Proteínas de membrana externa (Omp) de Acinetobacter

baumannii. Papel en virulencia y resistencia a antibióticos.

Alberto García en colaboración con el Instituto de biomedicina de Sevilla IBiS

y el departamento de microbiología de la facultad de biología de la universidad de Sevilla.

RESUMEN

Debido al aumento de la patogenecidad y resistencia a antibióticos, al alto grado de

mortalidad y el número creciente de infecciones nosocomiales hacen de Acinetobacter

baumannii un importante patógeno humano. Numerosas investigaciones han permitido

que en esta revisión se expongan las principales enfermedades, formación del biofilm,

las superficies de adhesión tanto bióticas como abióticas, los factores de virulencia y los

mecanismos de resistencia a antibióticos más característicos desde proteínas de

membrana externa (Omps), modificación de enzimas y mutaciones genéticas a bombas

de expulsión de antibióticos en A. baumannii.

INTRODUCCIÓN

El género Acinetobacter está compuesto por bacterias gran negativas de forma

bacilar/cocobacilo, aerobios estrictos, no fermentadores de glucosa y distribuido

ampliamente en la naturaleza con gran importancia en el suelo donde contribuyen a su

mineralización. Generalmente no patogénicos en individuos sanos y clasificados en 3

subgrupos:

- Acinetobacter calcoaceticus-baumaniix: complejo oxidante de la glucosa, no

hemolítico.

- A. lwoffii: negativo a la glucosa, no hemolítico.

- A. haemolyticus: hemolítico.

El género Acinetobacter posee una distribución ecológica amplia encontrando muestras

de cepas aisladas sobre agua, animales y en el suelo además de formar parte de la

microbiota normal en humanos. El grupo que constituye A. calcoaceticus-baumanniix

está representado por cepas aisladas en ambientes clínicos, equipamiento y personal

médico y sobre pacientes hospitalizados que presentan en general resistencia a la

mayoría de antibióticos y donde también podemos encontrar cepas como ATCC 19606

y ATCC 17978 (sensibles a la mayoría de antibióticos). Otro grupo está formado por A.

johsonii, A. lowffi y A. radioresistens que se pueden encontrar sobre animales, alimentos

en mal estado y formando parte de la flora normal. El último grupo está compuesto por

cepas de A. calcoaceticus y A. johnsonii, generalmente sensible a distintos antibióticos

pero que junto a A. radioresistens del grupo anterior se encontraron en 2011 cepas con

genes de resistencia a carbapenemas.

En esta revisión nos centraremos en A. baumannii, perteneciente al grupo A.

calcoaceticus-baumaniix y diferenciable por la aparición de OXA-51. Es un importante

patógeno nosocomial debido al aumento de infecciones y la emergencia de cepas

multirresistente en las últimas 3 décadas.

A. baumannii es capaz de sobrevivir en ambientes hospitalarios gracias a que es capaz

de interactuar con diferentes superficies ya sean bióticas o abióticas. Dentro de las

superficies biológicas encontramos: células epiteliales humanas, filamentos de Candida

albicans o Helicobacter pylori que forma parte de la microbiota humana y sirve como

reservorio en infecciones causadas por Acinetobacter. Las superficies abióticas incluyen

dentro del entorno hospitalario: muebles, ropa y equipo médico. Suponen un gran

problema en procesos quirúrgicos, respiración mecánica y transplantes. La capacidad de

algunas cepas de relevancia clínica a sobrevivir largos periodos de tiempo en

condiciones de estrés hídrico sobre superficies abióticas, la resistencia a antibióticos, la

persistencia en ambientes clínicos y algunas formas de enfermedad se deben en gran

medida a la capacidad de formar biofilm

1. Tipos de infecciones causadas por A. baumannii

Debido a la adherencia y la formación de biofilm, al aumento de resistencia a

antimicrobianos, la capacidad para sobrevivir en ambientes con baja humedad y la

persistencia en ambientes hospitalarios hacen que A. baumannii debe ser considerado

un patógeno de gran relevancia clínica. El número de infecciones producidas en las tres

últimas décadas se ha visto aumentado debido a las características antes mencionadas y

hace la eliminación de A. baumannii de ambientes clínicos una tarea difícil. Las

enfermedades causadas se enumeran a continuación con la ayuda de la FIGURA 1.

Neumonía nosocomial. Ocurre comúnmente en áreas de cuidados intensivos. En

pacientes que reciben ventilación mecánica. A. baumannii puede sobrevivir largos

periodos de tiempo en el equipo de respiración asistida. Es más frecuente que los casos

de pneumonía adquiridas en la comunidad y la exposición al patógeno deriva en una

tasa de mortalidad mayor, comprendida entre 40-70%. En España A. baumannii es la

tercera causa de pneumonía más común después de Pseudomonas aeruginosa y

Staphylococcus aureus. Del 3 al 5 % de las pneumonías de origen nosocomial son

causadas por Acinetobacter spp pudiendo llegar al 15-24% en otros estudios. Que los

porcentajes sean tan variables se debe principalmente al uso de mecanismos de

ventilación y su correcta desinfección.

Infecciones del torrente sanguíneo o bacteremia. Estudios recientes demuestran

como de un total de 903 pacientes con infecciones de sangre adquirida en unidades de

cuidados intensivos 108 o lo que es lo mismo el 10,03%, son producidos por A.

baumannii. Las zonas más comunes por las que ocurre la infección del torrente

sanguíneo por A. baumannii son las vías respiratorias inferiores y lugares expuestos a

dispositivos intravasculares. La tasa de mortalidad comprende 28-43% de los casos de

infección y se debe principalmente a factores de riesgo asociados a procedimientos

invasivos e inmunodepresión mientras que infecciones adquiridas en la comunidad

poseen una menor tasa de mortalidad de alrededor de un 16.3%. Las bacteremias son

causadas principalmente por A. baumannii y A. nosocomialis resistente a carbapenemas,

CRAB y CRAN respectivamente siendo CRAB resistente a la mayoría de antibióticos

usados en la clínica y generan mayor probabilidad de mortalidad.

Infecciones de tejidos blandos y sobre la piel. Es difícil diferenciar entre infección y

colonización en estos casos y son generalmente poco comunes. El principal problema

radica y está bien documentado que A. baumannii actúa como un importante patógeno

oportunista en unidades de quemados, afectando principalmente en focos militarizados.

