OBTENCIÓN DE ALMIDÓN RESISTENTE POR TRATAMIENTO...
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO DE DESARROLLO DE PRODUCTOS BIÓTICOS OBTENCIÓN DE ALMIDÓN RESISTENTE POR TRATAMIENTO EN AUTOCLAVE A PARTIR DE ALMIDÓN DE PLÁTANO MODIFICADO: CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA, MORFOLÓGICA Y ESTRUCTURAL. TESIS QUE PRESENTA: Alejandro Aparicio Saguilán Para obtener el grado de Doctorado en Ciencias en Desarrollo de Productos Bióticos DIRECTOR DE TESIS: DR. LUIS ARTURO BELLO PÉREZ Yautepec, Morelos 2007
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
CENTRO DE DESARROLLO DE PRODUCTOS
BIÓTICOS
OBTENCIÓN DE ALMIDÓN RESISTENTE POR TRATAMIENTO
EN AUTOCLAVE A PARTIR DE ALMIDÓN DE PLÁTANO
MODIFICADO: CARACTERIZACIÓN FISICOQUÍMICA,
MORFOLÓGICA Y ESTRUCTURAL.
TESIS QUE PRESENTA:
Alejandro Aparicio Saguilán
Para obtener el grado de Doctorado en Ciencias en Desarrollo
de Productos Bióticos
DIRECTOR DE TESIS: DR. LUIS ARTURO BELLO PÉREZ
Yautepec, Morelos 2007
Este trabajo fue realizado en el laboratorio de control de calidad del Departamento
de Desarrollo tecnológico del centro de Desarrollo de Productos Bióticos del
Instituto Politécnico Nacional, bajo la dirección del Dr. Luís Arturo Bello Pérez.
El trabajo de investigación fue realizado gracias al apoyo económico otorgado por
la beca institucional del Instituto Politécnico Nacional (IPN) y del Programa
Institucional de Formación de Investigadores (PIFI).
i
Agradecimientos
Al Departamento de Desarrollo Tecnológico del Centro de Desarrollo de
Productos Bióticos por otorgarme las facilidades para la realización de este
trabajo de investigación.
Al Dr. Luís Arturo Bello Pérez por haberme permitido formar parte de su grupo
de investigación y su apoyo en la dirección del presente trabajo de tesis.
A mi comité tutorial: Dr. Juscelino Tovar Rodríguez, Dra. Perla Osorio Díaz, Dra.
Rosalva Mora Escobedo y el Dr. Miguel G. Velázquez del Valle por sus valiosas
observaciones para el mejoramiento del trabajo de investigación.
A la M en C. Mirna Ma. Sánchez Rivera por su valioso apoyo en la realización
de la parte de Cromatografía de líquidos de alta resolución por exclusión de
tamaño (CLARET), y por brindarme su amistad.
A mi gordita hermosa (Kary) por su paciencia, comprensión y compañía durante
los momentos difíciles.
A mis amigos y compañeros de planta piloto Rocío C, Edith, Polo, Juan Pablo,
Paúl, Rodolfo, José Juan, Ing. Francisco, Rubicita, Marfe,Heidi, Lorenita, Denise,
Yunia, Alondra, Maribel, Carolina, Vicente, Andrés, Roselis por brindarme su
amistad.
A Jenny por su amistad, apoyo y cariño que siempre me ha brindado.
ii
Dedicatoria
A mi SEÑOR JESUCRISTO por darme la vida y haberme permitido cumplir una de mis metas, siendo mi fortaleza y torre fuerte en los momentos difíciles en mi vida.
A mis PADRES LORENZA Y SANTIAGO por el apoyo que siempre me han brindado y sus sabios consejos, los cuales siempre me ayudan a salir adelante.
A mis HERMANOS EN CRISTO que siempre me llevan en sus oraciones y me fortalecen con la palabra de Dios
iii
Índice
Agradecimientos
Dedicatoria
Índice
Índice de cuadros
Índice de figuras
Resumen
Abstract
1. Introducción
I
ii
iii
vi
vii
ix
x
1
2. Antecedentes
2.1. El plátano 4
2.2. Generalidades del almidón 6
2.2.1. Amilasa 9
2.2.2. Amilopectina 13
2.3. Estructura de los gránulos de almidón 16
2.4. Tratamientos térmicos del almidón en exceso de agua 19
2.4.1. Gelatinización 19
2.4.2. Retrogradación 22
2.5. Digestión del almidón 23
2.6. Almidón resistente (AR) 24
2.6.1. Factores que afectan la formación del AR
2.6.1.1. Efecto del contenido de amilosa en la formación
del AR
2.6.1.2. Tiempo y temperatura de almacenamiento
26
26
27
2.6.1.3. Ciclos de autoclave/enfriamiento 28
2.6.1.4. Lípidos 28
2.7. Efectos fisiológicos del AR 29
2.8. Proceso de obtención de AR 31
2.9. Modificación química del almidón
2.9.1. Lintnerización 33
iv
2.9.2. Entrecruzamiento 34
3. Justificación 36
4. Objetivos
4.1. General 37
4.2. Especifico 37
5. Materiales y métodos
5.1. Aislamiento del almidón 38
5.2. Modificación química
5.2.1. Lintnerización 39
5.2.2. Entrecruzamiento 39
5.2.2.1. Determinación de fósforo 39
5.3. Obtención del AR por autoclave 41
5.4. Análisis químico proximal 42
5.5. Contenido de amilosa 42
5.6. Determinación del AR 43
5.6.1. Determinación de AR usando el método de Goñi 43
5.6.2. Determinación de AR asociado a fibra dietética 44
5.7. Perfil de hinchamiento y solubilidad 45
5.8. Comportamiento de la pasta 46
5.9. Propiedades térmicas del AR 47
5.10. Caracterización morfológica
5.9.1. Microscopía electrónica de barrido 47
5.10. Caracterización estructural del AR
5.10.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por exclusión
de tamaño (CLARET)
48
5.10.2. Difracción de rayos X 49
6. Análisis estadístico 49
v
7. Resultados y discusión 50
7.1. Lintnerización
7.1.1. Análisis químico proximal 50
7.1.2. Contenido de amilosa 50
7.1.3. Determinación de AR 52
7.1.3.1. Determinación de AR por el método de Goñi 52
7.1.4. Propiedades térmicas del AR 53
7.1.5. Perfil de hinchamiento y solubilidad 56
7.1.6. Comportamiento de las pastas 61
7.1.7. Caracterización morfológica
7.1.7.1. Microscopía electrónica de barrido 64
7.1.8. Caracterización estructural del AR
7.1.8.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por
exclusión de tamaño
70
7.1.8.2. Difracción de rayos X 73
7.2. Entrecruzamiento
7.2.1. Análisis químico proximal 76
7.2.2. Contenido de AR asociado a fibra dietética 78
7.2.3. Propiedades térmicas del AR 79
7.2.4. Perfil de hinchamiento y solubilidad 82
7.2.5. Caracterización morfológica
7.2.5.1. Microscopía de electrónica de barrido 85
7.2.6. Caracterización molecular del AR
7.2.6.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por
exclusión de tamaño (CLARET)
89
7.2.6.2. Difracción de rayos X 92
8. Conclusiones 95
9. Literatura citada 98
10. Anexos
10.1. Abreviaturas 116
vi
Índice de Cuadros
Pág
1. Características del gránulo de almidón pertenecientes de diferentes
especies botánicas.
8
2. Proporción del material cristalino en diferentes fuentes de almidón. 17
3. Cambios en la composición química de almidón debido al proceso de
lintnerización.
51
4. Propiedades térmicas del almidón nativo de plátano, nativo-autoclave,
lintnerizado y lintnerizado-autoclave y Novelose 330.
54
5. Masa molar (MM) del almidón nativo de plátano, con tratamiento en
autoclave, lintnerizado, y lintnerizado-autoclave.
71
6. Composición química y contenido de almidón resistente del almidón de
plátano entrecruzado y entrecruzado-autoclave.
77
7. Propiedades térmicas del almidón de plátano entrecruzado y entrecruzado-
autoclave.
80
8. Masa molar (MM) del almidón nativo de plátano, con tratamiento en
autoclave, entrecruzado, entrecruzado-autoclave.
90
vii
Índice de Figuras Pág.
1. Estructura química de la molécula de amilosa. 10
2. Modelo de grupos para la estructura de la amilopectina. 15
3. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón
nativo de plátano, almidón de plátano con tratamiento en autoclave,
almidón de plátano lintnerizado, almidón de plátano lintnerizado-
autoclave.
18
4. Perfiles de hinchamiento de diferentes almidones: almidón nativo de
plátano, con tratamiento en autoclave, lintnerizado y lintnerizado-
autoclave.
57
5. Perfiles de solubilidad de diferentes almidones: almidón nativo de
plátano, con tratamiento en autoclave, lintnerizado y lintnerizado-
autoclave.
60
6. Perfiles de pastas en microviscoamilografo Brabender del almidón
nativo de plátano y lintnerizado.
63
7. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
nativo de plátano.
65
8. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
plátano lintnerizado.
66
9. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
plátano sometido a diferentes ciclos en autoclave.
68
10. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
plátano lintnerizado-autoclave.
69
viii
11. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón
de plátano nativo, almidón de plátano con tratamiento en autoclave,
almidón lintnerizado de plátano, almidón lintnerizado-autoclave de
plátano.
74
12. Perfiles de hinchamiento de diferentes almidones: almidón nativo de
plátano, con tratamiento en autoclave, entrecruzado y entrecruzado-
autoclave.
83
13. Perfiles de solubilidad de diferentes almidones: almidón de plátano
nativo, con tratamiento en autoclave, entrecruzado y entrecruzado-
autoclave.
84
14. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón
entrecruzado.
86
15. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón
entrecruzado-autoclave.
88
16. Patrones de difracción de rayos X para diferentes almidones: almidón
de plátano nativo, almidón de plátano con tratamiento en autoclave,
almidón de plátano entrecruzado, almidón de plátano entrecruzado-
autoclave.
93
ix
Resumen
El almidón es la principal fuente de energía en la dieta humana, este polisacárido es de gran importancia ya que se ha demostrado que una fracción de almidón presente en los alimentos resiste al ataque de las enzimas digestivas en el intestino delgado, esta fracción es llamada almidón resistente (AR), para finalmente ser fermentado en el colon, donde tiene efectos benéficos en la salud previniendo cáncer de colon. Por lo tanto debido a los efectos positivos que proporciona el AR en la salud y la posibilidad de usar tratamientos tecnológicos para incrementar la cantidad de AR en los alimentos mediante modificación química del almidón ha llamado la atención durante las últimas décadas a nivel de trabajo experimental e industrial. En este trabajo se modificó químicamente el almidón nativo usando dos métodos: a) lintnerización y b) entrecruzamiento y una vez modificados químicamente fueron sometidos a consecutivos tratamientos en autoclave-enfriamiento para obtener un polvo enriquecido en AR y se llevó acabo su caracterización fisicoquímica, morfológica y estructural. Las muestras en autoclave tuvieron un contenido de AR más alto que su contraparte nativa, pero la lintnerización permitió desarrollar proporciones más altas de AR (19% bs). Las muestras en autoclave mostraron valores similares de hinchamiento (α = 0.05) a las temperaturas medidas. Estos productos ricos en AR exhibieron más baja solubilidad que sus correspondientes materiales nativos. La temperatura de pico de la transición térmica fue de 155.52 y 145.85 °C para almidón nativo y lintnerizado-autoclave, respectivamente. Estos valores indican que los productos ricos en AR tienen una marcada estabilidad térmica. El comportamiento de pasta de los productos con AR fue menos pronunciado a comparación a su contraparte nativa. Por lo tanto, su uso potencial como ingrediente en alimento procesado no debe impactar la viscosidad del producto final. Los productos enriquecidos con AR podrían ser convenientes para la formulación de alimentos funcionales. El almidón nativo mostró un patrón de difracción tipo A, sin embargo, la lintnerización no mostró cambios significativos en el patrón de difracción, en la morfología de los gránulos la lintnerización no presentó una degradación significativa de los gránulos. En cuanto a la masa molar la lintneriación mostró valores similares al almidón nativo. Por otro lado, El almidón entrecruzado mostró altos contenidos de AR4 (94.68 %) en comparación al almidón nativo (1.51 %); sin embargo, el proceso en autoclave disminuyó el contenido de AR (85.35 %), debido a un rompimiento de algunos enlaces cruzados, haciendo al almidón parcialmente digerible. El almidón entrecruzado presentó contenidos de proteína y lípidos bajos en comparación al almidón nativo, sin embargo, el contenido de cenizas aumentó, debido a la fosforilación del almidón nativo. Las muestras entrecruzadas y entrecruzado/autoclave exhibieron valores bajos de hinchamiento durante el calentamiento; por otro lado, la solubilidad fue mayor. La temperatura de gelatinización para el almidón entrecruzado fue alta comparada con el almidón nativo. Los tratamientos en autoclave disminuyeron la temperatura y la entalpía de gelatinización, mostrando una menor estabilidad térmica. Esto indica que su aplicación podría estar limitada a productos alimenticios sin calentamiento durante su preparación.
x
Abstract
Starch is the main energy source in the human diet, this polysaccharide is of great importance, since it has been demonstrated that a fraction of starch present in foods, resists the attack of the digestive enzymes in the small intestine. This fraction is called resistant starch (RS), for finally be fermented in the colon, where it has beneficial effect to the healthy, as preventing colon cancer. Therefore, due to the positive effects that the RS provides to health and the possibility of using technology treatments for increasing the level RS in the foods, from the chemical modification of starch has gotten the attention during last decades, to level of experimental work and industry. In this work the native starch was modified chemically using two methods: a) lintnerization and b) cross-linking, once chemically modified, starch was subjected to consecutive autoclaving-cooling treatments to obtain a powder enriched in RS and was carried out its physicochemical, morphology and structure characterization. The autoclaved samples (RS-enriched products) showed similar swelling values (α=0.05) at the temperatures assessed. These RS-rich products exhibited lower solubility than the corresponding raw material. The peak temperatures of the thermal transition were 155.52 and 145.85 °C for native autoclaved and lintnerized- autoclaved, respectively. These values indicate that RS products have marked thermal stability. The pasting behavior of the RS products was less pronounced than that of the raw counterpart. Hence, their potential use as ingredient in processed food should not impact the final product viscosity. These RS-enriched products appear suitable for the formulation of functional foods. The native starch showed an A-type diffraction pattern, however, the lintnerization did not cause significant changes in the diffraction pattern, in the morphology of the granules the lintnerization did not present a significant degradation of the granule. Respect to the molar mass, the lintnerization showed similar values to the native starch. On the other hand, Cross-linked starch showed higher RS4 content (94.68 %) than its raw counterpart (1.51 %); however, the autoclaving process decreased the RS content (85.35 %), due to breaking of cross-linking, making the starch more digestible. The cross-linked starch presented protein and lipid contents lower than its native counterpart, however, the ash content increased due to native starch phosphorilation. The cross-linked and autoclaving/cross-linked samples exhibited low swelling values during heating; on the other hand, the solubility was higher. The gelatinization temperature for cross-linked starch was higher than its native starch. The autoclaving treatment decreased the temperature and enthalpy of gelatinization, showing lower thermal stability. This indicates that its application could be limited to food products without heating during their preparation.
1
1. Introducción
Los carbohidratos son el componente mayoritario de la dieta. Entre ellos el
almidón es el más abundante. A los carbohidratos se les atribuye una función
principalmente energética; sin embargo, hay otros aspectos a los que no se les
ha prestado suficiente atención y pueden tener repercusiones importantes en la
salud.
Ante las nuevas tendencias de alimentación y las demandas de los
consumidores, se desarrollan nuevas líneas de productos especiales por sus
efectos sobre la salud y que proporcionan un concepto de vida más integral y
confortable, estos son los productos nutracéuticos o funcionales. Con el uso de
éstos, se busca principalmente modificar formulaciones con ingredientes
mejorados y crear con ellos opciones alimenticias para los consumidores.
Por lo tanto, debido a esto, se ha buscado disminuir la digestibilidad del
almidón, lo que significa, aumentar la cantidad de almidón resistente (AR)
presente en un alimento.
El AR es un componente que se encuentra en diversos alimentos que son
consumidos por todo el mundo (Crawford, 1987). Desde el punto de vista de la
salud, la importancia del AR ha cobrado gran interés durante los últimos años,
pues se le ha etiquetado como agente terapéutico (Bello-Pérez y col. 2001) ya
que algunos estudios realizados han demostrado ciertos beneficios a la salud
(Heijnen y col., 1998; Hylla y col., 1998).
Debido a esto, en la actualidad se buscan fuentes de almidón con altos niveles
de AR o incrementar estos niveles en fuentes convencionales, para ello una de
las alternativas es mediante una modificación química, las cuales son prácticas
2
comerciales que dan una extensión de usos al almidón en los procesos
alimenticios.
El término modificación del almidón incluye aquel material que ha sido sometido
a uno o más tratamientos físicos, químicos, fisicoquímicos o enzimáticos, donde
se promueven alteraciones de los gránulos y/o en su estructura molecular. La
magnitud de la resistencia está relacionada al grado y tipo de modificación, la
magnitud de la gelatinización del gránulo, y el tipo de enzima. Por lo tanto, el
entrecruzamiento y la lintnerización podrían ser una alternativa para
incrementar los niveles de AR en el almidón nativo. El entrecruzamiento del
almidón es practicado industrialmente para estabilizar la estructura granular y
para restringir el hinchamiento. Sin embargo, el nivel de entrecruzamiento de
los almidones usados como espesantes en los alimentos es muy bajo como para
que este tipo de almidón sea resistente al ataque de la enzima α-amilasa
(Wurzburg y Vogel 1984; Ostergard y col. 1988). El incremento en el grado de
entrecruzamiento de los gránulos de almidón podría evitar la entrada de la α-
amilasa (peso molecular de 50-60 kDa) (Colonna y col. 1992). La lintnerización
es una modificación por ácidos, se produce haciendo reaccionar una suspensión
al 40 % de almidón con HCl (1 M) o H2SO4 (2.2 M ó 15 %), los ácidos hidrolizan
los enlaces glucosídicos α-1,4 y α-1,6. La hidrólisis ocurre preferentemente en
las regiones amorfas de los gránulos, permaneciendo las cristalinas
relativamente intactas, produciendo cadenas lineales, las cuales favorecen al
fenómeno de retrogradación y éste a su vez la formación de almidón resistente.
Esto explica porqué las técnicas de modificación química han llamado la
3
atención durante las últimas décadas, a nivel de trabajo experimental e
industrial.
Además, se conoce que el almidón de plátano es por si mismo resistente a la
hidrólisis por las enzimas digestivas (Faisant y col., 1995).
4
2. Antecedentes
2.1. El plátano
Los bananos y plátanos son plantas comprendidas dentro de las
Monocotiledóneas. Pertenecen a la familia botánica Musáceae y está en el
orden Scitamineae. La familia Musáceae está constituida por los géneros Musa
y Ensete. El género Ensete se reproduce por semilla, es de uso ornamental y
hábitat subtropical. El genero Musa está formado por cuatro secciones:
Australimusa, Callimusa, Rhodochlamys y Eumusa. La sección Eumusa es la de
mayor importancia económica y difusión geográfica, ya que en ella se incluyen
los bananos y plátanos comestibles. En esta sección, las especies silvestres
Musa acuminata y Musa balbisiana son las más importantes porque por
hibridación y poliploidía dieron origen a los plátanos y bananos cultivados. Los
cuales se clasifican modernamente en grupos que indican la contribución
genotípica y el grado de ploidía
con que está constituido cada clon o cultivar (INIFAP, 2003).
El plátano tiene su origen en Asia, siendo conocido en el Mediterráneo desde el
año 650 d. c. La especie llegó a Canarias en el siglo XV y desde allí fue llevado
a América en el año 1516. El plátano macho y el bananito son propios del
Sudoeste Asiático, su cultivo se ha extendido a muchas regiones de
Centroamérica y Sudamérica, así como de África subtropical, constituyendo la
base de la alimentación de muchas regiones tropicales.
El plátano es producido en gran cantidad en áreas tropicales y subtropicales. La
producción mundial de Musa en 2003 fue estimada en 102 millones de
5
toneladas (MT) de las cuales alrededor del 68 % fue clasificado como bananos
y el 32 % como plátanos (FAO, 2003).
