Parte II – Bioquímica e metabolismo energético dos...

SciELO Books / SciELO Livros / SciELO Libros ALVES-FERREIRA, M. Metabolismo de Carboidratos em Leishmania spp. In: CONCEIÇÃO-SILVA, F., and ALVES, C. R., comps. Leishmanioses do continente americano [online]. Rio de Janeiro: Editora FIOCRUZ, 2014, pp. 70-82. ISBN 978-85-7541-568-9. https://doi.org/10.7476/9788575415689.0005.

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Parte II – Bioquímica e metabolismo energético dos parasitos do gênero Leishmania

4. Metabolismo de Carboidratos em Leishmania spp.

Marcelo Alves-Ferreira

https://doi.org/10.7476/9788575415689.0005

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Metabolismo de Carboidratos em Leishmania spp. 69


Metabolismo de Carboidratos em Leishmania spp.

Marcelo Alves-Ferreira

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O metabolismo de carboidratos corresponde ao núcleo central de produção de energia na maioria dos organismos vivos, sejam procariontes ou eucariontes. Esse conjunto de vias metabólicas possibilita a geração de energia, a

qual é vital para os mais diferentes processos celulares, incluindo os mecanismos de replicação, transcrição, tradução, equilíbrio hidroeletrolítico, transdução de sinal, dentre outros. Em Leishmania spp., o metabolismo de carboidratos vem sendo estudado desde a década de 1960 (Voller, Shaw & Bryant, 1963; Mancilla, Naquira & Lanas, 1965, 1969; Poorman & Janovy, 1969). Os primeiros trabalhos visavam à caracterização de diferentes vias, utilizando principalmente as técnicas de marcação radioativa, assim como a possibilidade de identificação do mecanismo de ação de drogas utilizadas no tratamento das leishmanioses. Atualmente, com o desenvolvimento das técnicas de biologia molecular, de biologia estrutural e da disponibilização dos dados genômicos de diferentes espécies de Leishmania, o conhecimento sobre o metabolismo de carboidratos nesses organismos tem evoluído significativamente. Porém, ainda existem lacunas a serem preenchidas.

A abordagem deste capítulo consistirá na subdivisão entre as principais vias metabólicas: glicólise, ciclo de Krebs, fosforilação oxidativa e a via das pentoses, além de serem abordadas diferentes metodologias de análise do metabolismo nos protozoários patogênicos.

GLICÓLISE

A via glicolítica vem sendo estudada desde o início do estudo relacionado ao metabolismo de carboidratos em Leishmania spp. (Voller, Shaw & Bryant, 1963; Mancilla, Naquira & Lanas, 1965, 1969; Poorman & Janovy, 1969). Porém, mesmo após as publicações dos genomas de três espécies: Leishmania major (Ivens et al., 2005), Leishmania braziliensis e Leishmania infantum (Peacock et al., 2007), ainda existem detalhes a ser desvendados para o completo entendimento do mecanismo de ação das enzimas glicolíticas, como os relacionados à regulação da glicólise nas diferentes espécies e nas diferentes formas evolutivas desses protozoários.

Antes de serem metabolizados, os açúcares devem ser captados do meio externo por intermédio de transportadores,

que são proteínas integrais presentes nas membranas plasmáticas das diferentes espécies de Leishmania. Esses transportadores são do tipo que realizam o transporte ativo portanto, são dependentes de ATP (Landfear, 2008;

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Tetaud et al., 1997). Algumas peculiaridades têm sido descritas em relação às características desses transportadores,

incluindo atribuições distintas da função primária de transporte. Em L. mexicana foi demonstrado que existem

três isoformas de transportadores de glicose, os quais são codificados pelo gene LmGT (Burchmore et al., 2003).

Recentemente foram realizados diversos estudos que possibilitaram a caracterização genética, a identificação de

modificações metabólicas e a caracterização fenotípica de transportadores de glicose em diversas cepas de L. mexicana

(Burchmore et al., 2003; Rodríguez-Contreras & Landfear, 2006; Rodríguez-Contreras et al., 2007).

