UNIVERSIDAD DE GRANADA

UNIVERSIDAD DE PANAMÁ

INSTITUTO DE BIOTECNOLOGÍA

DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA

ESTUDIO DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA, RELACIONADAS CON LA PATOLOGÍA CUTÁNEA,

PITIRIASIS VERSICOLOR EN PANAMÁ

TESIS DOCTORAL

MARKELA MARÍA OCHOA DE QUINZADA Panamá, 2006

Editor: Editorial de la Universidad de GranadaAutor: Markela María Ochoa de QuinzadaD.L.: Gr. 2211- 2006ISBN: 84-338-4145-9

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UNIVERSIDAD DE GRANADA

UNIVERSIDAD DE PANAMÁ

INSTITUTO DE BIOTECNOLOGÍA

DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA

ESTUDIO DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA, RELACIONADAS CON LA

PATOLOGÍA CUTÁNEA, PITIRIASIS VERSICOLOR EN PANAMÁ

LOS DIRECTORES Prof. Dr. Vicente Delgado Florencio

Facultad de Medicina. Universidad de Granada .....................................................

Prof. Dra. Nora Ortiz de Moreno

Departamento de Microbiología

Facultad de Medicina. Universidad de Panamá .....................................................

Codirector

Prof. Dr.Vicente Crespo Erchiga

Servicio de Dermatología. Hospital Carlos Haya. Málaga ………………………….

TUTOR

Prof. Dr. Antonio Osuna Carrillo de Albornoz .....................................................

Tesis presentada para optar al Grado de Doctor.

Por la Licenciada MARKELA MARÍA OCHOA DE QUINZADA

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Panamá, 2006

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“No serán largos los caminos ni inalcanzables las metas, mientras recorramos la vida en compañía de Dios”

DEDICATORIA

A la memoria de mis padres. A mi esposo Rafael y a mis hijos Markela Ginnette y Rafael Jair por su apoyo y comprensión.

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AGRADECIMIENTO A Dios por darme la oportunidad. A la Dra. Nora de Moreno por su siempre atinada y dedicada orientación. A los Dres. Vicente Delgado F y Vicente Crespo E por sus valiosas observaciones. Al Dr. Antonio Osuna inigualable Tutor y amigo. Al Dr. Abdiel León y a la Dra. Doris Lau por la colaboración desinteresada en el aspecto clínico A la Dra. Marion de Martín por haberme iniciado en el estudio y dedicación por los hongos. Magíster Rosaura de Borace por sus importantes recomendaciones. A la Dra. Blanca Hernández por su valioso tiempo y recomendaciones. A la Magíster Argentina Ying por su apoyo. Al personal del Departamento de Microbiología de la Facultad de Medicina por su colaboración. Al personal de la Sección de Microbiología Clínica del Laboratorio Central de Referencia en Salud Pública del Instituto Conmemorativo Gorgas por su apoyo. A todas las personas que colaboraron conmigo en la realización de este trabajo.

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INDICE GENERAL Páginas PORTADA..................................................………………………...................... i

DEDICATORIA………………………………………………………......................ii

AGRADECIMIENTO……………………………………………….... .................. iii

INDICE GENERAL……………………………………………......………….................. iv

INDICE DE FIGURAS DE RESULTADOS .....................…………………………….. vi

INDICE DE ANEXOS ...…………………………………………………….................... ix

RESUMEN....……………………………………………………………….................... xv

INTRODUCCIÓN.....………………………………….. ……………............... xvii

CAPÍTULO I

JUSTIFICACIÓN ..……………………………………………………................... 1

OBJETIVOS ..………………………………………………………… ...................2

CAPÍTULO II

GENERALIDADES ....………………………………………………......................3

A. HISTORIA DE LA PITIRIASIS VERSICOLOR..........................…………….3

1. LA ENFERMEDAD.....................…………………………………………..3 2. HISTOLOGÍA Y PATOGENIA……………………………….....................6 3. CARACTERÍSTICAS CLÍNICAS.......................………………………….7

B. EPIDEMIOLOGÍA..........................……………………………………………..9

C. ETIOLOGÍA……………………………………………...................................11

1. HISTORIA.............……………………………………………..................11

D. ASPECTOS DE LABORATORIO......................…………………………….16

1. ANTECEDENTES ………………………………………….........................16 2. EXAMEN DIRECTO ………………………………………….. ..................17 3. CARÁCTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS.........……………......................18 4. CULTIVO....……………………………......................................................20

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5.MÉTODOS DE IDENTIFICACIÓN FISIOLÓGICOS, BIOQUÍMICOS Y MOLECULARES .............……………………………………………….. .. 21

E. ESTUDIO BIOLÓGICO..................…………………………………………. 23 CAPÍTULO III A. MATERIALES Y MÉTODOS .................…………………………………. 24 CAPÍTULO IV B. RESULTADOS ..............……………………………………………………... 32 C. DISCUSIÓN.................……………………………………………………….. 61 CAPÍTULO V D. CONCLUSIONES..............………………………………………………….. .69 E. RECOMENDACIONES………………………………………………............. 70 F. BIBLIOGRAFÍA ………………………………………………………….. ...72 G. ANEXOS………………………………………………………........................ 80

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INDICE DE FIGURAS DE RESULTADOS

Páginas F1 Casos de PV y controles (sin patología) según sexo..............………………..34 F2 Distribución de cultivos en pacientes con PV………….................................. 35 F3 Recuperación de Malassezia spp. En la muestra estudiada por grupo etario ……………………………………………………………….............36 F4 Frecuencia de positividad por Malassezia spp según grupo etario en pacientes con PV………………………………………………............37 F5 Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada por sexo …………………………………………………………………………......... 38 F6 Frecuencia de positividad por Malassezia spp según sexo en pacientes con PV………………………………………………………….............39 F7 Constitución de la muestra estudiada según ocupación………………...........40 F8 Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada según ocupación…………………………………………………….....................41 F9 Frecuencia de aparición de Malassezia spp en la muestra estu- diada según ocupación…………………………………………………...............42 F10 Distribución de la PV por sitio anatómico según sexo…………………...........43 F11 Distribución de pitiriasis versicolor y Malassezia spp por sitio anatómico ……………………..........................................................................44 F12 Distribución de PV por sitios anatómicos según grupos etarios ……………………………….................................................................45

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F13 Distribución porcentual de especies de Malassezia en pacientes con PV………………………………….............................................46 F14 Distribución de los cultivos en controles sin patología evidente…………….. 47 F15 Distribución porcentual de especies de Malassezia en controles sin patología evidente …………………………………….......................................48 F16 Distribución de Malassezia spp en tronco de pacientes con PV ………………………………………………..........................................49 F17 Distribución de Malassezia spp en cabeza de pacientes con PV ………………………………………………………………….................50 F18 Distribución de Malassezia spp en extremidades de pacientes con PV …………………………………………………………............................51 F19 Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según grupo etario …………………………………….......................52 F20 Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según sexo……………………………………………….....................53 F 21 Recuperación del género Malassezia en pacientes con Pv en relación al tratamiento previo ……………………………….........................54 F22 Sensibilidad del examen directo y cultivo por Malassezia spp en pacientes con PV …………………………………………………..................55 F23 Sensibilidad del examen directo y cultivo por Malassezia spp en pacientes con tratamiento ……………………………………………............56 F24 Morfología al examen directo y respuesta al cultivo de las muestras de pacientes con PV …………………………………………............57

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F25 Positividad por Malassezia spp según sexo en pacientes con PV Chi 2 ............................................................................................................................................................. 58

F 26 Casos de individuos con Malassezia spp diagnosticaso en cultivo previa evaluación por PV. Chi2 ……………………………………………………. 58 F27 Casos de Malassezia spp de acuerdo a previa evaluación clínica por PV Chi 2 …………………………………………………………………………… 59

F28 Prevalencia de Malassezia spp en individuos con y sin patología, menores de 14 años Chi2 …………………………………………. . . 59 F29 Prevalencia de Malassezia sppen individuos con y sin patología de 15- 49 años Chi2 ……………………………………………………… 60

F30 Prevalencia de Malassezia spp en individuos con y sin patología mayores de 50 años Chi2 ………………………………………………… 60

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INDICE DE ANEXOS ANEXO A Páginas AA1 Sinónimos de Malassezia furfur..………………………………….....................81 AA2 Especies de Malassezia según Dodge (1935) …................…………………..82 AA3 Posición jerárquica actual de las especies de Malassezia….............………. 83 AA4 Constitución del medio de cultivo para Malassezia furfur…………….............84 AA5 Medio de Dixon modificado ...................................................................85 AA6 Identificaciónde las especies de Malassezia ………………………….............86 AA7 Estudios epidemiológicos de pitiriasis versicolor ………………………...........86 AA8 Distribución de la PV a nivel mundial en el inicio del presente estudio (Méjico y Cuba) ……………………………………...............86 AA9 Mapa de distribución de PV en América Central …………………............. 87 AA10 Mapa de distribución de PV en América del Sur……………………….......... 87 AA11 Mapa de distribución de PV en África ………………………………….............88 AA12 Mapa de distribución de PV en Asia ……………………………………............89 AA13 Mapade distribución de PV en Europa .………………………………......... 89 AA14 Formulario con datos del paciente……………………………………............. 90

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AA15 Variables del estudio de Malassezia en pacientes con PV …................…………………………………………………………….. .91 AA16 Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada por grupo etario……………………………………………………………………......92 AA17 Frecuencia de positividad por Malassezia spp según grupo etario en pacientes con PV ……………………………………………….... 92 AA18 Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada por sexo …………………………………………………………………………...........93 AA19 Frecuencia de positividad por Malassezia spp según sexo en pacientes con PV …………………………………………………………….. 93 AA20 Constitución de la muestra estudiada según ocupación ……………............ 94 AA21 Frecuencia de aparición de Malassezia spp en la muestra estudiada según ocupación………………………………………………........... 95 AA22 Distribución de la PV por sitios anatómicos según sexo…………………..... 95 AA23 Distribución de la PV en el tronco según sexo……………………………........95 AA24 Distribución de la PV en la cabeza según sexo…………………………..........96 AA25 Distribución de la PV en las extremidades según sexo………………….........96 AA26 Distribución de la PV y Malassezia spp por sitio anatómico ……………………………………………………………............ 96 AA27 Distribución de PV por sitios anatómios según grupos etarios ………………………………………………………………………...... 97

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AA28 Distribución de especies de Malassezia en pacientes con PV……………………………………………………………………………. 97 AA29 Distribución de especies de Malassezia en controles sin patología evidente ……………………………………………………………... 97 AA30 Distribución de Malassezia spp en el tronco de pacientes con PV ……………………………………………………………………………. 98 AA31 Recuperación de Malassezia spp en el tronco de pacientes con PV …………………………………………………………………………….. 98 AA32 Distribución de Malassezia spp en cabeza de pacientes con PV…………………………………………………………………………… ..99 AA33 Recuperación de Malassezia spp en cabeza de pacientes con PV …………………………………………………………………………….. 99 AA34 Distribución de Malassezia spp en extremidades de pacientes con PV ……………………………………………………………… 99 AA35 Recuperación de Malassezia spp en extremidades de pacientes con PV …………………………………………………………… 99 AA36 Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según grupo etario………………………………………………. 100 AA37 Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según sexo……………………………………………………… 100

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ANEXO B AB1 Foto Lesión de PV en hombro………………………………………........... 102 AB2 Foto Lesión de PV en antebrazo……………………………………............. 102 AB3 Foto Lesión de PV en cara y cuello…………………………………............. 102 AB4 Foto Lesión de PV ambos brazos………………………………….................102 AB5 Foto Lesión en cuello……………………………………………………………................. 103 AB6 Foto Lesión en espalda.……………………………………………………........103 AB7 Foto Forma estable de M. globosa al examen directo en 40x…..........… 103 AB8 Foto Observación microscópica (40x) de M.globosa en caldo Dixon…...........………………………………………………………… 103 AB9 Foto M.sympodialis Ex. Directo en 40 x……………………………….......... 104 AB10 Fotografía Nº 10 Colonias de M.sympodialis.en agar de Dixon….......……104 AB11 Foto de M. furfur y M. globosa al ex. Directo en 40x…………………......... 104 AB12 Foto de Colonias de M.furfur y M. globosa en medio Dixon……………….. 104 AB13 Foto de Colonias de M. sympodialis + M. furfur en agar Dixon…..........… 105 AB14 Foto de Separación de colonias en medio Dixon………………………….... 105

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AB15 Foto de M. furfur al examen directo en 40x ………………………………......105 AB16 Foto de M. sympodialis al examen directo en 40x…………………...............105 AB17 Foto de M. slooffiae al examen directo en 40x……………...........................106 AB18 Foto de M.slooffiae al examen directo en 40x. Solo levaduras…........……..106 AB19 Foto de Colonias de Malassezia spp y Candida famata en medio de Dixon…......……………………………………………………………106 AB20 Foto de M globosa en medio de Dixon (primer aislamiento)........................106 AB21 Foto de M.furfur en medio de Dixon (primer aislamiento) ...........................107 AB22 Foto de M.sympodialis en medio de Dixon (primer aislamiento) .................107 AB23 Foto de Levaduras de M. Furfur (cultivo) en azul de algodón 40x ...............107 AB24 Foto de levaduras de M.sympodialis (cultivo) en azul de algodón 40x .....................................................................................107 AB25 Foto de Levaduras de M. slooffiae (cultivo) en azul de algodón (40x) …………………………………………………………..108 AB26 Foto de Control negativo. M.furfur sin tween…………………………………108 AB27 Foto de Identificación de M. furfur (tween 20,40,80 y Cremophor El) ……………………………………………...108 AB28 Foto de Prueba de tween: izq. C. albicans, der. M. furfur ………………......108

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AB29 Foto de Reacción de M.sympodialis al tween (40 y 80) …………………...109 AB30 Foto de Ex. Directo 40x de M. Globosa (hifas)............................................109 AB31 Foto de Ex. Directo 40x de M. Globosa (levaduras)....................................110 AB32 Foto de Ex, directo de M. Slooffiae 40x (hifas)............................................110 AB33 Foto de Ex. Directo de M. Furfur 40x (levaduras).......................................110 AB34 Foto de Ex. Directo M.furfur+M.slooffiae 40x...............................................110 AB35 Foto de M. Furfur en caldo de Dixon............................................................111 AB36 Foto de M. sympodialis en caldo Dixon……………………………….............111

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RESUMEN La pitiriasis versicolor es una dermatomicosis de distribución mundial, común en climas templados y tropicales, presentándose con mayor frecuencia en las edades tempranas de habitantes de países cálidos y húmedos. El agente causante, Malassezia spp ha sido estudiado desde fines del siglo XIX, reconociéndose en 1996 siete especies y en el año 2002 fueron añadidas a la lista tres más, las cuales aún están en estudio. A través de esta investigación se propone determinar las especies de Malassezia causantes de la pitiriasis versicolor en Panamá Objetivo: determinar la especie que produce la pitiriasis versicolor en Panamá, para lo cual se analizaron 300 muestras entre enero de 2003 y noviembre de 2004, procedentes de 150 pacientes con diagnóstico clínico y 150 de individuos sanos. Metodología: se realizó el examen directo con cinta adhesiva y tinción de azul de lactofenol al material obtenido del raspado de la piel lesionada. Estas muestras y las de individuos sanos fueron cultivadas en agar Dixon modificado, incubados bajo condiciones de humedad a 32ºC de temperatura; la identificación se basó en los resultados obtenidos con la prueba de catalasa, esculina y demás parámetros del cuadro sugerido por Guillot y col que incluye la asimilación de los tween 20, 40,80 y una modificación por aceite de castor en vez de cremophor El Resultados: La especie predominante fue Malassezia furfur con 42% del grupo de individuos con lesiones visibles de pitiriasis versicolor. Fueron aisladas también Malassezia globosa y Malassezia slooffiae con 5.33 % cada una, Malassezia sympodialis 4.67% y Malassezia obtusa 0.67%. Malassezia furfur se obtuvo en cultivos mixtos con: Malassezia slooffiae 2.67%, Malassezia sympodialis 2%, y Malassezia globosa 0.67%. En personas sanas se obtuvo Malassezia furfur en 38%, M.sympodialis 6.67% y M.globosa. 4%. Malassezia furfur con Malassezia sympodialis 0.67%. Conclusión: Los resultados obtenidos sustentan que Malassezia furfur es el principal agente causante de pitiriasis versicolor en Panamá y además es saprófito de la piel. La piel del tronco fue el área más afectada y se obtuvo una alta incidencia de la infección en la cara. SUMMARY The pityriasis versicolor is a world wide dermatomicosis very common in temperate and tropical regions. It more frequently affects young patients of warm and humid countries. Malassezia spp has been studied since the end of the 19th century. In 1996 seven species were recognized and three more detected in 2002, are still being investigated.

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This study is designed to find the species of Malassezia causing the pityriasis versicolor in Panamá. Objective: to determine the species that cause pityriasis versicolor in Panama, by analyzing 150 patients with lesions of pytiriasis versicolor (PV) and 150 healthy volunteers. The samples were collected between January 2003 and November 2004. Methodology: The direct examination using lactophenol blue was applied to injuried skin scales. The samples of sick and healthy volunteers were cultured in modified Dixon agar medium, incubated under humid conditions and a temperature of 32ºC. The isolates were identified using catalase, esculin, tween assimilation test and the replacement of cremophor EL with castor oil. Results: Malassezia furfur was the predominant species in lesional skin (42%), followed by M. globosa (5.33%), M. slooffiae (5.33%), M. sympodialis (4.67%) and M. obtusa ((0.67%). It was associated in mixed culture with M. slooffiae (2.67%), M. sympodialis (2%) and M. globosa (0.67%). In healthy skin M. furfur was found in 38% of the patients. M. sympodialis (6.67%) and M. globosa (4%), associated with M. sympodialis (0.67%). Conclusion: The results in this study support the fact that Malassezia furfur is the principal cause of Pityriasis versicolor in Panama and is also a skin saprophite. The trunk was the most affected area and it’s incidence in the facial region was high.

