TRABAJO DE INVESTIGACIÓN COMO REQUISITO PREVIO A LA
OBTENCIÓN DEL GRADO ACADÉMICO DE ODONTÓLOGA
TUTOR: Dr. Guillermo Alberto Lanas Terán
AUTORA: Gabriela Ximena Marín Vega
QUITO - ECUADORJUNIO 2016
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
UNIDAD DE INVESTIGACIÓN, TITULACIÓN Y GRADUACIÓN
"EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO
Y DE SALVIA-ROMERO AL 100% COMO BACTERICIDA SOBRE EL
Streptococcus mutans. ESTUDIO MICROBIOLÓGICO IN VITRO"
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
ii
DEDICATORIA
En primer lugar a Dios.
A mi familia y de manera especial a mi Madre, por su amor, paciencia y su ayuda
incondicional, que fueron determinantes para poder culminar este trabajo.
A mi hijo, el motor de mi vida, por ser la fuerza que me impulsa para seguir adelante.
Gabriela Ximena Marín Vega
iii
AGRADECIMIENTO
Agradezco de manera especial al Dr. Guillermo Lanas por su dedicación y entusiasmo en la
dirección de esta tesis.
A la Universidad Central Del Ecuador, y a todo el grupo de docentes del pregrado, por todos
sus conocimientos impartidos a lo largo de la carrera.
A la Dra. Rachide Acosta, por su colaboración en el desarrollo del experimento in vitro.
Al Dr. Ricardo Álvarez, por su donación de cajas petri utilizadas en la elaboración del
presente trabajo de investigación.
Gabriela Ximena Marín Vega
iv
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, Gabriela Ximena Marín Vega, en calidad del autora del trabajo de investigación de tesis
realizada sobre “EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO Y
DE SALVIA-ROMERO AL 100% COMO BACTERICIDA SOBRE EL Streptococcus
mutans. ESTUDIO MICROBIOLÓGICO IN VITRO”por la presente autorizo a la
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me
pertenecen o de parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de
investigación.
Gabriela Ximena Marín Vega
C.C: 1711855005
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19 y
además pertinentes de la Ley de Prioridad Intelectual y su Reglamento.
Quito, Junio del 2016
v
Anexo 4
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR
En mi carácter de Tutor del trabajo de Grado, presentado por el señorita. Gabriela Ximena
Marín Vega, para optar el Título de Odontóloga, cuyo título es. “EFECTIVIDAD DEL
EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO Y DE SALVIA-ROMERO AL 100%
COMO BACTERICIDA SOBRE EL Streptococcus mutans. ESTUDIO MICROBIOLÓGICO
IN VITRO” Considero que dicho Trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser
sometido a la presentación pública y evaluación por parte del jurado examinador que se
designe.
En la ciudad de Quito a los diez y seis días del mes de Marzo del 2016.
Dr. Guillermo Alberto Lanas Terán
Tutor de tesis
vi
CERTIFICADO DEL TRIBUNAL
“EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO Y DE SALVIA-
ROMERO AL 100% COMO BACTERICIDA SOBRE EL Streptococcus mutans. ESTUDIO
MICROBIOLÓGICO IN VITRO”
Autora: Gabriela Ximena Marín Vega,
APROBACIÓN DEL JURADO EXAMINADOR
MIEMBRO DEL TRIBUNAL MIEMBRO DEL TRIBUNAL
El presente trabajo de investigación luego de cumplir con todos los requisitos normativos, en
nombre de la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, FACULTAD DE
ODONTOLOGIA se aprueba, por lo tanto el jurado detalla a continuación, autoriza a la
postulante la presentación a efecto de la sustentación pública.
Quito, Junio del 2016
Dr. ÁNGEL AVILÉS
PRESIDENTE DEL TRIBUNAL
Dra. KARINA FARFÁN Dr. IVÁN GARCÍA
vii
ÍNDICE
DEDICATORIA .......................................................................................................................................... ii
AGRADECIMIENTO ................................................................................................................................. iii
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL ...................................................................................... iv
INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR .................................................................................................. v
CERTIFICADO DEL TRIBUNAL .................................................................................................................. vi
ÍNDICE .................................................................................................................................................... vii
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................................................... x
ÍNDICE DE GRÁFICOS .............................................................................................................................. xi
ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................................................... xii
RESUMEN ............................................................................................................................................. xiv
ABSTRACT .............................................................................................................................................. xv
INTRODUCCIÓN ....................................................................................................................................... 1
CAPITULO I .............................................................................................................................................. 3
1.1 Planteamiento del problema ............................................................................................................ 3
OBJETIVOS ........................................................................................................................................... 4
1.3 Objetivos ........................................................................................................................................... 4
1.3.1 Objetivo general ............................................................................................................................. 4
1.3.2 Objetivo especifico ........................................................................................................................ 4
JUSTIFICACIÓN ................................................................................................................................... 5
1.4 Justificación ...................................................................................................................................... 5
1.5 Hipótesis ............................................................................................................................................ 5
CAPÍTULO II ......................................................................................................................................... 6
viii
MARCO TEÓRICO ................................................................................................................................ 6
2. Fitoterapia general .............................................................................................................................. 6
2.1 Concepto ....................................................................................................................................... 7
2.1.1 Características de la fitoterapia .................................................................................................. 8
2.2. SALVIA (Salvia officinalis) ............................................................................................................... 10
2.2.1 Nombre científico y taxonomía ................................................................................................ 10
2.2.2 Nombre vulgar ......................................................................................................................... 10
2.2.3 Órgano oficinal ......................................................................................................................... 10
2.2.4 Características de la planta ....................................................................................................... 10
2.2.5 Ecología .................................................................................................................................... 11
2.2.6 Uso tradicional ......................................................................................................................... 11
2.2.7 Descripción .............................................................................................................................. 11
2.2.8 Composición Química .............................................................................................................. 12
2.2.10 Actividad antimicrobiana ....................................................................................................... 13
2.2.11 Indicaciones ............................................................................................................................ 13
2.2.12 Efectos secundarios ................................................................................................................ 14
2.2.13 Contraindicaciones ................................................................................................................. 15
2.3 ROMERO (Rosmarinus officinalis) .................................................................................................. 15
2.3.1 Taxonomía ................................................................................................................................ 15
2.3.2 Descripción botánica ................................................................................................................ 15
2.3.3 Propiedades Medicinales .......................................................................................................... 16
2.3.4 Aplicaciones terapéuticas y farmacológicas ............................................................................. 16
2.3.5 Composición química ............................................................................................................... 17
2.3.6 Indicaciones .............................................................................................................................. 17
2.3.7 Contraindicaciones ................................................................................................................... 17
2.4 COCCI GRAM POSITIVOS ................................................................................................................. 18
ix
2.4.1 Streptococci .............................................................................................................................. 18
2.4.2 Grupo mutans (estreptococci mutans) ...................................................................................... 18
CAPÍTULO III ...................................................................................................................................... 21
3. Metodología ...................................................................................................................................... 21
3.1 Tipo y diseño de la investigación o diseño del estudio ............................................................. 21
3.2 Población y muestra .................................................................................................................. 23
3.2.1 Criterios de inclusión ................................................................................................................... 23
3.2.2 Criterios de exclusión ................................................................................................................... 23
3.3 Operacionalización de las variables .......................................................................................... 24
3.4 Materiales y métodos ..................................................................................................................... 25
3.4.3 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ....................................................................... 30
3.4.2 Técnicas para el procesamiento de datos y análisis de resultados .............................................. 31
CAPÍTULO IV ...................................................................................................................................... 44
4. ANÁLISIS ......................................................................................................................................... 44
4.1. RESULTADOS .............................................................................................................................. 44
4.2. DISCUSIÓN .................................................................................................................................. 55
CAPÍTULO V ....................................................................................................................................... 57
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................................................................ 57
5.1 CONCLUSIONES .......................................................................................................................... 57
5.2 RECOMENDACIONES ................................................................................................................. 58
5.3. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA ............................................................................................... 59
ANEXOS ................................................................................................................................................. 61
x
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Operacionalización de la Variables. ......................................................................................... 24
Tabla 2. Prueba de normalidad del romero, salvia, salvia-romero al 100% a las 24y 48 horas. ........ 44
Tabla 3. Prueba no paramétricas: Prueba de los rangos con signo de Wilcoxon de normalidad del
romero, salvia, salvia-romero al 100% a las 24y 48 horas. .................................................................... 46
Tabla 4. Prueba no paramétricas: romero 100% 48 horas vs romero 100% 24 horas ........................... 46
Tabla 5. Prueba no paramétricas: romero + salvia 100% 48 horas vs romero+ salvia 100% 24 horas . 48
Tabla 6. Prueba no paramétricas: salvia 100% 48 horas vs salvia 100% 24 horas ............................... 49
xi
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas. ................. 47
Gráfico 2. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas. ................. 48
Gráfico 3. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas. ................. 48
Gráfico 4. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas. ................. 49
Gráfico 5. Pruebas no paramétricas: Soluciones a las 24 horas. .............................................. 50
Gráfico 6. Comparación por parejas de soluciones a las 24 horas. ........................................... 51
Gráfico 5. Pruebas no paramétricas: Soluciones a las 48 horas. .............................................. 52
Gráfico 6. Comparación por parejas de soluciones a las 48 horas ........................................... 53
xii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Rosmarinus officinalis 26
Figura 2 Salvia officinalis 26
Figura 3. . Preparación de los tallos y hojas del Rosmarinus Officinalis 27
Figura 4. Pesaje de la preparación de Rosmarinus officinalis 27
Figura 5. Medición del agua destilada para la posterior obtención del extracto acuoso de Romeo 28
Figura 6. Colocación del agua destilada en los tallos y hojas pesados de Romero y Salvia 28
Figura 7. Materiales ( Portaobjetos, discos de papel filtro estériles, extractos de romero y salvia, agar
sangre de cordero, hisopos
estériles, cajas petri, pipeta, marcador, tubo de ensayo con la cepa de Streptococo mutans ) 31
Figura 8. Cepa de Streptococo mutans 31
Figura 9. Comparación de la cepa con solución en la escala de Mc Farland 32
Figura 10. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5% 32
Figura 11. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5%. 33
Figura 12. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5%. 33
Figura 13. Medición del extracto de romero con la pipeta 34
Figura 14. Colocación del extracto de romero en el tubo de ensayo 34
Figura 15. Colocación del extracto de salvia en el tubo de ensayo 35
Figura 16. Empapar los discos de papel filtro estériles con 20 um de extracto de salvia 35
Figura 17. Cajas petri con agar sangre de cordero al 5% sembradas con Streptococo mutans, listas para
la colocación de los
discos con el extracto de salvia. 36
Figura 18. Colocación de los discos con extracto de salvia en el agar sangre sembradas con 36
Figura 19. Colocación de los discos con extracto de salvia en el agar sangre sembradas con 37
Figura 20. Colocación de discos con salvia terminada. 37
Figura 21. Cajas petri con agar sangre de cordero, con los respectivos extractos de romero y salvia,
listas para ir a la incubadora
3
8
xiii
Figura 22. Incubación de las placas en una estufa a 35°C en condiciones de baja presión de
oxigeno durante 24 horas 38
Figura 23- Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de
romero al 100% 39
Figura 24. Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de romero
al 100% 40
Figura 25. Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia
al 100%. 41
Figura 26. Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia
al 100%. 42
Figura 27. Medición de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia
al 100% 43
xiv
Anexo 5
Tema: “EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO Y DE
SALVIA-ROMERO AL 100% COMO BACTERICIDA SOBRE EL Streptococcus mutans.
