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MICROBIOLOGIA_TRACTO_RESPIRATORIO_V0

DOCUMENTO CIENTÍFICO

CULTIVO TRACTO RESPIRATORIO

INDICE

1. Tracto respiratorio inferior (RI)

2. Tracto respiratorio superior (RS)

PNT 6 - RI Sección de Microbiología

Hospital Virgen de los Lirios Tracto respiratorio inferior

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Tracto respiratorio inferior (RI)



Índice V0 Pág. 2 de 45

Documento científico

1. Introducción

2. Tipo de muestras

2.1. Esputo, esputo inducido

2.2. Jugo gástrico

2.3. Aspirado traqueobronquial simple

2.4. Punción transtraqueal

2.5. Muestras obtenidas a través de broncoscopio

2.5.1. Broncoaspirado (BAS)

2.5.2. Cepillado bronquial con catéter telescopado (CBCT)

2.5.3. Lavado bronquioalveolar (LBA)

2.5.4. Biopsia transbronquial (BTB)

2.6. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo

2.6.1. Punción transparietal y aspiración con aguja fina (PAAF)

2.6.2. Punción biópsica pulmonar

2.6.3. Biopsia pulmonar con toracoscopio

2.6.4. Biopsia pulmonar por toracotomía (BPT)

3. Identificación de microorganismos patógenos

3.1. Cocos α-hemolíticos: S. pneumoniae

3.1.1. Interpretación de la prueba de la optoquina

3.1.2. Detección de la resistencia a penicilina

3.2. Cocos β-hemolíticos

3.3. Staphylococcus

3.3.1. Resistencia a meticilina

3.4. Neisseria spp

3.5. Moraxella spp

3.6. Haemophilus spp

3.7. Levaduras

3.8. Bacilos Gram negativos

3.9. Rhodococcus equi

3.10. Nocardia spp



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1. Introducción

Es muy importante tomar la muestra de la manera adecuada para evitar la

contaminación por la flora orofaríngea y que los resultados obtenidos no sean los

adecuados. Cuando el volumen de la muestra sea escaso (sobre todo en biopsias y

cepillados) es importante que se indique la presunción diagnóstica por parte del clínico

ya que no siempre se van a poder realizar todos los estudios. En general, la calidad de

la muestra se valora mediante el estudio microscópico. Una muestra recogida

correctamente contendrá muy pocas o ninguna célula de descamación epitelial y gran

cantidad de leucocitos polimorfonucleares.

2. Tipos de muestras

2.1. Esputo, esputo inducido

El esputo no es una muestra del todo representativa de la situación existente

en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el

árbol traqueo-bronquial y con la flora saprofita de la orofaringe. No obstante, se trata

de una muestra de obtención fácil y rápida cuya utilidad o relación entre el resultado

obtenido y verdadera etiología de la neumonía depende en gran medida de:

a. Su correcta obtención.

b. Control de calidad antes de iniciar su procesamiento. Si con el Gram se

demuestran abundantes polimorfonucleares (>25 por campo), pocas células epiteliales

(<10 por campo) y un microorganismo predominante, es muy fácil que éste pueda ser

el responsable de la neumonía.

c. Tipo de agente que se pretenda detectar. El estudio del esputo es de gran valor

en infecciones por Legionella, Mycobacterium tuberculosis y en algunos hongos y

virus.

d. Valoración adecuada del resultado.




2.2. Jugo gástrico

En niños pequeños o en pacientes que no expectoran y tragan sus esputos,

puede realizarse una aspiración gástrica tras un periodo de ayuno de 8 horas.

2.3. Aspirado traqueobronquial simple

Estas muestras deben ser tratadas como un esputo. De valor análogo al esputo

por su contaminación con la flora orofaríngea. Los pacientes con traqueotomías son

colonizados rápidamente con BGN y otros patógenos nosocomiales. Esta colonización

per se no tiene relevancia clínica, pero estos microorganismos pueden ser aspirados y

causar neumonía. En los pacientes intubados se consigue secreción mediante la

aspiración por el tubo endotraqueal. Esta muestra carece igualmente de especificidad

debido a la alta colonización que sufren los pacientes.

