EFECTO DEL ENVEJECIMIENTO EN LA BIODEGRADABILIDAD DE

ALMIDÓN TERMOPLÁSTICO A NIVEL DE LABORATORIO

Diego Enrique Ballesteros Peña

Asesor: Isabel Jiménez

Co-asesor: Oscar Álvarez

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1. Planteamiento del problema

El desarrollo de los polímeros sintéticos a nivel industrial ha sido de gran importancia

tanto para la industria como para los consumidores. La versatilidad de sus

propiedades permitió un sinnúmero de aplicaciones, llevando a un crecimiento

exponencial de su uso a partir de la segunda guerra mundial hasta la actualidad

(Goebel, 2005). Sin embargo, su durabilidad se ha convertido en un problema (debido

a su baja tasa de degradación), generando un debate tanto en la sociedad como en la

comunidad científica acerca de estrategias efectivas para tratar estos desechos, que

en países industrializados llegan a representar entre el 20 y el 40% de los desechos

sólidos municipales (Ruiz, 2006). La incineración lleva a contaminar el poluto aire

existente y el reciclaje de polímeros ha demostrado un alto nivel de ineficiencia, debido

a la dificultad de separar las diferentes clases de plásticos a reciclar, lo que implica un

alto requerimiento de mano de obra y haciendo muy difícil tener márgenes aceptables

de ganancia debido al bajo valor del material recuperado, razón por la cual sólo el 5%

de los plásticos en EE.UU. es reciclado (Goebel, 2005).

Los 12 principios de la química verde nos permiten un acercamiento a la prevención

de la polución por medio de innovaciones científicas. Algunos de ellos como prevenir

la formación de desechos, diseñando productos ambientalmente seguros (degradables

luego de su uso) usando fuentes renovables (Anastas y Warner, 1998), son parte la

solución de esta problemática, al tratar de producir plásticos biodegradables que

corten el problema de raíz para obtener desechos ambientalmente amigables, que

permitan el desarrollo sostenible del planeta. Para lograr esto se necesita una

extensiva investigación, que permita a los materiales emergentes tener propiedades

parecidas a los plásticos tradicionales, además de ser competitivos con respecto a su

costo de producción y manufactura. También debe superar otras críticas por parte de

la comunidad científica; ya que al no ser materiales reciclables, no pueden ser

utilizados en etapas postconsumo como material reutilizable o como fuente de energía

(Chalita, 2000). A pesar de esto, el material biodegradable puede ser utilizado como

compost, evitando llenar basureros y reintegrándose a los ciclos naturales, lo que los

hace ideales para aplicaciones que no se prestan económicamente para el reciclaje,

como empaques de corta duración para productos alimenticios (bandejas para comida,

vajillas, cubiertos, pitillos, vasos, etc.), por lo que se requiere una cultura como la

adoptada por el reciclaje para evitar que los plásticos biodegradables lleguen a los

rellenos sanitarios y sean recolectados para el compostaje.

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El almidón, que surge como uno de estos nuevos materiales ha comenzado a ser

investigado alrededor del mundo como una forma efectiva para solucionar el problema,

siendo barato, abundante, disponible a partir de múltiples fuentes renovables y

biodegradable (Van Soest y Vliegenthart, 1997), razón por la cual este trabajo busca

hacer un aporte investigativo entorno a la biodegradabilidad de este material y cómo

esta cambia con la formulación utilizada, tanto para la utilización de esta información

en la industria como para ser material de referencia en futuras investigaciones en este

campo.

2. Objetivos

2.1 Objetivo General:

• Realizar un análisis de la biodegradabilidad de distintas formulaciones

de almidón termoplástico según la norma ASTM D 5988-03 utilizando

dos tipos de tierra.

2.2 Objetivos Específicos:

• Producir pellets de almidón termoplástico de distinta formulación.

• Realizar una caracterización físico-química y microbiológica de los

suelos utilizados para el experimento de biodegradación.

• Evaluar la biodegradabilidad del material teniendo en cuenta su

formulación, envejecimiento y tipo de tierra.

3. Estado de Arte

3.1 Definición de biodegradación

A pesar que la biodegradación es un término que implica la degradación de un

material debido a la acción enzimática de hongos y bacterias, aún no se ha

establecido una definición universal para este proceso (Swift, 1992). Esto se debe a

que entorno a la investigación y desarrollo de los polímeros biodegradables existe un

amplio rango de disciplinas, donde participan biólogos, bioquímicos, ingenieros,

legisladores, ambientalistas, industriales, etc. Cada uno de estos grupos posee su

propia perspectiva del problema, por lo que sus expectativas y logros en este campo

están limitadas a las metas propuestas en la investigación o a la agenda de un

determinado grupo de trabajo (Smith, 2005). Varios organismos especializados en la

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estandarización de procesos han propuesto su propia definición para un polímero

biodegradable (Chandra y Rustgi, 1998):

ISO: Es un plástico diseñado para tener cambios significativos en su estructura

química bajo determinadas condiciones ambientales, que conlleva la pérdida de

propiedades que pueden ser medidas por medio de métodos estandarizados

apropiados para plásticos. Este cambio en estructura química es el resultado de la

acción natural de microorganismos.

ASTM: Es un material plástico que experimenta rompimientos en sus enlaces de la

red polimérica debido a fuerzas químicas, biológicas o físicas presentes en el

ambiente que conllevan a una fragmentación o desintegración de los plásticos.

Sociedad Japonesa de plásticos biodegradables: Materiales poliméricos que han

cambiado hacia un peso molecular más bajo que el original, donde al menos un paso

de este proceso de degradación es por medio del metabolismo de organismos

presentes en el ambiente.

DIN: La biodegradación de un material plástico es un proceso cuyos productos finales

son el final de rutas metabólicas.

Se puede ver que existen diferencias sutiles entre las definiciones, algunas más

generales y otras más específicas, que permiten discutir acerca de la

biodegradabilidad de un polímero. Desde el punto de vista de la ingeniería, estas

definiciones no han abordado factores importantes como el tiempo necesario para la

biodegradación, la existencia de residuos tóxicos en el ambiente, la necesidad de una

fuente renovable de materias primas (Smith, 2005) y la relación entre la durabilidad y

la degradabilidad de un material polimérico que permita tener tiempos de

almacenamiento razonables sin ver afectadas las propiedades físicas necesarias para

el producto final (Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001).

3.2 Proceso de biodegradación para polímeros

La figura 1 ilustra el “dogma central” para la degradación de polímeros (Kaplan, et

al.1993). Se inicia con la despolimerización, proceso que se lleva a cabo por fuera de

las células (ya sean bacterias u hongos) debido al gran tamaño y la naturaleza

insoluble de las cadenas poliméricas. Este paso es realizado por enzimas

extracelulares que se encargan de disminuir el tamaño del material hasta un nivel que

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sea digerible para la célula, por medio de reacciones de oxido-reducción o de hidrólisis

(Chandra y Rustgi, 1998). El proceso de despolimerización puede ser reversible,

llevando a una nueva polimerización o a la conjugación, donde se pueden formar

materiales húmicos tales como el humus, la turba o el petróleo. Cuando se produce la

ingestión en la célula se llega a la segunda parte del proceso, conocida como

mineralización, donde es transformado por vías metabólicas en biomasa, agua, gases

(CO2, CH4 y N2), sales y minerales. Cada uno de estos compuestos tendrá una vital

importancia en el medio ambiente, sirviendo como reservas de nutrientes para el suelo

(Kaplan, et al.1993).

3.3 Factores que afectan la biodegradación

Existen tres elementos esenciales para el proceso de biodegradación: Los

microorganismos, el medio ambiente y el sustrato (polímero). La interacción entre

estos componentes determinará tanto la factibilidad como la rapidez del proceso. Por

ejemplo, en investigaciones de rellenos sanitarios se han encontrado pedazos de

comida y periódicos que no se han degradado después de 40 años de entierro. Esto

no significa que estos materiales no sean biodegradables (ya que claramente lo son)

sino que puede haber una falla en alguno de los elementos como podría ser la falta de

humedad en el terreno, que desencadena una baja actividad enzimática y una baja

tasa de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993).

Figura 1. Proceso de biodegradación de polímeros

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Los microorganismos deben tener las vías metabólicas adecuadas para mineralizar los

monómeros y oligómeros formados por el proceso de despolimerización. Se deben

considerar los tipos de microorganismos presentes (aeróbicos anaeróbicos,

facultativos), que contengan tanto las enzimas como los niveles enzimáticos

adecuados para la biodegradación y la presencia de inhibidores o depredadores (ej.

