IDENTIFICACIÓN DE SALES...

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IDENTIFICACIÓN DE SALES MINERALES Objetivo • Identificar la existencia de algún tipo de sales minerales en un material biológico Material necesario Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Pipeta * Varilla de vidrio * Gradilla

* Tubos de ensayo * Baño maría * Cuentagotas

- Material biológico y productos químicos:

* Solución problema A * Solución problema B * Nitrato de plata * Molibdato amónico * Oxaláto amónico * Ácido nítrico * Agua destilada

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Procedimiento • Tienes dos sustancias problema (A y B) y vas a tratar de averiguar si en una, en las dos o en

ninguna de ellas hay algún tipo de sales minerales de las que aparecen a continuación. • Para ello, vas a proceder de la siguiente forma:

o Identificación de cloruros: - Toma 3 tubos de ensayo a los que vas a numerar (Cl-0, Cl-1 y Cl-2) y colócalos en una

gradilla. - Con ayuda de una pipeta vas a poner en cada uno de ellos lo siguiente:

� Tubo Cl-0.- 3 cc de agua destilada (tubo de control) � Tubo Cl-1.- 3 cc. de la solución problema A � Tubo Cl-2.- 3 cc de la solución problema B

- Anota el color que tiene cada tubo (= color inicial), si tienen o no tienen precipitado y el

color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro I. - A continuación, a los 3 tubos, añádeles 1 cc. de nitrato de plata. Agita los tubos para que

se mezclen bien dichas sustancias y déjalos reposar en la gradilla. - Al cabo de 1 minuto observa lo que ha ocurrido en los tubos de ensayo y anota el color

que tienen (= color final), si tienen o no tienen precipitado y el color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro I, así como en las siluetas de los tubos de ensayo que acompañan a dicho Cuadro I.

o Identificación de fosfatos: - Toma 3 tubos de ensayo a los que vas a numerar (P-0, P-1 y P-2) y colócalos en una


� Tubo P-0.- 3 cc de agua destilada (tubo de control) � Tubo P-1.- 3 cc. de la solución problema A � Tubo P-2.- 3 cc de la solución problema B


color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro II. - A continuación, a los 3 tubos, añádeles por este orden: 0,5 cc de ácido nítrico y 1 cc. de

molibdáto amónico. Agita con cuidado los tubos para que se mezclen bien dichas sustancias.

- Introduce los tubos de ensayo en el baño maría, durante 3 minutos. - Pasados los 3 minutos, saca los tubos de ensayo y ponlos en la gradilla. - Observa lo que ha ocurrido en los tubos de ensayo y anota el color que tienen (= color

final), si tienen o no tienen precipitado y el color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro II, así como en las siluetas de los tubos de ensayo que acompañan a dicho Cuadro II.

o Identificación de calcio:

- Toma 3 tubos de ensayo a los que vas a numerar (Ca-0, Ca-1 y Ca-2) y colócalos en una


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� Tubo Ca-0.- 3 cc de agua destilada (tubo de control) � Tubo Ca-1.- 3 cc. de la solución problema A � Tubo Ca-2.- 3 cc de la solución problema B


color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro III. - A continuación añádeles 10 gotas de oxaláto amónico a cada tubo. Agítalos para que se

mezclen bien ambas sustancias y déjalos reposar en la gradilla - Al cabo de 1 minuto observa lo que ha ocurrido en los tubos de ensayo y anota el color

que tienen (= color final), si tienen o no tienen precipitado y el color de dicho precipitado si lo hay, en el Cuadro III, así como en las siluetas de los tubos de ensayo que acompañan a dicho Cuadro III.

F U N D A M E N T O S

Si en un material de origen biológico existen cloruros (Cl-), al añadirle una disolución de nitrato de plata, el ión cloro va a reaccionar con los iones plata (Ag+) para formar cloruro de plata.

Cl- + AgNO3 → AgCl + NO3

-

El cloruro de plata, es una sustancia insoluble en agua y de color blanco lechoso.

Si en un material de origen biológico existen fosfatos (PO4-3), al entrar en contacto con

molibdáto amónico en presencia de ácido nítrico, se van a producir sales del ácido fosfomolíbdico:

PO4-3 + (NH4)6Mo7O24 → (NH4)7 P (Mo2O7)6

Fosfomolibdato amónico

Las sales de amonio son de color amarillento, cristalinas e insolubles en agua. Si en un material de origen biológico existen iones calcio, al entrar en contacto con una

solución de oxalato amónico, dicho catión va a reaccionar formando oxalato cálcico:

COO NH4 COO Ca+2 + | → | Ca COO NH4 COO

Oxalato amónico Oxalato cálcico

El oxalato cálcico es un compuesto blanco cristalino que es insoluble en agua

C U E S T I O N E S 1) Identificación de cloruros

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I y en las siluetas de los tubos de ensayo que aparece a continuación,

CUADRO I.- Identificación de cloruros Tubo de ensayo

Al comienzo

Color inicial ¿Existe precipitado?

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número 0 (Cl-0)

Color del precipitado

Al final Color final ¿Existe precipitado? Color del precipitado

Tubo de ensayo número 1 (Cl-1)

Al comienzo

Color inicial ¿Existe precipitado? Color del precipitado


Tubo de ensayo número 2 (Cl-2)

Al comienzo



Tubo Cl-0 Tubo Cl-1 Tubo Cl-2 responde a las siguientes cuestiones:

1.1.- ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos) 1.2.- ¿Alguna de las sustancias problema con la que has trabajado tiene cloruros?. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (2,5 puntos)

2) Identificación de fosfatos

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro II y en los tubos de ensayo que aparece a continuación,

CUADRO I I.- Identificación de fosfatos

Tubo de ensayo número 0 (P-0)

Al comienzo



Tubo de Al Color inicial

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ensayo número 1 (P-1)

comienzo ¿Existe precipitado? Color del precipitado


Tubo de ensayo número 2 (P-2)

Al comienzo



Tubo P-0 Tubo P-1 Tubo P-2 responde a las siguientes cuestiones:

2.1.- ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos) 2.2.- ¿Alguna de las sustancias problema con la que has trabajado tiene fosfatos?. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (2,5 puntos)

3) Identificación de calcio

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro III y en los tubos de ensayo que aparece a continuación,

CUADRO I I I.- Identificación de calcio

Tubo de ensayo número 0 (Ca-0)

Al comienzo




Al comienzo


Al final Color final

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¿Existe precipitado? Color del precipitado


Al comienzo



Tubo Ca-0 Tubo Ca-1 Tubo Ca-2 responde a las siguientes cuestiones:

3.1.- ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos) 3.2.- ¿Alguna de las sustancias problema con la que has trabajado tiene calcio?. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (2,5 puntos)

PREPARACION DE SUSTANCIAS 1) Solución problema A: suero lácteo

• En un vaso de precipitados pon 250 cc. de leche entera • Calentarlo en un mechero y cuando veas que está a punto de cocer, apaga el mechero y añádele

0,5 cc. de ácido acético con ayuda de una pipeta • Con una varilla de vidrio agítalo un poco, hasta que veas que la leche se “corta”, es decir,

aparecen masas sólidas en el interior del vaso de precipitados. • Con ayuda de un embudo de cristal y un filtro de papel, filtra la leche “cortada”. • El filtrado que obtengas será un líquido amarillento, el suero, en el que vas a averiguar si hay

sales minerales

2) Solución problema B: albúmina

• Para preparar 200 cc de solución: 200 cc + 2 cucharaditas de albúmina en polvo y agitar

3) Nitrato de plata al 1%

• Hacer 50 cc de solución al 1 %: 0,5 g. de nitrato y añadir hasta 50 cc de agua destilada

4) Molibdato amónico al 15 %

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• Hacer 50 cc de solución al 15 %: 7,5 g de molibdato y añadir hasta 50 cc de agua destilada

5) Oxaláto amónico al 1 %

• Hacer 50 cc de solución al 1% : 0,5 g de oxalato y añadir hasta 50 cc de agua destilada

O S M O S I S

PRACTICA 1.- LA OSMOSIS EN LA PATATA Objetivo

• Esta actividad que vas a llevar a cabo está encaminada a comprobar el comportamiento osmótico de la membrana de las células, que en esta ocasión, van a ser las membranas de las células de una patata.

Material necesario Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Espátula o cucharilla * Cuchillo o bisturí * Papel absorbente * Bandeja de plástico * Pipeta

- Material biológico y productos químicos:

* Patata * Solución problema I * Solución problema II * Solución problema III

Procedimiento

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• Toma una patata de tamaño mediano o grande y lávala al grifo, para quitar de su piel toda la suciedad adherida que posea. Con ayuda de papel absorbente sécala.

• Córtala con un cuchillo o bisturí, perpendicularmente a su eje largo, para hacer 3 rodajas de unos 4 cms de grosor, tal como la que aparece en la figura 1 .

• En cada una de las 3 rodajas, con la ayuda de la espátula o de la cucharilla, haz una cavidad o cuenco de aproximadamente 1 cm de profundidad y de un volumen lo más parecido posible, tal como aparece en la figura 2 .

• Con ayuda de un trozo de papel absorbente seca lo mejor que puedas el interior de las tres cavidades que has hecho en las tres rodajas de patata.

• Con el rotulador, y escribiendo en la piel lateral de cada una de las 3 rodajas de patata, numéralas (1, 2 y 3).

• Toma una bandeja de plástico y llénala con agua del grifo, de forma que haya aproximadamente 1 cm de agua en su fondo

• Deposita las 3 rodajas de patata en el fondo de la bandeja, tal como aparece en la figura ③

• En cada una de las cavidades que has excavado en la patata, vas a

depositar lo siguiente:

� Rodaja 1.- Con ayuda de la pipeta, llena la cavidad que has excavado hasta el borde con la solución problema I, tal como aparece en la figura 3

Figura 1

Figura 2

4 cm

4 cm

Figura 3

Solución problema I Solución problema II Solución problema III

Patata

Agua del grifo

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� Rodaja 2.- Con ayuda de la pipeta, perfectamente lavada por dentro, llena la cavidad que has excavado hasta el borde con la solución problema II, tal como aparece en la figura 3

� Rodaja 3.- Con ayuda de la pipeta, perfectamente lavada por dentro, llena la cavidad que has excavado hasta el borde con la solución problema III, tal como aparece en la figura 3.

• Deja reposar las tres rodajas de patata en la bandeja, en el laboratorio durante 24 horas

• Pasadas las 24 horas, observa lo que ha ocurrido en cada una de las 3 cavidades, y anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 3

F U N D A M E N T O Uno de los fenómenos que desempeña un papel de enorme importancia en la fisiología de los seres vivos, es la ósmosis. Los fenómenos osmóticos se producen cuando una membrana semipermeable separa dos disoluciones entre las que hay un gradiente de concentración, es decir, que tienen una diferente concentración molecular. La disolución que presente mayor concentración molecular ejerce una presión osmótica sobre la membrana, lo cual se traduce en una fuerza absorbente capaz de introducir agua en su compartimento, tomándola de la disolución de menor concentración. En los seres vivos, dada su organización celular y por ello la presencia de numerosas membranas, los fenómenos osmóticos se manifiestan continuamente, siendo las sales minerales disueltas los principales responsables de ellos.

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CUESTIONES PRACTICA 1.- LA OSMOSIS EN LA PATATA A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I que aparece a continuación,

C U A D R O I

Cavidad 1 Cavidad 2 Cavidad 3 Solución problema

I Solución problema

II Solución problema

III Contenido al cabo de

24 horas

responde a las cuestiones que aparecen a continuación: 1) ¿Por qué has de lavar la patata antes de empezar con la actividad

práctica? (0,5 puntos) 2) ¿Por qué has secado con papel absorbente el fondo de las cavidades que

has hecho en las rodajas de patata? (1,5 puntos) 3) ¿Por qué han de quedar desprovistas de piel las 3 rodajas por el lado

opuesto al que están las cavidades en las que están contenidas las soluciones problema I, II y III? (1,5 puntos)

4) ¿Por qué has tenido que lavar la pipeta antes de llenar la cavidad de la

rodaja 2 y antes de llenar la cavidad de la rodaja 3? (0,5 puntos)

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5) ¿Cuál de las sustancias con las que has llenado las tres cavidades, es la

sustancia hipertónica? Sea cual sea tu respuesta, razónala. Así mismo, a modo de resumen, para lo ocurrido en esta cavidad, señala cuál es: (2 puntos) - La sustancia o estructura hipertónica - La sustancia o estructura hipotónica

6) ¿Cuál de las sustancias con las que has llenado las tres cavidades, es la

sustancia hipotónica? Sea cual sea tu respuesta, razónala. Así mismo, a modo de resumen, para lo ocurrido en esta cavidad, señala cuál es: (2 puntos)

- La sustancia o estructura hipertónica - La sustancia o estructura hipotónica

7) ¿Cuál de las sustancias con las que has llenado las tres cavidades, es la sustancia isotónica? Sea cual sea tu respuesta, razónala. Así mismo, a modo de resumen, para lo ocurrido en esta cavidad, señala cuál es: (2 puntos)

- La sustancia o estructura hipertónica - La sustancia o estructura hipotónica

G L U C I D O S

PRACTICA 1.- IDENTIFICACIÓN DE MONOSACÁRIDOS CON PODER REDUCTOR

Objetivo • Tienes tres sustancias desconocidas, a las que vas a denominar

sustancias problema A, B y C. Vas a tratar de averiguar si alguna de ellas es un monosacárido, basándote en el carácter reductor de los mismos.