La tasa de mortalidad está aún sin determinar debido a que de los 8 soldados

hospitalizados con infecciones de este tipo murió uno de ellos pero no se puede

establecer como muerte debida a la infección debido a que ingreso herido de bala.

Meningitis. Ocurre como el resto de enfermedades nosocomiales pero en este caso

generalmente tras intervenciones quirúrgicas intracraneales. La exposición al patógeno

se debe a ambientes colonizados por el patógeno como es el caso de los quirófanos o

bien a través de utensilios médicos mal desinfectados utilizados en la intervención. Los

efectos producidos por A. baumanni son los mismos que en el resto de meningitis

bacteriana (Fiebre, alteraciones de la consciencia, dolor de cabeza y convulsiones) y

representan el 10.9% de los casos de meningitis bacteriana. Los datos en cuanto a tasa

de mortalidad asociado con meningitis postquirúrgica no son representativos debido al

bajo número de estudios y pacientes en los que se han realizado el seguimiento. Varios

estudios en los años 2007-2008 estiman la tasa de mortalidad entre 33-75%.

Osteomielitis. Ha sido estudiado recientemente. A pesar de no encontrar casos de

enfermedad adquiridos en la sociedad, está bien documentado el efecto de A. baumannii

en personal militar después de sufrir algún traumatismo. Es el caso de un hombre de 55

años de edad, sufrió una lesión en Iraq debido a una granada que le fracturó el fémur. El

seguimiento del paciente demostró un aumento de leucocitos y eritrocitos por μL muy

por encima de los parámetros normales, radiografías posteriores demostraron la

existencia de gas en los tejidos blandos circundantes al fémur y un aumento de actividad

leucocitaria confirmando en último lugar la infección por A. baumannii. Otros estudios

llevados a cabo en una unidad de cuidados intensivos también en Iraq confirmaron la

existencia de osteomielitis en 18 soldados de los cuales, tres se asociaban con

bacteremias. La tasa de mortalidad es del 0% lo que se debe al bajo número de estudios.

Endocarditis. Existen dos tipos de endocarditis, infecciosa y no infecciosa y hacen

referencia a un proceso inflamatorio localizado en el revestimiento interno de las

cámaras y válvulas bien sea nativas o protésicos-cardíacas debido o no a un agente

microbiano. Es poco frecuente que sea producido por A. baumannii aunque hay casos

aislados ocurridos tras intervenciones con catéteres intravasculares y válvulas cardiacas.

La tasa de mortalidad media por infecciones producidas por A. baumannii asciende a un

total de 19-54 %

FIGURA 1. Enfermedades producidas por A. baumannii.

2. Factores de virulencia en A. baumannii.

Se conoce a los factores de virulencia como cualquier componente de origen bacteriano

que causa una enfermedad o potencia la capacidad de hacerlo. Se excluyen todos

aquellos elementos necesarios para el desarrollo. Los factores de virulencia pueden estar

codificados por plásmidos, transposones o en islas de patogenecidad y están regulados

en gran medida por señales ambientales reconocidas por el patógeno.

Comparado con otros patógenos gram-negativos se han identificado en A. baumannii

pocos factores de virulencia, que quedan representados en la FIGURA 2.

- Lipopolisacáridos (LPS). Aparece en la membrana externa de bacterias gran-

negativas. Tiene 3 componentes que son: lípido A, núcleo o core y antígeno O..

El lípido A y el oligosacárido O (endotoxina) desencadenan la respuesta

inmunitaria. En A. baumannii se ha comprobado como mutantes carentes del gen

lpsB presentan menos resistencia en el suero y menos supervivencia en

infecciones de tejidos blandos demostrando el papel que juega el LPS en la

patogénesis bacteriana. Las funciones más destacadas que confieren una mayor

patogenecidad son la evasión del sistema inmune y la activación de la respuesta

inflamatoria.

- Polisacáridos de la cápsula. La cápsula es una capa rígida e impermeable que

recubre a algunas bacterias y que está compuesta principalmente por

glicoproteínas y polisacáridos. En A. baumannii se han determinado dos factores

de virulencia mediante el estudio con mutantes en los genes ptk y epsA en los

que se ha insertado un transposón. Los fenotipos en los que no se expresan

dichos genes están carentes de varios polisacáridos, impidiendo el crecimiento

en ascitis y suero. Las principales funciones de los polisacáridos de la capsula se

resumen en: evasión del sistema inmune y crecimiento en ascitis y suero.

- PBPs (Penicillin-Binding Proteins). Las proteínas ligadoras de penicilina son las

encargadas de la biosíntesis de peptidoglicano, contribuyen en la formación de la

pared celular bacteriana cuya principal función es dar estabilidad a la célula. Es

bien conocida la implicación de PBP 7/8 en la patogénesis de infecciones

producidas por A. baumannii debido a que mutantes en el gen pbpG que codifica

para estas enzimas muestran una disminución de la supervivencia en ascitis

humana, infecciones de tejidos blandos, neumonía en ratones y 90% de

mortalidad en suero humano in vitro. Se ha demostrado a partir de la expresión

de pbpG como la ausencia de PBP 7/8 o lo que es lo mismo, defectos en la

síntesis de peptidoglicano se traduce en una mayor sensibilidad de A.baumannii

tanto en el tratamiento con antibióticos como a las defensas del hospedador.

- Fosfolipasas. Son enzimas encargadas de la escisión de fosfolípidos y se toman

en cuenta como factores de virulencia debido a la capacidad de producir la lisis

de las células hospedadoras y facilitar la invasión de las células degradando la

membrana plasmática. Diferenciamos entre dos enzimas: fosfolipasa D, con

función de supervivencia en el suero e invasión de células epiteliales; y

fosfolipasa C, que es secretada por la bacteria y produce muerte celular.

- Vesículas secretadas por la membrana externa (OMVs). Son vesículas

exclusivas de bacterias gram-negativas que intervienen en la secreción de

fosfolípidos, proteínas al espacio periplásmico, LPS e incluso factores de

virulencia. Participa en otros procesos como en la transferencia horizontal de

genes OXA24, que son carbapenemasas por lo que juegan un papel muy

importante en la resistencia a antibióticos. Además de proteger a la bacteria del

sistema inmune del hospedador y permitir que otros factores de virulencia como

OmpA penetren en el interior de las células eucariotas produciendo entre otros

efectos la muerte celular.

