ESCUELA PROFESIONAL DE BIOLOGÍA
Informe de Prácticas:Micología General
ASIGNATURA :
Micología General
DOCENTE :
MSc. Gianina Llontop Barandiarán
ALUMNO :
Rómulo Aycachi Inga
CICLO :
2006 - II
Lambayeque, noviembre de 2006.
PRÁCTICA Nº 01: MEDIOS DE CULTIVO
I.-INTRODUCCIÓN
Un medio de cultivo es un sustrato o solución de nutrientes, en los que
crecen y se multiplican los microorganismos en el laboratorio, con el objeto
de aislar las diferentes especies en este caso de hongos, para luego
proceder a su identificación y llevar a cabo una serie de estudios
complementarios.
En los medios de cultivo empleados para la propagación de
microorganismos deben prevalecer condiciones adecuadas de humedad.
Por otro lado, un medio de cultivo debe tener una fuente de energía, de
carbono y de nitrógeno. De igual manera un pH (ligeramente ácido) y una
temperatura adecuada en un medio de cultivo son extremadamente
importantes para el crecimiento de los hongos.
Un medio de cultivo adecuado es aquel que contenga los elementos
nutricios esenciales en concentraciones adecuadas, la cantidad necesaria
de sal y el adecuado volumen de agua, se encuentra exento de sustancias
inhibitorias del organismo que se va a cultivar, que tenga la consistencia
deseada, el pH conveniente para el metabolismo del cultivo, y ser estéril.
Los medios de cultivo deben siempre almacenarse en atmósfera fría y
húmeda (refrigeración) para evitar su deterioro y su deshidratación.
II.- OBJETIVO
El propósito de la presente práctica es conocer las fórmulas de los medios
de cultivo y los materiales más utilizados en micología clínica.
III.-MATERIALES
Para medios de cultivo
- Insumos (agar, agua destilada, glucosa, peptona, etc.)
Para materiales empleados:
- Placas de Petri
- Tubos de ensayo
- Matraz
- Probeta
- Balanza analítica
- Anzas, bisturí
- Mechero bunsen
IV.-PROCEDIMIENTO
Fórmula de algunos medios de cultivo para hongos:
Agar Sabouraud glucosado:
- Glucosa...................... 2.0 g
- Peptona...................... 10 g
- Agar........................... 20 g
- Agua destilada............. 1000 ml
Se mezclan y se lleva a ebullición.
pH: 5.6 –6.5. Este es el medio más
utilizado, es el medio clásico para el
aislamiento de todo tipo de hongos.
Caldo glucosado:
- Peptona……….1.0g
- Glucosa………. 2.0g
- Agua destilada... 100ml
Su propósito es reactivar cepas
deshidratadas. Es un elemento para
identificación de levadura del genero
Candida.
Medio de conservación:
- Agar........................... 20 g
- Peptona...................... 30 g
Permite conservar cepas por un
largo periodo de tiempo.
- Agua destilada............. 1000 ml
Medio arroz:
- Arroz........................... 1 g
- Agua destilada............. 2 ml
Estimula la esporulación del hongo.
Se recomienda de preferencia
utilizar un arroz superior. Evita el
pleomorfismo de los dermatofitos.
Agar almidón- arroz:
- Arroz........................... 2.0 g
- Agar........................... 2.0 g
- Agua destilada............. 1000 ml
Se hierve el arroz por 5 min, luego, colar en una gasa y en el líquido agregar
agar y se reparte en tubos de 3ml por cada uno y se lleva al autoclave. Ayuda a
estimular la producción de clamidosporas, blastosporas y pseudomicelio de C.
albicans.
Agar harina de maíz:
- Agar........................... 20 g
- Harina de maíz............. 62 g
- Glucosa............. ......... 20 g
- Agua destilada............. 1000 ml
Se somete a baño maría (60ºC por
30 minutos) la harina de maíz con
agua, luego se filtra con un gasa, y
el filtrado se mezcla con el agar y la
glucosa. Este medio es utilizado en
microcultivo.
Agar Papa dextrosa:
- Papa ........................... 200 g
- Glucosa....................... 20 g
- Agar........................... 20 g
- Agua destilada ............. 1000 ml
Se pela las papas y se corta en
trozos pequeños, hervir en 500 ml
de agua por 30 minutos, filtrar y
filtrado obtenido se mezcla con el
resto de ingredientes. Este medio
sirve para estimular la esporulación
y para conservación de cepas.