ESTUDIO MICROBIOLÓGICO IN VITRO”
Autora: Gabriela Ximena Marín Vega
Tutor: Dr. Guillermo Alberto Lanas Terán
Fecha: Junio, 2016
RESUMEN
El estudio fue llevado a cabo en el Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la
P.U.C.E, con el objeto de comprobar la eficacia de los extractos acuosos al 100% de Salvia
Officinalis, de Romero, y de Salvia-Romero en la inhibición del crecimiento del Streptococcus
mutans. Es un estudio transversal, comparativo, experimental, in vitro, se lo realizó con una
muestra de 15 cajas Petri con agar sangre de cordero 5%, 5 cajas Petri por extracto. Lo que
dio como resultado 60 muestras, Los resultados indicaron que el Efecto bactericida del
extracto acuoso de Romero al 100% sobre el Streptococcus mutans, no mostró un halo de
inhibición mayor de 6.15 mm a las 24 h y de 6.15mm a las 48 h. Los extractos acuosos de
Salvia con Romero al 100% sobre el Streptococcus mutans, mostraron un halo de inhibición
de 12.60 a las 24 horas y de 15.40 a las 48 horas, mientras que la acción bactericida del
extracto acuoso de Salvia (Salvia Officinalis) al 100%, sobre el Streptococcus mutans, mostró
un halo de inhibición de 12.45mm a las 24 horas y de 15.35mm a las 48 horas.
PALABRAS CLAVES: ROMERO 100%, SALVIA 100%, SPTREPTOCOCO MUTANS.
xv
Anexo 6
ABSTRACT
The study was conducted at the Laboratory of the Faculty of Chemical Sciences PUCE, in
order to verify the effectiveness of the aqueous extracts 100% of Sage officinalis, Rosemary,
and Sage-Rosemary in growth inhibition Streptococcus mutans. It is a transversal,
comparative, experimental study, in vitro, was made with a sample of 15 Petri dishes with
sheep blood agar 5%, 5 Petri dishes per extract. Which resulted in 60 samples, The results
indicated that the bactericidal effect of aqueous extract of rosemary 100% on Streptococcus
mutans, showed a halo of greater inhibition of 6.15 mm at 24 hours and 6.15mm at 48 hours.
Aqueous extracts of Sage-Rosemary 100% on Streptococcus mutans, showed an inhibition of
12.60mm at 24 hours and 15.40mm at 48 hours, while the bactericidal action of the aqueous
extract of Sage (Salvia Officinalis) 100 %, on Streptococcus mutans, showed an inhibition of
12.45mm at 24 hours and at 48 hours 15.35mm.
KEYWORDS: ROSMARINUS OFFICINALIS 100%, 100% SAGE, STREPTOCOCUS
MUTANS.
I CERTIFY that the above and foregoing is a true and correct translation of the original document in
Spanish.
_________________
Gabriela Ximena Marin Vega
ID: 1711855005
1
INTRODUCCIÓN
Las enfermedades de la boca más prevalentes como son la caries dental y la enfermedad
periodontal, son infecciosas y transmisibles, provocadas por múltiples factores, como
microorganismos específicos entre los cuales están el grupo Streptococcus mutans,
lactobacillus acidóphilus, S. sanguis, entre otros. Barrancos (2006). Por esta razón es
importante conocer las características bacteriostáticas o bactericidas de ciertas plantas
medicinales que podrían ayudar a controlar estas infecciones desde el punto de vista de una
Odontología Alternativa.
Dalirsani y otros (2011, citado en San Román, 2013), evaluaron “in vitro” los efectos
antibacterianos de diez extractos de plantas contra Streptococcus mutans. La efectividad
antimicrobiana se comparó con clorhexidina al 0.12 %. Los diámetros de cada disco se
compararon con los de clorhexidina, donde se observó que la inhibición alrededor de los
discos de extracto de romero fue 11.5 mm el que más se aproxima al de la clorhexidina que
fue de 14,6 mm.18.
Según Purca y otros (2013), el Rosmarinus officinalis (Romero) es una planta rica en
principios activos y con acción sobre casi todos los órganos del cuerpo humano. Al tener un
alto contenido en aceites esenciales, cuyos ingredientes activos son flavonoides, ácidos
fenólicos y principios amargos, genera una acción tónica y estimulante sobre el sistema
nervioso, circulatorio y corazón, además de ser colerético, antiespasmódico, diurético.
Según San Román- Moroni (2013), el extracto de Rosmarinus officinalis ha demostrado
actividad antibacteriana contra S. mutans, S. aureus, S. casei y en Streptococcus mitis,
Streptococcus sanguinis, Streptococcus mutans, Estreptococcus sobrinus y Lactobacillus casei.
En base a estos antecedentes, en el presente trabajo se realizó un estudio sobre dos
especies terapéuticas (Salvia officinalis y Rosmarinus officinalis) de uso frecuente en
2
la medicina natural, para ello vamos a aplicar conocimientos procedentes de Microbiología
Oral, Cariología, Botánica y Fitoterapia, con el fin de descubrir si las plantas mencionadas
ejercen una acción bacteriostática sobre el Streptococo mutans, microorganismo principal
causante de la caries dental.
Debido al alto costo de la salud bucal en el Ecuador, según el MSP (2014), nos vemos
obligados a buscar alternativas terapéuticas y preventivas naturales, al alcance de la población
e igualmente eficaces que los medicamentos que se hallan en el mercado nacional.
Por lo tanto el objetivo de nuestro estudio va ser comprobar la eficacia de los extractos
acuosos al 100% de Salvia Officinalis (Salvia), de Rosmarinus Officinalis (Romero) y de
Salvia con Romero en la inhibición del crecimiento del Streptococcus mutans, mediante
métodos de investigación in vitro.
3
CAPITULO I
1.1 Planteamiento del problema
El hombre ha hecho uso de los productos de la naturaleza desde tiempos remotos, no sólo
para satisfacer su hambre, sino también con el fin de sanar sus enfermedades, cicatrizar sus
heridas y elevar su estado de ánimo. Un 90% de los fármacos son de origen vegetal.
Según la literatura, ciertas plantas medicinales tienen propiedades curativas, tanto como
bacteriostáticas ante los microorganismos causantes de la enfermedad periodontal y caries
dental. La Medicina Natural ofrece alternativas de tratamiento para las enfermedades
dentales.
Los altos índices de caries y enfermedad periodontal frente a la falta de recursos
económicos de la sociedad, nos obliga a buscar métodos naturales alternativos de prevención
de estas enfermedades que posiblemente por la ausencia de programas de instrucción de
higiene bucal, son de gran importancia en la actualidad.
