MUESTREO DE RECURSOS BIOLÓGICOS ACUÁTICOSMódulo Muestreos de Recursos Biológicos Acuáticos

Colección Módulos de Formación Ambiental

0

©Universidad de los Llanos ©Ecopetrol S.A.

Convenio N° 5211592 – AC2. Identificación de alternativas de manejo ambiental de los ríos Guayuriba, Ocoa y Quenane de la cuenca del río Meta, Orinoco, basado en estrategias educativas, investigativas y de proyección social.

AUTORIDADES INSTITUCIONALES

OSCAR DOMINGUEZ GONZALEZ Rector

Universidad de los Llanos

ELVIS MIGUEL PEREZ RODRIGUEZ Decano Facultad Ciencias Básicas e Ingeniería

Universidad de los Llanos

MARCO AURELIO TORRES MORA Director-Instituto de Ciencias Ambientales de la Orinoquia Colombiana

Universidad de los Llanos

MAURICIO ORLANDO HERRERA POLANIA Administrador de Convenio

Ecopetrol

ALEXANDRA PATRICIA CHIQUILLO OLIVIERI Gestor Técnico del Convenio

Ecopetrol

Fotografías: Ana María Oliveros Ana Mercedes Barraza Diana Paola Osorio

Diseño y diagramación Diana Paola Osorio Paula Andrea Duarte Guarín

Impresión de portada Impresos La Expansión

Impresión Instituto de Ciencias Ambientales de la Orinoquia Colombiana

Comité Científico Editorial Marco Aurelio Torres Mora, PhD Universidad de los Llanos Hernando Ramírez Gil, PhD Universidad de los Llanos Clara Inés Caro Caro, MSc Universidad de los Llanos Sandra Parada, MSc. Universidad de los Llanos Rosa Elena Ajiaco Martínez, MSc Universidad de los Llanos Villavicencio, Colombia

100 ejemplares

ISBN 978-958-8594-85-9

Autores Diana Paola Osorio Ramírez Ana Mercedes Barraza De Aguas Juan Sebastián Duran Ana María Oliveros Monroy Juan Camilo Borrero Benavidez Paula Andrea Duarte Guarín

Grupo de Investigación en Gestión Ambiental Sostenible - GIGAS

Colección Módulos de Formación Ambiental-Módulo Muestreos de Recursos Biológicos Acuáticos

Villavicencio: Universidad de los Llanos – Ecopetrol S.A., Mayo de 2014

Primera edición

1

TABLA DE CONTENIDO

PRESENTACIÓN ...................................................................................................... 2 GENERALIDADES .................................................................................................... 3 CLASIFICACIÓN DE LOS ECOSISTEMAS .............................................................. 4 ECOSISTEMAS ACUÁTICOS ................................................................................... 5 QUE ES UN HUMEDAL? .......................................................................................... 7 COMUNIDADES DE ORGANISMOS ACUATICOS ................................................ 10

¿Dónde Habitan? ................................................................................................. 10 Fitoperifiton .......................................................................................................... 11 Macroinvertebrados Bentónicos .......................................................................... 15

GUIA SALIDA DE CAMPO ...................................................................................... 18 Recomendaciones Importantes ........................................................................... 18 Métodos De Muestreo ......................................................................................... 19

GUIA DE LABORATORIO MICROSCOPÍA ............................................................ 25 LITERATURA CONSULTADA ................................................................................. 29

2

PRESENTACIÓN Muchos de los recursos acuáticos, especialmente los lóticos, tienen gran importancia ambiental y social, sin embargo, se están degradando rápidamente; una de las principales causas es el desconocimiento que existe de la ecología, la dinámica de estos ecosistemas y de la biología de los organismos que los integran (Abuhatab, 2011). Las diversas acciones humanas que se realizan a diario, ejercen una presión sobre los recursos hídricos, especialmente actividades como vertimientos de desechos domésticos a las cuencas aledañas a los ríos o lagunas, disminuyendo así la calidad del agua y acabando con los recursos biológicos, que en la mayoría de los casos se desconocen que están presentes, por ser seres microscópicos, como las microalgas, que pueden pasar inadvertidos debido a sus hábitos poco notorios y a su pequeño tamaño (Sánchez et al., 2007). Es por este desconocimiento, que se hace necesario aunar esfuerzos con las comunidades, para que a través del conocimiento básico de estos ambientes y de los organismos biológicos se apropien de la recuperación y conservación de las cuencas y de los cursos de agua propios de la región, especialmente los ríos que son el sustento de muchas familias y que a su vez prestan muchos servicios ambientales a la comunidad en general. Teniendo en cuenta lo anterior y la importancia de estas comunidades biológicas, los estudiantes conocerán los conceptos y las metodologías básicas de recolecta y tratamiento de las muestras, necesarias para los procesos de caracterización básica del estado de las comunidades que habitan en los cursos de agua lóticos (aguas en movimiento), así mismo podrán realizar una práctica de observación de microorganismos (fitoperifiton - macroinvertebrados) donde los miembros de las comunidades se familiarizaran con dichos grupos y sus principales características. Con este nuevo conocimiento, las personas que realicen esta formación estarán en capacidad de participar activamente en el proceso de estudio de estos recursos, no solo para los efectos del convenio actual, sino también para posteriores estudios que se adelanten en la región.

3

GENERALIDADES Para la comprensión de los muestreos de recursos biológicos acuáticos, se hace necesario conocer un conjunto de términos básicos que se van a emplear con frecuencia a lo largo de este curso. Conceptos referidos al medio ambiente están íntimamente relacionados unos con otros, por lo que es importante dominarlos bien para evitar confusiones. AMBIENTE O MEDIO AMBIENTE: El ambiente son todos aquellos factores que nos rodean (vivientes y no vivientes) que afectan directamente y condiciona especialmente las circunstancias de vida de las personas o de la sociedad. Es decir, se trata del espacio en el que se desarrolla la vida que está constituido por factores físico-naturales, factores sociales, económicos, culturales, históricos y las relaciones entre ellos. ECOLOGÍA en 1869, Ernst Haeckel definió el término ecología como todas las relaciones de los seres vivos, con su medio ambiente orgánico e inorgánico. También es entendida como el “estudio de la estructura y el funcionamiento de la naturaleza”, dando énfasis a la idea de grupo de organismos que funcionan como unidad biológica definida como ecosistema (Odum, 1972). ECOSISTEMA: Un ecosistema es un conjunto de diversas especies que interactúan entre sí formando comunidades, con su ambiente abiótico. Incluye todos los elementos físicos, químicos y biológicos para sostener la vida en un espacio dado. Es por lo tanto la mínima unidad de funcionamiento de la vida. Sin embargo, los ecosistemas no están aislados, tienen relaciones entre sí e influyen indirectamente unos sobre otros (Figura 1).

