Esquema de las manos

Recomendaciones técnicas para el manejo de animales del laboratorio

El manejo debe hacerse con gentileza, firmeza y respeto por el animal. Para transferir por ejemplo una rata de una jaula a otra debe tomarse de la base de la cola, usando guantes.

- Saque el ratón de la jaula tomándolo de la zona media de la cola, y apóyelo (sin soltarlo) sobre una superficie rugosa o rejilla contra la que pueda ejercer resistencia.

- Coloque la base de la cola del ratón entre sus dedos anular y meñique, dejando libre sus dedos pulgar e índice

- Con rapidez pellizque con el dedo pulgar e índice, suave pero firmemente, la piel de la parte superior de cuello y hombros, teniendo especial cuidado con los ratones agresivos ya que pueden darse vuelta y morder.

- Levante al animal

Figura 1. Esquema de las manos

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICOFACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES CUAUTITLAN

DEPARTAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICASSECCIÓN BIOQUÍMICA Y FARMACOLOGÍA HUMANA

LABORATORIO DE ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA

PRÁCTICA No. 2 MANEJO DE LA RATA

Elaborado por: Rodríguez Islas Felipe

Grupo: 1351

Evaluación: _____________Semestre: 2016-1

Fecha:24/08/15

Profesora teoría:Lidia RangelTrujano

Profesor Laboratorio: Equipo:4

Técnica de pinzamiento

La siguiente maniobra de sujeción es conocida con el nombre de “pinzamiento”, y es una adaptación a la técnica utilizada en ratones. Para realizar esta técnica se recomienda tener sesiones de manipulación suave con frecuencia diaria. La ventaja de esta técnica es que permite la exposición y acceso a otras áreas del cuerpo; para ello el personal toma con su mano hábil un pliegue de piel del dorso de la rata (figura 3), iniciando el pinzamiento en la piel de la nuca con los dedos índice y pulgar (figura 4) y continuando con el resto de la mano hacia la piel del dorso hacia caudal. Nuevamente, si es una rata de más de 150 gramos, será necesario dar apoyo con la mano libre a los cuartos traseros para completar la técnica de inmovilización (figura 5).Se sujeta la rata por la base de la cola con firmeza se coloca la palma de la mano en su cuerpo de la rata, colocando los dedos medio e índice o por atrás de la nuca con el dedo índice coloca bajo la pata delantera y con la mano se rodea completamente al animal para inmovilizarlo completamente. (Figura 6)

Marcado de las ratas

Métodos temporales

- Tinciones de pelaje con colorantes no tóxicos, recomendables para experimentos de corta duración. El más frecuente es el ácido pícrico (amarillo)

Métodos permanentes de marcaje

- Caravanas numeradas (no recomendable, suelen perderse)

Figura 3 Figura 4

Figura 5 Figura 6

- Perforaciones en las orejas : Es el método más extendido de marcaje en ratones y ratas, no requiere de anestesia y no necesita equipamiento sofisticado

- Tatuajes: Puede requerir anestesia. Los animales se identifican mediante códigos o números tatuados en la cola.

- Microchip: Implante subcutáneo de un microchip en la región interescapular, se requiere un equipo especial para el implante y la lectura y requiere anestesia, el animal debe ser afeitado y desinfectado previo al implante.

Diferenciación entre sexos: distancia ano-genital, mayor en machos

Hembra

- Poliéstrica continua- Ciclo estral: 4 a 5 días- Duración del celo: 8-12 horas- Útero bicorne- 6 pares de mamas- Celo posparto (dentro de 24 horas)

Macho

- Canal inguinal abierto aún en adulto, testículos abdominales escrotales- Pubertad: 6 semanas- Gestación: 21-23 días- Promedio de camdada: 6.12 crías- Lactancia: 21 días- Presencia de tapón vaginal posparto- Sin efecto Bruce, leve efecto Whitten

-

Vías de administración

Vía oral

Se puede usar el alimento o el agua, en volumen máximo de 1mL de solución por cada 100 g de peso del animal, cuando es vehículo oleoso y 2mL de solución cuando es solución acuosa; lo ideal es mediante sonda orogástrica y teniendo un buen conocimiento de la anatomía de la zona orofaríngea, los pasos a seguir son los siguientes: Inmovilizar al animal en forma correcta e introducir la sonda hacia la izquierda en forma lenta y suave

Figura 7. Esquema de sexado de la rata

a lo largo de la rama mandibular derecha, aquí el ratón comienza a tragar y la sonda se inserta dentro del esófago.

Vía subcutánea

Esta vía es utilizada como alternativa a la intramuscular. Se prefieren los sitios en que abunde tejido conjuntivo, en el dorso a nivel del cuello o los flancos. La aguja se inserta en la piel paralela a la columna vertebralSe utiliza agujas de 25 a 27 G, ½ a ¾ pulgada con jeringas de tuberculina. Y el volumen para un adulto será de 2 a 3 mL.

