UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
SITUACIÓN ACTUAL DE LA PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO
TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:
MONOGRAFÍA
COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
PRESENTA:
JOSÉ IVÁN MÉNDEZ MANUEL
ASESORES:
M.V.Z. DR. ALEJANDRO TAYLOR ESTRADA COATES
M.V.Z. MC. ARMANDO LÓPEZ GUERRERO
VERACRUZ, VER. ENERO 2012
ii
ÍNDICE GENERAL.
ÍNDICE DE CUADROS.............................................................................................v
ÍNDICE DE FIGURAS..............................................................................................vi
AGRADECIMIENTOS..............................................................................................ix
DEDICATORIAS.......................................................................................................x
RESUMEN...............................................................................................................xi
1. INTRODUCCIÓN..................................................................................................1
2. ANTECEDENTES.................................................................................................2
3. JUSTIFICACIÓN...................................................................................................4
4. OBJETIVOS..........................................................................................................5
4.1. Objetivo General................................................................................................5
4.2. Objetivos Específicos........................................................................................5
5. METODOLOGÍA...................................................................................................6
6. ETIOLOGIA...........................................................................................................7
7. MORFOLOGIA......................................................................................................7
8. CICLO EVOLUTIVO Y TRANSMISIÓN..............................................................10
9. RESPUESTA INMUNE A LA PIROPLASMOSIS EQUINA.................................12
10. PATOGÉNESIS Y SIGNOS CLÍNICOS............................................................13
10.1. ANEMIA: UNO DE LOS PRINCIPALES SIGNOS CLÍNICOS A TRATAR EN
LA PIROPLASMOSIS EQUINA………………………………………………………...17
iii
10.1.1. DIAGNÓSTICO DE ANEMIA.....................................................................18
10.1.2. HEMATOLOGÍA.........................................................................................19
10.1.3. CAUSAS ESPECÍFICAS DE LA ANEMIA..................................................20
10.1.4. TRANSFUSIÓN SANGUÍNEA....................................................................22
11. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA.......................................................................25
11.1. DISTRIBUCIÓN EN MÉXICO........................................................................25
11.2. SITUACIÓN ACTUAL DE PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO
(REPORTE DE CASOS EN LOS ÚLTIMOS 10 AÑOS).........................................27
12. ANATOMIA PATOLÓGICA..............................................................................35
12.1. LESIONES MACROSCÓPICAS...................................................................35
12.2. LESIONES MICROSCÓPICAS.....................................................................38
13. DIAGNÓSTICO.................................................................................................38
13.1. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL....................................................................38
13.2. DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO.............................................................41
13.3. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO.....................................................................42
13.3.1. IDENTIFICACIÓN DEL AGENTE...............................................................42
13.3.2. PRUEBAS SEROLÓGICAS.......................................................................44
13.3.2.1. PRUEBA DE INMUNOFLUORESCENCIA INDIRECTA CON
ANTICUERPO (PRUEBA ORDENADA PARA EL MERCADO
INTERNACIONAL)..................................................................................................45
iv
13.3.2.2. ENZIMOINMUNOENSAYO.....................................................................47
13.3.2.3. PROTOCOLO DE C-ELISA.....................................................................49
13.3.2.4. FIJACIÓN DEL COMPLEMENTO (PRUEBA PRESCRITA PARA EL
MERCADO INTERNACIONAL)..............................................................................52
14. TRATAMIENTO................................................................................................55
14.1. TRATAMIENTO CRÓNICO...........................................................................56
15. MEDIDAS DE CONTROL.................................................................................57
15.1. NOTIFICACIONES A LAS AUTORIDADES..................................................57
15.1.1.NOTIFICACIÓN INMEDIATA.......................................................................58
BIBLIOGRAFIA.......................................................................................................62
v
ÍNDICE DE CUADROS.
Cuadro 1. Las causas de la anemia en los caballos deportivos.
Cuadro 2. Las terapias para la recuperación del volumen por vía intravenosa y el
aumento de la capacidad de transportar oxígeno de la sangre.
Cuadro 3. Claves utilizadas por la OIE.
Cuadro 4. Claves y medidas de control utilizadas por la OIE.
Cuadro 5. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2001-
diciembre 2001.
Cuadro 6. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2002-
diciembre 2002.
Cuadro 7. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2003-
diciembre 2003.
Cuadro 8. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2004-
diciembre 2004.
Cuadro 9. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2005-
diciembre 2005.
Cuadro 10. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2006-
diciembre 2006.
Cuadro 11. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2007-
diciembre 2007.
Cuadro 12. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2008-
diciembre 2008.
vi
Cuadro 13. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2009-
diciembre 2009.
Cuadro 14. Situación zoosanitaria y medidas de control período enero 2010-
diciembre 2010.
Cuadro 15. Diagnóstico diferencial de las enfermedades de los caballos
caracterizadas por anemia y edema (Radostits, 2002).
vii
ÍNDICE DE FIGURAS.
Figura 1. Diversas formas eritrocíticas de B. caballi que se encuentran en los
glóbulos rojos.
Figura 2. Trofozoíto y merozoíto intraeritrocitario etapas de T. equi.
Figura 3. Diversas formas eritrocíticas de T.equi se encuentra en los glóbulos
rojos. La Cruz de Malta es típica de la especie, pero no siempre se ve en el
examen de un frotis de sangre.
Figura 4. Forma de un merozoíto intraeritrocitario de B caballi.
Figura 5. Hemoglobinuria, uno de los signos agudos en piroplasmosis equina.
Figura 6. Edema de las extremidades posteriores en un caballo afectado por T.
equi.
Figura 7. Ictericia en un caballo afectado por T. equi.
Figura 8. Distribución mundial de piroplasmosis equina.
Figura 9. Regiones climáticas en México.
Figura 10. Caballo, las cavidades pleural y peritoneal. Existe una marcada ictericia
generalizada. La sangre en la cavidad torácica es delgada y acuosa.
Figura 11. Corazón y pulmones de caballo. La grasa de la tráquea y el pericardio
muestran ictericia. Los pulmones se encuentran congestionados.
Figura 12. Riñón de caballo. La corteza es de color rojo oscuro debido a la
hemoglobinuria. La médula y pelvis muestran ictericia.
Figura 13. Agrandamiento de los nódulos linfáticos submandibulares en un
caballo afectado por T. equi.
Figura 14. Edema de los parpados con un poco de moco purulento en un caballo
afectado por T. equi.
viii
Figura 15. Estado actual de la campaña contra la garrapata Rhipicephalus
microplus.
ix
AGRADECIMIENTOS.
Agradezco a Dios y a mi familia por el apoyo brindado durante mi formación
universitaria, por confiar en mí siempre y sobre todo por brindarme su amor y
cariño.
A mi entrañable amigo y profesor el M.V.Z. Augusto Mancisidor Ahuja por
dedicarme su tiempo, enseñanza y sobre todo por sus consejos de amigo.
Al M.V.Z.Dr. Alejandro Taylor Estrada Coates y al M.V.Z. M.C. Armando López
Guerrero por su tiempo y apoyo en revisar mi trabajo de Experiencia Recepcional,
así como brindarme y compartir sus conocimientos en el área de equinos.
A mi entrañable amigo y tutor de mi carrera el M.V.Z. Rubén Loeza Limón por
estar al pendiente de mí y por enseñarme el buen camino del estudio, al M.V.Z.
José Alberto Méndez Santos por brindarme su amistad y respaldo todo este
tiempo.
A mis amigos: José Manuel Clara Sarmiento ―Clarita‖, Damián García Guevara,
Alejandro Salvador Morales ―Chabelo‖, Jorge Alberto Landa Avalos ―Cochofo‖, Ana
I. Mota Torres, Denisse Saldaña Sandoval ―La Güera‖, Elisa Castro Flores, Sergio
Arroniz Mora ―El nalgón‖, Jonathan Peñaloza Tadeo ―El compa Johnny‖, Pedro
Álvarez Rincón ―El Pedrón Ántrax‖, Alfredo Cabañas acosta ―El loquito‖, Rubén
Álvarez Muñiz ―El becerro¨, José Ángel Álvarez Landa ―El Bobby‖, Pablo Montero
Castro ―El Lechón‖, Francisco Barradas Ruíz ―El compa picho‖, Evelio Aguilar
Figueroa, Gibran D. Farfán Rodríguez ―El piloto‖, Abraham Domínguez De la Mora,
Gamaliel Altamirano Arenas ―El gama‖, Pamela Lártigue Corona, y María José
Muñoz López ―Cheche‖, a ellos por brindarme su amistad y cariño.
Al M.V.Z. Manuel Salgado Vázquez por haber permitido que realizara mi servicio
social en su clínica HVECH, por brindarme su apoyo, amistad y sobre todo por
compartir su conocimiento en el área de equinos.
x
DEDICATORIAS.
A mi padre:
José Luis Méndez Cruz (Ɨ ) por motivarme en mis estudios, por enseñarme a
trabajar el rancho, por ser un ejemplo para mí, por cuidar de mí estos años y sobre
todo por quererme demasiado, gracias papá en donde quiera que estés siempre
estarás en mi mente y corazón… por juguetón y travieso siempre te voy a
recordar.
A mi madre:
Teresa Manuel Norberto por sacarme adelante en mis estudios, por cuidarme, por
darme todo lo que necesité durante mi formación profesional, por el amor y cariño
que siempre me has brindado, siempre estaré en deuda contigo mamá, sabes que
te amo y quiero mucho.
xi
RESUMEN.
MÉNDEZ MANUEL JOSÉ IVÁN. 2012. Situación actual de la piroplasmosis equina
en México. Monografia de Licenciatura. Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia, Universidad Veracruzana. Veracruz, Ver. México. Asesores: M.V.Z. Dr.
Alejandro Taylor Estrada Coates y M.V.Z. M.C. Armando López Guerrero.
El incremento global de la industria del caballo representa una fuente potencial
para la diseminación de las enfermedades que aquejan a los equinos. La
piroplasmosis equina es una enfermedad parasitaria transmitida por garrapatas
que afectan a caballos, ponis, burros, mulas, y cebras. Los animales infectados
con piroplasmosis equina pueden presentar fiebre, anemia, membranas
amarillentas en los ojos y la boca, y orina teñida desde café oscuro hasta rojo.
Algunos animales mueren por esta enfermedad, mientras que otros nunca
enferman. Los equinos con infecciones persistentes de PE son portadores de los
parásitos que causan la enfermedad y son fuentes potenciales de infección para
otros equinos. Las personas también pueden diseminar los agentes de la
enfermedad cuando utilizan agujas o jeringas usadas entre equinos infectados y
no infectados, hoy en día éstas prácticas son realizadas en todo el país, dentro de
instalaciones ecuestres, hipódromos, hípicos, lienzos charros donde existe la
"negligencia, la impericia y la irresponsabilidad" por parte del ser humano, quien
llevó una educación superior "no valorada" o bien quien no pudo llevarla y lo
realiza empíricamente
1
1. INTRODUCCIÓN
La babesiosis es producida por cualquiera de las diversas especies de Babesia
que infectan a una gran variedad de hospederos vertebrados, incluyendo animales
domésticos y salvajes, y el hombre. En la naturaleza las babesias son
tradicionalmente transmitidas en forma biológica por garrapatas ixódidas, pero en
otros medios tales como moscas hematófagas y fómites que transfieren sangre
desde un portador infectado hasta un animal susceptible, y pueden estar
involucrados en la transmisión mecánica de estos parásitos intraeritrocitarios
(IICA,2000).
La piroplasmosis equina o babesiosis equina, causada por los
protozoarios Theileria equi (antes Babesia) y Babesia caballi, se transmite
mediante la picadura de garrapatas y otros vectores que afectan a los equinos,
prácticas de inyectología empírica de entrenadores e inclusive de médicos
veterinarios no profesionales que utilizan agujas, jeringas y aparatos de venoclisis
usados, contaminados con sangre de caballos enfermos de piroplamosis para
inyecciones de soluciones endovenosas, son las principales causas de la
diseminación de la piroplasmosis equina en áreas tropicales y subtropicales
cercanas a las costas mexicanas y actualmente en mayores áreas geográficas por
el cambio climático mundial y las condiciones climáticas más calurosas favorables
a la prevalencia de las garrapatas y vectores en la mayor parte del territorio
nacional mexicano (Murga, 2010).
