UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA
FACULTAD DE MEDICINA HUMANA
DEPARTAMENTO DE MEDICINA
AREA CLÍNICO - QUIRÚRGICA
“ENTEROBACTERIAS CLINICAMENTE SIGNIFICATIVAS EN
Anadara tuberculosa Y Argopecten purpuratus PROCEDENTES
DEL TERMINAL PESQUERO DE PIURA”
AUTORES:
- ANTÓN CHECA, JUSTO
- SÍMBALA JALCA, GIENNIER
- ZAPATA MASÍAS, VANESSA
ASESOR:
- Mcblgo. JAIME FERNANDEZ PONCE
COLABORADOR:
- Blgo. HUMBERTO RIVERA CALLE.
PIURA – PERÚ
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
SUMARIO
1. DATOS GENERALES
1.1.Título del Anteproyecto de Tesis
1.2.Autor
1.3.Asesor
1.4.Asesor Estadístico
1.5.Facultad
1.6.Departamento académico
1.7.Lugar de estudio
1.8.Área de estudio
2. DEFINICION DEL PROBLEMA
2.1.Título
2.2.Antecedentes
2.3.Justificación
2.4.Objetivos
2.4.1.1. Objetivos Generales
2.4.1.2. Objetivos Específicos
2.5.Enunciado del Problema
2.6.Hipótesis
3. MARCO TEORICO
3.1.Marco conceptual
3.2.Bases Teóricas
3.3.Definición de Términos
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
4. DEFINICIÓN DE LAS POBLACIONES DE ESTUDIO
4.1.Características Generales
4.1.1.1.1. Criterios de Inclusión
4.1.1.1.2. Criterios de Exclusión
4.2.Ubicación Temporo – Espacial
5. METODOLOGÍA
5.1.Tipo de Investigación
5.2.Universo
5.3.Población
5.4.Tamaño y selección de la muestra.
6. OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES Y ESCALAS DE MEDICIÓN
7. RESULTADOS
8. DISCUSIÓN
9. CONCLUSIONES
10.RECOMENDACIONES
11.ANEXOS
12.REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
RESUMEN
Este estudio tiene como objetivo determinar y comparar las especies de
enterobacterias presentes en Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten
purpuratus (conchas de abanico) adquiridas en el terminal pesquero de Piura
durante el periodo de Octubre - Diciembre del 2012.
Para este estudio además se contabilizará la carga bacteria presentes en cada
uno de estas especies de conchas. Esto nos reflejará el impacto que tienen estos
alimentos al ser consumidos.
Resultados (aún no se hace la parte práctica).
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
INTRODUCCIÓN
Las conchas marinas en el Perú son un producto no sólo de consumo sino
también de exportación; además de ser uno de los elementos principales de uno
de las comidas representativas del Norte peruano.
En este trabajo se va a determinar y comparar las especies de enterobacterias
presentes en Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten purpuratus
(conchas de abanico adquiridas en el terminal pesquero de Piura durante el
periodo de Octubre - Diciembre del 2012, esperando encontrar también la carga
bacteriana en cada uno de ellos y tener un indicio de cuan expuesto está el
consumidor a las intoxicaciones producidas por enterobacterias.
Esto nos lleva a desarrollar propuestas de prevención y control en el trato de estas
especies de conchas que nos permitan disminuir la carga bacteriana y también a
identificar las especies presentes en estas.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
1. DATOS GENERALES
1.1.Título
Enterobacterias clínicamente significativas en Anadara tuberculosa
(conchas negras) y Argopecten purpuratus (conchas de abanico)
procedentes del terminal pesquero de Piura durante el periodo de
Octubre – Diciembre del 2012.
1.2.Autores
- Antón Checa, Justo. Estudiante de Medicina. 2do Año.
- Símbala Jalca, Giennier. Estudiante de Medicina. 2do Año.
- Zapata Masías, Vanessa. Estudiante de Medicina. 2do Año.