Es por estos antecedentes que en el presente trabajo investigativo se comprobará la
eficacia bacteriostática de los extractos de Salvia (Salvia Officinalis), Romero (Rosmarinus
Officinalis) y de Salvia con Romero, frente al Streptococcus mutans.
4
OBJETIVOS
1.3 Objetivos
1.3.1 Objetivo general
Comprobar la eficacia de los extractos acuosos al 100% de Salvia Officinalis (Salvia), de
Rosmarinus Officinalis (Romero) y de Salvia con Romero en la inhibición del crecimiento
del Streptococcus mutans, mediante métodos de investigación in vitro.
1.3.2 Objetivo especifico
Establecer la acción bactericida del extracto acuoso de Salvia (Salvia Officinalis)
al 100%, sobre el Streptococcus mutans.
Determinar el efecto bactericida del extracto acuoso de Romero (Rosmarinus
Officinalis) al 100% sobre el Streptococcus mutans.
Comprobar que la mezcla los extractos acuosos de Salvia y de Romero al 100%
ejerce mejor acción bactericida sobre el Streptococcus mutans.
5
JUSTIFICACIÓN
1.4 Justificación
Según Pizzorno y otros (2013) la medicina natural (integradora, holística,
homeopática o funcional), está influyendo en la medicina convencional y transformándola.
Algunas plantas medicinales tienen propiedades tanto curativas como bacteriostáticas, frente a
los microorganismos causantes de caries dental y enfermedad periodontal.
La placa bacteriana parece ser el factor determinante de la caries y la enfermedad
periodontal, justificando de esta manera, la utilización de medidas alternativas para su control.
1.5 Hipótesis
“La combinación del extracto acuoso de Salvia Officinalis (Salvia) con Rosmarinus
Officinalis (Romero) al 100% potencializa su acción bactericida sobre el Streptococcus
mutans que cuando se utiliza los extractos mencionados de manera individual.”
6
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2. Fitoterapia general
Desde tiempos inmemoriales el hombre ha tratado de mitigar sus dolencias y prolongar su
vida. Este hecho se ha observado desde que existen registros históricos, de civilización en
civilización, hasta nuestros días. Aun así, el hombre en pleno siglo XXI no ha podido evitar la
muerte limitándose a mitigar síntomas de enfermedades y evitar el desarrollo de otras. (
Avello & Cisternas, 2010)
En épocas en que el hombre sólo tenía a su disposición los recursos que el planeta le otorgaba,
buscó en éstos las herramientas para disminuir el dolor físico y evitar la muerte. Entre los
recursos más aprovechados por distintas culturas a través de la historia, se encuentran los
recursos minerales, animales y vegetales. Éstos constituyeron hasta mediados del siglo XX los
recursos terapéuticos por excelencia. ( Avello & Cisternas, 2010)
Dentro de los reinos de la naturaleza que contribuyen hasta hoy en disminuir síntomas y
prevenir enfermedades, destaca el reino vegetal. Las plantas, gracias a su maravilloso y
complejo metabolismo, constituyen un verdadero arsenal químico, del cual sólo se conoce con
éxito un tercio, considerando la variedad de especies existentes a nivel mundial y aquellas
inexploradas hasta hoy, sin considerar aquellas especies ya extintas. ( Avello & Cisternas,
2010)
Fue así como cada región del mundo desarrolló su forma de curar a partir de plantas
medicinales, que es única y característica, puesto que se utilizaban especies endémicas de las
regiones en cuestión. Con el tiempo estas terapias características locales pasaron a conformar
la llamada medicina tradicional y al ser preservada por los pueblos originarios fue llamada
medicina aborigen o autóctona, existiendo estos términos hasta nuestros días, al igual que las
recetas tradicionales o autóctonas que agrupan tanto usos, formas de preparación,
administración, dosis, entre otros parámetros farmacológicos modernos. (Bodeker &
Kronenberg , 2002)
7
Para celso, el padre de la Farmacología Química, médico y químico suizo en pleno
Renacimiento, fue el primero en señalar que las propiedades medicinales de las plantas radican
en sus principios activos aislables por técnicas alquímicas. Esta observación constituye la base
de la Farmacología Moderna. (Montes & Wilkomisrky , 1996)
Luego y gracias al desarrollo de la síntesis química hombres de ciencia lograron “copiar”
núcleos básicos de moléculas exitosas desde la naturaleza para mejorarlas haciéndolas más
selectivas y seguras. (Montes & Wilkomisrky , 1996)
Es así como nuestra realidad terapéutica hoy en día, está regida por la química sintética, pero
lo que pocos saben es que estas exitosas moléculas que curan no son sino copias mejoradas de
sustancias químicas que la naturaleza en forma espontánea creó. (Montes & Wilkomisrky ,
1996)
Hoy día y desde hace aproximadamente dos décadas se ha observado un especial interés por el
empleo de plantas medicinales en los países desarrollados del mundo occidental. Por ejemplo,
en los últimos años, la prevención del cáncer y enfermedades cardiovasculares se ha asociado
con la ingestión de frutas frescas, vegetales o infusiones ricas en antioxidantes naturales.
Existe una gran cantidad de estudios que sugieren que una mayor ingesta de dichos
compuestos se asocia con un menor riesgo de mortalidad por estas enfermedades que incluyen
además, la hipertensión arterial, la aterosclerosis y la diabetes mellitus. Estas patologías son
las principales causas de muerte en los países industrializados. (Argolo, Pletsch , , & Coelho)
2.1 Concepto
La fitoterapia es un neologismo empleado por Henri Leclerc, médico francés (1870-1955), en
los comienzos de siglo, desde entonces la palabra fitoterapia es utilizada para designar la
utilización de las plantas medicinales con fines terapéuticos, que serviría más tarde para
diferenciarla de la forma de curar actual; la medicina sintética o convencional. En 1980 ya
contaba con una definición más acabada: “terapia complementaria que utiliza plantas o partes
de ellas donde el empirismo de la medicina tradicional se transforma en fundamento
científico”, en otras palabras a la medicina tradicional o autóctona se la pone a prueba en
laboratorios siguiendo el método científico para validar o descartar el uso popular. De esta
8
forma organizaciones e instituciones mundiales se han ocupado de este aspecto y divulgan sus
resultados para asegurar el correcto uso, eficacia y seguridad de los recursos medicinales
vegetales. Aunque es reconocida por la Organización Mundial de la Salud (OMS), el problema
de cómo armonizar la fitoterapia con la llamada medicina convencional no ha sido resuelta del
todo (Salud, 2014).
La OMS reconoce la importancia de las plantas medicinales en el tratamiento y prevención de
múltiples enfermedades, como también la relevancia a nivel económico al ser una fuente de
descubrimiento de nuevas drogas que en algunos casos tiene un costo muy inferior a la síntesis
de nuevos fármacos. El regreso del interés científico sobre las plantas medicinales,
investigando su riqueza y variabilidad química, ha impulsado una revalorización de su empleo
en muchas partes del mundo, representando una forma complementaria de curar, en que el
empirismo de la terapia queda atrás en función de la evidencia científica, armonizando la
medicina tradicional con las terapias oficiales de cada país. (Bodeker & Kronenberg , 2002)
(Montes & Wilkomisrky , 1996)
2.1.1 Características de la fitoterapia
A diferencia de la medicina sintética o convencional, la fitoterapia utiliza matrices vegetales
complejas. Estas matrices las constituyen plantas enteras, partes de ellas (hojas, raíces, etc), y
también productos de éstas, resultados de tratamientos directos con algún disolvente o medio
que concentre los compuestos afines y facilite su administración, son los llamados extractos.
En cualquier caso en esta matriz compleja nos encontramos con un sin número de compuestos
de diferente naturaleza química, a esta mezcla se la llama fitocomplejo. (Hoffmann, 1992)
El fitocomplejo es la mezcla de sustancias activas y otras acompañantes que actúan en
conjunto para lograr un mismo fin terapéutico, que no sería el mismo si se administraran por
separado, o sea como monosustancias. (Muñoz, , Montes, , & Wilkomirsky, 1999)
Estas sustancias activas son llamadas técnicamente metabolitos secundarios y se refieren a las
sustancias que son el producto secundario de la fotosíntesis y que intervienen en procesos
9
vegetales como la defensa frente a patógenos, y protección a los rayos UV, entre otros.
(Vivanco, Cosio, Loyola-Vargas, & Flores , 2005)
La mezcla de metabolitos secundarios son únicos para cada especie, puesto que su biosíntesis
se rige principalmente por la genética vegetal, pero también influyen la fisiología, el estrés, la
procedencia geográfica y condiciones de recolección del vegetal, entre otros factores. (Trease
& Evans , 2006)
Los metabolitos secundarios corresponden a compuestos que dependiendo de la orden
genética pueden ser biosintetizados siguiendo diversas rutas metabólicas, así podemos
encontrar compuestos de la familia fenólica como los favonoides; terpénica como las
saponinas y aceites esenciales; alcaloidea (alcaloides varios como la cafeína); esteroidea como
los cardiotónicos y fitohormonas, y polímeros heterogéneos como las gomas y mucílagos.