Esta revisión tratará primordialmente de aquellas babesias que afectan al
ganado equino. Se cree que estos animales son, desde el punto de vista
económico, los más severamente afectados por las infecciones de Theileria equi y
Babesia caballi (IICA, 2000).
2
2. ANTECEDENTES.
Antes de 1901, la piroplasmosis equina no fue reconocida como una enfermedad
y a menudo era confundida con otras enfermedades, la llamaron fiebre de ántrax,
la fiebre irritable, la fiebre biliar, y malaria equina (Roberts et al., 1962). La
piroplasmosis equina se mencionó como malaria equina porque los signos clínicos
observados en équidos en Pretoria, Sudáfrica, eran similares a la infección por
malaria (Plasmodium) encontrado en personas (Theiler, 1903). Basado sobre la
morfología, el hemoparásito era clasificado con otro protozoo periforme dentro del
grupo de los piroplasmas, y fue llamado Piroplasma equi (USDA-APHIS, 2008).
A principios del siglo XX, el veterinario sudafricano Sir Arnold Theiler intentó
transmitir el agente infeccioso de los caballos infectados a aquellos que no lo
estaban vía transfusión sanguínea, desafortunadamente sin éxito alguno. Theiler
especuló que no fue posible desarrollar la enfermedad porque la problemática en
la transmisión del agente infeccioso giraba en torno a la inmunidad, de este modo,
los caballos nativos no fueron capaces de generarla debido a que ya eran inmunes
a ésta, o quizás porque el agente infeccioso requería la presencia de un vector
para su efecto adverso. Asimismo, Theiler reportó que la enfermedad no parecía
ser contagiosa de manera directa ya que la mayor parte de los caballos eran
importados y provenían de Nueva Zelanda, Inglaterra, Australia y Argentina. A
pesar de que la enfermedad no parecía contagiarse o expandirse de forma directa,
Theiler indicó que la susceptibilidad al contagio era directamente proporcional al
número de animales que se encontraban presentes, tomando en cuenta los
factores epidemiológicos de la malaria equina, ligada como se menciona
anteriormente, al número de animales susceptibles. Se encontró también que la
malaria era más frecuente durante el verano, especialmente durante la temporada
de lluvias. Theiler indicó que la incidencia de dicha enfermedad fue encontrada en
más de una ocasión de forma clínica (Theiler, 1902). En 1912, Nutall y Strickland
descubrieron que la piroplasmosis equina puede ser causada por dos agentes
distintos: B.equi y B.caballi (Nuttall, 1912).
3
En México Osorno y Solana encontraron en 1972 T. equi y B. caballi en el
estado de Veracruz, posteriormente, Osorno y Vega muestrearon 120 caballos en
los estados de Puebla y México, encontrando 10 positivos (Guzmán, 2004).
Rodríguez et al., reportan que T. equi y B. caballi se encuentran presentes
en equinos del estado de Yucatán, México, y hoy en día la babesiosis equina
representa un problema importante (Rodríguez et al., 1997). En el estado, existe
una gran variedad de garrapatas potencialmente vectores de estos agentes tales
como Anocentor nitens y Riphicephalus sanguineus; sin embargo, hasta la fecha
no se ha realizado algún estudio sobre los vectores y su relación con la babesiosis
equina (Rodríguez y Domínguez, 1998).
Posteriormente en el año 2000, Rodríguez et al., revisaron los archivos del
Laboratorio de Parasitología de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de
la Universidad Autónoma de Yucatán, con datos de marzo de 1984 a diciembre de
1999. Obtuvieron la información de 79 muestras sanguíneas que fueron remetidas
y procesadas mediante las técnicas de Knott y frotis sanguíneos teñidos con
Giemsa al 10% de caballos procedentes del estado de Yucatán, los hemoparasitos
encontrados fueron 3.79% de T. equi y 2.53% de B. caballi (Rodríguez et al.,
2000).
4
3. JUSTIFICACIÓN.
La realización de esta monografía surge de la necesidad de crear una recopilación
de información actual para el MVZ dedicado a la clínica veterinaria, y estudiantes
de Medicina Veterinaria con interés en las grandes especies, ya que actualmente
es una enfermedad recurrente en la práctica privada y hospitales veterinarios
además de ser una enfermedad de reporte obligatorio inmediato ante las
autoridades de sanidad animal (SENASICA).
En muchos casos, el médico veterinario no está familiarizado con el cuadro
clínico, o este puede ser poco especifico, por lo tanto suele ser fácilmente
confundida con otras patologías y al no ser identificada y tratada debidamente
puede complicarse al grado de poner en riesgo la vida del paciente o progresar a
una fase crónica.
De esta forma, no sólo estudiantes sino médicos veterinarios han tenido la
creciente necesidad de contar con trabajos de tipo monográfico, para poder así
disponer de información descrita de forma veraz, clara, breve y actualizada, lo cual
es finalmente el objetivo del presente trabajo.
5
4. OBJETIVOS.
4.1. Objetivo general.
Compilar información sobre la piroplasmosis equina en un solo
documento para que sea una fuente de información actualizada para el
clínico veterinario y los estudiantes de medicina veterinaria.
4.2. Objetivos específicos.
Describir los aspectos importantes de este padecimiento como etiología,
inmunología, epidemiología, semiología, y otros factores que servirán de
fuente de consulta al médico veterinario y estudiantes de medicina
veterinaria.
Explicar las bases diagnósticas para poder utilizar los elementos que
están a nuestro alcance y llegar a un diagnostico temprano.
Informar sobre las medidas de prevención y control que existen en
nuestro país.
6
5. METODOLOGÍA.
Se llevó a cabo la selección de información documental en libros e Internet, con un
motor de búsqueda para las siguientes palabras: piroplamosis, babesiosis,
Theileria equi, Babesia caballi; también el uso principalmente de libros
especializados, manuales clínicos, journals indexados de la biblioteca de la
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana en el
periodo agosto – diciembre del año 2011.
7
6. ETIOLOGíA.
La piroplasmosis equina es una infección parasitaria en los caballos producida por
protozoarios del género Babesia y transmitida por garrapatas del género
Anocentor, Dermacentor, Rhipicephalus y Hyaloma (Quiroz, 2006). La garrapata
Cayenne (Amblyomma cajennense) actualmente ha sido identificada como uno de
los vectores de la piroplasmosis equina por los científicos del Servicio de
Investigación Agrícola (ARS por sus siglas en ingles) de Estados Unidos,
basándose en la investigación epidemiológica de un brote que ocurrió en Texas en
el 2009 y que afectó a casi 300 animales (Scoles et al., 2011). Es posible que sea
difícil diagnosticar la piroplasmosis, ya que puede causar signos clínicos variables
y no específicos. La piroplasmosis es la principal restricción para el movimiento
internacional de equinos (Rovid et al., 2010).
La babesiosis equina es causada por Theileria (antiguamente Babesia) equi
o B. caballi. Theileria equi es un parasito pequeño y es más virulento que B.
caballi. Theileria equi se reclasificó como Theileria en 1998 (Maynard et al., 2007).
En raras ocasiones, se han informado casos en caballos por otros protozoos
relacionados, como Babesia bovis (Rovid et al., 2010).
7. MORFOLOGÍA.
Theileria equi es pequeña, de 2 micras. Los trofozoítos en los eritrocitos tienen
forma redondeada, amiboide y otras de pera (figura 1); por lo general estas formas
se encuentran en número de cuatro, con aspecto de cruz de Malta (figura 2)
(Quiroz, 2006).
8
Figura 1. Diversas formas eritrocíticas de T.equi se encuentra en los glóbulos
rojos. La Cruz de Malta es típica de la especie, pero no siempre se ve en el
examen de un frotis de sangre (Tomado de Kaufmann, 1996).
Figura 2. Trofozoíto y merozoíto intraeritrocitario etapas
de Theileria equi (Tomado de Traub-Dargatz et al., 2010).
9
Babesia caballi es una especie en forma de pera parecida a B. bigemina,
los trofozoítos son piriformes y miden de 2.5-4 micras (figura 3) (Kaufmann, 1996).
Se encuentran en los eritrocitos de caballos, burros, mulas y cebras y las formas
de pera integran pares, dando lugar a un ángulo recto (figura 4) (Quiroz, 2006).
Figura 3. Diversas formas eritrocíticas de B. caballi que se encuentran en los
glóbulos rojos (Tomado de Kaufmann, 1996).
Figura 4. Forma de un merozoíto intraeritrocitario de Babesia caballi (Tomado de
Traub-Dargatz et al., 2010.
10
8. CICLO EVOLUTIVO Y TRANSMISIÓN.
Babesia caballi y T. equi son transmitidas por garrapatas que se infectan al ingerir
parásitos que se encuentran en la sangre de los équidos infectados (Uilenberg,
2006). Aproximadamente 14 especies de garrapatas del género Dermacentor,
Hyalomma, Amblyomma y Rhipicephalus pueden ser vectores para estos
organismos; sin embargo, se desconoce la importancia epidemiológica de algunas
especies (Rovid et al., 2010).
Aunque las garrapatas son vectores biológicos para T. equi y B. caballi, las
diferencias en los ciclos de multiplicación de estos parásitos pueden afectar su
método de transmisión. Dentro de la garrapata, los cigotos de Babesia se
multiplican como ¨vermículos¨ que invaden muchos de los órganos de la
garrapata, incluidos los ovarios, y la especie Babesia pasa fácilmente a la
siguiente generación de garrapatas en el huevo (transmisión transovárica)
(Friedhoff et al., 1996). Cuando una garrapata en estado de larva, ninfa o adulta
de la generación siguiente se adhiere a un nuevo hospedero, el parásito es
estimulado para que llegue a su maduración final, lo que le permite infectar al
hospedero. En contraste, los cigotos de Theileria no se multiplican en la garrapata
y la transmisión transovárica de T. equi es incierta o está ausente (Uilenberg,
2006).
Las garrapatas que transmiten este organismo pueden infectarse como
larvas y transmitir la infección como ninfas, o pueden infectarse como ninfas y
transmitir la infección como adultas (transmisión transestadial). En algunas
especies de garrapatas, como Rhipicephalus microplus (anteriormente Boophilus
microplus), T. equi también puede transmitirse por el mismo estadio en que la
garrapata adquirió el parásito (transmisión intraestadial); se desconoce si esto
ocurre en otras especies de garrapatas. Las garrapatas infectadas con Theileria
pierden esos parásitos después de la transmisión. Al igual que en el caso de B.
caballi, los parásitos T. equi sólo son estimulados para completar su maduración
después de que la garrapata se adhiere para alimentarse. Por ese motivo, una
11
garrapata infectada con cualquiera de los organismos debe permanecer adherida
al hospedero durante cierto tiempo antes de convertirse en infecciosa; con
frecuencia, B. caballi y T. equi son transmitidos después de que la garrapata ha
estado adherida durante algunos días (Rovid et al., 2010).
Después de la recuperación, los caballos pueden convertirse en portadores
durante un período prolongado. Los animales infectados con B. caballi pueden ser
portadores durante un período de hasta cuatro años, aunque es posible que
finalmente queden libres del organismo. Los équidos infectados con T. equi
parecen quedar infectados en forma permanente. Con frecuencia, la parasitemia
no se encuentra en los portadores, pero puede volver a presentarse en estos
animales después de padecer inmunodepresión o de realizar ejercicio intenso. T.
equi puede pasar al potro in utero, y algunos de ellos pueden ser portadores sanos
(Rovid et al., 2010). El primer informe clínico agudo y fatal de la transmisión
transplacentaria de T. equi de madres portadoras a potros fue en Punjab, India.
