UNIVERSIDAD DE LA FRONTERA

FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS Y FORESTALES

EFECTO DE DISTINTOS SISTEMAS DE LABRANZA Y UNA ROTACIÓN

DE CULTIVOS SOBRE LAS ACTIVIDADES BIOLÓGICAS DE UN

SUELO TRANSICIONAL DE LA IX REGIÓN

Tesis presentada a la Facultad de Ciencias Agropecuarias y Forestales de la Universidad de La Frontera, como parte de los requisitos para optar al Título de Ingeniero Agrónomo.

GUSTAVO ANER CURAQUEO FUENTES TEMUCO – CHILE

2004

UNIVERSIDAD DE LA FRONTERA

FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS Y FORESTALES

EFECTO DE DISTINTOS SISTEMAS DE LABRANZA Y UNA ROTACIÓN

DE CULTIVOS SOBRE LAS ACTIVIDADES BIOLÓGICAS DE UN

SUELO TRANSICIONAL DE LA IX REGIÓN

Tesis presentada a la Facultad de Ciencias Agropecuarias y Forestales de la Universidad de La Frontera, como parte de los requisitos para optar al Título de Ingeniero Agrónomo.

GUSTAVO ANER CURAQUEO FUENTES PROFESOR GUIA: MARYSOL ALVEAR ZAMORA

TEMUCO – CHILE

2004

EFECTO DE DISTINTOS SISTEMAS DE LABRANZA Y UNA ROTACIÓN DE CULTIVOS SOBRE LAS ACTIVIDADES BIOLÓGICAS DE UN SUELO

TRANSICIONAL DE LA IX REGIÓN

PROFESOR GUIA: SRA. MARYSOL ALVEAR ZAMORA Bioquímico Doctor en Química. Departamento de Ciencias Químicas, Universidad de La Frontera.

PROFESORES CONSEJEROS: SR. JUAN LUIS ROUANET MIRANDA

Ingeniero Agrónomo Ph. D. Crop and Soil Science. Departamento de Recursos Naturales, INIA Carillanca. SR. HERNAN PINILLA QUEZADA Ingeniero Agrónomo Magíster en Ciencias Agropecuarias,

Mención Fertilidad de Suelos. Departamento de Producción Agropecuaria, Universidad de La Frontera.

CALIFICACIÓN PROMEDIO DE TESIS: 6,9

AGRADECIMIENTOS

La vida está llena de momentos para dar gracias, y creo que este es un buen instante para agradecer a muchos. Lo que aquí expreso es solo una pequeña parte de lo que pudiera decir de cada uno, pues para cada persona que menciono habría muchas cosas más que decir y agradecer. Creo que cada uno sabe lo que para mi significan. Primeramente agradecer a Dios por entregarme inteligencia y las capacidades necesarias para poder afrontar este bello reto que es la vida. A mi profesora guía Sra Marysol Alvear, por su gran apoyo, por su amistad, por su confianza, su comprensión y por las eternas conversaciones. Por encaminar mis inquietudes investigativas, por su valioso aporte a este trabajo, muchas gracias por todo. A mis profesores consejeros, señores Juan Luis Rouanet y Hernán Pinilla, por sus comentarios asertivos y por sus aportes que llevaron a enriquecer esta investigación. Por la amistad que me brindan, gracias también. Agradecer a mi maravillosa familia, por su esfuerzo, apoyo, preocupación y confianza, principalmente a mi padre Aner y a mi hermano Bernardo. Estaré eternamente agradecido de Norka y Joaquin por acogerme en su familia y de Sergio y Nancy por todo el apoyo en los momentos difíciles. Gracias a mis tías, tíos, primas, primos y a todos los “enanos” que me hacen feliz. Gracias al grupo de trabajo del Laboratorio de Bioquímica de Suelos, en especial a Andrea, Claudia, Patricia y Gissele. También expresar agradecimientos a Francisco, Marcia, Carolina y Paula. No puedo dejar de mencionar a la mejor generación de la Carrera de Agronomía: La Gloriosa Generación del 97. Gracias a Leonardo Parra (y a su familia), Joao Gatica, Claudio Cerda, Carlos Canseco, Mario Conejeros, Christian Becerra, Oscar Sanhueza, Oscar Manquilef, Juan Carlos Pacheco y Felipe Tapia. Gracias también a Débora Díaz, Alejandra Rivera, Sylvana Rivera, Claudia Harcha, Andrea Ghiselini, Astrid Zanetti, Carolina Ordoñez. Hay personas de otras generaciones a quien igual valoro mucho: Andrea Castillo, Claudia Palma, Vivianne Muñoz, Vero Garcés, si se me olvida alguien discúlpenme. Gracias a Paula Sepúlveda, por su compañía, su indeclinable apoyo, su dedicación, su buena disposición y por su gran paciencia durante este periodo. Mis eternos agradecimientos. Finalmente doy gracias a mis amigos y a todo aquel que de forma directa o indirecta me ha tendido una mano para lograr ser Ingeniero Agrónomo.

CONTENIDO

Capítulo Página

1 INTRODUCCIÓN 1

2 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 4

2.1 El recurso suelo 4

2.2 Calidad de suelo 6

2.3 Actividades biológicas del suelo 8

2.4 Parámetros biológicos de los suelos 9

2.5 Parámetros generales 10

2.5.1 Significado Biológico de la biomasa microbiana 10

2.5.2 Carbono y nitrógeno de la biomasa microbiana 12

2.5.3 Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato (FDA) 13

2.5.4 Amonificación de arginina 13

2.6 Parámetros específicos 15

2.7 Actividades enzimáticas en el suelo 15

2.7.1 Actividad β-glucosidasa 17

2.7.2 Actividad fosfatasa ácida 18

2.7.3 Actividad ureasa 20

2.8 Manejo agronómico y actividades biológicas del suelo 21

2.9 Sistemas de labranza 22

2.9.1 Labranza convencional 23

2.9.2 Cero labranza 24

2.9.3 Mínima labor 25

3 MATERIALES Y MÉTODOS 26

3.1 Ubicación del sitio de estudio 26

3.2 Características edafoclimáticas del sitio experimental 27

3.2.1 Régimen hídrico y térmico del sitio experimental 27

3.2.2 Tipo de suelo 27

3.2.2.1 Caracterización complementaria del suelo sometido a estudio 27

3.3 Sistemas de labranza y manejo de cultivos 28

3.4 Descripción de los tratamientos 29

3.4.1 Tratamientos principales 29

3.4.2 Tratamientos secundarios 29

3.5 Diseño experimental 30

3.6 Sistema de evaluación 30

3.6.1 Obtención y conservación de muestras 30

3.6.2 Determinación del contenido hídrico 31

3.7 Cuantificación de las actividades biológicas del suelo 31

3.7.1 Determinación de C y N de la biomasa microbiana 31

3.7.2 Determinación de la Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato (FDA) 32

3.7.3 Determinación de la Amonificación de arginina 32

3.7.4 Determinación de la actividad β-glucosidasa 33

3.7.5 Determinación de la actividad fosfatasa ácida 33

3.7.6 Determinación de la actividad ureasa 33

3.8 Análisis de resultados 34

4 PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS 35

4.1 Evaluación de los parámetros generales 35

4.1.1 Carbono de la biomasa microbiana 35

4.1.2 Nitrógeno de la biomasa microbiana 40

4.1.3 Relación C/N biomásico 45

4.1.4 Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato 46

4.1.5 Amonificación de arginina 50

4.2 Evaluación de los parámetros específicos 54

4.2.1 Actividad enzimática β-glucosidasa 54

4.2.2 Actividad enzimática fosfatasa ácida 58

4.2.3 Actividad enzimática ureasa 62

4.3 Correlaciones entre los diversos parámetros biológicos evaluados 67

5 CONCLUSIONES 69

6 RESUMEN 70

7 SUMMARY 71

8 LITERATURA CITADA 72

ANEXOS 84

1

1. INTRODUCCIÓN

Los sistemas productivos en los cuales se basa la agricultura, no siempre tienden a ser

sustentables, y en la mayoría de los casos, van en detrimento de la condición del ambiente, lo que

trae consigo evidentes cambios en los ecosistemas. Estas intervenciones hechas al medio,

producto de una anhelada búsqueda por la subsistencia, mediante la producción de alimentos,

genera sin duda, que en el largo plazo estos sistemas estén condenados a ser poco eficientes

debido a los inadecuados manejos que se les brinda.

Así, la agricultura se ampara en la utilización del recurso suelo para sustentar toda la amplia

gama productiva de los medios agrícolas, siendo de importancia vital entonces, el cuidado de este

recurso, lo que asegura un buen desarrollo y funcionamiento de los rubros del sector en el

mediano y largo plazo.

El suelo es un medio altamente frágil, un recurso no renovable a escala humana, propenso a

una fuerte degradación si es intervenido en forma poco racional, viendo afectadas sus

capacidades físicas, químicas y biológicas. Este recurso, al encontrarse sometido a prácticas poco

sustentables como son usos agropecuarios intensivos, precarios manejos y a una escasa visión

conservacionista, generalmente se transforma en un sistema improductivo y con poca

sustentabilidad en el tiempo.

Uno de los desafíos de la agricultura actual es justamente incluir dentro de los sistemas

productivos el cuidado por el medio ambiente, y en especial el del recurso suelo, debido a la

relevancia que le compete a éste en los medios agrícolas. Como consecuencia de esto, se deben

buscar nuevas estrategias productivas para hacer un uso más racional de los recursos naturales,

sin ir en desmedro de los rendimientos, productividad, sanidad y calidad de los productos

agrícolas. En este sentido, es de suma importancia no solo minimizar la degradación del suelo,

sino también adoptar medidas de manejo de cultivos que tiendan al mantenimiento y

recuperación de la fertilidad de este recurso.

2

En la actualidad, está ampliamente aceptado que la actividad biológica y microbiológica del

suelo afecta a los ecosistemas y a la fertilidad de los mismos, así se empieza a poner de

manifiesto la relevancia de los microorganismos en la calidad de suelo, ya que los niveles de

actividad biológica de este recurso, cuya determinación se realiza a través de la biomasa

microbiana, actividades enzimáticas y actividad respiratoria entre otras, se presentan como

medios válidos para caracterizar la sustentabilidad de las diversas prácticas agronómicas

aplicadas sobre el suelo.

En consecuencia, por lo anteriormente mencionado, es decir la importancia del sistema

edáfico y de toda la biodiversidad que sostiene en su estrata, así como la utilidad vislumbrada a

partir de las caracterizaciones de actividades biológicas como una herramienta útil para el

diagnóstico del estado de fertilidad, tanto actual como potencial, la hipótesis de trabajo propone

que: “Los parámetros bioquímicos edáficos se ven afectados por los distintos sistemas de

labranza hechos al suelo, induciendo modificaciones perceptibles y cuantificables según el grado

de laboreo que cada sistema posea”.

Como Hipótesis estadísticas se establecen las siguientes.

H01: Los parámetros bioquímicos edáficos no se ven afectados por los distintos sistemas de

labranza hechos al suelo.

H02: La biomasa microbiana del suelo, caracterizada por el C y N biomásico, la Hidrólisis de la

Fluoresceína Diacetato (FDA) y la Amonificación de arginina no presentan diferencias

estadísticamente significativas entre los distintos sistemas de labranza, la rotación de cultivos

aplicados al suelo y las distintas épocas de muestreo.

H03: Las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa no presentan diferencias

significativas, debido a los diversos manejos de labranza, rotación de cultivos aplicados al suelo y

las dos estaciones de muestreo.

3

Para validar dichas hipótesis, la siguiente investigación ha propuesto como objetivos

generales evaluar el efecto de los sistemas de labranza sobre parámetros bioquímicos generales y

específicos de un suelo transicional sometido a labranza convencional y labranza

conservacionista, en conjunto con un modelo de rotación de cultivos.

Los objetivos específicos de este estudio son los que siguen:

1. Cuantificar la biomasa microbiana de un suelo transicional sometido a distintos sistemas

de labranza y a una rotación de cultivos a través de la medición del C y N de la biomasa

microbiana, la Hidrólisis de la Fluoresceína Diacetato (FDA) y la Amonificación de

arginina.

2. Determinar diversas actividades enzimáticas (β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa) en un

suelo transicional bajo distintos sistemas de labranza y bajo una rotación de cultivos en

distintas épocas de muestreo.

3. Medir la variación estacional (otoño y primavera) de las actividades biológicas generales

y específicas de un suelo transicional manejado con diversos sistemas de labranza y con

una rotación de cultivos.

4

2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

2.1 El recurso suelo.

El suelo es un complejo y dinámico sistema biológico (Nannipieri et al., 2003), un ente

natural y vivo con influencia clave en los ecosistemas terrestres (García et al., 2002). Constituye

un estrato superficial de la corteza terrestre. Está formado por rocas de distintos tamaños,

sustancias de origen orgánico, aire, agua y organismos. Estos elementos se organizan,

estableciendo relaciones precisas entre las partículas topográficas de acuerdo a su tamaño, dando

lugar a la formación de espacios porosos, los cuales se pueden llenar de aire o de agua. Estos

espacios, a su vez albergan organismos, generalmente de pequeño tamaño (Salazar, 2001). El

sistema edáfico permite el sustento para el crecimiento de las plantas. Es un material complejo

que proporciona nutrientes, agua y oxígeno, además del sostenimiento mecánico para las plantas

por medio de sus raíces (Munita, 2001). El suelo es un sistema natural complejo, en equilibrio

dinámico (Canet et al., 2002), un recurso crítico para la sustentabilidad de todos los ecosistemas

terrestres. Es un importante componente de la biosfera terrestre debido a su producción de

alimentos, fibras y el mantenimiento de la calidad medioambiental (Wick, 1997). Es un medio

primordial para sustentar la productividad de los cultivos, mantener la calidad ambiental y

proveer salud a plantas, animales y humanos (Mitchell et al., 2000).

Salazar (2001), plantea que el suelo cumple cinco funciones vitales para el planeta:

1. Sostener la actividad, diversidad y productividad biológica.

2. Regular y particionar el agua y flujo de solutos.

3. Filtrar, drenar, inmovilizar y desintoxicar materiales orgánicos e inorgánicos, incluyendo

desechos municipales y de la industria.

4. Almacenar y posibilitar el ciclo de nutrientes y otros elementos biogeoquímicos y

5. Brindar apoyo a estructuras socioeconómicas y protección de tesoros arqueológicos.

5

Esta caracterización concuerda con la realizada por Blum (1993); Leirós et al., (2000) y

Trasar-Cepeda et al., (2002), quienes señalan que las funciones más importantes del suelo son:

a) Productividad, entendiéndose esta como la capacidad para producir biomasa, asegurar el

alimento, la energía renovable y materias primas; en síntesis, es la función básica que garantice la

vida humana y animal sobre la tierra.

b) Degradativa, la cual se relaciona con la acción que posee un suelo de degradar sustratos

orgánicos. Esta labor, el suelo la realiza cuando funciona correctamente como un sistema

maduro.

c) Filtrante, es la operación de filtrar, tamponar y transformar los materiales existentes entre la

atmósfera, la hidrosfera y la litosfera.

A su vez, Kirchmann y Andersson (2001) y García et al., (2002) señalan que existen tres

funciones vitales usadas para evaluar los suelos agrícolas: Productividad de los cultivos,

descomposición biológica e intercambio de materia con otros ecosistemas.

El suelo es un subsistema de los ecosistemas terrestres en el cual se realizan principalmente

los procesos de descomposición, fundamentales para la reobtención y ciclado de nutrientes que

aseguren el vital proceso de producción, el que se manifiesta claramente en el subsistema epigeo

(Salazar, 2001). Este cúmulo de actividades que se desarrollan en el sistema edáfico, vale decir,

las acciones productivas, degradativas y filtrantes, entre otras, son llevadas a cabo por los

microorganismos del suelo y se realizan en buena forma debido principalmente a su gran

biodiversidad (Borie y Rubio, 2000).

6

2.2 Calidad de suelo.

Muchas definiciones sobre la calidad del suelo han sido propuestas durante las últimas

décadas. Históricamente, el término “calidad de suelo” describe el estatus de un suelo en relación

a su productividad agrícola o fertilidad (Trasar-Cepeda et al., 1998; de la Paz-Jimenez et al.,

2002; García et al., 2002; Nielsen y Winding, 2002).

Según Trasar-Cepeda et al., (1998); García et al., (2002) y Nannipieri et al., (2003), todos

los estudios referidos a la calidad de suelo y su salud indican que la temática es sumamente

complicada, ya que se necesita de la integración de propiedades del suelo muy diversas: físicas,

químicas, biológicas y bioquímicas para establecer dicha calidad.

Otro aspecto a considerar en relación a la calidad del suelo es que la calidad de este sistema

es más bien dinámica y puede afectar la sustentabilidad y productividad del uso de este recurso,

siendo finalmente, la suma de los procesos degradativos y de conservación, los cuales son

controlados por componentes físicos, químicos y biológicos del suelo y sus diversas

interacciones. De este modo, el concepto de calidad del suelo cambia constantemente con el

incremento en el conocimiento del sistema edáfico, y de esta manera, todo lo relacionado a su

calidad (Wick, 1997).

La calidad del suelo se puede definir en función de la capacidad de un suelo de actuar

dentro de los límites del ecosistema e interactuar positivamente con el ambiente externo de ese

ecosistema (Wick, 1997), es decir debe cumplir con sus funciones productivas, degradativas y

anticontaminantes (Diack y Stott, 2001). En este contexto, Magdoff (1996), define un suelo de

buena calidad como aquel del que se puedan obtener cultivos, sanos y de alto rendimiento, con un

mínimo de impactos negativos sobre el medio ambiente. Es un suelo que también brinda

propiedades estables al crecimiento y salud de los cultivos haciendo frente a condiciones

variables de origen humano y natural.

7

Doran y Parkin, (1994); Doran y Safley, (1997); Bandick y Dick, (1999), definen la calidad

del sistema edáfico como “La continua capacidad que posee un suelo para funcionar como un

vital sistema viviente, dentro de los límites del ecosistema natural o manejado, para sostener una

productividad biológica, promover la calidad medioambiental del aire y los ambientes acuáticos,

y mantener la salud de plantas, animales y humanos”.

Existen ciertos factores que afectan la calidad del suelo entre los cuales se pueden

mencionar la profundidad efectiva, el pH, la salinidad, la capacidad de intercambio catiónico, el

N mineralizable, la biomasa microbiana entre otras; sin embargo, casi todas estas propiedades del

suelo son influenciadas hasta cierto grado por la forma en como se maneja el sistema edáfico y la

elección de los futuros cultivos a producir, generando un gran impacto sobre la productividad y

sustentabilidad (Magdoff, 1996; Yakovchenko et al., 1996; Wick, 1997).

El deterioro en la calidad del suelo puede ser provocado por prácticas tales como el

monocultivo, permitiendo que los contenidos de materia orgánica desciendan muy lentamente. Es

por esto que se hace necesario promover prácticas que eviten la degradación de la calidad del

suelo (Magdoff, 1996). La acción humana creciente sobre el planeta afecta también al suelo, de

modo que, en la actualidad el manejo que se le da a este recurso se ha convertido en la clave de

su calidad y sustentabilidad (Salazar, 2001). La protección del suelo, es entonces de alta

prioridad, y el completo entendimiento de los procesos de los ecosistemas edáficos es un factor

crítico para asegurar la calidad y salud de los suelos en el largo plazo (Nielsen y Winding, 2002).

Un ejemplo de que las propiedades del suelo son dinámicas podría ser la variación en el

contenido de materia orgánica, así como el número y diversidad de organismos existentes en sus

estratas (de la Paz-Jimenez et al., 2002; Nielsen y Winding, 2002). A su vez, los organismos

edáficos, reflejan rápidamente las nuevas condiciones de cambio en la búsqueda del nuevo

equilibrio del sistema suelo, y en consecuencia se han propuesto como buenos bioindicadores de

la calidad del suelo, y en efecto del nivel de intervención antrópica (Salazar, 2001; García et al.,

2002; Balota et al., 2003).

8

2.3 Actividades biológicas del suelo.

Martin, (1980) y Wick (1997) establecen que en el suelo existen 5 grupos principales de

microorganismos: bacterias, actinomicetes, hongos, algas, protozoarios y algunos nemátodos. El

suelo como ecosistema incluye a estos grupos microbianos así como a los constituyentes

orgánicos e inorgánicos de una determinada área.

El número de especies y actividades de los microorganismos del suelo están directamente

influenciadas, entre otros, por el contenido y calidad de materia orgánica, el pH del suelo,

aireación, temperatura, profundidad en la estrata del suelo y humedad (Alvear, 1999). Todas estas

variables están, a su vez, influenciadas, por el sistema de manejo del suelo, entre los que se

incluyen evidentemente, los distintos sistemas de labranza (Borie y Rubio, 1998).