Los principales países exportadores de bananos son: Ecuador, Costa Rica,
Colombia, Panamá, Guatemala, Honduras, Filipinas y México. En el continente
americano, este frutal se encuentra distribuido en la parte Norte, Centro y Sur
de América, en donde las condiciones ecológicas propician su desarrollo, siendo
Brasil el máximo productor. El plátano es el cuarto cultivo de frutas más
importante del mundo. Los países de Latinoamérica y las islas del Caribe
proporcionaron más del 80 % de la exportación total mundial (15 millones de
toneladas). Los cuatro principales países bananeros (Ecuador, Costa Rica,
Filipinas y Colombia) exportaron los dos tercios de la producción mundial
(FAO, 2003). Alrededor de la quinta parte de toda la cosecha de plátanos viene
a ser desechada. Cuando los racimos del plátano llegan a la estación central de
colección, los plátanos muy dañados son eliminados ya que podrían causar una
contaminación microbiana de los racimos. Los plátanos rechazados son
normalmente desechados inadecuadamente. Se hacen esfuerzos para usar
estos plátanos escogidos en alimento animal y productos como hojuelas, polvo
y botanas, pero ellos son usados únicamente hasta cierto nivel para este
propósito debido al bajo valor de estos productos. Los consumidores del Norte
lo aprecian sólo como un postre, pero constituye una parte esencial de la dieta
diaria para los habitantes de más de cien países tropicales y subtropicales.
En México los principales estados productores son Chiapas, Veracruz, Tabasco,
Nayarit, Michoacán, Colima, Oaxaca, Guerrero y Jalisco, los cuales se agrupan
en tres regiones productoras: Región del Golfo de México (Tabasco, Veracruz y
6
Oaxaca) que ocupa el 41% de la superficie, Región del Pacifico Centro (Colima,
Michoacán, Jalisco, Guerrero y Nayarit).
La pulpa del plátano verde contiene alrededor del 70-80 % de almidón en peso
seco, el cual es un porcentaje comparable al endospermo de los granos de maíz
y a la pulpa de papa (Zhang y col., 2005); además, contiene cantidades casi
insignificantes de proteínas y de grasas. La ceniza es relativamente rica en
potasio, magnesio, sodio y fósforo.
2.2. Generalidades del almidón
El almidón es el principal carbohidrato de reserva de la mayoría de los
productos agrícolas y probablemente es el segundo carbohidrato más
abundante en la naturaleza después de la celulosa. Desde el punto de vista
nutricional, el almidón es el componente mayoritario en la dieta de las
poblaciones humanas. Este polisacárido representa una fracción importante en
un gran número de productos agrícolas, como los cereales (maíz, trigo, arroz)
cuyo contenido de almidón varia del 30 al 80%, leguminosas (fríjol, chícharo,
haba) con un 25 a 50% de almidón, tubérculos (papa, yuca) en los que el
almidón representa entre un 60 a 90%, y en algunas frutas como el plátano y
el mango, que en su estado verde o inmaduro alcanzan contenidos de almidón
de hasta 70% en base seca (Guilbot y Mercier, 1985; Bello-Pérez y Paredes-
López, 1999). El almidón está organizado en partículas discretas conocidas
como gránulos, cuya morfología y composición química son características de
cada especie. La variación de tamaño en los gránulos de almidón va de 0.5 y
100 µm. Los gránulos más grandes están presentes en la papa (15 a 100 µm)
7
(Cuadro 1) (Lineback, 1984), y los más pequeños en las especies de amaranto
(0.8 a 2.5µm) (Paredes López y col., 1990). El tamaño de partícula, incluyendo
la distribución de tamaño, es una de las características que más afectan las
propiedades funcionales de los gránulos de almidón.
Cuando el almidón es aislado de algunas de las fuentes antes mencionadas, es
utilizado en diversos alimentos para modificar la textura y la consistencia de los
alimentos. Se ha observado que no sólo la cantidad de almidón es importante
para la textura de los alimentos, sino también el tipo de almidón, ya que la
composición y propiedades del almidón varían con la fuente del que se deriva
(Biliaderis, 1991).
Por otro lado, la versatilidad, el suministro constante y su bajo costo, hacen al
almidón un ingrediente valioso en la industria de alimentos. Algunas de las más
recientes aplicaciones industriales del almidón incluyen su uso como sustituto
de grasa en alimentos bajos en calorías, espesante o de consistencia para
proporcionar características de viscosidad y como materia prima para la
producción de almidón resistente, pero también funciona como un adhesivo,
enlazador, agente encapsulante, formador de película, agente gelificante,
retenedor de agua y texturizante (Mauro, 1996).
8
Cuadro 1. Características del gránulo de almidón pertenecientes de diferentes
especies botánicas.
Fuente: Lineback, (1984); Guilbot y Mercier, (1985); Paredes-López y col., (1990);
Pérez-Sira, (1997); Carcea y Acquistucci, (1997).
Fuente de
Almidón
Tamaño
promedio (µm) Forma
Amilopectina
(%)
Amaranto 1 Poligonal 75-99
Maíz 20 Poligonal 75
Maíz ceroso 30 Poligonal 97-99
Papa 35 Ovalada 80
Tapioca 18 Truncada, redonda 89
Trigo 25 Ovalada, truncada 73
Arroz 7 Redonda, poligonal 83
Cebada 23 Redonda, elíptica 78
Plátano 10-40 Elíptica 70-75
Sorgo 35 Esférica 75
Centeno 28 Redonda o lenticular 73
Avena 7 Poliédrica 77
9
Los gránulos de almidón cuando se extraen y se secan tienen la apariencia de
un polvo blanco y son insolubles en agua fría. En forma general, presentan una
composición química con 0.06-0.53 % de proteína, 0.05-0.8 % de lípidos y
0.07-1.4 % de cenizas y el resto lo forma el almidón propiamente dicho
(Guilbot y Mercier, 1985). Los gránulos de almidón en su forma nativa
contienen una cantidad apreciable de agua, aproximadamente del 10 al 12 %,
la misma que es muy importante con relación a las propiedades fisicoquímicas y
al modo de reacción del gránulo.
2.2.1. Amilosa
El almidón está compuesto por dos biopolímeros diferentes en su estructura: la
amilosa y amilopectina. La amilosa (Figura 1) es un polímero esencialmente
lineal, formado por unidades de D-glucosa unidas por enlaces α-(1-4). Su peso
molecular varia entre 150,000 a 1,000,000 Daltones dependiendo del origen
biológico y la longitud de la cadena o grado de polimerización (GP), éste último
fluctúa entre 500 a 6000 unidades de glucosa que pueden estar distribuidas en
1 a 20 cadenas (Hizukuri y col., 1989). Muchas de las propiedades pueden
explicarse en la habilidad de la amilosa de adoptar diferentes estructuras
moleculares. En soluciones acuosas neutras, la estructura normal es la de una
espiral.
10
Figura 1. Estructura química de la molécula de amilosa (Parker y Rink,
2001).
11
La amilosa tiene la capacidad de interactuar con el yodo que produce un
complejo de inclusión helicoidal, teniendo aproximadamente seis moléculas de
glucosa por giro, en el cual la molécula de yodo está en la cavidad central
helicoidal del polisacárido. Este complejo da un color azul con una absorción
máxima a las longitudes de onda entre 620 a 680 nm. La amilosa puede formar
complejos con los lípidos en las regiones superficiales del gránulo. Es conocido
que este tipo de complejo inhibe la degradación del almidón por enzimas como
la fosforilasa, α-amilasa y β-amilasa. Otros investigadores han reportado que la
amilosa y los lípidos coexisten independientemente dentro del gránulo y sólo
forman complejos una vez que la gelatinización se ha llevado a cabo (Morrison,
1988).
Los modelos más recientemente propuestos para la amilosa han designado
estructuras tipo A y estructuras tipo B que han tomado como base la formación
de una doble hélice enrollada hacia la izquierda cada 6 unidades y
empaquetadas paralela y antiparalelalmente. En la estructura A esta doble
hélice está empaquetada en una unidad monoclínica con 8 moléculas de agua y
en la estructura tipo B, las dobles hélices están empacadas en una forma
hexagonal más abierta, con 36 moléculas de agua por celda unitaria (∼27 %
de hidratación) el 50 % de agua está ligada estrechamente a las cadenas y la
otra mitad ligada a otras moléculas de agua (Perera y col., 1997). La simetría
es diferente también en cada uno de los tipos, ya que la unidad repetitiva en la
forma A es maltotriosa y en la forma B es la maltosa (Buleón y col., 1998).
12
Por su contenido de amilosa, los almidones se pueden clasificar en diferentes
grupos como son los almidones cerosos que tienen muy poca cantidad de
amilosa (almidón de amaranto), alrededor de 1-2 %, los normales que
contienen entre 17-24 % de amilosa y los altos en amilosa que contienen 70 %
o más de este polímero (Moore y col., 1984). A la molécula de amilosa se le ha
atribuido las propiedades gelificantes, así como la principal responsable de la
retrogradación del almidón. La retrogradación es favorecida por la presencia de
cadenas de polímero lineal. Un alto contenido de amilosa, la presencia de
amilopectina tratada con enzima desramificante pululanasa (Berry, 1986), o
amilopectina hidrolizada por medio ácido pueden incrementar la formación de
puentes de hidrógeno Inter e intrahelicoidales en el almidón retrogradado y así
la formación de almidón resistente. En pan, por ejemplo, Siljestrom y Asp
(1985), mostraron que bajo condiciones de humedad limitada que prevalecen
en la manufactura de éste, el almidón resistente se forma por la retrogradación
de la amilosa. Algunos autores han sugerido que la longitud de las cadenas de
amilosa retrogradada en el AR tipo III tienen un promedio de grado de
polimerización (GP) entre 22 y 65 residuos glucosídicos, demostrando que estas
cadenas son completamente lineales. Por lo tanto, el AR tipo III consiste
básicamente de segmentos lineales de α-(1-4) glucanos organizados en una
estructura cristalina (Eerlingen y col. 1993). En condiciones experimentales, se
ha demostrado que muestras aisladas de AR, presentan estructuras cristalinas
tipo B y con longitudes de cadenas cortas de amilosa (GP 18-26). Sin embargo,
una estructura tipo A se ha obtenido cuando el AR se preparó a partir de geles
procesados a 100ºC por algunas horas (Eerlingen y col., 1993). Estos autores
13
sugieren que las fracciones de amilosa con bajos GP (menor de 100) contienen
una concentración relativamente alta de cadenas que no poseen las
dimensiones críticas para su incorporación a la estructura cristalina y esto
resulta en una disminución del rendimiento de AR. Debido a esta semejanza en
las longitudes de cadenas de amilosa retrogradada en los AR, se proponen dos
mecanismos de formación de AR en las soluciones acuosas de amilosa: una
formación micelar por la agregación de numerosas moléculas de amilosa en una
región cristalina, la cual esta compuesta por estructuras hexagonales en forma
de hélices en las que se presentan patrones de difracción de rayos X tipo B,
interdispersada con regiones amorfas pudiéndose unir a otras cadenas de
amilosa. Otra es la formación de AR en estructuras en dos dimensiones o
laminar donde las cadenas en los dobles enlaces es amorfa y el centro de la
lamina es cristalina (Eerlingen y col., 1993).
2.2.2. Amilopectina
Es el componente ramificado del almidón formado por cadenas de residuos α-
D-glucopiranósidos (entre 17 y 23 unidades) unidos principalmente por enlaces
α-(1 → 4) y α-(1 → 6) en los puntos de ramificación. La amilopectina puede
degradarse por acción de la enzima β-amilasa en las uniones α-(1 → 4)
produciendo dextrinas β-limite (que son las cadenas residuales que contienen
los puntos de ramificación) y, después poder ser atacados por las enzimas
pululanasa o isoamilasa que actúan en los enlaces α-(1 → 6) produciendo
maltosa y dextrinas. El peso molecular de la amilopectina varía entre 50 y 500 x
106 Daltons. Estas variaciones están influenciadas por el origen botánico del
14
almidón, el método empleado para el fraccionamiento del almidón a amilosa y
amilopectina y, el método usado para determinar la masa molar. El tamaño tan
grande de esta molécula genera algunos problemas en la determinación de la
masa molar, los cuales se han ido superando con las recientes técnicas
desarrolladas (por ejemplo, las técnicas de dispersión de luz,
ultracentrifugación) (Bello-Pérez y col., 1996). Robin y col., (1974) propusieron
un modelo para la amilopectina basado en la estructura de racimo o grupo
(Cluster). Las cadenas A – y B – son lineales y tienen un GP de 15 – 20 y 35 –
45, respectivamente. Las cadenas B – forman la columna de la amilopectina y
se extiende sobre dos o más racimos, cada racimo contiene de dos a cuatro
cadenas A – estrechamente asociadas (Figura 2). Los racimos asociados de
cada cadena A – son primeramente responsables de la región cristalina dentro
del gránulo. Las áreas amorfas se presentan en intervalos de 0.6-0.7 nm y
contienen la mayor cantidad de enlaces α-(1-6) siendo relativamente
susceptibles al ataque enzimático y a la hidrólisis ácida. Dependiendo de la
fuente, la amilopectina es el principal componente en la mayoría de los
almidones (entre 70-80%), alcanzando en ciertos casos, niveles de hasta 98-
99% en los almidones tipo cerosos. Debido a esto, la amilopectina es quizás el
componente que tiene mayor importancia en términos de las propiedades del
almidón.
15
Cadena A
GP 35-45
Área cristalina 1
Área amorfa 2
α-(1,4)
α-(1,6)
Cadena B
Grupo reductor
Cluster
GP 15-20
Figura 2. Modelo de grupos para la estructura de la amilopectina (Robin y col.,
1974).
16
Por lo tanto, esta molécula ha sido estudiada ampliamente en su ramificación,
tamaño molecular, longitud de las cadenas internas y externas (Thurn y
Burchard, 1985; Zobel, 1988; Bello-Pérez, y col., 1998).
2.3. Estructura de los gránulos de almidón
Los almidones presentan estructuras cristalinas y no cristalinas; la relación
entre ellas es el principal factor que determina las propiedades del almidón.
Este concepto general fue propuesto en los años 20s y ha sido extendido para
describir los niveles de complejidad estructural del gránulo de almidón (Oates
1997).
El grado de cristalinidad dentro de los gránulos de almidón se ha reportado por
diversos autores. En el Cuadro 2 se presentan las variaciones en la cristalinidad
de diferentes fuentes de almidón utilizando la técnica de difracción de rayos-X.
Se ha demostrado que los almidones de cereales muestran un patrón de
difracción tipo A, los tubérculos un patrón tipo B, algunos tubérculos y granos
un patrón tipo C y los complejos de amilosa - lípido el tipo V (Figura 3). Estas
diferencias en los patrones de difracción en las diferentes fuentes de almidón se
deben al arreglo radial de las cadenas de amilopectina. Dicho arreglo, está
constituido por una región con puntos de ramificación y otra conteniendo
dobles hélices ordenadas, compuestas de cadenas cortas de amilopectina
(Buleón y col., 1998). La amilosa presenta diferentes grados de polimerización y
se encuentra en las zonas amorfas, donde se mantiene unida entre sí, por
enlaces de hidrógeno, pero posee menos movilidad intramolecular que la
amilopectina, mientras que las dobles hélices se encuentran en las regiones
cristalinas.
17
Cuadro 2. Proporción del material cristalino en diferentes fuentes de almidón.
Fuente Cristalinidad (%) Referencia
Maíz Cheetham y Tao (1998)
0% amilosa 42 “
28% amilosa 30 “
56% amilosa 20 “
84% amilosa 17 “
Maíz normal 43 Cooke y Gidley (1992)
Maíz ceroso 37-43 Paris y col., (1999)
Papa 26 Yusuph y col., (2003)
Trigo 36 “
Arroz 51 “
Avena 37 “
Chicharos 20 “
Cebada normal 24 Tang y col., (2002)
18
Figura 3. Patrones de difracción de rayos X, para diferentes almidones
(Hizukuri, 1986).
19
En general, los almidones con patrones de difracción del tipo B o C presentan
mayor resistencia a la hidrólisis por la amilasa pancreática y esto se debe al
arreglo cristalino de las cadenas de amilopectina. Esta resistencia afecta la
digestibilidad de los alimentos ricos en almidón que se consumen crudos como
los plátanos y de alimentos procesados como los biscuits donde el almidón esta
gelatinizado de manera incompleta (Betancur, 2001).
2.4. Tratamiento térmico del almidón en exceso de agua
Durante el procesamiento de los productos que contienen almidón al ser
sometido a un calentamiento, este polisacárido tiende a sufrir cambios en su
estructura, los cuales están relacionados con el fenómeno de gelatinización y
retrogradación.
2.4.1. Gelatinización
La gelatinización es el termino usado para describir eventos moleculares
asociados con el calentamiento de almidón en agua, el cual cambia de una
forma semi-cristalina (la cual no es completamente digerible) a una forma
eventualmente amorfa (digerible) (Tester y Debon, 2000). Los eventos
moleculares que ocurren durante la gelatinización son el colapso o rompimiento
del orden molecular dentro del gránulo de almidón, manifestado por cambios
irreversibles tales como el hinchamiento del gránulo, disolución de los cristales
nativos, pérdida de la birrefringencia y la solubilización de amilosa (Atweel y
col. 1988). La temperatura a la que se pierde la estructura cristalina de los
gránulos y por lo tanto, la birrefringencia es reconocida como la temperatura de
gelatinización (Ziegler y col., 1993; Wurzburg, 1986). Cuando el gránulo alcanza
20
esta temperatura, la amilosa se difunde hacia el agua y la amilopectina queda
dentro del gránulo para finalmente perder su estructura. La amilosa fuera del
gránulo forma una malla y produce un gel. El hinchamiento de los gránulos de
almidón que se presenta durante la gelatinización provoca que la viscosidad del
medio se incremente. Este proceso es endotérmico y se requiere de
aproximadamente 10 mJ/mg de almidón para llevarlo a cabo, como lo han
demostrado estudios de Calorimetría Diferencial de Barrido (CDB) (Biliaderis,
1991).
Durante la gelatinización el orden molecular dentro de los gránulos es destruido
gradual e irreversiblemente, la temperatura de gelatinización es característica
para cada tipo de almidón y depende fundamentalmente de la transición vítrea
de la fracción amorfa del almidón (Eerlingen y Delcour, 1995); por ejemplo, las
temperaturas de gelatinización reportadas para algunos almidones son: papa
(55.7 °C), trigo (47.6 °C), maíz (50.1 °C), arroz, (51.0 °C) y yuca (61-71 °C)
(Singh y col., 2003). La fase inicial del proceso de gelatinización y el intervalo
durante el cual se lleva a cabo es gobernada principalmente por la
concentración de almidón en solución, el método de observación, origen y
forma del gránulo, y la homogeneidad dentro del grano (Rodríguez y col.,
2001).
La gelatinización puede ser evaluada por medio de técnicas basadas en
principios físicos y químicos:
a) Métodos de la pérdida de birrefringencia. Es una técnica microscópica que se
basa en la determinación de la perdida de la propiedad de birrefringencia
cuando los gránulos de almidón son gelatinizados. Generalmente, se utiliza un
21
microscopio con luz polarizada equipado con un calentador por ejemplo del tipo
Kofler (Watson, 1964).
b) Método viscosimétrico. En el sentido estricto esta técnica no mide la
viscosidad, si no una propiedad relacionada con ella conocida como
consistencia. Es ampliamente utilizada para determinar el grado de
gelatinización, la temperatura inicial y la consistencia máxima, así como el
tiempo de cocimiento y los cambios de consistencia durante los procesos de
calentamiento y enfriamiento de las pastas de almidón. Se utilizan equipos
como el viscoamilógrafo Brabender y el analizador rápido de la viscosidad (RVA)
y a la temperatura a la cual se produce un incremento en el valor de la
consistencia se le denomina como temperatura de formación de pasta
(Pomeranz, 1991; Cañizares, 1994).
c) Método de difracción de rayos X. Ha sido utilizado para diferenciar almidones
de cereales y tubérculos, así como para diferenciar los cambios en la
cristalinidad de los gránulos del almidón producidos por tratamientos físicos o
químicos. Esta técnica puede aplicarse debido a que durante el fenómeno de
gelatinización, se observa una completa destrucción de la integridad cristalina,
por lo que se ha usado como una herramienta para medir la extensión de la
gelatinización (Zobel, 1964; Chinachoti y col., 1990).
d) Método iodométrico. Se basa en la formación del complejo amilosa-yodo que
produce un color azul brillante que es una característica muy usada para medir
el contenido de amilosa, pero que también ha sido empleado para determinar la
temperatura inicial de gelatinización de los almidones mediante un cambio de
22
coloración rojiza en una suspensión acuosa de almidón nativo a un color azul
verdoso cuando el almidón comienza su gelatinización (Cañizares y col., 1993).
e) Método de calorimetría diferencial de barrido (CDB). Esta técnica se ha
aplicado para medir el calor de la gelatinización de los almidones y de sus
componentes (amilosa y amilopectina). Se indica que es la forma más exacta
de medir el fenómeno de gelatinización, ya que se basa en detectar los cambios
de flujo de calor asociados con transiciones de primer orden (fusión) y de
segundo orden (transición vítrea) de materiales poliméricos (Reid y col., 1993).