2.4. Punción transtraqueal

La punción transtraqueal es un procedimiento quirúrgico que debe ser

realizado por personal especializado. Su fin es aspirar secreciones libres de

contaminación orofaríngea, aunque en bronquíticos crónicos y pacientes

hospitalizados se pueden arrastrar patógenos que colonizan el árbol bronquial.

Observaciones:

a. Útil en el diagnóstico de anaerobios.

b. Útil en enfermos graves que no expectoran o lo hacen con esputos de

calidad insuficiente.

c. Indicado en neumonías que responden mal al tratamiento empírico y en las

neumonías nosocomiales.

Contraindicada en:

a. Hipoxia grave

b. Trastornos de la coagulación




No es aconsejable en caso de:

a. Enfermedad pulmonar obstructiva crónica

b. Enfermos hospitalizados durante largo tiempo ya que pueden estar muy

colonizados.

Complicaciones:

a. Enfisema subcutáneo y mediastínico

b. Hemoptisis

c. Infecciones de la pared.

2.5. Muestras obtenidas a través de broncoscopio

Salvo el cepillado por catéter telescopado, las muestras obtenidas por

fibrobroncoscopia son muestras contaminadas en mayor o menor grado con la flora

orofaríngea. Se prefieren los cepillados bronquiales a los lavados ya que mediante

éstos últimos se obtienen muestras más diluidas. Las muestras obtenidas por

fibrobroncoscopio no son adecuadas para la recuperación de gérmenes anaerobios.

2.5.1. Broncoaspirado (BAS)

Es una muestra más representativa que el esputo del tracto respiratorio inferior.

El área afectada del pulmón puede ser directamente accesible. Los

broncoaspirados contienen también flora saprofita de la orofaringe, aunque en

menor grado que el esputo, por lo que no son útiles para el cultivo de anaerobios.

2.5.2. Cepillado bronquial por catéter telescopado (CBCT)

Permite evitar la contaminación con flora de las vías altas, por lo que la

muestra obtenida es útil para el cultivo de anaerobios. Se procesarán como

cultivos cuantitativos ya que se facilita la interpretación de los resultados. Debido a

la escasez de la muestra obtenida con el cepillado bronquial, ésta debe de ponerse

inmediatamente en un líquido para su transporte (1 ml de suero salino estéril) para

evitar una pérdida de la rentabilidad de la muestra.



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2.5.3. Lavado broncoalveolar (BAL)

Entre sus ventajas está la de explorar un mayor territorio y entre sus

inconvenientes, el que a igualdad de volumen instilado no corresponde una cifra

constante en las cantidades recuperadas, y su fácil contaminación con flora del

tracto respiratorio superior como Streptococcus viridans, Neisseria y anaerobios, al

utilizar el canal del fibroscopio por el que se han aspirado las secreciones. Sin

embargo, debe intentarse el aislamiento de patógenos potenciales a partir de los

BAL ya que estas muestras pueden ser más importantes desde el punto de vista

del diagnóstico que el esputo. Constituye la mejor muestra para detección de P.

jiroveci. La solución anestésica que se usa para la realización del BAL puede

inhibir el crecimiento bacteriano, más del 90% del material recogido puede

contener anestésico. Este hecho puede hacer que la rentabilidad de la muestra

disminuya. Los resultados de los cultivos cuantitativos suelen ser más útiles para

interpretar los resultados.

2.5.4. Biopsia transbronquial

Obtención de tejido pulmonar mediante técnica broncoscópica. Posible

contaminación de la pinza de biopsia. Complicaciones: neumotórax y hemorragia.

2.6. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo

Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras

más representativas del parénquima pulmonar. Sólo deben emplearse cuando

fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga

imprescindible conocer el diagnóstico etiológico.

2.6.1. Punción transparietal y aspiración con aguja fina (PAAF)

Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción

transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfico. Indicada

ante la sospecha de infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son

periféricas.