La mayor actividad biológica en los suelos se concentra en la superficie, a profundidades

que pueden variar desde la superficie misma hasta los 30 cm. En la estrata superficial del suelo

los componentes biológicos ocupan una pequeña fracción (<0,5%) del volumen total del suelo y

representan menos del 10% del total de materia orgánica del sistema edáfico. Este componente

biológico corresponde principalmente a organismos del suelo, especialmente microorganismos

(Nielsen y Winding, 2002).

Borie et al., (1999) señalan que con el conocimiento de la actividad biológica de los suelos

se completa una visión integral de las capacidades del recurso suelo para contribuir a una mayor

o menor fertilidad; ya que ese conocimiento permite relacionar los contenidos totales o

disponibles de los elementos que contribuyen a los procesos del sistema edáfico con movilidad y

disponibilidad de ellos, lo que en mayor medida son influenciados por la bioactividad.

Desde el punto de vista de la productividad de los suelos, la población microbiana de este,

controla, entre otros, los principales procesos involucrados en el mantenimiento de la materia

orgánica, al asimilar complejos orgánicos como fuente de carbono y liberando nutrientes

inorgánicos como N y S (Albiach et al., 1996; Alvear, 1999). Por consiguiente, las propiedades

9

microbianas del suelo usadas para monitorear la microbiología del suelo (biomasa microbiana,

mineralización del N y actividades enzimáticas relacionada con el ciclado de C, N y P)

proporcionan una herramienta confiable, con la cual estimar cambios tempranos en la dinámica y

distribución de los procesos microbianos dentro de los perfiles del suelo, actuando también como

un buen indicador de su fertilidad biológica y bioquímica (Kandeler et al., 1999a; Šimek et al.,

1999; García et al., 2002, de la Paz-Jimenez et al., 2002 )

2.4 Parámetros biológicos de los suelos.

Los diversos procesos que afectan al suelo, dependen, en gran medida de las propiedades

biológicas de éste, es por esto que pueden ser consideradas como un factor importante para la

determinación de la calidad de los suelos. Nannipieri et al., (1995) establecen Parámetros

biológicos generales y Parámetros biológicos específicos como una manera de poder caracterizar

los diversos niveles de actividades biológicas que existen en el suelo. Dichos niveles biológicos

incluyen las poblaciones microbianas, comunidades bióticas, las propiedades relacionadas con la

materia orgánica del suelo (MOS) y los ciclos de los nutrientes (Leirós et al., 2000).

Las propiedades biológicas de un suelo, dadas por los Parámetros generales y específicos

son altamente sensibles a los cambios ejercidos sobre dicho ambiente (Trasar-Cepeda et al.,

2000) y poseen relación con la transformación de la materia orgánica del mismo (Pérez, 2001).

10

2.5 Parámetros generales.

Se relacionan directamente con el número y actividad de los microorganismos edáficos.

Estos parámetros establecen relaciones que engloban todas las variables directamente

relacionadas con la actividad microbiana del suelo, como la biomasa microbiana global, estimada

por medio de la respiración, el carbono microbiano, nitrógeno microbiano, actividad

dehidrogenasa e hidrólisis de la fluoresceína diacetato (FDA) (Leirós et al., 2000; Pérez, 2001;

Rosas, 2001).

2.5.1 Significado Biológico de la biomasa microbiana. Vidal et al., (1997) y Wick et al.,

(2002) describen la biomasa microbiana del suelo como la fracción activa de la materia orgánica,

sin considerar las raíces de las plantas ni organismos de tamaños superiores a 5x103 µm3. La

biomasa microbiana del suelo es la porción más activa del pool de materia orgánica del suelo

(García et al., 2002), siendo propuesta como un indicador del estado de cambio del total de la

materia orgánica del suelo (Saviozzi et al., 2001). La biomasa microbiana contribuye a la

mantención de la fertilidad y calidad del suelo, tanto de un ecosistema natural como manejado

(Wick, 1997), ya que se ha establecido que dicha biomasa cumple un doble papel en el suelo:

como agente de transformación y descomposición de todos los materiales orgánicos que llegan al

sistema edáfico y también juega un importante rol en los ciclos del nitrógeno, fósforo y azufre,

actuando como una reserva lábil de estos elementos (Vidal et al., 1997; Nielsen y Winding, 2002;

Balota et al., 2003). La biomasa microbiana controla importantes factores de funcionalidad del

suelo, como son por ejemplo, la descomposición y acumulación de materia orgánica o la

transformación mineral de los nutrientes (Wick et al., 1998; Moore et al., 2000). La calidad

ambiental y productividad sostenida de los agroecosistemas están entonces fuertemente

relacionados con el mantenimiento de la biomasa microbiana del suelo, la cual está influenciada

en gran parte por el nivel de materia orgánica y el manejo dado a los suelos (Vidal et al., 1997).

En suma, además del efecto de la biomasa microbiana sobre el ciclado de nutrientes, ésta

porción activa de la materia orgánica también afecta las propiedades físicas del suelo, ya que

mantienen su estructura por medio de la producción de polisacáridos extracelulares, materiales

11

que actúan como agentes cementantes estabilizando los agregados del suelo. De este modo,

también afecta la capacidad de retención de agua, el nivel de infiltración, encostramiento, erosión

y susceptibilidad a la compactación (Nielsen y Winding, 2002).

Por otra parte, la biomasa microbiana está estrechamente relacionada con la fertilidad del

suelo, por lo tanto, al estudiar los factores que afectan la población microbiana, se estará

hablando de aquello que lo hace sobre su fertilidad (Alvear, 1999). Entre los factores que inciden

sobre la biomasa microbiana del suelo, además de las condiciones climáticas tales como la

humedad, temperatura, luz, contenido de materia orgánica (García et al., 2002), se encuentran

también distintos manejos agrícolas hechos al suelo, por ejemplo el roce, la labranza tradicional,

el tipo de cultivo y la aplicación de agroquímicos entre otros (Alvear et al., 1999).

Los microorganismos del suelo están continuamente cambiando y adaptándose a los

cambios del medio. Esta dinámica natural hace de la biomasa microbiana un indicador sensible

para evaluar estos cambios y así predecir en un largo plazo el efecto resultante de las diversas

prácticas de manejo hechas al suelo (Wick, 1997; García et al., 2002; Ekenler y Tabatabai, 2003).

La biomasa microbiana, al ser una fracción activa de la materia orgánica del suelo posee la

habilidad de obtener una medición integrada del estado del suelo, un aspecto que no puede ser

obtenido con mediciones fisicoquímicas o de análisis de diversos organismos mayores. Por

cierto, los microorganismos responden mucho más rápidamente que la materia orgánica, por

ejemplo, cuando existen cambios en el ambiente edáfico, adaptándose rápidamente a las nuevas

condiciones (Nielsen y Winding, 2002). Por esta razón, la biomasa microbiana y la relación entre

la biomasa microbiana y la materia orgánica del suelo han sido propuestas como un indicador del

estado y variación de la materia orgánica del suelo, ya que en algunas instancias, estos cambios

en la población microbiana o su actividad pueden preceder a cambios detectables en las

propiedades físicas y químicas, y de este modo proveer señales tempranas del mejoramiento o del

deterioro del sistema edáfico (Mele y Carter, 1996; Wick, 1997; Šimek et al., 1999; Moore et al.,

2000; Nielsen y Winding, 2002; Ekenler y Tabatabai, 2003).

12

2.5.2 Carbono y nitrógeno de la biomasa microbiana. Corresponden a un parámetro

biológico relacionado con la biomasa microbiana, ya que ésta es un factor altamente influyente en

la fertilidad del sistema edáfico, y por ende en su nivel de productividad, dado por las diversas

funciones que los microorganismos cumplen en el recurso suelo, como son la descomposición de

residuos orgánicos, nutrición de las plantas, mejoramiento de las propiedades físicas del suelo, la

fijación de N, entre otras (Vidal et al., 1997; Wick, 1997). Además, las cantidades de C y N

biomásico representan el mayor pool lábil de estos elementos en el sistema edáfico contribuyendo

así a la fertilidad del mismo (Moore et al., 2000).

El C biomásico ó C microbiano comprende entre el 1-3% del total de C del suelo (Moore et

al., 2000). La importancia del C biomásico está dada, principalmente a la estrecha relación que

poseen los microorganismos del suelo en la transformación, retención y liberación de nutrientes y

energía al medio edáfico. Este parámetro se emplea como un indicador temprano de los cambios

que experimenta la MOS, respondiendo más rápidamente que el C y N orgánico total (Flieβbach

y Mader, 2000; Balota et al., 2003).

El N biomásico ó N microbiano es alrededor del 5% del total del N del suelo (Moore et al.,

2000), y su determinación corresponde a un constituyente específico en la constitución celular de

los microorganismos, por cuanto, al ser cuantificado se está dando una estimación de la biomasa

microbiana (Reyes, 2003). Por otra parte, el determinar la biomasa microbiana mediante el N

biomásico es importante para la cuantificación de la dinámica del N en los ecosistemas agrícolas,

porque controla la disponibilidad o pérdida de N inorgánico (Moore et al., 2000).

13

2.5.3 Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato (FDA). La Fluoresceína diacetato (3’6’-diacetil-

fluoresceína) es una fluoresceína conjugada por dos radicales acetato. Este es un compuesto

incoloro, que puede ser hidrolizado por enzimas libres (exoenzimas) y enzimas encontradas en la

membrana, liberando un compuesto coloreado, la fluoresceína, que puede ser medida

espectofotométricamente (Alef, 1998; Adam y Duncan, 2001; Nannipieri et al., 2003). Los

derivados de la fluoresceína pueden ser hidrolizados por lipasas, esterasas y parcialmente por

proteasas. Estas hidrólisis pueden ser catalizadas por algunas células como también por enzimas

extracelulares. Microorganismos, algas, protozoos y tejido animal son capaces de catalizar esta

reacción (Alef, 1998; Nannipieri et al., 2003).

La hidrólisis de FDA es un método ampliamente aceptado y utilizado para la cuantificación

global de la biomasa microbiana y de las actividades enzimáticas, dado que es procedimiento

rápido, exacto y simple de realizar en un gran rango de ambientes, incluyendo el suelo. Con esta

determinación se mide la biomasa activa del suelo, ya que la que está en la fase estacionaria no

genera fluoresceína (Adam y Duncan, 2001). De acuerdo a Alvear et al., (2000), la hidrólisis de

FDA sería extraordinariamente sensible al estrés medioambiental, por lo que resultaría ser un

buen indicador de la calidad bioquímica del suelo.

2.5.4 Amonificación de arginina. La arginina corresponde a uno de los 20 aminoácidos

esenciales. Los microorganismos catabolizan la arginina por cuatro importantes vías: (1) la vía

arginina-ureasa o arginasa-urea amidoliasa, (2) la ruta arginina-transmidinasa, (3) el camino de la

arginina deiminasa, y (4) la vía de la arginina carboxilasa. En todas las reacciones anteriormente

mencionadas, el producto final de la reacción es el amonio (NH4+), exceptuando la vía arginina-

transmidinasa. El NH4+ liberado puede ser rápidamente nitrificado en el suelo, por medio de los

microorganismos que lo utilizan como fuente de C y N (Lin y Brookes, 1999).

Estas mediciones se basan en la cuantificación de la liberación de NH4+ luego de haber

adicicionado al suelo compuestos nitrogenados sencillos, los cuales se comportan como fuente de

C y N, posterior a una incubación de pocas horas (entre 1 y 6 horas). La fuente de nitrógeno

usada por este método es el aminoácido arginina. Este compuesto es útil para llevar a cabo la

14

determinación, debido a que las plantas no usan este aminoácido como fuente de carbono, y

además, los animales amonifican la arginina en forma muy lenta, lo cual hace suponer que los

niveles de amonificación de este aminoácido en el suelo se debe, en forma única, al aporte de los

microorganismos (Gil-Sotres, 1997). Esto coincide con lo planteado por Alef y Kleiner (1998)

quienes indican que los aminoácidos liberados durante la proteólisis celular son tomados

inmediatamente por los microorganismos del suelo. Por otra parte, Dilly y Munch (1998) y

Nannipieri et al., (2003) señalan que los niveles de amonificación de arginina revelan el

contenido de biomasa microbiana.

Lin y Brookes (1999) establecen que el NH4+ liberado puede ser rápidamente nitrificado en

el suelo y la arginina mineralizada en forma de amonio durante la descomposición puede ser

extraída y medida, sugiriendo que bajo algunas condiciones específicas, los niveles de

amonificación de arginina son proporcionales a la cantidad de biomasa microbiana del suelo.

La amonificación de arginina está dada principalmente por la actividad de los

microorganismos del suelo, pues la medición de la actividad presenta valores mínimos en

muestras de suelo esterilizado. Estas evidencias suponen que el método de medición de

amonificación de arginina es un buen índice de los niveles totales de mineralización de N por

parte de los microorganismos del suelo en condiciones de campo (Bonde et al, 2001).

Existen algunos factores que pueden afectar los niveles de amonificación de arginina, y con

ello los valores en la actividad de la biomasa microbiana, entre estos se encuentran la relación

C/N existente dentro del aminoácido. La cantidad de amonio excretada es mayor cuando más baja

es la relación C/N en el aminoácido (Alef y Kleiner, 1998). A su vez, Haynes y Tregurtha (1999)

señalan que un decrecimiento en los contenidos de materia orgánica del suelo declina los niveles

de amonificación de arginina.

15

2.6 Parámetros específicos.

Están representados por la actividad hidrolítica de enzimas extracelulares, las cuales se

encuentran estabilizadas y ligadas, formando complejos junto a las arcillas y coloides húmicos

(López et al., 2004; Rosas et al., 2004). A su vez, los parámetros específicos son aquellos que

incluyen diversas actividades metabólicas realizadas por cierto grupo de microorganismos o

reacciones específicas catalizadas por enzimas extracelulares envueltas en los ciclos del C, N, P y

S, y que en ocasiones, suelen ser independientes de la dinámica de la población microbiana del

suelo, debido principalmente por su estabilidad con los coloides del sistema edáfico (Leirós et al.,

2000; Pérez, 2001; Rosas, 2001).

2.7 Actividades enzimáticas en el suelo.

Las enzimas del suelo provienen de exudados biológicos o fragmentos celulares de

microorganismos o plantas. En el sistema edáfico se encuentran en forma libre o formando parte

de complejos junto a los coloides húmicos del suelo (Dilly y Nannipieri, 2001; Alvear, 20021;

Lobo et al., 2002; Renella et al., 2002; Taylor et al., 2002). Su importancia como una elemental

propiedad bioquímica del suelo, radica en que estas enzimas participan activamente en el ciclado

de nutrientes, dejando disponibles elementos importantes para las plantas, como son el C, N, P y

S (Dick, 1984; Albiach et al., 1996; Monreal, 1998; Salam et al., 2001; García et al., 2002).

La actividad de las enzimas en el ambiente del suelo es considerada importante por estar

contribuyendo sobre las actividades microbianas y la calidad del suelo. La actividad enzimática

total en el suelo está dada por enzimas que están asociadas con células metabólicamente activas o

células que se encuentran en estado estacionario y aquellas que están unidas a células y restos de

plantas muertas o siendo inmovilizadas por las arcillas y coloides húmicos (Wick, 1997; García et

al., 2002).

1 Alvear, M. 2002. Comunicación personal. Universidad de La Frontera. Temuco, Chile.

16

Las actividades enzimáticas son un importante índice de la actividad biológica del suelo

porque están involucradas en la dinámica del ciclado de nutrientes y transferencia de energía en

el sistema edáfico. Los procesos enzimáticos están fuertemente asociados con la fertilidad del

suelo, ya que estas actividades enzimáticas median la conversión de formas de nutrientes no

disponibles a formas que pueden ser prontamente asimilables por las plantas y biomasa

microbiana (Albiach et al., 1996; Wick, 1997; Trasar-Cepeda et al., 2000).

La caracterización de las propiedades biológicas del suelo a través de la determinación de

las diferentes actividades enzimáticas de éste es de gran valor, dada su elevada sensibilidad a los

cambios temporales del suelo generados por factores medioambientales y de manejo (Visser y

Parkinson, 1992; de la Paz-Jimenez et al., 2002; Alvear et al., 2004). Esta apreciación concuerda

con lo propuesto por Alvear et al., (1999) y Eivazi (1999), las actividades enzimáticas resultan

ser un buen indicador de la calidad del suelo, ya que se ven afectadas por los distintos manejos

agronómicos de éstos.

Las actividades enzimáticas del suelo se ven influenciadas por diversos factores, entre ellos

las características del suelo, el estatus nutritivo del mismo, el que a su vez está íntimamente

ligado al tipo de manejo que se practique en el suelo, así distintos manejos de labranza y

aplicación de fertilizante pueden, eventualmente ejercer alteraciones en las actividades del pool

enzimático del suelo (Eivazi, 1999; Šarapakta, 1999; Lobo et al., 2002).

Las actividades enzimáticas decrecen con la profundidad a medida que avanzamos en las

estratas del suelo, además esto se relaciona con la consiguiente baja en el contenido de materia

orgánica del suelo a través de las distintas profundidades (Eivazi, 1999; Šarapakta, 1999; Lobo et

al., 2002). En general se detectan diferencias en las actividades enzimáticas (glucosidasa y

fosfatasa) producto de un largo tiempo bajo prácticas de manejo de cultivos y por las propiedades

del suelo (Eivazi, 1999; Šarapakta, 1999).

17

2.7.1 Actividad β-glucosidasa. Las glucosidasas pertenecen a un grupo de enzimas que llevan a

cabo las actividades celulolíticas globales en el suelo, actuando sobre compuestos de tipo

glicósido en presencia de agua, generando como resultado de la reacción un azúcar. Un glicósido

es una sustancia, que por medio de una hidrólisis ácida libera uno o varios monosacáridos (Gil-

Sotres, 1997; Pérez, 2001).

Las glucosidasas catalizan la conversión hidrolítica de celulosa a glucosa (Wick, 1997; Alef

y Nannipieri, 1998a; Wick et al., 1998), siendo, la β-glucosidasa (EC 3.2.1.21) una enzima clave

en la actividad degradativa de la celulosa, el principal polisacárido estructural de las plantas. La

celulosa es cuantitativamente el compuesto orgánico más importante en el suelo, y su

mineralización y degradación es un importante proceso dentro del ciclo del C (Wick, 1997; Wick

et al., 1998; Busto y Perez-Mateos, 2000).

La celulosa es un polímero compuesto por cadenas de glucosa enlazadas por uniones β-1,4.

La reacción enzimática es iniciada por la endo-β-1,4-glucanasa (EC 3.1.2.4), rompiendo los

enlaces de la cadena, generando unidades pequeñas (la celobiosa), y por la celobiohidrolasa (EC

3.1.2.91) la que fragmenta los dímeros de celobiosa. La β-glucosidasa completa el proceso de

hidrólisis catalizando las unidades de celobiosa, liberando con ello 2 moles de glucosa; de esta

manera regula el suministro de la energía para los microorganismos, incapaces de obtenerla

directamente de la celobiosa (Gil-Sotres, 1997; Turner et al., 2002). La completa descomposición

de la celulosa a glucosa es solamente mediada por la presencia de la β-glucosidasa, por ende, su

actividad es limitante para la entrega de energía a los microorganismos del suelo (Wick, 1997;

Turner et al., 2002).

La ruptura o degradación de residuos vegetales, es una actividad importante en suelos

donde la acumulación de residuos es evidente, como es el caso de los sistemas de cero labranza.

(Rosas, 2001). La β-glucosidasa es la enzima celulolítica más abundante en el suelo (Alef y

Nannipieri, 1998a; Rosas, 2001), jugando un papel crítico en la liberación de azúcares de bajo

peso molecular, los que son importantes fuentes de energía para los microorganismos (Bandick y

Dick, 1999).

18

Esta enzima se ha detectado en el suelo y se estima que puede proceder de

microorganismos, entre los cuales se mencionan levaduras y hongos (mucorales) principalmente,

animales y plantas (Gil-Sotres, 1997, Pérez, 2001; Rosas, 2001; Turner et al., 2002).

Numerosas investigaciones han encontrando correlaciones positivas entre ésta enzima y el

contenido de C y N (total y microbiano) (Turner et al., 2002; Gil-Sotres, 1997; Pérez, 2001). La

actividad suele disminuir con la profundidad, concentrándose mayormente en la superficie y en la

fracción fina del suelo (< 2 mm), asociada a los coloides del suelo y materiales húmicos (Curci et

al., 1997; Gil-Sotres, 1997; Busto y Perez-Mateos, 2000; Rosas, 2001), presentando correlaciones

significativas con la materia orgánica, incrementando sus valores con el aporte de residuos

orgánicos al suelo, no obstante la enzima resulta afectada por la composición química (calidad)

de los residuos aplicados, encontrándose que los taninos son inhibidores de la actividad

β-glucosidasa (Wick, 1997; Pérez, 2001).

