INSTITUTO TECNOLOGICO DE MATAMOROS

DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUIMICA Y BIOQUIMICA

TRAZABILIDAD DE LA CLOROFILA EN EL PROCESO DE TRANSFORMACIÓN DE LA SOJA.

Que para acreditar su residencia presenta:JUAN ALBERTO ZARAZUA GARCIA

No. Control: 08260563 Semestre: 10

Alumno de la carrera: Ingeniería Química.

H. Matamoros Tamaulipas. Agosto del 2013.

INSTITUTO TECNOLOGICO DE MATAMOROS

DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUIMICA Y BIOQUIMICA

TRAZABILIDAD DE LA CLOROFILA EN EL PROCESO DE TRANSFORMACIÓN DE LA SOJA.

Que para acreditar su residencia presenta:JUAN ALBERTO ZARAZUA GARCIA

No. Control: 08260563 Semestre: 10

Alumno de la carrera: Ingeniería Química.

Asesor Técnico Interno: Biol. Guillermo Villasana VelázquezAsesor Técnico Externo: Ing. Miguel Ángel Ocegueda Félix

H. Matamoros Tamaulipas. Agosto del 2013

RESUMEN

Para la elaboración de este proyecto, conocer la cantidad de clorofila en las diferentes etapas del proceso es esencial, solo entonces podremos reducir la producción de aceite genérico, para llevar esto acabo se determinó espectrofotométricamente la cantidad de clorofila en el aceite de las muestras que provienen de cada etapa del proceso más sin embargo es importante recalcar y como se verá más adelante que la clorofila es muy variable en el aceite extractado de estas muestras, inclusive dentro de una sola de ellas, a diferencia de lo observado sobre la cantidad de clorofila en el aceite desgomado homogenizado.

INDICE

INTRODUCCION…………………………………………..……………………………………....1

I. GENERALIDADES DEL PROYECTO………………………………………..……………….2 1.1. Problema…………………………….……………………………………….………………..2

1.2. Objetivos………………………...…………………………………………….……………….21.3. Justificación……………………………………….……………………………..…………….2

II. FUNDAMENTOS TEÓRICOS………………….……………………………………………. 3 2.1. Definiciones………………………………………………………………………………..…..3

2.1.1. Clorofila…………………………………………………………………………………...32.1.2. Feofitina…………………………………………………………………..………………32.1.3. Espectrofotometría…………………………………………………………..………….32.1.4. Transmitancia………………………………………………………..………………….32.1.5. Absorbancia……………………………………………………………………………..3

2.2. El fenómeno de la degradación de la clorofila……………………………….…………3,42.3. Condiciones en las que se produce la destrucción de la clorofila……………………....4

2.3.1. Destrucción en etapas significativas en el ciclo de vida……………………….……52.3.2. Destrucción en el ciclo de vida…………………………………………………………52.3.3. Destrucción por muerte prematura…………………………………………………….5

2.4. Clorofilas: nomenclatura y características químicas………………………….…………..52.4.1. Estructura química y existencia de la clorofila………………………………….5,6,72.4.2. Estructura química de los derivados de la clorofila………………………………...72.4.3. Espectros de clorofilas y sus derivados…………………………………………….8,92.4.4. Propiedades químicas generales……………………………………………………..9

2.4.4.1. Solubilidad………………………………………………………………….……..92.4.4.2. Labilidad al ácido y álcali………………………………………………………..92.4.4.3. Reactividad fotoquímica………………………………………………………10

2.5. Metabolismo de la clorofila………………………………………………………..……..102.5.1. Biosíntesis de la clorofila……………………………………………………………102.5.2. Biodegradación de clorofilas…………………………………………..………….10,11a) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo I.b) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo II

2.6. Degradación de la clorofila durante la senescencia……………………………………..112.6.1. Cambios en la pigmentación asociados con la senescencia…………………..…12

2.7. Otras condiciones degradantes…………………………………………………………..122.7.1. Riesgos físicos………………………………………………………………………..12

2.7.1.1. Generales………………………………………………………….……………122.7.1.2.Temperatura……………………………………………………………………..122.7.1.3 Contaminantes……………………………………………………………….12,132.7.1.4 Luz………………………………………………………………………………...13

2.8. Espectrofotómetro……………………………………………………………………….13,142.8.1. Espectrofotómetros de haz sencillo computarizados………………………………142.8.2. Espectrofotómetros doble haz……………………………………….………………15

III. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE TRABAJO……………………….……………….163.1. Información de la empresa…………………………………………………………………16

3.1.1. Datos generales. Nombre y ubicación………………………………………………163.1.2. Descripción de la empresa……………………………………………………………163.1.3. Política de calidad……………………………………………………………………...16

3.2. Descripción general del proceso de producción de aceite……………………….17,183.3. Diagrama de flujo general………………………………………………………………….183.4. Organigrama de la empresa……………………………………………………….……….183.5. Información del departamento……………………………………………………………..18

3.5.1. Organigrama del departamento……………………………………………..……….18

3.5.2. Puesto y Funciones……………………………………………………………………19

IV. DESCRIPCIÓN DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS……………………...…204.1. Investigación…………………………………………………………………………………204.2. Procedimiento actual de análisis que se utiliza para la determinación de clorofila………………………………………………………………………………………..204.3. Análisis de práctica…………………………………………………………………………214.4. Determinación de clorofila en todas las etapas de producción de aceite…..……….224.5. Análisis de la información………………………………………………..…………………22

V.- RESULTADOS OBTENIDOS…………………………….…………………………………235.1. Variabilidad de la clorofila en aceite desgomado y grano de soja………………23,245.2. Variabilidad de la clorofila a través del proceso de transformación de la soja…….255.3. Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceitedesgomado a diferentes temperaturas……………………………………………………….265.4. Variabilidad de clorofila y sus productos degradadosen aceite desgomado a tiempo y temperatura constante…………………….…………….27

VI. ALCANCES Y LIMITACIONES…………………………………………………….……….286.1. Alcances……………………………………………………………………………..……….286.2. Limitaciones………………………………………………………………………….………28

VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES……………………………………………..297.1. Conclusiones…………………………………………………………………………………297.2. Recomendaciones…………………………………………………………………………..29

BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………………………………...30ANEXOS…………………………………………………………………………………………..31Listado de anexos

INTRODUCCIÓN

En el desarrollo del presente trabajo veremos como la cantidad de clorofila contenida en el aceite va cambiando a través del proceso de transformación de la soja.Comprender como la clorofila es degradada principalmente en feofitina y que esta tiene propiedades espectrales muy similares a la clorofila es fundamental para el correcto uso y puesta en práctica de los conocimientos generados por este proyecto.El objetivo de este trabajo es hacer posible que la producción de aceite cumpla con las características necesarias para ser procesado como aceite premium, para poder lograr esto es necesario conocer la cantidad de clorofila contenida en el grano que entra a proceso y como esta se va degradando en las diferentes etapas del proceso de producción.