(Bruneton , 2000)
A menudo se confunde la fitoterapia y el concepto de fitocomplejo con los fitofármacos que
por definición ya forman parte de la terapia convencional. Algunos metabolitos secundarios
por su alta actividad no necesitan de la acción sinérgica de los componentes del fitocomplejo
para ejercer una acción biológica potente y tienen un estrecho margen terapéutico, como los
alcaloides y cardiotónicos. En este caso se prefiere aislarlos, purificarlos y elaborar productos
destinados a tratar enfermedades crónicas y delicadas como la insuficiencia cardíaca y dolor
asociado a enfermedades terminales, con el fin de manejar exactamente su dosis y de esta
forma evitar intoxicaciones que son inherentes a la alta actividad de este tipo de compuestos,
son los fitofármacos. Por el contrario, compuestos de mediana o baja actividad también tienen
escasas posibilidades de ejercer toxicidad. En este grupo se encuentran los compuestos
fenólicos, polímeros heterogéneos y terpenos en general. Este es el terreno de la fitoterapia y
del fitocomplejo que, en su forma natural (planta medicinal) o procesada (extractos y
productos que los contengan), van a conformar lo que se denomina fitomedicamento. (WHO,
1991)
10
2.2. SALVIA (Salvia officinalis)
2.2.1 Nombre científico y taxonomía
Su nombre científico es Salvia officinalis y pertenece a la familia Labiadas.
2.2.2 Nombre vulgar
Su principal nombre vulgar es Salvia aunque también tiene otros nombres menos
frecuentemente usados como son Salima fina, Hierba sagrada, Salvia común, Salvia de
Castilla, Salvia de Granada, Salvia del Moncayo, Salvia fina, Salvia oficinal y Salvia real.
(González, 2009)
2.2.3 Órgano oficinal
El órgano oficinal, donde se encuentran sus componentes con finalidad terapéutica, es la hoja
desecada. (González, 2009)
2.2.4 Características de la planta
En cuanto a la morfología de la especia podemos decir que es una mata o arbustillo espeso,
vivaz, rústico de 30-90 cm de altura, y hasta 150, de tallo leñoso en la base, erecto, muy
ramificado (vuelo o anchura, unos 60 cm), hojas opuestas, lanceolado-elípticas, vellosas, las
inferiores pecioladas, las superiores sésiles, de color verde grisáceo por el haz y blanquecinas
por el envés, rugosas, con muchas nervaduras, especialmente notables en el envés, con bordes
finamente dentados. ( Cañigueral, 1998)
Sus flores son de color violeta o azul, a veces blancas o rosadas, bastante grandes, dispuestas
en verticilos que constituyen espigas terminales de 3-6 flores; sólo aparecen en los brotes de 2
11
años, su fruto está en tetraquenio, y su raíz es fusiforme, robusta y fibrosa. Es planta aromática
y melífera, muy escasa en estado silvestre y las plantas viejas forman matas muy densas.
( Cañigueral, 1998)
2.2.5 Ecología
La Salvia crece en pastos, céspedes, peñascos, acantilados, declives secos pedregales,
murallas, landas, monte bajo, llanuras, áridas laderas, collados de las montañas bien soleados,
ribazos entre panes, vecindad de casas de labor, montañas calizas de cierta elevación con
orientación Este y llanos abandonados.
Su clima óptimo es templado y templado-cálido, sin variaciones bruscas de temperatura. Pleno
sol, semi-sombra o sombra con exposición a mediodía. No tolera los terrenos empapados ni el
exceso de agua. Le perjudican inviernos muy rigurosos aunque es relativamente resistente a
las heladas (tolera hasta -5 grados centígrados). Además es una planta termófila y xerófila que
resiste bien a la sequía, pero se puede malograr el cultivo si aquella es prolongada. (Fernandez,
1996)
2.2.6 Uso tradicional
Antidiabética Tónico estimulante, aperitivo estomacal, astringente, antiséptico, reduce los
niveles de azúcar en la sangre. (Jiménez & Graniello, 2005, pág. 106)
.
2.2.7 Descripción
Hojas largamente pecioladas de 3-10 cm de longitud y hasta 3 cm de anchura, ovales,
oblongo-ovales o lanceoladas, densamente pelosas en ambas caras, con borde finalmente
festoneado, nerviación reticular bastante hundida por la cara superior y muy sobresaliente por
el envés. La base del limbo es simple o doblemente auriculada. La droga cortada para tisana
está constituida por pequeños fragmentos de hojas, frecuentemente aglomeradas entre sí al
entrelazarse los pelos, con una fina vellosidad en ambas caras y nerviación reticulada potente
12
en el envés. Presenta un olor especiado-aromático y un sabor amargo y astringente. (Jiménez
& Graniello, 2005, pág. 106)
2.2.8 Composición Química
La composición química del órgano oficial de la Salvia es la siguiente:
– Aceite esencial (1- 2.5 %). Los aceites esenciales principalmente se caracterizan por ser
líquidos oleosos de aroma agradable e intenso, por ser volátiles y extraíbles por arrastre de
vapor de agua, por ser insolubles en agua y por presentar un índice de refracción elevado. En
cuanto al contenido de dichos aceites en la hoja de salvia, no menos del 1.5 % según DAB
1996, ÖAB y Ph Helv. VII) compuesto por un 35-60% de tuyona (“alfa” y “beta” tuyona, en
proporciones variables según el origen geográfico y la época de recolección), un 20 % o más
de otros monoterpenos (sobre todo 1.8- cineol y alcanfor) y pequeñas cantidades de
sesquiterpenos (humuleno, cariofileno, viridifloral). (González, 2009)
– Taninos (3-7 %): Los taninos son sustancias de origen vegetal, no nitrogenadas, de
estructura polifenólica, solubles en agua, de sabor astringente y con propiedades curtientes, en
el caso de la Savia, los taninos son la luteolina, la apigenina, y la hispidulina. (González,
2009)
– otros componentes son: b – D- glucósidos de tuyol, mentol y timol, sustancias amargas de
tipo diterpenicos. (González, 2009)
2.2.9 Acción farmacológica
La hoja de Salvia posee acción antibacteriana y antifúngica, debida principalmente al aceite
esencial y acción antiviral a causa de los compuestos diterpénicos. Sus preparados tienen
acción antiinflamatoria a la cual contribuye el ácido rosmarínico. También posee acción
astringente, estimulante de las secreciones y antiperspirante (impide la transpiración o
13
vaporización que se efectúa constantemente a través de la piel). Esta última actividad ha sido
demostrada experimentalmente en animales y en estudios clínicos. (Vid & Velázquez, 2005)
2.2.10 Actividad antimicrobiana
El carnosol, compuesto diterpenoide que se encuentra en el extracto de salvia, redujo la
concentración mínima inhibitoria de aminoglucósidos en enterococo vancomicin-resistente, tb
se demostró una débil actividad antibacteriana directa, que actúa sinérgico con la gentamicina.
En este mismo sentido, el ácido oleanóico también demostró un efecto antibacteriano frente al
enterococo vancomicín-resistente. Esta misma propiedad fue determinada para el ácido
ursólico. Estas dos últimas sustancias mostraron también actividad antibacteriana frente al
Streptococcus pneumoniae y Staphylococcus aureus meticilin-resistente. Horiuchi y otros
(2007)
Aunque los resultados de diversos estudios, como los referidos, no se traducen en una
aplicación clínica inmediata, ha sido posible identificar otras propiedades antibacterianas frete
a Klebsiella, Enterobacter, Escherichia coli, Salmonella typhi, S.enteritidis, Shigella sonei,
Proteus mirabilis y Morganella morganii.
2.2.11 Indicaciones
Según ESCOP y la comisión E del Ministerio de Sanidad alemán, los preparados de hoja de
Salvia se emplean principalmente por vía externa en inflamaciones e infecciones de las
mucosas bucofaríngeas (gingivitis, estomatitis, faringitis). (Rdf, 2005)
Principalmente en estos casos se utilizan gargarismos como forma de tratamiento, y por vía
interna en el tratamiento de trastornos dispépticos, flatulencias, inflamaciones de las mucosas
intestinales y diarreas, utilizándose en dichas circunstancias infusión administrada por vía oral.
