MONTAJE, IMPLEMENTACIÓN Y MANTENIMIENTO DE UNA COLONIA DE...
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MONTAJE, IMPLEMENTACIÓN Y MANTENIMIENTO DE UNA COLONIA DE MOSQUITOS GÉNERO ANOPHELES PARA INVESTIGACIONES EN EL LABORATORIO DE ZOONOSIS Y SALUD PÚBLICA Y MONTAJE DE UN SISTEMA DE ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL DE INSECTOS HEMATOFAGOS ANDRÉS FELIPE ARIAS ROMERO ERIKA LORENA GONZÁLEZ MÉNDEZ UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL BOGOTÁ D.C 2015
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MONTAJE, IMPLEMENTACIÓN Y MANTENIMIENTO DE UNA COLONIA DE
MOSQUITOS GÉNERO ANOPHELES PARA INVESTIGACIONES EN EL
LABORATORIO DE ZOONOSIS Y SALUD PÚBLICA Y MONTAJE DE UN
SISTEMA DE ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL DE INSECTOS HEMATOFAGOS
ANDRÉS FELIPE ARIAS ROMERO
ERIKA LORENA GONZÁLEZ MÉNDEZ
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C
2015
MONTAJE, IMPLEMENTACIÓN Y MANTENIMIENTO DE UNA COLONIA DE
MOSQUITOS GÉNERO ANOPHELES PARA INVESTIGACIONES EN EL
LABORATORIO DE ZOONOSIS Y SALUD PÚBLICA Y MONTAJE DE UN
SISTEMA DE ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL DE INSECTOS HEMATOFAGOS
ANDRES FELIPE ARIAS ROMERO
20121085032
ERIKA LORENA GONZÁLEZ MÉNDEZ
20121085020
Trabajo de grado para optar al título de Tecnólogos en Saneamiento
Ambiental
Modalidad pasantía
Director
DIEGO TOMÁS CORRADINE MORA
Médico Veterinario M.C Salud Pública
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
FACULTAD DE MEDIO AMBIENTE Y RECURSOS NATURALES
TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL
BOGOTÁ D.C
2015
3
Nota de Aceptación
______________________
______________________
______________________
______________________
______________________
______________________
______________________
Director
______________________
Jurado
______________________
Jurado
Bogotá, Septiembre de 2015
4
DEDICATORIA
Inicialmente este trabajo va dedicado
A Dios por darnos la oportunidad de realizar
Esta pasantía y culminarla de la mejor manera.
A nuestros padres quienes han sido el motor de nuestras
Vidas, quienes con sus palabras nos llenan de fortaleza
Para presentar las adversidades que se nos presentan
También va dedicado a todas las personas
Que nos han apoyado en nuestro proceso de
Formación aconsejándonos y guiándonos en las
Decisiones que debemos tomar para lograr esta
Meta que nos hemos propuesto
Andrés Arias
Erika González
5
AGRADECIMIENTOS
Los autores expresan sus agradecimientos a:
Dios por la sabiduría dada para el desarrollo de este proyecto.
Nuestro director el docente DIEGO TOMAS CORRADINE MORA, por su
colaboración y orientación durante el proceso de pasantía en el laboratorio de
zoonosis y salud pública.
Al INSTITUTO NACIONAL DE SALUD DE BOGOTÁ por la cepa de Cartagena
suministrada, en especial a la coordinadora del laboratorio de entomología de la
entidad.
A nuestros padres por el apoyo en el desarrollo de este proyecto.
Y a todo al que de alguna manera permitió el desarrollo de este proyecto.
6
CONTENIDO
RESUMEN ............................................................................................................ 10
ABSTRACT ........................................................................................................... 11
INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 12
2. OBJETIVOS ...................................................................................................... 14
2.1 OBJETIVO GENERAL ................................................................................. 14
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ........................................................................ 14
3. MARCO TEÓRICO ............................................................................................ 15
3.1 COLONIAS DE LABORATORIO DE MOSQUITOS ..................................... 15
3.1.1 MOSQUITO ANOPHELES ALBIMANUS ............................................... 15
3.1.2 MOSQUITO AEDES AEGIPTY .............................................................. 18
3.1.3 PROCEDIMIENTOS PARA EL MANTENIMIENTO DE COLONIAS DE
ANOPHELES ALBIMANUS ............................................................................ 22
3.2 METODOS DE ALIMENTACIÓN DE COLONIAS ENTOMOLOGICAS ....... 23
3.2.1 Método con cobayo o Hamster .............................................................. 23
3.2.2 Método con alimentador artificial de membrana .................................... 23
4. METODOLOGÍA ................................................................................................ 25
4.1 IMPLEMENTACIÓN DE COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS CEPA DE
CARTAGENA. .................................................................................................... 25
4.2 ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL COLONIAS MOSQUITO AEDES AEGIPTY 26
5. RESULTADOS Y ÁNALISIS DE RESULTADOS .............................................. 28
5.1 IMPLEMENTACIÓN COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS ................. 28
5.1.1 Desarrollo de la colonia ......................................................................... 28
5.1.2 Protocolo establecido de mantenimiento de la colonia en el laboratorio 32
5.2 ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL DE COLONIAS DEL MOSQUITOS AEDES
AEGIPTY ........................................................................................................... 34
5.2.1 Alimentación con sangre de humano ..................................................... 34
5.2.2 Alimentación con sangre de vaca .......................................................... 34
5.2.3 Comparación de los tipos de sangre ...................................................... 35
5.2.4 Protocolo procedimental para realizar la hematofagia artificial .............. 36
7
6. CONCLUSIONES .............................................................................................. 40
7. RECOMENDACIONES ..................................................................................... 41
8. BIBLIOGRAFIA ................................................................................................. 42
9. ANEXO .............................................................................................................. 45
Anexo 1. Formato de control de colonia de Anopheles albimanus .................... 45
8
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Observaciones relevantes de la colonia de Anopheles albimanus .......... 30
Tabla 2. Número de ejemplares obtenidos por tipo de sangre .............................. 36
9
LISTA DE FIGURAS
Imagen 1. Hembra de Anopheles albimanus......................................................... 15
Imagen 2. Huevos de Anopheles .......................................................................... 16
Imagen 3. Larva y pupa de Anopheles .................................................................. 16
Imagen 4. Ciclo de vida del mosquito Anopheles .................................................. 17
