Manual Toma Muestras HEJCU 150810

Ministerio de Salud Dpto. de Patología ClínicaHospital de Emergencias Manual Técnico “José Casimiro Ulloa” Versión 1- 2011

MINISTERIO DE SALUDHOSPITAL DE EMERGENCIAS

JOSE CASIMIRO ULLOA

DEPARTAMENTO DE PATOLOGIA CLINICA

MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS

2010

Elaborado por Dr. César Balcázar BriceñoRevisado por Dr. César Balcázar Briceño

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NDICE Página

Finalidad 3

Objetivos 3

Alcances 3

Responsabilidad 3

Base legal 3

Recepción de solicitudes 4

Recepción de muestras 5

Transporte y Manipulación de muestras 5

Conservación de muestras 6

Procesamiento de muestras 7

Interferencias analíticas 8

Variaciones fisiológicas 12

Medidas de Bioseguridad 13

Procedimiento de toma de muestras sanguíneas 17

Obtención de sangre venosa 19

Obtención de sangre capilar 22

Obtención de sangre arterial 24

Muestras inmunológicas 25

Líquidos corporales 26

Muestra de Orina 26

Muestras parasitológicas 27

Muestras Microbiológicas 28

Hemocultivos 29

Urocultivos 30

Coprocuiltivo 34

Anexos 36

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1.- FINALIDAD

Brindar una atención adecuada y oportuna al paciente que acude al Departamento de Laboratorio Clínico, en situación de emergencia o urgencia médica. 2.- OBJETIVOS

2.1. OBJETIVO GENERAL

Brindar una norma técnica en la etapa pre-analítica para garantizar resultados confiables, oportunos y trazables, en los diversos procedimientos que se realizan en el departamento de laboratorio.

2.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS

2.2.1 Brindar una atención que satisfaga las necesidades de atención del paciente bajo criterios de calidad y oportunidad

2.2.2 Organizar y adecuar la toma de muestra para que esta se realice en forma inmediata.

2.2.3 Asegurar un flujo eficiente de las muestras respetando los tiempos estipulados en la atención del servicio.

3.- ALCANCES

Las directivas del presente Manual es de aplicación primaria para el personal de toma de muestra que labora en el Departamento de Laboratorio Clínico y algunos procedimientos son extensibles a otros departamento del hospital involucrados en la toma de muestra, tal como se detalla en cada procedimiento.

4.- RESPONSABILIDAD

Son responsables de dar cumplimiento al presente Manual, todo el personal involucrado en la Toma de Muestra e incluye al personal profesional, personal técnico y al personal auxiliar. Están comprometidos, con su cumplimiento, los diferentes Departamentos y servicios del Hospital de Emergencia.

5 BASE LEGAL Constitución Política del Perú. Ley General de Salud N° 26842 R.M. N° 769-2004-MINSA. Categorías de establecimientos del Sector Salud R.M. N° 751-2004-MINSA Sistema de Referencia y Contrarreferencia de los

Establecimientos del Ministerio de Salud R.M. N°776-2004-MINSA. Norma técnica de la Historia Clínica de los

establecimientos de salud del sector Publico y Privado. Norma Técnica de los Servicios de Hospitales del Sector Salud, MINSA/DGSP

V.01-2004 Ley General de Residuos Sólidos LEY Nº 27314 publicada el 20-07-2000 Norma Técnica de Manejo de Residuos Sólidos. NT-MINSA/DGSP V0.1 Decreto de Alcaldía N° 093 28.02.2003 Modifican reglamento de la Ordenanza N°

295 MML “Sistema Metropolitano Gestión de Residuos Sólidos”

1.- ELABORACION DE LA SOLICITUD DE ANALISIS

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La solicitud de análisis debe estar autorizada exclusivamente por el personal médico, con sello y firma. Debiendo estar escrito con letra legible, en el formato adecuado a lo que se va a solicitar y debe brindar toda la información que se solicita en el mismo o añadir cualquier dato que pueda ser de interés para el laboratorio, sobre todo si pueden ser causa de posibles interferencias, en el resultado (edad, sexo, embarazo, uso de medicamentos, estado de ayuno, etc.).

El médico que indica un examen para realizar un diagnóstico, debe tener nociones acerca de la forma en que este se realiza, cómo se obtienen los resultados y las limitaciones del valor de estos para la toma de decisiones.

El médico solicitante de los análisis clínicos, es el único responsable de su solicitud y siempre debe estar en contacto con el laboratorio, ya sea personalmente o vía telefónica, para realizar coordinaciones sobre algunas pruebas o la urgencia de estas. Esta actitud brinda una mejor atención al paciente y el laboratorio estaría más comprometido con los resultados, porque permitiría repetir algunas pruebas para apoyar o negar la sospecha diagnostica, en ese momento, ya que los resultados de laboratorio son dinámicos, es decir variables.

2.- RECEPCION DE SOLICITUDES

El personal de toma de muestra recibirá la solicitud de Examen(es) de Laboratorio, verificará el correcto llenado de la solicitud en su formato correspondiente, con todos los datos solicitados, incluidos la firma y sello del médico que solicita. Debiendo observarse lo siguiente: La solicitud para prueba de VIH, deberá ser acompañado del formato de

consentimiento informado, firmado por el paciente, el médico solicitante y/o consejero de PROCETS.

En el caso de las solicitudes de BK deberá incluirse el domicilio, la edad y el sexo, además de los otros datos solicitados.

Las solicitudes deberán ser acompañadas del recibo de pago emitido por la caja del Hospital, del pendiente de pago o del Exonerado.

Los pendientes de pago serán tramitados por personal de enfermería, en el formato oficial y con la firma autorizada correspondiente.

Los exonerados serán tramitadas por el personal de enfermería y autorizados por la Asistenta Social, dicha exoneración será visada y sellada por Caja del Hospital, quedando una copia en el Laboratorio.

Las solicitudes de análisis con datos incompletos y las que no estén acompañadas del recibo de pago, el pendiente de pago u exonerado serán rechazadas. Siendo la Única excepción las solicitudes de análisis de pacientes que se encuentren en Trauma Shock o CLAVE

El personal de Toma de muestra, recepcionará las solicitudes de análisis y anotará la hora de recepción de la solicitud, simultáneamente le colocará el número de registro consecutivo en la hoja de solicitud y tachará el número correspondiente en la cartilla de toma de muestra, así mismo deberá colocar sus iniciales al costado de la hora de recepción.

Verificará que coincida el nombre del paciente a quién se le va a tomar la muestra con el de la solicitud y el recibo correspondiente, ya que se puede dar el caso en que no coincida el nombre y apellidos del paciente de la solicitud de análisis, con el recibo, pendiente o exonerado de pago.

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El personal de toma de muestra deberá dar la información clara y precisa a los pacientes, familiares y/o personal de enfermería, según lo requiera el tipo de examen solicitado y tendrá cuidado que el paciente reúna los requisitos pre analíticos según el presente Manual de Toma de Muestra. Así mismo brindará un frasco limpio para examen rutinario de orina o frasco estéril en caso se requiera de urocultivo, cuando se solicite el análisis respectivo.

También verificará que los volúmenes de muestra sean los adecuados, de lo contrario se induciría a error en los resultados, sobre todo en los exámenes hematológicos.

El personal de toma de muestra es el responsable de poner código a la solicitud de análisis, con el fin de mantener un único número de registro.

Es ideal tener formatos de colores por área o sección de trabajo para un fácil reconocimiento.

3.- RECEPCION DE MUESTRAS

El área de recepción de muestras en nuestro laboratorio, es la misma donde se reciben las solicitudes de análisis, siendo el lugar adonde llegan todas las muestras que ingresan al laboratorio.

Debe estar bien organizada y disponer de una ó más personas responsables de ella.

Cualquier incidencia debe ser señalada (identificación incorrecta, ausencia de algún dato importante, muestras en mal estado, etc.).

Los criterios de rechazo de una muestra, son: Tubos sin etiqueta ó mal identificados. Solicitudes de análisis incompletos o mal llenados. Tubo y solicitud de análisis no coincidentes. Solicitud de análisis y recibo no coincidente. Muestras en mal estado (insuficientes, mal enrasadas, hemolizadas,

lipémicas). Tubo incorrecto (aditivo inapropiado para el examen). Transporte inadecuado (muestras derramadas).

Una vez verificado que todo está correcto, se procede al digitado de la solicitud en el sistema informático y de la impresión del código de barra, luego se adhiere las etiquetas en los tubos o frascos correspondientes y son enviados, con la solicitud a las diferentes secciones: Hematología y urianálisis, Bioquímica, Banco de sangre, Microbiología.

4.- TRANSPORTE Y MANIPULACIÓN DE MUESTRAS

Una vez realizada la extracción, los diferentes especímenes deben ser organizados por códigos de procedencia para facilitar un reconocimiento rápido y efectivo durante el transporte y posterior recepción de éstos. Se debe efectuar comprobaciones previas al transporte de los especímenes concernientes sobre todo en lo referente a una identificación correcta de los mismos, de la solicitud de análisis y del paciente. Esta identificación se lleva a cabo en forma manual, colocando las iniciales del paciente y su número de serie correlativa.

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Existen una serie de normas generales de transporte establecidas para cada tipo de espécimen, como son: Los especímenes de sangre no deben agitarse (para evitar hemólisis) Los tubos de sangre deben estar en posición vertical durante su transporte, con el

tapón hacia arriba, lo que favorece la formación completa del coágulo y reduce la agitación del contenido del tubo.

Algunos analitos son sensibles a la luz, por lo que deben ser protegidas en recipientes oscuros para evitar su desintegración y por ende su disminución en la medición, ejemplo la bilirrubina.

Para la determinación de algunos parámetros inestables (amonio, renina plasmática, fosfatasa ácida, gases arteriales, etc), los especímenes deben mantenerse refrigerados a 4 ° C, inmediatamente después de la toma, y deben transportarse en hielo.

Los especímenes para análisis de orina se recogen y transportan en contenedores de plástico estériles y desechables (de 200 ml aprox.). La orina de pacientes pediátricos se recoge en bolsas flexibles de polietileno, que deben sellarse antes del transporte.

Las heces se transportan en un contenedor de plástico y se debe colocar en una bolsa de polietileno.

El transporte de líquidos corporales deben ser llevados en un contenedor especial, y colocados adecuadamente para evitar el riesgo de derrames o formación de espuma.

En el caso de especímenes que van a ser enviados al exterior (a otros laboratorios fuera del hospital), debe prestarse una atención especial al embalaje y manipulación adecuados del espécimen para asegurar que no se derrame. Así, por ejemplo, si un espécimen externo no puede enviarse al laboratorio en un momento determinado, se deberá centrifugar para separar el suero ó plasma de las células y guardar en condiciones adecuadas hasta que pueda ser llevado al laboratorio. En el caso de grandes volúmenes se debe medir el volumen, luego homogeneizar la muestra, se centrifuga y se envía una alícuota de unos 10 ml, y en la hoja se anota el volumen total de la muestra para los cálculos correspondientes. En caso de investigación de células neoplásicas o investigación de bacilos alcohol ácido resistentes, se debe enviar todo el volumen recepcionado al laboratorio que va a procesar la muestra.

5.- PROCESAMIENTO DE MUESTRAS

Es el periodo comprendido entre la recogida o recepción de muestra y el análisis propiamente dicho. Consta de tres fases:

- Precentrifugación.- Centrifugación.- Almacenamiento.

Precentrifugación.Actualmente, se considera que los especímenes que llegan al laboratorio de análisis clínicos deben procesarse antes de 1 hora de la extracción y como máximo dos horas estando la muestra a temperatura ambiente. Un periodo mayor de dos horas supone cambios significativos en varios parámetros.En la fase de pre centrifugación se debe esperar aproximadamente 20 minutos desde la extracción de la muestra a temperatura ambiente, para que se forme el coagulo y se pueda obtener el suero. Si no contemplamos este periodo de espera, existe la posibilidad de que se forme fibrina durante el análisis de la muestra, que puede interferir en los resultados, ya que puede obstruir a la pipeta automática y si el operador no se da cuenta de ello, va a tener como resultado de que se absorba menos cantidad de la real y el dosaje de la sustancia problema va a dar resultados

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equivocadamente bajos. El coágulo de fibrina formado no debe aflojarse agitando el tubo, tampoco se recomienda el uso de baguetas húmedas, porque puede dar lugar a hemólisis. La mayoría de las determinaciones de analitos se realizan en suero ó plasma, con algunas excepciones, como los gases arteriales y los recuentos hematológicos, que se procesan con sangre total.En bioquímica clínica, generalmente el suero y el plasma son intercambiables, con algunas excepciones (ACTH, renina), es decir se pueden realizar algunas pruebas indistintamente en plasma con EDTA. La ventaja del suero es que no requiere aditivos para extraerlo, su desventaja es la demora en la separación del mismo. La ventaja del plasma es el tiempo, ya que la sangre anticoagulada es más fácil y rápida de separar y su desventaja es que el plasma puede tener interferencias en algunos analitos. Se debe evitar el plasma citratado, ya que está más diluido y puede inducir a error en el resultado, si no se corrige por el factor de la dilución.Otras pruebas requieren características especiales, por ejemplo para dosaje de troponina T cuantitativa, se usa sangre total anticoagulada exclusivamente con heparina de sodio o de litio (tubo al vacio con tapa verde), no se debe usar: sangre total citratada, ni sangre extraída con fluoruro de sodio, ni con separador gel, ni suero, ni plasma.