Tomado de Sánchez, 2011. Figura 1. Clasificación de ecosistemas según su ubicación.

4

En la mayoría de ecosistemas es muy difícil establecer la división exacta entre un ecosistema y el ecosistema contiguo. En estos ecosistemas se produce un espacio de interacción denominado ecotono. Un ecotono es importante ya que tiene una elevada biodiversidad conformada por poblaciones de los dos ecosistemas y sirve de refugio para las especies en caso de alteración de los mismos (Krebs, 1985). ¿Qué relaciones establecen entre sí los integrantes de un ecosistema? Las relaciones que pueden establecer entre sí las diferentes poblaciones de un ecosistema pueden ser muy variadas pero las principales son las relaciones tróficas o alimenticias (Figura 2).

Tomado de www.educa.madrid.org

Figura 2. Red trófica de un ecosistema acuático.

CLASIFICACIÓN DE LOS ECOSISTEMAS Los ecosistemas pueden clasificarse en dos grandes grupos según el medio en que se desenvuelven (Figura 3) y los organismos que lo conforman: • Ecosistemas acuáticos (Humedales), en los que el medio es el agua • Ecosistemas terrestres, el medio es el aire.

5

Tomado de Jiménez et al., 2013

Figura 3. Clasificación de los ecosistemas.

ECOSISTEMAS ACUÁTICOS

Los Ecosistemas Acuáticos, en términos generales, se pueden clasificar en halobios (ambiente marino) y limnobios (ambiente de agua dulce); más detalladamente se clasifican en los siguientes ecosistemas:

• Marino- oceánico: cubren el 70% de la superficie terrestre, a partir del borde de las placas continentales. Pueden tener grandes profundidades, de más de 11.000 m, con aguas frías y oscuras principalmente. La vegetación que predomina es el fitoplancton (algas microscópicas suspendidas) con una comunidad animal muy variada desde zooplancton (crustáceos microscópicos suspendidos), peces, grandes mamíferos y

Áreas inundadas – Puerto López

6

aves diversas. • Estuarios: son regiones costeras donde los ríos se unen a los mares, las aguas tienen

una concentración variable de sales debido a la mezcla de corrientes. La vegetación la constituyen el fitoplancton, algas marinas, hierbas y hasta puede haber árboles como en los manglares de los trópicos.

• Lagos y estanques: depresiones físicas que permiten la acumulación de agua; caracterizándose por el carácter relativamente estático del agua. Se produce una estratificación estacional vertical de las masas de agua. La vegetación es fitoplancton y perifiton (vegetación adherida a rocas y sedimentos); también existen plantas macrofitas emergentes, sumergidas, etc. Entre los animales hay zooplancton, invertebrados como insectos, peces, reptiles, anfibios, nutrias, aves diversas.

• Ríos y arroyos: cuerpos de agua que se desplazan por gravedad hacia el mar o ríos mayores y se caracterizan por poseer corriente en un sentido. Tanto la vegetación como las comunidades animales son similares a las de los lagos, variando especialmente en el tipo de especies presentes.

Las aguas continentales formadas por una gran red fluvio-lacustre que normalmente drena hacia los mares, constituye el limnobios y la ciencia que los estudia se la denomina Limnología. Dentro de las aguas dulces se distinguen dos serie: la serie léntica correspondiente a las aguas quietas (lagos y estanques) y la serie lótica o de aguas corrientes (ríos, arroyos, etc) (Figura 4).

Figura 4. Ecosistemas Acuáticos.

Cada uno de los ecosistemas presentados sirve como refugio para una gran variedad de fauna y flora, que depende total o parcialmente del agua para completar sus ciclos de vida,

7

tal es el caso de vertebrados como peces, reptiles, anfibios aves y mamíferos. Entre los invertebrados se cuenta con cangrejos, camarones, lombrices e insectos, por mencionar algunos de los más conocidos. Las plantas incluyen algas y macrófitas tanto emergentes como sumergidas. Cada organismo cumple funciones importantes en los ecosistemas donde pertenecen y muchos de ellos son usados directamente por el hombre sobre todo como una fuente para la alimentación. Sin embargo, muchas plantas y animales de origen acuático también se usan en la medicina tradicional (Wetzel, 2001). La diversidad de especies permite una explotación de los recursos bastante variada. Como el caso de la pesca que puede ser muy especializada enfocada en una sola especie o puede ser multi-especifica, pero generalmente si la comparamos con la pesca del mar, la pesca continental es una pesquería de pequeña escala.

QUE ES UN HUMEDAL?

De acuerdo con lo estipulado por la "Convención Relativa a los Humedales de Importancia Internacional, Especialmente como Hábitat de Aves Acuáticas - RAMSAR" realizada en 1971, un humedal se define como: "extensiones de marisma, pantanos, turberas, cuerpos de agua de régimen natural o artificial, permanentes o temporales, estancadas, corrientes, dulces, salobres y saladas incluyendo las áreas de aguas marinas cuya profundidad en marea baja no exceda los seis metros" (Guerrero, 1998); definición adoptada también en Colombia en “La Política Nacional para Humedales (MMA, 2003; Ponce, 2004). Estas disposiciones hacen que la Convención se aplique a muchos tipos de hábitat, con inclusión de ríos, aguas costeras poco profundas e inclusive a los arrecifes de coral, pero no a la alta mar (Barbier et al., 1997).

Humedal – Acacías

8

En otras palabras, los humedales son todos los ecosistemas cuyo componente fundamental es el agua, en torno a la cual se forman ambientes intermedios que varían entre permanentemente inundados y normalmente secos, estos sistemas incluyen, todos los niveles de diversidad biológica que allí se puedan sustentar. Desde la convención RAMSAR se ha propuesta una clasificación para diferencias los tipos de humedales que se pueden encontrar (Tabla 1).

Tabla 1. Niveles jerárquicos de tipos de humedales.