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- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Vasos de precipitados * Gradilla * Varilla de cristal * Bomba de pipetear * Pipeta * Baño maría

- Productos químicos y reactivos:

* Sustancia problema A * Sustancia problema B * Sustancia problema C * Fehling A * Agua destilada * Fehling B

Procedimiento • En un tubo de ensayo mezcla 2 mls. de Fehling A y 2 mls. de Fehling B,

agitándolo a continuación hasta su perfecta mezcla. Esta mezcla es a la que se va a llamar reactivo o licor de Fehling

• Toma 4 tubos de ensayo a los que numerarás (0, 1, 2 y 3), para poner en cada uno de ellos lo siguiente:

- Tubo 0 → 1 ml de agua destilada + 1 ml de reactivo de Fehling

(Tubo de control) - Tubo 1 → 1 ml. de sustancia problema A + 1 ml de reactivo de

Fehling - Tubo 2 → 1 ml. de sustancia problema B + 1 ml. de reactivo de

Fehling - Tubo 3 → 1 ml. de sustancia problema C + 1 ml. de reactivo de

Fehling

☛ Lava perfectamente la pipeta tras cada uso ☛ Agita los 4 tubos para que se mezclen bien las sustancias

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• Anota el color que tienen cada uno de dichos tubos (= Color inicial) en el Cuadro I que aparece en la página 7

• Coloca los 4 tubos en la gradilla del baño maría durante 4 minutos, agitándolos de vez en cuando sin sacarlos del agua.

• Al cabo de los 4 minutos, anota el color de cada tubo (= Color final) en el Cuadro I que aparece en la página 7

PRACTICA 2.- DIFERENCIACIÓN ENTRE ALDOSAS Y CETOSAS

Objetivo • Tienes dos sustancias desconocidas, a las que vas a denominar sustancias

problema D y E. Vas a tratar de averiguar si alguna de ellas es una aldosa o una cetosa

Material necesario

Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Vasos de precipitados * Baño maría * Bomba de pipetear * Gradilla * Pipeta

* Cuentagotas

- Productos químicos y reactivos:

* Sustancia problema D * Sustancia problema E * Agua destilada * Reactivo de Selivanoff

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Procedimiento • Toma 3 tubos de ensayo a los que numerarás (0, 1 y 2), para poner en

cada uno de ellos lo siguiente:

- Tubo 0 → 3 mls. de reactivo de Selivanoff + 5 gotas de agua destilada (Tubo de control)

- Tubo 1 → 3 mls. de reactivo de Selivanoff + 5 gotas de la solución problema D

- Tubo 2 → 3 mls. de reactivo de Selivanoff + 5 gotas de la solución problema E


• Anota el color que tiene cada tubo (= Color inicial) en el Cuadro II que

aparece en la página 7 • Coloca los tubos en la gradilla del baño maría durante 4 minutos,

agitándolos de vez en cuando sin sacarlos del agua. • Al cabo de los 4 minutos anota el color de cada tubo (= Color final), en el

Cuadro II que aparece en la página 7

PRACTICA 3.- DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE ALMIDÓN

Objetivo • Vas a realizar un estudio sobre un polisacárido vegetal, el almidón, y

sobre su presencia en alguno de los alimentos habituales en tu dieta.

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- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Bomba de pipetear * Gradilla

* Cuentagotas * Papel absorbente * Portaobjetos

* Placa de Petri * Bisturí o cuchillo * Cubreobjetos

* Pinzas de madera * Microscopio óptico * Pipeta

* Mechero

- Productos biológicos, químicos y reactivos:

* Jamón cocido 1 * Solución de almidón al 20 % * Fehling A * Jamón cocido 2 * Acido clorhídrico diluido * Fehling B

* Patata * Agua destilada * Lugol

Procedimiento • Toma 3 tubos de ensayo a los que numerarás (1, 2 y 3), para poner en

cada uno de ellos lo siguiente:

- Tubo 1 → 2 mls. de agua destilada - Tubo 2 → 2 mls. de solución de almidón al 20 % - Tubo 3 → 2 mls. de agua destilada y el resultado de raspar

ligeramente la patata con el bisturí • A cada uno de dichos tubos añádele con el cuentagotas 1 gota de Lugol.

☛ Trata de evitar que la gota caiga resbalando por las paredes del tubo de ensayo

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• Agita los tubos para que se mezclen bien las sustancias y anota el color

que tienen dichos tubos, en el Cuadro III que aparece en la página 8 • Con el tubo 2 vas a proceder de la siguiente forma:

- Observa el color que tiene (= Color inicial) y anótalo en el Cuadro IV que aparece en la página 8

- Calienta el tubo al mechero, sujetándolo con unas pinzas de madera durante unos 15 segundos

- Observa el color que tiene (= Color calentado) y anótalo en el Cuadro IV que aparece en la página 8

- Déjalo en la gradilla hasta que se enfríe completamente y anota su color (= Color enfriado) en el Cuadro IV que aparece en la página 8

• Toma otros 3 tubos de ensayo, a los que numerarás (4, 5 y 6), para poner en cada uno de ellos lo siguiente:

- Tubo 4: 2 mls. de solución de almidón al 20 % - Tubo 5: 2 mls. de solución de almidón al 20 % - Tubo 6: 2 mls. de Fehling A y 2 mls. de Fehling B

• Con el tubo 4, vas a proceder de la siguiente forma

- Añádele el contenido del tubo 6 y caliéntalo al mechero, sujetándolo con unas pinzas de madera hasta que empiece a hervir.

- Anota el color que obtienes, en el Cuadro III que aparece en la página 8

• Con el tubo 5, vas a proceder de la siguiente forma:

- Añádele 3 mls. de ácido clorhídrico diluido y caliéntalo con mucho cuidado al mechero, sujetándolo con unas pinzas de madera hasta que empiece a hervir.

- Enfríalo perfectamente, poniéndolo bajo el grifo. - Una vez frío, con la ayuda del cuentagotas añádele 1 gota de Lugol,

procurando que caiga sin resbalar por las paredes. - Agita para que se mezclen bien las sustancias y anota el color que

obtienes en el Cuadro III que aparece en la página 8 • Con la ayuda de un cuchillo corta una laminilla, lo más delgada posible y

de pequeño tamaño, de: patata, jamón cocido 1 y jamón cocido 2.

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- Colócalas en una placa de Petri y anota el color que tienen (= Color inicial) en el Cuadro V que aparece en la página 9

- Añádeles con ayuda del cuentagotas una gota de Lugol a la superficie de las láminas que has cortado de los tres alimentos

- Al cabo de 1 minuto, anota el color que tiene cada una de dichas láminas (= Color final) en el Cuadro V que aparece en la página 9

• Raspa suavemente con el bisturí o con el cuchillo la superficie de un

trozo de patata pelada. Extiende el jugo obtenido en el centro de un portaobjetos y añádele una gota de agua destilada. Coloca encima el cubreobjetos y obsérvalo al microscopio óptico. Anota y dibuja lo que has visto, en el Cuadro VI que aparece en la página 9.

• Tras observarlo al microscopio óptico, con ayuda de un cuentagotas añádele una gota de Lugol junto a uno de los bordes del cubreobjetos y espera a que se extienda por todo el espacio que hay bajo el cubreobjetos. Absorbe el sobrante de líquido con un trozo de papel absorbente. Obsérvalo de nuevo al microscopio óptico y anota y dibuja lo que has visto, en el Cuadro VI que aparece en la página 9.


PRACTICA 1.- IDENTIFICACIÓN DE MONOSACÁRIDOS CON PODER REDUCTOR

El Fehling A es una disolución de sulfato cúprico en agua y el Fehling B es una disolución de sosa caustica (NaOH) y tartrato sódico-potásico en agua. El reactivo o licor de Fehling, resulta de la mezcla de dos soluciones,

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Fehling A y Fehling B. En este reactivo, en el que el sulfato de cobre (II) forma una solución de color azul al estar en un medio alcalino, el cobre está en estado oxidado y al ser calentado en presencia de un compuesto con poder reductor (un monosacárido, por ejemplo), se reduce a óxido de cobre (I), que forma una solución y un precipitado con una coloración rojo ladrillo.

La prueba es semicuantitativa, pues el color de la solución del tubo de ensayo, va a variar en función de la concentración del azúcar reductor en la misma. Dicha variación de color, es la que aparece esquematizada en el cuadro de la izquierda. Las reacciones que tienen lugar, son las que aparecen a continuación:

SO4Cu + NaOH → SO4Na2 + Cu(OH)2

y en presencia de calor y de un compuesto con poder reductor (por ejemplo un monosacárido con algún grupo carbonilo libre), el hidróxido cúprico se reduce a óxido cuproso, que es de color rojo:

Cu(OH)2 + [R - CHO // R - CO] → R - COOH + CuOH ↑ ↑ Grupos carbonilo

CuOH → Cu2O + H20 En dicho proceso, el cobre se ha reducido:

Cu+2 → Cu+1 (Cu+2 + 1e- → Cu+1) Esto se debe a que todos los monosacáridos y algún disacárido, tienen un grupo carbonilo (aldehído o cetona) susceptible de oxidarse (es decir, reducir a otros compuestos) y transformarse en un grupo ácido o carboxilo, lo que puede explicarse de la siguiente forma:

- En el grupo cetona, el C tiene un número de oxidación +2 (C2+O2-)

CONCENTRACIÓN DE AZÚCAR REDUCTOR

COLOR DE LA SOLUCIÓN

Y/O PRECIPITADO

0 Azul

Va en aumento

Verde Amarillo

Marrón claro Naranja rojizo

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- En el grupo aldehído, el C tiene un número de oxidación +1 (C2+O2-

H1+) y como en el grupo carboxilo, el C tiene un número de oxidación +3 (C3+O2-

O2-H1+) se producen respectivamente las siguientes oxidaciones:

C+2 → C+3 C+1 → C+3

PRACTICA 2.- DIFERENCIACIÓN ENTRE ALDOSAS Y CETOSAS

El reactivo de Selivanoff, desde el punto de vista químico, es una disolución de una sustancia orgánica denominada resorcina, en ácido clorhídrico diluido. Si un monosacárido desconocido tiene una estructura furanósica, en un medio ácido se deshidrata dando lugar a furfurol (si es una pentosa) o bien hidroximetil-furfurol (si es una hexosa). Estos compuestos, el furfurol o el hidroximetil-furfurol, van a reaccionar con dos de las moléculas de resorcina del reactivo de Selivanoff, perdiendo cada una de ellas una molécula de agua, lo que va a provocar la aparición de un compuesto de color rosádo. Esta reacción permite distinguir la fructosa de todos los demás monosacáridos y la sacarosa de todos los demás disacáridos.

PRACTICA 3.- DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE ALMIDÓN El almidón es el polisacárido de reserva de los vegetales. Es un polímero de α-D-glucopiranosa y presenta dos formas moleculares: la α-amilosa (no ramificada y que se tiñe de azul oscuro con el Lugol) y la amilopectina (ramificada y que se tiñe de rojo con el Lugol). El azul oscuro, es tan oscuro que puede parecer negro.

El Lugol es una solución de ioduro potásico e iodo metálico en agua. El iodo metálico es sólido y muy poco soluble en agua,

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pero se disuelve muy fácilmente en soluciones de ioduros alcalinos, en las que se forma el ión I3-. Este ión colorea de azul a la α-amilosa, siendo una prueba muy sensible, pues basta una pequeña cantidad del mencionado anión, para que tenga lugar la reacción.

El Lugol va a reconocer las espirales o hélice de αααα-amilosa. Al entrar en contacto la hélice de αααα-amilosa con el reactivo de Lugol, los átomos de yodo se intercalan en la hélice, formando un complejo almidón-yodo, con lo que la

disolución adquiere un color azul oscuro. La reacción que tiene lugar y que aparece representada en el esquema adjunto, es

una asociación física. Al calentar la disolución, la estructura helicoidal de la α-amilosa se rompe, porque los puentes de hidrógeno se rompen, desaparece el color azul y la disolución se vuelve incolora. Al enfriar la disolución, los puentes de hidrógeno se vuelven a formar y la disolución vuelve a adquirir el color azul.

