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Manual de prácticas dequímica orgánica I

• Miguel Ángel García Sánchez

UNIVERSIDAD AUTONOMA METROPOLITANAUNIDAD IZTAPALAPA

Casa abierta al tiempo

DERECHOS RESERVADOS © 2004, Universidad Autónoma Metropolitana (México). Prohibida la reproducción de esta obra así como la distribución y venta fuera del ámbito de la UAM®. E-libro Bibliomedia [email protected]

Miguel Ángel García Sáncheznació en la ciudad de México el25 de marzo de 1965. Esegresado de la UniversidadAutónoma Metropolitana,donde obtuvo el título dequímico en el año de 1990.Culminó estudios de maestría en

Química (Inorgánica) en 1993 y actualmente estápróximo a presentar su tesis de doctorado en lamisma institución. Ha sido profesor en la UAM-Idesde 1990 y profesor de la FES-Zaragoza de laUNAM de 1992 a 1996. En ambas instituciones haimpartido diversos cursos de ramas de la química.Es autor de tres artículos de investigaciónpublicados en revistas internacionales. Actualmenterealiza investigación sobre síntesis, caracterización,propiedades y aplicabilidad de macrociclosorgánicos, así como sobre su incorporación en redesinorgánicas por el método sol gel. Ha presentadomás de treinta trabajos de investigación encongresos nacionales e internacionales. Es profesorde tiempo completo en el Área de QuímicaInorgánica del Departamento de Química de laUAM-Iztapalapa. Durante toda su formación hasido alumno del Profesor Distinguido Dr. AntonioCampero Celis.



^ UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANACasa abierta al tiempo

Dr. Luis Mier y Terán CasanuevaRector General

Dr. Ricardo Solís RosalesSecretario General

UNIDAD IZTAPALAPADr. José Lema LabadieRector

Mtro. Javier Rodríguez LagunasSecretario

Dr. Gerardo Saucedo CastañedaDirector de la División de Ciencias Biológicas y de la Salud

Dr. Alberto Rojas HernándezJefe del Departamento de Química

Mtro. Daniel Toledo BeltránCoordinador de Extensión Universitaria

Ma. del Rosario Hoyos AleaJefa de la Sección de Producción Editorial




M. Q. Miguel Ángel García Sánchez



Primera impresión: 2002

© UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLITANAUNIDAD ETAPALAPAAv. San Rafael Atlixco No. 186 Col. VicentinaIztapalapa, 09340, México, D.F.

ISBN: 970-31-0052-XImpreso y hecho en México / Printed in México



índice

Prólogo 9

Dedicatoria 11

Práctica 1: Normas de seguridad 13

Práctica 2: Identificación de grupos funcionales orgánicos 21

Práctica 3: Aislamiento de limoneno de naranjas 35

Práctica 4: Aislamiento de la cafeína a partir del Té o el café 41

Práctica 5: Extracción y recristalización de un fármaco 45

Práctica 6: Cromatografía I: en capa fina 53

Práctica 7: Cromatografía II: en columna 59

Práctica 8: Isomería cis-trans: isomerización del ácido

maleico a fumárico 67

Práctica 9: Reacciones de sustitución nucleofílica (SN):

síntesis de los cloruros de «-butilo y tert-butilo 71

Práctica 10: Espectroscopia en la región del infrarrojo 77

Anexo A: Espectros infrarrojos 91

Anexo B: Material de vidrio y equipo de laboratorio 99

Anexo C: Montaje de dispositivos experimentales 109

Anexo D: Sustancias peligrosas 115

Formato de reporte 118



Prólogo

El siguiente conjunto de experiencias de laboratorio constituye el resultado de unacuidadosa elección entre muchas posibles. Cada práctica fue primero probada porel autor y posteriormente con los alumnos en varios trimestres. El orden presentadoes muy cercano al programa de la materia Química Orgánica I de la División deCiencias Básicas e Ingeniería de laUAM-Iztapalapa, pero puede muy bien adaptarsea otros programas, incluso de otras instituciones. Aunque la observación podríaresultar excesiva de acuerdo con el criterio de algunos colegas, nos hemos dadocuenta de que las carencias formativas de los alumnos que por primera vez asistena un laboratorio de este tipo son muchas y van en aumento. Es por ello que hemosincluido el mayor número posible de herramientas que guíen a nuestros estudiantesde una manera sólida, segura y amena en su formación como químicos.

Debemos mencionar que las experiencias aquí vertidas se han adaptado dediversas fuentes. Aproximadamente la mitad de las mismas pueden muy bienrealizarse en el ámbito de lo que se ha dado en llamar micrométodos. Por otraparte, en el presente manual queremos mostrar que la química tiene una presenciamuchas veces inadvertida en múltiples ámbitos de la vida diaria. Nuestra intenciónes que en este primer encuentro de nuestros alumnos con un laboratorio de QuímicaOrgánica sea motivador, formativo y en lo posible correctivo pues, al parecer, enel nivel de bachillerato se le ha relegado.

Se ha procurado presentar cada práctica con una introducción suficiente comopara evitar al alumno una inútil pérdida de tiempo; consideramos que por lanaturaleza del curso es mejor invertir ese tiempo en el entrenamiento y en eldespertar de la intuición de químico. Al final del conjunto de prácticas presentamosuna serie de anexos que pueden utilizarse para conocer el material empleado, elmontaje de los sistemas de operaciones más comunes y un anexo de espectros enla región del infrarrojo. Estos anexos pueden o no utilizarse, pero, según nuestraexperiencia, el usuario puede adaptarlos a sus necesidades. Así mismo, al finalpresentamos un formato que los alumnos pueden aprovechar para presentar susreportes de las prácticas de manera más completa y concreta.

Si este manual presenta errores y defectos, estoy en la mejor disposición derealizar las correcciones pertinentes y aceptar todos los comentarios tendientes asu enriquecimiento.

Por último, deseo a los futuros usuarios del presente manual un

"Feliz encuentro con la química".

Miguel A. García Sánchez



Dedicatoria

El presente trabajo esta dedicado a mis maestros y compañeros del Departamentode Química de la UAM-Iztapalapa, entre los cuales, con mucho orgullo, cuento amis mejores amigos. Les doy las gracias por mostrar con su ejemplo la belleza denuestra profesión y por no permitir que termine el sueño de nuestra nación, pues

Yo aseguroque el sembrador de sueñoscosechará algún díafrutos que huelen a horizontey que saben a infinito.

Miguel Ángel García SánchezMayo de 2002

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Práctica 1

NORMAS DE SEGURIDAD

OBJETIVO

a) El alumno conocerá y aprenderá el reglamento interno, y reconocerá que suacatamiento hará más seguro su trabajo en todo laboratorio de química.

b) El alumno conocerá las principales causas de incendios y explosiones.c) El alumno estudiará el pequeño anexo de primeros auxilios.

INTRODUCCIÓN

Debido a los riesgos que implica la manipulación cotidiana de sustancias perju-diciales al organismo humano, el químico debe siempre comportarse respetuosode los peligros inherentes a su actividad, y ejercer las mayores precauciones. Esigualmente importante que conozca el daño que estas sustancias, mal tratadas omal desechadas, pueden ocasionar a sus semejantes y al ecosistema.

Por lo anterior, consideramos que es indispensable que todo profesional de laquímica y de carreras afines conozca e interprete adecuadamente el reglamentobásico al que debe ajustarse su comportamiento. El respeto de dicho reglamen-to lo ayudará a preservar su salud e integridad física, lo sensibilizará sobre elhecho de que su labor conlleva un riesgo para sus semejantes y su medio ambiente,y le permitirá desarrollar el sentido crítico necesario para enfrentar aquellassituaciones imprevistas para las que este reglamento no es suficiente.

Sugerimos que este reglamento se lea y analice cuidadosamente antes de iniciarcualquier actividad en el laboratorio de Química Orgánica.

1. Reglamento básico

A continuación se presenta una serie de reglas básicas que deben seguirse en ellaboratorio de Química Orgánica.

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Manual de prácticas de química orgánica I

Conocer bien las propiedades físicas, químicas y toxicológicas de lassustancias que se van a utilizar.Nunca trabajar solo en el laboratorio.Usar siempre bata.Usar lentes protectores y guantes cuando sea necesario.Manipular el equipo caliente con guantes de asbesto o pinzas, para evitarquemaduras.Mantener libre de objetos innecesarios la zona de trabajo.Nunca perder de vista los reactivos y el sistema con que se esté trabajando.No comer, fumar o jugar dentro del laboratorio.Utilizar todo el material de laboratorio limpio y seco.Nunca pipetear los reactivos líquidos con la boca.Nunca devolver al envase original los remanentes de reactivos no utilizados.Lavarse bien las manos al final de cada sesión de laboratorio.Antes de usar un reactivo, verificar los datos anotados en la etiqueta yconsultar sus propiedades físicas, químicas y toxicológicas para manejarloadecuadamente.Nunca probar el sabor u olor de ningún producto, a menos que sea estric-tamente necesario y seguro.Para oler una sustancia, ésta no debe ponerse directamente debajo de lanariz; por el contrario, se mueve la mano sobre ella para percibir su aromasin peligro.Los productos químicos nunca se tocan directamente con las manos,especialmente aquellos que, además de su toxicidad, pueden producirquemaduras graves. Todo manejo se hará mediante espátulas.Todo compuesto volátil o que desprenda humos o vapores tóxicos deberámanejarse en las campanas o permanecer en un lugar ventilado.Si se derrama ácido sobre la mesa, se debe recoger inmediatamente y lavarla superficie con agua varias veces.No debe mirarse dentro de un tubo o matraz que contenga una reacción osustancia que se esté calentando.Las soluciones concentradas de álcalis o ácidos deben neutralizarse antesde ser desechadas por el desagüe.No se deben tirar por la tarja líquidos inflamables, irritables o lacrimógenos.Cuando utilice ácidos, hágalo en la campana de extracción y siempre pro-tegido con guantes y lentes de seguridad.Para preparar una solución diluida de ácido se debe añadir, lentamente, conagitación y con enfriamiento externo, el ácido al agua, nunca el agua sobreel ácido ya que la reacción es muy exotérmica y puede proyectarseviolentamente.

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Normas de seguridad

Antes de poner a calentar líquidos, éstos deben estar bien mezclados (si sonmiscibles; en caso contrario, al hervir el de menor punto de ebullición puedeproyectarse o explotar. Los de bajo punto de ebullición no se deben calentarnunca en recipientes de cuello corto).En una destilación no se deben obstruir los condensadores ni los tubos deevacuación.

2. Incendios

Las razones más comunes de incendio son:

• Hacer hervir un disolvente volátil o inflamable con un mechero y sin uncondensador.

• Mantenerlo cerca de alguna fuente de calor o chispa.• Arrojar reactivos y los desechos de reacciones exotérmicas u organome-

tálicas en la tarja.• Mezclar sustancias que al reaccionar generan vapores o gases inflamables.• No respetar las condiciones de almacenamiento de reactivos inestables,

volátiles o que pueden reaccionar violentamente con: temperatura, agua,ácidos, bases, agentes oxidantes, reductores o compuestos de elementospesados.

Las precauciones que se deben de tomar son las siguientes:

• Conocer bien la toxicidad de cada reactivo y las precauciones de necesariasal usarlo.

• Evitar el uso de mecheros; en su lugar se usarán baños de agua, parrillas decalentamiento o canastillas.

• Ser muy cuidadoso al utilizar disolventes inflamables y volátiles• Conocer la temperatura de ignición espontánea de las sustancias.

3. Explosiones

Las explosiones pueden ocurrir en las siguientes situaciones:

Una reacción exotérmica no controlable (que provoca explosión y fuego).• Una explosión de residuos de peróxidos al concentrar soluciones etéreas a

sequedad.

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Una explosión por calentamiento, secado, destilación o golpe de compuestosinestables.Mezclar sustancias incompatibles que generan vapores o gases inflamableso explosivos.Para evitar explosiones, una regla esencial es conocer las condiciones dealmacenamiento y uso de cada sustancia.

4. Primeros auxilios

En caso de incendio, aléjese rápidamente y permita que su asesor lo apaguecon el extinguidor que debe haber en el laboratorio. Si esto ya no es posible,salga rápidamente del laboratorio. Si el fuego afecta ya a algún compañero,trate de quitarle las prendas que se estén consumiendo y retírelo de la zonadel siniestro.

• En caso de explosión, salga inmediatamente del laboratorio y, si le es po-sible, ayude a sus compañeros afectados. Avise al resto del personal delaboratorio para que presten auxilio.

• Si se salpica la piel con ácidos, lávese inmediatamente con agua abundantey apliqúese una disolución de bicarbonato sódico.

• Si una sustancia lo salpica sobre los ojos, enjuagúese inmediatamente conel lavaojos o bien con agua abundante y después con una solución de bórax(que debe existir en el botiquín del laboratorio). Si persisten las molestias,consulte al médico.

• Cuando se ingiere un ácido fuerte, se puede neutralizar con melox o suequivalente.

• Cuando se ingiere una base se neutraliza con jugo de naranja o de uva, ocon vinagre.

• Cuando se haya ingerido una sustancia venenosa o tóxica y sea necesarioprovocar vómito, utilice un esmético.

Emético: es una mezcla de sustancias que sirven para producir el vómito yliberar al estómago del veneno. Algunos eméticos son:

• Agua con mostaza: se agrega una cucharadita de té de mostaza a un vaso deagua caliente. Se administra una cuarta parte del contenido.

• Agua salada: se disuelven dos cucharaditas de sal en agua caliente y setoma la dilución a intervalos de un minuto hasta suministrar más o menoscuatro vasos.

• Agua con jabón: se agita un pedazo de jabón en agua caliente.

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Normas de seguridad

Nota: Los eméticos no deben administrarse nunca cuando el paciente esté:

a) Inconsciente o con convulsionesb) Incapacitado para deglutirc) Lastimado por haber tragado un veneno corrosivo

• Para neutralizar el efecto de una sustancia venenosa o tóxica, debe adminis-trarse un antídoto.

Antídoto: es una sustancia que se suministra para hacer inofensivo un veneno opara retardar su acción.

Antídoto universal: esta mezcla se prepara con dos partes de carbón activado,una de óxido de magnesio y una de ácido tánico. Se homogeniza totalmente y seguarda en seco. Para administrar se disuelven 15 g en medio vaso de agua caliente.Si es necesario, se practica un lavado estomacal.

• Cuando la piel haya estado en contacto con una sustancia venenosa o hayasufrido alguna quemadura, después de lavar la zona afectada aplique unemoliente.

Emoliente; sirve para quitar el dolor de los tejidos y membranas inflamadas, porejemplo la clara de huevo, la leche y el agua de cebada. Se administra despuésde eliminar el veneno.

5. Botiquín de primeros auxilios

El botiquín de primeros auxilios debe existir en todo laboratorio de química ydebe contener:

• Material de curacióngasasapositostorundashisopostela adhesiva

• Instrumentaltijeras de puntapinza de disección sin dientesjeringas de varios tamaños

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un torniquetevendasAntisépticosalcoholagua oxigenadamerthiolatebenzalvioleta de gencianavinagrebicarbonato de sodioácido bórico (bórax)melox

CUESTIONARIO

1. Describa brevemente las normas básicas de conducta que se deben observaren todo laboratorio.

2. Antes de manipular una sustancia, ¿qué es lo que debe conocer de ella?3. ¿Cuáles son las causas más frecuentes de incendio en un laboratorio de

química?4. ¿Qué son un antídoto y un emético?5. Si un compañero ha ingerido una sustancia corrosiva y ésta le ha afectado la

garganta, la tráquea, etc., ¿por qué no debe provocarle el vómito?6. ¿Cómo se prepara el antídoto universal?

BIBLIOGRAFÍA

1. E. R. Plunkett. 1978. Manual de toxicología industrial. Enciclopedia de laQuímica Industrial. España, Urmo.

2. R C. Lu. 1991. Basic Toxicology. 2a ed. USA, Taylor and Francis.

3. Instructivo sobre el funcionamiento interno y operativo para regular eluso de los servicios e instalaciones de los laboratorios de docencia. UAM-Iztapalapa, Aprobado por el Consejo Académico en su sesión 133. México,UAM-Iztapalapa.

