ECOLOGIA MICROBIANA APLICADA AL SECTOR DE LA GESTIÓN DEL CÉSPED
DEPORTIVO
Dr. Marc Viñas (PhD Biology; Environmental Microbiology)
[email protected] Webinar: 28 de Abril 2016
ESQUEMA DEL SEMINARIO
LOS MICROORGANISMOS Y SU RELACIÓN EN BIOPROCESOS DE INTERÉS EN LA GESTIÓN DE CÉSPEDES DEPORTIVOS
• EL MICROBIOMA DEL SUELO Y LA RHIZOSFERA, UN NUEVO CONCEPTO• GESTIÓN DEL NITRÓGENO Y FERTILIZACIÓN (ORGÁNICA/INORGÁNICA)• GASES DE EFECTO INVERNADERO Y HUELLA DE CARBONO (N2O, NO, CH4, CO2)• RESISTENCIA A FITOPATÓGENOS (INCREMENTAR LA DIVERSIDAD MICROBIANA DEL SUELO-
RHIZOSFERA ES FUNDAMENTAL)
HERRAMIENTAS DE ECOLOGÍA MICROBIANA Y SU POTENCIAL APLICACIÓN EN CÉSPEDES DEPORTIVOS
• CLASICAS DEPENDIENTES DE CULTIVO• BIOLOGÍA MOLECULAR (DNA/RNA): PCR, q(RT)PCR, DGGE, NGS
EJEMPLOS DE ESTUDIOS REALIZADOS EN NUESTRO LABORATORIO• FILTRO ARENA + CONSTRUCTED WETLAND HORIZONTAL. Agua de viveros hortícolas• CONSTRUCTED WETLAND VERTICAL. Agua residual urbana
ANALÍSIS DE ECOLOGÍA MICROBIANA OFERTADOS DESDE EL IRTA
Estrategias metabólicas que encontramos en los microorganismos del suelo
Aerobio (mineralización N y MORG , nitrificación)
Desnitrificante (GHG)
Ferro(metalo)-reductor
Sulfatoreductor
Metanogénico(GHG)