Contraindicado en:

a. Pacientes con bullas

b. Trastornos de la coagulación

c. Sospecha de hidatidosis

Complicaciones: Neumotórax y hemoptisis.

La muestra obtenida carece de contaminación. Es una muestra ideal para el

estudio de infección anaerobia grave en niños, especialmente en edades

tempranas.

2.6.2. Punción biópsica pulmonar

Biopsia transtorácica con trócar. Sólo se realiza en casos excepcionales y ante

lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de producir un neumotórax.

2.6.3. Biopsia pulmonar por toracoscopio

2.6.4. Biopsia pulmonar por toracotomía (BPT)

Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto. El de mayor

morbimortalidad.

3. Identificación de microorganismos patógenos

3.1. Cocos alfa- hemolíticos: Streptococcus pneumoniae

Buscar en AS colonias α-hemolíticas con morfología característica de S.

pneumoniae y diferenciarlas de las colonias también α-hemolíticas pertenecientes a

especies del grupo viridans.




3.1.1. Identificación

a. Aspecto de la colonia: colonias pequeñas o medianas, lisas, brillantes,

húmedas y con una depresión central a medida que envejecen debido a autolisis.

Tras 48-72 horas la hemólisis α puede parecer β. A veces, las colonias son muy

mucoides por la presencia de cápsula.

b. Gram: diplococos gram positivos, en forma redondeada o lanceolada y

raramente formando cadenas.

c. Prueba de la optoquina: nos ayuda a establecer la identificación.

Se inocula una placa de agar sangre con un cultivo puro del microorganismo y

se coloca un disco de optoquina de 400 µg y se incuba 24 h en atmósfera de CO2 . Interpretación de la prueba de la optoquina:

Sensible Resistente

Disco 6 mm > 14mm ≤ 14 mm Disco 9 mm ≥ 15 mm < 15 mm Optoquina Disco 10 mm > 16 mm ≤ 16 mm

Streptococcus pneumoniae es el único estreptococo que es sensible a la

optoquina (agente anti-neumococo), aunque aproximadamente el 5% de los

neumococos son resistentes a la optoquina y algunas cepas de estreptococos del

grupo viridans son inhibidos por ella. Si el disco de optoquina es dudoso o como

confirmación de la identificación se puede realizar una aglutinación con partículas

de látex siguiendo las instrucciones del fabricante. Hay que tener en cuenta que el

neumococo puede autoaglutinar, por eso hay que descartar que aglutine con suero

fisiológico.

3.1.2 Detección de la resistencia a penicilina

La detección de la resistencia a penicilina es fundamental, ya que en los

últimos años ha aumentado el número de neumococos resistentes a penicilina.

Además, es importante saber si la resistencia es elevada (CMI ≥ 2 mg/l) o

intermedia (CMI = 0.12-1 mg/l), ya que si es intermedia (I) y la infección no es muy

grave, se puede tratar adecuadamente la infección con dosis altas de penicilina

(Ver documento CLSI).




Para detectar la resistencia a penicilina nos basamos en el disco de oxacilina o

el E-test de penicilina (ambos incluidos en el antibiograma de neumococo).

Disco de oxacilina: si es resistente el neumococo va a ser o R o I,

si es sensible el neumococo puede ser S o MS (I)

3.1.3.Antibiograma

Se realiza el antibiograma siguiendo el PNT 13.

3.2. Cocos beta-hemolíticos: Streptococcus pyogenes

Colonias puntiformes o pequeñas con halo de beta-hemólisis en el AS y

catalasa negativa.

3.2.1.Identificación:

Prueba de la bacitracina: diferencia S. pyogenes (grupo A) de otros

estreptococos β-hemolíticos (grupos B, C, D, F, G), aunque hay cepas de estos

grupos que pueden ofrecer falsos positivos. La aparición de cualquier halo de

inhibición del crecimiento de las colonias alrededor del disco indica la sensibilidad

del microorganismo al antibiótico.

Sospecha de S. pyogenes→catalasa (-)→bacitracina (inhibición).

