Desarrollo y caracterización de un sensor basado en...

Desarrollo y caracterización de un sensor basado en nanoestructuras de carbono contenido en

polímeros conductores para aplicaciones óseas

Aida Ximena Velasco Velasco

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Minas, Departamento de Materiales y Minerales (Área curricular de

Ingeniería Geológica e Ingeniería de Minas y Metalurgia)

Medellín, Colombia

2017

Desarrollo y caracterización de un sensor basado en nanoestructuras de carbono contenido en

polímeros conductores para aplicaciones óseas

Aida Ximena Velasco Velasco

Tesis o trabajo de investigación presentada(o) como requisito parcial para optar al título

de:

Magister en Ingeniería Materiales y Procesos

Director:

Doctor Hugo Armando Estupiñan Duran

Línea de Investigación:

Biomateriales

Grupo de Investigación:

Tribología y Superficies

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Minas, Departamento de Materiales y Minerales (Área curricular de

Ingeniería Geológica e Ingeniería de Minas y Metalurgia)

Medellín, Colombia

2017

A mi hija, a mi esposo, mis padres y hermanos

Si en lugar de E= mc2 aceptamos que la

energía para sanar el mundo puede

obtenerse a través del amor multiplicado por

la velocidad de la luz al cuadrado, llegaremos

a la conclusión de que el amor es la fuerza

más poderosa que existe, porque no tiene

limites

Albert Einstein

Agradecimientos

Agradezco al profesor Hugo Armando Estupiñan Duran profesor asociado de la

Universidad Nacional, por sus orientaciones, incentivos y sugerencias en la realización

del presente trabajo final del máster. Quien me ha conducido durante estos meses y

mostrando en cada ocasión disposición ante las dudas que durante la realización del

mismo me surgieron, aportando valiosas observaciones que en todo momento guiaron

esta investigación bibliográfica.

A mis compañeros de laboratorio quienes estuvieron siempre prestos a colaborarme con

cada una de las pruebas y su amistad a lo largo de esto meses, a mi colega James

Rosero quien me apoyo en todo esta experiencia investigativa y de quien aprendí el

mundo de la electroquímica.

A mi esposo, mi hija, padres y hermanos quienes siempre han estado ahí para darme su

apoyo moral y emocional en cada momento de mi vida.

Resumen y Abstract V

Resumen

Desarrollo y caracterización de un sensor basado en nanoestructuras de

carbono contenido en polímeros conductores para aplicaciones óseas

El mejoramiento o construcción de electrodos para biosensores con nuevos materiales

es una de las alternativas para aumentar el rendimiento a largo plazo de estos

dispositivos que se utilizan en la regeneración de músculos, tejidos, huesos, etc., porque

permiten la identificación de sustancias fisiológicas que intervienen en el proceso. Por lo

cual, en esta investigación se realizó una electropolimerización inicial de películas

compuestas polipirrol (Ppy), y nanotubos de carbono de pared múltiple funcionalizados

con NH2 (Ppy/MWCNTs-NH2), el crecimiento del compuesto es sobre un electrodo de

grafito (EG), las películas obtenidas se les denominó Ppy/MWCNTs-NH2/EG,

posteriormente en una segunda fase se realizaron películas de Ppy y PEDOT con un

goteo de BSA (proteína ) y Quitosano (Q) a estas películas se les denomino inicialmente

(BSA@MIPs/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/EG), (BSA@MIPs/MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG)

donde la BSA (albumina de suero bovino) es el analito a sensar y el cual es equiparable

a la BSH (albumina de suero humano), este se usó como anclaje de reconocimiento

biológico, la adición de Quitosano (polímero natural biocompatible) permitió conseguir un

alto rendimiento del sensor aumentando la actividad eléctrica y la biocompatibilidad con

el electrolito, finalizada la fabricación del sensor se realizó un baño en ácido sulfúrico

H2SO4 1 M donde se extrajo la BSA creando una huella impresa en el sensor, para su

posterior entrenamiento en una solución de PBS (bufer de fosfato salino) en el rango de

10-4 M a 10-9 M de BSA; el cual se relacionó con el rechazo de BSA y bloqueo de las

cavidades que quedan expuestas después del baño (DB) en la matiz polimérica

compuesta y permitió determinar la concentración de la proteína BSA en la solución de

PBS, a estas películas se les denomino (MIPs/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/EG),

(MIPs/MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG), luego se realizó una tercera fase con una

Resumen y Abstract VI

electropolimerización por pasos de los dos polímeros, donde se utilizó la técnica de

molécula impresa, a estas películas se les denomino (MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-

NH2/Ppy/EG) , en el cual se utilizó el mismo analito y el mismo polímero natural De los

resultados obtenidos se identificaron cuáles de las muestras podrían poseer propiedades

específicas para una aplicación como biosensor. Para ello se realizaron estudios de la

morfología mediante microscopio electrónico de barrido (MEB), caracterización química y

estructural mediante espectroscopia Raman confocal, espectroscopia de impedancia

electroquímica (EIE) y voltametria de pulso diferencia (DPV),

Palabras clave: Sensor, electrodo de grafito, electropolimerización, pirrol, EDOT,

nanotubos de pared múltiple funcionalizados, voltametría cíclica (VC),

espectroscopia Raman.

Resumen y Abstract VII

Abstract

Development and characterization of a sensor based on carbon

nanostructures contained in conductive polymers for bone applications

The improvement or construction of electrodes for biosensors with new materials is one

of the alternatives to increase the long-term performance of these devices are used in the

regeneration of muscles, tissues, bones, etc., because they allow the identification of

physiological substances that Involved in the process. Whereby, in this investigation, an

initial electropolymerization of polypyrrole composite films (Ppy), and NH2-functionalized

multiple wall carbon nanotubes (Ppy / MWCNTs-NH2), the growth of the compound It has

been made on a graphite electrode (EG ), The films obtained were named Ppy /

MWCNTs-NH2 / EG, later in a second phase films of Ppy and PEDOT with a drip of BSA

(protein) and Chitosan (Q) were made to these films they were denominated initially (BSA

MIPs / MWCNTs-NH2 / PEDOT / Q / EG), where the BSA (bovine serum albumin) is the

analyte to be sensed and which is comparable with the BSH (human serum albumin) this

it was used as biological recognition anchorage, the addition of Chitosan (natural

biocompatible polymer) allowed to achieve a high performance of the sensor increasing

the electrical activity and biocompatibility with the electrolyte, completed the fabrication of

sensor It has been made a bathroom in sulfuric acid H 2 SO 4 where the BSA was

extracted for creating a printed footprint on the sensor, for Its posterior training in a PBS

solution (saline phosphate buffer) in the range of 10-4 M to 10-9 M of BSA ; which it was

related to the rejection of BSA and blocking the cavities that remain exposed after the

bath (DB) in the composite polymer matrix and it allowed determine the concentration of

the BSA protein in the PBS solution, these films are called ( MIPs / MWCNTs-NH2 / Ppy /

Q / EG), (MIPs / MWCNTs-NH2 / PEDOT / Q / EG), then a third step was performed with

Resumen y Abstract VIII

a stepwise electropolymerization of the two polymers, where the printed molecule

technique was used, these films are called (MIPs / Q / PEDOT / MWCNTs-NH2 / Ppy /

EG), in which used the same analyte and the same natural polymer were. From the

results obtained, the were identified which of the samples could possess properties

specific for an application as a biosensor. For this, morphology studies were carried out

using scanning electron microscopy (SEM), chemical and structural characterization by

confocal Raman spectroscopy, electrochemical impedance spectroscopy (EIS) and

differential pulse voltammetry (DPV).

Keywords: Sensor, graphite electrode, electropolymerization, pyrrole, EDOT,

functionalized multiple wall nanotubes, cyclic voltammetry (VC), and Raman

spectroscopy.

Contenido IX

Contenido

Pág.

1 Capítulo 1. Fundamentos teóricos ........................................................................ 24

2 Capítulo 2. Métodos ............................................................................................... 63

3 Capítulo 3. Parte experimental .............................................................................. 77

4 Capítulo 4. Resultados y Discusión ...................................................................... 89

5 Conclusiones y recomendaciones ...................................................................... 171

Contenido X

Lista de figuras

Pág.

Figura 1. Esquema genérico de un biosensor [2,1] ........................................................ 26

Figura 2. Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática frente a la

concentración de sustrato. [1,2] ...................................................................................... 37

Figura 3. Clasificación de los métodos de inmovilización.[2,1] ....................................... 38

Figura 4. Inmovilización enzimática por encapsulamiento. [1,2] ..................................... 39

Figura 5. Inmovilización enzimática mediante microcapsulación.[1,2] ............................ 40

Figura 6. Inmovilización enzimática por adsorción sobre la superficie ............................ 41

Figura 7. Inmovilización enzimática mediante entrecruzamiento. [1,2] ........................... 41

Figura 8. Inmovilización mediante unión covalente a) no orientada b) orientada. [1,2] ... 42

Figura 9. Tipos de Nanotubos de carbono. a) Nanotubos de carbono de una capa, b)

Nanotubos de carbono de capas múltiples. [10,2] ........................................................... 45

Figura 10. Polímeros conductores más comunes. [2,1] .................................................. 47

Figura 11. Estructura del PEDOT [14,1] ......................................................................... 47

Figura 12. Estructura de quitina[17] ................................................................................ 50

Figura 13. Quitosano[17] ................................................................................................ 50

Figura 14 Clasificación de los electrodos modificados. [2,1] ........................................... 53

Figura 15. Posibles aplicaciones para los polímeros conductores, en función de sus

propiedades. [2,1] ........................................................................................................... 58

Figura 16 Serie de polímeros mostrando la estructura unitaria. [2,1] .............................. 58

Figura 17. Determinación electroquímica indirecta de un analito en los electrodos

modificados con película de MIP usando el "efecto de gating" y las correspondientes

respuestas de potencial de corriente de DPV. ................................................................ 60

Figura 18. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría de barrido lineal. [7,2]

....................................................................................................................................... 65

Figura 19. Ejemplo de pico de intensidad de corriente obtenido en una voltametría de

barrido lineal. [7,2] .......................................................................................................... 65

Figura 20. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría diferencial de

impulsos. [7,2] ................................................................................................................. 66

Figura 21. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría de salto potencial.

[7,2] ................................................................................................................................. 66

Figura 22. Evolución del voltaje frente a tiempo en una voltametría cíclica. [9] .............. 67

Figura 23. Ejemplo de voltamperograma cíclica. [7,2] .................................................... 69

Figura 24. Potensiostat/Galnostat/ZRA GAMRY instruments 1000E- Laboratorio de

Biomateriales Universidad Nacional de Colombia – Sede Medellín................................. 71

Contenido XI

Figura 25. MEB – EDS X-ACT OXFORD – Laboratorio de Biomateriales Universidad

Nacional de Colombia – Sede Medellín .......................................................................... 72

Figura 26. AFM PARK NX10 - Laboratorio de Biomateriales Universidad Nacional de

Colombia – Sede Medellín ............................................................................................. 74

Figura 27. RAMAN LABRAM HR EVOLUTION HORIBA- Laboratorio de Biomateriales

Universidad Nacional de Colombia – Sede Medellín ...................................................... 76

Figura 28. Celda electroquímica .................................................................................... 78

Figura 29. Proceso de pulido y lavado de los electrodos ............................................... 80

Figura 30. a) Sonicación de la mezcla de KCL y MWNTs-NH2, b) Dispersión del electrolito

....................................................................................................................................... 81

Figura 31. Esquema del procedimiento utilizado para electropolimerización de las

películas compuestas del polímero de Ppy conductor y los nanotubos de carbono de

pared múltiple. ................................................................................................................ 82


películas compuestas de los polímeros conductores de Ppy o PEDOT y los nanotubos de

carbono de pared múltiple. ............................................................................................. 84


películas compuestas de los polímeros conductores de Ppy, PEDOT y los nanotubos de

carbono de pared múltiple. ............................................................................................. 86

Figura 34. Voltagramas a) Prueba de oxidación Py, b) Voltametría cíclica de

electropolimerización por oxidación anódica. ................................................................. 90

Figura 35. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) 6mg

agitación, e) 8mg agitación, f) Ppy.................................................................................. 91

Figura 36. Voltagramas de electropolimerización con: 2mg, 4mg, 6mg, 8mg y solamente

PPy. ............................................................................................................................... 92

Figura 37. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) Ppy. ....... 94

Figura 38. Voltagramas a) Prueba de oxidación PEDOT, b) Voltametría cíclica de

electropolimerización por oxidación anódica. ................................................................. 96

Figura 39. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) PEDOT. . 97

Figura 40 . Voltagramas de electropolimerización, electrodos por pasos Ppy-PEDOT a)

2mg, b) 4mg, c) 6mg. ..................................................................................................... 99

Figura 41. Espectros Raman de a) Py puro en estado líquido, laser 785 nm, b) Py en

estado líquido y Ppy electrodepositado sobre EG laser 785 nm. ...................................101

Figura 42. Espectros Raman de PEDOT sobre el electrodo de grafito (EG) .................102

Figura 43. Espectros Raman de los MWCNTs-NH2 ......................................................103

Figura 44. Espectros Raman a) muestra con 2mg, b) muestra con 6mg, c) muestras con

4mg, ..............................................................................................................................104

Figura 45. Imágenes MEB de las superficies de los electrodos de grafito EG modificados

con películas compuestas de Ppy/MWCNTs-NH2 (a-b) Ppy solo, (c-d) 2mg,(e-f) 4mg, (g-

h) 6mg con agitación, (i-j) 8mg con agitación. ...............................................................105

Figura 46. Espectro Raman en varios puntos de observación (P1, P2 Y P3) de la

muestra de PPy/6mg. ....................................................................................................106

Figura 47. Imágenes en MEB de nanotubos de carbono recubiertos de Ppy dispersos en

la matriz polimérica. ......................................................................................................107

Contenido XII

Figura 48. a) Espectro Raman de la BSA liquida, b) BSA sólida. ................................. 108

Figura 49. Espectro Raman de Quitosano (Q).............................................................. 112

Figura 50. Espectros Raman correspondiente a los blancos de a) PEDOT-Q, b) PEDOT,

c) Quitosano (Q) ........................................................................................................... 113

Figura 51. Espectros Raman de a) Ppy-Q, b) Ppy, c) Q ............................................... 114

Figura 52. Espectros Raman de a) Ppy, b) PEDOT, c) Q, d) Ppy-EDOT-Q .................. 115


con películas compuestas de a),b) y c) de PEDOT, d) PEDOT-Q, e) y f) Ppy-Q, g),h) e i)

Ppy-PEDOT-Q. ............................................................................................................. 116

Figura 54. Espectros Raman de los tres electrodos de PPY a diferentes concentraciones

2,4 y 6 mg ..................................................................................................................... 118


con películas compuestas de BSA@MIPs /MWCNTs-NH2/Ppy /Q/EG a),b),c) 2 mg, d), e),

f) 4 mg, g),h) e i) 6 mg. .................................................................................................. 120

Figura 56. Espectros Raman de los tres electrodos de PEDOT a diferentes

concentraciones 2,4 y 6 mg. ......................................................................................... 122


con películas compuestas de BSA@MIPs /MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG a),b),c) 2 mg, d),

e), f) 4 mg, g),h) e i) 6 mg.............................................................................................. 124

Figura 58. Espectros Raman de los tres electrodos de PEDOT - Ppy a diferentes

concentraciones 2,4 y 6 mg. ......................................................................................... 125


con películas compuestas de BSA@MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-NH2/Ppy/EG a),b),c) 2

mg, d), e), f) 4 mg, g),h) e i) 6 mg. ................................................................................. 127

Figura 60. Imágenes MEB del grosor del recubrimiento sobre las superficies de los

electrodos de grafito EG modificados con películas compuestas

BSA@MIPs/Q/X*/MWCNTs-NH2/EG. Ppy (a) 2,b) 4,c) 6)mg, (d) 2,e) 4,f) 6)mg PEDOT;

X* (Ppy o PEDOT). ...................................................................................................... 128


con películas compuestas MIPs/Q/X*/MWCNTs-NH2/EG. Ppy (a) 2,b) 4,c) 6)mg, (d) 2,e)

4,f) 6)mg PEDOT. ......................................................................................................... 129

Figura 62. Morfología de los polímeros Ppy y PEDOT ................................................. 131

Figura 63. Blancos de Ppy y PEDOT con quitosano (Q). ............................................. 132

Figura 64. Electrodos de Ppy a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 (2,4 y 6

mg). .............................................................................................................................. 134

Figura 65. Electrodos de PEDOT a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 (2,4 y 6

mg). .............................................................................................................................. 135

Figura 66. Electrodos de Pasos (PEDOT – Ppy) a diferentes concentraciones de

MWCNTs-NH2 (2,4 y 6 mg) ........................................................................................... 137

Figura 67. Diagrama de Bode de los blancos de Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy, Z mod (0V),

Fase (0V) Vs. Frecuencia.............................................................................................. 141

Figura 68.Diagrama de Nyquist para los Blancos de Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy Zreal Vs.

–Zimg (ohm). ................................................................................................................ 142

Figura 69. Circuitos eléctricos equivalentes para a) Ppy, b) PEDOT, c) PEDOT-Ppy .. 143

Contenido XIII

Figura 70. a),c),e) Diagramas de Bode antes y después del baño, con su respectivo

circuito eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de Ppy a diferentes

concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico (H2SO4). ..................147

Figura 71. Circuitos equivalentes a los electrodos de PPy antes del baño (AB) y después

del baño (DB) con H2SO4 respectivamente, a) y b) Electrodo 1 Ppy, c) y d) Electrodo 2

Ppy, e) y f) Electrodo 3 Ppy. ..........................................................................................149


circuito eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de PEDOT a diferentes

concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico (H2SO4). ..................151

Figura 73. Circuitos equivalentes a los electrodos de PEDOT antes del baño (AB) y

después del baño (DB) con H2SO4 respectivamente, a) y b) Electrodo 1 PEDOT, c) y d)

Electrodo 2 PEDOT, e) y f) Electrodo 3 PEDOT. ...........................................................153


circuito eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de Pasos (PEDOT-

Ppy) a diferentes concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico

(H2SO4). ........................................................................................................................156

Figura 75. Circuitos equivalentes a los electrodos de PEDOT-Ppy antes del baño (AB) y

después del baño (DB) con H2SO4 respectivamente. ....................................................158

Figura 76. Voltagrama de pulso diferencial (DPV DB) a diferentes concentraciones de

BSA para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG). a) Electrodo 1 de Ppy, b)

Electrodo 2 de Ppy, c) Electrodo 3 de Ppy. ...................................................................161

Figura 77. Curva de calibración de la preparación de (MIPs/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/GE)

para diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10 mM de [Fe (CN)6]3-/4- a)

Blanco Ppy, b) Electrodo 1 de Ppy, c) Electrodo 2 de Ppy, d) Electrodo 3 de Ppy. ........162


BSA para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT/EG). A) Electrodo 1 de

PEDOT, b) Electrodo 2 de PEDOT, c) Electrodo 3 de PEDOT. .....................................164

Figura 79. Curva de calibración de la preparación de (MIPs/MWCNTs-

NH2/PEDOT/Q/GE) para diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10 Mm de

[Fe (CN)6]3-/4- ,a) Electrodo 1 de PEDOT, b) Electrodo 2 de PEDOT, c) Electrodo 3 de

PEDOT. .........................................................................................................................165


BSA para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT-Ppy/EG). A) Electrodo 1 de

PEDOT-Ppy, b) Electrodo 2 de PEDOT-Ppy, c) Electrodo 3 de PEDOT-Ppy. ...............167


NH2/PEDOT/Ppy/Q/EG) para diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10Mm

de [Fe (CN)6]3-/4- , a)Blanco Pasos, b)Electrodo 1 de Pasos, c) Electrodo 2 de PEDOT-

Ppy, d) Electrodo 3 de Pasos. .......................................................................................168

Contenido XIV

Lista de tablas

Pág.

Tabla 1. Clasificación de sensores químicos y biosensores según el transductor utiliza . 26

Tabla 2. %V/V Utilizado para cada una de las electropolimerización. ............................. 81

Tabla 3. Concentración de los diferentes electrodos de Ppy ........................................... 83

Tabla 4. Concentración de los diferentes electrodos de Ppy , PEDOT y Pasos (PEDOT-

Ppy) ................................................................................................................................ 85

Tabla 5. Cantidades utilizadas para la realización de los blancos fase experimental II-III

....................................................................................................................................... 85

Tabla 6. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de Ppy en presencia de

MWCNTs-NH2 y BSA. ..................................................................................................... 95

Tabla 7. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de EDOT en presencia de

MWCNTs-NH2 y BSA. ..................................................................................................... 98

Tabla 8. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de PEDOT y Ppy en presencia

de MWCNTs-NH2 y BSA. .............................................................................................. 100

Tabla 9. Bandas obtenidas en el análisis estructural Raman y asignación a cada uno de

los grupos funcionales del Ppy. ..................................................................................... 108

Tabla 10. Asignación de picos de los espectros de Raman de Albúmina Bovina en

estados de sólido y líquido. ........................................................................................... 111

Tabla 11. Asignación de picos de los espectros de Raman de Quitosano (Q) .............. 112

Tabla 12. Grosor de recubrimiento ............................................................................... 128

Tabla 13. Valores de Ra y Rq de las muestras. ............................................................ 138

Tabla 14. Valores de capacitancias y resistencia de las interfaces del EG modificado con

Ppy-Q, PEDOT-Q y PEDOT-Ppy-Q. ............................................................................. 144


Ppy-Q antes y después del baño con H2SO4................................................................. 149


PEDOT-Q antes y después del baño con H2SO4. .......................................................... 153


PEDOT-Ppy-Q antes y después del baño con H2SO4. .................................................. 159

Tabla 18. Concentraciones de BSA y ecuación de la regresión lineal de los electrodos de

Ppy. .............................................................................................................................. 162


PEDOT. ........................................................................................................................ 165

Contenido XV

Tabla 20. Concentraciones de BSA y ecuación de la regresión lineal de los electrodos

por Pasos. .....................................................................................................................168

Tabla 21. Valores correspondiente a las energía libre de Gibbs ...................................170

Contenido XVI

Lista de Símbolos y abreviaturas

Símbolos con letras latinas Símbolo Término Unidad SI Definición

Conductividad (S/m) Ecuación 1

Conductividad Específica (S cm-1), Ecuación 1

Concentración de iones (mol cm-3) Ecuación 1

Intensidad – concentración Ecuación 2-3 A Área de trabajo m2 Ecuación 2-3 D0 Coeficiente de Difusión (m2/s) Ecuación 2-3 Concentración del Analito ml Ecuación 2-3

X Distancia de la doble capa m Ecuación 2-3 (δ). Capa de difusión Ecuación 2-3

Fuerza electromotriz del electrodo V Ecuación 4

Ecuación 4

Potencial normal del electrodo V Ecuación 4

Actividad del ión mol min-1. Ecuación 4

Constante de los gases

J/(K mol) (8.3144 JK-

1 mol-1)

Ecuación 2-3-4

Temperatura absoluta K Ecuación 4

Numero de carga del ión Ecuación 4

Constante de Faraday (9.6485*104 Cmol-1)

Ecuación 4

Velocidad de reacción Catalizada Ecuación 5

Velocidad máxima de reacción Ecuación 5

Constante de Michaelis Ecuación 5

[ ] Concentración del sustrato mM (milimolar)

Ecuación 5

Abreviaturas Abreviatura

Término

MIEQ Sensor electroquímico impreso molecularmente MIPs Polímeros con impresión molecular

GR Grafeno

ILs Líquidos Iónicos Q Quitosano EG Electrodo de Grafito

Contenido XVII

Abreviatura

Término

Py Pirrol Ppy Polipirrol EDOT Poly(3,4 - etilendioxitiofeno) PEDOT Poli(3,4-etilendioxitiofeno)-poli(estireno sulfonato) EIE Espectroscopia de impedancia electroquímica DPV Voltametría de pulso diferencial SEI Detector de electrones secundarios BEI Detector de electrones retrodispersados EDS Detector de Energía dispersiva MEB Microscopía electrónica de barrido MFA Microscopía de fuerza atómica IR Infrarrojo MWCNTs Nanotubos de carbón de pared múltiple MWCNTs-NH2 Nanotubos de carbón de pared múltiple funcionalizados VC Voltametria cíclica DPV Voltametria de pulso diferencial BSA Albumina de Suero Bovino

BSA/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/EG Electrodos de Ppy con nanotubos de pared múltiple funcionalizados

BSA/MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG

Electrodos de PEDOT con nanotubos de pared múltiple funcionalizados

BSA@MIPs Molécula impresa de BSA BSA@MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-NH2/Ppy/EG

Electrodo de molécula impresa por pasos de PEDOT-Ppy/BSA/nanotubos de carbono

Qdep Carga de deposición Ra Promedio de la rugosidad de cada una de las muestras Rq Rugosidad media cuadrática CEE Circuito eléctrico equivalente

Definición del problema 18

Definición del problema

De acuerdo con el estado del arte se evidencia el desarrollado de sensores para la industria

biomédica desde hace algunos años, los cuales han permitido detectar los procesos

biológicos, químicos, o físicos que sufre el cuerpo del ser humano, estos dispositivos censan

y luego transmiten o reportan esta información. Algunos sensores trabajan fuera del cuerpo,

mientras que otros están diseñados para ser implantados dentro de él. La función de los

sensores en la medicina es ayudar a los proveedores del cuidado de la salud y a los

pacientes a monitorear sus condiciones lo cual asegura que puedan tomar decisiones

acertadas sobre el tratamiento. Los sensores también se utilizan a menudo para monitorear

la seguridad de los medicamentos, los alimentos, las condiciones ambientales, y otras

sustancias que podríamos encontrar.

En los últimos años se han venido desarrollando mezclas de materiales que promuevan la

regeneración ósea un ejemplo de ello son las prótesis maxilofaciales recubiertas con

materiales que ayudan a regenerar el tejido óseo en menor tiempo entre otros, sin embargo,

no se reporta en la literatura el desarrollo de mezclas de materiales para la fabricación de

electrodos, que permitan concebir el desarrollo de un sensor que pueda monitorear la

regeneración del tejido (especialmente tejido óseo), y que a su vez monitoreé el proceso de

cicatrización y estabilización del proceso regenerativo.

Teniendo en cuenta lo anterior, este trabajo busco funcionalizar los electrodos de grafito con

nanotubos de carbono que permitan mejorar sus propiedades y facilite el intercambio de

electrones en una reacción de oxidación-reducción, posteriormente embeberlos en los

polímeros conductores (EDOT, Ppy) que permitieran aumentar la actividad eléctrica y a su

vez permitirá monitorear las señales entregadas por los sensores en los ambientes

fisiológicos simulados, en este caso una solución de PBS (bufer de fosfato salino) en el

rango de 10-4 M a 10-9 M de BSA, se utilizó como elemento de reconocimiento.

Definición del problema 19

Las principales características que se tuvieron en cuenta en la evaluación fueron, la

estabilidad estructural, morfológica y eléctroquímica, adicionalmente la capacidad para

mantener señales eléctricas en rangos adecuados adaptados a los tejidos a aplicar. Por

último se realizarán comprobaciones de su potencial eléctrico mediante mediciones de

campo electrodo-fluido, electrodo fluido con iones, electrodo fluido con iones y proteínas, con

el objetivo de seleccionar el sensor que presente el mejor desempeño.

Justificación 20

Justificación

Los mayores avances en el campo de los biomateriales se han dado en los países

desarrollados como consecuencia de la necesidad de tratar clínicamente a un gran número

de pacientes con múltiples enfermedades, entre ellas se encuentran las relacionadas con los

problemas de tejidos óseos (tejidos duros y blandos), en la actualidad se estima que más de

cincuenta millones de personas en todo el mundo tienen implantado algún tipo de prótesis

[1]; lo anterior incentiva a la industria de la salud a la búsqueda de posibles soluciones a

dichos problemas, una de las soluciones que se han venido implementando es desarrollo de

nuevos materiales que sean biocompatibles con la fisiología del cuerpo humano, que en

algunos casos permite la sustitución de piezas óseas, las más conocidas son las

maxilofaciales; pero un problema en el que aún no se ha investigado a profundidad, es en el

desarrollo de dispositivos electrónicos como los sensores, que faciliten a los profesionales de

la salud el monitoreo permanente de la regeneración y cicatrización ósea, ya que una vez

implantada la pieza, se desconoce a detalle el proceso interno al que se somete; esto ha

generado una gran demanda en la fabricación de nuevos materiales y dispositivos que

permitan conocer en tiempo real el proceso de sustitución y reparación artificial de los

huesos; contar con este tipo de dispositivos permitiría al profesional de la salud tomar

decisiones acertadas sobre los tratamientos a seguir, según sea el proceso de recuperación

del paciente, mediante el monitoreo de los procesos biológicos que intervienen en su

recuperación, dando como resultado el mejoramiento de la calidad de vida.

Objetivos 21

Objetivos

1.1 Objetivo general

Desarrollar un sensor basado en nanoestructuras de carbono, contenidos en

polímeros conductores (Polipirrol, PEDOT y Quitosano) para aplicaciones óseas.

1.2 Objetivos específicos

Evaluar la estabilidad y actividad electródica del sensor de nanotubos de carbono

embebidos en PEDOT, Polipirrol y Quitosano mediante AFM, MEB, microscopia

Raman, Voltametría de pulso diferencial (DPV) e impedancia electroquímica (EIE).

Determinar las mejores condiciones de señal eléctrica y electroquímica (pulso

triangular, cuadrado y sinusoidal), de entrada y salida de los electrodos desarrollados

en condiciones simuladas, empleando técnicas electroquímicas.

Introducción 22

Introducción

El creciente interés por realizar análisis ambientales y biomédicos de forma rápida y

económica, así como por optimizar la producción mediante análisis en continuo (“on-line”),

ha dirigido la investigación de los sensores hacia la puesta a punto de métodos analíticos

que sean compatibles con sus necesidades. Los sensores son dispositivos que transforman

la información física o química en una señal útil que pueda ser procesada y que facilite

información de interés de una manera rápida y sin necesidad de análisis muy complejos [1].

Estas características, combinadas con la incorporación de los últimos avances en

tecnologías de miniaturización en la fabricación masiva de sensores, hacen de estos

dispositivos unas herramientas de interés en la industria. Existen dos clases de sensores,

clasificados según el tipo de información que sean capaces de transformar en:

Físicos: Dispositivos que detectan cambios en parámetros físicos (temperatura,

presión, flujo de masa, etc.)

Químicos: Detectan cambios de pH, concentración, composición entre otros.

En la actualidad la mayor parte de sensores utilizados para el control de procesos

industriales son físicos, pero la necesidad de obtener información química ha favorecido la

investigación y el desarrollo de este tipo de sensores, principalmente en el área biomedicina.

Desde que se describieron los primeros sensores químicos a principios del siglo XX, estos

dispositivos han dado lugar a una gran producción científica. Sin embargo, su aplicación ha

sido muy limitada ya que su fabricación suele realizarse manualmente, lo cual está asociado

a un elevado costo. De esta manera, se hace necesario desarrollar nuevos métodos de

fabricación de sensores químicos que permitan una producción automatizada, reduciendo

los costos de producción, y poder aprovechar así la gran potencialidad analítica que tienen

estos dispositivos [2].

Introducción 23

Por esta razón, durante los últimos 30 años, los biosensores electroquímicos han cobrado

gran importancia, especialmente en aplicaciones industriales, reduciendo así los costos en

su fabricación. De esta manera, es posible la integración en un área pequeña de dos o

tres electrodos requeridos habitualmente para la realización de medidas voltamperométricas.

Otra de las ventajas que presenta el uso de biosensores miniaturizados es el mínimo

consumo de reactivos. Disponer de un área de trabajo mucho menor, requiere menor

cantidad de material fisiológico en la fabricación, a la vez que permite trabajar con

volúmenes de muestra más pequeños. Por otra parte, estas dimensiones reducidas permiten

realizar análisis rápidos y hacer un seguimiento de los productos incluso en continuo (“on-

line”) e in situ. Como inconveniente, la instrumentación que se requiere ha de ser mucho

más sensible, ya que la señal que se debe tratar, es mucho menor [1].

Capítulo 1. Fundamentos teóricos 24

Capítulo 1. Fundamentos teóricos

Un sensor es un dispositivo que detecta cierta característica del medio externo, la transforma

en otra que pueda ser fácilmente transmisible, medible y procesable, y transmite ésta última

al dispositivo de control correspondiente. Realiza, por tanto, dos labores fundamentales:

detección y transducción. El detector y el transductor pueden ser elementos separados o

estar ambos integrados en el transductor. Es muy habitual que la característica a medir se

transforme en magnitudes eléctricas, ya que éstas son fácilmente manipulables [2]. Luego,

los sensores químicos formados por un elemento de reconocimiento biológico se definen

como biosensores, estos se encuentran en íntimo contacto con un sistema transductor

adecuado, que permite procesar la señal derivada por la interacción entre el biomaterial y el

analito. La señal obtenida se relaciona con la concentración de analito y debido a la

especificidad de la biomolécula, la detección se puede hacer directamente en muestras

complejas, sin previo tratamiento. Estos dispositivos han experimentado un notable avance

en los últimos años, desarrollándose fundamentalmente biosensores para su utilización en el

campo de la biomedicina, debido a la necesidad de diagnóstico rápido.

