura de

350-400°C y a una presión de 4000 libras por pulgada cuadrada (280 kg/cm2), en

presencia de varios catalizadores (Appell, 1971). Se produce un aceite viscoso

(rendimiento: 40-50%) que puede tratarse ulteriormente para convertirlo en productos

químicos de la misma forma en que los productos petroquímicos se derivan del petróleo.

La pirolisis, o degradación térmica de la madera en ausencia de aire u oxigeno,

transforma la madera en carbón de leña, gas y aceite (Saltes, 1978; Wender, 1974). El

rendimiento relativo de cada producto dependerá de las condiciones de la pirolisis y de la

composición del substrato, pero a una temperatura de 900°C las cifras típicas serían 25-

35% de carbón de leña, 3045% de gas y hasta 8% de alquitrán y aceite. El gas consiste

principalmente en hidrógeno, monóxido de carbono y metano, mientras que el alquitrán y

el aceite contienen elementos aceitosos ligeros como el benceno y el tolueno, así como

preparados mixtos de temperatura de ebullición más elevada.

Celulosa. La transformación selectiva de la celulosa de polímero glucósico en glucosa

monomérica puede lograrse por diversos medios. La hidrólisis, para obtener glucosa,

puede catalizarse bien sea por ácidos o enzimas, pero ningún procedimiento resulta tan

37

fácil como la hidrólisis del almidón debido al carácter cristalino de la celulosa. El contenido

de lignina no impide la hidrólisis ácida, pero una celulosa que contenga mucha lignina

será resistente a la hidrólisis enzimática, por lo cual habrá que delignificar en parte la

madera o molerla fina para someterla a la hidrólisis por enzimas.

La hidrólisis ácida con ácido diluido a elevadas temperaturas produce la descomposición

de parte de la glucosa formada, que se convierte en hidroximetilfurfurol (Harris, 1975), lo

que limita al 50% aproximadamente el rendimiento neto de azúcar. La hidrólisis ácida

fuerte a temperaturas más bajas puede dar rendimientos casi cuantitativos de glucosa

(Kusama, 1960).

Shafizadeh (1978) ha demostrado que la destilación en seco de la celulosa a 400-500°C

rinde casi 80% de un alquitrán que contiene principalmente levoglucosana que puede

convertirse en glucosa con un rendimiento del 50% basado en celulosa. Para evitar toda

contaminación y reacción con otros productos de descomposición, se necesitaría celulosa

limpia de otros elementos del tabique celular.

La transformación de la celulosa en glucosa es el primer paso en la utilización química en

gran escala de la celulosa. La fermentación de la glucosa para obtener etanol mediante

técnicas industriales acreditadas de alto rendimiento ofrece grandes perspectivas. El

etanol es un importante producto químico industrial que se produce actualmente por

hidratación del etileno. Puede también tener una amplia aplicación como combustible para

motores de combustión interna.

En la deshidratación del etanol para obtener etileno, o sea la reacción inversa a la actual

formación de etanol a partir de etileno del petróleo, también el rendimiento es elevado. De

igual forma, del etanol se obtiene fácilmente butadieno por procedimientos industrialmente

acreditados, pero que, debido a la baratura del petróleo, han quedado anticuados. La

transformación de la glucosa vía etanol en etileno y butadieno representa la principal

utilización potencial de la celulosa para obtener productos químicos, debido a la

importancia del etileno, tanto como producto químico orgánico de mayor volumen que

como bloque estructural para la obtención de productos petroquímicos y plásticos, y el

butadieno como agente para la producción de caucho sintético. La glucosa se transforma

asimismo en productos químicos que actualmente carecen de importancia desde el punto

de vista industrial, pero que pueden tenerla en condiciones económicas apropiadas. Uno

de estos procedimientos es la producción de hidroximetilfurfurol y su ulterior conversión

en ácido levulínico mediante la acción de ácidos minerales calientes sobre la glucosa

(Harris, 1975). El empleo de la glucosa como substrato de fermentación general permitiría

la producción, a partir de la madera, de un amplio surtido de antibióticos, productos

químicos, vitaminas y enzimas (Seeley, 1976). Por ejemplo, el ácido láctico podría

transformarse en ácido acrílico y en acrilatos.