Esses microrganismos têm uma organela especializada, existente nos outros membros da família Trypanosomatidae,

denominada glicossomo. Do ponto de vista evolutivo, estudos moleculares indicam que os glicossomos são derivados

de uma organela ancestral relacionada aos peroxissomos (Opperdoes & Borst, 1977; Michels et al., 2006). Essa

organela é especializada em uma série de vias metabólicas, de lipídeos, nucleotídeos e carboidratos. No caso da via

glicolítica nas Leishmania spp., os glicossomos apresentam sete enzimas envolvidas nesta via, o que implica uma

semicompartimentalização de uma via metabólica (Figura 1). Esse tipo de estratégia metabólica é semelhante ao que

ocorrre com o ciclo da ureia em mamíferos, porém utilizando a mitocôndria em vez dos peroxissomos. O restante das

reações ocorre no citoplasma, gerando fosfoenolpiruvato, o qual pode ser convertido em piruvato ou ocorrer uma

reentrada desse intermediário no glicossomo, gerando piruvato ou succinato no interior dessa organela (Saunders

et al., 2010). A glicólise apresenta como produtos finais principais os seguintes compostos: acetato, L-alanina,

succinato e CO2, tanto em promastigota quanto em amastigota, e também lactato, este produzido somente pela forma

promastigota (Figura 1) (Saunders et al., 2010; Bringaud, Rivière & Coustou, 2006). As enzimas envolvidas nas

etapas glicossomais da via glicolítica, assim como a maioria das enzimas que ocorrem nesta organela, apresentam

um dos dois tipos de peptídeo sinal em suas estruturas proteicas, denominados PTS1 e PTS2 (Hannaert et al., 2006).

Na forma sanguínea do Trypanossoma brucei, as enzimas glicolíticas representam 90% do conteúdo proteico presentes

em seus glicossomos (Michels et al., 2006).

As etapas da via glicolítica no interior dos glicossomos converte glicose em gliceraldeído-3-fosfato, gerando

adenosina-trifosfato (ATP) e nicotimanida-adenina-dinocleotídeo (NADH). Entretanto, o consumo de ATP nas reações

de fosforilação equivale à produção dos mesmos dentro dessa organela. Isto significa que a produção de ATP nessa

etapa está voltada para o consumo intraglicossomal, tanto por conta da estequiometria entre síntese e consumo, como

em razão da dificuldade de transporte do ATP através da sua membrana unilamenar (Saunders et al., 2010).

A primeira enzima da glicólise em leishmânias é a hexocinase, mas também pode ser glicocinase, que promove a

conversão de glicose em glicose-6-fosfato, à custa de uma molécula de ATP. Essas enzimas já foram caracterizadas em

L. mexicana (Pabón et al., 2007) e em L. major (Cáceres et al., 2007), respectivamente. Entretanto, foi descrito que a

hexocinase pode ser inibida por pirofosfato inorgânico (Pabón et al., 2007), fato este que não ocorre com a glicocinase

(Cáceres et al., 2007). Após a sua formação, a glicose-6-fosfato é convertida à frutose-6-fosfato através da ação da

glicose-6-fosfato isomerase. Essa enzima, assim como a hexocinase, já foi caracterizada e ambas tiveram as suas

localizações celulares correlacionadas ao glicossomo (Mottram & Coombs, 1985).

Posteriormente, a frutose-6-fosfato é convertida em frutose-1,6-difosfato, via enzima fosfofrutocinase 1 (PFK1).

Essa enzima catalisa passo limitante da via glicolítica em mamíferos, porém, este mecanismo parece estar ausente na

glicólise realizada pelas leishmânias. Entretanto, foi descrito que a PFK1 de Leishmania também é ativada por AMP,

mediante um mecanismo alostérico, possibilitando assim uma característica regulatória dessa enzima sobre a via

glicolítica (Berens & Marr, 1977a; López et al., 2002).