Dos casos de equinos con piroplasmosis por T. equi fueron diagnosticados en los
potros recién nacidos de dos yeguas de raza Pura Sangre Inglés. Se observó un
alto grado de parasitemia y en ambos casos la forma de cruz de Malta de los
parásitos en los eritrocitos. Los cambios celulares de la sangre revelaron
leucopenia y neutropenia con leve desviación degenerativa a la izquierda. La
anemia fue de tipo normocrómica macrocítica y una coloración amarillo intenso en
las membranas mucosas, que indica ictericia. En las zonas endémicas para
equinos con piroplasmosis, la ictericia neonatal en el potro puede ser fácilmente
mal diagnosticada como isoeritrolisis neonatal. Los potros con ictericia después
del parto siempre deben ser examinados y hacerles pruebas de piroplasmosis
equina (Chhabra et al., 2011).
En raras ocasiones se han informado casos de transmisión
transplacentaria de B. caballi, y algunas fuentes no consideran que la evidencia
para esta vía sea confiable (Rovid et al., 2010). Las personas también pueden
diseminar los agentes de la enfermedad cuando utilizan agujas o jeringas usadas
entre equinos infectados y no infectados. El equipo para uso dental, de tatuaje y
12
quirúrgico puede también propagar la enfermedad si no está completamente limpio
y estéril. Además, hacer una transfusión de sangre de un equino infectado
(aunque parezca sano) a un equino no infectado probablemente transmitiría el
agente de la enfermedad entre los equinos (USDA-APHIS, 2010).
9. RESPUESTA INMUNE A LA PIROPLASMOSIS EQUINA.
Los datos indican que la respuesta de los equinos al parásito es que éste, no
puede ser eliminado y que los caballos permanecen con la infección durante toda
su vida. La investigación para encontrar un tratamiento eficaz que elimine a T. equi
del caballo infectado está en proceso. Aunque las infecciones por B. caballi se han
descrito como auto limitadas, con una duración de hasta cuatro años después de
la infección, muchos caballos que, aparentemente, se han recuperado de la
infección por B. caballi sufren una recaída, lo que sugiere infección de por vida y
un punto de tiempo en que el patógeno no se pudo detectar, pero todavía está
presente. Además, algunos científicos creen que las observaciones de B. caballi
se hicieron antes de que se desarrollaran métodos más sensibles de diagnóstico,
como la reacción en cadena de la polimerasa anidada (PCR, por sus siglas en
inglés). La investigación adicional se justifica para determinar si las infecciones por
B. caballi y T. equi se puede eliminar y se basan en el desarrollo de un programa
de pruebas que garantiza la detección de cualquier resto de agentes patógenos en
los animales tratados (USDA-APHIS, 2008).
La resistencia a la enfermedad clínica y la re-infección en los animales
expuestos previamente se ha descrito y se cree que es debido a la estimulación
continúa inmune de los parásitos, aunque los mecanismos exactos de resistencia
no han sido aclaradas. Recaídas clínicas en los équidos portadores puede ser
debido a la supresión inmune, enfermedades concurrentes o esplenectomía. No
existe inmunidad cruzada entre B. caballi y T. equi (USDA-APHIS, 2008).
13
La infección persistente de los équidos es muy importante en el
mantenimiento de la piroplasmosis equina en la naturaleza. A pesar de que el
número de patógenos en los eritrocitos de los équidos portadores suele ser baja,
los animales actúan como reservorios de agentes patógenos de piroplasmosis
equina y pueden servir como fuentes para la difusión de los patógenos siempre
cuando y haya vectores como garrapatas u otras formas de transmisión (USDA-
APHIS, 2008).
10. PATOGÉNESIS Y SIGNOS CLÍNICOS.
Theileria equi y Babesia caballi no se pueden distinguir clínicamente, pero la
diferenciación entre las dos infecciones puede ser importante para el éxito del
tratamiento y control (Rothschild y Knowles, 2007).
Theileria equi es más virulenta que B. caballi; ambas tienen acción
traumática en los glóbulos rojos, acción expoliatriz, acción mecánica obstructiva a
nivel capilar y acción tóxica con los productos metabólicos (Quiroz, 2006).
La garrapata transmite los parásitos a través de su saliva, ya que se alimenta
de los caballos.
El parásito entra a la circulación e invade los glóbulos rojos y los linfocitos.
Los glóbulos rojos se rompen, y los signos de hemólisis se presentan.
Después de la ruptura, los parásitos entran a nuevos glóbulos rojos para
seguir replicándose.
El caballo es ahora infeccioso para otras garrapatas.
Dependiendo de la especie, el parásito también puede transmitirse a través
del ciclo de vida de la garrapata (Wilson, 2011).
14
El período de incubación varía de 10 a 30 días para B. caballi y de 12 a 19
días para T. equi (de Waal, 1992). La infección puede presentar varios signos
clínicos. El curso de la enfermedad puede ser hiperaguda, aguda, subaguda o
crónica. Signos clínicos para la fase hiperaguda y aguda pueden incluir fiebre,
ictericia, anemia, hemoglobinuria (muy raro) (figura 5), bilirrubinuria, problemas
digestivos (cólico, estreñimiento o diarrea) o signos respiratorios, y
ocasionalmente la muerte. Los equinos con piroplasmosis subaguda pueden
mostrar anorexia, letargo, pérdida de peso, anemia, edema en las extremidades
(posteriores) (figura 6), frecuencia respiratoria baja y esplenomegalia (Rothschild y
Knowles, 2007). La fiebre puede ser intermitente y haber signos de cólicos leves.
Las membranas mucosas en los casos subagudos pueden ser de color rosa, rosa
pálido o amarillo, y pueden tener petequias o equimosis (figura 7). En los casos
crónicos, los signos comunes incluyen inapetencia leve, baja tolerancia al
ejercicio, pérdida de peso, fiebre transitoria y esplenomegalia (palpable mediante
examen rectal). Algunas yeguas infectadas, incluidas las yeguas portadoras,
pueden abortar o transmitir T. equi a sus crías. Los potrillos infectados in utero
pueden estar débiles al nacer, y desarrollar rápidamente anemia e ictericia grave.
En otros casos, estos potrillos pueden ser portadores sanos. Los portadores
asintomáticos pueden desarrollar signos clínicos después de padecer
inmunodepresión o de realizar ejercicio enérgico (Rovid et al., 2010).
15
Figura 5. Hemoglobinuria, uno de los signos agudos en piroplasmosis equina
(Tomado de Abutarbush, 2009).
La mayoría de los caballos seropositivos para T. equi y B. caballi son los
transmisores que, por definición, son persistentemente infectados con agentes
patógenos de piroplasmosis equina, pero no muestran signos clínicos y pueden
servir como una fuente de infección para otros équidos durante toda su vida
(Rothschild y Knowles, 2007).
16
Figura 6. Edema de las extremidades distales en un caballo afectado por T. equi
(Tomado de Zobba et al., 2008).
Figura 7. Ictericia en un caballo afectado por T. equi (Tomado de Zobba et al.,
2008).
17
10.1. ANEMIA: UNO DE LOS PRINCIPALES SIGNOS CLÍNICOS A TRATAR EN
LA PIROPLASMOSIS EQUINA.
En los caballos, la anemia (recuento bajo de eritrocitos totales, el hematocrito y la
concentración de hemoglobina) es menos común a una condición primaria, y más
a menudo ocurre secundaria a alguna otra condición primaria, por ejemplo, las
infecciones (bacterianas o virales), parasitismo (endo o ectoparasitismo), o
alteración metabólica (por ejemplo, hepatopatía, nefropatía), que requiere un
diagnóstico y tratamiento específicos. La desnutrición es rara vez visto en establos
de caballos de rendimiento, pero los desequilibrios de minerales y vitaminas (que
incluye la deficiencia o exceso) pueden ocurrir (Hinchcliff et al., 2004).
La anemia se define como una disminución en los glóbulos rojos que lleva a
una reducción en la concentración de eritrocitos, la concentración de hemoglobina
y el hematocrito o por debajo del valor de referencia. Como la hemoglobina es el
principal determinante del contenido de oxígeno arterial (CaO2), la anemia es
funcional, caracterizada por la reducción de la capacidad de transportar oxígeno
por sangre (Hinchcliff et al., 2004).
Varios mecanismos compensatorios sirven para aumentar la oxigenación de
los tejidos en presencia de anemia. Una de las adaptaciones a la anemia inicial es
un aumento en el 2,3 - difosfoglicerato (2,3-DPG) en el contenido de los glóbulos
rojos. Esto es probablemente causado por un cambio en el pH intracelular y
conduce a una disminución del oxígeno-afinidad de la hemoglobina, el oxígeno es
por lo tanto, más fácilmente liberado a los tejidos. La viscosidad de la sangre se
reduce notablemente, con una concentración de eritrocitos más bajos, y la hipoxia
tisular activa los mecanismos de la regulación local del flujo sanguíneo y hace que
los vasos periféricos se dilaten. Esto se traduce en una caída espectacular de la
resistencia vascular periférica, un aumento del gasto cardíaco y la mejora en el
suministro de oxígeno a los tejidos. Los cambios individuales en el resultado del
tono vascular en la redistribución de la sangre de áreas no vitales (piel, intestino) a
los tejidos altamente dependientes de oxígeno (corazón, cerebro, músculos). Por
último, el suministro de oxígeno disminuido en los riñones conduce a aumento de
18
la síntesis de eritropoyetina, lo que acelera la eritropoyesis en la médula ósea y
provoca una respuesta regenerativa a la anemia (Hinchcliff et al., 2004).
Estos mecanismos pueden, al menos en parte, compensar la disminución
de la concentración de hemoglobina y atenuar la disminución en el aporte de
oxígeno a los tejidos. Incluso la anemia severa es relativamente bien tolerada en
reposo, siempre y cuando cumpla con los siguientes criterios:
No aparecer de forma aguda
No estar asociada con hemólisis aguda o pérdida de sangre
No haber pérdida de volumen sanguíneo
No haber procesos de enfermedades o condiciones (por ejemplo, infección,
fiebre, lesiones graves, el ejercicio, la agitación o avanzado estado de
gestación) que aumenten la demanda de oxígeno.
La hemoglobina libre debido a la hemólisis intravascular, ejerce fuertes
efectos vasoconstrictores debido a la unión de óxido nítrico, y tiene una mayor
afinidad por el oxígeno debido a una pérdida de 2,3-DPG. La consiguiente
disminución del aporte de oxígeno y la liberación efectiva en los tejidos contribuye
a los efectos fisiopatológicos de la anemia hemolítica. Cuando la demanda de
oxígeno del tejido es mayor, o cuando la anemia se agrava lo suficiente para
superar la capacidad de compensación del organismo, el grado de extracción de
oxígeno de la sangre no puede ser aumentado y el consumo de oxígeno por los
tejidos disminuye a medida que el suministro de oxígeno disminuye (la oferta
depende consumo del oxígeno). El metabolismo anaeróbico resultante conduce a
una condición de acidosis láctica y metabólica. En última instancia, la hipoxia
tisular y la capacidad metabólica limitada del tejido afectado puede conducir a
daño tisular y fallo multiorgánico (Hinchcliff et al., 2004).
19
10.1.1. DIAGNÓSTICO DE ANEMIA.
La disminución de la capacidad de transportar oxígeno de los mecanismos de
compensación relacionados con la sangre son responsables de la mayoría de los
signos clínicos asociados con la anemia. La gravedad y la velocidad de desarrollo
de la anemia determinan la eficacia de los mecanismos fisiológicos
compensatorios (Hinchcliff et al., 2004).
La anemia sutil es difícil de detectar y tiene leves efectos clínicos. El total de
los glóbulos rojos, del volumen y de la concentración de hemoglobina se
relacionan con la capacidad de ejercicio de un caballo. Durante el ejercicio, la
demanda de oxígeno del tejido es mayor. Las pequeñas disminuciones de los
glóbulos rojos baja el nivel de la intensidad del ejercicio, en el que se produce una
hipoxia tisular, y por lo tanto dar lugar a la intolerancia al ejercicio (Hinchcliff et al.,
2004).
La anemia más severa se caracteriza por depresión, debilidad, taquipnea,
taquicardia, pulso hipercinético e ictericia. La hemoglobinuria o bilirrubinuria
pueden ser vistas en caballos con anemia hemolítica. Las arritmias cardiacas
pueden indicar hipoxia miocárdica. Hay dolor abdominal y signos de íleo intestinal
funcional probablemente relacionados con la isquemia esplácnica, lo que puede
dar lugar a desprendimiento de la mucosa intestinal, endotoxemia y bacteriemia
(Hinchcliff et al., 2004).