Caldo base (para zimogramas):
- Peptona ........................... 1.0 g
- Cloruro de sodio................ 0.5 g
- Extracto de carne............... 0.3g
- Agua destilada............. 100.0 ml
Ajustar a pH 7, agregando el
indicador rojo de fenol (0.02g.).
Luego agregar un carbohidrato en
solución acuosa al 10%. Este medio
sirve para identificar al género
Candida según su poder
fermentativo a través del
Zimograma.
Reactivos:
KOH 10% : reactivo que permite disgregarlas celulas epiteliales
Azul de algodón: se usa en el examen directo de cultivo
Azul de metileno: se usa cuando se sospecha de pitiriacis
versicoides
Azul de metileno ………...3g
Alcohol …………… ….30.0ml
Agua destilada ………. 70.0ml
Antibiótico:
Cloranfenicol: se usa para medio agar saboroud
cloranfinicol ……………. 250mg
Alcohol ………………… 10ml
Una vez preparado se coloca 2 ml en un litro de agar saboroud,el
cloranfenicol se especialmente para que elimine las bacterias y esto
permite la proliferación del hongo esto porque la muestra viene mixta.
A más concentración se usa menor cantidad de antibiotico .
Se usa porque es de amplio espectro tanto en bacterias gram positivas
como gram negativas.
V. Resultados:
Preparación De Agar Sabouraud Glucosado
Agua destilada
Matraz con ingredientespesados en balanza
Glucosa Peptona Agar
VI.-Conclusiones:
- Se reconoció las fórmulas más utilizadas para la preparación de medios de cultivo
así como los materiales más utilizados en la Micología clínica.
VII.-Referencias:
- Facultad de Ciencias Biológicas (1987). Medios de Cultivo en
Microbiología: Manual de Laboratorio. 3º edic. Edit. Trilcem S.A. Lima.
Matraz taponado con algodón y cubierto con una tapa de papel
Llevar a autoclave y luego a estufa para control de esterilidad
Dejar enfriar y ajustar el pH
PRACTICA No 02: TOMA DE MUESTRA
I. Introducción:
Las tomas de muestra son de suma importancia para el diagnóstico por
examen directo y cultivo como aislamiento primario.
Para realizar una buena toma de muestra, se deben tener en cuenta las sgtes.
consideraciones:
1. Se debe preguntar al paciente si es que esta recibiendo tratamiento
antimicótico.
2. Si la respuesta es positiva el tratamiento debe ser suspendida por los
menos 5 días.
3. Para el caso de dermatofitosis y micosis subcutánea desinfectar la zona
con alcohol de 70%.
4. La muestra debe ser representativa por Ejm: En Tiña corporis se debe
conocer los síntomas y sospechar de micosis . Esto se evidencia por
que los bordes son definidos y erimatosos rojisos.
5. La cantidad de muestra debe ser suficiente porque se usa para examen
directo y para el cultivo.
II. Objetivo:
- Adiestrar al alumno en las formas correctas de la toma de muestra para
el examen directo y cultivo para aislamiento primario.
III. Procedimiento:
Toma de muestra para dermatofitos
Muestra: Escamas de piel.
Examen directo : con KOH 10%
Siembra: en agar soboraud glucosado
Incubar: al medio ambientes de 2 a 3 semanas.
Toma de muestra para pelo
Muestra: cabellos cortados de 1 cm con pinzas estériles. Extraer 8 a 10
cabellos de la raíz en placa petri estéril.
Sembrar: en agar saboraud.
Incubar: en el medio ambiente de 2 a 3 semanas.
Toma de muestra para uñas
Muestra: escamas del lecho ungeal o placa. Realizar raspado con hoja
de bisturí de primer uso.
Examen directo: con KOH 10%
Sembrar: en agar saboraud.
Incubar: en el medio ambiente de 2 a 3 semanas.
Toma de muestra para Micosis Profundas
1. Mucosas:
Mucosas oral: La muestra se obtendrá con hisopo o bisturí de punta
roma ambos estériles.
Mucosa vaginal: La muestra se obtendrá con hisopos una vez
obtenida la muestra el hisopo es intrododucido en un tubo estéril .Si el
procedimiento es largo colocarlo en solución salina fisiológica (2ml) y
además la toma debe ser duplicada, esto porque con uno se hace
examen directo y el otro sirve para el cultivo siembra.