1.3.Asesor
Mcblgo. Jaime Fernández Ponce.
1.4.Colaborador
Blgo. Humberto Rivera Calle.
1.5.Facultad
Facultad de Medicina Humana
Escuela de Medicina Humana.
1.6.Departamento académico
Departamento académico de Medicina.
Área clínico – quirúrgica.
1.7.Lugar de estudio
Piura
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
1.8.Área de estudio
Terminal pesquero de Piura
2. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA
2.1.Título
Enterobacterias clínicamente significativas en Anadara tuberculosa
(conchas negras) y Argopecten purpuratus (conchas de abanico)
procedentes del terminal pesquero de Piura durante el periodo de
Octubre – Diciembre del 2012.
2.2.Antecedentes
En noviembre del 2000 en un trabajo presentado por la Facultad de
Ciencias de Ingeniería de la Universidad Tecnológica Equinoccial, sobre
“AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS
PRESENTES EN LA CONCHA NEGRA (Anadara tuberculosa)” en la que
utilizaron diversas técnicas como enriquecimiento, aislamiento
propiamente, purificación e identificación; las cuales dieron como
resultado la presencia de dos enterobacterias: Klebsiella planticola,
Escherichia coli, llegando a la conclusión de que había un posible riesgo
de intoxicación para el consumidor.
2.3.Justificación
Se sabe que las enterobacterias suelen encontrarse en el intestino de los
mamíferos y algunas de ellas son capaces de provocar intoxicaciones
alimentarias es por esto que se indaga su presencia en conchas negras y
conchas de abanico.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
Ahora bien, ¿por qué específicamente en conchas negras y de abanico?;
pues la elección de estos alimentos también responden a razones
concretas, empezando desde la extracción no se cumple con las
medidas de seguridad necesarias por ser casi siempre pesca artesanal;
además, a las conchas se les considera un filtrador de microorganismos
y es un alimento muy consumido en el medio.
2.4.Objetivos
2.4.1.1. Objetivos Generales
- Determinar y comparar las especies de enterobacterias presentes en
Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten purpuratus
(conchas de abanico adquiridas en el terminal pesquero de Piura
durante el periodo de Octubre - Diciembre del 2012.
2.4.1.2. Objetivos Específicos
.
- Aislar enterobacterias.
- Identificar las enterobacterias obtenidas en las siembras.
- Recuento de la carga bacteriana en las conchas negras y de abanico.
2.5.Enunciado del Problema
¿Serán diferentes las especies de enterobacterias encontradas en Anadara
tuberculosa (concha negra) y Argopecten purpuratus (concha de abanico)?
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
2.6. Hipótesis
Se sabe que Anadara tuberculosa habitan en aguas estuarinas mientras que
Argopecten purpuratus habitan exclusivamente en aguas de mar; por ende se
supone que las especies de enterobacterias se encuentren en ambas serán
distintas.
3. MARCO TEORICO
3.1. Marco conceptual
ENTEROBACTERIA
La familia Enterobacteriaceae constituye un grupo grande y heterogéneo de
bacterias gramnegativas. Reciben su nombre por la localización habitual como
saprofitos en el tubo digestivo, aunque se trata de gérmenes ubicuos,
encontrándose de forma universal en el suelo, el agua y la vegetación, así como
formando parte de la flora intestinal normal de muchos animales además del
hombre.
Escherichia coli, el microorganismo más prevalente de esta familia, es una de las
bacterias prototípicas sometidas a estudio.