C U E S T I O N E S

PRACTICA 1.- Identificación de monosacáridos con poder reductor

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I, que aparece a continuación,

C U A D R O I

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Tubos

Color inicial Color final

0 1 2 3

responde a las siguientes cuestiones:

1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada y reactivo de Fehling? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (2 puntos)

2) ¿Cuál o cuáles de las sustancias problema A, B y C, con las que has trabajado es/son monosacáridos?. Sea cual sea tu respuesta, razónala. (1 punto)

3) ¿Por qué has debido lavar bien la pipeta tras utilizarla con cada una de las sustancias problema? (0,5 puntos)

4) En la reacción con el reactivo de Fehling, ¿qué compuesto se oxida y que compuesto se reduce? Sea cual sea tu respuesta, razónala (1 punto)

5) ¿Cuál crees que es la razón de que utilicemos calor para esta prueba de identificación de monosacáridos con poder reductor? Sea cual sea tu respuesta, razónala (2 puntos)

6) A la vista del color final del o de los tubos donde está o están los azucares reductores, cuantifica la posible concentración de dicha solución, entre 0 y 100 % (0,5 puntos)

7) De las sustancias problema con las que has trabajado, ¿cuál de ellas es la que tienen más concentración y cuál es la que tiene menos concentración? Sea cual sea tu respuesta, justifícala (1 punto)

PRACTICA 2.- Diferenciación entre aldosas y cetosas

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro II que aparece a continuación,

C U A D R O I I Tubos


0

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1 2

responde a la siguiente cuestión:

1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay reactivo de Selivanof y agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (1 punto)

2) ¿Cuál o cuáles de las dos sustancias problema D y E es/son cetosas?. Sea cual sea tu respuesta, razónala (1 punto)

☛ Las prácticas 1 y 2 se evaluarán conjuntamente

PRACTICA 3.- Determinación de la presencia de almidón 1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de

control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

2) A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro IV que aparece a continuación,

C U A D R O I V Tubo 2

Color inicial

Color calentado

Color enfriado


2.1.- ¿Podrías explicar lo que ha ocurrido en el tubo 2, es decir, el porqué de los colores inicial, calentado y enfriado? (0,5 puntos) 2.2.- La intensidad que observas en el color de la disolución antes de calentar el tubo y después de enfriarlo, no son iguales. ¿Podrías dar una razón a dicha diferencia? (1 punto)

3) A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el

Cuadro III que aparece a continuación,

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C U A D R O I I I T U B O S D E E N S A Y O

1 2 3 4 5

Contenido

de los tubos

Color con el

Fehling

Color con

el Lugol

☛ Completa únicamente las cuadrículas en blanco del Cuadro III

responde a las cuestiones que aparecen a continuación:

3.1.- ¿Qué reacción química se habrá producido al añadir el ácido clorhídrico al almidón? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (1 punto) 3.2.- ¿Cuál será el producto resultante de la reacción anterior? Sea cual sea tu respuesta, razónala (0,5 puntos) 3.3.- Explica que ha ocurrido con el tubo número 5 y porqué es diferente de lo que ocurre en el tubo número 2. Sea cual sea tu respuesta, razónala. (1,5 puntos) 3.4.- Qué experimento harías para comprobar que el producto resultante que supones que se ha obtenido y que has señalado en la cuestión 2.2, se ha obtenido realmente. (1,5 puntos) 3.5.- Explica el resultado que has obtenido en el tubo número 4. (1 punto)

24

4) A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro V que aparece a continuación,

C U A D R O V P L A C A D E P E T R I

Color inicial Color final Patata Jamón cocido 1

Jamón cocido 2

4.1.- Interpreta los resultados de cambios de color de la patata y los 2 jamones cocidos, si los ha habido. Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos) 4.2.- Si el almidón es un polisacárido de reserva vegetal, ¿cómo explicas su presencia en un fiambre? (1 punto) 4.3.- ¿Cuál de los dos jamones cocidos (1 ó 2) es de mejor calidad? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

5) A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el

Cuadro VI elabora una interpretación de los mismos (0,5 puntos)

C U A D R O V I O B S E R V A C I O N A L M I C R O S C O P I

O O P T I C O Antes de añadir el lugol Después de añadir el lugol

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L I P I D O S

PRACTICA 1.- SOLUBILIDAD DE LÍPIDOS

Objetivo • Basándote en la solubilidad de los lípidos, vas a tratar de averiguar cuál

de las dos sustancias con las que vas a trabajar es el disolvente polar y cuál es el disolvente apolar.

Material

Para llevar a cabo la siguiente actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Cuentagotas * Pipeta * Gradilla

- Productos químicos y biológicos:

* Aceite de oliva * Agua destilada * Sudan III * Tinta china

Procedimiento • Toma 2 tubos de ensayo, a los que numerarás. En cada uno de ellos vas a

poner lo siguiente:

26

- Tubo 1 → 2 ml de aceite de oliva + 3 gotas de Sudan III - Tubo 2 → 2 ml de aceite de oliva + 3 gotas de tinta china

�

ATENCIÓN ☛ Procura que las gotas de Sudan III y de tinta china no resbalen por la pared del tubo de ensayo y caigan directamente sobre el contenido de los mismos. ☛ Usa cuentagotas distintos para el Sudan III y la tinta china

• Agita vigorosamente durante 30 segundos los dos tubos para que se

mezclen bien las sustancias • Inmediatamente de terminar de agitar los tubos, anota lo que veas

(color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo) en el Cuadro I que aparece en la página 4, así como en las siluetas (Mezcla 1) de los tubos de ensayo ① y ② que hay a continuación del Cuadro II.

• A cada tubo de ensayo le añades 2 mls de agua destilada y agita vigorosamente durante 30 segundos para que se mezclen bien las sustancias. Inmediatamente de terminar de agitar los tubos, anota lo que veas (color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo) en el Cuadro II que aparece en la página 4, así como en las siluetas (Mezcla 2 - Inicio) de los tubos de ensayo ① y ② que hay a continuación del Cuadro II.

• Deja reposar los tubos en la gradilla durante 24 horas. • Pasadas las 24 horas, observa lo que ha ocurrido y anota lo que veas

(color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo) en el Cuadro II que aparece en la página 4, así como en las siluetas (Mezcla 2 - Final) de los tubos de ensayo ① y ② que hay a continuación del Cuadro II

PRACTICA 2.- SAPONIFICACIÓN

Objetivo • Vas a tratar de obtener jabón, basándote en una de las reacciones

típicas de los ácidos grasos

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Material

Para llevar a cabo la siguiente actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Varilla de vidrio * Baño maría * Pipeta * Gradilla


* Aceite de oliva * Hidróxido sódico 20 %

Procedimiento • En un tubo de ensayo vas a poner lo siguiente:

- Tubo 1 → 2 mls. de aceite de oliva + 2 mls. de NaOH al 20 % • Agita con ayuda de una varilla de vidrio para que se mezclen bien ambas

sustancias • Observa lo que ha ocurrido en el tubo y anótalo en el Cuadro III que

aparece en la página 5, así como el aspecto y el color (= Color inicial) del contenido de dicho tubo

• Haz un dibujo de su contenido (color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo) en la silueta del tubo de ensayo ① que hay a continuación de dicho Cuadro, en la página 5

• Coloca el tubo de ensayo en la gradilla del baño maría durante 30 minutos • Pasados los 30 minutos, saca el tubo del baño maría y anota en el Cuadro

III que aparece en la página 5, todo lo que observes en dicho tubo (color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo)

• Asimismo haz un dibujo de su contenido (color, mezcla homogénea o no, fases o capas que hay en el tubo) en la silueta del tubo de ensayo ② que aparece a continuación de dicho Cuadro en la página 5

28


PRACTICA 1.- SOLUBILIDAD DE LÍPIDOS

Los lípidos son sustancias no polares o apolares, por lo que solamente se pueden disolver en líquidos no polares. Sus grupos o partes lipófilas establecen enlaces de Van der Waals con otros lípidos. Es decir, solo se disolverán y unirán a compuestos de su misma naturaleza, o lo que es lo mismo, en sustancias apolares. Todo proceso del solubilización se rige por la ley de "semejante disuelve a semejante".

PRACTICA 2.- SAPONIFICACIÓN

Algunos tipos de lípidos pueden sufrir la hidrólisis de sus enlaces ester, al ponerse en contacto con una base o álcali. A dicha reacción se le llama saponificación y conduce a la formación de sales de ácidos grasos (jabones) Los ácidos grasos se comportan como ácidos moderadamente fuertes, lo que les permite realizar reacciones de saponificación.

Las moléculas de jabón presentan simultáneamente una zona lipófila o

hidrófoba, que rehuye el contacto con el agua y una zona hidrófila o lipófoba

Aceit

29

(polar), que se orienta hacia ella, es decir, tiene un comportamiento anfipático.

La parte hidrófila de la molécula del jabón se ioniza, quedando el

grupo carboxilo con carga eléctrica negativa ( - COO- ), lo que le permite establecer atracciones de tipo eléctrico con las moléculas de agua y otras sustancias polares. La parte lipófila de la molécula del jabón, es decir, la cadena hidrocarbonada alifática, es capaz de establecer enlaces de Van der Waals con otras zonas lipófilas o con otras moléculas lipófilas

Gracias a este comportamiento anfipático, los jabones se disuelven en

agua dando lugar a micelas monocapas o a micelas bicapa si engloba agua en su interior. Pueden tener un efecto espumante, cuando la micela atrapa aire y un efecto emulsionante o detergente cuando una micela contiene gotitas de lípidos.

C U E S T I O N E S

PRACTICA 1.- Solubilidad de lípidos

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadros I y II, así como en los dibujos que has hecho en las siluetas de los tubos de ensayo, que aparecen a continuación:

C U A D R O I Tubos de ensayo

Contenido Resultados

1

2 mls de aceite +

3 gotas de Sudan III

2

2 mls de aceite +

3 gotas de tinta china

C U A D R O I I Tubos Contenido Resultados

30

de ensayo

Tras la agitación Transcurridas 24 horas

1

2 mls de aceite +

3 gotas de Sudan III

+ 2 mls. de agua

2

2 mls de aceite +

3 gotas de tinta china +

2 mls. de agua

Mezcla 1 Mezcla 2 - Inicio Mezcla 2 - Final

Silueta ① Silueta ② Silueta ① Silueta ② Silueta ① Silueta ② responde a las siguientes cuestiones:

1) De los 2 colorantes que has utilizado, ¿cuál es el polar y cuál es el apolar? Sea cual sea tu respuesta, razónala (2 puntos)

2) ¿Cómo harías para reconocer la presencia de un lípido en una disolución desconocida? Sea cual sea tu respuesta, razónala (1 punto)

3) ¿Explica qué ha ocurrido en los tubos de ensayo cuando has añadido 2 mls de agua? Sea cual sea tu respuesta, razónala (1 punto)

4) ¿Por qué has utilizado 2 cuentagotas diferentes para el sudan III y la tinta china?

31

PRACTICA 2.- Saponificación

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el

Cuadro II y en los dibujos que has hecho en las siluetas de los tubos de ensayo, que aparecen a continuación:

C U A D R O I I I Color y aspecto

inicial Tubo de ensayo a los 30

minutos

Silueta ① Silueta ②


1) ¿Cuál es el color inicial del tubo de ensayo y por qué dicha disolución tiene dicho color? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

2) A partir de los resultados obtenidos:

2.1.- ¿Qué tipo de sustancia hay en cada una de las fases o capas que se observan en el tubo de ensayo?

32

2.2.- ¿Cuál es la causa de que se dé dicha distribución? Sean cuales sean tus respuestas, razónalas (2 puntos)

3) Explica cuál es la causa de que los jabones sean capaces de quitar las manchas de grasa (3 puntos)

4) ¿Por qué no se unen las micelas entre sí? (0,5 puntos)

☛☛☛☛ Las prácticas 1 y 2 se evalúan conjuntamente

P R O T E Í N A S

PRACTICA 1.- RECONOCIMIENTO DE PROTEÍNAS

Objetivo • Vas a tratar de averiguar en cuál de las dos sustancias problema de las

que dispones (A y B), hay proteínas.

Material necesario Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del si-guiente material:

- De laboratorio: * Tubos de ensayo * Pipeta * Gradilla * Bomba de pipetear


* Sustancia problema A * Sustancia problema B

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* Sulfato cúprico 0,01 M * Hidróxido sódico 20%

Procedimiento • En un tubo de ensayo (Tubo M), pon 6 mls. de sosa caústica (NaOH) al 20

%, al que añadirás 1 ml de sulfato cúprico 0,01 M. Agita el tubo para que se mezclen bien ambas sustancias, tras lo que ha de aparecer una mezcla de color azul uniforme. A esta mezcla se la denomina reactivo del Biuret. Deja dicho tubo en la gradilla, hasta que lo necesites.

• Anota el color (= Color inicial) que tienen las sustancias que vas a poner en los tubos de ensayo, en el Cuadro I que aparece en la página 9

• Toma dos tubos de ensayo, a los que numerarás (0, 1 y 2). En cada uno de ellos, vas a poner lo siguiente:

- Tubo 0 → 2 mls de agua destilada + 2 mls. del tubo M - Tubo 1 → 2 mls. de sustancia problema A + 2 mls. del

tubo M - Tubo 2 → 2 mls. de sustancia problema B + 2 mls. del tubo

M


• Si hay algún cambio de color en ambos tubos (= Color final), anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 9

PRACTICA 2.- IDENTIFICACIÓN DE AMINOÁCIDOS AZUFRADOS

Objetivo

34

• Vas a tratar de averiguar si en alguna de las dos sustancias problema de las que dispones (C y D) hay aminoácidos azufrados, es decir, si hay aminoácidos con átomos de azufre en su composición química.