Se emplea como anhidrótico, en la sudoración nocturna excesiva de los pacientes tuberculosos
y también contra la hipersudoración de naturaleza psicosomática. (Rdf, 2005)
14
Dicha acción anhidrótica ha sido demostrada experimentalmente en animales y en estudios
clínicos (bloqueando rápidamente la sudoración inducida por pilocarpina). Además, al actuar
inhibiendo la sudoración, puede resultar útil para combatir el mal olor corporal. Otra de sus
aplicaciones o empleos es como emenagogo, rebajando ligeramente los dolores de la
menstruación y facilitando el vaciado, evitando así de esta forma los problemas colaterales que
origina como dolores de cabeza, estomago, retención de líquidos e irritabilidad general. (Rdf,
2005)
Otros empleos menos frecuentes son como hipoglucemiante, relajante muscular (en dolores
producidos por estiramientos o esfuerzos demasiado grandes sin preparación previa, también
resulta muy útil para combatir el insomnio, ya que, cuando nos relajamos podemos conciliar
mejor el sueño), medidas medicinales para aumentar la fertilidad (dicha especie por su riqueza
en zinc influye en la producción de testosterona) y para combatir el Alzheimer (la Salvia
ayuda a la conservación de la acetilcolina, uno de los principales neurotransmisores, por lo que
las infusiones de esta planta podrían ayudar al mejor funcionamiento de la mente en los
enfermos de Alzheimer. (Botanical-online)
En medicina popular, la hoja de Salvia se utiliza también para facilitar el destete, debido a su
acción inhibidora de la secreción láctea. Sin embargo, en los países mediterráneos, la hoja de
Salvia se emplea fundamentalmente como vulnerario11, curando las llagas y heridas.
(Botanical-online)
2.2.12 Efectos secundarios
Los efectos secundarios pueden aparecer en caso de sobredosis (más de 15 g de hoja de Salvia
por dosis) o de uso prolongado. La tuyona, componente tóxico del aceite esencial, produce
síntomas como taquicardia, sensación de calor, calambres y sensación de vértigo y
convulsiones de tipo epiléptico. (Espiritugaia)
15
2.2.13 Contraindicaciones
El aceite esencial puro y los extractos alcohólicos no deberían utilizarse durante embarazo y la
lactancia debido a la presencia de tuyona, lógicamente debido a que una de las acciones
principales de la Salvia es la inhibición de la secreción láctica. (Espiritugaia)
2.3 ROMERO (Rosmarinus officinalis)
2.3.1 Taxonomía
Nombre científico: Rosmarinus officinalis.
Reino: PLANTAE
División: MAGNOLIOPHYTA
Clase: MAGNOLIOPSIDA
Orden: LAMIALES
Familia: LAMIACEAE
Género: Rosmarinus
Especie: Rosmarinus officinalis
2.3.2 Descripción botánica
El romero es un arbusto aromático, leñoso, de hojas perennes, muy ramificado y
ocasionalmente achaparrado y que puede llegar a medir 2 metros de altura. Los tallos jóvenes
están cubiertos de borra que desaparece al crecer- y tallos añosos de color rojizo y con la
corteza resquebrajada. (Labiatae, 2015)
Las hojas, pequeñas y muy abundantes, presentan forma lineal. Son opuestas, sésiles, enteras,
con los bordes hacia abajo y de un color verde oscuro, mientras que por el envés presentan un
color blanquecino y están cubiertas de vellosidad. En la zona de unión de la hoja con el tallo
nacen los ramilletes floríferos. (Labiatae, 2015)
16
Las flores son de unos 5 mm de largo. Tienen la corola bilabiada de una sola pieza. El color es
azul violeta pálido, rosa o blanco, con cáliz verde o algo rojizo, también bilabiado y
acampanado. Son flores axilares, muy aromáticas y melíferas; se localizan en la cima de las
ramas, tienen dos estambres encorvados soldados a la corola y con un pequeño diente.
(Labiatae, 2015)
El fruto, encerrado en el fondo del cáliz, está formado por cuatro núculas de 1,5-3 por 1-2 mm,
ovoides, aplanadas, color castaño claro con una mancha clara en la zona de inserción.
(Labiatae, 2015)
2.3.3 Propiedades Medicinales
Estimulante general, tónico cardíaco, antiséptico pulmonar, antirreumático, cicatrizante,
diurético y sudorífico. (Jiménez & Graniello, 2005)
2.3.4 Aplicaciones terapéuticas y farmacológicas
Del romero se utilizan sobre todo las hojas y a veces, las flores. Es una planta rica en
principios activos. ( Barbut , Josephson , & Maurer, 1985)
(Inatani, Nakatani, & Fuwa , 1983)
(
Nakatani, 2000)
Con el aceite esencial que se extrae directamente de las hojas, se prepara alcohol de
romero, que se utiliza para prevenir las úlceras. También se emplea para tratar dolores
reumáticos y lumbalgias.
También en forma de té. El sabor no es muy agradable al paladar por ser una hierba
amarga.
Se utiliza en fricciones como estimulante del cuero cabelludo (alopecia).
La infusión de hojas de romero alivia la tos y es buena para el hígado y para atajar los
espasmos intestinales. Debe tomarse antes o después de las comidas.
El humo de romero sirve como tratamiento para el asma.
El alcanfor de romero tiene efecto hipertensor (sube la tensión) y tonifica la circulación
sanguínea.
Por sus propiedades antisépticas, se puede aplicar por decocción sobre llagas y heridas
como cicatrizante.
17
También posee una ligera cualidad. (Font Quer, 1980)
Además es una excelente planta de interior debido al agradable aroma que desprende.
El romero como remedio casero: el té, el vino, el baño y el alcohol se utilizan para trastornos
de órganos nobles como el riñón, el corazón, los intestinos etc., reuma, lesiones musculares, el
estrés y la ansiedad.
2.3.5 Composición química
La Composición química (1,5- 2,5%); pineno, canfeno, borneol, alcanfor, limoneno. Ácidos
fenólicos: caféico, clorogénico, rosmarinico. Flavonoides derivados del luteolol, y Principios
amargos diterpénicos: carnosol (picrosalvina) rosmanol, rosmadial. Ácidos triterpénicos:
ursólico; alcoholes triterpénicos (alfa y beta-amirina, betulósico), vitamina C. (Espiritugaia)
2.3.6 Indicaciones
Cura desde el reumatismo hasta la caída del cabello. La infusión es recetada para curar la
influenza, los resfriados, la fiebre provocada por los cambios bruscos en la temperatura y las
depresiones prolongadas. La tintura reduce cálculos renales y cálculos en la vesícula,
También cura la debilidad y la anemia. El enjuague diario con agua de romero promueve el
crecimiento del cabello. (Jiménez & Graniello, 2005)
2.3.7 Contraindicaciones
Evitar durante el embarazo. En grandes dosis es tóxico. (Espiritugaia)
Si lo usamos a menudo, aumenta la presión sanguínea, por lo que no es aconsejable
para personas hipertensa (Espiritugaia)
En casos de epilepsia (Espiritugaia)
No es aconsejable tomarlo en la noche, pues sus propiedades estimulantes pueden
dificultar el sueño. (Espiritugaia)
18
2.4 COCCI GRAM POSITIVOS
2.4.1 Streptococci
Los streptococci han sido aislados de todos los sitios en la boca y abarcan una gran proporción
de la microflora oral cultivable residente. La mayoría es alfa-hemolítico (hemolisis parcial) en
agar sangre y las investigaciones previas los agruparon juntos, llamándolos streptococci
viridans. Sin embargo, la hemolisis no es una propiedad confiable en la distinción de estos
streptococci, y muchas especies orales contienen cepas que muestran tres tipos de hemolisis
(alfa, beta y gamma). Estos streprococci del grupo del «viridans» actualmente se concentran
en cuatro grupos. (Philip & Michael, pág. 30)
2.4.2 Grupo mutans (estreptococci mutans)
Hay gran interés en los streptococci mutans debido a su papel en la etiología de la caries
dental. El S. mutans fue aislado originalmente de los dientes humanos cariados por Clarke en
1924 y, poco tiempo después, fue recuperado de un caso de endocarditis infecciosa
(crecimiento de bacterias en las válvulas de corazón dañadas). Poca atención fue prestada a
esta especie hasta los años 60, cuando fue demostrado que la caries podría ser
experimentalmente inducida y transmitida en animales infectados artificialmente con cepas
que se asemejaban al S. mutans. (Philip & Michael, pág. 30)
El nombre de esta especie deriva del hecho de que las células pueden perder su morfología
coccal y aparecer a menudo como bastones cortos como cocobacilos. Se han reconocido nueve
serotipos (a-h, y k), basados en la especificidad serológica de los antígenos del carbohidrato
situados en la pared celular, aunque algunos serotipos se encuentren solamente en animales. El
trabajo subsecuente mostró que suficientes diferencias existieron entre los grupos de estos
serotipos para merecer su subdivisión en siete especies distintas; estas especies se describen
colectivamente como streptococci mutans. (Philip & Michael, págs. 30 , 31)
19
Los streptococci mutans se recuperan casi exclusivamente de superficies duras, y superficies
no diseminadoras en la boca, como dientes o prótesis, y pueden actuar como patógenos
oportunistas, siendo aislados de casos de endocarditis contagiosa (biofilms que crecen en las
válvulas dañadas del corazón). Los streptococci mutans son regularmente aislados de la placa
dental en los sitios cariados, pero su prevalencia es baja en esmalte sano. El epíteto específico,
S. mutans, ahora se limita a los aislados en humanos que pertenecen previamente a lo serotipos
c, e, f y k. Ésta es la especie más comúnmente aislada de streptococci mutans, y
epidemiológicamente los estudios han implicado el S. mutans como el patógeno primario en la
etiología de la caries de esmalte en los niños y los adultos jóvenes, caries radicular en el
anciano y en la caries de la enfermera (o biberón) en los niños. (Philip & Michael, pág. 31)
La siguiente especie más comúnmente aislada del grupo de los streptococci mutans es el S.