Ámbito Sistema Subsistema Clase Subclase

Marino y Costero

Marino Submareal

Aguas Marinas Someras Lecho Acuático lecho marino

Arrecife Arrecifes de coral

Intermareal Roca Playas rocosas

No consolidado Playas de arena y grava

Estuarino

Submareal Aguas Estuarinas

Intermareal No consolidado Planos lodosos intermareales

Emergente Pantanos salados Boscoso Manglares

Lacustre/Palustre Permanente/estacional Lagunas salinas y salobres Lagunas costeras dulces

Interior

Fluvial Perenne Emergente

Ríos/arroyos permanentes Deltas interiores Ríos/arroyos intermitentes

Intermitente Emer gente Planicies inundables

Lacustre Permanente

Lagos dulces permanentes Estacional Lagos dulces estacionales

Permanente/estacional Lagos y pantanos salinos permanentes/estacionales

Palustre Permanente

Emergente Pantanos y ciénagas dulces permanentes

Turberas abiertas

Humedales alpinos y de tundra Arbustivo Pantanos arbustivos

Boscoso Bosque pantanoso dulce Turbera boscosa

Estacional Emergente ojos de agua, oasis Ciénaga estacional dulce

Geotérmico Humedales geotérmicos Tomado de MMA, 2003

CUAL ES LA IMPORTANCIA DE LOS HUMEDALES? Los humedales figuran entre los ecosistemas más productivos de la Tierra (Barbier et al., 1997). Las características de estos sistemas se pueden agrupar en componentes, funciones y propiedades, muestran una gran diversidad de acuerdo a su origen, localización geográfica, régimen acuático y químico, vegetación dominante y características del suelo o sedimentos (Mitsch y Gosselink 1993). Constituye un

9

ecosistema prestador de servicios ambientales que contribuye con la diversidad biológica funcionando como: hábitat para muchas especies, control y mitigación caudales, recarga de acuíferos, retención y exportación de sedimentos y nutrientes, depuración de aguas, a la vez contribuye a la educación y recreación. Son usados como receptores de desperdicios, ya sean de origen natural o artificial donde actúan limpiando las aguas contaminadas previniendo inundaciones, sirven como estabilizadores de las condiciones climáticas locales, particularmente lluvia y temperatura (Mitsch y Gosselink 1993 En: Vázquez 2005). HUMEDALES DE LA ORINOQUIA DE COLOMBIA.

La Orinoquia colombiana posee una de las más extensas e importantes áreas de humedales como son las sabanas inundables, los esteros y lagunas de la región neotropical, que proveen múltiples bienes y servicios como amortiguación de inundaciones, retención y exportaciones de sedimentos y nutrientes y depuración de agua. Algunos de estos ecosistemas han sido ejes en la consolidación de centros urbanos y asentamientos humanos desde tiempo precolombinos, sin embargo, actualmente son considerados como ecosistemas amenazados y vulnerables por las actividades antrópicas y sus ejes de desarrollo (Caro et al., 2010).

Río Guayuriba Laguna la Libertad Río Ocoa

Caño Blanco

10

COMUNIDADES DE ORGANISMOS ACUATICOS

¿DÓNDE HABITAN? Las comunidades de organismos acuáticos pueden vivir en diferentes sitios como en el fondo (bentos), sobre la arena, adheridos a rocas, a troncos y vegetación sumergida, nadando activamente dentro del agua (necton) o sobre la superficie (neuston) (Roldán, 1992) (Figura 5).

Esta comunidad se relaciona con la película superficial del agua donde ocurre la interfase agua-aire; refleja los procesos de intercambio agua-atmósfera y en algunos casos, en épocas de calma, puede contener películas efímeras (de pocas horas) que acumulan materia orgánica particulada del fitoplancton y bacterias que presentan gran actividad biológica (Dajoz, 2001).

Los sitios más propicios para encontrar los macroinvertebrados y el perifiton son las hojas flotantes y sus restos, en troncos que estén dentro del agua y en estado de descomposición, en el lodo o en la arena del fondo del río, sobre o debajo de las piedras. También hay que tener en cuenta que algunos macroinvertebrados pueden habitar en rápidos, remansos y en las orillas entre las raíces de las plantas.

Figura 5. Ubicación de hábitats de las comunidades de organismos acuáticos.

11

FITOPERIFITON Entre estos organismos microscópicos esenciales en los ecosistemas acuáticos se presenta el perifiton, constituido por grupos de microorganismos (algas, hongos, bacterias y protozoos) que se desarrollan sobre superficies solidas sumergidas tales como rocas, sedimento, material vegetal y macrófitos (Wetzel, 1983). Estas desempeñan un papel fundamental en la dinámica de sistemas acuáticos al ser las encargadas de la producción primaria de la red trófica y del reciclaje de nutrientes (De La Parra y Rodelo, 2012). La composición del perifiton depende del tipo de sustrato, de su rugosidad y del estado trófico del agua se clasifican así (Roldan, 1992):

Epifiton: sobre macrófitos acuáticos

Epiliton: sobre piedras

Episammon: sobre arena

Epipelon: sobre sedimentos finos

Epixilon: sobre madera sumergida

Formas como se pueden encontrar son: • Coloniales

Merismopedia sp. Aphanothece sp. Microcystis sp.

12

• Filamentosas

Oscillatoria sp. Spirulina sp. • Esféricas

Eudorina sp. Golenkinia sp • Irregulares

Scenedesmus sp. Closterium sp. • Pennales

Tabellaria sp. Eunotia sp.

13

Centrales Importancia del fitoperifiton: Su estudio es importante tanto desde la perspectiva ecológica, para comprender el funcionamiento de los ecosistemas acuáticos, como desde el punto de vista ambiental. Su composición y estructura pueden servir como indicadores de la calidad del agua y de procesos que como la contaminación puedan estar afectando a los ecosistemas. La investigación sobre el perifiton es compleja, por la variedad de metodologías para su estudio integral, la diversidad de complejos que se pueden formar, la gran diversidad de ecosistemas y la ausencia de escuelas taxonómicas en el país, contribuyen a que sean pocos los trabajos que se publican sobre el tema, lo que incrementa el valor e importancia de los estudios (Montoya y Aguirre, 2013). CLASIFICACIÓN POR GRUPOS Las clases de algas tienen características distintivas en cuanto a su ubicación y morfología por lo que a continuación se mencionaran las principales: Cyanophyceae. Conocidas comúnmente como algas verde azuladas, no presentan sistemas de membranas internas que aíslen los organelos del citoplasma. Su color varía desde verde azulado hasta rojo o púrpura y está determinado por la proporción de dos pigmentos fotosintéticos especiales: la ficocianina (azul) y la ficoeritrina (rojo), que tienden a enmascarar el color verde de la clorofila, como material reserva tienen el almidón (Parra et al., 1982), estas algas están casi en todas partes en los hábitats terrestres y acuáticos típicos, y en lugares tan extremos como las fuentes termales o en las grietas de rocas situadas en el desierto. Se consideran como organismos responsables de la temprana

Microcystis sp.

Aulacoseira sp.