En la actualidad, la tecnología de los biosensores ha avanzado a otros campos como el

control medioambiental y las industrias agroalimentarias, ya que son los dispositivos con

más selectividad y por tanto, con más aplicaciones potenciales. Desde hace varios años,

algunos de ellos ya han sido comercializados, por ejemplo, los utilizados para los análisis de

glucosa en sangre, de vital importancia en pacientes diabéticos. El número de publicaciones

científicas, revisiones y patentes relacionadas con biosensores es muy elevado, lo que

refleja el gran interés que despierta este tema en el área científica. Poseen una serie de

características, entre las que destacan su alta sensibilidad y especificidad, bajo costo y

manejo sencillo, tiempo de análisis cortó. Otra ventaja es la de permitir realizar análisis en

tiempo real, pudiendo ser automatizados y miniaturizados.


Debido a la aplicación, en estos últimos años, de tecnologías de miniaturización en la

fabricación de electrodos, los biosensores electroquímicos, han tenido una gran relevancia

en sus aplicaciones industriales, facilitando la producción en grandes cantidades de

biosensores, consiguiendo una reducción en los costos de fabricación, y obteniendo una

gran reproducibilidad. De esta manera, se integran en un área pequeña los dos o tres

electrodos, requeridos habitualmente para la realización de medidas voltamperométricas.

Utilizar biosensores miniaturizados tiene la ventaja de un menor consumo de reactivos, ya

que al disponer de un área de trabajo mucho más pequeña, requiere menor cantidad de

material biológico en la fabricación, y permite trabajar con volúmenes de muestra más

pequeños. Como inconveniente, la instrumentación que se requiere debe ser mucho más

sensible, ya que la señal que se trata es mucho menor.

1.3 Tipos de sensor

En el campo de la Química Analítica, la tendencia es simplificar el protocolo de análisis de

una muestra determinada, reduciendo así los tiempos de análisis. Tradicionalmente se ha

utilizado instrumentación analítica muy sofisticada, tal como cromatógrafos,

espectrofotómetros, entre otros, de un costo elevado y que requiere especialización por

parte del operario. Si bien los sensores químicos se presentan como una clara alternativa, ya

que su sensibilidad y fiabilidad es mucho menor que la ofrecida por la instrumentación

analítica convencional. Un sensor químico es un dispositivo capaz de traducir la información

química de una muestra en una señal analítica útil, que constan de dos componentes

básicos: un sistema de reconocimiento o receptor y un transductor, sobre el que se

encuentra conectado el primero. El receptor reconoce selectivamente la información

química presente en la muestra, y la convierte de forma que pueda ser reconocida por el

transductor. Éste la transforma, a su vez, de una señal primaria a una señal secundaria

procesable fácilmente, generalmente eléctrica u óptica. Existen tres tipos de receptores.

Físicos: cuando no hay reacciones químicas involucradas en la detección, un

ejemplo son los materiales piezoeléctricos utilizados para detectar cambios de masa.

Químicos: la señal proviene de una reacción química.

Biológicos: cuando el material receptor tiene una procedencia biológica. Por

ejemplo, enzimas, anticuerpos, ADN, células, proteínas etc. En este caso, los

sensores químicos son denominados biosensores.


La clasificación de los sensores y biosensores se puede realizar atendiendo a diferentes

criterios, como son el tipo de receptor utilizado, la metodología empleada para inmovilizar

este receptor o el tipo de transductor utilizado, siendo ésta la más aceptada. En la Figura 1

se recogen los distintos tipos de sensores y biosensores según este criterio.

Tabla 1. Clasificación de sensores químicos y biosensores según el transductor utilizado

Tipo de transductores Descripción del sensor

Ópticos Transforman los cambios producidos en una señal óptica por la interacción de

un analito con el receptor.

Electroquímicos La señal transformada es debida a una interacción electroquímica entre el

analito y el electrodo.

Piezoeléctricos Dispositivos que transforman un cambio de masa que se da sobre el electrodo

modificado con materiales con propiedades piezoelectrónicas.

Térmicos Dispositivos capaces de medir cambio de calor sobre la superficie del

electrodo.

Fuente: Tesis doctoral Electrodos de pvc/ttf-tcnq modificados. Aplicación como sensores y

biosensores electroquímicos

Una descripción más amplia de cada uno de los tipos de transductores se describe a

continuación:

Figura 1. Esquema genérico de un biosensor [2,1]




Los biosensores se suelen clasificar dependiendo de la naturaleza del material biológico, y

en función del sistema de transducción utilizado, hoy en día uno de los materiales orgánicos

más utilizados en la fabricación de sensores son los nanotubos de carbono, dadas sus

propiedades físico-químicas que los hacen muy sensibles, a su vez resistentes y buenos

conductores eléctricos, adicional a esto es un material de baja toxicidad, por lo cual es muy

utilizado en el campo de los biomateriales [4]. Los nanotubos de carbono se presentan como

una opción interesante para la fabricación de sensores de pequeño tamaño, portátiles,

rápidos y de bajo consumo. En muchos casos, se aprovecha la circunstancia de que las

propiedades eléctricas de los nanotubos de carbono dependen fuertemente de su estructura

atómica y electrónica y cualquier modificación de origen físico o químico que se produzca en

ésta, provocará un cambio en dichas propiedades. Midiendo el cambio tendremos un reflejo

de la característica que lo provocó.

En la siguiente tabla se ofrece un resumen de la propiedad de los nanotubos que se

aprovecha para cada tipo de sensor.

Tabla 2. Propiedades de los nanotubos que se aprovechan en la fabricación de sensores

Propiedad Tipo de sensor

Cambio en la resistencia y capacidad al reaccionar químicamente con ciertas sustancias.

Sensores químicos y biológicos.

Cambio en la resistencia provocado por fuerzas de sustancias

cargadas, electrostáticas procedentes del exterior.

Sensores químicos y

biológicos.

Cambio en la resistencia al ser sometidos a fuerzas mecánicas

(presión, curvado, torsión): piezorresistividad. Sensores mecánicos.

Cambio en la frecuencia de vibración al ser sometidos a una

fuerza.

Sensores mecánicos

resonantes.

Aumenta la resistencia con la temperatura. Sensores térmicos.

Producen corriente eléctrica al ser calentados con determinadas

longitudes de onda del espectro infrarrojo: piroelectricidad. Sensores térmicos.

Producen corriente eléctrica al ser iluminados. Sensores

electromagnéticos.

Presentan fotoluminiscencia. Sensores

electromagnéticos.

Absorben luz visible e infrarroja. Sensores

electromagnéticos.


Emiten electrones cuando se estimulan con microondas. Sensores

electromagnéticos.

La corriente de electrones emitida (emisión de campo) depende de

la presión de la cámara.

Sensores de presión por

emisión de campo.



A continuación se presentan los distintos tipos de sensores que pueden incorporarse a los

nanotubos de carbono, clasificados en función del parámetro que detectan:

Sensores químicos y biológicos

Los sensores químicos se usan para detectar la presencia de determinadas sustancias en un

entorno dado. Para ello se usan técnicas muy diversas, desde reacciones químicas con el

analito o sustancia a analizar hasta cambios de propiedades físicas de todo tipo producidas

en el detector del sensor ante la presencia del material que se pretende detectar. Se utilizan

en entornos biológicos y los usados para la detección de contaminantes despiertan gran

interés en la comunidad científica por sus potenciales beneficios para la salud y el

medioambiente.

En muchas ocasiones son desarrollados a partir de nanotubos de carbono basan su

funcionamiento en la propiedad que tienen éstos de cambiar sus propiedades eléctricas, en

concreto, su resistencia y su capacidad al reaccionar químicamente con las sustancias que

se pretende detectar. Pueden existir diferentes mecanismos de reacción, una posibilidad es

utilizar nanotubos con defectos de forma, de tal modo que las moléculas a detectar ocupen

los huecos. Incluso se producen cambios en la capacidad del nanotubo si éste se recubre

con otra sustancia que de alguna manera atrape a las moléculas a detectar, de forma que

éstas se quedan en la superficie del nanotubo pero sin interaccionar directamente con él [5].

Los nanotubos de carbono también pueden detectar la presencia de sustancias que tengan

cierta carga, basándose en que la resistencia de los nanotubos depende del número de

cargas libres en su interior y éste número se puede alterar mediante fuerzas electrostáticas

que proceden del exterior. Su función no es ser el detector sino mejorar las prestaciones de

ciertos materiales que se usan para realizar dicha función. Así, por ejemplo, en la reacción

química que tiene lugar entre el analito y el electrodo del detector en sensores


electroquímicos pueden hacer de catalizadores o facilitar el intercambio de electrones en una

reacción de oxidación-reducción. Adicional a esto se destacan por ser rápidos y a

temperatura ambiente son mucho más sensibles que otros tipos de sensores usados

actualmente. Debido a su pequeño tamaño y rapidez tendrán un papel muy importante en

redes de seguridad y en control medioambiental.

Sensores mecánicos

Se utilizan para detectar fuerzas de todo tipo y medir así o bien dichas fuerzas, o bien

multitud de parámetros que se asocian a ellas. Se pueden citar como ejemplos los sensores

acústicos, de flujo, de velocidad y de masa. Los nanotubos de carbono pueden ser utilizados

como sensores mecánicos ya que al ser sometidos a una fuerza se producen pequeños

desplazamientos en su estructura atómica y se alteran sus propiedades eléctricas. Así, al

presionar, retorcer o curvar un nanotubo se producen cambios en su resistencia, o sea, son

piezorresistivos [3,4].

Sensores térmicos

Se utilizan para medir la temperatura o los cambios que se producen en ésta. Los nanotubos

de carbono pueden ser utilizados como sensores térmicos gracias a que su resistencia

cambia con la temperatura. De hecho la resistencia aumenta prácticamente de forma lineal

con la temperatura debido a que el calor crea vibraciones atómicas en el nanotubo y éstas

hacen que se produzcan más colisiones con los electrones, dificultando su movimiento. Otra

propiedad de los nanotubos de carbono en la que se pueden basar los sensores térmicos es

que para determinadas longitudes de onda del espectro infrarrojo presentan piroelectricidad

(producción de electricidad cuando son calentados).

Sensores electromagnéticos

Detectan la presencia de ondas electromagnéticas. Los nanotubos de carbono pueden ser

utilizados como sensores electromagnéticos debido a cuatro propiedades. En primer lugar,

Optoelectrónica, producen corrientes eléctricas al ser iluminados (con luz visible), lo que les

hace aptos para su utilización como sensores ópticos. En segundo lugar Fotónica, la

fotoluminiscencia de los hace que puedan ser utilizados como sensores de ciertas

radiaciones cuyas longitudes de onda desencadenan el fenómeno. En tercer lugar, los

nanotubos de carbono también pueden comportarse como absorbentes de radiación visible


e infrarroja y esto también puede utilizarse como base para el desarrollo de sensores. Por

último, la emisión de campo inducida por microondas, puede servir para la fabricación de

nuevos sensores para este tipo de radiación electromagnética, además de ser la base de los

amplificadores de microondas.

Sensores de emisión de campo

Son aquellos sensores que aprovechan la capacidad de los nanotubos de carbono de emitir

electrones y el hecho de que la corriente de electrones emitida por los nanotubos de carbono

varíe con la presión de la cámara en la que se produce la emisión puede ser aprovechado

para desarrollar sensores de presión.

Sensores electroquímicos

Durante la pasada década, los sensores basados en transductores electroquímicos fueron

los que más publicaciones científicas generaron. Este hecho está claramente ligado a que

estos dispositivos son más robustos, su fabricación es más simple y económica que el resto

de transductores, y además, poseen un amplio intervalo de linealidad, así como unos

tiempos de respuesta muy cortos. Además, los equipos necesarios para recoger y procesar

la señal, tales como potenciostatos y conductímetros, son relativamente económicos, de fácil

mantenimiento, manejo y miniaturización, y uso es bastante común en la mayoría de

laboratorios de análisis. Los transductores electroquímicos, según la técnica electroquímica

utilizada para obtener la información de la muestra, se clasifican en: conductimétricos,

potenciométricos y amperométricos.

Dentro de este tipo de sensores se encuentran los sensores moleculares electroquímicos,

los cuales usan una molécula e interactúan con un analito para producir un cambio

detectable. Los sensores moleculares combinan varios factores como el reconocimiento

molecular, complementariedad, el efecto de cooperatividad, el efecto quelato, auto

ensamblaje molecular y la selectividad de acuerdo al sensor molecular. Recientemente se

ha añadido el término de química analítica supramolecular para poder describir mejor las

aplicaciones de los sensores moleculares dentro de la química analítica, muchos de los

sensores moleculares electroquímicos, se basan en el cambio de las respuestas

electroquímicas de ensayos moleculares hacia sustancias electroactivas. Estos sensores

transforman el efecto electroquímico de la interacción analito-electrodo en una señal útil [5].

https://es.wikipedia.org/wiki/Mol%C3%A9cula

https://es.wikipedia.org/wiki/Analito

https://es.wikipedia.org/wiki/Autoensamblaje_molecular

https://es.wikipedia.org/wiki/Autoensamblaje_molecular

https://es.wikipedia.org/wiki/Qu%C3%ADmica_anal%C3%ADtica


1.4 Tipo de transductor

Transductor conductimétrico

Los transductores conductimétricos están basados en la medida de la variación de la

conductividad entre dos electrodos inmersos en una solución provocados por el analito. Esta

conductividad es medida al aplicarse un potencial de pequeña amplitud de corriente alterna

para evitar la polarización en la sustancia. La presencia de elementos iónicos genera un

incremento en la conductividad cuya evaluación permite la medición indirecta de ciertas

especies. Esta forma de medición se suele utilizar para caracterizar algunos líquidos y/o

superficies de electrodos modificados, como en este caso.

La conductividad es proporcional a la concentración de iones según la ecuación:

Ecuación 1. Conductividad

Siendo k la conductividad específica (S cm-1), y C la concentración de iones (mol cm-3).

Las medidas de resistividad en corriente continua son las más comunes para el

funcionamiento de estos sensores, aunque para registrar medidas de impedancia se utiliza

corriente alterna.

Los conductores conductimétricos para biosensores han sido desarrollados hace poco más

de tres décadas aproximadamente. Muchas reacciones catalizadas por enzima han sido

estudiadas en soluciones homogéneas usando métodos conductimétricos. Un trabajo inicial

en esta área se realizó con urea y usando como enzima ureasa, estando el sustrato

inicialmente descargado para luego realizarse la hidrolisis y alcanzar especies cargadas [6].

La configuración de estos dispositivos es muy simple, consiste en dos electrodos que

pueden ser de diferentes materiales. También se han desarrollado diferentes biosensores

conductimétricos, mediante la modificación de electrodos con material biológico atrapado en

polímeros conductores [7].

Transductores Amperométricos


El principio amperométrico consiste en la medición de la corriente que fluye en un electrodo

como resultado de la aplicación de un potencial al mismo, respecto a un electrodo de

referencia. Un tercer electrodo, denominado auxiliar, es necesario en la mayoría de los

casos para completar la celda electroquímica. Mediante esta técnica se obtienen respuestas

de intensidad de corriente que son función lineal de la concentración.

La corriente medida tiene tres fuentes diferentes. La primera es una corriente tipo capacitivo

que fluye a través de la celda y se debe al proceso de carga y descarga de la doble capa

electroquímica. La segunda, es una corriente de tipo farádico la cual se origina por las

reacciones químicas; esta corriente produce un cambio en el estado redox de algunas

especies en la solución o en el mismo material del electrodo. La tercera se debe a la

corriente que puede producirse cuando un electrodo se sumerge en un electrolito

experimentando efectos de adsorción. De estas tres corrientes, la corriente farádica es la

corriente de mayor interés en el análisis amperométrico [3,4].

La corriente farádica es una medida de la velocidad de la reacción electroquímica que se

produce en el electrodo. Esta corriente es directamente proporcional a la concentración de

especies reducidas y oxidadas y es muy apropiada para las aplicaciones analíticas. Por lo

tanto se aprecia que la corriente implicada en los sensores Amperométricos es el resultado

de una reacción electroquímica neta.

Los transductores amperométricos se fundamentan en la proporcionalidad existente entre la

concentración de una determinada especie electro activa y la corriente eléctrica registrada al

oxidarse o reducirse sobre la superficie de un electrodo polarizado. Esta relación intensidad-

concentración se comporta según el siguiente modelo que proviene de la Ley de Fick.

(

)

Ecuación 2. Ley de Fick

Donde A es el área del electrodo de trabajo, D0 y C0 son el coeficiente de difusión y la

concentración del analito, respectivamente, y x representa la distancia de la doble capa. En

el caso de que la solución esté agitada constantemente, se puede considerar que x se

mantiene constante y corresponde con el tamaño de la capa de difusión (δ). Así, la ecuación

anterior puede simplificarse obteniéndose una relación lineal entre la intensidad medida y la

concentración del analito[1,2].


Ecuación 3. Simplificación Ley de Fick

Transductores Potenciométricos

Estos sensores entregan la información analítica como una señal de potencial eléctrico a

partir de la conversión obtenida en el proceso de reconocimiento. Este potencial eléctrico es

proporcional a la actividad (concentración) de especies generadas o consumidas en la etapa

de reconocimiento y se genera en la interfase solución-transductor. El potencial eléctrico

generalmente es medido bajo condiciones de intensidad de corriente cero. Este tipo de

transducción es muy importante para la aplicación con biosensores debido a su selectividad,

simplicidad y bajo costo [4,5]. La relación entre el potencial eléctrico y la actividad del analito

está expresada por la ecuación de Nernst:

Ecuación 4. Nernst

Donde:

E es la fuerza electromotriz del electrodo selectivo de iones.

E0 es el potencial normal del electrodo de referencia a las condiciones estándar.

ai es la actividad del ión primario a ser estudiado

R es la constante de los gases (8.3144 JK-1 mol-1)

T es la temperatura absoluta

n es el número de carga del ión

F es la constante de Faraday (9.6485*104 Cmol-1)

La actividad indica la capacidad reactiva de los iones en la solución. En términos prácticos

se trabaja más con la concentración del ión principal que con su actividad la cual está

relacionada con la concentración por el coeficiente de actividad, el cual mide la eficiencia con

que una especie influye en un equilibrio. Es importante mencionar que la concentración de la

especie iónica en solución está afectada por la fuerza iónica. Esta propiedad altera la

capacidad reactiva de los iones en la solución debido a las interacciones electrostáticas

(atracción y repulsión) entre los mismos, siendo más pronunciada con el aumento de la


concentración. En soluciones muy diluidas la fuerza iónica es mínima y no afecta el

comportamiento de los iones en la solución [2].

Transductores Electroquímicos

Los transductores electroquímicos transforman la señal producida por la interacción entre el

sistema de reconocimiento y el analito en una señal eléctrica. El elemento de reconocimiento

biológico y el elemento de transducción deben estar en contacto. Los más utilizados son los

que realizan medidas amperométricas. Con ellos se trabaja a un potencial fijo respecto al

electrodo de referencia, y se mide el flujo de corriente que se genera en la superficie del

electrodo de trabajo, cuando tiene lugar la oxidación o reducción de alguna de las especies

implicadas. La señal obtenida se puede correlacionar con la concentración de sustrato. En

estos electrodos, bien el sustrato o el producto deben ser especies electro activas, y la

velocidad de la reacción enzimática se controla mediante el registro directo de la corriente

producida.

1.5 Naturaleza del material fisiológico empleado en la

fabricación de biosensores

Una de las principales características del material biológico empleado para la fabricación de

biosensores es su alta selectividad, permitiendo diferenciar en algunos casos, incluso

isómeros de una misma molécula. Esta particularidad hace que estos componentes sean de

gran interés en su aplicación como receptores en la fabricación de sensores.

Los biosensores, sobre todo los basados en transductores electroquímicos, son uno de los

campos que más ha avanzado en cuanto a investigación en los últimos años. Existen

diferentes tipos de bioreceptores que se pueden inmovilizarse sobre transductores

electroquímicos:

Anticuerpos

Ácidos nucleícos

Microorganismos

Tejidos orgánicos

Enzimas


Los enzimas son los elementos más comúnmente utilizados para la fabricación de

biosensores debido a su bajo coste, disponibilidad en el mercado y fácil manipulación. A

continuación se describen los diferentes receptores, haciendo especial énfasis en los

enzimas.

Anticuerpos

Los Anticuerpos son, junto al ADN, los agentes biológicos más selectivos que existen.

Debido a su estructura tridimensional puede enlazarse con una sustancia (antígeno) de una

manera muy específica.

En los últimos diez años, se han realizado grandes esfuerzos para desarrollar

inmunosensores. El inconveniente de este tipo de material para aplicaciones en la

fabricación de biosensores es que no tiene capacidad catalítica, lo que implica el empleo de

anticuerpos o antígenos marcados, con un isótopo radiactivo, enzimas, partículas

luminiscentes, etc. [9].

En el caso de los inmunosensores basados en transductores amperométricos, el marcaje

más utilizado es mediante enzimas. La corriente recogida por el transductor es proporcional

a la concentración de las especies electroactivas generadas por la reacción enzimática, y por

tanto, proporcional a la cantidad de anticuerpos marcados.

Ácidos nucleícos

La alta especificidad de los pares de bases (adenina/timina y citosina/guanina) distribuidas a

lo largo de la doble hélice que forma la cadena de ADN, hace este material de gran interés

en la fabricación de biosensores.

Como en otros biosensores, las cadenas cortas de ADN (sADN) están inmovilizadas sobre

superficies en forma de electrodos, chips o cristales según el tipo de transductor utilizado. La

hibridación de esta molécula inmovilizada con su par es detectada por el transductor. En el

caso de los anticuerpos, este tipo de material no tiene capacidad catalítica, por tanto, para su

detección necesita ser marcado. En el caso de utilizar transductores amperométricos, éstos

suelen estar modificados con enzimas.

Tejidos orgánicos o celulares


Los tejidos orgánicos pueden ser utilizados como elemento de reconocimiento prácticamente

sin preparación. Generalmente, tienen una gran variedad de enzimas inmovilizados, y por

tanto, no son tan selectivos como otros materiales biológicos. Por el contrario, están en su

medio natural y es más difícil su degradación, lo que aumenta el tiempo de vida del

biosensor.

Enzimas

Los enzimas son proteínas capaces de catalizar una reacción química. Reaccionan de

manera selectiva con un analito o familia de analitos, acelerando la reacción química, y sin

consumirse. Si la reacción enzimática involucra un solo sustrato, el mecanismo básico de la

catálisis enzimática es el siguiente:

Donde S es el sustrato, E el enzima, ES el complejo enzima-sustrato y P el producto. Para

una concentración de enzima, la velocidad de reacción catalizada enzimáticamente viene

dada por la ecuación de Michaelis-Menten:

[ ]

[ ]

Ecuación 5. Michaelis-Menten

Donde Vmax es la máxima velocidad de reacción y KM es la constante de Michaelis, que

corresponde a la concentración de sustrato para la cual la velocidad es igual a la mitad de la

velocidad máxima. En la

Figura 2 se muestra la dependencia típica de la velocidad de reacción enzimática de la

concentración de sustrato, señalándose los valores de los parámetros KM y Vmax, y las

zonas donde la señal obtenida es útil para la determinación del sustrato y para la

determinación de la actividad enzimática. Desde el punto de vista analítico, a medida que se

tiene una constante de Michaelis más elevada la sensibilidad del método disminuye, pero

aumenta el intervalo de linealidad.


Figura 2. Dependencia de la velocidad de la reacción enzimática frente a la concentración

de sustrato. [1,2]

Fuente: Tesis doctoral Diseño y aplicación de sensores electroquímicos basados en moléculas

orgánicas conductoras.

La actividad enzimática, está regulada por el pH del medio, la fuerza iónica, la temperatura y,

requiere en algunos casos, la presencia de un cofactor. El cofactor es un producto químico

no proteico necesario para que la reacción enzimática se lleve a cabo, por ejemplo oxígeno.

Las enzimas están formados por una estructura tridimensional compuesta por péptidos, con

una zona activa que reacciona con el sustrato. Esta zona activa, que confiere especificidad a

la enzima, suele estar situada en el interior del enzima. Existen diferentes tipos de enzimas,

clasificados según el tipo de reacción que llevan a cabo:

Transferasas, catalizan la transferencia de un grupo químico de un sustrato a otro.

Hidrolasas, catalizan reacciones de hidrólisis.

Liasas, catalizan adiciones de grupos a dobles enlaces o formaciones de dobles

enlaces por eliminación de grupos.

Isomerasas, catalizan la interconversión de isómeros.

Ligasas, catalizan la formación de enlaces C-C, C-S, C-O y C-N por reacciones de

condensación acopladas a la hidrólisis de ATP.

Oxidoreductasas, catalizan reacciones de óxido-reducción, es decir, transferencia

de hidrógeno o electrones de un sustrato a otro. Debido a esta capacidad redox, son

el candidato ideal para su utilización como bioreceptores en biosensores

amperométricos.


Las enzimas fueron los primeros bioreceptores utilizados, y siguen siendo hoy en día los

más empleados para la fabricación de biosensores. Una de las grandes ventajas de la

utilización de enzimas, a parte de su alta selectividad, es su menor tiempo de respuesta en

relación con los otros tipos de biosensores. Como inconvenientes, se debe tener en cuenta

que pierden actividad al ser inmovilizadas sobre la superficie del electrodo y tienen un tiempo

de vida relativamente corto.

1.6 Métodos de Inmovilización

La inmovilización del material fisiológico, es un proceso mediante el que se confina el

bioreceptor sobre el transductor electroquímico, para dar lugar a formas insolubles que

retienen su actividad. Es el proceso más importante en la fabricación de un biosensor, ya

que características como el tiempo de vida o la sensibilidad, dependen en gran medida de la

metodología de inmovilización utilizada. Como ventajas del empleo de material biológico

inmovilizado cabe destacar, aumento de la estabilidad del receptor biológico, posible

reutilización del biosensor, disminuyendo el costo del proceso. Por otra parte, los principales

inconvenientes del proceso de inmovilización son: Alteración de la conformación del

material biológico respecto de su estado nativo. En el caso de la utilización de enzimas,

pérdidas de su actividad catalítica. En general, los métodos de inmovilización se suelen

clasificar en dos grandes grupos; retención física y unión química (Figura 3).

Figura 3. Clasificación de los métodos de inmovilización.[2,1]


biosensores electroquímicos.


A continuación se describen, con más detalle, cada uno de los tipos de inmovilización

enzimática, ya que es el componente biológico empleado en este trabajo.

Atrapamiento

Consiste en la retención física del enzima en las cavidades interiores de una matriz sólida

porosa (Figura 4), constituida generalmente por monómeros fotocurables o polímeros del

tipo poliacrilamina, PVC, colágeno, alginato, carraginato o resinas de poliuretano. También

se suelen utilizar hidrogeles, como poly (2-hydroxyetil metacrilato) (p(HEMA)), o polímeros

conductores, co mo poli pirrol, como es el caso.

Es una técnica de gran sencillez desde el punto de vista experimental y no requiere una gran

cantidad de material biológico. Como venta ja adicional, la enzima no sufre ninguna

alteración en su estructura. Uno de los inconvenientes es la gran barrera creada que dificulta

la difusión del analito hasta el cent ro activo de la enzima, aumentando el tiempo de

respuesta del sensor [6][3]. El Atrapamiento requiere un control riguroso de las condiciones

de polimerización, ya que pueden alterarse los grupos reactivos de la proteína, lo que

provocaría pérdidas en la actividad enzimática.

Figura 4. Inmovilización enzimática por encapsulamiento. [1,2]



Microencapsulación

En esta técnica, los enzimas están rodeadas de membranas semipermeables que permiten

el paso de moléculas de sustrato y producto, pero no de la enzima (Figura 5). Este método

permite que el material biológico esté en contacto directo con el transductor, manteniendo, a


su vez, la alta selectividad de las enzimas puesto que no se ven afectadas por los cambios

de pH, temperatura o fuerza iónica en el medio.

Figura 5. Inmovilización enzimática mediante microcapsulación.[1,2]



Adsorción en la superficie

En la adsorción, la enzima se une a un soporte sin funcionalizar mediante interacciones

iónicas (Figura 6), fuerzas de Van der Waals y puentes de hidrógeno. Se suelen utilizar

diferentes sustancias con gran capacidad de adsorber material biológico, como por ejemplo

alúmina, arcillas, grafito y sílica gel. Los principales factores que influyen en la adsorción

son:

El pH del medio: controla el número y la naturaleza de las cargas que presenta la

superficie de la proteína y del sólido.

La fuerza iónica: al aumentar la fuerza iónica se produce la desorción de la

enzima, ya que los iones inorgánicos se unen con más fuerza al soporte que la

proteína.

El diámetro del poro: debe ser aproximadamente dos veces el tamaño del eje

mayor del enzima.

La presencia de iones que actúen como cofactores de la enzima, ya que pueden

incrementar la carga enzimática del derivado.


Es un método de preparación sencilla, bajo costo y que no implica cambios de especificidad

enzimática, pero tiene como inconvenientes que es poco estable desde el punto de vista

mecánico, y que la unión con el soporte es débil.

Figura 6. Inmovilización enzimática por adsorción sobre la superficie



Entrecruzamiento (cross-linking)

El método consiste en la utilización de reactivos bifuncionales (dialdehidos, diiminoésteres,

diisocianatos, sales de bisdiazonio, e incluso, diaminas, si están activadas con carbodiimida)

que originan uniones intermoleculares entre moléculas de enzima. Los entrecruzadores más

utilizados son glutaraldehido, hexametildisocianato y 1,5-dinitro-2,4-diflorobenceno (co

Figura 7) [3]. El entrecruzamiento permite eliminar las pérdidas de actividad enzimática

debidas a efectos difusionales, entrecruzando el material biológico con proteínas sin

actividad enzimática y rica en residuos de lisina como, por ejemplo, la seroalbúmina bovina

(BSA). En la bibliografía, esta técnica, es ampliamente utilizada para la estabilización de

enzimas.

Un procedimiento mixto de inmovilización, muy común, consiste en inmovilizar la enzima por

adsorción en una matriz polimérica, consiguiéndose así una elevada carga enzimática, y

posteriormente, modificarlo con entrecruzadores [3].

Esta técnica se ha empleado en algunas investigaciones para la fijación de la enzima

glucosa oxi1dasa y tirosinasa en la superficie del electrodo compósito PVC/TTF-TCNQ/Auco

Figura 7. Inmovilización enzimática mediante entrecruzamiento. [1,2]




Unión covalente

La metodología de la unión covalente entre el transductor y el enzima se basa en la

activación de grupos químicos del soporte para que reaccionen con nucleófilos de las

proteínas. De entre los 20 aminoácidos diferentes que se encuentran en la estructura de las

enzimas, los más empleados para la formación de enlaces covalentes son principalmente la

lisina, la cisteína, la arginina y los ácidos aspártico y glutámico. El resto de aminoácidos,

debido a su carácter hidrófobo, no se encuentran expuestos hacia el exterior de la superficie

proteica, y no pueden intervenir en la unión covalente [3]. Este tipo de inmovilización precisa

del control de parámetros como el pH o la fuerza iónica de la solución, así como disponer de

una superficie del transductor perfectamente limpia. La gran ventaja de este método es que

permite conseguir tiempos de vida muy largos, entre 4 y 14 meses, En la Figura 8 se

muestran los dos tipos de inmovilización mediante unión covalente existentes, en función si

la enzima está o no orientada.

Figura 8. Inmovilización mediante unión covalente a) no orientada b) orientada. [1,2]




1.7 Nanoestructuras de carbono

Una nanoestructura es una estructura con un tamaño intermedio entre las estructuras

moleculares y microscópicas (de tamaño micrométrico). Generalmente, estas estructuras

experimentan efectos cuánticos que no son tan obvios en estructuras de mayor tamaño y

tienen por tanto propiedades físicas especiales.

Para describir nanoestructuras necesitamos diferenciar entre el número de dimensiones en

la nanoescala. Las superficies sin textura tienen en la nanoescala una dimensión, es decir, el

grosor de la superficie de un objeto está entre 0.1 y 100 nm. Los nanotubos tiene dos

dimensiones en la nanoescala, es decir, el diámetro del tubo está entre 0.1 y 100 nm; su

longitud puede ser mucho mayor. Finalmente, las nanopartículas esféricas tienen tres

dimensiones en la nanoescala, es decir, la partícula tiene entre 0.1 y 100 nm en cada

dimensión espacial. Los términos de nanopartículas y partículas ultra finas (UFP) a menudo

son usados como sinónimos aunque las UFP pueden alcanzar el rango del micrómetro [11].

Nanotubos de carbono

Los nanotubos. Son estructuras cilíndricas con diámetro nanométrico. Aunque pueden ser de

distinto material, los más conocidos son los de silicio pero principalmente, los de carbono ya

que unas de las principales características de este último son su gran conductividad, y sus

propiedades térmicas y mecánicas. Existen diferentes tipos de estructuras para formar un

nanotubo, siendo la estructura, la influencia principal que decida las características finales

como lo son las eléctrica, térmicas o mecánicas del nanotubo.

Debido a la importancia de los nanotubos, aquí se presenta brevemente su historia; en 1991

Sumio Iijima, descubrió los nanotubos que desde ahí han revolucionado la nanociencia.

Desde su descubrimiento hasta la actualidad, las aplicaciones reales y potenciales de los

nanotubos van creciendo de forma impresionante. En su conjunto el material constituido es

un perfecto semiconductor por lo que es posible que los nanotubos de carbono desempeñen

el mismo papel que realizo el silicio en los circuitos electrónicos en su debido momento, pero

ahora a escala molecular, donde los demás semiconductores dejan de funcionar.

