1
JOSE LUIS MORALES
CODIGO:2111401304
En este trabajo se podrá encontrar la definición de los lípidos, su composición,
tipos y estructuras, además de algunos de los métodos más utilizados para
analizar y separarlos.
También se podrá encontrar la definición y tipos de terpenos que se
encuentran en la naturaleza y que en esta práctica son objeto de estudio así
mismo de los carotenos que son un tipo de tetra terpenos que constituyen
tanto la coloración de las zanahorias (que son los vegetales utilizados para esta
práctica) como su fuente nutrimental de aporte en vitaminas.
Igualmente ,cabe aclarar que este trabajo se realizo con un compendio de
información encontrada en diferentes sitios referenciados al final.Esto con el fin
de optimizar y tener claridad en los puntos explicados.
2
Las grasas y aceites [ácidos
carboxílicos con cadenas hidrocarbonadas de 4-36 carbonos
(en algunos completamente saturada
sin dobles enlaces y sin ramificar y
otros con uno o varios dobles enlaces); unos cuantos contienen anillos de 3
carbonos o grupos hidroxilo] son
derivados de los ácidos grasos y sirven
de almacenamiento de energía.
3
La cadena hidrocarbonada apolar explica la poca solubilidad de ácidos grasos en
agua. Cuanto más larga sea la cadena acíclica grasa y el menor número de dobles
enlaces, menor es la solubilidad del agua. El grupo ácido carboxílico es polar (y ioniza
a pH neutro) y justifica la ligera solubilidad en agua de los ácidos grasos de cadena
corta.
4
Los lípidos más sencillos obtenidos a partir de los ácidos grasos son los
triacilgliceroles (triglicéridos, grasas o grasas neutras) compuestos de 3 ácidos
grasos en enlace éster con un solo glicerol.
Triacilgliceroles simples: Mismo tipo de ácido graso en las 3 posiciones y se
denominan según el ácido graso que contienen. Ej. Triestearina 16:0 y
trioleína 18:1.
5
ESTEROIDES
compuestos que comparten el núcleo esteroide de 4anillos pero son más polares que el colesterol, y grannúmero de isoprenoides que se sintetizan a partir deprecursores de 5 carbonos relacionados con el isopreno.
Dentro de los isoprenoides se encuentran las vitaminasA, D, E y K.
Los principales grupos de hormonas esteroides son lashormonas sexuales masculinas y femeninas y lashormonas de la corteza suprarrenal, el cortisol y laaldosterona.
El fosfatidilinositol y sus derivados fosforilados soncomponentes de las membranas plasmáticas de todaslas células eucarióticas.
6
Vitamina A (retinol):Pigmento esencial para la visión. No se presenta en los vegetales, pero muchas plantas contienen carotenoides, pigmentos que absorben la luz y se pueden convertir enzimáticamente en vitamina A (por rotura del β-caroteno).
La deficiencia de vitamina A
produce piel reseca, xeroftalmia, membranas mucosas secas, desarrollo y crecimiento retardados, esterilidad en animales machos y ceguera nocturna.
Vitamina D: Derivado del colesterol y precursor de una hormona esencial en el metabolismo de calcio y fosfato en vertebrados.
La vitamina D3 (colecalciferol), se forma en piel mediante una reacción fotoquímica.
Abunda en aceites de hígado de pescado
Su deficiencia produce formación defectuosa de huesos
7
Vitamina E (tocoferoles):Contienen un anillo aromático sustituido y una
cadena lateral hidrocarbonada larga.
Presente en huevos de gallina, aceites vegetales y germen de trigo.
Su deficiencia produce piel escamosa, debilidad muscular y esterilidad.
Previenen la destrucción oxidativa de lípidos de las membranas celulares al
reaccionar con las formas más reactivas del oxígeno destruyéndolas y
protegiendo a los ácidos grasos insaturados de la oxidación.
8
En general las mezclas complejas de lípidos se separan por
diferencia en su polaridad o solubilidad en disolventes
apolares.
Los lípidos que contienen ácidos grasos en enlace éster o
amida se pueden hidrolizar (saponificar).
Los lípidos neutros (triacilgliceroles, ceras, pigmentos, etc.) se
extraen fácilmente de los tejidos con éter etílico, cloroformo,
benceno.
Los lípidos de membrana se extraen mejor con disolventes
orgánicos más polares como etanol o metanol.
Una solución extractiva muy utilizada es una mezcla de
cloroformo, metanol y agua, inicialmente en proporciones
inmiscibles produciendo una sola fase (1:2:0,8, v/v/v).
9
La mezcla compleja de lípidos tisulares aún se puede fraccionar más
mediante procedimientos cromatográficos basados en la diferente
polaridad de cada clase de lípido.