Siembra: Agar saboraud glucosado
Incubación: en el medio ambiente por 2 semanas.
2. Muestras bronquiales:
Muestra: Para obtener la muestra es necesario una desinfección bucal
con lugol al 1% luego se procede a tomar el esputo para esto se debe
hacer una inspiración profunda , fuerte y tociendo. Tomar la muestra
en un frasco estéril.
Examen directo: se colorea con KOH.
Siembra: Agar saboraud glucosado.
Incubación: A temperatura ambiente por 4 semanas.
3. Líquido cefalorraquídeo:
Realizar una Punción Lumbar: Tomar 5ml de líquido cefalorraquídeo
y centrifugar a 3000rpm durante 30 minutos.
Examen directo: a partir del sedimento, se realiza con KOH y tinta
china.
Siembra: Agar saboroud glucosado
Incubación: durante 2 semanas e temperatura ambiente
4. Orina
Muestra: tomar 40ml de orina y centrifugar a 3000rpm por 10 minutos.
Examen directo: a partir del sedimento, se realiza con KOH y tinta
china.
Siembra: Agar saboraud glucosado.
Incubación: todas las muestras deben incubarse a dos temperaturas a
medio ambiente y a 37oC para que el hongo este acostumbrado.
Esto por 4 semanas.
Toma de muestras para Micosis Subcutanea
Muestra: Tomarla de abscesos cerradas, fístulas y úlceras.
Desinfectar la zona con alcohol de 70%.
Toma de muestra: Por punción y aspiración se inyecta 2ml de solución
salina fisiológica y se aspira 4ml.
De esta muestra se hace examen directo.
Siembra: Agar Saboraud glucosado por duplicado.
Incubar: A temperatura ambiente por 4 semanas
Toma de muestra de Líquidos Corporales
- Sangre
- Líquido Ascítico
- Líquido Pleural
Punción aspiración: Se realiza con solución salina estéril mas
anticoagulante esto para muestras no purulentas.
Punción drenaje : Se realiza en un tubo tapa rosca. Esto para muestras
purulentas.
Muestra purulentas: se realiza el examen directo y luego se siembra en
agar saboraud.
Muestra no purulenta: hay que centrifugar, la centrifugación tiene
propósitos de concentración del hongo, se realiza un examen directo y
luego se siembra.
Para ambos casos por duplicado a temperatura ambiente y a 37oC por 4
semanas.
IV. Referencias:
- Microsoft ® Encarta ® 2007. © 1993-2006 Microsoft Corporation. Reservados todos los derechos.
PRÁCTICA No3: DIAGNÓSTICO DE MICOSIS
SUPERFICIALES
Pitiriasis Versicolor y Piedras
I. TOMA DE MUESTRA
a) Pitiriasis versicolor:
Muestra: Escamas de piel obtenidos por raspados con hojas de bisturí de
primer uso en viales , placas o con cinta adhesiva. No observar limpieza
Síntomas: Manchas pequeñas de color blanco a nivel del tronco anterior y
posterior.
b) Piedras: existe 2 tipos
Muestra: Cabellos
-- Piedra blanca: Cabellos con nódulos de color blanco y fáciles de
desprender pero con mayor frecuencia en barba y axila.
-- Piedra negra: Cabellos con nódulos oscuros y difíciles de
desprender.
Ambas muestra obtenerlas en placas ,viales o sobres estériles.
II. OBJETIVO
- Diagnosticar la P. versicolor mediante examen directo y las Piedras por
examen directo y cultivo.
III. MATERIAL
- Escamas de piel - Pitiriasis
- Cabellos – Piedras
IV. PROCEDIMIENTO
1. Colocar las escamas de piel, pelos o cultivos en una gota de KOH
depositada de antemano en el centro de portaobjeto.
2. Luego cubrir con laminilla y observar con objetivo de mediano aumento
3. Para el caso de Pitiriasis versicolor si se ha tomado la muestra con cinta
adhesiva colocar esta en una gota de azul de metileno.
V. RESULTADOS
a) Pitiriasis versicolor
Técnica de
DiagnósticoM. furfur M. ovali.
Examen Directo.
(escamas)
Células redondas agrupadas en racimos y
fragmento cortos en micelio.