Centrifugación.Las centrífugas son aparatos que emplean la fuerza centrífuga para separar dos fases (suero ó plasma de las células) y en otros líquidos (orina, líquidos corporales) para la obtención del sedimento ó del sobrenadante. Las condiciones para la centrifugación deben especificar tanto el tiempo como la fuerza centrífuga (en g ó en rpm) Cuando se selecciona una centrífuga se debe comprobar la fuerza centrífuga más alta posible, y no la velocidad rotacional, para lo que será necesario conocer el radio de la cabeza de la centrífuga y aplicar una fórmula ó basarse en un nomograma ya establecido. (RFC= Fuerza de centrifugación relativa, depende del radio de la centrifuga).La sangre ha de mantenerse en su contenedor original cerrado hasta que se lleve a cabo la separación. Para la preparación de suero ó plasma, la sangre se centrifuga antes de 1-2 horasdesde su recogida durante 10 minutos aproximadamente a una velocidad de centrifugación de 3500 rpm (2067 RFC)., manteniendo los recipientes durante todo el proceso para evitar la evaporación del agua plasmática ó sérica. Para orina la velocidad de centrifugación es de 2500 rpm (1066 RFC). Es fundamental que los tubos y/ó cubetas transportadoras tengan igual peso, forma y tamaño que los del recipiente de la muestra en posiciones opuestas en la cabeza de la centrífuga, buscando una disposición geométricamente simétrica (utilizando tubos llenos de agua en caso necesario).Una vez centrifugadas las muestras, se procede a separar el suero o plasma, para iniciar el análisis propiamente dicho.

Almacenamiento.

En el laboratorio de Emergencias, las muestras son procesados inmediatamente, existiendo algunas excepciones en las que el análisis es diferido, como ocurre en las pruebas ELISA (Prueba de Inmunoabsorbancia ligada a enzimas) o en el test de ADA (Aminodeaminasa). Hay determinaciones que deben enviarse o realizarse de forma inmediata o conservarse en el laboratorio hasta que este se realice, por ejemplo dosaje de amonio o de catecolaminas.

Después de realizar las determinaciones analíticas, es aconsejable almacenar las muestras por si fuera necesario realizar comprobaciones o exámenes adicionales, sin

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necesidad de obtener un nuevo espécimen. La conservación de la muestra va a depender de la estabilidad de la prueba y de la temperatura de almacenamiento.Las temperaturas recomendadas para la conservación de muestras, son: Temperatura ambiente: para pruebas que van a ser procesadas como mínimo, en

1 a 2 horas y como máximo hasta 8 horas. Refrigeración de 2 a 8 ºC: Hasta 7 días, para pruebas diferidas, la mayoría de

pruebas son estables hasta una semana, sin mayor alteración. Para el dosaje de gastrina o actividad de renina, la muestra debe refrigerarse inmediatamente después de la extracción.

Congelación a menos de 20ºC: para conservar las muestras por dos ó tres meses. La muestra para determinación de ACTH (hormona adenocorticotropa) debe ser congelada inmediatamente.

Hay análisis como los de las crioglobulinas o el de ácido láctico donde la muestra necesita una temperatura de 37º y un transporte rápido al laboratorio

Las pruebas especiales que van a ser derivadas a un laboratorio referencial, se pueden refrigerar o congelar, dependiendo de las indicaciones de la prueba en sí.

Cada tipo de muestra tiene características particulares, como se detalla: Sangre total: Es preferible trabajarla en las primeras dos horas y en el menor

tiempo posible, el almacenamiento no es muy recomendable para evitar alteraciones que pueden interferir en la determinación de algunos constituyentes sanguíneos, como: adsorción de sustancias sobre el tubo de plástico ó vidrio, desnaturalización de proteínas, aglutinación de hematíes, evaporación de compuestos volátiles ó interferencias debidas a la actividad metabólica de las células sanguíneas (principalmente leucocitos y eritrocitos). En caso de recuento de plaquetas, ésta debe realizarse lo más pronto posible (máximo 2 horas) y no debe refrigerarse la muestra, ya que el frío provoca que las plaquetas se aglutinen y pueden dar recuentos bajos en el analizador hematológico. El recuento de reticulocitos debe realizarse el mismo día, ya que el tiempo de vida es de sólo 48 horas. La velocidad de sedimentación también se altera con la refrigeración. No es recomendable congelar la sangre total en nevera, porque puede ocurrir hemólisis.

Sueros: Si tenemos que congelar una muestra, se realizará de forma rápida y evitando los ciclos de congelación-descongelación continuos, que pueden originar efectos que alteren algunas estructuras moleculares, como las proteínas. Al guardar un espécimen de sangre en la nevera, es preferible centrifugarla primero, manteniendo separado el suero ó el plasma de las células. En caso de dosaje de potasio no se debe guardar la sangre total coagulada en refrigeración ya se bloquea la acción de la bomba sodio potasio, condicionando un incremento de este último.

Orina: los especímenes de orina experimentan descomposición microbiológica y cambios químicos, como cambios de ph (el metabolismo de la glucosa por las bacterias y levaduras en ácidos y alcoholes, da lugar a un pH acido, en cambio la degradación de la urea por las bacterias dando amonio y pérdida de CO2, da lugar a un pH alcalino), disminución de glucosa (por su utilización bacteriana), volatilización de cetonas, cambios de color, precipitados, turbidez. Por lo dicho, si no se va a procesar la orina antes de 1 hora de su recogida, debe ser refrigerada con conservantes. Para la determinación de compuestos sensibles a la luz (bilirrubina, urobilinógeno), hay que utilizar botellas de vidrio ámbar ó recipientes de plástico envueltos en papel de aluminio. Para realizar dosaje de calcio, es necesario acidificar la orina, antes del análisis, con el fin de evitar su precipitación y formación de cristales. La refrigeración de la orina va a condicionar la

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precipitación de cristales, en caso de orinas alcalinas, precipitan los fosfatos y en caso de orinas ácidas precipitan los uratos. Los cristales de oxalato de calcio precipitan indistintamente del pH: ácido, neutro o alcalino. El sedimento urinario debe ser procesada casi de inmediato, es decir en fresco para identificar cilindros, eritrocitos y leucocitos, ya que estos elementos sufren descomposición por almacenamiento a temperatura ambiente y cuando disminuye la concentración y osmolalidad (densidad menor de 1.015), los cilindros hialinos desaparecen rápidamente en muestras de orina hipotónica y alcalina. El pH ácido preserva mejor los elementos celulares. El pH alcalino provoca su desintegración.

Heces: Las muestras deben procesarse inmediatamente, ya que los trofozoitos y larvas, deben ser observarlos en fresco para observar sus movimientos, la refrigeración los inactiva. Para observar trofozoitos de Entamoeba histolítica es preferible, hacerlo en platina a 37ºC. Por otro lado la muestra guardada a temperatura ambiente se fermenta y putrefacta. Si se pospone el análisis la muestra debe ser refrigerada, sobre todo si se solicita coprocultivo o sangre oculta o para investigación de huevos o quistes de parásitos intestinales.

Líquidos corporales y secreciones: También deben ser procesadas de forma inmediata, para tener recuentos celulares reales, ya que la permanencia de la muestra a temperatura ambiente y por más de una hora va a producir que se destruyan algunas células y el conteo de los mismos disminuyan. Se debe tener especial cuidado con la muestra de líquido cefalorraquídeo, cuyo análisis debe ser considerado como una emergencia, y debe procesarse de inmediato, ya que el conteo celular tanto de leucocitos como de hematíes disminuye inversamente proporcional al tiempo, muchas veces mientras se está haciendo el recuento celular, los leucocitos y los hematíes van desapareciendo en nuestra vista. Para el resto de líquidos corporales se debe solicitar una muestra con anticoagulante, ya que los procesos inflamatorios producen mucha fibrina y al coagularse la muestra va a ocasionar recuentos celulares bajos falsamente.

6.- Variables Biológicas que afectan los resultados de laboratorio

Los siguientes son algunos ejemplos de variables biológicas que pueden afectar los resultados de laboratorio, debiendo tener en cuenta de que no existe un valor exacto, ni existen valores normales, todos los análisis de laboratorio deben ser tomados dentro del rango de valores referenciales, es decir valores que están en el 95% de la población sana aparentemente.

Para ello se han considerado las siguientes variables:

Ritmos Biológicos Circadiano: variaciones en las 24 horas: cortisol (ver anexo 3) Ultradiano: variaciones en el mes, estrógenos, prolactina, FSH, LH. Infradiano: variaciones horarias. Testosterona, prolactina

Factores Constitutionales Sexo: Hemoglobina, hematocrito, velocidad de sedimentación. Edad: Hemoglobina, Hematocrito, colesterol, triglicéridos Embarazo: Disminuye la Hemoglobina, hematocrito.

Factores Extrínsecos Postura: El estar acostado en posición supina aumenta el volumen

sangu{ineo en 12 a 15%. El estar de pie disminuye la volemia por pasaje del espacio intravascular al extravascular.

Ejercicio: produce variaciones bioquímicas transitorias tales como aumento de ácidos grasos libres, del aminoácido alanina y de ácido láctico y variaciones

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bioquímicas duraderas, como el aumento de actividad de las enzimas musculares, CPK MM, aldolasa, TGO, LDH y modificación en los niveles de algunas hormonas sexuales.

Tiempo de aplicación del torniquete: altera los valores de calcio, CPK, factores de la coagulación

Dieta Cafeína: incrementa los valores de colesterol y triglicéridos

Ayuno: Más de 48 horas incrmenta la bilirrubina hasta 240%. Más de 72 horas puede incrementar 45 mg % de glucosa. También existe incremento de transaminasas que van de menos del 5% para TGO y más de 31% en TGP. También se incrementa los triglicéridos, glicerol y ácidos grasos libres. Produce disminución en la concentración de albúmina, prealbúmina, C3 y transferrina

Hiperproteíca: Aumenta la cantidad de urea, amoníaco, ácido úrico. Platano, piña, palta, tomate: da lugar a una excreción elevada de ácido 5-

hidroxiindolacético en orina, por contener serotonina Café. provoca liberación de catecolaminas en la médula suprarrenal

llevando consigo la elevación de ácidos grasos libres no esterificados.Drogas y medicamentos

Anticonceptivos orales: puede aumentar la bilirrubina indirecta Uso de Alcohol: El alcoholismo agudo da lugar a un aumento en la

concentración de glucosa, ácido láctico y ácido úrico. El alcoholismo crónico produce aumento en los niveles de HDL-colesterol, de gamma-glutamiltransferasa (GGT) y volumen corpuscular medio.

La cafeína puede producir aumento de triglicéridos, ácidos grasos libres, cortisol plasmático y disminución de colesterol.

El tabaco aumenta los niveles de carboxihemoglobina, catecolaminas plasmáticas, cortisol sérico, aumento de neutrófilos y monocitos, hemoglobina y volumen corpuscular medio (VCM). Disminuye el valor de los eosinófilos.

Enfermedades Intercurrentes: shock, malnutrición, fiebre, quemaduras térmicas, traumatismos,

transfusiones recientes, y las terapias compuestas tienen efectos distintos sobre la composición de la sangre y líquidos corporales y pueden confundir la interpretación de los resultados de laboratorio relacionados a la enfermedad cuando esta se presenta como una enfermedad primaria.

6.- INTERFERENCIAS PREANALÍTICAS.

El término interferencia analítica se usa, en amplio sentido, para designar el efecto que ejerce una sustancia, distinta a la que estamos midiendo, en la determinación de la concentración o actividad del analito, siendo el analito el componente que intentamos medir en la muestra y la interferencia es un componente de la muestra, distinto del analito, que va va alterar el resultado final.

Las interferencias pueden presentarse en la muestra debido a fuentes endógenas o exógenas. Pueden ser producidas in vivo en ciertas condiciones patológicas (ictericia, hemólisis, lípidos, etc.), o por administración de fármacos a los pacientes durante el tratamiento (drogas, nutrición parenteral, expansores del plasma, anticoagulantes, etc.), autoadministradas (suplementos nutricionales, alcohol y drogas de abuso, etc.) o debidas a contaminación de la muestra (anticoagulantes, conservantes, separadores del suero, etc.)