A frutose-1,6-difosfato é clivada em gliceraldeído-3-fosfato e dihidroxicetona-fosfato, via aldolase. Essa enzima

foi caracterizada cineticamente em L. donovani e, posteriormente, foi clonada e caracterizada em L. mexicana

(Ghosh & Datta, 1970; De Walque, Opperdoes & Michels, 1999). Posteriormente, ocorre a interconversão entre esses


compostos por intermédio de atividade enzimática da triose fosfato isomerase, possibilitando assim a continuidade

da via glicolítica. Essa enzima de L. mexicana teve a sua estrutura determinada por cristalografia e difração de

Raios X em 1999 (Williams et al., 1999), possibilitando posteriormente o estudo comparativo entre as estruturas

de enzimas homólogas de Trypanosoma cruzi, T. brucei, seres humanos, levedura, galo, Plasmodium falciparum e

Entamoeba histolytica (Olivares-Illana et al., 2006). Esse trabalho demonstrou a importância da região central entre

as subunidades, assim como mostrou a ação inibitória do composto 6,6’-bisbenzotiazol-2,2’ diamina, a qual foi

específica para as enzimas de tripanossomatídeos (Olivares-Illana et al., 2006).

A reação seguinte é de fundamental importância, pois é constituída por fosforilação oxidativa, que produz

1,3-bifosfoglicerato e NADH a partir do gliceraldeído-3-fosfato e NAD+. A enzima responsável por essa catálise é a

gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase. Essa enzima de L. mexicana teve a sua estrutura molecular resolvida, a qual

apresentou uma estrutura tetramérica (Kim et al., 1995; Kim & Hol, 1998). Devido a sua semelhança com as enzimas

homólogas de T. cruzi e de T. brucei, sua estrutura tem sido utilizada visando a busca por um candidato a inibidor,

além da sua posição central na via glicolítica (Kim et al., 1995; Kim & Hol, 1998; Suresh et al., 2001).

Na última reação da via glicolítica tradicional, que ocorre nos glicossomos em tripanossomatídeos, é a catalisada pela

enzima fosfoglicerato cinase glicossomal. Tal enzima catalisa a reação que promove a conversão de 1,3-bifosfoglicerato

em 3-fosfoglicerato, com a produção de uma molécula de ATP. Alguns trabalhos descreveram as características dessa

enzima em L. major e em L. mexicana, tais como a presença de duas isoformas, sendo uma citossólica e a outra

glicossomal, as quais apresentam homologia com as enzimas de Trypanosoma e de Crithidia (McKoy et al., 1998; Adjé,

Opperdoes & Michels, 1997).

Os níveis glicossomais de NAD+ e de NADH são balanceados em razão da ação da lançadeira do glicerol-3-fosfato,

acoplada ao metabolismo mitocondrial (Figura 1). O sistema de lançadeiras atua durante a glicólise, através de

moléculas citossólicas que agem lançando para o interior da mitocôndria elétrons e H+ liberados pelo NADH, que por

si mesmo não consegue penetrar na organela. Tal sistema inicia-se com a conversão de di-hidroxicetona fosfato em

glicerol-3-fosfato, pela ação da enzima glicerol-3-fosfato desidrogenase com a regeneração do NAD+, possibilitando

assim a manutenção do fluxo glicolítico glicossomal. O glicerol-3-fosfato é reoxidado pela enzima mitocondrial

glicerol-3-fosfato desidrogenase FAD dependente, regenerando a di-hidroxicetona fosfato (Guerra et al., 2006).

As etapas realizadas no citoplasma envolvem as enzimas fosfoglicerato mutase, enolase e piruvato cinase

(Figura 1). A enzima enolase de L. mexicana foi recentemente clonada e a sua atividade foi então caracterizada.

Entretanto, a sua localização celular apresentou uma peculiaridade: além de ser localizada na fração citossólica,

ela também foi encontrada associada a membranas e na face externa da membrana plasmática (Quiñones et

al., 2007). Mais tarde, esse mesmo grupo identificou uma atividade alternativa da enolase: ela atua como

receptor de plasminogênios em L. mexicana, aumentando a possibilidade de essa enzima ser um bom alvo para

o desenvolvimento de novas abordagens terapêuticas (Vanegas et al., 2007).