Células ovaladas con
filamentos más largos
Cultivos Va a formar una colonia levaduriforme
que con el tiempo se oscurece
Colonia levaduriforme, que
con el tiempo oscurece.
Tinción Gram Se hace un gram y son gram positivos Son Gram positivos.
Cultivo. Van a formar colonias redondas y grandes.
Levaduras ovaladas y
pequeños gemantes.
b) Piedras
Piedra Blanca Piedra Negra
Examen Directo Veremos nódulos formados por artrosporas
o hialino.
Nódulo formado por un tejido
organizado oscuro.
Cultivo. Formado por colonias levaduriformes,
aspecto seco y de color crema.
Colonia de color café oscuro.
Y de crecimiento lento.
Examen directo
de cultivo Micelio artrosporado y cultivo hialino.
Micelio tabicado y oscuro
pigmentado.
VI. OBSERVACIONES:
PRÁCTICA No4 Y No5: DIAGNÓSTICO DE
DERMATOFITOS
I. Introducción
Los dermatofitos son hongos que se nutren de la queratina de la piel, uñas y
pelos, ocasionando enfermedades conocidas como dermatofitosis, estas, si no
se tratan a tiempo pueden volverse crónicas y además son muy resistentes al
tratamiento; de ahí la importancia de un diagnóstico temprano.
II. Objetivo
- Diagnosticar dermatofitos por examen.directo.
III. MATERIAL
- Escamas de piel y de uñas.
- KOH al 10%
- Láminas
- Laminillas
- Mechero bunsen
- Microscopios
IV. PROCEDIMIENTO
A) Condiciones para toma de muestra
- En el caso de que la persona esta en tratamiento suspender al menos
cinco días antes.
- Eliminar infección secundaria por bacterias.
- Si se trate de escamas de piel realizar con hoja de bisturí de primer uso
pero colectar de la periferia puesto que es la zona de la inflamación por ser
sitio de mayor concentración de los hongos.
- Si es de uña, desinfectar la zona con alcohol al 70% y colocar algodón
humedecido sobre la uña por 3 a 5 minutos para contribuir al
reblandecimiento de placa ungueal, retirar la placa con ayuda de un
cortaúñas y realizar la extracción con hojas de bisturí de primer uso o
realizar el raspado del lecho ungueal
- Ambos muestra recepcionarse en placa de petri o vial estéril.
B) Examen directo
- Sobre una lámina porta objeto colocar la gota de KOH al 10%
- Con asa de siembra coger una pequeña cantidad de muestra y depositar
sobre la gota, cubrir con laminilla
- Dejar actuar por unos minutos.
- Observar a objetivo de 40x ( para disolver la queratina con la luz).
V. RESULTADO
- La muestra procede de escamas de uña y es positiva se observará hifas
tabicadas diferentes tanto en su longitud, forma y tamaño.
PRACTICA No6: MÉTODO DE ESTUDIO PARA LA
IDENTIFICACIÓN DE DERMATOFITOS: CULTIVO
I. Introducción
Una vez que se ha determinado la presencia de hongos como hifas de una
muestra se debe llevar a cabo el cultivo de los mismos para poder identificar el
agente etiológico.
No basta determinar la presencia de hongo en examen directo sino que el éxito
en un 100% de la identificación radica en el cultivo.
El cultivo puede ser negativo por las siguientes causas:
1. Se debe a una mala toma de muestra.
- No hubo desinfección de la zona
- No se tomo del lugar adecuado.
- No fue suficiente.
- No fue representativa.
2. Infección bacteriana asociados.
3. El paciente en el momento de toma de muestra estuvo siendo tratado.
II. Objetivo
- Aislamiento primario de dermatofitos.
III. Material
- Escamas de piel o uña
- Agar sabouraud glucosado mas antibiótico
- Tubo estéril (15 x 150 mm)
- Alcohol absoluto
- Asa micológica
- Mechero bunsen
IV. Procedimiento
Preparación del medio mas antibiótico
1. Disolver una cápsula de cloranfenicol de 250mg en 10ml de alcohol
absoluto.
2. A un litro de medio disuelto y a una temperatura corporal agregarle 2ml
de la solución del antibiótico al medio.
3. Distribuir el medio en tubos (15 x 150) y dejar enfriar en plano inclinado.
4. Comprobar esterilidad del medio en control de calidad (dejar 4 a 5
semanas) .