44. Ciclo del Carbono en sistemas agroforestales

38

El carbono es un bioelemento que da estructura y soporte a los organismos vivos..

Biomoléculas como: proteínas, ácidos nucleicos, carbohidratos, lípidos, enzimas ,

hormonas y aminoácidos , tan esenciales para la vida ,contienen carbono. Se encuentra

como dióxido de carbono (CO2) ó gas carbónico, en atmósfera, océanos y en los

combustibles fósiles almacenados bajo la superficie de la Tierra. El movimiento global del

carbono entre el ambiente abiótico y los organismos se denomina ciclo del carbono.

El ciclo básico comienza cuando las plantas, a través de la fotosíntesis, hacen uso del

dióxido de carbono (CO2) presente en la atmósfera o disuelto en el agua. El carbono (del

CO2) pasa a formar parte de los tejidos vegetales en forma de carbohidratos , grasas y

proteínas, y el oxígeno es devuelto a la atmósfera o al agua mediante la respiración. Así,

el carbono pasa a los herbívoros que consumen las plantas y de ese modo utilizan,

reorganizan y degradan los compuestos carbonados mediante las RBE de la respiración

celular. Estas reacciones metabólicas producen CO2, H2O , ATP ; también se libera gas

carbónico como producto secundario del metabolismo, pero parte se almacena en los

tejidos animales y pasa a los carnívoros, que se alimentan de los herbívoros. En última

instancia, todos los compuestos del carbono se degradan por descomposición, y el

carbono que es liberado en forma de CO2 a la atmósfera, es utilizado de nuevo por las

plantas en su proceso fotosintético,la figura 2, integra la secuencia de las etapas del ciclo.

Figura 2.Secuencia de reacciones en el ciclo del carbono (Tomado de:

http://www.windows2universe.org/earth/Water/co2_cycle.html&lang=sp )

39

En resumen, las reacciones más importantes que ocurren en el ciclo del carbono son las

siguientes:

1. Fotosíntesis : El dióxido de carbono de la atmósfera es fijado por las plantas en el

ciclo de Calvin y convertido en glucosa (azúcar aldohexosa , C6) según la

ecuación química:

2. Respiración celular :Los animales consumen los vegetales y a través de sus

procesos digestivos , absortivos y metabólicos , oxidan carbohidratos como la

glucosa a través de las RBE dadas en : glucólisis ,Ciclo de Krebs y Fosforilación

Oxidativa ,hasta producir gas carbónico , agua y energía , según la ecuación

química :

3. Descomposición : Bacterias y hongos descomponen plantas muertas y la

materia animal, devolviendo carbono al medio ambiente.

4. Fosilización: En algunos casos el carbono presente en las moléculas biológicas

no regresa inmediatamente al ambiente abiótico, por ejemplo el carbono presente

en la madera de los árboles ó el que formó parte de los depósitos de hulla a partir

de restos de árboles antiguos que quedaron sepultados en condiciones

anaerobias antes de descomponerse. Hulla, petróleo y gas natural son llamados

combustibles fósiles porque se formaron a partir de restos de organismos antiguos

y contienen grandes cantidades de compuestos carbonados como resultado de la

fotosíntesis ocurrida hace millones de años.

6CO2 + 6H

2O + 686kcal C

6H

12O

6 + 6O

2

Radiación UV

E=h

C6H

12O

6 + 6O

2 6CO

2 + 6H

2O + 38ATP

RBE

Mitocondria

40

45. Captura de Carbono en sistemas Agroforestales

CUANTIFICACIÓN DEL ALMACENAMIENTO DE CARBONO EN SISTEMAS

SILVOPASTORILES EN ZONAS PRODUCTORAS DE LECHE EN CUNDINAMARCA

Ángel Alberto Terreros Riveros3, Sandra Castiblanco Guzmán

4, Jenny Bustos García

5, Jairo

Enrique Granados Moreno6, Leonor Barreto de Escovar

7, Luz Mery Bernal

8.