a). ESTRUCTURA:
Los miembros de la familia Enterobacteriaceae son microorganismos con forma de
bastón, por lo general de 1-3 μm de largo y 0,5 μm de diámetro. Como en otras
bacterias gramnegativas, su envoltura celular se caracteriza por una estructura
multilaminar. La membrana interna (o citoplasmática) consiste en una doble capa
de fosfolípidos que regula el paso de nutrientes, metabolitos y macromoléculas. La
capa siguiente, o capa externa, consiste en un peptidoglucano delgado junto con
un espacio periplásmico que contiene una elevada concentración de proteínas. La
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membrana externa compleja consiste en otra doble capa de fosfolípidos que
incluyen lipopolisacárido (LPS) (en la parte más externa, son un importante factor
de virulencia de estas bacterias), lipoproteínas (que están fijadas laterales de
oligosacárido de repetición. El lípido A, también conocido como endotoxina, es la
parte biológicamente activa de la molécula que el huésped reconoce. El
oligosacárido de repetición unido al LPS se conoce como antígeno O. Este
antígeno es la base para la clasificación de los serogrupos. Junto con otros
factores, la presencia del antígeno O media la resistencia bacteriana al efecto
bactericida del suero normal, siendo capaces por tanto de sobrevivir más tiempo
en sangre y causando infecciones hematógenas, diseminadas y más graves.
b). PATÓGENOS ESPECÍFICOS
b.1). ESCHERICHIA COLI:
Escherichia coli es el microorganismo de vida libre que mejor se ha
estudiado. Estas bacterias pueden ser móviles (la mayoría) o inmóviles,
la mayor parte de ellas fermentan la lactosa y son capaces de producir
indol a partir de triptófano.
b.1.1). INFECCIONES ENTÉRICAS CAUSADAS POR ESCHERICHIA COLI
b.1.1.1). Escherichia coli enterotoxígeno.
Es una de las causas más frecuentes de deshidratación por diarrea en
niños de menos de dos años y es la principal causa de la diarrea del
viajero, que en general se desarrolla en un individuo por lo demás sano
proveniente de un país industrializado que visita regiones tropicales o
subtropicales caracterizadas por condiciones de higiene deficientes.
En general, los síntomas tienden a ser leves, con diarrea acuosa.
Ocasionalmente los síntomas pueden ser más graves, con fiebre,
escalofríos y vómitos. La enterotoxina estimula la secreción masiva de
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líquido por las células mucosas. Se supone que la ausencia de
gastroenteritis entre los residentes adultos de áreas asociadas a la
diarrea del viajero se debe a su exposición previa a estos antígenos de
colonización y al desarrollo de una inmunidad humoral apropiada.
El diagnóstico de la infección por Escherichia coli enterotoxígena (ECET)
no suele confirmarse, pues se basa en la detección de los genes que
codifican la toxina termolábil (TL) y la toxina termoestable (TE) mediante
reacción en cadena de la polimerasa (PCR) o sondas de ADN.
b.1.1.2). Escherichia coli enteropatógeno.
Es una causa importante de diarrea en neonatos en los países
subdesarrollados, causando enfermedad muy raramente en adultos en el
mundo desarrollado. Producen una lesión típica en la mucosa, con la
formación de microcolonias y la pérdida de las microvellosidades
adyacentes.
La patogenia incluye tres pasos: a) adherencia de los microorganismos a
los enterocitos; b) inducción de una señal de transducción en los
enterocitos y c) desarrollo de adherencia íntima con los enterocitos.
Clínicamente se caracteriza por producir diarrea acuosa con más o
menos fiebre o vómitos.
El diagnóstico de infecciones por E. coli enteropatógena (ECEP) radica
en la detección de los genes codificadores de los factores de virulencia
específicos mediante el uso de sondas de ADN o PCR. Para su
prevención son diversos los estudios que han demostrado el importante
papel de la lactancia materna en los primeros seis meses de vida.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
b.1.1.3). Escherichia coli enteroagregativo.
Debe su nombre a la capacidad para agregarse en el cultivo en medio
celular. Puede considerarse una verdadera infección emergente. Los
estudios han relacionado las cepas de E. coli enteroagregativa (ECEA)
con diarrea aguda y crónica en los países en vías de desarrollo y diarrea
aguda en países desarrollados. Se ha descrito de forma excepcional
como causa de diarrea del viajero y, con mayor frecuencia, de diarrea
persistente en sujetos infectados por el virus de la inmunodeficiencia
humana (VIH).