En la cromatografía de adsorción se empaqueta un material polar insoluble,
como el gel de sílice, se aplica la mezcla de lípidos (en soluciónclorofórmica) en la parte superior de la columna. Los lípidos polares se fijan
fuertemente al ácido silícico polar mientras que los neutros pasan
directamente a través de la columna y emergen en el primer lavado con
cloroformo.
También se pueden analizar por cromatografía de capa fina y
cromatografía gas-liquido ya que Algunos lípidos son de naturaleza volátil
pero la mayoría han de modificarse previamente para aumentar su
volatilidad.
Ciertas clases de lípidos son susceptibles de degradación en condiciones
específicas. Por ejemplo, todos los ácidos grasos unidos por enlace éster
en triacilgliceroles, fosfolípidos y ésteres esteriolo se liberan mediante
tratamiento ácido o alcalino suave mientras que un tratamiento algo másfuerte libera los ácidos grasos unidos por un enlace amida de los
esfingolípidos.
10
11El α-caroteno• 38% más potente como
antioxidante que el beta
caroteno.
• Es potenciado cuando se
consume combinado junto
con vitamina E y selenio).
• Presenta menos actividad pro
vitamínica a su vez.
• Lo encontramos en la
zanahoria y la calabaza.
12
• Extraer por medio de disolventes orgánicos
los pigmentos naturales de la zanahoria.
• Separar los carotenos de las xantofilas que se
encuentran en las zanahorias.• Por medio de la técnica de cromatografía
en columna separar los carotenos que
existen en la zanahoria e identificarlos.
Si a una zanahoria se le extraen sus pigmentos naturales que le
dan coloración por medio de disolventes orgánicos y después al
obtener estos se realiza una separación de los pigmentos
constituyentes
13
MATERIAL• Bisturí
• Probeta 10, 50ml
• 3 matraces erlenmeyer 250ml
• 1 agitador de vidrio
• 1 espátula
• Pinzas de 3 dedos
• Soporte universal
• Columna para cromatografía
• Vidrio de reloj
• Pipeta volumétrica 10ml
• 3 vasos de precipitados de 150ml
• Embudo de separación• Pipeta pasteur
• Vial ámbar
REACTIVOS• Etanol
• Agua destilada
• Éter de petróleo• Alúmina
• Acetona
MATERIAL BIOLÓGICO• 10g de zanahoria.
EQUIPO• Parrilla de calentamiento
• Rotavapor
14
15
EXTRACCIÓN Y SEPARACIÓN DE CAROTENOS
Picar 10 gramos de zanahoria
• Calentar con 25 ml de alcohol al 95%.
Filtrar
• Hacer lavados con alcohol en porciones de 5 mL al residuo.
Calentar la solución amarilla
(5 minutos)
• enfriar a T ambiente
un embudo de separación con 25 ml de éter de petróleo.
(Arriba carotenos y abajo xantofilas)
Lavados con alcohol para eliminar xantofilas y concentrar el extracto
16 SEPARACIÓN DE CAROTENOS
Disolver 20g de alúmina en metanol hasta cubrirla
Introducirla en la columna para cromatografía .
-Introducir la muestra por medio de una pipeta.
-Utilizar como eluyente éter de petróleo –acetona (95:5)
Recoger las porciones de diferentes colores obtenidas
17
18
19
20
21 Conclusiones• La extracción con solventes constituye una herramienta útil para obtener
los productos naturales de interés.
• La cromatografía en columna ayuda a una mejor separación de loscompuestos de interés comparado con la extracción por solventes ya
que en una familia de compuestos pueden existir diferencias que
permitan la separación y en este caso se aprovecha la polaridad.
• La zanahoria es un alimento con gran contenido de carotenoides que
pueden ser aislados y separados de una manera practica en
laboratorio.
• Para confirmar la separación de los carotenos nombrados debió
haberse realizado la cromatografía en capa fina para confirmar si en
realidad solo había un componente o existían otros compuestos depolaridad muy semejante a los carotenos obtenidos.
22
[1] Lehninger, A. L. Lípidos En Principios de bioquímica.
Barcelona: Ed. Omega, 2ª ed., 1993. 240-264.
[2] Ascon-Bieto. Y Talon. “Fisiología y Bioquímica vegetal”.
Interamericana de MacGraw Hill. 1996.
[3] Bilbao. M. Del R. “Análisis Fitoquímico preliminar”
Universidad del Quindio. Armenia. 1997.
[4] Lambert. J.B.; H.F. Shurvert.; D.A. Lightner, R. Graham.
“Organic Structural Spectroscopy”. Prentice Hall. 1998.
[5] Silverstein R.M. y F.X Webster. “Spectrometric Identification
of Organic Compounds”. Six Edition.Ed. John Wiley and Sons,
N.Y. 1998.
[6] Acherson.R.M. “An Introduction to the Chemistry of
heterocyclic compounds. 3ª Edi. J. Wiley and Sons.N. Y. 1985.