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Organiza: Asociación Científica GRUPO BIOINDICACIÓN SEVILLA Patrocina: EMASESA Con la colaboración de: IZASA, COSELA, SAV-DAM-PRIDESA, ITSMO94 Y SEAFSA

II JORNADAS TÉCNICAS SOBRE

MICROBIOLOGÍA DEL FANGO ACTIVO

SEVILLA, 27 OCTUBRE 2005

GRUPO BIOINDICACION SEVILLA

II JORNADAS TÉCNICAS DE MICROBIOLOGÍA DEL FANGO ACTIVO OCTUBRE 2005. SEVILLA - 1 -

II JORNADAS TÉCNICAS SOBRE

MICROBIOLOGÍA DEL FANGO ACTIVO Apertura de las Jornadas: D. Fernando Estévez. Jefe del Departamento de Aguas Residuales. Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. (EMASESA).

• 9:30-10- Control del medio acuático mediante índices específicos.Prof. Dr. D. Miguel Ternero Química Analítica. Universidad de Sevilla.

• 10-11 Rasgos identificativos de las especies bacterianas (T. 021N, T. 0041, T. 0092, Nostocoida y T 0675) y protozoarias: (Coanoflagelados, Entosiphon sp., Epistylis crysemydis, E. plicatilis, Vorticella campanula, V. picta y Aspidisca lynceus). Sra. Dª Laura Isac. Grupo de Investigación Nematología y Recursos Naturales. Universidad de Sevilla.

• 11:30-12:30 Determinación de ciliados sésiles en estado de estrés. Sr. D. Andrés Zornoza; EDAR Quart-Benager

• 12:30-13:30 Últimas tendencias en la determinación de bacterias filamentosas.. Prof Dr. D. José Luis Alonso. Instituto de Hidrología del Medio Natural. Universidad Politécnica de Valencia.

• 13:30-14 Los fangos o biosolidos de depuración: Su aspecto como concentradores de la contaminación de las aguas municipales y control de calidad de fangos activos en la EDAR La Golondrina (EMACSA-Córdoba).Sr. D. Rafael Marín. Empresa Municipal de Aguas de Córdoba (EMACSA)

16-18 SESIÓN LIBRE: • Manejo práctico del microscopio óptico. La microfotografía.

Sr. D. Juan Antonio Díaz. IZASA • Determinación rápida de microorganismos filamentosos en fangos activos.

Sra Dª Carmen Arnaiz. Dpto Ingeniería Química y Ambiental. Universidad de Sevilla.

• Eliminación mecánica de espumas en reactores biológicos. Sr. D. Carlos Ferrer Torregrosa. EDAR Castellón. (FACSA). • EDAR Industrial. Alteraciones más usuales en bacterias filamentosas con

influencia industrial. Sra. Dª Eva Rodríguez. EDAR Tablada (Sociedad Española de Aguas Filtradas, S.A.).

• 18:30-19 Repercusión de las bacterias filamentosas en el proceso de

gestión de la EDAR. Sr. D. Fernando Estévez. Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. (EMASESA).

• 19-20 Presentación de la Asociación Científica GBS. Sra. Dª Mª Dolores Salas. Itsmo94.

Acto de clausura : D. Antonio Díaz Muñoz. Jefe de Operaciones. Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. (EMASESA)



Presentan posters:

• Empleo de sondas fluorescentes para la identificación de ciliados en estaciones depuradoras Lucía Arregui, Susana Serrano, Blanca Pérez-Uz y Almudena Guinea Departamento de Microbiología III. Facultad de Biología. Universidad Complutense. 28040 Madrid.

• Respuestas de crecimiento en ciliados bacterívoros de fangos activos al contenido c:n de la presa bacteriana. Pérez-Uz, B., Cavanillas-Martín, B; López-Montero, N.; Guinea, A. Dpto. Microbiología III. Facultad Ciencias Biológicas. UCM. Madrid

• Contribución de ciliados de estaciones depuradora de aguas residuales a la biofloculación de partículas Arregui, L., Linares, M., Sanz, L. y Serrano, S. Departamento de Microbiología III. Facultad de Biología. Universidad Complutense de Madrid.



INTRODUCCIÓN

El análisis de fangos activos nos aporta un claro complemento tanto en el control de la calidad de depuración como en la optimización del proceso.

Este tipo de estudios requiere un personal especializado del que no se dispone en la mayoría de los casos. Nos encontramos, pues, ante un análisis no estandarizado, complejo, pero que aporta una visión profunda del funcionamiento del proceso de depuración y que nos permite prever alteraciones en el mismo.

La Asociación Científica Grupo Bioindicación Sevilla surge con el fin principal de desarrollar el estudio microbiológico del fango activo, reuniendo a técnicos y empresas interesados en la promoción, divulgación y desarrollo de estos ensayos.

Uno de los objetivos principales de GBS se enfoca a la “estandarización” de los análisis microbiológicos en el fango activo, es decir, a la unificación de criterios a la hora de observar y evaluar una muestra de este tipo. Para ello, GBS organiza ejercicios de intercomparación entre laboratorios abiertos a todos los profesionales del sector interesados en iniciarse o profundizar en este tipo de estudios, ofreciendo la oportunidad de afrontar un “problema real” (muestra) con un Manual de Trabajo conocido y comparar los resultados obtenidos con la valoración efectuada, sobre esa misma muestra, por otros profesionales.

La documentación básica para la realización del trabajo se actualiza continuamente y consiste en un protocolo detallado y muy completo que constituye el pilar para iniciarse en el estudio de análisis de fangos activos. Los resultados obtenidos por parte de todos los participantes se recogen en un Informe junto con fotografías, consultas a expertos y apreciaciones particulares (dependiendo de los casos), haciendo de este documento un material formativo bastante útil para el aprendizaje de los técnicos menos expertos, así como un complemento para aquellos que ya han trabajado en esta materia.

Las actividades organizadas por GBS tienen un carácter divulgativo y de promoción de estos ensayos y de todos los estudios y avances realizados en torno a ellos, de manera que se permita el desarrollo de las técnicas de análisis en este campo, facilitando, al final, la labor de los responsables de explotación de EDAR´s en su tarea de optimizar y controlar los procesos de depuración.

Sobre esta base, GBS organiza estas II Jornadas Técnicas de Microbiología del Fango Activo, en las que contamos con reconocidos expertos en el tema que nos aportarán novedosos conocimientos y últimas tendencias en determinados apartados del ensayo microbiológico, como puede ser la determinación de bacterias filamentosas. Así mismo y a



partir de la experiencia de GBS en la organización y participación de los circuitos interlaboratorios, presentamos estudios de gran interés: la identificación de determinadas especies problemáticas en cuanto a su determinación y clasificación, alteraciones en la sedimentabilidad del fango procedentes de aguas industriales, entre otros temas.

Esperamos con todo esto dar un paso más hacia nuestro objetivo de profundización y acercamiento al campo de la microbiología de los procesos de depuración.

Agradecemos la colaboración inestimable de todos los ponentes. Reconocemos el esfuerzo realizado para acercarse a nosotros y la amabilidad de hacernos llegar sus experiencias y conocimientos.

Valoramos el interés de las empresas que colaboran y participan en nuestros fines, (IZASA, COSELA, SAV-DAM-PRIDESA, SEAFSA e ITSMO94), especialmente a EMASESA a la que agradecemos su apoyo en el fomento de actividades y eventos de este tipo, así como el respaldo realizado por Universidades (Universidad de Sevilla, Universidad Politécnica de Valencia y Universidad Complutense de Madrid), entidades (AESMA) y particulares ( Sr. Estévez, Jefe del Departamento de Aguas Residuales de EMASESA, Sr. Paolo Madoni del Dipartimento di Scienze Ambientali, Universita di Parma. Italia, Sr Edward Mitchell de la Universidad de Alaska Anchorage, EU, y Sr. Andrés Zornoza , Responsable del laboratorio de la EDAR Quart–Benaguer: UTE AVSA-EGEVASA.

Finalmente, y no por ello poco importante, gracias a todos los asistentes por su participación e interés ante estas jornadas.



“PARAMETROS INDICADORES EN EL CONTROL ANALITICO DE LOS MEDIOS ACUÁTICOS”

Miguel Ternero Rodríguez Grupo de Investigación “Química Analítica Ambiental” Departamento de Química Analítica “Profesor F. Pino Pérez” Facultad de Química. Universidad de Sevilla El control analítico de las aguas puede tener características muy variadas en función de los objetivos que se persigan. Entre otros, pueden citarse:

Evaluar la calidad para un uso concreto y establecer el grado de tratamiento necesario

Caracterizar los efluentes residuales y estimar los efectos contaminantes de los vertidos.

Evaluar los requerimientos del tratamiento necesario con vistas a volver a usar el agua

Determinar las cantidades de subproductos que pueden recuperarse de un agua o un efluente residual

Evaluar y optimizar procesos industriales Proporcionar información histórica sobre sistemas hídricos

Desde un punto de vista general, y de acuerdo con la Directiva Marco de Aguas (2000/60/CE) se entiende por contaminación del agua “la introducción directa o indirecta, como consecuencia de la actividad humana, de sustancias o calor en la atmósfera, el agua o el suelo, que puedan ser perjudiciales para la salud humana o para la calidad de los ecosistemas acuáticos, o de los ecosistemas terrestres que dependen directamente de ecosistemas acuáticos, y que causen daños a los bienes naturales o deterioren o dificulten su disfrute y otros usos legítimos del medio ambiente” Pueden considerarse diferentes fuentes contaminantes en función de su localización (fuentes puntuales o intensivas y fuentes difusas o extensivas), de su origen (fuentes urbanas, fuentes industriales, fuentes agropecuarias), de su continuidad (fuentes continuas y fuentes discontinuas) o de su persistencia (contaminantes permanentes y contaminantes degradadles). A su vez, en función de la naturaleza de los contaminantes puede considerarse contaminación de tipo química (inorgánica y orgánica), de tipo física y de tipo biológica. La Directiva Marco de Aguas establece los conceptos de

sustancias peligrosas: “sustancia o grupo de sustancias que son toxicas, persistentes y pueden causar bioacumulacion así como otros grupos de sustancias que pueden entrañar un nivel de riesgo análogo”

estado ecológico del agua: “una expresión de la calidad de la estructura y el funcionamiento de lo ecosistemas acuáticos asociados a las aguas superficiales”



buen estado químico del agua; “estado químico alcanzado por una masa de agua en la que las concentraciones de contaminantes no superan las normas de calidad medioambientales establecidas en las normas comunitarias pertinentes”

De acuerdo con este nuevo enfoque, para el establecimiento de la calidad ecológica de un agua se hace necesario el establecimiento de diferentes tipos de indicadores

Biológicos Hidromorfologicos Químicos y fisicoquímicos, tanto de tipo general (condiciones térmicas, condiciones de

oxigenación, salinidad, estado de salinidad, nutrientes) como específicos (contaminación producida por las sustancia prioritarias y contaminación producida por otras sustancias)

La lista indicativa de sustancias químicas prioritarias fue establecida en el Anexo VIII de la Directiva Marco y se expone a continuación:

1. Compuestos órganohalogenados y sustancias que pueden da origen a compuestos de esa clase en el medo acuático

2. Compuestos órganofosforados 3. Compuestos órganoestánnicos 3. Sustancias y preparados o derivados de ellos, cuyas propiedades cancerigenas,

mutagénicas o que puedan afectar a la tiroides, esteroidegénicas, a la reproducción, o a otras funciones endocrinas en el medio acuático o a través del medio acuático estén demostradas

4. Hidrocarburos persistentes y sustancias orgánicas toxicas, persistentes y bioacumulables

5. Cianuros 6. Metales y sus compuestos 7. Arsénico y sus compuestos 8. Biocidas y productos fitosanitarios 9. Materias en suspensión 10. Sustancias que contribuyen a la eutrofización (en particular nitratos y fosfatos) 11. Sustancias que ejercen una influencia desfavorable sobre el balance de Oxigeno (y

computables mediante parámetros tales como DBO y DQO) La lista de sustancias peligrosas en el ámbito de la política de aguas fue establecida por la Decisión nº 2455/2001/CE del Parlamento Europeo y del Consejo de 20 de Noviembre de 2001 y supuso una modificación de la Directiva Marco de Aguas pasando a convertirse dicha lista en el Anexo X de la misma. El objetivo que se persigue es la interrupción o supresión gradual de vertidos, emisiones y perdidas de tales sustancias en un plazo de veinte años con el objetivo ultimo de conseguir concentraciones en el medio marino cercanas a los valores básicos por lo que se refiera a sustancias de origen natural y próximas a cero por lo que respecta a las sustancias sintéticas artificiales.