Protozoarios) que afecten la cinética del proceso (Chandra y Rustgi, 1998). Todos los

factores relacionados con los organismos encargados de realizar la biodegradación

están íntimamente relacionados con el medio ambiente en que se desarrollan y que se

puede ver afectado por la temperatura, la humedad, disponibilidad de oxígeno,

concentración de sales y metales, pH, luz, etc. (Mayer y Kaplan, 1993) A pesar que la

mayoría de microorganismos pueden tolerar rangos relativamente amplios para cada

uno de estos factores, la falta de alguno de estos elementos puede llevar a disminuir e

incluso parar temporalmente el proceso de biodegradación, al menos hasta que se

retomen las condiciones necesarias para su desarrollo. Dentro de estos factores el

más importante puede ser la humedad; un nivel inadecuado de este factor puede llevar

a parar la acción enzimática por debajo de un nivel crítico (Kaplan, et al.1993).

El polímero debe tener determinadas características para su biodegradación. Los

polímeros sintéticos sólo se degradan de una manera lenta, por lo que sólo una parte

logra ser mineralizada, mientras que la otra pasa a ser parte de materiales húmicos.

Existen varios factores que pueden ayudar en la biodegradación de un polímero:

1. Estructura polimérica: Según numerosos estudios acerca de la

biodegradabilidad de polímeros sintéticos, la catálisis enzimática tiende a ser

mayor a medida que las cadenas poliméricas son lo suficientemente flexibles

para encajar en los sitios activos de las enzimas (Chandra y Rustgi, 1998). La

mayoría de polímeros sintéticos biodegradables (como el cis-polisopreno)

contienen enlaces hidrolizables a través de las cadenas poliméricas lo que

facilita su degradación enzimática. Con este mecanismo las macromoléculas

naturales como la celulosa o el almidón son degradados por medio de hidrólisis

seguido por una oxidación, existiendo un símil con los polímeros sintéticos

biodegradables, donde polímeros con carácter hidrofílico poseen una mayor

tendencia a degradarse (Kaplan, et al.1993). Varias enzimas son conocidas por

catalizar la hidrólisis de enlaces peptídicos cercanos a grupos como el

hidroxílico, bencílico, carboxílico, etc. Por ejemplo, la quimotripsina cataliza la

reacción de los enlaces cercanos a los grupos bencílicos, por lo que polímeros

modificados con una mayor cantidad de estos grupos, como el

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poli(hexametileno-α-bencilmalonamida) han tenido mayores tasas de

biodegradabilidad que moléculas similares con una menor cantidad de grupos

bencilo presentes (Chandra y Rustgi, 1998).

2. Morfología del polímero: Los polímeros sintéticos contienen miles de

estructuras cortas repetidas que le proporcionan la regularidad necesaria para

cristalizarse, mientras las proteínas no poseen tal cantidad de unidades

repetidas, lo que no le permite cristalizarse. Se ha establecido que existen

marcadas diferencias en la velocidad de degradación de las regiones amorfas y

las cristalinas. Generalmente la biodegradación ocurre más rápidamente en las

regiones amorfas, ya que su irregularidad permite una mayor acción de las

enzimas sobre los enlaces hidrolizables llevando a cabo una degradación

selectiva. (Chandra y Rustgi, 1998) Las regiones cristalinas que son más

ordenadas y periódicas, no permiten un rápido acceso de las enzimas y su

biodegradación se presentará posteriormente, cuando la degradación de las

regiones amorfas conlleven a la creación de los espacios necesarios que

permitan el ataque microbiano en la región cristalina del polímero (Thakore, et

al, 2001). Esto se ha comprobado en polímeros como el ácido poliláctico (PLA)

ya que disminuyendo los entrecruzamientos presentes y por ende reduciendo

su cristalinidad, se han alcanzado mayores tasas de biodegradación (Ray y

Bousmina, 2006)

3. Efecto del peso molecular: Se ha encontrado que a mayor peso molecular

existe una mayor tendencia a resistir el ataque de microorganismos.

Hidrocarburos de bajo peso molecular son degradados por microorganismos,

activados por la unión con la coenzima A, que les permite convertir estos

hidrocarburos en metabolitos celulares dentro de la célula microbiana. Por otro

lado, si las moléculas son más grandes, no se puede dar este proceso dentro

de la célula, por lo que el proceso de biodegradación en ambientes

extracelulares es lento. Esto no ocurre en moléculas naturales como el

almidón, por que las conversiones enzimáticas hacia componentes de menor

peso molecular si pueden ser llevadas a cabo por fuera de la célula, facilitando

la degradación con respecto a los polímeros sintéticos (Chandra y Rustgi,

1998). Jen-Hao y Schwarz (1987) utilizaron muestras a partir de mezclas de

polietileno y almidón con pesos moleculares entre 4800 y 41000; todas las

muestras presentaron crecimiento bacterial, pero siempre este crecimiento fue

mayor en las muestras con menor peso molecular (Kaplan, et al. 1993).

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4. Radiación y tratamientos químicos: El debilitamiento de los enlaces puede

ocurrir por fotólisis por medio de la radiación de tipo ultravioleta y gamma

(Pandey, Raghunatha, Pratheep & Singh, 2005) o por manipulaciones en la

estructura del polímero como la introducción de enlaces de ésteres de

polímeros sintéticos para promover la biodegradabilidad (Swift, 1992). Por

ejemplo, la inserción de monóxido de carbono como enlace permite el

rompimiento de la cadena, como fue determinado para polímeros E/CO (Etileno

y CO), ya que luego de 25 días de exposición a radiación UV se logró perder el

98% de su peso (Chandra y Rustgi, 1998).

3.4 Métodos de Medición:

Existen diferentes métodos para calcular la biodegradabilidad de un material. Sin

embargo, cada uno de estos tipos de pruebas posee sus ventajas y desventajas,

debido principalmente al grado de complejidad que generan todas las variables

presentes en el proceso de biodegradación (Mayer y Kaplan, 1993). Entre las más

importantes se encuentran:

1. Pruebas en cajas de Petri: Son ensayos en donde se observa el crecimiento

microbiano para una determinada muestra, donde puede tardar de semanas a

meses. Puede determinar cualitativamente la degradación, pero no simula

ambientes naturales; ya que crece entorno a aditivos, lo que lleva tener

problemas de extrapolación de resultados, por lo que sólo puede mostrar

tendencias entorno a la degradación de un material, por ejemplo se encuentran

el estándar ASTM G22-76 “Determinación de la resistencia hacia el ataque

bacterial de polímeros sintéticos” o la norma DIN 53 739 “Determinación de la

resistencia de los plásticos a hongos y bacterias”.

2. Demanda biológica de oxígeno (BOD): Es una medida indirecta de la cantidad

de oxígeno utilizado por los microorganismos, incubando las muestras bajo

unas condiciones determinadas y tomando medidas del oxígeno incubado

antes y después de la incubación; por ejemplo se encuentra el Test modificado

de Sturm para materiales poliméricos y estándares como el ISO 14851

“Determinación de la biodegradabilidad aeróbica para materiales plásticos en

medios acuosos por medición de la demanda de oxígeno” (Leonardo da Vinci

Program [LdVP], 1999).

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3. Polímeros marcados radiactivamente: Este tipo de pruebas son las más

cercanas hacia la exactitud en las tasas de mineralización de los polímeros, al

lograr cuantificar la producción de dióxido de carbono radiactivamente

marcado. El alto costo de la producción de estos polímeros y el manejo de

sustancias radioactivas son algunas de sus desventajas. Un ejemplo de este

tipo de pruebas corresponde el estándar ASTM D 6354 “Método para

determinar la biodegradación aeróbica de materiales plásticos marcados

radiactivamente en ambientes acuosos o de compostaje”.

4. Respirometría: Esta es una práctica que permite cuantificar la mineralización

del material para un ambiente específico, se calcula la producción de dióxido de

carbono por medio de cámaras cerradas conectadas a un analizador infrarrojo

de CO2. Su desventaja radica en la gran cantidad de equipo necesario para la

experimentación. Ha sido estandarizado en la norma ISO 14852

“Determinación de la biodegradabilidad de materiales plásticos en medios

acuosos- Método respirométrico por análisis del dióxido de carbono generado”

5. Ambientes acelerados en el laboratorio: Del mismo modo que la respirometría,

permite simular escenarios reales a escala de laboratorio, intentando proveer

las mismas condiciones de un ambiente natural de manera constante, teniendo

un adecuado control sobre las variables del proceso, lo que permite que el

ensayo se lleve a cabo de manera acelerada, por lo que la extrapolación de

resultados debe realizarse de manera cuidadosa. Entre este tipo de pruebas se

encuentra la norma a utilizar en este trabajo: ASTM D 5988-03 “Método

estándar para determinar la biodegradación aeróbica de materiales o residuos

plásticos en el suelo”.