Vía intraperitoneal

Se usa jeringas y aguja calibre 25 –27 G. ½ a 1 pulgada, de bisel pequeño.Aplicando la sujeción con una mano e inmovilizando la pata izquierda del ratón, con una inclinación hacia craneal para producir un desplazamiento de las vísceras con el fin de no lesionarlas.Se inserta la aguja en la piel en el cuadrante izquierdo inferior del abdomen, luego se lleva hacia craneal y se introduce en la cavidad peritoneal, levantando la aguja en contra de la pared abdominal para evitar la punción en el interior del intestino; la jeringa con aguja debe estar paralela a la columna vertebral. Se puede administrar hasta 3 mL.Una rápida administración del fluido puede causar daños en el tejido y hemorragia debido a la presión interna.

Figura 8. Administración oral

Figura 9. Administración subcutanea

Vía intravenosa

Se utiliza agujas de 27 - 30 G y jeringas tuberculina de 1 mL. Teniendo a la rata inmovilizada dentro de un cepo (sujetador), se utilizan las venas laterales de la cola, estas se dilatan con alcohol o con calor.El volumen a inocular es de 0,2 a 0,5 mL como máximo. Mejores resultados se logran si la cola se introduce en agua caliente o si es calentado en la jaula con una lámpara. Las venas se observan cuando la cola es levantada y girada lentamente en cualquier dirección.No utilizar medicamentos con vehiculo oleoso o sustancias irritantes.

Vía intramuscular

Se realiza en la región antero-lateral del muslo con agujas de 26 a 30 G, ½ pulgada con jeringa de tuberculina. El volumen máximo es de 0,05mL.Esta vía no es muy usada debido a la poca masa muscular y al posible daño que se le puede causar a las estructuras vitales.

Figura 12. Inyección intramuscular

Figura 10. Administración intraperitoneal

Figura 11. Administración intravenosa

Características del bioterio

La instalación para animales de laboratorio debe facilitar la investigación.

- Provee todos los requerimientos fisiológico, sociales y de comportamiento animal.- Deben estar ubicados en lugares donde haya un mínimo acceso del público.- Su mantenimiento debe efectuarse con un mínimo de perturbación para los

animales.- Contar con un área de recepción para la entrega y recepción de animales.- Contar con salas de cuarentena/aislamiento para animales enfermos o los que

han sido utilizados en el laboratorio de un investigador.- Instalaciones de lavado y esterilización.- Contar con área de eliminación de desechos.

Características de las jaulas

- El tamaño de las jaulas debe ser apropiado para cada especie alojada.- Las jaulas y los corrales no deben permitir solamente guardar los animales d una

manera segura, sino también asegurar su comodidad y seguridad, permitiendo ajustes de postura y de comportamiento normales.

- Las jaulas deben ser adecuadamente ventiladas, permitir un campo visual satisfactorio y un acceso fácil a los animales.

- Los sistemas de bebederos y de distribución de alimentos deben ser planificados y ubicados para permitir su acceso fácil, sin que se contaminen con excrementos.

- El diseño de la jaula debe permitir su fácil limpieza y desinfección.

Cuidados básicos de las ratas

Alimentación

El agua debe ser potable y suministrarse libremente durante toda la vida del animal, puede ser en frascos bebederos de vidrio o de policarbonato.El agua debe ser acidificada, esterilizada mediante autoclave o por método de filtración.

El alimento es el material primario a partir del cual se van a formar y renovar los tejidos y estructuras corporales, tanto las nuevas como las ya existentes, que deben ser reemplazadas debido al proceso de desgaste. La nutrición es determinante en los estados sucesivos de crecimiento y producción de los animales, de ahí que haya alimentos específicos para cada especie y hasta para cada etapa de su vida. Luego de su adquisición, se debe tener cuidado en el transporte, almacenamiento y manipulación del alimento para reducir al mínimo la introducción de enfermedades, parásitos y vectores potenciales de enfermedades (por ejemplo insectos y otras plagas) y contaminantes químicos.

Se debe contar con un procedimiento para la adquisición de alimento y los requisitos que este debe reunir, tales como:

- Composición, que deberá cubrir las necesidades de crecimiento, gestación, lactancia y mantenimiento del ratón.

- Debe ser agradable al paladar y digestible.- Tener fecha de elaboración y caducidad.- Certificado de análisis químico proximal y microbiológico por cada lote.- Estar libre de harina de pescado, aditivos, drogas, hormonas, antibióticos,

pesticidas y contaminantes patógenos.- El alimento en forma de pellet debe tener la consistencia requerida, para evitar

perdida del alimento y el animal pueda consumirlo.

Normas que rigen el uso de animales de experimentación

- NOM-003-ZOO-1994, Criterios para la operación de laboratorios de pruebas aprobados en materia zoosanitaria.