sobrinus (serotipos d y g), que también ha sido asociado a la caries dental humana. Menos se
sabe sobre papel del S. sobrinus en la enfermedad porque algunos estudios no intentan
distinguir entre estas especie, mientras que algunos medios selectivos comúnmente usados
para el aislamiento de los streptococci mutans contienen la bacitracina que puede ser
inhibitoria a crecimiento del S. sobrinus y del S. criceli (antes S. cricerus) (serotipo a). El S.
cricetí es recolectado sólo raramente de seres humanos. a1gunas personas abrigan más de una
especie de streptococci mutans en su boca. . (Philip & Michael, pág. 31)
La estructura antigénica de los streptococci mutans ha sido estudiada en detalle para establecer
los esquemas serológicos y durante el desarrollo de una vacuna anticipada de la caries. Los
streptococci mutans poseen pared celular, antígenos del carbohidrato, ácido lipoteicoico, las
lipoproteínas y la pared celular o las proteínas asociadas a la pared de la célula. El antígeno
I/II (también llamado antígeno B, SpaP o Pac) ha generado considerable interés debido a Su
inclusión en una posible vacuna de la subunidad; una proteína similar es designada SpaA en el
S. sobrinus. El antígeno I/II puede ser involucrado en la adherencia inicial del S. mutans a la
superficie del diente por interacción con los componentes de la película salival. . (Philip &
Michael, págs. 31,32)
20
Los streptococci mutans producen los polisacáridos extracelulares solubles y polisacáridos
insolubles extracelulares (glucano, mutan y fructano) de la sucrosa que son asociados a la
maduración de la placa y cariogenicidad. Los glucanos y los fructanos son producidos por la
glucosil y fructosiltransferasas, respectivamente. El mutan es un glucano muy insoluble que es
producido solamente por los streptococci mutans, mientras que el fructano es inusual que
tenga una estructura parecida a la inulina. Estos polímeros contribuyen a la morfología
colonial característica de los streptococci mutans al crecer en las placas que contienen agar
sucrosa. . (Philip & Michael, pág. 32)
Los streptococci mutans pueden también sintetizar los polisacáridos intracelulares cuando hay
exceso de azúcar, y éstos pueden actuar como reservas del carbohidrato, y se convierten en
ácido durante los períodos en que los carbohidratos dietéticos no están disponibles. Los
streptococci mutans pueden también sintetizar los azúcares dietéticos muy eficientemente, y
los convierten rápidamente en los productos ácidos de la fermentación (principalmente
lactato); perceptiblemente, pueden también crecer y sobrevivir bajo condiciones ácidas
generadas por ellos por la inducción de respuestas moleculares específicas al stress. (Philip &
Michael, pág. 32)
Los streptococti mutans pueden comunicarse con otros streptococci mutans por la liberación
de las moléculas de señalización difusibles que pueden inducir la capacidad genética (una
capacidad de tomar el ONA extracelular) y la tolerancia ácida en las células vecinas. (Philip &
Michael, pág. 32)
21
CAPÍTULO III
3. Metodología
3.1 Tipo y diseño de la investigación o diseño del estudio
Transversal: El presente estudio se realizó durante un periodo de tiempo determinado:
Julio 2015-Marzo 2016
Comparativo: Se evaluó la diferencia significativa entre los extractos de Salvia y
Romero utilizados para el control de S. mutans.
Experimental: Las variables fueron sometidas a una manipulación en condiciones
controladas.
In vitro: Debido a que la técnica para el experimento se realizó en un ambiente
controlado fuera de un organismo vivo.
CALCULO DE LA MUESTRA
n = 2 1,960 1,645 0,5625
0,72
n = 14,621
n = 20,2
en cada
grupo
0,72
n = tamaño de la muestra
22
Z: VALORES CORRESPONDIENTES AL RIESGO DESEADO
S2 : VARIANZA DE LA VARIABLE CUANTITATIVA (GRUPO DE CONTROL
OBSERVADO)
•La variabilidad (desviación típica) presente en cada grupo, o al menos una estimación de ella.
Para ello nos ayudaremos de publicaciones anteriores, o de muestras piloto.
s = 0,75 MILIMETROS
d: VALOR MINIMO DE LA DIFERENCIA QUE SE DESEA DETECTAR (DATOS
CUANTITATIVOS)
d = 0,85 MILIMETROS
•La diferencia (mínima) que creemos que existe entre ambos grupos, y que nos gustaría
ser capaces de detectar con nuestro estudio.
Z
test unilateral
test bilateral
0,200 0,842 1,282 0,150 1,036 1,440 0,100 1,282 1,645 0,050 1,645 1,960 dos colas
0,025 1,960 2,240 0,010 2,326 2,576
La potencia de una prueba estadística o el poder estadístico es la probabilidad de
que la hipótesis nula sea rechazada cuando la hipótesis alternativa es verdadera
(es decir, la probabilidad de no cometer un error del tipo II
23
Potencia
Z 0,010 0,990 2,326
0,050 0,950 1,645 potencia 5%
0,100 0,900 1,282 0,150 0,850 1,036 0,200 0,800 0,842 0,250 0,750 0,674 0,300 0,700 0,524 0,350 0,650 0,385 0,400 0,600 0,253 0,450 0,550 0,126 0,500 0,500 0,000
3.2 Población y muestra
El efecto bactericida de los extractos en estudio, se evaluó a partir de una unidad de sedimento
liofilizado de Streptococcus mutans con referencia ATCC 25175, en 15 unidades
experimentales (cajas Petri con Agar Sangre 5% sangre humana) donadas por el Dr. Ricardo
Álvarez, Rector del Instituto Superior “Libertad”, de las cuales se dividieron 5 para cada
extracto. Obteniendo así 20 muestras por extracto acuoso de Romero, 20 muestras por
extracto acuoso de Salvia y 20 muestras por extracto acuoso de Salvia-Romero. Lo que dio
como resultado 60 muestras para la elaboración de nuestro estudio.
3.2.1 Criterios de inclusión
Cepas puras de Streptococcus mutans
Extracto acuoso de Salvia officinalis al 100%
Extracto acuoso de Rosmarinus officinalis al 100%
Extracto acuoso de Salvia-Romero al 100%
3.2.2 Criterios de exclusión
Cepas de Streptococcus que no pertenezcan al grupo viridans. Z
24
Extractos de Romero y Salvia que no correspondan al 100%
Extracto Etanólico
Extracto oleoso
Tinturas
Decocciones
3.3 Operacionalización de las variables
Tabla 1. Operacionalización de la Variables.
VARIABLES
CONCEPTUALIZACIÓN
INDICADORES
ESCALA
CATEGORÍA
Independientes:
Extracto acuoso de
Romero
(Rosmarinus
officinalis), de
Salvia (Salvia
officinalis) y de
Salvia-Romero.
Soluciones concentradas al
100%
A las 24 Horas
A las 48 Horas
Cualitativa
nominal
mm
Dependientes:
Streptococcus
mutans
Capacidad inhibitoria del
crecimiento de
Streptococcus mutans por
acción de las sustancias en
estudio, mediante cultivos in
vitro.
Diámetro del halo
de inhibición
Cuantitativa
razón
mm
25
3.4 Materiales y métodos
3.4.1 Materiales para la obtención de los extractos.
Hojas, flores y talluelos de romero y salvia
Balanza
Vaso de precipitado
Agua destilada
Licuadora Oster
Papel filtro N.- 1
Refrigeradora
3.4.1.1 Método para la obtención de los extractos acuosos de Salvia y Romero
Para preparar los extractos acuosos, se tomaron 50 g de hojas verdes, flores y talluelos
descontaminados de las plantas mencionadas, se cortaron en trozos de 0,5 cm y se depositaron
en un vaso de precipitado, luego se mezclarán con 200 ml de agua destilada y se dejaron
remojar por 24 h. Al transcurrir el lapso, se trituraron en una licuadora de casa, durante 30 seg
y la solución se filtró dos veces a través de papel de filtro Nº 1. La solución obtenida se
consideró como estándar (100%).
El proceso comprende las etapas de:
a) Descontaminación de la planta
b) Trituración de la planta
c) Tratamiento de la planta triturada con una radiación.
d) Suspensión de la mezcla obtenida en la etapa en agua destilada
e) Maceración de la suspensión obtenida en la etapa d).
f) Filtración y separación del líquido resultante.
26
Figura 1. Rosmarinus Officinalis
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Figura 2 Salvia Officinalis
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
27
Figura 3. Preparación de los tallos del Rosmarinus Officinalis
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 4. Pesaje de la preparación de Rosmarinus officinalis
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
28
Figura 5. Medición del agua destilada para la posterior obtención del extracto acuoso de Romeo Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Figura 6. Colocación del agua destilada en los tallos y hojas pesados de Romero y Salvia
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega..