Además de S. pyogenes, un pequeño porcentaje de estreptococos de los grupo

B, C y G también son sensibles. Dado que los estreptococos del grupo B pueden

ser diferenciados por su morfología y pruebas bioquímicas, y los de los grupos C y

G se presentan esporádicamente, la bacitracina es una prueba presuntiva

adecuada para la identificación de los estreptococos del grupo A. Si hay alguna

duda, se puede realizar una aglutinación con partículas de látex para el grupo A,

siguiendo las instrucciones del fabricante.

3.2.2. Antibiograma:

Se realiza el antibiograma siguiendo el PNT 13.




3.3. Estafilococos: Staphylococcus aureus

S. aureus. Son colonias catalasa (+) que en el agar sangre presentan un

aspecto blanco o amarillento, son planas, cremosas, brillantes, la mayoría de las veces

β-hemolíticas.


Staphylococcus aureus es un estafilococo coagulasa (+), por lo que antes

de hacerle el panel de identificación y sensibilidad, se puede realizar una

identificación presuntiva con la prueba de la coagulasa en porta. Si existen dudas

se puede realizar la coagulasa en tubo. Su identificación y sensibilidad se realiza

con un panel comercial de microorganismos gram positivos.

La producción de β-lactamasas se puede comprobar en aquellas cepas

sensibles a ampicilina mediante un disco de cefinasa (Ver PNT 13).

3.3.2. Resistencia a meticilina

Se confirma por dos métodos: Aglutinación y E-test de oxacilina (Ver PNT 13).

3.4. Neiserias: N. meningitidis

Procesar en campana de seguridad. Nunca hay que olerlas. Crecen mal en

medios de cultivo ordinarios, necesitan sangre o chocolate y CO2 para crecer. En agar

sangre son colonias de 0.5 - 1 mm de diámetro, lisas, convexas, cremosas, de color

grisáceo. En agar chocolate son de mayor tamaño y más traslúcidas. Si se sospechan

hay que hacerles: oxidasa, gram, pases a agar sangre, agar chocolate, agar Thayer-

Martin.

3.4.1. Identificación:

Catalasa (+) y oxidasa (+). En la tinción de Gram se observan como diplococos

gram negativos. La confirmación definitiva se realiza mediante pruebas

bioquímicas (API NH y API Neisseria 4H) y aglutinación con partículas de látex que

indica el grupo a que pertenece.




Las especies patógenas crecen en Thayer-Martin a diferencia de las saprofitas.

Cabe mencionar N. lactamica, que crece en Thayer-Martin, pero se distingue del

meningococo por el API NH. Las especies patógenas se diferencian de las saprofitas

por la fermentación de azúcares y por serotipificación.

N. gonorrhoeae fermenta la glucosa N. meningitidis fermenta la glucosa y la maltosa Neisserias saprofitas fermentan algún azúcar adicional

3.4.2. Antibiograma (Ver PNT 13)

3.4.3. Envío a Centro de Referencia (Ver PNT 14)

3.5. Moraxelas: Moraxella catharralis

Puede formar parte de la flora normal del tracto respiratorio superior,

aislándose en la orofaringe de muchos niños. Es un patógeno relevante en edades

pediátricas, en inmunodeprimidos y en pacientes con patología de base (EPOC).

Produce principalmente infecciones respiratorias y del área otorrinolaringológica. Es

fácilmente fagocitada por los leucocitos polimorfonucleares.


En agar sangre aparecen como colonias pequeñas, blanco grisáceas,

convexas, opacas y muy redondeadas. En la tinción de Gram se observan cocos

gram negativos o cocobacilos cortos en parejas. Son catalasa (+) y oxidasa (+).

Las colonias, al igual que en las neiserias saprofitas, se desplazan sobre el agar al

intentar tomarlas con un asa. Reduce los nitratos. Posee desoxirribonucleasa. El

90% de las cepas son beta-lactamasa positivas. Moraxella catharralis posee un

enzima capaz de hidrolizar el sustrato tributirina, característica que se utiliza para

diferenciar este género del género Neisseriaceae. Otros métodos de identificación

de coste más elevado son: API NH ó API Neisseria 4H.