I. GENERALIDADES DEL PROYECTO.

1.1. Problema.Se necesita conocer la cantidad de clorofila a través de todo el proceso para poder controlar así el producto terminado, ya que uno de los requerimientos para que el aceite se puede procesar como premium es que la cantidad de clorofila sea relativamente baja.

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1.2. Objetivos.Establecer la trazabilidad de la clorofila en el proceso de transformación de la soja.

1.2.1. Objetivo específico. Disminuir la producción de aceite genérico en planta.

1.3. Justificación.Al poder establecer la trazabilidad de la clorofila en el proceso de transformación de la soja se conocerá mejor el comportamiento real de la clorofila con esto podremos manipular la alimentación al proceso y también establecer un control de calidad del producto terminado (aceite desgomado).

II. FUNDAMENTOS TEÓRICOS.

2.1 Definiciones.

2.1.1 Clorofila.Es el pigmento fotosintético verde de las plantas. Del griego chloros = verde y phyllon = hoja. La clorofila absorbe la mayor parte del espectro azul y segmentos rojos del espectro electromagnético del sol, y por esta razón prevalece el verde intenso. Las plantas producen oxigeno gracias a la presencia de clorofila: energía base para sustentar el proceso de vida en las plantas (1).

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2.1.2 Feofitina.Las feofitina-a es un producto de degradación de la clorofila-a cuya región de absorción máxima coincide con la del pigmento parental (2).

2.1.3 Espectrofotometría.La espectrofotometría UV-visible es una técnica analítica que permite determinar la concentración de un compuesto en solución. Se basa en que las moléculas absorben las radiaciones electromagnéticas y a su vez que la cantidad de luz absorbida depende de forma lineal de la concentración. Para hacer este tipo de medidas se emplea un espectrofotómetro, en el que se puede seleccionar la longitud de onda de la luz que pasa por una solución y medir la cantidad de luz absorbida por la misma (3).

2.1.4 Transmitancia.La transmitancia (T) de una sustancia en solución es la relación entre la cantidad de luz transmitida que llega al detector una vez que ha atravesado la muestra, It, y la cantidad de luz que

incidió sobre ella, Io, y se representa normalmente en tanto por ciento: % T = It/Io x 100 La transmitancia nos da una medida física de la relación de intensidad incidente y transmitida al pasar por la muestra. La relación entre %T y la concentración no es lineal, pero asume una relación logarítmica inversa (3).

2.1.5 Absorbancia.La absorbancia (A) es un concepto más relacionado con la muestra puesto que nos indica la cantidad de luz absorbida por la misma, y se define como el logaritmo de 1/T, en consecuencia: A = log 1/T = -log T = -log It /Io cuando la intensidad incidente y transmitida son iguales (Io = It), la transmitancia es del 100% e indica que la muestra no absorbe a una determinada longitud de onda, y entonces A vale log 1 = 0(3).

2.2 El fenómeno de la degradación de la clorofila.El metabolismo de la clorofila abarca probablemente el proceso bioquímico más obvio de todos. Su biosíntesis determina la característica de “enverdecimiento” de las plantas en primavera y su degradación se manifiesta como la pérdida del pigmento color verde de las hojas y de la maduración de los frutos en otoño(2).La vía de biosíntesis ahora es razonablemente bien comprendida (Jones, 1979; Castelfranco y Beale, 1983) Sin embargo, el conocimiento de la degradación de la clorofila es mucho más limitado y difuso (2).De hecho, es lamentable que muchos científicos, tengan la creencia errónea de que los pigmentos de color rojo y naranja, característico de la senescencia foliar y la maduración de los cultivos, son productos de la degradación de clorofila. Esta falta del conocimiento de la ruptura de clorofila es tanto más sorprendente en vista de la obvia importancia del proceso en términos económicos y ambientales (2).El conocimiento de los mecanismos por los que se degrada la clorofila es importante tanto para nuestra comprensión básica de la fisiología y la bioquímica de las plantas, y en la evaluación de formas de explotar el fenómeno (2).

2.3 Condiciones en las que se produce la destrucción de la clorofila.La destrucción de la clorofila se produce en las células vivas y muertas como resultado de las influencias externas en el tejido muerto. Como se aclarará, la cantidad de clorofila no sujeta a la destrucción y que se mantiene intacta por largos periodos. Es probablemente pequeña y

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relativamente insignificante. En ese sentido, la clorofila es altamente inestable en contraste con otros pigmentos biológicos tales como los carotenoides, taninos y melaninas (2).Las condiciones que conducen a la destrucción de clorofila son: La destrucción que se produce en asociación con cambios significativos en el ciclo de vida del organismo (2).Destrucción que puede continuar en todas las etapas del ciclo de vida (2).La destrucción derivada de presiones ambientales hostiles. Los ejemplos de cada categoría (Tabla 1) (2).

Ta bla 1.- Condiciones en las que la destrucción de la clorofila ocurre en sistemas naturales.

2.3.1 Destrucción en etapas significativas en el ciclo de vida.Las etapas clave en el ciclo de vida de las plantas vasculares durante el cual se producen pérdidas de clorofila son germinación de la semilla, floración, maduración y la separación de los frutos y semillas de la planta madre y al final la muerte de la planta madre. La presencia de clorofilas y sus precursores en las semillas ha sido durante mucho tiempo conocida (2).

2.3.2 Destrucción en el ciclo de vida.La degradación de la clorofila durante la maduración de los tejidos vegetales se ha registrado (Shylk y Semenovich, 1972), aunque bastante mejor descritos en material de joven enverdecimiento (Virgin, 1955. Argyroudi-Akoyunoglou et al, 1982). Sin embargo, hay evidencia positiva de la destrucción de clorofila durante las últimas etapas de la maduración han sido descritas y cuantificadas para el trigo (Stobart y Hendry, 1984) y la cebada (Hendry y Stobart, 1986) (2).