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Normas de seguridad

4. R. S. Stricoff y D. B. Walters. 1995. Handbook ofLaboratory Health andSafety. New York, John Wiley & Sons.

5. R. J. Lewis. 1996. Hazardous Chemicals Desk Reference, New York, VanNostrand Reinhold.

6. R. E. Lenga (ed.). 1998. The Sigma-Aldrich Library of Chemical SafetyData. Milwaukee, WI, Sigma-Aldrich.

7. Merck. 1996. The Merkíndex, 12a ed. Rahway, NJ, S. Budavari.

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Práctica 2

IDENTIFICACIÓN DE GRUPOSFUNCIONALES ORGÁNICOS

OBJETIVO

El alumno aprenderá a identificar los grupos funcionales que se encuentran encompuestos orgánicos de origen natural o sintético mediante pruebas a la gota.

INTRODUCCIÓN

El comportamiento químico y físico de una molécula orgánica se debe principal-mente a la presencia en su estructura de uno o varios grupos, funciones o familiasquímicas. Los grupos funcionales son agrupaciones constantes de átomos, en dis-posición espacial y conectividad, que por tal regularidad confieren propiedadesfísicas y químicas muy similares a la estructura que las posee. En química orgánicalos grupos funcionales más importantes son los que se muestran en la tabla 2.1.

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TABLA2.1 PRINCIPALES FUNCIONES ORGÁNICAS DE ACUERDOCON SU PRIORIDAD Y SU REACTIVIDAD

Grupo funcional

Sales de amonio,

fosfonio

sulfonio

Acido carboxílico

Anhídrido

Esteres

Halogenuro de acilo

Amida

Nitrito

Aldehido

Cetona

Alcohol

Mercaptano

Amina

Éter

Sulfuro

Alqueno

Alquino

Halogenuro de alquilo

Nitro

Alcano

Agrupamiento

característico

R4N+

R4P+

R3s+

R-COOH

R-CO-O-CO-R'

R-CO-O-R1

R-CO-X

R-CO-NR1

VR-CN

R-CHO

R-CO-R'

R"

R-C-OH

kR1

R-C-SH

R"

R-N-R1

R"

R-O-R1

R-S-R1

C=C

O=C

R-X

R-NO2

C-C

Ejemplo

(CH3)3NH*: trimetilamonio

(C6H5)4PH*: trifenilfosfonio

(CH3CH2)3S+: trietilsulfonio

CH3COOH: ácido acético

CH3CO-O-COCH3: anhídrido acético

CH3CO-O-C2H5: acetato de etilo

CH3CH2COCI: cloruro de propanoílo

HCO-NH2: formamida

CH3(CH2)2. CN: butanonitrilo

CH3CH2-CHO: propanal

CH3-CO-CH3: acetona

CH3CH2.OH:etanol

CH3CH2.SH: etanotiol

CH3(CH2)6.NH2: hexanamina

(CH3CH2)2O: éter etílico

(CH3CH2)2S: sulfuro de dietilo

CH3.CH=CH2:1-propeno

CH3.CsCH:1-propino

CH3.CH2.Br: bromuro de etilo

C6H5.NO2: nitrobenceno

CH3(CH2)6.CH3: n-octano

Nota: Los grupos R, R1 y R" representan cualquier grupo alquilo o arilo, y X representa un ha-lógeno (F, Cl, Br o I).

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Identificación de grupos funcionales orgánicos

La mayoría de estos grupos funcionales se presentan en las moléculas de origennatural. Algunas de éstas, por ejemplo los halogenuros de acilo, por su reactividadson poco frecuentes en la naturaleza y se utilizan más como intermediarios ensíntesis orgánica.

Las propiedades físicas y químicas de una molécula sencilla están determinadaspor la presencia de alguno de estos agrupamientos, pero en la mayoría de lasmoléculas más útiles, naturales o sintéticas existen varios de estos agrupamientos.En tal caso las propiedades físicas y químicas de la molécula son el resultado delcomportamiento combinado y de la distribución espacial de las funciones químicaspresentes en ella.

Para un profesional de la química es muy importante averiguar qué gruposfuncionales posee una molécula, ya que de ello dependerá en ocasiones el poderpredecir sus propiedades o explicar su comportamiento en un proceso químico ofísico.

CLASIFICACIÓN DE UNA MOLÉCULA ENUN GRUPO FUNCIONAL

La técnica descrita más adelante permitirá al alumno clasificar una moléculadesconocida dentro de una familia orgánica mediante pruebas a la gota con diversosreactivos colorimétricos (Fig. 2.1) Tales pruebas aprovechan las propiedadesquímicas más notorias; por ejemplo los ácidos carboxílicos, disueltos en agua,generan un exceso de iones H3O

+ y las aminas un exceso de iones OH~. Estos ionespueden detectarse midiendo el pH, mediante papel indicador o utilizando unadisolución indicadora sencilla o medianamente elaborada como el llamadoindicador universal, el cual manifiesta un color que depende del pH de la disoluciónanalizada.

Con un ácido, el indicador universal vira a color rojo y con una base, a colorverde azulado. Si al agregar unas gotas del indicador la mezcla no cambia su coloramarillo, la molécula analizada no es ni ácido ni base. Para clasificar una moléculacon tales características se utiliza KMnO4, un agente oxidante neutro. Con estereactivo se detectan los grupos fácilmente oxidables de la molécula. Cuando taloxidación ocurre, la disolución de KMnO4, inicialmente de color violeta oscuro,se torna de color amarillo claro o incolora y se observa la precipitación de dióxidode manganeso, MnO2. Algunos de los grupos oxidables son a) los aldehidos, queal reaccionar producen ácidos carboxílicos, y b) los alquenos, que inicialmentese transforman en dioles que por oxidaciones posteriores producen dos moléculascarboxílicas, RCOR" y RCOR".

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Molécula problema

iAdicionar el indicador universal

iColor rojo Color amarillo Verde o azul

oscuroácido carboxílico alcano, alqueno, alcohol amina

aldehido o cetona

Adicionar KMnO4 neutro

Café oscuroalqueno o aldehido

iAdicionar reactivo de Tollens

iEspejo plateado

aldehido

No reaccionaalcano, alcohol o cetona

iAdicionar dinitrofenilhidrazina

I iNo reacciona No reacciona Amarillo-anaranjado

alcano alcano o alcohol cetona

iAdicionar sodio metálico

i iBurbujeo

alcoholNo reacciona

alcano

Figura 2.1 Ruta recomendada para la clasificación de una molécula desconocida enun grupo funcional orgánico.

a) Con un aldehido

R-CHO + KMnO4 (ac)violeta oscuro

->R-co-crincoloro

MnO2 +café oscuro

KOH

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b) Con un alqueno

Rf R" Rf R"

II II [O]R-C=C-Rllf + KMnO4(ac) -> R-C—C-R"f + MnO2 + KOH -> RCOR" + R'COR1"

OH OHvioleta oscuro incoloro café oscuro

Los alcanos, alcoholes y cetonas no se oxidan con la disolución neutra depermanganato de potasio y deben identificarse de otra forma.

c) Con un reactivo de Tollens

Para distinguir entre un alqueno y un aldehido se utiliza el reactivo de Tollens,que al reaccionar con un aldehido provoca la reducción de la plata, lo cualse detecta por la formación de una película plateada o espejo de plata en elrecipiente de prueba.

R-CHO + Ag(NH3)2+ • R-CO-O- + Ag° + 2NH3

espejo de plata

d) Cetonas e hidrazinas

Las cetonas reaccionan con las hirazinas, por ejemplo con la 2, 4- dini-tro fenilhidrazina, (NO2)2C6H3-NH-NH2, para formar hidrazonas que suelenser compuestos muy coloridos por la presencia del grupo C=N- en suestructura.

R-CO-R1 + (NO2)2C6H3_NH-NH2 > (NO2)2C6H3_N-N=C-RI I

H Rf

e) Reacción de alcoholes con sodio metálico

Para distinguir los alquenos de los alcoholes puede recurrirse a una pequeñapropiedad de las moléculas que poseen grupos OH. Los alcoholes, al igualque el agua, reaccionan con el sodio metálico (y con el litio) para dar un

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alcóxido de sodio (o de litio) e hidrógeno gaseoso. En consecuencia, losalcoholes se detectan por el burbujeo del hidrógeno generado al reaccionarcon el sodio metálico.

2R0H + 2Na(s) >2R-0Na+ + H2(g)

Finalmente, debemos decir que como los alcanos no reaccionan tampoco conel sodio metálico, puede utilizarse esta última reacción para distinguir entre unalcano y un alcohol.

MATERIAL DE VIDRIO

12 tubos de ensaye pequeños c/ tapón2 vasos de precipitado de 50 mi2 pipetas Pasteur1 pipeta graduada de 5 mi1 propipeta2 matraces aforados de 100 mi2 matraces aforados de 50 mi1 matraz Erlenmeyer de 50 mi1 varilla de vidrio

Nota: Si desconoce alguna pieza de vidrio o equipo de laboratorio, puede revisarel anexo B de material de vidrio y equipo de laboratorio.

EQUIPO DE LABORATORIO

1 espátula1 gradilla para tubos de ensaye

SUSTANCIAS

n-heptano (un alcano)ciclohexeno (un alqueno)etanol o n-butanol (alcoholes)

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propionaldehído o butiraldehído (aldehidos)acetona o 2-butanona (cetonas)ácido acético o ácido propiónico (ácidos qarboxílicos)dietilamina (aminas)permanganato de potasio, KMnO4

nitrato de plata, AgNO3

hidróxido de sodio, NaOHhidróxido de amonio, NH4OHetanol,C2H5OHácido sulfúrico, H2SO4

ácido nítrico, HNO3

2,4-dinitrofenilhidrazinasodio metálico, Nafenolftaleínarojo de metiloazul de bromotimolamarillo de metiloazul de timol

EXPERIMENTACIÓN

Se numeran 10 tubos de ensaye pequeños y se colocan en ellos las sustancias en lacantidad indicada en la tabla 2.2.

Además de la siguiente lista de sustancias pueden analizarse dos sustanciasproblema, que bien pueden ser muestras de las anteriores prácticas o muestrasproporcionadas por el asesor del alumno. Las llamaremos molécula problema 1(MP1) y molécula problema 2 (MP2).

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TABLA 2.2 SUSTANCIAS RECOMENDADAS PARA ANALIZARSE YCANTIDADES SUGERIDAS

Tubo No.

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Sustancia

Ácido acético o propiónico

Agua destilada

Dietilamina

Propionaldehído o butiraldehído

Ciclohexeno

Propionaldehído o butiraldehído

Ciclohexeno

Acetona

Etanol

n-heptano

Volumen/gotas I

10

10

10

10

10

2

2

10

20

20

Una vez hecho esto, proceda a realizar las pruebas que a continuación se indican.

A) Se adicionan 10 gotas de agua destilada a los tubos 1-3, se mezcla per-fectamente y se agrega una gota del indicador universal.Recuérdese que:

• Si la disolución se torna roja, hay un ácido carboxílico presente.• Si la disolución se torna azul-verdosa, hay una sustancia básica presente,

muy probablemente una amina.• Si la disolución se torna amarillo-verdosa o amarillo-anaranjada, la di-

solución es neutra y puede tratarse de un alcano, un alqueno, un aldehido,una cetona o un alcohol. Si éste es el caso, proceda a la siguiente etapa.

B) Se agregan 10 gotas de agua destilada y 5 gotas de disolución 0.02M deKMnO4 a los tubos 4 y 5. Se agita suavemente cada tubo por aproximadamenteun minuto.

• Si después de este tiempo se observa la formación de un precipitadocolor café (MnO2), se trata de un aldehido o de un alqueno.

• Si no ocurre cambio de color y la mezcla permanece de color violetaoscuro, ello indica que no ocurrió reacción y que se trata de un alcano,un alcohol o una cetona.

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C) Se agregan 2.0 mi de reactivo de Tollens a los tubos 6 y 7, se agita suavementepor dos minutos y se deja reposar por otros 5 minutos.

• Si se observa la formación de una capa de precipitado, el espejo deplata, se trata de un aldehido.

• Si no se observa precipitado alguno, se trata de un alqueno.

D) Se agregan 2.0 mi de disolución de 2,4-dinitrofenilhidrazina (precaución:es tóxica) al tubo 8, se agita vigorosamente y se deja reposar por dos minutos.Si no se forma de inmediato un precipitado, deberá dejarse reposar hasta 15minutos.

• Si se observa la formación de un sólido amarillo-anaranjado, la reacciónha ocurrido y se trata de una cetona.

• Si no se observa precipitado alguno (ignore la turbidez), la reacción noha ocurrido y se trata de un alcano o de un alcohol.

Nota: a) Lo recomendable es agregar una o dos gotas del aldehido o la cetona quese va a estudiar a 2 mi de etanol al 95% y agregar esta mezcla a 3 mi de la di-solución de 2,4-dinitrofenilhidrazina. b) Si se hace reaccionar un aldehido con la2,4-dinitrofenilhidrazina, puede producir una coloración amarillo anaranjada yconfundirse con una cetona; sin embargo, puede distinguirse entre ambos mediantela reacción del permanganato de potasio.

E) Se agrega a los tubos 9 y 10 una pequeña pieza de sodio metálico (precaución;el sodio metálico debe manejarse con cuidado y alejarse del agua). Agítesesuavemente por unos 15 segundos y obsérvese si ocurre alguna reacción.

• Si el sodio metálico se disuelve y hay burbujeo, se trata de un alcohol.• Si no se observa reacción alguna, se trata de un alcano.

F) Se determina qué grupo funcional hay en las muestras MP1 y MP2 siguiendoel esquema mostrado antes. Para ello, se puede repetir lo hecho en las etapasA a E, teniendo cuidado de que en esta última etapa, al trabajar con so-dio metálico, no disuelva las sustancias en agua o disolventes próticos(con hidrógenos liberables), ya que reaccionará vigorosamente y podríaincendiarse.

Para concluir sobre el grupo funcional de estas dos especies se pueden realizarotras pruebas, como la determinación del punto de fusión, la medición del índicede refracción, el olor, el color, la espectroscopia IR, UV-Visible, etcétera.

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PREPARACIONES

Indicador universal

Para preparar el indicador universal se disuelven en 200 mi de etanol 50 mg defenolftaleína, 100 mg de rojo de metilo, 150 mg de amarillo de metilo, 200 mg deazul de bromotimol y 250 mg de azul de timol. Una vez que se obtiene una disoluciónde color rojo oscuro, se adiciona gota a gota (aproximadamente entre 20 y 25gotas) una disolución 1M de NaOH hasta que la disolución sea de un color amarillooscuro. Cuando esto haya ocurrido, se afora a 250 mi con alcohol etílico y se agitacon fuerza para mezclar perfectamente. La disolución se cubre y se guarda en unlugar fresco. Este indicador universal manifiesta un color que depende fuertementedel pH de la disolución en que se adicione (Tabla 2.3).

TABLA 2.3 COLOR DE LA DISOLUCIÓN EN QUE SE ADICIONA ELINDICADOR UNIVERSAL, DEPENDIENDO DEL PH DE LA

DISOLUCIÓN

pH

2

4

6

8

10

12

Color

Rojo

Anaranjado

Amarillo

Verde

Azul

Violeta

Preparación del reactivo de Tollens

El reactivo de Tollens debe prepararse antes de usarse, y no debe almacenarse yaque se descompone con rapidez, formándose un precipitado que es un poderosoexplosivo. Si no ocurre ninguna reacción en frío, la disolución deberá calentarsesuavemente. Para preparar el reactivo de Tollens puede procederse de dos maneras:

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Procedimiento por gotas

Se vierten 30 gotas de AgNO3 al 5% en un tubo de ensaye limpio y se agregan 2gotas de disolución al 5% de NaOH. Se observará la formación de un precipitadode color café oscuro (Ag^). A continuación se agregan, agitando siempre, lasgotas suficientes de NH3 al 5% para disolver el precipitado de A g ^ y para que ladisolución se vuelva transparente (se requieren aproximadamente 20 gotas). La di-solución incolora obtenida contiene el ion Ag(NH3)2

+.