Fermentador
AnaerobioM. ORG
-240
-290-430
CO2/CH4
CO2/acetatCO2 formiat
CO2
-230SO42-/HS-SO4
2-
-200 a +300Àcids húmics
-1842,6-AQDS/2,6-ADHS2,6-AQDS
0Fe3+/Fe2+Fe3+ sòlid
+33Fumarat/succinatFumarat
+59Fe(OH)3/Fe2+Fe(OH)3
+380MnO2/Mn2+Mn4+
+430NO2-/N2NO2
-
+740NO3-/N2NO3
-
+770Fe3+/Fe2+Fe3+ soluble
+820O2/H2OO2
Potencial Redox (mV)Pareja redoxAceptor de electrones
ClO3-/ Cl- ClO−/Cl−; E0 = +1.31 V,
ClO2− /ClO− E0 = +1.28 V),ClO2
− /Cl− E0 = +1.08 VN2O)/N2 (E0 =+1.36 V),
Estrategias metabólicas que encontramos en los microorganismos del suelo
Microbiologia y ciclo del Nitrógeno
1. Fijación N (+). Industrial /Simbiontes/Libres2. Mineralización (+) 60-80 lb N/acre año3. Nitrificación (GHE ??)
Amonio-oxidación (+)Nitrito-oxidación (+)
4. Desnitrificación (-) (GHE??)5. Volatilización (-) a pH alcalinos6. Inmovilización (-)7. Lixiviación (-)
Obtención N en planta: (preferible NO3- en
césped en crecimiento) (+++)
1
1
GHG
EL CICLO DEL NITRÓGENO Y LA MICROBIOLOGÍA DEL SUELO
Cabello et al., 2004; DOI 10.1099/mic.0.27303-0
EL CICLO DEL NITRÓGENO Y LA MICROBIOLOGÍA DEL SUELO
nosZ
nor nir
nap/naramoA
nifH
AOBAOA
NOB
POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO
Fertilización inorgánica: Incentivar nitrificación (en caso de N-NH4)Evitar desnitrificación y sulfatoreducciónEvitar generación de GHG (N2O y CH4) (anòxia + MORG)
Fertilización orgánica (compost/agua regenerada/urea): Incentivar mineralización + nitrificaciónEvitar desnitrificación y sulfatoreducciónEvitar generación de GHG (N2O y CH4) (anoxia + MORG)
Futuro
Presente
Incentivar la fijación biológica de de N2 atmosféricoIncentivar procesos de nitrificaciónMonitorizar la diversidad microbiana del suelo (NGS)Estudiar evolución de la composición de la comunidad microbiana
POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO
Amonificación: Bacterias/Hongos saprófitos (Heterótrofos)
Fijadores de Nitrógeno (Eubacterias Simbiontes o libres): N2 (g) R-NH2/NH4
Simbiontes:Rhizobium (alpha-proteobacterias leguminosas simbionte)Bradyrhizobium (alpha-proteobacteria)Azospirillum (alpha-proteobacteria con gramineas)Frankia (Actinobacteria/Actinomicaetales)
Libres: Azospirillum (alpha-proteobacteria con gramineas)
Azotobacter (gamma-proteobacteria libre)Bacillus (Firmicutes)Clostridium (Firmicutes)Klebsiella (gamma-proteobacteria/Enterobacteriales)Frankia (Actinobacteria/Actinomicetale libres)Cianobacterias Podemos monitorizar las poblaciones mediante
NGS y qPCR (sondas/primers específicos)
Proceso de Nitrificación (esencial en fertilización orgánica): 1. Amonio-oxidación (NH4
+ a NO2-)
2. Nitrito-oxidación (NO2- a NO3
-)
Eubacterias Amonio-oxidantes (AOB): (gen amoA eubacterias):Nitrosomonas: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrosospira: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrosococcus: β-proteobacteria (Nitrosomonadales)Nitrospira: Nitropirae (Chromatiales)
Arqueas Amonio-oxidantes (AOA): (gen amoA arqueas)Nitrosopumilus (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)Nitrososphaera (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)Cenarchaeum (Chrenarchaeota/Thaumarchaeota)
Eubacterias Nitrito-oxidantesNitrobacter α-proteobacteria (Rhizobiales)Nitrospira Nitrospirae (Chromatiales)
POBLACIONES MICROBIANAS CLAVE EN EL CICLO DEL NITRÓGENO
Podemos monitorizar las poblaciones mediante NGS y qPCR (sondas/primers específicos 16S y amoA)
Es un bioproceso aerobio
PREGUNTAS CLAVE HABITUALES EN EL ESTUDIO POBLACIONES MICROBIANAS
•Qué tipo de microorganismos/comunidad microbiana tenemos en una matriz ambiental/bioproceso?
•Qué cantidad (población) de microorganismos totales o específicos tenemos?
•Cuáles y cuantos de ellos están activos en el proceso de interés? Amonio-oxidación/nitrito-oxidación, desnitrificación , sulfatorreducción, metanogénesis. Eubacteria, Arqueas, Hongos?
•Cómo están activos (Función)?
REVISIÓN MICROBIOLOGÍA EN SUELO DE CÉSPED(SHI ET AL 2007 )
????
- +
????
Hongo: Sphaerobolus stellatusDescomposición masiva de M. ORG. Depresión local de la superficie del césped ("thatch collapse“)Movimiento de la pelota poco predecible en el green .
Enfermedad del “Thatch collapse”
Image: Penn State College of Agricultural Scienceshttps://www.gcsaa.org/gcm/2016/march/thatch-collapse-in-golf-course-turf
Como podemos evitar, o tener una mayor resistencia a patógenos?
Tendència: Incrementar la diversidad microbiana del microbioma del suelo
EL MICROBIOMA DEL SUELO Y LA RHIZOSFERA, UN NUEVO CONCEPTO
Microbiología del Compost
Cepas aisladas: Pseudomonas (28%), Serratia (20%), Klebsiella (11%), Enterobacter (5%), BacillusHongos??NGS??
Muestran actividad proteolítica (29% aislados).