A piruvato cinase de Leishmania spp. é uma das enzimas glicolíticas mais estudadas e tem sido analisada desde

a década de 1970 (Berens & Marr, 1977b). Identificou-se que essa enzima apresenta duas isoformas, as quais são

reguladas alostericamente pela frutose-2,6-bifosfato e de forma distinta entre as mesmas (Ponte-Sucre & Ramirez,

1993; Ponte-Sucre et al., 1993). As características cinéticas e estruturais foram determinadas com o auxílio de técnicas

bioquímicas, por mutação sítio-dirigidas e por cristalização (Ernest et al., 1994; Fothergill-Gillmore et al., 2000;

Rigden et al., 1999; Hannaert et al., 2002). Mais recentemente foram publicados novos dados correlacionados com

a regulação alostérica por frutose-2,6-bifosfato e com um novo modelo molecular, assim como foram desenhados

e testados compostos-líderes como inibidores dessa enzima, objetivando o desenvolvimento de novos fármacos

(Sandoval et al., 2008; Nowicki et al., 2008; Morgan et al., 2010a, 2010b).


Figura 1 – Metabolismo de carbono em Leishmania spp.

Representação esquemática do metabolismo central de carbono por promastigotas cultivados em meio rico em glicose. Os principais produtos finais (succinato, L-alanina e acetato) estão demonstrados em caixas com o fundo preto. Algumas enzimas envolvidas na via glicolítica, na via das pentoses-fosfato e da fermentação do succinato podem ser parcialmente presentes no citoplasma ou exclusivamente localizadas nos glicossomos. As flechas pontilhadas referem-se a paços multienzimáticos, os quais não estão demonstrados.

Abreviações: I-IV, complexos da cadeia respiratória; αKG, α-cetoglutarato; 1,3BPGP, 1,3-bifosfoglicerato; DHAP, dihidroxicetona fosfato; Fru1,6P2, frutose-1,6-bifosfato; Glu, glutamato; GPDH, glicerol-3-fosfato desidrogenase FAD-dependente; Glc6P, glicose-6-fosfato; Man6P, manose-6-fosfato; ManPc, Man 1,4-fosfato cíclico; Mann, manogênios oligoméricos (Manβ1,2Man)n; PEP, fosfoenolpiruvato; 2PGc, 2-fosfoglicerato; 3PGc, 3-fosfoglicerato; ADP, adenosina-difosfato; ATP, adenosina-trifosfato; NADH, nicotinamida-adenina-dinucleotídeo (forma reduzida); NAD+, nicotinamida-adenina-dinucleotídeo (forma oxidada); FADH2, flavina-adenina-dinucleotídeo (forma reduzida); FAD, flavina-adenina-dinucleotídeo (forma oxidada); Mgx, metilglioxal; Asp, aspartato; OXA, oxalato; CoA, coenzima A; H+, íon hidreto; e-, elétrons transportados por reações de oxidorredução; C, citocromo C; UQ, ubiquinona; NADPH, NADH fosforilado.

Fonte: adaptado de Saunders et al., 2010.


O catabolismo de glicose em Leishmania spp. gera como produtos finais principalmente succinato, alanina, acetato, CO2 e, em determinadas condições, lactato (Figura 1) (Saunders et al., 2010; Bringaud, Rivière & Coustou, 2006; Opperdoes & Coombs, 2007). No entanto, o metabolismo energético sofre alterações de acordo com a forma evolutiva em questão, que por sua vez encontra-se em diferentes ambientes nutricionais e, consequentemente, necessita adaptar-se a essas condições. Nesse contexto, as leishmânias apresentam a maquinaria enzimática capaz de realizar a gliconeogênese, utilizando como fonte de carbono sobretudo aminoácidos (Ivens et al., 2005; Peacock et al., 2007; Naderer et al., 2006). Intermediários do ciclo de Krebs podem ser utilizados nessa via, por intermédio da ação da fosfoenolpiruvato carboxicinase. Posteriormente, a reação irreversível catalisada pela PFK1 é ultrapassada pela ação da enzima frutose-1,6-bifosfatase (FBP). Essas duas enzimas gliconeogênicas são constitutivamente expressas e ativas em Leishmania spp. (Naderer et al., 2006).