14

acumulación de oxígeno en la atmósfera, ya que algunos géneros poseen heterocistes para la fijación de nitrógeno y liberación de oxígeno (Donato et al., 1996; Wetzel 1981), Chlorophyceae. Son conocidas como algas verdes, se asemejan a las plantas superiores por tener clorofila a y b (Wetzel, 1981), almidón como material de reserva y cloroplastos definidos, La mayoría son unicelulares o coloniales y constituyen una parte importante del plancton de los hábitats de agua dulce, con formas y localizaciones celulares diferentes (Duque, 1998). Dinophyceae. Algas unicelulares que presentan una hendidura ecuatorial en la que se insertan dos flagelos, uno transversal y otro longitudinalmente, tienen pared celular formada por celulosa. Algunas especies tienen compuestos tóxicos. Poseen pigmentos como el β caroteno, dinoxantina, peridina y dianoxantina (Wetzel, 1981) como producto de reserva tienen el almidón y sustancias lipídicas (Parra et al., 1982). Presentes en aguas dulces y marinas, bioindican oligotrofia en el sistema pH neutro a ligeramente alcalino (Pinilla, 2000; Donato et al., 1996). Chryptophyceae. Son algas unicelulares de forma aplanada con un par de flagelos desiguales, poseen simetría dorsoventral, plastos de color marrón, verdes, amarillos o verde azulados, poseen pigmentos como clorofila a, α carotenos, biliproteínas (ficocianina y ficoeritrina) (Roldan, 1992; Donato et al., 1996). Bacillariophyceae. Conocidas como diatomeas, de plastos marrones o amarillos. Sus células se encuentran impregnadas en sílice formando valvas que suelen situarse a modo de caja, y que pueden presentar una ornamentación característica de cada especie, no poseen flagelo (Donato et al., 1996). Sus pigmentos son α caroteno, β carotenos, fucoxantina, diatoxantina y diadinoxantina (Wetzsel, 1981) su sustancia de reserva es crisolaminarina o leucosina (Parra et al., 1982) Euglenophyceae. Son Individuos unicelulares o coloniales desnudas o loricadas, que nadan libremente, provistas de 1, 2, 3 ó 7 flagelos dispuestos de forma variada, más raramente filamentosos. Tiene un fotorreceptor, denominado punto ocular, que permite determinar la dirección de la fuente de luz. Contiene

Ceratium hirundinella

Gomphonema sp.

Phacus sp.

Trachellomona sp.

Micrasteria sp.

15

una vacuola contráctil que recoge agua de la célula y la expulsa al exterior. Sus reservas de carbohidratos están constituidas por paramilón (Parra et al., 1982) un tipo de polisacáridos, que no se encuentra en ningún otro tipo de organismos. Posee pigmentos como clorofila a y b y b caroteno (Wetzsel, 1981). MACROINVERTEBRADOS BENTÓNICOS Los macroinvertebrados se definen como aquellos invertebrados que son observables a simple vista, es decir, que tienen tamaños superiores a los 0.5 mm (Figura 7). Los macroinvertebrados bentónicos son aquellos que habitan ambientes acuáticos lóticos y lénticos adheridos a rocas, ramas, limo, arena, palos y macrófitos o enterrados en el sustrato.

Figura 7. Invertebrado acuático a simple vista (Diptera - Chironomidae)

La comunidad, representada por taxas como; insectos (Odonata, Plecóptera, Trichoptera, Dìptera, Ephemeroptera, Megalópteros), nemátodos, crustáceos, moluscos y anélidos entre otros. Cuentan con adaptaciones para el intercambio gaseoso en el medio acuático, p.ej. algunos insectos con respiración de tipo aeropneústica sus estructuras respiratorias semejan sifones o tubos respiratorios;, otros han desarrollado estructuras como láminas (Odonata) (Figura 8) o agallas (Ephemeroptera, Plecóptera (Roldan y Ramírez, 2008). Necesitan mantenerse adheridos al sustrato para así evitar ser arrastrados por la corriente de agua y poner en peligro su supervivencia al derivar a zonas o ambientes menos favorables, para adherirse al sustrato muestran adaptaciones morfológicas como ventosas en blefaricéridos (Diptera) y ganchos y uñas, como las sanguijuelas (Hirudinea) y la mayoría de insectos. O mediante la producción de seda (Insecta – Trichoptera).

16

Figura 8. Ninfa de Odonata; en este ejemplar se pueden observar sus laminas respiratorias anales en el ápice del abdomen

Manifiestan gran diversidad de hábitos alimenticios y juegan papeles importantes en la cadena trófica, sirviendo de alimento a peces, aves y anfibios, entre otros (Roldan y Ramírez, 2008); en el reciclaje de nutrientes y en las diversas dinámicas que tienen lugar en ambientes lóticos. La estructura y funcionamiento de la comunidad y la calidad del agua puede verse afectada tras modificarse las condiciones ambientales de sus hábitats naturales por factores antropogénicos (Carvacho, 2012). El biomonitoreo de ambientes lóticos enfocado a las comunidades de macroinvertebrados bentónicos (Figura 9) es una técnica que permite la aproximación al conocimiento del estado natural, la afectación, la eutrofización de los cursos de agua relacionados con los factores fisicoquímicos, los sedimentos y con las actividades naturales y antrópicas (Carvacho, 2012) .

Figura 9. Grupos representativos de macroinvertebrados acuáticos.

17

¿Por qué usar macroinvertebrados como bioindicadores? El principal uso que se le ha dado a los indicadores biológicos ha sido la detección de sustancias contaminantes, ya sean metales pesados, materia orgánica, nutrientes o elementos tóxicos como hidrocarburos, pesticidas y otros con miras a establecer la calidad del agua (Pinilla, 1998). De acuerdo Barbour et al. (1999); Roldán (1999) y Bonada et al. (2006) los macroinvertebrados como indicadores tienen las siguientes características: Presentan una amplia distribución (geográfica y en diferentes tipos de ambientes). Son buenos indicadores de condiciones locales, muchos de ellos tienen patrones de

migración limitados o tienen modos de vida sésiles, particularidades muy adecuadas para el estudio de impactos en lugares específicos (por ejemplo estudios aguas arriba o aguas abajo).

Integran los efectos de las variaciones ambientales a corto plazo. Muchas especies tiene un ciclo de vida complejo de aproximadamente un año o más, en el que presenta etapas sensibles que les permite responder rápidamente al estrés.

Al ser de fácil identificación taxonómica con sólo un examen superficial se puede identificar las condiciones de degradación.

Están compuestos por especies que constituyen un amplio rango de niveles tróficos y de tolerancia a la polución, proporcionando así, información sólida para la interpretación de los efectos acumulativos.

Su colecta es relativamente fácil y tiene un mínimo de efectos perjudiciales sobre la biota residente.

18

GUIA SALIDA DE CAMPO

Que llevar: Block de hojas Lapiceros Gorra o sombrero Hidratación (agua)

Objetivo de la salida de campo:

• Capacitar a la comunidad asistente al curso monitoreo de recursos biológicos acuáticos sobre el tema en cuestión, abarcando el conocimiento de las comunidades acuáticas.