Procedimiento en mililitros

En un matraz de 50 mi se vierten 25 mi de una disolución al 5% de AgNO3 y seañaden gota a gota 0.5 mi de una disolución al 10% de NaOH. Se observará la for-mación de un precipitado color café oscuro. A continuación se agrega gota a gotauna disolución de NH3 al 5%, agitando constantemente y hasta que se disuelva elóxido de plata formado (de 15 a 20 mi). Para obtener un reactivo sensible esnecesario evitar un exceso de hidróxido de amonio.

Nota: a) El reactivo de Tollens se desecha neutralizándolo en HNO3 diluido,b) La difenilamina, las aciloínas, las aminas aromáticas, el p-náftol y

algunos fenoles dan positiva la prueba de Tollens. También se haencontrado que las p-alcóxi y p-dialquilaminocetonas reducen laplata del ion Ag(NH3)2

+.

Preparación de la disolución de hidrazina

Con fenilhidrazina o p-nitrofenilhidrazina: a 5 mi de agua se adicionan 0.5 mi defenilhidrazina y se agrega gota a gota ácido acético para disolver la hidrazina.

Con 2,4-dinitrofenilhidrazina: se disuelven 1.5 g de 2,4-dinitrofenilhidrazinaen 7.5 mi de ácido sulfúrico concentrado y se añaden, agitando, a 10 mi de agua y35 mi de etanol al 95%. Se mezcla perfectamente y se filtra para eliminar lossólidos no disueltos.

Nota: La mayoría de los aldehidos y las cetonas producen dinitrofenilhidrazonas,que son sólidos insolubles. Al principio el sólido puede ser aceitoso y, al reposar,volverse cristalino. Sin embargo, algunas cetonas producen hidrazonas que son

31




aceites; por ejemplo, la metil-n-octilcetona, la di-n-amilcetona y sustanciassimilares no producen dinitrofenilhidrazonas sólidas.

Algunos derivados del alcohol alílico pueden ser oxidados por la disoluciónde 2,4-dinitrofenilhidrazina y producir aldehidos o cetonas que darán positivaesta prueba. Por ejemplo, se han obtenido las 2,4-dinitrofenilhidrazonas de losderivados carbonílicos del alcohol cinamílico, del 4-fenil-3-buten-2-ol y de lavitamina A en rendimientos que van del 10 al 25%. Lo mismo ocurre con elbenzidrol, que al transformarse en benzofenona da positiva la prueba. Tambiénpuede ocurrir que un alcohol se encuentre contaminado con el aldehido o la cetonaque se genera por oxidación con el aire, dando positiva la prueba.

Las dinitrofenilhidrazonas de aldehidos o cetonas en las que el grupo carbonilo noestá conjugado con otro grupo funcional, son amarillas. Si el grupo carbonilo seencuentra junto a un doble enlace carbono-carbono o junto a un anillo bencénico,desplaza hacia el máximo de absorción al visible (al anaranjado); esto se descu-bre fácilmente realizando un análisis por espectroscopia de UV-Visible. Entoncespuede decirse que una dinitrofenilhidrazona amarilla no está conjugada. Esto debetomarse con precaución ya que, por ejemplo, la 2,4-dinitrofenilhidrazina no disueltaes de color rojo-anaranjado.

CUESTIONARIO

1. Investigue la estructura de cada una de las sustancias de la tabla 2.2.2. El indicador universal sólo puede mostrar el carácter ácido-base de una

sustancia; ¿es posible utilizarlo para distinguir un derivado de un ácidocarboxílico o de aminas secundarias y terciarias?

3. ¿Un alquino se oxida con permanganato de potasio?4. Si una molécula posee tanto grupos carbonílicos (aldehidos y cetonas) como

carboxílicos, ¿puede utilizarse una fenilhidrazina para identificarlos?5. ¿Qué ventaja tendrá utilizar 2,4-dinitrofenilhidrazina en lugar de fenil-

hidrazina?6. Si una sustancia dio positiva la prueba de 2,4-dinitrofenilhidrazina, pero se

tiene duda de si se trata de un aldehido o de una cetona, ¿de qué maneraresolvería usted la incógnita?

7. ¿Qué se obtendría si en lugar de un aldehido o una cetona, se analiza unácido carboxílico o un éster con 2,4-dinitrofenilhidrazina?¿Qué productosse obtienen?

8. ¿Por qué no debe utilizarse agua o disolventes próticos al trabaj ar con sodiometálico?

32




BIBLIOGRAFÍA

1. E. Boschmann y N. Wells. 1990. Chemistry in Action. A Laboratory Manualfor General Organic and Biological Chemistry. New York, McGraw-HiU.

2. J. Chem. Educ. 25, 258 (1948).

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4. Leonard y Gelfand, J. Am. Chem. Soc, 77,3272 (1955).

33



Práctica 3

AISLAMIENTO DE LIMONENO DENARANJAS

OBJETIVO

El alumno realizará la extracción de limoneno a partir de cascaras de naranjamediante un disolvente, lo purificará por destilación y comprobará que en suestructura existen dobles enlaces carbono-carbono.

INTRODUCCIÓN

El limoneno (Fig. 3.1a) pertenece a una clase de compuestos químicos conocidoscomo terpenos.

Los terpenos tienen como unidad básica la del isopreno o 2-metil-l ,3-butadieno(Fig. 3.1b). El limoneno se encuentra en muchos aceites esenciales, por ejemploen: limones, naranjas, limas, bergamota y alcaravea. Los terpenos son una familiaque se presenta en forma muy variada en muchas plantas. Por ej emplo el geraniol,la mentona, el menteno, élpineno, etc., son aceites esenciales que se encuentranen los geranios, la menta y el árbol de pino respectivamente. El limoneno posee uncarbono quiral, por lo que las formas (+) o (-) se presentan de manera natural. Sinembargo, los árboles de naranja producen sólo uno de dichos enantiómeros. Elalcanfor es un terpeno que puede separarse de la esencia de manzanilla (Matricariacamomilla), y puede reducirse para obtener el isoborneol y el borneol que seutiliza en la esencia de lavanda. Por otro lado, el terpeno llamado canfeno puedeextraerse del romero y su forma levógira se presenta en el citronelal o en lavaleriana.

35




CH2 = C-CH = CH2

(a) (b)

Figura 3.1 a) Estructura del limoneno, b) estructura del isopreno.

MATERIAL DE VIDRIO

1 matraz redondo de tres bocas y de 500 mi1 condensador1 junta en Y para destilación1 tapón de vidrio1 adaptador curvo para destilación1 matraz Erlermeyer de 50 mi1 embudo de adición1 embudo de separación


3 soportes universales3 pinzas con nuez.1 reóstato1 manta de calentamiento1 parrilla1 cuchillo de cocina1 refractómetro de Abbe (ver Figs. C 9 y C 10 del anexo C )

Nota: Si desconoce alguna pieza de vidrio o equipo de laboratorio, puede revisarel anexo B de material de vidrio y equipo de laboratorio.

36



Aislamiento de limoneno de naranjas

SUSTANCIAS Y REACTIVOS

La cascara de tres naranjasAgua destiladaPentano (o éter)Sulfato de sodio anhidro, Na2SO4

Permanganato de potasio, KMnO4

PROCEDIMIENTO

Con un cuchillo de cocina se quita la cascara a tres naranjas, con todo y la pulpablanca que lleva adherida, cuidando de no presionar o tocar demasiado la cascarapara evitar la pérdida del aceite esencial. Con ella se prepara un picadillo o, si sepuede, un puré en un matraz redondo de tres bocas y de 500 mi. En la boca centralse ensambla un aparato de destilación (ver la Fig. C 3 del anexo C); en la bocalateral se coloca un embudo para adicionar agua. Se utiliza un matraz Erlenmeyerpara colectar el destilado.

Se adiciona agua al puré y se calienta procurando que la ebullición no sea muyviolenta y que el nivel de líquido en el interior del matraz se mantenga constantedurante el proceso de destilación. Debe destilarse tan rápido como sea posible,de manera que se colecten 150-200 mi de líquido turbio o aceitoso.

El puré del matraz se desecha y el destilado se enfría. El destilado se transfierea un embudo de separación y se adicionan 5-10 mi de pentano (o bien éter), seagita vigorosamente y se deja reposar para que las capas se separen. La disoluciónde pentano se coloca en un pequeño matraz Erlermeyer y se seca con sulfato desodio anhidro. La disolución se filtra o decanta en un recipiente previamente pesadoy el pentano se evapora con un baño de vapor. Se pesa nuevamente el matraz conel limoneno, se mide el volumen y se determina su índice de refracción.

ANÁLISIS

Para comprobar la presencia de los dobles enlaces del limoneno, puede realizarseuna pequeña prueba con disolución de bromo. Para ello se vierten 0,5 mi detetrahidrofixrano en un tubo de ensaye, se adicionan dos o tres gotas de la sustanciapor analizar y se mezcla hasta disolver. Se agrega gota a gota una solución al 2%de bromo líquido en tetracloruro de carbono. Una prueba de la existencia de dobleso triples enlaces es positiva cuando la solución se vuelve incolora. El color rojo-café del bromo desaparece cuando se adiciona a un compuesto con doble enlaceC=C, ya que se forma un compuesto hidrohalogenado que generalmente es

37




transparente. Aclaramos que tal procedimiento no se puede utilizar cuando existensistemas conjugados.

Otra alternativa es realizar una prueba con disolución acuosa de KMnO4. Ladisolución violeta de permanganato de potasio se vuelve de color café claro oincolora debido a que se oxidan y rompen los dobles enlaces C=C.

Es posible obtener el espectro IR del limoneno y compararlo con el espectroIR-18delanexoA.

CUESTIONARIO

1. ¿Cuántas unidades de isopreno intervienen para formar el limoneno?Identifíquelas.

2. Existen 14 posibles isómeros para la misma fórmula, C10H16, que difierenen la posición de los dobles enlaces; dibuje sus estructuras.

3. ¿El limoneno es una molécula polar o no polar?4. Identifique el centro quiral del limoneno.5. Durante la separación del limoneno a partir de su disolución acuosa, ¿qué

capa lo contiene, la superior o la inferior? ¿Por qué?6. El punto de ebullición del limoneno es de 177°C; entonces, ¿por qué es

posible separarlo de las cascaras del cítrico por destilación con agua?7. Investigue la estructura del canfeno y sugiera un posible método para extraer

el canfeno del romero.8. La vitamina A es también un terpeno que puede separarse con hexano de las

zanahorias y de las espinacas. ¿Cuál es su estructura? ¿Cuántas unidades deisopreno la forman?

BIBLIOGRAFÍA

1. Clarke F. Most. Jr. 1988. Experimental Organic Chemistry. USA, John Wiley& Sons.

2. D. L. Pavia, G. M. Lampman y G. S. Kriz, Jr. 1982. Organic LaboratoryTechniques. 2a ed. New York, Saunders, p. 163.

3. H. A. Strobel. 1982. Instrumentación química. Ia ed. México, Limusa.

38



Aislamiento de limoneno de naranjas

4. H. Murillo. 1970. Tratado elemental de química. México, ECLALSA,p. 280.

5. J. R. Dyer. 1965. Applications ofAbsortion Spectroscopy of Organic Com-pounds. USA, Prentice Hall.

6. D. H. Williams y I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in Organic Che-mistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

7. R. M. Silverstein y F. X. Webster. 1998. Spectrometric Identification ofOrganic Compounds. 6a ed. New York, John Wiley & Sons.

8. Aldrich Chemical. 1997. The Aldrich Library ofFT-IR Spectra. 2a ed.Milwaukee,WI,USA.

39



Práctica 4

AISLAMIENTO DE CAFEÍNA A PARTIRDEL TÉ O EL CAFÉ

OBJETIVO

a) El alumno aislará la cafeína a partir del té, usando disolución de carbonatode sodio, neutralización y extracción con diclorometano.

b) El alumno identificará los grupos funcionales existentes en la estructura dela cafeína.

INTRODUCCIÓN

La cafeína es uno de los derivados más importantes de la xantina (un alcaloide).Su concentración en una variedad de té, incluyendo el té negro y el té verde, de-pende de las condiciones climáticas y topográficas de su desarrollo y de los mé-todos de procesamiento.

Se ha encontrado que su concentración varía de un 2.0 a un 4.0%; él té negro deChina contiene 2.6 a 3.6%, el de Brasil 2.2 a 2.9% y el turco 2.1 a 4.6%.

La cafeína fue aislada por primera vez por Friese [1] de las semillas de Genipaamericana (2.25%) y por Sthenhouse [2] de los granos de café. La cafeína es unestimulante del sistema nervioso central y produce efectos miocárdicos y diuréticos,así como el relajamiento del pequeño músculo de los bronquios; se trata de undiurético menos potente que la teobromina.

MATERIAL DE VIDRIO

1 dedo frío (Fig. B 5e del anexo B)1 vaso de precipitado de 250 mi1 probeta graduada de 100 mi

41




1 parrilla de calentamiento1 matraz aforado de 250 mi1 matraz Kitazato1 embudo Buchner1 embudo de separación1 varilla de vidrio


1 soporte universal con anillo1 pinza de tres dedos con nuez1 balanza1 parrilla1 manta de calentamiento1 reóstato1 espátula

SUSTANCIAS

Ácido sulfúrico, H2SO4

Diclorometano, CH2C12

Carbonato de sodio, Na2CO3

CelitaTé negro

PROCEDIMIENTO

En un vaso de precipitado de 250 mi, se colocan 10 g de hojas de té molidas en2.5 g de carbonato de sodio y 50 mi de agua. La mezcla es calentada hasta ebulliciónpor 20 minutos, agregando ocasionalmente más agua para mantener constante elvolumen de la mezcla. La disolución caliente se filtra y neutraliza mediante laadición de una disolución de ácido sulfúrico al 10%.

La disolución neutra es entonces filtrada en un tamiz de celita (la cual se colocaen un embudo Buchner con papel filtro) y lavada con 10 mi de diclorometano. Elfiltrado de dos fases se lleva a un embudo de separación. La fase orgánica esseparada y la acuosa extraída dos veces con porciones de 20 mi de diclorometanocada una. Las tres extracciones de diclorometano se combinan y el disolvente se

42



Aislamiento de cafeína a partir del té o el café

evapora. La cafeína cruda se puede recristalizar en la menor cantidad de acetona oagua calientes.

Si se dispone de un dedo frío es posible obtener cristales muy puros de cafeínapor sublimación. Los cristales de la cafeína tienen forma en agujas (de 0.25 gaproximadamente) y tienen un punto de fusión de 235°C.

Nota: Tenga la precaución de realizar las extracciones con diclorometano en unlugar perfectamente ventilado y lejos de cualquier flama o fuente de calentamientopues es muy volátil.

PRUEBAS

Se colocan unos cuantos cristales de cafeína y 3 gotas de ácido nítrico en un discopequeño de porcelana y se calienta para evaporar el liquido. Se agregan dos gotasde hidróxido de amonio. Si la mezcla se torna violeta, se ha confirmado la presen-cia de cafeína.

De ser posible, obténgase el espectro infrarrojo de la cafeína y compárese conel espectro IR-9 del anexo A, buscando en especial las bandas señaladas en la ta-bla 4.1.

También puede obtenerse el espectro en la región del ultravioleta visible, UV-Vis. La cafeína, disuelta en agua, presenta una señal de máxima absorbancia en278 nm, característica de las purinas y que se desplaza a mayores longitudes deonda debido a los sustituyentes presentes.

TABLA 4.1 LAS PRINCIPALES SEÑALES DEL ESPECTRO IR DE LACAFEÍNA (VER ESPECTRO IR-19 EN EL ANEXO A)

Señal/crrr1

3134

2850

1705

1660

1604,1548,1440

1470,1358

1230,1197,1020

740

Grupo

C-H

N-CH3

C=O

C=C

CH3

C-N

C-H

Movimiento

alargamiento

alargamiento

alargamiento

alargamiento

sistema de pirimidina

flexión

alargamiento

deformación

43




CUESTIONARIO

1. Investigue la estructura de la cafeína e identifique en ella los gruposfuncionales que la forman.

2. ¿Qué efecto del carbonato de sodio permite que la separación de la cafeínasea eficiente?