CICLO DE KREBS E FOSFORILAÇÃO OXIDATIVA

O funcionamento do ciclo de Krebs ainda não foi efetivamente descrito em Leishmania spp., pois apesar de Hart e Coombs (1982) terem demonstrado a expressão de todas as enzimas desse ciclo, as respectivas atividades ainda não foram estudadas como um todo. Mais recentemente, análises proteômicas em L. donovani, por cromatografia multidimensional acoplada a espectrometria de massas, demonstraram que durante a diferenciação de promastigota para amastigota ocorre um aumento na maioria das enzimas do ciclo de Krebs (Rosenzweig et al., 2008). Tais dados provavelmente relacionam-se às mudanças no metabolismo energético, as quais ocorrem em razão dos diferentes ambientes e, portanto, de diferentes nutrientes, permitindo que essas formas evolutivas de Leishmania spp. sobrevivam. Foi descrito que nas formas procíclicas de T. brucei as enzimas do ciclo de Krebs não funcionam como um ciclo, proporcionando a continuidade do metabolismo de carboidratos e de outros compostos, tais como de aminoácidos (Van Weelden et al., 2005) (Quadro 1). Nesse contexto, como as Leishmania spp. expressam duas isoformas de fosfoenolpiruvato carboxicinase que podem contribuir para a formação de malato, associado à ação da enzima málica que também produz malato a partir de piruvato, consequentemente a produção do malato poderia contribuir na viabilidade do ciclo de Krebs em razão de tais reações serem anapleróticas, também denominadas reações de preenchimento (Saunders et al., 2010).

As Leishmania spp. apresentam uma cadeia transportadora de elétrons convencional contendo os complexos I, II, III e IV, este último dependente de citocromo C, contudo, não apresentando a oxidase alternativa descrita em T. brucei (Bringaud, Rivière & Coustou, 2006; Tielens & Van Hellemond, 1998). O complexo IV é o aceptor final de elétrons que possibilita a reoxidação do NADH e do succinato pela cadeia transportadora de elétrons, propiciando a formação do gradiente de H+, que é fundamental para a geração de ATP via ATP sintase. A inibição desse complexo com cianeto ou condições de crescimento em anaerobiose induz a uma rápida paralisação do metabolismo, entretanto de forma reversível (Van Hellemond & Tielens, 1997). Essas informações sugerem uma incapacidade de manutenção do crescimento baseada na produção de energia apenas por fosforilação ao nível do substrato, ou seja, produção de ATP apenas via glicólise e na ausência de O2, mesmo em condições de crescimento com alta concentração de glicose (Van Hellemond & Tielens, 1997).


Quadro 1 – Produtos finais do metabolismo das fontes de carbono por tripanossomatídeos cultivados em meio rico em glicose

ParasitoForma

evolutivaaHospedeiro

Fonte(s) de carbonob

Produtos finais secretados em condições ricas em glicosec

Referências

T. brucei BTd Vertebrado Glicose Piruvato (Fairlamb & Opperdoes, 1986)

T. brucei PT Insetoe Glicose CO2, Succinato, Acetato, L-Lactato (Van Weelden et al., 2003; Besteiro et al., 2002)

L-Prolinaf Acetato, Succinato, Acetato (Van Weelden et al., 2005; Van Weelden et al., 2003)

L-Treonina Acetato, Glicina (Cross, Klein & Linstead, 1975)