RESUMEN

Las prácticas productivas ganaderas deben encaminarse en acciones conservacionistas,

mitigando el impacto que ejercen sobre los ecosistemas y el calentamiento global. Se

cuantifico el almacenamiento de carbono en ganadería tradicional y sistemas

silvopastoriles conformados por Alnus acuminata, Sambucus nigra, Acacia decurrens,

Acacia melanoxylon, en asocio con pasturas compuestas por Pennisetum clandestinum,

Holcus lanatus, Lolium spp, Trifolium pratense, Trifolium repens, en tres fincas ganaderas,

determinando la línea base para la cuantificación de carbono. Se utilizo método

alométrico para determinar la biomasa arriba del suelo del componente forestal, el valor

para la relación de raíz es de 0,27 y el factor de proporción de carbono equivalente a 0,5

por unidad de materia seca para el material vegetal, según IPCC 2002. El porcentaje de

carbono orgánico en suelos se determino por el método Walkley Black, y la lectura se

realizo por espectrofotometría; El carbono contenido en el suelo (t C/ha) se calculo a partir

de los valores de porcentaje de carbono y densidad aparente. En la evaluación se

propuso un diseño en bloques al azar con arreglo factorial 3 x 4, donde el factor A = Finca,

el factor B = Sistema (Un sistema de ganadería tradicional y tres tipos de arreglos de

sistemas silvopastoriles). El análisis de varianza demostró diferencias altamente

significativas (p < 0,01) en el total de carbono almacenado entre fincas, entre sistemas y

en la interacción de finca*sistema, demostrando la gran capacidad de almacenamiento de

carbono de los sistemas silvopastoriles frente a los sistemas de ganadería tradicional.

Palabras Claves: Captura de Carbono, Componente Forestal, Biomasa Arriba del Suelo,

Modelos Alométricos, Carbono Orgánico en Suelo.

INTRODUCCIÓN

El impacto de las actividades agropecuarias en los diferentes ecosistemas es considerado

de suma importancia por las agencias de desarrollo e institutos de investigación; cuyos

efectos en definitiva se traducen en baja fertilidad, baja capacidad de retención de

humedad, alta susceptibilidad a la erosión, perdida de la cobertura vegetal, problemas de

compactación, deforestación, sistemas de manejo de praderas extractivos que

3 Zootecnista. angelterreros@hotmail.com. UNAD. Bogotá.

4 Estudiante Tesista de Zootecnia. sandralcastiblanco@gmail.com. UNAD. Bogotá.

5 Estudiante Tesista de Zootecnia. jennysu2203@hotmail.com. UNAD. Bogotá.

6 Químico. Ph.D. (c). M.Sc. Investigador. jairo.granados@unad.edu.co. UNAD. Bogotá.

7 Zootecnista. M.Sc. (c). Espec. Nutrición Animal Sostenible. Investigador. leonor.barreto@unad.edu.co.

UNAD. Bogotá. 8 Bióloga. Ph.D. Investigadora. lmbernalp@gmail.com. UNAD. Bogotá.

41

acrecientan la perdida de la capacidad productiva de estos y en fuentes de emisión de

Gases de Efecto Invernadero (GEI).

Así mismo, es común en los últimos tiempos hablar de cambio climático y de sus efectos

negativos en el medio, tanto que las investigaciones científicas sobre las emisiones de

gases de efecto invernadero durante los últimos 10 años predicen que el cambio climático

tendrá impactos negativos ambientales, sociales y económicos a nivel global. Los

impactos pueden incluir aumento del nivel de los mares, erosión costera, cambios

dramáticos en patrones climáticos, aumento de enfermedades tropicales, la pérdida

acelerada de biodiversidad, y la desertificación (Stuart y Moura Costa, 1998).