RECOMENDACIONES IMPORTANTES Un muestreo exitoso en términos profesionales y de bienestar para el grupo de trabajo de campo implica el cumplimiento de ciertas recomendaciones: Llevar los Implementos personales para salida de campo: Ropa cómoda (pantalón y

camisa manga larga), botas de caucho, gorra, carnet identificación y de seguridad social y si es posible, un teléfono.

No se debe beber, comer, masticar, ni fumar en los períodos en que se esté tomando la muestra.

Nunca salir solo al campo. Informar a otros de su itinerario y ubicación. Determinar la ubicación del hospital y/o clínica más cercana.

19

Llevar un botiquín de primeros auxilios y de manera específica los medicamentos necesarios para garantizar la salud de cada persona (formulados según sea el caso, por ejemplo para reacciones alérgicas severas, migrañas u otros).

MÉTODOS DE MUESTREO PARÁMETROS FÍSICO-QUÍMICOS Y MICROBIOLÓGICOS Parámetros in situ Aforo: El caudal de un sistema lótico, corresponde al volumen de agua que se desplaza por su cauce en un tiempo determinado; este se mide en litros o en metros cúbicos por segundo (l/seg o m3/seg). El aforo corresponde a la medida del caudal circulante que pasa por una sección transversal en un momento determinado (Ramírez y Viña, 1998). Procedimiento: Con la ayuda de un decámetro, se mide el ancho superficial del lecho. Se calcula el área transversal, dividiendo el ancho del río, al menos en tres partes, en las que se mide la profundidad en cada punto, para luego calcular el promedio. Un instrumento usado para la medición de caudal por el método área/velocidad es el flotador. Para adelantar el procedimiento se requiere de un objeto flotante (una pelota de ping-pong o una naranja), un cronómetro, un decámetro y una regla o tabla de madera graduada. En el tramo seleccionado se ubican dos puntos, A (de inicio) y B (de llegada) y se mide la distancia. Una persona se coloca en el punto A con el flotador y otra en el punto B con el reloj o cronómetro. Se mide el tiempo de recorrido del flotador del punto A al punto B). Se recomienda realizar un mínimo de 3 mediciones y calcular el promedio (Osorio et al., 2011). La velocidad de la corriente de agua del río (en metros por segundo, m/seg ó kilómetros por hora, km/h) se calcula con base en la siguiente ecuación:

𝑉𝑒𝑙𝑜𝑐𝑖𝑑𝑎𝑑 =𝐷𝑖𝑠𝑡𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎 (𝐴 − 𝐵)𝑇𝑖𝑒𝑚𝑝𝑜 𝑟𝑒𝑐𝑜𝑟𝑖𝑑𝑜

El caudal se estima como producto del área de la sección de un curso (profundidad media por ancho), y la velocidad

𝑄 = 𝐴𝑛𝑐ℎ𝑜 𝑥 𝑃𝑟𝑜𝑓𝑢𝑛𝑑𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑝𝑟𝑜𝑚𝑒𝑑𝑖𝑜 𝑥 𝑉𝑒𝑙𝑜𝑐𝑖𝑑𝑎𝑑

20

Oxígeno disuelto: Normalmente se expresa en mg/l y es la cantidad de oxígeno disuelto en el agua para un cierto momento; en general el principal factor de consumo de oxígeno libre es la oxidación de materia orgánica por respiración a causa de microorganismos descomponedores (Figura 1a). pH: Es la medida de la concentración de iones de hidrógeno [H+], o en defecto de los iones hidroxilo [OH], en al agua. Cuando proliferan los iones de hidrógeno el valor del pH se ubica entre 0 y 7, y se dice que es ácido. Por otra parte, cuando los iones hidroxilo son los que abundan, el valor del pH se sitúa entre 7 y 14, y se dice que el agua es básica o alcalina (Figura 1b). Conductividad: La conductividad es la medida de la capacidad que tiene una solución para transmitir corriente eléctrica. Esta capacidad depende de la presencia, movilidad, valencia y concentración de iones, así como de la temperatura del agua. Se expresa en microsiemens/cm ó microhoms/cm (Figura 1 c). Temperatura: La temperatura determina la energía térmica de un sistema, factor ligado con la calidad del agua en los cuerpos receptores, los procesos químicos, la solubilidad de los gases y sólidos, la presencia de oxígeno disuelto, la actividad microbiológica y afecta incluso el pH.

Figura 1. Equipos de campo: a) Oxímetro, b) Pontenciometro y c) Conductivimetro. Para la determinación del pH, la temperatura, la conductividad y el oxígeno disuelto no se toma muestra, sino que se hace una lectura directa en la corriente superficial. Los equipos se sumergen en forma vertical al afluente objeto de estudio, se espera 1 o 2 minutos hasta que se estabilicen las lecturas y se registra el dato (Figura 2). Se deben hacer tres mediciones (una en cada orilla y una en el centro del lecho) para luego promediar y obtener la lectura definitiva.

a b c

21

Figura 2. Toma de parámetros in situ con sondas paramétricas. Parámetros ex situ Este tipo de muestreo se realiza con el fin de determinar metales pesados y compuestos posiblemente derivados de condiciones naturales asociadas al origen geológico ó a actividades productivas e industriales, se sigue un protocolo ya estandarizado por diferentes laboratorios y que corresponde a la metodología a usar en su cuantificación (Osorio et al., 2011). Procedimiento: • Teniendo en cuenta el ancho del afluente, debe muestrearla sección transversal

escogida, a nivel superficial y en la columna del cuerpo de agua, recolectando muestras en los puntos seleccionados a lo largo de la misma.

• Efectúe la recolección del líquido en recipientes plásticos, tomando la misma cantidad de muestra en cada uno de los puntos.

• Integre o mezcle las muestras en un recipiente adecuado y limpio, para conformar una muestra representativa y puntual del cuerpo de agua en estudio.

• Antes de llenar el envase con la muestra hay que lavarlo dos o tres veces con el agua que se va a recoger, a menos que el envase contenga algún tipo de conservante o decolorante. Envasadas las muestras en los recipientes adecuados de acuerdo con las determinaciones programadas preserve, etiquete cada uno de los frascos, y diligencie la cadena de custodia, para el posterior envió de las muestras al laboratorio.

• Como las muestras se han de transportar, lo mejor es dejar un espacio de alrededor el 1% de la capacidad del envase para permitir la expansión térmica.

