Laboratorios de Fisiologia Vegetal (Reparado)
-
Upload
jhaiixa-jiimenez -
Category
Documents
-
view
332 -
download
7
Transcript of Laboratorios de Fisiologia Vegetal (Reparado)
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICAS DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS
Las prácticas propuestas están adaptadas para el estudio de especies
promisorias amazónicas, aunque cumplen con los requerimientos de
un curso general en fisiología vegetal. Alguna información como la
cantidad de semillas, el número de hojas o el número de plántulas a
usar, pueden ser modificados para mejorar la calidad de los
resultados; en nuestro caso, es bien conocido que la disponibilidad de
material proveniente de especies promisorias amazónicas no siempre
es óptima.
La guía consta de 49 ensayos, de los cuales la mayoría son aplicables
a la especie problema que va a trabajar cada grupo y deben
desarrollarse en forma obligatoria (sin asterisco) en las horas
programadas de laboratorio o en horas de dedicación adicionales del
estudiante Existen otros ensayos sencillos, que surgen como
opcionales (marcadas en el contenido con un asterisco) para que el
estudiante tenga la oportunidad de experimentar en relación a algún
proceso fisiológico vegetal, aunque carezca en el momento de
material vegetal de su especie de trabajo.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Para un óptimo rendimiento y apreciación de la materia en su forma
experimental, recomiendo al estudiante leer las prácticas con una
semana de anticipación y hacer el correspondiente ejercicio grupal
previo para la organización, entendimiento y articulación teórica de
cada práctica. Los ejercicios de análisis y discusión para la realización
de informes de laboratorio, deberán ser apoyados con bibliografía
universitaria especializada (revisar el programa de la asignatura). Los
objetivos específicos en cada informe de laboratorio deberán ser
propuestos por los estudiantes, con el fin de reafirmar el para qué de
un determinado experimento de fisiología vegetal.
Finalmente, se espera que el estudiante mantenga un conocimiento
constante de las fechas de entrega de informes, ya sea por
información publicada en el programa de la asignatura, o por
confirmación hablada del docente.
2. OBJETIVOS
- Obtener la mayor información posible, sobre la fisiología de
diferentes especies vegetales amazónicas.
- Conocer las metodologías más comunes para el estudio de la
fisiología de plantas.
- Ampliar el conocimiento existente sobre las especies problema,
aunando información preliminar sobre las estrategias adaptativas
- Promover la creación de un grupo de investigación en fisiología
vegetal.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3. PROCEDIMIENTO
3.1 SEMILLAS
- Siembra de semillas en germinadores
- Curva de Imbibición
- Prueba de Vigor
- Prueba de viabilidad
- Procesos de escarificación
- Efecto de la temperatura sobre la germinación
- Efecto de la luz sobre la germinación
- Porcentaje de germinación
- Caracterización general de la semilla
3.2 BALANCE HÍDRICO
- Contenido de agua en la planta
- Agua actual y agua de saturación
- Suculencia
- Relación entre la cantidad de agua en biomasa y el estado de
- desarrollo
- Agua de saturación
- Capacidad de campo
- Punto de marchitez permanente
- Método de coloración de Shardakov
3.3 NUTRICIÓN
- Caracterización física del suelo
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
- Medición de pH del suelo
- Efecto del NaCl y el CaCl2 en las células
- Efecto de la eficiencia de macro y micronutrientes en los
indicadores
- de salud de una planta
3.4 CRECIMIENTO Y DESARROLLO
- Establecimiento, mantenimiento y muestreo de un cultivo
- Determinación del área foliar
- Cambios en las ratas de crecimiento
- Efecto de la luz sobre el desarrollo de la plántula
3.5 TRANSPORTE Y TRANSPIRACIÓN
- Observación y cuantificación de estomas
- Determinación de la transpiración estomática usando un papel
- impregnado en CoCl2
- Capilaridad
- Velocidad de transporte de fluidos a través del xilema
- Flujo de fluidos a través del xilema
- Marchitez y transpiración
3.6 FOTOSÍNTESIS
- Caracterización del tejido foliar
- Cuantificación de Clorofilas
- Determinación del espectro de absorción de la planta problema
- Determinación del Punto de compensación de luz
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3.7 RESPIRACIÓN
- Absorción de oxígeno en semillas
- Método de Sach para medir fotosíntesis y / o respiración
- Producción de CO2 por las raíces
- Influencia del oxígeno en la respiración
- Cuantificación de la respiración aerobia por el método
colorimétrico
3.8 REGULACIÓN HORMONAL Y EFECTO DE HERBICIDAS
- Dominancia apical y abscisión de hojas
- Papel de las Giberelinas en la germinación
- Hormonas y crecimiento en el cultivo
- Hormonas y crecimiento en la especie problema
- Efecto de 2,6 – diclorofenolindol en el transporte de electrones
- durante la fase luminosa de la fotosíntesis
3.9 ESTRATEGIAS ADAPTATIVAS
- Reconocimiento de la heterogeneidad ambiental
- Información de las adaptaciones por ambiente
- Medición de algunas variables en campo
- Trabajo en laboratorio
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE SEMILLAS: GERMINACIÓN Y
MORTANDAD
La semilla es la estructura de la cual depende una planta superior
para sobrevivir. Para cada especie, los requerimientos mínimos para
que sus semillas germinen son distintos, y por la misma razón el
conocimiento de los patrones de germinación, las respuestas a
diferentes factores y los recursos de los cuales dispone la semilla, es
necesario para llegar a una caracterización fisiológica de las especies.
Al caracterizar la semilla de acuerdo a estos aspectos, es posible
conocer los patrones regenerativos de las especies, y de cierto modo,
la adaptabilidad que han tenido que desarrollar para germinar y
sobrevivir bajo las condiciones en las que la planta normalmente
crece. Para determinar a cual tipo pertenece la semilla de una
determinada planta, se requiere de información comprobada, de
viabilidad, de vigor, y las respuestas a procesos de escarificación,
entre otros.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
2. OBJETIVO GENERAL
Establecer, por diferentes métodos, cuánto potencial regenerativo
presentan las semillas de diferentes especies de la Amazonía, en
condiciones estándar.
3. MATERIALES Y REACTIVOS
Semillas de diferentes
especies**
Vasos de plástico o icopor**
Hipoclorito de Sodio o
decol**
Pipetas de 10 ml
Cloruro de trifenil
tetrazolium
Vasos de precipitados de 100 o 20
ml
Acido sulfúrico al 20%,
10% y 5%
Papel aluminio**
Sudan III en gotas Un royo de papel toalla**
Lugol Papel celofán**
Reactivo de Biuret Tierra de buena calidad
Agua destilada Lija**
Termómetro Alfileres**
Balanza Estuche de disección**
Fuentes de luz
Estereoscopios y
microscopios
Cajas de Petri, bandejas de
plástico o cubetas de plástico
**a cargo del estudiante
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
4. PROCEDIMIENTO
Programación para 2 sesiones de laboratorio
4.1 Métodos de asepsia
En todos los ensayos de semillas deberán tomarse las medidas más
asépticas posibles; limpiar previamente los mesones, las cajas de
Petri y bandejas para sembrar, con hipoclorito de sodio. Este mismo
compuesto, en disoluciones bajas (1% y 2% durante 5 a 10 minutos),
pueden emplearse para esterilizar las semillas. Permanentemente el
estudiante deberá usar toallas de papel limpias, y fósforos o
encendedor para encender mecheros (en el caso de semillas
altamente frágiles al ataque microbiano). Si se minimiza el error
potencial por manejo de las muestras, se obtendrán mejores
resultados.
4.2 Almacenamiento de semillas
Si las semillas deben conservarse durante un tiempo antes de la
práctica, intentar mantenerlas lo mas secas posible; deberán usarse
sobres de papel limpio, seco y grueso (en condiciones de Florencia es
posible secarlo un poco con calor antes de usar), no llenar los sobres
con demasiadas semillas, y asegurarse que éstas estén
razonablemente secas antes de almacenarlas en un sitio oscuro y
resguardado de cambios fuertes de temperatura (preferiblemente a
bajas temperaturas, para evitar la proliferación microbiana).
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 1. Diferentes tipos de clasificación de semilla
CARÁCTERÍSTICA PROPIEDAD DE LA SEMILLA TIPO
1. Tiempo de vida de
una semilla
La semilla puede vivir muy poco
tiempo, unas pocas semanas o
incluso días.
EFÍMERA
La semilla está dotada para
mantenerse por un tiempo de
varias semanas, meses, o incluso
años.
PERSISTENTE
2. Posición del hipocótilo
y los primordios
cotiledonares durante la
germinación
Los cotiledones y el hipocótilo
permanecen por debajo de la
superficie del suelo
DE GERMINACIÓN
HIPÓGEA
El hipocótilo sobresale del suelo o
permanece a ras y los cotiledones
dan lugar a las primeras hojas
DE GERMINACIÓN
EPÍGEA
3. Capacidad de las
semillas de permanecer
latentes durante
períodos prolongados de
tiempo
Semillas con poca capacidad NO DORMANTES
Semillas con alta capacidad DORMANTES
4. Respuestas a la luz La germinación de la semilla
responde a señales de cantidad de
luz (fotones), o de tipos de luz
(longitudes de onda)
FOTOSENSIBLES
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
La semilla germina igual en
diferentes condiciones de luz
NO FOTOSENSIBLES
5.Capacidad de
regenerar la especie
La semilla es incapaz de germinar,
porque se ha degenerado durante
el proceso evolutivo de la especie.
RUDIMENTO SEMINAL
La semilla tiene potencial para
regenerar la especie
NORMAL O ACTIVA
4.3 Seguimiento cronológico
Siempre llevar un registro escrupuloso de fechas, tratamientos,
tiempos, y datos, mediciones u observaciones hechas.
Siembra de semillas en germinadores
Sembrar un lote de 50 a 150 semillas de la especie problema en una
bandeja o cubeta de plástico, en tierra de buena calidad. La capa de
suelo deberá tener entre 3 y 7 cm de profundidad, dependiendo de la
especie a sembrar. Regar periódicamente, con las mismas cantidades
de agua, anotar cada 2 o tres días, tanto los tratamientos como los
eventos de germinación, salud de la plántula, mortandad de semillas,
etc. Los individuos de esta siembra serán usados para las prácticas
de crecimiento, porcentaje de germinación, vigor de la semilla, y
efecto hormonal, entre otras.
Curva de Imbibición
Pesar 30 a 50 semillas, sembrar en cajas de Petri, previamente
acondicionadas con papel filtro o toalla humedecido con 10 a 20 ml
de agua destilada (dependiendo del tamaño de la semilla). Pesar las
semillas cada hora, hasta que la biomasa llegue a ser constante.www.uniamazonia.edu.co
Avenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Prueba de vigor
Usar un grupo de 30 a 50 semillas (también pueden usarse las
semillas del numeral anterior) para registrar el número de semillas
germinadas, haciendo observaciones cada 2 o 3 días, hasta el
momento en que ya no se registren germinaciones. Retirar las
semillas que muestren procesos de pudrición, y humedecer
periódicamente con cantidades iguales de agua. Obtener así la
velocidad de germinación en # de semillas/día. Deberá medirse con
cuidado la biomasa de las semillas germinadas, y transplantadas en
tierra. Los datos de vigor deberán compararse con los registrados en
las semillas del ensayo 1.1.
Prueba de viabilidad
Poner en imbibición un lote de 20 semillas, escogidas al azar, 18 a 24
horas antes de la práctica. En laboratorio se deberán hacer cortes
longitudinales de las semillas, que dejen al embrión expuesto. Verter
en una caja de Petri 10 –20 ml de cloruro de trifenil tetrazolium 1%, y
colocar en esta una de las mitades de cada semilla, teniendo en
cuenta que los embriones estén en contacto continuo con el reactivo.
Envolver la caja de Petri y guardar en un sitio oscuro durante 4 a 6
horas, al cabo de las cuales se observarán los embriones y contará el
número de mitades con tinción roja total, con tinción parcial, y sin
tinción. Obtener el porcentaje correspondiente.
Procesos de escarificación
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Someter un lote de 30 a 50 semillas a cada uno de los siguientes
tratamientos durante dos minutos: H2SO4 20%, H2SO4 10%, y H2SO4
5%. Posteriormente se debe lavar las semillas con abundante agua,
sembrar en suelo o en cajas de Petri, y registrar cada 2 o tres días la
germinación.
Efecto de la temperatura sobre la germinación
Sembrar un lote de 30 a 50 semillas en las condiciones estándar en
caja de Petri, y colocarlo en nevera a temperaturas alrededor de 5ºC.
Realizar observaciones y seguimiento de germinación, cada dos o tres
días.
Efecto de la luz sobre la germinación
Sembrar tres lotes de 30 a 50 semillas en vasos o recipientes de
icopor, bajo alguno de estos tres tratamientos:
- bajo luz constante
- en fotoperíodo con papel celofán rojo
- en fotoperíodo con papel celofán azul
- *en condiciones de oscuridad o en fotoperíodo con otro color de
papel.
- *En luz continua.
Porcentaje de germinación
El porcentaje de germinación, corresponde a: proporción definitiva de
semillas germinadas X 100. Deberá determinarse tanto para las
* opcionalwww.uniamazonia.edu.co
Avenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
semillas del germinador en suelo, como para las semillas usadas en
otros ensayos. Cada semilla germinada deberá ser transferida a
tierra, (no sin antes hallar la biomasa de la plántula) en bandeja o en
vasos anchos, rotulando siempre la historia o el origen de cada grupo
de semillas. Comparar los diferentes resultados.
j
Caracterización general de la semilla
Cada grupo de trabajo deberá usar las mitades de semilla restantes
del ensayo 1.4, para hacer una caracterización física (medición),
morfológica (forma de la semilla y del embrión, anatómica
(diferenciación de los tejidos celulares) y bioquímica (usando
colorantes que evalúen la presencia de almidones, lípidos o proteínas)
de la especie problema. Se recomienda hacer cortes finos
longitudinales y hacer montajes al microscopio con diferentes
colorantes:
a) La tinción de los tejidos con azul de lactofenol permite evidenciar
diferencias generales entre las células del embrión y el
endospermo.
b) Al aplicar 2 o 3 gotas de sudan III, una coloración roja del
endospermo indica almacenamiento de lípidos.
c) Una coloración oscura del endospermo al aplicar 1 o dos gotas de
lugol, indica presencia de almidón.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
d) Prueba de Biuret: Macerar el endospermo de 1 a 5 semillas
(dependiendo del tamaño) en solución de NaCl 5%, agitar por 5
minutos y llevar a volumen de 10 ml. Centrifugar a 2500 rpm
durante 5 minutos, guardar el sobrenadante y repetir el proceso
una vez más con el residuo. Mezclar las dos extracciones
obtenidas y aplicar poco a poco reactivo de Biuret recién
preparado; si se presenta un cambio de color a violeta o azul
oscuro se comprueba la presencia de proteínas como albúminas y
globulinas. El residuo final puede ser centrifugado de nuevo una o
dos veces con NaOH al 0.25% y si el sobrenadante reacciona
positivo al Biuret, se comprobará la presencia de glutelinas.
5. PREGUNTAS
- ¿Qué otras clasificaciones de semilla se han propuesto?
- ¿Qué otros colorantes vegetales sirven para determinar la
presencia de grasas, azúcares simples, polisacáridos y proteínas
en los tejidos de la semilla?
- Identifique el tipo de embrión de la especie problema de su grupo
de trabajo, de acuerdo a la clasificación de Martin (1946; en Baskin
y Baskin, 2001).
- Proponga uno o dos ejemplos (ojalá de la Amazonía) de cada tipo
de semilla planteado en la tabla 1.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE BALANCE HÍDRICO
Los contenidos de agua en el suelo dependen del tipo de suelo y de
sus estructura. Las moléculas de agua que son retenidas en el suelo,
permanecen adheridas a la superficie de las partículas que lo
conforman, por lo tanto entre mayor superficie ofrezcan las fracciones
del suelo, mayor retención de agua. El agua en exceso, drena por los
espacios intersticiales de la matriz coloidal formada por suelo y agua.
Tabla 2. Características físicas de diferentes suelos (Taiz y
Zeiger, 1998):
SUELO Φ PARTÍCULA
(μm)
AREA SUPERFICIAL /gr
(m2)
Arena
gruesa
2000-200 <1-10
Arena fina 200-20
Limo 20-2 10-100
Arcilla < 2 100-1000
El agua es la sustancia esencial para el funcionamiento de las
plantas. Es usada durante el transporte de moléculas desde la raíz
hacia las hojas, y posteriormente, desde las hojas a cualquier parte
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
de la planta; de las cantidades en las que el agua está presente en el
suelo, dependen la turgencia de los tejidos, las tasas de transpiración
y fotosíntesis, la disponibilidad de nutrientes, y por último, el
potencial de germinación de las semillas.
Sin embargo, esta sustancia resulta estar en cantidades fluctuantes
en la naturaleza; la planta, por lo tanto, deberá regular sus procesos
fisiológicos, dependiendo de los contenidos de humedad en el suelo o
en el aire, y del buen uso que haga de ellos, dependerá su
sobrevivencia.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Algunos conceptos importantes en el estudio del manejo hídrico son
los siguientes:
Humedad relativa: Porcentaje de vapor de agua en la atmósfera, el
cual varía dependiendo del régimen climático, de la hora del día y de
la altitud en un sitio determinado.
Suculencia: Es la cantidad de agua que se puede almacenar en la
unidad de área (generalmente es de 1cm2) de tejido foliar.
Punto de marchitez permanente: porcentaje de agua en el suelo
por debajo de la cual ninguna planta marchita se recupera.
Saturación de agua: estado en el cual se ha sometido al suelo o a
un tejido a mas cantidades de agua de las que puede retener.
Capacidad de campo del suelo: es la máxima cantidad de agua
(%) que puede retener el suelo.
Potencial de agua (H2O): es un estimador indirecto de la cantidad
de agua libre para realizar un trabajo, es decir, para desplazarse.
2. OBJETIVO GENERAL
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Conocer los métodos más comunes por los cuales es posible
cuantificar el balance hídrico del sistema suelo-planta-ambiente.
3. MATERIALES
Cajas de Petri 5 plántulas de 20 – 40 cm de
altura**
Vasos de precipitados (1000 ml)
Soporte universal con aro
Ramas de adultos vegetativos y
de adultos en
flor o en fruto**
Decol** Cubetas de plástico
Agua destilada Bandas de caucho**
Cilindros para suelo Malla plástica o tul de poro
ancho**
Papel filtro Matera con tierra y malla de
fondo**
Balanza Tijeras**
Bisturí** Papel aluminio**
Estufa Papel periódico**
Calculadora** Marcadores indelebles**
Papel toalla** Cinta de enmascarar**
Papel milimetrado**
Metro**
** a cargo del estudiante
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
4. PROCEDIMIENTO
Programación para una sesión de laboratorio
Manejo del material vegetal
En la realización de todos los ensayos, será fundamental la correcta
manipulación del material vegetal. Se deberá evitar al máximo
someter a la planta a presión, doblamiento o movimiento drástico de
las planta o de sus estructuras. Cualquiera de estas actividades
podría afectar la estabilidad de los tejidos de la planta, ablandando
los tejidos o induciendo a estrés fisiológico.
Manejo del suelo
La acumulación de agua en el suelo depende de su estructura.
Propiedades como la porosidad pueden afectarse al comprimir las
muestras de suelo en los cilindros, y como consecuencia los valores
resultantes en cuanto a porcentajes de agua de saturación y
capacidad de campo, podrían presentar un margen de error superior
al 10%.
Contenido de agua en los órganos de la planta
Usar dos plántulas de la especie problema (menores a 40 cm), hacer
mediciones del eje caulinar y de la raíz, contar el número de hojas y
hacer la correspondiente separación de las diferentes partes. Hallar el
área foliar de 3 hojas en cada planta, elegidas al azar.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Hallar la biomasa de los diferentes órganos (raíz, tallo, hojas),
envolverlos en papel periódico y ponerlos en estufa a 80ºC durante
24 horas. Hallar la biomasa seca y calcular el % de humedad por
separado y en general para toda la planta.
Evaluar si existe alguna relación entre la longitud e la planta y los
contenidos de agua.
Agua en las hojas
Agua actual y agua de saturación
Usar 5 hojas pecioladas de la planta problema, para hallar el área
foliar y la biomasa fresca. Llevarlas a una cámara húmeda, en un sito
de baja iluminación, y acomodarlas de tal modo que los pecíolos
permanezcan sumergidos durante dos o tres horas. Posteriormente,
retirar las hojas y hallar de nuevo la biomasa.
Empacar las hojas en papel periódico, secar en estufa a 80 ºC durante
24 horas y
hallar la biomasa seca.
% agua actual = ————————————————— * 100
% agua de saturación = ———————————————— *100
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
biomasa fresca inicial - biomasa seca
biomasa fresca inicial
biomasa fresca final - biomasa seca
biomasa fresca final
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
% agua relativa = ———————————— *100
1. Suculencia
Usar varias hojas de la especie problema para extraer fracciones de
hoja de 1 cm2 de superficie, manipulando el material con delicadeza,
para evitar daños en los tejidos. Luego de hallar la biomasa de 15 a
20 de estas fracciones, colocarlas en una caja de Petri con agua
destilada durante 1 a 2 horas.
Secar las fracciones a 80ºC hasta peso constante, hallar la biomasa
seca y calcular la suculencia como cantidad de agua de saturación /
cm2.
2. *Relación entre la cantidad de agua en biomasa y el estado
de desarrollo
Repetir los procedimientos 2.2 y 2.3, para hojas del árbol adulto y
para árboles en reproducción. Comparar los resultados obtenidos.
Agua en el suelo
Elegir antes de la práctica un sitio en campo para tomar las muestras
de suelo, preferiblemente en lugares en donde crece la especie
problema. Usar cilindros metálicos con tapa, pesarlos previamente y
tomar muestras de suelo superficial y a 20 cm de profundidad. La
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
masa de agua de saturación
masa de agua actual
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
muestra deberá ser lo menos manipulada posible, antes de hallar la
masa total de la misma (m1).
3. Agua de Saturación:
Cubrir la base de las muestras anteriormente descritas con papel
filtro, y fijar en el fondo del cilindro un trozo de malla plástica, de tal
modo que el suelo permanezca dentro del cilindro pero pueda
absorber humedad. Posteriormente colocar el cilindro con suelo en
una bandeja o recipiente ancho con agua en el fondo. Dejar el
montaje durante dos horas, al cabo de las cuales se retirará el papel y
la malla, para hallar la biomasa final con tapa (m2).
4. Capacidad de campo:
Colocar posteriormente los cilindros con suelo sobre una malla de
plástico apoyada en un soporte universal, de tal modo que se
precipite el agua en exceso. Hallar el peso de la muestra una vez se
haya detenido la caída de agua (m3).
Finalmente, llevar los cilindros con suelo a un horno a 80 – 90 ºC
hasta que las muestras presenten una masa constante; determinar
entonces el peso seco (m4).
% agua de saturación = —————— *100
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
m2 – m4
m2
m1 – m4
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
% agua actual en el suelo = ———————*100
% agua en capacidad de campo = ——————— *100
Comparar los resultados entre suelo superficial y suelo profundo.
Punto de marchitez permanente
Usar una planta sembrada con anterioridad, en una matera (que
presente salidas de agua en el fondo) con el suelo evaluado en el
numeral 3 y regar con abundante agua. Dejar el sistema en reposo
sobre malla en soporte universal, hasta que se detenga la
precipitación de agua (4-6 horas); hallar la masa del sistema en
capacidad de campo.
Posteriormente, deberá taparse la superficie del suelo con papel
aluminio, de tal modo que el agua que escape lo haga casi
exclusivamente a través de la planta (transpiración); hallar la
biomasa cada hora, durante 8 horas, al cabo de los cuales se
procederá a quitar el papel y esperar hasta los primeros indicios de
marchitez en la planta.
A partir de ese momento, se deberá transferir la matera a una
cámara húmeda, para averiguar si la planta aún puede recuperarse.
Si la planta se recupera, podrá ser llevada de nuevo a un semillero en
ausencia de agua, hasta que se reinicien los síntomas de marchitez.
La cantidad de agua en el suelo a la cual ya no es posible que la
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
m1
m3 – m4
m3
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
planta problema se recupere de la marchitez, es conocido como
punto de marchitez permanente. Para conocer este valor, se
necesitará conocer la masa seca final del sistema.
La masa inicial de la planta podrá estimarse haciendo una
extrapolación de los datos obtenidos en el numeral 1.
*Método de Coloración de Shardakov (Fernández, 2004)
Este método consiste en sumergir muestras de tejido vegetal durante
algún tiempo en un gradiente de concentración, de soluciones de
sacarosa, manitol o polietilén glicol. La soluciones ganarán o perderán
agua, esto depende del potencial de agua ( H2O) del tejido
(disminuye y aumenta su densidad respectivamente). Si la densidad
de la solución no cambia, esto indica que el tejido y la solución tienen
el mismo H2O.
5. MATERIALES:
Hojas de la especie problema
10 tubos de ensayo
Pipetas Pasteur
Cuchilla o bisturí
Soluciones de sacarosa 0.1M, 0.2M, 0.3M, 0.4M y 0.5M
Pinzas
6. PROCEDIMIENTO:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Llenar dos tubos de ensayo con 15 ml de cada una de las 5 soluciones
de sacarosa; a uno delos tubos de cada pareja se le deberá agregar 1
a 2 gotas de azul de metileno. Cortar cuadrados de 1 cm de lado del
tejido foliar y sumergir tres fragmentos en cada uno de los 5 tubos sin
colorante, tapar con papel parafilm y esperar hora y media.
Una vez cumplido el tiempo, sacar con pinzas las muestras de tejido
foliar de cada uno de los tubos y desecharlas. Tomar una pipeta
Pasteur y colocar una gota de la correspondiente solución coloreada a
unos 3 cm de profundidad en la solución donde se sumergió el tejido.
Observar si la gota liberada se sumerge (la solución patrón es mas
densa), flota (la solución patrón es menos densa) o permanece
suspendida y tiende a difundirse (los valores H2O tienden a ser
iguales).
Para la discusión de este ensayo, es necesario investigar el potencial
de agua de las diferentes soluciones de sacarosa.
7. PREGUNTAS
1. ¿El pH en el suelo influye en el potencial hídrico del mismo?
¿cómo?
2. ¿Cuál es el papel de la edafofauna en la capacidad de
almacenamiento de agua del suelo?
3. ¿Qué es y como se origina el agua subterránea?
4. ¿El agua subterránea es usada por las plantas?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS DE NUTRICIÓN
El suelo es un reservorio de elementos libres y compuestos con carga,
denominados iones. Un vez se presenta la germinación de una
semilla, la primera función fisiológica que debe cumplir la nueva
plántula es la nutrición, proceso durante el cual la raíz es capaz de
incorporar en sus tejidos los aniones (carga negativa) y cationes
(carga positiva) del suelo, transportarlos desde las células
epidérmicas hasta el tejido conductor, y finalmente conducirlos a lo
largo del eje caulinar hasta las hojas.
Las cantidades de nutrimentos asimilados por la planta son decisivos
para su desarrollo y funcionamiento; la participación de los elementos
químicos de estos nutrimentos en el cuerpo físico de una planta,
incluye desde la formación misma de los tejidos fundamentales, hasta
la permanencia en su forma iónica para mantener los gradientes de
osmorregulación de las células (tabla 3).
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 3. Clasificación bioquímica de los nutrientes vegetales
(de acuerdo a Taiz y Zeiger, 1998).
Función bioquímica Elementos
GRUPO 1 Nutrientes que forman los componentes
biomoleculares de la planta
N, S
GRUPO 2 Nutrientes que son importantes para el
almacenamiento de energía o la integridad
estructural
P, B, Si
GRUPO 3 Nutrientes que permanecen en forma iónica K, Na, Mg, Ca, Mn, Cl
GRUPO 4 Nutrientes involucrados en la transferencia de
electrones y actividad enzimática.
Fe, Cu, Zn, Mo, Ni
Las formas iónicas en las cuales estos elementos son absorbidos por
los vegetales, están resumidas en la tabla 4. No en todos los casos la
forma en la cual los elementos esenciales están presentes en el
suelo, son compuestos químicos que la planta pueda asimilar; siendo
muy común la acción de microorganismos como los hongos vesiculo-
arbusculares y las bacterias nitrificantes como facilitadores del
proceso de toma de sustancias para la planta. esto se realiza gracias
a relaciones simbióticas microorganismo – planta, en las cuales
generalmente los primeros reciben a cambio carbohidratos altamente
energéticos.
Bajo condiciones experimentales, es posible reemplazar el reservorio
de nutrientes del suelo o la tierra por una solución acuosa de
diferentes sales que contienen los elementos esenciales; esta técnica
de cultivo vegetal es conocida como hidroponía. La cantidad de los
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
nutrientes presentes en la solución debe estar en un rango acorde
con los óptimos de asimilación de la planta, ya que si el elemento
está en concentraciones demasiado bajas, no suplirá los
requerimientos mínimos de nutrición; en contraposición, si las
concentraciones del elemento son demasiado altas, los niveles de la
sustancia pueden incluso alcanzar el grado de toxicidad para la
planta.
Tabla 4. Elementos esenciales para la mayoría de las plantas
superiores y concentraciones internas que se consideran
adecuadas (Tomado de Salisbury, 1994).
ELEMENTO SÍMBOLO
FORMA
DISPONIBLE
A LA PLANTA
CONCENTRACIÓN EN MASA
SECA
Mg/Kg %
Molibdeno Mo MoO4-2 0.1 0.00001
Níquel Ni Ni2+ — —
Cobre Cu Cu+ Cu+2 6 0.0006
Cinc Zn Zn+220 20 0.0020
Manganeso Mn Mn+2 50 0.0050
Boro B H3Bo3 20 0.002
Hierro Fe Fe+2 Fe+3 100 0.010
Cloro Cl Cl- 100 0.010
Azufre S SO4-2 1000 0.1
Fósforo P H2PO4- H2PO4
-2 2000 0.2
Magnesio Mg Mg+2 2000 0.2
Calcio Ca Ca+2 5000 0.5
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Potasio K K+ 10000 1.0
Nitrógeno Ni NO3- NH4
+ 15000 1.5
Oxígeno O O2 H2O 450000 45
Carbono C CO2 450000 45
Hidrógeno H H2O 60000 6
2. OBJETIVO
2.1 OBJETIVO GENERAL
Determinar el efecto de la concentración y deficiencia de algunos
elementos esenciales en las propiedades del suelo, la osmo-
regulación celular, y en los indicadores de salud de una planta:
biomasa seca, área foliar, longitud del eje caulinar, producción de
hojas, marchitez y enfermedad
3. MATERIALES
pH-metro Cuchillo de campo**
Vasos de precipitados de 250 ml Metro**
Agitadores de vidrio Marcador**
Pipetas de 10 ml 7Frascos oscuros de 200 a 300
ml**
Cajas de Petri
Papel aluminio**
7 plántulas menores de 15 cm de
longitud de la
sp problema (lo mas homegéneas
posible)**
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tubos de ensayo 7 pitillos**
Gradilla garrafas de plástico de1 galón**
Vasos de precipitados de 1000 ml Fósforos o encendedor**
Papel normal o milimetrado** pala pequeña de jardinería**
** a cargo del estudiante
REACTIVOS
Agua destilada
Hipoclorito de Sodio** al 2%
Soluciones de NaCl 0.75M (80 ml)
CaCl2 0.75M (80 ml)
Soluciones de KNO3 1M (150ml)
Ca(NO3)2·4H2O 1M (100 ml)
NH4H2PO4 1M (50 ml)
MgSO4·7H2O 1M (50 ml)
Na2SO4 1M (30 ml)
Micronutrientes: Para 250 ml de solución: 0,05 gr de KCl
0,16 gr de B(OH)3
0,10 gr de MnCl·4H2O
0,02 gr de ZnSO4
0,02 gr de CuCO4·5H2O (o de
CuSO4·5H2O)
0.01 gr de H2MoO4 (o 0,08 mM)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
0.6g de Fe (en EDTA o algún
quelato de Fe)
0.02 de Al2SO4)3
0.12 de Co(NO3)2·6H2O
0.02 gr. de NiSO4·7H2O
4. PROCEDIMIENTO
Programación para una sesión de laboratorio
4.1 Caracterización y pH del suelo
En sitios donde se halla registrado precipitación 24 horas antes,
extraer cubos de 5 cm X 5 cm de superficie) de 4 tipos de suelo, de
origen, coloración y textura diferentes, incluyendo, si es posible, el
suelo en el cual crecen las especies problema que se han
caracterizado en las prácticas anteriores. Marcar los sitios donde se
realizó el muestreo, para repetirlo en días de lluvia.
Caracterización física del suelo:
El suelo deberá ser conducido en el menor tiempo posible al
laboratorio para la evaluación del pH. Inicialmente, deberá tomarse
un poco de suelo entre los dedos para hacer una caracterización de la
textura del suelo, del siguiente modo:
- Si al palpar la muestra no es posible distinguir ninguna partícula, el
material se extiende suavemente sobre los dedos (como
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
mantequilla) y tiende a teñir los dedos, el suelo es
predominantemente arcilloso.
- Si la prueba de tacto no es positiva o es muy débil y el material al
ser comprimido entre los dedos se vuelve pegajoso (como la
greda), posiblemente hay presencia de limos es mas del 25%
- Si las partículas son notorias al tacto, de consistencia gruesa y hay
desmoronamiento al comprimir la muestra, el suelo es
predominantemente arenoso.
- Es posible establecer textura de suelo intermedio de acuerdo a los
criterios anteriores.
Realizar anotaciones adicionales, como presencia de macroporos y
microporos (a simple vista y en estereoscopio, respectivamente),
color de las muestras y dureza o compactación.
Medición del pH
Colocar el cubo de suelo en un vaso de precipitados de 250ml y
agregar agua destilada hasta donde se completen fracciones
aproximadas de 1:1. Homogenizar la mezcla y medir el pH. Hacer el
proceso en todas las muestras, y finalmente, medir el pH del agua
destilada. Repetir la prueba con muestras de suelo con precipitación
reciente.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Resumir en una tabla los resultados obtenidos, tanto en muestras
secas como en muestras de lluvia. En estas últimas no es necesario
repetir la caracterización física.
4.2 Efecto del NaCl y el CaCl2 en las células* (3.3)
Cortar 4 trozos de remolacha de 2 cm de largo y lavar con agua
destilada hasta eliminar el colorante, colocar cada trozo en un tubo
de ensayo, y agregar soluciones así:
Primer tubo: 8 ml de NaCl 0.75 M
Segundo tubo: 8 ml de CaCl2 0.75 M
Tercer tubo: 4 ml de NaCl 0.75 M y 4 ml de CaCl2 0.75 M
Cuarto tubo: 8 ml de agua destilada
Observar y anotar las coloraciones de la solución y del tejido vegetal:
al inicio del ensayo, 30 minutos después, hora y media después y 24
horas después.
4.3 Efecto de la deficiencia de macro y micronutrientes en
los indicadores de salud de una planta (UNAL, 1997)
Cada grupo de trabajo deberá preparar 5 litros de alguna de las 7
soluciones propuestas en la tabla 5.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 5. Componentes y cantidades correspondientes (en ml)
para preparar 1 Lt de solución
REACTIVO [ ] SOL 1
complet
a
SOL 2
-
Micronuts
SOL 3
- K y - Na
SOL
4
- P
SOL
5
- Mg
SOL
6
- Ca
SOL 7
- Fe
KNO3 1M 6.0 6.0 — 6.0 6.0 6.0 6.0
Ca(NO3)2·4H2
O
1M 4.2 4.2 4.2 4.2 4.2 — 4.2
NH4H2PO4 1M 1.5 1.5 1.5 — 1.5 1.5 1.5
MgSO4·7H2O 1M 1.5 1.5 1.7 1.5 — 1.5 1.5
Na2SO4 1M 0.2 0.2 — 0.2 1.7 0.2 0.2
Micronut. 2.0 — 2.0 2.0 2.0 2.0 —
Micronut sin
Fe
— — — — — — 2.0
Extraer las plantas sin dañar la raíz, lavarlas con agua destilada y con
solución de hipoclorito al 2%; los frascos y pitillos deberán ser
igualmente lavados y desinfectados preferiblemente antes de iniciar
la práctica.
Cada grupo deberá someter sus plantas de trabajo a las soluciones;
en el caso de tener menos de 7 plántulas, la escogencia de las
soluciones se hará dependiendo de la revisión bibliográfica que se
tenga previamente sobre la especie problema. Todos los grupos
deberán tener una planta bajo solución control (solución 1) y una bajo
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
deficiencia de micronutrientes (solución 2). La cantidad de nutriente
agregado deberá oscilar entre 100 y 200 ml, dependiendo del tamaño
de las plántulas y en particular, de la raíz.
Sellar el frasco en la parte superior con papel aluminio, para que no
escapen nutrientes ni se oxiden, dejando sólo espacio para la plántula
y el pitillo. Cada frasco deberá ser marcado con su respectivo
tratamiento, y cada tres días deberá airearse la solución (soplar a
través del pitillo durante unos minutos); cada semana deberán ser
registrados los siguientes datos:
- área foliar de una o dos hojas (las mismas en todas las revisiones):
esta medición debe hacerse con mucho cuidado para no dañar las
hojas, usando plantillas en papel de área conocida.
- Crecimiento en longitud del tallo: marcar desde el primer día un
punto del tallo de la plántula, con marcador indeleble; esto
permitirá medir en cada observación la longitud desde ese punto
hasta el ápice terminal de la plántula.
- Número de hojas
- Longitud de los entrenudos: Medir los dos últimos entrenudos de la
planta
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
- Apariencia física de la planta. - Hacer un formato de apoyo (tabla
6) para el registro de datos generales que evalúen el estado de
salud de la planta.
El seguimiento de la salud de las plántulas podrá prolongarse hasta 2
meses, dependiendo de la resistencia de las plantas a las condiciones
de deficiencia de nutrientes.
5. PREGUNTAS
¿Cuáles son las deficiencias de elementos esenciales más comunes
de los suelos del piedemonte amazónico?
¿Cuáles son los tratamientos más comunes para nivelar el pH de un
suelo ácido?
¿Cuál es el efecto de la aplicación desmedida de fertilizantes en el
suelo?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 6. Ejemplo de un formato para los registros de apariencia física.
SOLUCIÓN 1: COMPLETO
CARACTERÍSTICAS Abril 10 Abril 25
Coloración
de
Hojas Normal
Venas
foliares
Normal
Tallo Normal
Firmeza del
tallo
Débil
Rígido X
Manchado de Hojas
Tallo
Necrosis En las hojas
margen de
las hojas
En una
hoja
En el tallo
Margen de
las hojas
Normal X
Enrollamient
o
Yema foliar Normal X
Anormal
Marchitamie
nto
General
De las hojas
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE CRECIMIENTO Y DESARROLLO
En el ciclo de vida de una planta, llegar a la adultez es un triunfo que
pocos individuos de una misma cohorte de descendientes puede
lograr. Los ritmos de crecimiento de un individuo son fundamentales
durante la competencia para llegar a ocupar una cobertura de los
espacios de luz que se ofrecen en un ecosistema determinado.
El crecimiento está influenciado profundamente por 4 factores:
La cantidad de luz que llega al sitio donde la planta está
establecida
El estatus nutricional del suelo
Los efectos intra e Inter- específicos como la predación y la
competencia
La temperatura
La herencia
Existen numerosos evaluadores de las tasas de crecimiento de una
planta. A continuación se enumeran las variables mas usadas en
fisiología vegetal (Fernández, 2004).
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
AFE Area foliar específica
Relación entre el área foliar y la biomasa foliar de la planta
CAF Cociente de área foliar
Relación entre el área foliar y el peso total de la planta, expresando
así cuánta es la proporción de área foliar cuya fotosíntesis mantiene a
todo el individuo
CPF Cociente de peso foliar
Es una relación entre el peso seco de la fitomasa y el peso total de la
planta
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
DAF Duración del área foliar
índice que se refiere a la duración del funcionamiento de la fitomasa,
y es necesario para entender el costo energético de la formación de
la unidad de superficie foliar de la planta y su rendimiento en
producción de asimilados.
IAF Indice de área foliar
Relaciona la extensión de la superficie asimilatoria con la superficie
del suelo sobre la cual se proyecta. Es un estimador de la magnitud
del área fotosintetizante expuesta por el cultivo a la radiación solar
incidente.
TAN Tasa de asimilación neta
Parámetro que representa el incremento del peso en gramos por área
foliar (en m2), por período de tiempo. La tasa de asimilación neta es
una medida directa de la eficiencia productiva de la planta.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
TFU
Tasa
foliar unitaria
Relaciona el incremento de material vegetal por unidad de material
asimilatorio por unidad de tiempo. Este estimador, al igual que la TAN
son usados con frecuencia para medir el aumento neto en el peso
seco de la planta por área foliar unitaria.
TC Tasa de crecimiento y TRC Tasa neta de crecimiento
Parámetros que representan el incremento en peso del individuo en
función del peso alcanzado en un momento dado.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
v/r Relación vástago / raíz
Parámetro que expresa la proporción de asimilados que entran en la
formación de los órganos aéreos y subterráneos.
2. OBJETIVO GENERAL
Conocer y aplicar los métodos que permiten estimar el crecimiento de
una especie vegetal.
3. MATERIALES
Parcela experimental
Horno de secado
Tijeras podadoras
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Bolsas de papel
Balanza
Papel periódico
Cartulina
Papel milimetrado
Metro o regla
4. PROCEDIMIENTO
Programación para una salida de campo
Efecto de un tratamiento en el crecimiento de un cultivo
Establecimiento, mantenimiento y muestreo del cultivo
El curso deberá obtener como mínimo 400 semillas de una
especie en cosecha. Estas se sembrarán en una parcela (en finca
experimental de UNIAMAZONÍA) de 20X20 m, a distancia de 1m
entre semilla y semilla; cada una de ellas deberá numerarse o
nombrarse con un código para facilitar el registro de información.
Deberán tomarse datos como la fecha de siembra, la calidad del
suelo, el régimen climático. Una parte de la parcela deberá
reservarse para la aplicación de algún tratamiento, como efecto
de herbicidas o efecto de hormonas (prácticas del numeral 8) en
el crecimiento.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Cada 8 días los grupos se turnarán para atender la parcela, revisar
la humedad y registrar el comienzo de la germinación. A partir del
momento en que las plántulas tengan 3 a 4 hojas, comenzará la
colecta de los siguientes datos, para 6 individuos escogidos al
azar:
Longitud total (desde el ápice de la raíz principal hasta la yema
terminal)
Área foliar de 3 a 5 hojas, dependiendo del tamaño de la planta,
elegidas al azar (debe haber representación de hojas nuevas y
hojas antiguas).
Peso seco total y peso seco de cada parte de la planta: hojas,
tallo y raíz.
Para reducir el rango de error, nunca incluir en el muestreo la
plántula mas pequeña ni la mas alta. Al final se deberá obtener un
único valor de incremento en biomasa, en área foliar o en
longitud. Comentarios importantes del desarrollo, como la
formación de renuevos, ramificaciones, cambios en la morfología
de las hojas, floración, etc., al igual que anotaciones sobre alguna
planta en particular, también deben ser registrados. La ficha en la
tabla 7 deberá ser llenada a lo largo del seguimiento.
Determinación del área foliar
El curso deberá buscar previamente plántulas, juveniles y adultos
de la especie que se sembró en la parcela, y cada grupo colectará
10 tamaños de hoja diferentes. Calcarán la hojas sobre papel
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
milimetrado y determinarán el área foliar en cm2; posteriormente
se recortará la silueta de la hoja en cartulina, escribiendo en ella
el área foliar. Todos los grupos aportarán sus plantillas en
cartulina, las cuales servirán para la estimación del área foliar en
las plantas del cultivo.
Resultados
Cada grupo de trabajo deberá mostrar la tabla de resultados final y
realizar los cálculos de AFE, CPF, TRC, v/r y ln del incremento en
longitud total, y realizar gráficas de esas variables en relación al
tiempo de seguimiento. La documentación fotográfica del proceso de
crecimiento y desarrollo también será de mucha utilidad.
Análisis
Este deberá enfocarse en el estudio del desarrollo de la especie
problema, en la comparación de las gráficas con los patrones teóricos
de crecimiento vegetal, y en la comparación con reportes publicados
para especies de alta domesticación (maíz, trigo, etc.)
Cambios en las ratas de crecimiento
5. OBJETIVO
Obtener un patrón logarítmico de crecimiento usando germinados de
la especie problema
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 7. Ficha que todo grupo de trabajo debe llenar para el
seguimiento de crecimiento y desarrollo
Fecha 14-10-04 21-10-
04
28-10-
04
Grupo de trabajo Grupo 2 Grupo
3
Grupo 4
Plantas
muestreadas
A2, D5,
D8, E1,
G9, J4
Área foliar 36.7 cm2
Longitud total 49.3 cm
Biomasa seca
hojas
39.6 gr
Biomasa seca
raíz
21.1 gr
Biomasa seca
tallo
15.8 gr
Biomasa seca
total
76.5 gr
Comentarios Aparició
n de
yemas
axilares
en G9
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
6. MATERIALES
3 a 5 semillas recién germinadas
Marcador indeleble
Metro o regla
7. PROCEDIMIENTO
Marcar un punto por detrás del gancho del hipocótilo en crecimiento,
y medir la distancia desde ese punto hasta el suelo. Graficar las
distancias a las cuales el punto se desplaza en cada intervalo de
tiempo de 3 días, durante 3 semanas.
Efecto de la luz sobre el desarrollo de la plántula (Fernández,
2004)
8. OBJETIVO
Comprobar que la luz incide notablemente en la morfogénesis de las
plántulas
9. MATERIALES
Plántulas de maíz o de fríjol germinadas en : Luz normal
Luz deficiente
Oscuridad.
Regla
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
10. METODOLOGÍA
Examine las plántulas de maíz y fríjol que han sido germinadas en luz
normal, luz deficiente y oscuridad. Observe su coloración y haga
mediciones del tallo, hojas, etc. según el cuadro siguiente para cada
especie.
Tabla 8. Formato para la colección de datos
Especi
e
Parte de la plantula Luz
normal
Luz
deficiente
Oscuridad
Maíz
Grosor del tallo (mm)
Largo promedio de
hojas (cm)
Ancho promedio de
hojas (cm)
Largo del mesocotilo
(cm)
Color de las hojas
Consistencia
General
Grosor del tallo (mm)
Largo promedio de
hojas (cm)
Ancho promedio de
hojas (cm)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Frijol Largo del mesocotilo
(cm)
Color de las hojas
Consistencia
General
Rompimiento del
"gancho" cotiledonar
Largo del Hipocotilo
(cm)
Largo del epicótilo (cm)
Color
Haga una discusión de cómo afecta la luz la morfogénesis de la
plántula.
11. PREGUNTAS
¿Cuáles son las especies que menor ritmo de crecimiento tienen y
cuáles las de mayor?
¿Qué importancia tiene la distancia de siembra en el desarrollo de la
planta en relación al uso de la luz?
¿Qué diferencia (ventajas y desventajas) existe entre el crecimiento
de una planta doméstica, que es subsidiada por el hombre, y una
que está sometida a competencia en su ambiente natura?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE TRANSPORTE Y TRANSPIRACIÓN
VEGETAL
Actualmente, se considera que por cada gramo de carbono fijado
durante la fotosíntesis, una sola planta pierde entre 250 y 400
gramos de agua. Este fenómeno se produce por la necesidad de la
planta de abrir los estomas para tomar el CO2 atmosférico.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
La planta resulta ser una fábrica altamente eficiente en la
construcción de sustancias carbonadas, pero su funcionamiento está
limitado por las cantidades de agua de las que dispone: durante la
sequía, la cantidad de sales disueltas en el suelo disminuye, la
diferencia de presión de vapor de agua entre el aire y el suelo
aumenta y la planta está presionada a fotosintetizar a costa de la
transpiración. Bajo esas condiciones de estrés hídrico, cada especie
vegetal deberá desarrollar una estrategia de balance máximo, o
escoger entre “morir de hambre” (reducir la fotosíntesis y cerrar
estomas) y “morir de sed” (sintetizar carbohidratos y perder agua).
Los tejidos vegetales, a diferencia de los tejidos animales, no realizan
un reciclaje del agua interna. El ascenso de agua es un proceso
constante, donde el agua evacuada asciende en forma de vapor a la
atmósfera; en ecosistemas donde la biomasa total es elevada, como
el bosque tropical lluvioso, las cantidades de agua que se mueven en
el ciclo hídrico suelo - planta -atmósfera se miden en toneladas / año,
y estas masas son decisivas en el régimen climático de grandes
extensiones continentales.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
El agua es transportada en sentido vertical y en contra de la
gravedad a través de los tejidos conductores, mediante el fenómeno
conocido como capilaridad, gracias al cual las moléculas de agua se
adhieren a las paredes del capilar, moviéndose a una velocidad que
depende del radio del capilar, del material del capilar, y de la
presencia de solutos en el agua.
Sin embargo, la capilaridad no es el único mecanismo que favorece el
transporte de sustancias a través del tallo de la planta. Se podrían
mencionar otros 4 factores igual de importantes:
El gradiente de potencial de agua (H2O): La presión del agua es
mayor en el suelo que en la planta, y mayor en la planta que en el
aire. Este gradiente impulsa las moléculas libres de agua en sentido
suelo – planta- aire.
La presencia de macroporos y microporos en el suelo: Estos
espacios son un reservorio de gases, que al expandirse empujan las
moléculas de agua hacia las plantas.
El calentamiento diurno estimula un proceso continuo de
evaporación de agua en la superficie foliar, haciendo a su vez que la
planta transfiera agua hacia sus hojas para mantenerlas a una
temperatura mas baja y óptima para los ritmos metabólicos.
El gradiente de solutos: la concentración de solutos es mayor
dentro de los tejidos de la planta, por lo tanto el agua del suelo tiende
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
a entrar para diluirlos.
2. OBJETIVO GENERAL
Caracterizar las estructuras directamente relacionadas con la
transpiración y el transporte de sustancias a través de una planta
problema, y cuantificar en cuanto sea posible estos procesos, para
llegar a un diagnóstico final del manejo hídrico de la planta.
3. MATERIALES Y REACTIVOS
Dos plántulas de la especie problema (una en matera)**
Hojas frescas de un adulto de la especie problema**
Hojas frescas de un competidor de la especie problemaA
**
Esmalte transparente**
Cinta adhesiva transparente**
Cuchillas **
Tijeras**
Clips**
Pinzas de disección y bisturí**
Cinta de enmascarar**
Papel aluminio **
Vidrio de reloj
Incubadora
Vaso de precipitados de 250 ml
A En caso de que la planta problema se encuentre en sitio abierto, las especies vecinas, que generalmente deben usar los mismos recursos, resultan ser sus competidores.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Vaso de precipitados de 50 ml
Solución de CoCl2 al 5%;
Solución de NaCl al 10%
Azul de lactofenol
Capilares
Papel filtro
Balanza
** a cargo del estudiante
4. PROCEDIMIENTO
Programación para 2 sesiones de laboratorio
Observación y cuantificación de estomas
Extraer muestras de la epidermis de tres tipos de hoja: de la
especie problema en estado adulto, de una plántula de la misma
especie y de un competidor natural de la especie problema.
La extracción puede realizarse de tres formas distintas:
- Una impresión en esmalte transparente
- Una impresión en cinta adhesiva transparente
- Un corte fino superficial de la hoja
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
En todos los casos, deberá hacerse una cuantificación del número
de estomas en el área del campo visual del microscopio, para
hacer posteriormente una estimación del número de estomas /
cm2 en el haz y en el envés. También deberá hacerse una
caracterización del estoma de la planta problema y el dibujo
correspondiente a 40X.
Determinación de la transpiración estomática usando papel
impregnado en CoCl2
Usando pinzas, sumergir tiras de papel filtro (el tamaño
dependerá del tamaño de las hojas) en una solución de CoCl2 al
5%; las tiras se pondrán a secar sobre un vidrio de reloj a 80°C.
Una vez secas, ponerlas en contacto directo con el haz y el envés
de por lo menos dos hojas de una planta (especie problema) en
matera. Medir el tiempo que gasta el papel en tornar de color.
Comparar y analizar los resultados.
1. Capilaridad
Colocar en un vaso de precipitados 10 ml de agua destilada. Poner
en contacto superficial un extremo de un capilar de diámetro
conocido, registrar la altura a la que sube la columna de agua, y si
es posible, el tiempo en el cual se da este ascenso. Repetir el
mismo procedimiento para una solución de NaCl al 10%. Tomar un
vástago de la planta problema, cortar en un punto medio del tallo,
esperar que suba la savia de la planta a la superficie, y repetir el
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
contacto con el capilar. Realice una tabla de los resultados,
comparándolos con la fórmula
C= ———————
Donde C: altura de la columna
r: radio del capilar
2. Velocidad de transporte de fluidos a través del xilema
En una plántula sembrada o en agua, deberá realizar un corte
diagonal o en forma de cuña (puede ser la misma a la cual realizó
el ensayo de capilaridad en el numeral anterior); separar las
partes. A la parte inferior se le debe poner una o dos gotas de
cristal violeta, tiñendo la savia; posteriormente se deberá acoplar
de nuevo las partes de la planta, ajustándolas con cinta, y se
esperará 1 minuto, al cabo del cual deben hacerse diferentes
cortes, a diferentes niveles de la plántula, para identificar la altura
hasta la cual ascendió el colorante por los vasos conductores.
Determinar la velocidad a la cual ascendió la sustancia, en cm /
seg.
3. Flujo de fluidos a través del xilema
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
1.49 x 10-6 m2
r
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Hacer diferentes cortes transversales finos del tallo de la plántula
del ensayo anterior, para cuantificar los vasos del xilema y
estimar el diámetro promedio de estos vasos haciendo la
correspondiente medición a por lo menos tres de ellos.
Con estos datos y los del numeral anterior, es posible conocer el
flujo de la savia a través de la planta problema, el cual se puede
medir en cm3 / seg.
4. Marchitez y transpiración
Usar un planta sembrada con anterioridad, en una matera que
presente salidas de agua en el fondo; regar hasta capacidad de
campo y hallar el peso del sistema. Posteriormente, deberá
taparse la superficie del suelo con papel aluminio, de tal modo
que el agua que escape lo haga casi exclusivamente a través de
la planta; dejar el sistema en reposo, bajo la influencia de una
fuente de luz constante y hallar la biomasa cada hora, durante 8 -
24 horas, registrando además la temperatura a la cual está
sometida la planta.
Comparar los resultados con la información obtenida para la
misma especie, en el ensayo 4 de la práctica de balance hídrico.
5. PREGUNTAS
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
- Investigue alguna forma de clasificación de los estomas
(morfológica o fisiológica), y ubiquen su planta problema en el tipo
indicado.
- ¿Porqué la fotorrespiración está relacionada con la apertura
estomática?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE FOTOSÍNTESIS
Los organismos fotosintéticos resultan ser los únicos con la
capacidad de fabricar compuestos carbonados a partir de fuentes
inorgánicas. Este proceso debe cumplir con diferentes reacciones
bioquímicas, desde la obtención “gratuita” de energía química usando
agua y fotones de la luz solar, hasta la fijación de moléculas de CO2
en compuestos tricarbonados.
Para la realización de esta ruta anabólica son necesarios varios
componentes, presentes en el cloroplasto (aunque algunos otros son
transportados desde el citoplasma, por ej: el ortofosfato) como la
presencia de pigmentos, el complejo transportador de electrones o
complejo citocromo, las proteínas de membrana interna, un gradiente
electroquímico y las enzimas del ciclo de Calvin (figura 1).
En el caso particular de los pigmentos fotosintéticos, es posible
identificar las cantidades en las cuales están presentes y su espectro
de absorción, determinando los valores de absorbancia o
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
transmitancia, usando un espectrofotómetro. La relación entre las dos
variables, puede observarse en la Tabla 7
2. OBJETIVO GENERAL
Realizar la cuantificación de diferentes variables relacionadas con la
cantidad de luz absorbida, y el rendimiento fotosintético de la planta
problema, mediante la aplicación de métodos de espectrofotometría y
fisiología vegetal
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 9. Relación entre transmitancia (%T) y absorbancia o
Densidad óptica (D) en fotocolorimetría (tomado de Wawk, et
al., en: Mejía, 2002)
T(%
)
D T(%
)
D T(%
)
D T(%
)
D
100 0.00
0
75 0.12
5
50 0.30
1
25 0.60
2
99 0.00
4
74 0.13
1
49 0.31
0
24 0.62
0
98 0.00
9
73 0.13
7
48 0.31
9
23 0.63
8
97 0.01
3
72 0.14
3
47 0.32
8
22 0.65
8
96 0.01
8
71 0.14
9
46 0.33
7
21 0.67
8
95 0.02
2
70 0.15
5
45 0.34
7
20 0.69
9
94 0.02
7
69 0.16
1
44 0.35
7
19 0.72
1
93 0.03
2
68 0.16
8
43 0.36
7
18 0.74
5
92 0.03
6
67 0.17
4
42 0.37
7
17 0.77
0
91 0.04
1
66 0.18
1
41 0.38
7
16 0.79
6
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
90 0.04
6
65 0.18
7
40 0.39
8
15 0.82
4
89 0.05
1
64 0.19
4
39 0.40
9
14 0.85
4
88 0.05
6
63 0.20
1
38 0.42
0
13 0.88
6
87 0.06
1
62 0.20
8
37 0.43
2
12 0.92
1
86 0.06
6
61 0.21
5
36 0.44
4
11 0.95
9
85 0.07
1
60 0.22
2
35 0.45
6
10 1.00
0
84 0.07
6
59 0.22
9
34 0.46
9
9 1.04
6
83 0.08
1
58 0.23
7
33 0.48
2
8 1.09
7
82 0.08
6
57 0.24
4
32 0.49
5
7 1.15
5
81 0.09
2
56 0.25
2
31 0.50
9
6 1.22
2
80 0.09
7
55 0.26
0
30 0.52
3
5 1.30
1
79 0.10
2
54 0.26
8
29 0.53
8
4 1.39
8
78 0.10
8
53 0.27
6
28 0.55
2
3 1.52
3
77 0.11 52 0.28 27 0.56 2 1.69
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
4 4 9 9
76 0.11
9
51 0.29
2
26 0.58
5
1 2.00
0
Nota: En fotómetros equipados con escala lineal de 0 a 100, D
corresponde a los valores de 2-log G, siendo G la lectura
galvanométrica a la marca de 100 como posición inicial.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Figura 1. Resumen de las moléculas que participan en el
proceso fotosintético. Entre paréntesis, los picos de absorción ( en
longitudes de onda) de diferentes pigmentos. Al lado derecho, las
etapas del proceso fotosintético en el cual participan dichas
moléculas y la regla de iluminación mostrando la fase lumínica y la
fase oscura.
1. PIGMENTOS
2. CADENA TRANSPORTADORA
DE ELECTRONES (FS 1 y 2)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
plastoquinonas
carotenos
ficocianinaficoeritrinaficobilinas
(500 a 580 nm)
carotenoides(400 a 500 nm)
Pigmentos accesorios
Xantinas
bacterioclorofila (350 y 780 nm)
clorofila b (470 y 670 nm)clorofila a (440 y 690 nm)
clorofilas
plastocianinas
zeaxantinaviolaxantinaanteraxantina
Subunidad F1: salida de protones y reacción ADP + Pi ATPSubunidad F0: entrada de protones a favor del gradiente
flavoproteínas (ferredoxina)
feofitina
citocromos
Lúmen estroma
proteínas hierro-azufre
H+
presencia de Mg++la ferredoxina reducida
concentraciones de CO2
pH
luzActivaciónporPlantas CAM
Plantas C4Plantas C3
AB
SO
RC
IÓN
DE
LU
ZC
ON
VE
RS
IÓN
DE
NA
DP
NA
DP
H+
HF
IJA
CIÓ
N D
E C
O2
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3. GRADIENTE ELECTROQUÍMICO
4. ATP SINTETASA
5. ENZIMAS DEL
CICLO DE CALVIN
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3. MATERIALES
8 Hojas frescas de un adulto de la especie problema**
AHojas de sombra y hojas de luz de la especie problema**
5 hojas frescas de un competidor de la especie problema**
2 hojas de sol y 2 hojas de sombra de una especie arbórea**
Hojas de pasto**
4 a 6 frascos de vidrio con tapón (debe caber una hoja de las
especies de trabajo)**
Aguja fina de coser e hilo delgado.**
Mortero
Embudo Buchner de decantación
Discos de papel filtro, watman 1
Cuarzo o arena fina
Matraz aforado de 100 ml
2 celdas de espectrofotómetro
Probeta de 100 ml.
1 tubo de ensayo
1 caja de Petri
1 vaso de precipitados de 50 ml
Acetona comercial 80%
1 pipeta de 5ml
Microscopio
Espectrofotómetro
Láminas y laminillas
A Opcionalwww.uniamazonia.edu.co
Avenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Lámpara fluorescente
1 termómetro
Solución indicadora de CO2
Tionina
** A cargo del estudiante
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
4. PROCEDIMIENTO
Programación para 2 sesiones de laboratorio
Caracterización del tejido foliar
Corte una franja longitudinal en la hoja de la especie problema,
que incluya la nervadura central. Realice posteriormente
diferentes cortes finos transversales, adicione 1 o 2 gotas de
tionina y complete el micropreparado. Observar a menor y mayor
aumento.
Deberá hacerse un reconocimiento de los diferentes tejidos,
haciendo especial caracterización de las células del mesófilo y de
la vaina del haz. Para esto pueden usarse fotografías o bibliografía
de histología consultada previamente. Realice los esquemas
correspondientes.
Repetir el mismo proceso con las hojas de pasto y las hojas de sol
y de sombra de la especie arbórea, o diferenciando hojas de sol y
de sombra de la especie problema.
1. Cuantificación de clorofilas (UNAL, 1997)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Macere 1 gr de hojas frescas sin venas de la especie problema,
cortadas en trozos. Agregar cuarzo y 5 ml de acetona. Moler el
tejido hasta obtener una pasta fina, incorporar 30 ml mas de
acetona.
Filtrar la mezcla en un embudo buchner con papel filtro. Agregar
25 ml. mas de acetona a la pulpa y realizar un segundo filtrado,
incorporando este extracto al primero. La pulpa debe quedar
prácticamente de apariencia transparente, por lo tanto es posible
realizar un tercer macerado y filtrado hasta completar 100 ml de
filtrado de clorofila.
Llenar la celda de espectrofotómetro con el filtrado, y leer la
densidad óptica (D) a valores de 645, 652 y 663 nm. Como blanco
puede usarse agua destilada o acetona pura. Si es posible, realizar
este proceso para hojas de sol y de sombra.
2. Determinación del espectro de absorción de la planta
problema (UNAL, 1997)
Colocar 0.1 gr de hojas frescas (sin venas) de la especie
problema, cortadas en trozos. Agregar cuarzo y macerar el tejido
vegetal, adicionando 4 ml de acetona. Una vez se obtenga una
pasta fina, adicionar 10 ml mas de acetona.
Transferir cuidadosamente la mezcla a un embudo buchner con
papel filtro. Agregar 4 ml mas de acetona a la pulpa, macerar de
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
nuevo e incorporar el segundo filtrado al primero. De igual modo
que en el ensayo anterior, la pulpa deberá retener la mínima
coloración posible; para relavar los remanentes de pigmento en
embudo y mortero, usar 2 ml de acetona adicionales. En todo el
procedimiento no deberá usarse mas de 20 ml de acetona.
Llenar la celda del espectrofotómetro con el extracto y leer la
densidad óptica (D) a intervalos de 10 nm desde 400 nm hasta
720 nm. Como blanco puede usarse acetona pura o agua
destilada. Repetir todo el proceso para la especie competidora.
3. *Determinación del Punto de compensación de luz
De acuerdo al tamaño de los frascos a usar, adicionar de 3 a 6 ml
de la solución indicadora de CO2 en cada uno. Atravesar
finamente la parte apical de una hoja de la especie problema con
hilo, e introducirla en el frasco de tal modo que no toque la
solución y quede suspendida dentro del frasco; tapar el frasco,
sosteniendo el extremo del hilo. Reservar uno de los frascos para
el montaje blanco, agregando la solución pero dejando el frasco
vacío.
Rotular los frascos con hojas 1, 2, 3 y 4, sometiéndolos a los
siguientes tratamientos durante tres horas (ubicar los frascos en el
ambiente correspondiente, en el menor tiempo posible):
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 10. Tratamientos para determinar el punto de compensación
de luz de la especie problema
FRASCO TRATAMIENTO
1 Oscuridad total
2 Semisombra constante
3 A 40 cm de una lámpara o fuente de luz de neón
4 A 10 cm de una lámpara o fuente de luz de neón
BLANCO A40 cm de una lámpara o fuente de luz de neón
Antes de desmontar el sistema, registrar la temperatura externa a
la cual estaba sometida cada frasco durante el tratamiento.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
5. RESULTADOS Y ANALISIS
Ensayo 6.1. Comparar los patrones de la forma y características
de los tejidos foliares entre las especies, para detectar la posible
adaptación anatómica de las plantas CAM, y evaluar si se dan
características importantes que diferencien las hojas de sombra y
las hojas de luz de nuestra especie problema o de una especie
distinta.
Ensayo 6.2. Calcular la cantidad de clorofila presente en el
extracto, expresándola como mg de clorofila por g de tejido foliar,
de acuerdo con las siguientes fórmulas:
mg de clorofila a/g de tejido = [12.7(D663) - 2.69(D645)] x
V/(1000x mf)
mg de clorofila b/g de tejido = [22.8(D645) -4.48(D663)] x
V/(1000x mf)
mg de clorofila total /g de tejido = [1000(D552)]/34.5 x
V/(1000x mf)
Donde D: densidad óptica del filtrado leída a la longitud denotada
por el subíndice
V: volumen final del extracto de clorofila en acetona al 80%
mf: masa fresca en gramos del tejido foliar
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Realice un análisis de los resultados obtenidos, incluyendo las
razones por las cuales una planta puede variar su radio clorofila
a / clorofila b, e integrar estos resultados de cuantificación de
clorofilas con el estudio anatómico de los tejidos foliares.
Comparar los resultados obtenidos para hojas de sol y hojas de
sombra, determinando las posibles estrategias de la planta en
relación al uso de la clorofila.
Ensayo 6.3. Construir el espectro de absorción de la planta
problema (absorbancia en Y, longitud de onda en nm, en X),
incorporando los picos de absorción obtenidos en el análisis de su
potencial fotosintético. Si los picos son anchos, este potencial es
muy alto, pero si son muy angostos, la planta se restringe.
Relacionar esto con la variedad de pigmentos que la planta puede
tener.
Comparar los resultados con los de la planta competidora.
Ensayo 6.4. Comparar las coloraciones finales de las soluciones,
primero con el blanco y luego entre frascos con hoja, y determinar
a partir de qué tratamiento el viraje de color tiende a permanecer
constante.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
6. PREGUNTAS
Investigue si existe un factor de conversión, que permita cambiar los
valores de cantidad de luz, dados en Vatios de una lámpara
(conociendo la distancia a la fuente de luz) a lux o DFF (densidad de
flujo de fotones). Estas conversiones permitirían un mejor análisis de
los datos en el ensayo 3.4 de esta práctica.
Busque listados o datos publicados de los puntos de compensación de
especies conocidas, indique cual es la medida mas común para medir
esta variable y compare estos datos con los de la especie problema.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE RESPIRACIÓN
Al igual que cualquier organismo heterótrofo, una planta requiere de
procesos internos de oxidación que permitan elaborar ATP a partir de
moléculas energéticas como los carbohidratos. Este proceso,
conocido como respiración, es requerido tanto durante el día como en
la noche y degrada gran parte de las moléculas de azúcar que la
planta fabricó durante la fotosíntesis.
La respiración celular es la base para un gran número de rutas
metabólicas alternas, a partir de las cuales la planta es capaz de
fabricar precursores hormonales y vitamínicos, metabolitos
secundarios o sustancias alelopáticas, proteínas, lípidos y moléculas
transportadoras de electrones.
2. MATERIALES Y REACTIVOS
10 a 20 semillas pre- imbibidas**
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
6 plántulas etioladasA de la sp. problema, con un mínimo de 4
hojas.**
2 plántulas con 4 hojas**
Sacabocados o bisturí**
Corcho y algodón**
Papel aluminio**
Lápiz de cera o marcador**
Cinta de enmascarar**
Bombillo de 100 watts
Balanza analítica
Horno para 105ºC
1 vaso de precipitados de 100 ml
5 vasos de precipitados de 50 ml
5 tubos de ensayo iguales o frascos angostos**
2 cajas de Petri
Varilla de agitación
agua destilada
Bureta con soporte
Gotero
Gradilla
Solución de K2CO3 al 2%
Solución de fenolftaleína
Solución de NaOH 0.01N
solución de NaOH al 20%
A deben haber estado un día en oscuridad absolutawww.uniamazonia.edu.co
Avenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3. OBJETIVO GENERAL
Comprobar la respiración celular en diferentes partes vegetales y
evaluar cómo se relaciona con el pH en el medio y con la biomasa de
los tejidos.
4. PROCEDIMIENTO
Programación para una sesión de laboratorio.
PRACTICA 1. ABSORCIÓN DE OXÍGENO EN SEMILLAS (UNAL,
1997)
En 2 tubos de ensayo colocar semillas previamente imbibidas (por lo
menos 24 horas antes). Insertar luego una mota de algodón húmedo.
Agregar 20 ml de NaOH al 20% en 2 vasos de precipitados de 50 ml,
agregando al tercero agua en igual cantidad.
Invertir uno de los tubos en uno de los vasos que contenga NaOH y el
otro en el vaso con agua; el tubo sin semillas deberá colocarse en el
vaso restante, que contiene NaOH. Marcar el nivel de líquido en el
vaso de precipitados con un lápiz de cera. Los tubos deben quedar en
posición vertical, y el nivel del líquido será registrado de nuevo en 24
horas.
PRACTICA 2. METODO DE SACH PARA MEDIR FOTOSÍNTESIS Y
/ O RESPIRACIÓN (RÓVALO, 1993)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Extraer con mucho cuidado 5 discos de una hoja en cada una de las
plantas etioladas, de un sitio sin nervaduras notorias. Etiquetar el
material de cada plántula y poner a secar durante 1 hora a 105ºC.
Obtener la biomasa seca.
Durante el secado del proceso anterior, iluminar la mitad de las
plántulas por 90 minutos (evitando el sobrecalentamiento), y
simultáneamente mantener la otra mitad en oscuridad durante el
mismo tiempo. Al final de ese tiempo, extraer otros 5 círculos de cada
planta y repetir el proceso de secado. Hallar la biomasa.
Figura 2. Respiración celular y rutas alternas en plantas.
(Tomado de Taiz y Zeiger, 1998)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
PRACTICA 3. PRODUCCIÓN DE CO2 POR LAS RAÍCES (UNAL, 1
997)
Agregar dos gotas de fenolftaleína a un vaso con 100 ml de agua de
grifo. Añadir enseguida gota a gota una solución de K2CO3 hasta que
aparezca una leve coloración rosada. Evitar excesos.
Con esta agua llenar dos tubos de ensayo, tapar uno de ellos con un
corcho y colocar en el otro una plántula sosteniéndola en el borde con
papel aluminio o con algodón. Finalmente cubrir ambos tubos con
papel aluminio, para oscurecer la zona de las raíces, y dejarlos en un
sitio iluminado durante una semana.
Transcurrido ese tiempo, tomar 15 ml de solución de cada tubo por
separado, agregando primero unas gotas de fenolftaleína como
indicador del cambio de color; titular con NaOH 0.01N para valorar el
CO2 que contiene. Registrar el NaOH gastado para cada tubo.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Ensayo 1. Explicar las diferencias que se obtengan en el nivel de
solución de los vasos de precipitados.
Ensayo 2. Los datos obtenidos se pueden organizar en el siguiente
cuadro:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 11. Ficha para la ganancia o pérdida de biomasa bajo los tratamientos.
MUESTRA TIEMPO
inicial: 0”
final: 90”
ILUMINACIÓN OSCURIDAD
BIOMASA
BIOMAS
A
BIOMASA BIOMASA
PLANTA 1 0”
90”
PLANTA 2 0”
90”
PLANTA 3 0”
90”
PROMEDIO BIOMASA
BIOMASA: Peso seco de las plántulas sin haberlas sometido a ningún
tratamiento (tiempo 0”) y luego del tratamiento (tiempo 90”)
BIOMASA: Biomasa seca final – biomasa seca inicial
Comparar los resultados de los tratamientos y analizar.
Ensayo 7.3. Investigar la ecuación de la reacción realizada durante
la titulación, para determinar la cantidad de CO2 en cada muestra.
PRACTICA 4. *INFLUENCIA DEL OXÍGENO EN LA RESPIRACIÓN
(MEJÍA, 2002)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
OBJETIVO
Comprobar la importancia del oxígeno en la germinación
MATERIALES
Semillas de rábano
Tres Frascos de boca ancha
Crisoles de porcelana o beakers de 50 ml
Papel filtro
Solución de KOH al 15%
Solución de ácido progálico al 7%
Agua destilada
Bandas de caucho
Papel de aluminio
Pinzas de laboratorio
Algodón
PROCEDIMIENTO
Utilizando los crisoles y el papel de filtro haga tres germinadores y
coloque en cada uno 10 semillas de rábano. Tomo tres frascos de
boca ancha y proceda en la forma siguiente:
Frasco 1:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Vierta 15 ml de KOH al 25% y 8 ml de ácido pirogálico al 7%, luego
coloque dentro un crisol (germinador) teniendo el cuidado que no le
entre solución y tápelo herméticamente con papel de aluminio doble,
ajustando con unas bandas de caucho.
Frasco 2:
Vierta 15 ml de agua destilada, coloque dentro de otro crisol y tápelo
herméticamente con papel aluminio.
Frasco 3:
Vierta 15 ml de agua destilada, coloque dentro un crisol y tape el
frasco con algodón
Deje dos frascos en el ambiente del laboratorio.
RESULTADOS
Luego de 3 días observe la germinación de las semillas en cada frasco
Explique la razón de los resultados.
PREGUNTAS
Porqué es importante el oxígeno en la fisiología vegetal de las planas?
Porqué razón una plántula que crece en un suelo con poco oxígeno
(encharcado o endurecido) no crece bien?.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
PRACTICA 5. CUANTIFICACIÓN DE LA RESPIRACIÓN AEROBIA
POR EL MÉTODO COLORIMÉTRICO (RÓVALO, 1993)
MATERIALES
4 frascos de 500 cc con tapón de caucho
4 vasos de precipitados de 50 ml
1 probeta de 25 ml
1 bureta de 25 ml.
2 pipetas de 10 ml.
Refrigerador
Estufa
Termómetro
Gasa o tul
Cordón de cáñamo o hilo
30 gr. De semillas de la sp. problema
BaCl2 1 M
NaOH 0.2N
HCL 0.2N
Fenolftaleína 1% en etanol al 60%
PROCEDIMIENTO
Poner 50 ml de NaOH en cada uno de los frascos de 500 ml, tapar
provisionalmente mientras se empacan 15 gr. de semillas en un
envoltorio sencillo de gasa o de tul, firmemente cerrado con cuerda.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Destapar dos de los frascos e introducir la bolsa de semillas en cada
uno, dejándola suspendida del cordel, el cual debe ir fijo al tapón; los
otros dos frascos no deben contener semillas. En ningún caso las
semillas pueden estar en contacto con el NaOH.
Dejar un frasco con semillas y otro sin semillas en un ambiente a
temperaturas menores de 25 ºC, y la otra pareja de frascos en un
lugar con mas de 35 ºC, durante 36 horas, al final de las cuales se
debe extraer 10 ml del NaOH de cada frasco, pasarlos a un vaso de
precipitados de 50 ml, añadir 5ml de solución de BaCl2 para precipitar
el CO2, añadir luego 3 gotas de fenolftaleína (deberá dar un color
rosa-violáceo), y finalmente titular con HCl hasta que desapareza el
color (pH 8.5), anotando la cantidad de ácido que se empleó.
RESULTADOS
La cantidad de CO2 que queda atrapado en los frascos es medida con
la titulación de los tratamientos sin semillas, por lo tanto para
conocer cuánto CO2 proviene de la respiración, debe restarse ese
valor (el volumen titulado de HCl) del de los frascos con semillas, en
sus respectivas temperaturas. Al multiplicar por 5 el volumen final
obtenido de HCl, se habrá conocido la producción respiratoria de CO2.
5. PREGUNTAS
¿Qué consecuencias tiene la liberación de CO2 en el ambiente
edáfico?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Justificar el uso del NaOH en varios de estos ensayos.
¿Porqué el test de viabilidad de semillas con tetrazolium podría ser
también un ensayo experimental para respiración celular?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE REGULACIÓN HORMONAL Y EFECTO
DE HERBICIDAS
Las hormonas son sustancias orgánicas importantes para el
crecimiento, desarrollo, reproducción y otras funciones de las plantas,
que pueden estimular o inhibir procesos en relación a diferentes
aspectos de su desarrollo (Mejía, 2002). Se caracterizan por:
Algunas son producidas en un tejido y transportados a otros y allí
actúan o se utilizan en sitio en que son producidos.
Se sintetizan y usan en cantidades mínimas.
No tienen funciones especificadas como las hormonas de
animales.
Sus efectos pueden variar dependiendo de las concentraciones en
las que están presentes.
Existen cinco grupos: Auxinas, Giberelinas Citocininas, Etileno, y
Acido abscísico. Sus funciones se resumen en la Tabla 8.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 12. Principales actividades en las cuales participan los 5
grandes grupos hormonales. (Basado en Salisbury , 1996; Taiz &
Zeiger, 1998; Mejía, 2002).
HORMON
A
RAÍZ -TALLO HOJAS FLORES Y
FRUTOS
OTROS
Auxinas
Diferenciación
celular
Regeneración de
tejidos heridos
Elongación de
las células
Crecimiento de
raíces
adventicias
(estacas)
Inhibición del
crecimiento de
la raíz
Control de la
Regeneración
de tejidos
heridos
Evitan la caída
de hojas
Promueven la
síntesis del
etileno
Demoran el
marchitamiento
del pedúnculo
Formación de
frutos
partenocárpicos
Control de
malezas
(efecto
herbicida)
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
dominancia
apical
GIberelina
s
Estimula la
división
elongación
celular
Aumento del
área foliar
Promueve la
floración
Formación de
frutos
partenocárpicos
Inhiben la
síntesis de
etileno,
retardando la
senescencia de
pétalos y
pecíolos
Incrementan el
tamaño de los
botones
Acelera la
germinación
Rompe la
dormancia de
semillas
Induce el
almacenamien
to de proteínas
en semillas
Elongación del
hipocótilo
Estimula el crecimiento
generalizado de la planta,
aumentando la plasticidad de la
pared celular.
Renovación del cambium en
plantas leñosas
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
HORMON
A
RAÍZ -TALLO HOJAS FLORES Y
FRUTOS
OTROS
Citocinina
s
Produce
desarrollo de
yemas laterales
Produce
formación de
yemas en
tejidos callosos.
Reduce las tasas
de crecimiento
radicular
Acortamiento de
los entrenudos
Retardan la
senescencia
Implicadas en
el
mantenimiento
de clorofilas
Expansión de
hojas de las
yemas
terminales
Inhiben la
síntesis de
etileno,
retardando la
senescencia de
frutos
Expansión de
los cotiledones
durante la
germinación
Incremento
general de las
tasas de
respiración y
del potencial
enzimático
A nivel
general,
regulan el
ciclo celular y
la movilización
de nutrientes
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Etileno
Interviene en
procesos de
crecimiento
Puede romper la
dormancia de
yemas y otras
estructuras
como bulbos o
tubérculos
Senescencia
Absición
Induce la
floración
Senescencia
Maduración de
frutos
Abscisión
En general
Promueve la
expansión
celular lateral.
Puede romper
la dormancia
de semillas
En altas cantidades, es capaz de generar raíces y
pelos radicales a partir de tejido de raíces, tallo u
hojas.
Acido
absícico
Dormancia de
yemas
Estimula el
cierre de
estomas
Promueve la
senescencia de
hojas
Control de la
embriogénesis
Tolerancia a la
desecación del
embrión.
Promueve la
dormancia de
semillas
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Es responsable de todas las regulaciones
fisiológicas para enfrentar el estrés hídrico:
Acelerar el crecimiento de raíz e inhibir el del tallo,
incrementar la conductividad hidráulica y el flujo
de iones en la raíz.
Herbicidas
Durante la fase lumínica de la fotosíntesis, se obtienen electrones a
partir de la fotólisis de las moléculas de agua; posteriormente se
realiza el transporte de los electrones desde donadores de tipo
quinonas y ciitocromos, hasta un aceptor final conocido como nicotín
adenín dinucleótido fosfato (NADP). Esta molécula se reduce a la
forma NADPH +H+, la cual es responsable de reducir a su vez
diferentes compuestos intermedios durante el ciclo de Calvin. Por otra
parte, el ATP generado en forma paralela durante el proceso,
proveerá la energía necesaria para la realización de dicho ciclo
(Fernández, 2004).
Dentro de las sustancias conocidas como herbicidas, es posible
encontrar aquellas que al asperjarse sobre la planta interrumpen el
flujo de electrones en cualquiera de las siguientes formas
(Fernández, 2004):
1.) Inhibidores del transporte de electrones, como el Diurón.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
2.)Agentes que impiden la formación de ATP. Como ejemplos
están el perfluidone, dinoseb, v-fenilcarbamatos, acylanilidas,
imidazoles y bensymidoles sustituidos, entre otros.
3.)Aceptores de electrones, como Diquay y Paraquat
4.)Moléculas que roban los electrones, como el
diclorofenolindolfenol (DCPIP)
2. OBJETIVO PRINCIPAL
Determinar el efecto de sustancias hormonales como las Giberelinas,
el ácido indol-butírico y de herbicidas como el DCPIP (2,6 –
diclorofenolindolfenol) en el desarrollo de la especie problema.
3. MATERIALES Y REACTIVOS
7 plántulas de la especie
problema
sembradas en matera**
15 semillas imbibidas de la
sp. problema**
Materas de icopor** o cajas
de petri
Embudo y gasa**
Papel aluminio**
Envase aspersor**
Balanza analítica
Lámpara
Centrífuga
Tubos de centrífuga
Tubos de ensayo
Buffer fosfato Hielo
Pipetas de 5ml pH 6.5 (frío)
Sacarosa 0.5M (frío)
Mortero y pistilo
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Vaso de precipitados de 25
ml.
2,6 – diclorofenolindolfenol
(0.004 g/100 ml de
H2O)
Solución de ácido giberélico
1000 p.p.m.
Solución de ácido indol-
acético 50 p.p.m.
Pasta de lanolina**
Espátula
Vaso de precipitados de 1 lt.
Agitador
Agua destilada
Bisturí o cuchilla
Etanol
4. PROCEDIMIENTO
Programación para una sesión de laboratorio
Cuidados previos
Durante el seguimiento de los tratamiento hormonales, es esencial
que las plantas usadas permanezcan en óptimas condiciones de
luz, humedad y temperatura, de tal modo que se garantice que
cualquier cambio importante en la morfología y desarrollo tenga
relación con el tratamiento.
Es necesario mantener hábitos de asepsia durante los procesos de
corte y aplicación de la hormona.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Dominancia apical y abscisión de hojas
De la población en crecimiento, usar 4 plántulas de la especie
problema; a todas se les deberá hacer una marca 3 a 5 cm por
debajo del ápice terminal: la primera (planta 1) funcionará como
testigo; la segunda (planta 2) se cortará de 0.3 a 1 cm debajo del
ápice caulinar (debajo de la yema de crecimiento, antes de llegar
a las hojas mas jóvenes) la tercera (planta 3) se cortará al mismo
nivel del anterior y a la última (planta 4) se hará corte del tallo a
nivel de los pecíolos de las hojas jóvenes. Mezclar 5 ml de la
solución de ácido indol-acético con pasta de lanolina y aplicar a
las plantas 3 y 4 en el sitio donde se hizo el corte. Hacer una
segunda aplicación en la semana siguiente.
Se deberá hacer observaciones dos veces por semana durante
dos a 4 semanas, y el análisis debe incluir la morfología de la
parte terminal de la planta, la medida desde la marca hasta el
ápice y la apariencia general del tejido.
Calcular además la concentración hormonal final usada en el
experimento.
Papel de las Giberelinas en la germinación.
Usar 30 semillas imbibidas previamente, de los germinadores que
permanezcan en buenas condiciones; deberán ser esterilizadas,
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
divididas en dos grupos y puestas sobre cajas de Petri o materas
de icopor con papel toalla. El primer grupo de semillas se
humedecerá con 20 ml de agua destilada, mientras al segundo
grupo se le aplicará 5 ml de solución con ácido giberélico y 15 de
agua destilada. Si se dispone de suficientes semillas para realizar
uno o dos tratamientos mas, adicionar respectivamente 10 y 15 ml
de solución de hormona, completando a volumen de 20 ml.
Evaluar las semillas dos veces por semana durante mínimo 3
semanas, y resumir los resultados obtenidos en una tabla. Calcular
además la disolución final aplicada de hormona
Hormonas y crecimiento
*En el cultivo
(en base a Romero et. al., 1996)
Usar la parte de la parcela destinada para la aplicación de
tratamiento. Asperjar una dosis de 1000 p.p.m. de ácigo giberélico
– AG3- en forma homogénea para todas las plántulas y evaluar
resultados del mismo modo que se registra el crecimiento. Hacer
un máximo de dos aplicaciones en 10 semanas.
Si hay disponibilidad de plantas, puede hacerse un tercer ensayo
con äcido Indol- acético en solución de 50 p.p.m
Con la especie problema
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Limpiar cuidadosamente y en corto tiempo 4 plántulas mayores
de 8 cm y hallar la masa fresca antes de sembrar en germinadores
con tierra negra; posteriormente medir la longitud desde las hojas
mas jóvenes hasta el ápice caulinar y tomar una plantilla de las
hojas jóvenes. Aplicar los tratamientos respectivos así: la planta 1
funcionará como control; la planta 2 deberá ser asperjada con la
solución de ácido giberélico cada 2 días durante una semana; la
planta 3 será asperjada 4 veces en la semana y la planta 4 será
asperjada cada 2 días durante 2 semanas.
Al final del tiempo de seguimiento (3 a 4 semanas desde el primer
día de aplicación de la hormona), hacer las mediciones finales y
secar las plantas hasta peso constante para hallar la biomasa
seca. Hacer una comparación de los resultados, evaluando el
efecto de la hormona. Estimar las cantidades aproximadas de
hormona total que se adicionó en cada tratamiento.
*El efecto de 2,6 – diclorofenolindolfenol en el transporte
de electrones durante la fase luminosa de la fotosíntesis.
Moler en el mortero los 5 g de hojas con 30 ml de sacarosa 0.5M y
filtrar con la gasa. Centrifugar el filtrado a 2000 rpm durante 10
minutos, desechar el sobrenadante; y suspender el residuo con 10
ml de buffer frío. Reunir todo el residuo obtenido en un solo tubo y
colocarlo en un vaso de precipitados con hielo, mientras se
rotulan tres tubos y se organizan los siguientes tratamientos:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
TUB
O
SOLUCIÓN DE
CLOROPLASTO
S
DCPI
P
DIURON BUFFER
DE
FOSFATOS
VOLUMEN
FINAL
1 2 ml (tapado) 3 ml 0 5 ml 10 ml
2 2 ml 3 ml 0 5 ml 10 ml
3 2 ml 3 ml 3 ml 2 ml 10 ml
El tubo 1 deberá cubrirse con papel aluminio, mientras los tubos 2
y 3 permanecerán a la luz. Colocar los tres tubos en un vaso de
precipitado con agua suficiente para cubrirlos (sin que penetre) y
acerque todo a una lámpara encendida durante 8 horas, haciendo
observaciones a intervalos de 2 horas.
Haga una revisión de los estados de color desde el tiempo 0 hasta
la última observación. Se espera un viraje de color verde a
azulado.
5. PREGUNTAS
¿En cuanto al efecto hormonal, cuáles son las hormonas que
muestran efectos en el menor tiempo?
¿Cómo son los cambios fisiológicos de una planta, desde que se
aplica un herbicida hasta la fase de mortandad?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
¿Cuáles son los efectos de aplicar exageradas cantidades de hormona
a una planta en crecimiento?
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
PROGRAMA DE BIOLOGÍA
PRACTICA DE LABORATORIO
FISIOLOGIA VEGETAL
1. FUNDAMENTOS SOBRE ESTRATEGIAS ADAPTATIVAS
Las plantas necesitan desarrollar de forma diferencial sus células,
órganos y estructuras especializadas. Este fenómeno es evidente
ante la necesidad de ocupar el hábitat específico al cual la especie se
ha adaptado a lo largo de su historia evolutiva, cumpliéndose así las
leyes ecológicas que indican que bajo sus propias condiciones
óptimas de vida, dicha especie será mas exitosa que las demás; pero
si la planta germina bajo un ambiente diferente, otras plantas serán
mas competitivas que ella, y entonces su sobrevivencia será mas
reducida.
Dentro de los factores que influyen u obligan a las especies a
desarrollar estrategias adaptativas, pueden contarse las siguientes:
Predación: el desarrollo de sustancias como toxinas, aromáticos,
entre otras, permite una defensa efectiva de los herbívoros
invertebrados, como orugas y gasterópodos. Otras sustancias de mal
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
sabor también pueden ayudar a controlar los herbívoros de mayor
tamaño.
Luz: Mientras las especies que reciben suficiente cantidades de luz
crecen a ritmos óptimos, las plantas que reciben menos luz se ven
obligadas incluso a suprimir el crecimiento por ciertos períodos.
Humedad: las deficiencias de agua en el suelo, o en contraposición,
el exceso de ellas, inducen a modificaciones en la estrategia
metabólica y en la estructura radicular.
Espacio: todas las especies vegetales compiten por espacio, ya que
existe un área mínima de recursos que debe defender para su
subsistencia; los mas importantes son los nutrientes del suelo, y el
agua.
Intervención: mientras algunas plantas soportan y se adecuan a la
intervención física, sea de tipo natural (viento, lluvia directa, paso de
animales) o antropogénica (ganadería, cultivos, construcción, etc.)
otras son menos tolerantes, o suelen mostrar algunas modificaciones
en relación con otros individuos de la misma especie en ecosistemas
conservados.
Existen formas muy variadas en las plantas de adaptarse a los macro
y microambientes en los cuales viven:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tipo de enraizamiento; dispersión de raíces en forma vertical
y horizontal
Tamaño, coloración y forma de las hojas
Hábitos de crecimiento: normal, rastrero, en clonación,
parasitismo, epifitismo.
Estructura del cuerpo de planta: arrosetado, envolvente, con
almacenamiento de necromasa, sencillo.
Desarrollo de estructuras especializadas: Pelos, glándulas,
agallas, bolsas de aire, zarcillos, lenticelas, espinas, etc.
Tipo fundamental: Hierba, arbusto, árbol
Tipo de ramificación o arquitectura de la planta: forma y
distribución de la cobertura foliar
Respuesta a señales físicas: cierre y apertura de hojas, y
flores, giro de las hojas, movimiento del tallo en relación a la
luz, gravedad u otros.
Formación de estructuras de almacenamiento: Bulbos,
tubérculos, órganos suculentos, entre otras.
Distribución de recursos: Patrones diferenciales en la
producción de flores, frutos y semillas.
2. OBJETIVO GENERAL
Realizar el análisis de los patrones de adaptación anatómicos,
morfológicos y ecológicos de diferentes especies vegetales en un
ecosistema natural o seminatural, explicándolos y en otros casos
complementándolos con herramientas de la fisiología vegetal.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
3. MATERIALES
EN CAMPO: EN LABORATORIO:
Cilindros de suelo Microscopio
Cuchillo de campo Cuchillas
Recipiente térmico con hielo Láminas y laminillas
Metro Agua destilada
Pala de jardinería Papel filtro
Bolsas plásticas Papel periódico
Papel periódico Estufa o incubadora
PH-metro Balanza
Termo-higrómetro Tionina
Frascos o vasos de precipitados
Agua destilada
Cortarramas
Lupa de 20X
Calculadora
Papel seco de CoCl2
5. PROCEDIMIENTO
Programación para una salida de campo y una sesión de laboratorio
Reconocimiento de la heterogeneidad ambiental.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Se hará un recorrido en la zona de estudio de por lo menos 1 Km,
para diferenciar algunos de los ecotipos mas evidentes: Se espera
diferenciar por lo menos 4 ambientes o ecotipos, con ayuda de los
siguientes criterios:
Color, estructura y humedad del suelo.— Suelos duros o
blandos, texturas arcillosas, arenosas o balanceadas
Acumulación de agua superficial.— Zonas inundables, secas o
fluctuantes
Estratos predominantes de la vegetación.— Herbáceo, arbustivo
o Boscoso
Presencia de hojarasca. — Alta o baja
Cantidad de luz directa sobre el suelo. — Total, intermedia o
escasa
Grado de intervención. — Alto, bajo o nulo
Pendiente. — de 0 -20º, de 20º - 45º o mayor de 45º
Información de las adaptaciones por ambientes
Escoger 5 especies de plantas de cada ambiente (las mas
frecuentes), y caracterizarlas llenando un formato, que puede ser
similar al siguiente cuadro:
Medición de algunas variables en campo
Se podrá medir algunas variables directamente en el sitio de
muestreo de cada ecotipo, como las siguientes:
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Caracterización textural y estructural de una muestra de suelo
representativa.
pH de una muestra representativa.
Medición de los entrenudos de plántulas.
Temperatura y humedad promedio.
Copias de área foliar de especies arbóreas
Comparación de la transpiración
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Tabla 13. Registro de los hábitos adaptativos de las
especies en su ambiente.
AMBIENTE 1: PASTIZALES O PRADERAS CON ALTO GRADO DE
INTERVENCIÓN
PATRON TIPO SP 1 SP 2 SP 3 SP 4 SP 5
Tipo de
enraizamien
to
Vertical X
Horizontal X
Disperso X X X
Otro
Color de las
hojas
Verde oscuro
Verde claro X X X X
Otro manchas
Hábito de
crecimiento
Normal X
Rastrero X
En clonación X X X
Otro
Estrato
vegetal
predominan
te
Hiebas X X X X
Arbustos X
Arboles
Todos
Floración Homogénea X X X
Heterogénea X
Fructificació
n
Homogénea X X X
Heterogénea X
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Diseminació
n de
semillas
Grandes y
pocas
Pequeñas y
muchas
X X X X X
Dispersión Barocoria
Zoocoria
Anemocoria X X X X X
Otro
Estructuras
especializad
as
Pelos X
Espinas X
Agallas
De
almacenamient
o
Otros bulbos ninguna ningun
a
Trabajo en laboratorio
En laboratorio se deberá complementar la información de las
diferentes estrategias adaptativas de las plantas, realizando
ensayos ya conocidos por el estudiante como los siguientes:
Corte transversal de hoja de 1 especie representativa de cada
ambiente, para diferenciar los tejidos del mesófilo y de la vaina del
haz.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
Cuantificación y tipificación de estomas
Valoración de la capacidad de campo de una muestra de suelo
para cada ambiente.
Abundancia, tipificación y fisiotipos de semillas en los bancos de
suelo.
Determinación de la masa foliar de hojas de tamaño similar pero
ambientes distintos.
4. BIBLIOGRAFÍA
- AZCON, J y BIETO. — Fisiología y bioquímica vegetal. Mc Graw Hill,
Interamericana, Bogotá. 581p.
- BASKIN, C. y BASKIN, J. M. 2001 Seeds: Ecology, Biogeography,
and Evolution of Dormance and Germination.
- DEVLIN, R. 1982. Fisiología Vegetal. Omega S.A, 517p. Barcelona.
- FERNÁNDEZ, C. 2004. Fisiología Vegetal: Prácticas de Laboratorio.
Universidad de San Carlos de Guatemala, Facultad de Agronomía.
http://www.iespana.es/cete/index.htm
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
- HILL, T. 1984. Hormonas reguladoras del crecimiento vegetal. Ed.
Omega S.A, Barcelona. 74p.
- MEJÍA, M. 2002. Guía de practicas de fisiología vegetal.
Universidad de la Amazonía, Florencia, Col.
- MITCHEL, J. W. y LIVINGSTON, G. 1990. Método para el estudio de
Hormonas vegetales y sustancias reguladoras del crecimiento Ed.
Trillas, Colombia. 166p.
- OROZCO, F. H. 1999. Biología del Nitrógeno: Conceptos básicos
sobre sus transformaciones biológicas. Universidad Nacional de
Colombia. Col.
- OROZCO, M. y GARCÉS, E. Fisiología de la Senescencia y el
envejecimiento en flores de corte: El caso de Alstroemeria sp.
Universidad Nacional de Colombia, Facultad de Ciencias,
Departamento de Biología. 2000.
- ROMERO, H. M., NORATO, J. A. y ROJAS, M. M. 1996. Activación del
crecimiento de plántulas de sietecueros (Triouchina lepidota) por
fitohormonas. En: Acta Biológica Colombiana (UNAL), Vol. 3, No. 2:
73-78.
- ROVALO, M. 1993. Fisiología vegetal experimental, prácticas de
laboratorio. Ed Limusa.; 269 pp.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá
UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL
NIT:891.190.346-1
- SALISBURY, F. 1994. Fisiología Vegetal. Grupo Editorial
Iberoamérica S.A., 759p.
- TAIZ, L. y ZEIGER, E. 1998. Plant Physiology. Sinauer Associates
Inc, Publishers. USA.
- UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA (UNAL). 1997. Prácticas de
laboratorio para el curso de Fisiología Vegetal.
www.uniamazonia.edu.coAvenida Circunvalación, Barrio Porvenir, Conmutador (57)-84358786 4340850
Florencia - Caquetá