Numerosas modelaciones del cambio climático global sugieren que se puede contribuir

sustancialmente al control de los niveles de CO2 en la atmósfera mediante la calidad del

manejo forestal, la conservación del bosque en peligro de deforestación, la rehabilitación

de bosques, forestación, reforestación9 o promoción de la agroforestería. Debido a que el

suelo almacena cantidades considerables de carbono, las prácticas que promueven un

aumento en el carbono orgánico del suelo también pueden tener un efecto positivo en la

fijación (Stuart, M.D. y Moura Costa, P. 1998). De hecho la Decisión 19/COP-910 ha

definido como “reservorios de carbono” a la biomasa superficial, la biomasa subterránea,

los detritos, la madera muerta y el carbono orgánico del suelo. Los Sistemas

Agroforestales y entre ellos los Silvopastoriles11 pueden mantener y hasta aumentar las

reservas de carbono en la vegetación y los suelos; fomentando a su vez prácticas

sostenibles con bajos insumos, debido al ciclaje de nutrientes y la estratificación de la

vegetación perenne con lo que se disminuye la presión sobre los recursos naturales.Para

efectos de homogenizar los conceptos y de acuerdo a la Decisión 17/COP–712 de la

Convención Marco Sobre el Cambio Climático (CMCC) del Panel Intergubernamental

Sobre Cambio Climático (IPCC); se acordó que el almacenamiento o stock de carbono

hace referencia a la capacidad de un ecosistema de mantener una determinada cantidad

promedio de carbono por ha, expresándose en toneladas de carbono por ha (t C ha-1).

El carbono fijado se refiere a la capacidad de una unidad de área cubierta por vegetación

para fijar carbono en un período determinado, adicional a la cantidad almacenada en el

momento actual (Segura, 1997), expresándose en t C ha-1 año-1. El carácter de adicional

es considerado, según la Decisión 19/COP–9 de la CMCC, si la absorción neta efectiva

de GEI por los sumideros supera la suma de las variaciones del carbono almacenado que

se habrían producido de no realizarse la actividad del proyecto de forestación o 9 Forestación: Conversión, por actividad humana directa de tierras que carecieron de bosque

durante un periodo mínimo de 50 años, en tierras forestales mediante plantación, siembra o fomento antropógeno de semilleros naturales. Reforestación: Conversión por actividad humana directa de tierras no boscosas en tierras forestales mediante plantación, siembra o fomento antropógeno de semilleros naturales en terrenos donde antiguamente hubo bosques, pero que actualmente están deforestados.

10 Novena Reunión de la Conferencia de las partes en el Convenio sobre la Diversidad Biológica.

11 Sistema de producción del suelo que implica el asocio espacial y simultáneo de praderas (que

sustentan la alimentación animal) y leñosas perennes multipropósito. 12

Séptima Reunión de la Conferencia de las partes en el Convenio sobre la Diversidad Biológica.

42

reforestación del Mecanismo de Desarrollo Limpio registrado, en el marco del Protocolo

de Kyoto. Se está reconociendo el papel de las pasturas en el ciclo del carbono, por

cuanto las gramíneas seleccionadas con altos rendimientos de biomasa y bien adaptadas

cumplen un papel importante en la reducción de la emisión de carbono a la atmósfera

debido a la producción de biomasa aérea y raíces y deposición de materia orgánica en el

suelo. Se han reportado tasas de fijación de carbono del orden de 0,1 a 4,3 t C ha-1 año-1

para Sistemas Agroforestales y Silvopastoriles en Centroamérica (Kursten. 1993,

Pomareda. 1999). Un estudio realizado en la Zona Norte de Costa Rica reporto niveles de

almacenamiento de hasta 233 t C ha-1 mientras que el suelo de un sistema silvopastoril

con regeneración natural de laurel (Cordia alliodora) almacenó de 180 – 200 t C ha-1.