(% ) cepas aisladas de compost muestran suppresión patógenos:
Sclerotinia homeocarpa (52% de las cepas bacterianas del compost) Pythium graminicola (31%)Typhula ishikariensis (32%)Microdochium nivale (19%)
Applicación de compost maduro al suelo para incrementar diversidad microbiana y combatir fitopatógenos
LA DIVERSIDAD MICROBIANA
Habitat Cultivables (%) Referencias
Ecosistema marino 0.001-0.1 (Kogure et al., 1980; Ferguson et al., 1984)
Aguas continentales 0.25 (Jones, 1977)
Lago mesotrófico 0.1-1 (Staley y Konopka, 1985)
Estuarios 0.1-3 (Ferguson et al., 1984)
Lodos activados 1-15 (Wagner et al., 1993; Wagner et al., 1994)
Sedimentos 0.25 (Jones, 1977)
Suelo 0.3 (Torsvik et al., 1990)
Microorganismos cultivables: 0,0001% - 1%
Técnicas dependientes de cultivo
Técnicas independientes de cultivo
Aislamiento en placa, NMP, medios
selectivos, BiologTM
PCR, qPCR, PLFA, ARDRA,
DGGE, TGGE, SSCP, T-RFLP. FISH,
NGS (454, Ion torrent, MiSeq )
LA DIVERSIDAD MICROBIANA PREDOMINANTE NO ÉS CULTIVABLE
•Culture-dependent methods :(quantifying microbial populations of interest, microcosm assays, tailored media for isolation of degraders/enrichment, production of inocula)
•Culture-independent methods: (DNA/RNA-based studies, microbial communitystructure (PCR-DGGE, NGS), molecular identification (DNA sequencing), microbialquantification (qPCR))
MÉTODOS PARA EL ESTUDIO DE COMUNIDADES MICROBIANAS Y MICROORGANISMOS DIANA
Principal Objetivo:
UTILIDAD Y OBJETIVOS DE LA ECOLOGÍA MICROBIANA
•Estudios para la detección, identificación, y potenciales interacciones de “microbialkey players” y comunidades microbianas complejas.
•Diagnóstico de fisiología y grupos microbianos activos en las condiciones in-situ ambientales .
M2047R1C1
M2048R1C1
M2049R1C1
M2050R1C1
M2051R1C1
M2052R1C1
M2053R1C1
M2054R1C1
M2055R1C1
M2056R1C1
M2057R1C1
OTU_1
OTU_5
OTU_7
OTU_8
OTU_9
OTU_10 OTU_14
OTU_16
OTU_22
OTU_23
OTU_24
OTU_25
OTU_27
OTU_28
OTU_29
OTU_30
OTU_35
OTU_43
OTU_45
OTU_47
OTU_50
OTU_51
OTU_53
OTU_57
OTU_58
OTU_64
OTU_65
OTU_68
OTU_69
OTU_70
OTU_71
OTU_72
OTU_80OTU_84
OTU_85
OTU_88
OTU_91
OTU_99
OTU_129
OTU_138
OTU_172
OTU_177
OTU_196
OTU_208
OTU_223
OTU_241
OTU_309
OTU_343
OTU_390
OTU_405
OTU_433
OTU_435
OTU_455
OTU_466
OTU_508
OTU_521
OTU_528OTU_535OTU_574
OTU_585
OTU_659
OTU_704
OTU_718
TAN
VFA
HRT
SRT
-2,5
-1,5
-0,5
0,5
1,5
-2,5 -1,5 -0,5 0,5 1,5 2,5
F2 (1
4,4
6 %
)
F1 (77,78 %)
CCA analyisis cDNA 16S Archaea (>0,01%) Without Singletons Gráfico ACC / Simétrico(ejes F1 y F2: 92,24 %)
Canonical Correspondence Analysis (CCA) : cDNA 16S rRNA Archaea
R1 and R2 TAN>3
R1 and R2 TAN<3
MethanosarcinaMethanocculeus
Methanobacterium
TAN
VFA
SRT
HRT
CW/HSSFWater samples (0,2 µm filtrate)
Soil/Sand/Gravel samples
Nucleic Acid extraction Culture-dependent methods
Pathogen detection/monitoringFusarium Pythium
PhytophthoraPseudomonas syringae
qPCR methods
16SrRNAamoAnosZmcrA
16SPathogens
NGS454/MiSeq
16SrRNA/ITS
DGGE/Clone libraryFunctional genes
nosZ/nirK/SKey players?