2.4.2. Retrogradación
La retrogradación se puede ver como el fenómeno opuesto a la gelatinización.
Cuando la pasta de almidón gelatinizado se enfría lentamente, las moléculas de
amilosa van a tener el suficiente tiempo para alinearse, de tal manera que
puedan formar varios enlaces de puentes de hidrogeno entre cadenas paralelas
adyacentes (Lineback y Rasper, 1988); a este fenómeno se le conoce con el
nombre de retrogradación. La retrogradación del almidón ocurre en dos
procesos: rápida gelificación de la amilosa por la formación de segmentos de
doble hélices y lenta recristalización de cadenas cortas de amilopectina.
A pesar de que la amilosa y la amilopectina están sujetas a la retrogradación,
parece ser que la amilopectina es la molécula que más influye en los cambios
que se suscitan en los alimentos que contiene almidón cuando se almacenan. La
retrogradación es un proceso complejo y depende de muchos factores tales
como, tipo de almidón, concentración del almidón, régimen de calentamiento y
23
enfriamiento, pH, y presencia de solutos tales como lípidos, sales y azúcares
(Swinkels, 1985).
Existe una cantidad considerable de datos experimentales obtenidos con
calorimetría diferencial de barrido (CDB) y difracción de rayos X que sugieren
que la principal causa del envejecimiento del pan es la retrogradación del
almidón. No obstante se han realizado numerosas investigaciones al respecto
sobre este fenómeno, el mecanismo exacto de la retrogradación
particularmente a nivel molecular, aún no está claro. La retrogradación se
manifiesta por la formación de cristales que afectan la textura, la aceptabilidad
y la digestibilidad de los alimentos que contienen almidón.
2.5. Digestión del almidón
La digestión del almidón en el organismo humano consiste en tres fases: una
intraluminal, la fase de microvellocidades y la de absorción de la glucosa. En la
fase intraluminal inicia la digestión del almidón en la cavidad oral, mediante la
acción de la α-amilasa salival, la cual es secretada por las glándulas parótidas.
A pesar de las condiciones ácidas que prevalecen en el jugo gástrico, las
amilasas salivales retienen cierta actividad cuando pasan del estómago al
duodeno. La contribución de la amilasa salival al total de la actividad amilolítica
es de un 15 % en individuos sanos (Skude y Ihse 1976).
En especies monogástricas, la enzima principal en la digestión del almidón es la
α-amilasa. Cuando se incuba con una dispersión de almidón ella actúa sobre la
amilosa y amilopectina rompiendo los enlaces α- (1 → 4) liberando glucosa,
maltosa y dextrinas (polímeros de glucosa con GP 1-7) (Sievert y col., 1991). La
24
glucosa es absorbida directamente a través de la mucosa intestinal del íleon,
mientras que los disacáridos y oilgosacáridos son atacados por las enzimas
glucosidasas y disacaridasas. Estas enzimas están presentes en los bordes de
las células y se producen por las glándulas de Liebert Kuhn del epitelio
intestinal (Bjorck, 1996; Annison, 1994). Estas enzimas rompe los enlaces α- (1
→ 4) y α- (1 → 6) de las cadenas α-glucano, por consiguiente remueve
sucesivamente las unidades de glucosa a partir del extremo no reductor.
La última etapa de la digestión tiene lugar a partir de la absorción de la glucosa
a través de los enterocitos al torrente sanguíneo, la cual es entonces
transportada al hígado y entra en la recirculación alcanzando el tejido periférico
a través de la acción de la insulina. Esta hormona es secretada por el páncreas
en respuesta al incremento de la glucosa en sangre; el incremento de la
insulina plasmática puede actuar para regular el nivel de glucosa con un
estrecho intervalo, estimulando la síntesis y almacenamiento de glucógeno en
los músculos y en el hígado. Una reducción en la disponibilidad del almidón a
las enzimas puede reducir la glucosa sanguínea posprandial y la respuesta
insulinémica (Bjorck, 1996).
2.6. Almidón resistente (AR)
Hasta hace algunos años, se pensaba que prácticamente todo el almidón que
se consumía era digerido y absorbido en el intestino delgado. Hoy en día se ha
comprobado que aproximadamente entre el 8 y el 10% del almidón contenido
en la dieta resiste el ataque enzimático de las secreciones intestinales. Este
almidón es conocido como Almidón Resistente (AR). El almidón resistente es
25
definido fisiológicamente como la suma del almidón y los productos de su
degradación que no son absorbidos en el intestino delgado de individuos sanos
(EURESTA, 1992). Las razones de la resistencia a la degradación de las
amilasas en el intestino delgado son numerosas y causadas tanto por las
características estructurales del almidón como por la forma física del alimento.
El AR fue clasificado originalmente en tres tipos (Englyst y Cummings, 1986)
pero una cuarta clasificación fue adicionada.
AR1: Almidón físicamente inaccesible, éste se encuentra encapsulado dentro de
las paredes celulares de las plantas. Este tipo de almidón, puede ser
encontrado en granos parcialmente molidos, semillas y leguminosas.
AR2: Gránulos de almidón nativo, éste se encuentra en alimentos sin cocinar
que contienen almidón sin cocinar, la gran densidad y cristalinidad parcial
reducen la susceptibilidad enzimática (Gallart y col., 1992).
AR3: Es una fracción de almidón, que se forma después de ciertos tratamientos
de calor-humedad. Este tipo de almidón puede ser encontrado en pan, papas
cocidas y enfriadas, así como en frijoles o chícharos enlatados (Sievert y
Pomeranz, 1989). La elaboración y almacenamiento de estos productos
generan el fenómeno de retrogradación que, a su vez, crea una estructura que
no puede ser hidrolizada por las enzimas.
AR4: La resistencia enzimática de éste tipo de almidón es debido a una
modificación química o térmica. La formación de enlaces glucosídicos diferentes
en los enlaces α (1→ 4) o α (1→ 6) por tratamiento térmico, reducen la
disponibilidad para las enzimas amilolíticas. También los enlaces cruzados o la
26
presencia de algunos sustituyentes (por ejemplo, hidroxipropilos) pueden
reducir la digestibilidad del almidón.
La formación de AR ocurre rápidamente en almidones con altos niveles de
amilosa (Sievert y Pomeranz, 1989) debido a que cadenas largas de α-glucano
son necesarias para formar las estructuras cristalinas. Por otro lado, la
retrogradación y la formación de AR podrían también ocurrir en almidones
cerosos cuando son calentados y enfriados. Los cambios que ocurren en la
estructura de los almidones durante el calentamiento y enfriamiento han sido
estudiados ampliamente debido a su gran influencia sobre las propiedades
funcionales de los alimentos. Por otro lado, este procesamiento del almidón es
de considerable importancia nutricional debido a su menor digestibilidad en el
tracto intestinal.
2.6.1. Factores que afectan la formación de AR
Varios factores pueden afectar la formación de AR en alimentos procesados: el
contenido de amilosa, la humedad, el tiempo y temperatura de almacenamiento
de los geles de almidón, los ciclos de calentamiento/enfriamiento y la presencia
de lípidos.
2.6.1.1. Efecto del contenido de amilosa en la formación de AR
Existe una correlación entre el contenido de amilosa y la producción de AR en
almidones retrogradados (Siljeström y col., 1989; Pomeranz, 1992). En cuanto
al tamaño de las cadenas de amilosa y la formación de AR, Eerlingen y col.,
(1993) concluyeron que diversos tamaños de amilosa inducen la producción de
27
AR con un grado de polimerización (GP) entre 19 y 26, y con un patrón de
cristalinidad tipo B. Por otro lado, los productos patentados con altos
contenidos en AR en la industria son preparados a partir de almidón de maíz
con alto contenido de amilosa.
2.6.1.2. Tiempo y temperatura de almacenamiento
La producción de AR en almidones gelatinizados depende en forma importante
del tiempo y de la temperatura. Algunos estudios mostraron que la formación
de fracciones de almidón altamente resistente, como en el caso de amilosa
retrogradada, obedecen a una cinética de formación de cristales, en la cual la
nucleación es favorecida a temperaturas por debajo de la temperatura de
fusión de los cristales (150 ºC), pero encima de la temperatura de transición
vítrea (-5 ºC). Por otro lado, temperaturas de 100 ºC inducen la formación de
una estructura cristalina resistente con un patrón de difracción de rayos X tipo
A, la cual se forma cuando el almidón es incubado por muchas horas, mientras
que a temperaturas bajas (0 ºC y 68 ºC), puede ocurrir la formación de
cristales resistentes con un patrón tipo B. Berry (1986) y Siljeström y col.
(1988) observaron una dependencia entre el tiempo de almacenamiento y la
formación de AR en geles concentrados de varios almidones que fueron
sometidos a tratamientos en autoclave. De acuerdo con Colonna y col., (1992)
y Van Soest y col., (1994), la retrogradación de amilosa es un proceso rápido
que ocurre en apenas unas horas, al contrario de la retrogradación de la
amilopectina que es un proceso lento, pudiendo tardar muchos días. Así, es
posible que la formación de AR en función del tiempo de almacenamiento sea
controlada por la amilopectina.
28
2.6.1.3. Ciclos de autoclave/enfriamiento
En un estudio realizado por Pomeranz (1992) usando varios tipos de almidones,
verificó que el número de ciclos de autoclave/enfriamiento ejerció un gran
efecto en la producción de AR. Aumentando los ciclos de 1 a 20 el rendimiento
del AR aumentó por encima del 40 %. Estos resultados son comparados con los
reportados por Siljeström y col., (1989) quienes observaron que los fragmentos
de las cadenas con un GP de aproximadamente 65 favoreció la formación de
AR. Las alteraciones de las estructuras de los gránulos en función a los
números de ciclos en autoclave fueron estudiadas por Sievert y Pomeranz
(1989), a través de microscopia electrónica de barrido. Después del primer
ciclo, la estructura granular desapareció y se formaron conglomerados porosos.
Después del cuarto ciclo estas estructuras porosas pasaron a ser más
compactas.
2.6.1.4. Lípidos
Varios estudios realizados sobre el efecto de los lípidos en la formación de AR
en almidones sometidos a tratamiento hidrotérmico, seguido de un
enfriamiento, mostraron que la adición de lípidos en exceso (1 g de lípido por
10 g de amilomaíz) disminuyó los niveles de AR. Esto es atribuido a la
formación de complejos amilosa-lípidos (Czuchajowska y col., 1991). Tanto los
lípidos adicionados como los endógenos, aunque están presentes en bajas
cantidades (1.2 %), disminuyen las cantidades de AR producidas en los geles
de almidón a través de la formación de los complejos con la amilosa, resultando
menores cantidades de amilosa disponible para formar doble hélices resistentes
29
a la hidrólisis enzimática. Sin embargo, también se postula que estos complejos
pueden ser resistentes a la hidrólisis enzimática (Pomeranz, 1992).
2.7. Efectos fisiológicos del AR
Los efectos fisiológicos de los carbohidratos indigeribles dependen de la
interacción de las bacterias con los carbohidratos y con sus productos de
fermentación. Se pueden observar efectos en la composición de la flora
bacteriana y en su actividad enzimática, cambios en las condiciones ecológicas
del intestino y repercusiones positivas y negativas en el huésped. La mayor
parte de los efectos se relacionan directa o indirectamente con la producción de
los ácidos grasos de cadena corta (AGCC).
La fermentación colónica supone un aporte calórico importante para el
crecimiento bacteriano y para el huésped. Se considera que el valor energético
de los carbohidratos fermentables es de 2 Kcal (8.4 KJ) / g (Livesey, 1990; Oku,
1996). En individuos sanos, la energía procedente de los AGCC aporta entre el
5 y el 10 % de los requerimientos energéticos totales del individuo, pero en
pacientes con problemas intestinales y de mala absorción constituyen una
fuente de energía más significativa (Royall y col., 1990).
Los AGCC hacen disminuir el pH intestinal y ejerce un efecto vasodilatador local
(Rombeau y col. 1990), por lo que se incrementa la absorción de agua y sales
en el intestino grueso (Lutz y Scharrer, 1991). La mayor reabsorción de agua
protege frente a la diarrea, lo cual es especialmente importante en individuos
intolerantes a la lactosa, en los que se ha comprobado que una estimulación del
proceso fermentativo mejora la sintomatología y además permite digerir en
30
parte lactosa gracias a la acción glucosídica de algunas enzimas bacterianas
(Hertzler y Saviano, 1996; Jiang y Saviano, 1997).
Los AGCC también constituyen estímulos químicos de la motilidad intestinal,
que junto con los estímulos mecánicos producidos por el incremento de gases y
la masa bacteriana, estimulan la velocidad de tránsito (Richadson y col 1991).
A los carbohidratos fermentables se les atribuye un efecto protector en la
evolución de las neoplasias colónicas. Este efecto puede ser consecuencia de la
conjunción de varios mecanismos:
1. Efecto inhibidor del butírico en el crecimiento de células tumorales de
mamíferos (Scheppach y col. 1992; Van Munster y Nagengast, 1993; McIntyre y
col., 1993; Clausen, 1995).
2. Dilución del contenido intestinal debido a la producción de gases de
fermentación y el aumento de la masa bacteriana. Con la dilución se disminuye
la probabilidad de contacto entre los agentes carcinógenos y las células
epiteliales del intestino.
3. Menor producción de agentes carcinógenos. Cuando se estimula el
crecimiento bacteriano se incrementan los requerimientos de nitrógeno de la
microflora intestinal, por lo que disminuye la producción de amonio que puede
ser considerado como un agente de crecimiento para células neoplásicas
(Cummings & Macfarlane, 1991). Así mismo, también disminuye la producción y
eliminación de otros agentes co-carcinógenos, tales como compuestos fenólicos
e indólicos (Cummings & Macfarlane, 1991).
31
4. El pH ácido inhibe la actividad de enzimas implicados en el metabolismo y
eliminación de ácidos biliares secundarios y metabólicos de éstos, que son
considerados como agentes promotores del crecimiento tumoral (Rémésy y col.,
1993).
2.8. Procesos de obtención de AR
Debido a la ya mencionada importancia atribuida al AR en la salud y en la
prevención de ciertas enfermedades, diferentes grupos de investigación así
como industrias se han dado a la tarea de desarrollar procesos que permitan la
obtención de materiales ricos en AR, los cuales puedan ser adicionados como
ingredientes en diversos productos alimenticios. Puesto que los almidones
resistentes tipo I y tipo II son muy sensibles al procesado industrial (Tovar,
1994), la estrategia fundamental que se ha empleado para producir AR es
favorecer la retrogradación del almidón, ya que dicho proceso esta
correlacionado positivamente con el aumento en el contenido de las fracciones
indigestibles tipo III (Björck & Asp, 1996). Sin embargo, la propensión a
generar fracciones resistentes por esta vía, varía ostensiblemente entre
almidones de distinto origen botánico (Tovar y col., 2002), hecho que debe ser
considerado a la hora de planificar procesos a gran escala.
Firmas industriales han desarrollado diversos productos que se encuentran
disponibles comercialmente tal es el caso de Novelose® de la empresa National
Starch (EEUU). En general, los procesos que se están utilizando y se
encuentran patentados producen un polvo de alto contenido de AR mediante la
aplicación de múltiples ciclos de calentamiento en autoclave y enfriamiento a
32
temperaturas alrededor de 4°C (Würsch, 1999). Otros utilizan una
desramificación previa del almidón para obtener cadenas polisacáridas más
cortas, las cuales presenten mayor tendencia a la retrogradación y por lo tanto
se favorece el desarrollo de un mayor contenido de AR. Sin embargo, el
problema aquí es controlar el grado de desramificación del almidón para
obtener un producto final con el mayor contenido de AR, ya que hay evidencias
que indican que cuando la longitud de la cadena es muy corta se retarda la
reorganización de las moléculas poliméricas y por lo tanto la retrogradación del
almidón resulta atenuada (Yuan y col., 1993).
Por otro lado, tratamientos hidrotérmicos, como la extrusión, pueden también
ser utilizados con el mismo propósito, con la ventaja de que con este tipo de
equipo el proceso es continuo y podría ahorrar costo de mano de obra,
rindiendo mayor producción. Sin embargo, los contenidos de AR en los
productos obtenidos hasta este momento son menores a los encontrados con
autoclave, pero se están dirigiendo esfuerzos para encontrar condiciones y
fuentes de almidón que permitan obtener productos con mayores contenidos de
AR (González-Soto y col., 2004).
Además de las modificaciones físicas, como la ya citada extrusión, diversas
modificaciones químicas del almidón pueden conllevar cambios notables en el
contenido de AR (Tovar y col., 1999). Se reportó que cuando el almidón es
sometido a modificaciones químicas como la litnerización y el entrecruzamiento
se incrementa sustancialmente el contenido de AR (Shin y col., 2003).
33
2.9. Modificación química.
2.9.1. Lintnerización
La lintnerización es una modificación por ácidos la cual se produce haciendo
reaccionar una suspensión al 40 % de almidón con HCl o H2SO4. Los ácidos
hidrolizan los enlaces glucosídicos α-1,4 y α-1,6. La hidrólisis ocurre
preferentemente en las regiones amorfas de los gránulos permaneciendo las
cristalinas relativamente intactas, produciendo cadenas lineales, las cuales
favorecen al fenómeno de retrogradación y éste a su vez la formación de
almidón resistente (Thomas y Atwell, 1999). Lemhann y col. (2003), evaluaron
el contenido de AR a partir de almidón de chícharo mediante una
desramificación enzimática y una hidrólisis ácida durante uno y siete días. Ellos
encontraron una alta producción de AR a un día de hidrólisis (51.3 %) en
comparación a los siete días de hidrólisis (19.7 %). Ellos reportan que esto es
debido a que los siete días de hidrólisis hay una alta degradación molecular, lo
cual no permite la generación de longitudes de cadenas óptimas para que se
lleve a cabo el fenómeno de retrogradación.
Shin y col., (2004) investigaron las características estructurales del AR
obtenidos a partir de almidón de diferentes tubérculos, los cuales fueron
hidrolizados con HCl 1N a 35 ºC por 8 h seguido por un tratamiento autoclave-
enfriamiento. El contenido de AR osciló entre 5.4 a 22.7 % dependiendo de la
fuente y del tipo de tratamiento. Los parámetros de gelatinización del AR
aislado a partir de almidón hidrolizado parcialmente con ácido en autoclave-
enfriamiento seguido por un tratamiento calor-humedad (TCH) mostró valores
altos de entalpía (∆H) y una baja temperatura de pico (Tp) comparado con el
34
AR no hidrolizado con ácido. Esto es debido al incremento en el contenido de
las dobles hélice, que fue mayor en las regiones amorfas que en la cristalina.
Los patrones de difracción de rayos X del AR de papa y camote aislado a partir
de almidón hidrolizado parcialmente con autoclave-enfriamiento mostraron
distintos picos a 15, 25, 27 y 28 º, los cuales disminuyeron por el TCH,
indicando cambios en los componentes de la estructura del almidón durante la
hidrólisis ácida parcial, autoclave-enfriamiento y TCH. Estos resultados sugieren
que la hidrólisis ácida parcial, autoclave-enfriamiento y TCH son un buen
método para incrementar el contenido de AR del almidón de tubérculos.
2.9.2. Entrecruzamiento
Quizás el tipo de técnica más común en la modificación química es el
entrecruzamiento, la derivatización del almidón usando un agente químico bi o
polifuncional que es capaz de reaccionar con dos o más grupos hidroxilos
diferentes sobre los mismos o diferentes polímeros de almidón. El almidón
entrecruzado es típicamente fabricado por reacciones alcalinas (pH 7.5-12) con
un agente aprobado (a menudo en presencia de sal). Entre los químicos
aprobados y usados para almidón entrecruzado son trímetafosfato de sodio,
trípolifosfato de sodio, y una mezcla de anhídrido acético. La temperatura de
reacción es típicamente entre 25- 50°C.
Los enlaces covalente entrecruzados refuerzan la estructura granular dando
como resultado, que los almidones entrecruzados sean resistentes a altas
temperaturas, condiciones ácidas, se mejoran las propiedades de textura y
35
viscosidad, evita la entrada de las moléculas de α-amilasa dentro del gránulo
haciéndolo resistente al ataque de estas enzimas.
Woo y Seib (2002), prepararon AR por fosforilación a partir de almidón de trigo
usando mezclas de un agente químico como trímetafosfato de sodio con
trípolifosfato de sodio (TMFS-TPFS) en proporciones de 1:99 a 99:1,
encontrando que al incrementar la proporción de trímetafosfato de sodio éste
presenta una mejor fosforilación del almidón hasta un 0.32 % de fósforo y el
contenido de AR también incrementó hasta 75.6 %. Por lo tanto, ellos
concluyen que el trímetafosfato de sodio presenta una mejor fosforilación del
almidón que el trípolifosfato de sodio, incrementando la resistencia a la
digestión enzimática.