2.3.3 Destrucción por muerte prematura.Los herbívoros representan un elemento significativo de la destrucción de la vida de las plantas antes de su madurez. La contribución a la destrucción de clorofila por patógenos virales, bacterianos y fúngicos por mucho tiempo se ha documentado, especialmente en cultivos de importancia económica (referencias citadas por Shaw, 1963 y Esaú, 1968), pero menos bien

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cuantificado entre las especies no agrícolas, que constituyen más del 90% de los la biomasa mundial (Whittaker, 1975) (2).En general, la dificultad de cuantificar el efecto destructivo de los agentes patógenos, se va agravando por los problemas de separación de los efectos físicos y bióticos (Lyons, 1973; Ayres, 1984). Otras influencias climáticas reconocidas como directa o indirectamente involucradas en la destrucción de la clorofila incluye el calor excesivo o prolongado (Adelusi y Lawanson, 1978), frío (Taylor y Craig, 1971), radiación γ y U.V. (Krebs, 1965; Sisson y Caldwell, 1976; Murai, 1980), la alta irradiación con luz visible combinada con bajas temperaturas o incluso oscuridad (2).

2.4 Clorofilas: nomenclatura y características químicas.

2.4.1 Estructura química y existencia de la clorofila.Un conocimiento práctico de las principales características estructurales y propiedades químicas fundamentales de la clorofila, es esencial para una apreciación de las posibles formas de degradación y la naturaleza de los productos de degradación (2).Al hablar de los nombres de las clorofilas y sus derivados, cuyo objetivo es proporcionar información práctica y de fácil comprensión, siempre que sea posible usar la nomenclatura de tetrapirroles seguirá las recomendaciones de la IUPAC (2).El término, clorofila, abarca una familia de compuestos que son complejos de magnesio derivados de tetrapirrol. Todas las clorofilas y sus derivados son porfirinas esterificadas con fitol. (Tabla 2) (2).

Tabla 2.- Estructuras de algunas clorofilas, bacterioclorofilas y porfirinas.

La clorofila a (Figura 1), que es el tipo más abundante de clorofila, y que se encuentra en todos los organismos que realizan la fotosíntesis (2).

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Figura 1.-Formacion de derivados de clorofila por desmetalacion y desfitolacion

La clorofila a coexiste con la clorofila b, de la que difiere sólo en el sustituyente en el átomo de carbono C7, los primera tiene un - CH3 y la segunda un - grupo CHO. La clorofila b siempre se produce en cantidades más pequeñas que la clorofila a, y la relación varía entre 1:2 y 1:4-5, dependiendo la especie (2).Las clorofilas c y d no se encuentran en plantas vasculares y se producen sólo en diatomeas, dinoflagelados y algas cafés. En las cianobacterias y algas rojas la clorofila a es la única clorofila presente (2).

2.4.2 Estructura química de los derivados de la clorofila.Las clorofilas pueden convertirse fácilmente tanto ‘in vivo” como en condiciones de laboratorio a una serie de derivados característicos, que retienen sistema de anillos macrocíclico. Tal vez la más simple alteración es la pérdida del átomo central de magnesio para producir compuestos conocidos como feofitinas. Por lo tanto, la clorofila a se convierte en feofitina a (Figura 2) y los compuestos correspondientes son conocidos para otras clorofilas. La hidrólisis del enlace éster que une el alcohol de cadena larga al sistema de anillo macrocíclico de las clorofilas también se puede llevar a cabo fácilmente. En la Clorofila a, la eliminación del grupo fitol produce clorofilida a (Figura 2 ), mientras la eliminación de magnesio y el grupo fitol, feoforbido a (Figura 2 ) (2).

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Figura 2.- Formación de derivados de clorofila por desmetalacion y desfitolacion

2.4.3 Espectros de clorofilas y sus derivados.Todas las clorofilas interactúan con la luz y por lo tanto tienen características U.V. y espectros electrónicos visibles. Esta propiedad es útil en la identificación de clorofilas y sus productos de degradación, y una breve descripción de lo importante que son esas características espectrales es dada más adelante.(Tabla 3 ) (2).A pesar de la reducción de uno de los anillos de pirrol, las clorofilas aún poseen un sistema de electrones deslocalizados y, como con todas las porfirinas, por lo tanto, presentan una banda de Soret fuerte en torno a los 400 nm. Sin embargo, con las clorofilas hay una fuerte absorción de luz en la región de 650 nm que es responsable de su pigmentación verde. El rango de absorbancia de rojo a azul (Tabla 3) se puede utilizar como diagnóstico para identificar el pigmento (2).

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Tabla 3.-Absorcion máxima y coeficientes de absorción milimolar para clorofilas y sus derivados.

En la figura 3 muestra el espectro de la clorofila-a en éter junto con el de feofitina-a, el compuesto resultante libre de magnesio. Aunque hay diferencias definitivas, que se pueden usar para distinguirlos, las características principales de los dos espectros son similares. La eliminación del grupo fitol y del magnesio nos da como resultado clorofilida a y feoforbido a, respectivamente, y estos no tiene ningún efecto significativo en el espectro. Registros de datos espectrales que podrían ser útiles en la identificación de las clorofilas y sus derivados pueden ser vistos en la Tabla 3. Las clorofilas tienen distintos espectros de fluorescencia que son característicos de los ambientes en los que se encuentran. Los espectros de fluorescencia pueden revelar una vasta cantidad de información sobre las propiedades físicas de las clorofilas y su papel en la fotosíntesis, pero, en comparación con la espectroscopia de absorción, la fluorescencia no se ha utilizado ampliamente en su identificación o estimación (2).

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Figura 3.-Espectros de clorofila-a (_____) y feofitina a (- - - -) en éter

2.4.4 Propiedades químicas generales.Un breve estudio de las reacciones químicas conocidas de clorofila que tienen relevancia para la estabilidad y la degradación se da aquí. El problema fundamental a considerar de la descomposición de la clorofila es que la degradación se produce bioquímicamente por reacciones específicas catalizadas por enzimas y químicamente sin influencia enzimática (2).Este último incluye tanto las reacciones de degradación accidentales que no juegan ningún papel biológico así como las reacciones que, aunque no son enzimáticas, pueden desempeñar un papel útil en los ciclos biológicos en general. Dentro de esta categoría vendría la foto-degradación de la clorofila que producirse durante la senescencia foliar (2).

2.4.4.1 Solubilidad.En la clorofila-a, no hay ningún grupo polar o hidrófilo y, por lo tanto se puede predecir, que es soluble en lípidos, pero casi totalmente insoluble en sistemas acuosos en el intervalo de pH fisiológico. Esta propiedad se puede utilizar como ventaja en la extracción y purificación de clorofilas pero esta falta de solubilidad en medios fisiológicos ha sido un problema importante en muchas situaciones experimentales, incluyendo el diseño de experimentos para estudiar la degradación de la clorofila (2).