- De laboratorio: * Tubos de ensayo * Baño maría * Cuentagotas * Pipeta * Gradilla * Bomba de pipetear


* Sustancia problema C * Sustancia problema D * Acetato de plomo 0,5 M * Hidróxido sódico 20%

Procedimiento • Toma tres tubos de ensayo, a los que numerarás (3 y 4). En cada uno de

ellos, vas a poner lo siguiente:

- Tubo 0 → 1 ml de agua destilada + 3 gotas de sosa caustica (NaOH) al 20 %

- Tubo 3 → 1 ml. de sustancia problema C + 3 gotas de sosa caústica (NaOH) al 20 %

- Tubo 4 → 1 ml. de sustancia problema D + 3 gotas de sosa caústica (NaOH) al 20 %

☛ Lava perfectamente la pipeta tras cada uso

35

☛ Agita con mucho cuidado los 3 tubos para que se mezclen bien las sustancias ☛ Procura que las gotas no resbalen por las paredes de los tubos de ensayo

• Anota su color (= Color inicial) en el Cuadro II que aparece en la pagina 9 • Pon los tubos de ensayo en la gradilla del baño maría durante 5 minutos,

agitándolos de vez en cuando, pero sin sacarlos del agua. • Transcurridos los 5 minutos saca los tubos del baño maría y enfríalos

completamente, poniéndolos bajo el grifo. • Una vez perfectamente fríos, añade con el cuentagotas 5 gotas de

acetato de plomo 0,5 M a cada tubo de ensayo y agítalos para que se mezclen bien las sustancias. Procura que las gotas no resbalen por las paredes de los tubos de ensayo

• Puede ser que aparezca un precipitado o una coloración (= Color final), lo que anotarás en el Cuadro II que aparece en la página 9

PRACTICA 3.- IDENTIFICACIÓN DE AMINOÁCIDOS AROMÁTICOS

Objetivo • Vas a tratar de averiguar si en alguna de las sustancias problema de las

que dispones (E y F), hay aminoácidos aromáticos, es decir, si hay aminoácidos que tienen un anillo bencénico en su composición química.


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- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Baño maría * Gradilla * Bomba de pipetear * Pipeta

- Productos químicos y biológicos: * Sustancia problema E * Sustancia problema F * Ácido nítrico * Hidróxido amónico concentrado

Procedimiento • Toma 3 tubos de ensayo, a los que numerarás (0, 5 y 6). En cada uno de

ellos vas a poner lo siguiente:

- Tubo 0 → 3 mls de agua destilada + 1 ml de ácido nítrico - Tubo 5 → 3 mls. de sustancia problema E + 1 ml. de ácido

nítrico - Tubo 6 → 3 mls. de sustancia problema F + 1 ml. de ácido

nítrico

☛ Lava perfectamente la pipeta tras cada uso ☛ Agita con mucho cuidado los 3 tubos para que se mezclen bien las sustancias

• Anota su color (= Color inicial) en el Cuadro III que aparece en la página 9 • Coloca los 3 tubos de ensayo en la gradilla del baño maría durante 5

minutos, agitándolos de vez en cuando, pero sin sacarlos del agua. • Transcurridos los 5 minutos, saca los tubos del baño maría y enfríalos

poniéndolos bajo el grifo • Una vez perfectamente fríos, añade con la pipeta 5 gotas de hidróxido

amónico concentrado a cada tubo de ensayo. Agítalos para que se mezclen bien todas las sustancias. Procura que las gotas no resbalen por las paredes de los tubos de ensayo.

• Anota el color ambos tubos de ensayo (= Color final), en el Cuadro III, que aparece en la página 9

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PRACTICA 4.- CUANTIFICACIÓN DE PROTEÍNAS

Objetivo • Vas a tratar de averiguar la concentración de proteínas que hay en una

solución problema y cuyo valor obviamente desconoces.


- De laboratorio: * Tubos de ensayo * Fotocolorímetro * Pipeta * Varilla de vidrio * Tubos de fotocolorímetro * Gradilla * Bomba de pipetear * Vaso de precipitados


* Sustancia proteica A * Sustancia problema B * Agua destilada * Hidróxido sódico al 20 % * Sulfato cúprico 0,01 M * Reactivo de Biuret

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Procedimiento • Vas a partir de la sustancia proteica A, una solución de una proteína

(albúmina comercial) y de concentración conocida. La concentración, a la que vamos a denominar Ci (= Concentración inicial), es de 10 mg/ml.

• En 4 tubos de ensayo, a los que numerarás (1, 2, 3 y 4), vas a poner los volúmenes de Ci y de agua destilada que aparecen en el Cuadro IV, de forma que tengas 1 ml como volumen final en cada uno de dichos tubos de ensayo:

C U A D R O I V Tubos

C f D Volumen de C i

Agua destilada

1 2 3 4

10 mg/ml 5 mg/ml 2 mg/ml 0 mg/ml

1 1/2 1/5 0

1 ml 0,5 ml 0,2 ml 0 ml

0 ml 0,5 ml 0,8 ml 1 ml

- C f = Concentración final de albúmina que queremos

obtener - D = Dilución de la solución ( = C f / C i)


• En otro tubo de ensayo (Tubo 5) vas a poner 1 ml de la sustancia problema

proteica B, cuya concentración es desconocida • A continuación añade 2 ml del reactivo de Biuret que tienes en el vaso de

precipitados, a cada uno de los 5 tubos de ensayo que tienes y agítalos para que se mezclen bien todas las sustancias. Todos los tubos, por tanto, deberán tener 3 ml de contenido.

• Deja los tubos reposar durante 20 minutos en la gradilla encima de la mesa

• Toma 5 tubos de fotocolorímetro a los que numerarás (1, 2, 3, 4 y 5) • Pasados los 20 minutos, pasa el contenido de los 5 tubos de ensayo a los 5

tubos de fotocolorímetro, es decir:

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- Contenido del tubo de ensayo 1, al tubo del fotocolorímetro 1 - Contenido del tubo de ensayo 2, al tubo del fotocolorímetro 2 - Contenido del tubo de ensayo 3, al tubo del fotocolorímetro 3 - Contenido del tubo de ensayo 4, al tubo del fotocolorímetro 4 - Contenido del tubo de ensayo 5, al tubo del fotocolorímetro 5

• Al fotocolorímetro, se le ajustará la longitud de onda del haz de luz a 570

nm • Con el contenido del tubo de ensayo 4, el que vas a utilizar como tubo de

control (Agua destilada + Biuret) se ajusta el cero de la absorbancia en el fotocolorímetro.

• Una vez ajustado el fotocolorímetro, vas midiendo la absorbancia de todos los tubos en orden de menor a mayor concentración, es decir, en el orden que muestra el Cuadro V que aparece en la página 10. Los valores que se van obteniendo, los irás anotando en dicho Cuadro V.

40


PRACTICA 1.- Reconocimiento de proteínas La prueba que has realizado se denomina reacción del Biuret y es típica del enlace peptídico (-COHN -). El reactivo del Biuret, de color azul claro, es el compuesto que has obtenido en el tubo M y es una mezcla de hidróxido sódico y sulfato cúprico.

Es una reacción específica de

las proteínas, siempre y cuando estas tengan al menos, 2 uniones o enlaces peptídicos, bien unidos directamente o bien por medio de un átomo de C o

de N intermedio. Por esto, los dipéptidos y los aminoácidos no dan positiva esta reacción, a excepción de la histidina, la

serina y la treonina.

El álcali o base del reactivo de Biuret (el NaOH), hidroliza la proteína en fragmentos. En estos fragmentos hay enlaces peptídicos (-COHN-), que al contactar con el Cu(II) del sulfato de cobre y con los pares de electrones sin compartir del N del péptido, forma complejos de coordinación, como el de la formula que aparece más arriba, que tiene un color más o menos rojizo o violeta.

41

Estos complejos de coordinación coloreados, se forman por la unión del cobre del sulfato cúprico del reactivo del Biuret y el N de dos enlaces peptídicos consecutivos de dos cadenas polipeptídicas próximas. Por tanto, el péptido más pequeño que se puede detectar con esta reacción es un tripeptido.

PRACTICA 2.- Identificación de aminoácidos azufrados Existen proteínas que en su composición, tienen aminoácidos azufrados, tales como la cisteina y la metionina. En la cisteína hay grupos sulfidrilo (-SH), que van a servir para formar unos enlaces covalentes, los puentes disulfuro, que son los que ayudan a formar y mantener la estructura terciaria de los péptidos. El calor va a romper los puentes disulfuro y estas moléculas de azufre, van a formar sulfuro sódico al calentar los aminoácidos con sosa caústica (NaOH). Este sulfuro sódico, al reaccionar con el acetato de plomo, va a producir una coloración y/o un precipitado de color oscuro o negro, el sulfuro de plomo.

PRACTICA 3.- Identificación de aminoácidos aromáticos Existen proteínas que en su composición tienen aminoácidos aromáticos, tales como la tirosina, fenilalanina o triptófano, que tienen un anillo bencénico o fenólico en su formula química. El anillo bencénico o fenólico de estos aminoácidos, con el ácido nítrico forma un compuesto nitroderivado, por medio de un proceso al que se le denomina nitración. Estos compuestos nitroderivados son muy poco solubles en agua y tienen un color amarillento La nitración de los compuestos aromáticos por el ácido nítrico concentrado, es debida a la sustitución electrofílica de un hidrógeno (un

42

protón) del núcleo bencénico por el ion nitrónio (- NO2+) existente en el ácido

nítrico y que se forma por el proceso: 2 NO3H → NO3H2

+ + NO3- → NO2

+ + H2O + H+

por lo que el proceso del nitración puede representarse por tanto por la

reacción: El grupo nitro de estos compuestos, se puede reducir por medio de un agente reductor, uno de los cuales son las bases o álcalis. En los compuestos nitroderivados, el grupo nitro está fuertemente unido al núcleo bencénico y su reacción más importante es la reducción por medio de diversos agentes reductores. Si reaccionan con uno de ellos, se produce la aparición de un color que varía desde el ligeramente anaranjado al anaranjado intenso. Como consecuencia de la aparición de una coloración amarillo-anaranjado a lo largo de todo el proceso, a este tipo de reacción con aminoácidos aromáticos, se le denomina reacción xantoproteíca. (etimológicamente, deriva de la raíz griega xanthos, amarillo)

PRACTICA 4.- Cuantificación de proteínas Para conocer la concentración que tenemos de una determinada sustancia biológica, se utilizan las denominadas reacciones fotocolorimétricas, en las que la sustancia a cuantificar sufre un cambio de coloración proporcional a la concentración de la misma, al unirse a un reactivo dado, de forma que se puede valorar o cuantificar ese cambio de color. Esto implica la existencia de una relación entre la cantidad de sustancia y la intensidad del color. Para observar esta relación, necesitamos un aparato especial, el espectrofotómetro, fotocolorímetro o colorímetro, que cuantifica la intensidad del color y le asigna un valor numérico.

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Los métodos espectroscópicos se basan en la medida de la intensidad y de la longitud de onda de la radiación electromagnética en su interacción con la materia. El espectro de absorción de la radiación electromagnética en la región visible (entre 400 y 700 nm) se debe a transiciones entre estados de baja energía y niveles energéticos superiores (estado excitado) de los electrones de la capa externa de las moléculas de dicha sustancia.

Cuando un haz de luz monocromática pasa a través de un medio se registra una cierta perdida de intensidad, debido a una absorción por parte de la sustancia. Esta absorción va a depender, en principio, de la naturaleza de la sustancia, es decir, de su composición y del recorrido de la luz a través de la sustancia. Cuando una radiación electromagnética de intensidad I0 atraviesa una cubeta o tubo de fotocolorímetro de vidrio, con una sustancia, de espesor L (en cm) y de concentración c (en molaridad), una parte de la radiación es absorbida por la muestra y otra parte es transmitida con la intensidad I, lo que viene expresado por la formula:

I = I0 · 10-εLc

Esta ecuación se conoce como Ley de Beer-Lambert, puesto que relaciona la absorción de radiación con la concentración de la muestra (Ley de Beer) y el espesor de la misma (Ley de Lambert), es decir, demuestra que la absorción de la luz transmitida, depende de la concentración. En dicha ecuación, cada una de las letras significa:

I0 → Intensidad de la luz monocromática incidente I → Intensidad de la luz recibida en el medidor

L → Grosor de la cubeta que contiene la muestra de la sustancia problema y que es de 1 cm.

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ε → Coeficiente de extinción molar, que va a depender de la sustancia que tengamos en la cubeta c → Concentración de la muestra de sustancia problema que tenemos en la cubeta

y hay que tener en cuenta que siempre va a ocurrir:

I < I0 ya que parte de la luz monocromática es absorbida, reflejada y dispersada por la muestra que tenemos en la cubeta, tal como aparece reflejado en el esquema de arriba. Cualquier sustancia coloreada absorbe a una determinada longitud de onda, por lo que previamente a la medición, hay que seleccionar en el colorímetro la longitud de onda a la que queremos medir, que en nuestro caso va a ser de 570 nm.

C U E S T I O N E S PRÁCTICA 1.- Reconocimiento de proteínas

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A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I que aparece a continuación,

C U A D R O I Tubos

Sustancia problema


0

Agua destilada

1

Sustancia A

2

Sustancia B


1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

2) ¿Cuál de las sustancias problema con la que has trabajado, es una proteína?. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (1,5 puntos)

PRACTICA 2.- Identificación de aminoácidos azufrados A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro II que aparece a continuación,

C U A D R O I I Tubos

Sustancia problema


0

Agua destilada

3

Sustancia C

4

Sustancia D


46

1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

2) ¿Cuál de las sustancias problema con la que has trabajado, tiene aminoácidos azufrados. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (1 punto)

3) ¿Qué ocurriría si te lavaras la cabeza con agua muy caliente y un champú excesivamente alcalino? Sea cual sea tu respuesta justifícala. (1,5 puntos)

PRÁCTICA 3.- Identificación de aminoácidos aromáticos A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro III que aparece a continuación,

C U A D R O I I I Tubos

Sustancia problema


0

Agua destilada

5

Sustancia E

6

Sustancia F

responde a la siguiente cuestión: 1) ¿Cuál crees que es la finalidad de que utilices el tubo 0 o tubo de

control, en el que solamente hay agua destilada? Sea cual sea tu respuesta, razónala. (0,5 puntos)

2) ¿Cuál de las sustancias problema con la que has trabajado, tiene aminoácidos aromáticos. Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (1 punto)

3) Si tocas con tus dedos el ácido nítrico, la piel de tus dedos va a adquirir una tonalidad amarillenta. ¿podrías explicar por qué? Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (1,5 puntos)

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PRÁCTICA 4.- Cuantificación de proteínas A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro V que aparece a continuación,

C U A D R O V

Tubos

Absorbancia

4 0 (Tubo de control)

3 2 1 5

responde a las siguientes cuestiones: 1) En la hoja de papel milimetrado que aparece a continuación, construye un

sistema de coordenadas en el que vas a situar:

- En el eje de abcisas → La concentración en mg/ml (= volumen de Ci del Cuadro IV)

- En el eje de ordenadas → La absorbancia (Cuadro V)

Obtén lo que se denomina la "recta patrón", con los valores que has leído en el fotocolorímetro para los tubos de ensayo 1, 2 y 3.