Shin y col., (2003) prepararon AR a partir de almidón de trigo, almidón de trigo
entrecruzado y lintnerizado con tratamientos en autoclave/enfriamiento
(realizaron tres ciclos). La muestras lintnerizadas mostraron un contenido de AR
del 15 % después de los diferentes ciclos autoclave/enfriamiento, estos
resultados fueron mayores que la del almidón de trigo sin modificar (2.4 %),
esto se debió a la presencia de pocas ramificaciones en los almidones
lintnerizados lo cual probablemente permita la asociación entre las cadenas de
almidón. Por otro lado, el almidón de trigo entrecruzado mostró valores altos de
AR (73 %); sin embargo, después de ser sometido a diferentes ciclos en
autoclave/enfriamiento el contenido de AR disminuyó (16 %), ellos reportaron
que durante el tratamiento en autoclave la presión y la cocción destruyó la
cristalinidad granular, la cual aparentemente incrementó la accesibilidad de la
α-amilasa a los AR3 del AR4.
36
3. Justificación
Diversos grupos de investigación en el mundo han buscado fuentes alternativas
para el aislamiento de almidón con ciertas características para alguna aplicación
específica o ser útil como materia prima para la obtención de AR. El plátano
macho (Musa paradisiaca L.) podría ser una buena alternativa ya que presenta
un alto contenido de almidón en su estado inmaduro, además algunos autores
han reportado que el plátano es el alimento natural con el mayor contenido de
AR.
En la actualidad no existen estudios reportados sobre la producción de AR
mediante una modificación química a partir de almidón de plátano (Musa
paradisíaca L.), ya que únicamente se han realizados estudios en almidón de
chícharo y trigo, y en el caso del almidón de plátano se ha utilizado la especie
Musa acuminata para la obtención de AR mediante una desramificación
enzimática.
La modificación química (entrecruzamiento y lintnerización) podrían ser una
buena alternativa para incrementar el contenido de AR y obtener un polvo rico
con esta fracción. El cual puede ser utilizado como un ingrediente nutracéutico.
37
4. Objetivos
4.1. General:
Obtener un producto enriquecido en AR a partir de almidón de plátano (Musa
paradisíaca L.) modificado químicamente, y caracterizarlo fisicoquímica y
estructuralmente.
4.2. Específicos:
Modificar químicamente el almidón de plátano nativo mediante
litnerización.
Modificar químicamente el almidón de plátano nativo mediante
entrecruzamiento.
Obtener almidón resistente mediante cocción en autoclave, utilizando
ciclos de calentamiento-enfriamiento a partir del almidón nativo y
modificado químicamente.
Caracterización fisicoquímica, morfológica y estructural del almidón
resistente.
38
5. Materiales y métodos
5.1. Aislamiento del almidón de plátano
Para la obtención del almidón a partir de plátano macho se siguió la
metodología basada en el proceso a escala piloto probado por Flores-
Gorosquieta y col., (2004). El plátano se obtuvo del mercado de Cuautla,
Morelos, México, en estado fisiológico inmaduro. Se trabajó con lotes de 50 kg,
se eliminó la cáscara y se molió en una licuadora tipo industrial marca Inter
modelo L1-3 (12 L de capacidad) en lotes de 0.6 partes de fruto (3.6 kg) con 1
parte (6 L) de solución de ácido cítrico al 0.3 % (p/v) para evitar la oxidación
del fruto. Se procedió a pasar la mezcla por una tamizadora eléctrica marca
Testing Equipment, Mod. RNU y mallas (Lab. Test Sieve) No. 40 (0.425 mm),
100 (0.15 mm), 200 (0.075 mm), 270 (0.053 mm) y 325 (0.045 mm), en cada
malla el residuo se lavó con agua hasta que el líquido de salida no contenía
aparentemente residuos de almidón. El sobrenadante se pasó a una centrífuga
por lotes marca Veronesi, Mod. SAT 130, el líquido se desechó y los sólidos
(almidón) contenidos en el tazón fueron diluidos con agua y se pasaron de
nuevo por las mallas No. 40, 100, 200, 270, 325 y se volvió a centrifugar,
realizándose tres veces el proceso completo, posteriormente se procedió a
deshidratar en el secador por aspersión marca Niro Atomizer Tipo 230 EA 11
No. 21. El polvo se recolectó, se pesó y se almacenó hasta su uso posterior.
39
5.2. Modificación química del almidón
5.2.1. Lintnerización
La lintnerización del almidón se llevó acabo por el método propuesto por Shin y
col. (2003). Se pesaron 0.5 kg de almidón de plátano y se le adicionaron 0.4 L
de HCl 1 M a 35 °C por 6 h con agitación a 50 rpm. Después de este tiempo se
le adicionó 0.4 L de NaOH 1 M a pH 6.0. Los sólidos del almidón se lavaron 6
veces utilizando en cada ocasión 1.5 L de agua destilada. Posteriormente se
secó en una estufa Imperial V (Lab-line, NJ, USA) a 50 ºC por 20-24 horas.
5.2.2. Entrecruzamiento
El almidón entrecruzado fue preparado usando el método de Seib y Woo
(1999). Se pesaron 50 g de almidón, se adicionaron 70 mL de agua, 11 g de
trímetafosfato de sodio, 5.6 g de trípolifosfato de sodio y 10 g de sulfato de
sodio. Se ajustó el pH de esta mezcla a 11.5 adicionando hidróxido de sodio 1
M. Esta suspensión se agitó con una propela y se calentó con una resistencia a
45 °C por 3 h. Después la suspensión se neutralizó a pH 6.5 adicionando HCl 1
M. El almidón se obtuvo por centrifugación en una centrífuga Veronesi (Mod.
SAT 130) y se lavó con agua. La suspensión se secó en una estufa Imperial V
(Lab-line, NJ, USA) a 50 ºC durante toda la noche, para obtener el almidón
modificado.
5.2.2.1. Determinación de fósforo
Una muestra representativa (no mayor de 20 g molida si fuera necesario)
conteniendo no más de 40 mg de fósforo es pesado con exactitud en un crisol
Vycor de 10 mL. Se Adicionaron 10 mL de una solución de acetato de zinc al 10
40
%, distribuyendo la solución uniformemente a través de la muestra agregando
agua si es necesario. La muestra es evaporada hasta sequedad en un baño
maría a ebullición, posteriormente se calentó en una parrilla hasta carbonizarla
completamente, y después se calentó por 2 h en una mufla a 550 ºC.
El crisol se enfrió a temperatura ambiente, y el residuo fue humectado con la
adición precavida de 3 mL de ácido nítrico al 29 %. La muestra fue nuevamente
evaporada para secarla en un baño maría y se deshidrató completamente por
un breve calentamiento en una parrilla, y el crisol fue devuelto a la mufla a 550
ºC alrededor de 30 min. Después del enfriamiento a temperatura ambiente, las
orillas de los crisoles se lavaron con 10 mL de ácido nítrico al 29 % seguido por
la adición de 15 mL de agua. El crisol se tapó con un vidrio de reloj, el residuo
de la solución se calentó a ebullición y se mantuvo la temperatura por 10 min.
Después de enfriar a temperatura ambiente, la solución fue filtrada a través de
un papel filtro Whatman No. 1 dentro de un matraz volumétrico de un tamaño
seleccionado para proporcionar una concentración final de 1-4 mg de fósforo
por 25 mL. La transferencia se completó con la adición de 4 porciones de 10 mL
de agua destilada, y la solución se diluyó a un volumen y se mezcló
completamente.
Se tomó una alícuota (no mayor de 2.5 mg de fósforo) y se adicionó dentro de
un matraz volumétrico de 100 mL. En otro matraz se adicionaron 25 mL de
agua (blanco). Los siguientes reactivos fueron adicionados a ambos matraces
en el siguiente orden, mezclándolos después de cada adición: 10 mL de ácido
nítrico al 29 %, 10 mL de una solución de vanadato de amonio al 0.25 %, y 10
mL de molibdato de amonio al 5 %. Los matraces fueron aforados con agua
41
hasta su volumen, mezclándolos y dejándolos en reposo 10 min. Las muestras
fueron leídas en el espectrofotómetro a una absorbancia de 460 nm. La
concentración de fósforo (mg/100mL) en la muestra es leída de la curva de
calibración.
Cálculo:
% Fósforo = 1000
100KKKKKKKK
KKKKK
xmuestraladepesoxalicuotavolumenxdiluciónvolumenxP
Donde:
P = Contenido de fósforo (mg/100mL) la curva de calibración.
% Fosfato (PO4) = % Fósforo x 3.065.
Curva estándar
Alícuotas de 5.0, 10.0, 15.0, 20.0, y 25.0 mL de una solución estándar de
fósforo conteniendo 0.5, 1.0, 1.5, 2.0, y 2.5 mg de fósforo, respectivamente,
fueron colocadas en matraces volumétrico de 100 mL. Se preparó un blanco
con 25 mL de agua. Se procedió como se mencionó en el método anterior
(5.2.2.1.). La curva de calibración se obtuvo graficando la absorbancia contra
contenido de fósforo (mg/100 mL).
5.3. Obtención de AR por autoclave
Para la preparación de AR por autoclave se usó el método propuesto por Berry
(1986). Se pesaron 60 g del almidón y se mezclaron con 210 mL de agua, la
dispersión de almidón se sometió a calentamiento en autoclave a 121 °C por 1
42
h. Posteriormente se enfrió a temperatura ambiente y se almacenó a 4 °C por
24 h. Este procedimiento se realizó tres veces, después del cual se liofilizó, se
molió y se tamizó por malla 150 U. S. Se almacenó en recipientes cerrados
hasta su caracterización.
5.4. Análisis químico proximal:
La humedad (14.004), proteína (2-057) y lípidos (7.056) se determinaron de
acuerdo a las técnicas recomendadas por el AOAC, (1980). La determinación de
cenizas se realizó por el método 32.10 de la AACC, (2000).
5.5. Contenido de amilosa
El contenido de amilosa se determinó de acuerdo al método propuesto por
Hoover y Ratnayake, (2002). Este método se basa en la afinidad que tiene la
amilosa para formar complejos con yodo. El complejo coloreado formado puede
ser cuantificado colorimétricamente. Se pesaron 20 mg de almidón (BS), se
disolvieron en 80 mL de dimetilsulfoxido al 90% (m/v) en viales con tapa. El
contenido de los viales se agitó vigorosamente por 20 min y luego se calentó en
un baño de agua con agitación durante 15 min a 85 ° C. Los viales se dejaron
enfriar a temperatura ambiente, y el contenido se diluyó con agua a 25 mL en
un matraz volumétrico. Se midió 1 mL de la solución anterior el cual se mezcló
con 5 mL de solución I2/KI (I2 0.025M y KI 0.0065M) y luego se ajustó a un
volumen final de 50 mL en un matraz volumétrico. Las muestras se dejaron
reposar 15 min a temperatura ambiente y se leyeron a una absorbancia de 600
nm. Para la preparación del testigo se siguió el mismo procedimiento pero sin
43
incluir el almidón. Se elaboró una curva tipo mezclando diferentes relaciones de
amilosa:amilopectina de papa, y haciendo un análisis de regresión lineal se
obtuvo la ecuación de regresión de la cual se calculó la concentración de
amilosa de la muestra en estudio.
5.6. Determinación de almidón resistente.
5.6.1. Almidón resistente usando el método de Goñi.
Para la determinación de almidón resistente en el almidón nativo y lintnerizado,
lintnerizado- autoclave se utilizó la metodología descrita por Goñi y col., (1996).
Este método permite determinar el contenido de almidón indigestible en
muestras vegetales tal y como se ingieren. Inicialmente se realiza una hidrólisis
proteica con pepsina a pH ácido para emular las condiciones estomacales,
seguida de la hidrólisis del almidón digestible con α-amilasa pancreática,
durante 16 h y a pH cercano a la neutralidad. Una vez eliminados los productos
de hidrólisis tras centrifugación, en el residuo permanece la fracción de almidón
indigestible. Para esto, se pesaron 100 mg de muestra en un tubo de
centrífuga, se agregaron 10 mL de regulador de KCl-HCl con pH 1.5 y 200 µL
de solución de pepsina (250 mg de enzima en 2.5 mL de regulador de KCl-HCl).
Se incubaron en un baño de agua a 40 °C durante 60 min con agitación
constante, posteriormente se dejó enfriar a temperatura ambiente. Se
adicionaron 9 mL regulador de trismaleato pH 6.9 y 1 mL de solución de α-
amilasa (360 mg de enzima en 9 mL de regulador de trismaleato). Se incubaron
durante 16 h en baño a 37 °C con agitación constante. Pasado este tiempo, se
centrifugaron las muestras durante 15 min a 3000 x gn y se descartó el
44
sobrenadante; el residuo se lavó con 10 mL de agua y se descartó nuevamente
el sobrenadante. Se adicionaron 3 mL de agua destilada al residuo y 3 mL de
KOH 4 M (preparado ese mismo día), la mezcla se mantuvo en agitación
constante durante 30 min a temperatura ambiente. Se agregaron 5.5 mL de HCl
2M y 3 mL de regulador de acetato de sodio, se ajustó el pH a 4.75, se
adicionaron 80 µL de amiloglucosidasa. Se incubaron por 45 min en un baño de
agua a 60 °C con agitación constante. Se centrifugaron por 15 min a 3000 x gn,
se recolectó el sobrenadante en un matraz aforado de 50 mL. Se tomaron 50
µL de muestra para determinar la glucosa liberada por digestión enzimática,
mediante el método de glucosa/oxidasa peroxidasa leyendo las densidades
ópticas de las muestras a 510 nm.
5.6.2. Determinación del AR asociado a fibra dietética.
El AR fue determinado usando el kit Sigma TDF-100A para el método 991.43 de
la Asociación de Químicos Analíticos Oficiales (AOAC 2000), no se hizo ninguna
corrección para proteína y cenizas en el residuo no digerible. Esta técnica se
fundamenta en utilizar una combinación de enzimas: ∝-amilasa termoestable,
amiloglucosidasa y proteasa, para digerir y eliminar almidón y proteínas;
quedando el material no digerible (fibra) el cual se filtra y pesa.
El almidón (1.0 g, en base seca) se dispersó en una solución de buffer MES-
TRIS 0.05 M (400 mL, pH 8.2) en un vaso de precipitado de 400 mL, y se
agregó la solución termo estable de α-amilasa (50 µL). El vaso de precipitado
fue cubierto con papel de aluminio y fue colocado en un baño de agua a 95-100
°C por 35 min, tiempo durante el cual los contenidos fueron agitados
suavemente cada 5 min de manera manual. Después del enfriamiento a 60 °C,
45
se agregó la proteasa (100 µL) y la mezcla se incubó por 30 min con agitación
a baja velocidad. La solución se ajustó a un pH 4.0-4.7 agregando una solución
de HCl 0.56 M (4.0-4.5 mL), y posteriormente se agregó la solución de
amiloglucosidasa (300 µL). Después de la incubación por 30 min, se agregaron
4 volúmenes de etanol al 95% (≈ 200 mL, precalentado a 60 °C), y la mezcla
se dejó por 1 h a temperatura ambiente. El precipitado se colectó en una cama
de tierra de diatomáceas (1.0 g como un filtro de ayuda) sobre un crisol de
vidrio (porosidad núm. 2) el cual se puso a peso constante con anterioridad
(105 ºC). El residuo insoluble se lavó con etanol al 78% (15 mL, dos veces),
etanol absoluto y acetona. El crisol con el residuo se secó toda la noche en una
estufa de convección forzada a 105 °C, y posteriormente se enfrió a
temperatura ambiente. La fibra dietaria total fue el residuo insoluble expresado
como porcentaje de almidón en base seca.
5.7. Perfil de hinchamiento y solubilidad del AR
Los gránulos de almidón son insolubles en agua fría. La abundancia de grupos
hidroxilo en su molécula, motiva la tendencia de este polisacárido a absorber
agua cuando se expone a este líquido. Debido a la insolubilidad de los gránulos,
sólo pueden absorber una cantidad relativamente baja de agua que va
acompañado de un determinado hinchamiento y aumento en su tamaño que
puede ser reversible. Cuando una suspensión acuosa de almidón se calienta, los
puentes de hidrógeno intermoleculares de las zonas amorfas se rompen y los
gránulos se hinchan por una absorción progresiva e irreversible de agua
durante el proceso de gelatinización. En estas condiciones se favorece el
hinchamiento tangencial de los gránulos, caracterizado por un aumento en su
46
tamaño y la pérdida de la birrefringencia debido a la ruptura del arreglo radial
de las fracciones de amilosa y amilopectina.
Se utilizó el método modificado por Sathe y Salunkhe (1981), del método
original de Schoch (1964). En un tubo de centrifuga de 50 mL previamente
tarado, se prepararon 40 mL de una suspensión de almidón al 1 % (p/v) en
base seca. Se adicionó un agitador magnético y se colocó el tubo en un baño
de agua a temperatura constante (60, 70, 80, ó 90 ºC). Al tubo se le adaptó un
termómetro y se le proporcionó agitación constante a la suspensión para
mantenerla uniforme durante 30 min. Transcurrido el tiempo, se retiró el tubo
del baño, se sacó el magneto y se secó el tubo. Se centrifugó a 2500 rpm
durante 15 min. Se decantó el sobrenadante y se pesaron los gránulos
hinchados. Del sobrenadante se tomaron 10 mL, los cuales se colocaron en una
charola de aluminio previamente tarada y se secó a 120 ºC durante 4 h se pasó
la muestra a un desecador y se pesó para determinar los g de H2O/g muestra
seca.
5.8. Comportamiento de las pasta
Para determinar el perfil de viscosidad de las dispersiones de almidón nativo y
modificado, se empleó la técnica propuesta por la AACC (2000). Se preparó una
dispersión de almidón al 10 % (p/v) de sólidos totales en base seca; de éstas
se tomaron 100 ml y se transfirieron al tazón del microviscoamilógrafo
Brabender (modelo OHG, Duisburg, Alemania). Se programó el equipo a un
ciclo de calentamiento-cocción-enfriamiento, que inició a los 30 °C y se llevó
hasta 95 °C, manteniéndose a esta temperatura por 10 min, luego se enfrió a
47
40 °C y se mantuvo esta temperatura por 10 min. Se empleó una velocidad de
calentamiento-enfriamiento durante todo el ciclo de 2.5 °C/min y una velocidad
de agitación de 125 rpm.
5.9. Propiedades térmicas del AR
Las propiedades térmicas del almidón resistente fueron estudiadas usando un
calorímetro diferencial de barrido modelo 2010 (TA Instruments, Inc. New
Castle, USA). Se evaluó por el método propuesto por Paredes-López y col.,
(1994). Se pesaron 2 mg de muestra (en base seca, mínimo tres réplicas)
dentro de una charola de aluminio, posteriormente se le adicionaron 7 µl de
agua desionizada. La charola se selló herméticamente y se dejó equilibrar por
espacio de 1h antes de realizar el análisis. Como referencia se utilizó una
charola vacía. La muestra se sometió a un programa de calentamiento en un
intervalo de temperatura de 30 a 140 °C y una velocidad de 10 °C/min. La
temperatura de inicio (Ti), temperatura de pico (Tp), temperatura final (Tf)
fueron obtenidas directamente del análisis del software TA Instruments OS/2
versión 2.1.
5.10. Caracterización morfológica 5.10.1. Microscopia electrónica de barrido
En el estudio de microscopia electrónica de barrido (MEB), la imagen se obtuvo
rastreando la superficie de la muestra con un haz electrónico ultrafino. Las
señales generadas se recolectaron, amplificaron y captaron en un tubo de rayos
catódicos. Se utilizó el método reportado por Paredes-López y col. (1989). La
muestra del almidón se adicionó sobre una cinta conductora de cobre de doble
48
adhesión, la cual se fijó previamente en un soporte de aluminio del microscopio
electrónico de barrido JEOL (modelo JSEM 35CX; Japan Electronic Optical
Limited, Japón). La muestra se cubrió con una capa de carbón de 30 nm de
espesor depositada al vacío (10-5 Torr) en una evaporadora JEOL. Las muestras
recubiertas con carbón se colocaron en el ionizador de metales JEOL, y se
recubrieron con una capa de oro de 60 nm. Las muestras se observaron en el
microscopio electrónico de barrido a un voltaje de 8 KV y se tomaron las
fotografías.