2.4.4.2 Labilidad al ácido y álcali.Un ácido diluido provoca fácilmente la pérdida del Átomo de magnesio de las clorofilas o clorofilidas para dar las feofitinas o feoforbidos correspondientes. Ácidos fuertes y condiciones oxidantes inducen reacciones más complejas, incluyendo la pérdida del fitol. La cadena lateral fitilo también puede ser eliminada mediante un álcali. La facilidad con la que estas reacciones se producen en solución acuosa diluida es tal que los artefactos de degradación de la clorofila son muy fácilmente producidos en soluciones que no sean adecuadamente amortiguadas (2).

2.4.4.3 Reactividad fotoquímica.La fotodegradación es posiblemente uno de los principales mecanismos de degradación de clorofila, la potencialmente muy compleja fotoquímica de la clorofila es importante. Es una experiencia común que preparaciones de clorofila “in vitro” son blanqueadas rápidamente cuando están expuestas a luz fuerte. En general se supone que este fenómeno se evita “in vivo” por la influencia protectora de los carotenoides y un sistema de tilacoide intacto (2).

2.5 Metabolismo de la clorofila.

2.5.1 Biosíntesis de la clorofila.Es muy poco probable que la degradación de la clorofila implique la reversión de cualquier porción extensa de su ruta biosintética. Sin embargo, una breve referencia a la biosíntesis es relevante para una consideración de la degradación para dos razones. Primeramente, es importante estar al tanto de los compuestos intermedios que intervienen en la síntesis de modo que, si tales compuestos se aíslan de plantas particulares (por ejemplo, mutantes), que puedan ser reconocidos inmediatamente como tales y no confundirse con posibles productos de degradación. En segundo

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lugar, mientras que amplia inversión de la biosíntesis es poco probable, es posible que la inversión del último paso o dos en la síntesis pudiera ocurrir durante la degradación (2).La clorofila se forma por la protoporfirina IX. Esta porfirina es producida por una serie de reacciones ahora bien entendidas, a partir de un compuesto de 5-carbonos, 5-aminolaevulinato (Castelfranco y Beale, 1983) (2).La bioquímica fundamental de este proceso parece para ser idéntica para las plantas, hongos, animales y bacterias (Granick y Beale, 1978).Sin embargo, existe una diferencia en la formación de 5-aminolaevulinato, que es sintetizada a partir de glicina y succinil-CoA en animales, bacterias no-azufrosas y hongos, pero a partir del glutamato en las plantas y las bacterias púrpuras del azufre (Castelfranco y Beale, 1983) (2).

2.5.2 Biodegradación de clorofilas.Es útil tener en cuenta la degradación de la clorofila puede ser de dos tipos. El primero (la degradación de tipo I) incluye la pérdida de magnesio, pérdida de fitol y posible modificación de las cadenas laterales del núcleo de clorofila para producir feofitinas y feoforbidos. El segundo (la degradación de tipo II) implica la escisión del sistema de anillos macrocíclicos y la consiguiente degradación a menores fragmentos de carbono/ nitrógeno. Ambos tipos de degradación claramente ocurren (2).Aunque no hay ninguna reacción enzimática conocida referente, así que es posible decir con certeza de que su función específica es la degradación de la clorofila “in vivo”, una serie de enzimas han sido descritas con tales funciones posibles. Estos son aquí se resumen bajo los dos tipos de degradación propuestos (2).(a) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo I. La clorofilasa cataliza tanto la formación del enlace éster fitol, así como su hidrólisis y ha sido, en el pasado, implicada muchas veces en el mecanismo de degradación (Ziegler y Schanderl, 1969), aunque su función “in vivo” se cree mayormente que sea biosintética en lugar de degradativa (Jones, 1979) (2).Las enzimas responsables de la eliminación de los iones de magnesio quelado central, los llamados sistemas Mg de-quelatasa, también se han reportado en varias ocasiones. Los sistemas descritos hasta ahora han sido capaces de eliminar de magnesio de la clorofila (Schoch y Vielwerth, 1983) o clorofilida (Ziegler et al.1982) o de ambos (Owens & Falkowski, 1982).Ninguno de estos sistemas se ha caracterizado completamente (2). La característica común de estas reacciones del tipo I. Es que los productos tienden a ser encontrados en la naturaleza, en tejidos mantenido en menos que las concentraciones atmosféricas de oxígeno, como en los sistemas acuáticos. Aunque las reacciones de tipo I pueden estar involucrados en las etapas iniciales de toda destrucción de clorofila, la mayor parte de la distribución, al menos en los sistemas terrestres, implica al mismo tiempo reacciones de tipo II, la destrucción bruta del anillo macrocíclico (2).

(b) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo II. Desde hace algunos años, ha habido debate sobre si la escisión y la fragmentación del anillo macrocíclico a productos desconocidos son reacciones enzimáticas o no. Dupont y Siegenthaler (1986) argumentan firmemente que el anillo macrocíclico es degradado no enzimáticamente seguido del ataque de las especies de oxígeno activado (2).Enzimática o no, hay un cuerpo de evidencia que demuestra que las reacciones de tipo II requieren tanto la luz y el oxígeno. Ziegler y Schanderl (1969) mostraron que en el ausencia de ambos, feopigmentos se acumulan en una Chlorella mutante (2).Esta observación importante, y a menudo descuidada podría explicar por qué los feopigmentos son reportados consistentemente en ambientes con oxigeno agotado y deficientes de luz estas son características de muchos hábitats acuáticos o encharcados. Tiene que ser claramente que, en los

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sistemas naturales, bajo presiones de oxígeno atmosférico y en la luz del sol, feopigmentos no aparecen en concentraciones significativas (2).

2.6 Degradación de la clorofila durante la senescencia.La destrucción de la clorofila como fenómeno esta generalmente bien arraigado y, a veces camuflado por las extensas obras publicadas sobre senescencia, el envejecimiento, de los cultivos y la maduración del fruto y la abscisión. Un intento se hace aquí para aislar la comprensión de la degradación de la clorofila de de los muchos otros aspectos moleculares y celulares de la degeneración. Los aspectos más amplios de la senescencia están más completamente cubiertos en críticas de Thimann (1980), Addicott (1982), de Thomas y Stoddart (1980) y Thompson, Legge y Barber (1987) (2).