2) Utilizando la recta patrón que has construido en la cuestión anterior,

averigua cuál es la concentración de proteínas de la solución problema proteica B que tienes en el tubo de ensayo/fotocolorímetro 5. Sea cual sea el valor que obtengas, razona tu respuesta. (2 puntos)

48

E N Z I M A S PRACTICA 1.- RECONOCIMIENTO DE LA CATALASA

Objetivo

• Vas a tratar de averiguar si en dos materiales biológicos, uno de origen

animal y otro de origen vegetal, existe una enzima denominada catalasa.

Material Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Cuchillo o bisturí * Pipeta * Pinzas de madera * Tubos de ensayo * Mechero * Varilla de vidrio


* Material biológico de origen animal * Agua destilada * Material biológico de origen vegetal * Agua oxigenada

Procedimiento • Toma 5 tubos de ensayo, a los que numerarás (0, 1, 2, 3 y 4). • El tubo 0 es el que vas a usar como tubo de control y en él, vas a poner lo

siguiente:

49

- Tubo 0 → 2 mls. de agua destilada + 2 mls de agua oxigenada

• Agita para que se mezclen bien ambas sustancias. Observa lo que ocurre

y anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 6 • Con el material de origen animal, vas a proceder de la siguiente forma:

- Corta unos 4 - 5 trocitos de un tamaño adecuado para que quepan

bien por la boca de un tubo de ensayo e introdúcelos hasta el fondo del tubo de ensayo número 1, con la ayuda de la varilla de vidrio si fuera necesario

- Haz lo mismo con el tubo de ensayo número 2 • Con el material de origen vegetal, vas a proceder de la siguiente forma:

- Corta unos 4 - 5 trocitos de un tamaño adecuado para que quepan bien por la boca de un tubo de ensayo e introdúcelos hasta el fondo del tubo de ensayo número 3, con la ayuda de la varilla de vidrio si fuera necesario

- Haz lo mismo con el tubo de ensayo número 4 • A los tubos de ensayo 1 y 3, añádeles 5 mls. de agua destilada y con la

ayuda de las pinzas de madera, ponlos en la llama de tu mechero hasta que hierva el agua, procurando que no salga “disparada” por la boca del tubo durante su cocción.

• Deja que hierva el agua durante unos 10 segundos. Tras la cocción, pon los tubos de ensayo bajo el grifo para que se enfríen bien. Una vez completamente fríos, tira el agua en el que han cocido los materiales biológicos.

• Uno por uno, con los 4 tubos de ensayo, vas a proceder de la siguiente forma,

- Tubo 1 → Añádele 1 ml de agua oxigenada, observa lo que ocurre y

anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 6 - Tubo 2 → Añádele 1 ml de agua oxigenada, observa lo que ocurre

y anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 6 - Tubo 3 → Añádele 1 ml de agua oxigenada, observa lo que ocurre

y anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 6 - Tubo 4 → Añádele 1 ml de agua oxigenada, observa lo que ocurre

y anótalo en el Cuadro I que aparece en la página 6

50

PRACTICA 2.- EFECTO DEL pH SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMATICA

Objetivo • Vas a investigar el efecto que tiene la variación del pH sobre la actividad

de la ptialina, una enzima presente en la saliva.


- De laboratorio: * Tubos de ensayo * Gradilla * Pipeta * Cuentagotas

- Productos biológicos y químicos:

* Solución A * Lugol * Agua destilada * Acido clorhídrico

Procedimiento • Toma 3 tubos de ensayo, a los que numerarás (0, 1 y 2). • El tubo 0 es el que vas a usar como tubo de control y en él, vas a poner lo

siguiente:

- Tubo 0 → 1 ml. de solución A + 1 mls de agua destilada • Agita para que se mezclen bien ambas sustancias. Observa lo que ocurre

y anótalo en el Cuadro II que aparece en la página 7 y colócalo en la gradilla

• Con los tubos de ensayo 1 y 2, vas a proceder de la siguiente forma

51

- Añádeles 1 ml de agua destilada y marca con el Edding una línea en los tubos, hasta donde llega dicho mililitro de agua. Tira el agua destilada a la pileta.

- Comienza a llenar de saliva ambos tubos, hasta que llegue a la marca que has hecho en su exterior

☛ Ha de llegar la saliva líquida hasta dicha marca y no la "espumilla" que se va a producir. � Al tubo de ensayo número 1:

- Añádele 1 ml de la solución A y agita el tubo para que se mezclen bien las dos sustancias

- Anota el color que tiene (= Color inicial) en el Cuadro II que aparece en la página 7 y colócalo en la gradilla

� Al tubo de ensayo número 2:

- Añádele 1 ml. de ácido clorhídrico y agita el tubo con cuidado durante unos 30 segundos, para que se mezclen bien ambas sustancias

- A continuación añádele 1 ml. de solución A y agita el tubo para que se mezclen bien todas las sustancias

- Anota el color que tiene (= Color inicial) en el Cuadro II que aparece en la página 7 y colócalo en la gradilla.

• Deja reposar durante 10 minutos los 3 tubos en la gradilla. • Pasados los 10 minutos, vas a realizar a los 3 tubos de ensayo la prueba

del Lugol, para lo que procederás de la siguiente forma:

- El Lugol lo vas a ir añadiendo gota a gota con la ayuda de un cuentagotas. Procura que el Lugol caiga directamente sobre el liquido y que no baje resbalando por las paredes del tubo de ensayo

- Tras añadir la primera gota de Lugol, agita el tubo y observa si te da positiva dicha prueba

- Si no te da positiva, añade una segunda gota y vuelve a agitar para ver si te sale positiva

- Repite este proceso hasta que te de positivo - Si tras echar 10 gotas no has obtenido un resultado positivo, no

sigas echando más Lugol

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• Los resultados que obtengas (= Color final), anótalos en el Cuadro II que aparece en la página 7

PRACTICA 3.- ACTIVIDAD DE LAS DESHIDROGENASAS

Objetivo • Vas a tratar de averiguar si existe actividad de las enzimas

deshidrogenasas en la levadura de panificación. (Saccharomyces cerevisiae)


- De laboratorio:

* Vaso de precipitados * Tubos de ensayo * Pipeta * Baño maría o estufa * Varilla de vidrio * Balanza * Termómetro * Pinzas de madera * Mechero


* Suspensión de levadura * Agua destilada

* Glucosa 20 % * 2,6 diclorofenol indofenol (DCPIP)

Procedimiento • Toma tres tubos de ensayo, a los que numerarás (0, 1 y 2). • En cada uno de ellos vas a colocar 4 mls. de suspensión de levadura. • Al tubo de ensayo número 2, y con la ayuda de las pinzas de madera, vas

a calentarlo en el mechero hasta que hierva la suspensión de levadura. Deberás dejar hervir el contenido del tubo de ensayo durante unos 5

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segundos, procurando que no salga “disparado” nada de su contenido por la boca del tubo durante la cocción.

☛ Si te sale "disparado" parte del contenido del tubo de ensayo durante la cocción, vuelve a colocar 4 mls. de suspensión de levadura en el tubo de ensayo y vuelve a calentarlo

• Enfría perfectamente el contenido del tubo de ensayo número 2

poniéndolo un buen rato bajo el grifo • A cada uno de los 3 tubos con los 4 mls. de suspensión de levadura, le vas

a añadir lo siguiente:

- Tubo 0 → 2 mls. de agua destilada + 1 ml de DCPIP (Tubo de control)

- Tubo 1 → 2 mls. de glucosa al 20 % + 1 ml de DCPIP - Tubo 2 → 2 mls. de glucosa al 20 % + 1 ml de DCPIP

• Agita los tres tubos para que se mezclen bien todas las sustancias.

Observa el color de los tubos ( = Color inicial) y anótalo en el Cuadro IV que aparece en la página 8

• Coloca los tubos de ensayo en el baño maría o en una estufa a 35 °C durante 5 minutos

• A los 5 minutos, saca los tubos del baño maría o de la estufa, observa su color (= Color final) y anótalo en el Cuadro IV que aparece en la página 8

F U N D A M E N T O S PRACTICA 1.- RECONOCIMIENTO DE LA CATALASA Una de las reacciones metabólicas más frecuentes son las deshidrogenaciones, procesos que están catalizados por las enzimas deshidrogenasas, pertenecientes a la clase de las oxido-reductasas y cuya acción enzimática consiste en separar y captar el hidrógeno de un sustrato determinado. Este hidrógeno captado (con lo que la enzima está reducida) va a ser transportado hasta el oxígeno molecular para formar peróxido de hidrógeno, al tiempo que se regenera la forma oxidada de las enzimas, que

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volverán a repetir de nuevo el proceso. Este proceso se puede representar por medio de las reacciones que aparecen a continuación:

Enzima - FADH2 + O2 → Enzima - FAD + H2O2

Enzima - FMNH2 + O2 → Enzima - FMN + H2O2 Como el peróxido de hidrógeno es una sustancia tóxica para las células, ha de ser destruida lo más rápidamente posible para evitar daños en las células. Esta destrucción se efectúa por medio de la enzima catalasa. Este proceso se puede representar por medio de la reacción que aparece a continuación, en la que hay desprendimiento de energía en forma de calor:

2 H2O2 → 2 H2O + O2 ↑ [ 1 ]

La enzima catalasa, es una proteína hemina o hematina (=

cromoproteína), formada por los 4 anillos pirrólicos de la porfirina, unidos al catión Fe+3, y que presente en todas las células de los organismos aerobios. Tiene un peso molecular de 240.000 daltons y está constituida por 4 cadenas polipeptídicas, cada una de las cuales está formada por 500 aminoácidos. Se encuentra contenida en unos orgánulos celulares citoplasmáticos denominados peroxisomas.

Es una enzima bisustrato, ya que utiliza el peróxido de hidrógeno al tiempo que actúa sobre otro sustrato al que oxidan con el oxígeno liberado. Su actividad también se puede detectar observando si hay un incremento de temperatura, ya que la reacción es exergónica. PRACTICA 2.- EFECTO DEL pH SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA

La actividad enzimática depende de la influencia de factores externos como la presencia de inhibidores o activadores, la fuerza iónica, la temperatura o el pH. Todos ellos deben tenerse en cuenta cuando se realizan estudios de la actividad de una enzima in vitro, como es el caso en nuestra práctica. Asimismo, in vivo, se producen situaciones que pueden afectar a la actividad de las enzimas (acidosis, alcalosis, fiebre, etc). Por ello las enzimas tienen unas condiciones óptimas de actividad que, fundamentalmente, se refieren a la temperatura, el pH y la fuerza iónica del medio.

55

Las enzimas a menudo presentan en su centro activo, grupos que

determinan su actividad según su estado de ionización, que a su vez depende de la concentración de hidrogeniones del medio. En ocasiones también los sustratos pueden contener grupos ionizables que determinan la unión a la enzima y la posterior reacción enzimática. El pH afecta de forma importante a la actividad enzimática, ya que dicha acción transcurre entre dos velocidades límite, fuera de cuyo entorno la actividad es nula. A uno de los valores comprendidos en dicho intervalo es al que se denomina pH óptimo. Lo más frecuente es que el pH óptimo de cualquier enzima, sea bastante próximo al pH fisiológico de nuestro organismo.

La zona de pH cubierta por los diferentes enzimas es relativamente amplia, variando desde un pH de 1,5 para la pepsina, hasta 9,5-9,9 de la arginasa. Este pH óptimo puede fluctuar alrededor de una unidad en función de las características del sustrato. La ptialina es una enzima que está presente en la saliva. Pertenece al grupo de las amilasas (es una α-amilasa) y su acción consiste en iniciar la digestión química de los alimentos glucídicos en la boca. La digestión de los glúcidos va a consistir en la hidrólisis de los enlaces glucosídicos α(1 → 4) del almidón, exceptuando los más externos y próximos a las ramificaciónes. que unen las moléculas de α-D-glucopiranosa que forman la molécula de la amilosa. Cuando los alimentos una vez masticados llegan al estómago, en donde la acidez del jugo gastrico inactiva a la α-amilasa, la longitud media de la cadena del almidón se ha reducido de varios millones a menos de 8 unidades de α-D-glucopiranosas.

Su actividad molecular, es decir, el número de moléculas de sustrato transformado por una sola molécula de enzima por minuto en condiciones óptimas de temperatura, es de 1.100.000. Su pH óptimo es de 6,8 y su intervalo de actuación está entre los pHs 4 y 9.