5.10.2. Caracterización estructural del AR 5.10.2.1. Cromatografía de líquidos de alta resolución por exclusión
de tamaño (HPLC)
Pululanos (Fluka Chemie GmbH, Steinhein, Switzerland) de diferentes masa
molar (1.6 x 106, 3.8 x 105, 1.8 x 105, 1.0 x 105, 4.8 x 104 y 1.2 x 104) fueron
usados para obtener la curva estándar. Los pululanos fueron disueltas en agua
grado HPLC a 25 ºC toda la noche, se filtraron en un filtro de nylon de 0.2 µm
(daigger & Company, Inc. vernon Hills, IL) y se inyectaron dentro del sistema
del HPLC. El procedimiento de solubilización de la amilosa usado fue el
reportado por Millán-Testa, y col. (2005). El sobrenadante fue filtrado a través
de un filtro nylon de 0.5 µm (Daigger & Company, Inc. vernon Hills, IL). La
solución fue inyectada (50 µL) dentro del sistema de HPLC AT 1100 (Angilent
Technology, Deutchland GmbH Waldbronn, Alemania), utilizando una columna
PL aquagel-OH MIXED de 8 µm de 300 x 7.5 mm (Agilent Technologies
Deutchland GmbH Waldbronn, Alemania). La concentración de carbohidratos de
49
los sobrenadantes después de ser filtrados fueron medidos por el método
colorimétrico ácido sulfúrico-fenol (Dubois y col., 1956).
5.10.2.2. Difracción de Rayos X.
El fenómeno de difracción ocurre cuando ondas de rayos X interaccionan con
un cuerpo cristalino con estructuras atómicas repetidas, en las que la distancia
de los espacios interatómicos son aproximadamente iguales a los de la longitud
de onda del rayo incidente. Siendo los almidones cuerpos cristalinos, tienen la
capacidad de difractar los rayos X, permitiendo así obtener información de su
estructura. Los patrones de difracción de rayos X fueron obtenidos por el
método de propuesto por Jovanovich y col., (1992) y modificado por Planchot y
col., (1995). Se pesaron 20 mg de muestra de AR previamente hidratada a un
contenido de humedad de 20-25%, y se colocaron entre dos hojas de aluminio
las cuales fueron herméticamente selladas. Se utilizó un difractómetro de rayos
X con un monocromador Guiner con las siguientes condiciones de operación:
una radiación CuK; un voltaje de 40kV; la velocidad de graficación 10 mm/2θ y
velocidad de análisis de 2θ/min.
6. Análisis estadístico.
Los datos se analizaron usando un análisis de varianza de una vía (ANDEVA)
con un valor de significancia (α= 0.05) y un tamaño de muestra (n = 3); al
encontrar diferencias estadísticas se aplicó un análisis de Tukey (Walpole y col.,
1999).
50
7. Resultados y discusión
7.1. Lintnerización
7.1.1. Análisis químico proximal
El proceso de lintnerización disminuyó significativamente el contenido de lípidos
y proteínas del almidón de plátano. El ácido usado en la preparación del
almidón modificado solubilizó una porción de estos componentes (Cuadro 3).
Para el contenido de cenizas los valores fueron bajos en comparación con el
almidón nativo. Los componentes minerales del almidón de plátano fueron
afectados en un menor grado por el tratamiento ácido.
El contenido de humedad fue alto en el almidón lintnerizado, esto podría ser
debido a que las cadenas lineales producidas durante este tratamiento
muestran un incremento en las propiedades de retención de agua. Después del
tratamiento en autoclave del almidón nativo, el contenido de proteínas y lípidos
disminuyeron, esto debido a que los tratamientos con calor desnaturalizan las
proteínas y saponifican los lípidos, los cuales podrían llegar a ser solubilizados.
Los contenidos de proteínas, lípidos y cenizas no cambiaron significativamente
después del tratamiento lintnerizado/autoclave (α = 0.05).
7.1.2. Contenido de amilosa
El almidón de plátano nativo mostró un menor contenido de amilosa (37 %) en
comparación al almidón de plátano lintnerizado (44.8 %). Esto pudo deberse a
una desramificación parcial de la molécula de amilopectina durante el
tratamiento químico.
51
Cuadro 3. Cambios en la composición química de almidón debido al proceso de
lintnerización.
Medida de tres repeticiones ± error estándar. Valores seguidos por la misma letra en la
misma fila no son significativamente diferentes (α = 0.05) 1 Base seca 2 N x 5.85 3 Contenido de almidón resistente medido después de 20 min en ebullición de la
muestra en suspensión
Nativo Lintnerizado Nativo –
Autoclave
Lintnerizado –
autoclave
Humedad 4.9±0.53a 7.9±0.09b 9.3±0.14c 5.7±0.2a
Proteína 1,2 1.7±0.12a 0.45±0.03b 0.96±0.03c 0.46±0.03b
Lípidos1 2.3±0.27a 0.13±0.02b 1.65±0.25c 0.12±0.03b
Cenizas1 0.45±0.1a 0.14±0.03b 0.7±0.17a 0.15±0.01b
Amilosa 37.0±0.5a 44.8±1.4b 43.2±0.9b 45.5±1.9b
Almidón
Resistente1, 3
1.51±0.1a 2.6±0.13b 16.02±0.24c 19.3±0.54d
52
El contenido de amilosa del almidón lintnerizado fue similar al de los almidones
tratados en autoclave (Cuadro 3). El tratamiento térmico del almidón nativo
produjo una despolimerización, pero en el caso del almidón lintnerizado no se
observó un efecto significativo en el contenido de amilosa, lo que indicó una
cierta estabilidad térmica de este almidón modificado químicamente.
7.1.3. Determinación de AR.
7.1.3.1. Determinación de almidón resistente (AR) por el método de
Goñi.
El almidón de plátano en su estado nativo sin gelatinizar presentó un alto
contenido de AR (38%), esto confirma la baja digestibilidad de este almidón.
Sin embargo, cuando el almidón de plátano fue gelatinizado éste mostró niveles
bajos de AR (1.5 %).
Esto reitera una marcada dependencia térmica de las características indigeribles
del almidón de plátano nativo que posee limitaciones importantes para su uso
potencial como una fuente de AR en la formulación de alimentos con procesos
térmicos. Cuando los almidones nativos y lintnerizados fueron tratados en
autoclave, los niveles de AR incrementaron (16 y 19 %, respectivamente), lo
cual indica la formación de fracciones indigestibles (retrogradadas) después de
múltiples ciclos de calentamiento/enfriamiento.
Las muestras lintnerizadas tratadas con autoclave presentaron los niveles más
altos de AR (19%), esto podría ser debido a un incremento de cadenas lineales
(amilosa), lo cual favorece al fenómeno de retrogradación y por lo tanto la
53
formación de AR. Considerando que un valor de AR más bajo (15%) fue
observado para almidón de trigo sometido al mismo procedimiento de
lintnerización/autoclave, el almidón de plátano modificado en este estudio
podría ser sugerido como una alternativa para la producción de AR. El
contenido de AR lintnerizado/autoclave fue comparado con un producto de AR
comercial (Novelose 330); el Novelose 330 presentó contenidos de AR del 30%,
siendo este más alto en comparación a los niveles obtenidos para el AR
lintnerizado/autoclave, esta diferencia podría deberse a que el producto
comercial es obtenido a partir de almidón de maíz alto en amilosa, por
consiguiente desarrolla altos contenidos de AR bajo tratamientos térmicos.
7.1.4. Propiedades térmicas del AR
El almidón nativo presentó una temperatura de pico (Tp) de 79±1.1ºC (Cuadro
4), siendo más alta en comparación a lo reportado (Hernández-Lauzardo y col.,
2004) para almidón de maíz (72.9±0.03 ºC). Esto indica un arreglo cristalino
más estable para el almidón de plátano. Sin embargo, la Tp del almidón nativo-
lintnerizado fue menor (75.8±0.49 ºC) que el nativo, esto indica que ocurre una
desorganización parcial durante el tratamiento químico. Por otro lado, la Tp de
las muestras nativo/autoclave y lintnerizado/autoclave mostraron un incremento
muy marcado (155.5 y 145 ºC, respectivamente). Algunos autores sugirieron
que el incremento de la temperatura de transición podría ser debido a la
estructura molecular del almidón (Noda y col., 1998), longitud de las cadenas
de amilopectina (Yuan y col., 1993, Jane y col., 1999) y a un reordenamiento
de la estructura cristalina (Biliaderis, 1981) después de la hidrólisis ácida.
54
Cuadro 4. Propiedades térmicas del almidón nativo de plátano, nativo-
lintnerizado, lintnerizado-autoclave, nativo-autoclave y Novelose
330.
Medias de tres repeticiones ± error estándar. Letras iguales en la misma fila indican que no
hay diferencias significativas (α = 0.05).
Ti = Temperatura inicial
Tp = Temperatura de pico
Tf = Temperatura final
Temperatura
(°C)
Nativo Nativo-
Lintnerizado
Lintnerizado-
Autoclave
Nativo-
Autoclave
Novelose 330
Ti 65 ± 2.4b 56.4 ± 0.8c 83 ± 4.8c 143.5 ± 0.9a 90 ± 2c
Tp 79 ±1.1b 75.8 ± 0.5b 145 ± 0.9c 155.5 ± 0.7a 135 ± 4.6d
Tf 100 ± 4.4b 100 ± 4.4b 174 ± 1.7c 165.7 ± 0.9a 173 ± 1.9b,c
55
Estas regiones cristalinas son demasiado estables para permitir la entrada de
agua en resultando altas temperaturas de transición.
Shin y col., (2004) reportaron valores similares a los encontrados en este
estudio de Tp para AR3 obtenido a partir de almidón de papa nativo y camote
con tratamientos en autoclave y lintnerizado/autoclave (155.0 ± 0.4, 136.4 ±
0.2, respectivamente).
La transición endotérmica podría ser influenciada por interacciones entre
amilosa-lípido, amilosa-amilopectina y amilosa-amilosa. Boltz y Thompson,
(1999), reportaron que los intervalos de transición endotérmica podrían ser de
80, 120 y >140 ºC para los complejos amilosa-amilopectina, amilosa-lípido y
amilosa-amilosa, respectivamente.
Por lo tanto, se sugiere que la transición endotérmica observada en las
muestras de AR obtenidas a partir de almidón de plátano nativo/autoclave y
lintnerizado/autoclave se debe a la fusión de los complejos amilosa-amilosa.
Por otro lado, la muestra de almidón de plátano lintnerizado/autoclave mostró
un intervalo de temperatura de la transición (Tf-Ti) mayor en comparación a las
demás muestras, los valores de (Tf-Ti) son la diferencia entre la temperatura
inicial y final, la cual indica el grado de heterogeneidad de los cristales; por lo
tanto, la hidrólisis ácida y el tratamiento en autoclave indujeron una transición
endotérmica ancha indicando una heterogeneidad en los cristales y además una
resistencia a la hidrólisis enzimática. Las Tp mayores para las muestras con
tratamiento en autoclave mostraron que estos tienen estabilidad térmica.
56
7.1.5. Perfil de hinchamiento y solubilidad del AR
El almidón de plátano nativo presentó un valor de hinchamiento a 60°C de 1.7
g agua/g muestra seca (Figura 4), lo cual indica que a esta temperatura ya se
induce el flujo de agua dentro del gránulo de almidón.
Sin embargo, al incrementar la temperatura a 90 ºC aumentó el hinchamiento
de los gránulos de almidón nativo a 23.5 g agua/g de almidón.
Por otro lado, la muestra lintnerizada mostró un valor de hinchamiento a 90 ºC
muy similar al almidón nativo, pero más alto que el almidón de plátano con
tratamiento en autoclave y lintnerizado/autoclave.
Esto es debido a que durante la lintnerización el ácido ataca los puntos de
ramificación (enlaces α-(1,6) tendiendo a desramificar la molécula de
amilopectina y aumentando el contenido de amilosa. Además, el ácido podría
atacar también algunos cristales menos perfectos tendiendo a desorganizarlos
disminuyendo la cristalinidad de los gránulos de almidón.
El aumento en el contenido de amilosa del almidón lintnerizado incrementó el
hinchamiento de los gránulos de almidón. Esto pudo deberse a que durante el
calentamiento gradual del almidón lintnerizado de 60 a 90 ºC se lleva a cabo el
rompimiento de los enlaces intramoleculares de las moléculas de almidón
lixiviándose las moléculas de amilosa al exterior del gránulo, permitiendo la
incorporación de las moléculas de agua a su interior, lo cual hace que se
aumente el hinchamiento de los gránulos.
Se reportó que el hinchamiento del almidón está acompañado por la lixiviación
de los constituyentes del gránulo, principalmente la amilosa (Steeneken 1989).
57
Figura 4. Hinchamiento de diferentes almidones: almidón de plátano nativo (♦
APN), almidón de plátano en autoclave ( APA), almidón de plátano
lintnerizado ( APL), almidón de plátano lintnerizado-autoclave (
APLA) y almidón comercial ( NOVELOSE 330) a diferentes
temperaturas. Las barras de error son error estándar.
0
5
10
15
20
25
30
60 65 70 75 80 85 90
Temperatura (ºC)
Hin
cham
ient
o (g
H2O
/g
alm
idón
)
58
Jayakody, (2001), encontraron que el poder de hinchamiento del almidón está
asociado a la composición química particularmente al contenido de amilosa y a
la estructura del gránulo. Jayakody (2001) reportó para almidón de maíz
normal y de avena valores de hinchamiento a 80ºC de 14.7 y 16.3 g H2O/g
almidón, respectivamente. Estos resultados fueron menores en comparación a
los encontrados en este estudio a 80 ºC para almidón de plátano nativo, lo que
podría deberse al contenido de amilosa, ya que el almidón de plátano nativo
mostró un valor más alto (37%) que los almidones lintnerizados de maíz normal
(26.5 %) y de avena (29.3 %). Para las muestras nativo/autoclave y
lintnerizadas/autoclave los valores de hinchamientos a 90 °C fueron similares
(6.6 y 7.4 g agua/g de almidón, respectivamente) (α =0.05), pero menor en
comparación al almidón nativo y lintnerizado; esto indica que durante la
lintnerización y el tratamiento en autoclave (calentamiento-enfriamiento) las
moléculas de amilosa tienden a reasociarse interactuando entre ellas mediante
la formación de enlaces de puentes de hidrógeno, llevando a cabo la formación
de una estructura cristalina la cual restringe el hinchamiento de los gránulos de
almidón. Hoover y Manuel (1996), sugieren que los enlaces de hidrógeno entre
las cadenas de almidón podrían disminuir el número de grupos hidroxilos
disponibles para interaccionar con el agua. Esto podría deberse a que durante
la lintnerización y el tratamiento en autoclave la estructura granular se pierde y
sólo hay una absorción parcial de agua. El Novelose 330 tuvo los valores más
bajos en comparación a las otras muestras. Estos patrones concuerdan con el
alto contenido de AR medido en esta muestra. Una característica en estas
muestras con alto contenido de AR es la baja retención de agua. Un valor
59
similar de hinchamiento (4.3 g H2O/g muestra seca) a 95 ºC fue encontrado
para Novelose 330 (Shin y col., 2003).
En la figura 5, se muestran los valores de solubilidad de las muestras en
estudio. Los valores de solubilidad del almidón lintnerizado aumentaron cuando
la temperatura incrementó a 90 ºC, alcanzando un valor máximo de 24.5 %,
siendo mayor a las otras muestras analizadas.
Esto podría estar relacionado por la despolimerización de las cadenas de
almidón por el tratamiento con ácido, llevando a un incremento en el contenido
de amilosa debido a la hidrólisis de las regiones amorfas de la amilopectina
(enlaces α → 1,6) las cuales son solubilizadas durante el calentamiento.
Una mayor despolimerización sea debido a que probablemente la distribución y
longitud de las cadenas de la amilopectina en el almidón de plátano sea
diferente al de otras fuentes de almidón estudiadas. Adicionalmente, la
presencia de grietas en la superficie del gránulo del almidón de plátano pudiera
estar influyendo en este comportamiento, ya que García y Lajolo (1988) con
estudios de microscopia electrónica de barrido encontraron que los gránulos de
almidón de plátano presentan cierto agrietamiento en su superficie. Jayakody
(2001) sugirieron que la presencia de poros en la superficie de los gránulos de
almidón podría ser considerado como un factor que influye en la velocidad y
magnitud de la hidrólisis acida. Los poros y canales presentes en los gránulos
del almidón de maíz tienen una influencia marcada en la modificación química
de este almidón (Huber y BeMiller, 2000).
60
Figura 5. Solubilidad de diferentes almidones: almidón de plátano nativo (♦
APN), almidón de plátano en autoclave ( APA), almidón de plátano
lintnerizado ( APL), almidón comercial ( NOVELOSE 330) y
almidón de plátano lintnerizado-autoclave ( APLA) a diferentes
temperaturas. Las barras de error son error estándar.
0
5
10
15
20
25
30
60 70 80 90
Temperatura (ºC)
% S
olub
ilida
d
61
Las muestras de Novelose 330 mostraron altos valores de solubilidad en
comparación a las muestras tratadas en autoclave con un valor máximo del 19
% a 90 ºC. Sin embargo, este valor es bajo comparado a los encontrados en
otros estudios (23.8 % a 95 ºC) (Shin y col., 2003). Los valores de solubilidad
para el almidón nativo incrementaron con la temperatura hasta 80 ºC y
permanecieron constante a 90 ºC (9.5 %); se puede observar que sus valores
son menores comparado con el almidón lintnerizado, el alto contenido de lípidos
presente (2.31 %) en el almidón nativo podría estar influyendo en este
comportamiento, ya que los lípidos pueden formar complejos con la amilosa.
Se ha reportado que los complejos amilosa-lípido resisten la degradación por
ácidos (Inouchi y col. 1987, Morrison y col. 1993). En un estudio previo con
almidón de plátano, usando la misma concentración de almidón, los intervalos
de los valores de solubilidad fueron entre 2.5 y 7.5 % a 90 ºC (Núñez-Santiago
y col., 2004). En general, las muestras nativas y lintnerizadas tratadas en
autoclave presentaron valores bajos de solubilidad. Estos patrones concuerdan
con el alto contenido de AR para las muestras tratadas en autoclave, las cuales
produjeron una cantidad alta de material insoluble.
7.1.6. Comportamiento de las pasta
Los perfiles de pasta en el microviscoamilógrafo Brabender del almidón nativo y
lintnerizado son presentados en la Figura 6. La consistencia del almidón de
plátano nativo empezó a incrementar alrededor de una temperatura de 76 ºC,
la cual es considerada como temperatura de pasta. Después se calentó la
muestra hasta una temperatura de 95 ºC la cual se mantuvo por 20 min, el
62
almidón de plátano nativo mostró una disminución de la viscosidad sin
embargo, durante la etapa de enfriamiento a 45.0 ºC se observó un incremento
en la consistencia.
Estos patrones observados en el almidón nativo de plátano dependen
principalmente de la concentración de almidón usada en la prueba. La
viscosidad del almidón de plátano lintnerizado empezó a aumentar a una
temperatura baja en comparación al almidón nativo, alcanzando este último
una temperatura pico de 75 ºC.
Durante la etapa de calentamiento a 95 ºC manteniéndola por 20 min la
consistencia disminuyó y se mantuvo constante durante el enfriamiento, pero
se observó un ligero incremento cuando la pasta de almidón se enfrió por
debajo de 45 ºC.
Por lo tanto, los valores de viscosidad del almidón lintnerizado fueron bajos en
comparación al nativo, indicando que la modificación química deteriora la
organización granular del almidón. Las muestras con tratamiento en autoclave y
lintnerizado-autoclave no mostraron evidencia de viscosidad en los perfiles del
viscoamilograma a la concentración usada, esto podría ser debido que durante
el tratamiento en autoclave hay un rompimiento de la estructura granular del
almidón y a que como se observó en calorimetría diferencial de barrido
necesitan temperaturas mayores a 95 º C para desorganizarse.
63
Figura 6. Perfiles de pasta en microviscoamilografo Brabender del almidón de
plátano nativo y lintnerizado
64
7.1.7. Caracterización morfológica 7.1.7.1. Microscopia electrónica de barrido
Los gránulos de almidón nativo mostraron formas elípticas (Figura 8). Millán-
Testa y col., (2005) reportaron formas elípticas para almidón de plátano; sin
embargo, en otras variedades como Valery se presentaron formas esféricas y
alongadas, en las formas esféricas varió el tamaño de gránulo desde 15 a 40
µm en diámetro, mientras que los gránulos enlongados mostraron tamaños de
7-25 µm (Zhang y col., 2005). González-Soto y col., (2004) reportaron un
tamaño de gránulo de 15 µm para el almidón de plátano de la variedad Musa
paradisiaca.
La variación morfológica de los gránulos de almidón puede ser atribuida al
origen botánico, a la bioquímica de los amiloplastos, el grado de maduración del
fruto y a la fisiología de la planta. Algunos autores han reportado que el
tamaño de los gránulos tiene una influencia sobre las propiedades funcionales
(Guzmán-Maldonado y Paredes-López, 1995). Tian y col., (1991) reportaron
que mientras mas pequeños son los gránulos, mayor es su digestibilidad.