Estas características auguran que los nanotubos representan el futuro de los dispositivos en

la electrónica debido a su alta velocidad de funcionamiento y además de otros usos

relacionados que se les pueden dar. De momento, con los nanotubos de carbono ya se han


fabricado componentes básicos de los ordenadores, siendo el próximo paso, construir

circuitos electrónicos y siendo optimistas en pocos años fabricar ordenadores basados en

nanotecnología [12].

Tipos de nanotubos

Existen nanotubos de silicio o nitruro de boro, pero normalmente el término de nanotubos se

usa para los nanotubos de carbono, que son una forma alotrópica del carbono, su estructura

puede considerarse procedente de una lámina de grafito enrollada sobre sí misma.

Dependiendo del grado de enrollamiento, y la manera como se conforma la lámina original,

el resultado puede llevar a nanotubos de distinto diámetro y geometría interna.

a. Nanotubos Monocapa: en inglés Single-walled nanotubes (SWNT). Están formados

por una sola capa de grafito la cual está dispuesta en forma cilíndrica. Los

nanotubos monocapa son una de las variedades de tubo más importantes ya que

tienen determinadas propiedades eléctricas que no comparten con el resto de tipos

de nanotubo. Estas propiedades han permitido la creación de interesantes

aplicaciones a nivel de electrónica molecular (Figura 9a).

b. Nanotubos Multicapa: en inglés Multi-walled nanotubes (MWNT). Están formados

por varias capas de carbono, su descripción se torna más compleja y se recurren a

distintos modelos para su explicación (Figura 9-b).

Modelo de la muñeca Rusa: Tubos concéntricos metidos uno dentro de otro.

Modelo del "Pergamino": Una única capa de grafito toma una estructura análoga a

la de pergamino o periódico enrollado.

Bicapa: en inglés Double-walled carbon nanotubes (DWNT). Es un tipo de nanotubos

multicapa muy importante ya que comparte muchas de las propiedades de los

nanotubos monocapa aumentando significativamente su resistencia química

Fulerita: en inglés Fullerite. Son la manifestación sólida de los fullerenos, que en el

caso de los nanotubos da lugar a la clasificación específica en:

Nanotubos Monocapa polimerizados: en inglés Polymerized single-walled

nanotubes (P-SWNT). Tienen una dureza cercana a la del diamante.

Nanotubos Multicapa polimerizados: en inglés Polymerized Multi-walled nanotubes

(P-MWNT), en este trabajo se utilizaron nanotubos multicapa funcionalizados con

NH2.


Figura 9. Tipos de Nanotubos de carbono. a) Nanotubos de carbono de una capa, b)

Nanotubos de carbono de capas múltiples. [10,2]

Fuente: Introducción a los nanomateriales

Propiedades de los nanotubos de Carbono

a. Propiedades eléctricas

Al tener en cuenta la complejidad electrónica de los nanotubos, además de las reglas

cuánticas que rigen la conductividad, la conducción en los nanotubos de carbono se

transforma a un tipo de conducción cuántica, en ocasiones los nanotubos incluso pueden

presentar superconductividad. Normalmente en un dispositivo común si se representa voltaje

frente a intensidad de corriente se obtiene una línea recta, o sea, V=IR, cosa diferente

sucede con los nanotubos de carbono y la conducción cuántica que muestra, que no es

directamente proporcional, sino que ahora su gráfica presenta una línea escalonada ya que

la conductividad de los nanotubos es 3 órdenes de magnitud mayor que la de los materiales

actualmente usados (respecto al cobre que es el material más usado). Su conductividad

depende de relaciones geométricas, o sea, del número de capas, su torsión o diámetro. Otro

aspecto importante a resaltar es que estos valores además de la resistencia del nanotubo no

dependen de su longitud, a diferencia de lo que ocurre con los cables normales en donde su

resistencia es directamente proporcional a su longitud.

b. Propiedades mecánicas

Actualmente es la fibra más resistente que se puede fabricar, esta capacidad se debe a la

estabilidad y robustez de los enlaces entre los átomos de carbono. Ahora bien, al hablar de

deformación este nanomaterial posee grandes ventajas ya que frente a esfuerzos de

deformación muy intensos son capaces de hacerlo enormemente y de mantenerse en un


régimen elástico. Esta característica se puede mejorar al hacer que varios tubos se unan

como una cuerda, de este modo al romperse un nanotubo, la fractura no se propagaría a los

demás nanotubos ya que son independientes. En general, ante pequeños esfuerzos los

nanotubos pueden funcionar como resortes extremadamente firmes o pueden deformarse

drásticamente y volver posteriormente a su forma original frente a cargas mayores, los

nanotubos son 100 veces más resistentes que el acero y 6 veces más ligeros.

c. Propiedades térmicas

Son enormemente estables térmicamente, tanto para valores en el vacío como para

mediciones en el aire, estas mediciones están referenciadas a valores estándar utilizados

para la medición de materiales de cualquier tipo. Además, las propiedades de los nanotubos

pueden modificarse atrapando metales o inclusive gases en su interior [14].

1.8 Polímeros conductores

Un polímero es una molécula, natural o sintética, que consiste esencialmente en unidades

estructurales idénticas repetidas. Una de las propiedades más atractivas de los polímeros

orgánicos clásicos ha sido la capacidad de actuar como excelentes aislantes eléctricos. Sin

embargo, ha existido un gran interés en la posibilidad de producir polímeros que actúen

como conductores eléctricos. Estos nuevos materiales, a los que se han denominado

polímeros conductores, podrían revolucionar la industria eléctrica y electrónica al combinar

excelentes propiedades mecánicas y químicas, además de su fácil preparación y bajo costo

de fabricación.

Los polímeros conductores, conducen la electricidad debido principalmente a la presencia de

ciertas cantidades de otros productos químicos (dopado), pero también a la presencia de

dobles enlaces conjugados que permiten el paso de un flujo de electrones, son materiales

formados por largas cadenas hidrocarbonadas con dobles enlaces alternos, o conjugados.

Cuando extraemos un electrón de uno de estos dobles enlaces se genera un radical catión,

también llamado polarón, y al seguir oxidando se puede arrancar un segundo electrón para

formar un dicatión, o bipolarón, que es muy estable. Esta carga positiva puede desplazarse

por la cadena pasando de un doble enlace a otro conduciendo de este modo la electricidad.

La extracción de electrones, u oxidación, puede ser continuada formándose más de un

catión por cadena. Las familias más comunes de polímeros conductores son derivados de:


poliacetileno, polianilina, polipirrol y politiofeno, cuyas estructuras se muestran en la Figura

10.[15][16].

Figura 10. Polímeros conductores más comunes. [2,1]


biosensores electroquímicos [3]

PEDOT

A finales de la década de los años 80, científicos de la compañía Bayer A.G. desarrollaron

un nuevo derivado de politiofeno, el poli(3,4-etilendioxitiofeno) (PEDOT), cuya estructura se

muestra en la Figura 11. El PEDOT pronto adquirió una posición destacada entre los

polímeros semiconductores debido a sus excelentes propiedades. Además de una elevada

conductividad, el PEDOT presenta un bajo gap, una excelente estabilidad frente a la

oxidación atmosférica y compatibilidad en medio acuoso. Estas propiedades han permitido

que el PEDOT haya sido ampliamente utilizado como capa antiestática o como material para

el transporte de huecos en dispositivos optoelectrónicos.

Figura 11. Estructura del PEDOT [14,1]

Fuente: Universidad Complutense de Madrid


Los grupos éter en las posiciones β del anillo de tiofeno desempeñan un papel muy

importante en las propiedades del PEDOT y de su correspondiente monómero, el 3,4-

etilendioxitiofeno (EDOT). Por un lado impiden la formación de uniones no deseadas α−β

durante el proceso de polimerización, como puede ocurrir en el caso de los politiofenos,

mientras que por otro poseen una gran capacidad electrodadora que confiere una elevada

reactividad a las posiciones libres α. Durante los últimos años, estas características han sido

ampliamente utilizadas para la síntesis de nuevos tipos de polímeros conjugados

electrogenerados. Este creciente interés por la molécula de EDOT debido a las numerosas

aplicaciones de los polímeros a los que conducen, ha llevado a que muchos químicos

sintéticos se esfuercen en obtener nuevos derivados, bien mediante su funcionalización o

bien mediante modificaciones de su estructura [17].

1.8.1 Biopolímeros

Durante el desarrollo de este trabajo no solo se trabajaron dos clases de polímeros, además

de ellos se trabajó con un biopolímero que le permitiera al sensor tener un contacto seguro

con tejidos vivos, que al momento de ser implementado no produzca ningún tipo de

alteración.

En las últimas décadas se han desarrollaron biomateriales para cumplir requerimientos

específicos en diferentes aplicaciones clínicas y biomédicas, entre ellos se destacan los

siguientes:

Biocompatibilidad: Integrarse al organismo hospedero sin que haya efectos

citotóxicos, genotóxicos o respuesta inmune. Esta es una propiedad fundamental de

los biomateriales.

Biodegrabilidad: Degradarse (mediante la hidrolisis) a tasas que sean lo más

cercanas posibles a las tasas de formación de nuevo hueso. Esto constituye un reto a

la biocompatibilidad debido a que los productos de la degradación no deben ser

tóxicos.

Osteoinductividad: Promover la fijación de la formación de células especificas del

tejido óseo. Esto se logra al reclutar células madre y osteoprogenitoras para que

posteriormente proliferen y se diferencien hacia la línea osteogénica.

Osteoconductividad: Actuar como soporte estructural en la formación y crecimiento

de nuevo hueso.


Durante el proceso de experimentación se seleccionó un biopolímero que le permitiera al

sensor tener una excelente biocompatibilidad, durante la revisión bibliográfica se destaca en

especial el Quitosano, por su carácter catiónico, biodegradable, de alto peso molecular, de

fácil aplicación y ambientalmente amigable. Adicionalmente es quitosano es mucoashesivo y

las células se adhieren fuertemente al mismo, generalmente con buena proliferación.

También ha demostrado soportar y modular el crecimiento y proliferación de células

vasculares, neuronales, fibroblastos, células epiteliales, además de osteoblastos entre otros

que son precursores de la osteosíntesis.

Quitosano

El quitosano, también llamado chitosán (CS), es un polisacárido lineal compuesto de

cadenas distribuidas aleatoriamente de β- D-glucosamina y N-acetil-D-glucosamina. Esta

sustancia, que tiene gran cantidad de aplicaciones comerciales y biomédicas, se descubrió

en el año 1859.

La industria procesadora de mariscos (camarón, cangrejos, etc.), es altamente generadora

de desechos sólidos debido a que del 75% - 85% del peso vivo de estos son desechos

(conchas, cabezas y patas) que contaminan el medio ambiente y se convierten en una carga

económica para las industrias procesa-doras, porque su eliminación es problemática y

costosa. En la actualidad existen alternativas tecnológicas para el aprovechamiento de estos

desechos y su conversión en productos de utilidad como lo son la quitina y el quitosano. Los

residuos del procesado del marisco contienen en general un 14-35% de quitina asociada con

proteínas (30-40%), lípidos, pigmentos y depósitos de calcio (30-50%), estimándose por

tanto una producción mundial anual de quitina en los residuos de unas 120.000 toneladas.

Actualmente la quitina se obtiene principalmente del exosqueleto de crustáceos

industrialmente procesados, tales como langosta, cangrejo y camarón. El uso creciente de la

quitina, así como de sus derivados, ha sido motivado al hecho de que, al contrario de los

derivados del petróleo, ésta se obtiene de los subproductos de las industrias pesqueras,

fuente naturalmente renovable, no tóxica y no alergénica; además, antimicrobiana y

biodegradable.[18]

La quitina es la sustancia orgánica más abundante en la naturaleza después de la celulosa,

es un biopolímero lineal (Figura 12), altamente insoluble en agua, propiedad está que limita

sus aplicaciones; se disuelve rápidamente en ácidos concentrados, en algunos


uoroalcoholes y soluciones al 5% de cloruro de litio, lo que la hace poco práctica para su

aplicación [6] y presenta baja reactividad. Otras propiedades relevantes de este biopolímero

son su alto peso molecular y su estructura porosa favoreciendo una elevada absorción de

agua.

Figura 12. Estructura de quitina[18]

Fuente: Quitina y Quitosano polímeros amigables. Una revisión de sus aplicaciones.

El quitosano es la forma N-desacetilada de la quitina (Figura 13), es una modificación de la

quitina y posee mejores propiedades de reactividad y solubilidad [18]. Se obtiene al sustituir

los grupos acetamido de esta por grupos amino, al tratar la quitina con álcalis fuertes. Se ha

descrito como un polímero catiónico lineal, biodegradable, de alto peso molecular, de fácil

aplicación y ambientalmente amigable.

Figura 13. Quitosano[18]

Fuente: Quitina y Quitosano polímeros amigables. Una revisión de sus aplicaciones.

Se disuelve fácilmente en soluciones diluidas de la mayoría de los ácidos orgánicos tales

como: ácido fórmico, acético, cítrico y tartárico, y también en ácidos minerales diluidos a

excepción del ácido sulfúrico. Su grado de desacetilación (DD) varía desde un 60% hasta un

90% y los pesos moleculares (MW), se reportan de 50 hasta 2000 KDa, atribuyéndose esta


heterogeneidad a la falta de control durante el procesamiento. Las principales aplicaciones

de la quitina y el quitosano han sido en el campo de alimentos y bebidas, en el tratamiento

de aguasy en la agricultura; en los últimos años, se han realizado diversas investigaciones

en las cuales se estudian biomateriales basados en polímeros como el quitosano que

conduzcan a la construcción, regeneración, crecimiento y mantenimiento de células y tejidos.

Estos materiales no deben provocar una respuesta inflamatoria ni mostrar respuesta inmune

o de citotoxicidad, deben ser biocompatible y biodegradable. Además, las propiedades

mecánicas de los biomateriales deben ser las adecuadas para la aplicación deseada y

deben tener una porosidad interconectada controlable para dirigir el crecimiento celular en la

forma deseada y para sostener la vascularización del tejido en crecimiento [18][19]. En este

trabajo se utilizó quitosano, buscando estabilizar la energia superficial, debido a que la

adición del quitosano suaviza la topografia del electrodo, proporcionandole una estructura

menos porosa y puede generar estabilidad en la actividad superficial, la cual esta

relacionada con el delta de energia de Gibbs, esta actividad debe estar en un punto

intermedio, por lo cual al realizar un goteo dosificado de quitosano se espera una mejora en

la estabilidad de los electrodos mas porosos mejorando la biocompatibilidad.

1.8.2 Aplicaciones de los polímeros conductores

• Biosensores

Una de las aplicaciones de los polímeros hoy en día, es en la fabricación de biosensores

amperométricos, Los cuales constituyen un amplio campo de trabajo por su interés científico

y sus múltiples aplicaciones biomédicas y analíticas. Las posibilidades de inmovilización de

los bioreactivos (incluyendo enzimas, células, tejidos y anticuerpos) son muy diversas, lo que

hace que existan un gran número de trabajos científicos que se publican en la actualidad

sobre el tema.[2]

Dentro de las posibilidades de modificar la superficie de los electrodos empleados en la

detección amperométrica, se destacan por sus ventajas la generación electroquímica de

polímeros y el incipiente desarrollo de sensores basados en la tecnología sol-gel.

La formación de un polímero (conductor y no conductor) sobre un electrodo se realiza

fácilmente aplicando un potencial eléctrico adecuado en el electrodo sumergido en una

disolución de monómero. La inmovilización del enzima u otro bioreactivo se produce por su


entrampamiento dentro de la estructura tridimensional del polímero, que queda restringida

exclusivamente a la superficie sólida conductora del sensor. El dopado al que se someten

los polímeros es bastante sensible al calor, sufriendo así una pérdida de conductividad al

calentarse. Conectándolo a una resistencia, estos polímeros permiten controlar la

temperatura a la que, por ejemplo, un producto farmacéutico llega a alterarse. También

pueden como sensores de radiación si se colocan en una atmósfera de gases que los

convierte en dopantes activos cuando son expuestos a radiación [20] [21].

Sensor analítico

Otra aplicación debida al poder de cambiadores iónicos de los polímeros conductores

podríamos hablar de este tipo de sensores, ya que son capaces de detectar y separar iones

como Hg2+ e incluso Au0 de una gran variedad de disoluciones tanto acuosas como con

disolventes orgánicos. En este caso algunos polímeros utilizados son: polipirrol

funcionalizado con ditiocarbamato, una de sus ventajas es su gran versatilidad en cuanto a

capacidad de trabajo se refiere y su bajo costo de fabricación [2][20].

1.9 Electrodos modificados químicamente

Los electrodos de pasta de carbono y de película de mercurio significan el comienzo de una

nueva era en electroanálisis, y pueden considerarse como precursores de los electrodos de

superficie modificada. Utilizando un electrodo modificado, se intenta ejercer un mayor control

sobre sus características e influir, no sólo en el potencial aplicado, sino también en la

reactividad superficial, pudiendo preseleccionar o anticipar la respuesta del electrodo

modificado hacia especies externas.

Así, el material modificador se elige de tal manera que sea o bien selectivo (e incluso

específico) a un analito en particular, o bien capaz de mediar reacciones redox que son

lentas, o incluso imposibles, sobre el electrodo sin modificar. De esta forma, los procesos

redox que ocurren entre el electrodo y el analito en disolución están fuertemente influidos por

las características del modificador empleado. La gama de especies modificadoras es muy

amplia, variando desde depósitos metálicos o capas de óxidos metálicos, hasta el uso de

materiales orgánicos, enzimas o polímeros [2].

La capa del modificador debe permitir la comunicación electroquímica entre el material del

electrodo y la disolución que contiene el analito, lo cual se asegura normalmente gracias a la


presencia de un grupo electro activo en dicha capa modificadora o, en algunos casos,

mediante el empleo de polímeros conductores. La unión de estos centros mediadores de

material base del electrodo puede conseguirse de muy diversas formas tanto físicas como

químicas. Los métodos más importantes para la modificación de superficies electródicas

aparecen en la Figura 14. Como ocurre con cualquier otro tipo de sensor, la aplicación con

éxito de los electrodos modificados con fines analíticos depende principalmente de su

capacidad para transferir con la concentración de analito las siguientes propiedades:

estabilidad, reproducibilidad, respuesta bien definida y bien comprendida, posibilidad de

observar el parámetro de interés en un elevado intervalo de concentración y ausencia de

interferencias. Las principales aplicaciones de los electrodos modificados en el área del

Electroanálisis son: (1) preconcentración, (2) electrocatálisis y (3) eliminación de

interferencias.

Figura 14 Clasificación de los electrodos modificados. [2,1]


biosensores electroquímicos.

La pre-concentración empleando electrodos modificados químicamente presenta una cierta

analogía formal con el análisis de trazas mediante la técnica electroquímica de adsorción-

redisolución (stripping). Las especies de interés se acumulan, a partir de una disolución

diluida, sobre la superficie del electrodo y a continuación, se oxidan o reducen aplicando un

barrido de potencial. Sin embargo, la “química” de la preconcentración depende del tipo de

modificador utilizado y de la técnica de inmovilización empleada. Puede deberse

simplemente a un proceso físico de adsorción, o puede producirse por intercambio iónico si


el modificador es, por ejemplo, una resina como la Amberlita LA2 [22], o por formación de

complejos o compuestos de coordinación estables cuando se emplean como modificadores

sustancias tales como dimetilglioxima, para la determinación de trazas de Ni(II) [23]

Por otro lado, la posibilidad de efectuar la detección amperométrica de un analito de interés

depende de la reacción redox que sufra dicha especie. Sin embargo, con frecuencia, las

cinéticas electródicas hacen que tales procesos ocurran a potenciales mucho más positivos

o negativos que lo predicho por la termodinámica. La modificación de la superficie de una

manera adecuada puede reducir o incluso eliminar esos sobre - potenciales, o desplazar el

potencial redox a un valor al que pueda determinarse la especie de interés sin interferencias.

Además de este desplazamiento en el potencial formal operacional, a menudo, la reacción

redox se produce a una velocidad mayor que la obtenida sobre el electrodo sin modificar.

La naturaleza del soporte al cual está enlazado el centro catalítico puede variar desde

matrices poliméricas hasta metales, grafito o pasta de carbono. En cuanto a los mediadores

redox, existe una gran variedad de compuestos orgánicos e inorgánicos utilizados con este

fin. A este respecto, cabe destacar la revisión realizada por Wring y Hart [24] sobre la

determinación de compuestos de importancia biológica, utilizando electrodos de carbono

modificados con especies mediadoras orgánicas e inorgánicas (compuestos

organometálicos), que pueden utilizarse como electrocatalizadores y como sensores

amperométricos.

Por último, muchas veces se desea evitar el contacto entre el electrodo y determinadas

especies que pueden encontrarse en la disolución de la muestra, bien porque se adsorban o

bien porque sean electroactivas (interferentes) pero, a la vez, permitir el transporte de las

especies deseadas hasta la superficie del electrodo. Con este propósito, se han empleado

diversos tipos de películas poliméricas que eliminan dichas interferencias bien por su tamaño

molecular o por efectos de exclusión de carga. Otros ejemplos de aplicaciones de este tipo

se encuentran recogidas en la revisión de Wang sobre el empleo de electrodos modificados

como sensores electroquímicos [25].

Estas tres formas de utilizar analíticamente los electrodos modificados, preconcentración,

electrocatálisis y eliminación de interferencias , no son áreas aisladas sino que a menudo es

posible aplicar, mediante modificación apropiada, varias de ellas simultáneamente, es decir,

puede diseñarse por ejemplo, un electrodo que combine preconcentración con eliminación

de interferencias, o con la electrocatálisis.


Existen en la bibliografía diversas revisiones generales acerca de electrodos modificados

químicamente [26][27] y Baldwin y col. [28] sobre la aplicación de los electrodos modificados

como detectores en cromatografía líquida y/o inyección en flujo. Otras revisiones más

actuales son la de [29], sobre detectores electroquímicos que incorporan carbón como

sustrato principal, y la de [30], sobre los electrodos modificados con polímeros y los

compósitos con polímeros/nanotubos de carbono [12].

1.10 Recubrimientos poliméricos

Durante la última década se han producido considerables avances en el desarrollo de

materiales poliméricos que pueden ser utilizados para la obtención de sensores químicos y

bioquímicos. Entre éstos los electrodos modificados con películas de polímeros.

Se ha demostrado que el empleo de recubrimientos poliméricos para producir superficies

modificadas conlleva varias ventajas importantes desde el punto de vista del análisis.

Quizás, la más significativa sea que estos recubrimientos, en forma de multicapas,

proporcionan una zona de reacción tridimensional en la superficie del electrodo, que

ocasiona un aumento en el flujo de las reacciones que ocurren en dicha superficie, lo que a

su vez produce un aumento de la sensibilidad.

Aunque los materiales poliméricos han sido depositados sobre los sustratos de muy diversas

formas (enlace covalente, adsorción, mezcla física, etc.), parece ser que la

electropolimerización es la que tiene más ventajas, constituyendo una ruta de síntesis

polimérica simple, limpia y eficiente. Utilizando métodos electroquímicos se pueden controlar

cuidadosamente la velocidad y la extensión del proceso de electropolimerización mediante la

aplicación de las condiciones electroquímicas adecuadas. Además, las propiedades físicas y

químicas del polímero resultante son también controladas por dichas condiciones

electroquímicas durante el proceso de síntesis [20].

En comparación con los electrodos modificados químicamente mediante la formación de

monocapas, los electrodos modificados con películas poliméricas ofrecen una mayor

estabilidad física y química, una mayor densidad de centros activos (10-10-10-6 mol/cm2

corresponden a 1-105 monocapas), y una respuesta electroquímica muy sensible. Estas

ventajas están asociadas con la estructura, composición y propiedades de los polímeros

empleados. Entre las cualidades deseables en un polímero para poder ser aplicado desde el


punto de vista analítico deben mencionarse la facilidad de preparación, la formación de

uniones estables con el electrodo, un largo tiempo de vida del mismo y que proporcionen un

adecuado microentorno espacial, electroestático y químico.

La mayoría de las publicaciones están dedicadas a un grupo específico de materiales

poliméricos. Aunque se han utilizado diversos tipos de polímeros para la modificación de

electrodos, se pueden destacar tres grupos fundamentalmente: polímeros redox, ionómeros

cargados y polímeros conductores electrónicamente.

Los polímeros redox contienen grupos redox activos unidos covalentemente a un esqueleto

polimérico electroquímicamente inactivo. Un ejemplo de este tipo de polímeros es el

poli(vinilferroceno). Estos materiales exhiben el fenómeno de conducción redox, es decir, la

transferencia electrónica ocurre a través de procesos de auto intercambio secuencial (salto

de electrones) entre grupos redox vecinos unidos al esqueleto polimérico. Una característica

típica de la conducción redox es que la conductividad es máxima al potencial normal del

grupo redox inmovilizado, lo que corresponde a la situación en la cual la concentración de

centros oxidados y reducidos en la película es la misma.

El segundo tipo de materiales poliméricos mencionado, los ionómeros cargados, están

formados por grupos redox activos unidos electrostáticamente (tales como iones complejos

metálicos multivalentes) dispersos en una matriz ionomérica a través de un proceso de

intercambio iónico. En este caso, la movilidad de la carga puede producirse, bien por difusión

física de los grupos electrostáticamente atrapados, o bien por salto electrónico entre grupos

vecinos, como en el caso de los polímeros redox.

Estos materiales son bastante atractivos desde el punto de vista de su fabricación, debido a

que pueden prepararse rápidamente películas uniformes en las que puede variarse, de

manera reproducible, la extensión de la carga. Además, la variedad de especies que pueden

incorporarse en matrices poliméricas de intercambio iónico es muy amplia. Presentan una

desventaja, y es que en estos materiales la estabilidad del reparto de los iones depende, en

gran medida, de la concentración del electrolito soporte utilizado en la subsiguiente

aplicación del electrodo. Por último, el tercer tipo de material polimérico electroactivo, los

polímeros conductores electrónicamente, exhiben propiedades que son fundamentalmente

distintas de las de los polímeros redox y los ionómeros cargados. Una propiedad

característica es que bajo las condiciones apropiadas, la conductividad es bastante elevada


(1-100 S/cm), debido, principalmente, al hecho de que el esqueleto polimérico es altamente

conjugado dando lugar a una deslocalización de la carga considerable [31].

En estos materiales, el transporte de carga es debido a defectos deslocalizados en la

cadena, como pueden ser los polarones o bipolarobes, que se generan por oxidación del

esqueleto del polímero. Este transporte de carga a lo largo de la cadena polimérica es muy

rápido. Sin embargo, debe tenerse en cuenta que la conductividad es, en gran medida,

función de la morfología del polímero [32].

Estos polímeros son semiconductores con una banda de valencia llena y una de conducción

vacía, separadas por una barrera de energía. Mediante el “dopado” del polímero se pueden

crear nuevas bandas de energía intermedias que hacen posible la movilidad de los

electrones a esas nuevas bandas, aumentando la conductividad del material [31].

Los polímeros conductores constituyen una nueva generación de materiales funcionales con

numerosas aplicaciones ligadas a las propiedades que presentan (Figura 15). Una de las

grandes ventajas que ofrecen es la posibilidad de modular dichas propiedades mediante el

nivel de dopado. Por otra parte, combinan las propiedades electrónicas y ópticas de los

metales y los semiconductores con las interesantes propiedades mecánicas y las ventajas

de procesado de los polímeros. Desde el punto de vista electroanalítico, uno de los

compuestos más ampliamente utilizados para la obtención de electrodos modificados con

polímeros conductores, es el pirrol (Figura 16) debido, principalmente, a la gran cantidad de

contra iones que pueden incorporarse durante el proceso de polimerización, lo cual, a su

vez, se debe a que el polímero de pirrol se sintetiza fácilmente a partir de una amplia gama

de medios disolventes, incluyendo el agua [11].


Figura 15. Posibles aplicaciones para los polímeros conductores, en función de sus

propiedades. [2,1]



Figura 16 Serie de polímeros mostrando la estructura unitaria. [2,1]




1.11 Sensores electroquímicos impresos

El sensor electroquímico impreso molecularmente (MIEQ), es aquel que combina la

impresión molecular y el sensor electroquímico, tiene alta selectividad y sensibilidad usando

moléculas impresas usando polímeros conductores con moldes moleculares como

elementos de reconocimiento específico para la molécula a censar, estos sensores son

denominados (MIPs). Hasta ahora los MIPs se han utilizado con éxito para detectar tipos

diferentes de moléculas, entre ellas las farmacéuticas, los metabolitos, los residuos de

plaguicidas, etcétera. En esta investigación se enfoca hacia las proteínas, las cuales son

compuestos macromoleculares de muchas secuencias de aminoácidos. El rápido

crecimiento de la proteómica (estudio a gran escala de las proteínas, en particular su

estructura y función) requiere usos de sistemas de terminación de proteínas simples así

como su cuantificación, entre ellos las BSA, lisozima, la mioglobina que son importantes en

el diagnóstico clínico.

La determinación de la concentración de estas proteínas en fluidos corporales ayuda a

diagnosticar enfermedades en sus etapas iniciales.Sin embargo, sigue siendo un reto para la

impresión de proteínas. Debido a que la complejidad de la estructura de la proteína, como el

tamaño molecular grande y la conformación flexible, disminuye la sensibilidad de detección.

Entre las técnicas utilizadas para la impresión de proteínas, existen tres estrategias

principales, la primera implica la impresión "bulk", la cual consiste en atrapar una

macromolécula de proteína completa en una película de MIP. La segunda implica la

impresión de proteínas sobre una superficie del sustrato sólido. El tercero propone la

impresión sólo de fragmentos peptídicos cortos, denominados "epítopos" de moléculas de

proteínas grandes. Estas estrategias conducen con éxito a la fabricación de sistemas MIPs

con una alta unión y eficiencia para la separación y detección de proteínas. Para este último,

existen diferentes transducciones, incluyendo la electroquímica, óptica y piezoeléctrica, las

cuales se combinaron para reconocimientos utilizando estos MIPs. La impresión superficial

es actualmente el método más usado para resolver el problema de la limitación de la difusión

causada por el gran tamaño de los polímeros han sido reportados, especialmente una serie

de superficies de polímeros impresos preparados con electropolimerización. Con los

polímeros impresos en superficie como elemento de reconocimiento, se han fabricado varios

sensores con buena sensibilidad y selectividad para la detección de proteínas.


Figura 17. Determinación electroquímica indirecta de un analito en los electrodos

modificados con película de MIP usando el "efecto de gating" y las correspondientes

respuestas de potencial de corriente de DPV.

Fuente: Molecularly imprinted polymers for separating and sensing of

macromolecular compounds and microorganisms [32]


La transducción electroquímica se aplica ampliamente para el diseño de quimio sensor

debido a su alta detectabilidad [33].Asombrosamente, Sólo algunos de los informes

describen la oxidación directa o la reducción de analitos en los electrodos modificados por

MIP para la determinación selectiva de proteínas [34]. En cambio, un método indirecto fue

más frecuente utilizado (Figura 17). En este método, la oxidación de Fe [(CN)6]3-/4- sonda

redox en el electrodo revestido de película MIP se utilizó para moléculas del analito BSA en

el reconocimiento de las cavidades moleculares MIP [35], Aparentemente, el llenado de

estas cavidades con las moléculas del analito, disminuye la corriente de oxidación de la

sonda redox. Esto se llama "Efecto de gating" el cual fue propuesto por Piletsky, el cual

realizó una analogía entre una puerta y una llave, donde el molde es la llave y el sitio en el

MIP de afinidad corresponde al hueco donde entra la llave, para este caso el molde es la

proteína (BSA) y el hueco es la vacancia que se forma al extraer la BSA con el baño de

ácido sulfúrico. Por este método se han obteniendo buenos resultados en quimio sensores

amperométricos e impedimétricos basados en MIP para diferentes proteínas[32][36][37].

Para la fabricación de la superficie que se deposita en el sensor electroquímico, es

importante construir una interfaz eficiente para los blancos y los electrodos, la cual influye en

la transferencia electrónica de la señal. En primer lugar, la interfaz podría retener la actividad

biológica de las biomoléculas impresas, especialmente la proteína. En segundo lugar, debe

tener alta firmeza y cantidad de biomolécula impresa. Además, este sensor debe tener una

excelente conductividad electrónica. En investigaciones realizadas un candidato ideal en la

construcción de la interfaz de detección para la preparación de los MIEQ es el grafeno (GR)

y MWCNTs debido a sus propiedades físico-químicas únicas, tales como la rápida

transferencia de electrones, gran área superficial, alta estabilidad, excelente capacidad de

adsorción. Hasta ahora, se han reportado varios compuestos de grafeno para la preparación

de MIEQ, incluyendo redes de oro IL-PPNPs / graphene, graphene-AuNPs/Q-PtNPs, AgNPs

/ graphene-MWCNTs composites.

Electrolitos como líquidos iónicos (ILs), sales estables conservadas en el estado líquido, han

recibido gran interés en la preparación de sensores electroquímicos en función de su alta

conductividad iónica, amplias ventanas electroquímicas y buena estabilidad química. Son

adecuados para uso como electrolito de soporte o como modificador en el sensor

electroquímico basado en nanoestructuras como los MWCNTs. Se ha informado de que el

compuesto X*/ MWCNTs-NH2 tienen una capacidad catalítica electroquímica mejorada para

la detección electroquímica. Muchos tipos de ILs pueden interactuar con la proteína, lo que


puede facilitar la transferencia de proteínas en la fase líquida. Por lo tanto, los ILs pueden

usarse para inmovilizar más proteína en el electrodo en la preparación de MIEQ para

aumentar la cantidad impresa.