56

El 2:6 diclorofenol indofenol (DCPIP) es una sustancia química que cambia de color cuando se reduce (es decir, cuando gana hidrógeno), lo que se puede representar como sigue:

Durante el proceso de la respiración celular, la glucosa va siendo gradualmente catabolizada (es decir, oxidada) y el hidrógeno va siendo liberado a lo largo de dicho proceso, en

varios pasos o etapas. Cada uno de dichos pasos, es catalizado por una enzima que pertenece al grupo de las

deshidrogenasas.

C U E S T I O N E S PRACTICA 1.- RECONOCIMIENTO DE LA CATALASA

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I que aparece a continuación,

C U A D R O I

Tubos

Contenido Resultados

0 • 2 mls. de agua destilada

• 2 mls. de agua oxigenada

1 • Material animal cocido

• 1 ml. de agua oxigenada

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2 • Material animal fresco


3 • Material vegetal cocido


4 • Material vegetal fresco



1) Elabora una explicación del porqué de los resultados que has obtenido en cada uno de los tubos, razonando todas las afirmaciones que hagas a lo largo de tu explicación (2,5 puntos)

2) ¿Se puede afirmar a la vista de los resultados que has obtenido, que los materiales biológicos de origen animal y vegetal responden de forma diferente? Sea cual sea tu respuesta, razónala.(3 puntos)

3) ¿Por qué se desprenden burbujas? ¿Cuál es el gas que forma dichas burbujas?(1 punto)

4) Explica un par de formas de demostrar que ese gas que se desprende es el que tu dices. (3,5 puntos)

PRACTICA 2.- EFECTO DEL pH SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMATICA

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro II, que aparece a continuación,

C U A D R O I I

Tubos

Contenido inicial de los

tubos

Color inicial

Nº gotas Lugol

Color final

0

• 1 ml. solución A

• 1 ml. agua destilada

1

• 1 ml. de saliva

• 1 ml.

58

solución A 2

• 1 ml. de saliva

• 1 ml. de ClH • 1 ml.

solución A


1) Elabora una explicación razonada a los resultados que has obtenido en

cada uno de los tubos. Si no justificas tu explicación no se le asignará puntuación alguna a tu respuesta. (3 puntos)

2) Resuelve el siguiente problema → En un tubo de ensayo has colocado

1 ml del contenido del tubo 1, antes de añadirle gota a gota el Lugol. Le vas a añadir 0,5 ml. de Fehling A y 0,5 ml. de Fehling B. Agitas el tubo para que se mezclen bien todas las sustancias y lo introduces durante 5 minutos en el baño maría.

Los resultados que piensas que vas a obtener, anótalos en el cuadro que aparece a continuación:

Tubo

Contenido del tubo Color inicial Color final

1

…………………………… 0,5 mls Fehling A

+ 0,5 mls Fehling B

(Rellena el espacio de puntos que hay en la columna de Contenido del tubo) Elabora una explicación razonada a los resultados que piensas

que vas a obtener. Si no justificas tu explicación no se le asignará puntuación alguna a tu respuesta. (2 puntos)

3) Si repites el proceso expuesto en la cuestión 2, con el contenido del tubo

de ensayo número 0, ¿el resultado será igual o diferente? Elabora una explicación razonada. (1 punto)

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Tubo


0

…………………………… 0,5 mls Fehling A

+ 0,5 mls Fehling B

(Rellena el espacio de puntos que hay en la columna de Contenido del tubo)

4) Si repites el proceso expuesto en la cuestión 2, con el contenido del tubo

de ensayo número 2, ¿el resultado será igual o diferente? Elabora una explicación razonada. (2 puntos)

Tubo


2

…………………………… 0,5 mls Fehling A

+ 0,5 mls Fehling B

(Rellena el espacio de puntos que hay en la columna de Contenido del tubo)


A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro IV, que aparece a continuación.

C U A D R O I V Tubos

Contenido de los tubos


0 • 2 mls agua destilada

• 1 ml. DCPIP

1 • 2 mls. glucosa • 1 ml. DCPIP

2 • 2 mls. glucosa

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• 1 ml. DCPIP responde a la siguiente cuestión:

1) Elabora una explicación razonada de los resultados que has obtenido para los 3 tubos de ensayo. Si no justificas tu explicación no se le asignará puntuación alguna a tu respuesta. (2 puntos)

☛ Las prácticas 2 y 3 se evaluarán conjuntamente

C I T O L O G Í A PRACTICA 1.- OBSERVACIÓN DE CROMOPLASTOS

Objetivo

• Vas a tratar de observar el aspecto que presentan al microscopio óptico

(MO) los cromoplástos del tomate.

Material

Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del

siguiente material:

- De laboratorio:

* Portaobjetos * Pinzas * Tijeras * Papel de filtro * Cubreobjetos * Cuchilla * Cuchillo o bisturí * Microscopio óptico


61

* Tomate

Procedimiento

• Toma un portaobjetos y lávalo con agua y

jabón. Sécalo perfectamente sin tocarlo con los dedos.

• Haz dos líneas verticales en el portaobjetos con el Edding de forma que dividas su superficie en 3 zonas o campos. Numéralos tal como aparecen en la figura 1

• Parte un tomate por la mitad, y con la ayuda de pinzas y tijeras, quítale la piel a un trozo de una de las dos mitades

• Corta un trocito de aproximadamente 1 mm de espesor con ayuda de la cuchilla, justo debajo de la piel que quitaste del fruto (Zona 1 de la figura 2):

- Deposita dicha muestra en el centro

del área 1 del portaobjetos • Corta un trocito de aproximadamente 1 mm de espesor con ayuda de la

cuchilla, en el centro de la pared externa del tomate (Zona 2 de la figura 2):

- Deposita dicha muestra en el centro del área 2 del portaobjetos

• Corta un trocito de aproximadamente 1 mm de espesor con ayuda de la

cuchilla en la pulpa (Zona 3 de la figura 2):

- Deposita dicha muestra en el centro del área 3 del portaobjetos

• Coloca 3 cubreobjetos, uno sobre cada muestra, agarrándolos por los bordes, para evitar que la grasa de la piel quede adherida al cristal

• Apoya el portaobjetos sobre la mesa y coloca un trocito de papel de filtro sobre el cubreobjetos de la área 1 y realiza un squash, es decir, presiona con el dedo lentamente y con suavidad, para lograr aplastar la muestra de tomate

• Realiza el squash de la misma forma con las muestras de las áreas 2 y 3 del portaobjetos

Figura

Figura 2

62

• Coloca el portaobjetos al MO y utiliza en primer lugar el objetivo de menor aumento, empezando a observar en el área 2. Localiza una zona del tomate en la que las células aparezcan lo más separadas posibles.

• Pon el objetivo de aumento mediano, observa lo que aparece y dibuja lo que ves en el circulo denominado Area 2, que aparece a continuación

• Repite el mismo proceso con el área 1 y con el área 3 PRACTICA 2.- OBSERVACIÓN DE INCLUSIONES CITOPLASMÁTICAS Objetivo

• Vas a tratar de observar el aspecto que presentan al microscopio óptico

un tipo de inclusiones citoplasmáticas de las células de la cebolla. Material

Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del

siguiente material:

- De laboratorio:

* Portaobjetos * Pinzas * Tijeras * Agua destilada * Cubreobjetos * Bisturí * Microscopio óptico * Cuentagotas * Cuchilla


Area 1 Area 2 Área 3

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* Cebolla Procedimiento

• Toma un portaobjetos y lávalo con agua y jabón. Sécalo perfectamente

sin tocarlo con los dedos para evitar que la grasa de la piel quede adherida al cristal

• Corta con las tijeras un trocito de 1 cm2 aproximadamente de una de las hojas coriaceas externas de un bulbo de cebolla y sitúalo en el centro del portobjetos

• Añádele una gota de agua con el cuentagotas y coloca un cubreobjetos sobre la muestra agarrándole por los bordes, para evitar que la grasa de la piel quede adherida al cristal

• Enfoca inicialmente con el objetivo de menor aumento y luego pasa al objetivo de mayor aumento

• Busca cristales de forma poliédrica transparente y dibújalos en el circulo que aparece a continuación

F U N D A M E N T O S PRACTICA 1 .- OBSERVACIÓN DE CROMOPLÁSTOS

La técnica del squash consiste en presionar con el dedo lentamente y con suavidad, para lograr que las células se separen lo más posible,

64

deslizándose unas sobre otras pero sin romperse. Al separarse las células conseguiremos verlas con más facilidad así como poder ver algo de su contenido citoplasmático.

• Preparación microscópica del área 2 del portaobjetos: - El núcleo, puede llegar a distinguirse por ser un corpúsculo de

aspecto y tamaño único en su clase dentro del citoplasma de la célula

- Se pueden ver algunos gránulos de almidón de forma arriñonada - Se pueden ver grandes vacuolas incoloras, que se verán mejor en

las células que estén menos alteradas, tras la realización del squash

- Los cromoplastos, aparecen como pequeños gránulos, del tamaño de la punta de un alfiler, sueltos por el citoplasma o en grupos más o menos grandes, frecuentemente alrededor del núcleo. Cada cromoplasto, a mayor aumento, tiene el aspecto de una esfera incolora, que contiene pequeñas agujas incoloras del carotenoide licopeno cristalizado. Estas agujas son las que confieren al tomate su color rojo.

• Preparación microscópica del área 3 del portaobjetos: - Los cromoplastos sufren un proceso de degeneración, de modo que

el proceso avanza, y el contenido del cromoplasto termina por dispersarse por el citoplasma, apareciendo las agujas del licopeno libres

• Preparación microscópica del área 1 del portaobjetos: - En las partes más alejadas de las paredes del tomate, los

cromoplastos pueden observarse como esférulas, de diámetro mucho menor, completamente rojas y de contenido homogéneo, en las que son difíciles de observar las agujas de licopeno

PRACTICA 2.- OBSERVACIÓN DE INCLUSIONES CITOPLASMÁTICAS

Las hojas coriáceas de la cebolla, son las más externas, están desecadas y tienen poco contenido celular. Sirven de protección a las hojas internas carnosas.

65

La presencia de ácidos orgánicos es frecuente en las células vegetales y sobre todo en los parénquimas de los frutos, en algunos rizomas y bulbos y, en ciertos casos, en los jugos de todas las partes de la planta. Los ácidos se localizan unas veces en las vacuolas, otras en pelos urticantes y otras en el parénquima de las hojas. Los más frecuentes son el cítrico, el málico, el tartárico y el oxálico.

El ácido oxálico (HOOC-COOH), en presencia de sales de calcio,

forma cristales de oxalato cálcico, cuya forma es muy variada: agujas, prismas alargados y puntiagudos, asociaciones de cristales unos dentro de otros, etc.

Resulta interesante la observación de los cristales con luz polarizada.

Si dispones de polarizadores para el microscopio , colócalos sobre el ocular y bajo la platina y vuelve a observa los colores de interferencia, cruzando los polarizadores.

A N A B O L I S M O

PRACTICA 1.- CUANTIFICACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA

Objetivo

AmiloplásCristal

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• Vas a tratar de calcular la concentración de clorofila a, que hay en un extracto de pigmentos fotosintéticos obtenido a partir de hojas de espinaca.

Material necesario


- De laboratorio:

* Tubos de ensayo * Fotocolorímetro * Pipeta * Tubos de fotocolorímetro


* Hojas de espinaca * Etanol

Procedimiento

• En el vaso de precipitados P, tienes la solución de pigmentos

fotosintéticos a partir de la cual vas a realizar esta actividad práctica • En un tubo de ensayo, al que se va a denominar tubo D (D = dilución) vas a

colocar:

- 0,4 ml del contenido del vaso de precipitados P + 2,6 ml de etanol

y agítalo para que se mezclen bien ambas sustancias. Con esta mezcla has diluido el extracto de pigmentos fotosintéticos del vaso de precipitados P

• Vas a medir ahora en el fotocolorímetro la absorbancia de dicha dilución, para lo que se va a proceder de la siguiente forma:

- En un tubo de fotocolorímetro echa 5 mls de etanol y utilízalo como

tubo de control, ya que es la sustancia orgánica en la que está disuelta la clorofila

- Con el tubo de control, ajusta el cero de absorbancia del fotocolorímetro

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- Echa el contenido del tubo de ensayo D en un tubo de fotocolorímetro, para medir su absorbancia

- Se selecciona inicialmente una longitud de onda (λ = 400 nm) y se mide la densidad óptica (D. O.) o absorbancia de la dilución que has hecho. Anota su valor en el Cuadro II que aparece en la página 18.

- Repite el proceso anterior de medición de las D. O. o absorbancias a las longitudes de onda que aparecen en el Cuadro II, anotando en él sus valores

PRACTICA 2.- SEPARACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE PIGMENTOS

VEGETALES NO FOTOSINTÉTICOS POR CROMATOGRAFÍA EN PAPEL

Objetivo

• Basándote en la diferente solubilidad de los pigmentos vegetales no

fotosintéticos y en su diferente movilidad al estar disueltos en las sustancias orgánicas que forman el disolvente para cromatografía, vas a tratar de separar e identificar alguno de ellos.

Material necesario

Para llevar a cabo esta actividad práctica, necesitas disponer del si-guiente material:

- De laboratorio: * Tapón de corcho entero * Tubo de cristal * Pipeta * Tapón de corcho partido * Cuentagotas * Regla * Papel de cromatografía * Vaso de precipitados

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- Productos químicos y biológicos: * Disolvente de cromatografía * Metanol acidificado * Pétalos

Procedimiento

• En el vaso de precipitados P, tienes la solución de pigmentos

fotosintéticos o solución P, a partir de la cual vas a realizar esta actividad práctica

• Toma una tira de papel de cromatografía y haz con un portaminas una línea a 30 mm de uno de los extremos (línea 1). Marca en dicha línea el punto medio.