Siembra de la muestra : Llevar a cabo la siembra por punto y esterilizar bien
el asa
Incubación: Se realizará a temperatura ambiente 25oC a 27oC durante 2 a 3
semanas.
V. Resultados
- Al cabo del tiempo de incubación, una vez obtenida la colonia, realizar el
estudio de las características macroscópica y microscópica.
Siembra del microcultivo
PRACTICA No7: ESTUDIO MACROSCÓPICO DE
DERMATOFITOS
I. Introducción
A partir de los cultivos obtenidos en Agar Saboraud glucosado se puede
identificar las especies más frecuentes de los dermatofitos teniendo en cuenta
las características macroscópicas del cultivo.
Los dermatofitos son hongos hialinos que forman colonias de diferentes colores
(blanquecinos, amarillentas, marronáceas ), pero si bien es cierto que las
características de color de la colonia ayuda a la identificación , son las
características microscópicas las que determinan este estudio.
Para la identificación de dermatofitos es necesario contar con una colección de
cepas de las especies más frecuentes para realizar dicha identificación por
comparación.
Para la conservación de la cepa se presentan dificultad debido al fenómeno del
pleomorfismo el cual se presenta con la resiembra continua este fenómeno
esta relacionado con la pérdida de de su capacidad de esporulación de la
colonia , esta pierde su color y al final acaban formando un micelio compacto.
Existen medios que evitan el pleomorfismo especialmente los que poseen baja
concentración de azúcar.
La técnica de Castellani que consiste en mantener una densa suspensión de
hongos en agua destilada estéril a temperatura ambiente. Los tubos deben
estar sellados a herméticamente.
II. Objetivo
- Familiarizarse con las características culturales de las principales de los
Dermatofitos para así describir las características culturales de las cepas
obtenidas en un aislamiento primario.
III. Material
- Cultivo puro o cepa.
IV. Procedimiento
- Llevar a cabo una resiembra de cepa en Agar papa dextrosa (PDA) para
su conservación.
- Observar sus características culturales.
V. Resultados:
DERMATOFITO Color Aspecto anversoAspecto del
reverso
Tiempo de
desarrollo
T. rubrum Blanco Algodonoso Pigmento rojo púrpura 14 días
T. mentagrophytes Blanco o crema
Pulverulenta,
granulosa, yesosa
zoofílicos, algodonosa
antropofílicos.
Amarrillo parduzco, o
ámbar, o marrón, o rojo
castaño.
7 a 10 días
T. tonsurans
Amarillo
inicialmente
crema, grisácea
o marrón
posteriormente.
Placa poco pulverulenta
inicialmente y plegada
posteriormente.
Rojo caoba
inicialmente rojizo
oscuro después.
14 días
E. flocosumAmarillento o
verde olivaFinamente velloso Amarillo azufrado 10 a 14 días
M. canis Blanquecina Poco elevado, escasoPigmento naranja
amarillo o marrón6 a 10 días
M. grypseum Canela
Plana finalmente
granulosa y
pulverulenta.
Canela o crema 6 días
PRACTICA Nº 8:
I. Introducción:
En los dermatofitos existen diferentes estructuras como clamidosporas y
estructuras como hifas en espiral o raqueta. No obstante, para el diagnóstico
definitivo nos ayuda la forma de las macroconidias y la disposición de las
microconidias. Cabe mencionar que en un primocultivo estas estructuras estás
ausentes (sobre todo si se siembran en medios con inhibidores). Se debe
resembrar la cepa en un medio carente de inhibidores (p.ej. agra papa
dextrosa) y a partir de este repicar un microcultivo.
II. Objetivo:
- Determinar las estructuras microscópicas de los dermatofitos en un
examen directo.
III. Materiales:
- Cepas de dermatofitos obtenidos con un aislamiento primario.
- Líquido de montaje (se recomienda azul de Amann).
- Láminas y laminillas
- Asa micológica
- Mechero bunsen
IV. Procedimiento:
- Se procede con el montaje de la muestra usando el colorante adecuado.
- Se pasa a la observación.