Con el fin de mejorar la biocompatibilidad de esta interfaz el quitosano (Q) ha sido

ampliamente utilizado como una matriz de inmovilización. El Q es un amino polisacárido que

contiene una gran cantidad de OH y NH que pueden inmovilizar moléculas de proteínas para

el reconocimiento y la separación de proteínas por el enlace hidrógeno, interacción entre el

COOH de la proteína y el OH o NH2 del Q. Este también se utiliza para sintetizar nano

compuestos utilizados para el diseño de sensores electroquímicos. Sin embargo, no hay un

informe detallado sobre (MIPs/Q/MWCNTs/EG) modificados molecularmente para la

detección electroquímica de proteínas.

En este trabajo, se prepararon electrodos modificados molecularmente con impresión de

(MIPs / Q/MWCNTs /EG) utilizando albúmina de suero bovino (BSA) como molécula molde

y con pirrol (Py) y EDOT como polímeros conductores, los cuales se electropolimerizaron en

la superficie del electrodo de EG como material sustrato. Luego se realizó la extracción de la

BSA con H2SO4 para generar el molde y las vacancias de reconocimiento de la BSA, lo cual

genera una desnaturalización de la proteína, la desnaturalización no causa daño en su

estructura primaria, por lo que la secuencia de sus aminoácidos (AA) no son afectados y

permite generar vacancias con mayor afinidad sobre la superficie del electrodo modificado

en el momento de censar el analito.

Los resultados de los MIPs/Q/MWCNTs/X*/EG fueron investigados por métodos

electroquímicos, espectroscopia de impedancia electroquímica (EIE) y voltametría de pulso

diferencial (DPV) así como su caracterización morfológica y estructural mediante

espectroscopia Raman confocal , microscopia electrónica de barrido MEB y microscopia de

fuerza atómica (AFM). Los MIPs/Q/ MWCNTs/X*/EG fabricados mostraron alta sensibilidad y

estabilidad, lo que indica la aplicación potencial en la biomedicina [31].

X* (Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy)

Capítulo 2. Métodos 63

2 Capítulo 2. Métodos

Con las técnicas electroquímicas se introduce una señal eléctrica en el sistema, y se obtiene

información del mismo analizando la respuesta eléctrica que genera a dicha señal. Mediante

un potenciostato, y gracias a las diversas técnicas disponibles, se pueden aplicar los

métodos más interesantes para cada sistema, y se pueden realizar los estudios necesarios

para la caracterización del mismo. En esta propuesta de tesis se propone principalmente la

técnica de voltamaperometria cíclica, que se comentan a continuación.

2.1 Técnicas electroquímicas

Voltamperometría

La voltamperometría o voltametría engloba un amplio grupo de técnicas electroquímicas que

proporcionan información sobre el analito a partir de la medida de la corriente en función del

potencial aplicado. Estas técnicas se pueden emplear por lo tanto para el estudio de la

composición de una solución, mediante las relaciones corriente-potencial obtenidas de una

celda electroquímica, y con la respuesta corriente-tiempo a potencial controlado de un

electrodo. La señal de excitación aplicada sobre la celda electroquímica es por lo tanto un

potencial variable. Esta señal de excitación origina una respuesta en forma de corriente.[10]

La voltamperometría se encuentra entre las técnicas analíticas más sensibles disponibles, se

emplea de forma rutinaria para determinar sustancias electro activas a niveles de

concentración por debajo incluso de partes por millón. Otra característica que convierte las

voltamperometrías en técnicas de gran valor analítico es que son muy rápidas, ya que los

tiempos de análisis son de apenas unos segundos.

Capítulo 2. Métodos. 64

Los resultados expresados a través de la intensidad de la corriente obtenida en función del

potencial aplicado, representado como curvas corriente-potencial, nos proporcionan la

información acerca de la reacción que tiene lugar en el electrodo.

El alejamiento del potencial de electrodo de su valor de equilibrio (reversible o nersntiano)

hasta observar un paso de corriente se denomina polarización [10].

Un sistema voltamétrico está constituido por una celda que consta de tres electrodos

sumergidos en la disolución que contiene el analito y además un exceso de un electrolito no

reactivo que recibe el nombre de electrolito soporte [6,7].

El primer electrodo es el electrodo de trabajo que es el electrodo donde tiene lugar la

reacción analítica y cuyo potencial se le puede mantener en un valor fijo controlado, o bien

se le hace variar linealmente con el tiempo. Resulta interesante que este electrodo sea de

dimensiones pequeñas para aumentar el efecto de la polarización.

El segundo electrodo es el electrodo de referencia que se emplea para medir el potencial del

electrodo de trabajo y cuyo potencial permanece constante a lo largo del experimento.

El tercer y último electrodo es el contraelectrodo o electrodo auxiliar cuya función consiste

únicamente en hacer pasar la corriente que procede de la fuente de señal al electrodo de

trabajo a través de la disolución. La fuente de señal es una fuente de alimentación de

corriente continua variable [10].

Clasificación de técnicas voltamétricas

Los distintos tipos de voltametría más comunes que nos podemos encontrar son los

siguientes:

Voltametría de barrido lineal

Voltametría de barrido en escalón

Voltametría de salto potencial

Voltametría cíclica


Figura 18. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría de barrido lineal. [7,2]

Fuente: Desarrollo de biosensores enzimáticos mediante la técnica de langmuir-blodgett.

En el caso mostrado por la Figura 18 el potencial aumenta con una velocidad de barrido

constante, que viene dada por la pendiente de la recta, desde un potencial inicial V1 hasta

un potencial final V2.

Figura 19. Ejemplo de pico de intensidad de corriente obtenido en una voltametría de barrido

lineal. [7,2]


Tal y como se aprecia en la Figura 19 inicialmente la corriente es nula y a medida que el

voltaje alcanza valores más reactivos la intensidad de la corriente comienza a subir hasta

que alcanza un pico a un determinado valor del voltaje. Una vez sobrepasado dicho valor de

voltaje para el cual se obtiene el pico de intensidad, la corriente comienza a disminuir. El

valor del pico de intensidad marca el potencial de reacción máximo, es decir, marca el valor

para el cual la superficie del electrodo se ha oxidado o reducido en su totalidad y por lo tanto

ya no existe más flujo de electrones [10].


Voltametría de barrido en escalón

En la voltametría de barrido en escalón o voltametría diferencial de impulsos, el potencial

base no permanece constante sino que sufre modificaciones en forma de impulsos. La

amplitud de dichos impulsos se mantiene constante respecto al potencial base (Figura 20).

Figura 20. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría diferencial de impulsos. [7,2]


Voltametría de salto potencial

La voltametría de salto potencial consiste en la aplicación de un potencial el cual se

mantiene constante a lo largo del tiempo (Figura 21).

Figura 21. Evolución del voltaje frente al tiempo en una voltametría de salto potencial. [7,2]



Voltametría cíclica

La voltametría cíclica consiste en variar de forma cíclica el potencial de un electrodo

estacionario inmerso en una solución en reposo, midiendo la corriente resultante. Es decir,

se realiza un barrido de potencial entre dos potenciales a una velocidad de barrido

constante, el cual una vez finalizado se invierte retornando al potencial inicial [10].

La señal de excitación es un barrido de potencial lineal que da lugar a una onda de forma

triangular.

Figura 22. Evolución del voltaje frente a tiempo en una voltametría cíclica. [10]


Tal y como se aprecia en la Figura 22 se inicia desde un potencial de partida y se realiza un

barrido creciente de potencial, con una velocidad de barrido constante, hasta un potencial

V2, que se conoce como potencial de corte anódico. Una vez llegado a ese potencial se

invierte el barrido de tal forma que se hace un barrido decreciente de potencial desde el

potencial V2 hasta el potencial V1, denominado potencial de corte catódico. Finalmente se

vuelve a hacer un barrido creciente hasta alcanzar el potencial de partida.

Las velocidades de barrido simétricas triangulares pueden variar desde unos cuantos

milivolts por segundo hasta cientos de volts por segundo. En el presente proyecto las

velocidades de barrido con las que se trabaja se encuentran entre los 25 y los 200 mV/s.

En la voltametría cíclica se pueden encadenar varios ciclos como los mencionados

anteriormente. Se dice que un proceso redox es reversible si un sistema redox se mantiene

en equilibrio al ser sometido a un barrido de potencial, es decir, los valores de la


concentración en las superficies tanto de oxidación como de reducción cumplen la ecuación

de Nernst.

La reversibilidad de un proceso se debe a que la transferencia de electrones es más rápida

que el resto de procesos que tienen lugar, como por ejemplo la difusión, la separación de los

potenciales de pico deben de cumplir con la siguiente relación [10]:

| |

Ecuación 6. Nernst

Donde: Epa = potencial de pico anódico.

Epc = potencial de pico anódico.

Según esta expresión se obtiene que a 25ºC la separación entre los picos ha de ser de

aproximadamente 60 mV por cada electrón intercambiado. Cuanto mayor sea esta

separación entre los picos catódico y anódico, más irreversible será el proceso. En todo

caso, sea esta mayor o menor, existirá siempre una histéresis asociada al sobre potencial de

polarización que surge de una combinación de tasas de difusión de analito y la barrera de

activación intrínseca de la transferencia de electrones desde un electrodo al analito y cuya

descripción viene dada por la expresión anterior.

Además de cumplir la relación anterior, en un proceso reversible las corrientes de los picos

anódico y catódico tienen la misma magnitud. Mientras que en una reacción irreversible los

picos están desplazados, más separados entre sí teniendo las corrientes de los picos

distintas magnitudes. De tal forma que en el límite de irreversibilidad el pico asociado al

proceso del barrido inverso no se observa.

El potencial formal de reducción para un proceso reversible viene dado por la relación:

Ecuación 7. Potencial para un proceso reversible

Las desviaciones del comportamiento reversible se pueden deber a varias causas:

Caídas óhmicas y efectos capacitivos en la celda electroquímica.


Cinética “lenta” en la transferencia electrónica a través de la interfase

electrodo/electrolito.

Presencia de reacciones químicas acopladas que preceden o siguen al proceso de

transferencia electrónica.

Presencia de reacciones químicas acopladas que preceden o siguen al proceso de

transferencia electrónica.

La corriente de pico, Ip, se describe mediante la ecuación de Randles-Sevcik:

Ecuación 8. Randles-Sevcik

Donde “n” es el número de moles de electrones transferidos en la reacción, “A” es el área del

electrodo, “C” es la concentración de analito (en moles/cm3), “D” es el coeficiente de difusión,

y “v” es la velocidad de barrido del potencial aplicado.

A medida que se incrementa el voltaje, el compuesto que está reducido empieza a recibir

electrones, provocando que la especie que reacciona se consuma en la superficie del

electrodo oxidándose, como si de un barrido lineal se tratase, hasta llegar al valor en el que

la dirección del barrido cambia, haciendo que la superficie oxidada vuelva a ser reducida,

hasta llegar al punto inicial.

En este proceso se obtiene una gráfica de intensidad de corriente frente al potencial aplicado

que presenta una forma similar a la que aparece en la Figura 23.

Figura 23. Ejemplo de voltamperograma cíclica. [7,2]



Los parámetros de importancia que se pueden observar en un voltamperograma cíclica son:

las magnitudes de la corriente anódica en los picos anódicos (picos I y II) y de la corriente

catódica en los picos catódicos (picos cuasi-simétricos a los picos I y II), los potenciales de

los picos catódicos, los potenciales de los picos anódicos y los potenciales de semi-pico que

son los potenciales para los cales la corriente es la mitad de la corriente del pico

correspondiente [10].

En la Figura 23 se puede observar como en el barrido de potencial creciente se obtienen

picos de intensidad anódicos que corresponden a los procesos de oxidación. Una vez que se

alcanza el potencial final V2 (1,2 en el gráfico) se realiza un barrido inverso hasta V1 (-0,2 en

el gráfico) en el cual se obtienen los picos de intensidad catódicos correspondientes a los

procesos de reducción.

La especie que reacciona parte de un estado reducido y el potencial de partida es menor

que el potencial de oxidación con lo cual al principio no hay corriente anódica asociada a la

conversión del estado reducido al oxidado. A medida que se incrementa el potencial la

intensidad de dicha corriente anódica sube hasta alcanzar un pico anódico, un máximo. Este

máximo se produce una vez que se ha oxidado la totalidad de la especie reactante sobre la

superficie del electrodo. Una vez superado dicho potencial la corriente disminuye, ya que se

ha consumido toda la especie que reacciona.

En función de las sustancias presentes en la celda electroquímica pueden tener lugar uno o

varios procesos de redox que dan lugar a uno o varios picos. En el barrido inverso la especie

o especies que se encentran oxidadas son reducidas obteniendo picos catódicos, de

reducción, simétricos a los obtenidos en el barrido de potenciales creciente, pero con un

desplazamiento de potenciales respecto a los picos anódicos.

La intensidad de la corriente de los picos es proporcional a la cantidad de especie electro

activa presente en la disolución de la celda electroquímica. Por lo tanto, la voltametría es una

técnica que puede ser usada para realizar análisis cuantitativos y cualitativos. Ya que en

función de la situación de los picos podremos distinguir entre distintas especies electro

activas y en función de la magnitud de dichos picos podremos determinar si hay una mayor o

menor cantidad de dicha especie [10].

En la Figura 24 se observa el potenciostato empleado durante este trabajo de investigación.


Figura 24. Potensiostat/Galnostat/ZRA GAMRY instruments 1000E- Laboratorio de

Biomateriales Universidad Nacional de Colombia – Sede Medellín

Fuente: Elaboración propia del autor

2.2 Técnicas de análisis morfológico

Microscopia electrónica de barrido (MEB)

El microscopio electrónico de barrido, es un Instrumento que permite la observación y

caracterización superficial de materiales inorgánicos y orgánicos, entregando información

morfológica del material analizado.

Mediante este instrumento, se producen distintos tipos de señal que se generan desde la

muestra y se utilizan para examinar muchas de sus características. igualmente, se pueden

realizar estudios de los aspectos morfológicos de zonas microscópicas de los distintos

materiales con los que trabajan, además del procesamiento y análisis de las imágenes

obtenidas[38].

El microscopio electrónico de barrido está equipado con diversos detectores, entre los que

se pueden mencionar: un detector de electrones secundarios para obtener imágenes de alta


resolución SEI (Secundary Electron Image), un detector de electrones retrodispersados que

permite la obtención de imágenes de composición y topografía de la superficie BEI

(Backscattered Electron Image), y un detector de energía dispersiva EDS ( Energy

Dispersive Spectrometer) permite colectar los Rayos X generados por la muestra y realizar

diversos análisis e imágenes de distribución de elementos en superficies pulidas.

La caracterización estructural de los sensores se realizó por microscopía electrónica de

barrido (MEB) Figura 25, se llevaron a cabo utilizando un microscopio EDS X- ACT

OXFORD (que normalmente precisa del recubrimiento de las muestras por sputtering con

una capa de Au de 8‐12 nm de espesor), debido a que los sensores están

electropolimerizados con los nanotubos de carbono estas muestras son de por si son

conductoras, por lo cual no fue necesario utilizar un recubrimiento adicional para obtener

imágenes de alta resolución.

Figura 25. MEB – EDS X-ACT OXFORD – Laboratorio de Biomateriales Universidad

Nacional de Colombia – Sede Medellín



Microscopio de fuerza atómica (MFA)

La microscopía de fuerza atómica (MFA) es un método que permite medir la topografía de

una superficie a escala micrométrica a manométrica. Esta técnica también se ha ampliado

para permitir la medición de muchas otras propiedades de la superficie.

El microscopio de fuerza atómica (MFA) sondea la superficie de una muestra con una punta

afilada de un par de micrones de largo y menos de 100 Å de diámetro. La punta está situada

en el extremo libre de un cantiléver o micro viga que es aproximadamente de 100 a 200μm

de largo. Las fuerzas entre la punta y la superficie de la muestra causan que el cantiléver se

doble o deflecte. Un detector mide la deflexión del cantiléver y la forma como la punta

escanea la superficie de la muestra. Las medidas de deflexión del cantiléver permiten a un

computador generar un mapa de la topografía de la superficie.

El microscopio de MFA, puede realizar dos tipos de medidas: imagen y fuerza. En la

modalidad de imagen, la superficie es barrida en el plano de la superficie por la punta

(Figura 26).

Durante el barrido la fuerza interatómica entre los átomos de la punta y los átomos en la

superficie de la muestra, provoca una flexión del listón. Esta flexión es registrada por un

sensor adecuado (normalmente balanza óptica) y la señal obtenida se introduce en un

circuito o lazo de realimentación. La fuerza interatómica se puede detectar cuando la punta

está muy próxima a la superficie de la muestra [39].

En medidas de fuerza la punta se hace oscilar verticalmente mientras se registra la flexión

del listón. Las medidas de fuerza son útiles en estudios de fuerzas de adhesión y permiten

estudiar a nivel de una sola molécula interacciones específicas entre moléculas (ejemplo:

interacción antígeno-anticuerpo, interacción entre hebras complementarias de ADN) o

interacciones estructurales de las biomoléculas (plegado de proteínas) así como caracterizar

la elasticidad de polímeros. También es útil en estudios de indentación de materiales

blandos (polímeros) que permitan caracterizar propiedades elásticas de la muestra como el

módulo de elasticidad o visco elásticas.

Entre los múltiples modos de operación que tiene el MFA las usadas en este trabajo están:


AFM de Contacto: Mide la topografía deslizando la punta sobre la superficie de la muestra.

Se puede realizar en aire y en medio líquido.

AFM de Tapping: Mide la topografía tocando intermitentemente la superficie de la muestra

con una punta oscilante. Se eliminan las fuerzas laterales y de presión que pueden dañar las

muestras blandas y reducir la resolución de la imagen. Se puede realizar en aire y en medio

líquido.

EFM - Electroquímica: Mide los cambios de la superficie y las propiedades de los

materiales conductores sumergidos en soluciones electrolito, al establecer gradientes o

ciclos de intensidad-voltaje eléctrico.

Figura 26. AFM PARK NX10 - Laboratorio de Biomateriales Universidad Nacional de

Colombia – Sede Medellín


2.3 Técnicas de identificación de compuestos

Microscopía confocal Raman

La espectroscopía Raman es una técnica fotónica de alta resolución que proporciona en

pocos segundos información química y estructural de casi cualquier material o compuesto


orgánico y/o orgánico permitiendo así su identificación. El análisis mediante espectroscopia

Raman se basa en el examen de la luz dispersada por un material al incidir sobre él un haz

de luz monocromático. Una pequeña porción de la luz es dispersada inelásticamente

experimentando ligeros cambios de frecuencia que son característicos del material analizado

e independiente de la frecuencia de la luz incidente. Se trata de una técnica de análisis que

se realiza directamente sobre el material a analizar sin necesitar éste ningún tipo de

preparación especial y que no conlleva ninguna alteración de la superficie sobre la que se

realiza el análisis, es decir es no-destructiva [39].

Esta técnica tiene ventajas frente a otras, dado que se realiza directamente sobre el material

u no requiere ningún tipo de preparación previa y que no conlleva a ninguna alteración de la

superficie sobre la que se realiza el análisis [40].

Con esta técnica se puede analizar la composición química de compuestos orgánicos e

inorgánicos sin destruir la muestra, además se pueden analizar materiales en cualquier

estado: solido, líquido o gaseoso, otras técnicas de análisis son más restrictivas: la difracción

de rayos-x sólo permite determinar la composición a nivel atómico de cristales y aleaciones

inorgánicas muy bien ordenadas, la espectroscopia de fotoelectrones permite la

identificación de compuestos sólidos superficiales y necesita de ultra vacío, la

espectroscopía de infrarrojo permite analizar la composición química de sólidos orgánicos e

inorgánicos pero requiere la preparación de muestras muy delgadas para que sean

transparentes al IR, la fluorescencia de rayos-x permite solo un análisis por elementos de

sólidos, requiere de vacío y protección para el operario. Además, todas estas técnicas

mencionadas anteriormente requieren unos equipos de análisis de valor similar o superior al

necesario para llevar a cabo Raman (Figura 27).

Por lo anterior, queda claro que la espectroscopia Raman es una de las técnicas analíticas

más potentes de las existentes en la actualidad y, sin lugar a dudas la que más se adapta a

las exigencias del análisis de obras de arte. Sin embargo hay que destacar que la

espectroscopia Raman es una técnica con implicaciones en todos los ámbitos de la

investigación científica debido a que esta se basa en las vibraciones moleculares y estas

tienen lugar a cualquier cuerpo.

Algunos de sus campos de aplicación son los siguientes:


Aplicaciones biomédicas: el uso de la técnica ha destacado en el estudio de proteínas y

estructuras polipépticas en su estado fisiológico natural. Variaciones de esta técnica ha sido

exitosamente usada en la determinación de colesterol, lípidos, inmunoglobulina,

oligosacáridos y otras moléculas biológicamente activas.

Análisis de polímeros: estudios y caracterización de la cristalinidad de polímeros.

Figura 27. RAMAN LABRAM HR EVOLUTION HORIBA- Laboratorio de Biomateriales

Universidad Nacional de Colombia – Sede Medellín


Capítulo 3. Parte experimental 77

3 Capítulo 3. Parte experimental

3.1 Instrumentación

3.1.1 Equipos

Para llevar a cabo los diferentes experimentos se han empleado:

Potenciostato-galvanostato/ZRA marca Gamry instruments Interface 1000 y el

software de investigación electroquímica Zview, adecuado para su control mediante

ordenador. Se registraron las curvas i-E e i-t.

Agitador magnético

pH-metro de precisión SI AnalitiQ Handy Lab 100 calibrado de la forma habitual con

disoluciones reguladoras de pH 7.00 y 4.00 a (25 ± 0.5) ºC.

Cortador de precisión Isomet 1000 precision saw Buehler

Balanza electrónica digital Precisa LS 220A para realizar las mediciones del

material sólido. Permite la precisión de ± 0.01mg.

Micropipeta Transferpette®S Brand (capacidad de 100µL)

Baño de ultrasonidos Ultrasonic Elmasonic E15H

Plancha de calentamiento con agitación LB Pro M57-H550-5

Precipitado de 50ml

3.1.2 Electrodos y Celda de trabajo.

Las medidas electroquímicas se han llevado a cabo utilizando los siguientes

electrodos:

Electrodos de trabajo: Electrodo de Grafito al 98% de pureza modificado con

polímeros de Pirrol (98%) Alfa Aesar, PEDOT (Poly(3,4-ethylenedioxythiophene)).


Cloruro de potasio KCl, nanotubos de carbono de pared múltiple funcionalizados con

MWCNTs-NH2.

Electrodo de referencia: Ag/AgCl/KCl (3 mol/L).

Electrodo auxiliar o contraelectrodo: electrodo de grafito.

A lo largo de esta experimentación se emplearon 2 tipos de celdas de trabajo: Una celda

realizada con un precipitado de 50 ml y 3 electrodos (trabajo, referencia y auxiliar) y una

celda electroquímica convencional de 20 ml, con una tapa hermética con tres orificios en su

superficie, que garantizaron que los tres electrodos se encontraran equidistantes entre sí, lo

que garantizo una electrodeposición más homogénea como se observa en la Figura 28.

Figura 28. Celda electroquímica


3.2 Reactivos y procedimientos experimentales

Los reactivos usados en este trabajo fueron adquiridos en las diferentes firmas comerciales

que se detallan más adelante; En todas las disoluciones acuosas preparadas en esta tesis

se utilizó como disolvente agua desionizada. Todos los experimentos electroquímicos fueron

realizados usando un Gamry instruments interface1000, en un habitual sistema de tres

electrodos, a temperatura ambiente. Un electrodo de referencia Ag/AgCl en 3.0 mol/L KCl,

un contra electrodo una barra de grafito 100mm de largo y 5.5 mm de diámetro, electrodos


de trabajo de grafito 99%, 5.5mm diámetro y 40mm de longitud, a continuación se describen

los reactivos utilizados durante la fase experimental del trabajo.

Pyrrole 98% Alfa Aesar

EDOT (Poly(3,4-ethylenedioxythiophene) 97% Alfa Aesar

MWCNTs-NH2 Dropsetis

KCl Cloruro de potasio EMSURE

Agua pura y desionizada

Las muestras fueron caracterizadas morfológicamente mediante MEB microscopia

electrónica de barrido, (MEB) microscopio electrónico de barrido ZEISS, y

electroquímicamente con potenciostatic EIE y Voltametria de pulso diferencial (DPV).

3.2.1 Preparación del electrodo de trabajo

Un aspecto importante en la voltametría es el acondicionamiento de las superficies del

electrodo. Generalmente se desean superficies con objetivo especular o tipo espejo, tanto en

electrodos metálicos como carbonosos, con el objetivo de minimizar el área real y con ella la

contribución de la doble capa capacitiva en los voltagramas. Por lo cual una barra de grafito

fue sometida a corte mediante una cortadora de precisión para evitar irregularidades en la

superficie, seguido de esto se procedió al pulido, este es el pre-tratamiento más común para

los electrodos de disco (Figura 29).

El protocolo de pulido comprende una serie de pasos que consisten en el uso de material

que permita pulir la superficie y que a su vez disminuya el tamaño de partícula

progresivamente. El último pulido fue realizado después de sonicar aproximadamente por 10

minutos, para despojar la superficie de restos adheridos durante el pulido; a continuación se

detalla su preparación:

Se cortaron las barras de grafito en una cortadora de precisión con una longitud de

8.0 mm y un radio de 5 mm.

Se pulieron tipo espejo ambas superficies del cilindro con lija número 1200

progresivamente hasta la número 2000.

Se utilizó agua desionizada para lavar los electrodos y sonicar por 15 minutos.

Se cubrieron las zonas laterales y se dejó expuesta la superficie donde se llevó a

cabo la deposición y estructuración de las películas compuestas por crecimiento de


las películas de polipirrol (Ppy) por voltametría cíclica (VC). luego se utilizó agua

desionizada para lavar los electrodos con ultrasonido por 2 minutos.

Todas las soluciones se prepararon con agua desionizada y adicionalmente con

Pirrol (98%), cloruro de potasio KCl y nanotubos de carbono de pared múltiple

funcionalizados MWCNTs-NH2.

En la Figura 29 a) se observa el electrodo tipo espejo después del pulido, b) lavado,

c) Sonicación, d) Electrodo preparado para la electrodeposición.

Todas las paredes de los electrodos se recubrieron con silicona y cilindros plásticos

de cable coaxial, el cual se insertó a presión para no generar una superficie

electroactiva adicional no controlada.

Figura 29. Proceso de pulido y lavado de los electrodos

,


3.2.2 Preparación del electrolito

El procedimiento para la fase I consistió en preparar una solución acuosa (neutral) de 0.25 mol/L pyrrole + 0.3wt%, nanotubos de carbono MWCNTs-NH2 en un precipitado de 50 mL, se adicionaron 0.5 mol/L KCL (donde el ion es el CL y el contra ion es el K ) en agua y se sónico esta solución por 30 minutos para garantizar una dispersión homogénea, que permitiera una buena electrodeposición (

Figura 30). De igual manera se realizó para la solución acuosa del EDOT, las fases II y III se

realizaron en la celda electroquímica convencional; con base en las concentraciones de

KCL, MWCNTs-NH2 y teniendo en cuenta las densidades, masas y los pesos moleculares de

cada uno de los compuestos empleados, se calcularon las proporciones en volumen para


cada uno de ellos; en la tabla 3 se describe cada %V/V. Para la electrodeposición de los dos

polímeros, se realizó mediante 2 pasos, primero se realizó con el pirrol y después de

depositado en la superficie del electrodo, se realizó la electro polimerización con EDOT,

conservando siempre las concentraciones especificadas anteriormente.

Tabla 2. %V/V Utilizado para cada una de las electropolimerización.

Compuesto Peso molecular Densidad % V/V

Ppy 67,09 g/mol 1,33 g/cm3

86

PEDOT 142,17 g/mol 0,97 g/cm3 133


Figura 30. a) Sonicación de la mezcla de KCL y MWNTs-NH2, b) Dispersión del electrolito


3.2.3 Condiciones de trabajo

Fase experimental I

Esta etapa experimental fue realizada en tres fases, la primera consistió en la elaboración de

un electrodo de Ppy y MWCNTs-NH2 en diferentes concentraciones en las cuales se

buscaron las mejores condiciones y concentraciones para su electrodeposición, esta fase

tuvo como objetivo adquirir destreza para la elaboración y fabricación de los sensores con el

fin de mejorar las características eléctricas y mecánicas de la matriz polimérica compuesta

que se forma sobre la superficie de cada uno de los electrodos; Se obtuvieron 5 electrodos

de grafito (EG) recubiertos para su respectiva evaluación. Al igual que un electrodo de grafito

recubierto con Ppy denominado blanco, para la respectiva comparación (Figura 31).

La electropolimerización de películas compuestas de Ppy-MWCNTs-NH2 se llevó a cabo en

la solución acuosa descrita, variando la concentración de MWCNTs-NH2 con 2mg, 4mg, 6mg

(con y sin agitación) y 8mg (con agitación) (Tabla 4). Los registros para el sensor se


realizaron después de obtener el electrolito, se montó la celda y se aplicó un voltaje por

medio del potenciostato durante 30 minutos aproximadamente, para obtener una buena

dispersión entre las nanoestructuras y el monómero. este procedimiento es de gran

importancia para garantizar una óptima deposición en la superficie del electrodo [41], y por

ende, un avance en el crecimiento de películas compuestas de Ppy-MWCNTs-NH2 y la

fijación de una apreciable cantidad de nanoestructuras con el fin de mejorar las

características eléctricas y mecánicas de la matriz polimérica [42][43][44][45][46][32]. Así

como un ensayo de estabilidad electroquímica por medio de espectroscopia de impedancia

electroquímica en una celda de tres electrodos. Para facilidad del reporte de los resultados

las muestras se denominaron electrodos de Ppy/MWCNTs-NH2/EG. Todas las medidas

fueron realizadas inicialmente con una temperatura de trabajo de 25 ± 0.1ºC. Todos los

potenciales están referidos al electrodo de referencia empleado.

La caracterizaron de los sensores se realizó por medio de espectroscopia Raman confocal y

microscopia de barrido (MEB), para los cual se empleó como sustrato del sistema

bioelectródico, un cilindro de grafito de 5 mm de diámetro y 8.5 mm de largo al 98% de

pureza y como componentes conductores pirrol (98%) marca Alfa Aesar, cloruro de potasio

(KCl) marca EMSURE grado analítico y nanotubos de carbono de pared múltiple

funcionalizados con NH2 marca Dropsens DRP.

Figura 31. Esquema del procedimiento utilizado para electropolimerización de las películas

compuestas del polímero de Ppy conductor y los nanotubos de carbono de pared múltiple.



Tabla 3. Concentración de los diferentes electrodos de Ppy

Concentración de MWCNTs-NH2

Polímero 2 mg 4 mg 6 mg 6mg Agitación 8mg

PPy X X X X X


Fase experimental II

En la segunda fase experimental, se seleccionó una matriz, donde se realizaron

combinaciones entre la concentración de MWCNTs y la de los polímeros a utilizar, por lo

cual se fijaron tres concentraciones en cada uno de ellos (2, 4 y 6 miligramos), dado que en

la primera fase experimental se pudo observar, que para la concentración de 8 miligramos

garantizar una buena dispersión era difícil, teniendo en cuenta las condiciones de trabajo

con las que se contaba. Por lo cual se delimito la segunda fase experimental con solo tres

cantidades donde hubiese las mejores condiciones de trabajo para los dos polímeros a

utilizar que fueron Ppy y PEDOT, en la III fase experimental se realizó la co-polimerización

de estos dos polímeros, mediante una polimerización por pasos descrita más adelante en

este capítulo, buscando una mejor funcionalización del sensor en su fase inicial y una

afinidad en su fase final de elaboración.

En esta fase se electrodepositaron por separado cada uno de los monómeros y se incluyó la

BSA en electrolito en una concentración 5mg que permaneció constante en todas las

electropolimereizaciones, cambiando la concentración de nanotubos, luego se realizó el

proceso de electrodeposición. Después de realizada la electrodeposición se dejó secar el

sensor a temperatura ambiente. Y posteriormente se realizó un goteo de quitosano (Q)

mediante un micro pipeta con una dosificación de 50 microlilitros (µL) para cada uno de

electrodos, preparada anteriormente con 280 mg de Q en una solución de 0.1M de ácido

acético Luego se realizó voltametría cíclica (CV) a la velocidad de escaneado de 50 mV / s

durante 30 ciclos bajo un potencial de -0,1 V a 1,0 V vs Ag/AgCl 3M para obtener el EG

modificado con Ppy y BSA el cual se denominó (BSA@MIPs/MWCNTs-NH2/Ppy /Q/EG), de

igual manera se realizó la electropolimerización para el EDOT donde la ventana de potencial

fue de 0,2 V a 1,2 V y se denominó (BSA@MIPs/MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG).

Posteriormente se incubó el electrodo modificado de polímeros en una solución de ácido

sulfúrico H2SO4 1 M para extraer la de proteína BSA del molde y obtener las muestras de los


electrodos EG modificados denominados (BSA@MIPs//MWCNTs-NH2/Ppy/Q/EG) y

(BSA@MIPs//MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG) respectivamente, los cuales fueron,

caracterizados y evaluados para su uso como posibles sensores, que permitan determinar la

concentración de la proteína BSA presente en un medio fisiológico simulado solución tapón

buffer(PBS) pH 7.5. El procedimiento detallado de preparación para cada EG modificado se

ilustra en la Figura 32


compuestas de los polímeros conductores de Ppy o PEDOT y los nanotubos de carbono de

pared múltiple.