“Rasgos identificativos de las especies bacterianas: Tipo 021N, Tipo 0041, Tipo 0675, Tipo 0092 y Nostocoida limicola, y de las especies protozoarias: Entosiphon spp., Coanoflagelados, Epistylis crysemidis, Epistylis plicatilis, Vorticella campanula, Vorticella picta y Aspidisca lynceus.”

Laura Isac Oria. Grupo de Investigación Nematología y Recursos Naturales de la Universidad de Sevilla.

1. Introducción. Antecedentes

La experiencia de GBS en la organización de circuitos de intercomparación en fango activo, le ha permitido seleccionar estos microorganismos por el mayor índice de error en las identificaciones realizadas por los distintos analistas.

Los protozoos se consideran importantes indicadores del desarrollo, eficiencia y nivel de actividad del proceso de depuración, no obstante, no son los únicos constituyentes del componente biótico de un sistema de lodos activados. La presencia de organismos filamentosos en el flóculo confiere una cierta consistencia a estos agregados, condiciona la morfología y, a la vez, evita la rotura a causa de la propia turbulencia en el tanque. Por esta razón, las tradicionales técnicas de bioindicación, cada vez con mayor precisión, son complementadas con otro importante campo de seguimiento de la marcha del proceso depurador, es decir, aquel que emplea técnicas de observación microscópica dirigidas a evaluar las propiedades del flóculo de fango activo (Ayuntamiento de Madrid, 1998; Jiménez et al., 2001).

2.Especies bacterianas (Tipo 021N, Tipo 0041, Tipo 0675, Tipo 0092 y Nostocoida limicola)

2.1. Nostocoida limicola

Las claves de identificación no están exentas de riesgos en la identificación de un microorganismo filamentoso pues, entre otros, tanto morfología como reactiva a tinciones son susceptibles de cambios ante ciertas condiciones ambientales. En el caso particular de N. limicola, existe una gran variabilidad morfológica y reactiva recogida en la bibliografía por los distintos autores, de lo que tan sólo parece claro que la principal diferencia entre los morfotipos I, II y III reside en el diámetro celular (Seviour y Blackall, 1999). Las discrepancias entre los especialistas son extensibles, en algunos casos, a características determinantes como la localización del tricoma o la morfología celular de alguno de estos morfotipos bacterianos denominados comúnmente Nostocoida limicola.

Ante esta falta de convergencia, tan sólo la biología molecular puede dar luz a la auténtica identidad de los integrantes de estos morfotipos y explicar las divergencias halladas en la bibliografía. Estudios genéticos de la secuencia del ARNr 16S (Seviour et al., 2002) han demostrado que N. limicola I, II y III son variantes morfológicas de, al menos, tres bacterias filogenéticamente diferentes. A modo de síntesis, en la Tabla I se recoge información relevante en cuanto a los morfotipos de N. limicola (Grupo Bioindicación Sevilla y A. Zornoza, 2004).

Desde el punto de vista práctico del operador, las diferencias en cuanto a fisiología, requerimientos nutricionales, condiciones ambientales, etc. de estos tres tipos bacterianos, apenas están diferenciadas en la bibliografía



Tabla I. Principales componentes de los tipos bacterianos Nostocoida limicola I, II y III.

N. limicola I incluye miembros de al menos dos géneros distintos en la división de las bacterias Gram positivas con bajo contenido en G+C.

N. limicola II es miembro del grupo Athrobacter (Seviour y Blackall, 1999)

N. limicola III es miembro de los Planctomycetales (Seviour et al., 2002).

.2.2. Tipos 021N, 0041 y 0675

Estos tres tipos filamentosos presentan reactiva a tinciones similares y con frecuencia son confundidos entre sí o no son identificados adecuadamente por el analista (Figura 1).

Figura 1. :De izquierda a derecha:Morfotipo 021N. Morfotipo 0041.Morfotipo 0675. Contraste de fases,1000x.

La presencia de

crecimiento epifítico en los filamentos T 0041 y 0675 es una característica distintiva respecto al T 021N. Si bien ambos tipos, T 0041 y 0675 difieren entre sí, principalmente, en el grosor celular y en la longitud del tricoma. La morfología celular, muy variable en el caso del morfotipo 021N, también puede ser empleada como característica distintiva. La vaina, presente sólo en los tipos 0041 y 0675, aunque de difícil observación, se presenta también como característica distintiva.

2.3. Tipo 0092

Este tipo filamentoso, con frecuencia, pasa totalmente desapercibido en la observación en vivo de la muestra. Es la tinción Neisser y la particular reacción tricoma positiva de esta bacteria, la que permite poner de manifiesto su presencia, normalmente, en el interior del flóculo. Algunas reacciones atípicas a la tinción Neisser de filamentos como el Tipo 021N, Tipo 0041 y Tipo 0675 (deficiencia nutricional, por ejemplo) pueden llevar a confundir a estas bacterias con el Tipo 0092 (Figura 2).

GBS

Tipo 021N Tipo 0041 Tipo 0675

A B C

Nostocoida limicola I



3. Especies y grupos de protozoos (Entosiphon spp., Coanoflagelados, Epistylis crysemidis, Epistylis plicatilis, Vorticella campanula, Vorticella picta y Aspidisca lynceus).

En este apartado se recogen las principales características morfológicas de estos Protistas, empleadas, en parte, en su clasificación. Se recogen también las últimas propuestas respecto a la sistemática de estos taxones, basadas en la clasificación de la Society of Protozoologists (Lee, J. J., Leedale, G. F. y Bradbury, P. 2000).

En la tabla II se recogen dichos taxones en la clasificación más utilizada en la EDAR:

3.1. Coanoflagelados.ORDEN Choanoflagellida Kent, 1880.

Células de pequeño tamaño (8-60 µm) dotadas de un collar transparente que rodea al flagelo único. Nadadores libres o fijos al sustrato; a veces coloniales.

3.2. Entosiphon sp. (grandes flagelados).SUBORDEN Heteronematina Leedale, 1967. GÉNERO Entosiphon Stein, 1878.

Costillas longitudinales visibles. Dos flagelos. Tamaño: 20-25 µm.

3.3. Aspidisca lynceus (reptante). Aspidisca lynceus Ehrenberg, 1838

Superficie dorsal lisa (sin crestas), aunque puede desarrollar una espina ante la presencia de depredadores en el medio. Por esta razón se la había considerado como una especie distinta a A. turrita hasta muy recientemente (Foissner y Berger, 1996).

3.4. Vorticella picta (sésil). ORDEN Sessilida Kahl, 1933. FAMILIA Vorticellidae Ehrenberg, 1838. GÉNERO Vorticella Linnaeus, 1767. Vorticella picta Ehrenberg, 1838.

Reborde peristomático en forma de corazón volcado hacia la derecha. Cuerpo muy translúcido. La ciliación peristomial a menudo queda oculta por el labio peristomial (muy desarrollado). Dos vacuolas contráctiles en el tercio superior de la célula. Tamaño: 41-63 µm (largo) y 20-37 µm (ancho) (zooide). Diámetro aprox. del labio 45 µm. Poco frecuente en fangos activos.

3.5. Vorticella campanula (sésil). ORDEN Sessilida Kahl, 1933. FAMILIA Vorticellidae Ehrenberg, 1838. GÉNERO Vorticella Linnaeus, 1767. Vorticella campanula Ehrenberg, 1831.

Zooide con forma de campana invertida muy ancha. Posee mayores dimensiones que V. convallaria, tanto en el grosor del pedúnculo, como corporales. Pedúnculo con granulación en el espasmonema.

Figura 2. (A) Cubierta Neisser positiva del Tipo 0041. 1000x, campo claro. (B) Cubierta Neisser positiva del Tipo 0041 y reacción positiva del Tipo 0675. 1000x, campo claro. (C) Localización intraflocular del filamento 0092. 100x, campo claro.

B ÇA B GBS C



Tamaño: 50-157 µm (zooide); 35-100 µm anchura peristomial; 250-350 µm largo del pedúnculo.

3.6. Epistylis chrysemydis (colonial sésil). Epistylis chrysemydis Bishop y Jahn, 1941.

Organismos que forman colonias de importantes dimensiones. Zooides de tamaño considerable (140-220 µm) con corona ciliar característica, formada por un doble abultamiento. Pedúnculo hueco.

3.7. Epistylis plicatilis (colonial sésil). Epistylis plicatilis Ehrenberg, 1830.

Ramificación dicotómica, pedúnculo no hueco, zooide con forma de mazo y macronúcleo con forma de herradura situado transversal al cuerpo en el tercio superior.

Figura 3: De izquierda a derecha: Coanoflagelados (1000x. Contraste de fases. In vivo).- Entosiphon sp. (400x. Contraste de fases. In vivo).-Vorticella picta (400x. Contraste de fases. In vivo).-Vorticella campanula (400x. Contraste de fases. In vivo).- Epistylis plicatilis (100x. Campo

claro In vivo).-

Tabla III. Asignación de los taxones a los grupos de protistas tradicionalmente conocidos.



4. Bibliografía

• Ayuntamiento de Madrid (1998). Manual de laboratorio para el análisis de aguas residuales y lodos de depuración.

• Foissner, W. y Berger, H. (1996). A user-friendly guide to the cilates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology. Freshwat. Biol. 35, 375-482.

• Grupo Biondicación Sevilla y A. Zornoza (2004-2005). "Coleccionable de fichas sobre protozoos en el fango activo, bacterias filamentosas y otras observaciones microscópicas". Tecnología del Agua.

• Jenkins, D., Richard, M. G. y Daigger, G. T. (2004). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming. Lewis Publishers.

• Jiménez, C., Fernández, N., de la Horra, J. M., Rodríguez, E., Isac, L., Salas, D. y Gómez, E. (2001). Sistema rápido de estimación de los rendimientos en depuración de una EDAR en función de las características macroscópicas y microscópicas del fango activado. Tecnología del Agua 216, 40-44.

• Lee, J.J., Leedale, G.F. y Bradbury, P. (2000). The Illustrated Guide to the Protozoa. 2nd ed. Vols. I and II. Society of Protozoologists. Lawrence, Kansas. USA.

• Seviour, R. J. y Blackall, L. L. (1999). The Microbiology of Activated Sludge. Kluwer Academic Publishers, U.S.A.

• Seviour, R.J., Liu, J-R., Seviour, E.M., McKenzie, C.A., Blackall, L.L. y Saint, C.P. (2002). The "Nostocoida limicola" story: resolving the phylogeny of this morphotype responsible for bulking in activated sludge. Wat. Sci. Tech. 46, 105–110.



“RECOMENDACIONES PARA LA DETERMINACIÓN DE CILIADOS SÉSILES EN ESTADO DE ESTRÉS AMBIENTAL”

Andres Zornoza Zornoza E.D.A.R Quart Benager (Valencia) e-mail: [email protected] web: es.geocities.com/mundomicroscopico 1. INTRODUCCION El sistema de tratamiento más extendido para la depuración de aguas residuales urbanas e industriales asimilables a urbanas es el de fangos activos. El fango activo o licor mezcla podríamos considerarlo como un cultivo en suspensión en el que la unidad ecológica y estructural es el flóculo, alrededor del cual se establecen unas comunidades de organismos interrelacionados entre si y característicos de ambientes saprobios. Esta microbiocenosis, muy dinámica, la encontramos variando continuamente en virtud de un sinfín de factores ambientales, algunos de ellos parámetros operacionales que manejamos día a día en las estaciones depuradoras, dentro de una escala de tiempo nada comparable con la que estamos acostumbrados. A modo de ejemplo podría citar el crecimiento exponencial del morfotipo 021N tras una entrada en planta de un vertido orgánico fácilmente biodegradable, como puede ser el de una cooperativa vinícola en plena campaña, el cual en tan solo 2-3 días puede provocar un bulking filamentoso con pérdida de licor mezcla y en el que si no tomamos medidas rebasaríamos los límites de vertido. El titulo de la presente exposición puede parecer a priori algo curioso dentro de la identificación de protistas. Observar organismos alterados es algo muy común en la rutina de una E.D.A.R, sobre todo los ciliados sésiles, los cuales son especialmente sensibles a cualquier alteración. Es por ello que centraré la atención exclusivamente en este grupo tan complejo, para dar una serie de recomendaciones y hacer más llevadero el análisis microscópico del fango activo. 2. SISTEMA DE BIOCONTROL COMO HERRAMIENTAMIENTA INDISPENSABLE EN

EL PROCESO DE FANGOS ACTIVOS Antes de empezar a hablar del estrés ambiental, he de situar un punto de partida y una justificación a lo que posteriormente voy a tratar. En el siguiente esquema se muestra las distintas partes que considero deben ser tenidas en cuenta dentro de un sistema de biocontrol. Los ciliados sésiles quedarían dentro de la composición biótica y en ella dentro de los protozoos.