10.1.2. HEMATOLOGÍA.
La anemia se diagnostica cuando el hematocrito, la concentración de hemoglobina
y la concentración de eritrocitos en un conteo sanguíneo completo (CSC) están
por debajo del rango de referencia para la raza correspondiente. La definición
clínica de la anemia puede ser problemática, ya que el estado de hidratación y la
contracción del bazo debido al ejercicio, la excitación o el estrés también pueden
influir en los valores hematológicos. Los cambios en el hematocrito y la
concentración de hemoglobina no pueden reflejar el verdadero cambio en la
capacidad de transportar oxígeno a la sangre (Hinchcliff et al., 2004).
20
El enfoque tradicional para determinar la etiología y patogenia de la anemia
consiste en determinar si la anemia es regenerativa o no regenerativa. En los
caballos, la evaluación de una respuesta regenerativa es difícil sobre la base de
un hemograma de rutina, debido a la maduración de reticulocitos se ha
completado en la médula ósea y la liberación de reticulocitos a la sangre es
mínima, incluso en respuesta a una anemia severa. En raras ocasiones,
reticulocitos y glóbulos rojos nucleados se pueden encontrar en los casos de
hemólisis severa. Los eritrocitos jóvenes son generalmente más grandes que los
eritrocitos normales. Por lo tanto, una respuesta regenerativa es en la mayoría de
las especies caracterizada por la liberación de macrocitos en el torrente
sanguíneo, independiente de la reticulocitosis. La macrocitosis y anisocitosis
pueden ser los únicos indicadores de la regeneración en la sangre periférica de los
caballos. Puede ser detectada por la determinación de los índices de eritrocitos
(volumen corpuscular medio y el ancho de distribución de glóbulos rojos),
citogramas células de la sangre e histogramas de volumen de distribución, o la
evaluación de frotis de sangre (Hinchcliff et al., 2004).
10.1.3. CAUSAS ESPECÍFICAS DE LA ANEMIA.
La anemia es consecuencia de una hemorragia (anemia por pérdida de sangre),
lisis de glóbulos rojos en el espacio intravascular o extravascular (anemia
hemolítica), o la falta de producción de eritrocitos (anemia hipo proliferativa)
(cuadro 1). Las anemias por pérdida de sangre y anemias hemolíticas se conocen
como anemias regenerativas, mientras que las anemias hipoproliferativa son no
renovables (Maynard et al., 2007).
21
Cuadro 1. Las causas de la anemia en los caballos deportivos (Hinchcliff et al., 2004).
ANEMIA REGENERATIVA. ANEMIA NO
REGENERATIVA
(HIPOPROLIFERATIVA).
Anemia por pérdida de sangre. Anemia hemolítica.
Agudo.
Trauma
Cirugía.
Micosis de la bolsa
gutural.
Trauma abdominal
interna o grave.
Trastornos de
coagulación.
Crónico.
Gastrointestinales
(ulceración, neoplasia,
parásitos)
Respiratorias
(hematoma etmoidal,
micosis de bolsa
gutural, hemorragia
pulmonar).
Urogenital.
Trastornos de la
coagulación.
Infeccioso.
Anemia infecciosa
equina.
Piroplasmosis
(Babesia caballi y
Theileria equi).
Inmune-mediada por anemia
hemolítica (IMHA).
Secundaria IMHA
(infección clostridial,
penicilina, linfoma de
purpura hemorrágica).
Daño oxidativo (anemia con
cuerpos de Heinz y
metahemoglobinemia).
Toxicidad de las hojas
de arce rojo.
Envenenamiento por
cebolla.
Intoxicación por
fenotiazina.
Otros.
Insuficiencia hepática
terminal.
Administración
intravenosa de
soluciones
concentradas de
dimetil-sulfóxido
(DMSO) o hipotónica.
Anemia de la inflamación
(crónica).
Infección crónica.
Inflamación crónica.
Trauma severo.
Neoplasia.
Deficiencias nutricionales.
Deficiencia de hierro.
Deficiencia de folato.
Inmune- mediada por anemia
hipoproliferativa.
Eritropoyetina humana
recombinante (rhEPO)
inducida por aplasia
pura de células rojas.
Inmune mediada por
anemia hemolítica
que afectan a los
precursores eritroides.
Infeccioso.
Anemia infecciosa
equina.
Otros.
Disfunción orgánica
crónica.
Anemia aplásica
Trastornos mielotísica.
Síndromes
mielodisplásicos.
22
10.1.4. TRANSFUSIÓN SANGUÍNEA.
Después de la sustitución del volumen y de la estabilización del paciente, este
debe ser reevaluado nuevamente para tomar la decisión de realizar la transfusión
de sangre entera. La decisión de transfusión debe basarse en la evaluación clínica
y clínico-patológica. La transfusión está indicada si (Maynard et al., 2007):
El hematocrito desciende rápidamente por debajo del 15% y sigue
disminuyendo
El hematocrito está por debajo del 10%
Hay sangrado incontrolable.
La pérdida de sangre cuantitativa es más del 30% del volumen total de
sangre.
La demanda de oxígeno en los tejidos aumenta debido a la fiebre o
agitación
Hay signos gastrointestinales (cólicos, diarrea) que indican posible isquemia
intestinal o hipoxia
Hay taquicardia, taquipnea, depresión y debilidad persisten después de la
restauración inicial del volumen circulatorio.
Frecuentemente, la necesidad de transfusiones de sangre es grande, como
en la hemólisis o hemorragias intensas; las transfusiones también son apropiadas
en el tratamiento de las anemias agudas o crónicas. Las transfusiones de sangre
deben administrarse con cuidado porque tienen el potencial de afectar aún más al
receptor. La diversidad de grupos sanguíneos en animales y la falta de reactivos
comercialmente disponibles para tipificar la sangre dificultan la hemotipología y el
cruce completos, lo cual no debe impedir el uso clínico de las transfusiones. En los
equinos se conocen bien los antígenos de grupos sanguíneos comúnmente
implicados en incompatibilidades de transfusión; mediante la selección de
animales donantes que carezcan de esos grupos o que sean compatibles con el
receptor se minimiza el riesgo de sensibilización del receptor contra los antígenos
más importantes. Los receptores previamente sensibilizados se pueden detectar
23
por pruebas de compatibilidad, lo cual impedirá la administración de sangre
incompatible (Maynard et al., 2007).
Frecuentemente la sangre total no es el producto ideal que se puede
administrar. Si lo que se necesita es reponer la capacidad de transportar el
oxígeno de la sangre (cuadro 2), los concentrados de hematíes son mas
apropiados; si se requiere reponer volumen circulante, se pueden utilizar
soluciones de cristaloides o coloides, añadiendo hematíes concentrados según se
necesite. El número de plaquetas se eleva rápidamente después de una
hemorragia, de modo que raramente es necesario remplazarlas. Las proteínas
plasmáticas se equilibran desde el espacio intersticial, de modo que no se
necesita plasma, excepto en casos de hemorragia masiva (>1 de un volumen de
sangre en 24h) (Maynard et al., 2007).
Cuadro 2. Las terapias para la recuperación del volumen por vía intravenosa y el
aumento de la capacidad de transportar oxígeno de la sangre (Hinchcliff et al.,
2004).
TRATAMIENTO. DOSIS RECOMENDADA. COMENTARIOS.
Soluciones isotónicas de
cristaloides.
Tres veces el volumen
estimado de
la pérdida de sangre a un ritmo
de
40-80 ml / kg / h
Choque dosis
La solución salina hipertónica
(7,2%)
4-6 ml / kg durante 10-15 min Seguido por 40 mL / kg de un
solución isotónica dentro de las
2 h
Hetastarch 6% 10 mL / kg Solución coloide.
Plasma equino fresco-
congelado
12-16 ml / kg Estimado: 7 L de plasma (70 g
/ l) aumenta la concentración
de proteínas plasmáticas en un
10 g / L en un caballo de 500
kg
Polimerizado ultra purificado 10-30 ml / kg a una velocidad Vida media estimada 40 h.
24
de hemoglobina bovina
(Oxyglobin ®)
de 10 ml / kg/ h Vida útil de dos años
(temperatura ambiente)
Transfusión. 12-16 ml / kg o un 20-40% de
la pérdida estimada de sangre
a una velocidad de 20 ml / kg/
h (velocidad inicial: 0,1 ml / kg
durante 10 minutos)
Puede que se tenga que repetir
la transfusion debido a la
destrucción de los glóbulos
rojos.
La cantidad de eritrocitos que se necesita para tratar la anemia se basa en
el volumen necesario para aumentar el hematocrito o la concentración de
hemoglobina hasta el valor deseado. Todos los animales domésticos tienen
volúmenes sanguíneos aproximados de 7% de su peso corporal, excepto los
gatos, que tienen un volumen sanguíneo aproximado del 4% de su peso corporal.
Determinando el volumen sanguíneo del receptor y conociendo el hematocrito del
animal, puede calcularse el volumen requerido de eritrocitos que deben
remplazarse. (Maynard et al., 2007). Por ejemplo caballos adultos con seguridad
pueden donar 10 a 16 ml / kg (5 a 8 l para un caballo de 500 kg) de sangre entera,
sin reposición de líquidos, y hasta 25 ml / kg (12,5 l para un caballo de 500 kg) de
sangre entera, cuando el volumen extraído es reemplazado con soluciones
isotónicas (Hinchcliff et al., 2004).
25
11. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA.
Los parásitos que causan la piroplasmosis equina son endémicos en muchas
regiones tropicales y subtropicales, que incluyen partes de África, Medio Oriente,
Asia, América Central y del Sur, el Caribe y Europa. En áreas templadas pueden
encontrarse en menor cantidad. Se cree que T. equi tiene una distribución más
amplia que B. caballi. Australia, Nueva Zelanda, Canadá, Japón y algunos otros
países están libres de estos parásitos (figura 8) (Rovid et al., 2010).
Figura 8. Distribución mundial de piroplasmosis equina (Tomado de OIE, 2011).
11.1 DISTRIBUCIÓN EN MÉXICO.
En México la piroplasmosis en los équidos se encuentra ampliamente distribuida
en regiones denominadas de tierra caliente. La presencia de Anocentor nitens,
garrapata de las orejas de los équidos en zonas tropicales es muy frecuente
(figura 9) (Quiroz, 2006).
Debido a que la piroplasmosis en los equinos se encuentra en forma
endémica su presencia pasa inadvertida; sin embargo cuando se introducen
caballos del altiplano o de regiones del norte a las zonas costeras, se presentan
26
por lo general casos agudos con elevada mortalidad si no son tratados a tiempo
(Quiroz, 2006).
Figura 9. Regiones climáticas en México (Tomado de www.wikipedia.com).
27
11.2 SITUACIÓN ACTUAL DE PIROPLASMOSIS EQUINA EN MÉXICO
(REPORTES DE CASOS EN LOS ÚLTIMOS 10 AÑOS DE MÉXICO A LA OIE).
Cuadro 3. Claves utilizadas por la OIE.
Claves utilizadas por la OIE. Frecuencia de la Enfermedad.
0000 Enfermedad nunca señalada
_ Enfermedad no señalada (se
desconoce la fecha del último
foco)
(mes/año) Fecha en la que la enfermedad se
señalo por última vez en años
anteriores.
? Sospecha de la enfermedad sin
confirmación.
+ Presencia señalada o conocida.
+? Hallazgos serológicos y/o
aislamiento del agente etiológico,
sin manifestación clínica de la
enfermedad
( ) Enfermedad limitada a
determinadas zonas.
... No se dispone de información.
SENASICA (Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad
Agroalimentaria)
28
Cuadro 4. Claves y medidas de control utilizadas por la OIE.
Claves utilizadas por la OIE. Medidas de control de la enfermedad.