La enzima β-glucosidasa presenta actividad en suelos con un amplio rango de pH (4,4-6,8)

(Turner et al., 2002), siendo el pH optimo para la actividad el pH 6,0 (Wick, 1997).

2.7.2 Actividad fosfatasa ácida. El P es considerado a menudo el nutriente más importante

después del nitrógeno. La mayor parte del fósforo existente en el suelo se encuentra en formas

orgánicas. Estas fracciones deben ser convertidas en P inorgánico para que sean utilizadas por las

plantas. En este proceso de mineralización (defosforilación) juegan un rol preponderante las

enzimas fosfatasas, hidrolizando los ésteres fosfatos y anhídridos del ácido fosfórico a fósforo

inorgánico (Pérez-Sarmentero et al., 1994; Gil-Sotres, 1997; Alef et al., 1998; Alvear et al.,

1999; Olander y Vitousek, 2000; Pérez, 2001; Rosas, 2001). Las fosfatasas catalizan la hidrólisis

de los enlaces C-O-P de la materia orgánica con la consiguiente liberación de fósforo inorgánico

(Gil-Sotres, 1997, Wick, 1997; Wick et al., 1998).

En el sistema edáfico, normalmente se encuentran diversas formas de fosfatasas, entre las

cuales se destacan las fosfomonoesterasas, fosfodiesterasas y fosfotriesterasas, entre otras (Alef et

al., 1998). Las fosfomonoesterasas son las encargadas de la hidrólisis de los monoesteres fosfatos

19

y se han agrupado en fosfatasas alcalinas y fosfatasas ácidas, según el rango de pH alcalino o

ácido óptimo para su actividad (Gil-Sotres, 1997; Pérez, 2001; Rosas, 2001). Según Alef et al.,

(1998) las fosfatasas alcalinas poseen un rango de pH óptimo para su acción que oscila entre pH

9 - 10, mientras las fosfatasas ácidas lo hacen en rangos entre pH 4 - 6,5. Así, la enzima fosfatasa

ácida (EC 3.1.3.2) está inmersa en un grupo de enzimas envueltas en la mineralización del P en

suelos ácidos (Olander y Vitousek, 2000). En el sur de Chile se le ha dado un mayor estudio a la

fosfatasa ácida, debido a que estos suelos presentan en su mayoría pH ácido (Borie, 1984; Pérez,

2001).

Las fosfatasas ácidas han sido detectadas en bacterias, hongos, levaduras, protozoarios,

micorrizas y plantas, jugando un rol crucial en la nutrición de los vegetales, ya que sus niveles de

acción en la ectorrizósfera son mayores que en el resto del suelo, siendo su actividad altamente

dependiente de la presencia de plantas (Olander y Vitousek, 2000; Pérez, 2001; Rosas, 2001).

Las fosfatasas ácidas son enzimas de amplia especificidad, encontrándose en el suelo

extracelularmente o de modo abióticas (Wick, 1997; Olander y Vitousek, 2000), aunque se señala

que una porción de estas enzimas procede de células que están en crecimiento en el suelo, siendo,

hongos y actinomicetes por sobre las bacterias, los productores más importantes de esta enzima

(Gil-Sotres, 1997).

La actividad fosfatasa es altamente influenciada, por el nivel de fósforo y nitrógeno en el

medio radical, siendo mayor su actividad cuando hay menor disponibilidad de P y un buen nivel

de N (Borie, 1984; Gil-Sotres, 1997; Olander y Vitousek, 2000; Pérez, 2001). Además, el uso del

suelo, el pH, la cantidad de materia orgánica, humedad, profundidad y cantidad de oxígeno del

suelo, influyen altamente en su actividad, presentando una gran variación estacional (Dick, 1984;

Pérez-Sarmentero et al., 1994; Gil-Sotres, 1997; Alef et al., 1998; Pérez, 2001; Rosas, 2001),

siendo mayor su actividad en primavera (Pérez-Sarmentero et al., 1994; Pérez, 2001; Rosas,

2001).

20

La adición de residuos orgánicos al suelo y su efecto en la actividad fosfatasa no está bien

definido, presentándose información discordante, siendo interesante el estudio del tipo y calidad

de lo residuos aplicados al suelo (Pérez, 2001; Rosas, 2001).

Variadas investigaciones describen correlaciones entre los niveles de materia orgánica, N y

C biomásico y la actividad fosfatasa ácida (Salam et al., 1999; Pérez, 2001).

2.7.3 Actividad ureasa. La amidohidrolasa (EC 3.5.1.5), comúnmente conocida como ureasa,

es una enzima que cataliza la hidrólisis de la urea (NH2CONH2), generando como resultado de la

reacción CO2 y amonio (NH4+) (Gil-Sotres, 1997; Alef y Nannipieri, 1998b; Swensen y Bakken,

1998, Sinsabaugh et al., 2000), es decir participa en la liberación de N inorgánico, formando

parte del ciclo del N (Albiach et al., 1996; Rosas, 2001). La ureasa es importante desde el punto

de vista agronómico ya que actúa sobre la urea, uno de los fertilizantes usado más ampliamente

en los sistemas agrícolas (Gil-Sotres, 1997; Swensen y Bakken, 1998, Pérez, 2001).

Esta enzima se distribuye ampliamente en la naturaleza, encontrándose presente en células

animales y vegetales, como también en microorganismos (Alef y Nannipieri, 1998b; Rosas,

2001), variando su nivel de actividad, el cual está influenciado por el tipo de vegetación existente

(Pérez, 2001).

Para Gil-Sotres (1997) la distribución de esta enzima en el suelo, es reflejo de la

distribución de la materia orgánica, al igual que muchas otras enzimas, así se evidencian fuertes

correlaciones entre la materia orgánica, biomasa microbiana (medida a través del C y N

biomásico) y la actividad ureasa (Klose y Tabatabai, 2000; Pérez, 2001). Por otra parte, Alef y

Nannipieri (1998b) destacan que existen factores que influencian el accionar de esta enzima

como son metales pesados, concentración de oxígeno y nitrógeno disponible.

La labranza, el manejo de residuos, la fertilización, las enmiendas y las prácticas de cultivo

también tienen efecto sobre la actividad ureasa del suelo (Klose y Tabatabai, 2000; Pérez, 2001;

Rosas, 2001).

21

2.8 Manejo agronómico y actividades biológicas del suelo.

El manejo agronómico que se le da al recurso suelo incide en forma directa sobre la

biodiversidad de los microorganismos presentes en este (Vidal et al., 1997; Eivazi, 1999;

Šarapakta, 1999). Esto indica que prácticas agrícolas intensivas, monocultivos, sobrelaboreo y

manejo de fertilizantes y agroquímicos en forma inadecuada poseen efectos sobre los

microhabitats de estos organismos, generando variaciones en la biomasa microbiana y

actividades enzimáticas del suelo (Curci et al., 1997).

Para Borie et al., (1999) la actividad biológica de los suelos es considerada fundamental

para la solubilización, movilización y disponibilidad de nutrientes. Debido a esto, es importante

conocer cual es el estatus de actividad biológica de un suelo y además, que ocurre a dicha

actividad por efectos de distintos usos y manejos para un mismo tipo de suelo.

La biomasa microbiana y los procesos microbianos del suelo son afectados en mayor grado

por el tipo de manejo, más que por el periodo de tiempo que el tipo de manejo se aplica al suelo.

Así, los efectos en el suelo producto de los sistemas de cultivo pueden ser clasificados en base a

su diversidad funcional mediante la biomasa microbiana (Kandeler et al., 1999a).

Prácticas de manejo como son los sistemas de labranza, rotación de cultivos, manejo de

residuos y fertilización, regulan la biomasa microbiana, la que interviene en los procesos de

descomposición de los residuos, ciclos de los nutrientes y transformación de la materia orgánica

del suelo (Vidal et al., 1997). Se ha establecido que prácticamente toda la actividad biológica de

un suelo se ve afectada en mayor o en menor medida por las prácticas agronómicas de los

mismos, ya que las condiciones fisicoquímicas y biológicas de los microhabitats donde los

microorganismos viven, se desarrollan y ejercen su acción, cambian sustantivamente (Alvear et

al., 1999). Sobre este mismo contexto, Kandeler et al., (1999b) señalan que el tipo de labranza

influencia la distribución espacial de enzimas dentro de los perfiles del suelo, así como también

la actividad de las mismas.

22

2.9 Sistemas de labranza.

Un sistema de labranza o preparación de suelo consiste en diferentes formas de manipular

este recurso, sea de manera manual o mecánica, con el propósito de obtener buenas condiciones

para el desarrollo de los cultivos. Sin embargo, el efecto benéfico o perjudicial de la labranza

depende del tipo de implementos utilizados y de la intensidad con que se emplean

Los objetivos principales de la labranza del suelo son: (1) Preparación de la cama de

semillas, otorgándoles a estas condiciones favorables para la germinación, un desarrollo del

sistema radicular y crecimiento de las plántulas del cultivo. (2) Acondicionamiento del suelo,

permitiendo los procesos físicos, químicos y biológicos que incrementan los contenidos de

materia orgánica. (3) Exponer el material orgánico descompuesto en la superficie del suelo,

mejorando la estructura de la capa arable, la aireación, la infiltración del agua, la penetración

radicular y la resistencia a la erosión, además de controlar insectos dañinos y (4) Control de

malezas, eliminando las especies que compiten con el cultivo por agua, luz, nutrientes y espacio

edáfico (RELACO, 1998; Acevedo y Martínez, 2003).

En general, y como objetivo final, se busca que las acciones e implementos de labranza

provoquen cambios en las condiciones físicas del suelo que favorezcan la producción agrícola, a

través de mejorar la emergencia de plántulas y obtener así un buen desarrollo radicular, además

de mejorar el incremento de infiltración de agua en el perfil de suelo, su drenaje interno, controlar

la erosión, entre otras. Otro objetivo de la labranza es su utilización para el control de malezas y/o

incorporación de residuos vegetales al suelo (RELACO, 1998)

Las labranzas del suelo influyen sobre la mayor o menor incorporación de materia orgánica,

el grado de compactación, la aireación y la mineralización, produciendo cambios en el corto o

largo plazo, los cuales deben ser medidos a fin de detectar pautas de manejos equivocadas y

planificar su corrección. Los distintos sistemas de labranza producen diferentes efectos en el

suelo, a través de un mayor o menor movimiento del mismo y de la ubicación en la que se dejan

los residuos del cultivo (Costantini et al., 1999).

23

2.9.1 Labranza convencional. Se refiere a un conjunto de operaciones realizadas para preparar

una cama de siembra para un cultivo dado y en una región determinada, de acuerdo a las

costumbres, tradiciones o conocimientos precedentes (RELACO, 1998). La labranza

convencional, consiste en la inversión de la capa superficial del suelo haciendo uso de arados y

sucesivos rastrajes (Rosas, 2001; Acevedo y Martínez, 2003)

Por otra parte, la labranza convencional en varios países de América Latina ha adquirido

una connotación de agresividad con el medio, al introducir tractores y equipos de labranza de

mayor tamaño y sofisticación que acortó los tiempos de laboreo, permitiendo no sólo extender la

frontera agrícola, sino también elevar la frecuencia en el uso de las herramientas (RELACO,

1998).

La labranza convencional es desarrollada sin adoptar nuevas prácticas o nuevos aportes

tecnológicos, siguiendo la habitual rutina tradicional y usando implementos agresivos que

invierten el suelo, con un consiguiente alto costo operativo (arado de vertedera y arado de

discos), generando así, la destrucción y pérdida progresiva del recurso suelo (Venegas, 1990).

La labranza convencional generalmente provoca un rápido descenso en la MOS y en la

disponibilidad de nutrientes para las plantas, sellado y encostrado, compactación, escorrentía y

erosión. Aunque la pérdida de materia orgánica, el sellado y encostrado, así como la erosión son

los principales factores que contribuyen a la degradación del suelo en el período de cultivo, la

pérdida de nutrientes puede ser el problema más importante a largo plazo (RELACO, 1998).

2.9.2 Cero labranza. También es referida como no labranza, siembra directa, entre otras

denominaciones. Implica la siembra de cultivos sin preparación de la cama de semillas y sin

alterar el suelo, excepto lo necesario para colocar las semillas en el suelo a la profundidad

deseada. Con este método los residuos del cultivo anterior permanecen en su gran totalidad en la

superficie. Este sistema ha sido adoptado en la mayoría de los países del cono sur y con un ritmo

creciente en las últimas décadas. Con cero labranza, el control de las malezas depende del uso de

24

herbicidas, y generalmente no se realizan labores de cultivo posterior a la siembra. (Veseth et al.,

1989; Crovetto, 1992; RELACO, 1998; C.A.R., 2000).

La cero labranza es un sistema que no requiere de preparación de suelo, utilizando

maquinaria especial para siembra directa y control químico de malezas. En general, gran parte de

los residuos del cultivo anterior quedan en la superficie del suelo, perturbando entonces de

manera escasa el sistema edáfico (Venegas, 1990).

Con la cero labranza, la mayoría de los residuos son retenidos en la superficie después de la

cosecha del cultivo (Crovetto, 1992). Cuando se mantienen cantidades adecuadas de residuos,

estos proveen un control excelente de la erosión hídrica. Debido a su alta efectividad para

controlar la erosión, la cero labranza hace posible la producción de cultivos en tierras en

pendiente que no podrían utilizarse para los mismos cultivos con labranza convencional,

adaptándose bien a suelos moderadamente bien drenados que tengan pendientes moderadas a

relativamente pronunciadas. (RELACO, 1998).

Luego de largos periodos de aplicación de cero labranza se observan significativos cambios

en la estructura y fertilidad de los suelos, debido al aumento de la materia orgánica (Acevedo y

Martínez, 2003). Así, existe un aumento en la materia orgánica (0,3% anual), lo que genera una

adecuada nutrición del suelo, lo que favorece a la microbiología y mesofauna endémica. Esta

mayor actividad biológica ha acrecentado el C orgánico y con ello, su contenido húmico

(Crovetto, 1999).

2.9.3 Mínima labor. La mínima labor es el sistema de labranza en el cual removemos suelo en

una cantidad mucho menor comparado a un sistema de labranza convencional, es decir tenemos

menor laboreo en el suelo, lo que se ve reflejado en una disminución de equipos y horas de

trabajo para preparar el terreno para la siembra de algún cultivo. La mínima labor, utiliza

implementos de labranza vertical, realizando una o más operaciones simultáneas, disminuyendo

al máximo el número de labores con maquinaria sobre el suelo y sin inversión de éste,

25

manteniendo así, en la superficie un alto porcentaje del rastrojo del cultivo anterior (Unger, 1984;

Venegas, 1990; RELACO, 1998).

La mínima labor es aquel sistema de labranza, en el cual simplemente se reducen las

operaciones de laboreo del suelo o bien se seleccionan equipos que mantengan un alto porcentaje

de residuos en el suelo provenientes del cultivo establecido la temporada anterior (Veseth et

al., 1989).

La implementación de la mínima labor trae consigo una serie de beneficios para los suelos

sujetos a este sistema de manejo, siendo los más evidentes: (1) Evitar la erosión y la pérdida de

suelo, debido a la cobertura del rastrojo sobre la superficie. (2) Aumenta la infiltración de agua

lluvia y reduce la evaporación, permitiendo optimizar las épocas de siembra. (3) Disminuye la

temperatura y aumenta la actividad biológica del suelo. (4) Aumenta la fertilidad del suelo a

través del mejoramiento de las propiedades químicas, físicas y biológicas. (5) Disminuye costos

en la labor de preparación del suelo. (C.A.R., 2000).

26

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1 Ubicación del sitio experimental.

El lugar de estudio se encuentra ubicado en el Centro Regional de Investigación C.R.I.

INIA Carillanca, en la comuna de Vilcún, Provincia de Cautín, Novena Región de La Araucanía.

Este sitio está emplazado en el valle central de la Novena Región (38° 41’ Latitud Sur; 72° 25’

Longitud Oeste), aproximadamente a 18 kilómetros al noroeste de la ciudad de Temuco, por el

camino Cajón-Vilcún. El predio se encuentra a una altitud aproximada de 200 m.s.n.m.

Figura 1. Ubicación Estación Experimental INIA Carillanca.

27

3.2 Características edafoclimáticas del sitio experimental.

3.2.1 Régimen hídrico y térmico del sitio experimental. Rouanet y Landaeta (1992) realizan

la caracterización agrometeorológica correspondiente al C.R.I. Carillanca, estableciendo un

promedio de precipitaciones anuales de 1.380,2 mm, donde el período de mayor precipitación

corresponde al mes de mayo con 228 mm. Para el mes de abril, las precipitaciones alcanzan a los

92,2 mm y para el mes de octubre es de 100 mm. Las temperaturas medias en las épocas de

muestreo son de 11,3 °C para el mes de abril y el mes de octubre registra temperaturas de

10,7 ° C. Las condiciones meteorológicas ocurridas para el periodo del ensayo se encuentran en

los Anexos 1 y 2.

3.2.2 Tipo de suelo. El suelo sometido a estudio es del tipo transicional. Posee características

intermedias entre lo que se señala en literatura como suelo Andisol (trumao) y un suelo Ultisol

(rojo arcilloso), no existiendo una clasificación taxonómica para él (Montenegro, 20022).

Presenta una topografía plana con pendiente escasa, característica de los suelos de la depresión

intermedia de la Novena Región.

3.2.2.1 Caracterización complementaria del suelo sometido a estudio. Se realizó un análisis

químico de rutina de cada sitio en estudio, además para cada suelo se midió la cantidad de

materia orgánica. Los análisis químicos de los suelos fueron realizados en el C.R.I. INIA

Carillanca, mientras que la MO fue determinada en el Laboratorio de Bioquímica de Suelos, del

Departamento de Ciencias Químicas de la Universidad de La Frontera. Los valores obtenidos de

estas mediciones se encuentran en los Anexos 3, 4, 5, 6, y 7.

2 Montenegro, A. 2002. Comunicación personal. C.R.I. INIA Carillanca. Temuco, Chile.

28

3.3 Sistemas de labranza y manejo de cultivos.

El presente estudio está inmerso en un proyecto de evaluación de sistemas ganado-cultivo,

dependiente del C.R.I. INIA Carillanca. En él se establecen 4 sectores a los cuales se les aplican

diferentes sistemas de labranza: Cero labranza (CL), Mínima labor (ML), Labranza convencional

sin quema (LC-Q), Labranza convencional con quema (LC+Q). Cada sector, a su vez, posee 5

subdivisiones, en las cuales se llevan a cabo la siguiente rotación de cultivos: Pradera de 1 año, la

cual está compuesta por trébol rosado (Trifolium pratense L.) y ballica bianual de rotación corta

(Lolium multiflorum Lam.), Pradera de segundo año (trébol rosado y ballica), Avena (Avena

sativa L.), Lupino australiano (Lupinus angustifolius L.), Trigo (Triticum aestivum L.). Los

sistemas de labranza y la rotación de cultivos se establecieron desde 1995 hasta el momento del

ensayo. Pasada la temporada, en cada sitio correspondiente a un sistema de labranza se procede a

hacer la rotación de cultivos, de acuerdo al modelo de rotación establecido para cada tratamiento

de labranza.

Cuadro 1. Fecha de siembra y fertilización empleada para cada cultivo.

Fertilización N P2O5 K2O Otros Cultivo Época de siembra

unidades ha-1 Pradera 1 año Abril 2002 92 55 72 Pradera 2º año Abril 2001 70 37 30 Avena Agosto 2002 138 110 48 Lupino Agosto 2002 --- 37 48 Trigo Julio 2002 70

81 92

230 60 60

30 MgO; 40 S; 80 CaO 12 MgO; 18 CaO

Toda la fertilización se realizó en base al análisis de suelo. Para todos los cultivos, excepto

el trigo, el N se aplicó en forma de urea, realizándose la fertilización cuando los cultivos se

encontraban en estado de macolla. El P y el K se aplicaron en su totalidad a la siembra y se

realizó mediante los productos comerciales Superfosfato Triple y Muriato de K. Para el trigo, la

aplicación del N, P y K de la siembra, se realizó utilizando la mezcla 252. En el estado de

macolla se aplicaron nitrodoble (nitrato de amonio y calcio) y muriato de K. Posteriormente una

tercera aplicación de urea.

29

3.4 Descripción de los tratamientos.

3.4.1 Tratamientos principales. Los tratamientos evaluados corresponden a cuatro manejos de

suelo y un testigo. Los distintos sistemas de labranza datan desde 7 años a la fecha del muestreo:

T1 : Cero labranza sin quema de residuos. Se deja sobre el suelo 3 ton ha-1 de residuos

provenientes del cultivo anterior, utilizándose barbecho químico y posteriormente siembra

directa: CL.

T2 : Labranza de mínima labor. Se basa en una pasada de cincel y luego una de vibrocultivador,

con lo cual el suelo queda en condiciones de ser sembrado: ML.