MorfologíaMicroorganismosMacroscopia

MacroflóculoColor Olor

TurbiedadFlóculos en suspensiónVelocidad decantación

Desnitrificación

BacteriasMetazoos

Protozoos

Forma Tamaño

EstructuraTextura

COMPOSICION BIOTICACOMPOSICION BIOTICA

SISTEMA DE BIOCONTROL

CALIDAD DEL FANGO ACTIVOCALIDAD DEL FANGO ACTIVO

Dentro de estos, y siguiendo las ultimas propuestas que se recogen en la Clasificación de la Society of Protozoologists (Lee, J.J., Leedale, G.F. And Bradbury, P. Eds. 2000. An Illustrated Guide to the Protozoa. 2nd ed. Vols. I and II. Society of Protozoologists. Lawrence, Kansas. USA) los ciliados sésiles (con alguna excepción) como Subclase Peritrichia Steein, 1859 (Peritricos) quedarían dentro de la Clase Olygohymenophorea de Puytorac et al., 1974 (Oligohimenóforos). Por tanto, la identificación de ciliados sésiles sería una parte más a tener en cuenta dentro del sistema de biocontrol, como herramienta indispensable en la optimización del proceso de fangos activos. 3. ANTECEDENTES Los ciliados sésiles (población bacterívora) es el principal grupo que coloniza los lodos activos, su dieta principal la componen las bacterias libres. Como grupo tiene una escaso valor bioindicador debido a que engloba numerosas especies ecológicamente distintas. La determinación del género es en la mayoría de casos sencilla, como por ejemplo distinguir los géneros Vorticella, Epistylis, Opercularia, Zoothamnium. Podemos distinguir fácilmente entre organismos con caparazón (loriga) de los que no poseen, pero la determinación de especies es muchas veces difícil, sobre todo en géneros como Vorticella y Cothurnia, además, muchas especies están descritas de una forma superficial y algunas diferencias solo son reconocibles después de impregnación con plata. Respecto al género Vorticella, mostraré un camino fácil y operativo en las estaciones depuradoras para abordar su identificación y posteriormente dar un significado ecológico.



4. EL COMPLEJO-ESPECIE; Vorticella aquadulcis, V.infusionum, V. octava, V.microstoma y V. convallaria.

Foissner et al. (1994) propone de alguna forma un camino para hacer determinable las distintas especies de vorticellas, debido principalmente a la dificultad en la distinción y a que muchos de los especialistas no se ponen de acuerdo en la forma de las distintas especies, apareciendo multitud de ilustraciones y sinónimos que no hacen mas que dificultar la identificación en la rutina de las E.D.A.R. Por tanto, algunas de las vorticellas que no poseen claves identificativas claras y bien definidas quedarían agrupadas en 5 complejos bajo algunas características morfológicas comunes, las cuales muestro en el siguiente esquema.

Pequeñas vorticellas( < 60 um)

Macronucleoen forma de “C”

longitudinal

C.V. AQUADULCIS

C.V MICROSTOMA

Generalmente estriacion muy

marcada. < 30 L.A. Pequeño tamaño

C.V. INFUSIONUM

Labio peristomialclaramente

estrecho. 30-45 L.A

C.V. OCTAVASimilar a C.V. infusionum

pero con el labio peristomial menos

estrecho

Labio peristomialestrecho . 50-70 L.A

Grandes vorticellas( > 60 um)

C.V CONVALLARIA

Macronucleoen forma de “herradura”transversal

Labio peristomialmas ancho que

los demascomplejos. 100

L.A.

Macronucleoen forma de “J”

longitudinal

L.A: Lineas argirófilas En resumen tendríamos dos grupos:

• Vorticellas grandes con diámetro peristomial mayor o igual que la anchura máxima del zooide (Vorticella convallaria)

• Vorticella pequeñas con diametro peristomial menor que la anchura máxima del zooide (Vorticella aquadulcis, Vorticella octava, Vorticella microstoma, Vorticella infusionum).

5. EL ESTRÉS AMBIENTAL En el análisis microscópico rutinario es muy común observar ciliados sésiles en estado de estrés ambiental; hinchados, deformados y con escaso movimiento. Podríamos darle una



definición lógica a esta expresión como un estado en el que el microorganismo no se encuentra relajado, es decir, en su forma natural, debido a un cambio en los factores ambientales propios para su crecimiento y reproducción. En definitiva, sería una respuesta a un ambiente desfavorable. Ahora bien, dichos factores ambientales pueden modificarse dentro de nuestro reactor biológico, por ejemplo una bajada pronunciada de oxigeno disuelto, o por ejemplo la entrada de un vertido tóxico. Si inmediatamente después del muestreo y examinando la muestra observamos estos síntomas, nos pondrá en aviso de que algo está ocurriendo en nuestro reactor. Si por el contrario realizamos el examen microscópico al cabo de 4-5 horas después de la toma de muestras, no sabremos si el estrés que estamos observando es debido a un cambio en nuestra balsa de aireación o debido a las alteraciones que empieza a sufrir la microfauna una vez que la extraemos de su medio natural (reactor). En este último caso perderíamos una importante información. Por ello, es recomendable siempre realizar el examen microscópico inmediatamente después del muestreo, además de que facilita enormemente la identificación de las distintas especies. Esto es posible en estaciones depuradoras de mediano y gran tamaño, que son las que disponen de laboratorio de control propio, sin embargo existen muchas de pequeños núcleos de población sin medios, en el que las muestras deben ser transportadas a un laboratorio central y que en la mayoría de veces no son examinadas ni siquiera en el mismo día. En estos casos recomiendo prestar especial atención a la conservación de muestras. La metodología la podréis encontrar en el artículo técnico “Tratamiento y conservación de muestras para análisis microbiológicos de fangos activos” de Rodríguez et al.(2005) que en breve se publicará en la revista Tecnología del Agua. En las siguientes diapositivas mostraré fotografías reales tomadas de análisis microbiológicos en las que aparecen ciliados sésiles con el zooide no relajado. Daré una serie de consejos y algunas claves que pueden llevarnos a encauzar la identificación de algunas de las especies de este grupo y así obtener una visión ecológica para poder evaluar, junto con el resto de las partes que componen el sistema de biocontrol, la calidad de nuestro fango activo 6. BIBLIOGRAFÍA

Foissner, W. Y Berger, H. Y Kohmann, F. (1994). Taxonomische und ökologische revision der ciliaten des saprobiensystems. Band II:Peritrichia, Heterotrichida, Odontosmatida Foissner, W. y Berger, H. (1996). “A user-friendly guide to the ciliates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hidrobiologists as bioindicators in rivers, lakes, and waste waters, with notes on their ecology”. Freshw. Biol. 35, 375-482. EMASESA (2004). “Protozoos en el fango activo”. Curso organizado por la Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. ( EMASESA). Isac, L., Rodríguez, E., Salas, L., Fernández, N., Grupo Bioindicación Sevilla (GBS),. Pérez, B., Serrano, S., Zornoza, A. “Álbum fotográfico de organismos presentes en fangos activos”



“ÚLTIMAS TENDENCIAS EN LA DETERMINACIÓN DE BACTERIAS FILAMENTOSAS “

Dr. José Luis Alonso Molina, Instituto de Ingeniería del Agua y Medio Ambiente, Universidad Politécnica, Camino de Vera 14, 46022 Valencia, e-mail: [email protected]

La detección e identificación convencional de microorganismos filamentosos se basa

fundamentalmente en características morfológicas y de tinciones diferenciales, y estructuras específicas (Gram y Neisser), que pueden inducir a errores en la identificación (van der Waarde, 2003). Por ejemplo: 1-Una misma especie puede exhibir polimorfismos o diferentes especies pueden parecer la misma. 2-La cuantificación sólo se puede hacer de un modo indicativo porque los microorganismos filamentosos que se encuentran dentro del flóculo pueden pasar desapercibidos. 3-El método es subjetivo y depende del nivel de entrenamiento y experiencia del personal que realiza la identificación y/o cuantificación. La mayoría de morfotipos filamentosos, excepto unas pocas excepciones (Beggiatoa sp., Sphaeorotilus natans, Haliscomenobacter hydrossis, Thiothrix nivea, Gordonia amarae, Skermania piniformis y Rhodococcus sp.). no han sido incluidos en las Manuales de referencia taxonómica como el Bergey´s manual of Systematic bacteriology (Holt, 1984-1989) o The Prokaryotes (Balows et al., 1992). Además, la mayoría de morfotipos filamentosos de Eikelboom no han sido nombrados siguiendo las reglas del Código Internacional de Nomenclatura y muchos se refieren como Tipo numéricos (Tipo 1701, 1851, 021N, 0041, etc. Esta situación está cambiando gracias al empleo de técnicas moleculares de caracterización y secuenciación del gen 16S rDNA, que empiezan a clarificar la posición taxonómica de los morfotipos de bacterias filamentosas . Las técnicas de identificación moleculares se basan en nuevas herramientas moleculares, que hacen posible (van der Waarde, 2003): 1-La determinación de la composición de comunidades microbianas. 2-La detección y cuantificación de especies dentro de las comunidades microbianas. En la actualidad se ha identificado la posición taxonómica de muchos morfotipos de bacterias filamentosas y además se han diseñado sondas para muchas de ellas (Martins et al., 2004, Wagner et al., 1994, Jenkins et al., 2004, Mussmann et al., 2003). La situación actual de la taxonomía de los morfotipos filamentosos descritos por Jenkins et al. (2004) y Eikelboom (1983), y las sondas FISH disponibles se describen a continuación. Dominio Bacteria (sonda EUB338): -Phyllum Proteobacteria: -Clase alfa (sonda ALF1B):

Morfotipos Nostococoida limicola I, II y III: Candidatus `Alysiomicrobium bavaricum´ (sonda PPX3-1428) Candidatus `Alysiosphaera europaea´ (sonda Noli-644)



Candidatus `Molinibacter batavus´ (sonda MC2-649) Candidatus `Sphaeronema italicum´ (sonda Sita-649) Candidatus `Combothrix italica´ (sonda Combo-1031) Candidatus `Catenimonas italica´ (sonda Cate-1013)

Morfotipo 021N (no acumula azufre): Candidatus `Meganema perideroedes´ (sondas EU12-645, EU26-653, Meg-

983) -Clase beta (sonda BET42a):

Sphaerotilus natans (tipo 1701) (sonda SNA) Leptothrix discophora (sonda LDI) Tipo 0803 subgrupo Rubrivivax (sin sonda)

-Clase gamma (GAM42a): Acinetobacter, Tipo 1863 (sonda ACA23a) Moraxella, Tipo 1863 (sin sonda) Thiothrix (sonda G123): T. disciformis (sonda G1B), T. eikelbomii (sonda G2M)

T. flexilis (sonda G3M) T. nivea, T. unzii (sonda TNI)

T. fructosivorans, T. ramosa (sonda TFR) Leucothrix mucor (sonda LMU) Beggiatoa (sin sonda)

-Clase delta, Desulfobacteriaceae (sulfatoreductoras) (sonda SRB 385Dd) -Phyllum Cytophaga-flavobacterium-Bacteroides (sonda CF319): Haliscomenobacter spp. (sonda HHY)

Flexibacter (sin sonda) Tipo 1863 (sin sonda) Tipo 0092 (sin sonda) Tipo 0411 subgrupo Flexibacter (sin sonda)

-Phyllum Chloroflexi (bacterias verdes no sulfúreas) (sondas GNSB 941 y CFX 1223): Subdivisión 1 (sondas GNSB653 y CFX 784) Subdivisión 3 (sonda CFX109) Roseiflexus sp. Tipo 1851 (sonda CHL 1851) Tipo Nostocoida limicola II (sonda AHW 183)



-Phyllum Actinobacteria (sonda HGC 69ª): Corynebacterineae “Mycolata” (sonda Myc 657) Gordonia (sonda Gor 0596) G. amarae (sondas 0192, 0205) Nostocoida limicola II (sondas NlimII175, NlimII192) Microthrix parvicella (sondas MPA60, MPA650, MPA223, MPA645) -Phyllum Firmicutes (sondas LGC354A, LGC354B, LGC354C): Trichoccus flocculiformis (Nostocoida limicola I) (sonda (NlimI91) -Phyllum Planctomycetes (sonda EUB 338II): Isosphaera sp.(N. limicola III) (sondas NlimIII301, NlimIII792, NlimIII830) -Phyllum TM7 del dominio Bacteria Tipos (0041/0675) (Gram positivas) (sonda TM7905) Subdivisión 1(sonda TM7305)

No se ha identificado la situación taxonómica de los siguientes morfotipos filamentosos (Jenkins et al., 2004, Seviour et al., 1999):Tipo 0914, Tipo 0961, Tipo 0581,Tipo 0211, Tipo 1702, Tipo 1852.