3. ¿Por qué se agrega la solución de H2SO4 a la mezcla de carbonato y técaliente?

4. ¿A qué atribuye usted el color violeta en la prueba de murexida con cafeína?

BIBLIOGRAFÍA

1. F.W. Freise. Pharm. Zentr, 704, 76 (1935).

2. J. Stenhouse. Ann. 244,89 (1954).

3. Silverstein, R. M., Webster, F., Clayton, G., Bassler y T. C. Morrill. 1998.Spectrometric Identification ofOrganic Compounds. 6a ed. John Wiley &Sons, New York, 1998.

4. J. R. Dyer. 1995. Applications ofAbsortion Spectroscopy ofOrganic Com-pounds. USA, Prentice Hall.

5. D. H. Williams e I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in Organic Che-mistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

6. Aldrich Chemical. 1997. The Aldrich Library ofFT-IR Spectra. 2a ed.Milwaukee,WI,USA.

44



Práctica 5

EXTRACCIÓN Y RECRISTALIZACIÓN DEUN FÁRMACO

OBJETIVOS

a) El alumno realizará la extracción del ácido acetilsalicílico (analgésico),principio activo de varias preparaciones farmacológicas.

b) El alumno realizará una purificación del ácido acetilsalicílico medianterecristalización de dicho compuesto.

c) El alumno comprobará que en la estructura del compuesto existe el grupofuncional ácido carboxílico mediante pruebas a la gota o por espectrosco-pia IR.

INTRODUCCIÓN

Las sustancias químicas puras se caracterizan por ciertas constantes físicas (puntode fusión, punto de ebullición, densidad, rotación óptica, índice de refracción,etc.) que nos permiten evaluar la pureza. La recristalización es uno de los mejoresmétodos físicos para purificar compuestos sólidos a temperatura ambiente.

Un compuesto sólido puede recristalizarse a partir de su solución saturada ycaliente, en un disolvente en el que a temperatura ambiente es poco o medianamentesoluble. La técnica se basa en el hecho de que el exceso de soluto forma núcleoscristalinos que crecen al enfriarse la disolución, dejando la mayor parte de susimpurezas en el disolvente. Como regla general, una sustancia es más soluble enaquellos disolventes cuya estructura se le parezca más. Para que un disolvente seconsidere adecuado para la recristalización, debe cumplir los siguientes requisitos:

a) Que el compuesto por cristalizar sea poco soluble en él a baj as temperaturas,pero muy soluble a temperatura elevada.

b) Que no reaccione con el soluto.

45




c) Que sea lo suficientemente volátil para que resulte fácil eliminarlo de loscristales filtrados.

d) Que las impurezas sean mucho más solubles en frío que el soluto, para queno lo recontaminen.

Para encontrar el disolvente adecuado para una recristalización, se recomiendaensayarla con varios disolventes. Para ello es importante tener presentes algunasde las propiedades de los más utilizados, los cuales se muestran en la tabla 5.1.

TABLA 5.1 ALGUNOS DE LOS DISOLVENTES MÁS UTILIZADOSPARA RECRISTALIZACIONES, ORDENADOS PRINCIPALMENTE POR

SUS CONSTANTES DIELÉCTRICAS

Disolvente

Formamida

Agua

Dimetilsulfóxido

N,N-dimet¡lformamida

Acetonitrilo

Nitrobenceno

Metanol

Etanol

Acetona

n-propanol

¡sopropanol

Piridina

Diclorometano

Tetrahidrofurano

Acetato de etilo

Cloroformo

Éter

Disulfuro de carbono

o-xileno

Fórmula

HCONH,

H2O

(CH3)2SO

CH3CON(CH3)2

CH3CN

C6H5NO2

CH30H

C2H6OH

(CH3)2CO

n-C3H7OH

teo-C3H7OH

C6H5N

CH2CI2

C4H8O

CH3-COO.C2H5

CHCI3

(C2H5)2O

CS2

o-C6H5.(CH3)2

(°c)

193

100.0

189.0

153

81.6

210.9

64+

78.1

56.1

97.8

82.5

115.5

40.1

65.4

77.2

61.3

34.6

46.3

144.4

P,fe)

2.55

0.0

18.6

-61.0

-45.7

5.7

.-987

-116.0

-95.0

-127

-85.8

-41.8

-96.7

<0

-84.0

-63.5

-116.0

-111.6

-25.0

Constantediléctrica

109.50

78.5

47.6(23°)

36.70

36.20

34.6

32.60

24.30

20.70

19.7

18.3

12.3

8.9

7.39

6.02

4.70

4.22

2.64

2.57(20°)

Miscibilidaden agua

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

+

-

-

-

-

-

-

-

46



Extracción y recristalización de un fármaco

Tolueno

Benceno

Tetracloruro de carbono

Dioxano

n-hexano

Éter de petróleo

C6H5CH3

C6H6

CCI4

C4H8O2

n-C6H14

C 5 H 1 2 y C 6 H 1 4

110.6

80.2

76.8

101.5

69.0

35-65

-95.0

5,5

-22.8

11.7

-94.3

<0

2.38

2.27

2.23

2.21

1.9

-

-

-

-

-

-

MATERIAL DE VIDRIO

2 matraces Erlermeyer de 50 mi2 vasos de precipitado de 50 mi2 vasos de precipitado de 100 mi1 embudo de separación de 125 mi1 probeta de 25 mi1 pipeta Pasteur1 matraz Kitazato de 250 mi1 embudo Buchner1 mortero con pistilo1 cristalizador1 agitador de vidrio


1 soporte universal2 pinzas de tres dedos con nuez1 parrilla1 espátula1 agitador magnético mediano1 anillo pequeño1 piceta con agua destilada1 papel pH1 papel filtro

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REACTIVOS

Cloroformo, CHC13

Diclorometano, CH2C12

Hexano, n-C6H14

Éter de petróleo, C5H12 y C6H14

Acetato de etilo, CH3-COO.C2H5

Etanol,C2H5OHMetanol,CH3OHHidróxido de sodio, NaOHÁcido clorhídrico, HC1Hielo

PROCEDIMIENTO

Se coloca 1 g de tabletas (que contengan ácido acetilsalicílico o acetaminofén),previamente pulverizadas, en un matraz Erlermeyer de 50 mi. Se adicionan 25 mide diclorometano y se agita hasta disolver lo más posible el sólido. Se separa,filtrando por gravedad y en un papel previamente pesado, el sólido insoluble y sedeja secar, para posteriormente evaluar la composición porcentual del fármaco.El líquido filtrado se colecta en un vaso de precipitado de 50 mi y se transfiere aun embudo de separación; el vaso de precipitado se lava con 5 mi de diclorometanoy éste se vierte también en el embudo. Se adicionan 10 mi de una solución deNaOH 1M, se tapa el embudo y se agita varias veces, liberando la presión en cadaagitación. El embudo se deja reposar sobre un anillo para permitir que las fases seseparen. La fase acuosa se colecta en un vaso de precipitado de 100 mi y elproceso de extracción se repite otras dos veces. La fase orgánica, de diclorometano,se guarda en un matraz Erlenmeyer de 100 mi.

Se adiciona a la fase acuosa una solución 6 M de HC1 (aproximadamente 10 mi)hasta que el pH sea menor o igual a 2, procurando agitar constantemente durante elproceso. La mezcla se enfría en un baño de hielo, hasta que ya no aparezca másprecipitado. Los cristales se filtran y secan lo más posible en un embudo Buchnery en papel previamente pesado.

El diclorometano de la fase orgánica se evapora en un baño caliente. Sobre labase de los pesos de los sólidos separados, se calcula la composición porcentualaproximada del fármaco.

Con la mitad del ácido acetilsalicílico obtenido, se procede a realizar pruebasde solubilidad, en frío y en caliente, en tubos de ensaye pequeños y con las canti-dades y disolventes señalados en la tabla 5.2.

48




TABLA 5.2 PRUEBAS DE SOLUBILIDAD RECOMENDADAS PARA LARECRISTALIZACIÓN DEL ÁCIDO ACETILSALICÍLICO

Tubo

1

2

3

4

5

6

Disolvente

hexano

éter de petróleo

cloroformo

acetato de etilo

etanol

metanol

Muestra(mg)

25

25

25

25

25

25

Volumen(mi)

1.0

1.0

1.0

1.0

1.0

1.0

Solubilidaden frío

Solubilidaden caliente

Nota: En caso de que ninguno de los disolventes propuestos cumpla con losrequisitos arriba señalados, puede realizarse una recristalización por par dedisolventes utilizando una mezcla de dos de ellos. Recuerde que en este caso unode dichos disolventes debe solubilizar a la sustancia problema, en caliente, y elotro no disolverla en frío.

Una vez encontrado el disolvente o la mezcla adecuada, se procede a recristalizarla mitad del ácido acetilsalicílico extraído del fármaco. Si se observa que la so-lución es colorida, puede agregarse un poco de carbón activado y filtrar en calientepara eliminar los contaminantes que originan dicho color.

Para recristalizar se disuelve el ácido acetilsalícilico en la menor cantidad desolvente caliente, se evapora hasta el 70% del volumen original y se deja enfriar,primero hasta temperatura ambiente y después en hielo. Una vez formados loscristales, se filtran por succión en un papel previamente pesado y se dejan secarcompletamente. Una vez secos, se determina el punto de fusión de los cristalespuros e impuros, se compara su color y forma y si es posible se obtiene el espectroIR del ácido recristalizado (compárelo con el espectro IR-20 del anexo A). Asi-mismo, con el indicador universal se comprueba que efectivamente la sustanciarecristalizada tiene carácter ácido.

OPCIONAL

El ácido salicílico puede obtenerse a partir de la aspirina calentando a reflujo,en agua, y agregando un poco de ácido acético. Posteriormente se deja enfriar y se

49




filtra el sólido formado. Esta sustancia se recristaliza en éter de petróleo (a 40-60°C), obteniéndose así cristales en forma de agujas que son ácido salicílicopuro, el cual se descompone a 128-135°C.

CUESTIONARIO

1. ¿Por qué una sustancia se vuelve más soluble en un disolvente al aumentarla temperatura?

2. En la tabla 5.1, los disolventes se ordenaron por el valor decreciente de suconstante dieléctrica. En esa tabla, ¿cuál es el disolvente más polar y cuálel menos polar?

3. Investigue la estructura del ácido acetilsalicílico y la del acetaminofén.4. ¿Qué es un analgésico? ¿Qué es un excipiente?5. ¿Cómo puede obtenerse ácido acetilsalicílico a partir de ácido salicílico?6. En el presente experimento, ¿para qué se agrega la solución de NaOH?7. ¿Qué función cumple la adición de HC1 a la fase acuosa?8. ¿Es posible predecir, basándose sólo en la estructura de una sustancia, el

tipo de disolvente que puede servir para disolverla y recristalizarla? ¿Secumple esto con el ácido acetilsalicílico?

BIBLIOGRAFÍA

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5. J.A. Landgrabe. 1993. Theory and Practice in Organic Laboratory. 4a ed.Brooks/Cale Calif, USA.

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6. R. M. Silverstein y F. X. Webster. 1998. Spectrometric Identification ofOrganic Compounds. 6a ed. New York, John Wiley and Sons.

7. Aldrich Chemical. 1997. lite Aldrich Library of FT-IR Spectra. 2a ed.Milwaukee,WI,USA.

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Práctica 6

CROMATOGRAFÍA I:EN CAPA FINA

OBJETIVO

El alumno comprenderá el principio de la cromatografía y utilizará sus diversasposibilidades para la purificación e identificación de compuestos orgánicos.

INTRODUCCIÓN

La cromatografía es la técnica que permite separar sustancias de diferente colormediante la distribución desigual de éstas entre dos fases, un adsorbente y un me-dio de arrastre. En química orgánica se utilizan tres tipos de cromatografía: cro-matografía en capa fina (ccf), cromatografía en columna (ce) y cromatografía degas-líquido (cgl). Para separaciones más especializadas existe la cromatografíade alta presión de líquidos (capí), la cromatografía de permeación en gel (cpg) yla cromatografía de intercambio iónico (cii).

Todos los tipos de cromatografía dependen de la distribución de sustanciasentre dos fases. Estas dos fases son el sólido adsorbente y el eluyente, que es lafase líquida o gaseosa que atraviesa el sólido. El sólido adsorbe y retiene másfuertemente los compuestos más polares que se encuentran en el líquido; debido aello, los menos polares son arrastrados por el eluyente y separados. Al ser retenidascon mayor fuerza, las sustancias más polares permanecerán más tiempo dentro delsólido y para extraerlas se necesitará un mayor volumen de líquido.

La adsorción y desorción de una sustancia de una superficie sólida es lo que sellama adsorción cromatográfica. Esta adsorción es posible por la existencia deuna fase sólida con un líquido estacionario y un segundo líquido que lo atraviesa.Las sustancias con diferente polaridad se separan o reparten entre estos dos líquidosen forma desigual; esto es lo que se llama partición cromatográfica. La adsorcióny la partición cromatográfica se encuentran en un equilibrio dinámico en el cual elsoluto se mueve lentamente a través de un medio adsorbente en la dirección en que

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fluye el líquido. Si en el solvente existe una mezcla de compuestos, éstos sesepararán debido a sus diferentes adsortividades y a las distintas velocidades conque atraviesan el medio adsorbente.

CROMATOGRAFÍA EN CAPA FINA

Con la cromatografía en capa fina se puede determinar de manera rápida y eficienteel número de componentes de una mezcla, e incluso se puede establecer si dossustancias son idénticas o poseen diferente estructura. Esta técnica es utilizablesólo si los sólidos analizados no son volátiles.

Como su nombre lo indica, la cromatografía en capa fina requiere el uso de unapelícula delgada de adsorbente (de entre 0.10 mm y 0.25 mmm de espesor) soportadasobre vidrio o plástico.

Debido a la necesidad de realizar experimentos reproducibles, las placas paracromatografía en capa fina se fabrican con un espesor fijo de adsorbente y semontan en vidrio, plástico* (poliéster resistente) o placa de aluminio, y son detamaño estándar: 2.5 x 6.7 cm. Asimismo, pueden cortarse piezas de este tamañoa partir de placas de 20 x 20 cm, que también son comerciales. En el mercadopueden conseguirse incluso placas para cromatografía con indicador fluorescen-te, la cual es recomendable para el estudio de compuestos no coloridos perofluorescentes.

En la cromatografía de capa fina son comunes tres tipos de medios adsorbentes:la alúmina, el gel de sílice y la celulosa. Cada una de estas sustancias se utilizacomo un polvo activo finamente pulverizado. Se dice que un adsorbente se haactivado cuando se le calienta para eliminar el agua que ha adsorbido. La alúminay el gel de sílice se utilizan para analizar una gama muy grande de compuestosorgánicos polares y no polares. La alúmina es más polar que el gel de sílice, y porlo tanto retiene más fuertemente a las sustancias que adsorbe. La celulosa es utilizadapara estudiar compuestos orgánicos muy polares o solubles en agua, razón por lacual es un medio más versátil. La celulosa puede adsorber hasta un 20% en pesode agua.

Si no se dispone de cualquiera de estos productos, se pueden fabricar placas depelícula delgada con portaobjetos de vidrio, como se indica en el anexo.

El adsorbente más popular en este caso es el gel de sílice G o ácido silícico.Éste no es más que sílica hidratada (SiO2. x H2O) con aproximadamente un 10%de yeso (CaSO4.1/ 2H2O). La sílica GF es sílica hidratada con yeso y un indicadorfluorescente.

El adsorbente se pega fuertemente si se usa alcohol polivinílico.

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Cromatografía I: en capa fina

Para preparar la placa de cromatografía se puede utilizar uno de variosdisolventes, pero el cloroformo es el más recomendable. La adición de metanol alcloroformo hace que el yeso se una más fuertemente al vidrio.

Nota: Si la placa que se va a utilizar es muy vieja, se puede activar calentándola a100°C por 30 minutos.