Se realizaron en total 9 electrodos con sus diferentes combinaciones como se muestra a

continuación.

Tabla 4. Concentración de los diferentes electrodos de Ppy , PEDOT y Pasos (PEDOT-Ppy)

Niveles- Concentración de MWCNTs-NH2

Polímero 2 mg 4 mg 6 mg

PPy 1 1 1

PEDOT 1 1 1

PPy + PEDOT 1 1 1


Para facilitar la caracterización de cada uno de los compuestos presentes en el compósito

mediante espectroscopia Raman, se realizaron los siguientes blancos, para una

identificación más detallada.

Tabla 5. Cantidades utilizadas para la realización de los blancos fase experimental II-III

Blanco Cantidad del

polímero (µL)

Cantidad de

Q (µL)

Cantidad de

KCL (mg)

Cantidad de

BSA(mg)

Ppy y quitosano 86 50 180 5

PEDOT y quitosano 133 50 180 5

Ppy, PEDOT y quitosano 86 +133 50 180 5


Fase experimental III

En esta fase se realizó la combinación de los dos polímeros, para ello se realizó una

electropolimerización por pasos, primero se sónico el electrolito de KCL con EDOT por 30

min, luego se electrodepósito el EDOT en las mismas condiciones de los electrodos

anteriores, después de finalizado el proceso se dejó a temperatura ambiente por un lapso de

30 min para permitir que se secara totalmente la superficie del electrodo, seguido de esto, se

preparó el electrolito con los MWCNTs-NH2 variando su concentración en 2mg, 4mg, 6mg

respectivamente, esta solución se sónico alrededor de unos 30 minutos, pasado este lapso

se adiciono a la solución el pirrol y se sónico por 30 minutos más.

Luego se realizó la electropolimerización de Ppy por voltametría cíclica (CV) sobre el

electrodo de grafito recubierto ya por el polímero PEDOT, con los mismos parámetros que se


realizó el electrodo de BSA/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/EG, para obtener los electrodos EG

modificados (BSA@MIPs/MWCNTs-NH2/EDOT/Ppy/Q/EG).

Después de realizada la electrodeposición, se dejó secar el sensor a temperatura ambiente y

posteriormente se realizó un goteo de quitosano (Q) mediante una micro pipeta con una

dosificación de 50 microlilitros (µL) para cada uno de electrodos, en una concentración

homogénea de Q preparada anteriormente con 280 mg de Q en una solución de 0.1M de

ácido acético

Luego se incubó el electrodo modificado de polímeros en una solución de ácido sulfúrico

H2SO4 1 M para extraer la de proteína BSA del molde y obtener las muestras de los

electrodos EG modificados denominados (MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-NH2/Ppy/EG). El

procedimiento detallado de preparación se ilustra en la Figura 33.


compuestas de los polímeros conductores de Ppy, PEDOT y los nanotubos de carbono de

pared múltiple.



Espectroscopia confocal Raman

Para la evaluación de los precursores utilizados y su posterior caracterización química de las

muestras electropolimerizadas se empleó la espectroscopia Raman, mediante un

espectrómetro confocal Raman LabRam de Horiba. Dos tipos de láser fueron utilizados uno

de 785 nm y 532 nm, el filtro notch al 100%, una rejilla de 600 gr/mm, un tiempo adquisición

de 15 segundos y 20 segundos para las películas iniciales de Ppy y de 8 segundos y 6

segundos para las películas de EDOT y Ppy combianadas, las acumulaciones fueron

empleadas como condiciones de operación para este análisis.

Microscopia electrónica de barrido (MEB)

La caracterización morfológica de las muestras fue realizada con un microscopio electrónico

de barrido EVO MA10 de Carl Zeiss, con la detección de electrones secundarios y electrones

retrodispersados. Para identificar el contraste entre las nanoestructuras del Ppy, PEDOT y

su combinación con las diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2.

Espectroscopia de impedancia electroquímica (EIE)

Los experimentos electroquímicos fueron realizados usando un potenciostato/galvanostato

Gamry instruments interface1000 con un sistema de adquisición, procesamiento y reporte de

datos, en una celda electroquímica de tres electrodos, a temperatura ambiente. La

distribución de los electrodos fue realizada empleando un electrodo de referencia Ag/AgCl,

un contra electrodo de grafito, y un cilindro de grafito como electrodo de trabajo, el cual fue

previamente preparado. Se realizaron dos tipos de pruebas EIE, una inicial antes de la

electropolimerizaciòn empleando como solución electrolítica la mezclas descritas

previamente con un voltaje de perturbación de 10mV AC y un barrido de frecuencias entre

50000Hz y 0.1Hz.

Las pruebas EIE para la caracterización electroquímica de los sensores obtenidos

empleando como electrolito un fluido extracelular simulado con solución de tampón buffer

salino 1X (PBS) y pH 7.4. Un voltaje de perturbación de 10mV AC y un barrido de

frecuencias entre 100000Hz y 0.01Hz. Los datos de los espectros de impedancia en Bode y

Nyquist obtenidos de este análisis en PBS fueron ajustados empleando el software Zview® a

un modelo de circuito eléctrico equivalente. El ajuste del modelo se aceptó para los valores


de chi-cuadrado (χ2) menores a 10-4, para corroborar afinidad de los materiales en soluciones

fisiológicas simuladas como lo es la PBS.

Tratamiento de datos

Los datos fueron adquiridos de forma digital, y el tratamiento de los mismos se ha efectuado

con ayuda de los programas ZView-Impedance Software, utilizado para la obtener los

modelos de circuito equivalente (CEE), XEI para el procesamiento de las imágenes de AFM

y EFM para determinar parámetros de rugosidad superficial, Gamry Echem Analyst para la

obtención de datos de las pruebas electroquimicas EIE, DPV.

Los programas mencionados se han utilizaron en la realización de las figuras que se

presentan en este trabajo.

Capítulo 4. Resultados y Discusión 89

4 Capítulo 4. Resultados y Discusión

En este capítulo, se presentan los resultados obtenidos en cada una de las técnicas

empleadas para la caracterización de los electrodos descritos anteriormente; se presentan

además los resultados de la electropolimerización realizada en cada uno de los electrodos,

las morfologías correspondientes y los espectros Raman que caracterizan a las películas

depositadas sobre cada uno de los sustratos.

4.1 Electropolimerización

En la fase experimental se depositaron electroquímicamente dos polímeros conductores Py

EDOT cada uno sobre la superficie de un electrodo de grafito (EG), inicialmente se

electrodepositaron dos muestras que se denominaron los blancos, el primero compuesto por

Py junto con el electrolito y el segundo por EDOT junto con el electrolito, y luego con cada

uno de los polímeros sobre los demás electrodos a diferentes concentraciones de nanotubos

de carbono.

4.1.1 I Fase experimental

En la I fase experimental, se obtuvieron electrodos con Ppy a diferentes concentraciones

(2,4,6,8 mg de MWCNTs) junto al electrolito, el compuesto de Ppy/MWCNTs se unió a la

superficie del electrodo, para este caso, los MWCNTs sirvieron como una columna vertebral

nanométrica para la polimerización [43].

Se llevó a cabo la electropolimerización de acuerdo a la metodología explicada en el capítulo

3 y según el aspecto de la mezcla se identificaron diferentes características, como indicio del

grado de dispersión alcanzado de las nanoestructuras. Una de estas características fue el

color, entre más oscura fue la mezcla, se infirió mayor grado de dispersión. La mejor


dispersión se alcanzó con el electrodo de 4mg, observándose nanoestructuras en todo el

volumen de la solución empleada. Para las demás mezclas se realizó un ajuste al montaje

experimental inicial, empleando agitación magnética durante el proceso de

electropolimerización para garantizar una dispersión más homogénea [47].

La electropolimerización del monómero de Pirrol (Py) se muestra en la Figura 34 a) donde

se identificó el potencial de oxidación, alrededor de 0.6 V. Este se halló por voltametría

cíclica con velocidad de barrido de 20mV/s, escogiendo una ventana de potencial adecuada

en la cual se generó la oxidación. Para ello se efectuaron 3 ciclos, donde el potencial que se

encontró fue similar al reportado anteriormente por otros investigadores [48] [49].

Luego se efectuaron 50 ciclos de voltametría cíclica, que se muestran en la Figura 34 b) con

una velocidad de barrido de 50mV/s para obtener la electropolimerización de películas de

Ppy sobre el EG. Estas películas de solo Ppy se realizaron con el fin de utilizarlo como punto

de comparación en la caracterización y evaluación del material compuesto Ppy/%p/p

MWCNTs-NH2/EG.

Figura 34. Voltagramas a) Prueba de oxidación Py, b) Voltametría cíclica de

electropolimerización por oxidación anódica.


El voltagrama de oxidación anódica y crecimiento del Ppy (Figura 34 b) es análogo al

reportado en otras investigaciones [43][48][49], donde se realizaron barridos desde 0.2 V

hasta 0.9 V vs Ag/AgCl 3M, las flechas indican el avance de la oxidación y reducción de la

electropolimerización respectivamente. En la gráfica se evidenció un aumentó en la corriente

y el área entre ciclos consecutivos, corroborando el crecimiento del polímero [50].


La Figura 35 muestra los voltagramas de la electropolimerización de Ppy en presencia de

nanoestructuras con diferentes concentraciones (2 mg, 4 mg, 6 mg, 6mg con agitación, 8mg

con agitación) %p/p de MWCNTs-NH2 .

Figura 35. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) 6mg agitación,

e) 8mg agitación, f) Ppy


En los anteriores voltagramas se observan los cambios característicos de la corriente con

respecto a la cantidad de nanoestructuras utilizadas para cada muestra, este cambio de

corriente se le atribuye a la cantidad de nanoestructuras electrodepositadas sobre la

superficie del EG,para las muestras con agitación hay diferencia, pero la corriente es

consecuente con el aumento de las nanoestructura, teniendo en cuenta esta perturbación

externa.


Se realizaron 50 ciclos a velocidad de barrido de 50mV/s. En todos los voltagramas el

incremento en la pendiente anódica de cada curva, ciclo tras ciclo, es un indicativo de la

disminución de la impedancia de las muestras EG con el recubrimiento Ppy/MWCNTs-NH2.

En el electrodo de 2mg la corriente anódica (Ia) aumentó hasta obtener una corriente anódica

máxima de Ia=10.40mA. Mientras que para el electrodo de 4mg, Ia=22.19mA. Para los

electrodos de 6mg sin y con agitación la Ia=17mA y Ia=26mA, respectivamente. Luego, la

muestra de 8mg, dado que se realizó en presencia de mayor agitación magnética la Ia

disminuyo (Ia=2.45mA), observándose también poca deposición en EG, lo cual es

consecuencia de la precipitacion de las nanoestructuras, estas corrientes son proporcionales

debido a que no se presenta un efecto sinergico

En la Figura 36 se presentan los voltagramas para el primer ciclo de cada una de las

muestras electropolimerizadas. En estos se aprecia un entrecruzamiento de la rama del

barrido anódico con la rama del barrido catódico. Este fenómeno se origina por la variación

que sufre el electrodo por efecto de la nucleación y comienzo de la formación de una nueva

fase sobre la superficie del electrodo donde el punto de entrecruzamiento indica el potencial

en el que el monómero ha comenzado a oxidarse y a generar polímero y por ende modifica

el EG [50].

Figura 36. Voltagramas de electropolimerización con: 2mg, 4mg, 6mg, 8mg y solamente PPy.



Se conoce que la transferencia de carga desde y hacia el polímero conductor sigue

mecanismos muy diferentes dependiendo del grado de oxidación o el dopaje del polímero.

En otros trabajos de investigación [41] se propone: “A niveles bajos de dopaje las cadenas

del polímero no están conjugadas y la transferencia de carga ocurre de una manera

localizada y no contribuye a la capacitancia”, lo cual corrobora el resultado obtenido cuando

se aumenta el contenido de MWCNTs. Un aumento en el nivel del dopaje da lugar a la

conjugación de electrones o la deslocalización a lo largo de la cadena de polímero en la

banda de conducción. Luego la capacitancia electroquímica puede estar afectada por los

procesos que son de naturaleza farádica y no farádica [41].

Aunque los polímeros conductores han sido objeto de análisis por un par de décadas, los

conceptos básicos están todavía en debate debido a la complejidad del mecanismo de

electropolimerización.

Por lo tanto, la morfología y las propiedades de la película dependen de la naturaleza del

electrolito presente durante la formación del polímero [51] y de la presencia de las

nanoestructuras o agregados que se haya utilizado en el proceso de electropolimerización

[47].

4.1.2 II Fase experimental

Para la II fase experimental, inicialmente se realizó el procedimiento con el Ppy, donde se

delimitaron las concentraciones de MWCNTs-NH2 (2mg, 4mg y 6mg), de acuerdo a los

resultados obtenidos en la I fase, en esta fase el electrolito estaba acompañado de la

proteína BSA, con el fin de lograr un mayor soporte para la matriz polimérica compuesta,

adicionalmente tenían un goteo de quitosano al final de su fabricación buscando mayor

actividad electrodica entre los polimeros.

En la Figura 37 se reportan las voltagramas obtenidos durante la electropolimerización,

donde se observa que a medida que se varía la concentración de MWCNTs-NH2 la Qdep

aumenta en cada electrodeposición.


Figura 37. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) Ppy.


En la anterior se evidencia una relación directa entre la Qdep (carga de deposición) y la

cantidad de nanopartículas, ya que las concentraciones del monómero de Ppy fueron

constantes. A menor concentración de nanoestructuras se presentó una menor carga Qdep.

Esto se pudo deber a que los nanotubos de carbono aportan mayor conductividad a la

corriente capacitiva, así como también se muestra en la Figura 37 a) - c), las corrientes de

diferentes electrodos disminuyeron con el número de ciclos aumentando, esto indica que la

película de polipirrol (Ppy) se creó sobre electrodos donde los grupos NH del pirrol logran

formar un enlace de hidrógeno con grupos COOH de la molécula de BSA para formar

monómeros de pirrol funcionales, y los grupos NH2 o OH del quitosano (Q) forman enlaces

de hidrogeno con los grupos COOH de la molécula de BSA inmovilizando y creando el molde

de BSA [27].


En la Tabla 6. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de Ppy en presencia de

MWCNTs-NH2 y BSA. Se presentan los valores correspondientes a las corrientes anódicas

registradas en los electrodos de Ppy con diferentes concentraciones de MWCNTs.

Tabla 6. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de Ppy en presencia de

MWCNTs-NH2 y BSA.

Ia(mA) Inicial Ia(mA) Final Qdep (mC)

Ppy 15,08 15,98 57,17

Electrodo 1 Ppy 1,347 1,224 9,331

Electrodo 2 Ppy 24,16 23,47 129,4

Electrodo 3 Ppy 23,47 24,51 137,0


De la tabla anterior se observa, que cuando se realizó la electropolimerización sobre el EG

en la sola presencia del monómero (Py), la corriente anódica presentó un valor medio dentro

del rango medido, para las muestras donde se encuentran presente las nanoestructuras y la

BSA se observó una menor corriente anódica, en la electropolimerización con menor

cantidad de MWCNTs-NH2 se diferenció de las otras dos muestras en las cuales la cantidad

de nanotubos es mayor y por ende la corriente Ia final aumentó, esto se debe a que la

concentración de nanoestructuras pueden estar dominando en el proceso en referencia a la

BSA, la cual causa la disminución en la corriente del electrodo 1 Ppy.

Este fenómeno es resultado del efecto sinérgico de la presencia de nanoestructuras y BSA,

en esta fase los efectos de la mezcla de la solución electrolitica y la BSA, pueden estar

contrarestandose, por lo cual los valores correspondientes a las corrientes registradas en la

Tabla 6 son menores, debido al carácter resistivo de la BSA; luego las nanoestructuras

incrementan la conductividad, el área superficial y los sitios activos para la transferencia de

electrones, contrario a lo que puede causar la BSA [27].

Para la segunda parte de la II fase experimental se realizó el mismo procedimiento con el

PEDOT, en la Figura 38 donde se identificó el potencial de oxidación que fue alrededor de

0.9 V. Este se encontró por voltametría cíclica con velocidad de barrido de 20mV/s,

escogiendo una ventana de potencial donde se generó la oxidación, para la cual se

efectuaron 3 ciclos, donde el potencial que se encontró es igual al reportado por otros

investigadores [48] [49].


Figura 38. Voltagramas a) Prueba de oxidación PEDOT, b) Voltametría cíclica de

electropolimerización por oxidación anódica.


El voltagrama de oxidación anódica y crecimiento del PEDOT (Figura 38 b) durante el

proceso de polimerización de EDOT y la solución de KCL. Con respecto a la bibliografía se

encontró que el electrolito y el tamaño del ion dopante afecta a la cinética de oxidación y la

conductividad eléctrica de las películas obtenidas [45]. Se realizaron barridos desde 0.2 V

hasta 0.9 V vs Ag/AgCl 3M, las flechas indican el avance de la oxidación y reducción de la

electropolimerización respectivamente.

En el cual se evidencia un aumento en la corriente y el área entre ciclos consecutivos,

corroborando el crecimiento del polímero [50], Esto se comprobó mediante espectroscopía

Raman y MEB. De lo anterior se puede concluir que es necesario un potencial de 0.9 V para

generar una cantidad suficiente de radicales catiónicos, con el fin de sintetizar una capa

uniforme e intacta del polímero [52].

La Figura 39. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d)

PEDOT.muestra los voltagramas de la electropolimerización de PEDOT en presencia de

nanoestructuras con diferentes concentraciones (2 mg, 4 mg y 6 mg) %p/p de MWCNTs-NH2

y BSA, donde se observó que a medida que se aumentó la concentración de MWCNTs-NH2

la Qdep disminuyó en la electrodeposición de cada muestra, la variación de la carga de

deposición se debe al crecimiento de la especies presentes en la solución electrolítica y la

interacción molecular que se presente sobre la superficie después de realizada la

electrodeposición, por lo cual se dedujo que la cantidad de nanotubos está directamente


relacionada con la carga de deposición, para este caso a mayor cantidad de nanotubos

mayor carga de deposición. Para esta fase se ve reflejado en los valores de Qdep que es

menor para cuando hay mayor cantidad de nanoestructuras lo cual hace que las cargas se

desplacen más fácilmente. Se podría decir que existe un mejor acople en esta mezcla del

electrodo 3 PEDOT.

Figura 39. Voltagramas de electropolimerización, a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg, d) PEDOT.


En la Tabla 7 se presentan los valores correspondientes a las corrientes anódicas

registradas en los electrodos de PEDOT con diferentes concentraciones de MWCNTs.


Tabla 7. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de EDOT en presencia de

MWCNTs-NH2 y BSA.

Ia(mA) Inicial Ia(mA) Final Qdep (mC)

EDOT 5,762 5,802 22.71

Electrodo 1 PEDOT 2,535 3,926 9,614




De la tabla anterior es posible deducir que cuando se realiza la electropolimerización sobre

el EG en la presencia del monómero (EDOT), la corriente anódica presenta un valor bajo

dentro del rango medido. Para las muestras donde se encuentran presente en mayor

concentración las nanoestructuras y la BSA se observó una menor corriente anódica,

respecto a la electropolimerización con menor cantidad de MWCNTs-NH2 , donde se observó

una corriente (Ia) final muy inferior al del electrodo 1, esto puede deberse a que la

concentración de nanoestructuras no se dispersó de manera homogénea en el electrolito, o

que a mayor concentración incrementa la resistencia eléctrica por aglomeración y se dificulta

el paso de la corriente.

4.1.3 III Fase experimental

Para la III fase experimental se realizó el mismo procedimiento, pero en esta fase se

conjugaron los polímeros, a lo cual se le denominó polimerización por pasos entre el PEDOT

y el Ppy. En la Figura 40 . Voltagramas de electropolimerización, electrodos por pasos Ppy-

PEDOT a) 2mg, b) 4mg, c) 6mg.se identificó un potencial de oxidación, alrededor de 1,2 V.

Este se encontró por voltametría cíclica con velocidad de barrido de 20mV/s, escogiendo una

ventana de potencial, para la cual se efectuaron 3 ciclos, como en los casos anteriormente

expuestos.

Para la III fase experimental la variación de la carga de deposición se debe al crecimiento de

la especies presentes en la solución electrolítica y la interacción molecular que se presente

sobre la superficie después de realizada la electrodeposición por separado inicialmente para

el PEDOT y luego para el Ppy, en este caso la cantidad de nanotubos no está directamente

relacionada con la carga de deposición, esto puede deberse a la interacción molecular y al


acople que formen los dos polímeros utilizados, ademas de que el PEDOT hace más

conductor al PPy,lo cual se ve reflejado en los valores de Qdep que es menor para cuando

existe mayor cantidad de nanoestructuras, esto hace que las cargas se desplacen más

fácilmente. De lo anterior se infiere que existe un mejor acople en esta mezcla del electrodo

3 PEDOT.

Figura 40 . Voltagramas de electropolimerización, electrodos por pasos Ppy-PEDOT a) 2mg,

b) 4mg, c) 6mg.



En la Tabla 8 se presentan los valores correspondientes a las corrientes anódicas

registradas en los electrodos de Ppy con diferentes concentraciones de MWCNTs.

Tabla 8. Corrientes anódicas (Ia) de electropolimerización de PEDOT y Ppy en presencia

de MWCNTs-NH2 y BSA.

Ia(mA) Inicial

(PEDOT)

Ia(mA) Final

(PEDOT)

Ia(mA) Inicial

(Ppy)

Ia(mA) Final

(Ppy)

Qdep (mC)

(PEDOT)

Qdep (mC)

(Ppy)

Pasos (PEDOT-

Ppy) 7,703 4,163 5,213 5,359 22,71 31,67

Electrodo 1 Pasos

(PEDOT-Ppy) 5,762 5,802 21,49 23,07 30,31 159,4

Electrodo 2 Pasos

(PEDOT-Ppy) 2,030 2,257 1,188 1,197 16,35 11,38

Electrodo 3 Pasos

(PEDOT-Ppy) 5,228 5,069 4,738 4,168 32,89 37,51


De la tabla anterior es posible deducir que cuando se realiza la electropolimerización sobre

el EG en la presencia del EDOT y luego del Py, se presenta en general un aumento entre la

corriente anódica inicial y la final. Para las muestras donde se encuentran presente en mayor

concentración las nanoestructuras y la BSA se observó una menor corriente anódica para los

dos polímeros. Las diferencias encontradas entre los valores correspondientes a la corriente

inicial con respecto a la final pueden deberse a la estructura y características de los

materiales implementados, de igual manera se corroboró que sobre la superficie se hubiese

electrodepositado el material mediante las técnicas de microscopia Raman y MEB.

De los valores correspondientes a las cargas de deposición (Qdep) podemos inferir que a

mayor valor mayor cantidad de polímero compuesto electrodepositado sobre la superficie.

4.2 Caracterización mediante microscopia Raman confocal

y microscopia de barrido (MEB)

Para la caracterización de los materiales y la electropolimerización de la I fase, se realizó

una caracterización por espectroscopia Raman, en la cual se definieron los picos

característicos de los dos monómeros comerciales que se utilizaron, ambos suministrados


por Alfa Aesar en estado líquido Py (98%), y el EDOT de forma similar. En la figura 41 se

muestran los espectros Raman para estos dos monómeros.

4.2.1 Caracterización Raman de los polímeros

En la Figura 41. Espectros Raman de a) Py puro en estado líquido, laser 785 nm, b) Py en

estado líquido y Ppy electrodepositado sobre EG laser 785 nm.se observa la caracterización

mediante espectroscopia Raman del Py y el polipirrol.

Figura 41. Espectros Raman de a) Py puro en estado líquido, laser 785 nm, b) Py en estado

líquido y Ppy electrodepositado sobre EG laser 785 nm.


Considerando lo reportado en otras investigaciones para los espectro Raman del Py, los

picos más característicos son los que se presentan en las longitudes de onda de 935 cm -1 y

984 cm-1, correspondientes a la deformación del anillo asociado con el di-catión, que en

anteriores investigaciones se reporta en 931 cm -1 (dipolarón), cercano al encontrado en este

estudio y el radical catión (polarón), respectivamente. La banda que esta aproximadamente

en 1415 cm-1 puede ser atribuida al estiramiento C-N, y en 1049 cm-1 y 1078 cm-1 a la


vibración en el plano C-H, en otros estudios se reportan picos caracteristicos para el

dipolaron en 931 y para el polaron en 1041 cm-1 en este estudio se observo un pequeño

corrimiento, esto es debido a la potencia utilizada para el laser, al utilizar una potencia alta

se solaparon algunos picos, por lo cual la intensidad de los mismos no es tan notoria,

también este corrimientose debe a la interacción del sustrato del EG con el Ppy, sin embargo

los picos en 935, 946, 974 y 1049 son correspondientes a los obsevados en el monomero.

Los parámetros experimentales que se utilizaron para la espectroscopia Raman se

describieron previamente. En esté espectro también se observó un pico característico del

monómero pirrol (Py), en 1144 cm-1 el cual desaparece luego de la electropolimerización,

como se puede corroborar en el espectro de la Figura 41 que muestra el antes y después

del EG recubierto, este pico está asociado a contracción del anillo o a la deformación del

plano N-H. En este se diferencian picos característicos del Ppy, en 974 cm-1 y 1049 cm-1

bandas características del estado reducido del polímero (forma benzoide). Así como una

disminución en la intensidad del pico de 935 cm-1 la cual es característica del estado oxidado

del polímero (forma quinoide), los espectros muestran claramente una transición de un

estado oxidado del polímero a uno más reducido [28][53][54].

Se llevaron a cabo estudios de Raman para determinar adicionalmente los modos de

vibración del PEDOT en el intervalo de número de onda de 900 a 3200 cm-1, como se

muestra en la Figura 42.

Figura 42. Espectros Raman de PEDOT sobre el electrodo de grafito (EG)



Los picos a 1562 y 1500 cm-1 provienen del estiramiento asimétrico del enlace Cα=Cβ y el

pico más intenso a 1432 cm-1 y puede atribuirse al estiramiento simétrico del enlace Cα=Cβ

(en el monómero EDOT, Cα es el átomo de carbono que se conecta con el átomo de azufre,

mientras que Cβ es el átomo de carbono que se une con Cα). Los picos a 1366 cm-1 se

asignan al estiramiento interrumpido Cβ - Cβ, y los picos a 1267 cm-1 se asignan al

estiramiento inter - anillo C-C. Los picos a 1100 y 697 cm -1 se asignan al estiramiento C-O-C

y curvatura C-S-C, respectivamente. Se observa un pico a 990 cm-1 correspondiente al modo

de estiramiento anti-simétrico del enlace C-C. El espectro resultante es similar a los de otros

resultados y la ausencia de cualquier señal en la región de 650 a 680 cm-1 del espectro

podría conducir a conclusiones similares de que las cadenas PEDOT electrodepositadas

tiene una microestructura altamente plana [48][55][56].

4.2.2 Caracterización Raman de Nanotubos de carbono de pared

múltiple (MWCNTs-NH2)

Luego se llevó a cabo la adquisición espectral correspondiente a los nanotubos de carbono

funcionalizados, para verificación de las muestras compuestas de Ppy/MWCNTs-NH2 los

cuales son 1338cm-1, 1575 cm-1 y se presentan en la Figura 43.

Figura 43. Espectros Raman de los MWCNTs-NH2



4.2.3 Caracterización Raman y MEB -I fase experimental

Para las muestras de la I Fase con nanoestructuras de MWCNTs-NH2, se realizó un

espectro Raman donde se verifico la estructura y electropolimerización del Ppy, verificada

también mediante análisis MEB, lo que permitió diferenciar los MWCNTs-NH2 del material

compuesto. Los resultados para la solución con 2mg, 4mg, 6mg (sin agitación), 6mg y 8mg

con agitación de MWCNTs-NH2 en %p/p se muestran en la Figura 44 donde se realizó un

comparativo de espectros de las muestras preparadas y se encontró espectros con picos

característicos del Ppy y MWCNTs-NH2.

Figura 44. Espectros Raman a) muestra con 2mg, b) muestra con 6mg, c) muestras con

4mg, 6mg y 8 mg con agitación.

*P1: Punto de observación 1, P2: Punto de observación 2, P3: Punto de observación 3


La Figura 44 a) corresponde al espectro de las muestras de 2mg, la Figura 44 b) a la muestra

de 4mg sin agitación, la Figura 44 c) a la muestra de 6mg sin agitación y en la Figura 44 d) se


presenta todos los espectros de las muestras bajo agitación, así como la de 4mg sin agitación y

el espectro de MWCNTs-NH2. De acuerdo a la literatura [57] los picos característicos de

MWCNTs están presentes en 1355-1575 cm-1 y los que corresponden al Ppy son los picos

adicionales presentes entre 932-1048 cm-1. En esta investigación se adquirieron picos en 935,

988 y 1053 cm-1, estos picos no se presentaron con las condiciones de la espectroscopia

confocal Raman previamente descrita, por lo cual los parámetros se modificaron y se empleó un

láser con longitud de onda de 532 nm y una rejilla de 1800gr/m. Sin embargo, se presenta

corrimiento de los picos cuando la muestra es analizada con el láser de longitud de onda de 785

nm y rejilla 600 gr/mm, los picos presentes son 1309 -1525 cm-1 y uno adicional en 946 cm-1 que

puede ser asignado a la presencia de Ppy [47].

Tambien se observan los picos caracteristicos de los MWCNTs-NH2, con respecto a la Figura

41b) donde no hay presencia de los picos de 1355 cm-1 y 1575 cm-1, esto corrobora la presencia

de nanoestructuras de carbono en las muestras, las cuales fueron preparadas a diferentes

concentraciones, posterior a esto fueron analizadas y comparadas morfologicamente mediante

MEB (Figura 45).

Figura 45. Imágenes MEB de las superficies de los electrodos de grafito EG modificados con

películas compuestas de Ppy/MWCNTs-NH2 (a-b) Ppy solo, (c-d) 2mg,(e-f) 4mg, (g-h) 6mg con

agitación, (i-j) 8mg con agitación.



En la figura anterior se observa que las peliculas preparadas con Py sin MWCNTs-NH2 son

relativamente más densas. Las películas preparadas con la solución Py y MWCNTs-NH2

muestran rasgos morfológicos queindican la presencia de los MWCNTs-NH2 incorporados dentro

de la matriz de Ppy, donde es posible observar la superficie de MWCNTs-NH2 recubiertos con

Ppy con cierto grado de porosidad, conteniendo estructuras alargadas, que no se observaron en

las películas de solo Ppy. En las muestras observadas se presentó una relación directa entre la

matriz y la cantidad de nanotubos de carbono presentes en las soluciones, como se diferencia en

las imágenes de 8 y 6 mg; es más perceptible la presencia de MWCNTs-NH2 con respecto a las

otras soluciones donde la cantidad de nanoestructuras en las películas es menor, al igual que su

porosidad. De la misma forma, se observa que las nanoestructuras sirven como inoculadores

para el Ppy, ya que estos modifican la forma habitual como crece el Ppy, nucleando y creciendo

alrededor de estos.

Con los espectros Raman y las imágenes de MEB se pudo comprobar la presencia de nanotubos

de carbono y Ppy, la interacción entre estos dos componentes puede hacer que los picos

característicos de los MWCNTs-NH2 cambien su intensidad, lo cual se observó en el espectro

Raman de la Figura 46.

Figura 46. Espectro Raman en varios puntos de observación (P1, P2 Y P3) de la muestra de

PPy/6mg.




De acuerdo a esta figura, la intensidad de los picos característicos cambió respecto al

espectro Raman de solo MWCNTs-NH2, donde la mayor intensidad se presentó en el pico

de 1338 cm-1 y el de menor intensidad 1575 cm-1 (Figura 46). Luego de la

electropolimerización, se presentó mayor intensidad en el pico de 1575 cm-1, posiblemente a

un cambio de la estructura de los nanotubos.

La Figura 45 reveló la presencia de MWCNTs-NH2, en los cuales, los espectros Raman

fueron adquiridos en diferentes puntos de observación (PO) de la muestra de 6mg,

presentando picos en las bandas asociadas a la presencia de PPy y de MWCNTs-NH2

puros. Los picos de 935 cm-1 ,974 cm-1 ,1054cm-1 y 1387 cm-1 y 1590 cm-1 corresponden al

polímero y los MWCNTs, respectivamente. Una comprobación de esta interacción se

presenta en la figura 47 donde en las imágenes de MEB se observó una morfología en forma

de coliflor para el Ppy, variando con la presencia de nanotubos de carbono recubiertos de

Ppy, aumentado su diámetro de 200 nm a 800 nm aproximadamente.

Figura 47. Imágenes en MEB de nanotubos de carbono recubiertos de Ppy dispersos en la

matriz polimérica.


En resumen, en la Tabla 9 se presenta una relación entre los picos del espectro Raman

obtenidos experimentalmente y el valor reportado por otros investigadores para el Ppy.

[56][58].


Tabla 9. Bandas obtenidas en el análisis estructural Raman y asignación a cada uno de los

grupos funcionales del Ppy.

Raman shift cm-1

Pico reportado (Ppy oxidado),[58]

Ppy en electrodo de grafito, PPy/EG (Ppy oxidado)

Ppy /MWCNTs-NH2/EG

(Ppy oxidado) Asignación

1560,1630 1590 1580 Estiramiento del anillo C=C

1326,1392 1307 1346 Estiramiento C-N

939,998,1044 946,1047 936,988,1053 C-H Deformación del

plano


Para la evaluación del material y la electropolimerización de la II fase experimental, se

realizó una caracterización por espectroscopia Raman a los blancos reportados en la tabla 5.