Imagen 5. Mosquito Aedes aegipty ....................................................................... 19
Imagen 6. Estructura en el tórax de Aedes aegipty ............................................... 19
Imagen 7. Larva de Aedes aegipty ........................................................................ 20
Imagen 8. Ciclo de vida Aedes aegipty ................................................................. 21
Imagen 9. Jaula Gelber ......................................................................................... 22
Imagen 10. Alimentador artificial de membrada de parafina ................................. 24
Imagen 11. Metodología desarrollada en la pasantía ............................................ 25
Imagen 12. Comportamiento mosquitos Anopheles albimanus. ........................... 29
Imagen 13. Comportamiento larvas de Anopheles ................................................ 29
Imagen 14. Comportamiento de larvas de Anopheles ........................................... 30
Imagen 15. Larvas de Anopheles albimanus Laboratorio de Zoonosis y Salud
Pública .................................................................................................................. 32
Imagen 16. Larvas de Anopheles albimanus......................................................... 34
Imagen 17. Porcentaje de hembras alimentadas .................................................. 35
Imagen 18. Campana de alimentación .................................................................. 38
Imagen 19. Montaje de alimentación artificial........................................................ 39
Imagen 20. Montaje alimentación artificial del laboratorio de Zoonosis y Salud
Pública .................................................................................................................. 39
Imagen 21. Hembras Aedes aegipty alimentándose ............................................. 40
10
RESUMEN
Los mosquitos de género Anopheles albimanus y Aedes aegipty son de gran
importancia en Salud Pública debido a su capacidad para transmitir enfermedades
al momento de realizar el proceso de hematofagia, por lo anterior es necesario la
creación de diversos escenarios con el fin de identificar con exactitud el
comportamiento de estas especies. Por tal motivo se estableció como objetivo
principal de la pasantía la implementación de una colonia de Anopheles albimanus,
para identificar qué condiciones ambientales y físicas pueden afectar el
comportamiento reproductivo que esta especie pudiese tener en colonias de
laboratorio, aunque por diversas causas explicadas en el transcurso de este
documento este objetivo no concluyó positivamente, sin embargo se avanzó en
cuidados a tener en cuenta al momento de implementar una colonia de Anopheles
y en cómo mantenerla adecuadamente.
El proceso de hematofagia con alimentador artificial en colonias de Aedes aegipty
nos permite con facilidad tener un control sobre la cantidad de ejemplares y la
producción de huevos. Además que no implica ningún riesgo de contraer
enfermedades por transmisión directa del vector. Por tal razón en el laboratorio de
Zoonosis y Salud Pública se realizó el montaje de dicha alimentación en los
mosquitos Aedes aegipty usando dos tipos de sangre: humana y bovina lo que
permitió aportar más a los estudios que hay en la actualidad sobre alimentación
artificial para diferentes especies de mosquitos con el fin de una obtención de
mejores resultados.
Los resultados obtenidos para alimentación artificial fueron positivos, pues se
cumplió con el objetivo de garantizar la continuidad de ejemplares de Aedes aegipty
en el laboratorio de zoonosis y salud pública, además nos permitió conocer a qué
tipo de sangre reaccionaron mejor los mosquitos para realizar su proceso de
hematofagia y cómo influye está en una mejor producción de huevos.
Palabras clave: Anopheles albimanus, sistema de alimentación artificial, Aedes
aegipty, colonias de laboratorio
11
ABSTRACT
Mosquitoes of the genus Aedes aegipty and Anopheles albimanus are great public
health importance because of its ability to transmit diseases when making the
process hematophagy,therefore the creation of various scenarios in order to
accurately identify the behavior of these species is necessary.For this reason the
implementation of a colony of Anopheles albimanus was established as the main
objective of the internship, to identify which environmental and physical conditions
can affect reproductive behavior that this species might have in laboratory colonies,
although for different reasons explained in the course this document did not conclude
positively that goal, however, progress was made in care to consider when
implementing a colony of Anopheles and how to maintain it properly.
Hematophagy process with artificial feed in colonies of Aedes aegipty easily allows
us to have control over the quantity and egg production. Also this does not involve
any risk of disease transmission by direct vector.For this reason in the laboratory
Zoonosis and Public Health, the assembly was held in feeding Aedes aegipty
mosquitoes using two types of blood, human and bovine allowing contribute more to
the studies that there are currently about artificial feeding different species of
mosquitoes in order of obtaining better results.
The results obtained for artificial feeding were positive, as it met the objective of
ensuring the continuity of specimens of Aedes aegipty in the laboratory of zoonoses
and public health, also allowed us to know what blood type best reacted mosquitoes
for process of hematophagy and how it influences it is in a better egg production.
Keywords: Anopheles albimanus, artificial feeding system, Aedes aegipty,
laboratory colonies
12
INTRODUCCIÓN
El Laboratorio de Zoonosis y Salud Pública de la Universidad Distrital Francisco
José de Caldas ha ido adquiriendo poco a poco las herramientas necesarias para
realizar investigaciones basadas en métodos de erradicación de vectores que
atenten contra la salud pública, como lo son los mosquitos Aedes aegipty y
Anopheles albimanus. Actualmente el laboratorio cuenta con colonias establecidas
de Aedes aegipty y de Culex quinquefaciatus, las cuales para su desarrollo eran
alimentadas con la técnica de hematofagia con cebo humano por estudiantes de la
institución. Sin embargo para poder llevar a cabo su labor investigativa en el área
de estudio, el laboratorio requería mejoras y adquisición de instrumentos que
facilitaran el manejo de las colonias, es por ello que con la pasantía se pretendió
establecer una colonia de Anopheles albimanus con el fin de brindar herramientas
para futuras investigaciones relacionadas con este vector. Por otra parte con la
pasantía también se desarrolló una alimentación artificial de las colonias existentes
de Aedes aegipty a través de membrana, una alimentación que no fuera un riesgo
para la salud del estudiantado y que obtuviese resultados más eficientes en cuanto
a la producción de huevos y sostenimiento de las colonias.