“LOS FANGOS O BIOSÓLIDOS DE DEPURACIÓN: SU ASPECTO COMO CONCENTRADORES DE LA

CONTAMINACIÓN DE LAS AGUAS MUNICIPALES Y CONTROL DE CALIDAD DE FANGOS ACTIVOS EN LA EDAR

DE LA GOLONDRINA (EMACSA-CÓRDOBA)”

R. Marín Galvín Dr. Ciencias Químicas y Master en Medio Ambiente Jefe de Control de Calidad de la Empresa Municipal de Aguas de Córdoba S.A. Prof. Dpto. Química Física y Termodinámica Aplicada de la Universidad de Córdoba Dirección profesional: EMACSA-C/ De los Plateros, 1; 14006-Córdoba (España) Tfno.: 957.22.25.27; E-mail: [email protected]

La depuración de un agua residual implica un fenómeno más o menos complejo de concentración de la contaminación existente en origen (orgánica, fisicoquímica, microbiológica) en unos subproductos finales que acumulan tal contaminación. Así, una EDAR no es sino un centro de transformación en donde se lleva a cabo una “reubicación” de sustancias dispersas en un efluente a depurar (agua residual influente) que se concentran en un subproducto final (fango, lodo de depuración o biosólido). Este proceso permite verter al medio natural un producto final (agua depurada) que cumpla los estándares de depuración aplicables en cada caso, y consiguientemente, con un impacto ambiental admisible. Por otro lado, el biosólido obtenido, una vez tratado, deberá cumplir también las normativas aplicables para su posterior gestión a fin de que ésta sea idónea y ambientalmente limpia. Finalmente, debe considerarse que los fangos activos son en realidad el motor biológico que impulsa la depuración biológica de aguas y que su composición regirá la adecuada marcha del proceso depurador global. En base a lo dicho más arriba, esta exposición abordará las dos cuestiones planteadas antes: la caracterización de los biosólidos producidos en una EDAR biológica convencional (EDAR La Golondrina de Córdoba) y la fase crítica de cómo se controla diariamente la composición de los fangos activos de la depuradora, que se lleva a cabo por el Servicio de Control de Calidad de EMACSA. Depuración de aguas en la EDAR de La Golondrina Esta EDAR depura las aguas residuales de Córdoba (domésticas e industriales), cifrándose el caudal de aguas residuales industriales en un 10% sobre el total que llega a la EDAR y contribuyendo en hasta un 25% en DBO5 y en un 15% en SSUSP (sólidos en suspensión) a la carga total del agua residual bruta de la ciudad. La EDAR opera mediante fangos activos y está dotada de selectores anóxicos a la entrada del tratamiento biológico para



eliminación de microorganismos filamentosos que provocan problemas en el proceso depurativo (“floaming” o “bulking”). La línea de tratamiento puede esquematizarse como sigue: -Tamizado en dos niveles. -Desengrasado-desarenado. -Decantación primaria sin adición de reactivos. -Tratamiento biológico: selectores anóxicos y después aireación. -Decantación secundaria. -Recirculación de fangos. -Primera deshidratación de fangos mediante flotación y espesamiento. -Segunda deshidratación de fangos con adición de polielectrolito y centrifugado. -Gestión final de fangos mediante su destino a compostaje.

El agua residual bruta (tabla-1) es de contaminación media, con una relación (DQO/DBO5)=1,3 y con una relación (DBO5/N/P) aproximadamente igual a (50/5/1), es decir dentro de los rangos adecuados para la depuración biológica aerobia de este tipo de aguas. El contenido del agua residual bruta en metales tras digestión ácida en caliente (más de 0,02 mg/l por metal) es relativamente bajo (2,72 mg/l), siendo el mayoritario el Fe con 1,545 mg/l, seguido de Cu, Zn, Mn, Pb, Cr, Ni y Cd. Cada litro de agua residual está compuesta por unos 500 mg de materias orgánicas (materia biodegradable) y unos 3 mg de especies metálicas entre las mayoritarias y las minoritarias(materias no biodegradables).

Tabla-1: Datos de 2.022 y 2.003

Parámetros Unidades Bruta Depurada Rendim.% Conc. Retenida

Conductividad �S/cm 858 883 - -

´pH u. pH 7,50 7,85 - -

N-Kjeldahl mg/l-NH3 53 29 45 24

P-total Mg/l-P2O3 13 3 77 10

Sól.Suspensión Mg/l 423 27 94 396

DBO5 Mg/l 419 23 95 396

DQO Mg/l 550 100 87 450

Cobre Mg/l 0,220 0,155 30 0,065

Hierro Mg/l 1,545 0,385 75 1,160

Manganeso Mg/l 0,155 0,125 19 0,030

Plomo Mg/l 0,170 0,160 6 0,010

Cadmio Mg/l 0,155 0,150 3 0,005

Níquel Mg/l 0,160 0,150 6 0,010

Cromo Mg/l 0,165 0,160 3 0,005

Zinc Mg/l 0,190 0,110 42 0,080

Mercurio Mg/l 0,025 0,020 20 0,005



Por su parte, el agua residual depurada presenta contenidos en SSUSP, DBO5 y DQO acordes con lo exigido por la normativa para depuración de aguas residuales urbanas. Respecto a su contenido total en metales (>0,001 mg/l por metal) se observa su reducción desde el agua bruta hasta 1,42 mg/l siendo nuevamente el metal mayoritario el Fe, seguido de Pb y Cr, Cu, Ni, Cd, Mn, Zn, y Hg.

Se puede calcular el rendimiento de depuración para cada especie metálica de las investigadas (que en realidad indica la fracción de metal que pasa finalmente a los biosólidos) observándose que las más altas tasas de reducción de metales son las de Fe (75%) y Zn (42%), seguidos de Cu, Hg y Mn (≈25%), siendo mucho más bajas las del resto de metales relevantes (<10%). Estos datos sólo pueden ser explicados por la diferente dinámica fisicoquímica de cada metal concreto y sus posibilidades de formar productos oxihidroxidados poco solubles. Caracterización de biosólidos producidos en la EDAR La Golondrina Los biosólidos actúan como acumuladores de materias en ellos. La tabla-2 recoge caudales de depuración de la EDAR (años 2.002 y 2.003) y carga contaminante del agua residual de la ciudad, con valores medios diarios y medios anuales. Suponiendo una densidad igual a 1 del agua residual influente, el proceso de depuración supone concentrar unas 765 veces la contaminación original. Es decir, por cada 111.251 m3/día de agua que accede a la EDAR (unas 111.000 Tm) se producen aproximadamente 145 Tm de biosólidos.

Tabla-2

Media diaria Media anual

Caudal entrada EDAR, m3 111.251 40.606.615

Tm Sólidos Suspensión 47,1 17.192

Tm DBO5 46,6 17.009

Tm DQO 61,2 22.338

Fangos retirados, Tm 145 53.000

Los biosólidos caracterizados presentan altos contenidos en N y P (8% y 4%, respectivamente) así como en Ca, Mg y K (todos nutrientes empleados por las plantas verdes) por lo cual podrían presentar buenas aptitudes para su empleo agrícola (ver tabla-3). Por ello, en la práctica se destinan mayoritariamente a compostaje. Para finalizar este apartado, indíquese que la calidad de los fangos mantiene una razonable homogeneidad a lo largo del tiempo, lo cual se corrobora de los controles mensuales periódicamente llevados a cabo.



Tabla-3: Datos de 2.002 y 2.003.

Parámetros Límites RD Suelos, pH<7

Límites RD suelos, pH>7

Medias 2.002-03

Sequedad % - - 23,1

Mat. Orgánica % - - 71,5

´pH - - 6,5

Nitrogeno % - - 8,3

Fósforo % - - 4,5

Calcio % - - 3,4

Magnesio % - - 0,5

Sodio % - - 0,1

Potasio % - - 0,4

Cobre mg/kg m.s. 1.000 1.750 359

Hierro mg/kg m.s. - - 10.415

Manganeso mg/kg m.s. - - 179

Plomo mg/kg m.s. 750 1.200 39,5

Cadmio mg/kg m.s. 20 40 1,1

Niquel mg/kg m.s. 300 400 10,7

Cromo mg/kg m.s. 1.000 1.500 15,2

Zinc mg/kg m.s. 2.500 4.000 323

Mercurio mg/kg m.s. 16 25 1,6

Concentración de materias en los biosólidos De los datos aportados se deduce que cada m3 (≈1.000 Kg) de agua residual doméstica de la ciudad de Córdoba que se depura en la EDAR genera aproximadamente unos 1,3 Kg de biosólidos. Esta alta producción de fangos es el principal problema a corto plazo que puede encontrarse la depuración de aguas residuales urbanas. Fijémonos ahora en el comportamiento de las sustancias contaminantes del agua residual desde su origen a su definitiva ubicación en los biosólidos: podemos hacer estimaciones acerca de las concentraciones de sustancias eliminadas del agua residual bruta, o lo que es igual, de la cantidad de sustancias que quedan retenidas en los subproductos de depuración, de la diferencia entre las concentraciones de carga orgánica y/o metales del agua bruta y las concentraciones del agua ya depurada. Así, aproximadamente 0,065 mg de Cu deberían pasar al fango final por cada litro de agua residual depurada, o en el caso de las materias orgánicas (DBO5 o DQO) unos 400-450 mg deberían integrarse en aquél. Siguiendo estos cálculos, el metal de más fuerte retención es el Fe (1,160 mg), seguido de Zn y Cu (0,080 y 0,065 mg, respectivamente), Mn (0,030 mg) y presentando las mínimas tasas de retención el resto de metales investigados. Con respecto a las tasas de acumulación de sustancias en el biosólido, entendidas éstas como cociente entre concentración en el fango de sustancia (en mg/Kg), dividido entre concentración en el agua a depurar (en mg/l) la materia orgánica (media entre DBO5 y



DQO) y el N se concentran unas 350 veces desde el agua influente al biosólido, mientras que el P del orden del doble (ver tabla-4). Esta circunstancia pudiera indicar, en principio, que existe un mecanismo adicional de acumulación de P en el biosólido, que tal vez podría adscribirse al incremento de la actividad en determinados momentos de organismos filamentosos presentes en el fango activo aerobio encargado de la depuración del agua residual en la EDAR.

Tabla-4.

Parámetros Agua Bruta (mg/l)

Lodos Mat.Seca (mg/Kg)

Tasa Concentrac.