3.5.2. Antibiograma: (Ver PNT 13)




3.6. Haemophilus spp.

En general, crecen en agar chocolate y no en agar sangre (no obstante pueden

crecer en este medio alrededor de colonias de microorganismos, como

Staphylococcus aureus, que producen el factor V; este fenómeno se conoce como

satelitismo). Nunca hay que olerlas


En agar chocolate crecen como colonias de tamaño mediano, grisáceas y a

veces verdosas con un olor característico Son oxidasa variable y catalasa (+). Al

examen microscópico o de muestras clínicas aparecen como cocobacilos gram

negativos finos, de longitud variable y con un acusado pleomorfismo. Las especies

se diferencian por sus requerimientos en factores de crecimiento. Esta cualidad se

detecta sobre un cultivo en agar de Müeller-Hinton con discos que contienen los

distintos factores: X (hemina), V (NAD) y XV (hemina + NAD). Las distintas

especies de Haemophilus se pueden identificar según la siguiente tabla:

V X β-hemólisisH. influenzae + + - H. parainfluenzae + - - H. hemolyticus + + + H. parahemolyticus + - + H. aphrophilus - - - H. ducrey - + -




En nuestro laboratorio la identificación de Haemophilus se realiza según el

siguiente esquema.

Biotipos urea* indol ornitina urea* indol ornitina

I + + + - - + II + + - + - + III + - - + - - IV + - + + + + V - + + VI - - + - + + VII - + - + + - VIII - - - - + -

*Añadir reactivo de indol

Las pruebas de la ornitina, urea e indol nos permitirá diferenciar los distintos

biotipos de Haemophilus spp. La determinación de los requisitos de los factores X y V

se realiza mediante la prueba de porfirinas. Esta prueba detecta la presencia de

enzimas que convierten el ácido delta aminolevulínico (ALA) en porfirinas o

protoporfirinas. La aparición de color rosa en un tubo incubado a 37ºC 24 h en

aerobiosis dónde previamente se suspendió un inóculo de las colonias sospechosas,

indica la producción de porfirinas y que el microorganismo no requiere factor X, por

tanto, se trata de un Haemophilus parainfluenzae.




3.7. Levaduras

Las levaduras en una muestra respiratoria pueden ser contaminación

orofaríngea. Para su valoración se tendrá que tener en cuenta:

a. Calidad del gram

b. La observación de levaduras filamentadas en el gram de la muestra es un criterio de

patogenicidad.

c. Tipo de paciente: si se trata de un enfermo oncológico, VIH, inmunodeprimido,

neutropénico, puede estar colonizado/infectado por levaduras.


En agar sangre son colonias pequeñas, blancas con olor a pan. El examen

microscópico de la colonia se puede realizar en fresco observando células

ovaladas, o con tinción de Gram observando células negras ovaladas. El test de

filamentación diferencia Candida albicans del resto de las especies. Estas otras se

identificarán mediante metabolismo de azúcares o medios cromogénicos.

3.8. Bacilos gram negativos (BGN)

Los BGN normalmente están como colonizadores de la boca y orofaringe,

sobre todo en personas con poca higiene en la boca, pero también pueden ser

productores de neumonías en pacientes con patología de base, como EPOC, o en

pacientes ingresados (neumonía nosocomial) mucho tiempo o en áreas de alto riesgo.

La distinción entre colonización / infección dependerá de: la calidad del esputo, la

cantidad y presencia de más o menos especies, el estado clínico del paciente.

3.8.1. Enterobacterias

3.8.1.1. Identificación:

En agar sangre se verán como colonias grandes, mucosas, grisáceas, de

olor desagradable. Son catalasa (+) y oxidasa (-). La placa de McConkey nos

servirá para diferenciar las colonias lactosa (+) de las lactosa (-).