- OmpA. La proteína A de la membrana externa en A.baumannii (OmpA) suscita

gran interés debido a que es la proteína de superficie más abundante y juega un

importante papel en la permeabilidad a antibióticos y moléculas pequeñas así

como desempeñar funciones en la patogénesis bacteriana induciendo la muerte

de células del hospedador. Tiene un peso molecular de aproximadamente 37

kDa. Por tanto podemos decir que es responsable de la adherencia, participando

en la formación del biofilm y la invasión de células epiteliales durante la

colonización e infección.

Se ha estudiado la interacción de la cepa A. baumannii ATCC 19606 con células del

epitelio alveolar A549 debido a que pueden servir como diana en infecciones

respiratorias causadas por este patógeno. Los efectos de la infección se resumen en un

redondeamiento de las células, perdida de proyecciones y finalmente la separación

celular que deriva en la rotura del epitelio.

Varios estudios han demostrado como determinadas cepas de A. baumannii causan

muerte celular en células epiteliales del pulmón debido a cambios de la concentración

de calcio citosólico, liberación de citoquinas proinflamatorias y estrés oxidativo. El

aumento de calcio intracelular se produce desde el retículo endoplasmático y la

mitocondria que produce la activación de calpaína y caspasa-3. Se ha visto como OmpA

alcanza la mitocondria y produce la liberación de citocromo c y factores inductores de

apoptosis (AIF). Las citoquinas proinflamatorias y estrés oxidativo son mecanismos

con los que se posibilita la apoptosis combatiendo a moléculas preventivas de la muerte

celular como son TNF-α , antioxidantes y bloqueadores de interleucina-6.

Existen mecanismos endógenos que desencadenan la muerte celular, consisten en la

liberación de óxido nítrico NO que estimula la liberación de reactive oxygen species

(ROS) mitocondrial y peróxido de hidrogeno que actúa como elementos proapoptóticos.

El óxido nítrico por si solo también inhibe la respiración mitocondrial y reacciona con

ROS para formar peroxinitrito que es muy citotóxico. Está demostrado que cepas de A.

baumannii consiguen activar la apoptosis independiente a la vía de las caspasas

anteriormente expuesta mediante la producción de NO y la generación de ROS

desembocando la muerte celular.

Se sugiere que OmpA posee un dominio que interactúa con el peptidoglicano mediante

uniones no covalentes, además, se introduce en el interior de las células eucariotas

mediante la acción de vesículas de membrana externa (OMVs) que facilitan su

patogenecidad induciendo citotoxicidad y apoptosis de las células del epitelio mediante

la activación de receptores de muerte celular y activación de caspasas. Estas

características son muy importantes para la supervivencia del patógeno.

Los efectos citotóxicos producidos por A. baumannii se debe a la actividad de toxinas

extracelulares. Estas toxinas nos están totalmente definidas pero se ha demostrado como

OmpA es el más potente factor de virulencia en A. baumannii, por tanto, no solo son

porinas que permiten el paso de moléculas pequeñas sino que al ser liberados al medio

mediante vesículas extracelulares (OMVs) induce los nombrados efectos citotóxicos en

la célula hospedadora.

- Además de los factores mencionados existen estructuras relacionadas con la

patogenecidad. Debemos referirnos a la formación de biofilm, Son proteínas muy

conservadas y son necesarias para la interacción entre células.

Los genes responsables de la formación del biofilm y la adherencia a superficies

abióticas siguen siendo actualmente estudiados. Los primeros estudios revelaron que en

cepa de A. baumannii 19606 la producción de pili esta mediado por el sistema de

montaje de la chaperona guía CsuA/BABCDE. Posteriormente se descubrió que en la

interacción con células del epitelio bronquial la cepa de A. baumannii 19606 tenía la

capacidad de producir pilis de forma alternativa a los genes anteriormente mencionados.

Otros tipos de pili se encuentran en la cepa de A. baumannii ATCC 17978, son más

largos, delgados y tienden a agruparse además de formar biofilm claramente mas laxo.

Estas características se deben a la ausencia de CsuA/B. Existen cepas con pilis similares

a los observados en Staphylococcos, son producto de proteínas asociadas a la formación

de biofilm denominadas Bap, aparecen en la cepa de A. baumannii 307-0294 y la

pérdida de una proteína de gran tamaño de la membrana externa resulta en una

disminución del volumen y el grosos de la biopelícula.

FIGURA 2. Factores de virulencia en A. baumannii.

3. Resistencia a antibióticos.

La importancia como patógeno humano de A. baumannii se debe a diversos factores

antes comentados, pero en las tres últimas décadas es motivo de preocupación el gran

incremento de la resistencia a antibióticos. La habilidad de A. baumannii de adquirir

mecanismos de resistencia a antibióticos se debe fundamentalmente a la plasticidad de

su genoma y a los efectos en la patogénesis.

A. baumannii puede persistir largos periodos de tiempo en ambientes hospitalarios, lo

que ha favorecido la ganancia de resistencias y aparición de cepas multirresistentes. Los

mecanismos de resistencia se exponen en la figura 3 y serán comentados y relacionados

con los datos del estudio a lo largo de esta revisión.

Los genes determinantes de la resistencia no solo se encuentran en el cromosoma sino

que aparecen en forma de plásmidos e islas de patogenecidad lo que facilita la

transferencia horizontal de genes. Las funciones principales son reducir la acumulación

de antibióticos en el interior celular combinando la disminución del número de porinas

junto con el aumento de número y actividad de las bombas de expulsión. La activación

de las bombas es un proceso dependiente de energía que es compensado por la

supervivencia de la bacteria en un alto número de substratos.

1. Los transportadores de expulsión de antibióticos representan una protección

evolutiva y se subdividen en diferentes familias que incluyen:

Superfamilia ABC: Consiste en transportadores de entrada y salida de

sustancias donde para funcionar como bombas de flujo es necesario la hidrólisis de

ATP. Estan formados por dos dominios integrales de membrana y dos dominios

citoplasmáticos, los tipos que internalizan solutos poseen además un dominio

extracelular que funciona como receptor de sustancias. Estos canales están asociados

con fenotipos bacterianos que presentan resistencia a antibióticos.

Superfamilia MF: Son transportadores de membrana involucrados en el

simporte, antiporte y uniporte de sustratos compuestos por una sola proteina. Se han

identificado cinco grupos encargados de resistencia a drogas, entrada de azúcares,

internalización de intermediarios del ciclo de Krebs, antiporte de fosfato y entrada de

oligosacáridos. En los casos de resistencia a antibióticos se ha demostrado como

contienen 12-14 segmentos extracelulares, que dependiente de fuerza proton motriz

permite la expulsión de antibióticos. Ej: tet(A) y tet (B).