2.6.1 Cambios en la pigmentación asociados con la senescencia.La degradación de las clorofilas en las plantas en envejecimiento está ligada a los cambios tanto entre las propias clorofilas y entre otros pigmentos vegetales. Wolf (1956), en un estudio de 25 árboles de hoja “caduca” de América del Norte, mostró que la destrucción de la clorofila a en todos los casos precedió a la descomposición de la clorofila b. Sanger (1971) trazó la disminución en la proporción de clorofila a: b en roble de 3:1 el 30 Septiembre a 1:1 casi 15 días más tarde. A pesar de estos registros detallados, la tasa real de degradación de la clorofila en las hojas senescentes está sorprendentemente, poco descrito (2).

2.7 Otras condiciones degradantes.

2.7.1 Riesgos físicos.

2.7.1.1 Generales.Una serie de riesgos físicos, retos y estrés dan lugar a la descomposición de la clorofila. Estos peligros pueden ser convenientemente considerados en dos grupos - presiones del entorno natural, como las temperaturas extremas y la irradiación y los que se asocia cada vez más con las actividades del hombre y que incluyen los contaminantes gaseosos, líquidos y sólidos, que van desde emisiones de la industria hasta la llamada lluvia ácida. Sin embargo, antes de considerar cada tipo en detalle, es importante reconocer que causa y efecto rara vez se han distinguido considerando la degradación de la clorofila y muerte de la planta por el estrés físico. Por lo tanto, no hay certeza de que la secuencia de eventos es la siguiente:

Estrés físico> degradación de la clorofila >muerte,En lugar de la alternativaEstrés físico > muerte>degradación de la clorofila.Una situación similar ha sido discutida por Halliwell y Gutteridge (1984) en relación a la peroxidación lipídica y daño celular (2).

2.7.1.2 Temperatura. Dentro del entorno natural, bajas y altas temperaturas han sido implicadas en la destrucción de la clorofila. Las altas temperaturas resultan en la formación de pirofeofitina en un número de tejidos (Schwartz & von Elba, 1983). Las temperaturas bajas se asocian con el acortamiento del día y cambios otoñales en el pigmento de las hojas, Creasy (1974) (2).

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La pérdida de clorofila seguida de daño por frío puede ser debido no a bajas temperaturas como tal, sino a los efectos de los agentes patógenos que invaden el tejido previamente lesionado por el frío (2).

2.7.1.3 Contaminantes. Los contaminantes gaseosos han sido conocidos mucho tiempo por tener efectos de deterioro sobre las plantas. En un contexto de aumento global de CO2 atmosférico, Chang (1975) mostró que las concentraciones elevadas CO2 inducen senescencia y degradación del pigmento en la hoja de algodón. Satler y Thimann (1983) encontraron que el O2 puro aceleró la senescencia en las hojas. Informes de disminución de las concentraciones de clorofila en las plantas fumigadas con SO2 a menudo registran la degradación de la clorofila a en lugar de la clorofila b (Katz y Shore, 1955; Ricks & Williams, 1975; Lauenroth y Dodd, 1981), a pesar de los casos de destrucción simultánea de clorofila a y b en tejidos expuestos a SO2 son conocidos (véase Darrall y Jager, 1984). Este efecto de degradación de SO2 es, sin embargo, confundido por los informes sobre la promoción de la síntesis de la clorofila por NO2 (por ejemplo Horsman y Wellburn, 1976) (2). Este contaminante se presenta con frecuencia junto con SO2 y O3 (Fowler y Cape, 1982). Aunque tanto las concentraciones de clorofila y las tasas de fotosíntesis se ven afectadas negativamente por SO2, los mecanismos que causan la destrucción de pigmentos no se conocen (2).

2.7.1.4 Luz.La oscuridad, o irradiación extremadamente baja durante mucho tiempo han sido utilizadas para promover la degradación de clorofila artificialmente mediante la inducción de la senescencia prematura en hojas sanas. Si las plantas de cebada 7 días de edad, totalmente verdes se colocan en la oscuridad, dentro de 65 horas alrededor del 13% de la clorofila original aparece como feofitina. Esta cifra se eleva al 58% después de 135 h (G. Hendry, la observación no publicada). Incluso las hojas intactas de tales plantas se ven grises después de 5 a 6 d en la oscuridad. La formación de feofitina por oscuridad inducida no se ha detectado en hojas de trigo, avena o cebada en menos de 24 h de privación de luz (G. Hendry, la observación no publicada) (2).Un aspecto adicional de la radiación electromagnética en clorofila es la destrucción del pigmento por radiación  γ y U.V. La exposición de las plantas a radiación U.V. (288-315 nm), simulando el agotamiento del ozono en el medio ambiente natural, resulta en la pérdida de la clorofila (Sisson y Caldwell, 1976), 1984) (2).

2.8 Espectrofotómetro.Son numerosos los espectrofotómetros comercialmente disponibles. Algunos se han diseñado sólo para la región visible; otros se pueden utilizar en las regiones ultravioleta y visible. Otros, son capaces de medir desde la región ultravioleta hasta la del infrarrojo cercano (de 185 a 3.000 nm).Instrumentos para la región visible. Existen en el mercado varios espectrofotómetros diseñados para trabajar en el intervalo de longitudes de onda de aproximadamente 380 a 800 nm. Estos instrumentos son, con frecuencia, sencillos, de un solo haz, relativamente, robustos y fácilmente transportables. Al menos uno funciona con batería y es lo suficientemente ligero y pequeño para ser portátil. La aplicación más común de estos instrumentos es el análisis cuantitativo, aunque algunos de ellos proporcionan también, sorprendentemente, buenos espectros de absorción (4). La Figura 4 se muestra el funcionamiento de un espectrofotómetro sencillo y barato, el Spectronic 20. La versión original de este instrumento apareció en el mercado a mediados de los años cincuenta, y la versión modificada, que se muestra en la figura, todavía se fabrica y se vende mucho. Sin duda, en la actualidad hay más instrumentos de éstos por todas partes del mundo que de cualquier otro modelo de espectrofotómetro. La popularidad de este instrumento se debe,

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particularmente como herramienta para la enseñanza, a su relativo bajo precio, su robustez y sus satisfactorias características de funcionamiento. El Spectronic 20 consta de una fuente luminosa de filamento de wolframio, que trabaja mediante una fuente de alimentación estabilizada y que proporciona radiación de intensidad constante. Después de la difracción en una red de reflexión sencilla, la radiación atraviesa la cubeta de la muestra o de la referencia y llega al fototubo. La señal eléctrica amplificada en el detector acciona un dispositivo de medida con una escala de 14 cm graduada en unidades de transmitancia y absorbancia.El instrumento está equipado con un obturador que consiste en un aspa que se interpone automáticamente entre el haz y el detector siempre que se retira la cubeta del porta cubetas; en estas condiciones se puede hacer el ajuste del O por 100 T. Otras características técnicas del instrumento incluyen una anchura de banda de 20 nm y una exactitud en la longitud de onda de ±2,5 nm (4).