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
29
3.4.2 Materiales y equipos para la preparación del experimento in vitro
Materiales
Medios de cultivo enriquecidos con Agar Sangre de cordero 5%
Discos de papel filtro estériles
Cepa de Streptococcus mutans con referencia ATCC 25175,
Extracto acuoso de Salvia y Romero
Placas Petri
Pipetas
Mechero
Estufa (incubadora)
Guantes
Probetas
Refrigeradora
Hisopos
3.4.2.1 Método para la elaboración del experimento in vitro
Para la activación de la Cepa de Streptococcus mutans con referencia ATCC 25175,
que fue adquirida de manera comercial, en estado liofilizado, se colocó 1 ml de caldo
nutritivo, TSB (Tryptip Soy Broth). La suspensión fue pipeteada en 4mL de caldo TSB para
luego ser inoculada en cajas de agar sangre de cordero 5%, se realizó un hisopado, con la
técnica de agotamiento por estrías, además de la técnica de sembrado por extensión con ayuda
de un asa bacteriológica para poder aislar las colonias. Las condiciones de incubación fueron
temperatura de 35°C y atmósfera de 5% de CO2 durante 24 y 48 horas.
Cuando se observó el crecimiento en colonias puras, el microorganismo se diluyó hasta
que su turbidez fue comparada visualmente con una suspensión preparada previamente de
sulfato de bario que corresponde al estándar 0.5 de la escala de McFarland.
30
Se inoculó la solución con hisopos estériles en cajas de agar sangre humana al 5%,
siguiendo la técnica de inoculación del hisopado en superficie completa, para que exista un
crecimiento uniforme del microorganismo y se pueda establecer el efecto de las sustancias
bactericidas. Se colocaron cuatro discos de papel filtro estériles de ¼ de pulgada en cada caja
Petri, cada uno de ellos impregnados con 20 µl (microlitros) de extracto acuoso de romero al
100%, así como de extracto acuoso de Salvia al 100%, y por último de la combinación de
ambos extractos al 100%.
Luego se incubaron las placas en una estufa a 35°C en condiciones de baja presión de
oxigeno durante 24 horas, después de las cuales se anotaron los resultados, luego de las 48
horas siguientes, se sucedió a tomar nota de los resultados obtenidos de las 60 muestras.
3.4.3 Técnicas e instrumentos de recolección de datos
Se midió el diámetro de los halos de inhibición en cada caja petri con un calibrador
debidamente milimetrado en la base de la placa, a las 24 horas y posteriormente a las 48 horas,
se registraron los datos en una ficha de recolección de Excel. Anexo 1
Según Malbrán (2001), Las categorías de interpretación son:
Susceptible: cuando presenta una gran área de inhibición
Intermedio: si presenta un halo de inhibición más reducido
Resistente: si no presenta halo de inhibición
31
Figura 7. Materiales ( Portaobjetos, discos de papel filtro estériles, extractos de romero y salvia, agar sangre de cordero, hisopos
estériles, cajas petri, pipeta, marcador, tubo de ensayo con la cepa de Streptococo mutans ) Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Figura 8. Cepa de Streptococo mutans
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega. Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del
Ecuador.
32
Figura9. Comparación de la cepa con solución en la escala de Mc Farland
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 10. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5%
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
33
Figura11.. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5%.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Figura 12. Siembra del Streptococo mutans en agar sangre de cordero al 5%.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega..
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
34
Figura13. Medición del extracto de romero con la pipeta
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 14. Colocación del extracto de romero en el tubo de ensayo
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
35
Figura 15. Colocación del extracto de salvia en el tubo de ensayo
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 16. Empapar los discos de papel filtro estériles con 20 um de extracto de salvia
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
36
Figura 17. Cajas petri con agar sangre de cordero al 5% sembradas con Streptococo mutans, listas para la colocación de los
discos con el extracto de salvia.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 18. Colocación de los discos con extracto de salvia en el agar sangre sembradas con
Streptococo mutans.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
37
Figura 19. Colocación de los discos con extracto de salvia en el agar sangre sembradas con
Streptococo mutans.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Figura 20. Colocación de discos con salvia terminada.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
38
Figura 21. Cajas petri con agar sangre de cordero, con los respectivos extractos de romero y salvia,
listas para ir a la incubadora
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Figura 22. Incubación de las placas en una estufa a 35°C en condiciones de baja presión de
oxigeno durante 24 horas
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
39
Figura 23- Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de romero al 100%
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
40
Figura24. Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de romero al 100%
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
41
Figura 25- Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia al 100%.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
42
Figura 26. Resultados de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia al 100%.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
43
Figura 27. Medición de los halos de inhibición en las cajas Petri donde se utilizó el extracto de salvia al 100%
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
44
3.4.2 Técnicas para el procesamiento de datos y análisis de resultados
Se utilizó la prueba de de Kolmogorov - Smirnov o con la prueba de Shapiro - Wilk (menor a 20
datos) para el experimento. Los datos fueron procesados en un laptop, utilizando Microsoft Excel
2010 y el programa estadístico SPSS 2.1.
3.4 Aspectos éticos
Por la manera de obtención de la muestra biológica y al ser un estudio in vitro, el
presente proyecto fue sometido al comité de ética de la Facultad de Odontología de la
Universidad Central del Ecuador, siendo aprobado por el Dr. Juan Viteri el día 25 de
noviembre del 2015.
CAPÍTULO IV
4. ANÁLISIS
4.1. RESULTADOS
ESTADÍSTICA NO PARAMÉTRICA: Son procedimientos estadísticos para pruebas de
hipótesis que no requieren de la suposición de la normalidad de la población de la cual fue
extraída la muestra y se pueden aplicar a datos de tipo cuantitativo y cualitativo.
Inicialmente se verifica que las muestras tomadas provienen de una población con distribución
Normal, esto se realiza con las pruebas de Kolmogorov - Smirnov o con la prueba de Shapiro
- Wilk (menor a 20 datos), luego vamos a probar:
Ho (Hipótesis inicial): La muestra proviene de una población con distribución Normal
Ha (Hipótesis alterna): La muestra NO proviene de una población con distribución Normal
Tabla 2. Prueba de normalidad del romero, salvia, salvia-romero al 100% a las 24y 48 horas.
.
45
Pruebas de normalidad
Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk
Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.
ROMERO 100% 24 Horas 0,509 20 0,000 0,433 20 0,000
ROMERO 100% 48 Horas 0,509 20 0,000 0,433 20 0,000
ROMERO SALVIA 100% 24
Horas
0,268 20 0,001 0,858 20 0,007
ROMERO SALVIA 100% 48
Horas
0,287 20 0,000 0,881 20 0,018
SALVIA 100% 24 Horas 0,284 20 0,000 0,773 20 0,000
SALVIA 100% 48 Horas 0,225 20 0,009 0,860 20 0,008
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
De la prueba de Normalidad de Shapiro-Wilk los valores Sig. (Nivel de significación) son
inferiores a 0,05 (95% de confiabilidad), luego rechazamos Ho, esto es la muestra de las
soluciones NO provienen de una población con distribución Normal, luego para el análisis se
debe realizar pruebas NO PARAMÉTRICAS
Pruebas no paramétricas: Prueba de los rangos con signo de Wilcoxon
Ho: (hipótesis nula) Las muestras proceden de poblaciones con la misma distribución de
probabilidad (Medias similares)
Ha: (hipótesis alternativa) Existen diferencias respecto a la tendencia central de las
poblaciones.
46
Rangos
N Rango promedio Suma de rangos
ROMERO 100% 48 Horas
ROMERO 100% 24 Horas
Rangos negativos 0 0,00 0,00
Rangos positivos 0 0,00 0,00
Empates 20
Total 20
ROMERO SALVIA 100% 48
Horas
ROMERO SALVIA 100% 24
Horas
Rangos negativos 0 0,00 0,00
Rangos positivos 20 10,50 210,00
Empates 0
Total 20
SALVIA 100% 48 Horas
SALVIA 100% 24 Horas
Rangos negativos 0 0,00 0,00
Rangos positivos 20 10,50 210,00
Empates 0
Total 20
Tabla 3. Prueba no paramétricas: Prueba de los rangos con signo de Wilcoxon de normalidad del romero, salvia, salvia-romero al 100% a
las 24y 48 horas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega.
Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Estadísticos de contraste
ROMERO 100% 48
Horas - ROMERO
100 24 Horas
ROMERO SALVIA
100% 48 Horas -
ROMERO SALVIA
24 Horas
SALVIA 100 %48
Horas - SALVIA 100
24 Horas
Z 0,000 -3,981 -3,994
Sig. asintót. (bilateral) 1,000 0,000 0,000
Tabla 4. Prueba no paramétricas: romero 100% 48 horas vs romero 100% 24 horas
47
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega. Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Gráfico 1. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
De la Prueba de Wilcoxon de los rangos con signos, Sig. asintótica = 1,000 es mayor a 0,05
(95% de confiabilidad), luego NO existen diferencias respecto a la tendencia central de las
poblaciones, las medidas centrales son similares.