Las principales interferencias analíticas se presentan en:

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Muestra coagulada.

Cuando se toma muestra en tubos al vacío con anticoagulante EDTA, es necesario mezclar adecuadamente la sangre por inversión suave, con el fin de evitar la formación de micro coágulos o coágulos groseros. Otras veces debido a una extracción difícil, de larga duración, o por no colocarse adecuadamente la aguja en la luz de la vena, puede ingresar tromboplastina tisular y activar la cascada de coagulación o por problemas de hipercoagulabilidad del propio paciente. Estos micro coágulos interfieren en los resultados de los analizadores hematológicos disminuyendo sus valores, por ejemplo los agregados plaquetarios producen recuentos bajos de plaquetas, siendo necesario revisar el frotis y hacer un recuento de plaquetas en lámina. También puede ocurrir recuento bajo de leucocitos y de hematíes.

Cuando se extrae sangre con anticoagulante de Citrato de sodio para las pruebas de coagulación, también puede ocurrir la formación de micro coágulos, por las mismas razones expuestas anteriormente, ocasionando valores prolongados de tiempo de protrombina, tiempo parcial de tromboplastina y valores bajos de fibrinógeno.

Muestra diluida:

Esto puede ocurrir por tres razones:

Se tomó la muestra de la misma zona donde está pasando la vía endovenosa. Se tomó la muestra de una zona edematizada y la aguja no estuvo colocada

adecuadamente en la luz de la vena. Esto mismo pasa cuando se extrae sangre capilar y se exprime mucho el dedo, saliendo mayor cantidad de plasma que de sangre total.

Se tomó menor cantidad de volumen sanguíneo estipulado en la etiqueta del tubo al vacío.

La muestra diluida causa los mismos problemas, tanto en la sangre con EDTA, con citrato de sodio o sangre sin anticoagulante, ocasionando una mayor dilución de la muestra y disminución de los valores de las pruebas realizadas y en el caso de las pruebas de coagulación va a existir un incremento en los resultados, a excepción del fibrinógeno que disminuye.

En nuestro hospital hemos tenido errores que van del 30 al 250%, Un hematocrito con muestra diluida de un paciente edematizado, con sangre tomado del lado donde no había vía periférica dio un valor de 13% y tomada la muestra de sangre arterial, dio un resultado de 32%

Suero Ictérico.

Una concentración de bilirrubina superior a 2.5 mg/L a predominio directo, interfiere en el resultado de distintos analitos dando lugar a incrementos en la concentración de los mismos. Puede interferir en la determinación de albúmina, colesterol, glucosa y proteínas totales.

Suero Lactescente.

Son las que tienen alto contenido en grasa y aspecto lechoso y se pueden presentar en pacientes que no han guardado el ayuno recomendado y con una ingesta copiosa de alimentos. También en muestras contaminadas de pacientes sometidos a nutrición

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parenteral. Pueden alterar algunos resultados, como los serológicos e inmunológicos. Se pueden producir interferencias en la determinación de albúmina, calcio y fosfato inorgánico. Se produce una inhibición en la actividad de la amilasa, uricasa y ureasa, y una disminución en las concentraciones de creatinquinasa, bilirrubina y proteínas totales.

Muestra sanguínea con hemólisis.La lisis de los elementos formes de la sangre da lugar a un incremento o disminución en la concentración de diferentes analitos, La lisis de hematíes disminuye la concentración de Glucosa y Sodio. Produce

aumento en la concentración de Lactato deshidrogenasa (LDH), Aspartato aminotransferasa (ASAT o GOT), Alanina aminotransferasa (ALAT o GPT), Fósforo inorgánico, Colesterol, triglicéridos, Potasio, Calcio, Zinc, Magnesio; Fosfatasa ácida, Albúmina y Bilirrubina total e indirecta. La lisis del 1% de eritrocitos produce aumento del 98% de la actividad media de la Creatinquinasa en individuos sanos.

La lisis de las plaquetas aumenta la concentración sérica de Potasio, Magnesio, así como aumento de la actividad sérica de Fosfatasa ácida y Aldolasa.

La lisis de granulocitosis produce aumento en las concentraciones de Lisozima, Arginasa, Glucosa-6-fosfato deshidrogenasa y Glutamato deshidrogenasa.

La causa de hemólisis se puede deber a: Relacionadas con la extracción sanguínea:

Aguja demasiado fina, hay que elegir calibre 22G a 20G. Salida de sangre a presión en el tubo al vacío. Se aspira la jeringa demasiado fuerte durante la extracción. La solución es

extraer la sangre desplazando el embolo suavemente. Se fuerza el paso de la sangre a través de la aguja, al momento de vaciar la

sangre de la jeringa al tubo, por excesiva presión del émbolo. Es mejor quitar la aguja y dejar resbalar la sangre por las paredes del tubo.

Evitar venas muy pinchadas para no extraer sangre de un hematoma. Relacionadas con la manipulación en el laboratorio.

La muestra se puede centrifugar si el tubo de extracción contiene un gel separador de suero, caso contario se debe esperar unos 20 a 30 minutos para que se inicie la coagulación en el tubo sin anticoagulante y no debe forzarse la coagulación por centrifugación.

Hay que centrifugar las muestras a las revoluciones adecuadas y en aparatos bien calibrados, con buena compensación de los tubos, evitando la vibración de la centrifuga, que incluso puede ocasionar rotura del tubo.

En algunos laboratorios se usa una bagueta de vidrio para presionar el coágulo y esta a veces esta húmeda o contiene restos de agua, lo que ocasiona la hemólisis. Asegurarse de usar baguetas secas.

Relacionados con el paciente: Anemia hemolítica del recién nacido, reacción postransfusional, reacción

antígeno-anticuerpo, enfermedades hepáticas, aumento de hemolisinas.

Interferencias Químicas.Son numerosas las sustancias que pueden dar lugar a variaciones en la medida de la concentración de un analito. En el anexo 5 se recogen algunos de los fármacos que producen interferencias químicas sobre las pruebas clínicas más usuales, debiendo tener en cuenta que una buena parte de la población peruana toma hierbas medicinales y estas también afectan los resultados.

Anticoagulantes y Conservantes.

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Determinados anticoagulantes como el oxalato potásico provocan un aumento de la presión osmótica del plasma, dando lugar a un transporte de agua desde las células sanguíneas al plasma, diluyéndolo, lo que puede provocar hemólisis cuando el volumen de extracción es muy pequeño en relación al volumen de anticoagulante. Los quelantes del calcio como el EDTA, inhiben la actividad de diferentes enzimas, como la Amilasa, LDH y Fosfatasa ácida, disminuyendo su actividad.

MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD

El personal que toma y el que procesa la muestra debe tener en cuenta las precauciones universales de bioseguridad, con el fin de prevenir o minimizar el riesgo de exposición a material infectante proveniente de cualquier paciente.

PRECAUCIONES UNIVERSALES CON SANGRE Y FLUIDOS CORPORALES:

Es el conjunto de procedimientos que se aplican en la atención del paciente, con el fin de disminuir el riesgo de adquirir enfermedades, ya sea a través de contacto directo o indirecto (transmisión aérea, fómites, etc.), y debe ser aplicado por el personal que brinda la tención de salud, los familiares o acompañanates.

Las precauciones universales, son:

Considerar a todo paciente potencialmente infectante Uso de barreras protectoras.

Cuidados en el Transporte de muestra.

Manejo de residuos sólidos y derrames.

LAS PRECAUCIONES UNIVERSALES DEBEN APLICARSE EN LA ATENCIÓN DE CUALQUIER PACIENTE EN TODO MOMENTO Y EN CUALQUIER ÁREA DE ATENCIÓN.

“CONSIDERAR A TODO PACIENTE POTENCIALMENTE INFECTANTE”

Esto se aplica sobre todo cuando se trabaja con sangre o fluidos corporales de pacientes que pueden encontrarse en período de ventana o en incubación de procesos infecciosos, momento en que es difícil de hacer el diagnóstico y sin embargo son altamente infectantes, porque la carga bacteriana o viral es alta, tal como sucede en infección por VIH, hepatitis B o C y que están asintomáticos.

USO DE BARRERAS PROTECTORAS

Con el objetivo de prevenir la transmisión de microorganismos por la vía parenteral y en el contacto con secreciones de pacientes en la fase pre analítica, se debe aplicar las normas de Bioseguridad, existentes en el servicio, las que a su vez están respaldadas por las Normas de Bioseguridad de la Unidad de Epidemiología del Hospital de Emergencias José Casimiro Ulloa, las que consisten en:

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LAVADO DE MANOS:

Es un procedimiento sencillo y fácil de realizar, permite limpiar las manos de impurezas y de agentes infecciosos. Para ello se usa agua y jabón.

Se debe realizar, antes de la atención del paciente y antes de colocarse los guantes, así como después de retirarse los guantes.

Un procedimiento práctico es usar alcohol gel para la limpieza de manos, cada vez que se va a atender a un paciente y después de cada 5 atenciones se debe realizar el lavado de manos.

USO DE GUANTES:

Reduce el riesgo de contaminación de las manos con sangre y disminuye la cantidad del inoculo, al producirse un accidente por corto punzante contaminado con sangre o fluido de alto riesgo, tal como sucede con los pinchazos con aguja.

Debe usarse al realizar cualquier punción arterial y/o venosa o manipulación de aguja.

En todo procedimiento en el que exista riesgo de estar expuesto a fluidos corporales y durante el transporte de muestras.

Cuando el personal tiene lesiones en las manos, ya que puede ser una puerta de entrada de microorganismos.

Deben cambiarse entre cada paciente, previo lavado de manos.

USO DE MASCARILLAS Y ANTEOJOS PROTECTORES

Se deben usar en los procedimientos en que con frecuencia se producen aerosoles o salpicaduras de sangre u otro fluido corporal de alto riesgo.

USO DE MANDILON:

Su uso está indicado en los procedimientos en que con frecuencia se producen derrames o salpicaduras de sangre u otro fluido corporal de alto riesgo.

Debe evitarse la costumbre de salir con el mandilón a la calle o llevarlo a casa a lavar.

SI DURANTE EL PROCESO DE ATENCION AL PACIENTE, LA PIEL O LAS MANOS DEL PERSONAL ENTRA EN CONTACTO CON SANGRE U OTRO FLUIDO CORPORAL, ESTAS DEBERAN LAVARSE DE INMEDIATO CON ABUNDANTE AGUA Y JABON ANTISEPTICO.

CUIDADOS EN EL TRANSPORTE DE MUESTRAS:

Las muestras deberán ser transportadas en cajas de seguridad tapadas, en posición vertical y el personal que las transporta siempre debe usar guantes.

Los recipientes con fluidos corporales, NUNCA DEBE TENER UN VOLUMEN MAYOR A LOS 2/3 DE SU CAPACIDAD. El vaciado debe ser realizado con precaución y el tapado debe ser adecuado para evitar el derrame por sus costados,

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La muestra de gases arteriales debe ser tapada con tapón de goma sin aguja.

En caso de muestras de pacientes en alto riesgo, estas deben transportarse correctamente cerradas y dentro de una bolsa plástica, para evitar contaminación en caso de derrames accidentales. Luego deben ser colocadas en un envase resistente y cerrado para su traslado al laboratorio. Estas muestras deben llevarse al laboratorio en forma individual inmediatamente después de obtenidas.

DEBE EVITARSE ENVOLVER LA MUESTRA CON LA SOLICITUD DEL ANÁLISIS.

MANEJO DE RESIDUOS SOLIDOS Y DERRAMES:

RESIDUOS DEL LABORATORIOLos residuos generados en el laboratorio se dividen en tres tipos:

Biocontaminado: guantes, bajalenguas, mascarillas descartables, sondas de aspiración, alitas, agujas hipodérmicas, equipo de venoclisis, jeringas, gasas, torundas de algodón, catéteres endovenosos, ampollas de vidrio rotas, sonda foley, sonda nasogástrica, sonda rectal y esparadrapo.

Común: Papel, mascaras de nebulización, bolsas de polietileno, frascos de suero, llaves de doble y triple vía, papel toalla, bolsas.

Especial: en tratamiento oncológico: jeringas, vías, gasas contaminadas con citostáticos, etc.

SEGREGACION DE LOS RESIDUOS DE LABORATORIO::Los residuos deben segregarse en el lugar de origen para ello se dispondrá de lo siguiente:

Tacho con bolsa roja: destinado para desechos contaminados, tales como algodón, gasas u otro material contaminado con sangre o fluidos corporales.