Cn
Control de vectores invertebrados
(artrópodos)
Cr Control de reservorios en la fauna
salvaje, control de animales silvestres
reservorios de agentes patógenos
M Seguimiento epidemiológico
(monitoreo)
Qf Cuarentena (y otras precauciones) en
la frontera, medidas de control en
puestos fronterizos.
i Restricción de los desplazamientos en
el interior del país
S Sacrificio sanitario
Sp Sacrificio sanitario parcial
GSu Vigilancia de rutina
Te Rastreo
V Vacunación
Vp Vacunación prohibida
Z Zonificación
* Declaración obligatoria
TSu Vigilancia dirigida
Qi Restricción de los movimientos en el
interior del país.
T Tratamiento
Su Vigilancia epidemiológica
29
Cuadro 5. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2001-
diciembre 2001(SENASICA, 2001).
Piroplasmosis equina Frecuencia:+( )
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control.
36 54 1 */Te/Su/Cn/Qf/Qi
Destruidos sacrificados vacunados.
0 0 0
En el año 2001 se reportaron 36 focos en todo el país con un total de 54 casos
y un equino muerto. Las medidas de control realizadas por la SENASICA
fueron las siguientes: Declaración obligatoria, rastreo, vigilancia
epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena en la frontera y
medidas de control en puestos fronterizos, así como la restricción de
movimientos de equinos en el interior del país.
Cuadro 6. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2002-
diciembre 2002 (SENASICA, 2002).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +( )
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control.
... … … */Te/Su/Cn/Qf/Qi
Destruidos Sacrificados Vacunados
0 0 0
En el año 2002 no hubo reportes de la enfermedad, pero se tomaron las
medidas de control del año 2001 (Véase cuadro 5).
30
Cuadro 7. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2003-
diciembre 2003 (SENASICA, 2003).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +( )
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control.
100 100 1 */Te/Su/Cn/Qf/Qi
Destruidos Sacrificados Vacunados
0 0 0
En el año 2003 se reportaron 100 focos en todo el país con un total de 100
casos y un equino muerto. Las medidas de control realizadas por la SENASICA
fueron las siguientes: Declaración obligatoria, rastreo, vigilancia
epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena en la frontera y
medidas de control en puestos fronterizos así como la restricción de
movimientos de equinos en el interior del país.
Cuadro 8. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2004-
diciembre 2004 (SENASICA, 2004).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +( )
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control.
41 46 … */Te/Su/Cn/Qf/Qi
Destruidos Sacrificados Vacunados
0 0 0
En el año 2004 se reportaron 41 focos en todo el país con un total de 46 casos
y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control
realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración obligatoria,
rastreo, vigilancia epidemiológica, control de vectores (garrapatas), cuarentena
en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos, así como la
restricción de movimientos de equinos en el interior del país.
31
Cuadro 9. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2005-
diciembre 2005 (OIE, 2009).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control
50 72 … */Qf/M/GSu/Qi/Cr/Cn
Destruidos. Sacrificados. Vacunados
… ... ...
En el año 2005 se reportaron 50 focos en todo el país con un total de 72 casos
y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control
realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración obligatoria,
cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos,
seguimiento epidemiológico (monitoreo), vigilancia de rutina, restricción de
movimientos de equinos en el interior del país, control de reservorios en la
fauna silvestre, control de animales silvestres reservorios de agentes
patógenos y control de vectores (garrapatas).
Cuadro 10. Situación zoosanitaria y medidas de control período, enero 2006-
diciembre 2006 (OIE, 2009).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?(Presencia de la
infección sin signos clínicos).
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control
19 123 … */Qf/M/GSu/Qi/T/Cr/Cn
Destruidos Sacrificados Vacunados
… … …
En el año 2006 se reportaron 19 focos en todo el país con un total de 123
casos y no existen datos de si hubo equinos muertos. Las medidas de control
realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración obligatoria,
cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos fronterizos,
seguimiento epidemiológico (monitoreo), vigilancia de rutina, restricción de
movimientos de equinos en el interior del país, control de reservorios en la
fauna silvestre, control de animales silvestres reservorios de agentes
patógenos, control de vectores (garrapatas) y tratamiento de equinos con la
infección.
32
Cuadro 11. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2007-
diciembre 2007 (OIE, 2009).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?
(Presencia de la
infección sin signos
clínicos).
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles
68 94 0 */Qf/M/Te/GSu/TSu/Qi/Cr/Cn 904
Destruidos 0
Sacrificados 0
Vacunados …
En el año 2007 se reportaron 68 focos en todo el país con un total de 94 casos,
904 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo equinos
muertos. Las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron las
siguientes: Declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de
control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico (monitoreo),
vigilancia de rutina, vigilancia de rutina, restricción de movimientos de equinos
en el interior del país, control de reservorios en la fauna silvestre, control de
animales silvestres reservorios de agentes patógenos, control de vectores
(garrapatas), rastreo y tratamiento de equinos con la infección.
Cuadro 12. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2008-
diciembre 2008 (OIE, 2009).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?
(Presencia de
la infección sin
signos clínicos).
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles.
40 43 0 */Qf/M/Te/GSu/Tsu/Qi/Cr/Cn 285
Destruidos 0
Sacrificados 0
Vacunados …
En el año 2008 se reportaron 40 focos en todo el país con un total de 43 casos
y 285 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo equinos
muertos. Las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron las
33
siguientes: declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de
control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico (monitoreo),
vigilancia de rutina, restricción de movimientos de equinos en el interior del
país, control de reservorios en la fauna silvestre, control de animales silvestres
reservorios de agentes patógenos, control de vectores (garrapatas), rastreo y
tratamiento de equinos con la infección.
Cuadro 13. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2009-
diciembre 2009 (OIE, 2009).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?
(Presencia de la
infección sin signos
clínicos).
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles.
45 54 10 */Qf/M/Te/TSu/Qi 435
Destruidos 0
Sacrificados 0
Vacunados …
En el año 2009 se reportaron 45 focos en todo el país con un total de 54 casos,
10 equinos muertos y 435 equinos susceptibles a la infección. Las medidas de
control realizadas por la SENASICA fueron las siguientes: Declaración
obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de control en puestos
fronterizos, seguimiento epidemiológico, rastreo, vigilancia dirigida y restricción
para movilizar equinos en el interior del país.
34
Cuadro 14. Situación zoosanitaria y medidas de control, período enero 2010-
diciembre 2010 (OIE, 2011).
Piroplasmosis equina Frecuencia: +?
(Presencia de la
infección sin
signos clínicos).
Focos. Casos. Muertos. Medidas de control. Susceptibles
10 10 0 */Qf/M/Te/GSu/TSu/Qi/S/T 79
Destruidos …
Sacrificados …
Vacunados …
En el año 2010 se reportaron 10 focos en todo el país con un total de 10
casos, 79 equinos susceptibles a la infección y no existen datos de si hubo
equinos muertos, las medidas de control realizadas por la SENASICA fueron
las siguientes: declaración obligatoria, cuarentena en la frontera y medidas de
control en puestos fronterizos, seguimiento epidemiológico, rastreo, vigilancia
dirigida, vigilancia de rutina, sacrificio sanitario, restricción para movilizar
equinos en el interior del país y tratamientos de equinos con la infección.
En resumen durante los últimos 10 años solo SENASICA ha reportado 409
focos en todo el país con un total de 596 casos y 12 equinos muertos habiendo
hasta el año 2008 una población de 6, 350,000 equinos en el país (Ortiz,
2010).
35
12. ANATOMÍA PATOLÓGICA.
12.1 LESIONES MACROSCÓPICAS.
Las lesiones observadas son las que a menudo se asocian con una
enfermedad hemolítica intravascular (OIE, 2009).
Membranas mucosas pálidas o ictericia, la sangre puede parecer delgada y
aguada (figura 10).
Inflamación del hígado con una coloración naranja-marrón pálido, oscuro,
friable y bazo palpable en el examen rectal.
Los riñones pueden aparecer más pálido o más oscuros de lo normal, con
posibles hemorragias petequiales (figura 11).
Hemorragias subepicárdicas y subendocárdicas pueden ser visibles en el tejido
cardíaco.
Edema en las extremidades posteriores (a veces se produce en forma
subaguda).
Las infecciones secundarias pueden llevar a varias lesiones no específicas
tales como edema, enfisema o enfermedad pulmonar (figura 12).
Figura 10. Caballo, las cavidades pleural y peritoneal. Existe una marcada
ictericia generalizada. La sangre en la cavidad torácica es delgada y acuosa
(anemia). (Tomado de CFSPH, 2011).
36
Figura 11. Riñón de caballo. La corteza es de color rojo oscuro debido a la
hemoglobinuria. La médula y pelvis muestran ictericia. (Tomado de CFSPH,
2011).
Figura 12. Corazón y pulmones de caballo. La grasa de la tráquea y el
pericardio muestran ictericia. Los pulmones se encuentran congestionados.
(Tomado de CFSPH, 2011).
37
Figura 13. Edema de los parpados con un poco de moco purulento en un
caballo afectado por T. equi. (Tomado de Zobba et al., 2008).
Figura 14. Agrandamiento de los nódulos linfáticos submandibulares en un
caballo afectado por T. equi. (Tomado de Zobba et al., 2008).
12.2 LESIONES MICROSCOPICAS.
El examen histopatológico revela edema pulmonar, necrosis hepática,
degeneración tubular renal y cilindros heritrocitarios, la proliferación de las células
fagocíticas mononucleares en hígado, riñones, los pulmones y linfonódulos
(Hinchcliff et al., 2004).
38
13. DIAGNÓSTICO.
13.1 DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL.
Cuadro 15. Diagnóstico diferencial de las enfermedades de los caballos
caracterizadas por anemia y edema (Radostits, 2002).
Enfermedad. Epidemiología. Signos Clínicos. Pruebas Analíticas.
Anemia
infecciosa
equina.
Transmisión por
insectos (especies de
Tabanus y
mosquitos). También
por agujas
hipodérmicas,
instrumentos
quirúrgicos, hisopos,
vacunas, sueros.
Muchos portadores
inadvertidos.
Propagación lenta en
una población.
Enfermedad muy
prolongada, incluso
de años. Fiebre
recurrente,
anemias, petequias
en la mucosa,
edema en labios
inferiores, ictericia.
Periodos de
normalidad (tres
semanas) entre
periodos de
enfermedad (tres
semanas).
Trombocitopenia
periódica.
Leucopenia ligera,
anemia. Prueba
diagnóstica de
inmunodifusión en
gel de agar y otras
pruebas
serológicas.
Púrpura
hemorrágica.
Esporádica.
Normalmente
secuelas de infección
de vías respiratorias.
Inflamación
subcutánea grave,
edema frío.
Principalmente cara
y hocico, también
en áreas ventrales,
no necesariamente
simétrico o en áreas
bajas. Piel normal.
Petequias de la
mucosa siempre
presentes. La
Leucocitosis,
neutrofilia, no
disminución del
recuento.
39
frecuencia cardíaca
es de 100, fiebre
leve y la mayoría de
los animales
mueren en pocos
días.
Arteritis viral
equina
Enzoótica en algunos
países. Animales de
todas las edades.
Propagación por
ingestión/inhalación.
Hipertermia.
Enfermedad grave,
secreción nasal
serosa,
ingurgitación y
petequias de las
mucosas. Edema
no extenso en áreas
ventrales,
miembros, prepucio,
escroto. Aborto en
yeguas.
Cultivo viral.
Muchas pruebas
serológicas.
Leucopenia intensa.
Edema
angioneurótico.
Esporádico.
Respuesta a
inyección, por
ejemplo penicilina,
picaduras de insectos
o alergia por contacto
o ingestión.
Inicio agudo,
inquietud, fiebre
moderada. Placas
edematosas y
bullas a menudo
muy grandes,
principalmente
alrededor de la
cabeza, también en
el cuerpo.
Recuperación muy
rápida entre 24 y 48
horas.
Ninguna.
Insuficiencia
cardiaca
congestiva.
Esporádica. Soplo de
insuficiencia mitral o
tricuspídea, u otros
No hay anemia.
40
soplos.
Estrongilosis. Todos los caballos
que pastan se
infectan. La
enfermedad afecta a
caballos en zonas
donde no se lleva
control, sobre todos
en animales jóvenes
descuidados y en
hembras de cría.