Mat. Orgánica (*) 485 165.000 340

Nitrógeno (como N) 44 15.790 359

Fósforo (como P) 7,3 6.124 839

Cobre 0,220 359 1.632

Hierro 1,545 10.415 6.741

Manganeso 0,155 179 1.154

Plomo 0,170 39,5 232

Cadmio 0,155 1,1 7

Niquel 0,160 10,7 67

Cromo 0,165 15,2 92

Zinc 0,190 323 1.700

Mercurio 0,025 1,6 64

Por otra parte, los metales que más se bioacumulan son Fe (6.000 veces), Zn y Cu (1.600-1.700 veces), seguidos del Mn(1.100 veces). La secuencia de acumulación continúa con Pb, Cr, Ni, Hg y Cd. Comparando estos factores con las concentraciones retenidas en la depuración se comprueba que los metales que son más drásticamente eliminados en el proceso depurador que son Fe, Zn y Cu, también son los más bioacumulados. Asimismo, los metales menos eficazmente eliminados en el proceso, Pb, Cr, Ni, Hg y Cd (con diferencias sensibles entre ellos) también son los que menos se bioacumulan. Estas evidencias indican que aquellos metales que son menos eficientemente retirados del agua residual, se bioacumulan menos, y consiguientemente, estarán presentes en el agua depurada en cantidades más altas. Una consecuencia práctica de esto, es que para aquellos metales que presenten una más baja acumulación en los fangos (caso del Cd, Hg y Ni) e independientemente de su potencial tóxico o contaminante, se deberían restringir las concentraciones admitidas en las aguas residuales urbanas, y lógicamente, en sus principales emisores (habitualmente, industrias). Podemos preguntarnos ahora si existe un factor más determinante que otros que rija la presencia y concentración de metales pesados en los biosólidos. En este sentido, las



correlaciones matemáticas a aplicar serían las posibles entre concentraciones de metales medidas en los fangos o tasa de acumulación de metales en estos, y concentraciones de metales en agua bruta o tasa de eliminación de estos metales en el proceso depurador, o concentración retenida en el proceso. Realizadas las correlaciones anteriores el resultado ha sido que la relación entre concentración de metales en biosólidos y concentración de metales en agua bruta ofreció un coeficiente de correlación con un valor estadísticamente muy significativo (r2=0,9908), pero que la relación entre concentración de metales en biosólidos y concentración de metales retenida en el proceso depurador fue la más significativa de las relaciones testadas (r2=0,9987). Otras correlaciones no ofrecieron valores estadísticamente significativos. De estas correlaciones matemáticas puede establecerse que, cuantitativamente, la presencia de metales en el biosólido de la EDAR La Golondrina está regida mayoritariamente por dos factores determinantes: concentración de metales retenida en el proceso depurador y concentración de metales en agua bruta, que en principio podría estimarse que sería el factor más crítico. Finalmente comentar las importantes variaciones en las tasas de acumulación de metales en los biosólidos que pueden ser explicadas por varios factores sobre los que normalmente no se incide o no se puede incidir. En primer lugar, el propio comportamiento fisicoquímico de cada metal concreto (formación de compuestos y complejos, fenómenos de adsorción, etc..) y su posibilidad de ser más o menos adsorbido por las bacterias depuradoras, o también su posibilidad de ser ingerido por microorganismos depuradores (circunstancia ésta de baja incidencia, a priori). Y en segundo lugar, la propia dinámica práctica de generación de los fangos, con una producción cambiante a lo largo del tiempo en función del propio rendimiento depurativo obtenido en la EDAR y de los caudales de tratamiento, lo que implica distintas tasas de recirculación de fangos secundarios, con lo que el envío de fangos excedentarios para secado se hace en función de criterios prácticos de explotación de la EDAR y disponibilidad de su gestión. Control de calidad de fangos activos de la EDAR La Golondrina

La investigación microscópica de fangos activos es una técnica analítica implantada rutinariamente en los laboratorios de Control de Calidad de EMACSA. El seguimiento se realiza diariamente tomando una muestra del licor de mezcla del tratamiento biológico de la EDAR y seleccionando, previa agitación, una alícuota de 20 �l. Dispuesta ésta en un portaobjetos de vidrio, cubierto con un cubreobjetos se procede a la investigación microscópica de la muestra. Para ello se dispone de un microscopio óptico de contraste de fases con objetivos de 4, 10, 40 y 100 aumentos. Una vez efectuado el barrido del campo óptico ocupado por la muestra se determina forma de flóculos, tamaño, textura, estructura y abundancia de microorganismos anotando tipos y especies de los mismos. Para la expresión de resultados se sigue lo establecido en el índice biótico de MADONI.



En este sentido, los grupos funcionales usualmente cuantificados son: ciliados nadadores bacteriófagos, ciliados reptantes o móviles de fondo, ciliados sésiles o pedunculados, ciliados nadadores carnívoros, ciliados suctores, grandes flagelados, rizópodos (tecamebas), y metazoos (rotíferos y nematodos). Además, el recuento de organismos filamentosos dominantes, como p.e. Thiotrhix y especialmente el filamento 1863, asociado a algunos pequeños flagelados de la clase Zoomastigophora, orden Protomonadida, grupo Bodonideos, se han encontrado en episodios de déficit de oxigenación en la EDAR provocados por existencia de vertidos industriales a la red de saneamiento.

Córdoba, septiembre de 2.005

R. Marín Galvín



“MICROSCOPÍA: TÉCNICAS DE OBSERVACIÓN”

D. Juan Antonio Díaz. IZASA Tipos de microscopios Un microscopio es un dispositivo que se utiliza para la observación de muestras de pequeño tamaño. Los microscopios suelen dividirse en tres grandes categorías:

- Microscopios directos - Microscopios invertidos - Microscopios estereoscópicos

Microscopios directos Un microscopio directo se define como aquél en el que las lentes de formación de la imagen se encuentran situadas por encima de la muestra y el sistema de iluminación por debajo de la misma. A esta categoría pertenecen la mayor parte de los modelos de microscopios de todos los fabricantes.

Esta construcción asegura una operatividad cómoda para largas sesiones de observación. Como contrapartida, esta disposición obliga en muchos casos a preparar la muestra en forma de una lámina muy delgada (corte histológico, cultivo sobre un portaobjetos, etc.) de modo que pueda ser eficientemente transiluminada. A esta categoría pertenecen los microscopios que se utilizan habitualmente para el estudio de protozoos en el fango activado. En la fotografía adjunta se muestra el nuevo microscopio directo Nikon Eclipse 80i.

Microscopios invertidos Se trata de microscopios en los que las lentes de formación de la imagen se encuentran situadas por debajo de la muestra y el sistema de iluminación por encima de la misma. Son ampliamente utilizados en los casos en los que la muestra no pueda disponerse de modo óptimo en un microscopio directo, bien porque se trata de observar la muestra en condiciones fisiológicas (placas de Petri, botellas de cultivo, etc.) o bien porque se requiere un gran espacio por encima de la muestra para permitir el empleo de micromanipuladores. Un ejemplo de microscopio invertido es el Nikon TE2000.



Microscopios estereoscópicos Son dispositivos que tiene la característica que cada ocular obtiene su imagen por una vía óptica independiente, con un cierto grado de angulación de una con respecto a la otra. Esto permite una visión estereoscópica de las muestras. En la foto adjunta se encuentra un microscopio estereoscópico Nikon SMZ1500.

Partes fundamentales de un microscopio Un microscopio se compone de varias partes:

- Estativo: es el cuerpo del microscopio. - Sistema de iluminación - Condensador: se utiliza para concentrar la luz sobre la muestra para que quede

iluminada sólo la parte que va a ser captada por el objetivo. - Platina: es la mesa en la que se deposita la muestra. - Revólver: es un disco giratorio anclado al estativo donde se alojan varios objetivos

y que permite cambiar de un aumento a otro. - Portaoculares: es el dispositivo que permite obtener una visión binocular de la

muestra al dividir el haz de luz proveniente de la muestra en dos vías iguales. - Objetivos: son la parte fundamental de un microscopio. Un objetivo es un conjunto

de lentes que permite tomar una primera imagen de la muestra. - Oculares: son lentes que aumentan la primera imagen formada por el objetivo a un

tamaño que sea fácilmente observable por el usuario. Los elementos más importantes de un microscopio son sin duda los objetivos. Se podría decir que todos los elementos de un microscopio son accesorios de los objetivos para mejorar la comodidad o ciertos detalles de la imagen. Sin embargo a calidad de la imagen de un microscopio depende casi en exclusiva del objetivo. Los objetivos pueden clasificarse atendiendo a varios criterios. La clasificación más utilizada de los objetivos los divide en los siguientes tipos:



- Objetivos acromáticos: son objetivos con corrección de su aberración cromática en

los colores rojo y azul. Debido a que sus aberraciones en el centro del campo visual están totalmente corregidas, su resolución y contraste en el centro son excelentes haciéndolos ideales para observaciones generales.

- Objetivos Plan Acromáticos: como pasa con los objetivos acromáticos, estos objetivos están corregidos para los colores rojo y azul. Sin embargo estos objetivos poseen asimismo una corrección de enfoque en los bordes para el 100% del campo visual con lo que su poseen una excelente resolución y contraste no sólo en el centro sino también en la periferia del campo visual.

- Objetivos Plan Fluor: son objetivos construidos con un vidrio especial que contiene fluorita. Esto les confiere una alta transmisión de la luz ultravioleta lo que les hace ideales para la técnica de epi-fluorescencia.

- Objetivos Plan Apocromáticos: son objetivos con corrección de su aberración cromática para los colores rojo, azul y verde. Asimismo poseen la corrección de enfoque de bordes para el 100% del campo visual. Son los objetivos de mayor nivel y los que poseen un mayor poder de resolución.

En todos los objetivos se encuentran normalmente una serie de indicaciones:

- Tipo de objetivo: Acromático / Plan Acromático / Plan Fluor / Plan Apocromático - Aumento - Apertura numérica - Tipo de técnica para el que se puede utilizar el objetivo - Espesor del cubreobjetos - Distancia de trabajo

La indicación más importante de un objetivo es su Apertura Numérica (A.N. ó N.A. en inglés). La apertura numérica de un objetivo nos indica cuál es el poder de resolución del mismo, es decir nos indica cuál es la distancia mínima entre dos puntos que es capaz de discriminar el objetivo. Los valores que puede tener la apertura numérica de un objetivo van desde 0,04 a 1,4. Cuanta más alta sea la apertura numérica, más poder de resolución tiene un objetivo. Todos los objetivos que posean una A.N. superior a 1,0 deben utilizarse siempre con aceite de inmersión. En este caso, junto a la Apertura Numérica del objetivo aparece la palabra “oil”. Con la mejor óptica y en condiciones óptimas, un microscopio óptico es capaz de resolver una distancia mínima de 0,2 micras. Técnicas de microscopía La observación de muestras de muy diversas procedencias y características hace que se hayan desarrollado diferentes técnicas para la obtención de imagen en microscopía. Las técnicas más importantes de microscopía son las siguientes: Campo Claro: se trata de la técnica más sencilla. Consiste en iluminar la muestra con luz (usualmente blanca) por transparencia y observar las diferencias de absorbancia (detalles morfológicos) y de longitud de onda (color) que presenta la muestra, bien por sí misma o bien porque ha sido teñida con diferentes sustancias químicas que se fijan a distintos componentes.



Campo oscuro: Consiste en la observación de la muestra transiluminada de modo lo más lateral posible de manera que ningún haz de luz directo alcanza el objetivo. Así sólo los haces de luz que hayan sido reflejados por la muestra serán los que formarán imagen. El aspecto de la preparación es de un fondo totalmente negro y estructuras brillantes correspondientes a la muestra. Contraste de fases: es la técnica más comúnmente utilizada para la observación de muestra vivas o sin teñir. Esta técnica explota las diferencias de fase que se producen en los distintos haces paralelos de luz que atraviesan una muestra. En la práctica el sistema consiste en poner un condensador especial con anillos de iluminación en su interior y objetivos con anillos correspondientes a los del condensador. El aspecto de la imagen es el de un fondo gris (más o menos oscuro dependiendo del tipo de contraste de fases) y perfiles en gris más oscuro correspondiendo a las estructuras observadas junto con pequeños halos de borde allí donde las diferencias de fase son demasiado fuertes. La técnica de contraste de fases es la que comúnmente se utiliza para la observación de protozoos en el fango activado. Nomarski (también llamada DIC): provoca la formación de imágenes de interferencia a partir de diferencias de índice de refracción de distintas partes de la muestra, bajo luz polarizada. Técnica muy espectacular que produce imágenes en pseudo relieve y de extremada utilidad como sustituto al contraste de fases al mejorar la resolución y el contraste y eliminar la formación de halos de éste. Sin embargo es una técnica considerablemente más cara que la técnica de contraste de fases. Fluorescencia: el sistema consiste en un módulo de epi-iluminación que hace incidir un haz de luz monocromática en la muestra a través del objetivo. Este haz de luz excita la muestra y provoca que ésta emita luz de longitud de onda más larga, haz de luz que es observado a través de los oculares del microscopio. La técnica de fluorescencia es la técnica de microscopía con más auge actualmente. Fotomicrografía Desde hace algunos años los microscopios pueden llevar acoplado sistemas de fotomicrografía. Hasta hace escasamente 4 ó 5 años, se utilizaban sistemas basados en los tradicionales carretes fotográficos de 35 mm.. Sin embargo en la actualidad estos sistemas han sido totalmente sustituidos por sistemas de fotomicrografía digitales que poseen la gran ventaja de su versatilidad, menor coste y facilidad de uso. En la fotografía siguiente puede verse un microscopio Nikon 80i con la cámara digital Nikon DS-5M-L1.