En el cual se definieron los picos característicos de los dos monómeros comerciales después

de haber sido electrodepositados y posteriormente goteados con quitosano, tal como se

describió en la metodología. Para ello se caracterizó la BSA en estado líquido y sólido y se

identificaron los picos más característicos. En la Figura 48 se describe el análisis de la BSA

y en la correspondiente a cada blanco.

La albúmina de suero bovino (BSA) es la proteína más abundante en el plasma de

mamíferos y ha sido objeto de muchas investigaciones por su fácil aislamiento en grandes

cantidades, su alta estabilidad y su solubilidad. La BSA es la principal proteína que

contribuye a la presión osmótica coloide de la sangre y también la proteína de transporte

para numerosos compuestos endógenos y exógenos. Esta molécula consiste en una única

cadena polipeptídica que contiene aproximadamente 580 aminoácidos [59].

Figura 48. a) Espectro Raman de la BSA liquida, b) BSA sólida.

*P1: Punto de observación 1, P2: Punto de observación 2



Los espectros obtenidos de los aminoácidos constitutivos de BSA se muestran en la Figura

48 a) y b). Las vibraciones de cadena lateral, particularmente los movimientos de anillo, se

asignan usando los espectros de los aminoácidos individuales, esto implica que los

movimientos de la cadena lateral están altamente localizados y sus asignaciones de

frecuencia se pueden transferir con confianza a los espectros de proteínas. Esta observación

coincide con la similitud conocida de los espectros Raman de proteínas con composiciones

de aminoácidos comparables [40][59].

En la Figura 48 a) se infieren los picos característicos del espectros de la albumina de suero

bovino en estado sólido, los picos encontrados en 441 cm-1 y 507 cm-1 corresponden a los

puentes de disulfuro en proteínas y péptidos debido a que la frecuencia de un modo de

estiramiento S-S del puente disulfuro es sensible a su conformación y su enlace es

medianamente fuerte.

En la BSA liquida se observa un aumento de la intensidad en el modo de estirado cerca de

938 cm-1 la relación de intensidad de la línea de 938 cm-1 a la línea de 1003 cm-1 aumenta,

esto es indicativo de un cambio conformacional en línea con el cambio de amida III. La

intensidad del estiramiento esquelético cerca de 938 cm-1 se encuentra asociado con el

contenido en α-helicoidal.

En investigaciones previas [40], también se ha reportado la intensidad de la línea de 940

cm-1 que se correlaciona bien con el contenido α -helicoidal de la tropomiosina a medida que

la proteína se desnaturaliza elevando el pH. También se ha reportado el aumento de la

intensidad del pico de 938 cm-1 tras la disolución de BSA, lo cual puede deberse a un

aumento en el contenido helicoidal. Aparentemente en el BSA de estado sólido, sin la

cantidad de equilibrio de agua, se puede indicar que las cadenas helicoidales están

distorsionadas. Tras la disolución, las moléculas de agua promueven la movilidad de las

cadenas esqueléticas de modo que superan la distorsión del estado sólido y se vuelven más

ordenadas en solución [40][60].

Los picos de 1206 cm-1 y 1275 cm-1 se atribuyen a la región de extensión cerca de 900-1000

cm-1 con intensidades más intensas en el espectro de BSA nativo. Esto se debe a que los

modos de la cadena esquelética altamente acoplados de la proteína están ausentes en los

aminoácidos individuales. El pico presente en 1357 cm-1 corresponde a los enlaces dobles

CH [40].


Los espectros de BSA en solución y estado sólido son ligeramente diferentes en varias

regiones espectrales. Los ácidos glutámico y aspártico comprenden aproximadamente el

22% de los residuos de aminoácidos en BSA. El pico reportado en el espectro de solución de

BSA a 1403 cm-1 se puede asignar al modo de estiramiento simétrico de los grupos carboxilo

de cadena lateral ionizados. El pico presente en 1449 cm-1 corresponde a un enlace fuerte

entre CH2 o CH3. Los picos cercanos a 1402 y 1730 cm-1 se encuentran en los espectros de

poli (ácido L-glutámico) [60] y tropomiosina [61] en líquido y sólido, respectivamente.

De acuerdo a la Figura 48b), se observó mediante espectroscopia Raman la conformación

de puentes disulfuro en proteínas y péptidos debido a que la frecuencia de un modo de

estiramiento S-S del puente disulfuro es sensible a su conformación. La banda identificada

en 508 cm-1, se debe al modo de estiramiento S-S, debido a que la BSA tiene un residuo de

cisteína y 17 puentes disulfuro, los cuales juegan un papel importante en la reacción de

intercambio de sulfidril-disulfuro intramolecular (isomerización N-A, envejecimiento molecular

de BSA) [3,10,22,24].

Los picos correspondientes a 840 cm-1 y 862 cm-1 se le asignaron al enlace débil del doblete

de tirosina. La relación de intensidad de este doblete se determina por la naturaleza del

enlace de hidrógeno del hidroxilo fenólico en el residuo de tirosilo, que determina la

extensión de la resonancia de Fermi entre los dos componentes.

Cuando el hidroxilo es fuertemente unido con el hidrógeno da un aceptor negativo como C02,

por lo cual la línea de mayor frecuencia es más débil que la inferior (relación típica de las

intensidades de pico 3: 10) mientras que la superior se vuelve más intensa si la unión H es

más débil o si un protón ácido externo está unido al oxígeno del OH fenólico (relación típica

10: 4). Donde hay aproximadamente 19 residuos de tirosilo por molécula de BSA y la

relación de intensidad media para sus dobletes es de (10: 7). Esto indica que la mayoría de

los residuos están en la última categoría. Es decir, la mayoría de los grupos hidroxilo de los

residuos de tirosilo, ya sean "enterrados" o "expuestos", forman enlaces de hidrógeno

débiles o sirven como aceptadores a otros protones que son donantes ácidos. Así, en la

proteína nativa pH 6, donde probablemente la mayor parte de los residuos tirosilo están en

segmentos α-helicoidales, hay pocos sitios de unión negativos disponibles, si es que

existen, tales como CO2- para los OH fenólicos [62][63], en la BSA liquida este pico esta

desplazado hacia los 880 cm-1 el cual podría suponerse que tiene relación con el doblete de


tirosina, teniendo en cuenta que además el láser utilizado en la referencias es diferente al

utilizado durante la experimentación.

Se encontró que la intensidad del modo de estirado a 935 cm-1 está asociada con el

contenido de α-helicoidal, lo cual se refiere a la distribución espacial de la molécula y las

interacciones presentes. También se conoce que la intensidad del pico encontrado alrededor

de los 940 cm-1 se correlaciona bien con el contenido α-helicoidal de la tropomiosina a

medida que la proteína se desnaturaliza elevando el pH. Estos estudios sugieren que la

intensidad de la línea de 938 cm-1 tras la disolución de BSA puede deberse a un aumento del

contenido helicoidal. Por lo anterior es posible que el pico encontrado en 944 cm-1 se

correlacione con el contenido de α–helicoidal [40].

El pico encontrado en 1240 cm-1 se relacionó con la región de la amida III. Se ha reconocido

desde hace algún tiempo que la región entre 1225 y 1300 cm-1 en los espectros Raman de

las proteínas es sensible a la geometría de los grupos peptídicos que constituyen la columna

vertebral de la proteína. Se ha mostrado que la vibración de amida III es una mezcla de

estiramiento de enlace C-N y curvatura de enlace N-H en el plano, lo que da lugar a una

frecuencia próxima a 1230 y 1235 cm-1 para enlaces peptídicos en una conformación de hoja

plegada, cerca de 1240 - 1250 cm-1 para la geometría de bobina aleatoria y de 1260 a 1300

cm-1 para una conformación helicoidal.

De las Figura 48 a) y b), respectivamente, en la siguiente tabla se resumen las asignaciones

de líneas espectrales (tabla 9).

Tabla 10. Asignación de picos de los espectros de Raman de Albúmina Bovina en estados

de sólido y líquido.

Raman shift cm-1

Sólido [40],[64] Liquido[40] Asignación

- 441 S-S

508 507 S-S 840, 862 880 Doblete de tirosina

940, 951 965 C-C-N

1011, 1139 1011, 1163 C-N 1216 1206 Enlace dobles C=H

- 1275 Amida III

1347 1357 C-H

1415, 1450 1403 Grupos carboxilos

1450-1605 1449-1535 CH2 O CH3



Figura 49. Espectro Raman de Quitosano (Q)


En la Figura 49se observan los picos característicos del espectro de Quitosano (Q), los

cuales mostraron enlaces C-C alrededor de los 1560 cm -1 y enlaces C-N alrededor de los

1460 cm -1. El pico en 897 cm -1 se relacionó con el enlace fuerte C-O-C, el pico encontrado

alrededor de los 1373 cm-1 se asignó al enlace fuerte CH3 y el pico encontrado en 2878 cm-1

se relacionó con un doblete de estiramiento de metileno [65]. Las asignaciones de líneas

espectrales se muestran en la tabla 10.

Tabla 11. Asignación de picos de los espectros de Raman de Quitosano (Q)

Raman shift cm-1

Sólido [66] Asignación

352 C-C=O-C 422, 493 C-C=O

897 C-O-C 1373 Estiramiento de metileno

(CH3) 1460 C-N 1560-1884 C-C 2006-2878 Doblete de metileno

3310 Estiramiento OH Fuente: Elaboración propia del autor

Después de caracterizar individualmente el Py, EDOT y el quitosano (Q), se procedió a

analizar los espectros de los blancos referenciados en la tabla 5.

500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 4000

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

Inte

ns

ity

(c

ou

nts

)

Raman shift (cm-1)

Quitosano 2878

897422

493

352

1109

1258

1373

15751461

3310

21841884

2006


4.2.4 Caracterización Raman y MEB -II fase experimental

En la Figura 50 se observa la caracterización de los blancos de los electrodos.

Figura 50. Espectros Raman correspondiente a los blancos de a) PEDOT-Q, b) PEDOT, c)

Quitosano (Q)

*P1: Punto de observación 1, P2: Punto de observación 2, P3: Punto de observación 3, CS: Quitosano


En la anterior figura se observa el espectro Raman correspondiente al blanco de PEDOT-Q y

se realizó el comparativo con la Figura 50 b) y c) que corresponden al espectro de solo

PEDOT y de solo Quitosano respectivamente, en la Figura 50 a) se desplazan algunos picos

correspondiente al PEDOT como es el caso de 1438, 1509,1367, 1264, 996 cm-1 y se

conservó el pico ubicado en 1100 cm-1; se presentaron algunos de los picos

correspondientes al quitosano como es el caso de 1264, 1883, 2009, 2188 cm-1, este

corrimiento es debido posiblemente a la combinación de ambos materiales con el electrolito

y posterior electrodeposición. En el caso del pico presentado en la Figura 50 a) en 2868 cm-

1 junto al hombro cercano a 2947 cm-1 corresponden al quitosano.


Figura 51. Espectros Raman de a) Ppy-Q, b) Ppy, c) Q

*P1: Punto de observación 1, P2: Punto de observación 2, P3: Punto de observación 3, CS: Quitosano


En la anterior se observa el espectro Raman correspondiente al blanco de Ppy-Q,

comparado con el espectro de Ppy y quitosano de las figuras 51b) y 51c) respectivamente.

En la Figura 51 a) se desplazaron algunos picos correspondiente al Ppy como es el caso de

936, 1416 cm-1 y se conservó el pico en 991 cm-1; se presentaron picos correspondientes al

quitosano en 421, 1259, 1584, 1882, 2183 cm-1 y se conservó el pico en 2006 cm-1; este

corrimiento se puede relacionar a la combinación de ambos materiales con el electrolito y

posterior electrodeposición.

De los espectros es posible concluir, una adecuada electrodeposición para formar la matriz

polimérica entre el Ppy y el quitosano [67].


Figura 52. Espectros Raman de a) Ppy, b) PEDOT, c) Q, d) Ppy-EDOT-Q



En la anterior se observa el espectro Raman correspondiente al blanco de PEDOT-Ppy-Q

para compararlo con los espectros de EDOT, Ppy y quitosano de las Figura 52 a), b) y c)

respectivamente. En la Figura 52 d) se desplazaron algunos picos correspondiente al Ppy

en 341 y 1060 cm-1, también se desplazaron picos del PEDOT en 699, y 1369 cm-1; también

se presentaron desplazamientos de los picos del quitosano en 1451, 1571, 1886, 2007 y

2182 cm-1, se puede relacionar a la combinación de los materiales con el electrolito y

posterior electrodeposición.

De acuerdo a las imágenes MEB, esta combinación corresponde a la formación de una

matriz polimérica densa entre el PEDOT, Ppy y el quitosano [67]. El pico presentado en la

Figura 52 d) en 2881 cm-1 es difícil diferir si corresponde al pico presentado en 2877 cm-1 en

el PEDOT o al pico presentado en 2878 cm-1 del quitosano.


Se realizó el análisis morfológico en el microscopio de barrido (MEB), el cual se muestra en

la Figura 53. Las imágenes obtenidas facilitaron la informacion morfológica de las muestras

de EDOT solo sobre la superficie del EG y de cada uno de los blancos de la fase

experimental II (Tabla 6).

Las imágenes MEB de las películas preparadas con las concentraciones de Ppy, PEDOT y

quitosano (Q), fueron similares en concentración para cada uno de los blancos.


películas compuestas de a),b) y c) de PEDOT, d) PEDOT-Q, e) y f) Ppy-Q, g),h) e i) Ppy-

PEDOT-Q.



La Figura 53 a),b) y c) corresponde a las imágenes del PEDOT electrodepositado sobre la

superficie del EG. En a) se observa que la superficie del EG quedo recubierta uniformente y

su estructura aparece relativamente densa con respecto a la película formada por el PEDOT-

Q en d), donde se observa que el recubrimiento con quitosano tiene una morfología más

plana, sin conformación porosa o grumosa. En las muestras b) y c) son imágenes más

detalladas de la imagen a) observándose una estructura porosa y relativamente alargada,

producto de la nucleación y crecimiento de PEDOT. Esta configuración puede facilitar la

adherencia o la fijación de otras estructuras como el quitosano, [68].

En la Figura 53 e) y f) se muestran las películas de Ppy-Q donde se observa que el polímero

generó una nanoestructura grumosa con una forma más alargada, comparada con las

películas de PEDOT; la porosidad y la orientación de los poros, tienen un papel crucial para

determinar la actividad biológica de los biomateriales. [41].

Las Figura 53 g),h) e i) corresponden a las películas de Ppy-PEDOT-Q, donde se observó

que el polímero conductor PEDOT adquiere una configuración nanoestructurada cuando se

combina con otro polímero como el Ppy de similares características, (co-polimerización). La

película de Ppy-PEDOT presentó una distribución morfológica de granos globulares, poros y

huecos característicos de la unión de estos dos polímeros de Ppy y PEDOT.

La presencia de poros en el co-polímero, de acuerdo a reportes en investigaciones

anteriores, facilita la retención de iones y su posterior liberación para facilitar la lectura

electroquímica. El goteo de quitosano sobre el recubrimiento tipo barniz que suaviza

morfológicamente el co-polímero obtenido [67].

Después de caracterizar los blancos, se realizó el análisis de los espectros Raman de cada

una de las combinaciones presentadas en la tabla 4, donde se tiene en cuenta la presencia

de MWCNTs a diferentes concentraciones, 2,4 y 6 mg. En la Figura 54 se muestran los

resultados obtenidos de los tres electrodos por cada monómero utilizado individualmente y la

polimerización por pasos realizada con los dos monómeros.


Figura 54. Espectros Raman de los tres electrodos de Ppy a diferentes concentraciones 2,4

y 6 mg



En la figura anterior se observan los espectros Raman correspondientes a los electrodos

realizados con Ppy/MWCNTs/BSA/Q donde se evidencia que sus estructuras en gran parte

del espectro son muy similares aun siendo concentraciones diferentes, los picos encontrados

en cada uno de ellos presentan corrimientos o desplazamientos entre +/- 10 cm-1, una

diferencia que permite relacionarlos con los espectros individuales de cada material. Los

picos encontrados alrededor de los 446 cm-1 corresponden a los puentes de disulfuro en

proteínas y péptidos atribuidos a la BSA en estado líquido. Otro de los picos

correspondientes a la BSA es el pico encontrado en 1404 - 1410 cm-1 asignado a los grupos

carboxilos [52][53].


La banda típica entre 1584 -1586 cm-1 indica la banda D en marco hexagonal y banda G

junto con nano-lámina de grafito en modo tangencial de MWCNTs, respectivamente. El pico

característico de la banda D destinado al defecto o tensiones inducidas debido a la

presencia de grupos de oxígeno, así como carbono similar al diamante en la hibridación SP3

del modo de relajación en enlaces C-C. Además, la banda G está asignada desde el plano

E2g en estiramiento del modo vibracional con carbono de grafito en la configuración SP2.

El mayor valor de la relación de intensidad de picos de la banda D (ID) a la banda G (IG)

corresponde a la presencia de más defectos en las paredes laterales de MWCNTs oxidados

[69]. Los picos entre de 943 y 984 cm-1 corresponden al espectro de Ppy, los cuales se

asocian a la deformación del plano C-H, el pico encontrado en 1575 cm-1 en el caso de la

figura 51c) puede corresponder a los enlaces C-C del quitosano o este corrimiento, también

puede deberse a que los MWCNTs-NH2 presentan un pico exactamente en esa misma zona,

por lo cual se especula que estos dos picos están solapados entre sí, dificultando su

identificación. Algunos de estos corrimientos también pueden atribuirse a la combinación del

monómero con el electrolito y posterior electrodeposición[47] [67].

Hallados individualmente los picos característicos del Ppy, Quitosano y BSA, se hallaron los

picos característicos de la mezcla de los tres materiales donde se observa que en la Figura

54 a presenta un mayor acople entre los tres materiales, dado a que los picos individuales de

cada uno de ellos prevalece en el espectro Raman, mientras que en la Figura 54 b y la

Figura 54 c se observaron corrimientos y desvanecimientos notorios de algunos picos como

en el caso del Quitosano, de la mezcla de los materiales utilizados se esperaba un óptimo

acople, que permitiera potencializar sus características y mejorara su conductividad, por lo

cual de los electrodos realizados con Ppy/Q/BSA a diferentes concentraciones de

nanotubos, se pudo concluir que el electrodo que mejor acople presento fue el electrodo 1

Ppy

En la Figura 55, se muestran las imágenes MEB correspondientes a los electrodos sobre

EG de Ppy a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 y quitosano e impresos mediante

MIPs.



películas compuestas de BSA@MIPs /MWCNTs-NH2/Ppy /Q/EG a),b),c) 2 mg, d), e), f) 4

mg, g),h) e i) 6 mg.


En la figura Figura 55, se observó la morfología del electrodo 1 de Ppy con una

concentración de 2mg de MWCNTs-NH2, a diferentes magnitudes (500X, 1000X Y 6000X),

en a) y b) se evidenció una morfología plana y lisa que podría atribuirse al efecto de unión y

de cobertura viscosa del Q sobre la superficie del EG. Después de la electropolimerización

de MIPs (molécula impresa) sobre el BSA/MWCNTs-NH2/Q/EG, la película impresa mostró

una distribución morfológica regular través de la superficie del electrodo.


La oxidación anódica de Ppy producido por pirrol fue cubierta sobre la superficie del EG

presentando una disposición morfológica tubular con estructura de nanoporo en orientación

vertical, con algunas nanoestructuras alargadas.

En la Figura 52 (a-c) se muestran las imágenes después de la inmovilización de Q en Ppy.

La porosidad de la película disminuyó después de la inmovilización CH debido a la

encapsulación enzimática dentro del compuesto; Como resultado del proceso de

electropolimerización, se obtuvieron superficies lisas de electrodos modificados. Las

imágenes confirman la formación de compuestos nanohíbridos y mostró que la

polimerización electroquímica de pirrol en presencia de Q puede mejorar la capacidad de

inmovilización enzimática con polímero redox catiónico, lo que mejora aún más la estabilidad

química y física del biosensor. Además, la integración homogénea de Ppy en MWCNTs-NH2

junto con Q muestra efectos sinérgicos sobre la velocidad de transferencia de electrones, lo

que aumenta las corrientes de reducción controladas por difusión [59][31].

En la Figura 55 d, e y f se observaron rasgos correspondientes al electrodo 2 de Ppy con

una concentración de 4 mg de MWCNTs-NH2, donde la morfología es mucho más uniforme

debido al aumento en la concentración de nanoestructuras, observándose una superficie

totalmente electro depositada con la estructura del Ppy, porosa y en forma de coliflor.

Además se puede inferir que el Q no sólo desempeña un papel importante en la dispersión

de los MWCNTs-NH2, sino que también ayuda a formar un fuerte compuesto

supramolecular entre Ppy y MWCNTs-NH2 a través de enlaces de hidrógeno que permite la

homogeneidad de películas BSA/MWCNTs-NH2/Ppy/EG.

En la Figura 55 f se observa el engrosamiento de la forma tubular característica de los

nanotubos. En las películas del electrodo 3 de Ppy con una concentración de 6 mg, se

observa que a una mayor concentración de nanotubos hay mayor homogeneidad en las

nanoestructuras formadas. En la Figura 56 se observan los espectros Raman

correspondientes a los electrodos realizados con EDOT/MWCNTs/BSA/Q.


Figura 56. Espectros Raman de los tres electrodos de PEDOT a diferentes concentraciones

2,4 y 6 mg.



Se observa que sus estructuras en gran parte del espectro son muy similares aun siendo

concentraciones diferentes, siendo los picos encontrados alrededor de los 446-448 cm-1

correspondientes a los puentes de disulfuro en proteínas y péptidos atribuidos a la BSA en

estado líquido.

El pico encontrado en 995-996 cm-1 correspondieron al corrimiento del pico encontrado en el

espectro de PEDOT en 990 cm-1, lo anterior debiéndose solo a la mezcla del monómero y el

quitosano.


El pico encontrado en 1108 cm-1 en cada uno de los electrodos correspondió al corrimiento

de 1 cm-1 hacia a la izquierda del pico en 1109 cm-1 del quitosano.

Los picos presentados en 1262, 1269 y 1670 cm-1 corresponden a la mezcla del PEDOT el

cual se asignó al estiramiento inter-anillo C-C. El pico alrededor de 1443, 1512 y 1513 cm-1

se atribuyó al estiramiento simétrico del enlace Cα = Cβ. Los picos encontrados en 2874,

2875 cm-1 y sus respectivos hombros hacia la derecha 2946, 2647 y 2956 cm-1 se asignan al

doblete del metileno del quitosano [53].

El pico encontrado en 1578 cm-1 en todos los edítales puede corresponder a los enlaces C-C

del quitosano o deberse a que los MWCNTs-NH2 presentan un pico exactamente en esa

misma zona, por lo cual se especula que estos dos picos están solapados entre sí, lo cual

dificultando su identificación, pudiéndose tratar del quitosano o de las nanoestructuras [47].

Hallados individualmente los picos característicos del PEDOT, Quitosano y BSA, se hallaron

los picos característicos de la mezcla de los tres materiales donde se observa que en la

Figura 56 a,b y c se presenta un buen acople entre los tres materiales, dado a que los picos

individuales de cada uno de ellos prevalece en el espectro Raman, se observaron

corrimientos y desvanecimientos mínimos entre electrodos, de la mezcla de los materiales

utilizados se esperaba un óptimo acople, que permitiera potencializar sus características y

mejorara su conductividad, por lo cual de los electrodos realizados con PEDOT/Q/BSA a

diferentes concentraciones de nanotubos, se pudo concluir que los 3 electrodos en general

tuvieron un buen acople, pero los electrodos 1 y 2 PEDOT presentaron una mejor acople

respecto al electrodo 3 PEDOT, dado que en este electrodo se presentó un leve corrimiento

en los picos característicos de los nanotubos y el Quitosano.

En la Figura 57, se presentan las imágenes MEB correspondientes a estas combinaciones.



películas compuestas de BSA@MIPs /MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/EG a),b),c) 2 mg, d), e), f) 4

mg, g),h) e i) 6 mg.


Los electrodos de PEDOT compuestos presentaron una estructura menos porosa que la

morfología de solo PEDOT (Figura 53 a, b, c) donde se observó agregados de

nanopartículas conectados y recubiertos con diámetro aproximado de 439.2nm. En la Figura

57 a, b y c el PEDOT es fácilmente identificable, debido a la presencia de quitosano goteado

aunque hay presencia de algunos rasgos morfológicos, dados por las nanoestructuras

presentes. Cabe señalar que estas estructuras en las películas formadas por el PEDOT

también favorecen el movimiento iónico, así como se ha demostrado que la incorporación de

MWCNTs-NH2 en estos polímeros mejora, no sólo sus propiedades mecánicas y eléctricas,


sino también el comportamiento electroquímico necesario para un buen funcionamiento

como biosensor, parte debido a los MWCNTs-NH2 aniónicos y las propiedades conductoras

del PEDOT. La optimización del procedimiento para la electrodeposición del recubrimiento

se basó en los resultados preliminares sobre la electrodeposición de PEDOT puro tanto en el

blanco como en las matrices de electrodos, el grado de porosidad del recubrimiento PEDOT

fue beneficiosa para permitir la inmovilización de las nanoestructuras empleadas [70].

4.2.5 Caracterización Raman y MEB -III fase experimental

En la Figura 58 se observan los espectros Raman correspondientes a los electrodos

obtenidos con los dos monómeros

Figura 58. Espectros Raman de los tres electrodos de PEDOT - Ppy a diferentes

concentraciones 2,4 y 6 mg.




En estos espectros se evidencia que sus estructuras en gran parte del espectro son muy

similares, sobre todo lo correspondiente a b) y c) donde hay mayor concentración de

nanoestructuras y correlación de picos.

Los picos encontrados entre 1575-1580 cm-1 pueden corresponder a los enlaces C-C del

quitosano o deberse a que los MWCNTs-NH2 presentan un pico exactamente en esa misma

zona, estando estos dos picos solapados entre sí, dificultando su identificación [47].

Los picos encontrados en 2876 cm-1 y sus respectivos hombros hacia la derecha 2955 y

2957 cm-1 se asignan al doblete del metileno del quitosano [53].

Los picos en 1264 y 1266 cm-1 se asignaron a la mezcla del PEDOT el cual corresponde al

estiramiento inter-anillo C-C. Los picos entre 981 - 992 cm-1 corresponden al espectro de

solo Ppy, los cuales se asocian a la deformación del plano C-H.

Hallados individualmente los picos característicos del Ppy, PEDOT Quitosano y BSA, se

hallaron los picos característicos de la mezcla de los tres materiales donde se observa que

en la Figura 58 a presenta un mayor acople entre los tres materiales, dado a que los picos

individuales de cada uno de ellos prevalece en el espectro Raman, mientras que en la

Figura 58 b y la Figura 58 c se observaron corrimientos y desvanecimientos notorios de

algunos picos como en el caso del Quitosano, de la mezcla de los materiales utilizados se

esperaba un óptimo acople, que permitiera potencializar sus características y mejorara su

conductividad, por lo cual de los electrodos realizados con Ppy/Q/BSA a diferentes

concentraciones de nanotubos, se pudo concluir que el electrodo que mejor acople presento

fue el electrodo 1 Ppy/PEDOT.

Los electrodos de molécula impresa denominados BSA@MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-NH2

/Ppy/EG se observan en las imágenes MEB de la Figura 59.



películas compuestas de BSA@MIPs/Q/PEDOT/MWCNTs-NH2/Ppy/EG a),b),c) 2 mg, d), e),

f) 4 mg, g),h) e i) 6 mg.


Se observa en los electrodos impresos una morfología menos porosa que la morfología de

solo PEDOT y Ppy (Figura 53), en los cuales se observaron agregados de nanopartículas

conectados y recubiertos por PEDOT y Ppy. En esta imagen se observa para la Figura 59a

estructuras interconectadas y alargadas. Adicionalmente su estructura en las imágenes

obtenidas a 1.00 y 6.00 KX mostraron que el goteo final con quitosano (Q) y la proteína

(BSA) recubre el electrodo al punto de aplanar la superficie, por lo cual se evidenciaron

estructuras irregulares en forma de placas y con aspecto más denso, debido a la fluidez del

quitosano.


4.2.6 Medidas de grosor de los electrodos

Después de caracterizar cada uno de los electrodos se realizaron medidas de perfil de los

mismos, en las cuales se obtuvieron medidas del grosor de la capa electrodepositada en

cada uno de los electrodos mediante MEB, en la Figura 60 se observan las medidas

realizadas sobre la superficie del electrodo. En la Tabla 12 se determinan los promedios de

cada una de ellas.

Figura 60. Imágenes MEB del grosor del recubrimiento sobre las superficies de los

electrodos de grafito EG modificados con películas compuestas BSA@MIPs/Q/X*/MWCNTs-

NH2/EG. Ppy (a) 2,b) 4,c) 6)mg, (d) 2,e) 4,f) 6)mg PEDOT; X* (Ppy o PEDOT).


Tabla 12. Grosor de recubrimiento

Tipo de Electrodo

Grosor del recubrimiento (µm)

1 Ppy 35,89

2 Ppy 67,19

3 Ppy 72,14

1 PEDOT 63,88

2 PEDOT 34,25

3 PEDOT 87,65



Se observa en los valores de la tabla anterior, para el Ppy el valor del grosor de la película

electrodeposita es directamente proporcional a la Qdep a mayor grosor se presenta mayor

carga de deposición, contrario al PEDOT ya que donde hay mayor grosor menor Qdep. En

este caso la Qdep no es un valor confiable para determinar la electrodeposición.

4.2.7 Imágenes MEB después del baño en H2SO4

Luego de incubar los electrodos modificados de polímeros en una solución de ácido sulfúrico

H2SO4 1 M para extraer la de proteína BSA del molde y obtener las muestras de los

electrodos EG modificados, denominados (MIPs//MWCNTs-NH2/Ppy o PEDOT /Q/EG)

respectivamente, estos fueron, caracterizados mediante MEB para observar cada una de las

superficies de los electrodos antes de las pruebas DPV. En la Figura 61 se observan las

imágenes obtenidas.


películas compuestas MIPs/Q/X*/MWCNTs-NH2/EG. Ppy (a) 2,b) 4,c) 6)mg, (d) 2,e) 4,f)

6)mg PEDOT.


En la figura anterior se puede observar que para los electrodos de Ppy a diferentes

concentraciones de nanoestructuras, las vacancias generadas por el desmolde con el baño

de ácido sulfúrico, se encuentran en menor proporción con respecto a las vacancia

generadas en los electrodos de PEDOT.


Esto se debe a la diferente estructura morfológica de los polímeros empleados donde el Ppy

presentó una estructura más densa coformada con aglomeraciones en forma de coliflor

formadas después de la electropolimerización. Esta característica genera que después baño

no se generen las suficientes vacancias necesarias para censar la BSA presente en la PBS,

al no desmoldarse de la forma esperada. Por lo tanto las corrientes en estos electrodos

disminuyen con el aumento de la concentración de la proteína, por lo cual a mayor

concentración de BSA las señales se estabilizan debido a la saturación entre las moléculas

de BSA y los sitios de unión en matriz polimérica.

En el caso del PEDOT la estructura morfológica presentada permite crear mayores

vacancias, lo cual puede generar sitios con alta afinidad para censar la BSA, permitiendo

mayor transporte de cargas a través de la matriz polimérica, incrementando la corriente a

concentraciones más altas de BSA.

4.3 Caracterización por microscopia de fuerza atómica

(AFM)

Las características rugosas y eléctricas de las películas obtenidas sobre los electrodos de

grafito, fue estudiada con la técnica de microscopia de fuerza atómica (AFM) con una

definición de 5 µm x 5 µm, obteniendo imágenes de topografía, amplitud y fase. En la Figura

62 se presentan los resultados obtenidos siendo la Figura 62 a) la altura de la muestra, la

Figura 62b) corresponde a la amplitud de la muestra y la Figura 62 c) corresponde a la fase

encontrada en cada una de las mismas.

4.3.1 Caracterización I fase experimental

La Figura 62 corresponde a las películas obtenidas solo con los monómeros y el electrolito.

Esta estructura de pequeños granos para la muestra de Ppy presentó una aglomeración del

polímero porosa. Se observa un patrón de aglomeración en forma de coliflor, siendo la

superficie de la película PEDOT diferente comparada con el Ppy, en el cual la superficie es

menos compacta y mucho más porosa. En la Tabla 11 se presentan los resultados muestra

la rugosidad de cada una de las películas obtenidas.


Se observan las imágenes de AFM para las muestras de los polímeros conductores usados

durante la experimentación, los cuales se electrodepositaron individualmente con el

electrolito con los monómero y sobre la superficie de grafito.

Figura 62. Morfología de los polímeros Ppy y PEDOT


En las anteriores imágenes se observa una distribución bastante homogénea, pero con

diferencias particulares para ambos electrodos, presentando partículas redondas globulares

para el Ppy.

El Ppy comparado con el PEDOT contiene menos aglomeraciones, la imagen de Ppy

comparada con el PEDOT contiene menos aglomeraciones siendo una superficie más lisa.

El PEDOT presentó una distribución topográfica uniforme en altura y fase, sin patrones

definidos. De acuerdo a las imágenes de amplitud de ambas muestras, se observa que la

superficie del Ppy es más porosa que la del PEDOT, mostrando una superficie más

compacta y lisa. De acuerdo a los resultados obtenidos, la distribución de potencial difiere en

ambos electrodos, por la distribución anódica-catódica del Ppy y netamente catódica del

PEDOT. En trabajos realizados anteriormente, donde se ha reportado que el Ppy tiene

aplicaciones más capacitivas, lo cual hace que en su escala de amplitud en zonas oscuras

registre mayores valores (-12 mV), en comparación del PEDOT (10 mV) el cual tiene

aplicaciones como conductor y disminuyendo las pérdidas óhmicas [71].