Debilidad, poco
peso, anemia.
Algunos casos
muestran
agresividad, edema
ventral. Cólico por
aneurisma
verminoso y cólico
tromboembólico
como secuelas
frecuentes. Buena
respuesta a
antihelmínticos.
Examen fecal en
busca de huevos de
parásitos. Más de
1000 huevos por
gramo es una
cantidad importante.
El diagnóstico diferencial para piroplasmosis incluye: Anemia infecciosa
equina, durina, peste equina africana, púrpura hemorrágica y varias intoxicaciones
por plantas y productos químicos (Rovid et al., 2010).
13.2 DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO.
La introducción de los animales portadores en áreas con prevalencia de
garrapatas vectoras puede conducir a una distribución epidémica de la
enfermedad (OIE, 2006).
Identificación del agente: Los caballos infectados se pueden identificar
mediante la demostración de los parásitos en sangre teñida o en frotis de órganos.
Los métodos de tinción tipo Romanovsky, como el de Giemsa, dan los mejores
resultados. El bajo nivel de parasitemia en los animales portadores hace muy
difícil la detección de los parásitos, especialmente en el caso de las infecciones
por B. caballi, aunque, a veces, se pueda demostrar su presencia utilizando una
técnica de frotis de sangre (OIE, 2006).
41
Se han elaborado y se continúa extendiendo el uso de técnicas moleculares
para la detección de T. equi y B. caballi basadas en pruebas de PCR, orientadas
al gen 18S rARN. Se examinan los eritrocitos para investigar la presencia de los
parásitos. Se ha demostrado que estas pruebas son muy sensibles y específicas y
prometen desempeñar un papel muy importante en el diagnóstico de las
infecciones (OIE, 2006).
Pruebas serológicas: La mejor manera de demostrar la infección en los
animales portadores es estudiar sus sueros para analizar la presencia de
anticuerpos específicos (OIE, 2006).
En la actualidad, las pruebas de FC, inmunofluorescencia indirecta (IFI) y
enzimoinmunoensayo de competición (C-ELISA) son las más utilizadas para
diagnosticar caballos de importación. La prueba de FC, utilizada durante muchos
años como la prueba fundamental, ha sido remplazada por las pruebas de IFI y C-
ELISA. Se ha demostrado que estas pruebas son más efectivas para la detección
de los animales con una infección duradera y los animales tratados con
medicamentos antiparasitarios. Dichos animales puede ser negativos a la FC y,
aún así, estar infectados. Se ha demostrado que las pruebas IFI y C-ELISA son
muy específicas para cada una de las dos especies de agentes causantes de la
piroplasmosis. Las técnicas de C-ELISA indirectas también se pueden utilizar para
la detección de las mencionadas especies en caballos infectados, aunque se da
reacción cruzada entre T. equi y B. caballi. La aplicación de proteínas
recombinantes de los merozoítos de T. equi y B. caballi en pruebas de diagnóstico
parece ser muy prometedora para determinar con precisión la infección por
piroplasmosis (OIE, 2006).
42
13.3 TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO.
13.3.1. IDENTIFICACIÓN DEL AGENTE.
Los caballos infectados pueden identificarse demostrando los parásitos en frotis
teñidos de sangre o de órganos, obteniéndose la primera preferiblemente de
capilares cutáneos durante la fase aguda de la enfermedad. Los métodos de
tinción de tipo Romanovsky, como el de Giemsa, normalmente proporcionan los
mejores resultados. Sin embargo, en los casos de infección por B. caballi, la
parasitemia es muy baja y difícil de detectar. Los analistas con experiencia pueden
a veces detectar una parasitemia muy baja utilizando una técnica de frotis gruesos
de sangre. Se preparan extensiones densas colocando una pequeña gota de
sangre (aproximadamente 50 μl) sobre un porta de vidrio limpio. Esta gota se seca
al aire, se fija a 80°C durante 5 minutos, y se tiñe con Giemsa al 5% por 20–30
minutos (OIE, 2006).
A veces es deseable una identificación precisa de la especie, ya que con
frecuencia se presentan infecciones mixtas de T. equi y de B. caballi. (OIE, 2006).
La identificación mediante el examen de frotis sanguíneos no solo es difícil
sino también imprecisa, por lo que son preferibles los métodos serológicos. Sin
embargo, se pueden encontrar falsos negativos y falsos positivos con las pruebas
serológicas. En tales casos, aunque constituye un ejercicio incómodo y costoso, la
transfusión de sangre completa es una técnica muy útil para determinar la
verdadera situación. Se transfieren a un caballo susceptible, preferiblemente
esplenectomizado, grandes cantidades de sangre completa (500 ml). Este animal
se mantiene luego bajo una observación estrecha para detectar signos clínicos de
la enfermedad. El diagnóstico se confirma por la presencia de parásitos en sus
eritrocitos (OIE, 2006).
43
En una técnica adicional, se deja que una garrapata específica no infectada
se alimente sobre un animal sospechoso, y la presencia del microorganismo
puede identificarse en la garrapata misma, o mediante la transmisión del
microorganismo a otro animal susceptible por medio de la garrapata vector (OIE,
2006).
Para identificar a los portadores de los parásitos, una alternativa que
complementa los métodos anteriores puede ser el lograr establecer cultivos in vitro
de T. equi y de B. caballi. Se han logrado cultivar parásitos de B. caballi de la
sangre de dos caballos que dieron negativo a la prueba de FC. De modo análogo,
se ha podido cultivar T. equi a partir de caballos que no mostraban ninguna
parasitemia patente al tiempo de iniciación de los cultivos (OIE, 2006).
Se han descrito técnicas moleculares para la detección de T. equi y B.
caballi. Estas técnicas son PCR específica para especie, orientada sobre todo al
gen 18S rARN. Versiones más refinadas de esa técnica incluyen PCR anidada, la
amplificación isotérmica mediante bucles (LAMP), a la que se atribuye una mayor
sensibilidad; la muy sensible prueba de transferencia lineal inversa (RLB) y la PCR
múltiple para la detección e identificación simultáneas de las especies Theileria y
Babesia en los caballos (OIE, 2006).
13.3.2. PRUEBAS SEROLÓGICAS.
Resulta muy difícil diagnosticar la presencia de los microorganismos en animales
portadores mediante un examen microscópico de los frotis de sangre. Además,
este sistema no es práctico a gran escala. Por consiguiente, se recomienda el
análisis serológico de los animales como el método preferido de diagnóstico, en
especial cuando los caballos se destinan a la importación a países donde no se
presenta la enfermedad, pero en los que está presente el vector (OIE, 2006).
44
Los sueros se deben recoger y enviar a los laboratorios de diagnóstico
siguiendo las especificaciones de dichos laboratorios. Los caballos para la
exportación que hayan sido sometidos a pruebas serológicas y que estén libres de
la infección deben ser mantenidos en ausencia de garrapatas para evitar
infecciones accidentales (OIE, 2006).
En el diagnóstico de la piroplasmosis se han utilizado varias técnicas
serológicas, como la prueba de FC, la prueba IFI, y ELISA. Además,
recientemente se ha descrito una prueba sencilla y rápida de inmunocromatografía
para T. equi, que podría resultar muy útil para el análisis masivo de muestras de
suero (OIE, 2006).
13.3.2.1 Prueba de inmunofluorescencia indirecta con anticuerpo (prueba
ordenada para el mercado internacional).
La prueba de IFI se ha aplicado con éxito en el diagnóstico diferencial de
infecciones por T. equi y B. caballi. El reconocimiento de una reacción fuertemente
positiva es relativamente sencillo, pero, para cualquier diferenciación entre una
reacción positiva débil y una negativa débil, se requiere una experiencia
considerable de cara a su interpretación. Se ha ofrecido una descripción detallada
del protocolo de la prueba IFI (OIE, 2006).
Producción de antígeno.
Se recoge sangre para antígeno de caballos con parasitemia creciente; lo ideal es
2–5. Los animales portadores que ya han producido anticuerpos no son
adecuados para la producción de antígeno. Se recoge sangre (unos 15 ml) en 235
ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS), pH 7,2. Los eritrocitos se
lavan tres veces con PBS frío (1.000 g durante 10 minutos a 4°C). El
sobrenadante y la capa celular blanca de leucocitos se eliminan después de cada
45
lavado. Después del último lavado, los eritrocitos empaquetados en el precipitado
después de la centrifugación se reconstituyen al volumen normal inicial con una
solución al 4% de la fracción V de seroalbúmina bovina preparada en PBS, es
decir, el volumen de células empaquetadas se considera un 30% del original, de
modo que alrededor de un tercio sean eritrocitos. Si el volumen original era 15 ml,
entonces 5 ml de eritrocitos empaquetados + 10 ml de seroalbúmina bovina al 4%
en PBS constituyen el antígeno. Después de mezclar bien, se coloca el antígeno
en pocillos preparados sobre un porta excavado mediante un sacabocados o una
jeringa. Alternativamente, se pueden extender cuidadosamente las células sobre
portas para microscopio, cubriendo por completo el porta con una capa uniforme y
moderadamente gruesa. Estos portas se dejan secar, se envuelven en papel
suave y se sellan en bolsas de plástico o se envuelven en papel de aluminio,
guardándose a –20 °C hasta por un año (OIE, 2006).
Procedimiento de la prueba.
i) Se ensaya cada muestra de suero frente a antígeno de B. caballi y de T. equi.
ii) Antes de su uso, se retiran los portas congelados de su lugar de mantenimiento
a –20 °C y se incuban a 37 °C durante 10 minutos.
iii) Los frotis de antígeno se sacan luego de su cubierta protectora y se fijan en
acetona con hielo seco (–20 °C) durante 1 minuto. Existen portas comerciales
disponibles que están prefijados.
iv) Si se trata de frotis sobre la superficie completa del porta, se forman
cuadrículas sobre el frotis de antígeno con esmalte para uñas o un medio de
montaje de secado rápido (como Cytoseal) (se dibujan 14–21 cuadrículas en total,
es decir 2–3 filas de 7 en cada una).
v) Se diluyen de 1/80 a 1/1280 con PBS los sueros a ensayar y los sueros de
control positivo y negativo. Se incluyen los sueros de control negativo y positivo en
cada prueba.
46
vi) Se aplican los sueros (10 μl de cada uno) a las diluciones apropiadas en los
diferentes pocillos o cuadrículas sobre el frotis de antígeno, se incuba 30 minutos
a 37°C, y se lava varias veces con PBS y una vez con agua.
vii) Se diluye en PBS una inmunoglobulina anti-caballo preparada en conejos y
conjugada con isotiocianato de fluoresceína (este conjugado está disponible
comercialmente) y se aplica al frotis, que se incuba y se lava luego como antes.
viii) Después del lavado final, se colocan en cada frotis dos gotas de una solución
que contenga glicerina y PBS a partes iguales, y se monta con un cubre para la
observación microscópica.
ix) Luego se examinan los frotis al microscopio para observar parásitos
fluorescentes. Por lo general, los sueros diluidos 1/80 o más, que den
fluorescencia fuerte, se consideran positivos, aunque hay que tener también en
cuenta el tipo de fluorescencia que presentan los controles positivos y negativos
(OIE, 2006).
13.3.2.2 Enzimoinmunoensayo.
En los últimos años se ha descrito la producción de varios antígenos
recombinantes para su uso en técnicas de ELISA. Se han producido proteínas
recombinantes de T. equi (EMA-2, Be82, B158) y B. caballi (RAP-1, Bc48, Bc134)
en Escherichia coli en células de insectos mediante baculovirus. Los antígenos
recombinantes producidos en E. coli o por baculovirus presentan la ventaja obvia
de evitar la necesidad de infectar caballos para la producción de antígenos y de
eliminar las reacciones cruzadas que se han experimentado con los antígenos
crudos de la prueba ELISA. También suponen una fuente lógica de antígeno para
su distribución y estandarización a nivel internacional (OIE, 2006).
Los ELISA indirectos en los que se utiliza EMA-2 y Bc48 han mostrado una
gran especificidad y sensibilidad en la detección de anticuerpos en caballos
47
infectados. Los resultados iniciales de estas pruebas son prometedores y está en
curso la validación adicional de las pruebas (OIE, 2006).