T3 : Labranza convencional sin quema de residuos e incorporación de éstos previo a la siembra.

La incorporación de rastrojos (3 ton ha-1), se realiza con arado de vertedera, luego dos

rastrajes y una pasada de vibrocultivador, sembrándose luego de estas labores: LC-Q.

T4 : Labranza convencional con quema de residuos previo a la siembra. El sistema consta de

dos pasadas de rastra y una de vibrocultivador, luego de lo cual se siembra: LC+Q.

T0 : Testigo. Suelo correspondiente a bosque nativo circundante al sitio del ensayo. Este suelo no

está sujeto a manejo alguno y se caracteriza por presentar árboles de la familia de los

Nothofagus: BN.

3.4.2 Tratamientos secundarios. Se evaluó un modelo de rotación de cultivos recomendada por

INIA Carillanca, y que data desde 1991 a la fecha. Los cultivos utilizados son:

T1 : Pradera 1 año. Pradera de rotación corta, compuesta por ballica bianual y trébol rosado.

Para este muestreo, este cultivo es antecedido de los cultivos pradera de 2º año, avena, lupino

y trigo: T/P1.

T2 : Pradera de 2º año. Es la misma pradera establecida en el año anterior. Para este estudio, este

cultivo proviene de los cultivos de avena, lupino, trigo, y pradera de 1 año: P1/P2.

T3 : Avena. Cultivo que es antecedido por lupino, trigo, pradera de 1 año y pradera de 2º año:

P2/A.

T4 : Lupino. Leguminosa antecedida por trigo, pradera de 1 año, pradera de 2º año y avena: A/L.

T5 : Trigo. Cereal utilizado al inicio del sistema de rotación: Para esta investigación, este cultivo

es proveniente de pradera de 1 año, pradera de 2º año, avena y lupino: L/T.

30

3.5 Diseño experimental.

Se basa en un diseño factorial de parcelas divididas completas al azar (Split plot), con 3

repeticiones. Las variables independientes son los cuatros tratamientos dados por los distintos

sistemas de labranza (CL, ML, LC-Q y LC+Q), la rotación de cultivos (T/P1, P1/P2, P2/A, A/L,

L/T) y las épocas de mediciones (muestreos en los meses de abril y octubre). Las variables

dependientes son los parámetros biológicos generales medidos a los suelos (C-biomásico,

N-biomásico, Hidrólisis de la FDA y Amonificación de arginina) así como los parámetros

biológicos específicos, dados por las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa.

3.6 Sistema de evaluación.

Para evaluar las actividades biológicas del suelo sujeto a los distintos tratamientos antes

mencionados, se determinaron el C y N de la biomasa microbiana, la Hidrólisis de la FDA y la

Amonificación de arginina, así como también las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa

y ureasa Las mediciones fueron realizadas en el Laboratorio de Bioquímica de Suelos del

Departamento de Ciencias Químicas de la Universidad de La Frontera de Temuco. Para expresar

los resultados se utilizaron los promedios aritméticos de las diferentes repeticiones por triplicado.

3.6.1 Obtención y conservación de muestras. Las muestras de suelo, provenientes de los

distintos tratamientos fueron tomadas el 15 de abril y el 30 de octubre del año 2002. Todos los

muestreos presentan una profundidad de 0-10 cm en el perfil del suelo. Posterior a la recolección,

las muestras fueron llevadas al Laboratorio de Bioquímica de Suelos, perteneciente al

Departamento de Ciencias Químicas de la Universidad de La Frontera, donde fueron tamizadas a

2 mm y se mantuvieron en bolsas plásticas cerradas refrigerándose a 4° C hasta el momento de

realizar las determinaciones, el cual no fue superior a los 21 días.

3.6.2 Determinación del contenido hídrico. Para poder expresar los resultados en relación a su

peso seco, se determinó la humedad de todas las muestras por medio del método gravimétrico. El

31

método consiste en pesar una cantidad conocida de suelo húmedo, el cual se deja secar a 105° C

en una estufa, durante un tiempo determinado (24 hrs). Pasado este periodo se vuelve a pesar el

suelo, haciéndose los cálculos pertinentes para obtener el porcentaje de humedad y el factor de

peso seco (Fps), de este modo, todas las determinaciones están expresadas en base de suelo seco

y se pueden observar el en Anexo 8.

3.7 Cuantificación de las actividades biológicas del suelo.

3.7.1 Determinación de C y N de la biomasa microbiana. La determinación de carbono y

nitrógeno de la biomasa microbiana se llevó a cabo utilizando el procedimiento general de

fumigación extracción de Vance et al., (1987). La fumigación del suelo se realizó a 25º C durante

24 hr, utilizando cloroformo libre de etanol. Se tiene un control, el que corresponde a un suelo no

fumigado al que también se le practica el mismo proceso de extracción. Luego se realizó una

extracción mediante la adición de K2SO4 a las muestras fumigadas y no fumigadas, agitándose

durante 1 hora en agitador mecánico. Después de la extracción de los suelos se centrifugó y filtró.

El flujo de nitrógeno asociado a la biomasa se determinó de forma general a partir de nitrógeno

reactivo a ninhidrina (C9H6O4), siguiendo la técnica colorimétrica de Joergensen y Brookes

(1990). A una alícuota de 1 ml de los extractos fumigados y no fumigados se le incorpora 5 ml de

reactivo ninhidrina recién preparado (Anexo 9) y se calienta durante 20 minutos a temperatura de

ebullición. Después de enfriar, se leyó a la absorbancia de 570 nm contra un blanco. Las lecturas

se comparan con una recta patrón preparada en las mismas condiciones (Joergensen, 1996;

Joergensen, 1998) y los resultados se expresan como mg N kg-1.

El carbono de los extractos fumigados y no fumigados se determinó mediante oxidación

con dicromato utilizando como valor Kec 0,45. Los resultados obtenidos corresponden a la

diferencia entre suelos fumigados y no fumigados, y se expresan como mg C kg-1.

32

3.7.2 Determinación de la Hidrólisis de la Fluoresceína Diacetato (FDA). Se utilizó el

método descrito por Schnürer y Rosswall (1982). Se agregó 1,5 g de suelo en buffer fosfato

sódico H2PO4Na 60 mM pH 7,8 en presencia de FDA. Para cada suelo se realizó una muestra

blanco, la cual se preparó al mezclar 1,5 g de suelo y 10 ml de tampón fosfato HPO4. Se elaboró

una curva estándar (patrón) cuyas concentraciones van desde 0,0125 a 0,1 mg ml-1. Esta curva se

realizó con suelo, pesándose la misma cantidad que para las muestras (1,5 g); el blanco debe

hacerse igual, además un blanco reactivo. Se incuban las muestras, los patrones y los blancos a

25º C por 60 minutos. Luego de la incubación se detiene la reacción agregando 10 ml de acetona

a todos los tubos (muestras, patrones y blancos). La suspensión de suelo es filtrada y

posteriormente medidas en un espectrofotómetro a una longitud de onda de 490 nm. La hidrólisis

de la FDA se expresa como µg F g-1h-1.

3.7.3 Determinación de la Amonificación de arginina. La técnica utilizada corresponde a la

propuesta por Alef y Kleiner (1987). Alícuotas de suelo de 2 g fueron enriquecidas con 0,5 ml de

una solución que contiene 2 g de arginina lt-1 y se incubó durante tres horas a 30° C. Pasado el

periodo de incubación, el suelo se extrajo con 8 ml de KCl 2 M y el amonio del extracto se

determina por espectrofotometría utilizando fenolato y nitroprusiato. La Amonificación de

arginina se expresa como µg N-NH+4 g-1h-1.

33

3.7.4 Determinación de la actividad β-glucosidasa. Esta actividad se cuantificó siguiendo el

método de Eivazi y Tabatabai (1988). Se mezcló 1 g de suelo, 4 ml de tampón MUB (Anexo 9),

2 ml de agua destilada y 1 ml de p-nitrofenil β-D glucopiranósido 25 mM, se incubó durante 1

hora a 37º C. La reacción se detiene con baño de hielo, luego de lo cual se agregó 1 ml de CaCl2

2 M; posteriormente se filtra y se recibe en 4 ml de reacción extractante THAM-NaOH 0,1 M, pH

12 (Anexo 9). El p-nitrofenol (PNF) liberado se determinó espectrofotométricamente a 400 nm.

Para cada muestra se realizó un blanco, el que se preparó igual que la muestra, pero el sustrato se

añade después de incubar e inmediatamente después del CaCl2 y la solución extractante. Se

realiza una curva patrón para cada muestra, debido a que puede haber adsorción de PNF, la que

varía de un suelo a otro. La actividad enzimática β-glucosidasa es expresada en µmoles PNF

g-1h-1.

3.7.5 Determinación de la actividad fosfatasa ácida. Se trabajó siguiendo la metodología

propuesta por Tabatabai y Bremner (1969). Se mezcló 1 g de suelo, 4 ml de tampón MUB pH

5,5 (Anexo 9) y 1 ml de p-nitrofenil fosfato (PNFF) 0,18 M. Se realizó una curva control para

cada suelo, la que consistió en cantidades crecientes de solución de p-nitrofenol al suelo; esto se

hace para determinar la adsorción de PNF por los coloides del suelo. Posteriormente, las muestras

y el control se incuban a 20º C durante 1 hora. Luego se agregó 1 ml de CaCl2 0,5 M, se agitó y

se filtró. El filtrado se recibió sobre 4 ml de NaOH 0,5 M. Se homogenizó y centrífugo a 2800

rpm durante 5 minutos. El PNF liberado se determinó espectrofotométricamente a 400 nm. La

actividad enzimática fosfatasa se expresa como µmoles PNF g-1h-1.

3.7.6 Determinación de la actividad ureasa. La actividad de dicha enzima se llevó a cabo

usando el método propuesto por Gil-Sotres et al., (1992). Se mezcló 1 g de suelo, 4 ml de tampón

fosfato H2PO4- pH 8 (Anexo 9) y 1ml de urea 6,4%; se incubó en baño de agua a 37º C durante 2

horas. Posteriormente se agregó 5 ml de KCl 2 M y se agitó. El NH4+ liberado se mide con

Electrodo Ión Selectivo. Al momento de medir se añade 0,1 ml de NaOH 10 M. Cada muestra se

compara con un blanco que se prepara como la muestra, sin embargo la solución de urea se

reemplaza por 1 ml de agua destilada. La actividad ureasa se expresa en µmoles NH3 g-1h-1.

34

3.8 Análisis de resultados.

Para el análisis estadístico se considera un diseño factorial de parcelas divididas (Split plot)

con 4 factores, donde los tratamientos principales corresponden a los 4 sistemas de labranza

(CL, ML, LC-Q, LC+Q). Los tratamientos secundarios son la rotación de cultivos o precultivos,

(T/P1, P1/P2, P2/A, A/L, L/T) y todo se evalúa en dos épocas de muestreo (abril y octubre).

Los resultados obtenidos son sometidos a un análisis de varianza factorial, y según

corresponda a una prueba de comparación múltiple de promedios mediante la Prueba de Rangos

Múltiples de Tukey, fijando una significancia estadística del 5% (p≤0,05).

Cabe destacar, que el testigo, correspondiente al bosque nativo (BN) no fue considerado en

el análisis estadístico, y sólo se utilizó como valor referencial para evidenciar el estatus de los

suelos sometidos a los distintos tratamientos de labranza y compararlos con el suelo proveniente

de bosque, el cual no presenta manejo antrópico.

35

4. PRESENTACIÓN Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS

4.1 Evaluación de los parámetros generales.

4.1.1 Carbono de la biomasa microbiana. El contenido medio presentado por el C biomásico

(CBM) para los distintos tratamientos y rotación de cultivos estudiados presenta valores que

fluctúan entre 166,48 a 389,42 mg C kg-1, los cuales coinciden con los reportados por Balota et

al., (2003), quienes estudiaron suelos con labranza convencional y cero labranza, junto a una

rotación de cultivos. Los valores obtenidos en el presente estudio se encuentran dentro del rango

de 158 a 443 mg C kg-1, obtenido por Alvear et al., (2004) y Rouanet et al., (2003), en un suelo

del sur de Chile bajo labranza convencional y labranza de conservación, siendo estos inferiores a

los valores presentados por Rosas (2001) y Pankhurst et al., (2002), en suelos con distintos

sistemas de labranza y dentro de los cuales se incluía la labranza tradicional y la cero labranza.

Trasar-Cepeda et al., (2002), definen un rango de C biomásico normal entre 250 a 1500 mg

C kg-1 en suelos bajo distintos tipos de manejo, entre los cuales se encuentra el de uso agrícola.

Del mismo modo, Vidal et al., (1997), señalan que el rango de CBM en un suelo bajo cultivo de

cereal varía de 100 a 600 mg C kg-1, y en bosque puede exceder los 1500 mg C kg-1.

Canet et al., (2002), en suelos tratados con manejo convencional y orgánico, presentan

valores que se aproximan a los encontrados en esta investigación, los cuales están en un rango

más amplio que los obtenidos por Castillo (2002), fluctuando éstos últimos entre 167 a 349 mg

C kg-1 en suelos bajo manejo orgánico y convencional.

En el cuadro 2, se presenta el contenido de C biomásico para los muestreos efectuados en

los meses de abril y octubre, donde se observa que los valores más altos de CBM para cada

rotación están dados por el tratamiento CL, lo que concuerda con estudios realizados por Alvear

et al., (2004) y con lo planteado por Acevedo y Martínez (2003), respecto a que con la adopción

de los sistemas de labranza conservacionista aumenta el contenido de C del suelo y con ello el de

36

CBM. Los demás tratamientos presentan valores significativamente más bajos (p<0,05), producto

del grado de intervención que posee el suelo, explicando así, que el valor siguiente a CL sea el

tratamiento ML y posteriormente los sistemas convencionales LC-Q y LC+Q, poniendo de

manifiesto que la influencia sobre los valores de MOS y C del suelo es determinada

principalmente según el sistema de labranza utilizado, disminuyendo sus contenidos frente a la

intensidad de la misma (Acevedo y Martínez, 2003), siendo evidente el hecho de que con las

prácticas tradicionales de inversión de suelo, los niveles de biomasa microbiana declinen

progresivamente (Wick et al., 2002). Sin embargo, del mismo cuadro se desprende que el

tratamiento ML en conjunto a las rotaciones L/T, T/P1 (muestreo abril) y P1/P2 (muestreo octubre)

no presenta diferencias significativas (p>0,05) al tratamiento CL, aún cuando los valores

obtenidos para el CBM sean menores.

Cuadro 2. Variación estacional del contenido de C biomásico en los distintos tratamientos y rotación de cultivos

Carbono de la biomasa microbiana

CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de Cultivos

mg C kg -1 T/P1 194,15 fA 191,57 hA 170,25 hB 166,48 hB P1/P2 193,35 fA 184,44 iB 170,36 hC 162,92 hC P2/A 307,10 bA 290,48 bB 290,40 bB 290,39 bB A/L 272,01 dA 263,01 eB 259,07 dB 250,49 cC

Abril

L/T 240,78 eA 238,98 gA 189,55 gB 176,39 gB T/P1 286,93 cA 250,95 fB 235,79 eC 214,85 eD P1/P2 275,97 dA 274,43 dA 212,27 fC 232,48 dB P2/A 304,74 bA 294,70 bB 267,71 cC 208,77 fD A/L 310,56 bA 284,40 cB 260,83 dC 249,74 cD

Octubre

L/T 389,42 aA 359,82 aB 335,20 aC 319,81 aD Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

Los incrementos en la biomasa microbiana debido a los sistemas de labranza

conservacionistas por sobre la labranza convencional pueden ser atribuidos a muchos factores,

como por ejemplo a una mejor temperatura de la estrata superficial del suelo, mejor contenido de

humedad, mejor agregación de las partículas y un aumento del contenido de C del suelo producto

del manejo de los residuos (Vidal et al., 1997; Crovetto, 2002; Balota et al., 2003). La ausencia

37

de disturbios importantes al sistema edáfico, por parte de los sistemas conservacionistas, y en

especial del sistema de cero labranza proveen una fuente estable de C orgánico el cual puede

mantener las comunidades biológicas, en relación a los sistemas de labranza tradicional, donde

puede existir un incremento temporal de las actividades microbianas, producto de cada labor de

labranza, pero con la consiguiente pérdida de C por medio de la oxidación de la MOS y flujos de

CO2 a la atmósfera (Dominy y Haynes, 2002; Acevedo y Martínez, 2003; Balota et al., 2003).

De la figura 2, donde se presentan los niveles de CB para el mes de abril, se desprende que

los valores más altos para todas las rotaciones se presentan en el sistema CL, tratamiento que es

significativamente mayor (p<0,05) a los tratamientos de labranza convencional, sin embargo el

tratamiento ML en la rotación L/T y T/P1, aunque obtiene valores menores de CBM, presenta una

respuesta estadísticamente equivalente al tratamiento CL (p>0,05), constatando aún más el valor

que poseen las prácticas de labranza conservacionistas comparadas con las convencionales, sobre

las propiedades químicas, físicas y biológicas del suelo, lo que se traduce en una mayor biomasa

microbiana activa.

0

50

100

150

200

250

300

350

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

C b

iom

ásic

o (m

g C

Kg-1

)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 2. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre el C de la biomasa

microbiana de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

38

Se debe destacar que no existe una diferencia marcada entre los tratamientos LC-Q y

LC+Q, aun cuando en el último de ellos se aplica la quema de los residuos de la temporada

anterior, lo que debería contribuir negativamente a los valores de CBM, debido a la fuerte

alteración del hábitat de los microorganismos del suelo generado por la quema de residuos y la

inversión del suelo (Rosas, 2001). Sin embargo, Vidal y Troncoso (2003), señalan que la quema

de residuos no debiera afectar en forma negativa a las poblaciones de microorganismos del suelo,

ni las propiedades físicas del mismo, cuando se utilizan niveles correctos de residuos, lo que

explica que los valores entre ambos tratamientos sean cercanos.

La mayor interacción se logra en el cultivo avena-precultivo pradera de 2º año (P2/A) con

tratamiento CL, lo que da cuenta de una mayor estabilidad presentada por P2, comparada con los

demás cultivos; esto es debido a que existe un periodo de tiempo mayor (2 años), en el cual no se

realiza intervención al suelo, generándose un microambiente, lo que se traduce en una mayor

estabilidad para los microorganismos del suelo, y como consecuencia de esto, una mayor

actividad de los mismos, lo que acentúa sus procesos biológicos. Además se debe considerar que

el precultivo P2, por el hecho de ser una pradera mixta de trébol y ballica, la cual contiene

algunas especies residentes, posee una gran diversidad de microorganismos a nivel de la

rizósfera, la cual a su vez es muy densa, elevando de esta manera los niveles de CBM del suelo

(Moore et al., 2000; Johnson et al., 2003).

En la figura 3, se observan los valores de CBM para el mes de octubre. Se mantiene la

tendencia mostrada por este parámetro para el muestreo de abril. Los sistemas de labranza de

conservación (CL y ML) son los que presentan valores más elevados, seguidos de LC-Q y LC+Q.

Se obtuvieron niveles de CBM mayores para esta época (primavera) al compararla con el

muestreo de abril (otoño), lo que constata el efecto estacional sobre los niveles de CBM. Esto

puede deberse a causas ambientales, principalmente a las temperaturas más benignas (Anexos 1 y

2) y a un contenido de humedad del suelo más propicio para la actividad de los microorganismos

en la época primaveral (García-Álvarez e Ibáñez, 1994) (Anexo 8). Por otra parte, en este periodo

existe un desarrollo activo de los cultivos, generándose una mayor actividad rizosférica, puesto

que la raíz realiza sus procesos de solubilización y absorción de nutrientes (Johnson et al., 2003).

39

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

C b

iom

ásic

o (m

g C

Kg

-1)

CL

ML

LC-Q

LC+Q

Figura 3. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre el C de la biomasa

microbiana de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

En lo que respecta al tipo de rotación, se aprecia que el valor más alto de CBM se obtuvo

en el cultivo trigo–precultivo lupino (L/T) con tratamiento CL, situación que pudiera explicarse

debido a que el trigo es un cereal altamente extractante de nutrientes, por tanto, la actividad de su

rizósfera debe ser alta para alcanzar sus requerimientos. Se debe considerar también la

contribución de los residuos aportados por el precultivo lupino (L), los cuales poseen una baja

relación C:N (García de Cortázar, 2003), un bajo contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina

comparado con los residuos provenientes de cereales (Mera, 20043), lo que hace que se

descompongan más rápidamente; liberando nutrientes y aumentando la mineralización de N

(Andersen, 1999; Jensen y Magid, 1999). Además el lupino fija N2 atmosférico por medio de

bacterias del género Rhizobium y Bradyrhizobium, el cual puede ser aprovechado por el cultivo

siguiente (Mayer et al., 2003; Mera y Rouanet, 2003). El lupino también posee característica de

exudar a nivel radical algunos ácidos carboxílicos de cadena corta que pueden eventualmente

mejorar la disponibilidad del P (Mera y Rouanet, 2003).