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INTRODUCCIÓN

Por muchas décadas las infecciones producidas por hongos se han clasificado en base a su localización anatómica y son denominadas micosis superficiales, micosis cutáneas, micosis subcutáneas y micosis profundas o sistémicas. Las tres primeras siguen patrones clásicos en cuanto a etiología, diagnóstico y tratamiento con algunas modificaciones que dependen de los nuevos conocimientos científicos producto de múltiples investigaciones.Las infecciones micóticas sistémicas cada día aumentan en frecuencia y gravedad debido al incremento de pacientes con alteraciones en su estado inmunológico. Para controlar y tratar la mayoría de las micosis necesitamos de un proceso que involucra varias etapas que se inician con la sospecha clínica, la cual nos lleva a un diagnóstico micológico que será atinado siempre y cuando se obtenga una buena y abundante muestra. Este diagnóstico requerirá además de conocimientos actualizados, medios adecuados, técnicas meticulosas, personas expertas y voluntad de realizarlo. Las levaduras del género Malassezia al igual que otras ampliamente conocidas forman parte de la flora de la piel del hombre. Las especies de este género son capaces de causar diversas enfermedades cutáneas tanto en hombre como en animales. Existe una gama de enfermedades cutáneas además de la pitiriasis versicolor que están relacionadas con Malassezia, tales son los casos de dermatitis seborreica (DS) que se presenta como descamaciones e inflamación sobre las áreas del cuerpo ricas en glándulas sebáceas, como la cara, cuero cabelludo y parte superior del tronco. Las lesiones de DS ocurren principalmente en las cejas, pliegues nasolabiales, mejillas y región esternal e interescapular. La foliculitis por Malassezia consiste en pápulas pruríticas y pústulas que ocurren principalmente en el tronco y extremidades superiores. Ésta parece ser más común en países tropicales, probablemente debido al calor y la humedad. Malassezia ha sido asociada a acné vulgaris, dacriocistitis, blefaritis seborréica, pustulosis neonatal, papilomatosis confluente y reticulada, también ha sido asociada con algunas otras infecciones incluyendo mastitis, sinusitis, artritis séptica, otitis externa maligna. Se ha encontrado en enfermedades sistémicas tales como peritonitis, fungemia relacionada a catéter, debido quizás a su presencia en la piel como comensal. Esto ocurre Principalmente en neonatos prematuros, niños y adultos inmunocomprometidos. Es por todo lo anterior que se requiere una identificación más precisa del microorganismo, y en el planteamiento de nuestros objetivos señalamos el interés de generar una información basándonos en métodos de laboratorio

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que sean reproducibles y útiles para diagnóstico, por medio del algoritmo propuesto en este estudio. Siglo y medio ha pasado desde que el científico Eichstedt (41) hiciera la primera observación de elementos levaduriformes y filamentosos de los raspados de piel de un paciente con la afección pitiriasis versicolor (PV), la cual se describe como un desorden cutáneo benigno crónico, caracterizado por epitelio escamoso de color variable en la piel, desde rosado, chocolate o blanco que afectan el tronco, abdomen, cara, pómulos, frente y miembros superiores. A pesar de los tantos años transcurridos desde aquel hallazgo, no fue sinohasta hace poco que se inició el estudio más profundo de tales levaduras incluidas en el género Malassezia, nombre sugerido por Baillon en 1889 (7). Hasta la fecha su posición taxonómica y su capacidad patógena han suscitado una gran confusión y polémica. Todo esto se debe a su variabilidad morfológica, reconocida desde sus primeros investigadores y a sus particulares exigencias fisiológicas, lo cual fue un factor que influyó en la demora en encontrar el medio de cultivo adecuado para su aislamiento. Mientras tanto el diagnóstico clínico se apoya solamente en la observación macroscópica de las lesiones y en la observación microscópica del examen directo en lámina húmeda, ya sea con solución salina, KOH, tinta azul (Parker) o azul de metileno, en forma similar a como lo hacía Eichstedt en 1846 Solo hasta años muy recientes se encontró a través de algunos estudios, la metodología del cultivo e identificación más adecuada para Malassezia. Uno de estos estudios fue realizado en el Servicio de Dermatología del Complejo Hospitalario Carlos Haya, en Málaga, España, bajo la dirección del Dr. Vicente Crespo E, en donde se realizan investigaciones en este tema las cuales han evidenciado que Malassezia globosa es el agente causante de pitiriasis versicolor en España. Además de la pitiriasis versicolor (PV), se encuentran relacionadas a Malassezia enfermedades de la piel tales como: dermatitis seborreica, foliculitis y dermatitis atópica. En las últimas dos décadas se ha visto asociada también con infecciones sistémicas oportunistas principalmente en neonatos prematuros y muy relacionada con la administración de lípidos a través de catéteres intravenosos, pustulosis neonatal, otitis y en onicomicosis en los que se han reportado muy pocos casos. Un número de factores probablemente estimulan el desarrollo e infección de las levaduras del género en la piel los cuales están relacionados con altas temperaturas y elevada humedad relativa, de allí la hipótesis de que pitiriasis versicolor (PV) se observa más comúnmente en climas tropicales donde se reporta en 30- 40% de la población. La incidencia en climas templados es mucho menor (1-4%) (71). Habiendo comprobado que existe un procedimiento reproducible y siendo Panamá un país que reune las condiciones óptimas para el desarrollo de la infección, decidimos iniciar este estudio con una muestra de 300 personas;

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150 de las cuales son pacientes afectados por PV y 150 controles sin ninguna afección. Además de reportar la existencia de la infección en la población, podremos obtener la información de qué especies son las que afectan a la población panameña, además de poder realizar recomendaciones en el diagnóstico microbiológico y constituirnos en referencia científica, ya que existen pocos trabajos al respecto. Esta investigación es novedosa ya que nuestros aportes a la comunidad científica a través de los hallazgos reflejados en los datos presentados en este trabajo, permitirá conocer por primera vez que Malassezia furfur es el microorganismo causante de la pitiriasis versicolor en Panamá y que el mismo es componente importante de la flora normal de sus habitantes. Que de acuerdo a publicaciones sobre el tema; Malassezia furfur no ha sido encontrada en ninguna otra latitud como principal agente en dicha enfermedad. Estamos seguros de que conocer el comportamiento fisiológico y los requerimientos nutricionales de esta especie conducirá en un futuro próximo a iniciar la búsqueda de ésta no solo en la pitiriasis versicolor sino en aquellos procesos infecciosos donde sabemos que ella también puede ser la principal protagonista. Somos del convencimiento que nuestra información promoverá la implementación de pruebas de susceptibilidad �rario�orios las cuales contribuirán al diseño de nuevos tratamientos médicos para el control de la pitiriasis versicolor entre otras.

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CAPÍTULO I JUSTIFICACION A pesar de haber sido reconocido el género Malassezia desde 1846, se pensaba que era una levadura incultivable, hasta 1939 cuando Benham realiza el primer cultivo en forma empírica. A partir de los años 80 Midgley (88) inicia estudios con cultivos y comienza a describir las colonias. Pero no fue sino hasta hace muy poco (1996) que se clasificó el género en siete especies (54). Es por esto que a nivel mundial son poco los países que han podido realizar la caracterización de la cepa regional. Además, ha sido tema de controversia y confusión su posición taxonómica, capacidad patógena y epidemiología mundial. Durante muchos años se clasificó como Malassezia furfur a la fase micelial de las levaduras lipofílicas encontradas en la piel humana y Pityrosporum ovale y Pityrosporum orbiculare para designar los dos tipos morfológicos de la fase de levadura. La patología relacionada con tales levaduras había sido de fácil resolución por lo cual no se consideraba necesaria su confirmación en el laboratorio, además de la dificultad para recuperarla en cualquier medio de cultivo. Esta situación ha motivado a los investigadores, en la búsqueda del medio adecuado y las pruebas que permitan la identificación de las diferentes especies que hoy sabemos están consideradas todas dentro del género Malassezia. Lo anteriormente expuesto despertó nuestra inquietud e interés en investigar lo que sucedía con el género Malassezia en Panamá como país tropical y su relación con la pitiriasisi versicolor (paño blanco) una de las patologías cutáneas más frecuentes en nuestro medio. Como parte de este estudio realizamos el diagnóstico microbiológico proponiendo un algoritmo con metodologías basadas en pruebas bioquímicas y fisiológicas que determinan las especies involucradas.

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OBJETIVOS OBJETIVOS GENERALES 1. Determinar la especie o especies de Malassezia relacionadas con pitiriasis versicolor que se desarrollan en el clima tropical de Panamá, que posee una temperatura que oscila entre 25º-30ºC y una humedad relativa entre 70 y 80%. 2. Clasificar las especies de Malassezia integrantes de la flora normal de la piel de personas sin la patología y que habitan en Panamá. OBJETIVOS ESPECÍFICOS Identificar las áreas del cuerpo más afectadas por Malassezia spp en pitiriasis versicolor (PV) Utilizar los métodos bioquímicos y fisiológicos estandarizados recientemente para la caracterización hasta especie de los aislamientos obtenidos Recomendar la utilización del algoritmo de procedimientos de cultivo e identificación de las especies de acuerdo al cuadro establecido para tal fin.

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CAPÍTULO II

GENERALIDADES A. HISTORIA DE LA PITIRIASIS VERSICOLOR:

9) LA ENFERMEDAD

La pitiriasis versicolor (PV) es una enfermedad de la piel, crónica, benigna, generalmente asintomática que se caracteriza por presentarse como placas escamosas a veces lenticulares que van desde el color blanco (�rario�or) a chocolate (pigmentadas). Es de distribución mundial, siendo muy común en regiones tropicales y templadas, afectando con preferencia a adultos jóvenes de ambos sexos. Las zonas principalmente afectadas son tórax, abdomen, miembros superiores y espalda. Se debe a Robert William (118) la descripción y el nombre de esta enfermedad a principios del siglo XIX, pero fue en 1846 cuando Eichstedt (41), observó la presencia de levaduras y filamentos en lesiones reducidas de piel de pacientes con este padecimiento realizando las primeras publicaciones conjuntamente con Sluyter(1847) (109) quien la describió en su tesis doctoral como enfermedad causada por una planta parásita, denominando entonces “Pitiriasis versicolor” a la enfermedad que algunos autores siguen llamando con el término “Tinea versicolor” entendiéndose que esta denominación se basaba en la concepción errónea de que la enfermedad era causada por un dermatofito. En la pitiriasis versicolor (PV) las lesiones clínicas son muy fáciles de diagnosticar y el término versicolor es especialmente adecuado. El color varía de acuerdo con la pigmentación normal del paciente, la exposición del área al sol y la gravedad de la enfermedad. Se puede observar manchas de color pardo claro, pardo amarillento o pardo oscuro, o bien la lesión consiste en una placa continua, escamosa que comprende todo el pecho, el tronco o el abdomen. Las lesiones se inician como múltiples manchas pequeñas maculares, que pronto crecen y se hacen escamosas. Pueden coalescer para formar áreas circulares de descamación intermitente de varios tintes y colores. Algunas veces se observan lesiones �rario�or que suelen ser perifoliculares. En general es raro que ocurra alguna irritación o respuesta inflamatoria, pero en unos pacientes se puede presentar ligero enrojecimiento y prurito. Muchos no perciben su enfermedad hasta después de su exposición a la luz

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solar. La queja principal es de tipo estético, debido a que algunas zonas de la piel no se broncean en forma normal. El hongo, clasificado después como Malassezia, o sus productos, filtran los rayos de la luz solar e impiden el bronceado normal de manera que las lesiones se delinean como áreas de color más claro que la piel que los rodea. En la enfermedad crónica pueden coexistir áreas hipopigmentadas (lesiones más jóvenes) y áreas hiperpigmentadas (lesiones más antiguas) en el mismo paciente. En lactantes de piel oscura, sobre todo en los trópicos, a veces se observa una variante clínica. La infección se inicia en las zonas cubiertas por el pañal y se extiende en forma rápida causando despigmentación de la piel. Este trastorno se conoce como pitiriasis versicolor alba o acromia parasítica (109). Los factores responsables para que algunas especies del hongo Malassezia puedan aparecer en algunas personas como patógeno y en otras se mantengan como saprofitos, no están muy bien determinados. Se ha pensado en una relación con la presencia de lípidos cutáneos. Borges y col (20) mediante microscopía electrónica de la piel en pacientes con pitiriasis versicolor, observaron la presencia de abundantes masas amorfas de lípidos rodeando los filamentos de Malassezia. La capa córnea lipófila persiste por lo menos tres semanas después de la eliminación del hongo, utilizando un tratamiento con itraconazol. Mediante la cromatografía de gases no se ha encontrado diferencias significativas en la composición de los ácidos grasos cutáneos en personas normales y en las que padecen PV (98). Algunos autores han relacionado la enfermedad con el “turnover” de las células epidérmicas. Cuando está disminuido como ocurre en pacientes sometidos a tratamientos con esteroides tópicos o sistémicos, aumenta la predisposición a la enfermedad, desapareciendo al suprimir los medicamentos citados (17). En los países tropicales el 50% de la población padece PV lo que puede relacionarse con una lentitud en el “turnover” debido al calor. Otros autores sugieren la existencia de una predisposición genética (112), el síndrome de Cushing espontáneo o iatrogénico y posiblemente un estado de mala nutrición pueden ser la causa de algunos casos (23), la sudoración excesiva, el embarazo y uso de anticonceptivos orales pueden considerarse como posibles factores predisponentes (64). No parece ser más común en pacientes con SIDA (77). Se ha podido comprobar la micosis en matrimonios en los que uno de ellos presentaba una extensa PV y el otro permanecía sano. Se ha llegado a pensar en la posibilidad que algunas cepas de Malassezia tengan más facilidad de pasar a su forma filamentosa y con ello aumentar su potencial patógeno (64).

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El hecho de que miembros próximos de una familia tengan mayor predisposición a padecer la enfermedad, no se puede afirmar; se debe a un factor genético o al hecho de tener una mayor oportunidad de ser colonizados por Malassezia. Son muchos los intentos realizados para explicar la susceptibilidad a consecuencia de causas físicas o alteraciones bioquímicas que actúan sobre la piel, sin que este problema pueda llegar a resolverse (12). No obstante la aplicación en la piel de aceites parece que aumenta la susceptibilidad a la PV (64). En personas sanas se ha encontrado respuestas positivas a anticuerpos de levaduras del género Malassezia y en pacientes con PV la respuesta es un poco más elevada (33-86). Existen algunos trabajos en los que se indica escasa respuesta existente de la inmunidad mediada por células, utilizando antígenos fúngicos específicos (126). La desaparición de células T reactivas específicas, en la sangre periférica, puede explicar estos hechos (64 -127). Profundizando un poco sobre esta respuesta inmunológica tenemos que las razones por las cuales un individuo desarrolla una enfermedad causada por Malassezia y en otras personas permanece como un comensal son en gran parte desconocidas (3). Muchos estudios han revisado la respuesta inmunológica en estos pacientes y comparado ésta con la respuesta en individuos sanos para determinar si los pacientes tienen factores predisponentes, pero hasta el momento no está aclarada tal situación. En la literatura se señala que se ha utilizado una amplia gama de preparaciones antigénicas al igual que diferentes pruebas para determinar tanto la respuesta humoral como la celular, sin embargo aún quedan sin resolver muchas interrogantes al respecto. Entre algunas de tales preparaciones están las tirillas de cinta adhesiva de lesiones de pv para inmunoflorescencia (128), células totales, antígenos citoplasmáticos, exoantígenos y entre los tipos de respuesta inmune y métodos para la humoral están: IIF, precipitación, hemaglutinación, dot blot, ELISA, Western blot, citometría de flujo, RAST, y para la respuesta celular: la LMI y LT (3). La falta de estandarización de las preparaciones antigénicas en estudios inmunológicos ha sido una de las más grandes limitaciones en las investigaciones con Malassezia y el uso de antígenos definidos en trabajos futuros podrá informar finalmente sobre la importancia de Malassezia en varias enfermedades aún sin definir. Abordando un poco sobre la respuesta humoral en pitiriasis versicolor sabemos que los estudios realizados datan de 1961 con Sternberg y Keddie. Todos los estudios realizados hasta ahora han utilizado células levaduriformes de Malassezia como antígeno. Sin embargo, se acepta que en PV Malassezia experimenta la conversión de la fase levadura a la fase micelial y por eso la respuesta inmune dirigida contra la fase micelial probablemente sea importante. En un estudio de hace pocos años se examinó la respuesta humoral a la fase micelial de Malassezia en pacientes con PV y en controles (114). Ambos, pacientes y controles tenían títulos de

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anticuerpos medibles para IgG y IgM, el título de anticuerpos promedio en pacientes fue significativamente más alto que en los controles. Los autores de este estudio sugirieron que una gran carga de micelio o prolongada exposición al micelio en los pacientes podría ser la explicación de estos resultados. En relación a la respuesta celular, a pesar de que los primeros estudios sugerían una deficiencia celular inmune a Malassezia en pacientes con PV otros grupos no han encontrado esto, es más varios han encontrado aumentada reactividad a Malassezia en los pacientes. La Malassezia no ataca el tallo piloso, las uñas ni las mucosas. Sin embargo, al parasitar la capa córnea de la piel, se introduce en el interior de los folículos pilosos sebáceos lo que puede explicar la tendencia a las recidivas (80). Badillet y Sene (6) encuentran Malassezia en frotis de la mucosa nasal, sugiriendo podría ser esta localización un refugio no accesible a la terapéutica tópica y estar relacionado igualmente con las recidivas. Randjandiche (106) encuentra Malassezia en el 70.4% de vulvas de mujeres adultas considerándolo como posible causa del aislamiento de este hongo en el pabellón auricular del recién nacido.

10) HISTOLOGÍA Y PATOGENIA En aquellos pacientes en que se produce una respuesta celular, la hiperqueratosis, paraqueratosis y ligera acantosis con un pequeño infiltrado en la dermis son los cambios histológicos característicos. El inmunofenotipaje de los infiltrados revela un dominio de células T de memoria, una acumulación de macrófagos y una pérdida de células B. También se ha demostrado una acumulación de células Langerhans en la epidermis, reducida expresión de activación de marcadores celulares y la presencia de células T supresoras. Malassezia se localiza generalmente en la parte superficial de la capa córnea, comprobándose mediante microscopía electrónica que se localiza entre las células córneas y penetra también en su interior (64). La cuenta de corneocitos ha demostrado un aumento de células turnover en piel afectada. En las lesiones �rario�or, la depigmentación se considera debida a los ácidos decarboxílicos que se forman por la oxidación de algunos ácidos grasos no saturados de los lípidos cutáneos a consecuencia de las enzimas producidas por Malassezia, que inhiben la acción de la tirosinasa y

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posiblemente ejercen un efecto citotóxico sobre los melanocitos hiperactivos (103-105). Sin embargo Gothamy y cols (42) demuestran que este hongo no actúa “in vitro descomponiendo o utilizando la tirosina y cree que la hipocromia se debe a un bloqueo en la síntesis de la melanina por productos procedentes del metabolismo de Malassezia, sin la utilización de la tirosina. Mediante microscopía electrónica se encuentran melanosomas grandes en las zonas hiperpigmentadas y de tamaño menor del normal en las no pigmentadas (22). Se ha notado también que una pigmentación epidermal total se reduce en lesiones hipopigmentadas y una delgada capa de queratina puede ser significativa. (48)

11) CARACTERÍSTICAS CLÍNICAS El paciente normalmente se queja de un cambio de color desigual y variado de la piel, con una suave irritación. Se aprecian lesiones maculosas de color parduzco claro o un poco rosadas pudiendo cambiar su coloración de un momento a otro del día, que suelen terminar adquiriendo un color blanco, sobre todo cuando el paciente se expone al sol, destacando más al ponerse morena la piel que las rodea. El término versicolor es particularmente apto. El color de las lesiones puede variar desde ocre pálido hasta chocolate medio. En las pieles acaneladas, blancas, las áreas afectadas son más oscuras que lo normal, pero estas no responden a la exposición de la luz, y en sujetos oscuros, la piel anormal es comúnmente pálida, esto ocurre generalmente en la gente negra. La superficie de la piel está recubierta de escamas pitiriasiformes, que si las raspamos con un portaobjeto o con la uña se desprenden en láminas (signo de la uñada); las lesiones son de tamaño variable, la mayoría lenticulares pudiendo confluir originando placas más extensas. La localización más frecuente es en la parte superior del tórax, siguiendo por orden decreciente: miembros superiores (sobre todo en brazos), abdomen, región lumbar y cuello. Son poco comunes en los miembros inferiores y la cara (113). En esta última la encontramos sobre todo en región preauricular, ascendiendo hacia los lados de la frente llegando en algunos casos a invadir el cuero cabelludo. Según Vanbreuseghem (136) la localización en el cuero cabelludo es bastante común en países tropicales. Es poco frecuente en miembros inferiores, pudiendo localizarse en cara interna de muslos (prestándose a confusión con un eritrasma) y región poplítea. En mujeres se encuentra a veces en el pubis y en varones se ha mencionado en el pene (52).