Familia SMR: Esta familia de “small multidrug resistance” son tranportadores

secundarios de alrededor de 110 aminoácidos de longitud con cuatro dominios

transmembrana. Utilizan la fuerza protón motriz.

Superfamilia MATE: Transportadores de expulsión de compuestos tóxicos y

antibióticos compuestos por 450 aminoácidos de longitud y 12 dominios

transmembrana. Utilizan gradiente electroquímico de Na+ o H

+. Ej: AdeM

Superfamilia RND: Son tranportadores en la membrana interna, dependientes

de fuerza protón motriz, actúan de forma colaborativa con proteínas de membrana

externa (Omps) para permitir la expulsión de antibióticos a través de la membrana

interna y externa.

1. Bombas de Flujo.

- AdeABC. Esta bomba de flujo forma parte de los transportadores de la familia

RND. Fue inicialmente identificado en cepas de A. baumanni BM4454 en el tracto

urinario confiriendo resistencia a

aminoglucosidos. Está compuesto por

trés elementos, AdeB (12 segmentos

transmembrana) y AdeA (Proteína de

fusión de membranas) que se

transcriben juntos y AdeC que es una

proteína de membrana externa que se

transcribe independiente. La expresión

de los genes está regulado por un

sistema de dos componentes llamado

AdeRS con una kinasa sensora (AdeS) y

su regulador de respuesta asociado

(AdeR). Se han demostrado como la pérdida o inactivación de genes AdeB producen la

pérdida de la resistencia a antibióticos mientras que los mismos procesos en AdeC no

resultan en una disminución de resistencia. Dentro del perfil de sustratos que expulsan

al exterior celular, se incluyen β-lactámicos como los carbapenemes, aminoglucósidos,

eritromicina, cloramfenicol, tetraciclinas, fluoroquinolonas, trimetoprima, bromuro de

etidio y tigeciclina.

- Tet A/B. Son bombas de flujo que funcionan como transportadores espefícicos

asociados a la resistencia a tetraciclina. Pertenecen al grupo de la superfamilia MF.

Mientras que los genes tet(A) confieren resistencia a tetraciclina, tet(B) lo hace a

tetraciclina y a minociclina. Es un mecanismo de resistencia que aparece por

transferencia horizontal de genes entre bacterias que comparten un mismo nicho

ecológico confiriendo protección ribosomal. Se ha determinado que el gen tet(X)

codifica para una proteína que modifica químicamente al antibiótico en presencia de

oxígeno y NADPH, siendo este el único ejemplo descrito de este tipo de resistencia a

las tetraciclinas los genes tet codifican para proteínas asociadas a membrana que

exportan tetraciclinas fuera de la célula mediante su intercambio por protones en un

complejo antiporte tetraciclina/catión. A día de hoy el tratamiento en infecciones

producidas por A. baumannii multirresistentes se utiliza una glicilciclina, un derivado de

minociclina denominado tigeciclina.

2. Enzimas inactivadoras.

- Carbapenemasas. En esta revisión nos centraremos en las carbapenemasas

OXA, que son un tipo de β-lactamasas clase D (confieren resistencia a ampicilina y son

pobremente inhibidas por ácido clavulánico). La primera carbapenemasa de este tipo fue

OXA23 en 1985 y posteriormente también de gran relevancia OXA (40-51-58-143)

codificados en plásmidos transferibles, lo que facilita la transferencia horizontal de estos

genes. Están involucrados en la resistencia a imipenem. La aparición de estas proteínas

es muy variable según la región donde se realicen los estudios pero se ha demostrado el

alto grado de prevalencia de OXA23. Hay gran homología entre éstas β-lactamasas,

como ejemplo mencionar dos grupos OXA23-27 y OXA24-25-26 que presentan un

99% y 98% de homología en aminoácidos respectivamente aunque entre ellos puede

disminuir a 60%. Se ha determinado que la expresión aumentada de OXA-51/OXA-69

conlleva a la disminución de los niveles de sensibilidad a ceftazidima y carbapenemas.

- Otras β-Lactamasas. Pueden ser especificas para penicilina o cefalosporinas,

mientras que otras tienen un espectro amplio de actividad, incluyendo algunas capaces

de inactivar la mayoría de antibióticos β-lactámicos (BLEE).

Las β-lactamasas de espectro extendido (BLEE)sin un grupo problemático porque con

frecuencia están codificados en plásmidos y pueden transferirse de un organismo a otro.

En A. baumannii se han realizado pocos estudios entre los que se incluyen las serin β-

lactamasas (β-laclamasas de clase A) TEM, SHV, CTX-M, VEB y PER. Confieren

resistencia a penicilina pero además estas últimas décadas han fovorecido la selección

positiva de TEM y SHV capaces de hidrolizar cefalosporinas de tercera generación

como cefotaxima, una característica común es su sensibilidad ante ácido clavulánico.

Otro tipo de Serin β-lactamasas son las denominadas AmpC que funcionan

principalmente como cefalosporinasas. Generalmente provienen de genes plamídicos

inducibles en respuesta a algunos estimulos como la presentación del antibiótico. Se ha

demostrado que confiere resistencia hasta a cefalosporinas de cuarta generación como

cefepime en pruebas realizadas en A. baumannii ADC-56.

β-lactamasas clase B (Metalo β-lactamasas dependientes de zinc). Con alta actividad

hidrolítica para todos los β-lactámicos excepto monobactan y aztreonam. En A.

baumannii se han detectado los tipos IMP, VIM y SIM que generan resistencia a

imipenem.

3. Porinas. La pérdida de un bajo número de Omps resulta en un aumento de la

resistencia a imipenem y meropenem como podemos ver en los siguientes ejemplos.

CarO. Es una proteína de 29 kDa involucrada en la resistencia a carbapenemas. Forma

un canal (barril-β) en la membrana externa encargado de la captación selectiva de L-

ornitina y otros aminoácidos básicos pero también de la entrada de carbapenemas. La

expresión de CarO está regulada por la temperatura. La perdida de esta proteína no sólo

conlleva cambios en la permeabilidad a L-orn si no que las cepas muestran un aumento

de la resistencia a carbapenemas. Se asocia con la resistencia a imipenen por no tener

sitio de unión específico, funcionando como un canal inespecífico para este tipo de

moléculas. El transportador Omp25 (25 kDa) parece tener las mismas propiedades pero

carece de la capacidad para formar poros.