6. Experimentaciones in situ: Son medidas totalmente razonables de cómo será el

comportamiento de un polímero para un ambiente determinado. Sin embargo,

la falta de control sobre las variables involucradas en el proceso puede llevar a

lecturas equivocadas, ya que es imposible distinguir entre efectos biológicos y

no biológicos que causan la degradación. La prueba puede llevar tiempos

mucho más largos que los anteriores métodos, pudiendo alargarse por años o

décadas (Mayer y Kaplan, 1993). No se han publicado estándares para este

tipo de pruebas por parte de los organismos competentes.

7. Pruebas ópticas y mecánicas: Son pruebas como la pérdida de peso,

microscopía SEM o pruebas de esfuerzo-deformación, etc., que sirven de

complemento a los ensayos mencionados anteriormente; a pesar que no

demuestran directamente la degradación, pueden ayudar a entender el

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deterioro del material y sus cambios físicos a través del tiempo (Mayer y

Kaplan, 1993).

3.5 El almidón como polímero biodegradable:

El almidón es un carbohidrato complejo, que constituye la principal fuente de

almacenamiento de energía para las plantas y es un material que genera un gran

interés para ser utilizado como un polímero biodegradable, debido a su bajo costo,

disponibilidad como excedente de diferentes productos agrícolas (Van Soest y

Vliegenthart, 1997) y la posibilidad de ser utilizado en equipos convencionales de

procesamiento de polímeros. Estas razones llevaron a que el almidón comenzara a ser

utilizado como relleno en mezclas con polímeros tradicionales como el polietileno y el

poliuretano, pero en estas formulaciones los contenidos de almidón que no superaban

el 15% (Kaplan, et al. 1993). Al aumentar el interés de tener polímeros 100%

biodegradables, se ha intentado tener polímeros fabricados principalmente de almidón

(conocido como thermoplastic starch, TPS) pero debido a sus limitaciones mecánicas

se requieren mayores estudios para su producción a gran escala. Algunas de las

aplicaciones esperadas para el almidón termoplástico son como recubrimientos para

agricultura, bolsas para residuos orgánicos, vendajes quirúrgicos (Mezzanotte, Bertani,

Degli Innocenti y Tosin, 2004) y especialmente como empaque para productos

alimenticios (Chandra y Rustgi, 1998).

3.5.1 Generalidades

El almidón se presenta en forma de gránulos de distintos tamaños y formas, insolubles

en agua y en la mayoría de solventes orgánicos (Van Soest y Vliegenthart, 1997).

Cada gránulo contiene dos tipos de moléculas: La amilosa (Figura 2) y la amilopectina

(Figura 3). Estas estructuras están conformadas por múltiples unidades de D-Glucosa;

para la amilosa se tiene una configuración de tipo lineal, donde predominan los

enlaces de tipo α-1,4, lo que hace que la molécula se enrolle, dándole su forma

helicoidal; la amilopectina es una estructura ramificada, donde se tienen enlaces tipo

α-1,4 para la cadena principal y α-1,6 para las ramificaciones, por lo que las moléculas

de amilopectina son más grandes que las de amilosa (el peso molecular de la

amilopectina es 100 veces mayor que el de la amilosa (Yu y Christie, 2005)),

desarrollándose estructuras de doble hélice (Ruiz, 2006), logrando un alto nivel de

organización supermolecular entre los gránulos, donde las moléculas de amilopectina

se encuentran de manera radial (Figura 4), mientras que las de amilosa se enlazan

principalmente con las regiones amorfas de la molécula de amilopectina (Bernal y

Martínez, 2006).

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Figura 2. Molécula de amilosa1

La mayoría de almidones contienen entre un 20-30% de amilosa, dependiendo de su

origen (maíz, papa, yuca, trigo, etc.), pero esta cantidad puede ser manipulada por

medio de un proceso de extracción (Yu y Christie, 2005). Desde el punto de vista

físico, el gránulo de almidón es un material heterogéneo (a pesar que a escala

nanométrica sea aperiódico y desordenado (Perry y Donald, 2000)), que posee tanto

regiones amorfas como cristalinas; siendo la amilosa y los puntos de ramificación de

amilopectina donde se forman las regiones amorfas (Yu y Christie, 2005), como lo

muestra la figura 5.

Figura 3. Molécula de amilopectina2

1 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html 2 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html

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Figura 4. Organización radial de la amilopectina3

Figura 5. Morfología de la amilopectina4

3.5.2 Proceso de plastificación del almidón

El contacto del almidón con un plastificante, sumado con la temperatura y el esfuerzo

cortante, conlleva 2 cambios morfológicos: Un hinchamiento del gránulo de almidón,

producto del desdoblamiento de la estructura de doble hélice de la amilopectina y la

formación de una matriz, debido a que el hinchamiento del gránulo permite su 3 Tomado de http://www.cheng.cam.ac.uk/research/groups/polymer/RMP/nitin/Internalstructure.jpg 4 Tomado de http://www.lsbu.ac.uk/water/hysta.html

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movimiento y la interacción con otros gránulos, formando una retícula unida por las

interacciones polímero-polímero y polímero-soluto (Parte B de la Figura 6).

Figura 6. Proceso de plastificación del almidón5

En la figura se pueden identificar una serie de estructuras Gel ball, fruto del

desdoblamiento de la amilopectina, que pierde su carácter cristalino (Perry y Donald,

2000), convirtiéndose en una región amorfa, siendo más fácilmente degradadable por

la acción enzimática (Plackett y Vázquez, 2004). Al pasar el tiempo se observa que las

cadenas se reacomodan en su estado original; de primera mano las cadenas de

amilosa y luego la de las cadenas exteriores de amilopectina (Partes C y D de la

Figura 6), este fenómeno se conoce como recristalización (Van Soest y Vliegenthart,

1997). Existe una relación ente la amilopectina sin plastificar y la cristalizada; que su

grosor es el mismo: 50 Armstrong. Esto lleva a pensar que existe una cierta “memoria”

en el material, lo que lo lleva a volver a un grosor determinado en la recristalización, ya

que este grosor se pierde en la plastificación y se recupera con la cristalización

(French, como se cita en Yu y Christie, 2005). Esto provoca un encogimiento en los

enlaces, producido por el desdoblamiento de las cadenas principales de la

amilopectina que al recristalizarse junto a las moléculas de amilosa, promoviendo la

formación de nuevos puntos de ramificación cristalinos, inexistentes en la molécula de

almidón sin plastificar (Van Soest y Vliegenthart, 1997), formando una matriz que

impide un mayor movimiento en las cadenas, siendo desfavorable para la acción

enzimática por que posee una menor accesibilidad para los microorganismos

(Thakore, Desai, Sarawade y Devi, 2001).

5 Adaptado de Yu y Christie, 2005.

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3.5.3 Proceso de biodegradación del almidón

La habilidad de producir enzimas que degraden el almidón está ampliamente

desarrollada en los microorganismos. En general, la degradación del almidón se

realiza en 3 pasos (Plackett y Vázquez, 2004):

1. Fosforólisis: Las fosforilasas (enzima alostérica) convierten el almidón en

glucosa 1-fosfato.

2. Hidrólisis: El almidón es hidrolizado por fuera de la célula por las amilasas.

Estas enzimas contribuyen a romper la estructura del almidón al atacar los

enlaces α.

3. Transglicólisis: Este paso corresponde a la mineralización del material, ya que

es llevado dentro de la célula, donde las transglicolasas producen

ciclodextrinas de tipo α, β y γ.

4. Experimentación

4.1 Materiales:

Los materiales utilizados en el proyecto fueron:

4.1.1 Almidón nativo de maíz (n-C6H12O6): La materia prima del proyecto es la Fécula

Saguzena®, donada por la empresa “Industrias del Maiz S.A”. El boletín técnico

de la empresa reporta un contenido de humedad entre el 11.5 y el 13% y un

porcentaje de amilosa de 25% (Vargas, 2007).

4.1.2 Glicerina grado USP (C3H8O3): El agente plastificante fue comprado a la

empresa Bell Chem Internacional S.A. (Merchán, 2007).

4.1.3 Master Batch Negro Humo: Donado al proyecto por la empresa A&P de

Colombia Ltda. Referencia MBK-280 cuya resina base es polietileno de baja

densidad, este producto es distribuido por Permoquim S. A. (Vargas, 2007).