3.8.2. Pseudomonas spp

3.8.2.1. Identificación:

En agar sangre forman colonias grandes, rugosas, a veces lisas o

mucoides, con reflejos plateados, grisáceas, pigmentadas de verde

frecuentemente (piocianina), con olor aromático (a jabón) característico. Son

catalasa (+), oxidasa (+) excepto P. cepacia que puede ser oxidasa (-) y

Xantomonas maltophilia que es oxidasa (-).

3.9. Rhodococcus equi

Productor de neumonías cavitadas en pacientes inmunodeprimidos.


Son bacilos Gram positivos, difterimorfos, que crece bien en agar sangre

(colonia mucosa y transparente), agar chocolate y Löwenstein-Jensen. No crecen

en agar McConkey. La colonia presenta coloración salmón tras 4-5 días de

incubación. En el examen microscópico de colonia observamos bacilos Gram

positivos difterimorfos. A los 2 días de incubación de la placa, se observan cocos

Gram positivos. Son catalasa (+), nitratos (-), prueba de CAMP (-), ureasa (+).

Crecen a 40ºC. En la tinción de Zielh-Neelsen pueden presentar ácido alcohol

resistencia parcial. Para su identificación final se puede realizar la galería de

pruebas bioquímicas y metabolismo de azúcares empleada en las corinebacterias.

3.10. Nocardia spp

Posible productor de neumonías en inmunodeprimidos. En la tinción de Gram

de la muestra, podemos sospechar Nocardia si vemos BGP ramificados como una fila

de hormigas. Crece en medios habituales como agar sangre, Sabouraud, BHI agar,

Löwenstein-Jensen. Si se sospecha Nocardia hay que sembrar el esputo en medio de

Legionella selectivo y enriquecido y en Thayer-Martin, ya que hay algunas especies

que no crecen bien en medios habituales y, además, la flora saprofita suele




enmascarar su crecimiento. Incubar durante 4 semanas, aunque suelen crecer a los

3–4 días a 37ºC. La colonia habitualmente puede ser muy pleomórfica, pero

habitualmente es blanca, con aspecto de yeso y con olor a tierra mojada (no hay que

olerla). Cuando la colonia tiene varios días tiene como “pelos” y eso es el micelio

aéreo. Si se sospecha que una colonia es Nocardia hay que hacer tinción de Kinyoun

modificada. Se observan bacilos ramificados dicotómicos parcialmente ácido alcohol

resistentes. Es preferible hacer esta tinción cogiendo colonias de Löwenstein-Jensen

(medios con base de huevo).

PNT 6 -RS Sección de Microbiología

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TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR (RS)


Hospital Virgen de los Lirios Tracto respiratorio superior

Índice V0 Pág. 1 de 9

Documento científico 1. Introducción

2. Tipo de muestras

2.1. Frotis faríngeo

2.2. Frotis nasal

2.3. Frotis nasofaríngeo




1. Introducción

Los gérmenes que con más frecuencia se aíslan de muestras de tracto

respiratorio superior son: Streptococcus pyogenes (β-hemolítico grupo A),

Haemophilus influenzae, Neisseria meningitidis; y con menor frecuencia: Neisseria

gonorrhoeae, Corynebacterium diphteriae, Bordetella y otros Streptococcus β-

hemolíticos. Por tanto, las siembras de estas muestras deberán ir encaminadas a su

búsqueda.

2. Frotis faríngeo

2.1. Se estudia de rutina la presencia de Streptococcus pyogenes en el frotis

faríngeo. La aparición en las placas de AS de colonias puntiformes o pequeñas con

halo de β-hemólisis nos hará sospechar la presencia de S. pyogenes. Para

demostrarlo deberemos realizar la prueba de la bacitracina (ver tracto respiratorio

inferior). También debemos buscar Neisseria meningitidis ó N. gonorrhoeae, otros

estreptococos beta-hemolíticos, neumococo, Heamophilus. En pacientes oncológicos

o infectados por VIH, considerar si el paciente está colonizado por levaduras o BGN.