• Procura "manosear" el papel de cromatografía lo menos posible, ya que la grasa que tenemos en la piel interfiere el movimiento del disolvente por el papel de cromatografía

• En la cara externa del tubo de cristal, haz una marca a 15 mm del fondo y añade disolvente de cromatografía hasta dicha marca. Tapa el tubo de cristal con un tapón de corcho entero para que la atmósfera

interna del tubo se vaya saturando de vapores. Deja el tubo cerrado durante unos 10 minutos.

• En el papel de cromatografía, con un cuentagotas echa una gota de la solución P en el punto medio de la línea 1 y agita el papel para que se seque.

• Una vez seco, repite el mismo proceso 6 veces más (Has de echar 7 gotas de la solución P en total)

• Sitúa ahora el otro extremo del papel de cromatografía entre las dos mitades del tapón de corcho partido y mételo en el interior del tubo de cristal, tal como aparece en la figura 2, procurando:

- Que el papel no toque las paredes del tubo de cristal - Que el extremo inferior del papel de cromatografía, esté

sumergido en el disolvente de cromatografía, para lo que casi deberá de tocar el fondo del tubo de cristal

Tubo de cristal

Papel de cromatografía

Línea 1

Disolvente de cromatografía

Punto con extracto de pigmentos no fotosintéticos

Figura 2

69

• Deja reposar el tubo de cristal sin moverlo sobre la mesa. El disolvente de cromatografía ascenderá por el papel de cromatografía arrastrando los pigmentos no fotosintéticos que hay en la solución que has depositado en el punto medio de la línea 1.

• Cuando veas que el disolvente de cromatografía esté a 1 cm del tapón de corcho aproximadamente, saca el papel del tubo e inmediatamente marca con el portaminas la posición del frente del disolvente de cromatografía, pero no apoyes el papel de cromatografía húmedo sobre la mesa.

• Seca el papel de cromatografía agitándolo en el aire o con ayuda de un secador

• Una vez perfectamente seco el papel de cromatografía, vas a calcular para cada pigmento vegetal no fotosintético, es decir, para cada mancha de color que haya en el papel, el valor de su desplazamiento o "reparto", desde la línea 1 (segmento b), así como la distancia recorrida por el disolvente desde la línea 1 (segmento a), tal como muestra la figura 3

• Los valores que obtengas, anótalos en el Cuadro III que aparece en la página 13


PRACTICA 1.- CUANTIFICACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA Para conocer la concentración que tenemos de una determinada sustancia biológica, se utilizan las denominadas reacciones fotocolorimétricas, en las que la sustancia a cuantificar sufre un cambio de coloración proporcional a la concentración de la misma, al unirse a un reactivo dado, de forma que se puede valorar o cuantificar ese cambio de color. Esto implica la existencia de una relación entre la cantidad de sustancia y la intensidad del color. Para observar esta relación, necesitamos un aparato especial, el espectrofotómetro, fotocolorímetro o colorímetro, que cuantifica la intensidad del color y le asigna un valor numérico.

b

a

Línea

Frente del disolvente

Pigmento desconocido

Figura 3

70

Los métodos espectroscópicos se basan en la medida de la intensidad y de la longitud de onda de la radiación electromagnética en su interacción con la materia. El espectro de absorción de la radiación electromagnética en la región visible (entre 400 y 700 nm) se debe a transiciones entre estados de baja energía y niveles energéticos superiores (estado excitado) de los electrones de la capa externa de las moléculas de dicha sustancia.

Cuando un haz de luz monocromática pasa a través de una sustancia se registra una cierta perdida de intensidad, debido a una absorción por parte de dicha sustancia. Esta absorción va a depender en principio de la naturaleza de la sustancia, es decir, de su composición química y del recorrido de la luz a través de dicha sustancia. Cuando una radiación electromagnética de intensidad I0 atraviesa una cubeta con una sustancia de espesor d (en cm) y de concentración c (en molaridad), parte de la radiación es absorbida por la muestra y otra parte es transmitida con la intensidad I, lo que viene expresado por la formula:

I = I0 · 10 -εLc Esta ecuación se conoce como Ley de Beer-Lambert, puesto que relaciona la absorción de radiación con la concentración de la muestra (Ley de Beer) y el espesor de la misma (Ley de Lambert), es decir, demuestra que la absorción de la luz transmitida, depende de la concentración. En dicha ecuación, cada una de las letras significa:

I0 → Intensidad de la luz monocromática incidente I → Intensidad de la luz recibida en el medidor L → Grosor de la cubeta que contiene la muestra de la sustancia problema y que es de 1 cm.

Figura 4.- Fundamento físico del fotocolorímetro

71

ε → Coeficiente de extinción molar, que va a depender de la sustancia que tengamos en la cubeta c → Concentración de la muestra de sustancia problema que tenemos en la cubeta (en molaridad)

y hay que tener en cuenta que siempre va a ocurrir I < I0 , ya que parte de la luz monocromática es absorbida, reflejada y dispersada por la muestra que tenemos en la cubeta



La cromatografía en papel es una técnica muy útil para identificar sustancias o bien para separar e identificar los componentes de una mezcla de sustancias. Es un método de separación sencillo que requiere pequeñas cantidades de muestra y que se utiliza para identificar cualitativamente los componentes de una mezcla.

Se trata de

realizar la separación de una mezcla de sustancias, en nuestro caso, pigmentos no fotosintéticos, como resultado de la migración o movimiento de una fase móvil líquida (que en nuestro caso es el disolvente de cromatografía, que es

apolar) a través de una fase sólida fija que es polar (el papel de cromatografía). El disolvente de cromatografía (líquido formado por ácido acético glacial y ClH) asciende por el papel de cromatografía por capilaridad, como resultado de la atracción de las moléculas del disolvente con el papel y de la atracción de las moléculas del disolvente entre sí.

Movimiento del disolvente de cromatografía

Disolvente

Papel seco

Figura 5

72

A medida que el disolvente de cromatografía asciende por el papel de

cromatografía, los pigmentos no fotosintéticos son arrastrados por el disolvente a diferentes velocidades, tal como aparece en la figura 5, debido a que no tienen la misma solubilidad en dicho disolvente, a su diferencia de apolaridad y porque son frenados, en diferentes grados, por la celulosa del papel de cromatografía debido a la formación de puentes de hidrógeno. Cuánto más apolar sea un pigmento más va a avanzar por el papel de cromatografía.

Es decir, los pigmentos no fotosintéticos componentes de la mezcla se

separan o distribuyen por el papel de cromatografía en función de su "coeficiente de reparto", de forma que:

- Los pigmentos más solubles o más apolares, se moverán o "repartirán" más, es decir, recorrerán mucho espacio en el papel de cromatografía. Por esto, su coeficiente de reparto será mayor

- Los pigmentos menos solubles o menos apolares, se moverán o "repartirán" menos, es decir, recorrerán menos espacio en el papel de cromatografía. Por esto, su coeficiente de reparto será menor.

Para cuantificar este movimiento o reparto, es decir, la velocidad de desplazamiento de los diferentes pigmentos no fotosintéticos de la mezcla, se va a utilizar la fórmula que aparece a continuación:

a

bR f =

en la que: Rf → Coeficiente de reparto de los diferentes pigmentos no fotosintéticos

b → Distancia recorrida por los diferentes pigmentos, es decir, distancia a la que ha subido cada uno de los distintos pigmentos no fotosintéticos desde la línea 1 a → Distancia recorrida por el frente del disolvente, es decir, distancia a la que ha subido el disolvente de cromatografía desde la línea 1

Los colores de los vegetales, distintos del verde, se deben a la presencia de unas sustancias coloreadas a las que se denominan pigmentos vegetales no fotosintéticos. Dos tipos de estos pigmentos vegetales no

73

fotosintéticos, son los antocianos o antocianinas y las betalaínas, que se caracterizan por lo siguiente: Los antocianos o antocianinas

Son un grupo de pigmentos hidrosolubles ampliamente distribuidos entre las Angiospermas y que son los responsables de los colores azules, violetas, rojos y púrpuras de hojas, tallos, flores y frutos.

Desde el punto de vista

químico, los antocianos son

glucidos, pertenecientes a los

heterósidos, es decir, compuestos

que tienen una parte no glucídica o

aglucón (la antocianidina, que es

coloreada y cuya formula aparece

en la figura 6) y una parte glucídica, que puede estar formada por monosacáridos (galactosa,

glucosa, ramnosa o xilosa). A esta parte glucídica deben su gran solubilidad en el agua. Se

almacenan en el líquido de las vacuolas centrales de las células vegetales.

Hasta ahora, se han descubierto 8 tipos de antocianidinas, que pueden estar solas o varias juntas en una misma planta. En la estructura base de la antocianidina, se pueden añadir diversos tipos de sustituyentes, y se obtendrán distintos tipos de moléculas como son:

� En las posiciones 3, 5 y 7 (en las que hay grupos OH) se pueden

unir diversos tipos de glúcidos, por medio de enlaces glucosídicos, como son:

- Posición 3.- Siempre va a estar glucosilado (con un glúcido

unido) con un monosacárido (glucosa, galactosa o ramnosa) o con un disacárido (xilosa-glucosa, ramnosa-glucosa o glucosa-glucosa)

- Posición 5.- Algunas veces está glucosilado y cuando es así, hay una molécula de glucosa

Figura 6.- Formula química de la antocianidina

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- Posición 7.- Casi nunca está glucosilado, pero cuando lo está, hay una molécula de glucosa

� En el anillo B, en las posiciones R1 y R2 puede haber grupos

hidrógeno (H), hidroxilo (OH) o metilo (OCH3). En función de los tipos de grupos que se introduzcan y su colocación, aparecerán los diversos tipos de antocianidinas, cuyos nombres y radicales aparecen el cuadro anterior de Antocianidinas.

El color de las antocianinas varia en función de diversos factores, como son:

� Asociación con otros compuestos.- Por ejemplo, una unión con

compuestos fenólicos, habitualmente ocasiona la aparición de un color azul

� Sustitución de grupos en el anillo B de la antocianidina.- Por ejemplo, la presencia de grupos metilo en este anillo, enrojece el pigmento

� pH del citoplasma celular.- Muchas antocianinas son púrpura o azules a un pH alto y se vuelven rojizas a medida que el pH va disminuyendo. Este cambio de color dependiente del pH, resulta de la ionización de los grupos hidroxílo en el anillo B.

Las betalaínas

Son un grupo de pigmentos hidrosolubles que se encuentran localizados en 10 familias de plantas pertenecientes al Orden Cariofilales (= Centrospermae). Son los responsables de los colores rojos (la betacianina) y amarillos (la betaxantina) de raíces, tallos, hojas, flores y frutos.

Desde el punto de vista químico son

glucidos, pertenecientes a los heterósidos, es

decir, compuestos con una parte no glucídica o

aglucón (la betanidina, que es roja y cuya

formula aparece en la figura 7 ) y una parte

Figura 7.-Fórmula química de la

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glucídica, la glucosa. Al igual que las antocianinas, se almacenan en el líquido de las vacuolas

centrales de las células vegetales.

Las antocianinas y las betalaínas a pesar de ser pigmentos vegetales, no

están relacionadas entre sí, como puede deducirse de la observación de su estructura química. Así mismo, no están juntas en la misma planta, ya que una misma planta no puede sintetizar ambos tipos de pigmentos. Las antocianinas y las betalaínas pueden ser distinguidas por sus diferentes respuestas a los cambios en pH, ya que las betalaínas no sufren cambios en su color cuando cambia el pH, mientras que las antocianinas si sufren cambios de color.

C U E S T I O N E S

PRACTICA 1.- CUANTIFICACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro II que aparece a continuación

C U A D R O I I Longitud de onda

Absorbancia

Longitud de onda

Absorbancia

400 540 420 560 440 580 460 600 480 620 500 640 520 650


1) A partir de dichos datos, represéntalos en un sistema de coordenadas,

situando:

- En el eje de abcisas: longitudes de onda

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- En el eje de ordenadas: densidades ópticas o absorbancias

Haz coincidir la primera longitud de onda (λ = 400 nm), con el origen de coordenadas.

2) Observa el gráfico que has construido y responde a las siguientes cuestiones: (2 puntos)

2.1.- ¿Cuántos máximos de absorción has obtenido en tu representación gráfica? 2.2.- ¿A qué longitudes de onda corresponden dichos máximos? 2.3.- ¿Cuál es la longitud de onda que menos absorbancia tiene? 2.4.- A la vista de los resultados de las cuestiones anteriores (2.1, 2.2 y 2.3) así como de la gráfica que representa los espectros de absorción de los pigmentos fotosintéticos, elabora una explicación a los resultados que has obtenido

3) El máximo de absorción para la clorofila a es de 665 nm. Toma como valor

máximo el de la absorbancia a 650 nm que tienes en el Cuadro II y con la formula de Marker, que aparece a continuación:

D. O.665 · 13,14 = Concentración de clorofila a en µg/ml

en la que:

D. O.665 → Absorbancia mayor que has obtenido a 650 nm

calcula la concentración de clorofila a que hay en el tubo D. (0,5 puntos)

4) Utilizando la formula: C i · V i = C f · V f

en la que:

C i = Concentración de clorofila a en la dilución V i = Volumen de la dilución

C f = Concentración de clorofila a en el extracto P V f = Volumen del extracto P

calcula la cantidad total de clorofila a que había en el extracto P (0,5 puntos)

5) Los otros pigmentos fotosintéticos que existen en el extracto P,

¿intervienen de alguna manera en la medida de la concentración de la

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clorofila que se ha efectuado con ayuda del colorímetro y que ha dado la densidad óptica máxima? (1 punto)



A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro III que aparece a continuación,

C U A D R O I I I

Pigmento

a b Color en el papel

1 2 3 4 5 6 7

responde a las siguientes cuestiones: 1) ¿Cuáles son los factores que van a incidir en la separación de los

pigmentos vegetales no fotosintéticos? (0,5 puntos) 2) ¿Cuál crees que es el significado desde el punto de vista fisiológico, de

que puedan existir varios pigmentos vegetales no fotosintéticos en vez de uno solo? (0,5 puntos)

3) Calcula el valor del "coeficiente de reparto" (Rf) para cada uno de los pigmentos fotosintéticos que han aparecido en tu cromatograma y anota sus valores en el Cuadro IIIa que aparece a continuación. Basándote en los valores que has obtenido para los coeficientes de reparto y en la información del Cuadro IIIb que aparece a continuación, averigua cuales son los nombres de los pigmentos de tu cromatograma (1 punto)

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C U A D R O III a

Pigmento

Rf Nombre del pigmento

1 2 3 4 5 6 7

C U A D R O III b

Pigmentos R f Pelargonidina Malvidina Cianidina Petunidina Delfinidina

0,70 0,60 0,50 0,45 0,30

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4) Si en vez de utilizar un disolvente de cromatografía formado por ácido

acético glacial y ClH, usáramos un disolvente formado por butanol y ácido acético glacial, ¿los resultados en el papel de cromatografía crees que serían los mismos? Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (1 punto)

5) Cuando entregues la práctica, pega el cromatograma que has obtenido en

el espacio que hay a continuación y marca la posición de los pigmentos vegetales no fotosintéticos identificados. (0,5 puntos)

6) A la vista del Cuadro IIIb, que acompaña a la cuestión 3:

6.1.- ¿Cuál crees que puede ser la o las flores de la que has usado sus pétalos para hacer esta actividad práctica, sabiendo que las antocianinas de dicho cuadro están en las siguientes plantas? (2 puntos)

- Pelargonidina.- En pelargonios (Pelargonium sp.), geraneos (Geranium sp.), dalias (Dahlia sp.) y amapolas (Papaver rhoeas)

- Malvidina.- En malvas (Malva sp.) y petunias (Petunia sp.) - Cianidina.- En rosas (Rosa sp.), Pulmonaria sp., Centaurea sp. y

lombarda (Brassica oleareacea) - Peonidina.- En matagallinas (Paeonia sp.) - Delfinidina.- En espuelas de caballero (Delphinium sp.) y malvas

(Malva sp.) - Petunidina.- En petunias (Petunia sp.) y primulas (Primula sp.) - Enidina.- En el hollejo de las uvas

6.2.- A partir de la fórmula de la fórmula química de la antocianidina que tienes en la página 9, y con ayuda del cuadro que aparece a continuación, escribe la fórmula química completa del pigmento que poseen los pétalos de las flores que has utilizado. (0,5 puntos)

Antocianidinas

Nombre R1 R2 Pelargoni H H

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dol Cianidol Delfinidol Peonidol Siringidol Petunidol Malvinidol

OH OH OCH3

OCH3

OCH3 -

H OH H

OCH3 OH -

C A T A B O L I S M O PRACTICA 1.- INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA EN LA VELOCIDAD DE

FERMENTACIÓN Objetivo • Vas a investigar la influencia que tiene la temperatura en la velocidad de

la respiración anaerobia o fermentación en la levadura de panificación (Saccharomyces cerevisiae)

Material necesario


- De laboratorio:

* Vaso de precipitados * Tubos de ensayo * Estufas de cultivo * Tubos de fermentación o sacarímetro de Eihörn * Baño maría * Pipeta


* Glucosa * Levadura de panificación (Saccharomyces cerevisiae)

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Procedimiento

� Primera mitad:

• Toma un tubo de ensayo en el que vas a poner 15 ml de la solución de levadura

• Coloca el tubo de ensayo en el baño maría, a 20 °C durante 4 minutos • Mientras esperas que pasen los 4 minutos, practica con el tubo de

fermentación, de la siguiente forma:

- Llena un tubo de ensayo con agua y échala en el interior del tubo de fermentación, cierra con el pulgar la boca del tubo de fermentación y gíralo de forma que el brazo vertical del mismo quede lleno de líquido y sin burbujas de aire, tal como aparece en el esquema adjunto

- Practícalo un par de veces, para hacerlo con seguridad

• Transcurridos los 4 minutos, saca el tubo del

baño maría y llena con su contenido un tubo de fermentación o sacarímetro de Eihörn, de forma que te quede como el de la figura de la izauerda.

• Una vez lleno el tubo de fermentación, colócalo en la estufa de cultivos A que está a 25 ° C

• Cada 2 minutos, controla la formación de gas, para lo que irás abriendo solo la puerta metálica de la estufa, pero no la de cristal

• Los volúmenes de gas, los irás anotando en el Cuadro I que aparece en la página 4

• Esta toma de medidas, la llevarás a cabo hasta que la escala de medidas del brazo vertical del tubo de fermentación esté completamente rebasado

� Segunda mitad:

• Toma un tubo de ensayo en el que vas a poner 15 ml de la solución de levadura

• Coloca el tubo de ensayo en la gradilla que hay en el baño maría a 20 °C, durante 4 minutos

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• Transcurridos los 4 minutos, saca el tubo del baño maría y llena con su contenido un tubo de fermentación o sacarímetro de Eihörn, de forma que te quede como el que aparece en la figura anterior

• Una vez lleno el tubo de fermentación, colócalo en la estufa de cultivos B que está a 35 °C

• Cada 2 minutos, controla la formación de gas, para lo que irás abriendo solo la puerta metálica de la estufa, pero no la de cristal

• Los volúmenes de gas, los irás anotando en el Cuadro I que aparece en la página 4

• Esta toma de medidas, la llevarás a cabo hasta que la escala de medidas del brazo vertical del tubo de fermentación esté completamente rebasado

F U N D A M E N T O S PRACTICA 1.- INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA EN LA VELOCIDAD DE

FERMENTACIÓN

En 1.897, Eduard Buchner fue el primer investigador que demostró que la levadura transformaba la glucosa en alcohol etílico, con desprendimiento de dióxido de carbono. Muchas levaduras del género Saccharomyces, pueden crecer en un medio con oxígeno o en un medio con ausencia de oxígeno, por lo que se les denomina organismos anaerobios facultativos.

La fermentación es un proceso catabólico en el que, a diferencia de la

respiración, no interviene la cadena respiratoria, por lo que no se utiliza el oxígeno como aceptor de electrones, es decir, es un proceso anaerobio.

Se produce cuando las levaduras están catabolizando un medio rico en

glucosa y se agota el oxígeno disponible. En ausencia de oxígeno, el catabolismo prosigue mediante la fermentación. Es decir, en una primera etapa se realiza la glucolisis y se transforma la glucosa en ácido pirúvico, etapa que termina cuando el oxígeno disponible se agota. A partir de este momento, la fermentación alcohólica transforma el ácido pirúvico en etanol y dióxido de carbono.

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Los coenzimas reducidos (NADH + H+) que se forman al iniciarse la oxidación del sustrato , al no poderse oxidar en la cadena respiratoria que no funciona por falta de oxígeno, son regeneradas a NAD+ para ser luego utilizadas en la glucolisis.

C U E S T I O N E S PRACTICA 1.- INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA EN LA VELOCIDAD DE

FERMENTACIÓN

A la vista de los resultados que has obtenido y que tienes anotados en el Cuadro I que aparece a continuación, responde a las cuestiones que aparecen a continuación:

C U A D R O I Temperatura de

25 °C Temperatura de

35 °C Tiempo (minutos

)

Volumen de gas (ml)

Tiempo (minutos)

Volumen de gas (ml)

2 2 4 4 6 6 8 8 10 10 12 12 14 14 16 16 18 18 20 20 22 22 24 24 26 26 28 28 30 30

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1) ¿Por qué razón has metido durante 4 minutos los tubos de ensayo en el baño maría a 20 °C antes de colocar la solución de levadura en el tubo de fermentación o sacarímetro de Eihörn? (1 punto)

2) ¿Qué le habría pasado a la fermentación si no metes durante 4 minutos

los tubos en el baño maría? (1 punto) 3) En un folio de papel cuadriculado o milimetrado, representa en un mismo

sistema de coordenadas los datos que tienes en el Cuadro I, situando:

- En abcisas → El tiempo - En ordenadas → El volumen de gas.

La gráfica de la temperatura a 25 °C represéntala en color azul y la

gráfica de la temperatura a 35 °C represéntala en rojo. A la vista de dicho gráfico:

3.1.- Elabora una explicación para ambas gráficas (1 punto) 3.2.- Muchos procesos controlados por enzimas, duplican su velocidad por cada 10 °C de aumento de temperatura. Los resultados que tu has obtenido, ¿confirman esta norma general? Sea cual sea tu respuesta, justifícala. (3 puntos)

4) El dióxido de carbono es muy soluble en el agua. ¿Por qué se acumula al final del tubo de fermentación en vez de disolverse en el agua? (2 puntos)

5) Desde el ácido pirúvico, escribe la fermentación con formulas

semidesarrolladas (1 punto) 6) ¿Cuál crees que ha sido la razón de que solo hayas abierto la puerta

metálica de las estufas para observar la formación de gas en los tubos de fermentación o sacarímetros de Eihörn? (1 punto)

M I C R O B I O L O G Í A PRACTICA 1.- TINCIÓN DIFERENCIAL DE GRAM

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Objetivo

• Vas a tratar de realizar una tinción de las bacterias del yogur, para averiguar a que tipo de bacterias pertenecen

Material necesario

Para llevar a cabo esta actividad práctica, vas a necesitar disponer del siguiente material:

- De laboratorio:

* Microscopio óptico * Asa de siembra * Portaobjetos * Pinzas de madera * Cuentagotas


* Alcohol etílico * Acetona * Lugol * Violeta de genciana * Agua destilada * Safranina * Yogur * Aceite de inmersión

Procedimiento • Toma un portaobjetos y lávalo perfectamente con agua y jabón por los dos lados.

Sécalo agitándolo en el aire, procurando manosearlo lo menos posible • A continuación lávalo con alcohol etílico, sécalo agitándolo en el aire y flaméalo en la

llama de tu mechero, sujetándolo con las pinzas de madera por un extremo • Esteriliza un asa de siembra en la llama del mechero y toma un poquito del yogur con el

asa de siembra. • Coloca una gota de agua destilada en el centro de una de las caras del portaobjetos y

“disuelve” en ella el yogur, que habrás tomado con el asa de siembra. • Extiende la gota de agua con el yogur por la superficie del portaobjetos • Fija la extensión al mechero y deja que se enfríe el portaobjetos • Sitúa el portaobjetos en la pileta y con ayuda del cuentagotas cubre de violeta de

genciana la extensión durante 3 minutos • Pasados los 3 minutos lava suavemente el portaobjetos hasta que veas que el agua no

sale de color violeta. Escurre bien el portaobjetos. • Vuelve a colocar el portaobjetos en la pileta y con ayuda del cuentagotas cubre la

extensión con Lugol, durante otros 3 minutos. • Pasados los 3 minutos, lava suavemente con agua la extensión hasta que veas que el agua

no sale de color azulado. Escurre bien el portaobjetos. • Con ayuda del cuentagotas, añádele poco a poco alcohol-acetona hasta que veas que

dicho líquido no sale de color azulado. • Vuelve a colocar el portaobjetos en la pileta y con ayuda del cuentagotas cubre la

extensión con safranina, durante 1 minuto.

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• Pasado el minuto, lava suavemente con agua la extensión hasta que veas que el agua no sale coloreada.

• Seca perfectamente la preparación agitándola en el aire. • Cuando esté perfectamente seca, obsérvala al microscopio óptico, con el objetivo de

inmersión. • Dibuja lo que observes en el círculo que aparece a continuación, anotando el color en

que aparecen teñidas las bacterias.


La técnica de tinción de bacterias por el método de Gram, fue ideada por Hans Christian Gram en 1.884. Esta tinción diferencial, nos permite separar a las bacterias en dos grupos, las Gram positivas y las Gram negativas.

Las bacterias Gram positivas aparecen teñidas de color morado, debido a que

retienen el colorante violeta de genciana, mientras que las bacterias Gram negativas, aparecen teñidas de color rosado o rojizo, debido a que retienen el colorante safranina.

C U E S T I O N E S 1) A la vista de lo que has observado, señala si las bacterias del yogur son gram positivas

o gram negativas

PREPARACIÓN DE COMPUESTOS

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1) Violeta de genciana:

- 1 gr. de violeta de genciana en polvo - 100 mls. de agua destilada

2) Violeta cristal:

- 1 gr. de violeta cristal - 100 mls de agua destilada

3) Safranina:

- 1 gr. de safranina en polvo - 100 mls. de agua destilada

4) Lugol:

- Yodo metálico.- 3 gr. - Yoduro potásico.- 6 gr. - Agua destilada.- 900 mls.

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