Para la implementación de la colonia de Anopheles albimanus se utilizó una cepa
de Cartagena suministrada por el Instituto Nacional de Salud de Bogotá en forma
larval, la cual se mantuvo por 2 meses a través de los cuidados sugeridos en
literatura y por el coordinador del laboratorio, llevando un control diario del
comportamiento. Finalmente mueren todos los ejemplares a causa de varios
factores como la contaminación por microorganismos del filo Rotifera, fallas
metódicas y falencias en la constancia de las condiciones ambientales requeridas,
sin embargo se obtiene experiencias importantes para futuras implementaciones.
En cuanto a la alimentación artificial se realizó a través de dos campanas de vidrio
cubiertas por una membrana, cuyo contenido era la sangre usada para la
hematofagia de las hembras, la cual era acondicionada a una temperatura de 37-
13
38° C por “baño maria”. Esta se realizó con dos tipos de sangre: humana y bovina,
obteniendo mayor eficiencia en la sangre bovina.
14
2. OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GENERAL
Estandarizar un protocolo procedimental para el mantenimiento y preservación de
una colonia del mosquito de género Anopheles sp en condiciones de laboratorio y
montar un sistema de hematofagia artificial para insectos hematófagos, aplicado
en colonias del mosquito del género Aedes aegipty en el Laboratorio de Zoonosis y
Salud Pública.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
2.2.1 Garantizar las condiciones ambientales y locativas que permitan la puesta en
funcionamiento de la colonia de mosquitos del género Anopheles sp.
2.2.2. Mantener una colonia de mosquitos Anopheles sp en el Laboratorio de
Zoonosis y Salud Pública de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, para
futuros estudios.
2.2.3 Diseñar una metodología para mantener una colonia de mosquitos Anopheles
sp bajo condiciones de laboratorio, en la Universidad Distrital Francisco José de
Caldas.
2.2.4 Establecer los lineamientos procedimentales en el montaje del sistema de
hematofagia artificial en el laboratorio.
2.2.4. Establecer los parámetros a tener en cuenta para obtener mejores resultados
en el desarrollo de las colonias de Aedes aegipty por medio de la hematofagia
artificial.
2.2.5 Garantizar la continuidad de las colonias de Aedes aegipty por medio del
seguimiento a las colonias alimentadas de forma artificial.
15
3. MARCO TEÓRICO
3.1 COLONIAS DE LABORATORIO DE MOSQUITOS
Aedes aegipty y Anopheles albimanus son especies de mosquito de la familia
Culicidae, la cual incluye numerosos mosquitos de cuerpo delgado, pequeños de 3
a 10 milímetros de largo. Estos poseen cabeza con ojos compuestos, aparato bucal
de pico alargado, antenas filiformes de 15 segmentos y alas provistas de nervaduras
y cubiertas de escamas. Las hembras son hematófagas y los machos se alimentan
de jugos vegetales. (Romero , 2007)
3.1.1 MOSQUITO ANOPHELES ALBIMANUS
El género Anopheles se caracteriza porque el mosquito descansa sobre la pared
formando una línea recta con la cabeza, tórax y abdomen (Imagen 1). Sus huevos
son depositados en la superficie del agua, se caracterizan por flotar mediante las
cámaras de aire que poseen como se observa en la imagen 2. Las larvas
básicamente no tienen sifón respiratorio por lo que al respirar se ubican de forma
paralela a la superficie (Imagen 3). (Romero , 2007)
Imagen 1. Hembra de Anopheles albimanus. Gathani, J (2010).Recuperado de: http://www.map.ox.ac.uk/explore/mosquito-malaria-
vectors/bionomics/anopheles-albimanus/
16
Imagen 2. Huevos de Anopheles
Fernández, R (2015). Recuperado de: http://imagenes-salud.blogspot.com/
Imagen 3. Larva y pupa de Anopheles
Stephen, L (2002). Recuperado de: http://medent.usyd.edu.au/arbovirus/mosquit/photos/larvaephotographs2.htm
En el mundo hay unas 20 especies diferentes de Anopheles que tienen importancia
local. Todas las especies importantes como vector pican por la noche. Transmiten
la malaria y la transmisión es más intensa en lugares donde los vectores tienen una
vida relativamente larga que permite que el parásito tenga tiempo para completar
su desarrollo en el interior del mosquito, y cuando el vector prefiere picar al ser
humano antes que a otros animales. (ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD,
2015)
17
Hábitat
Esta especie se reproduce en una gran diversidad de hábitats acuáticos. La calidad
del agua va desde clara a moderadamente turbia, puede ser salobre o fresca,
relativamente limpia o con moderada polución y la vegetación en sus criaderos es
diversa (Faran, 1980). Generalmente se crían en agua dulce de poca profundidad:
charcos, campos de arroz o huellas de animales. (ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE
LA SALUD, 2015)
Ciclo de vida
Presenta metamorfosis completa, donde la duración del paso de huevo a larva
estimada en laboratorios es de 2.17 días de larva a pupa 12,45 días y de pupa a
mosquito de 1,12 días. Donde el ciclo completo en el macho es de 26,56 días y en
la hembra de 28,06 días. (Cabrera & Santos, 1996).
Imagen 4. Ciclo de vida del mosquito Anopheles
Imagen sin autor. Recuperado de: http://www.concienciarural.com.ar/informacion-general/tratamiento-del-mosquito-del-dengue-con-un-producto-biologico-no-toxico_a1905
18
Importancia de estudio
En 2013 se produjeron 198 millones de casos de paludismo que ocasionaron la
muerte de unas 584 000 personas. El paludismo o malaria es una enfermedad
potencialmente mortal causada por parásitos del género Plasmodium que se
transmiten exclusivamente a través de la picadura de un mosquito del género
Anopheles a los seres humanos. La mitad de la población mundial corre el riesgo
de padecer paludismo, pues en 2014 se registró la presencia de la enfermedad en
97 países y territorios. (ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD, 2015). En
consecuencia el estudio de la creación de repelentes, insecticidas y larvicidas de
dicha especie es un tema de estudio importante para contrarrestar la malaria y
reducir el número de muertes a nivel mundial. Para dichos estudios se requiere
adecuar laboratorios a condiciones que permitan la cría de la especie y poder
realizar investigaciones. Además que en los últimos años, la resistencia a los
insecticidas entre los mosquitos Anopheles se ha extendido rápidamente y ya se ha
confirmado en 64 países, según el texto de la OMS titulado Plan mundial para el
manejo de la resistencia a insecticidas en los vectores de malaria, publicado en
2012. (ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD, 2015).