48
Tabla 5. Prueba no paramétricas: romero + salvia 100% 48 horas vs romero+ salvia 100% 24 horas
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Gráfico 2. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas.
Gráfico 3. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega. Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
De la Prueba de Wilcoxon de los rangos con signos, Sig. asintótica = 0,000 es menor a 0,05
(95% de confiabilidad), luego SI existen diferencias respecto a la tendencia central de las
49
poblaciones, las medidas centrales no son similares, a las 48 horas los halos son mayores para
el ROMERO + SALVIA
Tabla 6. Prueba no paramétricas: salvia 100% 48 horas vs salvia 100% 24 horas
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega. Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
Gráfico 4. Prueba de Wilcoxon de los rangos con signo de muestras relacionadas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
De la Prueba de Wilcoxon de los rangos con signos, Sig. asintótica = 0,000 es menor a 0,05
(95% de confiabilidad), luego SI existen diferencias respecto a la tendencia central de las
poblaciones, las medidas centrales no son similares, a las 48 horas los halos son mayores para
la Salvia al 100%
50
Prueba de Kruskal-Wallis: Tres o más muestras
Gráfico 5. Pruebas no paramétricas: Soluciones a las 24 horas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
De la Prueba de Kruskal-Wallis Sig. asintót. = 0,000 es menor a 0,05 (95% de confiabilidad),
luego existen diferencias respecto a la tendencia central de las poblaciones. No todas las
medias de las muestras son similares, se realiza la prueba dos a dos para verificar cuales son
distintas:
Comparando dos a dos se tiene que a las 24 horas el Romero al 100% tienen valores inferiores
con relación a las otras dos soluciones.
51
Gráfico 6. Comparación por parejas de soluciones a las 24 horas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega. Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
52
Gráfico 7. Pruebas no paramétricas: Soluciones a las 48 horas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
De la Prueba de Kruskal-Wallis Sig. asintót. = 0,000 es menor a 0,05 (95% de confiabilidad),
luego existen diferencias respecto a la tendencia central de las poblaciones. No todas las
medias de las muestras son similares, se realiza la prueba dos a dos para verificar cuales son
distintas:
Comparando dos a dos se tiene que a las 24 horas el Romero al 100% tienen valores inferiores
con relación a las otras dos soluciones
53
Gráfico 8. Comparación por parejas de soluciones a las 48 horas
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
Tabla. Medias de las soluciones de romero, romero-salvia, salvia al 100% a las 24 y 48 horas.
SOLUCIÓN TIEMPOS MEDIAS
1: ROMERO 100% 24 H 6,15
48 H 6,15
2: ROMERO +
SALVIA 100%
24 H 12,60
48 H 15,40
3: SALVIA 100% 24 H 12,65
48 H 15,35
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
54
Gráfico. Medias de las soluciones de Romero 100%, Romero+Salvia 100% Salvia 100% a las 24 y 48
horas.
Elaborado: Gabriela Ximena Marín Vega Fuente: Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
6,15 6,15
12,60
15,40
12,65
15,35
24 H 48 H 24 H 48 H 24 H 48 H
1: ROMERO 100% 2: ROMERO + SALVIA 3: SALVIA 100%
MEDIAS DE LAS SOLUCIONES
55
4.2. DISCUSIÓN
El estudio se realizó en el Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad
Central del Ecuador con el objeto de comprobar la eficacia de los extractos acuosos al 100%
de Salvia Officinalis (Salvia), de Rosmarinus Officinalis (Romero) y de Salvia con Romero
en la inhibición del crecimiento del Streptococcus mutans, mediante métodos de investigación
in vitro.
En el análisis de acuerdo al efecto bactericida del extracto acuoso de Romero (Rosmarinus
Officinalis) al 100% sobre el Streptococcus mutans, no existen diferencias con respecto a las
medidas de los halos son similares a las 24 y 48 horasmientras en la investigacion realizada
Garcia. (1995), efecto inhibitorio de la infusión del romero sobre microorganismos
cariogénicos, Lactobacillus acidophillus y S.mutans determinó que la extracto inhibió el
aumento de los microorganismos, a múltiples concentraciones 100%, 60%, 20 %; y a 1
minuto, 3 minutos y 5 minutos respectivamente coincide con nuestra investigación que
tiene un buen efecto inhibitorio del extracto de romero contra el Streptococcus mutans,
según Motacero. ( 2013), resultados revelan la infusión de Rosmarinus Officinalis presenta
mayor inhición a la concentración del 40% a los 5 minutos con u porcentaje de 95,35%,
mientras que al minuto fue de 46,87. Al 20% en un minuto de exposición inhibió el
desarrollo de Strepcoccus mutans en un 5,21% de la misma manera que a los 5 minutos
inhibió en un 8,33% a mayor tiempo de exposición Streptococcus mutans con infusión
del Rosmarinus Officinalis “Romero” mayor efecto inhibitorio concuerda con los
resultados de nuestro estudio a mayor tiempo de exposición del Streptococcus mutans y a
mayor concentración del extracto acuoso el efecto satisfactorio.
Con respecto a la acción bactericida del extracto acuoso de Salvia (Salvia Officinalis) al
100%, sobre el Streptococcus mutans, si existen diferencias respecto las medidas no son
similares, a las 48 horas los halos son mayores para la Salvia al 100% no se han descrito
estudios de modo.
56
De acuerdo con los extractos acuosos de Salvia y de Romero al 100% sobre el Streptococcus
mutans, si existen diferencias respecto a las medidas no son similares, a las 48 horas los halos
son mayores para el Romero + Salvia no se han reportado investigaciones de esta forma
solo estudios con Romero o con Salvia independientemente.
57
CAPÍTULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 CONCLUSIONES
El Efecto bactericida del extracto acuoso de Romero (Rosmarinus Officinalis) al 100%
sobre el Streptococcus mutans, no mostró un halo de inhibición mayor de 6.15 mm a
las 24 y de 6.15mm a las 48 horas.
Los extractos acuosos de Salvia con Romero al 100% sobre
el Streptococcus mutans, mostraron un halo de inhibición de 12.60 a las 24 horas y de
15.40 a las 48 horas
La acción bactericida del extracto acuoso de Salvia (Salvia Officinalis) al 100%, sobre
el Streptococcus mutans, mostró un halo de inhibición de 12.45mm a las 24 horas y de
15.35mm a las 48 horas.
No existe diferencia significativa entre la medida de los halos de inhibición del
Romero-Salvia y de la salvia pura.
El extracto acuoso de Salvia al cien por ciento fue mejor bactericida que
combinándolo con el romero
58
5.2 RECOMENDACIONES
Se debería continuar con este estudio, enfocándose a preparar extractos en otras
concentraciones, puesto que a mayores concentraciones mayor contenido de principios
activos como las catequinas.
Se recomienda realizar más estudios de este extracto de salvia empleándolo sobre otros
patógenos de la microflora oral y aplicado a otras áreas de la Odontología.
Al llevarse a cabo este estudio in vitro y con resultados satisfactorios, sería ideal llevar
a cabo un estudio in vivo.
Se debería recomendar a los pacientes el uso de especies vegetales, como la salvia y el
romero, ya que resulta efectivo, barato y de fácil acceso.
59
5.3. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA
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60
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WHO. (1991). Guidelines for the Assessment of Herbal Medicines. WHO. Munich.
61
ANEXOS
ANEXO 1
CLIENTE: GABRIELA MARÍN
MUESTRA: EXTRACTO DE ROMERO Y DE SALVIA
FECHA DE ANÁLISIS: 2015/03/04
EFECTIVIDAD DEL EXTRACTO ACUOSO DE SALVIA, ROMERO Y DE SALVIA-ROMERO AL
100% COMO BACTERICIDA SOBRE EL Streptococcus mutans. ESTUDIO MICROBIOLÓGICO IN
VITRO.
MEDIO DE CULTIVO
UTILIZADO: AGAR SANGRE
CEPA DE ESTUDIO: STREPTOCOCCUS MUTANS
ATCC
25175
LOTE
266-20-4
FECHA DE
CADUCIDAD 2015-09
ROMERO 100% ROMERO + SALVIA SALVIA 100%
24 H 48 H 24 H 48 H 24 H 48 H
REPETICIÓN HALOS DE INHIBICIÓN (mm)
HALOS DE INHIBICIÓN
(mm) HALOS DE INHIBICIÓN (mm)
1 6 6 12 14 12 15
2 6 6 11 13 12 16
3 6 6 12 14 12 16
4 7 7 12 14 12 14
5 6 6 13 15 13 17
6 6 6 13 16 14 17
7 7 7 13 16 13 16
8 6 6 14 18 12 14
9 6 6 14 16 13 16
10 6 6 12 14 13 16
11 6 6 13 16 14 16
12 7 7 14 16 13 15
13 6 6 12 14 12 14
14 6 6 12 16 12 14
15 6 6 13 16 13 16
16 6 6 12 16 13 15
17 6 6 12 16 13 17
18 6 6 13 17 13 15
19 6 6 12 15 12 14
20 6 6 13 16 12 14
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