V. Resultados:
HONGO Macroconidia MicroconidiaHifas
Vegetativas
T. rubrum Generalmente ausentes. Alargadas, con varios lóbulos o espacios
Piriformes con forma de lágrimas y dispuestas lateralmente en las
Ausentes
hifas
T. mentagrophytesAlargadas, en forma de mazo, con varios lóbulos o espacios.
Abundantes, redondeadas, formando grupos.
En espiral
T. tonsuransAlargadas, pero de extremos curvos, con varios lóbulos.
Abundantes, de mayor tamaño y algunos en forma de grupo.
Abundantes clamidosporas e hifas en raquetas.
M. canis
En huso, de paredes gruesas y rugosas, extremos afilados. De 6 a más lóbulos.
Ausentes
M. gypseumEn huso, paredes lisas, extremos redondeados
Ausentes
E. flocosumEn clava, de 3 a 4 lóculos
No hay No hay
PRACTICA Nº 9: ESTIMULACION DE LA
ESPORULACION
I. Introducción:
Una vez hecho el examen directo del primocultivo y no se observaron
estructuras microscópicas que ayudan a la identificación de los
dermatofitos, debemos recurrir a las técnicas especiales, tal es el caso del
microcultivo, en la cual los dermatofitos desarrollarán.
II. Objetivo:
- Identificación de dermatofitos mediante la técnica del microcultivo.
III. Materiales:
- Cepa
- Equipo de microcultivo
- Agua destilada estéril
- Agar Sabouraud glucosado (1 cm cada lado)
- Pinza y espátula estéril
- Mechero bunsen
IV. Procedimiento:
- Se sigue el procedimiento típico del microcultivo.
V. Resultados:
PRACTICA Nº 10: ZIMOGRAMA O
FERMENTACION DE CARBOHIDRATOS
I. Introduccion:
La identificacion de levaduras del género Candida mediante el proceso de
fermentación de carbohidratos.
II. Materiales:
- Cepa problema
- Carbohidratos: tubos servidos con carbohidratos conteniendo
campanas de Dirham. Deben ser preparados al 10%.
III. Procedimiento:
- Preparación de los carbohidratos:
o Glucosa, lactosa, sacarosa, maltosa.
o Preparados al 10%.
- Tubos con 9 ml de caldo base conteniendo campana de Dirham
invertida.
- A los tubos con caldo base agregar 1 ml del carbohidrato.
- Sembrar la cepa problema.
- Incubar a 37 ºC por 24 horas.
IV. Resultados:
- Presencia de gas (se lee) en las campanas de Durham.
- Se leerá fermentación de los carbohidratos (se evidenciará por el
viraje del medio).
PRACTICA Nº 11: IDENTIFICACION DE Candida
albicans
I. Introducción:
Esta se lleva a cabo por observación de examen directo de clamidosporas
(otras especies por fermentación)
II. Objetivo:
- Identificación de C. albicans estimulando la producción de clamidosporas
en un medio pobre de carbohidratos.
III. Material:
- Cepa problema
- Agar almidón arroz (servido en placa o lámina portaobjeto).
- Placas de Petri estéril.
- Equipo de microcultivo.
- Asas en anillo y en punta.
- Mechero bunsen.
- Agua destilada estéril.
IV. Procedimiento:
- Siembra en placa
o La placa servida con agar almidón arroz dividirla en
cuadrantes y en cada cuadrante sembrar una muestra y se
practican tres surcos no muy profundos, se cubren con
laminilla y se incuban por 24 horas a temperatura
ambiente.
- Siembra en lámina
o El agar almidón arroz servido 3 ml en tubo diluido, se vierte
sobre la lámina portaobjetos del equipo de microcultivo o
imaginariamente se divide la lámina en dos y en cada
extremo se siembra por estria con asa en punta. La cepa
problema, se cubre con laminilla y se incuba a temperatura
ambiente por 24 horas (se le agrega agua antes de
incubar).
V. Resultados:
- Directamente se lleva a observar al microscopio con 40x (placa).
- Siembra en lámina: se observa en microscopio a 40x.
- La presencia de células redondas de doble pared y un pseudomicelio
identifican a C. albicans (clamidosporas).
PRACTICA Nº 12: MICOSIS SUBCUTÁNEAS Y
SISTÉMICAS
I. Introducción:
II. Objetivo:
- Reconocimiento de las características de los hongos causantes de
micosis subcutáneas y sistémicas.
III. Materiales:
- Microcultivos coloreados con azul de lactofenol.
IV. Resultados:
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