4.1.4 Turba de germinación: Una cantidad aproximada de 3.5 kilos fue suministrada

por A&P de Colombia Ltda. Esta tierra es elegida debido a la posible utilización

del TPS como material para semilleros de flores. Tiene un aspecto café con

puntos sólidos blancos. La turba es una clase de suelo rico en carbono y

debido a su alta capacidad de retención de humedad y de nutrientes es muy

útil para aplicaciones agrícolas (Adams, 1999).

4.1.5 Suelo del Relleno sanitario de Doña Juana: Esta tierra es elegida como posible

destino final del material en forma de desperdicio. Proviene de la zona VII del

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relleno, la cual ha sido cerrada hace 6 años. Este suelo proviene

aproximadamente de una capa a 60 cm de la superficie. Fueron recolectados

aproximadamente 4 kilos de esta muestra gracias al apoyo de la empresa

Proactiva Colombia S.A, consorcio encargado del relleno.

4.1.6 Hidróxido de Potasio (KOH): Este reactivo es necesario para realizar la prueba

de biodegradación, ya que reaccionará con el dióxido de carbono generado por

los microorganismos. Se utilizaron cristales de hidróxido de potasio marca

Merck® suministrados por el laboratorio de ingeniería química, en una solución

de 0.5M.

4.1.7 Acido Clorhídrico (HCl): Este reactivo es utilizado para titular el hidróxido de

potasio. Se utilizó ácido clorhídrico 10M marca Merck® suministrados por el

laboratorio de ingeniería química, realizando una solución 0.25M.

4.1.8 Fosfato de Amonio ((NH4)2HPO4): Es la fuente de nitrógeno necesaria para los

microorganismos presentes en los suelos. Se utilizó una solución preparada en

el laboratorio de ingeniería química de 4.72 g/L.

4.2 Equipos:

4.2.1 Horno Thermolyne F6000 (Ref. F6038-60): Este horno funciona a condiciones

de 208 voltios, 19.2 amperios, 60 Hz de frecuencia y 4000 watt. (Vargas, 2007).

Se utiliza para secar el almidón.

4.2.2 Mezcladora de alimentos Hobart: Se usa el modelo N-50 con motor monofásico

de 1/6 HP, cuya capacidad máxima de la batidora es de 4.73 L. (Vargas, 2007).

En este equipo se lleva a cabo la mezcla del almidón, la glicerina y el master

batch.

4.2.3 Extrusora Brabender: Se utiliza el modelo Plasticoder 331, que tiene una

relación de longitud-diámetro de 25:1 y un diámetro de barril de ¾ de pulgada.

Para la extrusión se eligió el tornillo de referencia 05-00-043, el cual tiene una

relación de compresión de 3:1 (Borrero, 2007). En este equipo se lleva a cabo

la etapa de extrusión de la mezcla.

4.2.4 Pelletizadora: Se usa el molino de martillo contruido por The Berlyn Corporation

(Millboury, Massachussets), con una velocidad de 1725 rpm y motor trifásico.

Se utiliza para cortar en forma de pellets los “espaguetis” de la mezcla extruida.

4.2.5 Desecadores: Son recipientes cerrados de plástico, que contienen una división

cerámica, en la parte de abajo se coloca la tierra y la muestra, mientras la parte

de arriba está destinada para soportar 2 beakers: Uno con agua y otro con

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hidróxido de potasio, cuya titulación servirá para determinar la cantidad de

dióxido de carbono generado.

4.3 Metodología:

4.3.1 Caracterización de suelos: Para este experimento se utilizaron dos tipos de

suelos, que primero fueron recolectados usando doble bolsa plástica, luego

cada una de estas muestras fue cernida con un tamiz ASTM 16 para tener un

tamaño de partícula menor a 2 milímetros, esto fue realizado en el laboratorio

de Ingeniería Civil de la Universidad de los Andes. Por último son llevadas a un

refrigerador para mantenerlas a una temperatura de 4ºC hasta el comienzo de

la pruebas, de acuerdo a la norma ASTM D 5988-03. Los microorganismos

pueden mostrar un amplio rango de degradación, dependiendo del ambiente en

donde se coloque, por lo que la caracterización del terreno es indispensable

(Madsen, 1998), con miras a tener una idea general acerca de las condiciones

del terreno y la identificación de grupos de microorganismos encargados de la

biodegradación. Por lo que se llevarán a cabo dos tipos de caracterizaciones

de la tierra: una fisicoquímica y otra microbiológica.

4.3.1.1 Caracterización fisicoquímica: Esta caracterización fue realizada por el

laboratorio Agrosoil Lab, laboratorio con certificado de gestión de la calidad de

ICONTEC. El análisis es llevado a cabo bajo la norma técnica Colombiana NTC

5167 “Materiales orgánicos usados como fertilizantes y acondicionadores de

suelos”. Los resultados incluyen: pH (método potenciométrico), carbono total

(método Walkley Black), humedad y retención de humedad (método

gravimétrico). Estos resultados son necesarios para la puesta en marcha de las

pruebas al material, ya que estas indicarán diferentes cantidades de nitrógeno

y agua que deben ser agregadas a la tierra para su acondicionamiento antes

de comenzar la experimentación.

4.3.1.2 Caracterización microbiológica: Esta caracterización fue realizada por Lucía

Lozano6 en el departamento de microbiología de la Universidad de los Andes.

Por medio de pruebas de crecimiento en cultivos en cajas de Petri, se

determina la cantidad de microorganismos amilolíticos (consumidores de

almidón) presentes, lo cual nos dará una idea cual es el potencial de

6 Docente del departamento de microbiología de la Universidad de los Andes.

IQ-2007-II-05

17

biodegradación del material. Del mismo modo se establecen las poblaciones de

hongos y de bacterias aerobias mesófilas (aquellas que tienen temperaturas

óptimas de crecimiento entre los 15 y los 45ºC).

4.3.2 Producción de Pellets: Este paso fue llevado a cabo en los laboratorios del

CIPP por Ángela Vargas7. De antemano se necesita eliminar la humedad inicial

del almidón de maíz (alrededor entre 11.5 y 13%), por lo que la materia prima

debe ser secada en el horno por 6 horas a 110ºC. Para este experimento se

van a realizar dos tipos de pellets:

Mezcla 1 (30% G): 68.6% Almidón, 29.4% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE.

Mezcla 2 (35% G): 63.7% Almidón, 34.3% Glicerina, 2% Masterbatch LLDPE.

Se realiza el mezclado de los componentes en la mezcladora Hobart,

agregando primero la glicerina y luego lentamente el almidón a una velocidad

de aspa de 2 (agitador a 285 rpm y aditamento a 125 rpm) durante 10 minutos.

Luego se pasa a una etapa de extrusión, con el fin de obtener espaguetis

extruídos. Para esto se usa la extrusora C.W. Brabender con un tornillo de una

sola etapa, a 20 rpm, con un perfil de temperatura de 120-125-130-135ºC,

realizando 2 pasadas por la extrusora (Merchán, 2007). Luego se pasa a una

etapa de peletización, donde se cortan en forma de pellets. Para determinar su

área superficial se tomaron las dimensiones (altura y diámetro. Ver Anexo 1)

para una muestra aleatoria de 25 pellets. Las dimensiones halladas fueron un

diámetro promedio de 4.016±0.016 mm, altura promedio de 2.904±0.679 mm,

obteniendo un área superficial de 36.48±8.02 mm2/pellet. La muestra aleatoria

fue pesada estimándose un peso promedio de 0.053gr/pellet. Estos pellets

fueron guardados en bolsas selladas Ziploc®, y por fuera una bolsa negra para

evitar su fotodegradación. Para el inicio de la prueba de biodegradación, las

muestras en la turba de germinación tenían un periodo de envejecimiento de 70

días, mientras que para el inicio de la prueba en la tierra del relleno sanitario

tenían un periodo de envejecimiento de 90 días.