MATERIAL DE VIDRIO

1 vaso de precipitado de 100 mi1 vidrio de reloj1 pipeta Pasteur1 jarra para revelado de placas cromatográficas (Fig. B 2h del anexo B)


Lámpara UV portátil

REACTIVOS

Alúmina, A12O3

Gel de sílice, SiO2- xH2OMetanol, CH3OHCloroformo, CHC13

Éter dietílico, (CH3CH2)2OEtanol,CH3CH2OHAzul de bromotimol/?-nitrofenolFibra de vidrioArena para cromatografía o sulfato de sodio anhidro, Na2SO4

Placa para cromatografía en capa fina o 3 portaobjetos

PROCEDIMIENTO

Se aplica una pequeña cantidad de mezcla problema (que puede ser una mezcla deazul de bromotimol y p-nitrofenol, mezcla de tinta china o estracto de pasto o

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betabel) cerca de la parte inferior de la película adsorbente* (digamos a 10 mm).La película se coloca en un recipiente con tapa en el cual se ha vertido un mínimode disolvente (5 a 10 mm). Debe tenerse cuidado de que la zona donde se aplicó lamezcla problema no quede sumergida en el disolvente. El disolvente arrastra porascenso capilar los distintos componentes de la mezcla, los cuales ascienden porla película adsorbente según su menor polaridad.

Se deja que el líquido ascienda hasta que ya no se observe desplazamientoalguno del frente de líquido. Después de ocurrido esto, la película se deja secar yse procede a examinarla.

Una vez seca la película, se podrán notar zonas más coloridas en las cuales sehan ubicado los diferentes componentes de la mezcla. Si no es posible observarlosclaramente, puede revelarse la película, colocándola unos momentos en unrecipiente que contiene unos cristalitos de yodo, los cuales, al sublimar, realzaránaquellas zonas donde las sustancias se han estancado. También puede iluminarsela placa con una lámpara UV (hay que tener cuidado de no observar la luzdirectamente) para observar aquellas sustancias que no son coloridas pero sonfluorescentes.

Recuérdese que mientras más fuerte sea la interacción entre una sustancia y elsólido adsorbente, éste se moverá más lentamente en dicha sustancia. Es decir queun disolvente arrastrará más rápidamente las sustancias no polares. Es posibleque las sustancias polares se desplacen lentamente o que no sean arrastradas porel disolvente.

En condiciones definidas de trabajo, una sustancia dada puede desplazarse unadistancia relativa (ds) respecto al frente del disolvente utilizado (dj). La razónentre estas distancias se llama cociente de arrastre o grado de arrastre (Rf):

Rf = d/d,

El valor de Rf es una propiedad fisicoquímica de cada sustancia y depende de suestructura. Para calcular Rf sólo deberán medirse las distancias recorridas por elfrente del líquido y por los distintos componentes de la mezcla.

La cromatografía en capa fina permite estimar qué tan bueno es un disolventepara utilizarse en cromatografía en columna. Un disolvente puede utilizarse comoeluyente de algún componente de una mezcla cuando provoca un Rf del orden de0.3 o mayor. La cromatografía en capa fina también permite analizar el número decomponentes de una fracción salida de una cromatografía en columna, siempre ycuando se disponga de un buen agente revelador.

* La mezcla problema puede ser una mezcla de azul de bromotimol y p-nitrofenol, una mezclade tintas, o extracto de pasto o betabel.

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Cromatografía I: en capa fina

FABRICACIÓN DE PLACA CROMATOGRAFICA

a) Lave bien con jabón y agua los portaobjetos de vidrio y séquelos.b) Prepare una suspensión de 40 g de gel de sílice G en 100 mi de una mezcla

2:1 (en volumen) de cloroformo y metanol, y agítela por un minuto o hastaque obtenga una mezcla homogénea.

c) Coloque cara a cara dos portaobjetos y sumérjalos en la suspensión, hastaque sólo 1 cm quede fuera.

d) Extraiga lenta y uniformemente los portaobjetos de la mezcla, permitiendoque el disolvente se evapore lentamente para que no se formen grietas. Des-pués de que el disolvente se ha evaporado, separe los dos portaobjetos ydéjelos secar unos minutos.

Frente dedisolvente

1 cm

(a) (b)

Figura 1 a) Montaje de una prueba de cromatografía en película delgada; b) placa depelícula delgada con dos muestras a diferente distancia de arrastre ds.

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CUESTIONARIO

1. Explique lo que entiende por cromatografía y diga cuántas clases decromatografía conoce.

2. ¿Cuál es la utilidad inmediata de la cromatografía en capa fina?3. ¿Cómo escogería el disolvente más adecuado para utilizarlo como eluyente?4. ¿Qué es la adsorción cromatográfica? ¿Qué diferencia existe entre adsorción

y absorción?

BIBLIOGRAFÍA

1. J. R. Mohring y D. C. Neckers. 1979. Laboratory Experiments in OrganicChemistry. 3a ed. New York, D. Van Nostrand.

2. Shellard, EJ. Quantitative paper and Thin Layer Cromatography, Aca-demic Press, New York, 1968.

3. Stahl E. Thin Layer Chromatography, a Laboratory Handbook, 2a ed.Spring-Verlag, New York, 1969.

4. Stock R., Rice C. B.I. Chromatographic Methods, Halsted Press of JohnWiley & Sons, New York, 1959.

5. Zweig G., Whitaker, J.R. Paper Chromatography andElectrophoresis, Vol.I and II, Academic Press, New York, 1969.

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Práctica 7

CROMATOGRAFÍA II: EN COLUMNA

OBJETIVO

El alumno entenderá el principio de la cromatografía y utilizará sus diversas posibilidadespara la purificación e identificación de compuestos orgánicos.

INTRODUCCIÓN

La cromatografía en capa fina y en columna son dos ejemplos de cromatografía deadsorción. En ambos casos los sólidos adsorbentes utilizados son los mismos,pero en la cromatografía en columna el tamaño de los granos de adsorbente esconsiderablemente mayor.

En la cromatografía en columna se utilizan principalmente dos medios ab-sorbentes: el óxido de aluminio, A12O3, y el gel de sílice, SiO2 x H2O. La alúmina seutiliza principalmente para separar compuestos medianamente o no polares y el gel desílice para separar compuestos orgánicos polares.

La alúmina para cromatografía se encuentra disponible como un polvo fino ypuede ser: acida (pH = 4), neutra (pH = 7) y básica (pH = 10). La alúmina activadaes aquella que se ha sometido a un tratamiento térmico para eliminar su contenidode agua, lo cual le confiere capacidades adsorbentes muy importantes. Una alúminaactivada de grado I (según el sistema de clasificación de Brockman) es aquellaque se ha calentado a 400-450°C y hasta que ya no pierde más agua. La alúmi-na que ha adsorbido un 3% de agua se denomina de grado II, la que ha adsorbido6% es la de grado III, y las de grados IV y V son aquellas que contienen un 10% yun 15% de agua respectivamente.

El grado de adsorción de una sustancia en la alúmina depende sobre todo de lasfuerzas de atracción (fuerzas de Van der Walls, interacciones dipolo-dipolo, en-laces puente de hidrógeno y coordinaciones) entre la sustancia y la superficieadsorbente.

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Las sustancias orgánicas polares, como los ácidos carboxílicos, las aminas, lospolioles, etc., se adsorben tan fuertemente en la alúmina que para separarlos deella y extraerlos es necesario utilizar disolventes muy polares.

El gel de sílice por lo general se utiliza como un soporte sólido del agua, por locual los compuestos en ella separados se reparten entre el agua fuertemente unidaa la superficie de gel de sílice y el disolvente eluyente. Por tanto, la eficiencia dela separación depende de la solubilidad relativa de los compuestos entre el aguay el líquido eluyente. El gel de sílice comercial contiene por lo general de 10 a20% de agua adsorbida y se utiliza sin necesidad de activarlo por calentamiento.

ELUYENTES

En cromatografía, los líquidos utilizados para separar los compuestos adsorbidosen la columna de cromatografía deben ser progresivamente más polares. Loscompuestos polares son fuertemente adsorbidos por la superficie del óxido metálico,y para separarlos (eluirlos) y extraerlos de la columna es necesario utilizardisolventes más polares. Por el contrario, los compuestos no polares se unen conmenos fuerza al sólido adsorbente y son separados más fácilmente por disolventesno polares.

La velocidad con la cual una sustancia es separada puede controlarse cambiandola polaridad del disolvente o el grado de actividad del sólido adsorbente. Porejemplo, si una sustancia es eluida con rapidez pero su separación respecto deposibles contaminantes es poco eficiente, se recomienda utilizar un adsorbentemás fuerte o bien utilizar un disolvente menos polar. Por el contrario, si lapurificación es eficiente pero muy lenta, se recomienda cambiar el adsorbente poruno menos activo.

La siguiente serie es el orden recomendado de líquidos eluyentes por probar, yva del menos al más poderoso:

Alcanos (éter de petróleo, hexano, ciclohexano)<CCl4<tolueno<CH2Cl2<éterdietílico< CHCl3<acetona<acetato de etilo<etanol<metanol (consulte la constantedieléctrica de estas sustancias en la Tabla 5.1 de la Práctica 5).

DIMENSIONES DE LA COLUMNA

Tenga en cuenta que una columna más larga y delgada adsorberá más tenazmentelos compuestos que una corta y ancha. Una razón de 8:1 a 10:1 entre la altura y eldiámetro de la columna es lo recomendable.

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Cromatografía II: en columna

Por otro lado, es recomendable utilizar de 20 a 30 veces más de sólido adsorbenteque de mezcla problema, aunque puede ser una cantidad mayor si la separación espoco eficiente.

Por ejemplo: si se desea separar 10 gramos de muestra problema en una bure-ta de 3.4 cm, lo recomendable son 250 g de alúmina (la alúmina tiene una densidadde aproximadamente 1 g/cm3) y la columna tendrá una altura de aproximadamen-te 27 cm.

La altura de la columna puede calcularse con facilidad (el volumen de un cilin-dro = 7ir2h), o en su caso el diámetro más adecuado.

Por ejemplo, si se van a utilizar 20 g de alúmina y el tubo de vidrio tiene undiámetro de 1.5 cm, la columna tendrá una altura de 11 cm.

El gel de sílice tiene una densidad de 0.3 g/cm3, mucho menor que la alúmina,es por ello que al trabajar con esta sustancia es necesario utilizar columnas másanchas.

Por lo general, para construir una columna de cromatografía se utilizan piezasde vidrio que en su parte inferior poseen una llave para controlar la salida dellíquido eluyente.

Al construir una columna de cromatografía se debe tener cuidado ya que laexistencia de imperfecciones, burbujas de aire atrapadas o fisuras provocará unaseparación deficiente de las muestras.

MATERIAL DE VIDRIO

1 bureta de 25 mi o una columna de vidrio con llave3 matraces Erlenmeyer de 125 mi1 vaso de precipitado de 100 mi1 vaso de precipitado de 50 mi1 embudo de cuello largo1 pipeta graduada de 5 mi1 propipeta


1 soporte universal1 pinza para bureta (Fig. B 4c del anexo B)

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REACTIVOS

Alúmina, A12O3

Gel de sílice, SiO2xH2OPlaca para cromatografía en capa finaFibra de vidrioArena para cromatografíaHexano, C6H14

Metanol,CH3OHCloroformo, CHC13

Éter dietílico, (CH3CH2)2OEtanol, CH3CH2OHDiclorometano, CH2C12

Tolueno, C6H5CH3

Acetona, CH3COCH3

Acetato de etilo, CH3COOCH2CH3

Azul de bromotimol/7-nitrofenol

PROCEDIMIENTO

A) Montaje de la columna (Fig. 7.1)

1. Se coloca y fija la columna de vidrio en posición vertical, mediante laspinzas para ello creadas, cuidando de no apretar en exceso.

2. Se llena la columna con líquido eluyente que se planee usar, o bien con el demenor polaridad, hasta aproximadamente la mitad.

3. Se coloca un retén en la parte inferior interna de la columna, utilizando untrozo de fibra de vidrio. Debe tenerse cuidado de que no queden burbujasde aire atrapadas.

4. A continuación, se cubre con una capa de entre 5 y 10 mm de arena blanca(aunque puede utilizarse sulfato de sodio anhidro).

5. Se agrega lentamente el sólido adsorbente por la parte superior de la columna,cuidando que caiga de manera uniforme en el fondo de ésta. Este paso selleva a cabo lentamente para que la columna formada sea firme pero noapretada y permita el paso del disolvente.

6. Unos pequeños golpes a los lados de la columna permiten obtener una columnauniforme, horizontal y sin burbujas atrapadas. Si se observan canales omuchas burbujas atrapadas, es mejor extraer el disolvente y rehacer lacolumna.

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7. Una vez agregado todo el adsorbente, se adiciona una capa de 5 mm dearena blanca para proteger la capa de adsorbente.

8. Se elimina el líquido eluyente en exceso, cuidando que su nivel nunca seainferior a la capa superior de arena.

Nota: a) Si se va a utilizar un disolvente más polar que el tetracloruro de car-bono, se recomienda mezclar el sólido adsorbente en dicho disolventey después adicio-narlo a la columna, para evitar la presencia de bur-bujas de aire atrapadas y que el líquido se evapore, seque la columnay la arruine.

b) Si se construye una columna de gel de sílice, ésta debe adicionarse ala columna lo más lentamente que se pueda ya que contiene muchomás aire que la alúmina.

tt) Fibra de vidrio o algodón

Figura 7.1 Montaje de una columna de cromatografía.

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B)Elusión

Prepare una disolución de la mezcla problema, lo más concentrada posible (en nomás de 5 mi del líquido eluyente). Antes de adicionar la disolución problema, porla parte superior de la columna, cerciórese de que el nivel de líquido no se encuentremuy por arriba de la capa de arena, pues un exceso de disolvente provocará unamezcla y una separación deficiente de sus componentes.

Si la muestra problema no se disuelve en el disolvente de la columna, puedeagregarse una pequeña cantidad de un disolvente más polar para disolverla.

A continuación se abre la llave de la columna para permitir la salida del eluyentehasta que su nivel superior quede al ras de la capa de arena. Para iniciar la se-paración se agrega más disolvente y se abre nuevamente la llave de flujo, evitandosiempre que la columna se seque.

Si el disolvente utilizado no favorece la separación, se agrega otro de mayorpolaridad. La separación se considera eficiente cuando el flujo de disolventeprovoca la formación de bandas fácilmente distinguibles y separadas en el tramode columna.

Recolecte cada banda de color que sale de la columna en un matraz bienetiquetado para su posterior manipulación.

Si un primer disolvente no arrastra fracción alguna, se pueden agregar mezclasde concentración creciente de otro disolvente, de distinta polaridad (disueltas enel primero), para evitar que el calentamiento provocado por una mezcla abruptade disolventes con polaridades muy diferentes fracture la columna.

El tiempo óptimo de salida del eluyente es de aproximadamente 2 ml/7 min, yaque un flujo más grande no permite que el equilibrio de adsorción ocurracorrectamente.

Cuando los componentes de una mezcla problema no son coloridos, puedeutilizarse una lámpara UV para detectarlas. Si aun de esta forma no son observables,se deberá realizar una recolección en matraces pequeños y numerados, los cuales seanalizarán por espectroscopia UV-Visible u otra técnica para poder combinaraquellos que contienen una única y misma fracción. Si no se detecta componentealguno de la mezcla, será necesario cambiar de eluyente.

C) Purificación

Para obtener los distintos componentes de la mezcla problema en forma pura, seeliminan los disolventes por destilación en un evaporador rotatorio.

Si alguno o algunos de los componentes de la mezcla fueran muy difíciles deextraer, puede recurrirse a la cromatografía en columna seca. Esta seudotécnica

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consiste en permitir la separación de los componentes de la mezcla en la columna—aunque no se extraigan—, eliminar lo más posible de eluyente, extraer el sólidoadsorbente y cortar en rodajas las distintas fracciones observadas. Después selava cada rodaja con el o los disolventes que logren separar cada sustancia delsólido adsorbente, y por último se evaporan todos los disolventes.