22

Sedimentos: Representan la acumulación de material- mineral y orgánico- arrastrado o producido en la misma masa de agua; se consideran como memoria sedimentológica del sistema, que pueden abarcar tiempos relativamente cortos o largos. Determinar el área donde se va a tomar la muestra, delimitando imaginariamente una X (equis) en la superficie del agua de la zona a muestrear. Tome una submuestra en cada uno de los vértices de la equis (X) imaginaria, incluyendo el punto de intersección de las líneas que la forman (total de 5 submuestras). Para tomar cada una de las submuestras lance la draga, con las cubetas abiertas y cuando llegue al fondo hale la cuerda para que se cierre, recogiendo así el sedimento superficial. Las cinco submuestras obtenidas con la draga se llevan a un solo recipiente (p.e un balde) del cual se toma la muestra con el frasco de vidrio de 500 ml, tápelo inmediatamente, colocando un papel aluminio en la boca del frasco antes de colocarle la tapa, para que el cierre sea hermético y no exista contacto entre la muestra y la parafina que poseen las tapas de los recipientes de vidrio. Perifiton Sustratos Naturales: Los muestreos de perifiton se hacen teniendo en cuenta las dos riberas u orillas y la zona media o centro. Para tomar la muestra y con el fin de registrar la composición taxonómica de la comunidad perifítica se realizan raspados cuidadosamente en la parte superficial de sustratos rocosos, siendo una muestra constituida por veinte (20) raspados, por medio de un Slide o marco de diapositiva de 3cm x 3cm (área total = 100 cm2) que permita expresar los organismo por centímetro cuadrado (ind.cm2). El material obtenido se homogenizará en un volumen conocido de agua destilada (200 ml), una muestra es conservada en solución Transeau en proporción 1:1 (muestra cualitativa) y otras con lugol para su posterior análisis. (Figura 3)

Figura 3. Procedimiento a seguir para la toma de muestras de perifiton.

23

Sustratos Artificiales: Para colectar perifiton con este tipo de muestreo, se utilizan soportes de ganchos o colgadores instalados a nivel sub-superficial, en los que se ubican los sustratos artificiales (láminas de acetato para impresión de 11,5 x 14,5 cm). Cada doce (12) horas y durante tres días consecutivos estos sustratos se colectan directamente en bolsas tipo Ziploc® que se abre justo debajo de la lámina, a fin de colectar la totalidad del material adherido y de aquel que esté ligado al sustrato. Los sustratos colectados (3 láminas de acetato cada 12 horas por ambiente y sistema) son guardados en frio (nevera con hielo) y trasladados al laboratorio para su limpieza y evaluación (Andramunio, 2013).

Figura 4. Sustrato Artificial a) Vista Completa b) Vista en detalle c) Instalación del sustrato Macroinvertebrados Sustratos Naturales Muestreo manual: En esta técnica se buscan macroinvertebrados en las piedras y hojas que se encuentran en el fondo, en la superficie y en la orilla de los ríos. Aunque se puede realizar en cualquier río de fondo pedregoso y con vegetación flotante, es recomendable hacerlo en ríos corrientosos y con piedras grandes. No es aconsejable hacerlo en ríos que tienen fondo arenoso o arcilloso y que no tienen hojarasca en las orillas (Osorio et al., 2011). Dependiendo del número de personas que participen en la actividad se determina un tiempo, entre 30 minutos a una hora para colectar los macroinvertebrados. Para facilitar la búsqueda, use una lupa y ayúdese de la lámina de identificación que viene junto con este manual. Colecte los marcoinvertebrados con la ayuda de pinzas y colóquelos en un frasco pequeño con alcohol. Escriba en la etiqueta el sitio, el nombre del estero o río, la fecha y la persona o personas que participaron en la recolección y póngala en el frasco (Osorio et al., 2011). Red surber: es un método de recolección cuantitativo. La red consta de dos marcos metálicos unidos por bisagras, uno de los cuales se coloca sobre el fondo del sustrato, funciona como base y proporciona soporte de la trampa y el otro queda en posición vertical para sostener una red de con un ojo de malla de aproximadamente 250 μm.

c b a

24

El muestreo con la red Surber se realiza colocándola sobre el fondo, contra la corriente. Todos los micro-hábitats como hojarasca, troncos, ramas, fango, rocas, arena y piedras que se encuentren dentro del área de muestreo (el marco de la red es para este caso el área de muestreo), se frotan ligeramente, removiendo además la grava y arena, hasta una profundidad de 5 a 10 cm (Figura 5). Esta limpieza se hace durante un tiempo estándar (3 a 5 minutos). La muestra se vierte dentro de un frasco plástico de boca ancha, con capacidad de 500 ml. Este procedimiento se hace tres veces, en las zona presentes en la corriente muestreada (corriente rápida, remanso, litorales y zona central). Todas las submuestras se unifican en el recipiente, al cual se le adicionan 20 ml de alcohol al 70%, con el fin de preservar la muestra (Osorio et al., 2011).

Figura 5. Colectada de muestras de macroinvertebrados bentónicos.

Sustratos Artificiales Para colectar individuos con este tipo de muestreo, se utilizan canastas hechas de cuadros metálicos de alambre galvanizado, los cuales se rellenan con sustrato rocoso y material vegetal de ambiente a muestrear, estos se instalan en las estaciones seleccionadas tras el reconocimiento en campo, estos se recogerán tras un mes (alrededor de 30 días), tiempo seleccionado para que los macroinvertebrados lo colonicen, los sustratos serán inmediatamente transferidos en cubos con tapa y transportados al laboratorio.

25

PRÁCTICA.

GUIA DE LABORATORIO MICROSCOPÍA

CURSO DE MUESTREO DE RECURSOS BIOLÓGICOS ACUÁTICOS

OBJETIVOS Al finalizar la jornada del taller el alumno será capaz de: Comprender la importancia del microscopio como herramienta fundamental en el

laboratorio de biología.

Identificar cada una de las partes que conforma del microscopio óptico y conocer los cuidados que se deben tener para su manejo.

Aprender algunos conceptos básicos.

Aprender y enfocar el proceso correctamente en el microscopio óptico

NOTA: Recuerde usar bata, cabello recogido, sin joyas en las manos, y realizar lavado de manos al ingresar al laboratorio. INTRODUCCIÓN El microscopio óptico es un instrumento de precisión que permite ampliar la imagen de los objetos que no son visibles para el ojo humano. En el microscopio, la luz atraviesa de abajo a arriba el objeto a estudiar. Para ver con el microscopio un objeto, éste debe ser lo más fino posible. Si no lo atraviesa la luz se verá sólo un grumo deforme y opaco. El microscopio que se va estudiar es el llamado microscopio óptico o de luz; se sirve de la luz visible para crear una imagen aumentada del objeto mediante lentes.