Figura 4.- Diagrama del sistema óptico de un espectrofotómetro “Spectronic 20”.

2.8.1 Espectrofotómetros de haz sencillo computarizados.Con estos instrumentos se realiza primero un barrido de longitudes de onda con la disolución de referencia en la trayectoria del haz. La señal de salida del detector se digitaliza en tiempo real y se almacena en la memoria del ordenador. Después se realiza el barrido con la muestra y se calcula la absorbancia con la ayuda de los datos de la disolución de referencia almacenados. El espectro completo se visualiza sobre un tubo de rayos catódicos en 2 s después de la adquisición de datos. Son factibles velocidades de barrido tan altas como 1.200 nm/min. El ordenador asociado al instrumento está provisto de varias opciones relacionadas con el procesamiento de los datos y la presentación de los mismos como logaritmo de la absorbancia, transmitancia, derivadas, espectros superpuestos, barridos repetitivos, cálculo de concentraciones, localización de picos, determinación de alturas y medidas cinéticas (4).

2.8.2 Espectrofotómetros doble haz. Actualmente se puede disponer de numerosos espectrofotómetros de doble haz para la región ultravioleta/visible. En este instrumento la radiación se dispersa en una red cóncava que enfoca al haz sobre un espejo en sectores rotatorio. El instrumento presenta un intervalo de longitudes de onda de 195 a 850 nm, una anchura de banda de 4 nm, una exactitud fotométrica del 0,5por 100 T y una reproducibilidad del 0,2 por 100 A; la radiación parásita es menor del 0,1 por 100 de Po a 240 y 340 nm (4).

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III. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE TRABAJO.

3.1. Información de la empresa.

3.1.1. Datos generales. Nombre y ubicación.El nombre oficial de la empresa es Proteínas Básicas, S.A de C.V. Se encuentra ubicada en ave. Industrial km 0.5 colonia zona industrial cp. 87325 teléfono (868) 8-11-12-00

3.1.2. Descripción de la empresa.Proteínas básicas naturales es una empresa muy importante en México ya que es la mayor productora de aceite comestible y harina de soya para consumo.

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Visión.Ser una organización más integrada en productos terminados, tanto industriales como de consumo, líderes en el mercado nacional y con un crecimiento importante en el mercado internacional.

Misión.“Transformar y comercializar oleaginosas en productos industriales y de consumo de alta calidad, satisfaciendo confiablemente las necesidades de nuestros clientes, mediante la administración con calidad total y trabajo en equipo en todas y cada una de las áreas del grupo, buscando siempre la más alta rentabilidad de operación”.

Valores. Orientación al cliente Creatividad e Innovación Integridad Trabajo en equipo

3.1.3 Política de calidad.En el grupo Ragasa, nos comprometemos a consolidar e incrementar el liderazgo a través de superar consistentemente las expectativas de nuestros clientes, suministrando productos servicios de alta calidad que sean su mejor opción mediante:

El conocimiento sistemático de las necesidades de los clientes Traducción de esas necesidades en requerimientos de operación El control y mejora continua de los procesos productivos y administrativos El desarrollo de proveedores La utilización de tecnología adecuada El desarrollo integral de nuestro personal Un liderazgo basado en principios Medición de la satisfacción de las necesidades de nuestros cliente

3.2 Descripción general del proceso de producción de aceite.A continuación se presenta una breve descripción de las etapas involucradas en el proceso de producción de aceite.

Recepción de materia prima y almacén. La soja llega a la empresa mayoritariamente por medio de trenes aunque también pero en menor escala por medio de camiones, una vez que es descargada pasa a los tres silos de almacenaje de materia prima.

Prelimpia.En esta área la soja sufre remoción parcial de la basura de mayor tamaño que pueda contener (hojas, ramas y otros contaminantes).

Secado y atemperado.En esta etapa del proceso se realiza principalmente para ofrecer la harina de soya conocida como "Hi-Pro", cuyo contenido mínimo de proteína es de 48%.

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Limpieza.Antes de que las semillas sean procesadas, pasan por la etapa de limpieza, la cual consiste principalmente en separar y retirar de las semillas, toda materia extraña como palos, piedras, tierra, partículas metálicas, papeles y en algunos casos, otro tipo de semilla. En la etapa de limpieza, se utilizan imanes para retirar cualquier material ferroso.

Quebrado y Separación (Descascarado).   El proceso continúa con un quebrado de las semillas con el propósito de partirla y poder separar la cáscara de la almendra.

Cocimiento y laminado.Consiste en que la almendra libre de cascarilla se cose y acondiciona para después pasarla por los laminadores de tal forma que ésta queda en forma de hojuela dejándola preparada para la extracción.

Extracción por solvente.El producto de la preparación es puesto en contacto con hexano a contracorriente.El sobrante sólido que sale de la extracción, es enviado a un proceso de desolventización y secado en donde además de retirar el solvente se le da un tratamiento térmico en donde se modula y controlan las especificaciones y características propias de calidad de las harinas. 

Destilación.Una vez que la mezcla de hexano y aceite sale de la cama de extracción entra a la a columna de destilación donde es separados el hexano y el aceite crudo.

Desgomado.Al aceite crudo se le adiciona agua para hidratar los fosfolipidos después se centrifuga y se obtienen las gomas y aceite desgomado.

Secado y Almacenaje.Una vez desgomado el aceite pasa a ser secado y almacenado.

3.3 Diagrama de flujo general.Ver anexo 1

3.4 Organigrama de la empresa.

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3.5 Información del departamento.El departamento de laboratorio tiene como función principal analizar muestras para liberación de productos, dar soporte al proceso de producción, a proyectos de seis sigma y desarrollo de nuevos productos.

3.5.1. Organigrama del departamento.

3.5.2 Puesto y Funciones.El puesto asignado fue de Residente en el Área de Laboratorio de Análisis. A continuación se menciona la principal actividad desarrollada durante la realización del proyecto:

Se realizó la determinación de la clorofila en muestras de proceso

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IV. DESCRIPCIÓN DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS.