Nota: Si no se desea separar mezclas de productos naturales, puede prepararseuna mezcla problema de entre las siguientes:

a) 1 mg de azul de bromotimol y 1 mg de p-nitrofenol, eluyendo con metanol.b) 50 mg de p-nitroanilina y 70 mg de o-nitroanilina, eluyendo con benceno

(aunque no es recomendable) sobre alúmina grado IV.c) Una mezcla 1:1:1 de benzofenona, difenilmetanol y difenilo, eluyendo con

éter de petróleo, benceno y éter (en ese orden) sobre alúmina grado IV.Estas tres sustancias incoloras se recolectan en matraces de hasta 25 mi,para posteriormente analizarse por cromatografía en capa fina u otra técnica.

CUESTIONARIO

1. ¿La alúmina y el gel de sílice son los únicos sólidos adsorbentes que sepueden utilizar en cromatografía?

2. Si al realizar una separación cromatográfica en columna de gel de sílicellena con cloroformo ningún componente se puede separar, ¿qué haría ustedpara separar los distintos componentes?

3. Si trabajara con compuestos que no son coloridos ni fluorescentes, ¿de quéotra manera podría realizar una separación exitosa?

4. Si realiza una separación con una columna de alúmina usando cloroformocomo eluyente, ¿en qué orden salen el éter dietílico, el p-nitrotolueno, elbenceno y el cloroetano, que tienen los momentos dipolares (x 1018): 1.0,4.5,0.0 y 2.0 respectivamente?

BIBLIOGRAFÍA

1. Determann H, Gel Chromatography, a Laboratory Handbook, 2a ed. Spring-Verlag, New York, 1969.

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2. Fischer, L. Introducción a la Cromatografía en Gel, Editorial el ManualModerno, S.A. México, 1975.

3. J. R. Mohring y D. C. Neekers. 1979. Laboratory Experiments in OrganicChemistry. 3a ed. New York, D. Van Nostrand.

4. Stock, R., Rice C.B.L Chromatographic Methods, Halsted Press of JohnWiley & Sons, New York, 1959.

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Práctica 8

ISOMERÍA CIS-TRANS: ISOMERIZACIONDEL ÁCIDO MALEICO A FUMÁRICO

OBJETIVO

El alumno comprenderá el concepto de isomería, en particular el de isomería cis-trans, al realizar la transformación del isómero cis del ácido 2-butenodióico (ácidomaleico) al isómero trans, o ácido fumárico, y observará sus formas cristalinas ysus diferentes puntos de fusión.

INTRODUCCIÓN

Dos sustancias son isómeros cuando poseen la misma fórmula molecular pero di-fieren en la conectividad o en la disposición espacial sus átomos.

Los ácidos maleico y fumárico pueden obtenerse a partir del ácido málico, yaque éste se deshidrata en presencia de medio ácido, formándose el carbocatiónintermediario. Cuando el proceso se realiza a baja temperatura los grupos carboxilo(-COOH) se repelen mutuamente; en consecuencia, el enlace a gira de tal modoque al formarse el doble enlace estos grupos quedan ubicados en lados opuestosdel enlace n, obteniéndose el ácido fumárico (isómero trans). Cuando la reacciónse realiza a mayor temperatura, los grupos carboxilo pueden vencer la mutuarepulsión y al formarse el doble enlace tales grupos quedan ubicados del mismolado del doble enlace TC, obteniéndose así el ácido maleico (isómero cis).

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HOOC COOHa | TI |

HOOC-CH-CH-COOH > HOOC-CH—CH-COOH —->HC=CH + H+

II I +H OH Hácido málico 1 ácido maleico

HOOC (isómero cis)I n

HC=CH +H+

COOHácido fumárico(isómero trans)

Debido a que en la estructura del ácido maleico los grupos qarboxilo se localizanuno frente al otro es muy fácil que reaccionen, produciéndose entonces el anhídridomaleico. Esta propiedad permite diferenciar y separar al ácido maleico del fu-márico. En nuestro experimento se parte precisamente del anhídrido maleico quese hidroliza fácilmente para dar el ácido maleico, bastante soluble en agua y que tie-ne un bajo punto de fiisión (130°C). Por otra parte, el doble enlace del ácidomaleico puede hidratarse fácilmente con ácido clorhídrico que lo isomeriza enácido fumárico, muy insoluble y de punto de fusión elevado (más de 220°C).

MATERIAL

2 vasos de precipitado de 50 mi2 tubos de ensaye medianos2 tubos de ensaye pequeños1 embudo Buchner1 matraz Kitazato


1 espátula1 parrilla de calentamiento1 báscula1 aparato de Fisher-Johns (Fig. C 11 del anexo C)

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Isomería cis-trans: Isomerización del ácido maleico a fumárico

SUSTANCIAS

Anhídrido maleico, C4H4O3

Ácido clorhídrico, HC1Permanganato de potasio, KMnO4

Bromo, Br2 (de preferencia disolución al 1%)Agua destilada

PROCEDIMIENTO

PRUEBA

Se disuelven 2.5 g de anhídrido maleico en 5 mi de agua destilada. Hecho esto, secalienta hasta fundir el anhídrido maleico y a continuación se agrega un poco deagua para disolver el ácido maleico formado. La solución se enfría y se filtra enun embudo Buchner. El sólido filtrado se seca, y se determina su punto de fusión(Pf = 130.5°C) con el aparato de Fisher-Johns.

Al líquido filtrado se le adiciona un poco de ácido clorhídrico concentrado(entre 1.5 y 2 mi es suficiente), se calienta suavemente hasta que dé la soluciónempiecen a separarse los cristales de ácido fumárico, lo cual ocurre al calentardurante 5 a 10 min. Se deja enfriar la mezcla, se filtra el sólido, se seca, se pesa yse determina su punto de fusión (mayor de 220°C).

En dos tubos de ensaye pequeños se colocan unos 10 mg de ácido maleico y ácidofumárico y se observa qué pasa al agregar a cada tubo 1 mi de solución acuosa debromo al 1%. La prueba se repite con solución de permanganato de potasio.

Para comprobar que las sustancias obtenidas son ácidos carboxílicos, se utilizaun indicador universal como el de la práctica 2.

Nota: Se recomienda que la disolución al 1% de bromo sea preparada por el pro-fesor en un lugar ventilado y se utilicen guantes y lentes de protección.

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CUESTIONARIO

1. Defina el concepto de isomería. Describa los tipos de isomería más frecuentesen química orgánica.

2. ¿A qué se debe la mayor solubilidad del ácido maleico en agua?3. ¿Por qué el ácido fumárico hierve a mayor temperatura?4. Describa el mecanismo de reacción de la transformación de ácido maleico

a fumárico.5. En la anterior experiencia, ¿el ácido clorhídrico es un reactivo o un cata-

lizador?6. Suponga una mezcla sólida problema que entre sus componentes tiene al

ácido fumárico; ¿cómo lo separaría del resto de los componentes?

BIBLIOGRAFÍA

1. H. Murillo. 1970. Tratado elemental de química orgánica. 10a ed. México,ECLALSA,p.241.

2. R.T. Morrison y R.N. Boyd. 1992. Química orgánica. 5a ed. México, Adisson-Wesley Iberoamérica.

3. S. H. Pine. 1993. Química orgánica, 2a ed. México, Me Graw-Hill.

4. X. A. Domínguez. 1989. Experimentos de química orgánica. México,Limusa,p. 75.

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Práctica 9

REACCIONES DE SUSTITUCIÓNNUCLEOFÍLICA (SN): SÍNTESIS DE LOSCLORUROS DE A7-BUTILO Y ferf-BUTILO

OBJETIVO

a) El alumno sintetizará los cloruros de «-butilo y terí-butilo a partir de losalcoholes respectivos.

b) El alumno comprenderá que estos compuestos se obtienen mediante reac-ciones de sustitución nucleofílica (SN).

c) El alumno evaluará la importancia del efecto estérico en la obtención de losproductos, así como la formación del intermediario más estable.

REACCIONES

Para realizar un análisis del efecto estérico, es recomendable elegir las experienciasa y c que se presentan a continuación. Ahora bien, puede compararse el podernucleófilo del ion cloruro y el ion bromuro realizando las experiencias a y b. Si elprofesor considera muy tediosas y largas estas experiencias, puede sugerir solamentela experiencia a para ilustrar una reacción de sustitución nucleofílica.

ZnCl,a) CH3CH2CH2CH2_OH + HC1

2 4b) CH3CH2CH2CH2_OH + NaBr * CH3CH2CH2CH23r

c) (CH3)3C-OH + HC1 » (CH3)3C-C1

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MATERIAL DE VIDRIO

1 juego de química conjuntas 19/223 matraces Erlenmeyer de 25 mi1 vaso de precipitado de 50 mi1 matraz Kitazato de 100 mi1 pipeta graduada de 5 mi


2 soportes universales3 pinzas de tres dedos c/ nuez1 anillo de hierro para soporte universal1 parrilla1 reóstato1 manta de calentamiento1 termómetro1 espátula1 propipeta

REACTIVOS

Alcohol n-butílico, n-C4H9_OHAlcohol tert-butilico t- C4H9_OHÁcido clorhídrico, HC1Ácido sulfúrico, H2SO4

Cloruro de cinc, ZnCl2

Bicarbonato de sodio, NaHCO3

Sulfato de sodio anhidro, Na2SO4

Bromuro de sodio, NaBr

PROCEDIMIENTO

A) Síntesis de cloruro de tert-butilo:

Se mezclan 2.5 g de alcohol tert-butilico y 10 mi de ácido clorhídrico concentradoen un pequeño vaso de precipitado de 50 mi (mezclar en la campana). La mezcla

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Reacciones de sustitución nucleofilica (SN): Síntesis de los cloruros de n-butilo y íert-butño

se transfiere a un embudo de separación pequeño y se deja reposar por 40 minutos,procurando agitar de vez en cuando. Se deja reposar, hasta que se formen dosfases, y entonces se elimina la fase acuosa. La fase orgánica se lava con 5 mi deagua destilada y dos veces con 5 mi con disolución al 5% de bicarbonato de sodio(precaución: la mezcla de bicarbonato de sodio con el medio ácido provoca laformación de CO2; debe aliviarse la presión generada en cada extracción). El pro-ducto se vierte en un matraz Erlenmeyer de 25 mi y se seca con suficiente sulfatode sodio anhidro. El líquido se transfiere a otro matraz Erlenmeyer, seco y pre-viamente pesado. El cloruro de terí-butilo puede purificarse destilando a 49-51°C. El rendimiento esperado es del 90%.

B) Síntesis de bromuro de butilo:

Se colocan 2.5 g de bromuro de sodio, 3 mi de agua y 1.9 mi de alcohol n-butílicoen un matraz redondo de 50 mi. La mezcla se enfría en agua con hielo y se adicionalentamente 2.1 de ácido sulfúrico concentrado, sin dejar de agitar. Se coloca unrefrigerante sobre el matraz redondo y se calienta la mezcla a reflujo por 30 minutos.Se deja enfriar lentamente para que la reacción termine. Con el mismo condensador,se monta ahora un sistema de destilación y se recibe la fracción que hierve a115°C. Se detiene la destilación cuando ya no se observa la salida de gotas desustancia insoluble en el agua (se recomienda realizar pequeñas pruebas a la gotaen tubos de ensaye). Un incremento en el punto de ebullición se debe a la ebullicióndel bromuro de n-butilo y agua que contiene cantidades crecientes de ácidosulfúrico. El destilado se transfiere a un embudo de separación y se lava con 5 mide agua destilada. Si se observa una coloración rosada, debida a trazas de bromo,se deberán agregar unos granos de bisulfito de sodio y agitar varias veces paraque la coloración desaparezca o disminuya. Se separa el bromuro de butilo, lacapa inferior de líquido, y se vuelve a lavar con 2 mi de ácido sulfúrico concentradofrío, se agita vigorosamente por 5 minutos y se deja reposar para que se separenlas capas. Después de aproximadamente 5 minutos se separa la capa de bromuro(ahora será la capa superior, pues el ácido sulfúrico concentrado tiene una densidadde 1.84 gr/ml y el bromuro una densidad de 1.275 g/ml) y se lava con 2.0 mi deuna disolución al 5% de NaOH. El bromuro de butilo turbio se seca con un pocode sulfato de sodio anhidro y la mezcla se calienta ligeramente hasta que se tornatransparente. Se decanta el líquido y se transfiere a un matraz redondo seco ylimpio para que destile el bromuro de butilo a 99-103°C. El volumen de líquidoobtenido se pesa y se mide (aproximadamente 1.9-2.3 g, 42-50% de rendimiento).De ser posible, obténgase el espectro IR del compuesto.

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NOTAS

C) Síntesis de cloruro de butilo

En un matraz redondo se colocan 5 g (6.2 mi) de n-butanol, 11 mi de ácidoclorhídrico concentrado y 18.4 g de cloruro de zinc anhidro. Se adapta uncondensador al matraz redondo para mantener un reflujo por dos horas, con agita-ción constante. Para evitar que escapen vapores de ácido clorhídrico, se adaptauna junta a la parte superior del condensador para que los vapores se haganburbujear en un matraz pequeño con agua.

Transcurridas las dos horas de reflujo, se modifica el sistema y se monta unsistema de destilación para obtener su producto, el cual hierve a 115°C. Se separala fracción superior del destilado, se mide su volumen y se transfiere a otro matrazredondo. Se agrega el mismo volumen de ácido sulfúrico concentrado y se calientaa reflujo por aproximadamente 30 minutos. Entonces se destila el producto, elcual hierve a 76-79 °C. El compuesto se transfiere a un embudo de separación y selava con 6 mi de agua destilada, 2.5 mi de una disolución al 5% de hidróxido desodio y por último con otros 6 mi de agua destilada. Se procede a secar consuficiente sulfato de sodio anhidro. Si se desea purificar más, puede volverse adestilar a 75-78 °C. El volumen de líquido obtenido se pesa y se mide (rendimientode 60 a 65%) para calcular el rendimiento. De ser posible, obténgase el espectroIR del cloruro de tert-butilo (espectro IR-21 en el anexo A).

Se utiliza ácido sulfúrico concentrado para remover impurezas de alto punto deebullición que no pueden separarse por simple destilación.

Se recomienda utilizar sulfato de sodio anhidro como desecante, ya que el clorurode calcio anhidro podría provocar la eliminación del cloruro en el producto encaso de que la mezcla aún sea acida.

CUESTIONARIO

1. ¿Cuál es el mecanismo de reacción en cada caso?2. ¿Qué otros productos se pueden formar?3. ¿Qué efecto tiene en la reacción el utilizar un alcohol primario en lugar de

uno terciario?4. En el mecanismo planteado, ¿qué carbón es más estable; uno primario, uno

secundario o uno terciario?5. Para sintetizar cloruro de butilo es necesario calentar y para obtener el

cloruro de tert-butilo no. ¿Por qué?

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Reacciones de sustitución nucleofílica (SN): Síntesis de los cloruros de «-butilo y tert-butilo

6. ¿Con cuál alcohol se obtiene mayor rendimiento de producto? ¿Por qué?7. Basándose en los rendimientos arriba indicados de bromuro de butilo y

cloruro de butilo, explique: ¿cuál es el nucleófilo más poderoso, el cloro oel bromo? ¿Qué reacción ocurrirá con mayor rapidez y por qué?

BIBLIOGRAFÍA

1. A. I. Vogel. 1989. Textbook ofPractical Organic Chemistry. 5a ed. London,Longman Scientific & Technical, p. 383.

2. L. F. Fieser. 1968. Organic Experimente. 2a ed. USA, D. C. Heath andCompany, p. 79.

3. M. Fieser y L.F. Fieser. 1974. Organic Synthesis. Vol. 1. New York, JohnWiley& Sons, p. 441.

4. R. K. Stevens y J. A. Hodgenson, Modern Classics in Analitical Chemistry.Vo\29Am. Chem. Soc, 205, 2 (1976).

5. L.A. Kirk. Enciclopedia de tecnología química. Tomo XI, 3a ed. USA, JohnWiley&Sons.

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Práctica 10

ESPECTROSCOPIA EN LA REGIÓN DELINFRARROJO

OBJETIVOS

a) El alumno comprenderá el principio básico de la espectroscopia, en par-ticular la espectroscopia en la región del infrarrojo (IR).

b) El alumno aprenderá a identificar las señales típicas de los gruposfuncionales más comunes en química orgánica.

c) El alumno obtendrá los espectros IR de sustancias sólidas y líquidas,analizará las señales más importantes y propondrá estructuras para losespectros obtenidos.