26

Existen tres tipos de microscopios en el laboratorio de biología:

1. Microscopio estereoscópico: este nos sirve para observar muestras vegetales y muestras animales, y consta de 2 objetivos, uno de 2 “x” y otro de 4 “x”, por lo tanto su aumento será de 20 y 40 veces.

2. Microscopio de luz polarizada: este se utiliza para observar metales, tiene 5 objetivos y un solo ocular

3. Microscopio óptico: este es el que se utiliza de manera más común en las

prácticas de laboratorio de biología, este microscopio consta de dos sistemas.

a. Sistema mecánico: son todas las partes que sirven de soporte al microscopio: el brazo, el pie o soporte, el carro o la platina.

b. Sistema de iluminación: las fuentes de luz, el condensador y el espejo. PARTES DEL MICROSCOPIO ÓPTICO. El microscopio de luz compuesto está formado por dos sistemas: el sistema óptico y el sistema mecánico.

1. BASE. Sujeción de todo el microscopio. 2. El TUBO Óptico se puede acercar o alejar de la preparación mediante un

TORNILLO MACROMÉTRICO o de grandes movimientos que sirve para realizar un primer enfoque.

3. BRAZO: Es una pieza metálica de forma curvada que puede girar; sostiene por su extremo superior al Tubo Óptico y en el inferior lleva varias piezas importantes.

4. PINZAS DE SUJECION: Parte mecánica que sirve para sujetar la preparación. La mayoría de los microscopios modernos tienen las pinzas adosadas a un carro con dos tornillos, que permiten un avance longitudinal y transversal de la preparación.

5. OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.

6. Sobre la PLATINA se coloca la preparación que se va a observar con un Orificio central por el que pasa la Luz procedente del Espejo.

7. REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos. La esfera se suele llamar CABEZAL Y contiene los sistemas de lentes oculares (monoculares o binoculares (2 lentes)).

27

8. CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación. El condensador de la parte de abajo también se llama FOCO y es el que dirige los rayos luminosos hacia el condensador.

9. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta. 10. PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación. 11. TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y

micrométrico que consigue el enfoque correcto. Atienda las explicaciones del conferencista para el manejo de este instrumento de observación. Nombre correctamente las partes del microscopio óptico.

Figura 1. Esquema de un microscopio compuesto de luz. Identifique las diferentes partes.

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente.

2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas. 3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de

10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.

28

4. Para realizar el enfoque: a. Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo

macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos.

b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo la preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítido la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

5. Pasar al siguiente lente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación por ello es fácil que ocurran dos tipos de percanes: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

RECOMENDACIONES IMPORTANTES.

El microscopio es un instrumento de trabajo científico delicado. Por lo tanto, es recomendable tener en cuenta las siguientes recomendaciones:

1) Cuando tenga que trasladar el instrumento sujételo siempre por la columna. 2) Llévelo en posición vertical, puesto que si se inclina se pueden caer los oculares. 3) Mantenga las lentes limpias usando solamente el paño apropiado. Nunca use los

dedos ni limpie los lentes interiores del objetivo. 4) No deje el microscopio en el borde del mesón puesto se puede caer 5) Evite mover el microscopio, una vez ubicado.. 6) No saque los oculares. 7) No mueva ninguna pieza si no conoce exactamente su uso. 8) No coloque el mechero de gas encendido cerca del microscopio. 9) Trate de no mojar el microscopio con ningún líquido; si eso llegara a ocurrir

séquelo inmediatamente. 10) Los movimientos de enfoque deben ser suaves, especialmente si se está

moviendo el macrométrico. 11) Las preparaciones deben colocarse sobre la platina con el cubreobjetos.

.

29

LITERATURA CONSULTADA

Abuhatab, Y. 2011. Actividad metabólica diaria del biofilm en el sector medio de un río de alta montaña (Río Tota, Boyacá – Colombia). Tesis Facultad de Ciencias. Departamento de Biología. Universidad Nacional de Colombia. Bogotá, Colombia. Andramunio, C. 2013. Dinámica sucesional y ecología trófica de la comunidad perifítica en dos ambientes del sistema lagunar de Yahuarcaca(Amazonas, Colombia). Trabajo de maestría, Universidad Nacional de Colombia sede Amazonia. 90 pp.

Barbier, E., Acreman, M. y Knowler, D. 1997. Valoración económica de los humedales – Guía para decisores y planificadores. Oficina de la Convención de Ramsar, Gland, Suiza.

Barbour M., Gerritsen J., Snyder B., y Stribling J. 1999. Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers: Periphyton, benthic macroinvertebrates and fish. Second Edition EPA 841-B-99-002. U. S Environmental Protection Agency; Office of water; Washington, D.C. 339 pp.

Bonada N., Rieradevall M., Prat N. y Resh V., 2006. Benthic macroinvertebrate assemblages and macrohabitat connectivity in Mediterranean-climate streams of northern California. Journal of the North American Benthological Society, 25: 32-43. Caro, C., Trujillo, F., Suarez, C. y Usma, J. 2010. Evaluación y oferta regional de humedales de la Orinoquia: Contribución a un sistema de clasificación de ambientes acuáticos. 432- 448 p. En: Lasso, C., Usma, J., Trujillo., F y Rial (eds). 2010. Biodiversidad de la cuenca del Orinoco: bases cientificas para la identificación de áreas prioritarias para la conservación y uso sostenible de la biodiversidad. Instituto de investigación de recursos biológicos Alexander von Humboldt, WWF Colombia, Fundación Omacha, Fundación La Salle e Instituto de Estudios de la Orinoquia (Universidad Nacional de Colombia). Bogotá, D. C., Colombia. Carvacho, C. 2012. Estudio de las comunidades de macroinvertebrados bentónicos y desarrollo de un índice multimétrico para evaluar el estado ecológico de los ríos de la cuenca del Limarí en Chile.Trabajo para optar por el titulo de maestria en agua. Universitat de Barcelona. Barcelona. España. 70 p.

Dajoz, R. 2001. Tratado de Ecología. Ediciones Mundi-Prensa, Edición Española, Madrid 601 p. [Fecha de consulta : abril de 2014] http://books.google.com.co/books?id=Dts0snayvm8C&pg=PA90&lpg=PA90&dq=materia+org%C3%A1nica+en+bentos+agua+dulce&source=bl&ots=BuDzV14m1I&sig=oDDKWhkm_4rn3piSswwr5gVypbA&hl=es&ei=jDu_TYKOB6jX0QHky4HnBQ&sa=X&oi=book_result&ct= result&resnum=4&ved= 0CCYQ6AEwAzgK#v=onepage&q=materia%20org%C3%A1nica% 20en%20bentos%20agua%20dulce &f=false De La Parra, A. y Rodelo, K. 2012. Composición y abundancia de la comunidad de algas perifíticas del río Cesar asociado a variables físico-químicas e hidrológicas durante los meses de febrero-septiembre del año 2011. Cesar - Colombia. Trabajo de grado para optar el título de Biólogo. Universidad del Atlántico. Facultad de Ciencias Básicas. 87 pp.