4.3.3 Acondicionamiento de la tierra: Este paso requiere los resultados de la

caracterización fisicoquímica, con el fin de tener las condiciones necesarias

7 Ingeniera Química de la Universidad de los Andes.

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18

según la norma ASTM D 5988-03 para los dos tipos de suelos a utilizar. Estas

condiciones son:

o Nivel de pH entre 6 y 8

o Relación Carbono-Nitrógeno en el rango de 10:1 a 20:1

o Contenido de humedad entre el 80% y el 100%

o Tener entre 0.0004 y 0.002 gr. de carbono /gr. de suelo

Los resultados de la caracterización fisicoquímica fueron los siguientes:

Tipo de Tierra Relleno Turba pH 6,5 6,25

% Carbono 4,4 21,37 % Humedad 34 38,4

% Ret. Humedad 34,65 304,9 Tabla 1. Resultados de la caracterización fisicoquímica

Este experimento busca comparar sus resultados con los presentados por Julie

Merchán (2007), por lo que se utilizarán las mismas condiciones de este

experimento previo. Para ello, se utilizarán muestras de 1.25 gr. de pellets de

almidón termoplástico, por lo que se deben conocer las cantidades teóricas de

carbono presentes en las diferentes muestras; para ello, se debe determinar el

porcentaje de carbono en las moléculas presentes:

Molécula C H O Peso Total Peso C %C Glicerina 3 8 3 92 36 0,3913

n-Glucosa 6 10 5 162 72 0,44 Tabla 2. Porcentajes de carbono en las moléculas

Para la mezcla 1: 30% glicerina y 70% almidón (sin Masterbatch)

30% glicerina: 0.375 g.

70% almidón: 0.875 g.

CgCg Teorico 5317.0)44.0875.0()3913.0375.0()( =⋅+⋅=

Para la mezcla 2: 35% glicerina y 65% almidón (sin Masterbatch)

35% glicerina: 0.4375 g.

65% almidón: 0.8125 g.

CgCg Teorico 5286.0)44.08125.0()3913.04375.0()( =⋅+⋅=

Por lo tanto, para tener una relación de 0.002 g. de carbono /g. de suelo como

en el experimento de Julie Merchán, se requieren 248 g. de suelo, este

resultado es aproximado hasta 250 g. Luego se utiliza el fosfato de amonio,

IQ-2007-II-05

19

para tener una relación 20:1 de Carbono-Nitrógeno, con respecto al carbono

presente en la muestra, conociendo que el nitrógeno es el 21.2% de la

molécula de fosfato de amonio y que su concentración es de 4.72g/L; los

cálculos para obtener la cantidad a adicionar (25 mL) fueron los siguientes:

mLLHPONHg

L

Ng

HPONHg

Cg

NgCg 2502498.0

))((72.4

1

212.0

))((1

20

15.0

424

424 ≈=

⋅

⋅

⋅

Por último, se requiere llevar el nivel de humedad hasta un 80%; esto no se

hace necesario para la tierra del relleno sanitario, mientras que para la turba los

cálculos fueron los siguientes:

aguagXXadicionaraAgua

Xaguagtierrag

aguagtierrag

Xaguagtierrag

aguagtierrag

if

f

i

104

2001

8.0250

961

384.0250

=−=

==

⋅

==

⋅

4.3.4 Pruebas al material: La norma ASTM D 5988-03 establece una prueba para

medir la cantidad de CO2 producido por los microorganismos en función del

tiempo, con el fin de determinar la biodegradación aeróbica de un plástico en el

suelo. Para la realización del experimento se requiere el uso de desecadores,

que son recipientes cerrados de plástico, con una división en cerámica

agujereada. En el fondo del desecador se coloca la tierra y la muestra a

analizar, luego va la división cerámica, que soporta dos beakers: Uno contiene

una solución de hidróxido de potasio (0.5 M), esta solución reacciona con el

dióxido de carbono producido y después se titula con ácido clorhídrico (0.25 M)

con el fin de determinar la producción de CO2 por la diferencia entre las

concentraciones iniciales y finales de hidróxido de potasio. El otro beaker

contiene agua, cuya función es mantener la humedad del aire encerrado. El

fondo y la tapa del desecador quedan herméticamente cerrados gracias a una

llave colocada en la parte superior de la tapa y a una capa de vaselina

industrial que es aplicada en los bordes de la tapa y el fondo. Aparte de los

recipientes para las muestras existen 2 tipos de controles dentro de la prueba:

un control blanco, el cual no posee ninguna clase de muestra a degradar (solo

el suelo y los beakers), sirve para mostrar la evolución del dióxido de carbono

IQ-2007-II-05

20

sin ningún tipo de aditivo y por ende la cantidad de dióxido generado por los

microorganismos presentes en la tierra. El otro control es uno de tipo positivo,

donde se coloca un material de referencia fácil de degradar, en este caso se

usa el almidón nativo, para evidenciar el potencial de biodegradación de la

tierra. Para la realización del experimento se deben tener de 2 a 3 réplicas por

cada tipo de muestra (pellets, blanco y positivo) necesarias para realizar el

trabajo estadístico para la prueba. Las lecturas fueron tomadas cada tres o

cuatro días según la disponibilidad del laboratorio. Del mismo modo se debían

pesar los desecadores comparándolo con su peso al iniciar el experimento, la

diferencia entre estos pesos debía ser agregada en forma de agua a la tierra.

Generalmente esta compensación era de 2 gramos de agua cada semana.

Figura 7. Montaje del desecador para la prueba de biodegradación

Turba de germinación Suelo relleno sanitario Doña Juana

Muestra # réplicas Muestra # réplicas 30% G 3 30% G 2 35% G 3 35% G 2 Positivo 1 Positivo 1 Blanco 2 Blanco 2

Tabla 3. Número de réplicas para cada tipo de muestra.

4.3.5 Cálculos: Para determinar la cantidad de dióxido de carbono producido por la

acción de los microorganismos y la biodegradación del material, se requieren

los siguientes cálculos, luego hallar el promedio de cada uno de los controles

(muestra, blanco y positivo) y hallar su respectiva desviación estándar.

IQ-2007-II-05

21

4.3.5.1 Cantidad neta de dióxido de carbono producido:

TBN XXX −=

Donde BX : Promedio de mL de HCl para titular el control blanco.

TX : Promedio de mL de HCl para titular el control de la muestra

o del control positivo.

NX : mL de HCl calculados para titular el CO2 generado

únicamente por la muestra o el positivo.

Teniendo en cuenta que la reacciones que ocurren durante la prueba de

biodegradabilidad y la titulación son las siguientes:

OHKClHClKOH

OHCOKCOKOH

2

23222

+→++→+

Se concluye que para cumplir la relación estequiométrica:

1 mol de CO2 = 2 moles de HCl

4.3.5.2 Cantidad de CO2 generado por el material:

⋅

⋅⋅⋅=

mL

L

HClmol

COmolMwXCCOg N

1000

1

2

1 22

Donde C: Concentración del HCl, 0.25M

Mw: Peso molecular del CO2, 44 g/mol

4.3.5.3 Cantidad de CO2 teórico:

12

44)()( 2

⋅= Teorico

Teorico

CgCOg

Siendo 44g/mol el peso molecular del CO2 y 12 g/mol el peso molecular del

carbono.

4.3.5.4 Porcentaje de dióxido de carbono producido:

%100)(

%2

22 ×=

TeoricoCOg

COgCO

Este valor corresponde al porcentaje de cada medición y por cada prueba que

se realiza debe ser sumado, con el fin de tener el valor del total del CO2

producido y por ende de la biodegradación del material.

4.3.5.5 Desviación estándar del porcentaje de biodegradación:

IQ-2007-II-05

22

TeoricoB

B

T

Te Cgn

S

n

SS

)(

122

×

+

=

Donde ST: Desviación estándar de la muestra o del control positivo.

nT: Número de réplicas de la muestra o del control positivo.

SB: Desviación estándar del control blanco.

nB: Número de réplicas del control blanco.

4.3.5.6 Intervalo de confianza del 95%:

)(% 2%95 eStCOIC ⋅±=

Donde t: Valor de la distribución t para el 95% de probabilidad para

(nT+nB-2) grados de libertad.

4.3.6 Desmonte de las pruebas: Para terminar con la experimentación, al alcanzar un

100% de biodegradabilidad, se culminará la prueba buscando partes o

fragmentos del material utilizado dentro de la tierra contenida en los

desecadores, para tener evidencia física de la biodegradación y realizando un

registro fotográfico del material hallado, comparándolo con la cantidad inicial.

5. Resultados y Análisis

Los resultados de las pruebas microbiológicas se presentan en la tabla 4. Por tratarse

de un suelo que está en contacto permanente con material en descomposición, la

tierra del relleno sanitario de Doña Juana presenta una mayor cantidad de bacterias

aerobias mesófilas (44:1 comparado con la turba) y de microorganismos amilolíticos

(30:1 comparado con la turba), por lo que intuitivamente la tierra de Doña Juana posee

un mayor potencial de biodegradación comparado con la turba. La aparente ausencia

de poblaciones de hongos en la turba es producto de las fumigaciones previas al

cultivo de flores (Lucía Lozano, comunicación personal, Noviembre de 2007).