La proteína EMA-1, y un anticuerpo monoclonal específico (MAb) que
define el epítopo de esta proteína superficial del merozoíto, se han utilizado en
ensayos C-ELISA para T. equi. Con este método se evita el problema de la pureza
del antígeno, ya que la especificidad de esta prueba depende solo de la
especificidad definida por el epítopo de T. equi para el MAb. En la detección de
anticuerpos frente a T. equi, se observó una correlación del 94% entre las pruebas
C-ELISA y FC. En los sueros que dieron resultados discrepantes se comprobó su
capacidad para inmunoprecipitar los productos de la traducción in vitro del ARN
mensajero del merozoíto de T. equi marcados radiactivamente con 35S-metionina.
Sin embargo, los resultados de la inmunoprecipitación con las muestras de suero
que fueron negativos en el C-ELISA y positivos en la FC no fueron concluyentes.
Los datos limitados hasta la fecha parecen sugerir que la prueba C-ELISA es
específica para T. equi. Esta prueba C-ELISA fue también recientemente validada
para T. equi en Marruecos y en Israel, presentando una similitud del 91% y del
95,7%, respectivamente, con la prueba IFI. Se ha elaborado un método C-ELISA
similar utilizando la proteína1 recombinante (RAP-1) de B. caballi, que es un
componente asociado al orgánulo secretor (rhoptry), y un MAb que reacciona con
un péptido del epítopo del antígeno de 60 kDa de B. caballi. Los resultados de 302
muestras de suero ensayados por C-ELISA y FC mostraron un 73% de
concordancia. De las 72 muestras que fueron negativas a la FC y positivas al C-
ELISA, 49 (el 67%) fueron positivas a la IFI, mientras que cuatro de las cinco
muestras que fueron positivas a la FC y negativas al C-ELISA fueron positivas en
la prueba IFI (OIE, 2006).
Se ha descrito un procedimiento para C-ELISA en la piroplasmosis equina y
se ha utilizado en estudios adicionales de validación. La aparente especificidad de
los ensayos C-ELISA para T. equi y B. caballi cae dentro del 92,2%–99,5%
cuando se utilizan sueros de 1.000 caballos que se suponen libres de
48
piroplasmosis. La sensibilidad diagnóstica aparente de ambas pruebas aplicadas a
más de 1.000 caballos de origen extranjero y de estado infeccioso desconocido
originó la detección neta de un 1,1% (T. equi) y un 1,3% (B. caballi) más de
animales seropositivos que por la prueba de la FC, según lo confirmado mediante
la prueba de la IFI por dos observadores independientes. En un estudio similar con
645 caballos de origen extranjero que se ensayaron con fines de importación y
preimportación se usaron sueros tratados con calor (a 58 °C durante 30 minutos
dio como resultado un 3.6% (T. equi) y un 2–1% (B. caballi) más de animales
seropositivos detectados mediante el C-ELISA que mediante la FC; ambas
pruebas de C-ELISA fueron muy reproducibles pocillo a pocillo, placa a placa y día
a día, con variaciones globales de ± 1,2% y ± 1,6%, para las pruebas de T. equi y
B. caballi, respectivamente (OIE, 2006).
13.3.2.3 Protocolo de C-ELISA.
Los National Veterinary Services Laboratories del Departamento de Agricultura de
los Estados Unidos (USDA) han ofrecido una descripción detallada de la
producción de antígeno y el protocolo de la prueba. Existe un kit comercial
disponible que se basa en los mismos antígenos y anticuerpos monoclonales
(VMRD, Inc. Pullman, Washington USA, http://www.vmrd.com/).
Soluciones
Tampón de revestimiento de antígeno: se prepara el volumen necesario de
tampón de revestimiento de antígeno usando las siguientes cantidades de
reactivos para cada litro: 2,93 g de bicarbonato sódico; 1,59 g de carbonato
sódico; suficiente agua bidestilada para disolver lo anterior, y se lleva a un
volumen de 1 litro con agua bidestilada. Se ajusta el pH a 9,6.
49
Solución de lavado para C-ELISA (diluyente de alta salinidad): se prepara el
volumen necesario de solución de lavado para C-ELISA usando las siguientes
cantidades de reactivos para cada litro: 29,5 g de cloruro sódico; 0,22 g de fosfato
sódico monobásico; 1,19 g de fosfato sódico dibásico; 2 ml de Tween 20;
suficiente agua bidestilada para disolver lo anterior, y se lleva a un volumen de 1
litro con agua bidestilada. Se mezcla bien. Se ajustar el pH a 7,4. Se esteriliza en
autoclave a 121°C (OIE, 2006).
Producción de antígeno
Un cultivo congelado de células transformadas de E. coli se inocula a una dilución
1/10,000 en cualquier medio líquido no selectivo estándar para permitir el
crecimiento bacteriano (por ejemplo, caldo de Luria) y que contenga carbenicilina
(100 μg/ml) e isopropil-tiogalactósido (IPTG, 1 mM). Los cultivos se incuban en un
agitador orbital a 200 rpm a 37°C toda la noche. Las células crecidas después de
ese período se recogen por centrifugación (5.000 g durante 10 minutos), se lavan
con tampón Tris-HCl 50 mM y ácido etiléndiamino tetra acético (EDTA), pH 8,0, y
se colectan de nuevo como antes. (El antígeno está disponible en los National
Veterinary Services Laboratories, P.O. Box 844, Ames, Iowa 50010, USA).
Las células se resuspenden al 10% de su volumen original en el tampón
Tris-ClH, al que se añade 1 mg/ml de lisozima, y se mantienen en hielo 20
minutos. Luego se añade el detergente Nonidet P-40 (NP-40) a una concentración
final del 1% (v/v), se agita con un vórtex, y se deja la muestra en hielo 10 minutos.
El material se sonica a continuación con cuatro ciclos de 4 segundos a 100 vatios,
en hielo, con intervalos de 2 minutos entre cada ciclo de sonicación para evitar el
calentamiento de la muestra. El sonicado se centrifuga a 10,000 g durante 20
minutos. El sobrenadante resultante se distribuye en tubos de microcentrífuga en
alícuotas de 0,5 ml y puede conservarse durante años a –70°C. La presencia de
los antígenos bacterianos heterólogos en el hospedador no interfiere en la unión
con los anticuerpos específicos equinos antipiroplasma o la unión de los pares de
50
MAb a los epitopos de los antígenos recombinantes expresados mediante los
procedimientos siguientes. Se controla la calidad de los sobrenadantes que
contienen el antígeno titulándoles con sus anticuerpos emparejados y con
antisueros equinos monoespecíficos de referencia para verificar un nivel de
expresión adecuado y una especificidad completa para la especie homóloga del
agente de la piroplasmosis. Los controles normales de suero (suero negativo) no
deben interferir con la unión de los MAb, o sueros equinos de referencia, con la
preparación de antígeno expresada (OIE, 2006).
Procedimiento de la prueba.
i) Se preparan las placas de microtitulación revistiendo los pocillos con 50 μl de
antígeno de T. equi o de B. caballi diluido en tampón de revestimiento de antígeno,
Se determina la dilución usada por técnicas estándar de titulación serológica. La
placa se sella con su tapadera, se guarda durante la noche a 4°C y se congela a –
70°C. Las placas se pueden guardar a –70°C hasta 6 meses.
ii) Los MAb de T. equi o anti-B. caballi y el conjugado de peroxidasa y anticuerpos
secundarios se diluyen, según las instrucciones del fabricante, en el momento en
que vayan a utilizarse en un CELISA, con el tampón de dilución de los anticuerpos
(proporcionados con el kit de la prueba).
iv) Los sueros control y las muestras del suero de prueba se diluyen a un 1/2 con
tampón para dilución de suero antes de añadir 50 μl de sueros a los pocillos. Se
ensaya cada muestra de suero desconocida en pocillos individuales o duplicados.
Los sueros de control positivo y los pocillos vacíos se ensayan por duplicado,
mientras que los sueros control negativos se ensayan por triplicado o en diferentes
partes de la placa. Las placas se cubren e incuban a temperatura ambiente (21–
25°C) durante 30 minutos en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con
solución de lavado para C-ELISA
v) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con
IgG anti-ratón marcada con biotina (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban
51
30 minutos a temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres
veces con solución de lavado para C-ELISA.
vi) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con
IgG anti-ratón (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban 30 minutos a
temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con
solución de lavado para C-ELISA.
vi) Se añade a cada pocillo una dilución de peroxidasa secundaria conjugada con
IgG anti-ratón (50 μl/pocillo). Las placas se cubren e incuban 30 minutos a
temperatura ambiente en una cámara húmeda y luego se lavan tres veces con
solución de lavado para C-ELISA.
vii) A todos los pocillos se añade un substrato cromógeno para el enzima
(50μl/pocillo). Las placas se incuban cubiertas durante 15 minutos a temperatura
ambiente (21–25°C) durante el revelado del color.
viii) El desarrollo del color se detiene añadiendo a todos los pocillos 50μl de
solución de parada y se leen las placas de forma inmediata mediante un lector de
placas.
ix) Las placas se leen a 620, 630 o 650 nm de longitud de onda (OD). Se calcula la
OD590 media del par de pocillos para cada uno de todos los sueros control y los
pocillos vacíos. Para que un ensayo sea válido, la media de los controles debe
producir un OD > 0.300y < 2.000. La media del control positivo debe producir una
inhibición de ≥40%.
x) El porcentaje de inhibición [%I] se calcula del modo siguiente: %I = 100 – [(OD
de la muestra × 100) ÷ (OD de la media del control negativo)].
xi) Si la muestra de prueba produce una inhibición ≥40%, se considera positiva; si
produce una inhibición <40%, se considera negativa (OIE, 2006).
13.3.2.4. Fijación del complemento (prueba prescrita para el mercado
internacional).
La prueba de FC se ha utilizado en el pasado en algunos países para certificar
caballos de importación. Se dispone de una descripción detallada de la producción
52
del antígeno y del procedimiento de la prueba, como la ofrecida por el
Departamento de Agricultura de los Estados Unidos (USDA). La prueba de FC no
identifica a todos los animales infectados, especialmente si han sido tratados, y
debido a las reacciones anti-complementarias de algunos sueros, y a la
incapacidad de la IgG (T) (el principal isotipo de las inmunoglobulinas de los
équidos) para fijar complemento de cobaya. De ahí que también se acepte el uso
de la IFI y de C-ELISA, en lugar de la de FC como las prescritas para el mercado
internacional (OIE, 2006).
Soluciones.
Solución de Alsever: se prepara 1 litro de solución de Alsever disolviendo 20,5 g
de glucosa; 8,0 g de citrato sódico; y 4,2 g de cloruro sódico en suficiente cantidad
de agua. Se ajusta el pH a 6,1 utilizando ácido cítrico y se ajusta hasta 1 litro con
agua destilada. Se esteriliza por filtración. Stock de tampón veronal (5 ×): se
disuelven los siguientes componentes en 1 litro de agua destilada: 85,0 g de
glucosa; 3,75 g de 5,5 dietil barbiturato sódico; 1,68 g de cloruro magnésico
(MgCl2.6H2O); y 0,28 g de cloruro cálcico. Se disuelven 5,75 g de ácido 5,5 dietil
barbitúrico en 0,5 litros de agua destilada caliente (casi hirviendo). Se enfría esta
solución de ácido y se añade a la anterior solución de sales. Se lleva el volumen a
2 litros con agua destilada y se guarda a 4 °C. Para preparar una solución de
trabajo, se añade una parte de solución stock a cuatro partes de agua destilada. El
pH final debe estar entre 7,4 y 7,6. (OIE, 2006).
Producción de antígeno.
La sangre se obtiene a partir de caballos con alta parasitemia (por ejemplo, 3–7%
para B. caballi y 60–85% para T. equi), y se mezcla con un volumen idéntico de
solución de Alsever como anticoagulante. Cuando los eritrocitos se han decantado
al fondo del recipiente, se retira el sobrenadante que contiene el plasma y la
solución de Alsever, y la capa de leucocitos. Los eritrocitos se lavan varias veces
53
con tampón veronal frío y luego se lisan. El antígeno se recoge del lisado por
centrifugación a 30.900 g durante 30 minutos.