Omp 33-36. Proteínas implicadas en la resistencia a carbapenemas, concretamente a

imipenem. Son porinas y al igual que CarO la disminución en la membrana externa

implica la reducción de la permeabilidad. Estudios demuestran como una

sobreexpresión de estas proteínas desenvoca en un aumento de sensibilidad a β-

lactámicos.

OprD. Es una proteína de la membrana externa de 43 kDa, homologa a OprD de

Pseudomonas aeruginosa. Es una porina que se asociaba a la resistencia a

carbapenemas. Estudios más reciente han confirmado que la ausencia por si sola de esta

proteína no es suficiente para generar resistencia a carbapenemas. Estos estudios se han

realizado mediante la ruptura de los genes que codifican a OprD con la consiguiente

disminución de la expresión, se sometieron las cepas a microdiluciones de

carbapenemas (Imipenem y meropenen) constatando que mostraban concentraciones

mínimas inhibitorias MICs similares a las cepas control con expresión normal de OprD.

OmpW. La expresión disminuida de OmpW (22 kDa) ha sido descrita en un mutante de

A. baumannii resistente a colistina in vitro.

4. Modificación de la diana.

- Resistencia a Colistina (mutaciones de lpxA y pmrAB)

Las Polimixinas (Colistina y polimixina B) Son antibióticos que aumentan la

permeabilidad de la membrana en bacilos gram-negativos induciendo la muerte celular.

Los mecanismos de resistencia se basan en modificaciones en la biosíntesis del Lípido

A de forma que se imposibilita la unión de la polimixina. Mutaciones en los genes

pmrA y pmrB conduce a la expresión alterada de un conjunto de genes implicados en la

modificación del lípido A. Otros estudios realizados en cepas de A. baumannii ATCC

19606 resistentes a colistina carecen de mutaciones en pmrA o pmrB, en su lugar

presentan una gran delección de 90 nucleótidos dentro de lpxA que resulta en una

prematura traducción de LpxA. lpxA es necesaria para codificar a la UDP-N-

acetilglucosamina aciltransferasa que cataliza el primer paso en la biosíntesis del lípido

A, y por lo tanto del lipopolisacárido. Variaciones en el LPS generan resistencia a

polimixinas impidiendo su anclaje.

Figura 4. Principales Omps implicadas en la resistencia a antibióticos. Peso molecular orientativo

- Resistencia a Fluoroquinolonas. (Mutaciones de gyrA, parC y presencia de

genes qnr). Las Fluoroquinolonas son antibióticos de amplio espectro, inhiben a girasa

(topoisomerasa II) y topoisomerasa IV bacterianas que son enzimas requeridas en la

replicación del ADN bacteriano. El principal mecanismo de resistencia consiste en

modificaciones de las enzimas diana de fluoroquinolonas como son GyrA y ParC.

Existe resistencia a quinolonas mediada por plásmidos que llevan genes qnr. Estos

genes codifican un pentapéptido repetitivo que bloquea la acción de ciprofloxacina entre

otras quinolonas. Actualmente existen tres familias de plásmidos qnr, que serían qnrA,

qnrB y qnrS cuyas secuencias de nucleótidos difieren en un 40% o más.

5. Enzimas modificadoras

- Resistencia a Aminoglucosidos. (Enzimas AAC, AMP y APH). La eficacia de

los aminoglucósidos se ha reducido mucho debido a la diseminación de la resistencia,

las bacterias se hicieron cada vez más resistentes a los aminoglucósidos adquiriendo

genes codificados por plásmidos. Dentro de los mecanismos de resistencia a

aminoglucósidos los mas usados son las enzimas modificadoras. Debido a que el

mecanismo de captación de aminoglucosidos necesita de la resoiración, todas las

bacterias anaeróbias son resistentes.

Las enzimas modificadoras son: Aminoglucosido N-acetiltransferasas (AACs),

Aminoglucósido O-nucleotidiltranferasas (ANTs) y Aminoglucosidos O-

fosfotransferasas (APHs).

- AACs. Son enzimas que catalizan la acetilación de grupos –NH2 del

aminoglucósido usando acetil coenzima A. La más común en A. baumannii es

AAC (2’)-Ib.

- APH. Son enzimas que catalizan la transferencia de grupos fosfato a la molécula

de aminoglucósido. La más común en A. baumannii es APH(3’) codificada por

los genes aphA-6.

- ANT. Son enzimas que catalizan la transferencia de grupos AMP a grupos

hidroxilo del aminoglucósido a partir de la hidrólisis de ATP. La más común en

A. baumannii es ANT (2’’) codificada por los genes ant(2")-Ia.

FIGURA 3. Mecanismos de resistencia a antibióticos.

REFERENCIAS

PRINCIPAL

1. Acinetobacter baumannii: human infections,

factors contributing to pathogenesis and

animal models. Michael J. McConnell, Luis Actis & Jeronimo Pachon

OTRAS REFERENCIAS

1. 2-DE analysis indicates that Acinetobacter baumannii displays a robust and versatile

metabolism. Soares NC, Cabral MP, Parreira R,

Gayoso C, Barba MJ, Bou G.

2. Acinetobacter baumannii invades epithelial cells

and outer membrane protein A mediates interactions with epithelial cells. Choi CH, Lee

JS, Lee YC, Park TI, Lee JC

3. Acinetobacter baumannii nosocomial

pneumonia: is the outcome more favorable in

non-ventilated than ventilated patients. Yang S, Lee YT, Huang TW, Sun JR, Kuo SC, Yang CH,

Chen TL, Lin JC, Fung CP, Chang FY.

4. Acinetobacter baumannii Secretes Cytotoxic

Outer Membrane Protein A via Outer Membrane

Vesicles. Jin JS, Kwon SO, Moon C, Gurung M, Lee JH, Kim SI, Lee JC.

5. Acinetobacter baumannii-Associated Skin and Soft Tissue Infections: Recognizing a

Broadening Spectrum of Disease. Guerrero M, Perez F, Conger NG, Solomkin JS, Adams MD,

Rather PN, Bonomo RA. Surgical Infections.

2010 Feb.

6. Acinetobacter baumannii: An emerging

opportunistic pathogen. Howard A, O’Donoghue

M, Feeney A, Sleator RD. Virulence. 2012 May.

7. Acinetobacter baumannii: Emergence of a Successful Pathogen. Peleg AY, Seifert H,

Paterson DL. Clinical Microbiology Reviews.