2.2. Corynebacterium diphteriae

Medios especiales para su crecimiento:

a. Agar sangre telurito cistina: colonias negras o grises metálicas que crecen en 24

horas en condiciones aerobias.

b. Agar Tindsale modificado: colonias negras con un halo pardo oscuro. Este medio

requiere que se haga en el momento que se vaya a usar.

c. Agar inclinado de Loeffler: en caso de que la muestra contenga pocos

microorganismos se usa este medio para intentar recuperar la mayor cantidad de

bacterias. Se incuba 18-24 h 35-37ºC en aerobiosis y luego se subcultiva en agar

sangre telurito cistina. Para determinar las subespecies se deben realizar pruebas

bioquímicas. Para que las probabilidades de aislamiento aumenten, se requieren

muestras de garganta y de nasofaringe simultáneamente.




2.3. Arcanobacterium haemolyticum

Cuando veamos colonias β-hemolíticas en agar sangre, además de pensar en

el S. pyogenes a veces deberemos sospechar la presencia de A. haemolyticum ya

que morfológicamente es similar a S. pyogenes. Las colonias producen β-hemólisis

tras 24 - 48 h de incubación y también son catalasa negativas. Son bacilos gram

positivos difterimorfos. Se realizará tinción de Gram para diferenciarlos. Produce

clínica similar al S. pyogenes aunque Arcanobacterium produce exantema en 30-

70% casos y aparece entre 10-30 años principalmente. S. pyogenes afecta entre

los 6-15 años. Si sospechamos que una colonia β-hemolítica no es S. pyogenes

podría ser A. haemolyticum, y se realizará: tinción de Gram (bacilos gram positivos

difterimorfos), catalasa (-) e identificar con API NH.

2.4. Cuando los frotis faríngeos son de pacientes pediátricos hay que detectar la

presencia de N. Meningitidis.

En el estudio etiológico de las neumonías pediátricas, como los niños no saben

expectorar, las muestras son frotis faríngeo y nasal, y en ellas hay que intentar

descubrir la presencia de un potencial patógeno productor de la neumonía.

3. Frotis nasal

La valoración de los cultivos debe hacerse con cautela. Hay que considerar las

características del propio cultivo, las del paciente y su situación clínica. Valorar:

a. Portadores de S. aureus (para identificación ver tracto respiratorio inferior

b. En niños que no expectoran se recomiendan frotis faríngeo y nasal para identificar

el agente causal de la neumonía.

c. Si se trata de sobreinfecciones bacterianas de cuadros víricos, se investigarán la

existencia de S. pneumoniae, Moraxella, Haemophilus.

d. Portadores de N. meningitidis.


Hospital Virgen de los Lirios

Tracto respiratorio superior Documento científico V0 Pág. 3 de 3

3. Frotis nasofaríngeo a. Si sospechamos la presencia de Bordetella, esta muestra es la mejor para aislarla.

La toma de muestra debe realizarse durante el periodo catarral, cuando se

eliminan más microorganismos, pero entonces no hay sospecha de tos ferina.

Debemos sembrar la muestra en medios especiales para favorecer su crecimiento.

b. Aparecen como colonias pequeñas, lisas, brillantes, grisáceas, como gotas de

mercurio, como perlas que tardan varios días en crecer. El cultivo con frecuencia

es negativo con un procesamiento correcto.

c. Tinción de Gram: bacilos muy pequeños o cocobacilos con escasa afinidad por los

colorantes y tendencia a la tinción bipolar.

d. Son aerobios obligados.

e. No fermentan azucares, utilizando los aminoácidos como fuente de energía.

f. Cuando crece una colonia sospechosa darle pases a agar sangre, medio de

Bordet-Gengou, agar chocolate y McConkey. El chocolate sirve para descartar que

sea Haemophilus.

g. Las características de Bordetella spp se muestran en la siguiente tabla.

B. pertussis B. parapertussis B. bronchiseptica B. avium

Catalasa + + + + Oxidasa + - + +

Motilidad - - + +

Nitratos - - + -

Ureasa - +(24h) +(4h) -

Medio Bordetella 3-6 días 2-3 días 1-2 días 1-2 días

Agar sangre - + + +

Agar McConkey - ± + +

Agar SS - - + +

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