En Guápiles, Costa Rica, Andrade (1999) estimó el almacenamiento de carbono sobre el

suelo en sistemas silvopastoriles con Acacia mangium y Eucalyptus deglupta en

combinación con pasturas B. brizantha, B. decumbens, y P. maximum obteniéndose

valores que oscilan de 3,7 t C ha-1 a 4,7 t C ha-1 donde el componente arbóreo aporta un

promedio de 76 a 94% del carbono total. Arias (2001) reporta para un sistema silvopastoril

en Venezuela con la especie Gliricidia sepium, un almacenamiento de 309 Kg. C ha-1 y

una tasa de fijación de 124 Kg C ha-1 año-1; mientras que en el sistema de cultivos en

callejones el almacenamiento fue de 654 Kg. C ha-1 y la tasa de fijación de 327 Kg C ha-1

año-1.

MATERIALES Y MÉTODOS

Localización

El presente estudio se realizo en la finca San Pedro, localizada en el municipio de

Mosquera, Cundinamarca, Colombia. El municipio presenta una temperatura promedio de

12,8 °C, una humedad del 82% y una precipitación anual de 600 – 700 mm.; En la finca

Villa Nataly y El Ciprés, localizadas en Usme (Localidad Quinta de Bogotá), Colombia. La

región presenta una temperatura promedio de 8 °C, y una precipitación anual de 1000 a

1500 mm.

En el trabajo de investigación se analizaron los siguientes sistemas y arreglos

silvopastoriles dentro de las fincas seleccionadas de la siguiente forma: 1) Finca San

Pedro: Sistema de ganadería tradicional (SGT) conformado por Kikuyo (P. clandestinum)

90%, Trébol Rojo (T. pratense) 5% y Raigrás (Lolium spp) 5%; Cerca Viva compuesta por

Aliso (A. acuminata), Acacia negra (A. decurrens) y Acacia japónica (A. melanoxylon);

Banco de Proteína compuesto por Sauco (S. nigra), y como componente forrajero Kikuyo

(P. clandestinum) en un 90%. Estos arreglos silvopastoriles llevan establecidos hace 4

años aproximadamente. 2) Finca Villa Nataly: SGT conformado por Kikuyo (P.

clandestinum) 40,5%, Raigrás (Lolium spp) 10,8%, Falsa poa (H. lanatus) 21%, Trébol

rojo (T. pratense) 7,8% y Trébol blanco (T. repens) 1,1% y el 18% restante está

representado por arvenses y malezas; Cerca Viva compuestos por Aliso (A. acuminata);

Arreglo de Sombra y Ramoneo, compuesto por Aliso (A. acuminata); Banco de Proteína

compuesto principalmente por Acacia negra (A. decurrens), y otras especies presentes en

43

más baja densidad como Acacia japónica (A. melanoxylon) y Aliso (A. acuminata). Estos

arreglos silvopastoriles tiene 5 años de establecidos aproximadamente. 3) Finca El

Ciprés: SGT conformado por Kikuyo (P. clandestinum) 80%, Falsa poa (H. lanatus) 10%, y

Trébol rojo (T. pratense) 10%; Viva compuesto por Aliso (A. acuminata). Este arreglo está

establecido aproximadamente hace 2 años.

Para el análisis de los datos se empleo un diseño experimental en bloques al azar, con

tres repeticiones y arreglo factorial 3 x 4, donde el factor A = Finca (Tres fincas evaluadas)

y el factor B = Cuatro sistemas (Un sistema de ganadería tradicional y tres tipos de

arreglos de sistemas silvopastoriles), evaluando el efecto de la finca, el efecto del sistema

y la interacción de finca*sistema. Se utilizo también la prueba de Duncan para la

determinación de diferencias estadísticas de las medias entre las tres fincas y entre los

cuatro sistemas evaluados.

Unidades de Muestreo

En cada sistema se estableció una unidad de muestreo denominada parcela permanente

de muestreo (PPM), donde la forma y el tamaño fueron determinados por el tipo de

arreglo teniendo en cuenta la densidad de siembra y el tiempo de establecimiento (Tabla

1).