En la figura 9 se muestran la fotomicrografías del almidón lintnerizado, donde
se puede observar que la mayoría de los gránulos de almidón permanecieron
intactos sin cambios cuando fueron sometidos a una hidrólisis ácida, sólo
algunos gránulos mostraron algunas protuberancias, lo que indica que el tiempo
de hidrólisis (6 h) no fue suficiente para llevar a cabo una desorganización
completa en las regiones cristalinas. Por lo tanto, esto explica los bajos
contenidos de almidón resistente presentes en el almidón lintnerizado.
65
Figura 7. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
nativo de plátano (800X).
66
Figura 8. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
lintnerizado de plátano (800X).
67
Napaporn y col., (2000) sometieron al almidón de papa a diferentes tiempos de
hidrólisis (12, 24, 48, 96, 192, 384 y 768 h), encontrando que después de las
192 h de hidrólisis los gránulos de almidón fueron erosionados
significativamente, lo que aumentó la cristalinidad en estas muestras ya que las
moléculas de amilosa fueron las primeras en ser hidrolizadas. Ellos reportaron
que la cristalinidad de los gránulos de almidón aumentó cuando el contenido de
amilosa disminuyó. El contenido de amilosa puede ser disminuido por la
hidrólisis ácida debido a que estas son más fáciles de ser destruidas que las
moléculas de amilopectina.
Las fotomicrografías del almidón con tratamiento en autoclave-enfriamiento a
4°C durante 24 h (Figura10) mostraron una matriz compacta con ciertas
cavidades. Esto indica que la presencia de ciertas cavidades hacen al almidón
digerible, aunque la matriz compacta aumentó el contenido de almidón
resistente en las muestra con tratamiento en autoclave, siendo mayor en
comparación al almidón nativo y lintnerizado. González-Soto y col. (2004)
sometieron al almidón de plátano a diferentes ciclos en autoclave y
almacenamiento a diferentes temperaturas, (4, 32 y 60 °C), ellos encontraron
que a la temperatura de 4 °C de almacenamiento el almidón de plátano mostró
una matriz compacta, provocando un aumento en el contenido de almidón
resistente. La muestra lintnerizada con tratamientos en autoclave-enfriamiento
(Figura 11) mostraron una matriz compacta sin canales y cavidades, esto es
debido a la reorganización de las cadenas lineales generadas durante estos
tratamientos.
68
Figura 9. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón de
plátano sometido a diferentes ciclos en autoclave (800X).
69
Figura 10. Fotomicrografía de microscopía electrónica de barrido del almidón
lintnerizado-autoclave de plátano (800X).
70
Por lo tanto, la matriz compacta que muestran las muestras que fueron
sometidas a diferentes ciclos en autoclave y enfriadas a 4°C explican la alta
resistencia del almidón a la hidrólisis enzimática, por lo tanto esto corrobora el
alto contenido de AR presente en estas muestras.
7.1.8. Caracterización estructural del AR
7.1.8.1. Cromatografía liquido de alta resolución por exclusión de
tamaño (HPLC).
Las características estructurales para los almidones de plátano nativo con
tratamiento en autoclave, lintnerizado y lintnerizado-autoclave se muestran en
el cuadro 5. Los parámetros determinados fueron: masa molar (MM), numero
promedio (Mn) y polidispersidad.
El almidón de plátano nativo mostró una MM alta de 234 x 105 g/mol y 22 x 105
para el componente de amilopectina. Fishman y col. (1996) reportaron valores
similares para almidón de maíz normal y ceroso (220 x 105 y 270 x 105 g/mol,
respectivamente). Para amilopectina de maíz se determinó una masa molar de
1.8 x 108 g/mol y para amilomaíz VII valores de 1.0 x 107 (Van Soest y Esser
1996); Strigiel y Timpa (1995) reportaron para amilopectina de maíz valores de
210 x 105.
71
Cuadro 5. Masa molar (MM) de almidón de plátano nativo, autoclave,
lintnerizado y lintnerizado-autoclave.
Muestra Pico MM (10-5 g/mol) Polidispersidad
Nativo 1 234 ± 7.1 1.24 ± 0.00
2 22 ± 1.3 1.11 ± 0.01
3 0.5 ± 0.04 1.42 ± 0.57
Autoclave 1 115 ± 6.3 1.45 ± 0.03
2 0.21 ± 0.04 1.48 ± 0.05
Lintnerizado 1 252 ± 0.4 1.49 ± 0.02
2 0.13 ± 0.03 1.43 ± 0.01
Lintnerizado-Autoclave 1 2240 ± 29.6 1.39 ± 0.02
2 180 ± 33.6 0.96 ± 0.18
3 1.29 ± 0.09 1.48 ± 0.01
72
Estas diferencias podrían ser explicadas por sus métodos de solubilización
empleados, los cuales podrían degradar o disolver incompletamente
macromoléculas de almidón, llevando a componentes de baja MM. Sin
embargo, para el caso del componente lineal (la amilosa), el almidón nativo
mostró un valor de 0.5x105 g/mol. Maciej y Andrzej (2006), encontraron un
valor similar al encontrado de en este estudio de 6.8x104 g/mol para almidón
de papa nativo.
El almidón lintnerizado presentó dos picos, el pico 1 corresponde al componente
ramificado del almidón el cual fue de 252x105 g/mol y el pico 2 fue de
0.13x105 g/mol, el cual corresponde al componente lineal. Se puede apreciar
que los valores de MM para ambos componentes no mostraron diferencias en
comparación al almidón nativo, estos resultados van de acuerdo con los
encontrados en las técnicas de microscopia electrónica de barrido donde se
apreció cambios morfológicos en los gránulos de almidón, en calorimetría
diferencial de barrido las temperaturas de gelatinización no mostraron
diferencias significativas y el contenido de almidón resistente fue bajo en ambas
muestras. Por lo tanto, estos resultados indican que las condiciones usadas en
la modificación química por lintnerización no mostraron cambios en la
estructura de almidón.
El almidón lintnerizado-autoclave presentó tres picos: en el pico 1 el valor de
MM fue alto de 2240x105 g/mol, el pico 2 mostró un valor de 180x105 g/mol y el
tercer pico fue de 1.2x105 g/mol. Estos resultados encontrados en la muestra
lintnerizada-autoclave fueron más altos en comparación al almidón nativo, con
tratamientos en autoclave y lintnerizado, por lo tanto, esto indica que durante
73
la hidrólisis ácida y los diferentes ciclos de calentamiento-enfriamiento se
formaron estructuras cristalinas con alto peso molecular.
7.1.8.2. Difracción de rayos X
Los patrones de difracción del almidón nativo han sido usados para determinar
la estructura tridimensional y su cristalinidad. En este estudio, el almidón de
plátano nativo mostró un patrón de difracción tipo A (Figura 7) con picos 12,
17, 20 y 27º (2θ). Bello-Pérez y col., (2000) reportaron un patrón de difracción
tipo A para almidón de plátano macho y criollo.
Otros estudios han reportado patrones de difracción tipo B para almidón de
plátano (Faisant y col., 1995). Millán-Testa y col., (2005) determinaron un
patrón de difracción tipo C (el cual es una mezcla del tipo -A y –B) para almidón
de plátano nativo de la especie Musa paradiasiaca. Estas diferencias en los
patrones de difracción son debido a la variedad, condiciones ambientales de
crecimiento del cultivo y a la estructura de la molécula de amilopectina (Sang-
Ho y Jay Lin, 2002).
Los almidones que presentan un patrón de difracción tipo A presentaron
longitudes de cadenas cortas y un alto grado de ramificación, comparado con
los patrones de difracción tipo B que presenta mayor longitud de cadena,
mientras que los patrones de difracción tipo C presentaron ambos tipos de
longitudes de cadenas.
74
Figura 11. Patrones de difracción de rayos X de diferentes almidones: almidón
de plátano nativo (APN), almidón de plátano con tratamiento en
autoclave (APA), almidón de plátano lintnerizado (APL), almidón de
plátano lintnerizado-autoclave (APLA).
APN
APA
APL
APLA
0 10 20 30 40 50 60 70
Inte
nsid
ad r
elat
iva
2θ
75
Sin embargo, cuando el almidón nativo fue calentado a ebullición por 20 min los
picos desaparecieron y sólo se observó un patrón de difracción amorfo, esto
explica la disminución en el contenido de almidón resistente (1.5 %)
encontrado en esta muestra.
Un patrón de difracción similar al del nativo lo mostró la muestra de almidón de
plátano lintnerizado. Esto indica que las condiciones realizadas para llevar
acabo la modificación química (6h, 1M HCl) no afectaron significativamente la
estructura del almidón, de tal manera que no se observó un cambio en la
cristalinidad del almidón y por lo tanto el contenido de almidón resistente
presente en estas muestras fue bajo (Cuadro 3).
Por otro lado, el patrón de difracción en el almidón tratado con diferentes ciclos
en autoclave-enfriamiento, cambió mostrando dos picos a 20 y 27º los cuales
fueron menos intensos y más anchos en comparación al almidón nativo. Shin y
col., (2004) reportaron un comportamiento similar al encontrado en este
estudio ya que ellos encontraron que después de someter a tratamientos en
autoclave-enfriamiento al almidón de papa nativo, los picos fueron menos
intensos y anchos comparados con el almidón nativo, ellos mencionan que esto
es debido a la naturaleza imperfecta de los cristales.
El difractograma de la muestra lintnerizada con tratamiento en autoclave
mostró picos a 17, 20 y 27º los cuales fueron más pronunciados e intensos en
comparación al difractograma del almidón nativo calentado a ebullición durante
20 min y con tratamiento en autoclave. El aumento en la intensidad de los picos
de la muestra lintnerizada con autoclave-enfriamiento coincide con el contenido
de almidón resistente y con los resultados de CDB, esto debido a que mostró un
76
aumento en el contenido de AR en la temperatura y entalpía de gelatinización
(Cuadro 3 y 4), ya que las cadenas cortas producidas durante estos
tratamientos forman estructuras cristalinas (Yamin y col., 1997). Las diferencias
en la difracción de rayos X entre los almidones podría ser atribuido a la
destrucción de los gránulos del almidón causados por los tratamientos en
autoclave-enfriamiento (Shin y col., 2004), la hidrólisis ácida y a una
disminución de la longitud de cadena (Biliaderis, 1981).
7.2. Entrecruzamiento
7.2.1. Análisis bromatológicos
La composición química de los almidones entrecruzados y nativo se muestran
en el cuadro 6. El contenido de proteína y lípidos para el almidón entrecruzado
y entrecruzado/autoclave no mostraron diferencias significativas (α = 0.05).
Estos resultados fueron menores en comparación al almidón nativo de plátano.
Estos es debido a que durante el proceso de entrecruzamiento las condiciones
de reacción son alcalinas (pH 11.5, durante 3 h) lo cual podrían desnaturalizar
las proteínas y saponificar los lípidos, los cuales podrían llegar a ser
solubilizados. El contenido de cenizas fue alto (0.45%) para las muestras
entrecruzado y entrecruzado/autoclave (3.65 y 2.17 % respectivamente)
comparado con el almidón nativo. Esto se debió a la fosforilación del almidón
durante el proceso de modificación química.
77
Cuadro 6. Composición química y contenido de almidón resistente del almidón
de plátano entrecruzado y entrecruzado-autoclave.
Valor promedio de tres repeticiones ± error estándar.
Valores seguido por la misma letra y en la misma fila no son significativamente
diferentes (P < 0.05). 1 base seca. 2 N x 5.85.
Contenido (%) Entrecruzado Entrecruzado-Autoclave
Humedad 3.6 ± 0.39a 11.3±0.09b
Proteina1,2 0.5±0.02a 0.5±0.03a
Lípido1 0.2±0.009a 0.2±0.07a
Cenizas1 7.8 ± 0.95a 2.2±0.08b
Almidón Resistente1 94.7 ± 0.68a 85.3 ± 0.63b
Contenido de fósforo 0.2 ± 0.01a 0.1±0.006b
Grado de substitución 0.029 0.015
78
Sin embargo, la muestra entrecruzado/autoclave mostró una disminución (2.17
%) en comparación a la muestra entrecruzada, esto podría ser debido a que
durante el proceso de autoclave se lleva a cabo una despolimerización del
almidón de tal manera que algunos grupos fosfatos son eliminados.
7.2.2. Contenido de AR asociado a fibra dietética
El contenido de almidón resistente obtenido por entrecruzamiento se muestra
en el cuadro 6. Los niveles de AR4 fueron altos para el almidón entrecruzado
(94.68 %), esto concuerda con el alto contenido de fósforo presente en estos
almidones (0.282 %) y por lo tanto un mayor grado de substitución
Woo y Seib (2002), usaron una mezcla de TMFS/TPFS a diferentes proporciones
(1:99 a 99:1 respectivamente) para la fosforilación del almidón, ellos
encontraron que el reactivo TMFS fue más efectivo en la fosforilación del
almidón y a medida que incrementaba la incorporación de fósforo (0.03 a 0.32
%) incrementaba proporcionalmente el contenido de AR4 (<1.0 a 75.7 %). Por
lo tanto, ellos concluyeron que el contenido de AR está relacionado con el nivel
de fosforilación del almidón. Sin embargo, al someter a un tratamiento en
autoclave el almidón entrecruzado los niveles de almidón resistente
disminuyeron significativamente (85.35 %).
Esto indica que durante el proceso en autoclave se lleva a cabo una
despolimerización del almidón donde posiblemente algunos grupos fosfatos se
pierden, además la cocción y la presión podrían destruir la cristalinidad granular
en el AR4, lo cual al parecer incrementa la accesibilidad de las enzimas α-
amilasa. El contenido de fósforo (0.144 %) y el grado de substitución para la
muestra entrecruzado/autoclave disminuyó significativamente, esto concuerda
79
con la disminución mostrada en el contenido de almidón resistente en esta
muestra. Shin y col., (2003) reportaron niveles de AR4 para almidón de trigo
menores a los encontrados en este estudio (72.9 %) al someter al AR4 a un
proceso en autoclave disminuyó significativamente (16 %), este
comportamiento fue similar a los encontrados para almidón de plátano.
7.2.3. Propiedades térmicas del AR
La temperatura de gelatinización del almidón entrecruzado fue mayor (86.6 ºC)
(Cuadro 7), comparada con el almidón nativo de plátano (79.0 ºC). Este hecho
refleja el impacto de este tipo de modificación química, donde las cadenas del
almidón son covalentemente unidas a una u otra cadena por los grupos
fosfatos. Aparicio-Trapala y col. (2003) reportaron la temperatura de
gelatinización del almidón de plátano (Musa cavendish) entrecruzado de 76.0
ºC la cual es menor a la encontrada en este trabajo. Esta diferencia podría ser
debido al grado de modificación del almidón ya que ellos reportaron un grado
de substitución de menor (0.008) y el grado de substitución encontrado en este
estudio fue de 0.0297.
La entalpía de gelatinización del almidón de plátano entrecruzado (9.36 J/g)
fue baja en comparación al almidón nativo (25.1 J/g). Este comportamiento
podría ser debido a que durante la preparación de los almidones modificados se
llevó a cabo una disminución de la cristalinidad es decir, una disminución en el
contenido de las dobles hélices. Después de someter al almidón entrecruzado a
diferentes ciclos en autoclave la temperatura de transición y la entalpía
asociada a esta transición de fase del almidón de plátano disminuyó (68.5 ºC).
80
Cuadro 7. Propiedades térmicas del almidón de plátano, entrecruzado,
entrecruzado-autoclave.
Medias de tres repeticiones ± error estándar.
Letras iguales en la misma fila indican que no hay diferencias significativas (P < 0.05).
Entrecruzado Entrecruzado-
Autoclave
Temperatura (ºC) 86.6±0.67a 68.5±0.43b
Entalpía (J/g) 9.36±0.62a 1.56±0.19b
81
Esto se debió a una desorganización de las cadenas del almidón debido a este
tratamiento térmico Además, los cristales que pudieran formarse debido a la
reasociación de las cadenas lineales durante el enfriamiento son
generalmente los que necesitan menor temperatura y energía para
desorganizar. Esto va de acuerdo con los niveles de almidón resistente presente
en estas muestras. Una tendencia opuesta fue observada para el almidón de
plátano lintnerizado, la cual después de un tratamiento en autoclave mostró
una mayor temperatura de pico y alto de entalpía para esta transición de fase,
en comparación al almidón sin tratamiento en autoclave; el contenido de
almidón resistente fue más alto en las muestras con tratamiento en autoclave
que en el almidón nativo y lintnerizado. Lehmann y col., (2003) reportaron una
temperatura de pico entre 146.8 y 150.4 ºC para almidón resistente tipo 3
obtenido a partir de almidón de chícharo, el cual es similar a los valores
obtenido en este estudio para el almidón lintnerizado de plátano. Es de gran
importancia mencionar que las preparaciones de almidón resistente tipo 3
mostraron una estabilidad térmica notable debido a las estructuras cristalinas
formadas durante los diferentes ciclos de calentamiento-enfriamiento en
autoclave. El almidón resistente obtenido a partir de almidón de plátano
entrecruzado con tratamiento en autoclave es un almidón resistente tipo 3
preparado a partir de almidón resistente tipo 4, un material que resultó ser
termolábil.
Este problema debe ser considerado para su posible aplicación del almidón de
plátano con tratamiento en autoclave como un ingrediente en la preparación de
alimentos.
82
7.2.4. Perfil de hinchamiento y solubilidad
En la figura 12 se muestran los perfiles de hinchamiento para las muestras
modificadas. Las muestras entrecruzadas y entrecruzado/autoclave mostraron
valores menores de hinchamiento durante el calentamiento a diferentes
temperaturas (60 a 90 ºC). Por otro lado, el hinchamiento de los gránulos de
almidón nativo de plátano aumentó durante el calentamiento (1.65 g H2O/g
muestra seca a 60ºC hasta 23.45 g H2O/g muestra seca a 90ºC), estos
resultados fueron mayores comparados a los almidones modificados
(entrecruzado y entrecruzado-autoclave), debido a que el entrecruzamiento
incrementa la fuerza de los enlaces y por lo tanto, tienden a disminuir el
hinchamiento de los gránulos de almidón; estos patrones concuerdan con el
alto contenido de AR4 debido a la presencia de los enlaces cruzados. Shin y col.,
(2003) encontraron valores similares de hinchamiento (2.8 g H2O/g muestra
seca a una temperatura de 95 ºC) para AR4 obtenido a partir de almidón de
trigo.
Los valores de solubilidad para las muestras de AR4 entrecruzado y
entrecruzado/autoclave fueron de 13.69 % a 60 ºC y 14.6 % a 90 ºC
respectivamente, por lo tanto, fueron similares durante el calentamiento a
diferentes temperaturas (Figura 13).
La solubilidad para el almidón nativo fue de 0.016 % a 60 ºC y 7.56 % a 90 ºC,
estos valores fueron bajos comparados con los almidones modificados en todas
las temperaturas medidas.
83
Figura 12: Perfiles de hinchamiento de diferentes almidones: almidón de
plátano nativo (♦ APN), almidón de plátano en autoclave ( APA),
almidón de plátano entrecruzado ( APE) y almidón de plátano
entrecruzado-autoclave ( APEA) a diferentes temperaturas. Las barras
de error son error estándar.
0
5
10
15
20
25
30
60 65 70 75 80 85 90
Temperatura (ºC)
Hin
cham
ien
to (
g H
20
/g
mu
estr
a se
ca
84
Figura 13. Perfiles de solubilidad de diferentes almidones: almidón de plátano
nativo (♦ APN), almidón de plátano en autoclave ( APA), almidón de
plátano entrecruzado ( APE) y almidón de plátano entrecruzado-
autoclave ( APEA) a diferentes temperaturas. Las barras de error son
error estándar.
0
5
10
15
20
25
30
60 65 70 75 80 85 90
Temperatura (ºC)
% S
olub
ilida
d
85
Aparicio-Trapala (2003), encontró que la modificación química por
entrecruzamiento incrementó la solubilidad del almidón nativo de plátano (Musa
cavendish) desde un 3 % a 60 ºC hasta un 20.22 % a 90 ºC, esto posiblemente
sea debido a que los reactivos usados como el trípolifosfato de sodio para llevar
acabo el entrecruzamiento incrementa la solubilidad, ya que las cargas que
confieren este reactivo hacen a la molécula de almidón más hidrofilica y por lo
tanto permite una mayor solubilización del AR4 obtenidos por este proceso.
7.2.5. Caracterización morfológica
7.2.5.1. Microscopía electrónica de barrido
La microscopia electrónica de barrido ha tenido un papel muy importante en el
entendimiento de la estructura granular de los almidones modificados. Esta ha
sido usada para detectar cambios estructurales causados por la modificación
química (Kaur y col., 2004).