“DETERMINACIÓN RÁPIDA DE FILAMENTOS EN FANGOS

ACTIVOS”

Dra. Carmen Arnáiz. Dpto. Ingeniería Química y Ambiental. Escuela

Universitaria Politécnica. Universidad de Sevilla.

En esta ponencia se recoge el trabajo publicado en el año 1999 en la revista Tecnología del Agua 193: 102-107, desarrollado en el Laboratorio de Aguas Residuales de la E.D.A.R. “La Ranilla”, perteneciente a la Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. (EMASESA).

En cualquier bioproceso, la biomasa existente es una de las variables más importantes que afectan al mismo, siendo clave para establecer las tasas de producción, de consumo de nutrientes, y el cálculo de los balances de masa. Por tanto, su evaluación es fundamental y el disponer de un método preciso para su estimación en tiempo real es un objetivo primordial en la explotación de cualquier proceso biológico.

A pesar de que existen numerosos métodos para la estimación de esta biomasa, la evaluación de una población microbiana puede resultar una tarea laboriosa, tediosa, y realmente impracticable si se tiene en cuenta el tiempo requerido. Además, aquellas muestras que contienen microorganismos filamentosos presentan especiales dificultades, ya que, si éstos son abundantes, es necesario efectuar una estimación de los mismos por separado. Este es el caso del sistema de fangos activos de una Estación Depuradora de Aguas Residuales (E.D.A.R.).

La biodiversidad que existe en los fangos activos de una E.D.A.R. es alta. Hoy en día, la mayor problemática detectada en los mismos a este nivel estriba en el control de las bacterias filamentosas. Estos microorganismos, cuando son dominantes, causan un gran número de problemas, los cuales presentan un denominador común: la pérdida de calidad del agua tratada. En general, estos problemas están relacionados con un cambio en las características de sedimentación y compactación del fango biológico. Por otra parte, cada vez con más asiduidad, los controles microbiológicos de los fangos activos se convierten en controles rutinarios como los demás que se realizan periódicamente en la línea de agua. Al mismo tiempo se detecta la necesidad de que este tipo de controles sean lo más objetivos posibles.

Existen en la literatura científica diversas técnicas para el recuento de microorganismos filamentosos, pero todas ellas suelen consumir bastante tiempo. Hay que tener en cuenta que si se desea utilizar un método de recuento como análisis rutinario en la explotación de una E.D.A.R., éste, además de ser fiable, ha de proporcionar información en tiempo real, ya que las decisiones sobre el funcionamiento de la misma han de ser tomadas también en tiempo real.



Las técnicas más antiguas eran cualitativas o semicuantitativas, habiéndose desarrollado en los últimos años otras más precisas pero que, como se indicó anteriormente, son lentas de utilizar y, por tanto incompatibles con la explotación diaria de una E.D.A.R.

Giovanetti & Mosse (1980) utilizaron una cuadrícula marcada en cajas de Petri para el análisis cuantitativo de la infección por microrrizas en raíces, y Fry indicó (1990) que el mejor método para estimar la longitud total de filamentos es el de “las intersecciones con las líneas de una cuadrícula”.

En esta ponencia se muestra una técnica de recuento de microorganismos filamentosos del fango activo, sencillo, rápido, y compatible con la explotación de una E.D.A.R. Esta técnica se basa en el método de “las intersecciones con las líneas de una cuadrícula”, anteriormente citado. La cuadrícula utilizada es la de la cámara de recuento Neubauer, más asequible que un ocular con una cuadrícula grabada. Sólo se cuentan las intersecciones con los cuadrados de una de las diagonales centrales.

La técnica de recuento de bacterias filamentosas se describe a continuación:

1. Se agita suavemente durante 2-3 minutos el licor mixto. 2. Se coloca una gota sobre la cámara de Neubauer y se cuenta el número

de intersecciones con cada uno de los lados de los 20 cuadrados pequeños que forman una de las diagonales del cuadrado central. Se realiza el recuento de la muestra “in vivo”, no prensada ni teñida, a 200 aumentos, y con contraste de fases. Si el recuento resulta dificultoso por la abundancia de filamentos se diluye la muestra.

3. Si se desea, se pueden expresar los resultados en longitud de filamentos por volumen de licor mixto (m mL-1) mediante un cálculo matemático sencillo.

Esta técnica se mostró útil desde el punto de vista de la explotación de la E.D.A.R. “La Ranilla”. Proporcionó información rápida sobre el aumento de la abundancia de filamentos tras la inoculación de una de las fases de tratamiento de la E.D.A.R., así como de la disminución de la cantidad de filamentos tras un proceso de cloración en otra.

Con esta técnica, se pueden contar el número de intersecciones de los filamentos libres y de aquellos que se extienden desde el flóculo, ya sean rectos, ligeramente curvados, curvados, torcidos, o enrrollados. También es posible contar los que se encuentran en el interior de los flóculos y pueden distinguirse entre la estructura flocular.

Bibliografía

Fry, J.C. (1990). Direct methods and biomass estimation. Methods in Microbiology 22: 41-85.

Giovannetti, M. & Mosse, B. (1980). An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytologist 84: 489-500.



“ELIMINACIÓN BIOLÓGICA DE ESPUMAS EN REACTORES BIOLÓGICOS”

Carlos Ferrer Torregrosa Jefe de Explotación FACSA-EDAR CASTELLÓN

La proliferación incontrolada de microorganismos filamentosos en los reactores biológicos y la posterior afección en la calidad del efluente son algunos de los más problemas habituales con los que se encuentra el explotador de una EDAR.

Los principales fenómenos que provocan la proliferación de filamentosos se encuadran dentro de dos grandes grupos: esponjamiento del fango (Bulking) y formación de espumas (foaming). Ambas alteraciones pueden ser provocadas por diversos tipos de estos microorganismos.

Los avances entorno a la elaboración de técnicas microscópicas cuantitativas de valoración “objetiva”, unidos a la analítica de control de planta, han permitido establecer límites operacionales de forma que, los anteriormente insalvables problemas ocasionados por “booms” filamentosos, actualmente pueden ser controlados, al menos, a nivel teórico.

El control de la carga másica, de la edad del fango, el correcto desengrasado del agua bruta, la minimización de vertidos varios, la instalación de selectores metabólicos y/o cinético en cabecera de reactor, el control de la aireación...son una pequeña parte de las medidas que se pueden adoptar para evitar la proliferación incontrolada de estos microorganismos. Pero, el día a día de la explotación es, que no siempre se disponen de medios o instalaciones apropiadas para minimizar el crecimiento de estos microorganismos y no siempre se pueden controlar variables externas a la EDAR como es el aporte de vertidos...

La EDAR de Castellón fue proyectada en 1973 y puesta en funcionamiento en 1980.

Desde entonces ha sufrido dos ampliaciones que han adecuado las instalaciones a las necesidades tanto cuantitativas del afluente como exigencias cualitativas del efluente .

En la última ampliación, año 2003, se doto a la EDAR de una nueva línea de tratamiento basada en un sistema de fangos activos convencional y se instaló un sistema de tratamiento terciario mediante filtros de arena y una posterior desinfección con un equipo de ultravioletas instalado en canal abierto.

Históricamente la proliferación de actinomicetos ha sido un mal endémico en las EDAR de Castellón. A episodios de foaming no erradicados con los controles habituales han seguido episodios de bulking y el deterioro del efluente que en ocasiones esto ha supuesto.

El objetivo de las presentes líneas es presentar como alternativa al empleo de biocidas un equipo de eliminación mecánica de espumas.

En EDARs que no presenten problemas crónicos de foaming, dicho equipo dota al explotador de un sistema eficiente de control de espumas evitando la afección del efluente.

El sistema mecánico de eliminación de espumas se basa en la aspiración de las mismas mediante una turbina. La acción de la turbina extrae, junto con el caudal de aire, las espumas retenidas en el reactor mediante la instalación de deflectores (impidiendo de esta forma el paso al clarificador) licuándolas en el rotor y vehiculando estas una vez líquidas hasta un depósito donde una bomba podrá trasegarlas fuera del sistema (digestión,



deshidratación,...) o reenviarlas a cabecera una vez “inactivadas” tras ser oxidadas con hipoclorito.

En este estudio se establece una comparación entre el empleo del sistema de aspiración de espumas (SAE) y el empleo de biocidas (hipoclorito) valorando los costes y eficiencia de cada uno de los sistemas. Ambas formas de combatir los microorganismos filamentosos se han implementado en la EDAR de Castellón obteniéndose distintos resultados. Se expone, en este sentido, una comparativa en la que se consideran tanto el coste total de la aplicación (desglosando los generados por consumo de reactivos, electricidad y mantenimiento) como los resultados obtenidos (calidad del efluente y capacidad de eliminación de microorganismos filamentosos). También, dado el accionamiento eléctrico del SAE, se estudia la viabilidad del empleo de este tipo de equipos en EDARs de menor tamaño.

Por último se presentan las líneas de estudio que entorno a este sistema se están desarrollando en la actualidad y los resultados que se están obteniendo al respecto.

La implantación de este tipo de sistemas, en obra, supondrá dotar de un gran

flexibilidad y capacidad de maniobra al explotador ante incidencias que desemboquen en episodios agudos de foaming con la repercusión directa que esto tendrá sobre la preservación de la calidad del efluente.



“EDAR INDUSTRIAL: ALTERACIONES MÁS USUALES EN BACTERIAS FILAMENTOSAS CON INFLUENCIA

INDUSTRIAL” Sevilla, 27 de Octubre de 2005.