Relleno Turba

Bacterias aerobias mesófilas 5,28E+07 1,20E+06

Hongos 1,68E+05 < 1000

Microorganismos Amilolíticos 3,00E+05 1,00E+04 Tabla 4. Resultados de la caracterización microbiológica

IQ-2007-II-05

23

Como se expresó anteriormente, Los resultados de la experimentación fueron

contrastados con los presentados por Julie Merchán, las diferencias entre los

experimentos son mostradas en la tabla 4.

Julie Merchán Presente Trabajo

Muestra A 29.4% Glicerina 29.4% Glicerina 29.4% Glicerina

Muestra B 39.2% Glicerina 34.3% Glicerina 34.3% Glicerina

Tipo de tierra Relleno Relleno Turba

Peso de la tierra (gr.) 250 250 250

Tipo de muestra Lámina extruida Pellets Pellets

Peso de la muestra (gr.) 1,25 1,25 1,25 Área superficial de la

muestra (mm2) 4000 860 860

Envejecimiento (Días) 0 90 70 Tabla 5. Comparación entre experimentos.

Los resultados de las pruebas de biodegradación se presentan en las figuras 8 y 9,

mientras que todos los cálculos realizados se hallan en el anexo 2. Se ha alcanzado

una biodegradación completa para la muestra A (30% Glicerina y 70% Almidón, sin

contar el masterbatch) y del positivo para la turba de germinación en 80 días. Si se

compara con los resultados presentados por Merchán (figura 10) se encuentran dos

grandes diferencias: El tiempo en que se lleva a cabo la biodegradación completa (21

días) y el tipo de muestra que se degrada más rápidamente (40% Glicerina). Para

hallar la razón de esta discrepancia hay que tener en cuenta las principales diferencias

entre los experimentos. A pesar de tener muestras con el mismo peso, la muestra de

lámina extruida de Merchán posee un 4.65 veces más área superficial que los pellets.

En el trabajo presentado por La Violette, et al. (1999) acerca de la cinética de la

degradación, se establece como una de las principales suposiciones la existencia de

un número finito de “trampas” aleatoriamente distribuidas donde se puede llevar a

cabo la degradación del material, por lo que una mayor área superficial puede llevar a

incrementar las posibilidades de un ataque microbiológico al tener un mayor número

de “trampas”, estableciendo el área de contacto como un factor importante en la

biodegradación.

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24

Figura 8. Resultados para la turba de germinación

Figura 9. Resultados para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana

Conociendo que las muestras tenían el mismo peso, el único punto de comparación

entre los dos experimentos es la evolución de la muestra positiva la cual debe tener la

IQ-2007-II-05

25

misma área superficial. En el tiempo final de Merchán (21 días) el valor aproximado del

positivo es de 32%, mientras que en el experimento actual para este mismo tiempo es

de 28%. A pesar de tener una diferencia de un 4%, estos resultados son semejantes,

debido a los múltiples factores que no son manipulables en la experimentación (pH,

humedad, etc.); lo que refuerza la hipótesis del área superficial y le da validez

experimental a los resultados presentados.

Figura 10. Resultados de Julie Merchán para la tierra del relleno sanitario de Doña Juana

Sin embargo, esto no explica que la formulación con mayor biodegradabilidad en el

experimento de Merchán fuera la de una mayor cantidad de plastificante (40%

Glicerina) contrario a los resultados de esta prueba donde la mayor biodegradación se

ha presentado en la muestra de menor plastificante (30% Glicerina). Para comprender

estas diferencias es importante conocer la evolución morfológica del almidón

termoplástico a través del tiempo. En el experimento de Merchán se mostró una mayor

biodegradación para la muestra B (40% Glicerina, sin envejecer), ya que esta mayor

cantidad de plastificante conlleva a una mayor formación de estructuras tipo Gel-ball;

lo que hace mucho más fácil su rompimiento e ingestión por parte de los

microorganismos amilolíticos presentes. Al compararse con este experimento, el

resultado es contrario, ya que para el almidón termoplástico envejecido, la

biodegradación es mayor en la muestra con menor cantidad de plastificante (30%

Glicerina). Como existe una menor cantidad de glicerina, durante la plastificación no se

alcanzan a formar tantas unidades Gel-ball, por lo que en su cristalización no existe la

IQ-2007-II-05

26

formación de nuevos entrecruzamientos cristalinos, haciendo que la matriz conserve

su parte amorfa. En cambio la formulación 35% Glicerina genera un mayor

desdoblamiento de la amilopectina en su plastificación, pero con el envejecimiento de

una mayor cantidad de estructuras Gel-ball, conlleva a la formación de una retícula

mucho más cristalina y con menor potencial de biodegradación.

Otro factor importante que evidencia la forma en que el envejecimiento y la capacidad

de retención de humedad afectan la velocidad de biodegradación se observó al

analizar los tiempos de inicio de los experimentos. La prueba de la turba de

germinación fue iniciada 20 días antes y su degradación fue más rápida que la del

relleno sanitario. Sin embargo, luego de las pruebas microbiológicas se pensó

intuitivamente que la tierra del relleno sanitario tendría un mayor potencial de

degradación debido a su mayor población de microorganismos amilolíticos. Los 20

días de más para el envejecimiento de los pellets para la prueba del relleno sanitario

lograron formar una retícula mucho mas dura debido a la cristalización del material,

disminuyendo su velocidad de biodegradación. Esto lleva a plantear la hipótesis que

tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba suficiente

para esperar un mayor potencial de biodegradación.

Figura 11. Superposición de los controles positivos

IQ-2007-II-05

27

Otra prueba de este fenómeno es producto de analizar la velocidad de degradación

para el control positivo. Al superponer los dos controles positivos (figura 11) se puede

ver que no existe una velocidad mayor desde el comienzo, entrecruzándose en 3

oportunidades los controles positivos para los dos tipos de suelos. A pesar que la tierra

de Doña Juana posee altas poblaciones de microorganismos, su movilidad y acción

enzimática se ven restringidas en el momento de degradar el material, teniendo

velocidades de degradación similares a las presentadas en la turba; por lo que las

diferencias observadas entre las dos velocidades de degradación del control positivo

pueden ser producto de diferentes factores como la humedad, los inhibidores o la falta

de sitios activos para realizar la actividad enzimática.

Al superponer los resultados para cada una de las formulaciones (figura 12 y 13) se

observa un comportamiento parecido: al comienzo de la prueba la velocidad de

degradación es similar y a medida que pasa el tiempo, se presenta una mayor

biodegradación en la turba; mostrando que al inicio del experimento, los

microorganismos atacan la parte amorfa del material y poseen una capacidad

semejante para la degradación del material, para luego disminuir su actividad en la

muestra más envejecida, debido a que poseen una menor cantidad de zonas amorfas.

La diferencia de los tiempos finales de degradación también son similares: Mientras

para la muestra 30% G es de 44 días (82 días para la turba y 126 días para el relleno),

Figura 12. Superposición para la formulación 30% G

IQ-2007-II-05

28

para la muestra 35% G es de 42 días (104 días para la turba y 146 para el relleno),

mostrando que la recristalización del material es constante a pesar de la mayor

velocidad de degradación de la muestra 30% G.

Por último, el desmonte de las pruebas permitió observar la evidencia física de la

biodegradación, donde sólo se encontraron pequeños fragmentos del polímero, con

textura de astillas secas (comprobando el ataque primario a los enlaces hidrolizables)

y con evidentes reducciones en los pesos utilizados como se muestra en la tabla 6 y

en las figuras 14, 15, 16 y 17.

Suelo Muestra Día final Peso inicial (gr.) Peso final (gr.) % Pérdida de peso

Turba 30% G 82 3,75 0,07 98,1

Turba 35% G 104 3,75 0,04 98,9

Relleno 30% G 126 2,5 0,01 99,6

Relleno 35% G 146 2,5 0,01 99,6 Tabla 6. Resultados finales

Figura 13. Superposición para la formulación 35% G

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29

Figura 14. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 30% G

Figura 15. Registro fotográfico para la prueba en la turba de germinación, Muestra 35% G

Figura 16. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 30% G

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30

Figura 17. Registro fotográfico para la prueba en el suelo del relleno, Muestra 35% G

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31

6. Conclusiones

• Se consiguió demostrar la biodegradabilidad del almidón termoplástico,

logrando conciliar las diferencias con otros experimentos y comprendiendo

los factores que afectan el mecanismo de biodegradación.

• Una mayor área superficial permite una mayor cantidad de sitios activos o

“trampas” para realizar la degradación.

• Un mayor contenido de glicerina permite un mejor desdoblamiento de la

molécula de almidón, permitiendo una mayor cantidad de zonas amorfas.