La muestra entrecruzada (Figura 15) no mostró cambios en la apariencia de los
gránulos de almidón en comparación al almidón nativo, sugiriendo que la
modificación química no causó algún cambio morfológico detectable. Estos
resultados concuerdan con los reportados por Napaporn y Saiyavit (2003). En
un estudio realizado por Hung y Morita (2005), reportaron que el
entrecruzamiento afectó ligeramente la superficie de los gránulos de almidón de
mayor tamaño que en los de más pequeño. El alto contenido de almidón
resistente que presenta esta muestra, indica que la modificación química fue
eficiente y no permitió la entrada de las enzimas α-amilasa durante la hidrólisis
enzimática (Huber y BeMiller, 2000).
86
Figura 14. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón
entrecruzado de plátano (800X).
87
La velocidad y eficiencia del proceso de modificación química depende del tipo
de reactivo, origen botánico del almidón tamaño y estructura de los gránulos.
Esto también incluye la estructura superficial de los gránulos de almidón, rodea
la superficie exterior e interior, dependiendo de los poros y los canales,
dirigiendo el desarrollo de la auto-llamada superficie específica. Los canales que
están abiertos al exterior proveen un área mucho mayor para los reactivos
químicos y proveen un fácil acceso para que los reactivos se introduzcan al
interior del gránulo durante la modificación. Sin embargo, los reactivos pueden
difundirse a través de la superficie externa de la matriz del gránulo en la
ausencia de canales. A pesar de que los almidones provienen de diversas
fuentes botánicas exhiben estructuras fundamentales similares, ellos difieren en
detalles específicos de su micro y ultra estructura. Esas diferencias estructurales
tienen el potencial de afectar el proceso de modificación química. Se puede
observar que en el almidón entrecruzado con tratamiento en autoclave (Figura
16) la presencia de gránulos hinchados que permanecieron intactos. En la
literatura no hay reportes morfológicos usando la técnica de microscopia
electrónica de barrido donde hayan usado almidones entrecruzado y que hayan
sido sometidos a diferentes ciclos en autoclave-enfriamiento, por lo que los
resultados obtenidos en este trabajo son de gran importancia ya que la
presencia de gránulos intactos explica el alto contenido de almidón resistente
durante estos tratamientos, lo cual quiere decir que las regiones cristalinas
permanecieron intactas durante los tratamientos en autoclave.
88
Figura 15. Fotomicrografías de microscopía electrónica de barrido del almidón
entrecruzado-autoclave de plátano (800X).
89
Por lo tanto, la modificación química por entrecruzamiento con los tratamientos
en autoclave-enfriamiento es una buena alternativa para la producción de
polvos con altos contenidos de almidón resistente tipo 4.
7.2.6. Caracterización estructural del AR
7.2.6.1. Cromatografía liquido de alta resolución por exclusión de
tamaño (CLARET).
Los valores de MM para los almidones entrecruzados y entrecruzados-autoclave
se muestran en el cuadro 8. Se observa que el almidón entrecruzado mostró
tres picos, en el pico 1 el valor de MM fue de 173 x 105 g/mol, en el pico 2 fue
de 17.9x105 g/mol y en el pico 3 fue de 0.03X105 g/mol, los cuales fueron
pesos moleculares menores en comparación al almidón nativo; esto puede ser
debido a que durante la modificación química por entrecruzamiento las
condiciones de reacción son a un pH alcalino, lo cual podría llevar acabo una
despolimerización del almidón y por lo tanto una disminución en los valores de
MM.
El almidón entrecruzado-autoclave también mostró tres picos: en el pico 1 el
valor de 8030x105 g/mol, el pico 2 mostró un valor de 457 x 105 g/mol y en el
pico 3 presentó un valor de 3 x 103 g/mol.
Se puede observar que los resultados obtenidos para MM en el pico 1 y 2 son
mayores en comparación al almidón nativo, los cuales corresponden al
componente ramificado, el pico 3 corresponde al componente lineal el cual fue
ligeramente menor comparado con el almidón nativo.
90
Cuadro 8. Masa molar (MM) de almidón de plátano nativo, autoclave,
entrecruzado y entrecruzado-autoclave.
Muestra Pico MM
(10-5 g/mol) Polidispersidad
Nativo 1 234 ± 7.1 1.24 ± 0.00
2 22 ± 1.3 1.11 ± 0.01
3 0.05 ± 0.04 1.42 ± 0.57
Autoclave 1 115 ± 6.3 1.45 ± 0.03
2 0.21 ± 0.04 1.48 ± 0.05
Entrecruzado 1 173 ± 55.0 1.39 ± 0.06
2 17.9 ± 0.75 1.31 ± 0.02
3 0.03 ± 0.008 1.43 ± 0.03 Entrecruzado-
Autoclave 1 8030 ± 2232 1.55 ± 0.09
2 457 ± 212.3 0.773 ± 0.38
3 0.03 ± 0.003 1.46 ± 0.01
91
En la literatura no hay trabajos reportados acerca de los pesos moleculares
determinados por cromatografía de alta resolución por exclusión de tamaños
del almidón resistente tipo 4 obtenido por entrecruzamiento. Wang y
Kuakpetoon (2006) han determinado el peso molecular por cromatografía de
alta resolución por exclusión de tamaño en almidones modificados
químicamente por oxidación utilizando hipoclorito de sodio (NaOCl) a diferentes
concentraciones (0.8, 2.0 y 5.0 %) como agente oxidante. Los resultados que
obtuvieron mostraron que la degradación de la molécula de amilopectina y
amilosa no fue proporcional al nivel de NaOCl para las diferentes fuentes de
almidones de maíz. Sin embargo, ellos observaron cambios significativos en las
fracciones de amilosa y amilopectina entre 0 y 0.8 % de NaOCl y entre 2 y 5 %
de NaOCl, pero los cromatogramas de 0.8 y 2.0 % de NaOCl fueron similares.
Estos resultados indican que podría haber dos ubicaciones dentro del gránulo
de almidón con diferente accesibilidad o susceptibilidad a la oxidación. La
primera degradación rápida a 0.8 % NaOCl debería ocurrir en la lámela amorfa
donde el NaOCl accedió fácilmente y reaccionó con la amilosa y amilopectina.
Cuando la concentración de NaOCl se incrementaron desde 0.8 a 2.0 %
podría empezar a penetrar al interior del gránulo y oxidar la lamela cristalina, lo
cual explica la lenta degradación desde 0.8 a 2.0 % de NaOCl. Después la
lamela cristalina pudo haber sido atacada y probablemente vino a ser expuesta,
la oxidación rápida continuó cuando se incrementó el NaOCl al 5 %.
Los resultados obtenidos en este trabajo indican que los diferentes ciclos en
autoclave-enfriamiento no afectaron significativamente (P < 0.05) la estructura
del almidón entrecruzado; estos resultados pueden ser corroborados con los
92
obtenidos en microscopia electrónica de barrido ya que en las micrografías se
pudo observar la presencia de gránulos intactos. Por lo tanto, el nivel de
entrecruzamiento del almidón fue adecuado para obtener altos contenidos de
almidón resistente tipo 4.
7.2.6.2. Difracción de rayos X
Los patrones de difracción de rayos X de las muestras entrecruzadas y
entrecruzadas con tratamiento en autoclave se muestran en la Figura 14. El
almidón de plátano entrecruzado mostró un patrón de difracción similar al
almidón nativo, con picos a un ángulo 2θ de 13, 17, 20 y 27º; el pico a 13º
desapareció en el difractograma del almidón entrecruzado y los otros fueron
más anchos en comparación al nativo. Ji-Jun y col. (2004) reportaron un
patrón de difracción tipo A, con picos de 10, 14, 16, y 21º, durante el
entrecruzamiento el patrón de difracción no cambió pero los picos fueron
menos intensos y más anchos.
Ellos concluyen que esto es debido a que el entrecruzamiento dentro de los
gránulos de almidón ocurre principalmente en las zonas amorfas y las
cristalinas no son desorganizadas, probablemente debido a que las amorfas son
más flexibles y disponibles para el entrecruzamiento.
Aparicio-Trapala (2003), reportó que el patrón de difracción de los almidones
entrecruzados de yuca y camote no mostraron diferencias en comparación al
del almidón nativo, este autor reporta que esto se debe a que los grupos
fosfatos se unieron en las regiones amorfas del gránulo.
93
Figura 16. Patrones de difracción de rayos X de diferentes almidones: almidón
de plátano nativo (APN), almidón de plátano con tratamiento en
autoclave (APA), almidón de plátano entrecruzado (APE), almidón de
plátano entrecruzado-autoclave (APEA).
0 10 20 30 40 50 60 70
Inte
nsid
ad r
elat
iva
2θ
APN
APA
APE
APEA
94
Por otro lado, en la muestra entrecruzada con tratamiento en autoclave el
patrón de difracción cambió en comparación al almidón nativo, mostrando sólo
dos picos a 20 y 22°; la pérdida de los picos en los patrones de difracción indica
que los diferentes ciclos en autoclave afectó los enlaces cruzados y las regiones
cristalinas de los gránulos de almidón, esto explica la disminución del contenido
de AR, aunque sigue siendo significativamente alto.
Esta pérdida de los picos en los patrones de difracción de rayos X y la
disminución en el contenido de AR pueden ser corroborados con la temperatura
y entalpía de gelatinización ya que éstas disminuyeron significativamente en
comparación al almidón nativo y al almidón entrecruzado.
95
8. Conclusiones
La modificación química por lintnerización y los diferentes ciclos en autoclave-
enfriamiento usados para la preparación de AR a partir de almidón de plátano,
generaron productos que mostraron un alto contenido de AR en comparación a
otras fuentes de almidón nativo con similares contenidos de amilosa.
Las muestras con tratamiento en autoclave y lintnerizada-autoclave mostraron
mayor estabilidad térmica, como lo indicaron las temperaturas de transición,
sugiriendo que el proceso de retrogradación produjo un arreglo cristalino el cual
hace al almidón menos susceptible a la digestión enzimática. La
desorganización de estos cristales a altas temperaturas es de gran importancia
en la formulación de productos procesados con altos contenidos de almidón
resistente.
Los patrones de difracción de rayos X, las fotomicrografías de electrónicas de
barrido y el peso molecular del almidón lintnerizado, no mostraron cambios
significativos, con respecto a su contraparte nativa, por lo tanto las condiciones
llevadas a cabo en la lintnerización no afectaron la estructura química del
almidón; esto explica los bajos contenidos de almidón resistente en esta
muestra.
El entrecruzamiento del almidón de plátano nativo permitió la producción de un
producto con alto contenido de almidón resistente tipo 4. Por otro lado, al
someter al almidón entrecruzado a diferentes ciclos de calentamiento-
enfriamiento en autoclave, el contenido de almidón resistente tipo 4 disminuyó.
96
A pesar de que el contenido de almidón resistente disminuyó, los niveles
siguieron siendo altos en comparación a lo que se ha reportado en literatura
usando otros métodos de producción de almidón resistente, como métodos de
modificación física (autoclave y extrusión), modificación química (lintnerización
y entrecruzamiento), enzimático (usando pululanasa para desramificar la
molécula de amilopectina). Por lo tanto, el entrecruzamiento del almidón de
plátano nativo es una buena alternativa para la producción de un producto con
alto nivel de almidón resistente tipo 4.
El almidón resistente entrecruzado mostró una mayor estabilidad térmica
comparada al almidón nativo, la cual se vió afectada al someterlo a diferentes
ciclos en autoclave, ya que después de este proceso la estabilidad térmica fue
menor que la del almidón nativo de plátano. Tal característica sugiere que su
aplicación en alimentos podría estar restringida a productos cuya preparación
no requiere un calentamiento adicional por ejemplo en yogurt, en frutas frescas
y licuados en otros.
En Los patrones de difracción de rayos X del almidón entrecruzado con
tratamiento en autoclave mostraron diferencias en comparación al almidón
nativo, estas diferencias explican la disminución en el contenido de almidón
resistente tipo 4 (aunque estos permanecieron altos) ya que durante el
tratamiento térmico en autoclave las regiones cristalinas fueron afectadas. Sin
embargo, las fotomicrografias de electrónica de barrido mostraron la presencia
de gránulos intactos en las muestras entrecruzadas con tratamientos en
autoclave, esto corrobora que el nivel de entrecruzamiento utilizado reforzó la
97
estructura del almidón haciéndolo resistente al calentamiento y a la hidrólisis
enzimática.
98
9. Literatura citada
AACC, (2000). Approved Methods of the AACC, 10th Ed. The Association: St.
Paul, MN.
Annison, G., and Topping. (1994). Nutritional role of resistant starch: chemical
structure vs physiological function. Annu. Rev. Nutr. 14, 297-320.
AOAC. (1980). Official Methods of Analysis. 13 th Association of Official
Analytical Chemists. Washington, USA.
AOAC. (2000). Official Methods of Analysis of Association of Official Analytical
Chemists International, 17th ed. Method 991.43 Total dietary fiber.
Enzymatic gravimetric method. The Association: Gaithersburg, MD.
Aparicio-Trapala, M. A., Waliszewski, K. N., Bello-Pérez, L. A. and Monroy, J. A.
(2003). Changes of banana starch by chemical and physical modification.
Carbohydr polym. 52, 237-242.
Atwell, W. A., Hood, L., Lineback, D., Varriano-Marston, E., & Zohel, H.
(1988). The terminology and methodology associated with basic starch
phenomenon. Cereal Foods World, 33, 306–311.
Bello-Pérez, L. A., Paredes-López, O., Roger, P. & Colonna, P. (1996)
Amylopectin- Properties and fine structure. Food Chem. 56, 171-176.
Bello-Pérez, L.A., Roger, P., Baud, B. and Colonna, P. (1998). Macromolecular
features of Starches Determined by Aqueous High-performance Size
Exclusion Chromatography. J. of Cereal Sci. 27, 270-275.
99
Bello-Pérez, L.A., y Paredes-López, O. (1999). El almidón: lo comemos pero no
lo conocemos. Revista de la Academia Mexicana de Ciencias. 50, 29-33.
Bello-Pérez, L. A., Agama-Acebedo, E., Sáyago-Ayerdi, S. G. and Moreno-
Damian, E. (2000). Some structural, physicochemical and functional
studies of banana isolated from two varieties growing in Guerrero, México.
Starch/Starke. 52, 68-73.
Bello-Pérez, L. A., Solorza-Feria, J. y Paredes-López, O. (2001). “El almidón
como fibra”. Conversa. 10–15.
Berry, C. S. (1986). Resistant starch: Formation and measurement of starch
that survives exhaustive digestion with amylolytic enzymes during the
determination of dietary fiber. J. of Cereal Sci. 4, 301-314.
Betancur, D. A. (2001). Caracterización molecular, nutrimental y functional de
almidones de Phaseolus lunatus y mucuna puriens. Tesis de Doctorado.
Escuela Nacional de ciencias Biológicas. Instituto Politécnico Nacional.
México, D. F.
Biliaderis, C. G., Grant, D. R., Vose J. R. (1981). Structural characterization of
legume Starches II. Study on acid-treated starches. Cereal Chem., 58,
502–507.
Biliaderis, C.G. (1991). The structure and interactions of starch with food
constitutes. Canadian J. Physiol. and Pharmacol. 69, 60-78.
Biliaderis, C. G. (1992). Characterization of starch networks by small strain
dynamic rheometry. In: R. J. Alexander, and H. F. Zobel (Ed.).
Developments in Carbohydrate Chemistry. p. 87-135. The American
Association of Cerea Chemists. St. Paul, Minnesota, U.S.A.
100
Björck, I., and Asp, N. G. (1989). Balance experiments with enacting-treated
rats. In: Methodological Aspects of in vivo methods for measurement of
starch digestibility. (eds.) European FLAIR-concerted action on resistant
starch (EURESTA), Copenhagen, pp: 35,39.
Bjorck, I. (1996). Starch: Nutritional Aspects, Cap. 11. En: Carbohydrates in
Food. Charlotte-Eliasson, A. Ed. University of Lund, Sweden. Marcel
dekker, Inc., New York.
Boltz, K. W., and Thompson, D. B. (1999). Initial heating temperature and
native lipid affects ordering of amylase during cooling of high-amylose
starches. Cereal Chem. 76, 204-212.
Buleon, A., Colonna, P., Planchot, V. and Ball, S. (1998). Starch granules:
structure and biosynthesis. Internat. J. Biol. Macromol. 23, 85-112.
Cañizares, H. E., López, P. R., León, A. J., Sánchez, Z. R., Morales, T. R.
(1993). Acetilación del almidón de maíz con acido acético. Revista de la
Facultad de Ingeniería Química, Universidad Autónoma de Yucatán,
22,43-47.
Cañizares, H. E. (1994). Utilización Racional de Espesantes y Gelificantes en la
Industria de los alimentos. Memorias del curso. Facultad de Ingeniería
Química, Universidad Autónoma de Yucatán, Mérida Yucatán, México.
Carcea, M., and R. Acquistucci. (1997). Isolation and physicochemical
characterization of fonio (Dgitaria exilis stapf) starch. Starch/Stärke. 49,
131-135.
101
Cheetham, W. H. and Tao, L. (1998). Variation in crystalline type with amylose
content in maize starch granule: an X-ray powder diffraction study.
Carbohydr. Polym. 36, 277-284.
Chinachoti, P., Steinberg, M., Villota, R. (1990). A model for energy and
degree of starch gelatinization based on water, sugar and salt contents.
J. Food Sci. 55, 543-546.
Clausen, M. R. (1995). Butyrate and colorectal cancer in animals and in
humans. Eur. J. Cancer Prev. 4, 483-490.
Colonna, P., Leloup, V. and Buléon, A. (1992). Limiting factors of starch
hydrolysis. Eur. J. of Clinical Nutr. 46 (suppl. 2): S17-S32.
Cooke, D., and Gidley M. J. (1992). Loss of crystallinity and molecular order
during starch gelatinization: origin of the enthalpic transition. Carbohydr.
Res. 227, 103–112.
Crawford, C. (1987). Survey of resistant starch in proced foods. FMBRA Bull. 2,
59-64.
Cummings, J. H. and MacFarlane, G. T. (1991). The control and consequences
of bacterial fermentation in the human colon. J. Appl. Bacteriol. 70, 443-
459.
Czuchajowska, Z., Sievert, D. and Pomeranz, Y. (1991). Enzime-resistant
starch. IV. Effects of complexing lipids. Cereal Chem. 68, 537-542.
Dubois, M., Gilles, K.A., Hamilton, J.K., Rebers, P.A., and Smith, F. (1956).
Colorimetricmethod for determination of sugars and related substances.
Analy. Chem. 28, 350-356.
102
Eerlingen, R. C., Crombez, M. and Delcour, J. A. (1993). Enzyme-Resistant
Starch. I. Quantitative and Qualitative Influence of Incubation Time and
Temperature of Autoclaved Starch on Resistant Starch Formation. Cereal
Chem. 70, 339-344.
Eerlingen, R. C. and Delcour, J. A. (1995). Formation, Analysis, Structure and
Properties of Type III Enzyme Resistant Starch. J. of Cereal Sci. 21, 1-8.
Englyst, H. N. and Cummings, J. H. (1986). Digestion of the carbohydrates of
banana (Musa paradisiacal sapientum) in the human small intestine. Am. J.
of Clinical Nutr. 44, 42-50.
EURESTA. (1992). European flair action concerted on resistant starch.
EURESTA Newsletter III: 7.
Faisant, N, Gallant, D. J., Bouchet, B. and Champ. (1995). Banana starch
breakdown in the human small intestine studied by electron microscopy.
Eur. J. of Clinical Nutr. 49, 98-104.
FAO (Food and Agriculture Organization of the United Nations), (2003).
FAOSTAT statistics database (last updated May 2004), Agriculture, Rome,
Italy.
Fishman, M. L., Rodríguez, L., and Chau, H. K. (1996). Molar masses and sizes
of starches by High-Performance Size-Exclusion Chromatography with On-
Line Multi-Angle Laser Light Scattering Detection. J. Agric. Food Chem. 44,
3182-3188.
Flores-Gorosquieta, E. (2004). Obtención de jarabe de glucosa a partir de
almidón de plátano empleando un reactor enzimático a nivel planta piloto.
103
Tesis de Maestría. Centro de Desarrollo de Productos Bióticos del Instituto
Politécnico Nacional. Yautepec, Morelos, México. pp. 34.
Gallart, D. J., Bouchet, B., and Pérez, S. (1992). Physical characteristics of
starch granules and susceptibility to enzymatic degradation. Eur. J. Clin.
Nutr. 46, S3-S16.
Garcia, E., & Lajolo, F. M. (1988). Starch transformation during banana
ripening: The amylase and glucosidase behavior. J. of Food Sci. 53, 1181–
1186.
González-Soto, R. A., Agama-Acevedo, E., Solorza-Feria, J., Rendón-Villalobos,
R., Bello-Pérez, L. A. (2004). Resistant Starch Made from Banana Starch
by Autoclaving and Debranching. Starch/Starke. 56: 495-499.