Tabla 1. Parcelas permanentes de Muestreo (PPM) Establecidas

Finca Arreglo

Silvopastoril Siglas Forma PPM

Tamaño

PPM Coordenadas*

San

Pedro

Cerca Viva de

Aliso Acacias CV-AA Lineal 40 m2

Latitud: 4°41'17.14" N

Longitud:

74°13'12.41" O

Banco de

Proteína de

Sauco

BP-S Circular 1.257 m2

Latitud: 4°41'38.17" N

Longitud:

74°12'55.75" O

Villa

Nataly

Cerca Viva de

Aliso CV-A Lineal 46 m2

Latitud: 4°25'47.25" N

Longitud: 74° 7'58.66"

O

Banco de

Proteína de Aliso

y Acacias

BP-AA Circular 314 m2

Latitud: 4°25'47.97" N

Longitud: 74° 7'59.33"

O

Sombra y

Ramoneo de

Aliso

SR-A Circular 1.257 m2

Latitud: 4°25'49.78" N

Longitud: 74° 8'1.79"

O

El

Ciprés

Cerca Viva de

Aliso CV-A Rectangular 293 m2

Latitud: 4°23'37.27" N

Longitud:

74°10'20.15" O

* Datos obtenidos con GPS Garmin Colorado 300 (Autores., 2009).

44

Se realizó un mapeo de los sistemas evaluados y de las PPM, con Geoposicionador

(Garmin Colorado 300), la medición del Diámetro a la Altura del Pecho (DAP) a 1,30 m de

la base del árbol, la determinación de la altura comercial de cada árbol por medio de

clinómetro marca Suunto, el muestreo de forraje y hojarasca, y el muestreo de suelo a 30

cm de profundidad para hallar densidad aparente y porcentaje de carbono orgánico en el

Laboratorio de Nutrición Animal de la Universidad Nacional Abierta y a Distancia (UNAD),

sede José Celestino Mutis (Calle 14 Sur No. 14 – 23).

Depósitos de Carbono en los Sistemas Evaluados

Se definieron como depósitos de carbono para la cuantificación del almacenamiento de

carbono los siguientes estratos:

Biomasa Arriba del Suelo: Comprende árboles en pie de Aliso (A. acuminata), Sauco (S.

nigra), Acacia Negra (A. decurrens), Acacia Japónica (A. melanoxylon); y pastos Kikuyo

(P. clandestinum), Falsa Poa (H. lanatus), Raigrás (Lolium spp) Trébol Rojo (T. pratense)

y Trébol Blanco (T. repens). Para la determinación de la biomasa arriba del suelo del

componente forestal se utilizo algunos modelos y ecuaciones alométricas seleccionados

teniendo en cuenta la zona climática (Tabla 2), basándose en las medidas tomadas en las

PPM (DAP y altura total).

Tabla 2. Ecuaciones Alométricas para Determinar la Biomasa de Arboles

Zona

Climática

Rango

DAP Ecuación R

2 Autor N°

<900 mm 3-30 Y = Log^ {-0,535 + log10 (BA)} 0,94 Martínez - Yrizar et al.

(1992). (1)

<900 mm 3-30 Y = 0,299 * (DAP)2

0,94 Martínez - Yrizar et al.

(1992). (2)

<1500 mm 5-40 Y = exp {-1,996 + 2,32*ln(DAP)} 0,89 Brown et al. (1989). (3)

Fuente: Martínez – Yrizar et al. (1992). Brown et al. (1989). Fundación Solar. (2000). Donde: Y =

Biomasa arriba del suelo en kilogramos; DAP = Diámetro a la altura del pecho en centímetros; BA

= Área basal en cm2 (BA = PI * r

2); r = radio.

El valor obtenido de biomasa expresada en kg, se dividió en 1000 para pasar a toneladas;

este valor se multiplicó por 0.5 (Proporción de carbono por unidad de materia seca según

IPCC 2002) lo que da toneladas de carbono almacenado, luego se dividió en el área de la

PPM donde se obtuvo el dato de cada árbol expresado en m2, obteniendo toneladas de

carbono por m2 (t C/m2); este valor se multiplico por 10000 para convertirlo a toneladas de

carbono por hectárea (t C/ha). Por último se realizo la sumatoria de los valores obtenidos

de cada árbol medido en la PPM y así se obtuvo el total de t C/ha de este componente del

sistema evaluado.