3.1.2 MOSQUITO AEDES AEGIPTY
Se caracteriza por ser un mosquito de coloración oscura, con franjas blancas en sus
patas, también cuenta con una estructura en forma de lira, blanca o plateada
(Imagen 6) sobe su tórax. Es un mosquito de hábitos diurnos que reposa
habitualmente sobre superficies oscuras y con preferencias de picar en horas del
atardecer y primeras horas del amanecer. (COORDINACIÓN NACIONAL DE
VECTORES, 2010)
19
Imagen 5. Mosquito Aedes aegipty
Feldman, S (2002).Recuperado de: http://www.fcagr.unr.edu.ar/Extension/Informes%20tecnicos/dengue.htm
Imagen 6. Estructura en el tórax de Aedes aegipty
Esther, M (2005). Recuperado de: http://exa.unne.edu.ar/biologia/artropodos/El%20Aedes%20aegypti%20y%20la%20transmision%20
del%20dengue.pdf
Sus huevos son de color blanco cuando están recién puestos y se van oscureciendo
al cabo de 1 o 2 horas, son puestos por la hembra individualmente fuera del agua
en superficies secas cerca al agua. Son depositados en los lados de recipientes, o
en huecos de los árboles, justamente por encima del nivel del agua, para que
cuando exista un ascenso en dicho nivel los huevos maduren, en caso de no subir
el nivel del agua los huevos de Aedes pueden sobrevivir largos periodos
ocasionando la aparición de varias generaciones en varios periodos del año. La
larva se caracteriza por su desplazamiento ondulado al nadar, por evitar la luz y por
su sifón respiratorio redondeado (Imagen 7). (LLop, 2001)
20
Imagen 7. Larva de Aedes aegipty Esther, M (2005). Recuperado de:
http://exa.unne.edu.ar/biologia/artropodos/El%20Aedes%20aegypti%20y%20la%20transmision%20del%20dengue.pdf
Hábitat
Se distribuye en todo el mundo entre los 45° de LN y 35°LS, hallado hasta 2200
metros de altura. Suele reproducirse en cavidades naturales como: huecos de
árboles, cáscaras de coco. Y cavidades artificiales como: neumáticos, recipientes,
bebederos de animales domésticos, canaletas de techos, floreros (Bar, 2012)
Ciclo de vida
Tiene metamorfosis completa como se observa en la imagen 8, donde tres de sus
estadios son acuáticos y el estado adulto es aéreo. En regiones tropicales el ciclo
completo dura entre 7 y 13 días. En un ambiente húmedo y cálido los huevos
eclosionan entre 2 y 3 días, en periodos de sequía pueden durar hasta 1 año. El
desarrollo larval es completado entre 5 y 7 días y el estado de pupa dura
aproximadamente 3 días. (Bar, 2012)
21
Imagen 8. Ciclo de vida Aedes aegipty
Imagen sin autor (2012). Recuperado de: https://deleonscarlett.wordpress.com/2012/11/25/ciclo-de-vida-del-aedes-aegypti-2/editado3-4/
Importancia del mosquito
Su importancia radica en que es el vector de enfermedades como la fiebre amarilla
el dengue y el chicunguya donde el dengue es uno de los principales problemas de
salud pública en el mundo, pues según la Organización Mundial de la Salud en 2010
se estima que 80 millones de personas se infectan anualmente y cerca de 550 mil
enfermos necesitan de hospitalización, 20 mil mueren y más de 100 países tienen
la transmisión endémica. Además de que el cambio climático podría aumentar el
número de personas en riesgo a 3500 millones. Por otra parte es de importancia en
salud pública por la capacidad adaptativa del vector pues se adapta según el uso
intensivo de insecticidas. (COORDINACIÓN NACIONAL DE VECTORES, 2010)
22
3.1.3 PROCEDIMIENTOS PARA EL MANTENIMIENTO DE COLONIAS DE
ANOPHELES ALBIMANUS
Procedimiento Instituto de Salud de Bogotá
El grupo de entomología del Instituto Nacional de Salud desde la década de los 70
ha establecido y ha mantenido colonias de insectos de importancia en salud pública
como Anopheles albimanus, Anopheles darlingi, Aedes aegipty, Aedes
taenoiorthynchums, Culex quinqufasciatus entre otros (INSTITUTO NACIONAL DE
SALUD , 2012).Teniendo así la experiencia y lineamientos adecuados del manejo
de dichas colonias. En el caso del mosquito Anopheles albimanus realizan el manejo
de la colonia de la siguiente manera:
- Huevos: Mantienen las colonias en altos niveles de población en jaulas
Gelber (Imagen 9) debido a que esta especie de mosquito coloca sus huevos
directamente en el agua, no permitiendo su recolección.
Imagen 9. Jaula Gelber Fundación para investigaciones biológicas aplicadas.(2012). Recuperado de:
https://fibamdp.wordpress.com/biological-control/
- Larvas: son repartidas en bandejas con capacidad de 5 litros con un rango
de 300 a 400 larvas para evitar hacinamiento, las cuales son limpiadas
diariamente de desechos, excreción y grasa. En ellas agregan Rodentina1
finamente molida en pequeña cantidad. En caso de que las bandejas
requieran cambio de agua, se utiliza agua sin cloro.
1 Rodentina: Nombre comercial de concentrado para roedores cuya composición es de 8 gramos de ceniza, 5 gramos de fibra, 6,5 gramos de grasa y 23 gramos de proteína.
23
- Pupas: son separadas de las larvas en recipientes llenos hasta 1/3 de su
capacidad.
- Adultos: son mantenidos en jaulas Gerber dotadas de motas de algodón
azucaradas al 10%. Las hembras son alimentadas con sangre de origen
animal dos veces a la semana empleando el método con cobayo o Hamster
o alimentación por membrana (explicado en el numeral 3.2.1 y 3.2.2
respectivamente). Con una duración de toda la noche cuando se realiza con
Hamster o cobayo y de 2 horas de forma artificial. También realizan la
limpieza de la base de la jaula con gasa para evitar la proliferación de hongos.