2008 Jul.

8. Acinetobacter calcoaceticus-baumannii Complex

Strains Induce Caspase-Dependent and Caspase-Independent Death of Human Epithelial Cells.

Krzymińska S, Frąckowiak H, Kaznowski A.

Current Microbiology. 2012 Sep.

9. Acinetobacter Pneumonia: A Review. Hartzell

JD, Kim AS, Kortepeter MG, Moran KA.

10. Active and Passive Immunization Protects

against Lethal, Extreme Drug Resistant-Acinetobacter baumannii Infection. Luo G, Lin

L, Ibrahim AS, Baquir B, Pantapalangkoor P,

Bonomo RA, Doi Y, Adams MD, Russo TA,

Spellberg B.

11. Aminoglycoside Modifying Enzymes Maria S. Ramirez, Marcelo E. Tolmasky Drug Resist

Updat. 2010 September 15

12. Aminoglycoside Resistance and Susceptibility

Testing Errors in Acinetobacter baumannii-calcoaceticus Complex .Akers KS, Chaney C,

Barsoumian A, Beckius M, Zera W, Yu X,

Guymon C, Keen EF III, Robinson BJ, Mende K,

Murray CK.Journal of Clinical Microbiology.

2010 Apr

13. Analysis of genes encoding penicillin-binding

proteins in clinical isolates of Acinetobacter

baumannii.Antimicrob Agents Chemother.Cayô R, Rodríguez MC, Espinal P, Fernández-Cuenca

F, Ocampo-Sosa AA, Pascual A, Ayala JA, Vila

J, Martínez-Martínez L. 2011 Dec.

14. Analysis of penicillin-binding proteins (PBPs) in

carbapenem resistant Acinetobacter baumannii.Indian J Med Res. Vashist J, Tiwari

V, Das R, Kapil A, Rajeswari MR. 2011 Mar.

15. Antibiotic resistance and OXA-type

carbapenemases-encoding genes in airborne

Acinetobacter baumannii isolated from burn wards.Burns. Gao J, Zhao X, Bao Y, Ma R, Zhou

Y, Li X, Chai T, Cai Y. 2013 Jul 22

16. Association of Acinetobacter baumannii EF-Tu

with Cell Surface, Outer Membrane Vesicles,

and Fibronectin. Dallo SF, Zhang B, Denno J, Hong S, Tsai A, Haskins W, Ye JY, Weitao T.

The Scientific World Journal. 2012

17. Association of the Outer Membrane Protein

Omp33 With Fitness and Virulence of

Acinetobacter baumannii.Smani Y, Dominguez-Herrera J, Pachón J. J Infect Dis. 2013Aug 29.

18. Carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii and Klebsiella pneumoniae across a hospital

system: impact of post-acute care facilities on

dissemination. Perez F, Endimiani A, Ray AJ, Decker BK, Wallace CJ, Hujer KM, Ecker DJ,

Adams MD, Toltzis P, Dul MJ, Windau A,

Bajaksouzian S, Jacobs MR, Salata RA, Bonomo RA. Journal of Antimicrobial Chemotherapy.

2010 Aug.

19. Channel Formation by CarO, the Carbapenem

Resistance-Associated Outer Membrane Protein of Acinetobacter baumannii.

20. Siroy A, Molle V, Lemaître-Guillier C, Vallenet

D, Pestel-Caron M, Cozzone AJ, Jouenne T, Dé E. Antimicrobial Agents and Chemotherapy.

2005 Dec.

21. Characterization of a Nosocomial Outbreak

Caused by a Multiresistant Acinetobacter

baumannii Strain with a Carbapenem-Hydrolyzing Enzyme: High-Level Carbapenem

Resistance in A. baumannii Is Not Due Solely to

the Presence of ?-Lactamases. 22. Bou G, Cerveró G, Domínguez MA, Quereda C,

Martínez-Beltrán J. Journal of Clinical

Microbiology. 2000 Sep

23. Characterization of OXA-25, OXA-26, and

OXA-27, Molecular Class D ?-Lactamases Associated with Carbapenem Resistance in

Clinical Isolates of Acinetobacter baumannii.

Afzal-Shah M, Woodford N, Livermore DM. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2001

Feb.

24. Clinically Relevant Chromosomally Encoded

Multidrug Resistance Efflux Pumps in Bacteria.

Piddock LJ. Clinical Microbiology Reviews. 2006 Apr.

25. Cloning and Functional Analysis of the Gene Encoding the 33- to 36-Kilodalton Outer

Membrane Protein Associated with Carbapenem

Resistance in Acinetobacter baumannii. Tomás

MD, Beceiro A, Pérez A, Velasco D, Moure R,

Villanueva R, Martínez-Beltrán J, Bou G. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2005

Dec.

26. Colistin resistance of Acinetobacter baumannii:

clinical reports, mechanisms and antimicrobial

strategies. Cai Y, Chai D, Wang R, Liang B, Bai N. J Antimicrob Chemother. 2012 Jul.

27. Comparative Genome Sequence Analysis of Multidrug-Resistant Acinetobacter baumannii .

Adams MD, Goglin K, Molyneaux N, Hujer KM,

Lavender H, Jamison JJ, MacDonald IJ, Martin KM, Russo T, Campagnari AA, Hujer AM,

Bonomo RA, Gill SR. Journal of Bacteriology.

2008 Dec.

28. Comparative Genomic Analysis of Rapid

Evolution of an Extreme-Drug-Resistant Acinetobacter baumannii Clone. Tan SY, Chua

SL, Liu Y, Høiby N, Andersen LP, Givskov M,

Song Z, Yang L. Genome Biology and Evolution. 2013.

29. Comparison between bacteremia caused by carbapenem resistant Acinetobacter baumannii

and Acinetobacter nosocomialis.

30. Yang YS, Lee YT, Tsai WC, Kuo SC, Sun JR, Yang CH, Chen TL, Lin JC, Fung CP, Chang

FY. BMC Infectious Diseases. 2013.

31. Comparison of the Virulence Potential of

Acinetobacter Strains from Clinical and

Environmental Sources. Tayabali AF, Nguyen KC, Shwed PS, Crosthwait J, Coleman G, Seligy

VL.

32. Conformational stability of OXA-51 β-lactamase

explains its role in carbapenem resistance of Acinetobacter baumannii.Tiwari V, Moganty

RR. J Biomol Struct Dyn. 2013 Jul 24.

33. Deciphering the Function of the Outer

Membrane Protein OprD Homologue of

Acinetobacter baumannii. Catel-Ferreira M, Nehmé R, Molle V, Aranda J, Bouffartigues E,

Chevalier S, Bou G, Jouenne T, Dé E.

Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2012 Jul;

34. Differences in Acinetobacter baumannii Strains and Host Innate Immune Response Determine

Morbidity and Mortality in Experimental

Pneumonia. de Breij A, Eveillard M, Dijkshoorn L, van den Broek PJ, Nibbering PH, Joly-Guillou

ML.

35. Distribution of AdeABC efflux system genes in

genotypically diverse strains of clinical

Acinetobacter baumannii. Wieczorek P, Sacha P, Czaban S, Hauschild T, Ojdana D, Kowalczuk O,

Milewski R, Poniatowski B, Nikliński J,

Tryniszewska E. Diagn Microbiol Infect Dis. 2013 Oct.

36. Efflux-Mediated Drug Resistance in Bacteria: an Update. Li XZ, Nikaido H. Drugs. 2009 Aug 20.

37. Efflux: how bacteria use pumps to control their microenvironment. McIntosh ED. Handb Exp

Pharmacol. 2012

38. Emergence of Carbapenem-Hydrolyzing

Enzymes in Acinetobacter baumannii Clinical

Isolates. Da Silva GJ, Leitão R, Peixe L. 39. Journal of Clinical Microbiology. 1999 Jun.

40. Emergence of the OXA-23 carbapenemase-encoding gene in multidrug-resistant

Acinetobacter baumannii clinical isolates from

the Principal Hospital of Dakar, Senegal.Diene SM, Fall B, Kempf M, Fenollar F, Sow K, Niang

B, Wade B, Raoult D, Rolain JM.

41. Int J Infect Dis. 2013 Mar.

42. Extended-Spectrum AmpC Cephalosporinase in

Acinetobacter baumannii: ADC-56 Confers Resistance to Cefepime.

43. Tian GB, Adams-Haduch JM, Taracila M,

Bonomo RA, Wang HN, Doi Y. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2011 Oct.

44. First Report of an OXA-23 Carbapenemase-Producing Acinetobacter baumannii Clinical

Isolate Related to Tn2006 in Spain. Espinal P,

Macià MD, Roca I, Gato E, Ruíz E, Fernández-Cuenca F, Oliver A, Rodríguez-Baño J, Bou G,

Tomás M, Vila J. Antimicrobial Agents and

Chemotherapy. 2013 Jan.

45. Global Challenge of Multidrug-Resistant

Acinetobacter baumannii . Perez F, Hujer AM, Hujer KM, Decker BK, Rather PN, Bonomo RA.

Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2007

Oct

46. Growth of Acinetobacter baumannii in Pellicle

Enhanced the Expression of Potential Virulence Factors. Marti S, Nait Chabane Y, Alexandre S,

Coquet L, Vila J, Jouenne T, Dé E.

47. Growth phase-dependent expression of RND

efflux pump- and 48. outer membrane porin-encoding genes in

Acinetobacter baumannii ATCC 19606.Fernando

D, Kumar A. 49. J Antimicrob Chemother. 2012 Mar.

50. Horizontal Gene Transfer and Assortative Recombination within the Acinetobacter

baumannii Clinical Population Provide Genetic

Diversity at the Single carO Gene, Encoding a Major Outer Membrane Protein Channel .Mussi

MA, Limansky AS, Relling V, Ravasi P, Arakaki

A, Actis LA, Viale AM. Journal of Bacteriology. 2011 Sep

51. Identification of a General O-linked Protein Glycosylation System in Acinetobacter

baumannii and Its Role in Virulence and Biofilm

Formation. Iwashkiw JA, Seper A, Weber BS, Scott NE, Vinogradov E, Stratilo C, Reiz B,

Cordwell SJ, Whittal R, Schild S, Feldman MF.

PLoS Pathogens. 2012 Jun.

52. Imipenem resistance in Acinetobacter baumanii

is due to altered penicillin-binding proteins.Gehrlein M, Leying H, Cullmann W,

Wendt S, Opferkuch W. Chemotherapy. 1991.

53. Imipenem: a potent inducer of multidrug

resistance in Acinetobacter baumannii.Kuo HY,

Chang KC, Kuo JW, Yueh HW, Liou ML 54. Int J Antimicrob Agents. 2012.

55. Inactivation of Phospholipase D Diminishes Acinetobacter baumannii Pathogenesis . Jacobs

AC, Hood I, Boyd KL, Olson PD, Morrison JM,

Carson S, Sayood K, Iwen PC, Skaar EP,

Dunman PM. Infection and Immunity. 2010 May

56. Increase of Carbapenem-Resistant Acinetobacter

baumannii Infection in Acute Care Hospitals in

Taiwan: Association with Hospital Antimicrobial Usage. Su CH, Wang JT, Hsiung CA, Chien LJ,

Chi CL, Yu HT, Chang FY, Chang SC

57. Innate Immune Responses to Systemic

Acinetobacter baumannii Infection in Mice:

Neutrophils, but Not Interleukin-17, Mediate Host Resistance. Breslow JM, Meissler JJ Jr,

Hartzell RR, Spence PB, Truant A, Gaughan J,

Eisenstein TK. Infection and Immunity. 2011 Aug

58. Loss of a 29-Kilodalton Outer Membrane Protein in Acinetobacter baumannii Is Associated with

Imipenem Resistance. Limansky AS, Mussi MA,

Viale AM. Journal of Clinical Microbiology. 2002 Dec

59. Loss of the OprD homologue protein in Acinetobacter baumannii: impact on

carbapenem susceptibility.Smani Y, Pachón J.

Antimicrob Agents Chemother. 2013 Jan.

60. Mechanism of anchoring of OmpA protein to the

cell wall peptidoglycan of the gram-negative bacterial outer membrane. Park JS, Lee WC, Yeo

KJ, Ryu KS, Kumarasiri M, Hesek D, Lee M,

Mobashery S, Song JH, Kim SI, Lee JC, Cheong C, Jeon YH, Kim HY.

61. The FASEB Journal. 2012 Jan.

62. Molecular Epidemiology of Multidrug-Resistant

Acinetobacter baumannii in a Tertiary Care

Hospital in Naples, Italy, Shows the Emergence of a Novel Epidemic Clone .Giannouli M,

Cuccurullo S, Crivaro V, Di Popolo A, Bernardo M, Tomasone F, Amato

63. G, Brisse S, Triassi M, Utili R, Zarrilli R.Journal

of Clinical Microbiology. 2010 Apr.