La biomasa de la hojarasca y los forrajes se incluyeron en los cálculos para biomasa

arriba del suelo, ya que se muestrearon y pesaron conjuntamente en un marco de 50 x 50

45

cm (3 muestras por sistema silvopastoril y 5 muestras para sistema de ganadería

tradicional). Para el cálculo de la biomasa en estas fuentes se obtuvo el valor del

contenido de humedad, determinando la materia seca de sub-muestras recolectadas de

200 g extraída de la mezcla de las muestras pesadas, por medio del secado en mufla a

100 °C durante 4 horas. Este valor se cálculo de la siguiente manera (Fundación Solar.,

2000): CH = (Phs - Pss) / Phs; Donde: CH = Contenido de humedad; Phs = Peso húmedo

sub-muestra (g); y Pss = Peso seco sub-muestra (g). Con el valor de contenido de

humedad se procedió a calcular la proporción del peso húmedo que corresponde a

biomasa: Y = Pht - (Pht * CH); Donde: Y = Biomasa en gramos; Pht = Peso húmedo total

de la muestra (g); y CH = Contenido de humedad. El valor obtenido se dividió en 1000000

para obtener toneladas, luego se multiplico por 0.5 (Proporción de carbono por unidad de

materia seca según IPCC 2002) quedando toneladas de carbono almacenado, por último

se dividió en el total de metros muestreados, dando como resultado t C/m2 y al

multiplicarlo por 10000 m2 se obtuvo t C/ha.

Biomasa Abajo del Suelo: Hace referencia a las raíces de la vegetación del ecosistema

estudiado. El cálculo de este componente se realizo con el valor para R (Relación de raíz)

para el bosque seco tropical que es de 0.27 según el cuadro 3A.1.8. de IPCC (2002), de

la biomasa calculada arriba del suelo, expresada en t MS/ha. Para hallar el contenido de

carbono en este componente se multiplico por 0.5 (Proporción de carbono por unidad de

materia seca según IPCC 2002) obteniendo el valor en t C/ha. Para las especies

forrajeras y herbáceas, se descontó el 5% que representa la proporción de hojarasca del

total de biomasa calculada arriba del suelo.

Hojarasca: Comprende residuos orgánicos de hojas, ramas, frutos y semillas que se

encuentran en la superficie del suelo. El cálculo de este componente fue incluido en los

cálculos de biomasa y contenido de carbono arriba del suelo conjuntamente con los

forrajes.

Suelo: Se cuantifico el contenido de carbono en los primeros 30 cm de profundidad del

suelo; utilizando una muestra obtenida a 20 cm de profundidad para determinar la

densidad aparente por el método del “cilindro de volumen conocido” descrito en

MacDicken (1997) y otra de aproximadamente 200 g obtenida a 30 cm de profundidad,

para determinar el porcentaje de carbono orgánico en laboratorio por el método Walkley-

Black, en el cual el suelo se oxida con una solución de Dicromato de potasio

estandarizada, utilizando el calor producido por la dilución de ácido sulfúrico concentrado,

en la solución crómica. El porcentaje de carbono orgánico se determinó por colorimetría

(espectrofotometría), cuantificando el color verde del ácido crómico reducido a una

Absorbancia máxima (λmax) de 590 nanómetros (nm), la cual es proporcional a la materia

orgánica que reacciona. Además, se realizó la respectiva curva de calibración con

patrones de Sacarosa (Adaptado de García, G. Ballesteros, G). Para hallar el contenido

de carbono en el suelo, se utilizo el siguiente cálculo: COS = CO * DA * P; Donde: COS =

C almacenado (t C ha-1), P = Profundidad de muestreo (cm); DA = Densidad aparente del

46

suelo (g/cm-3), y CO = Contenido de carbono (%) determinado por método de Walkley-

Black.