3 Mera, M. 2004. Comunicación personal. C.R.I. INIA Carillanca. Temuco, Chile.

40

En relación a la variación estacional, Los contenidos de CBM se presentan mayores para el

muestreo realizado en primavera (octubre), sin embargo, existen interacciones tratamientos-

rotación que no presentan diferencias significativas para las dos épocas de muestreo. Las

fluctuaciones temporales en el CBM deben ser explicadas entonces, como resultado de la

variación en el contenido de humedad, de temperatura, estado fenológico del cultivo y

disponibilidad de los sustratos (García-Álvarez e Ibáñez, 1994; Moore et al., 2000).

4.1.2 Nitrógeno de la biomasa microbiana. Los valores promedios de N biomásico (NBM) en

los distintos tratamientos y rotación estudiadas se pueden apreciar en el cuadro 3, y presentan un

rango entre 19,50 y 57,17 mg N kg-1. Existen diversas investigaciones hechas en distintas

condiciones y tipos de suelos, las cuales reportan valores de N de la biomasa microbiana entre 1,8

a 133 mg N kg-1 (Joergensen, 1996; Gil-Sotres, 1997), indicando una amplia variabilidad de

resultados. Esto pone de manifiesto que aunque los valores de esta investigación sean

relativamente bajos, se ajustan a los resultados normales indicados en la literatura. De esta

manera, los valores obtenidos a partir de esta experiencia son menores a los informados por

Leirós et al., (2000), sin embargo se presentan ostensiblemente mayores a los obtenidos por

Balota et al., (2003) quienes en un Oxisol brasileño, manejado bajo un sistema de cero labranza,

labranza convencional y una rotación de cultivos, obtuvieron un rango entre 8,4 y 33,6 mg N kg-

1. Los datos conseguidos en esta investigación son también menores a los que obtuvo Alvear et

al., (2004) y Rouanet et al., (2003), los que se encuentran entre 53,8 a 88 mg N kg-1 en estudios

de suelos del sur de Chile sometidos a manejos de cero labranza y labranza tradicional. Del

mismo modo, los resultados que se presentan en este estudio son menores a los reportados por

Rosas (2001) y Castillo (2002), en suelos de la IX Región bajo distintos manejos agrícolas.

En el cuadro 3, se presenta el contenido de NBM para las 2 épocas de muestreo (abril y

octubre). Se observa que los valores más altos de NBM para cada rotación se encuentran en el

tratamiento CL, siendo los resultados, similares a los obtenidos por Vidal et al., (1997), Alvear et

al., (2004) y Balota et al., (2003). Del mismo cuadro se desprende, que los contenidos de NBM

guardan un comportamiento similar a los valores de C biomásico (Vidal et al., 1997) es decir, el

grado de intervención realizada al suelo, producto de los sistemas de labranza aplicados en su

41

perfil, condicionan las actividades biológicas del sistema edáfico, viéndose claramente, que los

tratamientos conservacionistas CL y ML son significativamente superiores (p<0,05) a los

tratamientos LC-Q y LC+Q, sin embargo existen algunas interacciones que no presentan

diferencias estadísticas significativas (p>0,05) frente al tratamiento CL. Por ejemplo, los

tratamiento ML y LC-Q, junto a la rotación P2/A, en el muestreo de abril, y el tratamiento ML

junto a la rotación T/P1 en el muestreo efectuado en octubre presentan esta característica, las que

concuerdan con las descritas por Rouanet et al., (2003), quienes describen que existe una mínima

variación entre los valores de C y N de la biomasa microbiana en suelos con distintos sistemas de

labranza y con cultivos en rotación.

Cuadro 3. Variación estacional del contenido de N biomásico en los distintos tratamientos y

rotación de cultivos

Nitrógeno de la biomasa microbiana CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de

Cultivos mg N kg -1

T/P1 38,35 eA 32,19 dB 26,59 bC 20,24 deD P1/P2 35,94 eA 28,25 dB 27,33 bB 20,78 cdeCP2/A 46,07 dA 45,49 bA 42,23 aA 32,28 bB A/L 49,85 bcdA 43,56 bB 29,63 bC 19,50 eD

Abril

L/T 57,17 aA 52,33 aB 30,51 bC 23,07 cdeDT/P1 54,26 abcA 53,68 aA 45,29 aB 25,19 cC P1/P2 49,70 bcdA 47,13 bAB 43,12 aB 20,39 deC P2/A 53,21 abcA 38,23 cB 26,24 bC 21,51 deD A/L 55,62 abA 43,78 bB 42,25 aB 24,34 cdeC

Octubre

L/T 49,13 cdA 46,47 bB 46,16 aB 41,39 aC Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

En la figura 4, se pueden apreciar los valores de NBM para el muestreo de abril, donde

todas las rotaciones de cultivos presentan sus valores más altos en el sistema de labranza CL,

resultando significativamente diferente del resto de los tratamientos (p<0,05). Los valores que le

siguen corresponden al tratamiento ML, existiendo unas interacciones dadas por los tratamientos

ML, rotación P2/A y por LC-Q y P2/A que resultan ser no significativas (p>0,05) al tratamiento

CL. Los tratamientos LC-Q y LC+Q son los que obtienen los valores más bajos de NBM, lo que

concuerda con lo reportado por Dick et al., (1996); Alvear et al., (2004) y Ekenler y Tabatabai

42

(2003), quienes señalan una mayor población microbiana en los sistemas de labranza

conservacionistas por sobre los sistemas de inversión del suelo.

Es importante tener en cuenta que para este muestreo, los tratamientos LC-Q y LC+Q,

fueron significativamente diferentes (p<0,05) en todas las rotaciones realizadas, lo que puede

indicar el valor que posee la incorporación de los residuos de cosecha por sobre la práctica de

quemar el rastrojo, ya que con la práctica de incorporar el rastrojo, estamos contribuyendo a la

fertilidad biológica del suelo y al mismo tiempo, estos residuos estarán actuando como fuente

potencial de reciclaje de nutrientes (Rouanet et al., 2003).

0

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70

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

N b

iom

ásic

o (m

g N

Kg-1

)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 4. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre el N de la biomasa

microbiana de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

La mayor interacción tratamiento rotación se logra en el tratamiento CL junto al cultivo

trigo-precultivo lupino (L/T), lo que puede explicarse debido a la adecuada combinación entre el

sistema de labranza y el manejo de residuos proveniente del precultivo lupino, el cual posee una

relación C/N baja comparada a la de los cereales (García de Cortázar, 2003), y al ser manejado de

manera correcta determina una mayor abundancia y diversidad de microorganismos relacionados

al ciclo del N, traduciéndose en un aporte de N para el suelo y para el cultivo que será establecido

43

(Mayer et al., 2003; Mera y Rouanet, 2003). Las otras interacciones poseen valores mucho más

bajos, pero guardan la tendencia de una mejor respuesta de los sistemas de labranza

conservacionistas por sobre los manejos de labranza convencionales.

La figura 5 presenta los valores del NBM para la segunda época de muestreo,

correspondiente al mes de octubre. Se observa de manera clara que los sistemas de labranza

conservacionistas (tratamientos CL y ML), son aquellos con niveles mayores de NBM, en

relación a los valores obtenidos por los sistemas LC-Q y LC+Q, lo que concuerda con lo

reportado por Rosas (2001) y Castillo (2002). Sin embargo, todos los valores dentro del mismo

tratamiento CL se presentan bastante homogéneos, característica que no se observó en el

muestreo realizado en el mes de abril. Esta situación puede ser explicada principalmente, debido

a las condiciones climáticas más favorables para el accionar de los microorganismos del suelo

(Anexos 1 y 2), y con ello un aumento en su población y actividad, la que inclusive puede llegar a

igualar los niveles de microorganismos aún cuando difieran en el sistema de labranza utilizado.

Así por ejemplo, las interacción entre el tratamiento ML y la rotación P1/P2 y T/P1, se presentan

no significativas (p>0,05) frente al tratamiento CL.

0

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70

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

N b

iom

ásic

o (m

g N

Kg-1

)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 5. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre el N de la biomasa

microbiana de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

44

Los tratamientos LC-Q y LC+Q son todos significativamente distintos (p<0,05), siguiendo

la misma tendencia registrada para el muestreo anterior, sin embargo, se debe resaltar que el

tratamiento LC-Q, presenta valores no significativos al compararlo al tratamiento ML, lo que

refuerza la idea que los microorganismo del suelo son capaces de ajustarse muy rápidamente a las

nuevas condiciones del medio para seguir realizando sus diversos procesos (Šimek et al., 1999;

García et al., 2002; Nielsen y Winding, 2002)

Se debe hacer notar la importancia que adquiere la rotación de cultivos en los niveles de

NBM, siendo relevante el hecho de utilizar los residuos del cultivo anterior, ya que de esta

manera estamos aportando materia orgánica al suelo. Este material vegetal (rastrojo) sirve como

fuente de C y N para los microorganismos, por consiguiente, con la adición de residuos al suelo

se estimulan los procesos de mineralización e inmovilización, el cual es realizado por la biomasa

microbiana del suelo y que afecta la dinámica del C y del N (Mueller et al., 1998; Andersen,

1999; Jensen y Magid, 1999; Garnier et al., 2003).

En este estudio, la respuesta en los valores de N biomásico, atribuibles a la rotación,

resultaron ser muy homogéneos. La importancia que presenta el precultivo, se debe a los residuos

que permanecen presentes en el suelo en los sistemas sin quema y en los sistemas

conservacionistas, mejorando las condiciones físicas, químicas y biológicas del suelo (Acevedo,

2003) y con ello los niveles de CBM y NBM del suelo (Jensen y Magid, 1999). La importancia

del cultivo presente, radica en la extracción de nutrientes que generan estos para realizar sus

procesos fisiológicos, lo que hace aumentar las actividades biológicas de los microorganismos

cuando estos requerimientos son altos o cuando los nutrientes son deficitarios.

Respecto a las variaciones estacionales, estas no se presentan muy marcadas entre las

distintas épocas de muestreo, obteniéndose en general, mayores valores en la época primaveral

por sobre la época de otoño, lo que concuerda con los resultados obtenido por Rosas (2001), aún

cuando existen algunas interacciones que se presentan muy estrechas e incluso favorables para el

muestreo de abril, en las cuales no existen diferencias significativas entre las épocas (p>0,05).

45

4.1.3 Relación C/N biomásico. Este índice describe la estructura y el estado de la comunidad

microbiana, indicando una proporción relativa entre los niveles de bacterias y hongos presentes

en el suelo y que componen la biomasa microbiana (Moore et al., 2000; Balota et al., 2003). Los

resultados obtenidos en este estudio, presentan valores de CBM/NBM entre 4,2 y 12,8 para el

muestreo realizado en abril. Para el mes de noviembre las fluctuaciones en el índice CBM/NBM

alcanzaron valores entre 4,6 y 11,4. El valor promedio de CBM/NBM de todos los sitios

evaluados en las 2 épocas de muestreo fue de 7,0. Este valor se encuentra dentro del rango

reportados por Anderson y Domsch, (1980); Leirós et al., (2000) y Rouanet et al., (2003). Sin

embargo, son levemente inferiores a los descritos por Turner et al., (2002), en un estudio con

suelos ingleses sometidos a praderas permanentes. A su vez, Balota et al., (2003), presenta

valores un tanto mayores, obteniendo índices de 6,3 a 12 en suelos bajo labranza convencional y

a relaciones CBM/NBM entre 6,7 y 13,5 en suelos sometidos a cero labranza.

Estudios locales, realizados en suelos Ultisoles de la IX Región, bajo labranza tradicional y

cero labranza, presentan una relación CBM/NBM entre 4,3 y 4,9 en los cultivos de lupino y trigo

(Barrientos et al., 2003). A su vez, Alvear et al., (2004), presentan fluctuaciones en los valores de

este índice entre 2,8 y 5,8 para las estaciones de verano e invierno.

Los valores de CBM/NBM obtenidos en este estudio estarían evidenciando una mayor

proporción de hongos que bacterias contenidos en la biomasa de las comunidades microbianas en

los suelos (Anderson y Domsch, 1980; Leirós et al., 2000; Moore et al., 2000; Alvear et al.,

2004; Balota et al., 2003). Estos resultados difieren con los reportados por Barrientos et al.,

(2003); sin embargo, la relación C/N biomásico, es muy variable, debido a la dinámica de los

microorganismos, e influyen en sus valores las propiedades del suelo, como son por ejemplo el

contenido de humedad, textura, pH, y las relaciones C microbiano/C orgánico, N microbiano/ N

total entre otras (Moore et al., 2000).

46

4.1.4 Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato. Los valores que presenta la Hidrólisis de la FDA

en esta investigación poseen un rango entre 29,03 y 73,64 µg F g -1h -1, el cual es superior a los

resultados descritos por Taylor et al., (2002), quienes en suelos de Estados Unidos bajo labranza

convencional y distintas rotaciones de cultivos, informan valores de 2 a 16 µg F g -1h -1. A su vez,

Bandick y Dick (1999), reportan valores de 25,3 y 32,6 µg F g -1h -1, en suelos bajo distintas

cargas y utilización de residuos.

A nivel nacional, investigaciones realizadas por Castillo et al., (2002), dan cuenta de un

rango de 15,5 a 37,2 µg F g -1h -1 en un suelo transicional manejado bajo pradera orgánica y

convencional. Pérez (2001), en suelos bajo distinto grado de intervención agrícola presenta una

fluctuación de 15,5 a 74,5 µg F g -1h -1, lo que concuerda con lo obtenido en este estudio. Por su

parte, Morales et al., (2002), en un suelo de la IX Región sometido a labranza convencional y

cero labranza, presenta valores entre 18,6 y 38,9 µg F g -1h -1, los cuales están bastante por debajo

de los obtenidos en este trabajo.

En el cuadro 4, se presentan las variaciones estacionales obtenidas para la Hidrólisis de la

FDA en los 2 muestreos realizados durante el período del ensayo. Se aprecia, de forma general,

que los mayores valores para esta actividad se encuentran en el tratamiento CL, el cual es

significativamente diferente (p<0,05) a los tratamientos LC-Q y LC+Q. Sin embargo, existen

algunas interacciones que no poseen el mismo comportamiento. Las interacciones pertenecientes

al tratamiento ML, son las que le siguen en actividad al tratamiento CL. Posteriormente, con

valores menores, aunque no muy distantes de los tratamientos conservacionistas, se presentan los

sistemas de labranza convencional sin quema y con quema.

Los resultados obtenidos para esta actividad, son predecibles, en el sentido de que este

parámetro evaluado da cuenta de la actividad global de los microorganismos del suelo, siendo un

indicador de la biomasa activa del mismo (Adam y Duncan, 2001), el cual se correlaciona

fuertemente con el C de la biomasa microbiana (Bandick y Dick, 1999). De esta manera, se

confirma el hecho de que en los sistemas de conservación de suelo, como lo son la cero labranza

(CL) y la mínima labor (ML), existen mejores condiciones ambientales que en los sistemas de

47

labranza convencional, traduciéndose esto en una mayor población microbiana activa, la cual

contribuye a aumentar la fertilidad biológica del suelo (Moore et al., 2000; Alvear et al., 2004;

Rouanet et al., 2003).

Cuadro 4. Variación estacional del contenido de N biomásico en los distintos tratamientos y

rotación de cultivos

Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de

Cultivos µg F g –1h -1

T/P1 46,18 cdA 40,98 bB 38,83 dB 36,302 dB P1/P2 43,45 dA 39,70 bA 39,34 dA 35,30 dA P2/A 52,72 cA 41,29 bB 36,86 dBC 29,03 eD A/L 48,00 cdA 40,11 bB 37,96 dB 36,403 dB

Abril

L/T 48,31 cdA 46,45 bAB 44,80 cAB 40,059 cB T/P1 66,96 bA 60,80 aB 57,89 aC 54,43 aD P1/P2 67,87 abA 59,75 aB 54,34 abC 49,65 bD P2/A 73,64 aA 64,29 aB 48,86 cC 41,25 cD A/L 71,04 abA 59,86 aB 49,96 bcC 48,43 bC

Octubre

L/T 72,45 abA 66,45 aB 55,90 bC 49,28 bD Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

En la figura 6 se presentan los valores de la Hidrólisis de la FDA para el muestreo realizado

en el mes de abril. Se observa que en todas las rotaciones de cultivos la actividad más alta se

encuentra en el tratamiento CL. Sin embargo, en la rotación P1/P2, todos los tratamientos son

significativamente iguales (p>0,05), aunque numéricamente son bastante distintos. Esto se debe a

la gran dispersión de datos que se obtuvo para esta rotación. Para las demás rotaciones se

obtienen valores esperables, donde las máximas actividades están dadas en los sistemas de

conservación por sobre los de inversión de suelo.

Se debe considerar el efecto causado que presenta el periodo de 2 años de pradera sobre los

microorganismos del suelo, ya que para todos los sistemas de labranza el suelo se ha mantenido

sin disturbios, lo que genera una gran diversidad a nivel de la rizósfera (Johnson et al., 2003),

traduciéndose en un ambiente propicio para el aumento de las actividades microbianas (Balota et

al., 2003). Este aspecto se ve reflejado muy bien al observar que la Hidrólisis de la FDA del

cultivo que sigue a P1/P2, es decir avena, presenta valores mayores que T/P1 y P1/P2.

48

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70

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

Act

. FD

A (µ

g F

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 6. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre Hidrólisis de la

Fluoresceína diacetato de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

Otro aspecto a considerar como beneficioso, reside en el aumento de la fertilidad natural de

los suelos por efecto de incluir praderas con leguminosas dentro de sus rotaciones (Mera y

Rouanet, 2003). Esta mejora en la fertilidad del suelo también se ve reflejada en las comunidades

biológicas del suelo, ya que con la mayor disponibilidad de sustratos, se verán favorecidos sus

diversos procesos, traduciéndose en una mayor actividad o un mayor crecimiento de la

comunidad microbiana del suelo puesto que los microorganismos participan como reserva lábil

de nutrientes (Wick, 1997¸ Nielsen y Winding, 2002; Balota et al., 2003).

Cabe destacar que los valores de actividad de los sistemas convencionales (LC-Q y LC+Q),

se presentan bastante cercanos al sistema ML, no presentando diferencias significativas

(p>0,005). Esta situación pudiera deberse a un aumento momentáneo de la población microbiana

del suelo y de su actividad cuando se realizan las labores de inversión de suelo y de quema de

residuos, pues con esta intervención realizada al suelo se pueden activar algunos

microorganismos que hasta ese momento se encontraban en fase estacionaria o de latencia, y que

producto de este estímulo se activen (Rosas, 2001; Alvear et al., 2004), sin embargo este aumento

49

en la actividad de los microorganismos es sólo pasajero, volviendo el pool biológico del suelo a

estabilizarse (Rosas, 2001).

En la figura 7 se observa la actividad de la Hidrólisis de la FDA para el muestreo realizado

en el mes de octubre. Para este período se presentan diferencias más marcadas entre los distintos

tratamientos de labranza. Esto puede deberse a que en los sistemas de conservación existe un

microambiente más favorable, una mejor humedad y aireación del suelo y disponibilidad de

sustratos, puesto que los parámetros físicos se ven beneficiados por éstos sistemas y por el uso de

residuos (Crovetto, 1999; Uribe y Rouanet, 2002; Acevedo y Martínez, 2003) para el desarrollo

de los microorganismos y de sus actividades en comparación a los sistemas con inversión del

suelo, lo que genera que en estos últimos sistemas (de inversión) no se presente un aumento

explosivo del número y de las actividades de los microorganismos edáficos.

0

10

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80

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotacion de cultivos

Act

. FD

A (

µg F

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 7. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre Hidrólisis de la

Fluoresceína diacetato de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm

Se debe hacer notar que continúa la tendencia observada para el muestreo anterior, siendo el

tratamiento CL el que presenta las actividades más altas, presentando diferencias significativas

(p<0,05) al resto de los tratamientos. Le sigue el tratamiento ML, que al igual que el tratamiento

50

CL, presenta diferencias significativas (p<0,05) a los tratamientos de labranza con inversión de

suelo. Los tratamientos LC-Q y LC+Q también presentan diferencias estadísticas entre ellos,

siendo mayor los valores de las interacciones que corresponden al tratamiento LC-Q, poniendo de

manifiesto el valor y las ventajas del manejo de residuos en los sistemas agrícolas.

Referente a la estacionalidad de la actividad, se puede apreciar que existen cambios muy

evidentes en la dinámica de los microorganismos del suelo en las dos estaciones de muestreo,

siendo mayores los valores obtenidos en el segundo muestreo. Esto se debe a que en la época

invernal decaen la mayoría de las actividades microbianas del suelo debido a las bajas

temperaturas ambiental y del suelo (Anexo 1 y 2) y una saturación de los poros del suelo debido a

las precipitaciones ocurrentes en el período. En el segundo muestreo existe una mayor

bioactividad edáfica debido a la presencia de un medio más propicio para realizar sus actividades.