Aunque existen varias maneras de cuantificar la clorofila y sus formas degradadas intente desarrollar 2 métodos para poder determinar la cantidad de clorofila contenida en la soja atreves de todo el proceso de producción de aceite. Basándome en la literatura consultada comprendí que clorofila tiende a degradarse con mayor facilidad con el calor, más que con otros agentes degradantes y lo que intente hacer en uno de estos métodos fue evitar esto al máximo , más sin embargo debido a que solo se contaba con espectrofotómetro como único equipo capaz de realizar la determinación de clorofila en el laboratorio de la empresa, al espectro electromagnético que posee la clorofila y sus formas degradadas y a ciertas cuestiones técnicas de los otros métodos opte por desarrollar solo un método oficial de la American Oil Chemists' Society que lleva por nombre “Determination of Chlorophyll Pigments in Crude Vegetable Oils” y el numero del método es Cc 13i-96. 4.1 Investigación.Se realizo una investigación con respecto a las vías de degradación de la clorofila y los métodos de como sus formas degradadas pueden ser cuantificadas.

4.2 Procedimiento actual de análisis que se utiliza para la determinación de clorofila.

Material, herramientas y equipo.

Espectrofotómetro

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metil-isobutil-cetona Tubo thermo Scientific de ½” de diámetro Molino Stein mill Vaso de precipitado 150 ml Embudo y torunda de algodón Papel filtro Whatman N°1 Pipeta 5 ml

Políticas de calidad del procedimiento de determinación de clorofila.

Mantener las cubetas o recipientes limpios para asegurar una buena lectura.El factor es un dato obtenido de la verificación interna del equipo.Es importante que en el filtrado se evite el paso de partículas finas, ya que esto altera el resultado.Se requiere trabajar dentro de una campana de extracción para que los vapores no entren en contacto con resistencias eléctricas.

Desarrollo:1. Tomar un vaso de precipitado de 150 ml y llenarlo (al ras) con aproximadamente 100 gr

de muestra. 2. Secar en la estufa a 130 + 3 ° C, enfrié para moler en molino Stein mill.3. Colocar la muestra molida en una bolsa de plástico con cierre hermético.4. Preparar un con papel filtro Whatman N° 1 y colocar dentro de un embudo de filtración

y en la terminación de este coloque una torunda de algodón y colocar todo esto sobre un vaso de precipitado de 150 ml.

5. Verter la muestra sobre el cono hecho con el papel filtro.6. Adicione 80 ml de hexano (se observara que el hexano es absorbido por la muestra) ,

posteriormente seguir agregando porciones de 30 ml de hexano ,dejando que pasen a través de la muestra gota a gota hasta obtener una micela de 100 ml.

7. Evaporar todo el hexano de la mezcla, sin exceder la temperatura de 70°C en la parrilla.

8. Filtrar el aceite obtenido en un cono preparado con papel filtro Whatman N°1 (con la única finalidad de eliminar la humedad al mínimo).

9. Encender el espectrofotómetro (dejar calentar el foco por 10 minutos).10. Oprimir el botón A/T/C del espectrofotómetro y elija la opción de absorbancia.11. Ajustar a 630 nm de longitud de onda mediante las flechas del espectrofotómetro.12. Con una pipeta recoja 5 ml de metil-isobutil-cetona y colóquelos dentro de un tubo de ½ ʺ

este tubo servirá como blanco y se utilizara para en las 3 lecturas a 630 nm, 670 nm y 710 nm.

13. Coloque el blanco dentro del espectrofotómetro y cierre la tapa del equipo14. Oprima la tecla 0 ABS / 100 % T, con esto se ajustara el equipo a cero, se retira el blanco.15. Colocar en un tubo 5 ml de muestra aproximadamente.16. Colocar el tubo con la muestra dentro del espectrofotómetro y cerrar la tapa.17. registrar el valor obtenido a 630 nm (A630).18. retirar el tubo con la muestra y colocarlo en una gradilla.19. Ajustar el espectrofotómetro a 670 nm.20. Colocar el blanco dentro del espectrofotómetro.21. Oprima la tecla 0 ABS / 100 % T y retirar el blanco.22. Colocar el tubo con la muestra en el espectrofotómetro.

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23. Registrar la lectura a 670 nm (A670).24. Repetir los pasos del 18 al 23 pero con la única diferencia que el ajuste se en la

longitud de onda será de 710 nm.

Fórmula para la determinación de clorofila contenida en aceite de soja

mg/kg (clorofila)= [A670 –(A630 + A710)/2]/FA= absorbancia F= factor

NOTA: Los pasos del 1 al 8 son la preparación de la muestra para poder proceder a la determinación con una lectura real en el espectrofotómetro estos primeros 8 pasos son aplicados a las muestras que provienen de las etapas previas a extracción mas no es así con las etapas posteriores a extracción ya que las muestras ya vienen como aceite así que no es necesario realizar los primeros 8 pasos. Los pasos posteriores se basan en el procedimiento establecido por la American Oil Chemists’ Society y Society. Además es importante comentar que el equipo se somete mensualmente a una calibración que consta en comparar la cantidad de clorofila de unas muestras estándar en el espectrofotómetro que son enviadas por nuestro cliente (planta hermana) Proteínas Naturales S. A. de C. V. y así se obtiene el valor de el Factor (F).

4.3 Análisis de práctica. Se realizaron análisis de práctica con el objetivo de desarrollar la habilidad, rapidez y correcta ejecución del método para la determinación de la clorofila.

4.4 Determinación de clorofila en todas las etapas de producción de aceite.Se cuantifico la cantidad de clorofila en diferentes muestras soja proveniente de todo el proceso de producción de aceite

4.5 Análisis de la información.Se observa que según los datos obtenidos el contenido de clorofila no es constante en las etapas previas a extracción, mas sin embargo después de haber realizado el análisis de clorofila tanto al aceite crudo y desgomado se concluye que estos son los únicos que no muestran una variabilidad significativa del contenido de clorofila.

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V.- RESULTADOS OBTENIDOS. 5.1 Variabilidad de la clorofila en aceite desgomado y grano de soja.A continuación se muestran los resultados de la determinación de clorofila en el grano de soja y en el aceite desgomado.

Tabla 4.- Muestra los resultados obtenidos de la determinación de clorofila para una misma muestra de aceite desgomado.

Grafica 1.- Comportamiento de la clorofila una misma muestra de aceite desgomado.

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En la grafica 1 se observa como la variación de la clorofila contenida en la misma muestra de aceite desgomado no varía significativamente y tiende a formar una línea recta, su rango de variación es de 2059.52 mg/Kg a 2142.85 mg/Kg.

Tabla 5.- Muesta los resultados de la variabilidad existente de clorofila en una misma muestra de grano.

Grafica 2.-Se puede observar que el contenido de clorofila es muy irregular en cada una de las 9 repeticiones.