Data analysisQIIME/MOTHURMVA : PCA, CA
Biota Pathogens?Key players?GH emitters? New Monitoring Data
MPN/culturingmethods
Caracterización global de las poblaciones microbianasen muestras ambientales
Métodos no dependientes de cultivo para el estudio de comunidades microbianas
Caracterización de poblaciones microbianas totales y activasen muestras ambientales
Total DNA + RNA (-80ºC)
Samples from Bioreactors/Environment
Biomass Pellet -80ºCSimultaneous
DNA + RNA extraction
Total DNA + cDNA (-80ºC)
RT (PrimeScript)
qPCR(Quantitative assessment)
16S rRNA genes (DNA + cDNA)mcrA genes (DNA + cDNA)
Other functional genes
NGS (MiSeq/454/Ion Torrent) (Qualitative assessment)
16S rRNA (Eubacteria)16Sr RNA (Archaea)
Centrifuging step (4ºC)
Extremophiles WorkshopTorre Marimon 2015 July 3th
Raw data (sff/fastq)
QIIME/MothurBioinformatics
SILVA/greengenesalignment
Pick OTUs
OTUs distribution
Diversity indicesTaxonomy (RDP)
PCA/CA/CCA New targets. Inocula
Lifeguard/RNA later
De 1 copia de DNA generamos 236
copias de la región de interés (un gen)
En 2 horasTaq DNA polimerasa termoestable
MÉTODOS INDEPENDIETES DE CULTIVO PCR DEPENDIENTES
Cuantificación de genes y microorganismos diana mediante qPCR
Sondas TaqMan Química SybrGreen
Emisión de fluorescencia positiva cuando existe amplificación de la región diana de DNA a estudiar Curvas de calibración de qPCR
Shokralla, et al., 2012
Estudio de comunidades microbianas complejas mediante secuenciación masiva (NGS)
Estudio de comunidades microbianas complejas mediante secuenciación masiva (NGS).
Cuantificando la diversidad
OTUsinv.
simpson chao shannon
Top-Gravel (T0) 452 3,9 1467 2,2
Intermediate -Gravel (T0) 1585 129,5 2085 5,9
Bottom-Gravel (T0) 1333 181,5 2113 6
Effluent CW (T0) 1084 187,9 1811 5,9
Effluent CW (T1) 1015 4,2 1404 3,1
Top-Gravel (T1) 831 18,3 1830 4,1
Intermediate -Gravel (T1) 1401 101,4 1964 5,8
Bottom-Gravel (T1) 1465 69,8 2117 5,6
Figure S1: Microbial community assessment by NGS (MiSeq). CW (Cabrils) T0-T1. Rarefaction curves, number of
OTUs, diversity and richness indexes.
Emisión de gases de efecto invernadero (GEI) . Huella del carbono condicionada por las comunidades
microbianas del suelo
N2
N2CO2
Gases efecto invernadero(CH4, N2O, CO2)
Microbiota
Gases acidificantes (SO2, NOx, H2S, NH3)
Origen emisiones gaseosas: antropogénico, vulcanismo y microbianas
Metanógenos
Nitrificantes
Desnitrificantes
Microbiota
Filtro horizontal arena
Constructed Wetland
Emisión de gases efecto invernadero y actividades de nitrificación-desnitrificación en filtro de arena y
Constructed wetland. Proyecto Cleanleach
Objetivo: Tratamiento de lixiviados ricos en nitratos en viveros hortícolas. Buscando la máxima sostenibilidad del proceso.