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Lesiones palmares se han reportado de los trópicos y raramente ocurren en zonas templadas. Unos pocos casos inusuales han sido descritos donde el trastorno parece haber sido localizado mediante oclusión o presión como debajo de correas de una mochila o en la ingle bajo una venda T. (66) Lesiones de pitiriasis versicolor Una forma clínica poco frecuente es la pitiriasis versicolor atrófica, descrita por Graciansky y cols (51), Mascaró y Torres (85) y otros autores (88-120-133). Son lesiones con una coloración similar a la PV pero cóncavas, deprimidas, recordando la anetodermia de Jadasshon, coincidiendo casi siempre en pacientes que han estado sometidos a una terapéutica prolongada con esteroides tópicos, como ocurre en enfermos psoriásicos o atópicos, al curar la infección la piel toma aspecto normal. Según Tosti y cols (135) las alteraciones asientan en los 2/3 externos de la capa córnea en la PV con lo cual la función de la barrera cutánea en los sitios infectados por Malassezia está disminuida, permitiendo una mayor penetración de los esteroides. En las biopsias algunos autores encuentran degeneración de las fibras elásticas (85-88), mientras que según otros son normales.

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Lesiones pigmentadas oscuras Leiones hipopigmentadas Lesiones en tronco B. EPIDEMIOLOGÍA La PV es una dermatosis de distribución universal que afecta a todas las razas, aunque su incidencia no es igual en todas ellas, variando de unos países a otros, su prevalencia y edad máxima de aparición varía según el clima, siendo más �rario�ori y apareciendo en edades más tempranas en países cálidos y húmedos. En países de clima templado aumenta en verano y otoño, con una prevalencia de un 5% en relación a todas las micosis superficiales (94-81). Siendo común en climas templados, en los trópicos y sub trópicos, se ha informado de niveles de prevalencia hasta el 50% en México, Samoa, Fiji, América Central y del Sur, la India, partes de África, Cuba, las Indias occidentales y la región del Mediterráneo. Se ha reportado también, elevadas prevalencias en Nueva Guinea (42%), Brasil (36%), Calcuta 28% (67) y África Central (16.6%) (11). Ver anexo AA8 Al parecer la gran frecuencia de PV en países tropicales podría deberse la disminución del recambio celular por causa del calor (101-99). En un estudio entre 2,353 niños en Nigeria, la incidencia de PV fue del 3.7% y del 6.3% en niños de 12 a 16 años de edad (59) con localización fundamentalmente en la cara. En una región templada en el sur de Túnez, se observó con una frecuencia del 11.8% (20) en la población de menores de 15 años.

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En países templados su prevalencia es mucho menor, así en Roma obtienen una prevalencia del 3.7% (67), en zonas frías como Suecia la frecuencia de aparición es del 11% según un estudio de Faegerman y cols (43), donde se refiere una incidencia doble en mujeres que en hombres. Parece clara la relación del proceso con la actividad de las glándulas sebáceas, lo que establece su incidencia entre los 10-65 años y fundamentalmente entre los 20-45 (19-32) y más concretamente entre la segunda y tercera décadas de la vida (8-138). No obstante puede aparecer en edades extremas (19) pero excepcionalmente en la infancia (138-125). Con relación a lo anterior, debemos señalar la revisión realizada por Delgado V. (38) a publicación de Pönnighaus y cols en 1996 (101) sobre el tema de la pv en Malowai (África), (Anexo AA7) en la que examina una población de más de sesenta mil personas, encontrando un 17.9% de media con PV, siendo casi la mitad de esta cifra una pv intensa. Para la franja entre 15-24 años, la incidencia fue del 20-25%. Es rara antes de la pubertad. Datos de valor epidemiológicos y de taxonomía además, también son señalados por Crespo E.V y col (28) en estudio realizado en Málaga España; con un total de 75 enfermos de PV, 33 varones y 37 mujeres con edades comprendidas entre los 14 y los 65 años, 75 con dermatitis seborreica y 150 muestras de piel sana. En dicho estudio se clasificaron además las diferentes especies de Malassezia que fueron encontradas tanto en el grupo de pacientes con PV como en los otros dos grupos. En otro estudio también por Crespo E.V y col. (29), se estudian 100 pacientes con PV 75 con dermatitis seborreica y 220 muestras de pieles sanas. En la citada publicación se señala a Malassezia globosa causante del 87% de casos de PV corroborándose esta información en una más reciente publicación también realizada por el citado autor (30) donde se analizan 96 pacientes con PV; 44 hombres y 52 mujeres, obteniéndose Malassezia globosa en 97 % de los casos. Un trabajo similar reporta Gupta y col (60), de estudio realizado en Ontario, Canadá con 11 casos de PV en donde el 95% revelaron ser tres especies diferentes de Malassezia. En Japón, Nakabayashi y col. (93) obtuvieron un 65% de especies de Malassezia de 22 pacientes con lesiones de piel por PV. También queremos hacer mención de varios estudios realizados en Santo Domingo, República Dominicana (1), en el primero; de 1999, se menciona que de 120 casos micológicos reportados por día, un 30 a 60% corresponden a PV. En el mismo se estudiaron 100 pacientes con diagnóstico clínico y micológico por PV del cual 62% eran mujeres y 38% varones. La edad varió de 6 meses a 83 años. El 21% fueron menores de 15 años de edad, correspondiendo 13 a niñas y 8 a niños. Siete de ellos fueron menores de 5 años de edad y de estos cuatro menores de un año (Gráfico 1).

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Un segundo estudio (72) se refiere a 92 casos de pacientes con PV en menores de un año de edad (lactantes) con manifestaciones clínicas atípicas. Posteriormente se recopila y amplia esta información en reciente publicación (73) donde se corrobora la infección en 797 menores de 15 años y 92 lactantes, con predominio de lesiones en cara y tronco. Mencionamos también la situación citada en un estudio multicéntrico realizado en 1998 en Argentina (36), con 851 pacientes ambulatorios de ambos sexos (58 % mujeres y 42% hombres). Solo 51.6% del total de pacientes fueron confirmados con una dermatomicosis y de este solo 13.3% se confirmaron con PV. (Anexo AA7) No queremos dejar de mencionar los datos que reflejan un trabajo de Tesis de Grado realizada en Panamá en 1994 (37), el cual sembró la inquietud para realizar el presente estudio. En dicha tesis se evaluaron 200 jóvenes, de los cuales 81 (40.5%) resultaron positivas por PV, correspondiendo 46 (56.8%) al género masculino y 35(43.2%) al género femenino. En cuanto a la edad, 70.3% estaban entre los 18 -26 años, 59.3% correspondían a trabajadores, 63.0% practicaban deportes, 50/81 personas presentaban síntomas y 31/81 eran asintomáticas. C. ETIOLOGÍA 1. HISTORIA A pesar de las observaciones realizadas por Eichsted y Sluyter estos no propusieron ningún nombre para las estructuras micóticas observadas en lesiones reducidas de piel de pacientes con el padecimiento. En 1853, Robin denominó a este hongo como Microsporum furfur, y a la pitiriasis versicolor como tiña versicolor pensando que se trataba de un dermatofito similar a Microsporum audouinii (75-123). En 1873 Rivolta (111), descubre la presencia de unas células ovales al observar microscópicamente esporas de su propia barba, bautiza al hongo como Cryptococcus psoriasis. Tan solo un año después, Louis Malassez (80) descubre elementos semejantes en distintas dermatosis escamosas pero muy especialmente en pitiriasis seca de cuero cabelludo considerándolo como los agentes etiológicos de la enfermedad.

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El hongo recibió diferentes nombres (Anexo AA1)(5). Debido a la observación de dos tipos de morfología de levaduras Bizzozero (16) las nombró como Saccharomyces ovalis y Saccharomyces sphaericus en 1884. Finalmente prevaleció el de Malassezia furfur, sugerido por Baillon (7) en 1889, en honor a Malassez, ya que reconoció que la levadura de la pitiriasis no se relacionaba con las especies de Microsporum que eran los agentes de la tiña. La especie furfur fue asignada por su vinculación a procesos descamativos. Etimológicamente furfur significa “salvado”. A comienzos del siglo XX la mayoría de los micólogos opinaban que Malassezia furfur era el agente de la PV y Pityrosporum ovale, el de la dermatitis seborreica y la pitiriasis capitis. Muchos investigadores dijeron haber aislado el microorganismo (110), entre ellos Kobner en 1864, Schmitter en 1923, Macleod y Dowling en 1928, y Morris y Moore en 1938, pero es dudoso que lo hayan aislado e identificado en forma correcta, porque en sus medios de cultivo no incluyeron lípidos. En 1904, Sabouraud (115) relacionó la forma ovalada, la “espora” de Malassez a “pitiriasis capitis” y la llamó Pityrosporum malassezi, nombre que fue cambiado por Castellani y Chalmers (108) a “Pityrosporum ovale” en 1913.

A pesar de muchos intentos puede considerarse a Panja (97) como el que logró en 1927, el primer cultivo de Malassezia dividiendo a este género en tres especies distintas implicadas a su vez en otras tantas patologías diferentes: Malassezia ovalis: causante de la dermatitis seborreica Malassezia furfur agente etiológico de la pitiriasis versicolor. Malassezia trópica: implicada en la producción de la pitiriasis alba. Oto y Huang (100), en 1933 y Rhoda Benham en 1934, aislaron Pityrosporum ovale (M. ovalis) y demostraron que era lipófilo obligado. Dodge en 1935 (39) consideró al género Pityrosporum como sinónimo de Malassezia incluyendo en su libro las especies: M.furfur, M.ovalis, M.macfadyeni, M.tropica y M.pachydermatitis (Anexo AA2), esta última aislada por Weidman en 1925 de un rinoceronte con dermatitis exfoliativa. Posteriormente se ha obtenido como saprófito o parásito de la piel de diversos animales, perros, gatos, elefantes de la India, osos negros y humanos. Es muy frecuente en los perros originando otitis externa. Se diferencia de Malassezia furfur en que no necesita la presencia de aceite en el medio de cultivo para su desarrollo y además por contener un 56% de guanina y citosina en el DNA, mientras en M. furfur existe 63% (135). Es una especie que se aisla muy pocas veces de la piel humana, aunque muchas de las funguemias por catéter en neonatos mencionadas en la literatura son debidas a M. furfur y M.pachydermatitis (94) Benham (14) en 1939 estudió el P. ovale logrando cultivarlo en medios a los que agregó varios lípidos (lanolina, ácido oléico).

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Malassezia furfur fue aislada en forma auténtica y caracterizada en 1951 por Morris Gordon (49-50), quien obtuvo de las escamas de PV, siguiendo una técnica parecida a la de Benham, una levadura morfológicamente distinta a P. ovale por mostrar blastosporas redondeadas y no ovales, denominándola Pityrosporum orbiculare, organismo posiblemente relacionado con Saccharomyces sphaericus de Bizzozero antes mencionado, que crece con dificultad en medios con ácido oleico y ácido linoleico, al contrario de lo que ocurre con P. ovale. Estas afirmaciones se basaban además en que en la presentación microscópica de las lesiones, Malassezia furfur se presenta en forma de blastosporas (levaduras) y filamentos miceliares cortos, mientras que Pityrosporum ovale presenta solo blastosporas. Al igual que otros, Roberts (112) en 1969, estudió las diferencias en morfología celular de tales levaduras tanto en tejido como en cultivo, ha habido una actitud reacia para colocarlas en taxonomías separadas debido a la inestabilidad de algunos aislamientos. Fue entonces Morris Gordon quien colocó a Malassezia furfur en el género Pityrosporum establecido por Sabouraud en 1940. La relación de P. ovale (M.ovalis) y P.orbiculare (M. furfur) con la enfermedad, como entidad clínica ha estado sujeta a controversia. Tal situación llega a aclararse con lo siguiente: Ya en la primera edición de “The Yeast A Taxonomic Study “(1952) (91), se considera el género Pityrosporum con dos especies: P. ovale (patógeno humano) y P. pachydermatis (de origen animal), a los que Gordon (49) agrega el P. orbiculare, hecho reconocido en la segunda edición de “The Yeast A Taxonomic Study (1970) (123) donde se reconoce que Pityrosporum y Malassezia son géneros semejantes que representan las fases levaduriformes y micelial de un mismo hongo, lo que definitivamente fue demostrado en 1977 al ponerse de manifiesto que cultivos de Pityrosporum eran capaces de producir micelios (40-80), semejantes a los desarrollados por Malassezia. Estas y otras experiencias abogaban por la similitud de ambos géneros (131) por lo que a partir de estos hallazgos la “Comisión Internacional para la Taxonomía de los Hongos”(1984) consideró muy confuso usar una nomenclatura tan complicada y proponen el término “Malassezia furfur” (Robin), Baillon 1889; de tal manera que en la tercera edición de “The Yeast A Taxonomic Study” (139) se considera como género el de Malassezia con dos especies: M.furfur, propia del hombre y M.pachydermatis, asociada a los animales. El análisis genómico realizado por Guèho y Mayser (53) (1989) confirman esta división. El rasgo morfológico característico de las levaduras de Malassezia incluyen una gruesa pared celular multicapa y la producción de blastoconidias mediante un proceso de repetitiva gemación monopolar o simpodial dejando así una prominente cicatriz en la célula madre, características estudiadas por

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Yarrow & Ahearn en 1984 (139), Simmons & Ahearn en 1987 (120) y Simmons & Guého en 1990 (122). En 1989, Midgley (87) realizando estudios con colonias de M. orbiculare, M. ovale y M. pachydermatis, aisladas y mantenidas durante repiques sucesivos en su laboratorio, observó que la morfología se mantenía estable, además no solo diferenció M. orbiculare de M.ovale sino que dentro de este último distinguió tres formas (forma 1, forma 2 y forma 3), teniendo en cuenta el aspecto macro morfológico y micro morfológico de los cultivos. Ampliando el estudio con pruebas inmunológicas y electroforesis de las proteínas, consideró que sus resultados no tenían suficiente valor taxonómico aunque le permitieron diferenciar M. ovale, M. orbiculare y M. pachydermatis. Otros micólogos (101) llegaron a considerar a P. orbiculare como sinónimo de M.furfur y a P. ovale como una variedad distinta. Sin embargo en repiques sucesivos, P. ovale adquiere una forma similar a la de P. orbiculare (107) y viceversa (116) Sumando las características morfológicas (9) a las propiedades fisiológicas (10) e inmunológicas (13-70), se ha podido llegar a la conclusión considerada en la actualidad de que P. orbiculare, P. ovale y M furfur son una misma especie, denominada Malassezia furfur considerando la ley de prioridad (44), no tiene discusión y es obligado el uso del término Malassezia (38), y que es el hongo que aparece en la literatura con el mayor número de sinónimos a saber. Antes de los años 90, las especies de este género podían dividirse en dos grupos en base al requerimiento de ácidos grasos para crecer “in vitro”: 1. Aquel formado por especies capaces de crecer en medios ordinarios, sin necesidad de suplementos lipídicos, constituido este grupo únicamente por M. paquidermatis. 2. Otro grupo constituido por aquellos que para su crecimiento requieren ácidos grasos de cadena larga constituido por M. furfur. En el año 1990, Cunningham et al (34) distinguen dentro de este último grupo lipo dependiente, tres serotipos (A, B y C) en función de diferencias culturales y antigénicas, ese mismo año Simmons y Guého (122) añaden una nueva especie el género Malassezia: M. sympodialis, la cual fue aislada del conducto auditivo de un varón sano de 33 años y del cuero cabelludo de un francés enfermo de SIDA, quien tenía además una tinea capitis. La especie se caracteriza por ser muy lipófila y presentar brotes simpodiales unilaterales o múltiples y examinando su pared con microscopio electrónico se observaban pliegues ondulados irregulares y se correspondería al serotipo A en la clasificación de Cunningham et al y la cual se diferencia de M. furfur por su menor contenido guanina-citosina.

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Todavía en 1992 Kwon-Chung & Bennett (75) se cuestionaban el aspecto de las tres especies hasta ese momento estudiadas: M. furfur, M. pachydermatis y M. sympodialis. Guillot y Guého (56) estudiaron las secuencias parciales del ARNr 255S, con cepas de M.furfur, M.pachydermatis, M. sympodialis, así como las variedades descritas por Midgley y Cunningham et al (35) y llegaron a la conclusión de que M. furfur, M. ovale y M. orbiculare corresponden a una misma especie y que las variedades de Midgley y Cunningham están relacionadas con M. sympodialis y otras especies de Malassezia no descritas. En el año 1995 los estudios continuados de Guillot y Guého (57) mediante el empleo de técnicas de biología molecular aplicada a la secuenciación del ARN ribosómico y los estudios de complementaridad del ADN nuclear apuntaban a que este género debía diferenciarse en más especies en base a los anteriores estudios genéticos y a otros estructurales, fisiológicos y morfológicos. En 1996 cuatro nuevas especies de Malassezia son descritas: M. slooffiae: aislada de la piel humana y de animales siendo un agente importante en la flora cutánea y del cerdo. Las otras tres: M. globosa, M. obtusa y M. restricta que se diferenciaban entre si por sus características morfológicas (58-54). Vemos así como el género Malassezia ha sufrido diversas revisiones taxonómicas (90-71). En la última reclasificación realizada Guèho y col, se reconocieron siete especies distintas dentro de este género: M.furfur, M. pachydermatis, M.sympodialis, M.globosa, M. obtusa, M. restricta y M. slooffiae (54). Posteriormente en el año 2002, se incluyen tres especies más en el género; denominándolas: M.dermatis, M.equi y M.nana (129-69). Sin embargo la aceptación de estas nuevas especies está todavía bajo investigación. Hay escasa información disponible acerca de la epidemiología y ecología por lo cual el significado clínico de estas especies no es completamente reconocido. En una reciente revisión de la literatura científica del año 2004 (130), y acerca del tema, se señala el hallazgo de Malassezia yamatoensis, aislada en individuos sano y con padecimiento de dermatitis seborreica y dermatitis atópica. Se hace mención de su similitud con M. furfur y M. �rario�o en sus características fisiológicas, utilización del tween y temperatura de crecimiento. Los más recientes trabajos de Crespo E.V y col (30) sobre el tema, en el 2000, en donde se reevalúa la información referente a la ecología y patogenicidad de estas levaduras lipofílicas, concluyen que Malassezia globosa en su fase micelial es el agente causante de PV al menos en las regiones templadas.