- En caso de niveles bajos de población alimentan las hembras diariamente
para acelerar la producción de huevos y mantener la colonia. (INSTITUTO
NACIONAL DE SALUD , 2012)
3.2 METODOS DE ALIMENTACIÓN DE COLONIAS ENTOMOLOGICAS
3.2.1 Método con cobayo o Hamster
Consiste en el uso de animales vivos como hámster o cobayos de laboratorio para
alimentar colonias de especies hematófagas y así proporcionar a las hembras la
sangre para la ovipostura. En el método básicamente se anestesia el animal, se le
rasura la parte ventral para facilitar la entrada del estilete y se coloca encima de
jaulas de la especie a alimentar inmovilizándolo, hasta que se cumpla la
alimentación (Cassaleth, Giraldo, & Hernandez, 1993)
3.2.2 Método con alimentador artificial de membrana
El uso in vitro de técnicas de alimentación para la cría en masa y el mantenimiento
de ectoparásitos tiene grandes ventajas en términos de conveniencia, productividad
y el gasto financiero en lugar de la alternativa de los procedimientos in vivo.
(CHINCHES.PRO, 2012). Es decir esta técnica es usada en remplazo de la anterior
para evitar el uso de seres vivos para experimentación. Consiste en campanas de
vidrio con la estructura mostrada en la imagen 10. Donde en la parte central tiene
un espacio de almacenamiento de la sangre (feeder), la cual es insertada por la
abertura superior de la campana, la parte inferior la campana es cubierta por algún
24
tipo de membrana como puede ser intestino de algún animal o parafina. Esta es
conectada con tubos a una bomba de succión la cual impulsa el agua a 37-38°C,
dándole la temperatura corporal a la sangre. Dicha estructura es colocada encima
del recipiente o jaula donde se encuentra la especie hematófaga.
Imagen 10. Alimentador artificial de membrada de parafina Montes, C (2002).Recuperado de: http://www.chinches.pro/mantenimiento-de-una-colonia-de-laboratorio-de-cimex-lectularius-hemiptera-cimicidae-utilizando-una-tecnica-de-alimentacion-
artificial/
25
4. METODOLOGÍA
Se desarrolló la pasantía en dos partes de la siguiente manera:
Imagen 11. Metodología desarrollada en la pasantía Fuente: Autores
4.1 IMPLEMENTACIÓN DE COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS CEPA DE
CARTAGENA.
Obtención de la colonia: El día 27 de noviembre del año 2014 el Instituto Nacional
de Salud sede Bogotá, hace la entrega de una cepa de mosquitos del género
Anopheles albimanus originario de la ciudad de Cartagena al laboratorio de
MET
OD
OLO
GÍA
IMPLEMENTACIÓN COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS
Obtención de la colonia (27/Nov/2014)
Montaje , implementación y mantenimiento de la colonia (28/Nov/2014 - 02/Feb/2015)
Solicitud de una nueva colonia de Anopheles al INS,
la cual fue negada.
DESARROLLO DE HEMATOFAGIA ARTIFICIAL EN MOSQUITOS AEDES AEGIPTY
Cria colonia base
Montaje
Hematofagia con sangre humana (02/abr/15-
09/Jun/15)
Hematofagia con sangre de bovino (09/Jun/15-13-09-15)
26
Zoonosis y Salud Pública de la Universidad Distrital Francisco José de Caldas, el
cual fue solicitado con anterioridad para la elaboración de la presente pasantía.
El día 28 de noviembre del año 2014 se da inicio a la pasantía, haciendo un conteo
de larvas y huevos del recipiente en donde el Instituto Nacional de Salud entregó
los ejemplares, de igual manera se hizo la adecuación de la jaula y la incubadora
en donde iban a estar los mosquitos durante su ciclo de vida.
Mantenimiento de la colonia: Durante el desarrollo de la pasantía en el periodo de
dos meses emprendido entre el 28 de noviembre del año 2014 y el 02 de febrero
del año 2015 (ver imagen 11) se realizó diariamente el mantenimiento y cuidado de
la colonia de mosquitos, en donde a través de un pipeteador se oxigenaba el agua
durante un periodo de tiempo de 10 minutos, se tomó el registro de temperatura y
humedad en la que se encontraba la incubadora al momento de hacer la
hematofagia (registrada en el Anexo 1), se proporcionó alimento (concentrado de
peces) a las larvas y se humedeció un algodón con agua azucarada como alimento
de los adultos, se hizo conteo de huevos, larvas y especies adulto vivas y muertas
y se realizó la limpieza a los recipientes, agua y jaula.
Hematofagia de la colonia: Para el proceso de la hematofagia, esta se realizó por
medio de la técnica de hematofagia con cebo humano2, evitando tener alguna
sustancia que pudiese repeler el acercamiento de los mosquitos, también evitando
la huida de los ejemplares al momento de realizar esta acción. Posteriormente los
mosquitos procedían a acercarse a la mano para realizar su proceso de
alimentación. La mano era retirada de la jaula cuando las hembras se retiraban de
la mano después de concluido el proceso de hematofagia.
4.2 ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL COLONIAS MOSQUITO AEDES AEGIPTY
Colonia base: El día 02 de febrero se sumergen en agua 73 huevos de la especie
Aedes aegipty donados por el docente encargado del laboratorio de zoonosis y
2 Cebo humano: en este caso se refiere a la acción de ingresar la mano de una persona a la jaula tipo Gelber con los mosquitos adentro para que las hembras realicen el proceso de hematofagia
27
epidemiología para tener una colonia base en el comportamiento de las hembras
con la nueva forma de hematofagia y se realiza el inventario de las colonias de
Aedes aegipty presentes en el laboratorio.
Montaje: el sistema de alimentación fue suministrado por el coordinador del
laboratorio e zoonosis y salud pública, incluyendo la sangre de origen humano y la
sangre de bovino fue suministrado por un matadero.
Hematofagia humana y de bovino El desarrollo de la hematofagia de la especie
de Aedes aegipty realizada en esta pasantía se diferencia principalmente de la
hematofagia con mosquitos de la especie Anopheles en dos aspectos. El primero
es el tipo de hematofagia que se realiza, pues, esta se realizó mediante el uso de
un alimentador artificial (Imagen 10) y la segunda diferencia es la variedad de
sangre que se utilizó, pues con Aedes se utilizaron 2 tipos: Sangre humana y sangre
bovina.