Tacho con bolsa negra: destinado para desechos no contaminados, tales como envolturas de jeringas, papeles, cartones, plásticos. Se entiende que estos materiales si están contaminados con sangre o fluidos corporales, deben ser tratados como contaminados y se dispondrá en el tacho con bolsa roja.

Recipiente de agujas: Debe ser de cartón rígido o de plástico, ambos deben ser resistentes a perforación por agujas, de boca ancha y el volumen de su capacidad se calcula de acuerdo a la cantidad de jeringas y agujas que se desechen diariamente. La jeringa se debe eliminar sin tapar en el recipiente rígido y en caso se decidiera taparla con su capuchón, debe usarse siempre la técnica de una sola mano, con el fin de evitar el pincharse. Los vidrios rotos (tubos, láminas portaobjetos, laminillas, etc) también deben ser dispuestas en recipientes rígidos.

ESTA PROHIBIDO JUGAR A ENCESTAR LOS DESECHOS AL TACHO

Los recipientes de residuos y de agujas deben llenarse hasta 2/3 de su capacidad.

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DERRAMES

Cuando ocurre un derrame de sangre o fluidos, se debe cubrir el área del derrame con papel absorbente, se agrega hipoclorito de sodio al 0.5% alrededor del derrame y sobre el papel absorbente, dejar actuar por 10 minutos. Posteriormente usando un papel absorbente seco, se levanta todo el material y se coloca en el tacho con bolsa roja. Finalmente la superficie es limpiada con hipoclorito al 0.5%.

No se recomienda el uso de alcohol, ya que se evapora rápidamente y tiene acción coagulante, impidiendo que penetre en los restos orgánicos.

Todos los procedimientos de limpieza deberán ser realizados con guantes.

EL CUMPLIMIENTO DE LAS MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD ES UNA RESPONSABILIDAD DE TODOS.

ACCIDENTE LABORAL:

Durante la recepción o en la toma de muestra pueden ocurrir accidentes laborales, siendo los más frecuentes, los pinchazos con aguja, salpicadura sangre o de fluidos corporales. En caso de salpicadura en los ojos, lavar con agua corriente. En caso de pinchazos se debe estimular el sangrado, luego el lavado con agua y jabón.

También puede ocurrir accidente por quemadura con agua caliente, en este caso solamente se coloca la zona quemada barro el chorro de agua por unos 15 minutos o se coloca bolsas de agua helada o bolsas de hielo, luego se aplicará compresa con crema para quemaduras.

TODO ACCIDENTE LABORAL DEBE SER REPORTADO AL INMEDIATO SUPERIOR, QUIÉN A SU VEZ REPORTARA A LA OFICINA DE EPIDEMIOLOGÍA.

En caso de accidente laboral con sangre de pacientes infectados por VIH o hepatitis, se deberá seguir el protocolo de la Oficina de Epidemiología, de ahí su reporte. (Ver manual de Bioseguridad del Departamento de Laboratorio)

DEBE RECALCARSE QUE EN CASO DE PINCHAZO CON AGUJA O CONTACTO CON SECRECIONES DE PACIENTE VIH POSITIVO, SE DEBE INICIAR EL TRATAMIENTO ANTIRETROVIRAL DENTRO DE LAS PRIMERAS 24HORAS.

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PROCEDIMIENTOS PARA TOMA DE MUESTRAS

TOMA DE MUESTRAS SANGUINEAS

CONSIDERACIONES GENERALES

Con el fin de obtener resultados válidos que sirvan de apoyo diagnostico, para el tratamiento o para una adecuada evolución clínica del paciente, es necesario, que:

La solicitud medica este indicada según la patología que se sospeche.

Haya una adecuada preparación del paciente, informándole sobre la prueba que se le va a realizar y las condiciones especiales que se debe tener como son: ayuno, dieta, evitar el ejercicio excesivo, consumo de medicamentos (drogas), etc., brindándole los dispositivos necesarios en caso que el mismo paciente o el familiar deba colectar la muestra.

Los dispositivos de recolección, transporte y conservación de la muestra, deben estar adecuadamente identificados con:

Nombre del paciente o iniciales del paciente.

Número de codificación de la muestra.

Fecha y hora de la toma de muestra.

Esto permitirá una buena trazabilidad o seguimiento de la muestra. Lo ideal es contar con un sistema de código de barras.

Todo el personal que participa en los diferentes procesos referidos a esta fase tiene que disponer de la capacitación, habilidades y experiencia necesarias para ejecutar las actividades requeridas.

Una muestra mal tomada da resultados inútiles que confunden al profesional que la solicita y pueden llegar a constituir un riesgo para el paciente.

Una muestra bien tomada evitaría que haya un diagnóstico erróneo, un tratamiento incorrecto e incluso la necesidad de una nueva extracción de muestra

En caso de las muestras sanguíneas, se debe evitar la hemólisis, durante la extracción de sangre, para ello debe escogerse una vena adecuada, usar una aguja de buen calibre, no forzar la salida de sangre, evitar la manipulación excesiva de la vena y lograr que la sangre fluya libremente.

Las precauciones para la extracción de muestras sanguíneas valen para los exámenes hematológicos, bioquímicos, inmunológicos, serológicos, etc.

El laboratorio de Análisis Clínicos del Hospital de Emergencias José Casimiro Ulloa, procesa las siguientes muestras:

Exámenes Hematológicos, Urianálisis y Aglutinaciones

Exámenes Bioquímicos

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Exámenes Inmunológicos y Banco de sangre

Exámenes Microbiológicos y parasitológico.

Los frascos de extracción sanguínea deben estar correctamente cerrados con su tapón de goma, y dispuestas en gradilla, de modo que permanezca en forma vertical.

No deben envolverse los frascos con las solicitudes de exámenes, éstas deben venir en forma separada.

Toda muestra de sangre debe manipularse con guantes y transportarse en contenedores con tapa, especialmente diseñados y destinados sólo para ese propósito. Jamás debe transportarse una muestra dentro de un bolsillo, ni llevar la jeringa con la muestra en la mano.

La muestra de sangre para análisis de gases arteriales debe ser enviada al laboratorio inmediatamente de extraída, en una cubeta con hielo, y la solicitud de análisis debe incluir además de su nombre y apellido, la hora de toma de muestra, el FIO2 y la temperatura corporal.

El laboratorio rechazará la solicitud de examen que esté manchada con fluidos biológicos.

El paciente debe estar en ayunas (mínimo 12 hrs.) en aquellos casos en que las pruebas no sean consideradas de emergencia, tales como: perfil de lípidos, pruebas tiroideas, perfil reumatológico, etc., quedando exceptuados aquellos casos en el que el médico tratante indique y justifique la urgencia de la prueba en la solicitud de examen, como “stat” = al momento. (Ver anexo 1 y 2)

Por las condiciones de trabajo y la situación clínica de los pacientes que acuden a la atención de urgencia-emergencia, la mayoría de muestras sanguíneas no requieren de estar en ayunas.

El traslado de las muestras al laboratorio, debe hacerse inmediatamente una vez tomadas ya que las células sanguíneas consumen e intercambian algunas sustancias presentes en la sangre, alterando su concentración.

Las análisis de laboratorio que son utilizadas en una emergencia, y que de su resultado depende la decisión clínica y tratamiento, son las siguientes:

- Hemograma - Hematocrito - Tiempo de protrombina- Reticulocitos - Gota Gruesa - Tiempo de tromboplastina- Plaquetas - Dímero D - Grupo Sanguíneo- Coombs Directo - Coombs Indirecto - Pruebas de compatibilidad- Fibrinógeno - Examen de orina - Test de embarazo- Urea - Glucosa - Hemoglucotest- Creatinina - Calcio - Electrolitos - Fosforo - Transaminasas - Proteínas totales y fraccionadas- Amilasa - Lipasa - Fosfatasa alcalina- GGT - LDH - Bilirrubina total y directa- Troponina - Mioglobina - CK Total y CK MB- Hemocultivo - Rotavirus - Líquidos corporales (Recuento, Gram)

NOTA:

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Las muestras en las que se indique determinar Bilirrubinas, deben ser protegidas de la luz, ya que ésta las degrada.

Las pruebas que requieren estar en ayunas ya que los sueros quilosos pueden alterar los resultados y cuyo procesamiento no es de emergencia son

- Acido úrico - Colesterol total - HDL colesterol- LDL colesterol - LDH - Triglicéridos

Aquí también se incluyen las pruebas inmunológicas y serológicas,

EXTRACCION SANGUINEA:

La extracción sanguínea se realiza de acuerdo a los análisis solicitados y a la facilidad en que está se realice y puede ser: venosa, capilar y arterial

EXTRACION DE SANGRE VENOSA:

Material a utilizar. De acuerdo a las pruebas que se soliciten.

Tubos al vacío, con tapón color lila, color rojo, color celeste, etc. (Anexo 4) Agujas dobles # 20, 21 o 23 Jeringas de 10cc, 5cc, agujas # 20. Alcohol 70° Torunda de algodón. Gradillas. Cronómetros. Ligadura Marcador de vidrio con tinta indeleble. Guantes desechables

Tipos y volumen de muestra: (Ver anexo 3)

En caso de muestras que requieran sangre total anti coagulada, la sangre se extrae en tubo al vacío, con tapa color lila, y en caso de extracción con jeringa se extraerá de acuerdo al volumen del tubo al vacío, que puede variar entre 3 a 5 ml. Los tubos al vacío para muestras pediátricas pueden variar de 0.5 a 1 ml. En caso de muestras para pruebas de coagulación, se tomará la muestra en tubo al vacío con tapa color celeste y si se saca por punción con jeringa se extraerá 5 ml de sangre venosa, y se inyectara al tubo hasta la marca que indica el volumen requerido.

Tubos con EDTA, tapón lila, de capacidades 3.0 a 10.0 ml. Es el anticoagulante que mejor conserva las células y de mayor uso en todos los casos que se requieren exámenes de cuadro hemático y hemoparásitos.

Tubos con Citrato de Sodio, tapón azul claro, de capacidades de 3.0 a 10.0 ml. Se usan cuando se requieren pruebas de coagulación y no se recomienda para cuadro hemático y hemoparásitos por la baja capacidad que tienen de conservar la morfología celular.

Tubos con Heparina, tapón verde. Se usan para realizar algunas pruebas inmunológicas que detectan antígenos. No se recomiendan para cuadro hemático

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por la baja capacidad conservadora, pero, si se toma muestra para hematología con este tubo, debe procesarse inmediatamente.

Tubos Sin anticoagulante tienen tapón rojo, y vienen en capacidades de 3.0, 5.0, 7.0 y 10.0 ml. Estos tubos son de vidrio o plástico neutros protegido con silicona para evitar la hemólisis y facilitar la retracción del coágulo. Adicionalmente se pueden utilizar como recipiente estéril para muestras de bacteriología. Tubos de tapón amarrillo de estas mismas características pueden venir adicionados de un gel activador de coagulación o gel para separar el coágulo del suero sin necesidad de. usar otro tubo

Tubos con Fluoruro de sodio + EDTA, tienen tapón gris, es un buen conservador de glucosa y ácido láctico, por lo que se usan en casos, donde las muestras van a estar largo tiempo sin procesar para estas pruebas.

Agujas para toma de muestras con tubos al vacío Normalmente agujas de calibre 20 G de color amarillo, 21 G de color verde, 22 G de color. La mayoría de pruebas bioquímicas usan suero, para ello extraer sangre en los tubos al vacío de color rojo o amarillo (contienen gel separador de suero) en volumen de 3 a 5 m, si se requiere mayor muestra se sacan tubos extras.

REQUISITOS DEL PACIENTE:

Para pruebas de rutina o chequeo, el paciente debe estar en ayunas o no haber ingerido alimento por lo menos 8 a 12 horas, antes de la extracción y anotar la hora de extracción. Salvo que la prueba solicitada sea de emergencia. (Ver anexo 1 y 2)

No haber realizado ejercicios exigentes.

Informar el uso de medicinas y si fuera posible la dosis de las mismas, o el uso de hierbas medicinales.

Procedimiento en adultos

Inspeccionar el brazo para búsqueda de vena, colocar la ligadura con un medio nudo fácil de soltar, limpiar el área en forma circular del centro a la periferia con algodón embebido con alcohol etílico de 70º, y dejar secar completamente.

Romper el sello de la aguja doble con un pequeño movimiento circular, enroscar la aguja en el tubo porta aguja y retirar el capuchón del otro extremo..

Se puede fijar la vena con un dedo a una distancia no menor de 1 cm de la zona donde se va a introducir la aguja. La introducción de la aguja se debe realizar en un solo paso, atravesando la piel y la vena. La aguja se insertará en la vena elegida con el bisel hacia arriba, en un inicio a 45º y ni bien ingresa a la piel se colocara en un ángulo de 5º casi paralela a la vena hasta introducirla dentro de ella. una vez que este seguro de estar en la vena, introducir el tubo de recolección de muestra y soltar el torniquete. En caso de uso de jeringa, se aspira suavemente halando el émbolo, para introducir la sangre dentro de la misma. La escala de la jeringa debe estar visible (hacia arriba).