INTRODUCCIÓN

El espectro electromagnético está constituido por una amplia gama de regionesentre las que destacan (Tabla 10.1): luz visible (Vis), región del ultravioleta (UV),región del infrarrojo (IR), región de los rayos X, región de las microondas, regiónde las ondas de radio, etc. La radiación electromagnética puede describirse por sulongitud, que es la distancia de un ciclo completo de la onda (A,, letra griegalarnda), o por su frecuencia (v, letra griega nu), que es el número de ciclos de laonda que pasan por un punto por unidad de tiempo, por lo general el segundo.

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TABLA 10.1 PRINCIPALES REGIONES EN QUE SE DIVIDE ELESPECTRO ELECTROMAGNÉTICO Y EFECTO QUE PROVOCA

CADA ZONA AL INCIDIR SOBRE LA MATERIA

Región

Rayos gamma

Rayos X

Ultravioleta (UV)

Visible (Vis)

Infrarrojo (IR)

Microondas

Ondas de Radio

Ondas de Radio

Mm)

< 1 0-10

10-M0-10

4 x 10- 7 - 10-8

8 x 10~7-4 x 10-8

10-4 -2.5 x 10*

10"2 -10"4

10"2

10

EnergíaKJ/mol

> 106

104-106

103-104

102 - 103

1-50

0.01 a 1

0.01

10"5

Efecto

Transiciones nucleares

Transiciones de electronesinternos

Pérdida de electrones devalencia

Transiciones electrónicas

Vibraciones moleculares

Rotaciones moleculares

Resonancia del espín delelectrón (RSE*)

Resonancia del espín

nuclear (RMN**)

* ESR = Resonancia del espín del electrón. **RMN = Resonancia magnética nuclear.

La región de la luz visible constituye una pequeña parte del espectro global (de3.8 x 10"5 cm a 7.8 x 10~5 cm de longitud de onda) y está limitada por las regionesdel infrarrojo y del ultravioleta.

Cuando una sustancia se expone a radiación electromagnética, absorbe energíade ciertas longitudes de ondas pero deja pasar otras. Cuál radiación es absorbiday cuál no depende tanto de la estructura del compuesto como de la longitud de on-da de la radiación. Si el material se expone a radiación de un intervalo de energía,o lo que es lo mismo un intervalo de longitudes de onda, y se determina cuáleslongitudes de onda absorbe y cuáles no y en qué grado, se dice que se obtiene suespectro de absorción en dicha región.

Al absorber la molécula energía proveniente de la radiación que incide en ella,se dice que pasa a un estado excitado; en consecuencia, debe disipar de algúnmodo dicha energía para volver a su estado inicial o basal. Para disipar el excedentede energía la molécula puede incrementar la amplitud de sus movimientos, haciendoque los enlaces se alarguen, se flexionen o giren. Otras formas en que la molécula

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Espectroscopia en la región del infrarrojo

reacciona a la absorción de energía pueden dar como resultado un cambio en laforma y tamaño de su nube de electrones, e incluso la pérdida o aceptación deelectrones, la emisión de fotones, etcétera.

ESPECTROSCOPIA IR DE MOLÉCULAS ORGÁNICAS

La región de infrarrojo (IR) de espectro electromagnético cubre el intervalo quequeda justo por debajo del visible (7.8 x 10~5 cm) hasta aproximadamente10~2 cm, pero sólo la porción central, que va de 2.5 x 10"3 cm hasta los 2.5 x10 ̂ cm, se utiliza para identificar y cuantificar compuestos orgánicos, inorgánicosu organometálicos.

Por conveniencia, las longitudes de ondas en la región del IR suelen expresarseen micrómetros: 1 |um = 10 ~3 cm, y las frecuencias en función del número de onda(v en cm"1), que es simplemente el recíproco de la longitud de onda expresada encentímetros.

La energía de que normalmente dispone una molécula provoca que los átomosque la forman oscilen y vibren y que los enlaces que los unen se estiren y flexionen.Todos estos movimientos combinados dan como resultado varios tipos de mo-vimientos relativos, algunos de los cuales son los abajo expuestos:

Alargamiento Alargamiento Flexión Flexión fuerasimétrico asimétrico en el plano del plano

Figura 10.1 Algunos de los movimientos más comunes que provoca la radiacióninfrarroja en una molécula tetraédrica.

Una molécula efectúa cada uno de estos movimientos a frecuencias específicasy que corresponden a niveles que le son accesibles. Los enlaces interatómicossuelen representarse como si tuvieran una longitud fija, pero la verdad es que losvalores dados son en realidad un promedio porque los enlaces se encuentran en

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continuo movimiento, ya sea que se estiren y flexionen, se alarguen o contraigan.Por ejemplo, un enlace C-H típico que mide como promedio 1.10 Á oscilará a unafrecuencia específica. Un enlace en particular de una molécula absorberá energíade la radiación electromagnética incidente si las frecuencias de ésta y de lavibración son iguales.

En otras palabras, cada frecuencia de la luz absorbida por la moléculacorresponde a la vibración de un enlace especifico; así, puede verse en su espectroIR qué tipo de vibraciones moleculares presenta una muestra en particular. Estasfrecuencias a las que ocurre un determinado movimiento de cierta agrupaciónparticular de átomos en una molécula han sido perfectamente determinadas ytabuladas.

INTERPRETACIÓN DE UN ESPECTRO INFRARROJO

La interpretación completa de un espectro infrarrojo es difícil, en virtud de que lamayoría de las moléculas orgánicas están formadas por gran cantidad de átomos,cuyos movimientos relativos y combinados dan origen a cientos de señales en suespectro IR (estiramientos, flexiones, etc.). Esta complejidad resulta valiosa porqueel espectro de cada sustancia sirve como huella digital inconfundible de uncompuesto especifico. Por tal motivo, la región del infrarrojo que queda por debajode los 1800 cnr1 se denomina región de las huellas dactilares.

Para la determinación de estructuras, la gran cantidad de absorciones que suelenpresentarse en la mayoría de los espectros hace difícil la interpretación correcta.

Sin embargo, no es necesaria la interpretación completa de un espectro IR paraobtener información valiosa de los grupos funcionales presentes, la posibleestructura de la molécula o la pureza de la misma. En la tabla 10.2 se muestran laszonas donde se localizan las absorciones de los grupos funcionales más comunesen el IR, y en el anexo A de espectros IR se puede observar la mayoría de lasseñales a que hacemos referencia en dicha tabla.

Al analizar un espectro IR es conveniente considerar las zonas en que aparecenlas señales principales (Fig. 10.2), ya que ello nos orientará sobre la posibleidentidad del compuesto.

80




Enlaces conhidrógeno

Triples enlaces Dobles enlaces Región de las flexiones

EnlacessimplesNúcleos demasamoderada

EnlacessimplesNúcleospesados

4000 2700 2000 1600frecuencia (v, en cm~1)

1000 300

Figura 10.2 Esquema de las distintas regiones en que se puede dividir un espectroinfrarrojo.

TABLA 10.2 ABSORCIONES EN LA REGIÓN DEL IR DE LOSGRUPOS FUNCIONALES ORGÁNICOS MÁS COMUNES(CONSÚLTENSE LOS ESPECTROS IR DEL ANEXO A)

Grupo funcional

Alcanos y grupos alquilosCHC H (aldehídico)

AlquenosC=C-HC=C-

AlquinosC=C-HC=C-

Compuestos aromáticosCH

C=C-(aromático)

Posición de la bandav/(cirr1)

2850-29601350-14702720

3020-3080,675-1000 (f)1640-1680

33002100-2260610-700 (f)

3000-3100675-8701500-1600

Intensidad de la banda(u. a.)

Media a altaMediaPequeña y aguda

MediaMediaMedia

AltaMediaPequeña

MediaMediaAlta

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Grupo funcional

Halogenuros de alquiloCCICBrC l

Alcoholes, fenolesO H (monómero)0 H (puentes de hidrógeno)CO

Éteres, Ac. carboxílicos,esteres, amidasCO

AminasNHCN

Compuestos carboxílicos;aldehidos, cetonas, ácidoscarboxílicos y sus derivadosC=O

Ácidos carboxílicosOH

NitritosCN

NitroNO2

Posición de la banda(cm-1)

750650500

3610-36403200-36001050-1150

1080-1300

3300-35001180-1360

1690-1760

3500-3100

2210-2260

1540-15601345-1385


MediaMediaMedia

Alta y agudaAlta y anchaMedia

Media

MediaMedia

Alta

Alta y muy ancha

Media

Alta

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Grupo funcional

Compuestos sulfoC=SS=OdeSulfóxidosSulfonas

Sulfitos

Cloruros de sulfonilo

Sulfonamidas

Ácidos sulfónicos

Enlaces a hidrógenoSi-HGe-HP-HAs-HS-HSe-HF-HCl-HBr-II-H

Otros gruposO-NO2 (nitratos)O-NO (nitritos)C-NO (comp. nitrosos)N=N (Diazo)N=C=N (diimidas)-N 3 (azidas)C=NS-0P-0Se-0B-OB-FN-FBr-Br

Posición de la banda(cm-1)

1050-1200

1030-10701140-11601300-13501150-12301350-14301185-11651340-13701140-1180

1150-12101030-1060650

2150210023002200260023004100300026502300

1600-16501650-16801500-16001575-16302130-11551650500-600500-600400-450600-65014001070800


Media

MediaMediaMediaMediaMediaMediaMediaMedia

MediaMedia

MediaMediaMediaMediaMediaMediaMediaMediaMediaMedia

MediaMediaMediaMediaMediaMediaMediaBajaBajaBajaMediaMediaBaja

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SEÑALES CARACTERÍSTICAS DE LOS PRINCIPALES GRUPOSFUNCIONALES

Para aclarar cualquier duda, consúltense los espectros referidos en el anexo A deespectros IR.

a) Aléanos (Espectro IR-1):Su espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en dosregiones principales: 2850-2960 cnr1, asignadas a las vibraciones de losenlaces C-H; y 1350-1470 cnr1, asignadas a las vibraciones de los gruposmetilo.

b) Alquenos (Espectro IR-2):Su espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en tresregiones principales: 3020 a 3080 cnr1, asignadas a vibraciones de losenlaces C-H; 1640 a 1680 cnr1, asignadas a vibraciones del grupo C=C; y650 a 1000 cnr1, asignadas a las flexiones del alqueno. Debemos mencionarque cuando existe un doble enlace en un extremo de la cadena, se presentanseñales a 720 y 1465 cnr1 correspondientes a vibraciones del grupometileno.

c) AlquinosSu espectro se caracteriza por presentar señales agudas e intensas en tresregiones principales: 3300 cm-1, asignadas a vibraciones de los enlacesC-H; una señal pequeña debida al triple enlace, entre 2100 y 2260 cnr1; yfinalmente flexiones de la cadena en la región de 610 a 700 cnr1.

d) Compuestos aromáticos (Espectro IR-4):Su espectro suele ser muy rico en señales muy agudas en tres regionesprincipales: 3000 a 3100 cnr1, asignadas a vibraciones de los enlaces C-H;1500 a 1600, debido a los dobles enlaces conjugados; y finalmente unaserie de señales agudas y de intensidad media entre 675 y 870 cnr1 debidasa las flexiones del anillo aromático.

Para el caso particular de los derivados del benceno se puede saber si setrata de un compuesto mono, di, tri o poli-sustituido analizando las pequeñasbandas que aparecen en el intervalo de los 1670 a 2000 cnr1.

e) Alcoholes (Espectro IR-5):La señal del grupo funcional O-H de los alcoholes es fácil de distinguir enel espectro IR ya que usualmente es ancha e intensa, de 3300 a 3600 cnr1.

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Al mismo tiempo, hay que observar una banda en el intervalo de 1050 a1150 cnr1, que se debe a la vibración C-O.

f) Aminas (Espectro IR-7):El grupo funcional N-H de las aminas se distingue por una absorcióncaracterística en el intervalo de 3300 a 3500 cnr1, mucho más aguda ymenos intensa que la de los alcoholes, y por una señal en 1180 - 1360 cnr1

asignada a la vibración del enlace C-N.

g) Éteres (Espectro IR-8):Se caracterizan principalmente por una señal de intensidad media cerca delos 1100 cnr1 atribuida al enlace C-O.

h) Cetonas (Espectros IR-9 e IR-10)El espectro IR de las cetonas se caracteriza por la señal que origina sugrupo funcional C=O y aparece en el intervalo de 1690 a 1760 cnr1. Además,tiene que aparecer una señal en el intervalo de 1050 a 1150 cnr1, que sedebe a la vibración C-O.

i) Aldehidos (Espectro IR-11):Deben aparecer las mismas señales que se observan para las cetonas; sinembargo, se observa además una tercera banda cerca de los 2720 cnr1 quese atribuye al hidrógeno aldehídico.

j) Ácidos carboxílicos (Espectro IR-12):El espectro IR de los ácidos carboxílicos se caracteriza por tres señalesprincipales: la mayor es una señal ancha e intensa que comúnmente se observasuperpuesta a las señales C-H (3000 cnr1); asignada a la vibración OH,aparece en el intervalo de 3100 a 3500 cnr1. La segunda señal es aguda eintensa y se atribuye al grupo C=O; aparece en el intervalo 1690 a 1760 cnr1.Por último, se observa una señal en el intervalo de los 1080-1300 cnr1 quese atribuye al enlace C-O.

k) Derivados de ácidos carboxílicos: amidas, éster, etc. (Espectros IR-13 aIR-16):Sus espectros se caracterizan por las señales del grupo carboxilo (1690 a1760 cnr1) y del enlace C-O (1080-1300 cnr1), pero sin la señal del OHdel ácido carboxílico. En su lugar aparecerán vibraciones y flexiones deltipo C-O, C-N, C-X (X = halógeno), N-H, etc., ya incluidas en la tabla10.2.

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1) Nitrilos (Espectro IR-17):Su espectro se caracteriza por una señal pequeña pero aguda en los 2210 a2260 cnr1 debida al triple enlace carbono-nitrógeno.


2 vasos de precipitado de 25 mi2 tubos de ensaye de 5 mi con tapón1 espátula1 mortero de ágata (por grupo)1 pastilladora para muestras de IR1 prensa (por grupo)Celda de NaCl para espectroscopia IR de líquidos (ver Fig. C 8 en el anexo C)APARATO DE FT-IR

SUSTANCIAS (las más posibles entre las siguientes):Pentano o hexanoCiclohexenoEtanol, propanol, terbutanol o butanolPropanaldehído o butiraldehídoAcetona o 2-butanonaÁcido acético, propiónico o butíricoÉter etílicoFormamidaN,N-dimetilformamidaAcetato de isoamiloUreaAnilina o fenolTolueno o xilenoMuestra problema 1, MP1Muestra problema 2, MP2Bromuro de potasio seco, KBr

EXPERIMENTACIÓN

Para la realización de esta práctica recomendamos que previamente se tenga unasección de principios básicos de espectroscopia en la región del IR y se analicenejemplos de espectros de las principales familias orgánicas.

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1. Asigne a cada eqiüpo alguna de las muestras problema, MP1* o MP2*, y repartasegún el número de equipos que formen el grupo, las sustancias siguientes:a) pentano o hexanob) ciclohexenoc) etanol, propanol, tert-butanol o butanold) propanaldehído o butiraldehídoe) acetona o 2-butanonaf) ácido butíricog) éter etílicoh) anilinai) tolueno o xileno.j) Muestra problema 1, MP1 y Muestra problema 2, MP2.

2. Que cada alumno obtenga el espectro de las muestras en pastilla de bromurode potasio o bien en celdas de cloruro de sodio, según se trate de muestrassólidas o líquidas respectivamente (Fig. C 8 del anexo C).

3. Que cada equipo localice en los espectros obtenidos las señalescaracterísticas de la sustancia que se le asignó y la compare con lo obtenidopor los otros equipos.