4.3.2 Caracterización II fase experimental

En la Figura 63 se presentan las imágenes de los blancos seleccionados para la II fase

experimental, donde se electrodepositaron cada uno de los polímeros sobre los EG con un

goteo de quitosano. Estos electrodos poseen nanoestructuras en concentraciones de 2,4 y 6

mg de MWCNTs y de proteína impresa (BSA).

Figura 63. Blancos de Ppy y PEDOT con quitosano (Q).


En la primera imagen anterior se observa el Ppy con el quitosano, donde se evidencia que el

quitosano recubrió de manera homogénea la superficie y le proporcionó a la muestra una

forma superficial más lisa.

En la muestra de PEDOT con quitosano se observó un recubrimiento homogéneo sobre la

superficie del electrodo, donde el quitosano atenuó algunas de las aglomeraciones

presentes sin dejar de evidenciarse otras.


En la muestra de pasos (PEDOT – Ppy) con quitosano se observó una superficie con una

topografía superficial más lisa, haciéndose más visible las aglomeraciones entre los dos

polímeros, pero de forma alargada y plana.Comparando las tres imágenes de fase, se

observa que para las muestras de Ppy, PEDOT y PEDOT-Ppy con quitosano la rugosidad

(113,383; 41,260; 27,519) µm fue mayor en de la muestra de Ppy.

La presencia del quitosano, en los polímeros altera el comportamiento electródico

aumentando el sentido anódico de los electrodos. Las muestras con el PEDOT y Pasos

(PEDOT-Ppy) presentaron más paquetes de pixeles blancos que en la muestra de Ppy, pero

la muestra de PEDOT-Ppy mostró un mayor potencial catódico que los otros dos blancos,

dado que en la escala de amplitud se reporta un máximo de 200 mV en algunas de las

zonas blancas. comparados con los valores de amplitud del PEDOT y Ppy (20 y 15 mV)

respectivamente, este resultado concuerda con investigaciones anteriores, donde se realizó

una co-polimerización de PEDOT-Ppy introduciendo el PEDOT en la matriz polimérica para

compensar la conductividad más baja de los electrodos Ppy [71].

Lo anterior está relacionado con la morfología de cada uno de los polímeros utilizados. El

Ppy tiene inconvenientes notables como la alta rigidez, la baja velocidad de difusión de iones

y el riesgo de sobre oxidación. Mientras el PEDOT es un polímero químicamente y

térmicamente estable que exhibe una buena conductividad en el estado dopado.[71]

4.3.3 Caracterización III fase experimental

En la Figura 64 se presentan las imágenes correspondientes a los electrodos fabricados con

Ppy a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 los cuales tienen en su fase final de

fabricación un goteo con quitosano y BSA, en las imágenes de topografía 3D se observa

mayor homogeneidad en la muestra con la concentración de 6 mg. Esta superficie se

presenta una menor aglomeración y más lisa con respecto a la de baja y alta concentración

que presentaron estructuras en forma de coliflor, como en las imágenes de MEB obtenidas

para cada uno de los electrodos. A medida que se aumentó la concentración de nanotubos

de carbono aumento la rugosidad de la muestra. Por lo cual se evidenció mayor rugosidad

en el electrodo 3 (Tabla 11), debiéndose a que el Ppy es un polímero que al ser

electrodepositado forma recubrimientos más compactos porque no es de aspecto tan

poroso. Este no permitió la inclusión de nanoestructuras en una cantidad considerable

dentro del bulk de la matriz polimérica, presentándose estas nanoestructuras incluidas casi a


nivel superficial del electrodo incrementando la rugosidad al incrementar la cantidad de

nanotubos de carbono. Se observa que sobre la superficie de los electrodos de Ppy, las

zonas blancas blancas pueden corresponder a nanoestructuras de carbono, esto se debe a

que el bulk del Ppy es más denso por lo cual quedan expuestas las nanoestructuras. Las

imágenes de AFM-EFM fase permitieron localizar nanoestructuras de carbono en la matriz

polimérica mejor que en las imágenes topográficas [72].

Figura 64. Electrodos de Ppy a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 (2,4 y 6 mg).


En las imágenes de morfología 3D de la anterior figura se observa que la electrodeposición

del polímero y las nanoestructuras de carbono fue uniforme.

En las imágenes de amplitud y fase se observa mayor contraste de paquetes de pixeles

blancos para cada una de las muestras, donde se observa una buena distribución

homogénea en la muestras de 4 y 6 mg, aunque en la de 2 mg se observan aglomeraciones

con contraste en blanco mucho más intenso que corresponden a aglomeraciones de


nanoestructuras de carbono, lo cual indica que la dispersión de nanoestructuras en la

superficie no fue muy buena con respecto a las otras dos electrodos. En la imagen de

amplitud se observa que la inclusión de los nanotubos para cada muestra incrementa la

conductividad, aunque los MWCNTs-NH2 no son perceptibles en las imágenes topográficas,

debido a que están atrapados dentro de la matriz polimérica, las aglomeraciones y los

contrastes de pixeles blancos en la imágenes de fases es una clara muestra de la presencia

de nanoestructuras de carbono de la matriz polimérica compuesta, dando lugar a un

aumento significativo de la conductividad de cada muestra (4 - 6 mV) respectivamente. En la

Figura 65 se presentan las imágenes correspondientes a los electrodos fabricados con

PEDOT a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 los cuales tienen en su fase final de

fabricación un goteo con quitosano y BSA.

Figura 65. Electrodos de PEDOT a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 (2,4 y 6

mg).



En las imágenes de morfología 3D se observa correcta electrodeposición del polímero y las

nanoestructuras de carbono, dado a que la superficie presenta una distribución homogénea

en este recubrimiento.


blancos para cada una de las muestras donde se observa una buena distribución

homogénea en la muestras de 2 y 6 mg, aunque en la de 4 mg se observan aglomeraciones

con contraste en blanco mucho más intenso que corresponden a aglomeraciones de

nanoestructuras de carbono, presentándose estas en menor tamaño comparadas con el

electrodo 1 de Ppy, las cuales son de mayor tamaño, indicando que la dispersión de

nanoestructuras en esta superficie fue mejor respecto a los electrodos de Ppy.

Las aglomeraciones presentes en la imagen de fase son puntuales con respecto a las

aglomeraciones del electrodo 1 de Ppy.

En las imágenes de amplitud se observaron valores de 60,300 y 200 mV respectivamente

para cada una de las muestras, donde el electrodo 2 de PEDOT por presentar

aglomeraciones puntuales influye en el valor de amplitud, sin embargo se evidencia una

tendencia al aumento de la conductividad con el incremento de las nanoestructuras de

carbono.

En las imágenes de AFM-EFM de fase, las aglomeraciones y los contrastes de pixeles

blancos es muestra de la presencia de los nanoestructuras de carbono, dando lugar a un

aumento significativo de la conductividad.

Para estos electrodos la tendencia de rugosidad es inversa a la presentada en los electrodos

de Ppy en los cuales a mayor concentración de nano estructuras mayor rugosidad. Esto se

puede deber a la topografía específica del polímero PEDOT, siendo esta menos rígida y

compacta, permitiendo incorporar mayor cantidad de nanoestructuras en el bulk.

En la Figura 66 se presentan las imágenes correspondientes a los electrodos Pasos

fabricados con PEDOT-Ppy a diferentes concentraciones de MWCNTs-NH2 los cuales tienen

en su fase final de fabricación un goteo con quitosano y BSA.

En las imágenes de topografía 3D de los electrodos por pasos (PEDOT-Ppy) se observa una

electrodeposición diferente para cada concentración de nanoestructuras de carbono, dado a

que la superficie no presenta una distribución similar.


Para el electrodo 1 pasos se observa una electrodeposición con morfología de

aglomeraciones de forma circular y grande, contrario al electrodo 3 de pasos donde se

observan aglomeraciones en forma alargada que se extienden en toda la superficie. En el

electrodo 2 de pasos las aglomeraciones son de forma circular y pequeñas, muy similar a los

electrodos anteriores.

Figura 66. Electrodos de Pasos (PEDOT – Ppy) a diferentes concentraciones de MWCNTs-

NH2 (2,4 y 6 mg)



blancos para cada una de las muestras donde se observa una buena distribución

homogénea en la muestras de 2 y 4mg. La muestra de 6 mg carece de paquetes de pixeles

blancos, se observa pixeles de color negro que forman figuras alargadas con respecto a las

otras dos muestras, lo que evidencia que no hay nanoestructuras de carbono o que

quedaron encapsulados en el bulk de la matriz PEDOT-Ppy.


Las aglomeraciones y los contrastes de pixeles negros es una muestra de que la presencia

de nanoestructuras fue escaza o que quedaron internas en el bulk y no permite

evidenciarlas. En la Tabla 13 Se reporta la rugosidad media cuadrática (Rq) y (Ra) como el

promedio de la rugosidad de cada una de las muestras, de las cuales se puede inferir

algunas tendencias en aumento o la disminución de la rugosidad dependiendo del dopado

del electrodo y la cantidad de nanoestructuras presentes en su matriz polimérica.

Tabla 13. Valores de Ra y Rq de las muestras.

Muestra Ra (nm) Rq (nm)

Ppy 351,455 373,

Ppy+Q 110,109 122,557

Electrodo 1 Ppy 243,623 282,803

Electrodo 2 Ppy 314,681 355,343

Electrodo 3 Ppy 377,228 446,985

PEDOT 142,849 177,642

PEDOT+Q 41,260 45,624

Electrodo 1 PEDOT 280,386 319,080



PEDOT-Ppy+Q 43,859 52,149

Electrodo 1 PEDOT-Ppy pasos 408,000 504,000




En la tabla anterior se observa que para la capa de solo polímero electrodepositado sobre el

EG se presentó mayor rugosidad en el de Ppy, para los blancos con goteo de quitosano el

que mayor rugosidad presentó es el de Ppy+Q, se observó en todas las muestras que la

adición de quitosano disminuyó la rugosidad de las muestras.

Para los electrodos con nanoestructuras se pudo observar que se presentan diferentes

tendencias, para los electrodos de Ppy el aumento de nanoestructuras aumenta la

rugosidad, para los electrodos de PEDOT el aumento en las nanoestructuras disminuye la

rugosidad y finalmente para los electrodos por Pasos a medida que aumenta las

nanoestructuras disminuye su rugosidad, debido a las características morfológicas descritas

y analizadas anteriormente de cada uno de los polímeros adoptando el comportamiento

presentado en el PEDOT.


4.4 Análisis EIE

Esta es una técnica relativamente nueva, pero muy útil, que permite caracterizar muchas de

las propiedades eléctricas y los procesos físico-químicos de los materiales y su interfase. A

través de este tipo de análisis electroquímico se puede obtener información sobre la cinética,

los mecanismos de formación y modificación de superficies.

Esta técnica tiene numerosas aplicaciones que van desde el estudio del transporte de masa,

velocidades medias de difusión, corrosión y propiedades eléctricas hasta el estudio de

defectos microestructurales. Se puede usar para el estudio de sistemas tan variados como

sensores químicos, biosensores, inmunosensores, componentes de pilas de combustión, o

para investigar el comportamiento de las membranas en células vivas o tejidos [73].

Antes de finalizar el proceso de fabricación del sensor se realizaron ensayos de estabilidad

química por medio de EIE y los resultados obtenidos para los diagramas de Bode y Nyquist

para cada una de las películas depositadas sobre las superficies de los EG. Los parámetros

utilizados para los blancos en la prueba EIE fueron los siguientes, una frecuencia inicial de

10000 Hz, una frecuencia final de 0.01 Hz, puntos por década 7, voltaje DC de 0 V, mediante

una solución de PBS (bufer de fosfato salino), para los Blancos, finalizada la fabricación del

sensor se realizaron las pruebas EIE para cada muestra, donde los parámetros fueron

iguales excepto el voltaje DC en el cual se amplió el rango de 0 V a 0 - 0.4 V, a estas

muestras se les realizo previamente un baño en ácido sulfúrico H2SO4 1 M donde se extrajo

la BSA creando una huella impresa en el sensor, para su posterior entrenamiento en una

solución PBS en el rango de 10-4 M a 10-9 M de BSA; en cual se relacionó con el rechazo de

BSA y bloqueo de las cavidades que quedan expuestas después del baño (DB) en la matiz

polimérica compuesta y permitió determinar la concentración de la proteína BSA en la

solución de PBS.

Finalmente se realizaron las curvas de calibración de la preparación de (MIPs/MWCNTs-

NH2/PEDOT, Ppy o PEDOT_Ppy/Q/EG) para diferentes concentraciones de BSA contenidas

en 0.10Mm de [Fe (CN)6]3-/4,mediante estas se encontraron de dos tipos de sensores, unos

que retiene moléculas de la proteína BSA a medida de que aumenta la concentración

aumenta la corriente y otros retienen a medida de que aumenta la concentración disminuye

la corriente, por lo cual existen diferencias en la representación de los circuitos equivalentes


dependiendo a qué tipo de sensor se asemeje y la cantidad de material electrodepositado

sobre la superficie del electrodo.

4.4.1 Análisis EIE Blancos

En la

Figura 67 y Figura 68 se muestran los diagramas de Bode y Nyquists respectivamente, para

los blancos de Ppy, PEDOT y PEDOT-Ppy. Los blancos fueron obtenidos en una solución

con BSA de 1mg/mL a 25°C.

La presentación de los datos en forma de diagrama de Bode modulo para los tres blancos de

Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy, revela claramente la presencia de dos constantes de tiempo

(cambios de pendiente), una a alta y otra a baja frecuencias. Esta última evidencia la

formación de una doble capa electroquímica, mientras en el diagrama de Bode fase cada

uno de los blancos presentó un comportamiento diferente. Para el blanco de Ppy se observa

un ángulo de fase cercano a los 32° y su valor de impedancia es pequeño, cuando

disminuye la frecuencia (frecuencias medias y bajas) la impedancia aumenta, esto se asocia

a la capacitancia de la doble capa electroquímica en la interfase electrodo-película

compuesta (Ppy-Q) y la resistencia de transferencia de carga Rtc en la superficie del

electrodo de grafito, así se evidencia en la disminución del valor del ángulo de fase hasta 25°

y posteriormente un aumento en el ángulo de fase relacionado con procesos difusivos. En

esta figura también se observa el comportamiento del blanco de PEDOT el cual tiene una

disminución hasta 30° en el valor de fase a bajas frecuencias, a diferencia del blanco de Ppy

y un aumento en su impedancia.

En el blanco de pasos se observa un comportamiento de aumento en los valores de la fase,

por lo cual se puede inferir un comportamiento más capacitivo con respecto a los otros dos

blancos y un crecimiento menor en sus valores de impedancia.

En la Figura 62 las líneas continuas indican los datos ajustados al modelo del circuito

equivalente eléctrico propuesto en la Figura 68, para representar el comportamiento

electroquímico de los electrodos obtenidos.


Figura 67. Diagrama de Bode de los blancos de Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy, Z mod (0V),

Fase (0V) Vs. Frecuencia.


Los diagramas de impedancia indican por lo menos dos mecanismos que ocurren durante el

tiempo de exposición en la solución de prueba PBS, el primero se debe a las características

eléctricas de la película compuesta con los diferentes polímeros (Ppy- Q, PEDOT- Q,

PEDOT-Ppy- Q,) esto se visualiza en el diagrama de Nyquist por la formación de un

semicírculo a altas frecuencias como se aprecia en la Figura 68, la parte del semicírculo

corresponde al proceso limitado de transferencia de carga y un segundo mecanismo a más

bajas frecuencia, relacionado con la trasferencia de masa seguido de un proceso difusivo, el

cual se manifiesta por una línea recta con ángulo que se acerca a 45° a muy bajas

frecuencias. Este hecho indica que hay un proceso de difusión de los iones del electrolito a

través de la matriz polimérica compuesta (Ppy-Q/EG; PEDOT-Q/EG; PEDOT-Ppy-Q/EG). El

diámetro del semicírculo es igual a la resistencia de transferencia de carga Rtc.

El blanco de Ppy-Q/EG presentó un semicírculo más definido y de mayor diámetro con

respecto a los otros dos blancos indicando mayor resistencia a la transferencia de carga. El

blanco de PEDOT-Q/EG presentó un semicírculo muy pequeño, casi imperceptible donde se

aprecia una línea recta y un proceso difusivo mayor que en el blanco de Ppy-Q/EG, PEDOT-


Ppy-Q/EG, este último presenta dos semicírculos, uno en altas frecuencias y otro en

frecuencias medias relacionados con la trasferencia de carga en la superficie del electrodo

de grafito y a bajas frecuencias a procesos difusivos.

Figura 68.Diagrama de Nyquist para los Blancos de Ppy, PEDOT, PEDOT-Ppy Zreal Vs. –

Zimg (ohm).


La relación de los datos obtenidos experimentalmente de la prueba electroquímicas de

impedancia (EIE) en solución PBS para los blancos de los polímeros y su circuito eléctrico

equivalente (CEE) proporciona una caracterización de posibles mecanismos presentes en el

sistema del electrodo de grafito modificado por los polímeros estudiados. El circuito

equivalente para el blanco de Ppy está compuesto de una resistencia Rs que corresponde a

la resistencia de la solución PBS, seguido de dos circuitos RC en paralelo que representan

cada una de las constantes de tiempo; Ccoat= CPpy-Q, un elemento de fase constante de la

película compuesta polipirrol-quitosano (Ppy-Q) /electrolito, Rcoat=RPpy-Q, la resistencia al

transporte de carga de la película Ppy-Q, y el circuito interno donde Cdl es un elemento de

fase constante asociado a la doble capa electroquímica cargada con los electrones

provenientes EG/Ppy-Q y Rcorr=Rtc la resistencia a la transferencia de carga a través de la

interfase electrodo recubrimiento y la impedancia de Warburg del polímero, en los circuitos


se utilizan elementos de fase constante en lugar de capacitores, para así tomar en cuenta la

rugosidad y porosidad de la superficie del electrodo y de la matriz polimérica compuesta.

El circuito equivalente del blanco de PEDOT está compuesto de una resistencia Rs que

corresponde a la resistencia de la solución PBS, seguido de un circuito RC en paralelo que

representan una de las constantes de tiempo; Ccoat= CPEDOT-Q, un elemento de fase constante

de la película compuesta PEDOT-quitosano (PEDOT-Q) /electrolito, Rcoat=RPEDOT-Q, la

resistencia al transporte de carga de la película PEDOT-Q, y la impedancia de Warburg del

polímero, en los circuitos se utilizan elementos de fase constante en lugar de capacitores,

para así tomar en cuenta la rugosidad y porosidad de la superficie del electrodo y de la

matriz polimérica compuesta.

El circuito equivalente del blanco de PEDOT-Ppy se observa un comportamiento muy similar

al blanco de Ppy con la diferencia que en su elemento de Warburg para el blanco de Ppy se

representa su comportamiento con una resistencia de Warburg abierta lo cual indica que la

difusión se presenta en la matriz polimérica hasta llegar a la superficie el EG, mientras que la

resistencia Warburg para el blanco de PEDOT-Ppy es cerrada lo cual indica que la difusión

se presenta solo en la matriz polimérica.

De la simulación de los circuitos eléctricos equivalentes mediante el software Zview® se

encontraron los valores de capacitancia y de resistencia que describen eléctricamente las

diferentes interfaces presentes en los sistemas, los datos que se obtienen se muestran en

sus respectivas tabla (Tabla 14).

Figura 69. Circuitos eléctricos equivalentes para a) Ppy, b) PEDOT, c) PEDOT-Ppy




Ppy-Q, PEDOT-Q y PEDOT-Ppy-Q.

Muestra

Blancos R

s

(Ω

)

Cco

at_

(F.

)

Rco

at_

(Ω

)

n

Cd

l (F

.

)

N

Rtc

(Ω

)

Zw

(Ω

)

N

Ch

i-S

qu

ared

Ppy 114,1 240E-06 872,5 0,59015 623E-06 0,2672 24182 98,05 0.2264 0,00032195

PEDOT 191,4 950E-06 26,33 0,56962 N/A N/A N/A 203 0,40539 0,00051782

PASOS 122,1 7,06E-05 66,74 0,76245 6,3634E-05 0,84109 122,9 3200 0,43484 0,0036924

* Muestra en PBS pH 7,4 después del baño (DB) con ácido sulfúrico H2SO4, sin * AB.


De acuerdo a la tabla anterior y a los valores obtenidos desde el modelo del CEE la Rtc es

mayor para el blanco de Ppy y es menor para el blanco de la copolimerización donde están

presentes los dos polímeros PEDOT-PPY electrodos denominados pasos. Un valor menor

de Rtc sugiere una superficie más reactiva en comparación con las otras dos muestras. Al

tener en cuenta los valores de Ccoat y si tenemos en cuenta que la capacitancia es

dependiente del potencial esto nos daría mayor actividad química superficial de las

muestras. En este caso los valores de capacitancia Ccoat=CPEDOT son menores para el blanco

PEDOT sugiere un sistema capacitivo más estable, sin embargo las diferencias con Ppy no

son considerables. El valor Ccoat=CPEDOT-PPy del EG modificado por pasos con los dos

polímeros fue mayor, no presentando buena estabilidad capacitiva en comparación con los

otros dos electrodos.

También se pudo evidenciar de la fase n del EPCcoat que el valor es mayor para el Ppy lo

cual concuerda con el análisis de rugosidad AFM y con las imágenes SEM, donde la

morfología y topografía de Ppy es más porosa y rugosa comparada con la morfología del EG

modificado con PEDOT. Por último el valor de n aumenta para el EG modificado con

PEDOT-PPy lo cual sugiere una superficie más lisa que las otras dos. Igualmente el n

obtenido del ajuste en los elementos resistivos de más baja frecuencia, indica que el sistema

PEDOT-PPy presentó mejor integración de los componentes y con el grafito (mayor valor de

n).

Debido a esta difusion de iones fue presentada a bajas frecuencias, este comportamiento se

asemeja mas al de un capacitor,donde Zreal disminuye y zimaginaria incrementa,esto es por

parte de los elementos que maneja o utiliza ZView en este caso se utilizó Wo para realizar el

modelo de circuito equivalente (CEE).


4.4.2 Análisis EIE electrodos Ppy

En la Figura 70 se presentan los diagramas de Bode y Nyquists respectivamente, para los

electrodos de Ppy a diferentes concentraciones de nanotubos, los datos en forma de

diagrama de Bode (Zmod Vs Frecuencia) para los tres electrodos de Ppy, revelan

claramente la presencia de al menos dos constantes de tiempo (cambios de pendiente), una

a alta y otra a baja frecuencias, donde la última evidencia la formación de una doble capa

electroquímica. Para el electrodo 1 de Ppy en la Figura 70 a. se presenta el diagrama de

Bode antes y después del baño con H2SO4 en el cual (Fase Vs Frecuencia) para Fase AB se

observa un ángulo cercano a los 34° que disminuye hasta 22,5°. Cuando disminuye la

frecuencia (frecuencias medias y bajas) la impedancia aumenta, esto se asocia a la

capacitancia de la doble capa electroquímica en la interfase electrodo-película compuesta

(MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG) y la resistencia de transferencia de carga Rtc en la

superficie del electrodo de grafito, donde se muestra para la fase después del baño un

corrimiento hacia a las bajas frecuencias lo cual indica un comportamiento más resistivo, lo

cual estará relacionado con un incremento en la afinidad fisicoquímica del electrodo.

En la Figura 70 b. se presenta el diagrama de Nyquist, donde se observa un semicírculo

más definido y de mayor diámetro para el electrodo AB con respecto al electrodo DB, lo que

indica que después del baño la Rtc disminuye, debido a la extracción que se realizó de la

proteína BSA.

Para el electrodo 2 de Ppy en la Figura 70 c. se presenta el diagrama de Bode fase antes y

después del baño con H2SO4, en el cual Fase AB Ppy 2 se observa que el ángulo de fase

aumenta hasta 25°, cuando disminuye la frecuencia (frecuencias medias y bajas) la

impedancia aumenta para el electrodo AB esto se asocia a la capacitancia de la doble capa

electroquímica en la interfase electrodo-película compuesta (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG)

y la resistencia de transferencia de carga Rtc en la superficie del electrodo de grafito,

después del baño este aumento se da solo a muy bajas frecuencias, asociado también a la

interfase electrodo-película compuesta, también se muestra que para la fase después del

baño hay un corrimiento hacia a las bajas frecuencias lo cual indica un comportamiento más

resistivo del electrodo, esto está relacionado con las interacciones electroestáticas y

electroquímicas entre la matriz polimérica compuesta, cargas iónicas y proteínas presentes

en la solución de PBS, en la Figura 70 d. se presenta el diagrama de Nyquist donde se


observa un semicírculo más definido y de mayor diámetro para el electrodo AB con respecto

al electrodo DB, lo que indica que después del baño la Rtc disminuye y corrobora la

extracción que se realizó de la proteína BSA, dejando las vacancias disponibles para censar

a diferentes concentraciones.

Para el electrodo 3 de Ppy en la Figura 70 e. se presentó un comportamiento similar.

Se presenta el diagrama de Nyquist donde se observa un semicírculo de diámetro menor

comparado con los anteriores electrodos y a su vez con el electrodo DB, lo que indica que

después del baño la Rtc disminuye, debido a la extracción que se realizó de la proteína BSA,

también se observa que DB se presenta un corrimiento hacia la izquierda.


Figura 70. a),c),e) Diagramas de Bode antes y después del baño, con su respectivo circuito

eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de Ppy a diferentes

concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico (H2SO4).



Los circuitos equivalentes para cada uno de los electrodos de Ppy se muestran en la Figura

70. En todos los circuitos de los electrodos de Ppy están compuestos de una resistencia Rs

que corresponde a la resistencia de la solución PBS, seguido de dos circuitos RC en paralelo

que representan cada una de las constantes de tiempo; Ccoat= CPpy-Q/MWCNTs/BSA, un elemento

de fase constante de la película compuesta (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG) /electrolito,

Rcoat=RPpy-Q/MWCNTs/BSA, la resistencia al transporte de carga de la película compuesta y el

circuito interno donde Cdl es un elemento de fase constante asociado a la doble capa

electroquímica cargada con los electrones provenientes EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy y

Rcorr=Rtc la resistencia a la transferencia de carga a través de la interfase electrodo

recubrimiento EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy y la impedancia de Warburg del polímero, en

los circuitos se utilizan elementos de fase constante en lugar de capacitores, para así tomar

en cuenta la rugosidad y porosidad de la superficie del electrodo y de la matriz polimérica

compuesta.

Para el electrodo 1 Ppy el circuito AB se diferencia en el circuito DB, en que el primero

presenta un proceso difusivo representado por una resistencia Warburg, asociado a la

difusión de iones del electrolito y proteína presentes en la solución de PBS, esta resistencia

de Warburg para este circuito AB es abierta lo cual indica que la difusión no solo se da en la

matriz polimérica, si no que llegan hasta la superficie del electrodo de grafito.

Para el electrodo 2 de Ppy Figura 71 c-d, los circuitos equivalentes son similares AB y DB,

donde varios de sus valores cambian considerablemente, en especial el valor de resistencia

de transferencia de carga (Rcorr=Rtc), el cual presenta un valor mayor en el electrodo DB con

respecto al valor AB.

Para el electrodo 3 de Ppy Figura 71 e-f, los circuitos equivalentes son similares AB y DB,

solo cambian los valores de resistencia de transferencia de carga (Rcorr=Rtc), donde el

electrodo DB presenta un valor menor que el electrodo AB, lo cual es consecuencia del

extracción de la BSA con el baño de H2SO4 Los resultados del ajuste de los datos obtenidos

en los espectros de impedancia se presentan en la Tabla 15.


Figura 71. Circuitos equivalentes a los electrodos de PPy antes del baño (AB) y después

del baño (DB) con H2SO4 respectivamente, a) y b) Electrodo 1 Ppy, c) y d) Electrodo 2 Ppy,

e) y f) Electrodo 3 Ppy.

a) AB b) DB

c) AB d) DB

e) AB f) DB



Ppy-Q antes y después del baño con H2SO4.

Muestra

con

%p/p de

MWCNT

s-

NH2(AB

y DB)

Rs

(Ω

)

Cp

py

(F.

)

Rp

py

_cn

t

(Ω

)

N

Cd

l (F

.

)

n

Rtc

(Ω

)

Zw

(Ω

)

n

Ch

i-S

qu

ared

Ppy 114,1 240E-06 872,5 0,59015 623E-06 0,2672 24182 98,05 0.2264 0,00032195

2mg 147,4 770E-06 1783 0,61675 16150E-06 1,197 694,2 3245 0,30558 0,00020857

2mg* 139,8 1830E-06 75,33 0,55795 980E-06 0,76769 914,6 N/A N/A 0,001252

4mg 146,7 760E-06 1191 0,47812 2,879E-06 -0,51119 11331 N/A N/A 0,00072101

4mg* 136,5 4160E-06 86,46 0,33506 7730E-06 0,6923 1711 N/A N/A 0,0010049

6mg 591,3 420E-06 4395 0,52198 1200E-06 0,69242 8461 N/A N/A 0,00020383

6mg* 43,973 1,62E-06 47599 0,0019117 11300E-06 0,65592 5884 N/A N/A 0,0021333



De acuerdo a la tabla anterior, los valores obtenidos desde el modelo del CEE para Rtc a

medida que se aumentó la concentración de nanoestructuras disminuyen y también después

de haber realizado el baño con H2SO4, excepto para la muestra de 2 mg la cual no

disminuye Rtc DB. Un valor menor de Rtc sugiere una superficie más reactiva en

comparación con la muestra de menor cantidad de nanoestructuras (2mg) y con respecto a


las vacancias que se genera en la matriz polimérica compuesta después del baño dejando

más sitios activos y de afinidad con la proteína BSA, con el probable empleo del electrodo

modificado como sensor. Al tener en cuenta los valores de CPpy siendo la capacitancia

dependiente del potencial, da como resultado una mayor actividad química superficial de las

muestras. En este caso al aumentar la cantidad de nanoestructuras los valores de

capacitancia CPpy disminuyen. Luego del baño en HsSO4, los valores CPpy aumentan con

excepción de la muestra de 6mg*. También se pudo evidenciar que el valor de fase n de la

capacitancia EPC Ppy que el valor aumento para las muestras con mayor cantidad de

nanotubos de carbono AB. En los electrodos DB el valor de n disminuyo con el incremento

del contenido de nanoestructuras.

4.4.3 Análisis EIE electrodos PEDOT

En la Figura 72 se presentan los diagramas de Bode y Nyquists respectivamente, para los

electrodos de PEDOT a diferentes concentraciones de nanotubos (MWCNTs), los datos en

forma de diagrama de Bode modulo para los tres electrodos de PEDOT, con diferentes

concentraciones de nanotubos de carbono, muestran la presencia de al menos dos

constantes de tiempo (cambios de pendiente), una a alta y otra a baja frecuencias, la última

evidencia la formación de una doble capa electroquímica, para el electrodo 1 de PEDOT en

la Figura 72 a. se presenta el diagrama de Bode antes y después del baño con H2SO4 en el

cual (Fase Vs Frecuencia) para Fase AB se observa un ángulo cercano a los 60°, lo cual se

presenta en frecuencias bajas. Cuando disminuye la frecuencia (frecuencias medias y bajas)

la impedancia aumenta, esto se asocia a la capacitancia de la doble capa electroquímica en

la interfase electrodo-película compuesta (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT/EG) y la

resistencia de transferencia de carga Rtc en la superficie del electrodo de grafito, donde se

muestra para la fase después del baño un corrimiento hacia a las bajas frecuencias lo cual

indica un comportamiento más resistivo. En la Figura 72 b. se presenta el diagrama de

Nyquist, donde se observa un semicírculo más definido y de mayor diámetro para el

electrodo AB con respecto al electrodo DB, lo que indica que después del baño la Rtc

disminuye, debido a la extracción que se realizó de la proteína BSA.

Para el electrodo 2 y 3 de PEDOT en la Figura 72 c, d, e y f, se presentó un comportamiento

similar al anterior.



eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de PEDOT a diferentes

concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico (H2SO4).



Los circuitos equivalentes para cada uno de los electrodos de PEDOT se muestran en la

Figura 73. En todos los circuitos de los electrodos de PEDOT están compuestos de una

resistencia Rs que corresponde a la resistencia de la solución PBS, seguido de dos circuitos

RC en paralelo que representan cada una de las constantes de tiempo; Ccoat= CPEDOT-

Q/MWCNTs/BSA, un elemento de fase constante de la película compuesta (MIPs/Q/MWCNTs-

NH2/PEDOT/EG) /electrolito, Rcoat=RPEDOT-Q/MWCNTS/BSA, la resistencia al transporte de carga

de la película compuesta y el circuito interno donde Cdl es un elemento de fase constante

asociado a la doble capa electroquímica cargada con los electrones provenientes

EG/PEDOT-Q/MWCNTS/BSA y Rcorr=Rtc la resistencia a la transferencia de carga a través

de la interfase electrodo recubrimiento EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT y la impedancia

de Warburg del polímero, en los circuitos se utilizan elementos de fase constante en lugar de

capacitores, para así tomar en cuenta la rugosidad y porosidad de la superficie del electrodo

y de la matriz polimérica compuesta.