Hay una mejor relación temperatura-humedad. Además, se debe tener en cuenta el rol activo que

juegan los diversos cultivos dentro de las distintas rotaciones, pues en esta época requieren de

muchas fuentes de nutritivas para poder desarrollar sus actividades fisiológicas, lo que trae como

consecuencia un aumento de la actividad rizosférica para la solubilización de nutrientes.

4.1.5 Amonificación de arginina. Los valores correspondientes a las épocas de muestreo se

observan en el cuadro 5, presentando fluctuaciones entre 11,47 y 43,17 µg N-NH4+ g-1h-1. Estos

valores son muy superiores a la media 11,09 µg N-NH4+ g-1h-1, reportada por Gil Sotres (1997) en

suelos gallegos. Actualmente, existen pocos trabajos referidos a este parámetro. Trasar-Cepeda et

al., (2002), obtuvieron niveles entre 5,2 y 17 µg N-NH4+ g-1h-1 para suelos de distinto uso, entre

ellos el uso agrícola, asimismo Leirós et al., (2000), presentan rangos entre 1,8 y 26 µg N-NH4+

g-1h-1. Los altos niveles de amonificación que se encuentran en este estudio comparados a los que

describe la literatura, pueden deberse a los mayores contenidos de materia orgánica que poseen

los suelos del sur de Chile donde se han llevado a cabo las mediciones, lo que concuerda con lo

descrito por Haynes y Tregurtha (1999), quienes señalan que se espera una mayor amonificación

en suelos con mayor contenido de MOS.

51

Los valores determinados en suelos del sur de Chile poseen fluctuaciones muy amplias.

Curaqueo et al., (2002), reportan valores entre 2,75 y 15,76 µg de N-NH4+ g-1h-1 en suelos bajo

distintos sistemas de labranza. Por su parte, Castillo (2002), señala que en suelos bajo manejo

orgánico y convencional existe un rango entre 2,5 y 46,6 µg de N-NH4+ g-1h-1, lo que concuerda

con los valores obtenidos en este estudio.

Cuadro 5. Variación estacional de la Amonificación de arginina en los distintos tratamientos y rotación de cultivos.

Amonificación de arginina

CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de Cultivos

µg N-NH4+ g -1h -1

T/P1 27,18 cA 27,15 cA 24,71 bB 24,19 bB P1/P2 35,18 bA 34,90 bA 26,45 bB 22,44 bC P2/A 43,18 aA 38,72 aB 30,88 aC 29,08 aD A/L 33,36 bA 20,72 deB 11,47 gC 10,64 fC

Abril

L/T 37,90 abA 18,69 efB 18,56 cdB 17,79 cB T/P1 18,75 dA 16,57 fgA 13,70 efB 12,48 efB P1/P2 16,82 dA 14,90 gA 14,47 efA 14,07 deA P2/A 27,15 cA 22,15 dAB 20,31 cAB 15,06 dB A/L 19,59 dA 16,69 fgAB 15,63 deB 15,47 cdB

Octubre

L/T 22,25 cdA 15,89 fgB 15,39 defB 13,29 deC Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

En la figura 8 se presentan los niveles de amonificación de arginina para el muestreo

realizado en abril. Se aprecia que existe una respuesta positiva frente al empleo de los sistemas de

labranza CL y ML, lo que corrobora lo propuesto por Nannipieri et al., (2003) quien relaciona la

tasa de amonificación con la biomasa microbiana. Los mayores valores se presentan en el

tratamiento CL en todas las rotaciones, seguido del tratamiento ML y posteriormente los sistemas

LC-Q y LC+Q. Los menores valores de amonificación en los sistemas de labranza con inversión

de suelo, pueden ser probablemente, producto de un menor número de microorganismos,

encontrándose en la mayoría de las interacciones, diferencias significativas (p<0,05) entre los

sistemas conservacionistas y tradicionales. Sin embargo puede existir un aumento temporal de la

actividad de los microorganismos que se traduzca en una mayor tasa de amonificación producto

de la inversión del suelo pues con esta labor, se provoca aireación lo cual puede contribuir a

oxidar la MOS, aumentando las actividades de los microorganismos (Rosas, 2001).

52

0

5

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T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de Cultivos

Am

onifi

caci

ón d

e A

rgin

ina

(µg

NH 4

+ g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 8. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la Amonificación de

arginina de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

Las diferencias entre cada tratamiento en los distintos cultivos no es tan marcada, a

excepción de los tratamientos CL en las rotaciones A/L y L/T. El resto de los cultivos, presenta

niveles muy similares. Los valores obtenidos para todos los tratamientos de labranza en la

rotación T/P1 se presentan muy homogéneos, pero siguen guardando diferencias significativas

(p<0,05) entre sistemas tradicionales y conservacionistas.

De la misma figura, se pone de manifiesto que los sistemas conservacionistas permiten que

se amonifique una mayor cantidad de N en el suelo, reflejando que esta práctica de labranza

contribuye a sostener una biomasa microbiana edáfica bastante estable y diversificada, situación

que se ve beneficiada con la presencia de los residuos de la cosecha de la temporada anterior

(Curaqueo et al., 2002).

En la figura 9, se observan los valores de amonificación para el muestreo, correspondiente a

octubre. En la figura se aprecia que se conserva la tendencia a una mayor amonificación por parte

de los microorganismos edáficos en los sistemas de labranza de conservación por sobre los

sistemas tradicionales de labranza con inversión de suelo. Nuevamente el tratamiento CL

53

presenta un predominio frente a los demás tratamientos, aunque esta vez, la diferencia entre

tratamientos es menos notoria. Se observan diferencias significativas (p<0,05) entre CL, LC-Q y

LC+Q, aunque existen tratamientos que se presentan estadísticamente equivalentes, como es el

caso de los tratamientos CL, ML, LC-Q y LC+Q en la rotación P1/P2.

0

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35

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/TRotacion de Cultivos

Am

onifi

caci

ón d

e A

rgin

ina

(µg

NH 4

+ g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 9. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la Amonificación de

arginina de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

En lo que respecta a la estacionalidad de la actividad, se debe resaltar que los valores de

amonificación que presenta el primer muestreo, efectuado en la época de otoño, contiene valores

mucho más altos que los análisis efectuados en la estación primaveral, lo que contrasta con los

valores de amonificación obtenido por Castillo (2002). Esto puede deberse a que podría existir

inmovilización de C y N por parte de los microorganismos debido a que en esta época ya no

quedan fuentes de C o N provenientes de los residuos, ya que estos se han descompuesto

(Andersen, 1999; Jensen y Magid, 1999). Sumado a esto, otro aspecto a considerar son las

condiciones climáticas imperantes durante la época de muestreo, ya que la excesiva humedad de

los suelos (Anexo 3), producto de una alta pluviosidad en esta época, puede haber incidido, no en

una menor cantidad de microorganismos, sino en una menor actividad de estos dentro del perfil

del suelo.

54

4.2 Evaluación de los parámetros específicos.

4.2.1 Actividad enzimática β-glucosidasa. Los valores obtenidos para esta actividad enzimática

poseen una variación que va desde 1,15 a 2,05 µmoles PNF g–1h-1, presentándose dentro del

rango 0,20 y 3,78 µmoles PNF g–1h–1, reportado en diversos suelos agrícolas (Eivazi y Tabatabai,

1988; García-Alvarez e Ibáñez, 1994; Curci et al., 1997). Los niveles de actividad enzimática

emanados de esta investigación son similares a los obtenidos por Bandick y Dick (1999), quienes

reportan valores entre 0,29 y 2,11 µmoles PNF g–1h–1, sin embargo, están muy por debajo a lo

descrito por Gil-Sotres (1997), quien en suelos gallegos con bosque natural obtuvo un valor

medio de 8,42 µmoles PNF g–1h–1. Trasar-Cepeda et al., (2002), en suelos bajo distintos usos

agrícolas, obtuvieron valores entre 0,37 y 1,57 µmoles PNF g–1h–1. Turner et al., (2002), reportan

un rango entre 1,12 y 6,12 µmoles PNF g–1h–1 en suelos agrícolas dedicados a praderas.

El rango de la actividad β-glucosidasa obtenido en este estudio, presenta similitud al de

Rosas (2001), quien obtuvo valores que fluctúan entre 0,39 y 2,08 µmoles PNF g–1h–1, en suelos

sometidos a distintos sistemas de labranza. Alvear et al., (2004) y Rouanet et al., (2003), en

suelos de la IX Región sometidos a tratamientos de cero labranza y labranza convencional

reportan valores entre 0,41 y 2,08 µmoles PNF g–1h–1.

En el cuadro 6 se presentan los valores de la actividad β-glucosidasa para los muestreos

realizados en los meses de abril y octubre. Esta actividad enzimática juega un rol importante en el

ciclo del C, siendo relacionada con los niveles de C total y C biomásico del suelo (Gil-Sotres,

1997; Turner et al., 2002; Alvear et al., 2004), lo que concuerda con los resultados obtenidos en

este estudio, donde se aprecia que los valores más altos de actividad enzimática para cada

rotación de cultivos están dados por el tratamiento CL, seguido por los tratamientos ML, LC-Q y

LC+Q. Esto coincide con lo descrito por varios autores, entre ellos Bandick y Dick (1999), Salam

et al., (1999) y Saviozzi et al., (2001), quienes señalan que existe una mayor actividad

β-glucosidasa en sistemas agrícolas menos intensivos, como lo son los sistemas de labranza

conservacionistas.

55

Cuadro 6. Variación estacional de la actividad enzimática β-glucosidasa en los distintos tratamientos y rotación de cultivos.

Actividad β-glucosidasa

CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de Cultivos

µmoles PNF g –1 h -1 T/P1 1,72 cdA 1,48 cB 1,45 bcdB 1,43 bB P1/P2 1,28 fA 1,19 eA 1,15 efA 1,12 eA P2/A 1,58 eA 1,43 cdB 1,17 efC 1,08 eC A/L 1,40 fA 1,35 dA 1,14 fB 1,04 eB

Abril

L/T 1,64 deA 1,44 cdB 1,32 deBC 1,34 bcC T/P1 1,94 abA 1,92 aA 1,62 bB 1,26 cdC P1/P2 2,05 aA 1,67 bB 1,43 cdC 1,15 deD P2/A 1,83 bcA 1,64 bB 1,54 bcC 1,42 bD A/L 1,74 cdA 1,63 bB 1,38 cdC 1,35 bcC

Octubre

L/T 2,00 aA 1,85 aB 1,82 aB 1,63 aC Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

En la figura 10 se presentan los valores de actividad β-glucosidasa obtenidos a partir del

muestreo efectuado en el mes de abril. Se observa que el tratamiento CL es significativamente

distinto (p<0,05) a los tratamientos de labranza convencional (LC-Q y LC+Q) para todas las

rotaciones estudiadas (Bandik y Dick, 1999). La excepción la registra la secuencia pradera de

segundo año-precultivo pradera de 1 año (P1/P2), en la cual, no se presentan diferencias

significativas (p>0,05) entre los distintos tratamientos de labranza. A continuación, los valores

que le siguen corresponden al tratamiento ML, el que presenta valores numéricos más altos que

los sistemas de labranza tradicional, aunque algunas interacciones no presentan significancias

estadísticas (p>0,05). Los resultados obtenidos son opuestos a los descritos por Rosas (2001),

quien en la época invernal, reporta mayores actividades en los tratamientos de labranza

convencional con quema, por sobre los sistemas de conservación, y atribuye estos resultados a

una interacción positiva entre la inversión del suelo y el manejo de quema de los residuos, dada

por la oxidación de la MOS y un rápida mineralización del C del suelo. Sin embargo Acevedo y

Martínez (2003), resaltan que los procesos de erosión y oxidación de la MOS, producidas por los

sistemas de inversión de suelo, disminuyen las capacidades biológicas y por consiguiente, las

capacidades productivas del sistema edáfico, por lo que se puede esperar una menor actividad

β-glucosidasa en dichos sistemas.

56

La mayor actividad para los sistemas conservacionistas, van en relación a los niveles de C

de la biomasa microbiana (Gil-Sotres, 1997), por cuanto la β-glucosidasa es sintetizada por los

microorganismos del suelo en respuesta a la presencia de sustratos adecuados (Turner et al.,

2002). El tratamiento CL, en el cual se dejan los residuos de cosecha sobre el suelo, aporta

sustratos carbonados como (celulosa y hemicelulosa) lo que aumenta la actividad enzimática de

la β-glucosidasa (Wick et al., 1998), lo que concuerda con Bandick y Dick, (1999).

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

2,00

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

Act

. β-g

luco

sida

sa (µ

mol

es d

e PN

F g

-1h-1

)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 10. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

β-glucosidasa de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

Se debe destacar que no existe una diferencia tan marcada entre los sistemas de labranza

LC-Q y LC+Q, presentándose casi en su totalidad sin diferencias significativas (p>0,05).

Situación similar acontece con los niveles de C biomásico, lo que evidencia la estrecha relación

entre estos 2 parámetros evaluados (Gil-Sotres, 1997; Alvear et al., 2004). La mayor interacción

para este muestreo se registra entre el tratamiento CL y rotación T/P1, mientras la interacción más

baja se presenta en la rotación lupino-precultivo avena (A/L) y tratamiento LC+Q.

57

En la figura 11 se presentan los niveles de actividad β-glucosidasa para el segundo

muestreo, efectuado en el mes de octubre. Se observa que los valores de actividad más altos se

logran en el tratamiento CL, el cual posee diferencias significativas (p<0,05) respecto a los demás

tratamientos. Solo el tratamiento ML en interacción con la rotación T/P1 presenta valores no

significativos al compararlo con el tratamiento CL. Los valores de actividad mas bajas se

presentan en la interacción entre el tratamiento LC+Q y la rotación T/P1.

En este muestreo se resalta aún más las diferencias entre los tratamientos de conservación y

los de labranza tradicional. Esto puede explicarse debido a las mejores condiciones ambientales

que se traducen en una mayor población microbiana. En la época primaveral, se registra el mayor

desarrollo vegetativo de los cultivos, con ello se generan altos requerimientos nutricionales para

realizar sus procesos fisiológicos y una alta demanda de energía por parte de los

microorganismos, y precisamente la actividad β-glucosidasa es una importante fuente de energía

para los microorganismos edáficos (Bandick y Dick 1999).

0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

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2,20

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Tratamientos

Act

. β-g

luco

sida

sa (µ

mol

es P

NF

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 11. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

β-glucosidasa de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

58

En relación a la estacionalidad de la actividad β-glucosidasa, los resultados obtenidos en

este estudio presentan una tendencia opuesta a lo que han obtenido Rosas (2001) y Alvear et al.,

(2004), quienes reportan una mayor actividad β-glucosidasa en la época invernal en los sistemas

tradicionales por sobre los sistemas de cero labranza. Sin embargo, los resultados desprendidos

de este estudio, a pesar de ser diferentes a los reportados por los autores antes mencionados, son

consistentes, puesto que la actividad β-glucosidasa es relacionada positivamente a los niveles de

C biomásico del suelo, concordando con los resultados de este estudio, en el cual los valores de C

biomásico son mayores en los sistemas de labranza conservacionistas frente a los sistemas

convencionales para ambas épocas de muestreo.

4.2.2 Actividad enzimática fosfatasa ácida. Los valores obtenidos para la actividad fosfatasa

ácida, presentan un rango entre 12,42 y 68,90 µmoles PNF g-1h-1. Los valores obtenidos se

presentan muy altos con respecto a los rangos referidos por diferentes autores (Dick, 1984; Dick

et al., 1988; Pérez-Sarmentero et al., 1994; Wick et al., 1998; Salam et al., 1999; Olander y

Vitousek, 2000; Izaguirre-Mayoral et al., 2002; Renella et al., 2002).

García et al., (2002), definen valores entre 11,3 y 56,2 µmoles PNF g-1h-1 para suelos áridos

degradados del sureste español, que anteriormente fueron dedicados a la agricultura; destacan los

valores de 127 µmoles PNF g-1h-1 para suelos naturales y de 425 µmoles PNF g-1h-1 para suelos

reforestados. Gil-Sotres, (1997) y Trasar-Cepeda et al., (2000), presentan valores entre 2,43 y

47,45 µmoles PNF g-1h-1, para suelos gallegos bajo diversos usos.

Los datos arrojados en este estudio, presentan una actividad fosfatasa mucho más alta que

las reportadas por varios autores para suelos del sur de Chile. Alvear et al., (2004) y Rouanet et

al., (2003), obtuvieron valores entre 2,7 y 6,1 µmoles PNF g-1h-1 para suelos bajo distintos

sistemas de labranza, entre los cuales se destacan la cero labranza y la labranza convencional.

Pérez (2001), presenta rangos que van desde 7,6 a 23,3 µmoles PNF g-1h-1 en suelos bajo distinto

grado de intervención agrícola. Castillo (2002), en suelos bajo manejo orgánico y convencional

informa valores entre 7,9 y 27,5 µmoles PNF g-1h-1.

59

Los altos valores de actividad fosfatasa generados a partir de este estudio, pueden explicarse

debido a que éstas enzimas poseen la habilidad de persistir en el suelo de forma activa durante

largos periodos de tiempo unidas a las sustancias húmicas y a las arcillas del suelo, las cuales son

abundantes y activas en suelos de origen volcánico Olander y Vitousek, (2000).

En el cuadro 7 se presentan los valores de la actividad fosfatasa para los muestreos

realizados en los meses de abril y octubre. Se observa, de forma general, que los valores más

altos de actividad fosfatasa se encuentran en el tratamiento cero labranza (CL), el que presenta

diferencias significativas (p<0,05) frente a los tratamientos labranza convencional sin quema

(LC-Q) y labranza convencional con quema (LC+Q). El tratamiento mínima labor (ML) sigue al

tratamiento CL, sin embargo, existen interacciones en los tratamientos ML, LC-Q y LC+Q que

son mayores o significativamente iguales (p>0,05) que el tratamiento CL. A su vez, los

tratamientos LC-Q y LC+Q no presentan diferencias marcadas, encontrando varias interacciones

no significativas (p>0,05) al comparar ambos tratamientos. El hecho de que el tratamiento LC+Q

no presente diferencias significativas con el tratamiento LC-Q puede deberse a que el efecto de la

quema aumenta el C inorgánico disponible en el suelo y con esto también aumenta la actividad

fosfatasa (Rosas, 2001).

Cuadro 7. Variación estacional de la Actividad fosfatasa ácida en los distintos tratamientos y rotación de cultivos.

Actividad fosfatasa ácida

CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de Cultivo

µmoles PNF g –1h-1 T/P1 21,32 cA 18,63 fB 16,87 cC 14,78 eD P1/P2 22,63 eA 21,00 efB 16,78 cC 16,69 dC P2/A 26,31 dA 22,77 deB 19,47 bcC 18,63 bC A/L 16,49 fB 19,43 fA 12,42 dD 14,48 eC

Abril

L/T 19,71 efA 20,36 efA 18,42 cB 18,17 bcB T/P1 58,62 bA 51,20 bB 18,05 cC 19,01 bC P1/P2 20,09 cA 19,90 efA 19,12 cA 18,23 bcA P2/A 57,27 bA 24,71 dB 23,28 bB 19,15 bC A/L 53,57 cA 47,73 cB 16,87 cC 16,84 cdC

Octubre

L/T 68,90 aA 64,00 aA 56,22 aB 30,20 aC Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

60

La tendencia mostrada por la actividad fosfatasa, guarda relación con los parámetros

generales estudiados (C y N de la biomasa microbiana, Amonificación de arginina e Hidrólisis de

la FDA). Los mayores valores presentados en los tratamientos CL y ML pueden ser debido a que

estos tratamientos poseen una mayor cantidad de C de la biomasa microbiana, ya que la actividad

fosfatasa se correlaciona positivamente con este parámetro y con la actividad global de los

microorganismos del suelo.

En la figura 12, se advierte que la actividad fosfatasa para el muestreo realizado en el mes

de abril presenta una tendencia poco clara, es decir no existe un tratamiento que predomine

dentro de cada rotación, como acontece con las demás actividades enzimáticas y parámetros

generales estudiados. Si bien es cierto, en las rotaciones P1/P2, P2/A y T/P1, impera el tratamiento

CL, el cual es significativamente distinto a los demás tratamientos (p<0,05), en las rotaciones

A/L y L/T los valores mayores los obtiene el tratamiento ML, el que también es

significativamente distinto a los otros tratamientos estudiados (p<0,05). Los tratamientos LC-Q y

LC+Q tienen valores muy similares, siendo no significativos (p>0,05) en las rotaciones P1/P2,

P2/A L/T. La interacción A/L y LC+Q presenta valores mayores que la interacción A/L y LC-Q.