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Se plantea la interrogante (31) de si la PV observada en las zonas tropicales representa una entidad clínica separada, debida a otra especie distinta. En resumen teniendo en cuenta todos los trabajos realizados hasta la actualidad, las especies de Malassezia, dentro del reino de los hongos, se incluyen en la división Basidiomycota, Clase Heterobasiodiomycetes, Subclase Ustilagomycetes (47), Orden Filobasidiales, Familia Cryptococcacea, género Malassezia (56-10), como indicamos en Anexo AA3. (58-18). D. ASPECTOS DE LABORATORIO: 1. ANTECEDENTES Desde que Eichstedt en 1846 hizo la primera publicación de la presencia de levaduras y filamentos en escamas de pacientes con PV, hasta fecha muy reciente, el estudio de estas levaduras, incluidas por Baillon en el género Malassezia (1889), se ha visto rodeado de una gran confusión y suscitado una enorme controversia, tanto en el aspecto de posición taxonómica como en su capacidad patógena. Las razones de ello radican por una parte en su notable variabilidad morfológica reconocida ya incluso por los primeros investigadores y por otra en sus peculiares exigencias fisiológicas, que dificultaron su aislamiento en cultivo. Además en el plano patogénico, a su primitiva implicación en la PV se sumó su hallazgo en una variedad de procesos morbosos, tanto superficiales (dermatitis seborreica, foliculitis…) como sistémicos (peritonitis, sepsis producidas por catéteres i.v) así como en la piel sana del hombre y de otros vertebrados superiores Las siete especies de Malassezia existentes y reconocidas hasta en los últimos años (década de los 90); han sido investigadas desde diferentes aspectos: micológico, molecular e inmunológico, como ya se ha mencionado a través de este escrito. Sin embargo las características morfológicas obtenidas mediante observación microscópica ha sido la principal sino la única “herramienta” utilizada por la gran mayoría de los micólogos del mundo y por muchos años, para el diagnóstico de laboratorio, se llega solo a considerar el género.

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2. EXAMEN DIRECTO El diagnóstico de la enfermedad se ha basado entonces y fundamentalmente en la clínica pudiendo confirmarse con el método tradicional mediante examen directo de material supuestamente contaminado para lo cual se toma la muestra del paciente con una tirilla de cinta adhesiva transparente (tape) y se examina directamente, o bien se raspan escamas y hacen preparaciones húmedas en láminas portaobjeto con solución de KOH al 20% para digerir la queratina (25), o agregando tinta Parker azul oscuro, puede utilizarse también el azul de lactofenol. Son útiles también las tinciones de Gram, Giemsa, Pas, calcofluor blanco etc. Bajo estas condiciones pueden observarse elementos tales como levaduras o blastosporas redondas u ovales de pared gruesa de tamaño variado, filamentos cortos de pared gruesa cuando se encuentran aislados o en grupos. En ocasiones los filamentos son más largos (2,4, ó 5 veces más de lo normal). Cuando las blastosporas están sobre escamas un poco gruesas, no se visualizan con tanta claridad como las hifas de los dermatofitos, muchasveces los filamentos aparecen rodeados de una capa oleosa. La observación microscópica se realiza bajo aumento de 10x y 40x. Algunos laboratorios con la facilidad de microscopía que utiliza luz ultravioleta, pueden observar que el calcofluor blanco (Becton Dickinson �rario�orios, Oxford, UK) da una fuerte señal con Malassezia.

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Examen directo 10 x Examen Directo 40 x

Examen directo 10 x Examen Directo 40 x

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3. CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA En los últimos años y mediante estudios más profundos se ha logrado obtener la descripción de cada una de las siete especies existentes para el género Malassezia. Las mismas exhiben características morfológicas y fisiológicas típicas. Todas ellas se reproducen mediante una gemación unilateral repetitiva, dejando prominentes cicatrices en la célula madre. Las levaduras de forma de botella pueden ser globosa, ovoidea o cilíndrica. Las yemas se forman en una estrecha o ancha base. (58). Malassezia furfur es la única especie con varios aspectos micro morfológicos, con células ovoides y esféricas (2.5-5.0 um de diámetro), además de otras cilíndricas de longitud y espesor variable (1.5-3.0x 2.5-8 um), pudiendo llegar a formar filamentos miceliares, espontáneamente o bien utilizando medios apropiados (58). En el lugar en donde se forman las blastosporas puede a veces llegar a observarse un collar que recuerda al de las fiálides de otros hongos. La célula madre de una blastospora puede ser esféricas, oval, o filamentosa. Es una especie lipófila, por lo cual para cultivarla en medio de Sabouraud es necesario cubrir la superficie del mismo con aceite de oliva (58). Malassezia pachydermatis: se caracteriza por presentar pequeñas células ovoides (2.0-2.5x4.0-4.5 um) con una base ancha (58). No necesita lípidos para su desarrollo. Malassezia sympodialis: tiene células ovoides pequeñas (1.5-2.5 x 2.5-6 um). Se reproduce formando brotes simpodiales recurrentes unilaterales. Posee una pared rugosa cuando la observamos con un ultramicroscopio de barrido (58). Es una especie lipófila. Contiene un 54% de G+ C. En la piel humana M.sympodialis se aisla con más frecuencia que M. furfur. Malassezia globosa: posee células esféricas estables (2.5-8.0 um de diámetro), los brotes se originan a partir de una base estrecha pudiendo alargarse y formar tubos germinativos, semejantes a los que observamos en los exámenes directos de las escamas de PV. Es lipófila, se encuentra en pacientes que padecen tanto PV como dermatitis seborreica (54). Malassezia obtusa: está formada por células grandes y cilíndricas (1.5-2.0 x 4.0-6.0 um) con base ancha. A diferencia de las dos anteriores es poco frecuente en la piel humana (58). Malassezia restricta: posee células pequeñas, esféricas u ovoides (1.5-2.0 x 2.5- 4.0 um), provistas de una base relativamente estrecha. Es frecuente en la piel humana (58).

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Malassezia slooffiae: presenta células cilíndricas de corta longitud (1.0-2.0x 1.5-4.0 um), con brotes de base ancha. Se ha aislado de la piel humana y de los animales, siendo muy frecuente en la piel del cerdo (58). 4. CULTIVO: Poco utilizado como ya mencionamos anteriormente, pues, solo se recurre a él con fines de investigación. Puede realizarse en medio de Sabouraud cubriendo la superficie con una capa de aceite vegetal (oliva, girasol, maíz). Entre otros medios que han sido utilizados está el Osca (45-91) cuya composición se refleja en el cuadro 1. A los tres a seis días de realizar la siembra, aparecen colonias de 3 a 6 mm de diámetro, de color amarillento que vistas al microscopio están compuestas por células hialinas de 3 a 7 micras de diámetro, globosas o elipsoides, recubiertas por una pared gruesa. En este medio no se produce elementos filamentosos, aunque algunas células pueden presentar tubos germinales (44).

Colonias de Malassezia spp en medios de cultivo En 1987 Leeming y Notman (77) desarrollaron un medio de cultivo específico observando que sobre él se producían colonias diferentes, que Cunningham y cols (34) sintetizaron en tres, caracterizándolas en los serotipos A, B, C por presentar distintos antígenos de superficie. Estos serotipos presentaban las siguientes características morfológicas: Grupo A: Colonias redondeadas y largas (5mm) circulares, cremosas, elevadas, lisas y dentada. Grupo B: Cepas redondeadas, circulares, de 2-3 mm de diámetro, aplanadas, centradas por un botón, friables y cremosas

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Grupo C: Colonias de 2-3 mm de diámetro circulares. Se ha utilizado también un medio similar al de Leeming y Notman al que agregan “leche de vaca integral” (74) otros han puesto medios con leche en cajas de “petri de contacto” (15). En todos estos medios ha resultado infructuosa la obtención de la fase filamentosa de Malassezia. En estudios más recientes realizados por Crespo E. V y col. (28-29-30) y Mayser P y col (83) el medio utilizado para el aislamiento primario de las especies de Malassezia ha sido el de Dixon modificado (m Dixon agar) incubando a 32ºC obteniéndose buena recuperación de las colonias levaduriformes. 5.MÉTODOS DE IDENTIFICACIÓN FISIOLÓGICOS, BIOQUÍMICOS Y MOLECULARES. La identidad de las especies conocidas de Malassezia se ha confirmado mediante estudios de ADNn/ADN. Guillot et al (58) propusieron un esquema relativamente fácil de realizar para su identificación, basado en las características morfológicas ya descritas y en otras fisiológicas. Utilizaron el medio de cultivo Sabouraud para aislar M. pachydermatis, pues, como sabemos no necesita lípidos para su desarrollo y el resto de las especies igualmente se aislaron en el medio de Dixon modificado. Todas las especies del género reiteramos, se diferencian no solo por su secuencia de ARN ribosómico y contenido de GC, sino que presentan diferencias en morfología colonial y celular y propiedades fisiológicas las cuales fueron propuestas por Guillot et al y son: presencia de la enzima catalasa, tolerancia para crecer a 37ºC y capacidad para utilizar tween 20 o monolaurato de polioxietileno sorbitan que es un detergente no iónico con una composición de 50% de ácido láurico y balance principalmente de ácido mirístico,palmítico y esteárico, tween 40 o monopalmitato de polioxietilen sorbitan que es un detergente no iónico utilizado para lisis de células, separación de núcleo y fraccionamiento de células,con 90 % de ácido palmítico y balance de ácido esteárico, tween 60 o monoesterato de polioxietileno sorbitan con una composición de 50% aproximadamente de ácido esteárico y balance principalmente de ácido palmítico y tween 80 o monooleato de polioxietilen sorbitan, detergente no iónico utilizado para extracción selectiva de proteína y aislamiento de núcleo de células de mamíferos, con una composición de 70% de ácido oléico y balance principalmente de linoléico, palmítico y ácidos esteáricos, como única fuente de lípidos para crecer. Debido a que en el esquema, se dificultaba la diferenciación de las especies M.furfur, M.slooffiae y M. sympodialis, se propuso la introducción de otras dos pruebas fisiológicas como son: la asimilación de aceite castor y la actividad de beta glucosidasa (55).

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La diferenciación de las especies en base a sus características fisiológicas se resume en el Cuadro 3 tomado de la publicación de Guého et al (55) en 1998.

Mayser et al (83) estudiaron el crecimiento de M.furfur, M.sympodialis y las otras especies descritas recientemente en medios de cultivo con aceite de oliva, tomando muestras del aceite al cabo de varios días de incubación, con las que realizaron una cromatografía en capa fina. Hallaron sobre todo diferencias muy marcadas en las muestras de los cultivos de M. furfur y M. sympodialis. Tiñendo las placas de cromatografía con primulina (colorante muy sensible a compuestos lipófilos) observaron que los ácidos grasos libres son mucho más abundantes en los aceites en los que se cultivó M.sympodialis que en los de M.furfur, evidenciándose en la placa de cromatografía en un Rf 0.19. En un Rf 0.41 ambas especies evidencian una cantidad muy similar de triglicéridos. Además casi todas las muestras procedentes de M.sympodialis poseen ésteres etílicos de ácidos grasos en un Rf 0.60 que, en cambio, están ausentes en las de M.furfur. Además M.sympodialis produce ésteres etílicos, al crecer en aceite de oliva, aceite de soja, trioleína y trilinoleína, al igual que otras especies de Malassezia, excepto M.furfur. Las curvas de crecimiento en aceite de oliva también difieren en ambas especies, siendo un poco superiores en M.sympodialis. Según Guého et al (54) teniendo en cuenta que M.sympodialis produce gran cantidad de ácidos grasos libres y ésteres etílicos, puede irritar la piel y ocasionar lesiones inflamatorias con más frecuencia que M.furfur. Estas alteraciones metabólicas son importantes para estudiar la patogenia de las enfermedades asociadas a Malassezia. Patel y Noble (98) observaron diferencias en la composición de los lípidos cutáneos en pacientes con enfermedades microbianas, si bien no se puede afirmar que estas variaciones estén relacionadas con la etiología de la dermatitis seborreica ni la pitiriasis versicolor. De todas formas lo que sí se puede asegurar, es que cuando se encuentra una cepa que no produce ésteres etílicos en los cultivos, se trata de una infección debida únicamente a M.furfur, pues, cuando está mezclada con otras especies aparecen ésteres etílicos en mayor o menor cantidad. Mayser y col (83) estudian también el comportamiento de las distintas especies de Malassezia, siguiendo un método parecido al de Guillot et al (58), en el que utilizan aceite castor (Cremophor EL de Sigma) y otros emulsionantes en vez de tween 60, observando que el Cremophor EL es asimilado solo por M.furfur y en Cremophor S9 crecen M.furfur, M.symppodialis y M.slooffiae. Sin embargo, M.obtusa, M.globosa y M.restricta no crecen en ninguno de ellos. Apoyan estos estudios la determinación de la actividad metabólica de las levaduras mediante cromatografía en capa fina.

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La esculina es otra prueba que permite diferenciar M.furfur de M.sympodialis. En la misma se detecta el desdoblamiento de la esculina en esculetina y glucosa produciéndose un color negro, resultando positiva para M.sympodialis .Por último, puede también ayudar a la identificación de M.furfur y M.pachydermatis, la determinación del poder inhibitorio del polidocanol. La especie más resistente es M.furfur y la más sensible M.pachydermatis, reportado por Mayser et al (84) Las técnicas moleculares han sido utilizadas para estudiar la epidemiología de los aislamientos en situaciones donde han ocurrido septicemias en grupos .La data molecular de varias técnicas a nuestra disposición aumentará la precisión de la identificación de especies de Malassezia aisladas de la población normal y de pacientes con diferentes condiciones de la piel asociadas con el género. La identificación de los aislamientos de Malassezia hasta el nivel de especies en el laboratorio no es de valor diagnóstico en enfermedades de la piel ya que algunas de las especies pueden aislarse de piel sana. Sin embargo es de gran interés saber cuales especies están en efecto asociadas con las enfermedades bajo estudio y para determinar si el espectro varía con el diagnóstico clínico, sitio en el cuerpo, origen étnico de la población, clima, etc. Ahora es posible dar una identificación precisa a los aislamientos obtenidos en estudios experimentales. Mientras que en los primeros años, las investigaciones realizadas se describían bajo el paraguas de Malassezia furfur o Pityrosporum ovale, hoy se publican reportes con las especies exactas, igualmente con los rangos de sensibilidad a varias drogas antifúngicas en donde se realiza este tipo de investigaciones (65-61). E. ESTUDIO BIOLÓGICO Después de investigar y experimentar las dificultades que presenta el género Malassezia en su aislamiento, identificación y mantenimiento utilizando los métodos anteriormente señalados, somos de la opinión de que es importante profundizar sobre el comportamiento fisiológico de este género. Al revisar el estudio realizado por Mayser y col (83) y relacionado con la utilización de lípidos neutros por parte de las diferentes especies de Malassezia nos percatamos de que poco se sabe sobre su metabolismo y requerimientos nutricionales. En dicho estudio se compara su comportamiento frente al aceite de oliva y aceite de soya obteniéndose resultados que señalan que todas las especies producen una gran cantidad de ácidos grasos a diferencia de M. furfur la cual refleja un aumento muy leve de los mismos. Sin embargo todas las especies crecen en dichos sustratos.

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Igualmente señalamos los artículos que se refieren a la identificación de las especies mediante hidrólisis de los tween (58) y Cremophor El (55) donde se evidencia nuevamente ese comportamiento por parte de M.furfur.

CAPÍTULO III

A.MATERIALES Y MÉTODOS Muestra El estudio se realizó durante el periodo comprendido entre enero de 2003 - noviembre del 2004 con la información que generaron los pacientes que llegaron al Departamento de Microbiología de la Facultad de Medicina, referidos por el médico, en busca del diagnóstico de laboratorio confirmatorio a la sospecha clínica de pitiriasis versicolor y los individuos clínicamente sanos (sin ninguna dermatosis). A estos últimos se les solicitó su anuencia para participar en el estudio solo aportando su flora normal sin ningún procedimiento agresivo, ni invasivo al cuerpo.) Equipos Microscópio, cámara de siembra bacteriológica, incinerador bacteriológico, incubadora regulada a 32º C, vórtex. Medios de Cultivo y Pruebas Para el cultivo primario se utilizó el medio de Dixon modificado, cuyos componentes aparecen en el cuadro a continuación, y el cual fue propuesto por Guého E, y Midgley G. (54) Medio de Dixon modificado Extracto de malta 3.6% Peptona micológica 0.6% Ox bilis desecada (Oxoid) 2% Tween 40 1% Glicerol 0.2% Ácido oléico 0.2%

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Agar 1.2% Cloranfenicol 0.5% Cicloheximida 1g/L1 Ajustar el Ph a 6.0

Cultivos de Malassezia en agar de Dixon modificado Se realizó la prueba de catalasa para lo cual fue necesaria la utilización de peróxido de hidrógeno a 10 volúmenes También fue utilizado el medio de bilis esculina para realizar la prueba de desdoblamiento de la esculina, la cual está basada en la capacidad de ciertos microorganismos de hidrolizar la esculina en presencia de bilis al 1ó 4 % produciendo gñlucosa y esculetina, que se visualiza en un medio con una sal de hierro, por formación de un complejo marrón oscuro.

Peróxido de hidrógeno

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Composición del medio de bilis esculina: Peptona 5.0 g Extracto de carne 3.0 g Bilis de buey 40.0 g Esculina 1.0 g Citrato férrico 0.5 g Agar 15.0 g Agua destilada 1 L

Medio de bilis esculina Se utilizó los ésteres de sorbitana y de polioxietileno que reciben el nombre de polisorbatos conocidos comercialmente como tween: así monolaurato de sorbitana y polioxietileno o polisorbato 20 (tween 20), monopalmitato de sorbitana y polioxietileno o polisorbato 40 (tween 40), monooleato de sorbitana y polioxietileno o polisorbato 80 (tween 80), Chremophor EL o agente emulsificante poliéter de aceite castor y óxido de etileno y por último se añadió el aceite castor puro.

Reactivos de Tween

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Colección de las muestras Las muestras procedían de dos fuentes: las que fueron tomadas por el médico y las tomadas por nosotros, en muchos de los casos el médico apoyó el diagnóstico clínico utilizando lámpara de Wood. Las zonas muestreadas fueron tórax, abdomen, espalda, cara, barba, cuello, brazos, piernas y dispersa en todo el cuerpo a la que denominamos como generalizada. (Anexo AB1 a AB6). Se completó un formulario (Anexo AA14) y para la toma de muestra procedimos con lo siguiente: A los pacientes con sospecha de la enfermedad se realizó limpieza previa de la zona afectada, con alcohol al 70% y raspado de las escamas con un bisturí o porta objetos limpios, guardándolas entre dos porta objetos o platos petri pequeños por no más de 48 horas, hasta el momento de la siembra. A las personas de piel sana se les frotó indistintamente un hisopo estéril en la frente y hombros. A las muestras sospechosas se les realizó examen directo y cultivo, no así a las de piel sana, a las cuales se les hizo solo el cultivo. La información generada de las variables consideradas tanto de los datos clínicos del paciente como de las observaciones de laboratorio y los resultados se registraron en un cuadro (Anexo AA15). Metodología Examen directo Para los exámenes directos se utilizó cinta adhesiva transparente la cual se aplicó sobre las lesiones y fueron observadas bajo el microscopio con la tinción de azul de lactofenol o azul de algodón.