T. cruzi T Vertebrado Glicose CO2, Succinato, Acetato (Cannata & Cazzulo, 1984)

T. cruzi A Vertebrado Glicose CO2, Acetato, Glicina, Piruvato, Succinato (Sanchez-Moreno et al., 1995)

T. cruzi E Inseto Glicose CO2, Succinato, L-Alanina, Acetato (Cannata & Cazzulo, 1984)

Aminoácidosf ndh (Cannata & Cazzulo, 1984; Cazzulo, 1984; Cazzulo, 1994)

Leishmania spp. A Vertebrado Ácidos graxos Nd (Hart & Coombs, 1982; Berman et al., 1987)

Glicose CO2, L-Alanina, Acetato, Succinato (Rainey & Mackenzie, 1991)

Leishmania spp. P Insetog Aminoácido Nd (Marr & Berens, 1977; Cazzulo et al., 1985)

Glicose CO2, Succinato, L-Alanina, Acetato, D-Lactato (Rainey & Mackenzie,1991; Darling et al., 1987)

Crithidia spp. Ch Insetoe Glicose CO2, Succinato, Etanol, Acetato (Marr & Berens, 1977; Gilroy et al., 1988)

Aminoácidos Nd (Marr & Berens, 1977)

Phytomonas spp. P Vegetal Glicose CO2, Acetato, Etanol (Chaumont et al., 1994)

a BT – tripomastigota sanguíneo; PT – tripomastigota procíclico; T – tripomastigota; A – amastigota; E – epimastigota; P – promastigota; Ch – coanomastigota.b Preferências de fonte de carbono em meio rico em glicose.c Somente são mencionados os produtos finais principais, de acordo com as respectivas referências.d As formas tripomastigota sanguíneo são cultivadas em aerobiose.e Somente insetos hematófagos.f Fonte de carbono preferencial na ausência de glicose (L-prolina é a fonte de carbono que corresponde ao inseto vetor).g Insetos hematófagos e sugadores de plantas.h Não determinado.

Fonte: adaptada de Bringaud, Rivière & Coustou, 2006.

VIA DAS PENTOSES-FOSFATO

Esta via metabólica apresenta uma distribuição na maioria dos reinos e pode ser dividida entre o ramo oxidativo, cujas principais funções são a produção de NADPH e de ribose-5-fosfato, e o ramo não oxidativo, que possibilita a recuperação de alguns produtos finais do ramo oxidativo (gliceraldeído-3-fosfato e frutose-6-fosfato) por intermédio da glicólise, visando à produção de ATP. Pode funcionar também de forma invertida para gerar ribose-5-fosfato, fundamental na síntese de nucleotídeos.

Já está bem estabelecida a existência da via das pentoses-fosfato em Leishmania spp., tanto o ramo oxidativo quanto o não oxidativo, pois esta via já vem sendo estudada nesses protozoários desde a década de 1970 (Barrett, 1997). Foi demonstrada em L. donovani a utilização de ribose como substrato energético, assim como foram identificadas as enzimas ribose-fosfato isomerase, transcetolase e transaldolase, e, provavelmente, a glicose-6-fosfato desidrogenase (6PGDH) (Ghosh & Datta, 1971). Posteriormente, foi demonstrada a presença da 6PGDH em L. donovani e em L. tarentolae (Ghosh & Honigberg, 1976; Janovy, 1972).


O ramo oxidativo dessa via metabólica é o principal produtor de NADPH. Esta molécula apresenta uma função de fundamental importância na redução da proteína tripanotiona, que tem atuação como antioxidante nesses organismos. A tripanotiona é mantida no estado reduzido pela tripanotiona redutase, a qual utiliza NADPH como cofator (Doyle et al., 2009). Esses dados, assim como a produção de ribose-5-fosfato, conforme descrito anteriormente, explicam o grande fluxo de glicose através da via das pentoses nas formas promastigotas nesses microrganismos.