• La biodegradación es mayor en las zonas amorfas que en las cristalinas, ya

que las enzimas “encajan” más fácilmente en este tipo de morfología y son

las primeras zonas en ser degradadas.

• El envejecimiento hace que el material se recristalice y que su

biodegradación sea más difícil.

• Tener una mayor cantidad de microorganismos amilolíticos no es prueba

suficiente para esperar una mayor biodegradación.

• El desmonte de las pruebas ayudó a comprobar la degradación del

material, al encontrar pocas evidencias físicas del almidón termoplástico en

los diferentes suelos utilizados.

7. Trabajo futuro

• Proseguir la investigación entorno a mejorar las formulaciones y

condiciones de procesamiento del almidón termoplástico.

• Utilizar la prueba de biodegradación, como una forma de entender el

envejecimiento del material, realizando trabajos comparativos de diferentes

formulaciones.

• Entender de qué manera puede ser útil la recristalización del material, para

que pueda tener una mayor durabilidad.

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32

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34

Anexo 1. Resultados de las pruebas fisicoquímicas

a. Turba de germinación

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35

b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana

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36

Anexo 2. Detalle de los cálculos realizados (Hoja Electrónica Excel)

a. Turba de germinación

Fecha 13-Nov 16-Nov 20-Nov 26-Nov 29-Nov 03-Dic 06-Dic 10-Dic 13-Dic 17-Dic 14-Ene 17-Ene 21-Ene 24-Ene 30-Ene 08-Feb 14-Feb 21-Feb

Horas 96 168 264 396 468 564 636 732 804 900 1572 1644 1740 1812 1956 2172 2316 2484

30% Glicerina M 1 27,8 21,2 29,1 20,7 28,2 24,7 22,8 29,7 24,6 26,2 14,8 24,9 27,4 33,9 31 31,5 29,5 29,5

M 2 28,4 21,1 28,7 20,6 27,2 24,6 28,8 25,8 25,4 30,2 13,2 30,8 31 33,8 31,2 31,5 29,5 29,5

M 3 28,2 21,7 28,7 19,8 19 23,6 29,2 31,9 22,7 32 16,9 31,7 29,2 33,5 30 31,5 29,5 29,5

Prom 28,133 21,333 28,833 20,367 24,800 24,300 26,933 29,133 24,233 29,467 14,967 29,133 29,200 33,733 30,733 31,500 29,500 29,500

Xn 3,900 18,000 6,067 6,333 10,600 3,250 4,367 2,567 7,317 0,033 26,933 10,417 6,900 1,467 0,367 0,000 0,000 0,000

gr CO2 0,021 0,099 0,033 0,035 0,058 0,018 0,024 0,014 0,040 0,000 0,593 0,057 0,038 0,008 0,002 0,000 0,000 0,000

gr CO2 Teorico 1,467 1,445 1,346 1,313 1,278 1,220 1,202 1,178 1,164 1,123 1,123 0,531 0,473 0,436 0,427 0,425 0,425 0,425

% Biodegr 1,463 6,850 2,479 2,653 4,562 1,466 1,998 1,199 3,458 0,016 52,750 10,794 8,015 1,852 0,472 0,000 0,000 0,000

TOTAL 1,463 8,313 10,791 13,444 18,006 19,472 21,470 22,669 26,127 26,143 78,893 89,688 97,703 99,555 100,027 100,027 100,027 100,027

Desv Est 0,306 0,321 0,231 0,493 5,048 0,608 3,585 3,089 1,387 2,969 1,856 3,694 1,800 0,208 0,643 0,000 0,000 0,000

ErrEst 0,057 0,059 0,049 0,080 0,729 0,095 0,519 0,447 0,203 0,430 0,270 0,534 0,262 0,047 0,100 0,036 0,036 0,036

LimConf 0,122 0,126 0,105 0,170 1,555 0,203 1,106 0,954 0,434 0,917 0,576 1,139 0,559 0,101 0,212 0,077 0,077 0,077

35% Glicerina M 1 27,4 29,4 23,8 23,2 28,1 21,6 24,8 24,6 27,8 25 20,9 33,6 31,3 24,7 26,8 25,2 27 26

M 2 27,8 30,1 24,7 23,5 29,6 28,9 25,5 21,5 27,7 23,1 18,2 32,8 32 29 27,5 26,5 27,1 26,5

M 3 26,8 29,2 24,9 15,8 22,9 24,8 29,7 24,8 27 29 21,6 31,6 33,3 30,4 27,4 26,2 26,8 27,5

Prom 27,333 29,567 24,467 20,833 26,867 25,100 26,667 23,633 27,500 25,700 20,233 32,667 32,200 28,033 27,233 25,967 26,967 26,667

Xn 4,700 9,767 10,433 5,867 8,533 2,450 4,633 8,067 4,050 3,800 21,667 6,883 3,900 7,167 3,867 5,533 2,533 2,833

gr CO2 0,026 0,054 0,057 0,032 0,047 0,013 0,025 0,044 0,022 0,021 0,477 0,038 0,021 0,039 0,021 0,030 0,014 0,016

gr CO2 Teorico 1,467 1,441 1,387 1,330 1,297 1,251 1,237 1,212 1,167 1,145 1,124 0,647 0,609 0,588 0,549 0,527 0,497 0,483

% Biodegr 1,763 3,728 4,137 2,427 3,617 1,078 2,060 3,662 1,908 1,825 42,407 5,848 3,519 6,703 3,876 5,771 2,804 3,226

TOTAL 1,763 5,491 9,628 12,054 15,672 16,749 18,809 22,471 24,380 26,205 68,612 74,461 77,980 84,683 88,559 94,330 97,134 100,361

Desv Est 0,503 0,473 0,586 4,362 3,516 3,659 2,650 1,850 0,436 3,012 1,795 1,007 1,015 2,970 0,379 0,681 0,153 0,764

ErrEst 0,081 0,077 0,092 0,631 0,509 0,529 0,384 0,270 0,073 0,436 0,262 0,150 0,151 0,430 0,066 0,105 0,042 0,116

LimConf 0,173 0,165 0,196 1,344 1,085 1,129 0,819 0,575 0,155 0,930 0,558 0,319 0,322 0,917 0,140 0,223 0,091 0,247

Positivo M 1 26,1 14,9 23,8 20,4 30,5 24,4 26,5 27,2 29 28,5 16,5 30,7 31,3 32,5 30,2 31,5 29,5 29,5

M 2 24,5 14,3 23,5 24,1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

M 3 23,9 15,1 23,9 18,6 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Prom 24,833 14,767 23,733 21,033 30,500 24,400 26,500 27,200 29,000 28,500 16,500 30,700 31,300 32,500 30,200 31,500 29,500 29,500

Xn 7,200 24,567 11,167 5,667 4,900 3,150 4,800 4,500 2,550 1,000 25,400 8,850 4,800 2,700 0,900 0,000 0,000 0,000

gr CO2 0,040 0,135 0,061 0,031 0,027 0,017 0,026 0,025 0,014 0,006 0,559 0,049 0,026 0,015 0,005 0,000 0,000 0,000

gr CO2 Teorico 1,467 1,427 1,292 1,231 1,199 1,172 1,155 1,129 1,104 1,090 1,084 0,526 0,477 0,451 0,436 0,431 0,431 0,431

% Biodegr 2,700 9,468 4,754 2,533 2,247 1,478 2,286 2,193 1,270 0,505 51,530 9,261 5,535 3,296 1,136 0,000 0,000 0,000

TOTAL 2,700 12,168 16,922 19,455 21,702 23,179 25,465 27,658 28,928 29,433 80,963 90,223 95,759 99,055 100,191 100,191 100,191 100,191

Desv Est 1,137 0,416 0,208 2,804 17,609 14,087 15,300 15,704 16,743 16,454 9,526 17,725 18,071 18,764 17,436 18,187 17,032 17,032

ErrEst 0,168 0,070 0,047 0,406 2,542 2,034 2,209 2,267 2,417 2,375 1,375 2,559 2,609 2,709 2,517 2,625 2,459 2,459

LimConf 0,358 0,150 0,101 0,866 5,419 4,336 4,709 4,833 5,153 5,064 2,933 5,455 5,562 5,775 5,366 5,597 5,242 5,242

Blanco M 1 32,3 39,5 35,1 25,3 36,3 27,2 32,2 31,4 30,7 32,8 42,6 39,6 36,7 36 31 31,8 29,2 29,2