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Técnica de la cinta adhesiva para Examen directo con azul de algodón el examen directo de M. furfur en aumento de 40x. Cultivos Los cultivos se realizaron sembrando el material en platos de agar de Dixon modificado (Anexo AA5), los cuales fueron incubados a 32° C, temperatura óptima para todas las especies y colocados en bolsas plásticas para evitar desecación, por un período de dos semanas. El crecimiento de las colonias fue revisado diariamente, observándose cuidadosamente con una lupa. Se aplicó la tinción de azul de lactofenol para la observación microscópica de las levaduras de las colonias. Se confirmó la característica lípido dependiente de Malassezia, haciendo pases de las levaduras al medio de Sabouraud y colocando a 32º C, comprobando con esto que si se obtenía algún crecimiento, se trataba entonces de M. pachydermatis, que es la única no lípido dependiente.

Aislamientos en medio Dixon Una vez obtenido el primer aislamiento, se hacían pases a otro plato de agar Dixon para obtener cultivos frescos y así realizar las pruebas bioquímicas, de igual forma manteníamos las cepas en caldo Dixon a 32ªC para cualquier

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eventualidad y posteriormente terminado el estudio procedimos a conservar nuestra colección en crioviales con leche descremada a temperatura de -70ºC.

Cepas de Malassezia en el caldo Dixon Identificación: Los crecimientos obtenidos fueron clasificados de acuerdo a especies utilizando la prueba de catalasa: aplicando una gota de peróxido de hidrógeno de 10 volúmenes a una porción del cultivo colocado sobre un portaobjeto, o directamente sobre el plato de cultivo. La producción de burbujas de gas indicó una reacción positiva. Esta prueba fue aplicada a todas las especies encontradas resultando positiva a todas, comprobamos así que no obtuvimos ningún aislamiento de M. restricta la cual es catalasa negativa.

Prueba de catalasa positiva Igualmente realizamos la prueba de desdoblamiento de la esculina sembrando la levadura directamente en el medio.

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Prueba de esculina Fueron aplicadas también las otras pruebas señaladas en el cuadro que para tal fin estableció Guillot y col. (57) basado en la utilización de los tween (20, 40, 80) complementado por el uso de Cremophor EL, agente emulsificante: poliether de aceite castor y óxido de etileno; éste último sugerido en un estudio por Mayser y col (83). En esta parte aportamos una modificación al protocolo siguiendo la sugerencia del Dr. V. Crespo agregando la prueba de aceite castor puro ya que al inicio del estudio cuando trabajábamos con el Cremophor EL nos percatamos de que a pesar de que las reacciones de catalasa, bilis esculina y tween evidenciaban que se trataba de M. furfur, ésta no crecía o lo hacía en forma inhibida en el Cremophor EL a los 7 días. Por esta razón fue incluido el aceite castor puro, el cual es el ingrediente base del Cremophor EL. Para esta prueba de asimilación de los tween, utilizamos un procedimiento que modifica un poco lo sugerido en los trabajos antes mencionados pero similar al propuesto por Gupta A y col. (60): se preparó una suspensión de la levadura en estudio en 2 ml. de salina normal estéril (0.85%) hasta llevarla a una concentración de aproximadamente 10 5 ufc ml-1, teniendo como referencia el Standard de McFarland. Aquí observamos que algunas cepas presentaban dificultad para disolverse debido a la apariencia seca que tenían algunas colonias. Se mezcló en un vórtex para homogenizar.

Tubos con la suspensión de levadura Se dividió un plato de agar Mycosel en cuatro secciones, haciendo cuatro hoyos separados de 2 mm aproximadamente de diámetro, inoculamos con un hisopo estéril alrededor de la superficie de cada hoyo y llenamos con

Positiva

Negativa

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cuatro gotas de los compuestos de tween (20,40,80) y aceite castor respectivamente. Los platos fueron incubados a 32 ° C por 7 días en bolsa plásticas para obtener ambiente húmedo y evitar resequedad. Al cabo de dicho período se evaluó la utilización de dichos compuestos por parte de las levaduras observando el grado de crecimiento alrededor de los hoyos. Para esta prueba utilizamos un control negativo (sin tween) sembrado solo con una de las levaduras estudiadas (M. furfur) y otro con Candida + tween, para comprobar que utiliza estos compuestos.

Pasando el hisopo con la suspensión sobre el Añadiendo los tween en los hoyos del plato. Plato de Mycosel.

Control negativo por tween. Tipo de estudio realizado: Realizamos un estudio de Casos y controles, teniendo como universo un total de 300 personas, las cuales fueron distribuidas así: 150 pacientes que padecen de pitiriasis versicolor (PV) y 150 controles sanos, es decir sin padecimiento evidente de la infección. Se elaboró un formulario (Anexo AA14) para recopilar la información procedente de los pacientes y un cuadro con las diferentes variables consideradas en el estudio (Anexo AA15). El análisis epidemiológico se realizó mediante el programa Epi info versión 3.2.2 del 14 de abril de 2004 y el estadístico aplicando chi cuadrado.

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CAPÍTULO IV

B. RESULTADOS Exámenes directos y cultivos: Hemos podido observar que las formas ovaladas y redondas del microorganismo sufren alguna variación en el medio de cultivo especial o bajo condiciones especiales del mismo, estas formas se presentaron en casi todas las especies aisladas a excepción de M. globosa (Anexo AB7 y AB8). En algunos exámenes directos observábamos levaduras de formas y tamaños diferentes, al cultivo y pruebas fisiológicas, éstas resultaban ser de una misma especie (Anexo AB9 y AB10). En otros casos a pesar de ver en el examen directo formas similares con variaciones en tamaño, al cultivo resultaban ser especies diferentes. (Anexo AB11 y AB12) Otras veces era muy evidente que había dos especies diferentes visualizadas tanto en el examen directo como en las colonias del cultivo por lo que era necesario separar las mismas haciendo repique en platos de agar Dixon quedando confirmado al realizar la batería de pruebas sugeridas. (Anexo AB13 y AB14). Pudimos observar en los exámenes directos realizados de las muestras de pacientes con PV, que todas las especies obtenidas eran capaces de formar filamentos o seudohifas, no siendo esta propiedad, exclusiva de M. furfur, M globosa y M. obtusa como señalan algunos autores, (Anexo AB15 y AB16) También observamos la presencia solamente de levaduras en el examen directo (Anexo AB18) Siguiendo los parámetros de temperatura y humedad establecidos en el protocolo, la recuperación del microorganismo de las lesiones de PV se obtuvo en un período comprendido entre las dos semanas y en las personas sanas no tardaba más de 7 días. Una vez aisladas las levaduras en el agar Dixon, se les realizó la tinción de azul de algodón para corroborar la morfología ya que otras levaduras tal como las del género Candida pueden crecer en este medio. De hecho aislamos en varias ocasiones Candida famata en piel de las personas que sirvieron como control. (Anexo AB19).

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Algunos aislamientos los obtuvimos puros tal como observamos en anexos AB20, AB21 y AB22 y otros con mezcla de dos levaduras del género Malassezia como señalamos anteriormente. Se hicieron preparaciones en azul de algodón para observar las morfologías obtenidas de los cultivos. (Anexos AB23, AB24 y AB25) La prueba de catalasa fue realizada a todas las levaduras resultando positiva para todas las especies encotradas, comprobamos así que no obtuvimos ningún aislamiento de M. restricta la cual es catalasa negativa Al preparar la suspensión con solución salina para llevar a cabo la prueba de asimilación de tween, observamos que algunas colonias presentaban dificultad para disolverse debido a la apariencia seca que tenían, esto lo observamos principalmente con M. globosa y M. furfur. El haber reemplazado el aceite castor puro por el Cremophor El nos permitió la identificación de M. furfur a los 7 días, ya que a pesar de ser este último un compuesto que posee aceite castor notamos una inhibición con el mismo. (Anexo AB27) La humedad proporcionada por la incubación de los platos a 32 ºC en bolsas plásticas permitió obtener resultados de las pruebas de tween en el tiempo estipulado. Para esta prueba utilizamos un control negativo (sin tween) sembrado con una de las levaduras estudiadas (M. furfur) y otro con Candida + tween para comprobar la utilización de estos compuestos por parte de esta última. (Anexos AB26 y AB28). En las fotografías AB28 y AB29 observamos la identificación de M.furfur y M. sympodialis respectivamente mediante la prueba de asimilación del tween.

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F 1. Casos de PV y controles (sin patología) según sexo

0

50

100

150

FEMENINO 74 87

MASCULINO 76 63

PACIENTES CONTROLES

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 1 señalamos que de 150 pacientes positivos o que presentaron la pitiriasis versicolor, 74(49.3%) fueron del sexo femenino y 76 (50.70%) del masculino. Del mismo modo se representan 150 controles o individuos sanos, los cuales se distribuyeron así: 87(58 %) del femenino y 63(42 %) del masculino.

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F 2. Distribución de los cultivos en pacientes con PV

NEGATIVOS28%

POSITIVOS72%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 2 nos indica que de los 150 pacientes de ambos sexos estudiados y que manifestaban la infección, hubo una recuperación del microorganismo buscado de 108 (72%) cultivos y solo 42 (28%) no fue recuperado.

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F 3. Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada por grupo etario

0

50

100

150

200

RECUPERACIÓN DE MALASSEZIA SPP EN LA MUESTRA ESTUDIADA POR GRUPO ETARIO

CULTIVOS PV 31 100 19

CULTIVOS POSITIVOS 24 73 11

<=14 15-49 >=50

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 3 nos permite observar como se distribuyó por edad nuestra población estudiada de acuerdo a tres grupos, además nos informa la gráfica sobre la recuperación del microorganismo así: en el grupo menor o igual a 14 años, de un total de 31 casos, hubo 24 (16%) cultivos recuperados, del grupo entre 15 y 49 años, de 100, hubo 73 (48.67%) recuperados y del mayor o igual a 50 años con 19 casos, 11(7.33%) fueron recuperados.

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F 4. Frecuencia de positividad por Malassezia spp según grupo �rario en pacientes con PV

-10

10

30

50

70

90

110

130

150

FRECUENCIA POR MALASSEZIA SPP SEGÚN GRUPO ETARIO EN PACIENTES CON PV

POSITIVO 24 73 11

NEGATIVO 7 27 8

<=14 15-49 >=50

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 4 relacionada con la gráfica anterior vemos que del grupo < 14 años obtenemos en 24 cultivos positivos una frecuencia de 77.41%, en 15-49 años en 73 cultivos la frecuencia corresponde a 73%, y del grupo > 50 años con 11 cultivos recuperados la frecuencia equivale a 57.89%.

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F 5. Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada por sexo

FEMENINO49,3%

MASCULINO50,7%

FEMENINO34%

MASCULINO38%

CASOS PV CULTIVOS POSITIVOS

( 74 )

( 76 )

( 51 )

( 57 )

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 5 tenemos que de los 74 casos femeninos que equivale a 49.30% se obtuvo 51 (34.0%) cultivos positivos y de los 76 masculinos ó 50.70 %, se recuperó 57 (38.0%)

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F 6. Frecuencia de positividad por Malassezia spp según sexo en pacientes con PV

0

20

40

60

80

FRECUENCIA DE POSITIVIDAD POR MALASSEZIA SPP SEGÚN SEXO EN PACIENTES CON PV

POSITIVO 51 57

NEGATIVO 23 19

FEMENINO MASCULINO

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 6 está relacionada con la figura anterior, en los casos femeninos, la frecuencia de los 51 cultivos recuperados equivale a 68.9% y en los 57 masculinos a 76 %.

40

F 7. Constitución de la muestra estudiada según ocupación

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 7 nos presenta una comparación entre la población positiva por pv y la de los individuos sin patología. Analizando el cuadro AA20 observamos que para los positivos por pv hubo 4(2.7%) amas de casa, 19 (12.7%) con función administrativa, 6 (4%) docentes, 86(57.3%) estudiantes, 11(7.3%) trabajadores de salud positivos,otras profesiones 10(6.7%) y otros (pre-escolares y personas que no realizaban ningún oficio). Los negativos por pv se distribuyeron así: 15(10%) amas de casa, 10(6.7%) administrativos, 6(4%) docentes, 78(52%) estudiantes, 23(15.3%) trabajadores de salud, 8(5.3%) de otras profesiones y 10(6.7%) otros.

AMA DE CASA ADMIN DOCENTE ESTUD TRAB. DE SALUD O. PROF OTROS0

20

40

60

80

100No. CASOS

PV 4 19 6 86 11 10 14SIN PV 15 10 6 78 23 8 10

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F 8. Recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada según ocupación

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá Relacionada con la anterior, la figura 8 nos señala la recuperación de Malassezia spp en la muestra estudiada es decir nos informa de los cultivos positivos por el agente Malassezia spp obteniéndose así el porcentaje de recuperación. Para los casos de pv hubo 25% de recuperación en los cultivos de las amas de casas, 63.15 % en los administrativos, 83.33% en los docentes, 73.25% en los estudiantes, 63.63 % en los trabajadores de salud, 90% otras profesiones y 78.57% para otros. En los negativos por pv observamos una recuperación de 86.66% para los cultivos de las amas de casa, 80% en los administrativos, 66.66% en los docentes, 50% en los estudiantes, 30.43 % en los trabajadores de salud, 37.50% en otras profesiones y 50% en otros.

AMA DE CASA ADMIN DOCENTE ESTUD T RAB. DE SALUD O. PROF OT ROS0

20

40

60

80

100% DE RECUPERACIÓN

PV 25 63.15 83.33 73.25 63.63 90 78.57SIN PV 86.66 80 66.66 50 30.43 37.5 50

42

F 9. Frecuencia de aparición de Malassezia spp en la muestra estudiada según ocupación

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá También muy relacionada con la fig 7, anotamos en la fig 9 la frecuencia en que apareció Malassezia spp en la muestra. Aquí en los positivos por pv obtenemos 0.92º% en las amas de casa, 11.11% en los administrativos, 4.62% en los docentes, 58.3% en los estudiantes, 6.48% en los trabajadores de salud, 8.33% en otras profesiones y 10.18% en otros. Para los negativos por pv tenemos que la frecuencia de aparición de Malassezia en amas de casa es de 17.10%, 10.52% en administrativos, 1.31% en los docentes, 51.31% en los estudiantes, 9.21% en los trabajadores de salud, 3.94% en otras profesiones y 6.57% en otros

AMA DE CASA ADMIN DOCENT E EST UD T RAB. DE SALUD O. PROF OT ROS0

10

20

30

40

50

60

70% DE POSIT IVIDAD POR OCUPACIÓN

PV 0.92 11.11 4.62 58.3 6.48 8.33 10.18SIN PV 17.1 10.52 1.31 51.31 9.21 3.94 6.57

43

F l0. Distribución de la PV por sitio anatómico según sexo

TORAX ABDOMEN ESPALDA CARA CUELLO BARBA BRAZOS PIERNA GENERALIZADA0

5

10

15

20

25

30

FEMENINO 23 5 23 25 5 2 11 4 1MASCULINO 15 9 26 22 2 1 25 4 2

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá Varias fueron las zonas del cuerpo que encontramos relacionadas con la infección tal como se representa en la fig 10; para ubicarlas mejor dividimos el área del tronco en tórax, abdomen y espalda y obtuvimos 38 casos en tórax, 23 del sexo femenino y 15 del masculino, 14 en abdomen, 5 para el sexo femenino y 9 para el masculino, 49 en espalda,23 en sexo femenino y 26 en el masculino, el área de la cabeza la dividimos en cara, cuello y barba, obteniendo en cara 47 casos distribuidos en 25 femeninos y 22 masculinos,7 en cuello así: 5 femeninos y 2 masculinos, 3 en barba, 2 del sexo femenino y 1 del masculino, 36 en brazos 11 para el sexo femenino y 25 para el masculino, las extremidades se dividieron en pierna y brazos y se obtuvo en piernas 8 casos, 4 para cada sexo y 3 en forma generalizada es decir en muchas partes del cuerpo, haciendo un total de 205 zonas anatómicas afectadas. (ver cuadros en anexo)

44

F11. Distribución de pitiriasis versicolor y Malassezia spp por sitio anatómico

TORAX ABDOMEN ESPALDA CARA CUELLO BARBA BRAZOS PIERNA GENERALIZADA0

20

40

60

80

100

PV 38 14 49 47 7 3 36 8 3MALASSEZIA SPP 27 5 38 37 6 3 22 5 3

( 18.59%)

( 18.49%)

( 3.42%)

( 6.83%)

( 23.90%)

( 26.0%)( 25.34%)

( 22.93%)

( 4.10%)

( 3.41%)( 2.05%)

( 1.46%)

( 15.00%)

( 17.56%)

( 3.42%)

( 3.90%)( 2.05%)

( 1.46%)

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá Figura 11: comparamos aquí la infección en 205 sitios anatómicos con los 146 aislamientos de Malassezia spp obtenidos. Así: de 38 casos de PV en tórax se obtuvieron 27 aislamientos, en abdomen 14 casos con 5 aislamientos, en espalda 49 casos corresponden a 38 aislamientos, en cara 47 casos con 37 aislamientos, cuello 7 casos con 6 aislamientos, en barba 3 casos con 3 aislamientos, en los brazos se obtiene 36 casos con 22 aislamientos, en piernas 8 casos con 5 aislamientos, en la generalizada 3 casos con 3 aislamientos. ( ver cuadro en anexo)

45

F12. Distribución de PV por sitios anatómicos según grupos etarios

22.92

63.9

13.17

0

10

20

30

40

50

60

70

CA

SO

S P

V

<=14 15-49 >=50

DISTRIBUCIÓN DE PV POR SITIOS ANATÓMICOS SEGÚN GRUPOS ETARIOS

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 12 vemos que el grupo menor o igual a 14 años presentó 47 casos de PV (22.92%), en el grupo de 15 a 49 años se presentó 131 casos (63.90%) y en el grupo mayor o igual a 50 años fueron 27 casos (13.17%) (ver cuadro en anexo)

46

F13. Distribución porcentual de especies de Malassezia en pacientes con PV

DISTRIBUCIÓN PORCENTUAL DE ESPECIES DE MALASSEZIA EN PACIENTES CON PV

M.furfur, 42%

M. furfur-M.globosa, 0.67%

M.obtusa, 0.67%

M.slooff iae, 4.67%

M.sympodialis, 4.67%M. globosa, 5.33%

M. slooff iae, 0.67%

M.furfur-M.slooff iae, 2.67%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

En la figura 13, se representa en forma global cuantos aislamientos se obtuvieron. Así 63 (42%) aislamientos de M.furfur, 8 (5.33%) de M.globosa, 8(5.33%) de M.slooffiae, 7(4.67%) de M. sympodialis, 1 (0.67%) de M.obtusa, 4(2.67%) combinaciones de M.furfur-M.slooffiae, 3 (2%) de M.furfur-M.sympodialis, 1 (0.67%) de M.furfur-M.globosa y 13 (8.67%) de Malassezia spp.