Eva Rodríguez. Jefe de Laboratorio EDAR Tablada. SEAFSA. [email protected] Los residuos industriales líquidos (RILES) son aguas de desecho generadas en la industria (pérdidas de producto, aguas de lavado...). Estos vertidos plantean, por sus particulares características, una grave problemática para su incorporación a redes urbanas o su vertido directo: Alta carga orgánica, tóxicos, presencia de partículas recalcitrantes (compuestos resistentes a la biodegradación)..., que para ser desechados necesitan ser tratados previamente. El conseguir los niveles de depuración exigibles para las aguas residuales de cualquier comunidad, pasa necesariamente por exigir los mecanismos correspondientes de depuración a las EDAR industriales de la zona, responsables en gran medida de la contaminación existente en las aguas residuales urbanas.(Marín et al., 2005). Desgraciadamente, este es un problema importante que afecta a muchas industrias, debido a que muchas aguas industriales muestran resistencia al tratamiento convencional de depuración (Burgues et al., 1999). Estimándose que el 40 % de las EDAR industriales presentan mal funcionamiento causado por el bulking (Schleengleim, 2002). Los tratamientos de fangos activos son uno de los procesos biotecnológicos con mayor impacto ecológico y económico (Juretstiko, et al., 2002) Al igual que dentro del sector de la depuración de las aguas urbanas se particulariza hasta expresiones como:”Cada EDAR es un mundo”, en las plantas depuradoras industriales, este axioma se acrecienta. No existe similitud alguna entre los vertidos de distintas actividades industriales (Hernández et al., 1996), por lo que es muy importante conocer bien el sistema con el que vamos a trabajar (petroquímica, agroalimentaria, farmacéutica....). Por ello y debido a esta complejidad y diversidad vamos a centrarnos en tres grupos de industrias que presentan capacidad para ser tratadas mediante tratamientos biológicos similares a los urbanos: Papelera, cervecera y láctea. Como factor potenciador de la necesidad de estudio de estos RILES está, por una parte, el alto contenido en materias orgánicas coloidales y disueltas de bajo peso molecular, muy fácilmente biodegradables (Carceller, 2005), que predisponen al bulking. La mayoría de plantas del sector agroalimentario han sufrido episodios de bulking (Scheleenglein, 2002; Carceller, 2005). Por otra parte la legislación vigente cada vez más exigente y restrictiva, obliga a conocer profundamente los organismos y sus necesidades metabólicas, a fin de comprender los mecanismos implicados en estos sistemas, como es el caso de las emisiones de nitrógeno a los medios receptores. El aumento de nitrógeno en los cauces ha dado como resultado una regulación mucho más restrictiva, para poder resolver este problema (Lucas et al., 2005). Teniendo en cuenta que el flóculo es la unidad funcional que debe depurar y decantar eficazmente y que una de las causas asociadas al bulking es la naturaleza del agua residual (Carceller, 2005), debemos conocer estos componentes y las variaciones de los mismos. (Figura 1) Por lo tanto el punto de partida es conocer: volúmenes diarios, variaciones de caudales, tipo de fabricación, periodicidad, biodegradabilidad, tóxicos, condiciones físicas



inapropiadas, baja viabilidad celular y producción de metabolitos tóxicos (Burguess et al., 1999). Según estudios de laboratorio los parámetros operacionales que más afectan a la depuración de los RILES son la carga másica (CM) y los niveles de oxígeno (Scrugss et al., 1998). En general, los RILES seleccionados para este estudio dentro del sector agroalimentario presentan tendencia natural a la acidificación, rápida fermentación y baja presencia de nutrientes. Dentro de las bacterias filamentosas, las Alphaproteobacterias, son las más representadas en el sector seleccionado. Datos de un estudio realizado en 86 plantas industriales de cuatro países europeos, encontraron presencia en el 65 % de las muestras estudiadas, generando bulking en el 25,5 % de ellas. (Levantesi, et al., 2004).

Figura 1: Estructuras floculares generadas en una EDAR convencional sin influencia industrial, EDAR de oxidación total y EDAR industrial. In vivo. 1000X. INDUSTRIA PAPELERA: Las aguas del proceso presentan un gran caudal y poseen gran cantidad de fibras y aditivos, que generan una alta concentración de crecimiento disperso, con un flóculo sin formar (Lopetegui, 2000). La importante presencia de contaminación soluble (Jenkins et al. et al, 2003) la hacen biodegradable en un alto porcentaje. Las bacterias filamentosas asociadas a estos RILES son según Wanner (1995): T 021 N, T 0041, Nocardia, T 1701 y T 0675, mientras que Jenkins et al. (2004) considera que son: Nostocoida limícola III, T 1851, T 0675, T 0041, Haliscomenobacter, T 0803, T 1701 y Thiotrix. Otros estudios (Lopetegui, 2000) muestran como caso dominante el T 0581, en ambiente termófilo, con presencia de reactivas alteradas a las tinciones convencionales. Por nuestra experiencia hemos podido comprobar como la temperatura afecta enormemente a la formación flocular en este tipo de RILES. A mayor temperatura las bacterias necesitan más energía para su mantenimiento celular y dedican menos esfuerzo a la producción de exopolisacáridos, lo que dificulta la agregación (Lopetegui, 2000). La débil estructura flocular genera poblaciones protozoarias características, como es el caso del ciliado Drepanomonas revoluta que aparece de forma predominante cuando la temperatura supera los 30 ºC. De las dos muestra analizadas para este estudio, ninguna presentaba problemas de crecimiento filamentoso, aunque si un flóculo pequeño y disgregado y alta concentración de fibras (Figura 2) INDUSTRIA CERVECERA: Las aguas de la industria cervecera se forman con los escurridos de las limpiezas de depósitos, salas, cubas de fermentación, etc. Presentan alta DBO, levaduras, sustancias



fermentables, jugo residual, etc. (Jenkins et al., 2004), aunque descompensadas nutricionalmente (COD: N: P; 100/10/1). Si bien el mayor elemento limitante en fangos activos es el carbono (Burguess et al., 1999) , en este tipo de RILES, la deficiencia de nutrientes puede ser importante, de forma que se desarrollen organismos filamentosos mejor adaptados a estas condiciones. La frecuencia relativa de un único organismo dominante en un fango activo con bulking varía en función del tipo y cantidad de vertido, así como de diferentes condiciones de funcionamiento de planta (Jenkins et al., 2004). En esta situación las variaciones en la concentración de los macro nutrientes (nitrógeno y fósforo principalmente) y micro nutrientes (vitaminas, hierro…) puede controlar la población de los microorganismos (Burguess et al., 1999), adicionando el nutriente escaso, evitando de esta forma la mala decantación y la pobre depuración. Las bacterias filamentosas que mejor se adaptan a estas características, según Wanner (1995) son, T 021N, T 1701, Sphaerotilus natans, T 0092, T 0041 y T 0675. Para Jenkins et al. (2004) son T 021N, T 0041, T 0092 y T 0675. T 021N es uno de los organismos que aparece frecuentemente en plantas de tratamiento industrial (Levantesi et al., 2004). De las dos muestra analizadas para este estudio el Tipo 021N (Figura 2) ha sido el dominante, con diámetros de tricoma considerablemente grandes, superiores en ocasiones a 1.5 µ. Se ha detectado, también la presencia de T 0041 (ocasionalmente con capa limosa Neisser positivo), Haliscomenobacter y T 0211. Se ha podido comprobar, tal como señala Levantesi et al. (2004) en su estudio, la acumulación de granos lipídicos en condiciones de desequilibrio nutricional. INDUSTRIA LÁCTEA: La industria láctea presenta condiciones muy variables de fabricación, presentando oscilaciones importantes de pH a lo largo del día. Estas aguas son ricas en azúcares, proteínas, grasas y otros productos añadidos. Las bacterias filamentosas que dominan en estos fangos según Wanners (1995) son: T 0092, T 021N, T 1701 y M. Parvicella, así como Estreptococos y Lactobacillus procedentes del proceso. Jenkins no recoge ningún episodio dentro de la industria láctea, si bien habla de la presencia de los morfotipos T0675 y T0041 en muestras con alta concentración de material soluble. De las dos muestras estudiadas hemos encontrado como dominante a T 0961, en una de ellas asociada, junto con Drepanomonas a altas temperaturas. En la segunda muestra las bacterias determinadas en las observaciones del fango activado han sido T 021N y Haliscomenobacter y T 0675 (sin crecimiento epifítico), con un flóculo abierto con baja decantación (Figura 2) y colonizado por bacillus y estreptococos. En una muestra realizada en análisis paralelo por varios laboratorios en un reactor lácteo abandonado hemos encontrado abundancia de T021N, T 0675 y T 1702.

Figura 2: Aspecto del fango activo en EDAR industriales del sector papelero, cervecero y lácteo. De izquierda a derecha: In vivo., Tinción Gram y Tinción PHB. 1000X.



CONCLUSIONES: Los tratamientos de cloración, ozonización, etc. eliminan y/o controlan los problemas de bulking asociados a estos RILES, si bien es necesario conocer los factores operacionales que afectan a nuestro cultivo, así como las posibles limitaciones de nutrientes y micro nutrientes. La adición de estos elementos deficiente es a menudo efectivo para mejorar la biodegradación y decantación de nuestros RILES. Dentro de los parámetros físicos influyentes en la depuración de los RILES se presenta el control de la temperatura de depuración como un factor fundamental en la agregación flocular. A fin de mejorar los rendimientos de depuración es conveniente dotar a las EDAR industriales de una buena capacidad de decantación, de forma que podamos conseguir velocidades pequeñas de clarificación, que permitan que los típicos flóculos de estos RILES, no muy cohesionados, decanten. Los estudios microbiológicos en las EDAR industriales, con determinaciones convencionales, compaginado con las nuevas tendencias de identificación, ayudarán a los profesionales del sector a determinar correctamente el organismo presente en su reactor. La incorporación de selectores anaerobios previos al aerobio, que reduzcan el material fácilmente biodegradable, la mayor comprensión de los requerimientos medioambientales de estos microorganismos, la generación de cepas específicas, etc. parecen ser las nuevas tendencias del futuro. BIBLIOGRAFÍA:

Burguess, J.E., Quarmby, J. y Stephenson, T. (1999): Micronutrient supplements for optimisation of the treatment of industrial wastewater using activated sludge. Water Research. Vol 33, n 18. 3707-3714.

Carceller, J. M. (2005). Depuración anaerobia de aguas residuales. Su aplicación a la industria alimentaria. Tecnología del agua, nº 263. 36-43

Hernández Muñoz, A.,Hernández Lehmann, A.y Galan, P. (1996). Manual de depuración Uralita. Editorial paraninfo. Madrid.

Jenkins, D., Richard, m. G. y Daigger, G. T. (2004). Manual on the Causes and Control of Activated Sludge Bulking and Foaming.lewis Publishers.

Juretsctiko, S., Loy, A., Lhener, A. y Wagner, m. (2002). The Microbial Community composition of a Nitrifying-Denitrifying Activated Sludge from an Industrial Sewage Treatment plant analyzed by the Full-cycle rRNA Approach. Systematic and Applied microbiology, 25; 84-99.

Levantesi, C. Beimfohr, C., Geurkinski, B., Rossetti, S., Thelen, K., Krooneman, J. y Tandoi, V. (2004). Filamentous Alphaproteobacteria associated with bulking in industrial wastewater treatment plants. Systematic and Applied Microbiology, 27, 716-727.

Lopetegui, J. Y Sancho, L. (2000). Tratamiento biológico de efluente UASB de papelera a alta temperatura. Tecnología del Agua. nº 205. 70-78.

Lucas De, A., Rodríguez, L., Villaseñor, J., y Fernández, F. J., (2005). Desnitrification potencial of industrial wastewaters. Water Research, 39; 3715-3726.

Marín, R. Aguilar, J.M. y Rojas, Fco. J. (2005). Depuración d evertidos orgánicos de alta carga: aplicación de la tecnología UASB al tratamiento anaerobio de las vinazas de una fábrica de levaduras (Córdoba). Tecnología del agua. Nº 263. 44-50.

Schleehglein, G. ( 2002). El proceso de lodos activados y el problema del bulking. Puesta en marcha y operación de una planta anaerobia-aerobia a escala de laboratorio para el tratamiento de RILES de la industria cervecera. Simposio Berlín.

Scruggs, C. E. y Randall, C.W. (1998). Evaluation of filamentous microorganism growth factors in an industrial wastewater activated sludge systems. Water Science and Technology. Vol 37, nº 45, 263-270.

Wanner (1995). Activated Sludge bulking and foaming control. Technomic Publishing Co. inc. Lancaster, Basel.



”EMPLEO DE SONDAS FLUORESCENTES PARA LA IDENTIFICACIÓN DE CILIADOS EN ESTACIONES

DEPURADORAS” Lucía Arregui, Susana Serrano, Blanca Pérez-Uz y Almudena Guinea Departamento de Microbiología III. Facultad de Biología. Universidad Complutense. 28040 Madrid. PALABRAS CLAVE: Depuración, Ciliados, Flutax. KEY WORDS: Wastewater Treatment, Ciliates, Flutax. RESUMEN En este estudio se ha comprobado la idoneidad de la utilización de una sonda fluorescente del taxol, el Flutax, para la visualización del patrón cortical –ciliación e infraciliación- de los ciliados implicados en el proceso de depuración de las aguas residuales. Se han conseguido excelentes resultados en todos los grupos, destacando aquellos obtenidos en los más representativos del tratamiento biológico: los ciliados pedunculados y reptantes. Estos grupos son muy complejos desde el punto de vista taxonómico y con especies difíciles de identificar con las técnicas habituales de impregnación argéntica. AGRADECIMIENTOS Este trabajo ha sido financiado por el Proyecto de Investigación MCyT BOS 2002-010042.