En caso no se notara la vena se coloca ligadura y se le indica al paciente que abra y cierre el puño para facilitar la ingurgitación de la vena. El lazo debe ser colocado de modo de producir una compresión del moderada del músculo.

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Después de la toma, se le indica al paciente que abra la mano, se suelta la ligadura, luego el tubo al vacio y posteriormente el capuchón; en caso de uso de jeringa, una vez extraída la cantidad necesaria de sangre se suelta la ligadura. En ambos casos antes de retirar la aguja, se coloca algodón seco sobre la zona de punción y se procede a retirar la aguja, luego se le indica al paciente que levante el brazo en forma estirada, presionando la zona de punción por 2 a 5 minutos. Posteriormente puede flexionar el brazo, esto es importante para disminuir la formación de hematomas.

Procedimiento en niños

El procedimiento de extracción de sangre venosa es igual que en adultos, pero a veces se requiere del apoyo de otro personal para inmovilizar el brazo del niño.

En caso no se pudiera extraer sangre de las venas del brazo, de la mano o del pie, se podrá extraer sangre de la vena yugular externa colocando al niño sobre el borde de una camilla de tal manera que los hombros contacten sobre su superficie y la cabeza que sobresalga del borde, entonces hacerla rotar por un lado y tirar suavemente hacia abajo (está maniobra puede producir lesión del nervio braquial, si se realiza con mucha fuerza), logrando exponer ampliamente el cuello, al llorar el niño, la vena yugular externa se ingurgita, observándose amplia y protruida, en ese momento realizar la limpieza prolija con alcohol de 70º, en un algodón bien embebido. Es ideal usar aguja Nº 20 de 1½ pulgada, por su mayor calibre: Después de extraída la muestra se debe comprimir la zona punzada por 5 minutos colocando al niño en posición sentada.

En caso de no poder extraer sangre a un niño, se puede usar sangre capilar

Figura 1y 2: localización de venas del brazo , la punción de preferencia debe realizarse en las venas cefálicas, que están ubicadas en la parte externa del antebrazo.

Consideraciones:

El material descartable a usar se abrirá sólo al momento de su utilización y, una vez manipulado, no podrá guardarse nuevamente aún cuando se lo considere nuevo.

Durante la toma de muestra deben guardarse las más estrictas normas de higiene y bioseguridad, colocándose los guantes desechables, los cuales se mantendrán

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puestos durante todo el procedimiento y se debe descartar inmediatamente los materiales usados en los recipientes adecuados para ese fin.

Los recipientes que contienen algodón y los de desecho deben estar cerrados todo el tiempo y se abrirán solamente al momento de usar.

Se utilizan las venas cefálicas de la cara externa o radial del antebrazo, o la vena cubital que se encuentra en la cara interna del antebrazo, pero puede ser otros como la basílica (fig 1 y 2) o las venas del dorso de la mano, dorso del pie, etc. En casos difíciles se solicitará la participación del personal médico para la toma de muestra de región yugular, femoral u otra vena mayor de difícil acceso.

Debe evitarse el alcohol yodado porque algunos pacientes son alérgicos al yodo y nunca debe usarse en pacientes a los que se les va a realizar pruebas tiroideas.

Es mejor usar agujas de calibre 20 a 22. En caso de niños o en pacientes con fragilidad venosa se deberá usar alitas calibre 21 a 23 las que cuentan con un extremo sellado, para las tomas en tubo al vacio.

Posteriormente la aguja se desenrosca del capuchón colocando con técnica de una sola mano el tapón que cubre el extremo libre y luego se elimina en el contenedor rígido, en caso de uso de jeringa, esta se elimina con la aguja incluida sin taparla, en el contenedor rígido, en caso existiera la decisión de tapar la aguja, se usara la técnica de una sola mano.

La sangre que está en la jeringa se descargará en los tubos al vacío solamente hasta el nivel de la marca del tubo, retirando previamente la aguja para evitar hemólisis y la formación de espuma.

Rotular los tubos o frascos con los datos del paciente. La persona que hace la extracción deberá quitarse los guantes al finalizar la toma

de muestra y desecharlos inmediatamente. NO REUTILIZARLOS NUEVAMENTE. Si hay algún problema en el procedimiento, este debe ser registrado, como la

manipulación excesiva, la demora en la extracción. Evitar traumatizar la vena, ya que de su integridad dependerá que se puedan hacer

extracciones posteriores de sangre, se evita la formación de hematomas y se evita que la tromboplastina tisular ocasione la activación de la coagulación en la aguja.

Evitar extraer sangre de las tubuladuras o cerca a una vía endovenosa, o de un brazo muy edematizado, porque ocasiona hemodilución o hemólisis.

Cuando se extrae sangre de vías heparinizadas o de doble vía, asegurarse de cerrar la vía por donde pasa el suero u otra solución y extraer la suficiente cantidad de sangre (aprox. 20 ml) en una primera jeringa y rápidamente extraer sangre en una segunda jeringa para los análisis. Descartar la sangre de la primera jeringa.

Si la piel presenta restos de povidona yodada, hacer una rigurosa limpieza con alcohol 70°, ya que pueden contaminar la muestra y elevar el potasio, fósforo y ácido úrico.

OBTENCIÓN DE SANGRE CAPILAR.

Es usada en forma frecuente en lactantes y en personas donde es imposible extraer sangre venosa o cuando se requiere una pequeña cantidad de sangre en el caso de realizarse solamente hematocrito, grupo sanguíneo en lámina o en caso que se requiera estudio de lámina periférica o investigación de plasmodium, bartonella, y para la prueba de hemoglucotest.

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Debe evitarse la punción en una parte edematosa ó congestionada ó donde la piel se encuentra fría y cianótica, ni donde haya signos de infección.

Material a utilizar.

Alcohol 70° Torunda de algodón. Capilares de 2 mm de diámetro por 75 mm de longitud (80 µl). Heparinizados

de color rojo y no heparinizados de color azul. Marcador de tinta indeleble de punta fina. Guantes desechables

Procedimiento:

En lactantes menores de 6 meses, es conveniente obtener la sangre de la superficie plantar interna ó externa del talón (figura 3) ó dedo pulgar del pie. Antes de la extracción conviene calentar el talón frotándolo entre las manos para favorecer la irrigación de la zona.

En niños de más de un año, incluyendo adultos, se puede tomar en la superficie palmar o parte lateral de la última falange del segundo, tercero o cuarto dedo de la mano (figura 4).

Desinfectar el área de la punción con un trozo de algodón embebido en alcohol, dejar evaporar y pinchar con una lanceta estéril ó aguja desechable. El movimiento debe ser rápido y la punción suficientemente profunda (3 mm), para asegurar que la sangre fluya libremente. La salida de la sangre puede facilitarse ejerciendo una suave presión en la cara lateral del dedo a corta distancia del sitio de punción. Nunca tomar la primera gota de sangre, ésta debe ser limpiada con una torunda de algodón seco y luego presionar la zona adyacente para que salga la segunda gota en forma libre, evitando ejerce demasiada presión (la sangre sale diluida con líquido intersticial) y dejar subir por capilaridad, colocando el tubo capilar heparinizado (marca color rojo) en forma inclinada en un ángulo mayor de 5º a 10° aproximadamente hacia arriba, nunca hacia abajo, ya que se podría llenar de burbujas el capilar (figura4). La presencia de burbujas impide que la sangre fluya libremente dentro del capilar y de esta manera se evitaría la formación de coágulos, lo que imposibilita la realización de los recuentos celulares.

El capilar no debe llenarse hasta el tope, debe dejarse un área libre de 5 a 10 mm, en el extremo distal para facilitar que la gota corra y se mezcle cuando se extrae en sangre capilar heparinizado.

Obtener la cantidad requerida de muestra en tubos capilares, usando los capilares heparinizados para las pruebas hematológicas o los capilares sin heparina para las pruebas bioquímicas. Se toma la cantidad de capilares necesarios para el estudio, generalmente tres capilares heparinizados para el hemograma, uno para el hematocrito, el otro para el frotis y recuento celular y el tercero queda para otros procedimientos o para repetir el microhematocrito, solamente se debe sellar un extremo del microhematocrito heparinizado para hematocrito y los otros mantenerlos sin sellar en forma horizontal para que no se derramen y poder realizar los recuentos

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celulares. Para los exámenes bioquímicos, se extrae la sangre en capilares sin anticoagulante, en un número de acorde a la cantidad de suero que se va a requerir para dichas pruebas, generalmente se saca 2 a 5 capilares. en este caso se sella un extremo de los todos los capilares.

Figura 3 y 4: Zonas de punción para toma de muestra de sangre capilar, cara lateral de la zona de talón y cara lateral de yema de dedo, tener cuidado de colocar el capilar en una angulación por encima de la línea horizontal, para evitar el ingreso de burbujas.

Una vez tomada la muestra, secar la zona con un trozo de algodón seco y colocar un vendaje descartable (curita) o un apósito.

OBTENCION DE SANGRE ARTERIAL:

La toma de muestra de sangre arterial no es competencia del personal de laboratorio, debe ser realizada por el personal médico entrenado. La obtención de sangre arterial se aplica para el análisis de gases arteriales y para determinar el nivel de amonio en pacientes con encefalopatía hepática. Rara vez se usa para análisis clínicos de rutina, cuando es imposible extraer sangre venosa.La arteria más utilizada es la radial, por su fácil acceso. Pero se puede usar además la braquial, la femoral, etc. Con la salvedad de que va a existir mayores complicacionesDeben tomarse en jeringa heparinizada; mínimo 1 ml de sangre.

EQUIPO Jeringa específica para obtención de gases arteriales preheparinizada o jeringuilla de 1 mL con aguja 25 G lavada con heparina 1.000 UI/mL Algodón Alcohol Tapón para la jeringuilla Guantes Gafas protectoras, Recipiente con hielo 20-22 para adultos o 23-25 para niños.

PROCEDIMIENTO Seleccionar la arteria. Si se ha elegido la arteria radial, realizar la prueba de Allen para

valorar el flujo sanguíneo colateral: se presiona con firmeza las arterias radial y cubital (ulnar) y se pide al paciente que haga puño, y después de unos 5 segundos, se le pide que abra la mano, luego se suelta la presión sobre la arteria cubital, se espera unos 5 segundos y

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observar el enrojecimiento de la mano. Esto indica que existe buena circulación colateral y que la arteria radial puede ser puncionada con seguridad, en caso de que permanezca pálida después de 15 segundos indica no hay una buena circulación colateral y que en esa mano no debe realizarse la extracción de sangre

Inmovilizar el miembro que se ha elegido para la punción con la muñeca en hiperextensión

Preparar la piel con gasa impregnada en solución antiséptica, y permitir que la solución actúe por 10 segundos.

Palpar la arteria, percibir el pulso y la dirección de la arteria e insertar la aguja en ángulo de 30a 45º con el bisel hacia arriba hasta lograr puncionar la arteria.

Aspirar suavemente y obtener 2 mL de sangre. Retirar la aguja, remover las burbujas de aire que puedan estar

contenidas en la jeringa (si hay aire en cantidad significante, la prueba queda invalidada), desechar la aguja y proteger la jeringa con el tapón de caucho.

No enviar al laboratorio la jeringa con la aguja puesta. Hacer presión por no menos de 5 minutos o por el tiempo necesario

para impedir sangrado. Enviar la jeringa inmediatamente al laboratorio bien tapada y en un

recipiente con hielo (conservar a 4º C durante el transporte). Debe estar rotulada con los datos del paciente, la hora, el FiO2 y la temperatura.

OTROS USOS DE SANGRE VENOSA:

PRUEBAS DE COAGULACION y DIMERO D

La muestra se extrae en tubos al vacío con tapa de color celeste, que contiene citrato de sodio. Evitar extraer menor volumen del requerido (la dilución 1/10, 0.2 ml de citrato + 1.8 ml de sangre), para evitar errores en la medición de las pruebas de coagulación.

Cuando se trabaje con citrato de sodio al 3.8% preparado en el laboratorio, se deben usar tubos de plástico, ya que los tubos de vidrio podrían acelerar la coagulación.

Cuando se trabaje con plasma refrigerado (conservado de 2 a 8°C), debe esperarse a que la muestra alcance temperatura ambiente.

REACCIÓNES DE AGLUTINACIÓN

Para antígenos febriles se extrae la muestra en tubo al vacío de tapa roja. Extraer 3 a 5 ml. de sangre sin anticoagulante.

Evitar usar plasma para las reacciones de aglutinación para evitar falsos positivos, sobre todo si se va a realizar la prueba de Rosa de Bengala para Brucella.