%

47

F 14 Distribución de los cultivos en controles sin patología evidente

NEGATIVOS, 49.34%

POSITIVOS, 50.66%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá Un 50.66% de los sujetos sanos presentaban colonización por especies de Malassezia spp, como se demuestra en la figura 14.

48

F15. Distribución porcentual de especies de Malassezia en controles sin patología evidente

M. globosa, 4%

M. sympodialis, 6.67%

M. furfur + M. sympodiales, 0.67%

M. furfur, 38%

Malassezia SPP, 1.33%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá Figura 15. Aquí obtuvimos 57(38%) aislamientos de M.furfur, 10(6.67%) de M.sympodialis, 6(4%) de M.globosa, 2(1.33%) de Malassezia.spp y 1(0.67%) de la combinación M.furfur-M.sympodialis.

49

F16. Distribución de Malassezia spp en tronco de pacientes con PV

M. furfur 60%

M. globosa 11,4%

M. sympodialis 7,14%

M. slooffiae 4,3%

M. obtusa 1,42%

Malassezia spp 16%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá Figura 16. En tronco se identificaron: 16 aislamientos de M. furfur en tórax, 4 en abdomen y 22 en espalda, haciendo un total de 42 (60%), 3 fueron los aislamientos de M. globosa en tórax, 1 en abdomen y 4 en espalda haciendo un total de 8(11.4 %), de M. sympodialis encontramos 2 en tórax y 3 en espalda haciendo un total de 5(7.14%), de M. slooffiae, fueron 3(4.28%) en tórax solamente, de M. obtusa fue 1(1.42%) en tórax solamente, para Malassezia spp fueron 2 en tórax y 9 en espalda haciendo un total de 11(15.71%). Refiriéndonos a la recuperación en tronco vemos entonces que de un total de 38 pv en tórax. 27 cultivos fueron recuperados, de 14 pv en abdomen hubo 5 recuperaciones y de 46 pv en espalda fueron 38 cultivos recuperados. El total de recuperación fue de 71.42%.(ver cuadros en anexo)

50

F17. Distribución de Malassezia spp en cabeza de pacientes con PV

M. f urf ur71,1%

M. globosa4,4%

M. sy mpodialis8,9%

M. sloof f iae11,1%

Malassezia spp4,4%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 17 y con relación a la cabeza observamos a Malassezia furfur en primer lugar con 26 aislamientos en cara, 2 en barba y 4 en cuello para hacer un total de 32 (71.11%), M. slooffiae con 4 en cara y 1 en cuello, para un total de 5(11.11%), la M. sympodialis con 3 en cara,1 en cuello para un total de 4(8.88%), M globosa y Malassezia.spp con 2 de cada una en cara o sea 4.44%. En cuanto a la recuperación en cabeza vemos que de un total de 47 pv en cara, 37 fueron cultivos positivos, de 3 pv en barba se recuperaron 2 y de 7 pv en cuello 6 fueron cultivos positivos. El total de recuperación fue de 80.70%

51

F18. Distribución de Malassezia spp en extremidades de pacientes con PV

M. furfur63,0%

M. globosa11,1%

M. sympodialis14,8%

Malassezia spp11,1%

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá La figura 18 nos indica que habiendo dividido las extremidades en brazos y piernas, determinamos 13 cultivos de M. furfur en brazos y 4 en piernas para un total de 17 (62.96%), M. sympodialis 3 en brazos y 1 en piernas para un total de 4(14.81%), M.globosa con 3 en cara solamente (11.11%), y Malassezia spp igualmente 3 en brazos solamente (11.11%). La recuperación se dio de la siguiente forma: de un total de 36 pv en brazos, 22 fueron cultivos positivos y de 8 pv en piernas, 5 fueron positivos. El total de recuperación se dio en un 61.36%.

52

F19. Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según grupo etario

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 19, los 150 controles fueron divididos en tres grupos por edades, similar a los pacientes con pv y se obtuvo que: de 10 personas del grupo menor o igual a 14 años, en 4(40%) se obtuvo crecimiento por Malassezia; de 103 del grupo de 15 a 49 años, se obtuvo en 53(51.45%), y del grupo mayor o igual a 50 años de 37se obtuvo crecimiento en 19(51.35%%)

<= 14 AÑOS 15 A 49 AÑOS >=50 AÑOS0

10

20

30

40

50

60

70FRECUENCIA DE POSITIVIDAD

POSIT IVOS 40 51.45 51.35NEGAT IVOS 60 48.54 48.64

53

F20. Frecuencia de positividad por Malassezia spp en controles sin patología según sexo

FEMENINO MASCULINO0%

20%

40%

60%

80%

100%

POSITIVOS 45 31NEGATIVOS 42 32

48.27 %

51.72 %

50.79 %

49.20 %

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá En la figura 20: De los 150 controles o negativos por pv; 87 fueron del sexo femenino, resultando cultivos positivos 45(51.72%), de 63 controles del sexo masculino, 31(49.20%) fueron positivos,

54

F 21. Recuperación del género Malassezia spp en pacientes con PV en Relación al tratamiento previo Recuperación de Malassezia spp.

SI NO TOTALCon tratam. 25 18 43Sin tratam. 83 22 105TOTALES 108 40 148

En el cuadro se indica que de los 150 pacientes con PV, 43 contestaron a la encuesta que habían recibido algún tratamiento contra la infección obteniéndose de ellos 25 cultivos positivos por Malassezia, de los 105 que contestaron no haber recibido tratamiento, se obtuvo 83 cultivos positivos. Dos pacientes no contestaron al formulario. Aplicando el análisis de oportunidad de recuperación tenemos: a) Con tratamiento b) Sin tratamiento = 25/148 x 100 = 83/148 x 100 = 16.89 % = 56.08 % RR (riesgo relativo) = 56.08/16.89 = 3.32 veces la oportunidad de recuperar el agente en los casos no tratados en comparación con los tratados. RA (riesgo atribuible) = 56.08 % - 16.89% = 39.19 % La oportunidad de recuperaciòn del agente en muesras de pacientes sin tratamiento es de 39.19 %. Ahora bien: (39.19 %/ 56.08% x100 = 69.88 %. Lo anterior equivale a decir que hay un 69.88 % veces la oportunidad de recuperar el agente en casos no tratados en relación al total de la muestra evaluada.

55

F22. Sensibilidad del examen directo y cultivo por Malassezia spp en pacientes con PV Sensibilidad del exame directo 136/150 x 100 = 90.66 %

Sensibilidad del cultivo 108/150 x 100 = 72% Reflejamos en estos cuadros que mientras que el examen directo de las muestras por pv señalan una sensibilidad de 90.66 %, el cultivo tuvo un rendimiento de recuperación de Malassezia spp. de 72%.

Examen Directo

Positivo Negativo

Total

Positivo 136 14

150

PV Negativo

150

Cultivo

Positivo Negativo Total

Positivo 108 42

150

PV Negativo 76 74

150

56

F23. Sensibilidad del examen directo y cultivo por Malassezia spp en pacientes con tratamiento. Sensibilidad del examen directo: 33/43 x 100= 76.7% Sensibilidad del cultivo 25/43 x 100 = 58.1% A pesar del tratamiento se obtuvo una sensibilidad de 76.7% en el examen directo y un rendimiento de recuperación de Malassezia spp de 58.1%

Examen Directo

Positivo Negativo

Total

Positivo 33 10

43 CON TRATAMIENTO Negativo 105

Cultivo

Positivo Negativo

Total

Positivo 25 18

43 CON TRATAMIENTO Negativo 105

57

F24. Morfología del examen directo y respuesta al cultivo de las muestras de pacientes con PV.

Directo Cultivo

Nº % Positivo Negativo Nº/% Nº/%

h y l 68 45.33 46/67.64 22/32.35

Positivo L 63 42 45/71.42 18/28.57

h 5 3.33 3/60 2/40 Total 150 100 94/62.66 55/36.66

Negativos 14 9.33 1/7.14 13/92/85

h y l = hifas y levaduras l = levaduras h = hifas

El cuadro nos informa sobre las diferentes formas como se presentó el género Malassezia al examen directo en los 150 pacientes que padecían de pitiriasis versicolor. Así vemos que de 150, 68 representaron hifas y levaduras, 63 solo levaduras y 5 solamente en forma de hifas.

58

F25 Positividad de Malassezia spp según sexo en pacientes con PV (Chi 2)

Chi 2 = 0.69< 3.841 para X2 p 0.95 Ver fig. 5 F26 Casos de individuos con Malassezia spp diagnosticados en cultivo previa evaluación por PV (Chi2 )

Cultivos por Malassezia spp Positivo Negativo Total Positivo 108 42 150

PV Negativo

76 74 150

184 116 300 Chi2 =14.39 >3.84 para X 2 p 0.95 Ver Fig.2

Femenino Masculino Total Casos + 51 57

108 Malassezia _ 23 19

42 74 76

150

59

F27 Casos de Malassezia spp de acuerdo a previa evaluación clínica por PV Chi 2) Malassezia spp Positivo Negativo Total + 95 55 150

PV _ 76 74 150

171 129 300

Chi 2 = 4.9 >3.841 para X 2 p 0.95 Ver figuras 13 y 15 F 28 Prevalencia de Malassezia spp en individuos con y sin patología menores de 14 años. Malassezia spp Diagnóstico Positivo Negativo Total

de Positivo 244

28

PV Negativo 76

13

Total 31 10 41

Chi 2 = 4.89 > 3.841 para X2 p 0.95 Ver figuras 4 y 19

60

F 29 Prevalencia de Malassezia spp en individuos con y sin patología de 15 - 49 años. Cultivo por Malassezia spp Diagnóstico Positivo Negativo Total de Positivo 73 27

100

PV Negativo 53 50 103

Total 126 77

203

Chi 2 =10.00 > 3.841 para X2 p 0.95 Ver figuras 4 y 19 F 30 Prevalencia de Malassezia spp en individuos con y sin patología mayores de 50 años. Cultivo por Malassezia spp Diagnóstico Positivo Negativo Total de Positivo

11

8

19 PV Negativo

19

18

37 Total 30

26

56 Chi2 = 0.21609 < 3.841 para X2 p 0.95 Ver figuras 4 y 19

61

C. DISCUSIÓN Desde el trabajo publicado por Guého y col (54) en donde se sientan las bases para la reclasificación de las especies de Malassezia mediante metodología bioquímica y molecular, se han realizado estudios en Francia (56-57-58), España (4-28-29-30), Japón (129-130), Irán (132), Canadá (60), Argentina (24) y Méjico (68), que se refieren a la epidemiología de este género, al cultivo e identificación de especies y a su asociación como agente etiológico en patología humana. La falta de estandarización de las preparaciones antigénicas en estudios inmunológicos ha sido una gran limitación en este campo tanto para el estudio de Malassezia como para el resto de los hongos (3) Algunas publicaciones de la región latinoamericana mencionan el examen directo como único parámetro de confirmación del género. Este es el caso de los estudios realizados en República Dominicana (1) (72) (73), consideramos que éste no debe ser el único parámetro para tal fin, sino servirnos de ayuda en el diagnóstico ya que las formas ovaladas y redondas que presenta la levadura, pueden sufrir variación debido al medio de cultivo y a las condiciones de incubación que requieren. Las dos morfologías antes mencionadas son presentadas por casi todas las especies estudiadas a excepción de M.globosa que es siempre redonda y estable, característica confirmada en éste trabajo, compartiendo así la opinión de Crespo E V y col (30). A este respecto dicho grupo considera que el examen directo sugiere la especie cuando se trata de M. globosa. Lo que puede aplicarse a las regiones que como la del estudio (Málaga, España) revelan que es la más frecuente, no siendo este concepto aplicable a las demás regiones. Queriendo reproducir la experiencia de otros investigadores con relación al uso de la tinta parker azúl+KOH al 20 % para el examen directo, no pudimos implementar su uso. Esto se debió a que en Panamá, la fórmula comercial de la tinta no es equivalente. El producto que se comercializa en este lugar produce un cambio de coloración (de azul a púrpura) al mezclarse con el KOH, lo que dificulta la observación microscópica. Por tal razón preferimos el azul de lactofenol con el cual hemos tenido muy buena experiencia, obteniendo preparaciones húmedas claras y perdurables por algún tiempo. El examen directo de los pacientes con pitiriasis versicolor presentó tres variantes tal como se presenta en el cuadro 31: la presencia de hifas y levaduras en 45.33%, levaduras solas en 42% e hifas solas en 3.33%. Presentación similar informa el grupo argentino (24) que reporta un 24.3% de muestras donde se encontró levaduras sin filamentos. Contrario a esto,

62

señala Crespo E.V y col (29), la presentación de levaduras y filamentos en todos los casos y un solo caso de PV facial con células ovoideas y globosas. Con relación a la presencia de levaduras solas, nuestra información coincide con el trabajo de Gupta y col (63) en Canadá donde mencionan la observación de paquetes densamente compactos de levaduras, a la que llamaron presentación atípica de PV. En relación a los cultivos recuperados de los exámenes directos arriba mencionados tenemos que en relación a hifas y levaduras obtuvimos 67.64% cultivos positivos, de levaduras solas 71.42% y de hifas solas 60%. Hemos confirmado también que la habilidad de formar filamentos o seudohifas no està confinada a M.furfur, M.globosa y M.obtusa como señaló Guèho, Midgley en 1996 (54), ya que las hemos observado también en M.sympodialis y M.slooffiae En forma general se obtuvo una buena sensibilidad tanto en el examen directo (90.66%) como en el cultivo (72%) de las muestras de los pacientes con lesiones (Figura 21), a pesar de las situaciones que se presentaron durante el estudio, tales como temperatura; tiempo transcurrido entre la toma de la muestra y el cultivo; problemas de contaminación de los mismos y el hecho de que algunos pacientes habían tomado tratamiento en algún momento. Sin embargo podemos señalar que si analizamos solamente a estos últimos pacientes dicha sensibilidad varía obteniéndose 76.7% para el examen directo y 58.1 % para el cultivo tal como lo anotamos en la figura 22. No fue incluido un medio especial para obtener fase micelial de Malassezia, por tanto trabajamos solamente con la forma levaduriforme recuperada en el medio con agar Dixon. En el caldo de Dixon a temperatura de 32º C comprobamos que las levaduras de este género se mantienen vivas por varios meses y algunas hasta por un año. Sin embargo implementamos su conservación en leche descremada a -70ºC lo que nos permite su viabilidad por períodos más largos (27). Para la identificación de las especies recuperadas nos basamos en el cuadro presentado por Guèho E, Boekhout y col. (55) en 1998 (Anexo AA6). Desde los años 60 científicos como Shifrine y Marr estudiaron en detalle el requerimiento de lípidos para el crecimiento de Malassezia y demostraron la inhabilidad del microorganismo para formar cadenas largas de ácidos grasos debido a un bloqueo en la síntesis del ácido mirístico requiriendo la adición de ácidos grasos preformados en los medios de cultivo (119). Iniciado el estudio, adicionamos el Cremophor EL como prueba fisiológica junto a los tween 20, 40 y 80, pero tuvimos que hacer modificaciones porque a pesar de que las reacciones de catalasa, esculina y tween evidenciaban que se trataba de M.furfur, ésta no crecía o lo hacía en forma inhibida en Cremophor EL a los 7 días. Percatándonos de que el Cremophor EL es un agente emulsificante constituído por polyether de aceite castor y óxido de etileno, reemplazamos este producto por el aceite de castor puro, verificando

63

antes el comportamiento de M. furfur con los dos compuestos. Realizamos la prueba a varias cepas de M. furfur y pudimos comprobar que las mismas lograban crecer mejor con el aceite de castor puro. Este hallazgo nos hace pensar que el óxido de etileno actúa como un inhibidor para esta especie. Una situación similar se dio en el trabajo realizado y publicado por el grupo de Crespo M.J y col (26), en donde solo utilizan Chremophor EL y concluyen que se trata de cepas de M. furfur atípicas que no lo asimilan. Al respecto recomendamos el uso de aceite de castor puro en diagnóstico y futuras investigaciones. Pocos trabajos se han realizado relacionados con la utilización de lípidos por parte de Malassezia, (84), creo que la utilización de tecnología de cromatografía de gases para ácidos grasos, entre otras nos ayudaría a conocer mejor el comportamiento de las diferentes especies.

Haciendo el análisis relacionado con la positividad de Malassezia spp según sexo en pacientes con pv tenemos que no es estadísticamente significativo dado para Chi2 = 0.69< 3.841 para X2 p 0.95, ver fig.25. Del total de pacientes con PV se obtuvo un total de 108 cultivos positivos equivalente a un 72% (figura 2), la diferencia entre los casos de Malassezia spp en individuos diagnosticados por cultivo positivos por pv y los negativos por pv es estadísticamente significativa dado que Chi2 =14.39 >3.84 para X 2

p 0.95, ver fig 26. En el 28 % de pacientes clínicamente positivos, con exámenes directos positivos no se pudo aislar el hongo debido a que era imposible la recuperación del cultivo después de 2 días de haberse tomado la muestra. La siembra paralela en el caldo y en el plato de agar de Dixon al cabo de 2 días nos permitió la recuperación del microorganismo. La recuperación de la levadura se hacía difícil cuando las escamas de piel se contaminaban con Penicillium spp y cuando algunos pacientes estaban bajo tratamiento o habían tomado tratamiento en algún momento de la infección. Resultó estadísticamente significativa la diferencia entre los pacientes positivos por Malassezia spp previa evaluación clínica por pv ya que Chi 2 = 4.9 >3.841 para X 2 p 0.95, ver fig 27. Es significativo que hayamos encontrado 31 casos en el grupo menor de 14 años, lo que nos permite hacer la comparación con otros estudios (128-131) en donde se indica que la PV no es común en niños de regiones de clima templado La diferencia entre las dos poblaciones,Malassezia positivo y negativo en pacientes previamente evaluados por pv es estadísticamente significativa para grupo etario de 14 años ya que Chi 2 = 4.89 > 3.841 para X2 p 0.95, ver fig 28. Se observa además que en cultivo se logra recuperar el 85.71 % de los microorganismos previstos en la exploración física. Igualmente en el 53.84 % de los casos pv negativos se recuperó el microorganismo en cultivo y 46.15 % negativos por pv resultaron negativos al cultivo.