28
5. RESULTADOS Y ÁNALISIS DE RESULTADOS
5.1 IMPLEMENTACIÓN COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS
5.1.1 Desarrollo de la colonia
Los resultados obtenidos para la implementación de la colonia de Anopheles
albimanus que obedecen a los dos primeros meses de pasantía (ver imagen 11), se
presentan a continuación, en donde se explica cómo fue el comportamiento del
mosquito Anopheles en contraste con los procedimientos aplicados y la
identificación de puntos máximos en cuanto a cantidad de ejemplares obtenidos y
hembras alimentadas.
De acuerdo con el control realizado diariamente de la colonia en el laboratorio
(Anexo 1) en cuanto al comportamiento reproductivo del mosquito se encontró que
el mosquito Anopheles albimanus en promedio tuvo un ciclo de vida completo de 20
días, donde 4 días fue el tiempo encontrado entre la etapa de transición de huevo a
larva, de 11 días de larva a pupa y de 1 día de pupa a adulto.
En la Imagen 12 se observa el comportamiento poblacional de los mosquitos adultos
donde se evidencia la evolución de la implementación, pues luego de alcanzar un
punto máximo de 30 adultos, fue descendiendo dicha cantidad con el paso de los
días, hasta que finalmente mueren todos los especímenes (día 22). No obstante el
descenso no es brusco, por tanto el comportamiento de la colonia en esta etapa del
ciclo es normal. Sin embargo vemos un nuevo nacimiento de adultos en el día 25
procedente de las posturas de huevos llevadas a cabo durante el día 10 como se
observa en la tabla 1.
29
Imagen 12. Comportamiento mosquitos Anopheles albimanus.
Fuente: Autores
En la imagen 13 se nota una decadencia significativa en el número de pupas de
Anopheles que inicia desde el octavo día hasta llegar a tal punto que no se
encuentra ninguna en la colonia (día 11), luego surgen 3 pupas producto de la
postura realizada el día 10 por las hembras de la colonia, este comportamiento
indica que la falla en los procedimientos llevados a cabo se encontraba
principalmente en las larvas, pues no estaban cambiando de estadio es decir la
mortalidad radicaba allí, justificando la decadencia en cantidad de individuos en la
etapa de pupa.
Imagen 13. Comportamiento larvas de Anopheles Fuente: autores
En la tabla 1 se presentan observaciones importantes registradas durante el
proceso de implementación:
0 0 0 0 0
6
1216
30 3026
2219 17
12 10 85 3 2 1 0 0 0 1 2 2 3 3 3 2 2 0
0
10
20
30
40
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32
Can
tid
ad (
un
id)
Tiempo (dias)
Comportamiento mosquitos adultosCiclo de ultimas
posturas
0 02 3
6
10
28
1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 0 0 0 00
5
10
15
20
25
30
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29
Can
tid
ad (
un
id)
Tiempo (dias)
Comportamiento pupas de Anopheles
Ciclo de últimas
posturas
30
Tabla 1. Observaciones relevantes de la colonia de Anopheles albimanus
DIA SIMBOLO EN GRÁFICA
OBSERVACION
Día 5 Surgen los primeros adultos
Día 8 Se evidencia que las larvas se están comiendo entre sí (canibalismo3) y se encuentran
microorganismos del filo Rotifera en el agua
Día 10 Primera postura de huevos
Día 13 Se encuentra mayor cantidad de microorganismos del filo Rotifera en el agua
Día 14 Mueren todas las larvas y nacen las últimas posturas
Fuente: Autores
Imagen 14. Comportamiento de larvas de Anopheles Fuente: autores
Al relacionar el control realizado diariamente de observaciones más relevantes
(Tabla 1) con los comportamientos de cada etapa de vida del mosquito obtenidas
se encuentra que la decadencia de larvas (Imagen 14) y pupas (Imagen 13) coincide
con la fecha (Día 8) en que se registró un gran número de larvas muertas producto
del canibalismo entre ellas, la aparición de un microorganismo en el agua
identificado como un microorganismo del Filo Rotifera4 y el exceso de grasa en la
3 Canibalismo: refiriéndose al acto de alimentarse con miembros de la propia especie. 4 Filo Rotífera: Filo que incluye microrganismos acuáticos, invertebrados cuya longitud es menor a 0,5 mm, cuyo hábitat es generalmente aguas dulces estancadas en donde se alimentan de materia orgánica muerta, algas microscópicas y protozoos.
1009990
83
6050
40
12 12 11 10 10 80 3 5 6 6 6 6 4 4 4 1 1 1 0 0 0
0
20
40
60
80
100
120
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 25 24 25 26 27 28 29
Can
tid
ad (
un
id)
TIempo (dias)
Comportamiento larvas Anopheles
Nacimiento larvas de postura de huevos
31
superficie del agua de los recipientes. Siendo este conjunto de situaciones las
causas de la caída en el número de individuos.
A pesar de que se tomaron medidas como la separación de larvas por estadio y la
desinfección de recipientes y cambio de agua constante, el descenso ya había
reducido significativamente los ejemplares suministrados, sin embargo en dicho
punto de la implementación se habría podido recuperar la colonia pues como se ve
en la imagen 14 nacieron las posturas efectuadas días antes, pero durante el
proceso se presentaron otros factores que posiblemente influyeron en el fracaso de
la implementación como las constantes fallas eléctricas en las instalaciones,
evitando que las condiciones ambientales requeridas por el mosquito se cumplieran.
Además durante este periodo la cantidad de hembras alimentadas con sangre fue
poca, no permitiendo la continuación de más generaciones de mosquitos.