- NOM-029-ZOO-1995, Características y especificaciones para las instalaciones y equipo de laboratorios de pruebas y/o análisis en materia zoosanitaria.

- NOM-033-ZOO-1995, Sacrificio humanitario de los animales domésticos y silvestres.

- NOM-051-ZOO-1995, Trato humanitario en la movilización de animales.- NOM-062-ZOO-1999, Especificaciones técnicas para la producción, cuidado y uso

de los animales de laboratorio.

Frotis

Un frotis o extendido de sangre es un mecanismo científico que consiste en el extendido de una gota de sangre sobre la superficie de un portaobjetos, con el fin de analizarla posteriormente al microscopio.El frotis puede ser de sangre periférica, vaginal, uretral, faríngea o hemorrágico/inflamatorio.

Frotis vaginal

Es un examen que consiste en raspar suavemente las paredes vaginales con un espéculo para recuperar secreciones vaginales para su posterior análisis al microscopio.

Tipos celulares encontrados en un frotis vaginal

Células del epitelio vaginal- Células parabasales- Células intermedias pequeñas- Células intermedias grandes- Células superficiales

Otras células que no tienen su origen en los epitelios que cubren el aparato genital- Leucocitos (linfocitos, monocitos, basófilos, neutrófilos y eosinófilos)- Eritrocitos (huecos con bordes crenados)- Células plasmáticas. Núcleo de rueda excéntrico

Ciclo estral de la rata

La pared vaginal de la rata sufre cambios cíclicos que corresponden con los cambios del ciclo del endometrio. Estos cambios se hallan bajo la influencia de las hormonas ováricas.

Las fases del ciclo estral pueden identificarse a través de las células descamadas obtenidas de la vagina, por lo que le grado de cambios en el epitelio vaginal y en el frotis refleja la cantidad de estrógenos circulante (mayor concentración de estrógenos en proestro y estro)El ciclo dura de 4 a 5 días y puede ser dividido en cuatro fases: (Figura 13, Cuadro 2)

Tabla 1. Composición química de una dieta estandar

Tipos de células que se observan en un frotis vaginal

Figura 13. Fases del ciclo estral

Tabla 2. Tipos celulares del cilo estral

Para determinar el ciclo estral en forma histológica se utilizará la técnica de citología

vaginal exfoliativa con coloración por el método de Papanicolau:

Sujeción de la rata

Toma de muestra vaginal con espátula plástica ad-hoc (por ejemplo, ballenita de

camisa)

Extendido del material obtenido sobre un portaobjetos limpio y desengrasado

Fijación durante al menos 5 minutos en metanol

Coloración de las muestras:

1- Lavado con agua corriente por 30 segundos.

2- Lavado con agua destilada por 30 segundos.

3- Coloración con hematoxilina durante 3 a 4 minutos.

4- Lavado con agua corriente por 30 segundos.

5- Pasaje por HCl 0.25 % durante 2 a 3 segundos.

6- Lavado con agua corriente durante 1 minuto.

7- Lavado con agua destilada por 30 segundos.

8- Pasaje por alcohol 96 por 30 segundos.

9- Coloración con Orange G durante 2 a 3 minutos.

10- Pasaje por alcohol 96 por 30 segundos.

11- Coloración con EA (EA 36-EA 50) durante 2 a 3 minutos.

12- Pasaje por alcohol 96 por 30 segundos.

13- Pasaje por alcohol 96 por 30 segundos.

14- Pasaje por alcohol 100 por 30 segundos.

15- Secado de las muestras.

Bibliografía

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Michoacan: Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo; 2009 [23 de agosto del

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4. Santos M. Curso: Animal de experimentación como reactivo biológico en investigación, diagnóstico

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Sistemas de producción para mantenimiento de condición genética. Unidad de reactivos y

Biomodelos de experimentación [Página en Internet]. Facultad de Medicina [Consultada 23 de

agosto del 2015.]. Disponible: http://www.urbe.fmed.edu.uy/cursos/animales_experimentacion/

Roedores%20de%20laboratorio.pdf

5. Citología del ciclo estral de la rata [Página en Internet]. Facultad de Ciencias [Consultada

23 de agosto del 2015.]. Disponible:

http://biologia.fciencias.unam.mx/bioanim3/CicloEstralRataPerro.pdf

6. Vías de administración de sustancias en animales de laboratorio [Página en

Internet]. [Consultada 23 de agosto del 2015.].

Disponoble: http://www.bioterios.com/2013/post.php?s=2013-05-03-vas-de-administracin-

de-sustancias-en-animales-de-laboratorio

7. Modificación a la Norma Oficial Mexicana NOM-062-ZOO-1999 Especificaciones técnicas

para la producción, cuidado y uso de los animales de laboratorio. Diario oficial de la

federación, México D.F. 9 de Agosto del 2001.