64. Multidrug Resistant Acinetobacter. Manchanda

V, Sanchaita S, Singh N. Journal of Global Infectious Diseases. 2010.

65. Multidrug-Resistant Acinetobacter baumannii Harboring OXA-24 Carbapenemase, Spain.

Acosta J, Merino M, Viedma E, Poza M, Sanz F,

Otero JR, Chaves F, Bou G. Emerging Infectious Diseases. 2011 Jun.

66. Multidrug-Resistant Acinetobacter spp.: Increasingly Problematic Nosocomial Pathogens.

Lee K, Yong D, Jeong SH, Chong Y. Yonsei

Medical Journal. 2011 Nov 1.

67. Nosocomial Outbreak of Carbapenem-Resistant

Acinetobacter baumannii in Intensive Care Units and Successful Outbreak Control Program. Choi

WS, Kim SH, Jeon EG, Son MH, Yoon YK, Kim

JY, Kim MJ, Sohn JW, Kim MJ, Park DW. Journal of Korean Medical Science. 2010 Jul.

68. OmpA Is the Principal Nonspecific Slow Porin of Acinetobacter baumannii. Sugawara E,

Nikaido H. Journal of Bacteriology. 2012 Aug.

69. OmpA-Mediated Biofilm Formation Is Essential

for the Commensal Bacterium Sodalis

glossinidius To Colonize the Tsetse Fly Gut.

70. Maltz MA, Weiss BL, O'Neill M, Wu Y, Aksoy

S. Applied and Environmental Microbiology.

2012 Nov.

71. OXA-235, a novel class D β-lactamase involved

in resistance to carbapenems in Acinetobacter baumannii.Higgins PG, Pérez-Llarena FJ, Zander

E, Fernández A, Bou G, Seifert H. Antimicrob

Agents Chemother. 2013 May.

72. OXA-24, a Novel Class D-Lactamase with

Carbapenemase Activity in an Acinetobacter baumannii Clinical Strain. Bou G, Oliver A,

Martínez-Beltrán J. Antimicrobial Agents and

Chemotherapy. 2000 Jun.

73. OXA- and GES-type β-lactamases predominate

in extensively drug-resistant Acinetobacter baumannii isolates from a Turkish University

Hospital. Cicek AC, Saral A, Iraz M, Ceylan A,

Duzgun AO, Peleg AY, Sandalli C. Clin Microbiol Infect. 2013 Jul 19.

74. Pandrug-Resistant Acinetobacter baumannii Causing Nosocomial Infections in a University

Hospital, Taiwan.Hsueh PR, Teng LJ, Chen CY,

Chen WH, Ho SW, Luh KT. Emerging Infectious Diseases. 2002 Aug.

75. Penicillin-binding protein 7/8 contributes to the survival of Acinetobacter baumannii in vitro and

in vivo.Russo TA, MacDonald U, Beanan JM,

Olson R, MacDonald IJ, Sauberan SL, Luke NR, Schultz LW, Umland TC. J Infect Dis. 2009 Feb

15.

76. Phosphoethanolamine modification of lipid A in

colistin-resistant variants of Acinetobacter

baumannii mediated by the 77. pmrAB two-component regulatory

system.Beceiro A, Llobet E, Aranda J, Bengoechea JA, Doumith M, Hornsey M, Dhanji

H,

78. Chart H, Bou G, Livermore DM, Woodford N. Antimicrob Agents Chemother. 2011Jul.

79. Regulation of Acinetobacter baumannii biofilm formation. Gaddy JA, Actis LA. Future

microbiology. 2009 Apr.

80. Resistance-Nodulation-Cell Division-Type

Efflux Pump Involved in Aminoglycoside

Resistance in Acinetobacter baumannii Strain BM4454.Magnet S, Courvalin P, Lambert T.

Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 2001

Dec.

81. Resistance to colistin in Acinetobacter baumannii

associated with mutations in the PmrAB two-component system.Adams MD, Nickel GC,

Bajaksouzian S, Lavender H, Murthy AR, Jacobs

MR, Bonomo RA. Antimicrob Agents Chemother. 2009 Sep.

82. Risk Factors for Mortality in Patients with Carbapenem-Resistant Acinetobacter baumannii

Bacteremia: Impact of Appropriate

Antimicrobial Therapy. Kim YJ, Kim SI, Hong KW, Kim YR, Park YJ, Kang MW. Journal of

Korean Medical Science. 2012 May.

83. Role of Common blaOXA-24/OXA-40-Carrying

Platforms and Plasmids in the Spread of OXA-

24/OXA-40 among Acinetobacter Species Clinical Isolates. Grosso F, Quinteira S, Poirel L,

Novais Â, Peixe L. Antimicrobial Agents and

Chemotherapy. 2012 Jul.

84. Stress Response and Virulence Functions of the

Acinetobacter baumannii NfuA Fe-S Scaffold

Protein. Zimbler DL, Park TM, Arivett BA, Penwell WF, Greer SM, Woodruff TM, Tierney

DL, Actis LA. Journal of Bacteriology. 2012 Jun.

85. The Acinetobacter baumannii 19606 OmpA

Protein Plays a Role in Biofilm Formation on

Abiotic Surfaces and in the Interaction of This Pathogen with Eukaryotic Cells. Gaddy JA,

Tomaras AP, Actis LA. Infection and Immunity.

2009 Aug.

86. The pmrCAB operon mediates polymyxin

resistance in Acinetobacter baumannii ATCC

17978 and clinical isolates through phosphoethanolamine modification of lipid A.

Arroyo LA, Herrera CM, Fernandez L, Hankins

JV, Trent MS, Hancock RE. Antimicrob Agents Chemother. 2011 Aug.

87. The Contribution of Efflux Pumps, Porins and β-Lactamases to Multi-drug Resistance in Clinical

Isolates of Acinetobacter baumannii. Rumbo C,

Gato E, López M, Ruiz de Alegría C, Fernández-Cuenca F, Martínez-Martínez L, Vila J, Pachón

J, Cisneros JM, Rodríguez-Baño J, Pascual A,

Bou G, Tomás M; Antimicrob Agents Chemother. 2013 Aug 12.

88. Vaccination with Outer Membrane Complexes Elicits Rapid Protective Immunity to Multidrug-

Resistant Acinetobacter baumannii .

89. McConnell MJ, Domínguez-Herrera J, Smani Y, López-Rojas R, Docobo-Pérez F, Pachón J.

Infection and Immunity. 2011 Jan.