4. Finalmente, es conveniente realizar una sesión audiovisual para discutir lassimilitudes y diferencias observadas entre los espectros de las sustanciasanalizadas y concluir sobre la identidad de las sustancias MP1 y MP2.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué es la espectroscopia?2. ¿En qué intervalo de frecuencias se localiza la región del infrarrojo que

sirve para analizar compuestos orgánicos?3. ¿Qué es el número de onda?¿En qué unidades se expresa?4. ¿Qué es un espectro?5. ¿Qué efecto tiene la radiación infrarroja en las moléculas?6. ¿La espectroscopia en el IR permite identificar plenamente la identidad de

cualquier sustancia? ¿Por qué?7. ¿Cómo distinguiría usted si un espectro corresponde a

a) un alcohol y un éter?b) un ácido carboxílico y un éster?c) un aldehido o una cetona?d) un compuesto aromático de uno que no lo es?

* MP1 y MP2 pueden ser sustancias cuya identidad conozca el profesor o bien muestras delos compuestos obtenidos durante el curso.

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BIBLIOGRAFÍA

1. R. T. Morrison y R. N. Boyd. 1990. Química orgánica. 5a ed. México,Addison-Wesley Iberoamérica.

2. J. R. Dyer. 1965. Applications ofAbsortion Spectroscopy ofOrganic Com-pounds. USA, Prentice Hall.

3. D. H. Williams e I. Fleming. 1986. Spectroscopic Methods in OrganicChemistry. 4a ed. UK, McGraw-Hill.

4. R. M. Silverstein y R X. Webster. 1998. Spectrometric Identification ofOrganic Compounds. 6a ed. New York, John Wiley and Sons.

5. Aldrich Chemical. 1997.The Aldrich Library of FT-IR Spectra. 2a ed.Milwaukee,WI,USA.

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ANEXOS



Anexo A

ESPECTROS INFRARROJOS

Butano

4AQ

Número de onda

Espectro IR-1: de butano

Número de onda

Espectro IR-2: de 1-buteno

Número de onda

Espectro IR-3: de bromobutano

91




IOOBenceno

¡ooo 5*5 5¿o40O0 9OO0 2000Número de onda

Espectro IR-4: de benceno

9OOButano!

2000 fOOO

Número de onda

Espectro IR-5: de butanol

450

I-Butonotiol

4000 3OOO 2000 fOOO

Número de onda

Espectro IR-6: de butanodiol

4S0

92



Anexo A: Espectros infrarrojos

4000 «oooNúmero de onda

1000

Espectro IR-7: de butilamina

100Éter etílico

4OOO 3000 20O0 1000

Número de onda

Espectro IR-8: de éter etílico

490

100Acetona

4000 StOOO

Número de onda

Espectro IR-9: de acetona

450

93




1002-Bu+enona

4000 3000 toooNúmero de onda

Espectro IR-10: de 2-butanona

Butiroldehido

Número de onda

Espectro IR-11: de butanal

450

IOOAcido buTlrico

2000 1000Número de onda

4 5 0

Espectro IR-12: de ácido butanoico

94




100Cloruro dttHJtonoilo

4OOO 3OQ0

Número de onda

Espectro IR-13: de cloruro de butanoilo

490

•00Butiroto de metilo

4OOO 2000 1000

Número de onda

Espectro IR-14: de butirato de metilo

eoo 6Q0 430

BuTanomkta

Número de onda

Espectro IR-15: de butanamida

450

95




Anhídrido butírico100 C=>

tooo wooNúmero de onda

Espectro IR-16: de anhídrido butírico

Butironitrilo100 r-r

Número de onda

Espectro IR-17: de butironitrilo

ümonenoJOO

40O0 3000 ^000Número de onda

Espectro IR-18: de limoneno

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IOOCofeina

Espectro IR-19: de cafeína

IOOAcido ocetilsolicrijco

4OOO 3OOO

Número de onda

Espectro IR-20: de ácido acetil salicílico

IOOCloruro de tertbutilo

Número de onda

Espectro IR-21: de cloruro de tert-butilo

97



Anexo B

MATERIAL DE VIDRIO Y EQUIPO DELABORATORIO

(a)

(c)

(b)

Figura B 1 a) Baño caliente o "baño María ", b) bomba de vacío portátil c) cubahidroneumatica, d) gradilla, e) triángulo de porcelana, j) malla de asbesto y

g) mecheros de Bunsen.

99




Figura B 2 a) Soporte universal, b) cucharilla de ignición, c) espátulas, d) escobillas,e) tripié de hierro, f) guantes de asbesto, g) guantes resistentes a ácidos, h) jarra de

revelado de placas cromatográficas, i) desecador, j) desecador con adaptador para vacío.

100



Anexo B: Material de vidrio y equipo de laboratorio

(a) (b) (c)

(f)

(h) (i)

Figura B 3 o) Picetas, b) goteros, c) embudos cónicos, d) cápsula de porcelana, e) crisol,j) mortero con pistilo, g) cristalizador, h) caja de Petri, i) vidrio de reloj.

101




(d)

Figura B 4 a) Pinzas con nuez, b) pinzas de tres dedos con nuez, c) pinzas dobles parabureta, d) pinzas para crisol, e) pinzas para cápsula de porcelana, j) pinzas para tubo de

ensaye, g) pinzas revestidas para vaso de precipitado.

102




\JFigura B 5 a) Vasos de precipitado, b) tubo de ensaye, c) probeta graduada,

d) picnómetro, e) dispositivo de sublimación o t(dedofrío",j) tubos para desecador,g) adaptador para termómetro, h) tubo de Thiele, i) embudo Büchner de porcelana,

j) embudos Büchner con disco poroso.

103




(b) (c)

Figura Bl a) Termómetro, b) bureta, c) pipeta graduada, d) pipeta volumétrica,e) micropipeta automática.

^

^

(a) (b) (c) (e) (f)

Figura B 7 aj Columna para cromatografía, b) columna Vigreaux, c) columna Snyder,d) columna de bulbos Kugeirohr, e) condensador Liebing con camisa interna,

f) condensador Allihn o de rosario, g) condensador de Graham o de serpentín,h) condensador Friedrichs.

104




(g)

Figura B 8 a) Adaptador para destilación Claisen, b) conector en "Y" paradestilación, c) adaptador en "Y" para destilación y con adaptador para termómetro,

d) adaptador para destilación curvo de 105°, e) adaptador curvo (105°) paradestilación a vacío, j) adaptador recto para destilación a vacío, g) junta Dean Stark.

105




Figura B 9 a) Embudo de separación, b) matraz aforado, c) matraz Erlenmeyer,d) matraz Kitazato, e) matraces redondos con fondo plano, f) matraces redondos,g) matraz redondo de cuello largo sin junta esmerilada, h) matraz de tres bocas de

250 mi, i) matraz de tres bocas de 500 mi.

106




(a) (b) (c) (d) (e)

Q

MTsfn

«cu

/

(f) (g) (h) (i) (j) (k) (1) (m)

Figura B 10 Equipo básico de micrométodos: a) Matraz Erlenmeyer, b) viales,c) matraz redondo, d) junta Ciáis en, e) adaptador para destilación a vacío,

f) condensador de aire para reflujo, g) agitador magnético, h) jeringa, i) cristalizadorde Craig,j) tubo colector de muestras de cromatografía de gases, k) condensador de

aire, 1) destilador de Hickman simple, m) destilador de Hickman con adaptaciónlateral, n) condensadores, ñ) tubo de seguridad para burbujeo de gases,

o) tubo conectorpara desecador.

107



Anexo C

MONTAJE DE DISPOSITIVOSEXPERIMENTALES

Figura C 1 Sistema de destilación simple.

Figura C 2 Sistema de destilación fraccionada con columna Vireaux; ésta puedesustituirse con un condensador Liebing empacado con fibra de vidrio.

109




Figura C 3 Sistema de destilación simple con adición lateral en matraz de tres bocas.

Figura C 4 Sistema de destilación simple en matraz de dos bocas, con llave par a flujode atmósfera inerte y conexión a vacío.

110



Anexo C: Montaje de dispositivos experimentales

Figura C 5 Sistema de destilación por arrastre de vapor en matraz de tres bocas.

Figura C 6 Filtrado simple en papel y b) filtrado a vacío en embudo Buchnerymatraz Kitazato.

111




-coa:

(a) (b) (c)

Figura C 7 Sistema de reflujo simple, b) sistema de reflujo con desecador, c) sistemade reflujo con desecador y embudo de adición en matraz de tres bocas.

Soportefrontal

Cristalesde NaCI

Guia deventana

Soporteposterior

Figura C 8 Portaceldas de NaClpara espectroscopia IR con muestras líquidas.

112



Anexo C: Montaje de dispositivos experimentales

Ocular

Ajuste delprisma deAmici

Recirculaciónde agua

Prismaporta-muestra

Lámpara

Termómetro

Tornillo deajusteburdo

Tornillo deajuste fino

Brazoextensor dela lámpara

Interruptorparalectura

Figura C 9 Refractómetro deAbbe.

113




Por abajo

(b)

Figura C 10 Lecturas en el refractómetro deAbbe: a) Ajuste por arriba, b) ajuste porabajo, c) ajuste ideal, d) lectura del valor del índice de refracción.

Control de^voltaje

Interruptor

Lámpara

Ocular

Muestra

Placacalefactora

Figura C 11 Aparato de Fisher-Johns para medir el punto de fusión.

114



Anexo D

SUSTANCIAS PELIGROSASSUSTANCIAS PELIGROSAS MÁS COMUNES

Sustancia Riesgo Método de eliminación

2-aminofenol:C6H4(OH)NH2

Sales deaminobencenoy sales de anilina:C6H5NH2HC

Compuestos de bario

Bromo, Br2

Cromatos ydicromatos:K2Cr04, Na2Cr2O7>

etc.

Cianuros:KCN, NaCN, etc.

Ocasiona dermatitis y estóxico si se ingiere

Polvos tóxicos

Todas las sales solublesde bario debenconsiderarse muy tóxicas

Causa quemaduras gravesEs muy corrosivo e irritantede la piel y el sistemarespiratorio

El polvo irrita los ojos y elsistema respiratorioLa exposición prolongadade la piel puede ocasionarulceras. Al contacto conmateria orgánica(combustible) puedeprovocar incendios

Tóxicos por ingestiónTóxicos por inhalación delgas HCN (producido por laacidificación de las sales).Se absorben por la piel

Diluya en gran cantidad de aguay deséchelo

Al usarlos evite el contacto conlos ojos y la pielPuede diluirse con abundanteagua y desecharse

Diluya y elimine con abundanteagua. Los sulfates puedeneliminarse en la forma normalen que se eliminan los sólidos

Evite respirar sus vapores;trate con disolución decarbonato de sódico, mezcley elimine con abundante agua

Diluya con abundante aguahasta formar una suspensióny elimínela

Coloque cuidadosamente lossólidos en un recipiente,disuelva en agua y neutralicecon solución de clorato de sodio,dejando reposar un día, al cabodel cual pueden eliminarse

115




Sustancia

Fluoruros:KF

Formalina(solución de metal)

Ácido fórmico:HCOOH

Fenol:C6H5OH

Metales de alcalinos:Li, Na, K, etc.

Cloruro de aluminio:AICI3

Riesgo

Tóxicos si se ingieren, supolvo irrita la piel, los ojosy el sistema respiratorio

Tóxico por inhalación 0 alTragar. Irrita la piel, los ojosy el aparato respiratorio

Causa quemaduras e irritaa piel, los ojos y el sistemarespiratorio

Tóxico por ingestión, seabsorbe por la piel.Ocasiona quemaduras ydaño grave en los ojos

Al contacto con el aguareaccionan violentamenteproduciendo hidrógeno,que puede incendiarseviolentamente

Reacciona violentamentecon el agua, produciendoHCI gaseoso que ocasionadesde irritación hastaquemaduras graves de lapiel, los ojos y el sistemarespiratorio

Método de eliminación

Evite el contacto y diluya yelimine con abundante agua

Aléjelo de toda fuente posible deIgnición. Evite todo contacto,diluya y elimínelo con agua.Ventile bien la zona afectaday trátela con carbonato de sodio

Lave bien con abundante agua ytrate con carbonato de sodio

Evite todo contacto,mezcle con arena y quémeloen lugar seguro

Na: neutralice lentamente conpequeñas cantidades de etanolen una campana de extraccióny lejos de cualquier flama.Al cesar la reacción, se diluyecon agua y se elimina.K: es más reactivo. Por ello debeprimero dispersarse en glicerol,para que reaccione lentamente.Ya disuelto se agrega etanol y alterminar toda reacción, se diluyey elimina con abundante agua

Mezcle con arena, diluyapequeñas cantidades de lamezcla en un gran volumende agua y elimínelo

116



Anexo D: Sustancias peligrosas

Sustancia

Óxidos y peróxidos:

HA

Ácido clorhídrico:HCI

Ácido nítricoHNO3

Ácido sulfúrico:H2SO4

Hidróxido de amonio:NH4OH

Oxalatos

Agua regia: consisteen 4 partes de HCI (conc

+ 1 parte de HNO3

Riesgo

Los óxidos y peróxidos demetales alcalinos reaccionanvigorosamente con el agua,formando solucionesalcalinas y un aerosol delhidróxido metálico en el aire

Vapor nocivo, causaquemaduras graves en piel,ojos y sistema respiratorio

Causa quemaduras eirritación. Agente oxidantemuy fuerte que puedeproducir óxidos de nitrógenomuy tóxicos

Causa quemaduras graves yreacciona vigorosamente conel agua

Causa quemaduras graves;es muy corrosivo e irritantede la piel y el sistemarespiratorio

Tóxicos

Los riesgos de los ácidos,más la posibilidad deformación de vapor decloruro de nitrosilio

Método de eliminación

Se lava y desecha conabundante agua

Evite todo contacto einhalación de sus vapores.Diluya con grandescantidades de agua.Neutralice con carbonatosódico y lave con abundanteagua

Evite el contacto y lainhalación. Diluya conabundante agua yneutralice con carbonatosódico

Evite el contacto 0 lainhalación. Diluya conabundante agua yespolvoree carbonatosódico sobre cualquierderrame

Evite el contacto y lainhalación. Diluya conabundante agua

Diluya con agua y elimine

Trátela como al HCI (conc}

117




REPORTE

LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA I

Alumno: Equipo:

Práctica No:

Fecha:

Nombre:

Objetivos:

1. Reacción o reacciones:

2. Introducción:

119




3. Sustancias peligrosas: Precauciones recomendadas:

4. Experimentación y observaciones:

120




5. Resultados:

Peso o volumendel o los productos:

Fórmula:

Estado:

P.M. (g/mol):

Estructura:

Color:

Otros:

Otras pruebas

PfoPeb(°C):

Dato bibliográfico:

••

Datos espectroscopicos:

Cálculos:

121




6. Discusión:

7. Conclusiones:

Notas y sugerencias:

8.-Bibliografía:

Nota: Si requiere más espacio, anexe las hojas necesarias.

122



Manual de prácticas de química orgánica Ise terminó de imprimir en noviembre del 2002

en la Sección de Impresiones y Diseño Gráfico de la UAM-I.La edición consta de 500 ejemplares.



Aunque el avance tecnológico en computación ha permitido resolver y predecir eventos cada vezmás complejos de la naturaleza, ciencias como la química seguirán siendo básicamenteexperimentales. Sin embargo, parece ser que la importancia de la experimentación como fuentedirecta de conocimientos está siendo olvidada en los niveles que preceden a la universidad. Esto haprovocado en ocasiones que los cursos de química en este nivel sean un primer encuentrodesagradable y complejo para muchos de nuestros estudiantes, no solo con la química sino conotras ciencias. El presente Manual de Prácticas de Química Orgánica /pretende ser un encuentroconciliador, formativo y, en la medida de lo posible, una segunda oportunidad que ratifique lavocación de aquellos que contemplaron la química como su posible proyecto de vida. Hemos incluidoaquí el material y equipo de laboratorio indispensable para trabajar en la escala tradicional omicroescala, las operaciones básicas de extracción y purificación y las técnicas suficientes decaracterización, que van desde sencillas pruebas a la gota hasta la espectroscopia, que para estemanual se limita a la espectroscopia en la región del infrarrojo.

ISBN:170-31-0052-X

7 8 9 7 0 39 100521