MUESTRAS INMUNOLOGICAS

Se usa para descarte de infección a VIH, HCV, Hepatitis B, HTLV I y II. El paciente debe estar en ayunas, ya que las muestras quilosas pueden alterar los

resultados.

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Las muestras son extraídas en tubo al vacío color rojo o amarillo y es llevado a la sección de Banco de sangre, que es el lugar donde se procesan las muestras, manteniendo todas las medidas de bioseguridad por ser muestras de gran riesgo de portar agentes infecciosos.

TOMA DE MUESTRA DE LIQUIDOS CORPORALES O FLUIDOS CORPORALES

LIQUIDOS CORPORALES: LCR, Ascítico, Pleural, Articular, Peritoneal

La toma de muestra la realiza el personal médico. Deben manipularse y transportarse correctamente tapados y sellados, sin

derrames en su exterior.

En caso de derrame se procede según protocolo de derrames. Página 15. En caso de LCR, el médico deberá enviar un mínimo de dos frascos, lo ideal es

tres, y deben ser rotulados en forma seriada, 1, 2, 3 en el orden de extracción. Se debe usar frascos con tapa de jebe estériles o tubos tapa rosca, Siendo contraindicado taparlos con algodón, ya que el líquido se puede absorber en el algodón. El primer tubo sirve para recuento celular, el segundo para cultivo y el tercero para bioquímica.

La cantidad de LCR afecta directamente el aislamiento bacteriológico. En general son adecuadas, cantidades de 1-3 ml. de LCR para estudio bacteriológico.

El Análisis de LCR debe ser procesado en forma inmediata, como si fuera una Emergencia Médica, por lo que debe transportarse inmediatamente de extraída la muestra, ya que la mayoría de los microorganismos causantes de meningitis son sensibles a los cambios de temperatura y desecación. Por otro lado al ser una sustancia hipotónica va a ocasionar lisis celular desde los primeros minutos de extraída del canal raquídeo, ocasionando que el recuento celular vaya disminuyendo conforme pasa el tiempo y el recuento celular va a salir falsamente disminuido.

En caso de otros líquidos, se enviarán tres frascos, el primero con anticoagulante, para el recuento celular total y diferencial, para ello se debe proporcionar un frasco con EDTA (tubo con tapa lila), para evitar la coagulación y de esta manera se pueda hacer recuentos reales. Como estos tubos son al vacío, se debe recomendar al personal médico, que atraviese el tapón de jebe, con la jeringa y evite inyectar el líquido, ya que este se absorberá sólo. No se debe destapar el tubo con EDTA, ya que el vacío que tiene el tubo, es para la cantidad exacta de volumen de líquido. Si se destapa y se coloca un volumen mayor, se van a formar coágulo de fibrina, lo cual va a falsear el recuento celular. Esto es válido para los líquidos: sinovial, pleural y ascítico. En caso de LCR no es necesario. El segundo frasco se usa para cultivo, coloración Gram, coloración de Ziehl Neelsen y Papanicolaou (en este caso se solicita el mayor volumen posible). y el tercer frasco para bioquímica. En caso no hubiere tubos estériles, los tubos de extracción de sangre de tapa roja (tengan o no acelerador de coagulación), pueden ser utilizados.

Debe evitarse en lo posible la contaminación con sangre pues se introducen errores significativos en la concentración de proteínas y recuento celular.

Enviar los frascos o tubos rápidamente al laboratorio, rotulados con los datos del paciente, nombre y apellidos en gradilla porta tubos, la cual debe estar dentro de una caja termoaislante,

TOMA DE MUESTRA PARA EXAMEN DE ORINA

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EXAMEN DE ORINA SIMPLE

Envase limpio y seco, proporcionado por el servicio. Indicar la limpieza de genitales con jabón o solución antiséptica suave y enjuagar

con abundante agua.

Dejar escurrir el 1° chorro de orina a la taza del baño y recolectar el segundo chorro ó chorro medio en el envase (la orina debe ser de la primera micción de la mañana, salvo indicación médica expresa). El último chorro de orina también se descarta a la taza del baño.

La orina debe ocupar las ¾ partes del envase. Nunca debe llenarse el envase.

En caso de derrame, realizar procedimiento para derrames (página 15).

EXAMEN DE ORINA DE 24 HORAS

Se usa para la depuración de Creatinina, dosaje de Amilasas, Urea, Fósforo, Calcio y ácido úrico.

PROCEDIMIENTO DE RECOLECCION

Comenzar a las 7 de la mañana del primer día, se le indica miccionar al paciente en el baño, para vaciar la vejiga, a partir de ese momento se inicia el conteo de tiempo.

Luego juntar toda la orina del día y la noche, incluyendo la primera orina del día siguiente (7 de la mañana, la que será la última recolección).

Durante la recolección evitar eliminar alguna de las muestras, ya que esto invalida el resultado, toda vez que es necesario calcular el volumen minuto durante la 24 horas.

Se pueden recoger la muestra en un recipiente de boca ancha limpio y luego vaciarse mediante un embudo en una botella de plástico de 3 lt. Previamente lavada y seca.

Los envases con las muestras deben ser colocadas en un sitio fresco o en refrigeración. Una vez recolectada toda la orina, se lleva al Laboratorio.

DEPURACION DE CREATININA (sangre y orina de 24 horas).

Se necesita sangre sin anticoagulante (tubo tapa roja) y orina de 24 hrs, Se envía todo el volumen recogido al laboratorio.

Si se ha obviado o no recogido una muestra dentro de las 24 horas, se invalidarán los resultados.

Solicitar y anotar el peso y talla del paciente, para realizar los cálculos.

DOSAJE DE CALCIO EN ORINA 24 HORAS

Se necesita colocar 10 ml de ácido clorhídrico al 10% en la botella plástica de 3 lt (previamente lavada y secada), para acidificar la orina.

27


El médico puede solicitar la suspensión temporal de cualquier medicamento que pueda afectar los resultados del examen.

Algunos medicamentos pueden aumentar las mediciones del calcio en la orina tales como: antiácidos, anticonvulsivos, diuréticos inhibidores de la anhidrasa carbónica y diuréticos de asa. Otros pueden disminuir las mediciones del calcio en la orina tales como: adrenocorticosteroides, píldoras anticonceptivas y diuréticos tiazídicos.

NUNCA se debe suspender ningún medicamento sin consultar primero con el médico.

En bebé la recolección de orina de 24 horas debe hacerse en varias bolsas colectoras, de acuerdo, al volumen que este miccionando.

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MUESTRAS PARASITOLOGICAS

Usar guantes El personal de toma de muestra brindará el frasco y baja lengua de madera, para

la toma de muestra por parte del paciente o familiar.

Útil para estudio parasitológico, coprocultivo, coprológico funcional, Investigación de Rotavirus, reacción inflamatoria (Leucocitos fecales, pH, Benedict), deben venir en recipiente correctamente tapado y sin derrame. Para investigación de protozoarios la muestra debe ser fresca

La muestra debe contener máximo 1/3 del volumen del envase de 100 ml. Nunca debe llenarse el envase. Con una espátula de madera o bajalengua, se recoge deposiciones diarreicas, mínimo 1 ml, en frasco estéril, enviar rápidamente a laboratorio

En caso de derrame o accidente, proceder según protocolo. Página 15.

Para lactantes se debe recomendar usar el pañal invertido para recolectar la muestra en un frasco estéril. No se recibirán muestras en pañal.

COPROPARASITOLÓGICO SERIADO:

Deposiciones en frasco limpio, 3 muestras, una diaria. Tapar herméticamente Muestra de deposición debe obtenerse en un recipiente limpio, con la paletita

provista en la tapa del frasco, evitando el contacto con orina.

Si es de un lactante, usar pañal invertido y tomar la muestra de parte central.

El paciente no debe haber ingerido en los últimos 10 días: antibióticos, quimioterápicos, purgantes oleosos, antiparasitarios, carbón ni bario.

Las muestras son analizadas el mismo día, por lo que no requieren conservación.

TRICHOMONAS VAGINALIS:

En la Mujer: Muestra de flujo vaginal. En el Hombre: Muestra de orina recién emitida. Enviar de inmediato al laboratorio, rotuladas con los datos del paciente.

TEST DE GRAHAM: OXIUROS

Se entregan al paciente tres portaobjetos ya preparados con las siguientes instrucciones:

En el momento de usar, desprender la cinta por el extremo doblado y aplicar el scotch en la región perianal y entre las nalgas. Pegar nuevamente el scotch bien estirado en el portaobjetos, envolver en el papel y escribir en él los datos del paciente.

Tomar las 3 muestras en días seguidos.

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Una vez obtenidas las 3 muestras, enviar rápidamente al laboratorio. Los huevos pueden eclosionar en las primeras 24 horas.

MUESTRAS MICROBIOLOGICAS PARA CULTIVO

CONSIDERACIONES GENERALES:

Para obtener el máximo rendimiento de los exámenes bacteriológicos, se debe acortar el tiempo transcurrido entre la toma de muestra y la siembra en el laboratorio, ya que existen microorganismos lábiles (Haemophylus sp Neisseria sp.) y para evitar el sobre-crecimiento de gérmenes no patógenos.

La toma de muestra para cultivo bacteriológico debe ser realizada por personal capacitado, con técnica aséptica y uso de material estéril.

La petición de examen debe ser realizada en la “Solicitud de examen microbiológico”, la cual debe estar adecuadamente llenada, de lo contrario la muestra será rechazada.

Dada la cercanía y fácil accesibilidad del laboratorio de nuestro Hospital, no requerimos de medios de transporte como el de Amies o el de Cary Blair.

Para coloraciones (Gram, Wright, Azul de metileno, etc.) se debe evitar enviar las muestras en hisopos, ya que se secan durante el transporte, para esos casos solicitar, hisopo, dos láminas y realizar el frotis in situ, se deja secar y se envía al laboratorio.

Cuando se tomen muestras con hisopos, estas deben ser colocadas en frascos con caldo de cultivo para su transporte.

HEMOCULTIVOS.

Es preferible e ideal obtener la muestra antes del inicio de la terapia antibiótica.

INDICACION CLINICA DE HEMOCULTIVO:

Infección del SNC. Lactante menor de 03 meses con hipertermia (mayor de 39.5)

Síndrome febril de más de 04 días de evolución, sin foco clínico evidente.

Pleuro-neumonías.

Paciente inmunodeprimido, con fiebre

Sospecha clínica de septicemia o bacteriemia.

Cardiopatía, con fiebre, sin foco clínico evidente.

Osteoartritis aguda.

Celulitis facial en niño menor de 05 años.

NÚMERO DE MUESTRAS CULTIVADAS:

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La mayoría de las bacteriemias, con excepción de las asociadas a endocarditis bacteriana e infecciones intravasculares y las que se producen en los niños, son intermitentes y de baja magnitud.

Se ha demostrado que en un episodio bacteriémico la positividad de una, dos y tres muestras para hemocultivo es de 91%, 98% y 99% respectivamente, dados estos resultados, resulta mejor la toma de dos muestras tanto en adultos como en niños.

En paciente con sospecha de Endocarditis bacteriana: se obtienen 3 muestras con diferencia de una hora, y se deben obtener 2 hemocultivos más al día siguiente.

En ningún momento está recomendado la obtención de una muestra de sangre para hemocultivo en forma aislada, disminuye la positividad diagnóstica y no permite evaluar una contaminación.

VOLUMEN DE MUESTRA:

Edad Volumen

Recién Nacidos 1-2 ml

Lactantes de 1mes a 2 años 2 a 3 ml

Mayores de 2 años 5ml

Adolescentes y adultos 10 a 20 ml

MATERIAL Alcohol. Guantes. Gasa estéril. Iodo-povidona o tintura de yodo. Dos jeringas de 30-mL con aguja. Dos frascos con medio bifásico.

PROCEDIMIENTO. Palpar la vena para determinar su localización. Limpiar el sitio de de la punción con una torunda de algodón embebida con alcohol

y dejar secar. Limpiar el sitio de la punción con Iodo-povidona o tintura de yodo y dejar secar al

aire por al menos 1 minuto. No tocar el sitio de la punción luego de la limpieza. Aspirar 10–15 mL de sangre hacia la jeringa. Evitar aspirar aire en la jeringa Colocar una aguja nueva a la jeringa, retirar la cubierta del medio de cultivo e

inyectar hacia la sangre en la botella con medio de cultivo bifásico. Mezclar la botella cuidadosamente.

Inmediatamente o en un lapso de 10 minutos, repetir el mismo procedimiento en el otro brazo o lugar diferente, para obtener la segunda muestra..