La grafica 2 muestra claramente que el contenido de clorofila es muy variable en el grano, recalcando que esta determinación se hizo con la misma muestra de grano las 9 repeticiones, aquí es importante mencionar que se termino la muestra por esa razón solo se realizaron 9 determinaciones en lugar de 10 como ocurrió en el caso del aceite desgomado mostrado anteriormente.

5.2 Variabilidad de la clorofila a través del proceso de transformación de la soja.

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Tabla 6.- Contiene el número de identificación asignado a cada muestra y la cantidad de clorofila contenida dentro de la misma en mg/Kg.

Grafica 3.- Contiene los resultados de la determinación de clorofila en mg/Kg a través de todo el proceso de transformación de la soja.

Estas determinaciones se realizaron como confirmación de los resultados de la variabilidad de la clorofila en la grafica 2. Los resultados tanto de la granza y la cascara fueron indeterminados ya que en el primer caso el aceite obtenido resulto ser demasiado obscuro como para poder fiarse de el resultado y en el segundo caso se obtuvo muy poco aceite y resulto poco práctico intentar extractar mas ya que tomaba demasiado tiempo, esto es debido a que el contenido de aceite residual en la cascara es muy bajo generalmente ronda el valor de 1%.

5.3 Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceite desgomado a diferentes temperaturas.

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Tabla 7.- Muestra la cantidad de clorofila contenida en aceite desgomado que fue sometido a diferentes temperaturas.

Grafica 4.- Estos resultados confirman que la clorofila y sus productos degradados poseen un espectro de absorción similar y confirman que la cantidad de de clorofila y sus productos degradados no varia significativamente. En la grafica 4, se muestran los resultados de la determinación de clorofila para una misma muestra de aceite desgomado a las temperaturas indicadas en la tabla, y a simple vista se observa que no hay variación significativa del contenido de clorofila a dichas temperaturas. En este experimento se busco promover una degradación exponiendo al aceite desgomado a Diferentes temperaturas una vez alcanzadas se procedió a realizar la determinación de clorofila.

5.4 Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceite desgomado a tiempo y temperatura constante.

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Tabla 8.-Muestra las determinaciones de clorofila y sus productos degradados a los que fue sometido un aceite desgomado manteniendo la temperatura constante.

Grafica 5.- Se aprecia una variabilidad muy pequeña del contenido de clorofila y sus productos degradados.

En la grafica 5 se muestra una vez más la poca variación en el contenido de clorofila del aceite desgomado, esta vez la determinación se realizo manteniendo la temperatura constante a 60 grados Celsius y la única variable fue el tiempo de calentamiento estas determinaciones se realizaron con el fin de promover una mayor degradación de la clorofila y confirmar una vez más que el espectro absorción de los productos de degradación de la clorofila son similares , el tiempo de análisis se determino basándonos en la literatura consultada. .

VI. ALCANCES Y LIMITACIONES.

6.1. AlcancesBasándome en los resultados obtenidos puedo decir que gracias a la realización de mi proyecto se conoce mejor el comportamiento real de la clorofila a través de todo el proceso de producción de aceite y podemos aconsejar con seguridad que una buena homogenización del aceite crudo o desgomado se puede aplicar como medida de control de calidad del aceite.

6.2. LimitacionesPara el desarrollo de este proyecto una limitante fue el tiempo debido a que no se tenía previsto que el espectrofotómetro estuviera fuera de servicio por más de 1 mes ya que sufrió 3 averías y se opto por comprar un equipo nuevo que tardo aproximadamente 3 semanas en llegar a la planta.

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VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES.

7.1. Conclusiones.Se observó que el contenido de clorofila a través de las etapas previas a la extracción de aceite es muy variable debido a esto no es posible tener un control muy preciso sobre esta parte del proceso, por lo tanto no es posible establecer la trazabilidad de clorofila a través del proceso completo de transformación de la soja, sin embargo es diferente en el caso del aceite desgomado y aceite crudo, aquí se observó que dichos aceites se pueden homogenizar y se puede observar que el contenido de clorofila no varía significativamente y es aquí donde podemos establecer algunas medidas de control.

7.2. Recomendaciones.Es importante realizar las determinaciones siempre siguiendo el orden del método para evitar confusiones, también hay que trabajar siempre con material limpio esto es de suma importancia ya que e material contaminado ocasiona una lectura errónea del contenido de clorofila y se tiene que repetir todo el procedimiento.

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VIII. BIBLIOGRAFÍA

1. - Sorumlu, Y. Y. (2010). Chlorophyll: Structural Properties, Health Benefits and Its Occurrence in Virgin Olive Oils. Akademik Gıda, 26, 32, 1304-7582.2. -Hendry G. A., Houghton J. D. Y Brown S. B., (1987), The Degradation of Chlorophyll a Biological Enigma, New Phytol, 107, 255-302.3.- No supe como citar esta referencia4.- Douglas A. S., Holler F. J., Timothy A. N., (2001).Principios de Análisis Instrumental, Mc Graw-Hill.

Esta es la referencia 3, tengo duda en como citarla también tengo el enlace del documento es de una universidad

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ANEXOS.Anexo 1.- Diagrama de flujo general de Proteínas Básicas S. A. de C. V.

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DIAGRAMA DE FLUJO GENERAL

PROTEINAS BASICAS S.A. DE C.V.

RECEPCION SEMILLA

ALMACENA

JE

PRELIMPIA SECADO

ATEMPERADO SILO TRABAJO LIMPIEZA QUEBRADO

DESCASCARADO ACONDICIONAMIENTO HOJUELADO EXPANDER

SEMILLA DE SOYA

ALMENDRA DE SOYA

HOJUELA

EXTRACCION DESOLVENTIZADO Y TOSTADO

COLLET /HOJUELA CONHEXANO

COLLET

DESTILACION CONDENSACIONSECADO HARINA

DECANTACION DE HEXANO

DESGOMADO

ALMACEN SALVADO

MOLIENDA HARINA

ALMACENAJE DE HARINA

ALMACENAJE

DE ACEITE CRUDO

ALMACENAJE DE ACEITE

DESGOMADO

ALMACENAJE DE LECITINA

EMBARQUE DE PRODUCTOS

SALVADO, ACEITE CRUDO Y

DESGOMADO, LECITINA Y HARINA

SALVADO ENTERO

SALVADO MOLIDO

SECADO SECADO SECADO

MOLIENDA SALVADO

AC. DESG. HUMEDO

GOMAS

AC. CRUDO HUMEDO

HEXANO

HARINA HUMEDA

VAPOR HEXANO/AGUA

HEXANO

LIQUIDOMISCELA (ACEITE Y HEXANO)