Filtro de arena horizontal
GHG: Cabrils (IRTA) (May 2014-Feb 2015)
Emisión de gases efecto invernadero y actividades de nitrificación-desnitrificación en filtro de arena y Constructed
wetland. Proyecto Cleanleach
Reducción de 3-4 ordenes de magnitud la población fúngica del inflow
Eubacterias (Clase en RDP)
arenaInflow outflow
Comunidad microbiana en el Filtro horizontal de arena
T1: antes de aplicar C. ORG.T3: después de aplicar C.ORGBiofilm
Estable
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100% others
methanosarcina
aciduliprofundum
methanothermobacter
methanimicrococcus
halobacterium
halorubrum
methermicoccus
methanobacterium
methanothermococcus
methanococcus
candidatus nitrososphaera
thermococcus
methanobrevibacter
nitrososphaera
methanosaeta
methanotorris
candidatus nitrosoarchaeum
cenarchaeum
Gradiente poblacionesaerobias-anaerobias
Eubacterias (Filum)
Arqueobacterias (Filum)Inestable
Evolución de poblaciones microbianas antes y despuésde aplicar C. ORG en el Constructed Wetland
Potencial desnitrificante en el biofilm del CW (qPCR gen nosZ): gen nosZ elevado en todas las profundidades
Incremeo de nosZ superfície después de añadir NO3y C ORG
LABORATORIO DE MICROBIOLOGIA AMBIENTAL
Infraestructura Room 1: DNA/RNA extraction and PCR-q(RT)PCR room1. Vertical flow cabinet1. Nanodrop 1 Spectrophotometer1. Incubator 1- Optical microscopy1. Gradient PCR Mastercycler(PCR) (Eppendorff)1. qPCR equipment (Mx3000P)1. Autoclave (clean materials)2. Refrigerator/ 1Freezer -20ºC2. Centrifugue (RT/4ºC)
Room 2: Classical microbiology, Cloning, electrophoresis1. Vertical flow cabinet1. Cabinette for VOCs-chemicals2. Horizontal electrophoresis1. DGGE (CBS-4001)1. Gel imaging1. Autoclave Freezer -80ºC/-20ºC
Environmental shaker
Room 3:
Bioinformatics: QIIME/MOTHUR
Tipos de actividades y colaboraciones
• Tasks in comprehensive on-going research projects at GIRO
• Scientific collaboration with other programs IRTA and other national and international research groups (contract research and funded projects)
• Private contract research with national and international companies (Biotechnological Services)
Current fields of application
• Research in environmental bioprocesses and bioreactors:
Wastewater treatment
Soil-water systems (Bioremediation, Biodeterioration , denitrification) n,
Constructed wetlands
Anaerobic digestion,
Biolectrochemical systems
• Applied research for environmental engineering companies and technological centers
LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY
Strategic plan 2016-2020 (GIRO)
LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY
Detail of most common analyses
Microbial community analysis (DGGE/NGS (454/Illumina, Ion Torrent):• Total Eubacteria (16SrRNA gene)• Total Archaea (16SrRNA gene)• Total Fungi (ITS1rRNA gene)• Denitrifyers (nosZ gene)
Quantifying functional genes (qPCR and RT-qPCR):•Ammonia oxidizers : Nitrification (amoA eub and amoA arch)•Denitrification (nosZ)• Methanogens (mcrA)
•Syntrophic oxidizing bacteria SAO (fhs)
•Anammox (hzo)•Hydrocarbon biodegradation (tod, alkB, bssA)• Reductive dehalogenation (vcrA, bvcB, tceA)•Target species: Dehalococcoides, Methanosaeta, Methanosarcina
Hydrocarbon/Chlorinated VOCs degraders by MPN(Het, Hydrocarbons/ETBE/DCM degraders)
DNA/cDNA
DNA/cDNA
ACHIEVEMENTS (sct)
LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY
Activity of Microbial Ecology
Projects 2012-2015: (12): 8 on going projects
Classical Anaerobic Digestión (3): PROGRAMO (INIA) , ADAW (SME) , ORION (SME)
Bioelectrochemical systems (2): MFC-SWINE (MINECO), INBENT (INIA)
Constructed wetlands (1): CLEANLEACH : (UE) ECO/12/332862
Bioremediation/Biodegradation (2): IMOTEC-BOX, BIOPLANT (FP7 EU)
Deep litter in dairy cows (1): COWCOMPOST (MINECO)
Wastewater and Pathogens (1) : AQUATEST (Indigo FP7)
Gut Microbiome in Rabbits: (1): FEED A GENE (H2020)
Green House emissions in paddy rice field (1) : LIFE ADMICLIM-EBRO . ENV/ES/001182 LIFE
(EU).