Nosso grupo vem estudando a enzima ribose-5-fosfato isomerase de L. major e de T. brucei, fundamental para a produção desse açúcar precursor de nucleotídeos, a qual apresenta uma característica importante: a enzima do protozoário é análoga à enzima humana (Schwarz, 2010). Isso significa dizer que, apesar de catalisarem a mesma reação, apresentam estruturas diferentes, como observado, em razão das suas origens evolutivas distintas (dados não publicados). A compreensão das nuances estruturais e bioquímicas dessas enzimas estão sendo estudadas, utilizando-se técnicas de dinâmica molecular e docking, visando à caracterização de mais um possível alvo para o desenvolvimento de novos fármacos.

A via das pentoses-fosfato já foi bem descrita em L. donovani (Ghosh & Datta, 1971) e em L. mexicana (Figura 2) (Fairlamb & Cerami, 1992). Todavia, ainda perduram algumas questões relativas ao compartimento celular no qual ocorre essa via. Apesar de a maioria das enzimas apresentarem o peptídeo sinal que direciona essas proteínas para o glicossomo, já foi descrito que boa parte dessas enzimas se encontra no citoplasma (Barrett, 1997; Maugeri et al., 2003). A presença dessa via no citoplasma justifica-se em virtude do metabolismo da tripanotiona via NADPH.

Figura 2 – Via das pentoses-fosfato alternativa em promastigotas de L. mexicana. Esta via converge para a síntese de ribose-5-fosfato tendo como objetivo a síntese de nucleotídeos

Abreviações: G6P, glicose-6-fosfato; F6P, frutose-6-fosfato; FBP, frutose-1,6-bofosfato; DHAP, dihidroxicetona fosfato; GAP, gliceraldeído-3-fosfato; E4P, eritrose-4-fosfato; 6PGL, 6-fosfogliconolactona; 6PG, 6-fosfogliconato; Ru5P, ribulose-5-fosfato; R5P, ribose-5-fosfato. Enzimas: (1) hexocinase; (2) glicose-6-fosfato desidrogenase; (3) 6-fofogliconolactonase; (4) 6-fosfogliconato desidrogenase; (5) ribose-5-fosfato isomerase; (6) ribocinase; (7) nucleosídeo hidrolase; (8) fosfoglicose isomerase; (9) fosfofrutocinase; (10) aldolase; (11) transcetolase. São demonstrados também os transportadores de glicose, ribose e nucleosídeos.

Fonte: adaptado de Fairlamb & Cerami, 1992.


CONCLUSÕES

O metabolismo de carboidratos em Leishmania spp. tem sido muito estudado nas últimas décadas, tanto com o objetivo de se obter conhecimento básico sobre como funciona a produção de energia nesses protozoários, como visando a identificar e caracterizar novos alvos terapêuticos em potencial. Nesse contexto, foram mencionadas ao longo deste capítulo diversas enzimas que apresentam tal potencial. Contudo, ainda existe a necessidade de se permanecer estudando essas vias/enzimas até se obter uma evolução para a terapêutica das leishmanioses.

Assim, têm sido realizados novos estudos utilizando-se diferentes técnicas dotadas de maior poder de análise em larga escala. Uma delas é a cromatografia gasosa e líquida, que, acoplada à espectrometria de massas e associada ao desenvolvimento de novos bancos de dados e novos algoritmos de análise, têm por fim a modelagem metabólica via biologia de sistemas, por exemplo. Esses novos estudos envolvem áreas como a metabolômica (Maugeri et al., 2003), a transcriptômica e a proteômica (Bringaud, Rivière & Coustou, 2006), bem como a bioinformática (Doyle et al., 2009). Nesta última área, desenvolveu-se um aplicativo que possibilita a identificação de enzimas análogas (Otto et al., 2008) constituídas de proteínas que apresentam a mesma função enzimática, porém com estruturas distintas, as quais podem futuramente ser utilizadas em novos alvos terapêuticos. Outra abordagem nessa mesma área foi o desenvolvimento do banco de dados curado, denominado LeishCyc (Creek et al., 2012), que consiste em um banco de dados de vias bioquímicas em L. major. Ambos os sistemas de informações descritos apresentam uma série de aplicativos e estão livremente disponíveis no ambiente web, para que possam ser utilizados por qualquer pesquisador ou interessado.

REFERÊNCIAS

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