Colocar una torunda limpia con alcohol o un antiséptico y aplicar presión. Anotar la fecha y hora de la toma de la extracción sobre la hoja de solicitud. Anotar el diagnostico presuntivo y la terapia antibiótica reciente en la hoja de

solicitud. Transportar la muestra al laboratorio inmediatamente.

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Consideraciones A mayor volumen de sangre hay mayor posibilidad de aislar gérmenes. Se ha documentado que el mejor momento para obtener la muestra de sangre es

entre 2 horas a 30 minutos antes del pico febril, lo cual generalmente coincide con un periodo de escalofríos.

En pacientes con terapia antimicrobiana, debe ser obtenida inmediatamente antes de la próxima dosis de antimicrobiano, ya que se puede obtener resultado falso negativo o ausencia de crecimiento cuando las muestras son tomadas después que la terapia antibiótica ha sido iniciada.

Algunos gérmenes de la flora natural de la piel pueden contaminar los cultivos de sangre, tales como Staphylococcus epidermidis, diphtheroides y Propionibacterium.

Existe una alta incidencia de cultivos de sangre positives en pacientes que reciben hiperalimentación.

En endocarditis bacteriana, un 11% de hemocultivos son negativos. La instilación de 1.5 mL de taurolidina al 2% hacia la línea central en forma diaria

disminuye las infecciones del torrente sanguíneo asociado a catéteres. El uso de catéteres cubiertos por clorhexidina y sulfadiazina de plata reducen el

riesgo de colonización del catéter. Comunicar al médico si hay signos de infección en el sitio de punción: incremento

de dolor, enrojecimiento, tumefacción, drenaje purulento, o temperatura >38.3 ºC. El tratamiento antibiótico o anti fúngico será iniciado después de la toma de

muestra para el cultivo y antes de los resultados. Los primeros resultados están normalmente disponibles a las 24 horas y continúan

el control hasta por 2 semanas. Puede ser extraída durante la hemodiálisis La toma de muestra cada hora, es recomendable sólo para casos de sospecha de

endocarditis bacteriana o bacteriemias.

El uso de tintura de yodo disminuye la tasa de falsos positivos o cultivos contaminados hasta en un 3%

UROCULTIVOS

La muestra para urocultivo, debe colectarse en frasco estéril, con las mismas indicaciones que se hace para toma de muestra de orina simple, previa higiene con agua y jabón.

En caso de mujeres se indica que abra los labios mayores para que el chorro salga libre y no contamine, elimine el primer chorro y recoja el segundo chorro.

La solicitud de cultivo debe indicar el nombre de los antibióticos que está usando el paciente.

TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR

ESPUTO

Recoger muestra en envase limpio y transparente. La solicitud de investigación de bacilos alcohol acido resistentes, se debe realizar

en el formato del programa de TBC exclusivamente y en ella se debe escribir todos los datos que se solicitan, incluyendo la edad y domicilio del paciente. No se aceptarán muestras con formatos mal llenados.

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La muestra de esputo debe ser representativa de tracto respiratorio. No se acepta muestras que visiblemente sean solo saliva.

En caso de sospecha de TBC Pulmonar es necesario un mínimo de 2 muestras y para control de tratamiento TBC Pulmonar, suficiente con una muestra matinal.

En pacientes ambulatorios y con sospecha de tuberculosis, se le debe indicar que recoja la muestra en recipientes con tapa hermética y en un lugar abierto, para evitar contagios, ya que al toser va a crear aerosoles contaminantes.

En pacientes hospitalizados que no pueden movilizarse, se debe recoger en recipientes con tapa hermética, por aspiración traqueal, cepillado bronquial o por lavado broncoalveolar, para ello se debe usar mascarillas N95, al momento de tomar la muestra. Si el paciente puede movilizarse la muestra puede recogerla en el baño. Está prohibida la toma de muestra en áreas poco ventiladas.

Dada la alta multidrogoresistencia, estas deben ser trabajadas en Cabina de Bioseguridad tipo IIa. Estando prohibido el realizar frotices de esputo en ambientes no protegidos.

Las muestras para cultivo de BK serán enviadas al Instituto Nacional de salud, según normas de transporte de muestras peligrosas.

INVESTIGACIÓN DE BK EN OTRAS MUESTRAS:

ORINA: Se requiere 6 muestras en días hábiles, la primera micción matinal, 2º chorro, mínimo 100 ml. Traer diariamente cada muestra al laboratorio.

CONTENIDO GÁSTRICO: Se requiere 3 muestras en ayunas, en días seguidos. Esta muestra no se utiliza para controlar el tratamiento, sólo para el diagnóstico.

LIQUIDOS CORPORALES: volumen mínimo de 10 ml, a excepción del líquido cefalorraquídeo, en el cual la búsqueda se debe realizar en la película que se forma en la muestra refrigerada.

BIOPSIAS: en frasco estéril con suero fisiológico ó agua destilada, no usar formol.

TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR:

La muestra debe obtenerse previo al inicio de la terapia antimicrobiana: Por expectoración, mediante tos espontánea o provocada, depositar el esputo en

un frasco de boca ancha previo lavado de dientes y realizar enjuagues con agua para limpiar cavidad oral. No usar antisépticos.

Por lavado broncoalveolar, por aspirado traqueo bronquial o cepillado bronquial.

Se usa para cultivo de gérmenes comunes, investigación de hongos, investigación de BK, y para investigación de células neoplásicas.

El médico o enfermera, debe asistir al paciente durante la obtención de la muestra, usando mascarilla N95 como precaución.

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La muestra debe enviarse inmediatamente al laboratorio de microbiología para su procesamiento ya que algunos microorganismos pueden destruirse conforme pasa el tiempo, tales como los haemophyllus y las neisserias.

SECRECIÓN FARÍNGEA:

Siempre usar mascarillas, guantes y anteojos, para la toma de muestra. Buena iluminación y exposición de la faringe del paciente.

Deprimir la lengua con baja lengua, tomar dos muestras frotando él hisopo contra la pared posterior de la faringe y amígdalas, tocando el exudado, y en caso de sospecha de difteria, pasar por el reborde de la pseudomembrana.

Evitar tocar la lengua.

Colorar el hisopo en un tubo estéril con un ml de ClNa 0.9% o caldo tripticase soya y enviar inmediatamente al laboratorio.

En caso de sospecha de herpes tratar de romper las ampollas y frotar vigorosamente, luego hacer frotis y colorear con Wright o Giemsa..

Para cultivo de Neisserias, sembrar inmediatamente en Thayer Martin y si en ese momento no es posible, introducir el hisopo en tubo con medio de transporte y mantener a temperatura ambiente.

SECRECIÓN NASAL:

Introducir un hisopo humedecido en solución salina estéril y rotar en el vestíbulo de ambas fosas nasales (tabique y cara interna de aletas nasales).

En caso de sospecha de infección por virus de la influenza A H1N1, se deben tomar dos muestras con hisopos diferentes, uno en cada fosa nasal, usando solamente hisopos de Dacrón o rayón con base de plástico o alambre flexible. NO utilizar hisopos de alginato de calcio o con palillo de madera. Ambos hisopos se colocan en un solo vial que contiene el medio de transporte proporcionado por el Instituto Nacional de Salud (INS).

Todos los especimenes tienen que estar claramente rotulados con tinta indeleble y tienen incluir los siguientes datos: nombre del paciente, edad, sexo, fecha de inicio de síntomas, fecha y hora de toma de la muestra, tipo de muestra.

Llevar al laboratorio a temperatura ambiente a la brevedad posible.

En caso de sospecha de infección por virus de la influenza A H1N1, el vial con los dos hisopos se envían en envase doble de bioseguridad, previa coordinación; acompañado de la ficha epidemiológica correctamente llenada, caso contrario será rechazada por el INS

SECRECION OCULAR

Secreción ocular o raspado conjuntival Tomar la muestra para cultivo antes de la aplicación de anestésico tópico, con

extremo cuidado, con la ayuda de otra persona que inmovilice la cabeza del paciente.

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Obtener la secreción con hisopo estéril, del fondo de saco inferior, en el ángulo interno del ojo o del extremo interior del párpado.

Rotar el hisopo suavemente, para que toda la superficie del algodón se empape de la secreción purulenta.

Introducir el hisopo en medio de transporte y mantener a temperatura ambiente.

SECRECIÓN ÓTICA

Secreción del conducto auditivo externo. Cuando se presenta exudado, es mejor recolectar pus con un hisopo fino.

Antes de tomar la muestra proveniente de oído externo, hacer aseo cuidadoso de la piel de modo de disminuir la posibilidad de arrastrar bacterias residentes de la zona.

El hisopo se introduce en sentido oblicuo de atrás hacia adelante y de abajo arriba.

Transportar la muestra a temperatura ambiente en caldo thioglicolato.

INFECCION DE PIEL Y TEJIDO SUBCUTÁNEO

HERIDAS Y ÚLCERAS:

La infección puede ser superficial o profunda, dependiendo de las estructuras comprometidas.

En la infección superficial, existe compromiso de dermis, epidermis y celular subcutáneo y en la Infección profunda están involucradas además, la fascia y músculo, pudiendo o no comprometer cavidades u órganos.

La toma de muestra en la infección superficial se realiza mediante limpieza de la herida por arrastre mecánico, con suero fisiológico y se frota con hisopo estéril el centro y bordes internos de la lesión en zig-zag, luego se envía inmediatamente al laboratorio.

En caso de infección profunda se limpia la superficie dañada con suero estéril y se toma la muestra con jeringa de la parte más profunda de la herida, cuando sea posible tomar un trozo de tejido y depositarlo en un frasco seco y estéril para su envío al laboratorio en forma inmediata. De no ser así, poner la muestra en medio de transporte Amies.

ABSCESOS CERRADOS:

Realizar limpieza de la piel de la lesión y luego antisepsia. Realizar punción del absceso con aguja y jeringa y aspirar la secreción, obteniendo

mínimo 0.5cc.

Enviar al laboratorio en la misma jeringa, tapada con un tapón estéril.

OSTEOMIELITIS AGUDA

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Muestra intraoperatoria de tejido sinovial o tejido óseo: Las muestras de tejido óseo o sinovial, obtenidas por procedimiento quirúrgico, deben ser inoculadas en frasco de hemocultivo.

Muestra por punción percutánea: Las muestras osteoarticulares, por punción percutánea bajo visión radiológicas, deben ser inoculadas en frasco de hemocultivo.

En aquellos pacientes en quienes se sospecha una bacteriemia simultánea, obtener muestra de sangre para cultivo

En aquellos pacientes con múltiples focos óseos infecciosos, tomar 1 muestra desde la lesión más representativa de cada miembro.

Muestra intraoperatoria: tomar sólo una muestra representativa, posterior a aseo con suero fisiológico y previo a la antisepsia del aseo quirúrgico (no tomar muestras pre-aseo ni post-aseo quirúrgico).

Pacientes con único foco de infección, tomar sólo una muestra representativa del sitio. En caso de infección de prótesis de cadera, tomar 1 muestra de cápsula y 2 de membranas.

Las muestras tomadas, deben ser enviadas inmediatamente al Laboratorio.

TRACTO GENITAL FEMENINO

Secreción Vaginal:

Colocar el especulo sin lubricante. Introducir una sonda a través de la vagina, conectada a una jeringa que contenga

2 ml. de suero fisiológico.

Hacer lavado vaginal con el suero.

Colocar el producto del lavado en tubo estéril.

Secreción Cervical:

Tomar la muestra de exudado endocervical haciendo rotar el hisopo. En caso de solicitar de una misma paciente: Cultivo y examen al fresco, se deben

enviar dos hisopos y las peticiones de examen por separado.

TRACTO GENITAL MASCULINO

Secreción Uretral:

Dos hisopos: Uno para Gram y otro para Cultivo Si hay secreción abundante, se toma la muestra con hisopo desde el inicio de la

uretra posterior.

Si la secreción es escasa introducir la hisopo unos 2 cm. por la uretra, girarla en ambos sentidos, permitiendo que absorba secreción y luego retirarla.

La muestra debe transportarse de inmediato al laboratorio.

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COPROCULTIVO

Se debe consignar datos clínicos, sospecha diagnóstica y edad del paciente Tomar la muestra con hisopo de algodón. Estas técnicas se utilizan especialmente

en lactantes o infantes. No se aceptaran pañales.

Si se obtiene la muestra con hisopo, ésta debe humedecerse en el medio de transporte Cary Blair, e introducirse por el ano aproximadamente 2 cm. haciéndola girar suavemente.

Si se utiliza sonda rectal, se debe emplear una sonda nelaton fina y se aspira con jeringa.

Cuando la deposición es líquida se deben obtener entre 1 - 5 ml. En caso de que la muestra se obtenga con hisopo de algodón, tratar de que ésta se impregne de deposición.