1. Sotres,A., Cerrillo, M., Viñas,M., Bonmatí, A. (2015) Nitrogen recovery from pig slurry in a two-chambered bioelectrochemical system. Bioresource Technology194:373-382
2. Sotres, A., Cerrillo, M., Viñas, M., Bonmatí, A. (2015) Nitrogen removal in a two-chambered microbial fuel cell: establishment of a nitrifying-denitrifying microbial community on an intermittent aerated cathode. The Chemical Engineering Journal. DOI: 10.1016/j.cej.2015.08.100
3. Corbella, C.; Guivernau, M.; Viñas, M.; Puigagut, J. (2015). Operational, design and microbial aspects related to power production with microbial fuel cells implemented in constructed wetlands. Water Research DOI: In Press doi:10.1016/j.watres.2015.06.005
4. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Petruccioli, M.; D'Annibale, A.; Viñas, M. (2015). Pyrosequencing reveals the effect of mobilizing agents and lignocellulosicsubstrate amendment on microbial community compositionin a real industrial PAH-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 283 :35-43
5. Martinez-Pascual, E.; Grotenhuis, T.; Solanas, A.M.; Viñas, M. (2015). Coupling chemical oxidation and biostimulation: effects on the natural attenuation capacity and resilience of the native microbial community in alkylbenzene-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 300 :135-143
6. Calderer, M; Martí, V.; De Pablo, J.; Guivernau, M.; Prenafeta-Boldú, F.X.; Viñas, M. (2014). Effects of enhanced denitrification on hydrodynamics and microbial community structure in a soil column system. Chemosphere 111 :112-119
7. Prenafeta-Boldú, F.X.; Rojo, N.; Gallastegui, G.; Guivernau, M.; Viñas, M.; Elías, A. (2014). Role of Thiobacillus thioparus in the biodegradation of carbon disulfidein a biofilter packed with a recycled organic pelletized material. Biodegradation 25 :557-568
8. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Petruccioli, M.; D'Annibale, A.; Viñas, M. (2014). Pyrosequencing reveals the effect of mobilizing agents and lignocellulosicsubstrate amendment on microbial community composition in real industrial PAH-polluted soil. Journal of Hazardous Materials 283 :35-43
9. Lladó, S.; Solanas, A.M.; Lapuente, J.; Borras, M.; Viñas, M. (2012). A diversified approach to evaluate biostimulation and bioaugmentation strategies for heavy-oil-contaminated soil. Science of the Total Environment 435-436 :262-269
10. Lladó, S.; Covino, S.; Solanas, A.M.; Viñas, M.; Petruccioli, M.; Annibale, A. (2013). Comparative assessment of bioremediation approaches to highly recalcitrant PAH degradation in a real industrial polluted soil. Journal of Hazardous Materials 248-249 :407-414
11. Lladó, S.; Gràcia, E.; Solanas, A.M.; Viñas, M. (2013). Fungal and bacterial microbial community assessment during bioremediation assays in an aged creosote-polluted soil. Soil Biology & Biochemistry 67 :114-123
12. Sotres A, Diaz-Marcos J, Guivernau M, Illa J, Magrí A, Prenafeta-Boldú FX , Bonmatí A, Viñas M (2014). Microbial community dynamics in two-chamberedmicrobial fuel cells: effect of different ion exchange membranes. Journal of Chemical Technology and Biotechnology 90(8):1497–1506
13. Prenafeta-Boldú FX, Summerbell RC, De Boer W, Boschker HTS, Gams W (2014). Biodiversity and ecology of soil fungi in a primary succession of a temperatecoastal dune system . Nova Hedwigia 99(3-4):347-372
14. Isola D, Selbmann L, de Hoog GS, Fenice M, Onofri S, Prenafeta-Boldú FX, Zucconi L (2013). Isolation and screening of black fungi as degraders of volatile aromatichydrocarbons. Mycopathologia 175:369-379
15. Bonmatí A, Sotres A, Mu Y, Rozendal R, Rabaey K (2013). Oxalate degradation in a bioelectrochemical system: Reactor performance and microbial communitycharacterization Bioresource Technology 143:147–153
16. Prenafeta-Boldú, F.X.; Guivernau, M.; Gallastegui, G.; Viñas, M.; De Hoog, G.S.; Elías, A. (2012). Fungal/bacterial interactions during the biodegradation of TEX hydrocarbons (toluene, ethylbenzene and p-xylene) in gas biofilters operated under xerophilic conditions. FEMS Microbiology Ecology 80 (3 ):722-734
List of Publications (2012-2015)
ACHIEVEMENTS (sct)
LABORATORY OF MICROBIAL ECOLOGY
Activity of Microbial Ecology
Muchas gracias por su atención
Datos de contacto:
Dr. Marc Viñ[email protected]://www.researchgate.net/profile/Marc_Vinaswww.irta.es
IRTA, Torre Marimon s/n, Caldes de Montbui (Barcelona)E-08140+34 902
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