0

5

10

15

20

25

30

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

Act

. fo

sfat

asa

(µm

oles

de

PNF

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 12. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

fosfatasa ácida de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

61

En la figura 13 se observa que la actividad fosfatasa para el segundo muestreo realizado en

el mes de octubre presenta los valores de actividad más altos en el tratamiento CL. Las

condiciones climáticas más favorables para la proliferación de microorganismos y enzimas

involucradas en el ciclo del P, hacen que el nivel de actividad enzimática difiera más

notoriamente entre los diferentes tratamientos de labranza estudiados. Los valores más altos se

obtienen a partir del tratamiento CL, el cual es significativamente diferente a los demás

tratamientos (p<0,05). Sin embargo se debe destacar la rotación P1/P2, la cual presenta todos los

tratamientos sin diferencias significativas (p>0,05) y con los valores de actividad más bajos para

todas las rotaciones estudiadas.

Los niveles que siguen al tratamiento CL, están dados por el tratamiento ML, el cual posee

una actividad fosfatasa muy cercana a CL, no existiendo diferencias significativas entre ambos

tratamientos (p>0,05) en las rotaciones P1/P2 y L/T. Por otra parte, El tratamiento ML, se

presenta no significativo con el tratamiento LC-Q en las rotaciones P1/P2, P2/A y con el

tratamiento LC+Q en la rotación P1/P2.

0

10

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30

40

50

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70

80

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Rotación de cultivos

Act

. fo

sfat

asa

(µm

oles

de

PNF

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 13. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

fosfatasa ácida de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

62

En este muestreo, hay interacciones rotación-tratamiento de labranza que presentan

diferencias muy marcadas, lo cual no acontece en ninguno de los demás parámetros evaluados.

Es bien sabido que en esta época (primavera) las actividades enzimáticas son mayores producto

de las mejores condiciones ambientales (García-Alvarez e Ibáñez, 1994), los requerimientos de

los cultivos y como factor clave el tipo de manejo de suelo, donde inciden de manera importante

el sistema de labranza elegido y el manejo de residuos, factores que contribuyen a potenciar o

reprimir las actividades enzimáticas de acuerdo al grado de intervención hecho al sistema

edáfico.

En relación a la estacionalidad de la actividad enzimática fosfatasa, se puede observar

claramente que el periodo de mayor actividad ocurre el la época primaveral, lo que concuerda

con lo descrito por Alvear et al., (2004). Esta mayor actividad de la fosfatasa es debido a las

temperaturas más altas (Anexo 1 y 2), existe una mejor relación humedad de suelo-temperatura

(Anexo 8), las necesidades nutricionales que debe cubrir el cultivo establecido son altas y porque

en esta época se manifiestan más claramente los efectos de la degradación de los residuos de

cosecha (Rosas, 2001), impulsando de esta manera los procesos de mineralización e

inmovilización, y solubilización de nutrientes dentro del perfil del suelo (Andersen, 1999; Jensen

y Magid, 1999; Johnson et al., 2003).

4.2.3 Actividad enzimática ureasa. Los valores obtenidos para la actividad ureasa, se

presentan en el cuadro 8. Se observa un rango entre 2,96 y 10,03 µmoles NH3 g-1h-1, el que

coincide con los resultados obtenidos por Dick (1984), quien reporta valores entre 9,7 y 14,7

µmoles NH3 g-1h-1, para suelos manejados bajo distintos sistemas de labranza y rotaciones de

cultivos. Bandick y Dick (1999), en un suelo bajo una rotación de cultivos y diversos manejos de

residuos, reportan valores entre 3,28 y 15,05 µmoles NH3 g-1h-1, similares a los de esta

investigación. Gil-Sotres, (1997) y Trasar-Cepeda et al., (2000), informan un rango obtenido

entre 3,17 y 49,78 µmoles NH3 g-1h-1en suelos del noroeste español.

Albiach et al., (1996), en suelos tratados bajo manejo convencional y orgánico, presentan

valores desde 0,48 a 9,33 µmoles NH3 g-1h-1, los que se encuentran muy cercanos a esta

63

investigación, presentándose levemente menores a los obtenidos por Pérez (2001), quien reporta

valores entre 2,4 y 16 µmoles NH3 g-1h-1 en suelos con manejo convencional y orgánico. Castillo

(2002), en suelos de la IX Región bajo el mismo manejo (orgánico y convencional) obtuvo un

rango entre 2,4 y 67,54 µmoles NH3 g-1h-1. Los valores obtenidos a partir de este estudio se

presentan menores a los de Rosas (2001) y Alvear et al., (2004), quienes reportan valores entre

4,9 y 26,8 µmoles NH3 g-1h-1 para suelos de la IX Región bajo distintos sistemas de labranza,

entre las cuales se encuentran la cero labranza y la labranza tradicional.

En el cuadro 8 se aprecia que se mantiene la tendencia existente en los demás parámetros

estudiados, vale decir, los sistemas de labranza conservacionista poseen los valores de actividad

enzimática ureasa más altos al compararlos con los sistemas de labranza tradicional (Dick, 1984;

Bandick y Dick, 1999), lo que concuerda con lo reportado por Alvear et al., (2004) y Rouanet et

al., (2003). Si bien la actividad ureasa presenta valores más altos en el tratamiento CL, los

tratamientos ML, LC-Q y LC+Q poseen un comportamiento muy cercano. El tratamiento ML,

sigue obteniendo valores mayores que los tratamientos LC-Q y LC+Q, sin embargo, existen

rotaciones en interacción con los tratamientos LC-Q y LC+Q que se presentan no significativos

(p>0,05) comparados a los tratamientos CL y ML.

Cuadro 8. Variación estacional de la Actividad ureasa en los distintos tratamientos y rotación de cultivos.

Actividad ureasa

CL ML LC-Q LC+Q Época Rotación de Cultivo

µmoles NH3 g -1h -1 T/P1 4,22 fA 3,91 eA 3,63 eA 3,69 fA P1/P2 7,06 bcA 5,14 cdB 4,75 bcBC 4,30 deC P2/A 6,37 cdA 5,48 cA 2,98 eB 2,96 gB A/L 5,49 deA 4,16 deB 3,80 deBC 3,11 gC

Abril

L/T 7,85 bA 7,08 bA 7,05 aA 5,33 bB T/P1 6,58 bcdA 5,43 cB 4,60 cdC 4,63 cdC P1/P2 9,95 aA 8,70 aB 6,43 aC 5,99 aD P2/A 10,03 aA 8,06 abB 5,07 bcC 5,09 bcC A/L 5,37 deA 5,04 cdA 5,02 bcA 4,00 efB

Octubre

L/T 6,29 cdA 5,99 cAB 5,47 bBC 5,08 bcC Cifras con letras minúsculas indican diferencias significativas entre rotaciones, y cifras con letras mayúsculas indican diferencias significativas entre sistemas de labranza según prueba de Tukey (p<0,05).

64

Los mayores valores de actividad enzimática se incrementan en los sistemas de

conservación de suelo por sobre los sistemas de inversión del mismo; esto se debe a una mayor

actividad biológica en las estratas superficiales del suelo (Dick, 1984), la que se ve favorecida

con la aplicación de residuos al suelo, los que se comportan como una fuente de sustratos y

nutrientes para los microorganismos (Bandick y Dick, 1999).

En la figura 14, se presentan los valores de actividad ureasa para el muestreo realizado en el

mes de abril. Se aprecia que el sistema de cero labranza (CL), presenta diferencias significativas

(p<0,05) frente a los sistemas de labranza convencional (LC-Q y LC+Q). Sin embargo, existen

interacciones rotación-tratamiento que no se comportan de esta manera; como es el caso de la

rotación establecimiento de pradera precultivo trigo (T/P1), ya que todos los tratamientos se

presentan no significativos (p>0,005). Se debe destacar también la rotación trigo precultivo

lupino (L/T), la que no presenta diferencias significativas en los tratamientos CL, ML, y LC-Q.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Tratamientos

Act

. ure

asa

(µm

oles

NH 3

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 14. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

ureasa de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo abril de 2002. Profundidad 0-10 cm.

65

El tratamiento LC+Q, sigue siendo aquel que presenta la menor actividad, aunque presenta

valores muy próximos al tratamiento LC-Q, esto puede explicarse debido a que la quema de

residuos genera condiciones favorables para la producción de enzimas como la ureasa, ejerciendo

un efecto temporal al aumentar la biomasa microbiana y sus actividades, producto de un

incremento rápido del pH y de la cantidad de nutrientes disponibles en el suelo (Rosas, 2001).

En relación al efecto de los cultivos sobre la actividad ureasa, se aprecia que las actividades

mayores se registran en la rotación L/T, situación que se puede explicar mediante la utilización

de los residuos del cultivo anterior, los que son utilizados como sustratos para los

microorganismos edáficos.

Los valores de la actividad enzimática ureasa para el muestreo efectuado en el mes de

octubre se aprecian en la figura 15. Los resultados obtenidos muestran que la actividad mayor se

encuentra en el tratamiento CL, siendo significativamente distinto (p<0,05) de los tratamientos

LC-Q y LC+Q. La interacción lupino-precultivo avena (A/L) y tratamiento LC-Q, a pesar de

presentar valores numéricos menores no es significativamente distinto (p>0,05) a los sistemas CL

y ML. Se debe destacar la gran diferencia que existe entre los tratamientos CL y ML al

compararlos con los tratamientos LC-Q y LC+Q en las rotaciones P1/P2 y P2/A, lo que concuerda

con Dick (1984), quien resalta que existe mayor actividad ureasa en los suelos por efecto de la

aplicación de sistemas de cero labranza en largos periodos de tiempo. Las demás rotaciones

presentan valores más homogéneos, pero siguen guardando la mayor actividad para los sistemas

de labranza conservacionista por sobre los sistemas tradicionales de labranza.

66

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

T/P1 P1/P2 P2/A A/L L/T

Tratamientos

Act

. ure

asa

(µm

oles

NH 3

g -1

h-1)

CLMLLC-QLC+Q

Figura 15. Efecto de distintos sistemas de labranza y precultivo sobre la actividad enzimática

ureasa de un suelo Transicional de la IX Región. Muestreo octubre de 2002. Profundidad 0-10 cm.

El efecto de las rotaciones sobre la actividad ureasa no es muy marcado para este parámetro

en esta época. No existe una tendencia global de una mayor actividad para un tipo de cultivo en

específico. Las mayores actividades se presentan en las rotaciones P1/P2 y P2/A, lo que contrasta

con lo ocurrido en la época invernal, donde el cultivo trigo era el que presentaba los niveles de

actividad más altos. Si bien es cierto, se podría esperar una mayor actividad ureasa para la

rotación L/T, puesto que el cereal es altamente extractante en N, P y K, esto no acontece. Esta

situación puede explicarse debido al aporte de N al suelo mediante la aplicación de fertilizantes,

lo que hace que las actividades enzimáticas y entre ellas, la ureasa se inactive y presente valores

más bajos (Dick et al., 1988).

En lo que respecta a la estacionalidad de la actividad, esta se presenta con valores mayores

en primavera que en invierno, lo que resulta opuesto a lo referido por Alvear et al., (2004), sin

embargo Maire et al., (1999) presenta valores similares de actividad ureasa a los reportados en

este estudio.

67

C Biomásico

N Biomásico Arginina B-glucosidasa Fosfatasa Ureasa FDA

C Biomásico N biomásico Arginina B-glucosidasa Fosfatasa Ureasa FDA

1,00 0,614*

1,00

-0,061*

0,192*

1,00

0,544*

0,708*

-0,083*

1,00

0,677*

0,566*

-0,096*

0,724*

1,00

0,257*

0,530*

0,072*

0,562*

0,297*

1,00

0,606*

0,649*

-0,235*

0,834*

0,745*

0,659*

1,00

4.3 Correlaciones entre los diversos parámetros biológicos evaluados

Existen numerosos autores (Bandick y Dick, 1999; Leirós et al., 2000; Moore et al., 2000;

Pérez, 2001; Taylor et al., 2002; Alvear et al., 2004) que informan correlaciones positivas entre

los diferentes parámetros biológicos del suelo. En el cuadro 9, se presentan las correlaciones

realizadas entre los diversos parámetros biológicos evaluados en este estudio.

Cuadro 9. Correlación de Pearson entre los distintos parámetros biológicos del suelo.

*La correlación es significativa al nivel 0,05 (bilateral). N=40.

Del cuadro 9 se desprende que las correlaciones existentes entre los diferentes parámetros

biológicos evaluados en esta investigación son relativamente bajas, comparadas con las

reportadas por Pérez (2001); Castillo (2002) y Alvear et al., (2004), en suelos del sur de Chile.

Sin embargo, de forma general se puede establecer que las relaciones entre los distintos

parámetros estudiados se encuentran dentro de los rangos descritos por algunos autores, entre

ellos Leirós et al., (2000); Trasar-Cepeda et al., (2000); Turner et al., (2002) y Ekenler y

Tabatabai, (2003).

El parámetro que correlaciona de mejor manera con las demás propiedades biológicas es

la Hidrólisis de la FDA, lo que concuerda con lo obtenido por Bandick y Dick, (1999), esto puede

68

ser debido a las condiciones ambientales favorables para la actividad de la población global de

los microorganismos del suelo, lo que puede avalarse observando las relaciones de éste parámetro

general con el C y N de la biomasa microbiana y los parámetros biológicos específicos dados por

las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa.

La amonificación de arginina presenta correlaciones negativas, aunque de valores muy

bajos con el C biomásico, FDA, y las enzimas β-glucosidasa y fosfatasa, lo que estaría indicando

que pudiera haber inmovilización de sustratos por parte los microorganismos del suelo. Sin

embargo, existen relaciones positivas entre las diversas actividades enzimáticas, lo que da cuenta

de una dependencia e importante rol de interacción entre los microorganismos del suelo referido

al ciclado de nutrientes, en especial en los ciclos del C, N y P.

Las correlaciones derivadas entre los parámetros evaluados en este estudio son

influenciadas por un sinnúmero de factores. Podemos mencionar los factores intrínsecos del

sistema edáfico como son sus propiedades físicas y químicas, su topografía, así como también los

factores ambientales. La suma de todos estos factores influencian de manera diferente el sistema

edáfico y serán quienes determinen finalmente los diversos niveles de actividades biológicas y

sus interrelaciones.

69

5. CONCLUSIONES

La biomasa microbiana, caracterizada en este estudio mediante la evaluación de C y N

biomásico, la Hidrólisis de la FDA y la Amonificación de arginina, así como las actividades

enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa presentan una marcada respuesta frente a los

diversos sistemas de labranza utilizados sobre el suelo sometido a estudio.

Los tratamientos conservacionistas de Cero labranza y Mínima labor, por sobre los sistemas

de labranza convencional con quema y sin quema de residuos, son aquellos que alteran en menor

grado las poblaciones microbianas dentro del perfil del suelo, favoreciendo con ello, las

actividades biológicas determinadas para los diversos parámetros evaluados.

El efecto presentado por los diversos cultivos y precultivos sobre los parámetros biológicos

evaluados en esta investigación, no se evidencia con claridad. Sin embargo, la interacción entre

sistema de labranza y rotación de cultivos nos indica que los diversos tratamientos de labranza

son más incidentes en el largo plazo por sobre las propiedades biológicas del suelo que los

cultivos presentes en la rotación, los cuales presentan una respuesta a corto plazo.

Todos los parámetros biológicos evaluados presentaron una marcada actividad estacional,

lo que refleja la influencia de las condiciones ambientales sobre los microorganismos del suelo,

los requerimientos nutricionales de los cultivos y los mecanismos de solubilización y ciclado de

nutrientes.

La importancia de los resultados obtenidos a partir de este estudio, se amparan en el hecho

de poder conocer y describir de mejor manera la dinámica presentada por los microorganismos

del suelo al estar sometidos a diversos estímulos antrópicos; caracterizar y cuantificar el efecto

que ejercen dichos estímulos y poder contribuir en la búsqueda por lograr índices de

sustentabilidad para el suelo; uno de los recursos más preciados por la agricultura.

70

6. RESUMEN

El recurso suelo sostiene una amplia gama de rubros productivos, dentro de los cuales están

los sistemas agrícolas. El sistema edáfico es propenso a una fuerte degradación si es intervenido

en forma poco racional, viendo de esta manera afectadas sus capacidades físicas, químicas y

biológicas. Los parámetros bioquímicos del suelo se presentan como instrumentos altamente

sensitivos y eficaces para evaluar el grado de disrupción del medio edáfico, siendo su integración

con los parámetros físicos y químicos una herramienta confiable para la medición de la

sustentabilidad del suelo.

Con este objeto, se llevó a cabo un estudio en un suelo transicional de la IX región de La

Araucanía, en el cual se evaluó el efecto de distintos sistemas de labranza y una rotación de

cultivos sobre las propiedades bioquímicas del suelo, caracterizadas éstas, mediante la

cuantificación del C y N de la biomasa microbiana, la Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato

(FDA), la amonificación de arginina y las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y

ureasa. Los sistema de labranza aplicados al sobre el suelo en estudio fueron Cero labranza (CL),

Mínima labor (ML), Labranza convencional sin quema de residuos e incorporación de éstos

previo a la siembra (LC-Q) y labranza convencional con quema de residuos anterior a la siembra

(LC+Q). La rotación de cultivos empleada correspondió a Pradera 1 año-Pradera de 2º año-

Avena-Lupino y Trigo.

Los tratamientos que presentaron la mayor actividad sobre los parámetros evaluados fueron

los tratamientos CL y ML, en los cuales, los parámetros biológicos generales C y N biomásico,

Hidrólisis de la FDA y la Amonificación de arginina, así como los parámetros específicos dados

por las actividades enzimáticas β-glucosidasa, fosfatasa y ureasa presentaron los valores de

actividad más altos, evidenciando de ésta manera, que éstos sistemas poseen una carga

degradativa menor que aquella derivada de implementar los sistemas de labranza convencional.

71

7. SUMMARY

Soil resource sustains a wide range of productivity fields such as cropping systems.

Edaphic system is prone to a strong degradation if it is managed in a little rational manner, so that

its physical, chemical, and biological capacities could be affected. Soil biochemical parameters

appear to be a highly sensitive and effective instrument to evaluate the magnitude of edaphic-

ambience disruption; their integration together with physical and chemical parameters constitute

a reliable tool to assess soil sustainability.

With this purpose, a study was carried out in a transitional soil from IX Region of La

Araucanía, Chile, in which it was evaluated the effect of different tillage systems and a rotation

on soil biochemical properties; these being characterized by quantifying C and N microbial

biomass, diacetate fluorescein hydrolysis (FDA), arginine ammonification, and β-glucosidase,

phosphatase and urease enzymatic activities. Tillage systems used in this study were: no tillage

(NT), minimal tillage (MT), conventional tillage without stubble burning plus residue

incorporation to soil before sowing (CT-B), and conventional tillage plus stubble burning before

sowing (CT+B). Crop rotation used was pasture 1st year-2nd year pasture-oats-lupine and wheat.

Treatments which showed a better response on the parameters evaluated were: NT and MT

treatments, in which, general biological parameters, C and N microbial biomass, FDA hydrolysis,

and arginine ammonification, as well as specific parameters given of β-glucosidase, phosphatase,

and urease enzymatic activities had the highest values, thereby, these systems showed to be less

degradative as those derived of conventional tillage systems.

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84

Anexos

85

Anexo 1. Condiciones Agrometeorológicas del área de realización del estudio.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic

Tem

pera

tura

(ºC

)

0255075100125150175200225250275300

Prec

ipita

cion

es (m

m)

Temperatura

Pluviosidad

Figura 16. Climodiagrama Estación Experimental INIA Carillanca para el año 2002. (Fuente: Boletín Climatológico INIA Carillanca).

Anexo 2. Temperatura del suelo del área de realización del estudio.

0

4

8

12

16

20

24

Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ago Sep Oct Nov Dic

Tem

pera

tura

(ºC

)

10 cm20 cm50 cm

Figura 17. Temperatura del suelo a distintas profundidades en el perfil para el año 2002. (Fuente: Boletín Climatológico INIA Carillanca).

86

Anexo 3. Análisis químico de un Suelo Transicional, sometido a distintos sistemas de labranza y a Pradera 1 año con precultivo trigo (T/P1). INIA Carillanca. 0-10 cm de profundidad. Muestreo marzo de 2002.

Anexo 4. Análisis químico de un Suelo Transicional, sometido a distintos sistemas de labranza y a Pradera 2º año con precultivo Pradera 1 año (P1/P2). INIA Carillanca. 0-10 cm de profundidad. Muestreo enero de 2003.