Teniendo en cuenta que el problema o el punto crítico encontrado fue la mortalidad
de larvas y el hecho de que estas no cambiaban de estadio es claro que la falencia
procedimental del manejo de la colonia se encuentra en el alimento concentrado de
peces suministrado pues inicialmente el alimento se suministraba sin moler como
se muestra en la imagen 15, siendo una cantidad muy grande, el cual se deshacía
ocasionando capas de grasa en la superficie del agua. Posteriormente se procedió
a molerlo para suministrar menor cantidad, sin embargo persistió el problema, lo
cual impedía que las larvas del mosquito respiraran y por ende murieran. Además
el exceso de alimento ocasiono exceso de materia orgánica en el agua justificando
la aparición de microorganismos como los rotíferos y justificando el comportamiento
caníbal de las larvas, pues dicho comportamiento en animales se presenta cuando
hay presencia de varios individuos en el mismo hábitat y en este es escaso el
alimento. (Ramos, 2015)
32
Imagen 15. Larvas de Anopheles albimanus Laboratorio de Zoonosis y Salud Pública
Fuente: Autores
5.1.2 Protocolo establecido de mantenimiento de la colonia en el laboratorio
De acuerdo a la experiencia obtenida al realizar la implementación de la colonia de
mosquitos se establece el siguiente protocolo de mantenimiento para futuras
colonias de Anopheles albimanus en el laboratorio de Zoonosis y salud pública de
la universidad:
Materiales:
- Jaula Gerber con malla mosquitera
- Pipeteador de plástico de uso exclusivo para colonia de Anopheles
- Agua azucarada
- Algodón o gasa
- Agua sin cloro
- Técnica de hematofagia
- Recipientes
- Alcohol
- Alimento concentrado de peces o roedor uso exclusivo colonia de Anopheles
33
Procedimientos
Mantener los recipientes de las larvas y de ovoposición limpios y
desinfectados con alcohol con el fin de evitar la aparición de microrganismos
contaminantes.
Dar alimento concentrado a las larvas triturado con un mortero en pequeña
cantidad 0,16 gramos.
Mantener los recipientes de larvas con agua máximo hasta la mitad del
recipiente, para evitar el derrame del agua de los huevos con posibles
movimientos.
Oxigenar el agua trasvasando cuidadosamente de un recipiente a otro o
formando burbujas en el fondo con una pipeta, debido a que este tipo de
mosquito prefiere aguas oxigenadas para su ovoposición.
Separar las larvas por estadio y separarlas de los huevos.
No exceder la cantidad de alimento (0,16 gramos) o se forman capas de
grasa en el agua. En el caso de que se formen limpiar la grasa
cuidadosamente o cambiar de recipiente las larvas, pues dicha capa de grasa
impide su respiración.
No proporcionar alimento hasta que nazcan las larvas, esto con el fin de que
el agua en la que se encuentran los huevos mantenga en buen estado y evitar
mortalidad.
Las vasijas no deben recibir movimientos bruscos sobre todo cuando las
hembras se sitúan en estas a realizar la ovoposición, pues al realizar
movimientos bruscos se puede ahogar a la hembra.
Proporcionar la temperatura 24-29°C y humedad relativa 72-80% adecuada
a la especie de mosquitos de forma constante.
No mezclar las larvas, mosquitos adultos o pupas con otras especies de
mosquito del laboratorio.
Insistir en diferentes horas del día la hematófagia en hembras, debido a que
el mosquito prefiere las horas de la noche y madrugada para picar. Por tanto
34
para ser exitoso el mantenimiento de la colonia en poblaciones altas es
necesario realizar varios intentos, hasta que se logre la hematofagia.
Imagen 16. Larvas de Anopheles albimanus Fuente: Autores
5.2 ALIMENTACIÓN ARTIFICIAL DE COLONIAS DEL MOSQUITOS AEDES
AEGIPTY
La alimentación artificial se realizó en dos etapas, las cuales están clasificadas
según el origen de la sangre que se utilizó para la realización de la hematofagia
obteniendo los siguientes resultados.
5.2.1 Alimentación con sangre de humano
La alimentación con este tipo de sangre se realizó dos veces a la semana por dos
meses, obteniendo un total de 15 días de alimentación, días en los cuales se criaron
810 hembras de mosquitos de las cuales 270 realizaron la hematofagia a través de
esta sangre.
5.2.2 Alimentación con sangre de vaca
La alimentación con este tipo de sangre se realizó dos veces por semana por dos
meses, obteniendo un total de 13 días de alimentación, días en los cuales se criaron
1801 hembras de las cuales 762 realizaron hematofagia.
35
5.2.3 Comparación de los tipos de sangre
Imagen 17. Porcentaje de hembras alimentadas
Fuente: Autores
Como se muestra en la Imagen (17), el proceso de alimentación artificial realizado
con la sangre de humano obtuvo menor cantidad de hembras alimentadas que la
sangre de bovino con un (33,3 %) del total de las hembras, mientras que la
alimentación realizada con sangre de bovino es mayor con un (42,3 %) del total de
las hembras criadas en el periodo estudiado en el laboratorio. La diferencia en
porcentajes de alimentación se puede presentar debido a que la sangre del ganado
vacuno está compuesta por plasma cuyo contenido de agua es del 80,5%, de
proteínas 17,3% y carbohidratos 0,065% (Harrub, 2013), mientras que el contenido
de la sangre humana es de 90% agua, 9% proteínas 0,9 % sales y 0,9%
carbohidratos (Beltran & Perdomo, 2007) mostrando diferencia significativa en
porcentajes de proteínas siendo posiblemente de más agrado para el mosquito
Aedes por lo cual su ingestión es mejor, por esta razón el aumento en la producción
de huevos fue mayor, aumentando la cantidad de mosquitos adultos como se
muestra en la (tabla 2), lo cual respalda la efectividad de la sangre de bovino.
33%
67%
Hembras alimentadas con Sangre Humana
% Hembras alimentadas % Hembras no alimentadas
42%
58%
Hembras alimentadas con Sangre Bovino
% Hembras alimentadas % Hembras no aimentadas
36
Tabla 2. Número de ejemplares obtenidos por tipo de sangre
Con Sangre de
Humano
machos
Con Sangre de
Vaca machos
Con Sangre de
Humano
hembra
Con Sangre de
Vaca hembra
Colonia 1 13 34 63 212
Colonia 2 25 23 42 233
Colonia 3 30 20 160 189
Colonia 4 20 21 70 180
Colonia 5 23 41 87 125
Colonia 6 32 26 179 173
Colonia 7 57 91 - 125
Colonia 8 16 25 71 152
Colonia 9 23 40 - 125
Colonia 10 5 36 219 96
TOTAL POR
SEXO
244 357 891 1610
TOTAL DE
MOSQUITOS
1135 Sangre de
humano
1967 Sangre de
vaca
Fuente: Autores
Como se muestra en la tabla (2) el total de adultos obtenidos artificialmente con
sangre de bovino fue de 1967 mientras que el total de adultos obtenidos
artificialmente con sangre de humano fue de 1135, confirmando la efectividad de la
sangre de bovino en la producción de huevos fértiles y posteriormente adultos en
más de un 75% respecto a la sangre de humano.