Donato, J.Ch., González, L. E. y Rodríguez, C. L. 1996. Ecología de dos sistemas acuáticos de páramo. Academia Colombiana de Ciencias Exactas Físicas y Naturales. Colección Jorge Álvarez Lleras Nro. 9 1/16:168.

30

Duque S., 1998. Estudio de humedales en la Amazonía colombiana. en: E. Guerrero (ed.) Una aproximación a los humedales en Colombia UICN- Sur & Fondo FEN Colombia Santafé de Bogotá, Colombia. 73-91 p. Guerrero, E. 1998. Una aproximación a los humedales en Colombia. Colombia: FEN, 24-30 p.

Krebs, C. 1985. Ecología. Estudio de la distribución y abundancia. 2a Ed. Editorial Harla.753 pp. Ministerio Del Medio Ambiente - MMA. 2003. Política nacional para humedales del interior de Colombia. Estrategias para su conservación y uso racional. República de Colombia. Consejo Nacional Ambiental. Bogotá. [Fecha de consulta: abril de 2014] URL: http://www.minambiente.gov.co/documentos/normativa/ambiente/politica/polit_nal_humedales_int_colombia.pdf

Mitsch, W. J. y J. G. Gosselink. 1993. Wetlands. Van Nostrand Reinhold. New York. 722 pp.

Montoya Y. & Aguirre N., 2013. Estado del arte del conocimiento sobre perifiton en Colombia. Revista Gestión y Ambiente. Vol. 16 (3): 91-117.

Odum E.P. 1972. Ecología, 3aEd. México. 434 pp. Osorio-Ramírez, D.P., Caro-Caro, C. I., Gutiérrez-Bohórquez, L. M., y Oliveros- Monroy, A. M. (Ed.). 2011. Estandarización de métodos de estudio para un sistema lótico de la Orinoquia Colombiana. “Tipificación de ambientes acuáticos e identificación de bioindicadores presentes en el río Orotoy - clave ambiental ilustrada”. Posgrados en Gestión Ambiental Sostenible, Universidad de los Llanos. Villavicencio, Colombia. 96 p.

Parra, O., M. González y V. Dellarossa. 1982. Manual taxonómico del fitoplancton de aguas continentales con especial referencia al fitoplancton de Chile. Cinco Volúmenes Concepción - Chile.

Pinilla, G. 1998. Indicadores Biológicos en ecosistemas Acuáticos Continentales de Colombia. Universidad Jorge Tadeo Lozano, Centro de Investigaciones científicas. Bogotá, Colombia. 31 – 37 p.

Ponce de León, E. 2004. Humedales Designación de sitios Ramsar en territorios de Grupos Étnicos en Colombia. Comunicaciones y Política WWF Colombia. Primera Edición. Santiago de Cali – Colombia. 59 pp.

Ramírez A., y Viña G. 1998. Limnología colombiana. Aportes a su Conocimiento y estadísticas de análisis. Universidad Jorge Tadeo Lozano, Bogotá, Colombia. 293 pp. Roldán, G. 1992. Fundamentos de limnología tropical. Editorial Universidad de Antioquia. Medellín. 529 pp.

Roldán, G., y Ramírez, J. 2008. Fundamentos de limnología Neotropical (2ª edición ed.). Editorial Universidad de Antioquia. Antioquia, Colombia. 421 pp.

Sánchez, O., Herzig, M., Peters, E., Márquez, R., y Zambrano, L. 2007. Perspectivas sobre conservación de ecosistemas acuáticos en México. Primera edición. Instituto Nacional de Ecología. 294 pp. Wetzel, G. 2001. Limnological Analysis (Tercera Edición ed.). Berlín: Springer Verlag. 383 pp.

Wetzel, R. G. 1983. Opening remarks. En: Wetzel, R. G (ed). Periphyton of freshwater Ecosystems. Dr, W. Junk Publisher, The Hague: 3-4.

Generar, validar y transferir conocimientos que contribuyan a la construcción de modelos de desarrollo armónicos hombre – sociedad - naturaleza, orientados a la solución de los problemas ambientales, al mantenimiento de los servicios ecosistémicos y al logro del bienestar humano, en la Orinoquia y en el país.

En el 2022, el Instituto de Ciencias Ambientales, será el referente ambiental para la Orinoquia, por sus aportes científicos y técnicos a las soluciones de pre-vención, mitigación y reparación ambiental, y liderando los esfuerzos de la ges-tión tanto pública como privada encaminada al bienestar de las comunidades, al sostenimiento de los servicios ecosistémicos y al desarrollo integral y equita-tivo de la región.

INSTITUTO DE CIENCIAS AMBIENTALESDE LA ORINOQUIA COLOMBIANA - ICAOC

El Instituto de Ciencias Ambientales de la Orinoquia Colombiana – ICAOC-, dentro de su política de Ciencia, Tecnología e Investigación – CT+I, busca articu-larse con la estrategia de política nacional de “crear las condiciones para que el conocimiento sea un motor de desarrollo que cumpla con los desafíos de acelerar el crecimiento económico, disminuir la inequidad y cerrar brechas, la descentrali-zación territorial e institucional es un instrumento para procurar el desarrollo armónico de la potencialidad científica y tecnológica del país, consolidando las comunidades y capacidades académicas y científicas en los Entes Territoriales”.

MISIÓN

VISIÓN

DE LOS LLANOSUNIVERSIDAD

“CONVENIO MARCO DE COLABORACIÓN N° 5211592 PARA LA IDENTIFICACIÓN DE ALTERNATIVAS DE MANEJO AMBIENTAL DE LOS RÍOS GUAYURIBA, OCOA, Y CAÑOS QUENANE, QUENANITO DE LA CUENCA DEL RÍO META, ORINOCO, BA-SADOS EN LAS ESTRATEGIAS EDUCATIVAS, INVESTIGATIVAS Y DE PROYECCIÓN SOCIAL”.

OBJETIVOS 2:Vincular a la comunidad mediante capacitación en temas de monitoreo y servicios ambientales, restauración de ecosistemas e implementación de nuevas alternativas socioeconómicas.

Alfabetización Digital Formación en Muestreos Ambientales Muestreo de Recursos Biológicos Acuáticos Muestreo de Peces Uso del suelo y Coberturas Vegetales Restauración y Manejo de Agua y Suelo Formación y Legislación Ambiental Ecología Social Formulación de Proyectos Evaluación de Proyectos

CURSOS: