Revista Iberoamericana de Tecnología

Postcosecha

ISSN: 1665-0204

rebasa@hmo.megared.net.mx

Asociación Iberoamericana de Tecnología

Postcosecha, S.C.

México

Tomás-Callejas, Alejandro; Martínez-Hernández, Ginés Benito; Spooren, Ruben; Artés, Francisco;

Artés-Hernández, Francisco

LA DESINFECCIÓN CON AGUA ELECTROLIZADA PRESERVA LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA,

NUTRITIVA Y SENSORIAL DE BROTES DE MIZUNA MÍNIMAMENTE PROCESADOS EN FRESCO

Revista Iberoamericana de Tecnología Postcosecha, vol. 11, núm. 2, diciembre, 2010, pp. 204-213

Asociación Iberoamericana de Tecnología Postcosecha, S.C.

Hermosillo, México

Disponible en: http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=81315809013

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La desinfección con agua electrolizada preserva… Alejandro Tomás-Callejas y cols. (2010)

Rev. Iber. Tecnología Postcosecha Vol. 11(2):204-213 204

LA DESINFECCIÓN CON AGUA ELECTROLIZADA PRESERVA LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA, NUTRITIVA Y SENSORIAL DE BROTES DE MIZUNA 

MÍNIMAMENTE PROCESADOS EN FRESCO  Alejandro Tomás‐Callejas1,2, Ginés Benito Martínez‐Hernández1, Ruben Spooren1, Francisco 

Artés1,2 y Francisco Artés‐Hernández1,2*.    1.‐Grupo de Postrecolección y Refrigeración. Departamento de Ingeniería de Alimentos. Universidad Politécnica de Cartagena. Paseo Alfonso XIII, 48. 30203. Cartagena, Murcia, España. Tel. 968 325509.  Fax. 968 325433. *E‐mail: fr.artes‐hdez@upct.es; web site: www.upct.es/gpostref. 2.‐Instituto de Biotecnología Vegetal. Universidad Politécnica de Cartagena. Campus Muralla del Mar,  30202. Cartagena, Murcia,  España. Tel.  868071066.  Fax. 968325433. web site: http://www.upct.es/~ibvupct/index.php    Palabras clave: Brassica rapa var. Japonica; cuarta gama, calidad global 

RESUMEN Tradicionalmente, el uso de hipoclorito sódico  (NaClO) en  la  industria del procesado mínimo de vegetales ha sido el higienizante más extendido. Los problemas asociados a su uso que afectan a los trabajadores (toxicidad, irritación de piel y mucosas, etc.) y  los consumidores  (por generar  residuos potencialmente  tóxicos) obliga a investigar desinfectantes alternativos y sostenibles, que garanticen  la seguridad alimentaria y  la calidad global nutricional durante una adecuada vida comercial. El agua electrolizada neutra (AEN) y ácida (AEA) pueden ser higienizantes en la industria alimentaria. El presente trabajo estudia los efectos del AEN y AEA sobre la calidad global  de  brotes  foliáceos  de  mizuna  (Brassica  rapa  cv.  Japonica)  mínimamente  procesada  en  fresco, comparados con  los de una desinfección  convencional con NaClO. Tras  su  recolección y preenfriamiento por aire a 5ºC, los brotes se procesaron en una sala desinfectada a 8ºC. Se prelavó durante 1 min con agua de la red a 5ºC y se aplicaron  los siguientes tratamientos durante 2 min a 5ºC: NaClO (100 ppm, pH 6.5), AEN (70 ppm cloro  libre,  pH  7),  AEA  (70  ppm  cloro  libre,  pH  3)  y  testigo  (lavado  en  agua).  Seguidamente  los  brotes  se enjuagaron 1 min en agua de  la red a 5ºC. El exceso de agua superficial se eliminó por centrifugación manual. Para generar la atmósfera modificada pasiva, se dispuso el material vegetal en tarrinas de polipropileno (PP), se termosellaron  con un PP biorientado de 50  μm de espesor  y  se almacenaron a 5ºC. Durante  la vida útil del producto se determinaron los siguientes parámetros de calidad: evolución de la microflora natural, polifenoles totales, capacidad antioxidante total, clorofilas totales y evaluación sensorial en el día de proceso y tras 4, 7 y 11 días a 5ºC. Los análisis microbiológicos mostraron que AEN y AEA tuvieron un efecto similar al del NaClO en la mizuna.  Ambas  AE  no  tuvieron  efectos  adversos  sobre  los  compuestos  fenólicos  totales  así  como  sobre  la clorofila  total.  Tras  11  días  a  5ºC  se  detectaron  deshidrataciones  de  moderadas  a  severas,  siendo  este parámetro determinante de la vida útil. Como principal conclusión, la desinfección alternativa al NaClO con AE puede ser una técnica prometedora en la industria de procesado mínimo de brotes de hortalizas foliáceas.   DISINFECTION WITH ELECTROLYZED WATER KEEPS THE MICROBIOLOGICAL, NUTRITIVE AND 

SENSORY QUALITY OF SPROUTS OF FRESH‐CUT MIZUNA  Key words: Brassica rapa var. Japonica;  gamma IV, product quality 

ABSTRACT Traditionally, sodium hypochlorite (NaClO) has been the most used sanitizer in fresh‐cut produce. The problems regarding the use of NaClO, such as skin and membrane irritation and acute toxicity, have led us to investigate sustainable alternative sanitizers, ensuring food safety and overall quality during postharvest shelf‐life. Neutral (NEW) and acidic electrolyzed water (AEW) can be alternative sanitizers in the food industry. The current work studies  the  effects  of  NEW  and  AEW  on  overall  quality  of  fresh‐cut  mizuna  (Brassica  rapa  cv.  japonica) compared to a conventional disinfection with NaClO. After harvest and precooling at 5ºC, the raw material was processed  in  a  clean  room  at  8ºC.  It  was  prewashed  for  1 min  with  tap  water  at  5ºC  and  the  following 

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disinfection treatments at 5ºC were applied for 2 min: NaClO (100 ppm, pH 6.5), AEN (70 ppm free chlorine, pH 7), AEA  (70 ppm  free  chlorine, pH 3)  and  control  (washed with water). All  treatments were  rinsed with  tap water at 5ºC. Afterwards,  the mizuna was  spin dried  to eliminate excess water, placed  in polypropylene  (PP) trays and thermally sealed with a bioriented PP (BOPP) film of 50 μm to thickness to generate a passive MAP. During storage at 5ºC the following quality parameters were monitored on the day of processing and after 4, 7 and 11 days: microbial growth,  total polyphenols,  total antioxidant capacity, chlorophyll content and sensory evaluation. The effects of NEW and AEW were similar to NaClO  in microbial analyses. Both EWs did not have any adverse effects on total polyphenols and chlorophyll content. Dehydration symptoms were observed after 11 days at 5ºC which were decisive  for establishing the shelf‐life.  In conclusion, EW seems  to be a promising disinfection technique in the fresh‐cut leafy green produce.   INTRODUCCION 

Las  frutas  y  hortalizas  son  alimentos esenciales en  la dieta y así lo han demostrado nutricionistas  e  investigadores  de  todo  el mundo, los cuales recomiendan el consumo de al menos cinco  raciones de  frutas y hortalizas al  día.  Los  hábitos  de  alimentación  del consumidor  actual  han  cambiado  durante  la última década: el ritmo de vida, en el que hay poco  tiempo  para  la  preparación  de  una adecuada  comida,  ha  hecho  surgir  un  nuevo tipo  de  demanda  de  productos  frescos, saludables  y  listos  para  consumir.  Los vegetales mínimamente  procesados  en  freso (MPF)  son  productos  acondicionados  para  su consumo  directo,  que  se  conservan refrigerados  y  envasados  en  atmosfera modificada (AM). Los tratamientos que sufren en su preparación industrial producen cambios poco notables, respecto al vegetal original, en las propiedades deseables para  el  alimento  y en particular de las nutritivas, organolépticas y de  las  relacionadas  con  su  facilidad  de utilización y  conveniencia  (Artés et al., 2009). En  el procesado de  estos nuevos  elaborados, el  cloro  (en  su  forma  de  NaClO)  es comúnmente  utilizado  para  desinfectar  el producto debido a su bajo coste, efectividad y disponibilidad.  Diversos  problemas  asociados al uso de NaClO que afectan a los trabajadores (toxicidad,  irritación de piel y mucosas, etc.) y los  consumidores  (por  generar  residuos potencialmente  tóxicos)  obliga  a  investigar desinfectantes  alternativos  y  sostenibles,  que garanticen la seguridad alimentaria y la calidad 

global nutricional durante una  adecuada  vida comercial.   

 Recientemente,  el  agua  electrolizada  (AE) 

ha  sido  propuesta  como  nuevo  higienizante para  la  industria alimentaria. El AE se produce por  la  electrólisis  de  una  solución  salina mediante  la  aplicación de un alto voltaje.    La producción  de  agua  AE,  en  sus  dos modalidades  neutra  y  acida  (AEN  y  AEA),  ha sido descrita anteriormente por otros autores (Izumi,  1999;  Liao  et  al.,  2007,  Mahmoud, 2007; Rico  et  al.,  2008; Aguayo  et  al.,  2008). Diversos  investigadores  han  estudiado  AEN  y AEA  en  la  desinfección  de  equipos  de procesado  de  la  industria  alimentaria (Venkitanarayanan  et  al.,  1999a;  Kim  et  al., 2001; Park et al., 2002; Guentzel et al., 2007).  Ayebah y Hung (2005) demostraron que el AEA no  tenía  ningún  efecto  adverso  sobre superficies de  acero  inoxidable.  Sin  embargo, problemas como la emisión de gases, la fuerte acidez  del  AEA,  la  corrosión  de metales  y  la formación  de  subproductos  requiere  futuras investigaciones. 

 El  uso  de AE  como  agente microbicida  ha 

sido  estudiado  para  la  reducción  de  la microflora natural, así como de  los principales patógenos  alimentarios  asociados  a  los productos MPF. En cilantro MPF, el uso de AEA controló  moderadamente  el  crecimiento microbiano  durante  su  almacenamiento refrigerado  (Wang  et  al.,  2004).  Un  lavado‐desinfección  con AEA  (pH 2,6; ORP 1140 mV; 30 ppm cloro libre) durante 10 min en lechuga 

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MPF  consiguió  reducir  la  carga  de  aerobios mesófilos en 2 log UFC g‐1 (Koseki et al., 2001).  Del mismo modo, el AEA resultó efectiva para la  reducción  de  Escherichia  coli  O157:H7 (Venkitanarayanan  et  al.,  1999b;  Sharma  y Demirci,  2003;  Liao  et  al.,  2007;  Stopforth  et al.,  2007),  Salmonella  y  Listeria monocytogenes  (Venkitanarayanan  et  al., 1999b; Fabrizio y Cutter, 2003, Stopforth et al., 2007).  El  carácter  neutro  del  AEN  podría resultar menos  agresivo  para  los  equipos  de procesado  comparado  con  el  AEA.  Izumi (1999)  estudio  la  efectividad  del  AEN  (15‐50 ppm  cloro  libre)  en  diferentes  vegetales  no obteniendo  cambios  significativos en el  color, pH  de  los  tejidos  y  apariencia  general. Recientemente,  Abadías  et  al.  (2008) demostró  el  efecto  bactericida  de  AEN  (50 ppm  cloro  libre,  pH  8,60)  en  lechuga  MPF sobre  E.  coli    O157.H7,  Salmonella,  Listeria innocua    y  Erwinia  carotovora,  el  cual  fue similar al de un tratamiento convencional con NaClO (120 ppm cloro libre). 

 La  aplicación  y  uso  de  AE  en  la  industria 

alimentaria  como  agente  desinfectante  para los  equipos  de  proceso,  frutas,  hortalizas, carnes,  pescados  y mariscos  ha  sido  revisada por Huang et al.  (2008). Sin embargo, apenas existe  información  de  los  efectos  del  AEN  Y AEA sobre  los principales atributos de calidad de los productos MPF.   

 El objetivo de este trabajo fue el estudio de 

los  efectos  del  AEN  y  AEA  sobre  la  calidad microbiológica, nutritiva y sensorial de brotes de  mizuna  MPF  comparados  con  una desinfección convencional con NaClO. 

 MATERIALES Y MÉTODOS Material vegetal 

Los  brotes  de  Mizuna  (Brassica  rapa  cv. Japonica)  fueron  cultivados  bajo  el  clima mediterráneo  del  Campo  de  Cartagena (Cartagena,  Murcia,  España).  Tras  su recolección mecánica,  fueron  trasladados a  la 

Universidad  Politécnica  de  Cartagena  donde fueron preenfriados con aire forzado a 5ºC. 

 Producción de agua electrolizada (AE) 

Para  la  obtención  de  AE  se  utilizó  un generador  de  Envirolyte  EL  400  (Aquarioja, Madrid,  España)  del  que  se  pueden  obtener dos  tipos  de  soluciones  electrolizadas:  básica (pH ≈ 11 and ORP <  ‐800 mV) y ácida  (pH ≈ 3 and ORP > 1100 mV). Para producción de agua electrolizada  neutra  (AEN)  se  mezclaron ambas  soluciones  básica  y  alcalina  en proporciones  adecuadas.  El  AEN  tuvo  un  pH 7,0 ± 0,1 y 410 ppm de cloro libre y el AEA un pH  3,1  ±  0,1  y  260  ppm  de  cloro  libre.  Para obtener las concentraciones deseadas de cloro libre, 70 ppm para AEN  y AEA,  las  soluciones originales  fueron  diluidas  con  agua  destilada. Para  la determinación del  contenido de  cloro libre  se  usó  un  fotómetro  (HI  94771,  Hanna Instruments,  Eibar,  España)  y  para  el  pH  un pHmetro (Basic 20, Crison, Barcelona, España). AEN70  tuvo  un  pH≈7  y  AEA70  un  pH≈3 aproximadamente. 

  Procesado mínimo 

Los brotes de mizuna fueron procesados en una  sala  desinfectada  a  8ºC.  Tras  la eliminación  de  hojas  con  defectos  (cortes, daños superficiales, marchitamientos, etc.), el material vegetal  se prelavó durante 1 minuto con  agua  de  red  a  5ºC.  Seguidamente,  fue sumergido  durante  2  min  en  las  soluciones desinfectantes,  AEN70  (agua  electrolizada neutra,  70  ppm  cloro  libre)  y  AEA70  (agua electrolizada ácida, 70 ppm cloro  libre) a 5ºC, en  un  tanque  de  acero  inoxidable.  AEN70  y AEA70  fueron  comparados  con  una desinfección convencional con NaClO (100 mg L‐1,  pH  6,5),  y  un  control  (lavado  solo  con agua). Se  realizó un enjuagado durante 1 min con agua a 5ºC y se elimino el exceso de agua superficial mediante centrifugación manual. 

 Para  el  envasado  se  dispusieron  40  g  de 

producto  en  tarrinas  rígidas  de  polipropileno 

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(PP) de 1,5 L de volumen que se termosellaron al  borde  (Barket,  Model  Bedfor,  Chassieu, Francia)  con un  PP biorientado  (BOPP) de  50 μm  de  espesor  y  permeabilidad  previamente calculada en nuestras condiciones de 2.004 mL O2 m

‐2d‐1atm‐1  y  3.824 mL  CO2 m‐2d‐1  atm‐1  a 

5ºC y 90% HR  (suministrado por Plásticos del Segura S.L., Murcia, España), para generar en su interior un atmósfera modificada pasiva. 

 Todos  los  tratamientos  se  realizaron  por 

triplicado  y  para  cada  día  de  análisis.  Los envases se almacenaron a 5ºC durante 11 días. Se  determinaron  los  principales  atributos  de calidad  en  el  día  de  proceso  y  tras  4,  7  y  11 días a 5ºC.  

 Análisis y determinaciones Evolución de la atmósfera en el interior de los envases 

Se  tomaron  0,5 mL  del  espacio  de  cabeza de  las  tarrinas  mediante  una  jeringuilla hermética y se inyectaron en un cromatógrafo de  gases  (Termo  Finnigan  Trace  GC  2000, Rodano, Milán, Italia), provisto de detector de conductividad  térmica  (TCD)  y  columna Porapack‐N 80/100  (USA). Se utilizó He  como gas  portador.  Su  comparación  se  realizó  con patrones  externos  (Air  Liquide  S.A.,  Murcia, España).  

 Análisis microbiológicos 

Se  empleó  el  método  de  enumeración estándar.  Para  ello  se  tomaron  10  g  de muestra que se homogeneizaron en 90 mL de agua  de  peptona  salina  (Scharlau,  Barcelona, España) estéril en un stomacher Colworth 400 (Steward  Laboratory,  Londres,  Reino  Unido) durante  1  min.  Se  emplearon  las  siguientes condiciones de incubación y medios de cultivo: los  aerobios    mesófilos  y  psicrófilos  se sembraron en agar de recuento en placa (PCA) (Scharlau, Barcelona, España) y se incubaron a 30ºC  durante  48  h  y  5ºC  durante  7  días respectivamente;  las  enterobacterias  en  agar rojo  bilis  violeta  dextrosa  (VRBD)  (Scharlau, 

Barcelona,  España)  y  se  incubaron  a  37ºC durante 48 h y los hongos y  levaduras en PDA (Potato  Dextrose  Agar)  (Scharlau,  Barcelona, España)  con  oxitetraciclina  (100 mg  L‐1)  y  se incubaron  a  22ºC  durante  3‐5  días.  La presencia de Salmonella spp., Escherichia coli y Listeria  monocytogenes  fue  evaluada  de acuerdo  a  la  normativa  europea  para vegetales  mínimamente  procesados (Reglamento  CE  1441/2007,  2007).  Los recuentos  microbianos  fueron  expresados como  log de unidades formadoras de colonias por  gramo  (log  UFC  g‐1).  Todos  los  análisis fueron realizados por triplicado. 

 Evaluación sensorial 

La calidad sensorial se evaluó por un panel de  7  personas  (24‐62  años)  entrenadas  en  la cata de hortalizas  foliáceas.  Los parámetros a evaluar  fueron  oxidación  al  corte, deshidratación, presencia de aromas y sabores extraños.  Dicha  presencia  de  alteraciones  se puntuó en una escala de  intensidad de 1 a 5, considerando  1  ausencia,  3  moderada presencia  y  5  daño  extremo.  Se  valoró también, la apariencia visual y la calidad global a partir de una escala de  intensidad de 1 a 9, siendo  1  extremadamente malo,  5  aceptable como límite de consumo y 9 extremadamente bueno. 

 Polifenoles Totales 

Se  realizó  una  extracción  para  la determinación  de  polifenoles  totales  y capacidad  antioxidante  total.    Para  ello  se dispuso  en  un  tubo  Falcon  0,5  g  de muestra molida congelada  junto con 3 mL de metanol. La  extracción  se  dejó  1  hora  en  la  oscuridad sobre  lecho  de  hielo  con  agitación manual  a tiempo  0,  30  minutos  y  60  minutos. Posteriormente  se  centrifugó  a  15.000  G durante 10 minutos a 4ºC. El sobrenadante se utilizó como extracto de la muestra. 

 Para el ensayo se utilizó el método descrito 

por  Singleton  y  Rossi  (1965).  Para  ello  se 

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mezclaron  100  μL  de  extracto,  150  μL  de reactivo Folin‐Ciocalteu (1:1 v/v) y 1000 μL de buffer carbonato (0,4 % NaOH y 2% Na2CO3). La mezcla se agitó y se dejó reaccionar durante 1  hora  en  la  oscuridad  a  temperatura ambiente, tras  la cual se midió  la absorbancia de  las muestras  a  750  nm.  Los  resultados  se expresaron  como  mg  equivalentes  de  ácido clorogénico  por  kg  de  peso  fresco  (pf).  Los análisis se realizaron por triplicado. 

 Capacidad Antioxidante Total (CAT) 

La  CAT  se  determinó mediante  el método de  DPPH  descrito  por  Brand‐Williams  et  al. (1995).  Para  ello  se  preparó  una  solución  de aproximadamente  0,1  mmol  L‐1  DPPH  en metanol con 1,1±0,1 nm de absorbancia a 517 nm.  Posteriormente  25  μL  de  extracto  de muestra  se  añadieron  a 975μL de  la  solución de  DPPH.  La  mezcla  fue  incubada  a temperatura  ambiente  en  oscuridad  durante 30 minutos. La CAT de la muestra  fue medida como  el  descenso  en  la  absorbancia  de  ésta con  respecto  de  la  muestra  de  DPPH.  Los resultados  se  expresaron  como  mg  de equivalentes de ácido ascórbico por kg de pf. Los análisis se realizaron por triplicado. 

 Determinación de Clorofilas Totales 

Para  realizar  la  extracción de  las  clorofilas se utilizaron 0,5 de muestra congelada molida que fue añadida en un tubo Falcon a un medio de extracción de 9 mL de hexano y 15 mL de acetona/MeOH  (2:1).  Las  muestras  se colocaron sobre un lecho de hielo y se dejaron durante  4  horas  en  la  oscuridad, homogeneizándolas  cada  20 minutos  con  un vortex  durante  30  segundos.  Seguidamente, 25  mL  de  una  disolución  1M  NaCl  fueron añadidos al tubo Falcon y agitados con vortex. Las absorbancias se midieron a 622 y 644 nm para  las  clorofilas  a  y  b,  respectivamente.  El contenido  en  clorofilas  fue  calculado  con  las ecuaciones desarrolladas por Wellburn (1994); clorofila  a  (Ca)=  10,05  A662  –  0,766  A644  y clorofila  b  (Cb)=  16,37  A644  –  3,14  A662, 

donde  la  cantidad  de  clorofilas  totales  fue  la suma de ambas clorofilas a y b. El resultado se expresó  en mg  de  clorofila  por  kg  de  pf.  Los análisis se realizaron por triplicado. 

 Análisis estadístico 

El  diseño  del  experimento  fue  4  x  4 bifactorial (tratamiento x tiempo) al cual se  le sometió  un  análisis  de  varianza  (ANOVA) usando  el  programa  informático  Statgraphics Plus (versión 5.1). Se calcularon  los valores de las  diferencias  mínimas  significativas  (LSD)  a P<0,05.  Los  datos  de  las  figuras  representan las medias (n=3) ± s.d. (desviación estándar).   

 RESULTADOS Y DISCUSIÓN Evolución de la atmósfera en el interior de los envases 

La composición gaseosa inicial en el interior de los envases fue aire (21,9 kPa O2 y 0,03 kPa CO2). Según  lo esperado, debido a la actividad respiratoria  del  material  vegetal  y  la permeabilidad  del  film  plástico  utilizado,  la presión  parcial  de O2  disminuyó  y  la  del  CO2 aumentó  durante  la  conservación  refrigerada (Figura 1). Las presiones parciales en equilibrio alcanzadas  tras  11 días  a  5ºC  fueron de  16,1 kPa CO2 y 3,5 kPa CO2,  las  cuales pueden  ser consideradas  como  recomendadas  para  la frigoconservación  de  brotes  de  hortalizas foliáceas    (Allende  et  al.,  2006,  Conte  et  al., 2008, Artés‐Hernández  et  al.,  2009, Nicola  et al., 2009).  

 Análisis microbiológicos  

La  carga microbiana  inicial  fue de 3,92  log UFC  g‐1  para  las  bacterias  aerobias mesófilas (Figura 2A), similar al publicado recientemente para  brotes  foliáceos  de  mizuna  (Martínez‐Sánchez et al., 2008). Descensos de 1  log UFC g‐1  fueron  registrados  después  del  lavado‐desinfección con agua clorada, AEN70 y AEA70 comparados  con  el  tratamiento  control.  El tratamiento con AEN70  inhibió el crecimiento de  mesófilos  durante  la  frigoconservación, alcanzando una carga final de 3,54 log UFC g‐1. 

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El NaClO mostró un buen efecto desinfectante sobre  los aerobios mesófilos, pero menor que los  registrados  para  AEN70.  Durante  el proceso de almacenamiento, el AEA70 mostró un menor efecto en el control del crecimiento de mesófilos  que  el  AEN70  y  el  tratamiento con NaClO.  Sin  embargo,  Koseki  et  al.  (2001) observó reducciones de aerobios mesófilos del orden de 2  log UFC g‐1 en  lechuga tratada con AEA  (pH  2,6;  ORP  1140mV;  30  ppm  cloro libre). 

  

 Figura 1. Evolución de  la atmósfera en el  interior de  los envases de mizuna MPF durante 11 días a 5ºC. Línea continua representa el contenido de O2 y la línea discontinua el de CO2. Las barras de error representan la desviación típica (n=3). 

  Para el grupo de las enterobacterias (Figura 

2B), el NaClO redujo la carga inicial en 0,6 UFC g‐1 comparado con el control. El AE mostró un mejor efecto microbicida que el NaClO. Para el AEA70 se registró una reducción de 1,3 UFC g‐1 comparado  con  el  control.  Aunque  el  efecto microbicida  inicial del AE fue mayor que el de NaClO,  la carga de enterobacterias estuvo por encima  del NaClO  tras  4  y  7  días  a  5ºC. Una hipótesis para este comportamiento podría ser que el AE podría causar daños superficiales en las hojas, aumentando  la  tasa de  crecimiento microbiano. Un  lavado  con AEA  (pH 2,4, ORP 1130  mV,  16,8  ppm  cloro  libre)  durante  5 minutos incrementó la salida de electrolitos de 

las células comparado con un lavado con agua clorada (pH 6,5; 50 ppm cloro libre) y agua de red  en  cilantro  mínimamente  procesado,  lo cual  podría  indicar  la  presencia  de  daños superficiales tras el lavado‐desinfección (Wang et al., 2004). 

 La evolución del crecimiento de psicrófilos 

se muestra  en  la  Figura 2 C.  El NaClO  redujo dicha  carga  inicial  en  1,95  UFC  g‐1, mientras que el AEN70 y el AEA70 registraron descensos de  1 UFC  g‐1.  Aunque  la  tasa  de  crecimiento microbiano  durante  la  vida  comercial  fue mayor para AEN70 y AEA70, tras 11 días a 5ºC no  se  observaron  diferencias  entre  los tratamientos para las bacterias psicrófilas. 

 Para  mohos  y  levaduras,  todos  los 

tratamientos  mostraron  disminuciones alrededor de 1  log UFC g‐1 respecto al control en  el  día  inicial  y mantuvieron  estos  valores constantes  durante  la  vida  comercial  del producto.  

 De  acuerdo  a  la  legislación  europea  para 

productos  vegetales  MPF  (Regulación  CE 1441/2007, 2007),  la presencia de Escherichia coli, Salmonella spp. y Listeria monocytogenes fue  evaluada,  no  encontrando  evidencia  de ninguno  de  estos  patógenos  en  el  material vegetal. 

 Evaluación sensorial 

Se observó un ligero descenso de la calidad global después de 7 días a 5ºC para todos  los tratamientos,  siendo  todavía  aceptable  para su  consumo  en  fresco.  No  se  observaron diferencias  acentuadas  en  lo  referente  a  la apariencia  visual,  pardeamiento, deshidratación  y  olores  y  sabores desagradables.  Tras  11  días  a  5ºC  la  calidad global  alcanzó  el  mínimo  valor  para considerarla  aceptable  (datos  no mostrados), estableciendo  la  vida  útil  en  nuestras condiciones en 11 días a 5ºC.   

 

0

5

10

15

20

25

0 2 4 6 8 10 12

kPa

O2

-CO

2

Días a 5ºC

Control 100 ppm NaClO NEW 70 AEW 70

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 Figura 2. Evolución del crecimiento de  la microflora natural de mizuna MPF durante 11 días a 5ºC  tras  los tratamientos con AE. (A) Mesófilos, (B) enterobacterias, (C) psicrófilos y (D) mohos y levaduras. Las barras de error representan la desviación típica (n=3).  Contenido en compuestos fenólicos totales 

El  contenido  total  de  polifenoles  tras  la cosecha  (control)  fue de 2.371 mg CAE kg‐1 pf (Tabla  1),  superiores  a  resultados  publicados anteriormente (Martínez‐Sánchez et al., 2008), no  encontrando  diferencias  significativas  con el resto de los tratamientos. Las diferencias en el  contenido  de  polifenoles  de  los  vegetales del  género  Brassica  puede  estar  influenciada por factores genéticos, ambientales, estación y estado  de  madurez  en  el  momento  de  la cosecha  (Nackz  y  Shahidi,  2006;  Singh  et  al., 2007). Durante la vida comercial se observó un ligero aumento en el contenido de polifenoles totales,  sin diferencias entre  tratamientos.  La tendencia  general  fue  la  retención  del 

contenido  inicial polifenoles durante 11 días a 5ºC para todos los tratamientos. 

 Capacidad antioxidante total (CAT) 

La CAT de los brotes de mizuna en el día de proceso fue 703 mg AEAC kg‐1 pf (Tabla 1) para el  tratamiento  control,  lo  que  indica  que  es una  buena  fuente  de  antioxidantes  naturales (Nackz y Shahidi, 2006; Singh et al., 2007). No se  observaron  diferencias  significativas  en  el contenido  inicial  de  CAT  con  el  resto  de tratamientos. Durante  los  4  primeros  días,  la CAT descendió entre un 40‐45% respecto a los valores  originales,  observándose  un  ligero incremento  tras 7 días. Tras 11 días  a 5ºC  se registró una disminución de  la CAT  entre  30‐40% para todos los tratamientos.  

2

3

4

5

6

0 2 4 6 8 10 12

log

UF

C g

-1

Días a 5ºC

(A)

CONTROL 100 ppm NaClO AEN 70 AEA 70

1

2

3

4

5

6

0 2 4 6 8 10

log

UF

C g

-1

Días a 5ºC

(B)

CONTROL 100 ppm NaClO AEN 70 AEA 70

1

2

3

4

5

6

0 2 4 6 8 10 12

log

UF

C g

-1

Días a 5ºC

(C )

CONTROL 100 ppm NaClO AEN 70 AEA 70

1

2

3

4

5

0 2 4 6 8 10

log

UF

C g

-1

Días a 5ºC

(D)

CONTROL 100 ppm NaClO AEN 70 AEA 70

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Contenido de clorofila total El  contenido  inicial  de  clorofila  fue  de  95 

mg  kg‐1  pf.  El  contenido  total  de  clorofila estuvo  representado  alrededor  del  50%  para cada una de sus  formas, clorofila a y b  (Tabla 1). No se encontraron diferencias significativas entre  los tratamientos ni en el día de proceso ni  tras  la  vida  comercial.  En  general,  la cantidad inicial se preservó durante la vida útil del  producto  en  un  rango  de  95‐110  mg clorofila  kg‐1  pf.  Este  resultado  indica  que  el uso de los tratamientos oxidantes utilizados en este estudio no afectó al contenido de clorofila total. 

 Tabla 1. Evolución del contenido en cloroflila total, polifenoles totales y capacidad antioxidante  total en  mizuna  MPF  durante  11  días  a  5ºC  tras  los tratamientos  con  agua  electrolizada.  (SE)  error estándar  (n=3),  (LSD)  diferencia  mínima significativa.       Día 0  Día 4  Día 7  Día 11 

Clorofila totala (mg Chl kg‐1 pf)       Control    94,5  91,7  77,9  99,8 100 ppm NaClO  94,9  94,4  104,0  115,7 AEN 70    101,4  102,7  119,0  96,4 AEA 70    83,0  93,1  101,0  98,0            

Polifenoles totalesb (mg CAE kg‐1 pf)     Control    237,1  232,9  234,2  242,6 100 ppm NaClO  191,8  248,8  218,3  244,3 AEN 70    221,5  229,4  273,6  211,5 AEA 70    230,0  245,7  250,0  237,4            

Capacidad antioxidantec (AEAC kg‐1 pf)     Control    703,5  363,3  607,1  479.1 100 ppm NaClO  690,4  426,7  546,7  414.7 AEN 70    616,7  359,4  440,3  430,9 AEA 70     627,7  371,2  703,4  379,3 a SE = 4.1, LSD (P≤0.05) = 11.7b SE = 12.9, LSD (P≤0.05) = 36.5     c SE = 21.5, LSD (P≤0.05) = 61.0

 CONCLUSIONES 

Como principal conclusión, el AE en sus dos versiones  neutra  y  ácida,  preservaron  la calidad microbiológica, nutritiva y sensorial en 

brotes de mizuna mínimamente procesados en fresco. La desinfección con AE parece ser una técnica  de  desinfección  prometedora,  que podría reemplazar al uso de NaClO.    AGRADECIMIENTOS 

Se  agradece  la  financiación  al  MEC (proyecto AGL2007‐63861/ALI)  y el aporte de material  vegetal  a  Gs  España  S.L.  A.  Tomás‐Callejas y P.A. Robles agradecen a la Fundación Séneca de la Región de Murcia la concesión de sus  becas  de  investigación  predoctorales. Asimismo,  se  agradece  al  Instituto  de Biotecnología  Vegetal  de  la  Universidad Politécnica  de  Cartagena  el  uso  de  algunos equipos. 

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