64

De nuestros tres grupos de edad; en el de 15-49 años, encontramos el mayor número de casos de PV (100) e igualmente la mayor recuperación de Malassezia spp (fig 3). La prevalencia de Malassezia spp en individuos evaluados por pv en el grupo de 15- 49 años resultó estadísticamente significativa dado que Chi 2 =10.00 > 3.841 para X2 p 0.95. Ver fig.29. . En cuanto a la prevalencia de Malassezia spp en individuos evaluados por pv, en mayores de 50 años no es estadísticamente significativamente la diferencia encontrada ya que Chi2 = 0.21609 < 3.841 para X2 p 0.95. ver fig. 30. Se conoce que el padecimiento en adultos de mayor edad no es frecuente en las regiones templadas, se cree que esto se debe a la reducción en la producción del material graso que excretan las glándulas sebáceas y que ocurre con el paso de los años. Sin embargo los ancianos hospitalizados pueden tener un mayor riesgo de desarrollar la infección, quizás por el hecho de que están inmunocomprometidos y hay mayor exposición al calor y sudoración especialmente si sus ropas no son cambiadas a menudo y en algunos casos la periodicidad del baño puede estar reducida. En nuestro grupo encontramos 19 casos entre los > a 50 años y un caso de anciano de 81 años donde la PV era generalizada y no estaba hospitalizado. No hay datos recientes que expliquen la pérdida de pigmento en la PV; tradicionalmente se ha atribuido a una anomalía en el número y distribución de los melanosomas, a la peroxidación de lípidos, y a una inhibición de la producción de melanina por melanocitos debido a que la producción de ácidos dicarboxílicos y ácido azelaico por Malassezia inhiben in vitro la actividad de la tirosinasa, enzima clave en la producción de melanina (105-3-96) Con relación a la frecuencia de los casos positivos por Malassezia spp, según la edad (fig 4) observamos una mayor frecuencia (77.41%) en el grupo < 14 años y no por un gran margen el grupo de 15-49 años (73%). El grupo constituido por estudiantes donde mayormente se ubicó nuestra población con el padecimiento estaba conformado por jóvenes en los cuales los factores de gran actividad física, humedad producida por la transpiración y el poco frecuente cambio de ropa diario, permiten la instalación de la infección. En el parámetro de la ocupación y analizando toda la muestra (fig.8), vemos que la recuperación de Malassezia en los pacientes con PV es mayor que los controles, sin embargo se puede señalar que la obtención de Malassezia en forma saprófita es alta y cercana a los de PV. Revisando como se distribuyó la infección y el hongo en los 205 diferentes sitios anatómicos representado en la figura 11, estos fueron en orden descendente: espalda, cara, tórax y brazos donde mayor y significativamente

65

encontramos habitando al microorganismo. En el resto de las áreas no encontramos valores significativos a excepción de la cara (Anexo BB3) Analizando cómo se distribuyó la PV en estos sitios anatómicos de acuerdo al sexo (fig10) tenemos que en conjunto en el tronco (tórax, abdomen, espalda) tanto de hombres como de mujeres hubo una igual distribución y fue el área que más estuvo afectada. En espalda para ambos sexos encontramos una distribución bastante similar y sería la más afectada (49 casos. En el sexo femenino hubo una mayor afección en el tórax (23 casos) comparándolo con el sexo masculino, esto podríamos atribuirlo a que en la mujer el tipo de vestimenta está más expuesta a los rayos solares en la parte superior, al uso de cremas y aceites que se piensa aumenta la susceptibilidad a la infección (64), también a la humedad debajo de los senos, el sostén, etc. Para el análisis de la cabeza (cara, cuello y barba) para ambos sexos la afección en cara (25 en el sexo femenino y 22 en el masculino) fue la más alta reiterando la exposición al ambiente y la sudoración. En cuanto al análisis de las extremidades, los brazos en el sexo masculino fue la zona más afectada en comparación al sexo femenino, atribuimos esto a la actividad física lo que produce la sudoración y la humedad conjuntamente con el tipo de vestimenta utilizada que cubre estas zonas. En el resto de las áreas afectadas no encontramos valores significativos que mencionar. En cuanto a las áreas afectadas relacionadas a la edad tenemos que el grupo de 15-49 años con 100 personas afectadas, fue el que más sitios anatómicos afectados por PV tuvo 131(63.90%), seguido por el grupo < 14 años con 47 (22.92%) y por último el > 50 años con 27 (13.17%) de un total de 205 sitios. En los siguientes cuadros comparamos nuestros hallazgos con los publicados por otros autores.

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ESTUDIOS QUE REVELAN HALLAZGOS DE MALASSEZIA SPP EN PITIRIASIS VERSICOLOR.

* No se obtuvo aislamientos ESTUDIOS QUE REVELAN HALLAZGOS DE MALASSEZIA SPP EN PIEL SANA

* No se obtuvo aislamientos

Autor, año, país

M. furfur M.globosa M.sympodialis M.slooffiae M.obtusa M.restricta

Crespo E V.1999 España

1.3 % 84 % 39% 4 % * *

Crespo E V 2000. España * 97% 32 % 7 % * *

Nakabayashi, A. 2000. Japón

5 % 55 % 9 % 5 % * *

Gupta A K.2001. Canadá

10.8 % 25.2 % 59.4% * * *

Gupta A K.2001. Canadá

7.8 % 17.6% 62.7% 7.8% 3.9% *

Canteros C E 2003.Argentina

10.1% 18.3% 58.7% 0.9% 0.9% 0.9%

Hernández H F.2003 Mejico

13.3% 46.7% 26.7% * * 13.3 %

Tarazooie Bita. 2004.Irán

25.3% 53.3% 9.3% 4 % 8.1% *

Quinzada M.2006. Panamá.

42% 5.33% 4.67% 5.33% 0.67% *

Autor, año, país

M. furfur M.globosa M.sympodialis M.slooffiae M.obtusa M.restricta

Crespo E V.1999 España

* 5 % 91.7% 3.3 %

*

*

Crespo E V 2000. España * 12% 42 % 5 % *

*

Nakabayashi, A. 2000. Japón

3 % 22 % 10 % * * *

Gupta A K.2001. Canadá

11.3 % 28.3 % 47.2% 7.5 % * 5.7 %

Hernández H F.2003 Mejico

4.8 % 23.8 % 14.3 % 9.5 % * 47.6 %

Tarazooie Bita. 2004.Irán

23.3 % 41.7 % 25 % 6.7 % * 3.3 %

Quinzada M.2006. Panamá.

38 % 4 % 6.67 % * * *

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Es importante referirnos un poco a la presencia de Malassezia furfur tanto en forma saprófita como patógena. Sabemos que la superficie de la piel normal se encuentra colonizada por flora principalmente bacteriana y fúngica, la cual desarrolla un papel importante en la protección y barrera cutánea. La función de barrera de la piel se encuentra determinada por la interrelación de la capa córnea y la capa lipídica superficial los cuales determinan la permeabilidad entre el medio interno y el medio externo. La flora fúngica se encuentra representada por la familia de Malassezia que son organismos lipofílicos y se encuentran colonizando áreas sebáceas (117) Esta flora puede ser modificada por diversos factores endógenos como la piel grasa, el exceso de transpiración o hiperhidrosis, la desnutrición y se especula que también pueda deberse a una predisposición genética, para lo cual se necesita realizar estudios que lo sustenten. Dentro de los factores exógenos que favorecen la proliferación de la levadura, el más importante es el calor y la humedad. Por todo lo anteriormente expuesto debemos mencionar que se requieren más estudios que permitan el esclarecimiento de las causas que promueven que la Malassezia que forma parte de la flora normal se convierta en patógena. Las especies que se asociaron a la zona del tronco fueron en el orden M.furfur, M.globosa, M.sympodialis, M.slooffiae, M.obtusa y Malassezia spp, estas últimas se refieren a las cepas que no pudieron identificarse por haberse muerto o contaminado durante los pases. Para la distribución de Malassezia spp en cabeza (fig 16) tenemos que igualmente ocupa Malassezia furfur un primer lugar, seguido de M. slooffiae y M. sympodialis. En las extremidades (figura 18) el orden de las especies fue: M. furfur, M.sympodialis y M.globosa. En relación a la piel sana nosotros encontramos (figura 14) que un 50.66% de nuestros sujetos sanos presentaban colonización por especies de Malassezia. No se observó diferencia con relación al sexo (fig. 20) en estos individuos, ya que obtuvimos una frecuencia de cultivos positivos de casi el 50 % en cada sexo. Un punto de apoyo en la aparición del microorganismo en la piel, es la costumbre en zonas tropicales de aplicarse aceites vegetales que pueden favorecer el crecimiento de Malassezia spp, dada su composición de lípidos, la oclusión que ocasionan y las alteraciones en el pH cutáneo (134) . Podemos afirmar que en algunos casos hubo coexistencia de dos especies de Malassezia ya que la observación de morfologías similares con variaciones en tamaño sugería la presencia de ellas en la misma muestra. Esto fue corroborado con las pruebas bioquímicas y fisiológicas. Es así como en 8 casos identificamos combinaciones de dos levaduras en los cultivos, donde la constante era M.furfur. Las mismas fueron: 4 de M.furfur+M.

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slooffiae, 3 de M. furfur+ M.sympodialis, y 1 de M- furfur + M. globosa. Los trabajos de España (29, 30) son los únicos que mencionan la presencia de combinaciones de dos levaduras siendo M. globosa la principal. Refiriéndonos al parámetro de tratamiento, considerado en este estudio, podemos señalar que a pesar de que algunos pacientes habían tomado tratamiento, reflejaban exámenes directos y cultivos positivos. Otro grupo de estos presentaban exámenes directos positivos sin recuperación del hongo y otros presentaban exámenes directos y cultivos negativos, es decir estaban sanando. En este mismo parámetro, de los 150 pacientes con PV, 83 no habían recibido tratamiento obteniéndose una recuperación de cultivo de 56.08 %, de 43 con tratamiento se obtuvo una recuperación de cultivos de 16.89%. Esta situación nos hace pensar que podría estar apareciendo algún tipo de resistencia a los medicamentos que se utilizan. Aplicando el análisis de oportunidad para la recuperación obtenemos un riesgo relativo de 3.32 veces la oportunidad de recuperar el agente en los casos no tratados con relación a los tratados, y un riesgo atribuible de 39.19% que se refiere a la oportunidad de recuperación del agente en pacientes sin tratamiento. Concluimos que hay un 69.88 % veces la oportunidad de recuperar el agente en los casos no tratados con relación al total de muestras. Se deriva del estudio que es recomendable suspender el tratamiento (antimicótico) al realizar el mismo, pues, éste no nos permite saber si la disminución en la recuperación se deba a la presencia del medicamento o su buena recuperación se atribuya a que la cepa es resistente a éste. No queremos terminar nuestros comentarios sin antes señalar que el examen directo será siempre una ayuda y el mejor método de detección de la presencia de Malassezia, es decir es el de mayor sensibilidad aunque no tenga la mayor especificidad y viceversa, el mejor método de confirmación es el cultivo por su mayor especificidad aunque presente menor sensibildad.

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CAPÍTULO V

CONCLUSIONES 1. De acuerdo a los datos obtenidos, de un total de 150 casos, en los diferentes sitios afectados por pitiriasis versicolor (PV) (tronco, cabeza y extremidades) Malassezia furfur es el principal agente causante de esta enfermedad en Panamá. 2. Desglosando las especies aisladas del total de 150 pacientes con PV tenemos: Malassezia furfur 42%, M. globosa 5.33%, M. slooffiae 5.33%, M. sympodialis 4.67%, M. obtusa 0.67%, combinaciones de M. furfur-M. slooffiae 2.67%, M. furfur-M.sympodialis 2%, M. furfur-M. globosa 0.67% y Malassezia spp 8.67%. 3. De los sitios anatómicos investigados, el tronco fue el área más afectada tanto para hombres como para mujeres. 4. Para la población sana, de un total de 150 controles, encontramos Malassezia furfur 38%, M. sympodialis 6.67%, M. globosa 4%, Malassezia spp 1.33% y combinación M. furfur- M.sympodialis 0.67%. 5. Se observó una distribución de pitiriasis versicolor similar entre los géneros

masculino y femenino.

6. El rango de edad en el cual encontramos el mayor número de casos de pitiriasis versicolor (PV) fue entre 20 y 30 años.

7. A diferencia de los hallazgos en otras latitudes de clima templado, en Panamá sí se encontraron casos de PV en grupos menores de 14 años con una frecuencia de cultivos positivos de 77.41 %. 8. Similar a lo anterior, en Panamá se encontraron 19 casos de adultos mayores de 50 años y un caso de 81 años con PV generalizada.

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RECOMENDACIONES Proponemos el reemplazo del Cremophor EL por el aceite castor como prueba de identificación de las especies de Malassezia, debido a la inhibición de la M. furfur por el oxido de etileno contenido en el Cremophor EL. Sugerimos la utilización del algoritmo que hemos elaborado para el procesamiento de la muestra, cultivo e identificación de las especies de acuerdo al cuadro propuesto por Guèho E. Boekhout y col (55). Se debe realizar el estudio de la conversión de la fase de levadura a la fase micelial de las especies obtenidas, esto nos permitirá conocer mejor el comportamiento de las mismas. Proponemos la realización de estudios de sensibilidad, lo que nos permitirá confirmar las dudas sobre la recuperación del microorganismo en pacientes con tratamiento.

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Algoritmo Propuesto para realizar el diagnóstico de Malassezia spp. Muestra Cinta adhesiva Raspado Examen Directo Cultivo en Agar Dixon (Tinciòn azul de lactofenol) (antes de 2 días) KOH 20%, etc) Observación Incubación (32º C) Microscópica 10x, 40x y humedad 2 semanas

Observación morfológica macro y microscópica

Cultivo en Sabouraud 32º C Catalasa

Bilis esculina Asimilación de tween (20,40, 80 y aceite castor)

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77

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78

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79

137. Vanbreuseghem R, De Vroey C H, Takashio M, 1978. Guida practiqué de Mycologie Medicale et Veterinaire. Ed. Masson París.; 234. 138. Wyre H W y Johnson W T. 1981.Neonatal pityriasis versicolor. Arch. Dermatol; 117:752-753. 139. Yarrow D and Ahrn D G. 1984. Malassezia Baillon: En Kreger- Van N J (ed): The Yeast A Taxonomic study 3rd. Edn.North Holland Pub. Co. Amsterdam, pp. 882-885.

80

ANEXO A

81

AA1. SINÓNIMOS DE Malassezia furfur 5. Aspiroz MC y col Taxonomía Malassezia furfur, estado de la cuestión. Rev.Iberoam Micol. 1997; 14: 147-149.

Microsporum furfur, Robin 1853 Cryptococcus psoriasis, Rivolta 1883 Saccharomyces ovalis, Bizzozero 1884 Saccharomyces sphaericus,Bizzozero 1884 Saccharomyces capillitii,Oudemans & Peckelharing 1885 Sporotrichum furfur,(Robin) Sacardo 1889 Malassezia furfur, (Robin) Baillon 1889 Oidium furfur, (Robin) Zopf 1890 Oidium subtile, Kotlar 1892 Pityrosporum malassezii, Sabouraud 1895 Microsporum tropica, Castellani 1905 Microsporum mansoni, Castellani 1905 Pityrosporum cantlieni, Castellani 1905 Mocrosporum macfadyeni, Castellani 1908 Dermatophyton malassezi, (Sabouraud) Doid 1910 Pityrosporum ovale,Castellani et Chalmers 1913 Malassezia tropica (Castellani) Schmitter 1923 Malassezia ovalis, (Bizzozero) Acton et Panja 1927 Cryptococcus malassezi,Benedek 1930 Monilia furfur, (Robin) Vullemin 1931 Torulopsis ovalis, (Bizzozero) Almeida 1933 Pityrosporum orbiculare, Gordon 1951 Pityrosporum furfur, (Robin) Emmons et al 1970.

82

AA2. ESPECIES DE MALASSEZIA SEGÚN DODGE (1935) 39. Dodge C, Fungus diseases of men and others mammals. Medical Mycology St.Louis Ed. Mosby Company, 1935; 358-424.

Malassezia furfur, (Robin) Baillon, 1889 Microsporum furfur, Robin, 1853 Epidermophyton sp, Bazin, 1862 Sporotrichum (Microsporum) furfur, Saccardo, 1886 Oidium (Microsporon) furfur, Zopf, 1890 Oidium subtile, Kotliar, 1892 Monilia furfur, Vuillemin, 1931 Malassezia ovalis, (Bizzozero) Acton & Panja, 1927 Pityrosporum, Malassez, 1874 Saccharomyces ovalis, Bizzozero, 1884 Sacchaaromyces sphericus, Bizzozero, 1884 Saccharomyces capillitii, Oudemans & Peckelharing, 1885 Microsporum Malassezi, Baillon, 1889 Microsporum audouinii,Vuillemin, 1895 Microsporum Malassezi, Sabouraud, 1895 Pityrosporum ovale, Castellani & Chalmers, 1913 Cryptococcus ovalis, Vullemin Cryptococcus capillitii, Vullemin Cryptococcus Malassezi, Benedek, 1930 Torulopsis ovalis, Almeida, 1993 Pityrosporum cantliei, Castellani & Chalmers, 1913 Saccharomyces cantliei, Castellani, 1908 Malassezia Macfadyeni, Castellani, 1908 Microsporum Macfadyeni, Castellani, 1907 Trichophyton Macfadyeni, Castellani, 1908 Atrichophyton Macfadyeni, Castellani & Chalmers, 1919 Malassezia tropica, (Castellani) Schmitter, 1923 Microsporum tropicum, Castellani, 1905 Malassezia pachydermatis, (Weidman) Dodge, 1935 Pityrosporum pachydermatis, Weidman, 1925 Pityrosporum rhinoserosum, Sabouraud, 1934.

83

AA3. POSICIÓN JERÁRQUICA ACTUAL DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA División: Basidiomycota Clase: Heterobasidiomycetes Sub-clase: Ustilagomycetes Orden: Filobasidiales Familia: Cryptococcaceae Género: Malassezia Especies: Malassezia furfur, (Robin) Baillon, 1889 (sin. Microsporum furfur, Robin 1853: Pityrosporum ovale, Castellani et Chalmers (1913) M. pachydermatis, (Weidman) Dodge 1935 (sin. Pityrosporum pachydermatis, Weidman 1925: P. canis, Guftafson 1955) M.sympodialis, Simmons et Guého 1990 (sin. Pityrosporum ovale forma 3, Midgley 1989, Malassezia furfur serovar A, Cunningham et al 1990. M. globosa, Midgley, Guého et Guillot 1996 (sin. Pityrosporum orbiculare, Gordon 1951; Malassezia furfur serovar B, Cunningham et al 1990; M. furfur sensu . Midgley 1993) M. obtusa, Midgley, Guillot et Guého 1996 (sin.Pitrosporum ovale Forma 2 y Malassezia ovalis forma 2. Midgley 1989) M. restricta, Guého, Guillot et Midgley 1996 (sin. Malassezia furfur serovar C. Cunningham et al 1990) M. sloffiae, Guillot. Midgley et Guého 1996.(sin. Pityrosporum ovale forma 1 y Malassezia ovalis forma 1, Midgley 1989) 58.Guillot J, Guého E,et al. Identification of Malassezia species. A practical approach, J. Mycol. Med. 1996, 6:103-110. 18.Boekhout T, et al Kariotyping of Malassezia yeasts;taxonomic and epidemiological implications. Systematic and App. Microbiol, 1994; 17: 146-153.