El antígeno recuperado se lava varias veces en tampón veronal frío
mediante centrifugación a 20.000 g por 15 minutos. Se añade como estabilizador
polivinil pirrolidona 40.000 (1–5% [p/v]) y la preparación se mezcla bien en un
agitador magnético durante 30 minutos, se tamiza a través de una capa doble de
gasa estéril, se distribuye en volúmenes de 2 ml y se liofiliza. El antígeno se puede
conservar a continuación por debajo de –50 °C durante varios años (OIE, 2006).
Procedimiento de la prueba.
i) Deben comprobarse la especificidad y la potencia de cada lote de antígeno
frente a los antisueros estándar de especificidad y potencia conocidas. Se
determinan también las diluciones óptimas del antígeno en una titulación primaria
por el sistema de tablero de ajedrez o tabla de doble entrada.
ii) Los sueros de ensayo se inactivan 30 minutos a 56 °C (los sueros de asnos y
mulas se inactivan a 62,5 °C durante 35 minutos) y se prueban a diluciones de 1/5
a 1/5120. Para todas las diluciones se utiliza tampón veronal.
iii) El complemento se prepara y se titula espectrofotométricamente para
determinar la dosis hemolítica media (C´H50) (45) y se utiliza en la prueba a
valores de 5 veces C´H50. El sistema hemolítico consta de partes iguales de una
suspensión al 2% de eritrocitos de oveja (RBC) y de tampón veronal con 5 dosis
hemolíticas mínimas (MDH) de hemolisina (amboceptor). Algunos laboratorios
utilizan el 100% de la dosis hemolítica, que da una sensibilidad equivalente.
iv) La prueba se ha adaptado a las placas de microtitulación. El volumen total del
ensayo es 0,125 ml, formado por fracciones iguales (0,025 ml) de antígeno,
complemento (cinco veces C´H50) y suero diluido. La incubación se realiza a 37
°C durante 1 hora.
v) Se añade una fracción doble (0,05 ml) del sistema hemolítico y se incuban las
placas durante otros 45 minutos a 37 °C con agitación después de 20 minutos.
54
vi) Las placas se centrifugan a 200 g durante 1 minuto antes de proceder a la
lectura sobre un espejo.
vii) Se considera como resultado positivo una lisis del 50%, y el título es la dilución
mayor de suero que produce un 50% de lisis. Un título de 1/5 se considera como
suero positivo. En cada ensayo se debe incluir un juego completo de controles
(sueros positivos y negativos) así como un control de antígeno preparado de
eritrocitos (RBC) de un caballo normal (no infectado).
Las muestras que no dan la reacción del complemento se examinan por la
prueba de la IFI. Los sueros de asno son frecuentemente negativos para la
reacción del complemento (OIE, 2006).
14. TRATAMIENTO.
Las opciones de tratamiento y la probabilidad de éxito varía en función con el
tratamiento que se está dando a un caballo, ya sea para resolver los signos
clínicos de la enfermedad o eliminar por completo ―esterilizar‖ al caballo de todos
los parásitos en el cuerpo. El objetivo de la limpieza de la infección es eliminar el
riesgo de transmisión del caballo. (Traub-Dargatz et al., 2010).
Como ya se mencionó anteriormente T. equi es menos susceptible al
tratamiento que B. caballi. La recuperación clínica se alcanza generalmente, pero
las infecciones por T. equi son difíciles de eliminar con los fármacos actualmente
disponibles. Los caballos que se recuperan de la enfermedad clínica suele ser
portadores, probablemente de por vida (Hinchcliff et al., 2004).
Imidocarb es el fármaco de elección para el tratamiento de la piroplasmosis.
Para B. caballi, dos dosis de 2,2 mg / kg I.M. en intervalos de 24 h se recomienda:
T. equi pueden ser tratados con cuatro dosis de 4 mg / kg I.M. con intervalos de
72 horas. Esta dosis, sin embargo, están cerca de los niveles tóxicos y pueden ser
perjudiciales para el propio animal. El medicamento sólo debe ser administrado
55
por vía intramuscular. Los efectos adversos pueden ser tratados con sulfato de
atropina. El tratamiento combinado con buparvaquone (4 mg / kg IV) e imidocarb
(4 mg / kg IM) se ha sugerido para la eliminación de T. equi (Hinchcliff et al.,
2004)
Otras terapias para B. caballi incluyen diminazeno (11 mg / kg IM cada 24
horas) para dos tratamientos y amicarbalida (10 mg / kg) como dosis única. Los
caballos deben ser monitoreados de cerca para detectar signos de toxicidad,
incluyendo las reacciones locales en el sitio de inyección, salivación, cólicos,
alteraciones de la motilidad gastrointestinal, enfermedad hepática, enfermedad
renal y muerte (Wilson, 2011).
Para los potros recién nacidos, la información sobre la seguridad y la
eficacia de estos fármacos es insuficiente (Wilson, 2011). Los burros pueden ser
especialmente sensibles a los efectos adversos de imidocarb (Wilson, 2011).
14.1 TRATAMIENTO CRÓNICO
Caballos con infección crónica por B. caballi se puede eliminar con imidocarb (4
mg / kg/ IM/ cada 72 h) para cuatro dosis (Wilson, 2011). Se ha informado que no
hay tratamiento eficaz para la erradicación del estado de portador de T. equi, pero
la dosis mencionada se encuentra bajo investigación (Wilson, 2011).
56
15. MEDIDAS DE CONTROL.
15.1 NOTIFICACIÓN A LAS AUTORIDADES.
La piroplasmosis debe notificarse ante la Organización Mundial de Sanidad Animal
(OIE, por sus siglas en francés). Los requisitos para la notificación de la
enfermedad a las naciones miembro de la OIE y las pautas de
importación/exportación pueden consultarse en el Código Sanitario para los
Animales Terrestres de la OIE
[http://www.oie.int/esp/normes/mcode/es_sommaire.htm]. Los veterinarios que
detecten un caso de piroplasmosis deben seguir las pautas nacionales y/o locales
para la notificación y las pruebas de diagnóstico correspondientes (Rovid et al.,
2010).
Los desinfectantes y la higiene no son generalmente efectivos contra la
propagación de las infecciones transmitidas por garrapatas. Sin embargo, es
fundamental eliminar el contacto con garrapatas y evitar la transferencia de sangre
de un animal a otro. En áreas endémicas, el uso de acaricidas, junto con la
evaluación frecuente del animal y la remoción de cualquier garrapata (la
transmisión parasitaria no ocurre de inmediato) pueden ayudar a prevenir la
infección (Rovid et al., 2010).
Si se encuentra un animal infectado en una región libre de piroplasmosis, el
animal debe ser puesto bajo cuarentena y debe permanecer lejos del contacto con
garrapatas. Se deben tomar medidas de precaución estrictas para evitar el
contacto entre los caballos y las garrapatas, siempre que ingresen portadores a un
país libre de piroplasmosis para una competencia internacional. Estas medidas
pueden incluir la fumigación de los establecimientos con acaricidas en forma
repetida, la eliminación de la vegetación de estas áreas, y la permanencia de los
caballos infectados en el área de cuarentena, excepto durante la competencia y
demás actividades específicas. Las mascotas, la fauna silvestre y los roedores
57
deben ser excluidos de esas áreas. Los caballos deben ser revisados diariamente
para detectar garrapatas y pueden ser tratados con aspersiones y champús con
acaricidas. Las garrapatas podrían estar escondidas en los desechos de los
animales, que se deben destruir para no permitir que salgan del área de
cuarentena. Se pueden utilizar caballos centinela para controlar la efectividad de
estos controles (Rovid et al., 2010).
El tratamiento puede suprimir los signos clínicos, aunque los tratamientos
disponibles en la actualidad no son efectivos para eliminar T. equi de los
portadores. Algunos estudios han sugerido que el tratamiento podría eliminar al B.
caballi de los caballos infectados; sin embargo, en un estudio reciente, este
organismo persistió en los portadores aún después de recibir un tratamiento con
una alta dosis de imidocarb. Aunque esta droga podría eliminar los parásitos en
forma temporaria y proporcionar resultados negativos transitorios en PCR, se
encontró ADN de B. caballi en caballos después de la finalización del tratamiento.
No existe una vacuna para B. caballi ni para T. equi (Rovid et al., 2010).
15.1.1. NOTIFICACIÓN INMEDIATA.
Este sistema de alerta está dirigido a los Servicios Veterinarios de los países
miembros para que se tomen las medidas protectoras necesarias tan rápidamente
como sea posible para prevenir la introducción de patógenos provenientes de los
países infectados.
La notificación inmediata tiene por objeto alertar a la comunidad
internacional sobre eventos excepcionales desde el punto de vista epidemiológico
en algún o algunos de los países miembros. Para mejorar este Sistema de Alerta
Temprana de la OIE, los eventos de significancia epidemiológica que deben ser
notificados inmediatamente (en un plazo de 24 horas) son los siguientes:
58
La aparición de una enfermedad y/o infección de la lista de la OIE, en un país,
zona o compartimento. (El término compartimento designa una o varias
explotaciones con un mismo sistema de gestión de la bioseguridad, que
contienen una subpoblación animal con un estatus sanitario particular respecto
de una enfermedad o enfermedades determinadas contra las cuales se han
aplicado las medidas de vigilancia, control y bioseguridad requeridas para el
comercio internacional. Ejemplo: granjas de avicultura comercial y aves de
traspatio).
La reaparición de una enfermedad y/o infección de la lista de la OIE en un
país, zona o compartimento, después de haber declarado que se había
extinguido el foco.
La aparición de una nueva cepa del agente etiológico de una enfermedad de
la lista de la OIE en un país, zona o compartimiento.
Un aumento repentino e inesperado en la morbilidad o mortalidad por una
enfermedad de la lista de la OIE prevalente en el país.
Evidencia de un cambio en el comportamiento epidemiológico de una
enfermedad de la lista de la OIE, como nuevos hospederos susceptibles,
aumento de virulencia, mutación del agente etiológico, en particular si hay
impacto zoonótico.
Además de las notificaciones inmediatas, los países proporcionarán
información sobre las medidas adoptadas para prevenir la propagación de las
enfermedades, en particular sobre las medidas de cuarentena y restricciones en
materia de circulación de animales, productos de origen animal, productos
biológicos y objetos que, por su índole, pudieran ser responsables de la
transmisión de la enfermedad. En el caso de enfermedades transmitidas por
vectores, se deberán indicar también las medidas adoptadas para controlarlos.
59
En México, la Dirección General de Salud Animal, a través del Sistema de
Vigilancia Epidemiológica es la responsable de recabar, analizar la información y
enviar las notificaciones e informes a la OIE. Los responsables de informar sobre
la sospecha o confirmación de las enfermedades son los responsables de los
laboratorios de diagnóstico zoosanitario, Médicos Veterinarios, servidores
públicos, productores, transportistas; personal de farmacias y clínicas veterinarias;
personal de Escuelas Técnicas, Escuelas y Facultades de Medicina Veterinaria,
así como de Centros de Investigación; Médicos Veterinarios de establecimientos
para el sacrificio de animales, puntos de verificación de la movilización de
animales y productos, Colegios y Asociaciones de M.V.Z. y público en general
(Mateos, 2005).
60
CONCLUSIONES.
La piroplasmosis equina es una infección parasitaria que deteriora rápidamente a
los animales que la padecen ya sea su fase aguda o crónica, están ligadas una a
la otra y si no se atiende lo antes posible puede progresar a una fase crónica, y
con esto en un deterioro en la calidad de vida, pudiendo incluso causar la muerte
del paciente.
Es por esto que es de suma importancia que el médico veterinario aprenda
a utilizar de manera correcta los elementos que tiene a su alcance, como
identificación del agente y las pruebas serológicas necesarias para poder llegar a
un diagnóstico y rápidamente implementar un tratamiento adecuado. Se debe
recordar que esta enfermedad es de notificación inmediata ante las autoridades de
nuestro país, y que muchos médicos veterinarios no la llevan a cabo.
61
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