5.2.4 Protocolo procedimental para realizar la hematofagia artificial
De acuerdo a la experiencia obtenida al realizar la alimentación artificial de las
hembras de Aedes aegipty se dan los siguientes procedimientos para obtener
buenos resultados durante esta:
37
Montaje:
Para realizar el montaje de la hematofagia se requieren los siguientes
materiales:
- Campanas de alimentación (Imagen 18)
- Mangueras de caucho
- Baño maria
- Soporte universal
- Agua
- Membrana (obtenida de ganado porcino)
- Guantes
- Jeringa
- Motor
- Sangre en buen estado con anticoagulante
En la imagen 19 y 20 se muestra como debe ser el montaje completo de la
alimentación al reunir los materiales mencionados con anterioridad.
Funcionamiento
En esta parte es importante tener en cuenta:
La temperatura debe conservarse entre 37 y 38° C, inclinándose a la
temperatura de 38°C para obtener mayor número de hembras
alimentadas, patrón encontrado durante los 4 meses de alimentación de
hembras de Aedes aegipty.
El agua debe mantenerse circulando contantemente en los tubos de
caucho.
Se debe vigilar que la membrana permanezca húmeda y la sangre no se
coagule en la base de la campana. En caso de que se seque se procede
a humedecer cuidadosamente con agua a 37°C y en caso de que se
coagule se debe dar golpes suavemente a la membrana hasta que se
destape.
38
Vigilar si los ejemplares se están alimentando, confirmando su llenado
como se muestra en la imagen 21, es decir hasta que la contextura del
cuerpo de la hembra cambie.
Desechos:
Los implementos usados para realizar limpieza del sistema de
alimentación deben ser limpiados con materiales usados exclusivamente
para su limpieza, incluyendo esponjas, toallas absorbentes y cepillos.
Los desechos de sangre y membrana deben ser desechados por
separado y ser desechados mínimo cada dos días.
La sangre inicialmente debe ser inactivada con hipoclorito de sodio al 1%
y posteriormente se le debe realizar la disposición final dependiendo del
residuo, es decir líquido o sólido. (Alvarez, 2015)
Imagen 18. Campana de alimentación
Fuente: Autores
SANGRE
INTESTINO DE
CERDO
39
Imagen 19. Montaje de alimentación artificial Fuente: Autores
Imagen 20. Montaje alimentación artificial del laboratorio de Zoonosis y Salud Pública Fuente: Autores
MANGUERAS
DE CAUCHO
CAMPANA DE
ALIMENTACIÓN
JAULA CON
MOSQUITOS
SOPORTE
UNIVERSAL
40
Imagen 21. Hembras Aedes aegipty alimentándose Fuente: Autores
6. CONCLUSIONES
6.1 Aunque el proyecto de implementar una colonia de mosquitos de Anopheles era
viable, el Laboratorio de Zoonosis y Salud Pública requiere más recurso técnico,
físico, personal y logístico para mantener de manera adecuada una colonia de
Anopheles por lo que es complicada la implementación.
6.2 La adaptación del mosquito Anopheles albimanus en estado adulto a
condiciones de laboratorio tuvo mejores resultados que en estado larvario,
evidenciado en el descenso en número de pupas y la aparición de Rotiferos en el
agua, mostrando que la falla en la implementación fue principalmente en el cuidado
dado a las larvas.
41
6.3 El uso de sangre de bovino en la alimentación artificial de colonias de Aedes
aegipty es eficiente a la hora de obtener ejemplares para investigaciones de
erradicación y control del vector de forma más efectiva.
7. RECOMENDACIONES
Se recomienda para futuras implementaciones de colonias del mosquito Anopheles
que se tenga un control estricto en cuanto a la administración de las colonias,
asignando una persona encargada de esta, la cual tenga riguroso cuidado en la
limpieza y separación de pupas, larvas y mosquitos.
Se recomienda rotular los recipientes donde se almacena agua des clorada para las
colonias, cuyo rotulo incluya la fecha de llenado y el responsable. De esta manera
se conoce la fecha del último llenado y la antigüedad de dicha agua. Esto con el fin
de evitar contaminación del agua por microorganismos.
42
Se recomienda mejorar las condiciones físicas y de funcionamiento del laboratorio
y de los instrumentos a utilizar, disponer de una mayor área en las instalaciones de
implementación de colonias y garantizar continuidad en el fluido eléctrico para evitar
cambios bruscos de temperatura en las incubadoras ya que los mosquitos del
género Anopheles son muy sensibles a cambios bruscos de las condiciones
ambientales, bien sean naturales o antrópicas por lo cual afecta su desarrollo.
Se recomienda tener separados por especie de mosquito los materiales como
pipetas, agua azucarada, alimento, bandejas y jaulas. Incluyendo las zonas de la
incubadora, de esta manera de evita la mezcla de las especies.
Se recomienda revisar el alimento concentrado dado a las larvas, por marcas que
manejen bajos niveles de grasa y mayores niveles de proteínas, y así evitar capas
de grasa en la superficie del agua y mortalidad de larvas
Se recomienda utilizar sangre de bovino en la alimentación artificial en caso de
necesitar grandes cantidades de ejemplares para experimentación
8. BIBLIOGRAFIA Alvarez, A. (2015). Universidad Colegio Mayor de Cundinamarca. Obtenido de
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45
9. ANEXO
Anexo 1. Formato de control de colonia de Anopheles albimanus
FORMATO DE CONTROL DE COLONIA DE ANOPHELES ALBIMANUS LABORATORIO
DE ZOONOSIS Y SALUD PÚBLICA. TECNOLOGÍA EN SANEAMIENTO AMBIENTAL.
UNIVERSIDAD DISTRITAL FRANCISCO JOSÉ DE CALDAS
REGISTRO N°
Fecha Hora Número de adultos Número
de pupas
Número
de larvas Procedimientos realizados Responsable
Macho Hembra