M 2 31,8 39,1 35 25,6 34,5 27,9 30,4 32 32,4 26,2 41,2 39,5 35,5 34,4 31,2 31,2 29,8 29,8

M 3 32 39,4 34,6 29,2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Prom 32,033 39,333 34,900 26,700 35,400 27,550 31,300 31,700 31,550 29,500 41,900 39,550 36,100 35,200 31,100 31,500 29,500 29,500

Desv Est 0,252 0,208 0,265 2,170 1,273 0,495 1,273 0,424 1,202 4,667 0,990 0,071 0,849 1,131 0,141 0,424 0,424 0,424

IQ-2007-II-05

37

b. Suelo de la zona VII del relleno sanitario de Doña Juana

Fecha 03-Dic 06-Dic 10-Dic 13-Dic 17-Dic 14-Ene 17-Ene 21-Ene 24-Ene 30-Ene 31-Ene 08-Feb 14-Feb 21-Feb 28-Feb 06-Mar 13-Mar 25-Mar 02-Abr 09-Abr 15-Abr

Horas 120 192 288 360 456 1128 1200 1296 1368 1512 1728 1920 2064 2232 2400 2568 2736 3024 3192 3360 3504

30% Glicerina

M1 12,5 10,4 10,8 18 11,9 1,1 20,4 18,1 20 14,7 5,8 2,9 6,4 9 8,8 16,5 22,4 28,2 29,85 25 27,75

M2 12,6 11,9 11,7 13,7 19,7 1 21,5 19 19,6 13,3 7,6 3,8 6,9 7,7 11,7 18,9 23,8 27,8 29,85 25 27,75

Prom 12,550 11,150 11,250 15,850 15,800 1,050 20,950 18,550 19,800 14,000 6,700 3,350 6,650 8,350 10,250 17,700 23,100 28,000 29,850 25,000 27,750

Xn 7,350 12,900 10,550 8,350 6,050 7,000 6,750 6,450 8,300 7,500 9,950 11,250 11,950 10,750 11,350 6,000 7,150 1,700 0,000 0,000 0,000

gr CO2 0,040 0,071 0,058 0,046 0,033 0,154 0,037 0,035 0,046 0,041 0,055 0,062 0,066 0,059 0,062 0,033 0,039 0,009 0,000 0,000 0,000

gr CO2 Teorico 1,467 1,426 1,355 1,297 1,251 1,218 1,064 1,027 0,991 0,946 0,905 0,850 0,788 0,722 0,663 0,601 0,568 0,528 0,519 0,519 0,519

% Biodegr 2,756 4,975 4,281 3,540 2,659 12,643 3,489 3,454 4,604 4,361 6,050 7,281 8,341 8,186 9,414 5,494 6,927 1,770 0,000 0,000 0,000

TOTAL 2,756 7,731 12,012 15,552 18,212 30,854 34,343 37,798 42,402 46,764 52,813 60,094 68,435 76,622 86,035 91,529 98,456 100,226 100,226 100,226 100,226

Desv Est 0,071 1,061 0,636 3,041 5,515 0,071 0,778 0,636 0,283 0,990 1,273 0,636 0,354 0,919 2,051 1,697 0,990 0,283 0,000 0,000 0,000

ErrEst 0,123 0,196 0,153 0,456 0,805 0,123 0,166 0,153 0,129 0,188 0,221 0,153 0,133 0,181 0,320 0,274 0,188 0,129 0,122 0,122 0,122

LimConf 0,262 0,418 0,326 0,971 1,717 0,262 0,354 0,326 0,275 0,401 0,471 0,326 0,283 0,385 0,683 0,584 0,401 0,275 0,261 0,261 0,261

35% Glicerina

M1 14,6 12 13,1 18,3 17,3 0,7 20,6 22,5 19,4 14,2 8,5 5,6 8,6 9,4 11,2 18,8 22,1 20,5 23,5 22,4 25,1

M2 13,8 16,6 11,8 16 19,5 1 22,4 22,1 23,2 12,8 9,1 5,6 8,4 9,7 10,4 19,4 19,9 20,1 22,4 19,2 25,7

Prom 14,200 14,300 12,450 17,150 18,400 0,850 21,500 22,300 21,300 13,500 8,800 5,600 8,500 9,550 10,800 19,100 21,000 20,300 22,950 20,800 25,400

Xn 5,700 9,750 9,350 7,050 3,450 7,200 6,200 2,700 6,800 8,000 7,850 9,000 10,100 9,550 10,800 4,600 9,250 9,400 6,900 4,200 2,350

gr CO2 0,031 0,054 0,051 0,039 0,019 0,158 0,034 0,015 0,037 0,044 0,043 0,050 0,056 0,053 0,059 0,025 0,051 0,052 0,038 0,023 0,013

gr CO2 Teorico 1,467 1,435 1,382 1,330 1,291 1,273 1,114 1,080 1,065 1,028 0,984 0,941 0,891 0,836 0,783 0,724 0,698 0,647 0,596 0,558 0,535

% Biodegr 2,138 3,736 3,722 2,915 1,469 12,448 3,061 1,375 3,511 4,281 4,389 5,263 6,234 6,286 7,586 3,496 7,285 7,985 6,370 4,141 2,417

TOTAL 2,138 5,874 9,595 12,510 13,980 26,427 29,488 30,863 34,374 38,655 43,044 48,307 54,541 60,827 68,413 71,909 79,195 87,180 93,550 97,692 100,109

Desv Est 0,566 3,253 0,919 1,626 1,556 0,212 1,273 0,283 2,687 0,990 0,424 0,000 0,141 0,212 0,566 0,424 1,556 0,283 0,778 2,263 0,424

ErrEst 0,147 0,485 0,181 0,265 0,256 0,126 0,221 0,129 0,407 0,188 0,137 0,122 0,124 0,126 0,147 0,137 0,256 0,129 0,166 0,349 0,137

LimConf 0,314 1,034 0,385 0,564 0,545 0,269 0,471 0,275 0,867 0,401 0,292 0,261 0,265 0,269 0,314 0,292 0,545 0,275 0,354 0,744 0,292

Positivo

M1 7,7 7,9 4,1 15,1 13,2 0,5 18,2 15,2 14,9 8,5 2,1 2,5 11,5 19,1 21,6 23,7 30,25 29,7 29,85 25 27,75

Prom 7,700 7,900 4,100 15,100 13,200 0,500 18,200 15,200 14,900 8,500 2,100 2,500 11,500 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750

Xn 12,200 16,150 17,700 9,100 8,650 7,550 9,500 9,800 13,200 13,000 14,550 12,100 7,100 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

gr CO2 0,067 0,089 0,097 0,050 0,048 0,166 0,052 0,054 0,073 0,072 0,080 0,067 0,039 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

gr CO2 Teorico 1,467 1,400 1,311 1,213 1,163 1,116 0,950 0,897 0,844 0,771 0,699 0,619 0,553 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514 0,514

% Biodegr 4,575 6,347 7,427 4,125 4,090 14,887 5,502 6,006 8,607 9,275 11,442 10,744 7,064 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000

TOTAL 4,575 10,922 18,349 22,474 26,563 41,450 46,952 52,958 61,565 70,839 82,281 93,025 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089 100,089

Desv Est 7,700 7,900 4,100 15,100 13,200 0,500 18,200 15,200 14,900 8,500 2,100 2,500 11,500 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750

ErrEst 1,931 1,978 1,028 3,782 3,317 0,168 4,552 3,800 3,752 2,150 0,526 0,693 2,877 4,776 5,404 5,925 7,563 7,426 7,463 6,250 6,942

LimConf 4,117 4,218 2,191 8,063 7,072 0,359 9,704 8,102 7,999 4,583 1,122 1,478 6,133 10,182 11,521 12,633 16,123 15,832 15,911 13,325 14,801

Blanco

M1 20,5 23,6 21,5 23,3 23,2 7,6 28,2 25,1 29,9 20,2 16,5 13,4 18,2 19,4 22,4 24 30,2 30,2 30,2 25,2 28,8

M2 19,3 24,5 22,1 25,1 20,5 8,5 27,2 24,9 26,3 22,8 16,8 15,8 19 18,8 20,8 23,4 30,3 29,2 29,5 24,8 26,7

Prom 19,900 24,050 21,800 24,200 21,850 8,050 27,700 25,000 28,100 21,500 16,650 14,600 18,600 19,100 21,600 23,700 30,250 29,700 29,850 25,000 27,750

Desv Est 0,849 0,636 0,424 1,273 1,909 0,636 0,707 0,141 2,546 1,838 0,212 1,697 0,566 0,424 1,131 0,424 0,071 0,707 0,495 0,283 1,485