”RESPUESTAS DE CRECIMIENTO EN CILIADOS BACTERÍVOROS DE FANGOS ACTIVOS AL CONTENIDO C:N

DE LA PRESA BACTERIANA” Pérez-Uz, B., Cavanillas-Martín, B; López-Montero, N.; Guinea, A. Dpto. Microbiología III. Facultad Ciencias Biológicas. UCM. Madrid [email protected] Los ciliados implicados en los procesos biológicos del tratamiento de las aguas residuales son principalmente filtradores bacterívoros. Estos microorganismos llevan a cabo una depredación selectiva, que viene determinada por el tipo de estructuras orales que presentan y por el tamaño y concentración de la presa. Algunos trabajos sugieren que además del tamaño, la geometría de la presa o algún mecanismo de detección de su capacidad nutritiva por el ciliado podrían ser factores importantes, no sólo de la selectividad, sino también de la efectividad en la transmisión de materia a eslabones superiores de la cadena trófica. Sin embargo, muy pocos estudios se han llevado a cabo sobre el efecto que la calidad nutricional de las presas, en este caso las bacterias, tienen sobre la selectividad de los ciliados. Así, el objetivo de este trabajo ha sido determinar el efecto de la calidad nutricional de distintas bacterias, en términos de la ratio C:N de biomasa bacteriana, en el crecimiento de los ciliados. Además, se pretende evaluar si esta diversidad nutricional se podría asociar a patrones específicos de selectividad de los ciliados, depredadores primarios en el ecosistema de fangos activos. Los ciliados utilizados en este estudio fueron aislados del reactor biológico de plantas de tratamiento de fangos activos (Canal de Isabel II). Se obtuvieron cultivos clonales por micromanipulación y se realizaron cultivos monoxénicos en suspensiones bacterianas típicas de aguas residuales: Enterobacter aerogenes, Escherichia coli, Bacillus cereus y Enterococcus faecalis (obtenidas de la Colección Española de Cultivos Tipo-CECT) a una concentración inicial de 2.77x107 bacterias ml-1. Los análisis C y N se llevaron a cabo con un microanalizador elemental (CAI-UCM) sobre bacterias cultivadas en las mismas condiciones en las que eran suministradas en los experimentos de depredación. La tasa C:N de las distintas bacterias analizadas mostraron diferencias, siendo E. aerogenes la cepa que presentó menor índice, es decir, la de mayor calidad nutricional y E. faecalis la de mayor índice y, por lo tanto, menor valor nutricional. El volumen de las bacterias estuvo inversamente correlacionado con su ratio C:N, con excepción de B. cereus que, aunque presentó el mayor volumen, su valor nutricional es superior al de E. faecalis. Nuestros resultados indican que la captura de la presa esta determinada por su tamaño y morfología, mientras que el crecimiento de la población de ciliados, está determinado por la calidad nutritiva de las bacterias. Este trabajo ha sido financiado por el MCYT Proyecto BOS2002-01042



“CONTRIBUCIÓN DE CILIADOS DE ESTACIONES DEPURADORA DE AGUAS RESIDUALES A LA

BIOFLOCULACIÓN DE PARTÍCULAS” Arregui, L., Linares, M., Sanz, L. y Serrano, S. Departamento de Microbiología III. Facultad de Biología. Universidad Complutense de Madrid. Los protozoos ciliados constituyen una de las comunidades más importantes en los reactores biológicos de las plantas depuradoras de aguas residuales no sólo por su capacidad de depredación sobre las bacterias, sino también porque contribuyen al proceso de formación de flóculos o bioagregados (unidades funcionales en la eliminación de materia orgánica y contaminantes). Para estudiar la relación de los ciliados con el proceso de biofloculación se utilizaron cultivos de dos géneros de ciliados característicos de estaciones depuradoras, que se incubaron en agitación y en presencia de bolas de látex para facilitar la formación de agregados. Tanto en los cultivos axénicos como monoxénicos se observó el desarrollo de agregados, si bien éstos mostraron distinto tamaño y morfología: en cultivos axénicos de Tetrahymena los flóculos eran más pequeños y menos compactos que aquellos formados en cultivos monoxénicos de Euplotes sp., en los cuales se observaron flóculos muy poco numerosos pero con mayor tamaño y compactación. Este resultado indica que aunque las bacterias son importantes en la formación de agregados los ciliados incrementan significativamente la eficacia del proceso. Para poner de manifiesto la naturaleza de los polímeros presentes en los cultivos se emplearon distintas técnicas de tinción específica (colorantes y lectinas comerciales acopladas a fluorocromos). Una distribución heterogénea de material polimérico (carbohidratos, proteínas, ácidos nucleicos) se visualizó alrededor de las bolas de látex que se mantenían adheridas unas a otras. Esta matriz no se observó en las suspensiones control de bolas de látex, mientras que en los controles con bolas de látex y bacterias sí se detectó pero con un menor desarrollo. Por otra parte, el tratamiento de las células con un agente inductor de la exocitosis provocó la secreción de cápsulas en Tetrahymena sp., o de finas capas de material polimérico distribuido por la superficie celular en Euplotes sp., más patente en la zona oral. En conclusión, tanto en cultivos del ciliado reptante asociado a la superficie del flóculo, como en los del libre-nadador (a los que tradicionalmente no se les atribuye ninguna asociación con el flóculo), se detectaron en el medio sustancias poliméricas que contribuyeron a la adhesión de los agregados. Este trabajo ha sido financiado por el Ministerio de Ciencia y Tecnología, proyecto BOS2002-01042



REPERCUSIÓN DE LAS BACTERIAS FILAMENTOSAS EN EL PROCESO DE GESTIÓN (Y DIGESTIÓN) DE UNA EDAR.

Fernando Estévez . Jefe del Departamento de Aguas Residuales. Empresa Municipal de Abastecimiento y Saneamiento de Aguas de Sevilla, S.A. (EMASESA)

Frecuentemente asociamos el crecimiento masivo de microorganismos filamentosos (mof) con repercusiones negativas en la gestión de la EDAR. No debe ser así, o al menos no es solamente así. Tenemos algunos ejemplos de la influencia positiva de los mof: cuando el clarificado es extremadamente transparente (a pesar de los fenómenos de esponjamiento o incluso espumaje) o cuando la producción de biogás es mayor de lo esperado, entre otros casos. En la actualidad, la resolución de problemas y situaciones creadas por los mof está muy avanzada, a pesar de que algunos conflictos fomentados por las bacterias filamentosas son “el talón de Aquiles” para los tratamientos biológicos convencionales cuando la separación final de sólidos del licor mixto se deja en manos de los calificadores o decantadores secundarios. Una buena práctica muy conveniente, previa al diseño de la EDAR, es conocer la tipología de las industrias asentadas en la cuenca vertiente de esa futura EDAR y las características del agua a tratar. De estos conocimientos surgirán las necesidades de diseño de esa instalación. Aguas con condiciones sépticas nos darán una tendencia o facilidad para producir Thiothrix II o Tipo 021N; la presencia de Nostocoida Limícola podría favorecerse o provocarse por vertidos industriales, etc.

Los tratamientos biológicos a desarrollar en el diseño deben tener muy en cuenta estas características del influente, si no se quiere tener que efectuar continuas modificaciones una vez construida la EDAR. Aunque es posible solucionar cierta problemática de los mof con variaciones del proceso, que no necesariamente requieren modificar la obra civil o los equipos instalados, es cierto que en muchos casos, la lucha contra la excesiva población de filamentosas no resulta exitosa porque no es posible disponer o acometer ciertas medidas necesarias (variaciones en la carga másica y oxígeno disuelto, cloración…), porque la entidad física del tratamiento secundario no lo permite. El camino que lenta e inexorablemente va recorriendo el proceso de separación final de sólidos de la mayor parte de los procesos de fangos activados, nos conduce al uso de membranas, aunque los elevados costes están retrasando su incorporación. Estas técnicas solucionarían la mayor parte de los problemas creados por los mof, (sin considerar algunos inconvenientes de las mismas, como pueden ser los procesos de ensuciamiento, entre otros). Ya hemos comentado con anterioridad, la conveniencia de considerar en el diseño o en la modificación de la EDAR las características del influente y las industrias presentes; pues bien, esta conveniencia se repite cuando se trata de incorporar herramientas de proceso, como son los simuladores que facilitan y aceleran los cálculos para conseguir en unos minutos datos sobre la evolución virtual del proceso en los próximos días y así poder tomar medidas correctoras. Algunos propietarios de las EDAR (Consorci del Besòs, EMASESA …) ya están incluyendo esta exigencia en sus Pliegos de Bases y algunas empresas explotadoras de EDAR lo están incorporando a la gestión de las instalaciones, y es muy probable que en los dos o tres años inmediatos podamos ver los primeros frutos de estas prometedoras técnicas de simulación.



Los resultados que obtengamos con estas herramientas de proceso servirán para indicarnos si debemos ajustar determinados parámetros en el funcionamiento de la EDAR o esta tiene que sufrir alguna modificación física en sus instalaciones. La presencia de mof, al tener en muchas ocasiones origen externo (condiciones del influente de la EDAR), puede ofrecernos pistas y ayuda para la debida gestión de los vertidos de la cuenca, tanto por la cantidad de contaminación aportada, como por las características de dicha contaminación (septicidad, presencia de sulfuros, aporte excesivo de N y P, etc.). La aparición temporal o continuada de estos microorganismos nos puede estar indicando la presencia de determinados tipos de vertidos, asociados a industrias de las que no sospechamos, en un principio, que pudieran estar produciendo vertidos incontrolados en sus efluentes. No debemos olvidar uno de los aspectos que recientemente nos preocupa más y que está tomando creciente importancia en la gestión de EDAR: la producción final de fangos. Esta producción final está muy ligada a las condiciones del proceso y estas, a su vez, lo están con la presencia o no de mof en el mismo.

Ya es conocido por todos que las variaciones en la carga másica, oxígeno disuelto, agitación ..., pueden favorecer o inhibir la presencia de determinadas bacterias filamentosas; pues bien, esta variabilidad en las condiciones pueden incluso duplicar la producción de fangos en exceso, con lo que ello conlleva de un mayor aporte a los sistemas de concentración de los mismos y su posterior digestión, deshidratación y producción final.

Como dato positivo respecto al párrafo anterior, añadiremos la relación directa con una mayor producción de biogás y el beneficio económico que para la explotación puede suponer. En el otro lado de la balanza colocaremos los fenómenos de crecimiento de espumas en los digestores, cada vez más frecuentes y en algunos casos de difícil control, con el consiguiente perjuicio económico y al proceso que ello supone. Pero no todo queda en la línea de fangos; por lo que respecta a la línea de agua, de la que ya hemos hablado al comienzo, volver a ella, para indicar que las afecciones estéticas sobre la claridad del efluente final se reparten en positivas y negativas según la pericia del explotador, disponibilidad de medios, condiciones de la EDAR y del influente ... Nuestros mof pueden ser excelentes aliados para la clarificación del agua tratada, tras formar una inmensa red o filtro, o convertirse en el peor enemigo favoreciendo la flotación de enormes cantidades de espumas en los decantadores secundarios, para lo que sería muy conveniente que tuviéramos una adecuada respuesta, disponiendo de los mecanismos propicios. Este es otro reto a superar: el diseñar instalaciones en las que los mof no resulten atrapados, al contrario, que puedan salir al cauce receptor. Una propuesta es que dejemos escapar con el efluente final pequeñas cantidades de filamentos que no afectarán apreciablemente a la calidad del efluente y que en caso de no eliminar, acumularemos en el tratamiento biológico con los consiguientes problemas. Por último, pero no menos importante, considerar los gastos de cloración (técnicas de las que ya hemos hablado con detenimiento en otros foros), que en el caso de grandes EDAR, con elevados caudales o tratamientos intensivos y prolongados pueden representar unos costes nada desdeñables. En resumen, como nos indican los expertos en la lucha contra los mof: considerémoslos como nuestros aliados, más que como nuestros competidores o enemigos. Sepamos manejarlos para que trabajen a nuestro favor. Tengamos la pericia y los conocimientos suficientes para ello. La convocatoria de este tipo de Jornadas como la que celebramos hoy, cursos y publicaciones son, sin duda, un factor que contribuirá a conocer mejor a los mof y saber apreciar su papel positivo en nuestro trabajo.

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