Los circuitos AB y DB son similares para el electrodo 1 PEDOT, donde se en ambos casos

se presenta un proceso difusivo representado por una resistencia Warburg, asociado a la

difusión de iones del electrolito y proteína presentes en la solución de PBS, esta resistencia

de Warburg abierta indica que la difusión no solo se da en la matriz polimérica, si no que

llegan hasta la superficie del electrodo de grafito.

Para el electrodo 2 de PEDOT Figura 73 c-d, los circuitos equivalentes son diferentes AB y

DB, en el primer proceso se encuentra el elemento de fase constante acompañado de una

resistencia Warburg abierta, lo cual indica que AB hay un proceso difusivo que no solo se da

en la matriz polimérica si no que estas interacciones llegan hasta la superficie del electrodo

de grafito, DB es representado por un circuito de un elemento de fase constante donde no se

evidencia un proceso difusivo.

Para el electrodo 3 de PEDOT Figura 73 e-f, los circuitos equivalentes son diferentes AB y

DB, y el valor de resistencia de transferencia de carga (Rcorr=Rtc) DB es mucho mayor que

AB, lo cual es consecuencia del extracción de la BSA con el baño de H2SO4.


Figura 73. Circuitos equivalentes a los electrodos de PEDOT antes del baño (AB) y

después del baño (DB) con H2SO4 respectivamente, a) y b) Electrodo 1 PEDOT, c) y d)

Electrodo 2 PEDOT, e) y f) Electrodo 3 PEDOT.

a) AB b) DB

c) AB d) DB

e) AB f) DB



PEDOT-Q antes y después del baño con H2SO4.

Muestra

con

%p/p de

MWCN

Ts-

NH2(AB

y DB)

Rs

(Ω

)

CP

ED

OT

(F.

)

RE

DO

T

(Ω

)

N

Cd

l (F

.

)

n

Rtc

(Ω

)

Zw

(Ω

)

n

Ch

i-S

qu

are

d

PEDOT 191,4 950E-06 26,33 0,56962 N/A N/A N/A 203 0,40539 0,00051782

2mg 168,5 1480E-06 69,27 0,56262 N/A N/A N/A 340,6 0,46042 0,00076984

2mg* 161,5 4850E-06 88,76 0,5537 N/A N/A N/A 3788 0,77044 0,0019603

4mg 151,6 1040E-06 2476 0,55566 N/A N/A N/A 1724 0,49745 0,00082911

4mg* 291,4 1620E-06 57,72 0,8045 3840E-06 0,81281 1268 N/A N/A 0,0060193

6mg 138,2 1,9128E-05 26,96 0,73255 520E-06 0,9975 156,3 23502 0,53555 0,00089601

6mg* 138,6 1400E-06 396,5 0,55662 1270E-06 0,83244 1546 N/A N/A 0,0010342




De acuerdo a la anterior tabla, los valores obtenidos desde el modelo del circuito eléctrico

equivalente, la Zw aumento para todos los casos AB, para los valores de Rtc en el caso del 6

mg* aumento, Un valor menor de Rtc sugiere una superficie más reactiva en comparación

con la muestra de menor cantidad de nanoestructuras (2 mg).

Los valores de capacitancia CPPy para después del baño fueron más pequeños con

respecto a los de AB, la cual, es dependiente del potencial, dando mayor actividad química

superficial de las muestras, en este caso la de 2 mg* ,4 mg* y 6mg presentó un

comportamiento resistivo más estable respectivamente. También se pudo evidenciar desde

el valor de fase n del EPC PEDOT que este valor disminuye DB para las muestras de 2 mg* y 6

mg*, en la de 4 mg* aumenta n DB, infiriendo menores homogeneidades que perturban la

transferencia de carga. Para las muestras AB el valor de n aumento casi en todas las

muestras.

4.4.4 Análisis EIE electrodos Pasos (PEDOT-Ppy)

En la Figura 74 se muestran los diagramas de Bode y Nyquists respectivamente, para los

electrodos de Pasos (PEDOT-Ppy) a diferentes concentraciones de nanotubos (MWCNTs),

los datos en forma de diagrama de Bode modulo para los tres electrodos de Pasos, revelan

claramente la presencia de al menos dos constantes de tiempo (cambios de pendiente), una

a alta y otra a baja frecuencias, la última evidencia la formación de una doble capa

electroquímica, para el electrodo 1 de Pasos en la Figura 74 a. se presenta el diagrama de

Bode fase antes con H2SO4 en el cual (Fase Vs Frecuencia) para Fase AB se observa un

ángulo de fase cercano a los 70°, lo cual se presenta en altas frecuencias, esto indicó un

comportamiento más capacitivo, este diagrama no se pudo obtener para DB ya que se

presentó filtración interna de la solución de prueba PBS al interior del electrodo o una

degradación de la superficie de la matriz polimérica lo que interfirió en la obtención de los

datos DB. En la figura 69 b. se presenta el diagrama de Nyquist, donde se observa un círculo

definido y de diámetro muy grande para el electrodo AB asociado a la Rtc en la superficie del

EG.

Para el electrodo 2 de Pasos en la Figura 74 c. se presenta el diagrama de Bode fase antes

y después del baño con H2SO4, en el cual Fase AB Pasos 2 se observa que el ángulo de fase

aumenta hasta 27,5° cuando disminuye la frecuencia (frecuencias medias y bajas) la


impedancia aumenta para el electrodo AB esto se asocia a la capacitancia de la doble capa

electroquímica en la interfase electrodo-película compuesta y la resistencia de transferencia

de carga Rtc en la superficie del electrodo de grafito, después del baño (DB) se presenta un

corrimiento hacia las bajas frecuencias, lo cual indica un comportamiento más capacitivo del

electrodo 2 Pasos, esto está relacionado con las interacciones electroestáticas y

electroquímicas entre la matriz polimérica compuesta, cargas iónicas y proteínas presentes

en la solución de PBS.

En la Figura 74 d. se presenta el diagrama de Nyquist donde se observa un semicírculo al

inicio de cada electrodo, asociado a la resistencia de transferencia de carga Rtc en la

superficie del EG, sin embargo el electrodo AB es mucho menos resistivo que el de DB, a

pesar de haber realizado la extracción de la proteína BSA, además este electrodo presentó

un corrimiento hacia la derecha con respecto al electrodo AB lo cual puede indicar procesos

de reducción de especies en la matriz polimérica compuesta.

Para el electrodo 3 de Pasos en la Figura 74 e. se presenta el diagrama de Bode fase antes

y después del baño con H2SO4, en el cual Fase AB Pasos se observa que el ángulo de fase

aumenta hasta 40° en medianas frecuencias y un segundo aumento hasta 40° en bajas

frecuencias, cuando disminuye la frecuencia (frecuencias medias y bajas) la impedancia

aumenta para el electrodo AB esto se asocia a la capacitancia de la doble capa

electroquímica en la interfase electrodo-película compuesta (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT-

Ppy) y la resistencia de carga Rtc en la superficie del electrodo de grafito, y después del baño

este aumento también se da a muy bajas frecuencias y en un mismo ángulo de fase ,

asociado también a la interfase electrodo-película compuesta, también se muestra que para

la fase después del baño hay un corrimiento hacia a las bajas frecuencias lo cual indica un

comportamiento más capacitivo, esto está relacionado con las interacciones electroestáticas

y electroquímicas.

En la Figura 74 f. se presenta el diagrama de Nyquist donde se observa un semicírculo de

diámetro menor comparado con los anteriores electrodos y a su vez con el electrodo DB, lo

que indica que después del baño la Rtc disminuye, debido a la extracción que se realizó de

la proteína BSA y se observa un corrimiento hacia la izquierda en el electrodo DB esto se

asocia a posibles procesos de oxidación de componentes presentes en la matriz polimérica

compuesta.



eléctrico equivalente; b),d), f) Nyquist para los electrodos de Pasos (PEDOT-Ppy) a

diferentes concentraciones (2,4,6 mg.) después del baño en ácido sulfúrico (H2SO4).



Los circuitos equivalentes para cada uno de los electrodos de Pasos (PEDOT-Ppy) se

muestran en la Figura 75.

En todos los circuitos de los electrodos de Pasos están compuestos de una resistencia Rs

que corresponde a la resistencia de la solución PBS, seguido de dos circuitos RC en paralelo

que representan cada una de las constantes de tiempo; Ccoat= CPasos-Q/MWCNTs/BSA, un elemento

de fase constante de la película compuesta (Pasos-Q/MWCNTs/BSA/EG)/electrolito,

Rcoat=RPasos-Q/MWCNTs/BSA, la resistencia al transporte de carga de la película compuesta y el

circuito interno donde Cdl es un elemento de fase constante asociado a la doble capa

electroquímica cargada con los electrones provenientes EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Pasos y

Rcorr=Rtc la resistencia a la transferencia de carga a través de la interfase electrodo

recubrimiento EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Pasos y la impedancia de Warburg del polímero,

en los circuitos se utilizan elementos de fase constante en lugar de capacitores, para así

tomar en cuenta la rugosidad y porosidad de la superficie del electrodo y de la matriz

polimérica compuesta.

El circuito AB para el electrodo 1 Pasos, se representa por un circuito RC en paralelo, Ccoat =

CPasos elemento de fase constante y Rcoat=RPasos-Q/MWCNTs/BSA que representa la resistencia de

la matriz polimérica compuesta. El electro DB presento daños y filtraciones internas por lo

cual no se pudo obtener datos experimentales para esta prueba.

Para el electrodo 2 de Pasos Figura 75 b-c, los circuitos equivalentes son diferentes AB y

DB, para AB el circuito eléctrico equivalente se presentan dos circuitos RC en paralelo,

Ccoat= CPasos-Q/MWCNTs/BSA, un elemento de fase constante de la película compuesta (Pasos-

Q/MWCNTS/BSA/EG) /electrolito, Rcoat=RPasos-Q/MWCNTs/BSA, la resistencia al transporte de

carga de la película compuesta y el circuito interno donde Cdl es un elemento de fase

constante asociado a la doble capa electroquímica cargada con los electrones provenientes

EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Pasos y Rcorr=Rtc la resistencia a la transferencia de carga a

través de la interfase electrodo recubrimiento EG/MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Pasos y la

impedancia de Warburg del polímero, en los circuitos se utilizan elementos de fase constante

en lugar de capacitores, para así tomar en cuenta la rugosidad y porosidad de la superficie

del electrodo y de la matriz polimérica compuesta.


Después del baño se presentó casi el mismo circuito, con la diferencia que aparece una

impedancia de Warburg Wo asociado a procesos difusivos de iones y proteína presentes en

la PBS difusión que puede darse hasta la superficie del EG.

Así como también puede significar algunos efectos galvanostaticos en la superficie del

electrodo generado por las vacancias que deja la remoción de la BSA después del baño.

Para el electrodo 3 de Pasos Figura 75 d-e, los circuitos equivalentes son similares AB y

DB, en ambos el elemento de fase constante Ccoat= CPasos-Q/MWCNTs/BSA, está acompañado por

una resistencia Warburg abierta Wo lo cual indica que el proceso difusivo no solo se da en la

matriz polimérica sino que también se da en la superficie del electrodo de grafito, lo cual

puede estar asociado y consecuencia de la remoción de la BSA con el baño de H2SO4.

Además de posibles efectos de superficie que generen algún efecto galvanostatico.

Figura 75. Circuitos equivalentes a los electrodos de PEDOT-Ppy antes del baño (AB) y

después del baño (DB) con H2SO4 respectivamente.

a) AB

b) AB c) DB

d) AB e) DB




PEDOT-Ppy-Q antes y después del baño con H2SO4.

Muestra

con

%p/p de

MWCN

Ts-

NH2(AB

y DB) Rs

(Ω

)

CP

AS

OS

(F.

)

RP

AS

OS

(Ω

)

n

Cd

l (F

.

)

n

Rtc

(Ω

)

Zw

(Ω

)

n

Ch

i-S

qu

are

d

PASOS 122,1 7,06E-05 66,74 0,76245 6,3634E-05 0,84109 122,9 3200 0,43484 0,0036924

2mg 9838 3,6174E-11 3,254E05 1,025 N/A N/A N/A N2/A N/A 0.0060367

2mg* N/A N/A N/A N/A N/A N/A N/A N/A N/A N/A

4mg 404,7 1080E-06 306,9 0,35393 1510E-06 0,68723 4765 N/A N/A 0,00064573

4mg* 1124 4330E-06 3239 0,4476 4970E-06 0.46377 61,26 9,053 0,27242 0.00018112

6mg 226,9 1120E-06 53,64 0,44115 N/A N/A N/A 211,8 0,37002 0,00015497

6mg* 156,2 240E-06 8,951 0,55422 N/A N/A N/A 82.63 0,30354 0.0081663



De acuerdo a la anterior tabla, los valores obtenidos desde el modelo del circuito eléctrico

equivalente, la Rtc disminuyó para la muestra de 4 mg* DB con H2SO4. Un valor menor de

Rtc sugiere una superficie más reactiva de mayor actividad química superficial de la muestra,

en este caso la de 4 mg* presentó un comportamiento resistivo más estable con respecto a

la muestra AB su valor CPEDOT es menor. Para la muestra electrodo 3 de pasos con 6 mg el

valor Zw fue menor DB con H2SO4, esto indica que el valor CPEDOT fue mayor después del

baño DB para 6mg* lo cual nos da información que la muestra es menos estable

capacitivamente después del baño DB con H2SO4.

4.5 Respuesta Electroquímica de MIPs/Q/X/EG

Bajo las condiciones experimentales optimas se realizaron las pruebas DPV de

MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG, MIPs/Q/ MWCNTs-NH2/PEDOT/EG y MIPs/Q/ MWCNTs-

NH2/PEDOT-PPY/EG, se registraron con 0.10 milimolar (mM) de [Fe(CN)6]3-/4- como prueba

electroquímica, como se muestra en el siguiente análisis.


4.5.1 Análisis de Voltametria de pulso diferencial (DPV)

electrodos Ppy

En la Figura 76 se observó el pico de corriente de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PPY/EG, el

pico de corriente de las pruebas DPV de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo1PPY/EG

decrece con el incremento de concentraciones de BSA en la solución de prueba PBS en el

rango de 10-4 M a 10-9 M de BSA (Figura 77 a) .Lo cual está relacionado con el rechazo de

BSA y bloqueo de las cavidades que quedan expuestas DB en la matiz polimérica

compuesta, sin que se dé la evidencia de difusión.

Este electrodo exhibe una relación lineal entre los cambios de la respuesta en corriente I y el

logaritmo de la concentración de BSA con un amplio rango lineal desde 10-4 M a10-9 M

(Figura 77 b) (R=0.8839), la ecuación de la regresión lineal es la expuesta en la Tabla 18.

El pico de corriente de las pruebas DPV de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo2Ppy/EG

crece con el incremento de concentraciones de BSA en la solución de prueba PBS en el

rango de 10-6 M a 10-9 M (Figura 77 b). Lo cual está relacionado con la afinidad de BSA y

libertad de las cavidades que quedan expuestas DB en la matriz polimérica compuesta,

presentándose difusión en los moldes expuestos. Este electrodo muestra una relación lineal

entre los cambios de la respuesta en corriente I y el logaritmo de la concentración de BSA

con un amplio rango lineal de 10-6 M a 10-9 M de BSA (Figura 77 c) (R=0.9163).

El pico de corriente de las pruebas DPV de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo3Ppy/EG

decrece con el incremento de concentraciones de BSA en la solución de prueba PBS en el

rango de 10-3 M a 10-6 M (Figura 77 c). Lo anterior está relacionado con el rechazo de BSA y

bloqueo de las cavidades que quedan expuestas DB en la matiz polimérica compuesta, sin

que se dé evidencia de difusión. Este electrodo exhibe una relación lineal entre los cambios

de la respuesta en corriente I y el logaritmo de la concentración de BSA con un pequeño

rango lineal de 10-3 M a 10-6 M (Figura 77 d) (R=0.8287).


Figura 76. Voltagrama de pulso diferencial (DPV DB) a diferentes concentraciones de BSA

para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Ppy/EG). a) Electrodo 1 de Ppy, b) Electrodo

2 de Ppy, c) Electrodo 3 de Ppy.



Figura 77. Curva de calibración de la preparación de (MIPs/MWCNTs-NH2/Ppy/Q/GE) para

diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10 mM de [Fe (CN)6]3-/4- a) Blanco Ppy,

b) Electrodo 1 de Ppy, c) Electrodo 2 de Ppy, d) Electrodo 3 de Ppy.


De los valores de pendiente (Tabla 18), se infiere que a mayores valores de pendiente

mayor retención de proteína en los electrodos, en este caso el electrodo 2 Ppy presentó

mayor valor de pendiente con respecto a los otros electrodos.

Tabla 18. Concentraciones de BSA y ecuación de la regresión lineal de los electrodos de Ppy.

Electrodos Ppy

Rango de concentración de BSA

(M)

Ecuación de regresión lineal

R

Blanco 10-3

a 10-10

Y= 2,88x+326,68 0,13186

1 10-4

a 10-9

Y= -24,98x+361,30 0,84520

2 10-7

a 10-9

Y= 14,15x+133,87 0,99959

3 10-3

a 10-6

Y= -10,35x+221,38 0,65743




electrodos PEDOT

Se realizaron las pruebas de voltametria de pulso diferencial (DPV) de MIPs/Q/MWCNTs-

NH2/PEDOT/EG, en los cuales se registraron con 0.10Mm [Fe(CN)6]3-/4- como prueba

electroquímica, se registran los picos de corriente de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT/EG

de las pruebas DPV (Figura 78). El MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo1PEDOT/EG crece con

el incremento de concentraciones de BSA en la solución de prueba PBS en el rango de 10-3

M a 10-7 M Figura 79 a. Lo cual está relacionado con la afinidad de BSA y de las cavidades

que quedan expuestas DB en la matriz polimérica compuesta.


logaritmo de la concentración de BSA en un rango lineal de 10-3 M a 10-7 M (R=0.808) .La

ecuación de la regresión lineal es la expuesta en la Tabla 19.

El pico de corriente de las pruebas DPV del MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo2PEDOT/EG


rango de 10-3 M a 10-9 M (Figura 79 b), está relacionado con la afinidad de bsa y de las

cavidades que quedan expuestas db en la matiz polimérica compuesta. Este electrodo

exhibe una relación lineal entre los cambios de la respuesta en corriente I y el logaritmo de la

concentración de BSA con un ancho de rango lineal de 10-3 M a 10-9 M (R=0.8977).

El pico de corriente de las pruebas DPV del MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo3PEDOT/EG


rango de 10-3 M a 10-10 M (Figura 79c), lo cual muestra mayor afinidad de BSA en la

solución de prueba con las cavidades que quedan expuestas DB en la matriz polimérica

compuesta. Este electrodo exhibe una relación lineal entre los cambios de la respuesta en

corriente i y el logaritmo de la concentración de BSA con un ancho de rango lineal de 10-3 m

a 10-10 m (r=0.9159) Figura 79 c. Este electrodo modificado fue uno de los que posee un

mayor rango de sensibilidad para las diferentes concentraciones de BSA, comparado con

los electrodos anteriores.



para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT/EG). A) Electrodo 1 de PEDOT, b)

Electrodo 2 de PEDOT, c) Electrodo 3 de PEDOT.



Figura 79. Curva de calibración de la preparación de (MIPs/MWCNTs-NH2/PEDOT/Q/GE)

para diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10 Mm de [Fe (CN)6]3-/4- ,a)

Electrodo 1 de PEDOT, b) Electrodo 2 de PEDOT, c) Electrodo 3 de PEDOT.


De los valores de pendiente de la Tabla 19 se infiere que a mayores valores de pendiente

mayor retención de proteína en los electrodos, en este caso el electrodo 1 de PEDOT

presentó mayor valor de pendiente con respecto a los otros electrodos.


PEDOT.

Electrodos PEDOT

Rango de concentración de BSA (M)


R

1 10-3

a 10-7

Y=70,076x-1,896 0,71193

2 10-3

a 10-9

Y=22,618x-10,781 0,87210

3 10-3

a 10-10

Y=18,989x+223,72 0,89904




electrodos Pasos (PEDOT-Ppy)

Se realizaron las pruebas de voltametría de pulso diferencial (DPV) de MIPs/Q/MWCNTs-

NH2/Pasos/EG, en los cuales se registraron con 0.10mM [Fe(CN)6]3-/4- como prueba

electroquímica picos de corriente de los MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Pasos/EG de las pruebas

DPV (Figura 80). el mips/q/mwcnts-nh2/electrodo1pasos/eg crece con el incremento de

concentraciones de bsa en la solución de prueba pbs en el rango de 10-3 m a 10-8 m Figura

81 a. lo cual está relacionado con la afinidad de bsA y de las cavidades que quedan

expuestas DB en la matriz polimérica compuesta.


logaritmo de la concentración de BSA con un rango lineal de 10-6 M a 10-8 M (R=0.68059) .La

ecuación de la regresión lineal es la expuesta en la Tabla 20.

El pico de corriente de las pruebas DPV del MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo2Pasos/EG


rango de 10-3 M a 10-6 M (Figura 81 b), está relacionado con la afinidad de bsa y de las

cavidades que quedan expuestas db en la matiz polimérica compuesta. Este electrodo

exhibe una relación lineal entre los cambios de la respuesta en corriente i y el logaritmo de la

concentración de bsa con un ancho de rango lineal de 10-3 m a 10-6 m (r=0.97610) Figura 81

b.

El pico de corriente de las pruebas DPV del MIPs/Q/MWCNTs-NH2/Electrodo3Pasos/EG

crece con el incremento de concentraciones de bsa en la solución de prueba pbs en el rango

de 10-4 m a 10-8 m (Figura 81 c), lo cual muestra mayor afinidad de bsa en la solución de

prueba con las cavidades que quedan expuestas db en la matriz polimérica compuesta. Este

electrodo exhibe una relación lineal entre los cambios de la respuesta en corriente i y el

logaritmo de la concentración de bsa con un ancho de rango lineal de 10-4 m a 10-8 m

(r=0,95699) Figura 81 c. Este electrodo modificado fue uno de los que posee un mayor rango

de sensibilidad para las diferentes concentraciones de BSA, comparado con los electrodos

anteriores.



para los electrodos de (MIPs/Q/MWCNTs-NH2/PEDOT-Ppy/EG). A) Electrodo 1 de PEDOT-

Ppy, b) Electrodo 2 de PEDOT-Ppy, c) Electrodo 3 de PEDOT-Ppy.




NH2/PEDOT/Ppy/Q/EG) para diferentes concentraciones de BSA contenidas en 0.10Mm de

[Fe (CN)6]3-/4- , a)Blanco Pasos, b)Electrodo 1 de Pasos, c) Electrodo 2 de PEDOT-Ppy, d)

Electrodo 3 de Pasos.


De los valores de pendiente (Tabla 20), se infiere que a mayores valores de pendiente

mayor retención de proteína en los electrodos, en este caso el electrodo 3 pasos presentó

mayor valor de pendiente con respecto a los otros electrodos.

Tabla 20. Concentraciones de BSA y ecuación de la regresión lineal de los electrodos por

Pasos.

Electrodos Pasos

Rango de concentración BSA (M)


R2

Blanco 10-3

a 10-10

Y=4,414x+195,042 0,1597

1 10-6

a 10-8

Y=0,245x+11,1683 0,68059

2 10-3

a 10-6

Y=-4,2x+174,766 0,97610

3 10-4

a 10-8

Y=184,49x-357,28 0,95699



Finalizada la fase experimental y después de obtener para cada uno de los electrodos la

ecuación de regresión lineal, se puede inferir que el valor de la pendiente de la recta está

directamente ligada con la capacidad de absorción de los electrodos, esto quiere decir que la

capacidad de acumulación se define interfacialmente entre la superficie del electrodo y las

moléculas de BSA que se censaron. Luego el intercepto proporciona información importante,

ya que su valor está directamente relacionado con la capacidad de retención de cada

electrodo, en este caso es la capacidad de retener la proteína (BSA).

Teniendo en cuenta lo anterior y basado en estos datos, se hace referencia a la ecuación 5.

La cual expresa la relación entre la concentración de la proteína, y la cantidad de material

adsorbido en la superficie, con esta ecuación se puede encontrar el parámetro de adsorción

llamado Bads coeficiente de adsorción.

El Bads se relaciona con la afinidad de la proteína a ser adsorbida en la superficie del

electrodo a una temperatura, por lo tanto, se puede obtener la energía libre de adsorción,

utilizando la ecuación 5, encontrándose el valor correspondiente a la energía libre de Gibbs

(ΔG) lo cual ha permitido conocer el grado de estabilidad de los electrodos [74]. En este

proceso la adsorción de proteína solo se da en las vacancias que se generaron después del

baño en ácido sulfúrico, las cuales reconocen y tiene mayor afinidad con la BSA, con

respecto a toda el área de la matriz polimérica.

Ecuación 5.

| |

Donde

R: Constante de los gases (8.314 472. J/mol·K)

T: Temperatura ambiente (25°C)

55,5: Concentración molar de agua (moles*L)-1, la cual es usada como solvente

Bads: Coeficiente de adsorción (intercepto de la ecuación de regresión lineal)

Los resultados obtenidos mostraron que la adsorción de proteínas (BSA) es espontánea,

como se expone en la Tabla 21, es decir la superficie sólida del electrodo contiene poros, los


cuales tienen la capacidad de retener moléculas presentes en la atmósfera que lo rodea

gracias al fenómeno de adsorción.

En este caso el valor de –ΔG permitió determinar que el electrodo 3 pasos es el que

presenta mayor adsorción.

Tabla 21. Valores correspondiente a las energía libre de Gibbs

Electrodo b T (°C)

R (J/mol·K)

-ΔG

1 Ppy 361,3 25 0,845 209,316

2 Ppy 133,87 25 0,845 222,740

3 Ppy 221,38 25 0,845 154,763

1 PEDOT 1,896 25 0,845 82,871

2 PEDOT 10,781 25 0,845 139,409

3 PEDOT 223,72 25 0,845 211,876

1 Pasos 11,1683 25 0,845 109,396

2 Pasos 174,766 25 0,845 224,011

3 Pasos 357,28 25 0,845 236,733


De la tabla anterior se dedujo que los electrodos que mayor capacidad de retención de las

moléculas de BSA son los electrodos 3 PEDOT y 3 Pasos, dado que el valor reportado para

el intercepto es mayor comparado con los valores reportados para los demás electrodos,

este resultado también se sustentó en que estos dos electrodos presentan detección en todo

o en gran parte el rango experimental propuesto, para el electrodo 3 PEDOT la detección se

realiza en el rango de (10-3 a 10-10 M) y para el electrodo 3 Pasos se realiza en el rango de

(10-4 a 10-8 M), de estos dos mejores resultados se observó que el electrodo que se ajusta a

los requerimientos propuestos en esta investigación es el electro 3 de PEDOT.

Adicionalmente la inclusión de nanotubos es esencial para mejorar la conductividad y a su

ves la trasduccion de la señal, en teoría, solo con el polimero PPy/BSA o PEDOT/BSA se

podría sensar, pero tal vez la transducción de la señal no es la mejor, lo cual limita las

concentraciónes del sensor de BSA,ademas de que las nanoestructuras permiten tener

mayor área superficial en el electrodo para percibir la señal.

Capítulo 5. Conclusiones y recomendaciones 171

5 Conclusiones y recomendaciones

5.1 Conclusiones

Se obtuvieron diferentes electrodos de material compuesto por medio de

electropolimerización con polímeros conductores y nanotubos de carbono de pared

múltiple funcionalizados. De acuerdo a los ensayos por Raman, MEB, AFM, pruebas

electroquímicas como DPV y EIE, los cuales permitieron caracterizar cada uno de los

blancos y electrodos modificados con matriz compuesta. Estos electrodos

presentaron propiedades características de los componentes individuales de PPy,

PEDOT, MWCNTs y BSA así como efectos sinérgicos, los cuales los hacen

candidatos para aplicaciones en el registro de proteínas en fluidos fisiológicos, que

cumplen una función importante en el organismo, Los resultados de este trabajo

permitirán el desarrollo de un sensor que sea empleado en la detección de suero de

albumina humana, que se relaciona directamente con los niveles de producción de

calcio y la regeneración de tejidos en el cuerpo.

Los electrodos obtenidos con nanoestructuras de carbono de 4mg, 6mg sin agitación

y 6mg bajo agitación, presentaron las mejores características de estabilidad

electroquímica y conducción eléctrica para aplicaciones como biosensores. El blanco

que presentó una mejor estabilidad electroquímica fue el de PEDOT. Para los

electrodos modificados antes del baño con H2SO4, el electrodo 1 por Pasos presentó

mayor estabilidad electroquímica, seguido del electrodo 1 PEDOT y por el electrodo 1

de Ppy. Luego del baño, el electrodo 2 de PEDOT fue el que presentó mayor

estabilidad, seguido del electrodo 2 por Pasos y del electrodo 2 de Ppy, concluyendo

que la cantidad de nanoestructuras presentes en la matriz polimérica de las

muestras, está relacionada con una mayor estabilidad electroquímica, lo cual se debe


a que estás dentro de la matriz generan mayores puntos de afinidad con las cargas

presentes en la solución PBS empleada para caracterizarlos, lo cual se evidenció en

los resultados de las corrientes pico de los ensayos DPV .

Los resultados de la prueba DPV indican que la difusión de ferrocianuro a través de

la capa de MIP electrodepositada sobre el electrodo de grafito se ve reforzada por la

presencia de las vacancias generadas DB. Esto se corrobora con las imágenes AFM

y MEB después del baño, donde la rugosidad es indicativo de que cantidad de

proteína (BSA) que se electrodepositó en el momento que se recubre el EG, donde el

electrodo 2 y 3 de Ppy tienen mayor rugosidad, pero el electrodo 2, es el que

presentó mejor respuesta electroquímica esto puede estar relacionado, con el grosor

de la película formada sobre la superficie del electrodo (Tabla 12), para los

electrodos 1 y 3 de Ppy (Figura 76) se observa que la conductividad para cada uno

de estos electrodos decrece con el incremento de la concentración de BSA, esto está

asociado al rechazo de la proteína objetivo en las vacancias generadas después del

baño.

Para los electrodos de PEDOT los electrodos que tiene mejor respuesta

electroquímica son 1 y 3, siendo 3 el que mayor pico de corriente presenta, ya que

medida de que aumenta su concentración aumenta la corriente, lo cual indica mayor

flujo e interacción de electrones en las vacancias generadas en la matriz polimérica,

en estos electrodos se observa un comportamiento contrario a los de Ppy, debido a

que en estos electrodos en general su estructura morfológica y la forma de la matriz

polimérica juega un papel fundamental, en estos electrodos las imágenes MEB

después del baño se observan mayores poros (Figura 61) comparado con las

imágenes MEB de los electrodos de Ppy, lo cual explica su respectivo

comportamiento. Se concluye que en electrodos de Ppy no se generan tantas

vacancias como los electrodos de PEDOT. Lo cual indica que en el Ppy las vacancias

son ocupadas en gran parte por la BSA, lo cual puede generar rechazo en el

momento de censar la BSA presente en la solución PBS, a su vez esto disminuye la

conductividad de los electrodos.

Se desarrollaron dos tipos de sensores, una aplicación para dos posibles tipos de

sensores uno basado en Ppy donde a medida a que aumenta su concentración de

BSA la corriente en la pruebas de DPV disminuye y para un de PEDOT ocurre lo


contrario, donde en este caso los electrodos de PEDOT presenta mayor estabilidad y

sensibilidad en el momento de censar, lo cual lo hace un candidato idóneo para una

aplicación tecnológica como un sensor electroquímico utilizando un marcador redox.

Este sensor puede ser utilizado para el análisis de compuestos macromoleculares

compuestos de muchas secuencias de aminoácidos (ejemplo: proteínas). El rápido

crecimiento de la proteómica (estudio a gran escala de las proteínas, en particular su

estructura y función) requiere usos de sistemas para determinación de proteínas

simples así como su cuantificación, entre ellos las BSA, entre otras que son

importantes en el diagnóstico clínico. La determinación de la concentración de estas

proteínas en fluidos corporales ayuda a diagnosticar enfermedades en sus etapas

iniciales. Por lo cual los métodos de análisis con sensores de este tipo representan

una herramienta que ofrece grandes ventajas debido a su tamaño, economía,

respuesta rápida, precisión y sensibilidad.

5.2 Recomendaciones

Para trabajos futuros es importante perfeccionar la técnica de fabricación y

seleccionar una de las dos técnicas presentadas, hace falta conocer cómo afecta el

grosor de la película electrodepositada a la sensibilidad y estabilidad del electrodo,

este aspecto se podrían realizar en un futuro para emprender investigaciones

similares o fortalecer la investigación realizada.

Los electrodos deben someterse a un entrenamiento riguroso, ya que los tipos de

interferencia que se pueden encontrar en un sistema real puede ser bastante amplios

e interferir con otras especies que se encuentren en la solución fisiológica,

presentando diferenciales de corriente pico cercanos al de la BSA en las pruebas

DPV , y no realizarse una lectura adecuada de estos proporcionaria medidas de

concentración falsas.

La sensibilidad del método basado en DPV, puede optimizarse adicionalmente

mediante el uso de matrices poliméricas compuestas usando proteínas como la BSA

para generar vacancias en zonas específicas de la matriz, lo cual crea mayor afinidad


y sensibilidad eléctrica para poder censar analitos, como los que se encuentran en

medios biológicos. Trabajos similares en un futuro pueden estar dirigidos a la

fabricación de sistemas miniaturizados que combinen diagnósticos basados en

arreglos de sensores y suministro de fluidos, así como exploración de materiales

alternativos como sustratos de los sensores.

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