Si el transporte al laboratorio demora menos de 2 horas, no se toman medidas especiales. Si este tiempo es mayor, la muestra se introduce en medio de transporte Cary Blair y se mantiene a temperatura ambiente.

Las muestras para coprocultivo deben proceder de heces diarreicas o blandas. No se realizará coprocultivo en muestras formadas o sólidas, estás sólo se usan cuando se realiza investigación epidemiológica autorizada.

BIBLIOGRAFÍA:

Laboratory Tests and Diagnostic Procedures, 5th ed. Copyright © 2008 Saunders. Chernecky & Berger:

Basic laboratory procedures in clinical bacteriology / J. Vandepitte [et al.] - 2nd ed.- WHO Library Cataloguing ISBN 92 4 154545 3

A Manual of Laboratory and Diagnostic Tests, 8th Edition Fischbach, Frances Talaska; Dunning, Marshall Barnett- Copyright Â©2009 Lippincott Williams & Wilkins

Manual toma de muestras Laboratorio Central – Año 2004 Hospital Base Valdivia – Chile Interpretation of Diagnostic Tests - Jacques Wallach, Eighth Edition - Copyright Â©2008

Lippincott Williams & Wilkins Laboratorio Clínico – Jorge Suardíaz, Celso Cruz, Ariel Colina – Editorial Ciencias Medicas

– 2006 Clinical laboratory medicine / editor, Kenneth D. McClatchey.—2nd ed. © 2002 ISBN 0-683-

30751-7 Lippincott Williams & Wilkins Laboratorios Bionet – Manual de Toma de Muestras de Laboratorios Clínicos ACHS Arauco

Salud S.A. BLC-SGC-5.4-MTM:01 Versión 00 Revisión: 15/08/08 – Chile Laboratorio de Urgencias Fase Pre analítica. Antonia Herce Muñoz., Juan Ernesto Sánchez

Fernández, Gonzalo Callejón Martín – Servicio de Análisis clínicos y Bioquímica Clínica- Hospital Universitario “Virgen de la Victoria “ Málaga - España.

La Clínica y el Laboratorio. Balcells. © 2006 Editorial Masson SA. Cuervo P, Rico C. Guía para la toma de hemocultivos. Actual Enferm 2001; 4:33-36.

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ANEXO 1

REQUISITOS PARA LA TOMA DE MUESTRAS

GLUCOSA: Paciente en ayunas o con 3 tres horas sin alimentos, si es para chequeo. En caso de pacientes que presenten síntomas de hiperglicemia o hipoglicemia se toma la muestra a cualquier hora.

COLESTEROL: Tomar la muestra en ayunas o cinco horas después de haber ingerido el último alimento.

TRIGLICERIDOS : Paciente debes estar sin probar alimentos por lo menos 12 horas. En ayunas obligado.

PERFIL DE LIPIDOS: Paciente debe estar sin probar alimentos por lo menos 12 a 14 horas. Ayunas obligado

THEVENON EN HECES: Paciente debe estar en dieta sin carnes, sin consumir hojas verdes y no haber ingerido medicamentos que contengan fierro, por lo menos tres días antes de la prueba.

CALCIO EN ORINA DE 24 HORAS: El paciente debe estar sin ingesta de calcio, ni derivados lácteos, ni yogurt por lo menos tres días antes de la recolección de orina.

UROCULTIVOS: Seguir las indicaciones de asepsia, es preferible primera orina de la mañana, excepto si el paciente en esos momentos se encuentra con signos agudos de infección. En caso de cultivos de control es necesario que el paciente haya dejado de tomar el antibiótico por lo menos cinco días antes.

HEMOCULTIVOS: Puede tomarse a cualquier hora, así el paciente esté afebril, basta con los datos clínicos de sospecha de de endocarditis bacteriana, bacteriemia o sepsis. En caso de pacientes con fiebre, se debe tomar dentro de la hora antes del inicio de la fiebre.

HORMONAS: Se puede tomar a cualquier hora, salvo que se requiera a una determinada hora como el cortisol que debe ser a las 8:00 am y a las 2:00 pm.

POOL DE SUEROS: Se usa para algunos estudios hormonales, se toman tres muestras de suero; una cada media hora, se separan los sueros y se toman alícuotas de 500 l de cada muestra y se juntan en un solo frasco, esa muestra es la que se usa para el análisis.

RECOMENDACIONES:

1. Anotar correctamente, nombre y apellidos del paciente, edad y si es posible, dirección y Nº telefónico.

2. Preguntar si está tomando medicamentos y anotar de que tipos son, si es posible el nombre.3. Preguntar ingesta de última comida.4. En caso de depuración de creatinina, averiguar y anotar en la solicitud de análisis, el peso y la talla.5. En caso de pruebas hormonales en mujeres, averiguar fecha de última regla y uso de

medicamentos.

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ANEXO 2

Tipo de muestra, Requisitos y Valores de Alarma

Area Examen Muestra/condición Valores de alarma

Hem

atol

ogia

Hemoglobina ST, CH <7, >20 g/dLHematocrito ST, CH <20, >60 %Leucocitos ST, CH <2000,>30,000Dímero D ST, CH Positivo Plaquetas ST, CH <50m, >1M/uLT de Protrombina PC, CH >30 segT de Tromboplastina PC, CH >100 segFrotis sangre ST, CH Blastos, parásitosFibrinógeno PC, CH <100, >700 mg/dL

Bioq

uím

ica

Glucosa S, A - CH* <45, >500 mg/dLGlucosa lactantes S, A - CH* <30, >300Glucosa post prandial S, a las 2 horas <45, >500 mg/dLUrea S, CH <2, >80 mg/dLCreatinina S, CH >5 mg/dLTriglicéridos S, A >400 mg/dLProteínas totales S, CH >10 g/dLAlbumina S, CH <2.5 g/dLAmonio ST, CH >40 mmol/LAcido Úrico S, CH >10 mg/dLCalcio S, CH <6.5, >14 mg/dlFósforo S, CH <1.1 mg/dLCPK MB S - PH, CH >5% o >10 ug/LCPK total S - PH, CH >3-5 veces VNBilirrubina (<3 meses) S, CH > 20 mg/dLGOT S, CH >3-5 veces VNGPT S, CH >3-5 veces VNFosfatasa alcalina S, CH >2-5 veces VNLDH S, CH >3-5 veces VNAmilasa S, CH >200 UTroponina I S, CH >1.6 ug/LTroponina T STH, CH >0.1 ug/L

Elec

tról

itos

y ga

ses

arte

riale

s

Sodio S, CH <120, >160 mEq/LPotasio S, CH <2.8, >8 mEq/LCloro S-PH, CH <80, >115 mEq/LpCO2 STH <20, >75 mmHgpO2 STH <40 mmHgpH arterial STH <7.1, > 7.59Bicarbonato STH <10, >40 mEq/LCO2 STH <11, >40 mEq/L

ST: sangre total con EDTA; PC: plasma citratado; PH: Plasma heparinizado; A: Ayunas: CH: Cualquier hora: CH*: en diabéticos; STH: sangre total heparinizada (Tomado de Wallach 9° ed.)

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ANEXO 3

EFECTOS DEL RITMO CIRCADIANO EN ALGUNOS ANALITOSa

Muestra Analito Hora picob % de cambioc

Suero Sodio 13:00 2Potasio 11:00 19Glucosa 18:00 59Fósforo 22:00 38Nitrógeno Ureico 23:00 25Colesterol 22:00 11Bilirrubina Total 07:00 62Proteínas Totales 18:00 8γ-Glutamiltransferasa 10:00 960Hormone Tiroidea estimulante 02:00 206Cortisol 07:30 1111Melatonina 03:00 211Hierro 12:08 32Aldosterona 08:00 95

Sangre total Glóbulos blancos Totales 19:00 38Glóbulos rojos 04:30 10Linfocitos 1;30 67Neutrófilos 17:00 61Células CD4+ 03:00 51

Orina Volumen 03:00 278Gravedad Especifica 16:00 193Calcio 16:00 333Creatinina 21:08 30Sodio 20:12 54

a Demostración estadística significativa de como varían algunos analitos según el ritmo circadiano en hombres jóvenes sanos (11).b Hora pico dada en 24 horas.c Porcentaje de cambio en la concentración de analito, calculados como [(pico de concentración – concentración promedio)/concentración diaria media)] × 100.Kanabrocki EL, Sothern RB, Scheving LE, et al. Reference values for circadian rhythms of 98 variables in clinically health men in the fifth decade of life. Chronobiol Int 1990;7:445. Tomado de Clinical Laboratory Medicine 2nd Edition © 2002 Lippincott Williams & Wilkins

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ANEXO 4

DISPOSITIVOS PARA LA TOMA DE MUESTRA SANGRE: SISTEMA AL VACIO

TapasColor de tapa

Anticoagulante Pruebas a realizar SectorComponente/Capacidad

LilaEDTACaptura calcio

Hemograma, VSGReticulocitos,Plaquetas, Coombs directo, Hemoglobina A1

Hematología

Sangre total, plasma2 ml, 2.5 ml, 3ml, 250 µl y 500 µl

RojaSiliconadosinanticoagulante

Troponina cualitativa

Serología ybioquímica, Inmunología, hormonas

Suero3 ml, 5 ml, 7 ml, 10 y 500 µl

Amarillo

Gel separador con activador de coágulo

Análisis serológicos y bioquímicos, Coombs indirecto

Serología ybioquímica, Inmunología, hormonas

Suero5 ml, 7 ml

CelesteCitrato deSodioCaptura calcio

ProtrombinaAPTT FibrinógenoDímero D

Hematología(Coagulación)

Plasma1.8 ml, 2.5 ml, 4 ml

VerdeHeparinaSódicaInhibe trombina

Troponina cuantitativa

Bioquímica eInmunología, cariotipo

Plasma4 ml

GrisFluoruro desodio + EDTAInhibe enolasa

Glucosa, ácido láctico o lactato

Bioquímica Suero

Negra Citrato de sodio VSG Hematología 1 ml

Cuadro 1: tipos de dispositivos para extracción de sangre

Figura 5: componente del sistema de extracción de sangre al vacío

Figura 6. Esquema mostrando el ensamblaje del sistema de extracción de sangre al vacío.

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Anexo 5

Interferencias químicas debido a fármacos.

Prueba Fármaco Tipo de efectoAmilasa Citrato, Oxalato, Fluoruros DisminuciónAmoniaco Isoniacida IncrementoBilirrubina Novobiocina

Acido AscórbicoCafeínaTeofilina

IncrementoDisminuciónDisminuciónDisminución

Calcio Sales de citrato, EDTA DisminuciónCloro, Colesterol Bromuro IncrementoCortisol Clordiacepóxido, Dexametasona, Digoxina

Metenamida, ThorazineIncremento

Creatinina Ácido Ascórbico, Barbitúricos, Cefalosporinas, Glucosa, Levodopa, Metildopa

Incremento

Fosfatasa ácida Fluoruros, Oxalatos DisminuciónGlucosa Acetaminofén, Ácido Ascórbico, Ácido Aminosalicílico,

Isoproterenol, Dextrano, Hidralacina, Metimazol, Ácido Nalidíxico, Levodopa, Mercaptopurina, Metildopa, Oxacepan, Propiltiouracilo

Incremento

Lactato deshidrogenasa

Oxalato, Teofilina Disminución

Lipasa Bilirrubina IncrementoPotasio Calcio, Penicilina G IncrementoProteínas totales Bilirrubina

DextranoFenazopiridinaÁcido Acetilsalicílico

IncrementoIncrementoIncrementoDisminución

Sodio Calcio DisminuciónTransaminasas Eritromicina, Isoniacida, Ácido Ascórbico, Levodopa, Ácido

paraminosalicílicoIncremento

Ácido Úrico Metildopa, Glucosa, Ácido Ascórbico, Teofilina IncrementoUrea Dihidrato de cloral, Guanetidina, Clorobutanol IncrementoModificado de Martin, 1970, y Young, 1975.

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Anexo 6

EFECTO DEL ALCOHOLISMO AGUDO Y CRONICO SOBRE ALGUNAS PRUEBAS DE LABORATORIO

Condición Prueba CambioAgudo (entre 2–4 h)

Aldosterona 1.5

Triglicéridos 1.3

Prolactina 0.5

Cortisol 0.5

Colesterol 0.9

Osmolaridad inc

Glucose 1.0 to 1.5

Testosterona dec

Hormona Luteinizante inc

Catecolaminas inc

Crónico

γ-Glutamyltransferase 10.0

Aspartate aminotransferasa 2.5

Alanine aminotransferasa 1.6

Estradiol 1.6

Cortisol 1.6

Triglicéridos 1.3

Colesterol 1.1

Volumen corpuscular medio 1.1

HDL cholesterol 1.2

Fierro 1.8

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Manual Toma Muestras HEJCU 150810

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