Pradera 1 año. 2002 Cero Labranza Mínima Labor Convencional sin quema

Convencional con quema

N (ppm) 147 121 33 62 P (ppm) 32 25 16 17 K (cm+/Kg) 0,38 0,59 0,33 0,29 pH H2O 5,1 5,1 5,2 5,2 Mat. Orgánica (%) 9 9 7 8 Ca (cm+/Kg) 9,79 9,20 7,25 8,03 Mg (cm+/Kg) 2,51 1,34 1,33 1,33 Na (cm+/Kg) 0,16 0,10 0,13 0,17 Al Inter. (cm+/Kg) 0,18 0,24 0,42 0,32 Bases (cm+/Kg) 12,84 11,23 9,04 9,82 CICE (cm+/Kg) 13,02 11,47 9,46 10,14 Saturación Al (%) 1,4 2,1 4,4 3,2

Pradera 2º año. 2002 Cero Labranza Mínima Labor Convencional sin quema

Convencional con quema

N (ppm) 35 28 33 31 P (ppm) 22 22 23 20 K (cm+/Kg) 0,60 0,28 0,50 0,50 pH H2O 5,68 5,85 5,67 5,76 Mat. Orgánica (%) 12 16 10 8 Ca (cm+/Kg) 7,51 8,64 6,77 8,14 Mg (cm+/Kg) 0,99 1,02 1,02 0,97 Na (cm+/Kg) 0,25 0,20 0,13 0,15 Al Inter. (cm+/Kg) 0,18 0,11 0,26 0,15 Bases (cm+/Kg) 9,35 10,14 8,42 9,76 CICE (cm+/Kg) 9,53 10,25 8,68 9,91 Saturación Al (%) 1,89 1,07 3,0 1,51

87

Anexo 5. Análisis químico de un Suelo Transicional, sometido a distintos sistemas de labranza y al cultivo Avena con precultivo pradera 2º año (P2/A). INIA Carillanca. 0-10 cm de profundidad. Muestreo julio de 2002.

Avena 2002 Cero Labranza Mínima Labor Convencional

sin quema Convencional

con quema N (ppm) 33 68 30 33 P (ppm) 14 13 10 14 K (cm+/Kg) 0,51 0,55 0,26 0,49 pH H2O 5,7 5,6 5,6 5,6 Mat. Orgánica (%) 13 12 10 12 Ca (cm+/Kg) 6,33 6,48 7,24 7,52 Mg (cm+/Kg) 1,83 1,92 1,30 1,53 Na (cm+/Kg) 0,26 0,36 0,27 0,25 Al Inter. (cm+/Kg) 0,29 0,31 0,48 0,40 Bases (cm+/Kg) 8,93 9,31 9,07 9,79 CICE (cm+/Kg) 9,22 9,62 9,55 10,19 Saturación Al (%) 3,2 3,2 5,0 3,9

Anexo 6. Análisis químico de un Suelo Transicional, sometido a distintos sistemas de labranza y cultivo Lupino con precultivo Avena (A/L). INIA Carillanca. 0-10 cm de profundidad. Muestreo marzo de 2002.

Lupino 2002 Cero Labranza Mínima Labor Convencional sin quema

Convencional con quema

N (ppm) 56 58 23 41 P (ppm) 25 24 17 12 K (cm+/Kg) 0,70 1,18 0,29 0,34 pH H2O 5,3 5,4 5,3 5,3 Mat. Orgánica (%) 9 9 8 8 Ca (cm+/Kg) 8,18 9,74 6,30 7,30 Mg (cm+/Kg) 1,39 1,56 1,08 1,26 Na (cm+/Kg) 0,20 0,16 0,15 0,21 Al Inter. (cm+/Kg) 0,24 0,12 0,55 0,39 Bases (cm+/Kg) 10,47 12,64 7,82 9,11 CICE (cm+/Kg) 10,71 12,76 8,37 9,50 Saturación Al (%) 2,2 0,9 6,6 4,1

88

Anexo 7. Análisis químico de un Suelo Transicional, sometido a distintos sistemas de labranza y cultivo Trigo con precultivo lupino (L/T). INIA Carillanca. 0-10 cm de profundidad. Muestreo abril de 2002.

Trigo 2002 Cero Labranza Mínima Labor Convencional sin quema

Convencional con quema

N (ppm) 30 25 11 20 P (ppm) 35 26 18 26 K (cm+/Kg) 0,95 0,98 0,56 0,55 pH H2O 5,3 5,6 5,6 5,5 Mat. Orgánica (%) 10 11 9 10 Ca (cm+/Kg) 6,63 7,90 7,29 7,12 Mg (cm+/Kg) 1,59 1,95 1,49 1,66 Na (cm+/Kg) 0,19 0,20 0,21 0,55 Al Inter. (cm+/Kg) 0,35 0,14 0,29 0,36 Bases (cm+/Kg) 9,36 11,03 9,55 9,88 CICE (cm+/Kg) 9,71 11,17 9,84 10,24 Saturación Al (%) 3,6 1,3 3,0 3,5

89

Anexo 8. Porcentaje de humedad y Factores de peso seco para los suelos sometidos a estudio.

Cero Labranza Mínima

Labor

Labranza

Convencional

sin quema

Labranza

Convencional

con quema Época

Rotación de

Cultivos

% FPS % FPS % FPS % FPS

T/P1 27,20 1,3736 28,60 1,4006 27,40 1,3774 27,20 1,3736

P1/P2 30,80 1,4451 31,60 1,4620 28,80 1,4045 28,00 1,3889

P2/A 35,40 1,5480 34,40 1,5244 30,00 1,4286 29,60 1,4205

A/L 29,60 1,4205 30,00 1,4286 29,40 1,4164 29,00 1,4085

Abril

L/T 29,80 1,4245 29,00 1,4085 27,05 1,3709 27,40 1,3774

T/P1 30,80 1,4451 25,15 1,3360 26,82 1,3666 25,30 1,3386

P1/P2 30,68 1,4426 27,19 1,3734 29,56 1,4197 26,63 1,3629

P2/A 34,49 1,5264 26,52 1,3608 30,99 1,4492 34,54 1,5277

A/L 26,20 1,3550 26,00 1,3514 26,94 1,3688 26,40 1,3587

Octubre

L/T 28,34 1,3955 28,02 1,3892 28,44 1,3973 29,14 1,4111

T/P1: Pradera 1 año precultivo Trigo P1/P2: Pradera 2º año precultivo Pradera 1 año. P2/A: Avena precultivo Pradera 2º año. A/L: Lupino precultivo Avena. L/T: Trigo precultivo Lupino.

90

Anexo 9. Reactivos utilizados para la determinación de los parámetros bioquímicos del suelo.

Reactivo

Ninhidrina Se mezclaron 100 ml de Tampón citrato 0,2 M pH 5,5 conteniendo 159 mg de SnCl2

x 2 H2O con 100 ml de solución etanol agua 1:1 conteniendo 4 g de Ninhidrina.

Solución Madre:

Tampón MUB

Mezclar 3,025 g de Tris (hidroximetil) amino metano, 2,900 g de ácido maleico, 3,500 g de ácido cítrico, 1,750 g de ácido bórico y 122 ml de NaOH 1 N.

Finalmente, agregar 250 ml de agua destilada.

Tampón MUB

pH 5,5 hija A 20 ml de solución madre agregar 10 ml de HCl 0,1 N y titular HCl 0,1 N hasta pH

5,5. Luego añadir 100 ml de agua destilada.

Tampón MUB para

β-glucosidasa

Disolver 12.2 g de Trishidroximetilaminometano (THAM), 11,6 g de ácido maleico, 14 g de ácido cítrico y 6, 28 g de ácido bórico en agua. Se agregan 488 ml de NaOH

1 M y se enrasa a 1000 ml con agua destilada.

Tampón fosfato

pH 8,0

Se obtiene mezclando 26,5 ml de solución A con 473,5 ml de solución B hasta completar 1000 ml con agua destilada. La solución A, fosfato sódico monobásico

0,2 M, se obtiene disolviendo 8,1 g de Na2HPO4 x 2 H2O en 1000 ml de agua destilada. Para obtener la solución B, fosfato sódico dibásico 0,2 M, se disuelven 1,8

g de NaH2PO4 en 1000 ml de agua destilada.

Tampón acetato

0,5 M, pH 5,8

Se disuelven 41 g de acetato sódico anhídrico en 800 ml (aprox) de agua destilada. Posteriormente se agregan 1,7 ml de ácido acético (99%) y se enrasa

A 1000 ml con agua destilada.

91

Anexo 10. Tabla de ANDEVA para el C biomásico.

360204,212a 39 9236,005 2875,137 ,0007613796,259 1 7613796,3 2370149 ,000

46099,814 3 15366,605 4783,572 ,00084774,693 1 84774,693 26390,075 ,000

118514,513 4 29628,628 9223,292 ,0005758,959 3 1919,653 597,581 ,0004528,607 12 377,384 117,478 ,000

93508,741 4 23377,185 7277,239 ,0007018,886 12 584,907 182,080 ,000

256,990 80 3,2127974257,461 120

360461,202 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACiÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO* ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,999 (R cuadrado corregida = ,999)a.

Coeficiente de variación: 0,53%

Anexo 11. Tabla de ANDEVA para el N biomásico.

16026,124a 39 410,926 132,796 ,000175224,909 1 175224,909 56626,223 ,000

9662,752 3 3220,917 1040,882 ,0001185,577 1 1185,577 383,135 ,0001065,448 4 266,362 86,078 ,000

141,057 3 47,019 15,195 ,000416,042 12 34,670 11,204 ,000

1705,455 4 426,364 137,785 ,0001849,794 12 154,149 49,815 ,000

247,553 80 3,094191498,586 120

16273,677 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,985 (R cuadrado corregida = ,977)a.

Coeficiente de variación: 3,47%

92

Anexo 12. Tabla de ANDEVA para la Amonificación de arginina.

8082,042a 39 207,232 104,657 ,00057261,530 1 57261,530 28918,455 ,000

2002,191 3 667,397 337,052 ,0002780,651 1 2780,651 1404,296 ,0001499,804 4 374,951 189,359 ,000

319,241 3 106,414 53,741 ,000437,800 12 36,483 18,425 ,000676,465 4 169,116 85,408 ,000365,889 12 30,491 15,399 ,000158,408 80 1,980

65501,980 1208240,450 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,981 (R cuadrado corregida = ,971)a.

Coeficiente de variación: 5,43%

Anexo 13. Tabla de ANDEVA para la Hidrólisis de la Fluoresceína diacetato.

15816,323a 39 405,547 86,893 ,000298597,493 1 298597,493 63978,237 ,000

4814,228 3 1604,743 343,836 ,0009251,340 1 9251,340 1982,215 ,000333,612 4 83,403 17,870 ,000545,769 3 181,923 38,979 ,000695,319 12 57,943 12,415 ,00045,642 4 11,410 2,445 ,000

130,413 12 10,868 2,329 ,000373,374 80 4,667

314787,19 12016189,697 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,997 (R cuadrado corregida = ,996)a.

Coeficiente de variación: 2,94%

93

Anexo 14. Tabla de ANDEVA para la actividad β-glucosidasa.

8,530a 39 ,219 95,296 ,000266,720 1 266,720 116208,1 ,000

3,200 3 1,067 464,762 ,0002,797 1 2,797 1218,596 ,0001,395 4 ,349 151,912 ,000,233 3 7,758E-02 33,799 ,000,138 12 1,147E-02 4,996 ,000,210 4 5,250E-02 22,872 ,000,558 12 4,651E-02 20,264 ,000,184 80 2,295E-03

275,434 1208,714 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO* ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,979 (R cuadrado corregida = ,969)a.

Coeficiente de variación: 14,68%

Anexo 15. Tabla de ANDEVA para la actividad fosfatasa ácida.

29532,039a 39 757,232 677,343 ,00087206,175 1 87206,175 78005,860 ,0006110,064 3 2036,688 1821,816 ,0008048,080 1 8048,080 7199,002 ,0003953,126 4 988,282 884,017 ,0003075,643 3 1025,214 917,053 ,0002126,307 12 177,192 158,498 ,0004181,632 4 1045,408 935,117 ,0002037,187 12 169,766 151,855 ,000

89,436 80 1,118116827,650 12029621,475 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,997 (R cuadrado corregida = ,996)a.

Coeficiente de variación: 3,81%

94

Anexo 16. Tabla de ANDEVA para la actividad ureasa.

344,565a 39 8,835 74,446 ,0003669,194 1 3669,194 30917,752 ,000111,764 3 37,255 313,919 ,00044,830 1 44,830 377,753 ,00085,641 4 21,410 180,408 ,0001,969 3 ,656 5,532 ,002

35,295 12 2,941 24,784 ,00055,478 4 13,869 116,868 ,0009,588 12 ,799 6,733 ,0009,494 80 ,119

4023,252 120354,059 119

FuenteModelo corregidoIntersecciónTRATAMIENTOÉPOCAROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCATRATAMIENTO * ROTACIÓNÉPOCA * ROTACIÓNTRATAMIENTO * ÉPOCA * ROTACIÓNErrorTotalTotal corregida

Suma decuadrados

tipo III glMedia

cuadrática F Significación

R cuadrado = ,973 (R cuadrado corregida = ,960)a.

Coeficiente de variación: 10,61%

95

Anexo 17. Cuadro resumen de las actividades biológicas para el mes de abril.

C- biomásico N-biomásico Hidrólisis de la FDA

Amonificación de arginina β-glucosidasa fosfatasa ureasa Tratamientos Rotación de

Cultivos mg C kg -1 mg C kg -1 µg F g-1 h-1 µg N-NH4

+g-1 h-1 µmoles PNF g-1 h-1 µmoles PNF g-1 h-1 µmoles NH3 g-1 h-1 T/P1 194,15±4,05 38,35±3,41 46,18±1,84 27,18±0,80 1,72±0,064 21,32±0,50 4,22±0,12 P1/P2 193,35±1,62 35,94±2,27 43,45±0,81 35,18±0,65 1,28±0,081 22,63±0,35 7,06±0,21 P2/A 307,10±1,82 46,07±1,64 52,72±4,71 43,18±0,48 1,58±0,002 26,31±0,40 6,37±0,69 A/L 272,01±1,76 49,85±3,16 48,00±0,70 33,36±0,34 1,40±0,026 16,49±0,59 5,49±0,13

Cero labranza

L/T 240,78±3,04 57,17±1,12 48,31±4,53 37,90±1,46 1,64±0,057 19,71±0,25 7,85±0,98 T/P1 191,57±1,99 32,19±1,76 40,98±2,85 27,15±1,11 1,48±0,130 18,63±0,35 3,91±0,19 P1/P2 184,44±1,55 28,25±1,44 39,70±7,40 34,90±0,75 1,19±0,023 21,00±0,33 5,14±0,05 P2/A 290,48±4,08 45,49±1,74 41,29±3,62 38,72±1,01 1,43±0,007 22,77±0,43 5,48±0,09 A/L 263,01±1,99 43,56±0,97 40,11±2,07 20,72±1,09 1,35±0,017 19,43±0,31 4,16±0,72

Mínima Labor

L/T 238,98±1,53 52,33±2,02 46,45±1,20 18,69±1,26 1,44±0,017 20,36±0,30 7,08±0,38 T/P1 170,25±2,20 26,59±0,81 38,83±0,84 24,71±1,00 1,45±0,028 16,87±0,61 3,63±0,79 P1/P2 170,36±3,19 27,33±1,78 39,34±4,02 26,45±0,68 1,15±0,141 16,78±0,42 4,75±0,30 P2/A 290,40±1,40 42,23±0,86 36,86±0,49 30,88±0,54 1,17±0,063 19,47±0,45 2,98±0,20 A/L 259,07±1,83 29,63±2,23 37,96±3,53 11,47±0,92 1,14±0,092 12,42±0,37 3,80±0,08

Labranza Convencional

sin quema L/T 189,55±2,02 30,51±2,11 44,80±0,84 18,56±2,36 1,32±0,053 18,42±0,30 7,05±0,27 T/P1 166,48±1,74 20,24±1,48 36,30±1,39 24,19±0,35 1,43±0,049 14,78±0,31 3,69±0,23 P1/P2 162,92±1,44 20,78±0,54 35,30±0,57 22,44±0,81 1,12±0,041 16,69±0,50 4,30±0,43 P2/A 290,39±2,50 32,28±2,14 29,03±0,70 29,08±0,15 1,08±0,056 18,63±0,35 2,96±0,09 A/L 250,49±1,39 19,50±2,43 36,40±1,06 10,64±0,50 1,04±0,087 14,48±0,42 3,11±0,09

Labranza convencional con quema

L/T 176,39±2,57 23,07±1,34 40,05±1,86 17,79±0,54 1,34±0,036 18,17±0,39 5,33±0,12

Testigo Bosque nativo 322,09±3,33 66,23±2,31 58,08±5,53 47,19±1,04 2,71±0,34 35,74±0,47 6,65±0,08

T/P1: Pradera 1 año precultivo Trigo. P1/P2: Pradera 2º año precultivo Pradera 1 año. P2/A: Avena precultivo Pradera 2º año. A/L: Lupino precultivo Avena. L/T: Trigo precultivo Lupino.

96

Anexo 18. Cuadro resumen de las actividades biológicas para el mes de octubre.

C biomásico N-biomásico Hidrólisis de la FDA

Amonificación de arginina β-glucosidasa fosfatasa ureasa Tratamiento Rotación de

Cultivos mg C kg -1 mg C kg -1 µg F g-1 h-1 µg N-NH4

+g-1 h-1 µmoles PNF g-1 h-1 µmoles PNF g-1 h-1 µmoles NH3 g-1 h-1 T/P1 286,93±1,43 54,26±1,84 66,96±0,14 18,75±1,72 1,94±0,008 58,62±1,57 6,58±0,02 P1/P2 275,97±2,05 49,70±1,29 67,87±0,53 16,82±0,50 2,05±0,066 20,09±1,31 9,95±0,08 P2/A 304,74±1,37 53,21±2,76 73,64±1,52 27,15±5,66 1,83±0,004 57,27±1,92 10,03±0,44 A/L 310,56±0,54 55,62±1,54 71,04±1,50 19,59±0,84 1,74±0,011 53,57±1,11 5,37±0,56

Cero Labranza

L/T 389,42±1,00 49,13±0,91 72,45±0,64 22,25±0,95 2,00±0,013 68,90±1,69 6,29±0,41 T/P1 250,95±0,71 53,68±0,91 60,80±1,09 16,57±0,94 1,92±0,013 51,20±0,97 5,43±0,03 P1/P2 274,43±0,77 47,13±1,84 59,75±1,48 14,90±1,82 1,67±0,016 19,90±0,54 8,70±0,05 P2/A 294,70±0,90 38,23±1,16 64,29±0,91 22,15±1,71 1,64±0,006 24,71±0,48 8,06±0,76 A/L 284,40±0,90 43,78±1,72 59,86±1,06 16,69±0,25 1,63±0,016 47,73±2,15 5,04±0,05

Mínima Labor

L/T 359,82±0,72 46,47±1,48 66,45±1,14 15,89±0,51 1,85±0,016 64,00±2,09 5,99±0,06 T/P1 235,79±1,53 45,29±1,34 57,89±1,08 13,70±1,81 1,62±0,013 18,05±1,20 4,60±0,02 P1/P2 212,27±1,86 43,12±2,58 54,34±1,19 14,47±1,07 1,43±0,007 19,12±1,54 6,43±0,01 P2/A 267,71±0,53 26,24±1,07 48,86±1,01 20,31±1,57 1,54±0,012 23,28±0,51 5,07±0,12 A/L 260,83±0,54 42,25±1,94 49,96±0,50 15,63±1,90 1,38±0,019 16,87±1,53 5,02±0,05

Labranza Convencional

sin quema L/T 335,20±1,03 46,16±0,80 55,90±0,96 15,39±0,39 1,82±0,016 56,22±3,31 5,47±0,12 T/P1 214,85±0,36 25,19±1,19 54,43±0,49 12,48±0,48 1,26±0,008 19,01±0,30 4,63±0,05 P1/P2 232,48±0,65 20,39±1,68 49,65±0,63 14,07±0,38 1,15±0,009 18,23±0,55 5,99±0,07 P2/A 208,77±0,77 21,51±1,33 41,25±1,68 15,06±2,06 1,42±0,011 19,15±0,46 5,09±0,11 A/L 249,74±0,61 24,34±1,84 48,43±1,04 15,47±0,97 1,35±0,010 16,84±0,58 4,00±0,12

Labranza convencional con quema

L/T 319,81±0,87 41,39±1,09 49,28±0,26 13,29±0,23 1,63±0,007 30,20±0,84 5,08±0,20

Testigo Bosque nativo 436,11±2,04 169,78±3,99 89,94±2,01 31,19±3,34 11,40±0,58 67,73±1,56 10,37±0,23

T/P1: Pradera 1 año precultivo Trigo. P1/P2: Pradera 2º año precultivo Pradera 1 año. P2/A: Avena precultivo Pradera 2º año. A/L: Lupino precultivo Avena. L/T: Trigo precultivo Lupino.