Goñi, I., Garcia-Diz, L., Mañas, E. and Saura-Calixto, F. (1996). Analysis of
resistant starch: a method for foods and food products. Food Chem. 56,
445–449.
Guilbot, A., and Mercier, C. (1985). Starch. In: The Polysaccharides, (ed.) O.
Aspinall. Academic Press, New York, pp: 209-282.
Guzmán-Maldonado, H. and Paredes-López, O. (1995). Amylolitic enzymes and
products derived from starch: A review. Critical Review in food Sci. and
Nutr. 35, 373-403.
Heijnen, M.L.A., Van Amelsvoort, J. M. M., Deurenberg, P. and Beynen, A. C.
(1998). Limited effect of consumption of uncooked (RS2) or retrograded
(RS3) resistant starch on putative risk factors for colon cancer in healthy
men. Am. J. of Clinical Nutr. 67, 322–331.
104
Hernández-Lauzardo, A. N. Méndez-Montealvo, G. Velázquez, M. G. Solorza-
Feria, J. Bello-Pérez L. A. (2004). Isolation and partial characterization of
Mexican Oxalis tuberosa starch. Starch/Stärke. 56, 357–363.
47, 60–63.
Hertzler, S. R. and Savaiano, D. A. (1996). Colonic adaptation to daily lactose
feeding in lactose maldigesters reduces lactose intolerance. Am. J. Clin.
Nutr. 64, 232-236.
Hizukuri, S. (1986). Polymodal distribution of the chain lengths of
amylopectins, and its significance. Carbohydrate Research, 147: 342-347.
Hizukuri, S., Takeda, Y., Maruta, N. y Juliano, B. O. (1989). Molecular
structures of rice starch. Carboh. Research, 147, 342-347.
Hoover, R., & Manuel, H. (1996). Effect of heat–moisture treatment on the
structure and physicochemical properties of legume starches. Food Res.
Int., 29, 731–750. Swinkels, J. J. M. (1985). Composition and properties of
commercial native
Hoover, R. and Ratnayake, W. S. (2002). Starch characteristics of black bean,
chick pea, lentil navy bean and pinto bean cultivars grown in Canada. Food
Chem. 78, 489-498.
Hylla, S., Gostner, A., Dusel, G., Anger, H., Bartram, H. P., Christl, S. U.,
Kasper, H. and Scheppach, W. (1998). Effects of resistant starch on the
colon in healthy volunteers: possible implications for cancer prevention.
Am. J. of Clinical Nutr. 67, 136–142.
Huber, K. C. and BeMiller J. N. (2000). Channels of maize and sorghum starch
granules. Carbohydr Polym. 41, 269–276.
105
Hung, P. V. and Morita, N. (2005). Effects of granule sizes on physicochemical
properties of cross-linked and acetylated wheat starches. Starch/Starke.
57, 413-420.
Inouchi, N., Glover, D. V., Fuwa H. (1987). Properties of Residual Maize
Starches following Acid Hydrolysis. Starch/Stärke 39, 284-288.
INIFAP (2003). Producción y Manejo de Plantas de Plátano Propagadas
Mediante las Tecnicas de Cultivo de Tejidos Vegetales. Centro de
Investigación Regional del Pacifico Centro/Campo Experimental
Tecoman. Colima,Mexico. Folleto para Productores N° 2.
Jane, J., Chen, Y. Y., Lee, L. F., McPherson, A. E., Wong, K. S., Radosavljevic,
M., Kasemsuwan T. (1999). Effects of amylopectin branch length and
amylose content on the gelatinization and pasting properties of starch.
Cereal Chem. 76, 629- 637.
Jayakody, J.A. (2001). The effect of acid hydrolysis on granular morphology
and physicochemical properties of native cereal starch granules. Master of
Science Thesis. University of Newfoundland.
Ji-Jun, Z., Chang-Jun, L., Eliasson, B. (2004). Modification of starch by glow
discharge plasma. Carbohydr. Polym. 55, 23–26.
Jiang, T. and Savaiano, D. A. (1997). In vitro lactose fermentation by human
colonic bacteria is modified by Lactobacillus Acidophillus supplementation. J.
Nutr. 127, 1489-1495.
Jovanovich, G., Zamponi, R. A., Lupano, C. E. and Añon, M. C. (1992). Effect
of water content on the formation and dissociation of the amylose-lipid
complex in wheat flour. J. Agric. Food Chem. 40, 1789-1793.
106
Kaur, L., Singh, N., & Singh, J. (2004). Factors influencing the properties
of hydroxypropylated potato starches. Carbohydr. Polym. 55, 211–223.
Lehmann, U., Rossler, C., Schmiedl, D., and Jacobasch, G. (2003). Production
and physicochemical characterization of resistant starch type III derived
from pea starch. Nahrung/Food. 47, 60-63.
Lineback, D.R. (1984). The starch granule. Organization and properties. Baker
Digest, March, 16-21.
Lineback, D.R., and Rasper, V.F. (1988). Wheat Carbohydrates. In: Wheat:
Chemistry and Technology, Vol. I, (ed.) Y. Pomeranz. Am. Assoc. Cereal
Chem. Inc. St. Paul Mínnesota, pp. 227-372.
Livesey, G. (1990). The energy values of unenviable carbohydrates and diets:
an enquiry and analysis. Am. J. Clin. Nutr. 51, 617-637.
Lutz, T. and Scharrer, E. (1991). The colonic flora, fermentation, and large
bowel digestive function. In the Large Intestine: Physiology,
Pathophysiology and Disease, eds. S. F. Philips, J. H. Pemberton and r. G.
Shorter, pp. 51-92. Mayo foundation, Raven Press, Nueva York.
MacIntyre, A., Gibson, P. R. and Young, G. P. (1993). Butyrate production
from dietary fiber and protection against large bowel cancer in a rat model.
Gut. 34, 386-391.
Maciej, F. and Andrzej, P. (2006). Structural and molecular properties of
dialdehyde starch. Carbohydr. polym. 63, 360-366.
Mauro, D.J. (1996). An update on starch. Cereal Foods World, 41, 776-780.
Millán-Testa, C. E., M. G. Méndez-Montealvo, M. A. Otthenhof, I. A. Farhat, and
L. A. Bello-Pérez. (2005). Determination of the molecular and structural
107
characteristics of okenia, mango and banana starches. J. Agric. Food Chem.
53, 495-501.
Moore, C.O., TuschHoff, J.V., Hastings, C.W. and Schanefelt, R.V. (1984).
Applications of starches in foods. In Starch: Chemistry and Technology,
ed. R.L. Whistler. Academic Press, Inc. New York, pp. 575-591.
Morrison, W. R. (1988). Lipids in cereal starch: a Review. J. Cereal Sci. 8, 1-
15.
Morrison, W.R. Tester, R.F. Gidley, M.J. and Karkalas, J. (1993). Carbohydr.
Res., 245 289-302.
Napaporn, A., Sujin, S., Saiyavit. (2000). Morphological properties of acid-
modified tapioca starch. Starch/Starke. 52, 283-289.
Napaporn, A., Saiyavit. V. (2003). Characterization and utilization of acid-
modified cross-linked tapioca starch in pharmaceutical tablets.
Carbohydr. polym. 53, 263-270.
Noda, T. Y., Takahata, Y., Sato, T., Suda, I., Morishita, T., Ishiguru, K., O.
Yamakawa. (1998). Relationships between chain length distribution of
amylopectin and gelatinization properties within the same botanical origin
for sweet potato and buckwheat. Carbohydr. Polym. 37, 153–158.
Núñez-Santiago, M. C., Bello-Pérez, L. A., & Tecante, A. (2004). Swelling-
solubility characteristics, granule size distribution and rheological behavior
of banana (Musa paradisiaca) starch. Carbohydr. Polym. 56, 65–75.
Oates, C. G. (1997). Towards an understanding of starch granule structure
and hydrolysis. Trends in Food Sci. & Technol. 81, 375-382.
108
Oku, T. (1996). Oligosaccharides with beneficial health effects: a Japanese
perspective. Nutr. Rev. 54, S56-S66.
Östergard, K., Björk, I., and Gunnarsson, A. (1988). A study of native and
chemically modified potato starch. I. analysis and enzymatic availability in
vitro. Starch 40, 58-66.
Paredes-López O., Bello-Pérez, L.A., and López, M.G. (1994). Amylopectin:
structural, gelatinization and retrogradation studies. Food Chem. 50, 411-
418.
Paredes-López, O., Schevenin, M. L., Hernández-López, D. and Cárabez, A.
(1989). Amaranth starch isolation and partial characterization.
Starch/Stärke. 41, 205.
Paredes-López, O., Barba de la Rosa, A.P., Hernández-López, D. y Crabez-
Trejo, A. (1990). Amaranto-Características alimentarias y
aprovechamiento agroindustrial. Secretaría General de los Estados
Americanos. Washington, D.C.
Paris, M., Bizot, H., Emery, J., Buzaré, A. and Buléon, A. (1999). Crystallinity
and investigations in amorphous starch by 13C CP-MAS NMR spectroscopy
1. Spectral decomposition. Carbohydr. Polym. 39: 327-339.
Parker, R. and Ring, S. G. (2001). Aspects of the physical chemistry of starch.
Journal of Cereal Science. 34, 1-17.
Perera, C. Hoover, R. Martin, A. M. (1997). The effect of hydroxypropylation on
the structure and physicochemical properties of native, defatted and
heat-moisture treated potato starches. Food Res. Int. 30, 235–247.
109
Pérez-Sira, E. (1997). Characterization of starch isolate from plantain (Musa
paradisiaca normalis). Starch/Starke. 49, 45-49.
Planchot, V., Colona, P., Gallant, D. J. and Bouchet, B. (1995). Extensive
degradation of native starch granules by alpha-amylase from Aspergillus
fumigatus. J. Cereal Sci. 21:163-171.
Pomeranz, Y. (1991). Functional properties of Food component. New york:
Academic press pp. 24–27.
Pomeranz, Y. (1992). Research and development regarding enzyme-resistant
carbohydrates. Eur. J. Clin. Nutr. 46, 63-68.
Reid, D. S., Hsu, J. and Kerr, W. Calorimetry. (1993). In: The glassy state
foods, Blanshard J. M. V. and Lillford P. J. Eds. Nottingham University
Press, UK, pp. 123-132.
Rémésy, C., Levrat, M-A., Gamet, L. and Demigné C. (1993). Cecal
fermentations in rats fed oligosaccharides (inulin) are modulated by dietary
calcium level. Am. J. Physiol. 264, G855-G862.
Richardson, A., Delbridge, A. T., Brown, N. J., Rumsey, R. D. E. and Read, N.
M. (1991). Short-chain fatty acids in the terminal ileum accelerate stomach
to caecum transit time in the rat. Gut. 32, 266-269.
Robin, J.P., Mercier, C., Charbonniere, R., and Guilbot, A. (1974). Litnerized
starches. Gel filtration and enzymatic studies of insoluble residues from
prolonged acid treatment of potato starch. Cereal Chem. 51, 389-406.
110
Robin, J.P., Mercier, C., Charbonniere, R. and Guilbot, A. (1975). Lintnerized
starches. Gel filtration and enzymatic studies of insoluble residues from
prolonged acid treatment of potato starch. Cereal Chem. 51:389-406.
Rombeau, J. L., Kripke, S. A. and Settle, R. G. (1990). Short-chain fatty acids:
production, absortion, metabolism, and intestinal effects. In Dietary Fiber:
Basic and Clinical Aspects, eds. G.B. Vahouny and D. kritchevsky, pp. 317-
339.
Royall, D., Wolever, T. M.s:, Jeejeebhoy, K. N. (1990). Clinical significance of
colonic fermentation. Am. J. Gastroenterol. 85, 1307-1312.
Sang-Ho, Y. and Jay-Lin, J. (2002). Structural and physical characteristics of
waxy and other wheat starches. Carbohydr. Polym. 49: 297-305.
Sathe. S.K. and Salunkhe, D.K. (1981).”Isolation, partial characterization and
modification of the great northern bean (Phaseolus vulgaris) starch”. J. Food
Sci. 46, 617-621.
Scheppach, W. Bartram, P., Richter, A., richter, F., Dusel, G., Liepold, H.,
Hofstetter, G., Ruthlein, J, and Kasper, H. (1992). Effect of short chain
fatty acids on the human colonic mucosa in vitro. J. Parenteral Enteral Nutr.
16, 43-48.
Schoch, T.J. (1964). Swelling power and solubility of granular starches. In:
Methods in Carbohydr. Chem, Vol.4. (eds.) R.L. Whistler, R. J. Smith, and J.
N. BeMiller. Academic Press: New York, pp. 106-108.
Schoch, T.J. and French, D. (1974). Studies on staling. I. The role of starch.
Cereal Chem. 24, 231-236.
111
Seib, P. A. And Woo, K. S. (1999). Food grade starch resistant to alpha-
amylase and method of preparing the same. U. S. Patent 5, 855,946.
Shin, M., Woo, K. and Seib, P. (2003). Hot-water solubilities and water
sorptions of resistant starches at 25 °C. Cereal Chem. 80, 564–566.
Shin, M., Byun, J., Park, H. K. and Moon, W. T. (2004). Effect of partial acid
hydrolysis and heat-moisture treatment on formation of resistant starch.
Cereal Chem. 81, 194-198.
Singh, P., Singh, J., Kaur, L., Sodhi, N. S., Gill, B. S. (2003). Morphological,
thermal and rheological properties of starches from different botanical
sources. Food Chemistry. 81, 219-231.
Sievert, D., and Pomeranz, Y. (1989). Enzyme - resistant starch. I.
Characterization and evaluation by enzymatic, thermoanalytical, and
microscopic methods. Cereal Chem., 66, 342 - 347.
Sievert, D., Czuchajowska, Z., and Pomeranz, Y. (1991). Enzyme Resitant
Starch. III. X-Ray Diffraction of Autoclaved Amilomaize VII Starch and
Enzyme-Resistant Residues. Cereal Chem, 68, 86-91.
Siljestrom, M. and Asp, N. (1985). Resistant starch formation during baking –
effect of baking time and temperature and variations in the recipe. Z.
Lebensm. Unters. Forsch. 181, 4-8.
Siljestrom, M., Bjorck, I. Eliasson, A. C., Lonner, C., Nyman, M. and Asp, N. G.
(1988). Effect on polysaccharides duraing baking and storage of bread- in
vitro and in vivo studies. Cereal Chem, 65(1).
112
Siljestrom, M., Eliasson, A. C. y Bjorck, I. (1989). Characterization of Resistant
Starch From Autoclaved Wheat Strach. Starch/Starke, 41, 147.
Skude, G. and Ihse, I. (1976). Salivary amylase in duodenal aspirates. Scand.
J. Gastroenterol. 11, 17.
Steeneken, P. A. M. (1989). Rheological properties of aqueous suspensions of
swollen starch granules. Carbohydr. Polym. 11, 23–42.
Striegel, A. M. and Timpa, J. D. (1995). Molecular characterization of
polysaccharides dissolved in Me2NAc-LiCl by gel-permeation
chromatography. Carbohydr Res. 267, 271-290.
Swinkels, J. J. M. (1985). Composition and properties of commercial native
starches. Starch/Starke. 37, 1-4.
Tang, H., Watanabe, K. and Mitsunaga, T. (2002). Structure and functionality
of large, medium and small granule starches in normal and waxy barley
endosperms. Carbohydr. Polym. 49, 217-224.
Tester, R. F., Debon, S. J. (2000). Annealing of starch: a review. En:
international J. Biol. Macromolecules. Vol. 27, pp 1-12.
Thomas, D. J. and Atwell, W. A. (1999) Starches: Practical Guides for the Food
Industry. Eagan Press handbook Series AACC. St. Paul, Minnesota, USA.
Thurn, A. and Burchard, W. (1985). Heterogeneity in branching of
amylopectin. Carbohydr. Polym. 5, 441-460.
Tian, S.J., Rickard, J.E. and Blanshard, J.M.V. (1991). Physicochemical
properties of sweet potato starch. J. Sci. Food Agri. 57, 459-491.
113
Tovar, J. (1994). Natural and man-made resistant starch. Agro Food Ind. Hi-
Tech. 5, 23-25.
Tovar, J., Herrera, E., Laurentín, A., Melito, C., Pérez, E. (1999). In vitro
digestibility of modified starches, in Recent Research Advances in
Agricultural and Food Chemistry Vol. 3 (Ed. S. G. Pandalai) Research
Signpost, Trivandrum, pp. 1– 10.
Tovar, J., Melito, C., Herrera, E., Rascón, A. & Pérez, E. (2002). Resistant
starch formation does not parallel syneresis tendency in different starch
gels. Food Chem. 76, 455-459.
Van Munster, I. P. and Nagengast, F. M. (1993). The role of carbohydrate
fermentation in colon cancer prevention. Scand. J. Gastroenterol. 28, 80-
86.
Van Soest, J. J. G., Wit, D. Wageningen, H. T. and Vliegenthart, J. F. G.
(1994). Retrogradation of potato starch as studied by fourier transform
infrared spectroscopy. Starch/Starke, 46, 453-457.
Walpole, E. R., H. R. Myes, and L. S. Myes. (1999). Probabilidad y Estadística
para Ingenieros. (6ª Ed.). p. 688-699. Prentice-Hall Hispanoamericana S.
A. México.
Wang, Y. J. and Kuakpetoon, D. (2006). Structural characteristics and
physicochemical properties of oxidized corn starches varying in amylose
content. Carbohydrate Research. 341, 1896-1915.
Watson, S.A., (1964). Detemination of starch gelatinization temperature. ln:
114
Methods in Carbohydrate Chemistry. Whistler, R.L., (Ed.,), pp 240-242,
Vol. 4, Academic Press, New York.
Woo, K. S. and Seib, P. A. (2002). Cross-linked resistant starch: preparation
and properties. Cereal Chem. 79, 819-825.
Würsch, P. (1999). Production of resistant starch. En Complex Carbohydrates
in Foods. eds. S. Sungsoo-Cho, L. Prosky and M. Dreher, pp. 385-394.
Marcel Dekker Inc., New York.
Wurzburg, O. B., and Vogel, W. F. (1984). Modified starch-safety and
regulatory aspects. Pages 406-415 in: Gurns and stabilizers for the foods
industry. 2. G. O. Phillips, D. J. Wedlock, P. A. Williams, eds. Pergamon
Press: Oxford, England.
Wurzburg, O. B. (1986). Converted starches, in Modified Starches: Properties
and Uses (Ed. O. B. Wurzburg), CRC Press, Inc., Boca Raton, Fl.
Yamin, F. F., Svendesen, L. and White, P. J. (1997). Thermal properties of
corn starch extraction intermediates by differential scanning calorimetry.
Cereal Chem. 74, 407-411.
Yuan, R.C., Thompson, D.B. and Boyer, C.D. (1993). The fine structure of
amylopectin in relation to gelatinization and retrogradation behavior of
maize starches from three wx-containing genotypes in two inbred lines.
Cereal Chem. 70:81-89.
Yusuph, M., Tester, R. F., Ansell, R. and Snape, C. E. (2003). Composition and
properties of starches extracted from tubers of different potato varieties
115
grown under the same environmental conditions. Food Chem. 82, 283-
289.
Zhang, P., Whistler, R. L., BeMiller, J. N., Hamaker, B. R. (2005). Banana
starch: production, physicochemical properties, and digestibility – a
review. Carbohydr. Polym. 59, 443-458.
Ziegler, G. R. Thompson, D. B. Casasnovas, J. (1993). Dynamic measurement
of starch granule swelling during gelatinization. Cereal Chem. 70, 247–251.
Zobel, H. F. (1964). X-ray analysis of starch granules. Methods in
Carbohydrate Chemistry, 4, 109–113.
Zobel, H.F. (1988). Molecules to granules: a comprehensive starch review.
Starch/Starke, 40, 44-50.
116
10. Anexos
10.1. Abreviaturas
APN Almidón de plátano nativo
APA Almidón de plátano en autoclave
APL Almidón de plátano lintnerizado
APLA Almidón de plátano lintnerizado –autoclave
APE Almidón de plátano entrecruzado
APEA Almidón de plátano entrecruzado-autoclave
CDB Calorimetría Diferencia de Barrido
Da Daltons
g Gramos
g Gravedad
º C Grados centígrados
∆H Entalpía
GP Grado de polimerización
h Horas
HCl Ácido clorhídrico
J/g Joules/gramos
Kg Kilogramos
KOH Hidróxido de potasio
KV Kilovolts
L Litros
M Molaridad
117
mL Mililitros
mg/mL Miligramo/militro
mg/mol Miligramos/mol
mm Milímetros
Mm Masa molar
min Minutos
µL Microlitro
nm Nanómetros
pH Potencial de hidrógeno
p/v Peso/volumen
% Porcentaje
rpm Revoluciones por minuto
To Temperatura de inicio
Tp Temperatura de pico
Tf Temperatura final