84

AA4. CONSTITUCIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO PARA Malassezia fufur Neopeptona 100g Bacto agar 18g/l Glucosa 40g/l Glicerol monoesterato 2.5g/l Tween 80 2.0 ml/l Aceite de oliva 20 ml/l Después de esterilizado agregar: Cloranfenicol 50mg/l Gentamicina 100mg/l Cicloheximida 0.5g/l Acetona 2 ml Agua destilada 10 ml Ajustar pH a 6.0. 45. Faegerman J, Bernarder S, Micro-aerophilic and anaerobic growth of Pityrosporum orbiculare. Sabourandia, 1981; 19:117-121 AA5. MEDIO DE DIXON MODIFICADO Extracto de malta 3.6% Peptona micológica 0.6% Ox bilis desecada (Oxoid) 2% Tween 40 1% Glicerol 0.2% Ácido oléico 0.2% Agar 1.2% Cloranfenicol 0.5% Cicloheximida 1g/L1 Ajustar el pH a 6.0 54.Guého E,Midgley G et al.The genus Malassezia with description of four new species. Antoine van Leewenhoek. 1996; 69. 337-355. 136. Vanbreuseghem R, De Vroey CH, et al Guida Practiqué de Mycologie Medicale et Veterinaire.Ed. Mason París. 1978; 234.

85

AA6. IDENTIFICACIÓN DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA. M M. M. M.. M M. M. pachyder furfur sympodialis sloofiae obtusa globosa restricta Sabouraud 32ºC + - - - - - - Dixon 37ºC + + + + - - - Catalasa V + + + + + - Esculina V - + - + - - Cremophor V + - - - - - (A.castor) Tween 20 + + - + - - - (1-10%) Tween 40 + + + + - - - (40%) Tween 80 + + + - - - - (0.1%) 55. Guèho E,Boekhout et al. The role of Malassezia species en the ecology of human skin and as pathogens. J Med Vet Mycol. 1998, 36:220-229

86

AA7. ESTUDIOS EPIDEMIOLÒGICOS DE PV

MA

LOW

I-Á

FRIC

A

AR

GEN

TIN

A

REP

.D

OM

INIC

AN

A

PAN

AM

Á

0

10

20

30

40

50

60

AA8. DISTRIBUCIÓN DE LA PITIRIASIS VERSICOLOR A NIVEL MUNDIAL EN EL INICIO DEL PRESENTE ESTUDIO.

MÉJICO Y CUBA

MALOWI-ÁFRICA 17.9% ARGENTINA 13.3% REP. DOMINICANA 60.0% PANAMÁ 40.5%

México 50%

Cuba 50%

87

AA9. MAPA DE DISTRIBUCIÓN DE PV EN AMÉRICA CENTRAL AA10. MAPA DE DISTRIBUCIÓN DE PV EN AMÉRICA DEL SUR

AMERICA CENTRAL

Brasil 36%

50%

88

AA11. MAPA DE DISTRIBUCIÓN DE PV EN AFRICA

50%

ÁFRICA CENTRAL 16%

MALOWI

89

AA12. MAPA DE DISTRIBUCIÓN DE PV EN ASIA AA13. MAPA DE DISTRIBUCIÓN DE PV EN EUROPA

Calcuta 28%

Nueva Guinea 42%

MEDITERRÁNEO

ROMA 3.7%

SUECIA

90

AA14. FORMULARIO CON DATOS DEL PACIENTE ESTUDIO DE LAS ESPECIES DE MALASSEZIA RELACIONADAS CON LA PATOLOGÍA CUTÁNEA PITIRIASIS VERSICOLOR EN PANAMÁ Nombre_______________________ Edad____ Fecha_________ Procedencia__________________ Ocupación Teléfono ____________ Sexo M F Apariencia de : Pitiriasis versicolor. Piel sana Localización: Tórax Cara Brazos Abdomen Espalda Tratamiento Sí No Especifique Itra Fluco Keto Selenio Otro___________ Examen Directo: Cultivo en medio Dixon. Descripción: Morfología microscópica ________________________________________________________ Pruebas: Catalasa ( ) Esculina ( ) Tween 20 ( ) Tween 40 ( ) Tween 80 ( ) Cremophor El ( ) Diagnóstico Micológico: ________________________________________________________ Fecha de emisión de resultados Firma:

91

AA15. VARIABLES DEL ESTUDIO DE MALASSEZIA EN PACIENTES CON PV

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

N°Pac. Edad Sexo Ocupac Tórax Cara Barba Brazos Abdómen Espalda Cuello Pierna General S/Trat C/trat ExD + Ex D - Crec.+ Crec.- 2 lev. Especie 1 2 3 4 5 6 7 8 9

10 11 12 13

92

AA16. RECUPERACIÓN DE MALASSEZIA SPP EN LA MUESTRA

ESTUDIADA POR GRUPO ETARIO

CASOS PV CULTIVOS POSITIVOS GRUPO DE EDAD No. PORCENTAJE No. PORCENTAJE <= 14 31 20.66 24 16 15 – 49 100 66.66 73 48.67 >= 50 19 12.66 11 7.33 TOTAL 150 100.00 108 72.00 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

AA17. FRECUENCIA DE POSITIVIDAD POR MALASSEZIA SPP SEGÚN

GRUPO ETARIO EN PACIENTES CON PV

GRUPO ETARIO <= 14 AÑOS 15 – 49 AÑOS >= 50 AÑOS No. PORCENTAJE No. PORCENTAJE No. PORCENTAJE

POSITIVO 24 77.41 73 73.00 11 57.89 NEGATIVO 7 22.58 27 27.00 8 42.10

TOTAL 31 100 100 100 19 100 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

93

AA18. RECUPERACIÓN DEL MALASSEZIA SPP EN LA MUESTRA ESTUDIADA POR SEXO

CASOS DE PV CULTIVOS POSITIVOS SEXO No. PORCENTAJE No. PORCENTAJE

FEMENINO 74 49.30 51 34.0 MASCULINO 76 50.70 57 38.0 TOTAL 150 100 108 100 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

AA19. FRECUENCIA DE POSITIVIDAD POR MALASSEZIA SPP SEGÚN SEXO EN PACIENTES CON PV.

SEXO FEMENINO MASCULINO No. PORCENTAJE No. PORCENTAJE POSITIVO 51 68.9 57 76 NEGATIVO 23 31.1 19 24 TOTAL 74 100 76 100 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

94

AA20. CONSTITUCIÓN DE LA MUESTRA ESTUDIADA SEGÚN OCUPACIÓN

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

POSITIVOS POR PV NEGATIVOS POR PV TOTAL

OCUPACIÓN No. TOTAL %

POSITIVO POR

MALASSEZIA

% RECUPERACIÓ

N

No. TOTAL %

POSITIVO POR

MALASSEZIA

% RECUPER

ACIÓN No. % AMA DE CASA 4 2.70 1 25 15 10.00 13 86.66 19 6.33 ADMINISTRATIVO 19 12.70 12 63.15 10 6.70 8 80.00 29 9.66

DOCENTE 6 4.00 5 83.33 6 4.00 1 66.66 12 4.00 ESTUDIANTE 86 57.30 63 73.25 78 52.00 39 50.00 164 54.66 TRABAJADOR DE SALUD 11 7.30 7 63.63 23 15.30 7 30.43 34 11.33

OTRAS PROFESIONES 10 6.70 9 90 8 5.30 3 37.50 18 6.00

OTROS 14 9.30 11 78.57 10 6.70 5 50.00 24 8.00 150 108 150 76 300 100% RECUPERACIÓN MEDIA 68.13% 57.32%

95

AA21. FRECUENCIA DE APARICIÓN DE MALASSEZIA SPP EN LA MUESTRA ESTUDIADA SEGÚN OCUPACIÓN

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp en Panamá AA22. DISTRIBUCIÓN DE LA PV POR SITIOS ANATÓMICOS SEGÚN SEXO

TORAX ABDOMEN ESPALDA CARA CUELLO BARBA BRAZO PIERNA GENERALIZADA TOTAL

FEMENINO No. 23 5 23 25 5 2 11 4 1 97 PORCENTAJE 60.52 35.71 46.93 53.19 71.42 66.66 30.55 50.00 33.33 47.3 MASCULINO No. 15 9 26 22 2 1 25 4 2 105 PORCENTAJE 39.47 64.28 53.06 46.80 28.57 33.33 69.44 50.00 66.66 51.21 TOTAL 38 14 49 47 7 3 36 8 3 205

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA23. DISTRIBUCION DE LA PV EN EL TRONCO SEGÚN SEXO TORAX ABDOMEN ESPALDA TOTAL FEMENINO No. 23 5 23 51 PORCENTAJE 60.52 35.71 46.93 24.87% MASCULINO No. 15 9 26 50 PORCENTAJE 39.47 64.28 53.06 24.39% TOTAL 38 14 49 101 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

POSITIVOS POR PV NEGATIVOS PO PV

OCUPACIÓN No. TOTAL % POSITIVO POR

MALASSEZIA % DE

POSITIVOS TOTAL DE CASOS % POSITIVO POR

MALASSEZIA % DE

POSITIVOS

AMA DE CASA 4 2.70 1 0.92 15 10.00 13 17.10 ADMINISTRATIVO 19 12.70 12 11.11 10 6.70 8 10.52 DOCENTE 6 4.00 5 4.62 6 4.00 1 1.31 ESTUDIANTE 86 57.30 63 58.3 78 52.00 39 51.31 TRABAJADOR DE SALUD 11 7.30 7 6.48 23 15.30 7 9.21 OTRAS PROFESIONES 10 6.70 9 8.33 8 5.30 3 3.94 OTROS 14 9.30 11 10.18 10 6.70 5 6.57 TOTAL 150 100 % 108 100% 150 76 100 %

96

AA24. DISTRIBUCION DE LA PV EN LA CABEZA SEGÚN SEXO CARA CUELLO BARBA TOTAL FEMENINO No. 25 5 2 32 PORCENTAJE 53.19 71.42 66.66 56.14 % MASCULINO No. 22 2 1 25 PORCENTAJE 46.80 28.57 33.33 43.85 % TOTAL 47 7 3 57 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA25. DISTRIBUCION DE LA PV EN LAS EXTREMIDADES SEGÚN SEXO BRAZOS PIERNAS TOTAL FEMENINO No. 11 4 15 PORCENTAJE 30.55 50.00 7.31 % MASCULINO No. 25 4 29 PORCENTAJE 69.44 50.00 14.14 % TOTAL 36 8 44 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA26. DISTRIBUCION DE LA PV Y MALASSEZIA SPP POR SITIO ANATOMICO

MUESTRAS POSITIVAS AREA AFECTADA No. PORCENTAJE

TORAX 38 18.54 CARA 47 22.93 BARBA 3 1.46 BRAZOS 36 17.56 ABDOMEN 14 6.83 ESPALDA 49 23.90 CUELLO 7 3.41 PIERNA 8 3.90 GENERALIZADA 3 1.46

TOTAL 205 100 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

97

AA27. DISTRIBUCIÓN DE PV POR SITIOS ANATÓMICOS SEGÚN GRUPOS ETARIOS.

GRUPO ETARIO

TORAX CARA BRAZOS ABDOMEN ESPALDA CUELLO PIERNA GENERALIZADA TOTAL %

<=14 AÑOS

11 14 8 3 5 0 5 0 47 22.92

15 – 49 19 28 23 10 38 3 3 2 131 63.90 >=50

AÑOS 8 5 5 1 6 0 0 1 27 13.17

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA28. DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE MALASSEZIA EN PACIENTES CON PV

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA29. DISTRIBUCIÓN DE ESPECIES DE MALASSEZIA EN CONTROLES SIN PATOLOGÍA EVIDENTE

RESULTADOS No. PORCENTAJE M. furfur 57 38.0 M. sympodialis 10 6.67 M. globosa 6 4.00 Malassezia spp 2 1.33 M. furfur – M. sympodialis. 1 0.67 Negativo 74 49.33 TOTAL 150 100.0 %

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

ESPECIE No. PORCENTAJE M. globosa 8 5,33 M. slooffiae 8 5.33 M. furfur 63 42,00 M. furfur-M. slooffiae 4 2,67 M. furfur-M. globosa 1 0,67 M. obtusa 1 0,67 M. slooffiae 7 4,67 M. sympodialis 7 4,67 M. furfur – M. sympodialis 3 2,00 Negativos 55 36,67 TOTAL 150 100%

98

AA30. DISTRIBUCION DE MALASSEZIA SPP EN EL TRONCO DE PACIENTES CON PV

TOTAL TORAX ABDOMEN ESPALDANo. PORCENTAJE

M. furfur 16 4 22 42 60.0 M. globosa 3 1 4 8 11.40 M. sympodialis 2 3 5 7.14 M. slooffiae 3 3 4.28 M. obtusa 1 1 1.42 Malassezia spp. 2 9 11 15.71

TOTALES 27 5 38 70 100 % % 38.57 7.14 54.28

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA31. RECUPERACIÓN DE MALASSEZIA SPP EN EL TRONCO DE PACIENTES CON PV TORAX ABDOMEN ESPALDA TOTALES TOTALES PV 38 14 46 98 NEGATIVOS 11 9 8 28 POSITIVOS 27 5 38 70 M. furfur 16 4 22 42 M. globosa 3 1 4 8 M. sympodialis 2 3 5 M. slooffiae 3 3 M. obtusa 1 1 Malassezia spp 2 9 11 % de Recuperación 71.05 35.71 82.60 71.42

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA32. DISTRIBUCION DE MALASSEZIA SPP EN CABEZA DE PACIENTES CON PV

CARA BARBA CUELLO TOTAL PORCENTAJEM. furfur 26 2 4 32 71.11 M. slooffiae 4 0 1 5 11.11 M. sympodialis 3 0 1 4 8.88 M. globosa 2 0 0 2 4.44 Malassezia spp 2 0 0 2 4.44

34 2 6 45 100 % TOTALES % 75.55 4.44 13.33 Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

99

AA33. RECUPERACIÓN DE MALASSEZIA SPP EN CABEZA DE PACIENTES CON PV CARA BARBA CUELLO TOTALES TOTALES DE PV 47 3 7 57

NEGATIVOS 10 1 1 12

POSITIVOS 37 2 6 45

M. furfur 26 2 4 32

M. slooffiae 4 0 1 5

M. sympodialis 3 0 1 4

M. globosa 2 0 0 2

Malassezia spp. 2 0 0 2

% de Recuperación 78.72 100 85.7 80.70 %

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA34. DISTRIBUCION DE MALASSEZIA SPP EN EXTREMIDADES DE PACIENTES CON PV

BRAZOS PIERNAS TOTALES % M. furfur 13 4 17 62.96 M. sympodialis 3 1 4 14.81 M. globosa 3 0 3 11.11 Malassezia spp 3 0 3 11.11

22 5 27 100 % TOTALES 81.48 % 18.51 %

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

100

AA35. RECUPERACIÓN DE MALASSEZIA SPP EN EXTREMIDADES DE PACIENTES CON PV

BRAZOS PIERNAS TOTALES TOTALES DE PV 36 8 44

NEGATIVOS 14 3 17 POSITIVOS 22 5 27 M. furfur 13 4 17 M. sympodialis 3 1 4 M. globosa 3 0 3 Malassezia spp 3 0 3 % DE RECUPERACIÓN 61.11 62.5 61.36

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA36. FRECUENCIA DE POSITIVIDAD POR MALASSEZIA SPP EN CONTROLES SIN PATOLOGÍAS SEGÚN GRUPO ETARIO

<= 14 AÑOS 15 – 49 AÑOS >= 50 AÑOS No. % No. % No. % POSITIVOS 4 40.0 53 51.45 19 51.35

NEGATIVOS 6 60.0 50 48.54 18 48.64 TOTAL 10 100.0 103 100 37 100

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá AA37. FRECUENCIA DE POSITIVDAD POR MALASSEZIA SPP EN CONTROLES SIN PATOLOGÍAS SEGÚN SEXO

FEMENINO MASCULINO No. % No. %

POSITIVOS 45 51.72 % 31 49.20 NEGATIVOS 42 48.27 % 32 50.79

TOTAL 87 100.0 % 63 100 %

Fuente: muestreo de pacientes, estudio del género Malassezia spp. en Panamá

101

ANEXO B

102

AB1. Lesión de PV en AB2. Lesión de PV en hombro antebrazo

AB3. Lesión de PV en cuello y AB4. Lesión de PV en ambos cara brazos

MQ MQ

MQ MQ

103

AB5. Lesión en cuello AB6. Lesión en espalda

AB7. Forma estable de M. globosa AB8. Observación micros- al examen directo en 40x cópica (40x) de M.globosa en caldo Dixon

MQ MQ

MQ MQ

104

AB9. M.sympodialis. AB10. Colonias de M.sympodialis Ex. Directo en 40x en agar de Dixon

AB11. M. furfur y M. globosa AB12. Colonias de M.furfur y al ex.directo 40x M. globosa en medio Dixon.

M. furfur

M. globosa

M.QMQ

MQMQ

105

AB13. Colonias de M. sympodialis AB14. Separación de +M.furfur en agar Dixon colonias en medio Dixon

AB15. M. furfur al examen directo AB16 M. sympodialis al examen 40x directo en 40x

M.sympodialis

M. furfur

MQ MQ

MQMQ

106

AB17. M. slooffiae al examen AB18. M.slooffiae al examen directo en 40 x directo en 40x . Solo levaduras

AB19. Colonias de Malassezia spp y AB20. M.globosa en medio Candida famata en medio Dixon Dixon (primer aislamiento)

Candida famata

Malassezia

MQ MQ

MQ MQ

107

AB21. M.furfur en medio AB22. M.sympodialis de Dixon (Primer aislamiento) en medio de Dixon (Primer aislamiento)

AB23. Levaduras de M.furfur AB24. Levaduras de (cultivo ) en azul de algodón 40x M. sympodialis (cultivo) en azul de algodón 40x.

MQ MQ

MQ MQ

108

AB25. Levaduras AB26. Control negativo de M.slooffiae (cultivo ) M.furfur sin tween en azul de algodón (40x)

AB27. Identificación AB28. Prueba de tween: de M furfur (tween 20,40, 80 izq. C. albicans, der. M. furfur y Cremophor El)

Cremophor EL

Aceite castor

MQ MQ

MQ MQ

109

AB29. Reacción de M.sympodialis al tween (40 y 80)

OTRAS OBSERVACIONES AB30 Ex. directo 40x de AB31 Ex. directo 40x. M. globosa (hifas) M. globosa (levaduras)

Penicillium

Tween 40

Tween 80

MQ

MQ MQ

110

AB32. Ex. Dir. 40x M. slooffiae AB33. Ex. Dir M. furfur) 40x (hifas) (levaduras)

AB34. Ex.Directo M.furfur+M.slooffiae 40x

MQ MQ

MQ

111

AB35. M. furfur en AB36. M. sympodialis caldo Dixon de caldo Dixon

MQ MQ