La confirmación diagnóstica requiere que se realicen ensayos de
adhesión en cultivos tisulares. Es difícil asegurar que una cepa de ECEA
aislada en un paciente con diarrea sea la causa del cuadro, porque
también se encuentran en pacientes asintomáticos.
b.1.2). INFECCIONES EXTRAINTESTINALES POR E. COLI
b.1.2.1). Infecciones urinarias.
Si bien el sitio más importante de colonización normal de las
enterobacterias es el tracto gastrointestinal, el sitio más común de
infección es el tracto urinario. E. coli es la causa más frecuente de
infección urinaria. Las cepas de E. coli uropatógena (ECUP) tienen más
probabilidades que las cepas fecales de generar fimbrias P que se unen
a los receptores de glucolípidos en la superficie de las células huésped,
de encapsularse, de producir la toxina citolítica hemolisina y de tener
múltiples sistemas de adquisición de hierro. Sin embargo, cada vez se
admite más que la distinción entre ECUP y otras cepas que provocan
otras infecciones extraintestinales es artificial, y que estas cepas
deberían englobarse dentro de un patotipo único denominado E. coli
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
Patogénica extraintestinal (ECPEx). Esta observación es válida tanto
para las cepas que causan infección del tracto urinario (ITU) en
pacientes con tractos urinarios patológicos (litiasis, anomalías
anatómicas, etc.) como para las infecciones de otras localizaciones (por
ejemplo, colangitis en pacientes con obstrucción de las vías biliares).
b.1.2.2). Infecciones respiratorias.
Las infecciones del tracto respiratorio suelen ser oportunistas. En los
pacientes con enfermedades graves, la alteración de la fisiología permite
la colonización de la vía respiratoria y gástrica. El cuadro clínico suele ser
el de una bronconeumonía que compromete más a los lóbulos inferiores,
con empiema en un tercio de los pacientes y bacteriemia en otro. La tasa
de mortalidad es alta (50% o más) favorecida sobre todo porque afecta a
personas debilitadas.
b.1.2.3). Infecciones del sistema nervioso central.
Los neonatos, durante su primer mes de vida están particularmente
predispuestos a la meningitis bacteriana. E. coli y los estreptococos del
grupo B son responsables de la mayoría de los casos.
Las cepas aisladas de pacientes con meningitis neonatal tienen más
probabilidades que las cepas fecales de producir la cápsula K1 que dota
a la bacteria de mayor resistencia frente al suero y frente a la fagocitosis.
El embarazo se asocia con una tasa aumentada de colonización por
cepas K1. En la población adulta la meningitis por E. coli se observa
asociada a: a) inmunodepresión, b) edad superior a 60 años y c)
manipulación quirúrgica previa.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
b.2). Salmonella sp:
Los serotipos de Salmonella sp se engloban dentro de una especie,
Salmonella choleraesuis. Existen más de 2.000 serotipos diferentes que
se agrupan en seis grupos. Grupo A: S. paratyphi A; grupo B: S.
typhimurium y S. bredeney; grupo C1: S.choleraesuis, S. montevideo y S.
oranienburg; grupo C2: S. neuport; grupo D: S. typhi, S. enteritidis, S.
dublin y S. gallinarum; grupo E1: S. butantan, S. anatum y S. give. La
salmonelosis puede observarse bajo cinco diferentes síndromes clínicos,
que se presentan de forma exclusiva o superpuesta, y que corresponden
a los siguientes: portador asintomático, gastroenteritis aguda,
bacteriemia (la presencia de una bacteriemia por Salmonella obliga a
descartar la existencia de una infección por el VIH), infecciones focales
(meningitis, osteomielitis o abscesos) y fiebre tifoidea. Se trata de un
género de enterobacterias no formadores de esporas, anaerobias
facultativas y móviles. Son oxidasa negativas y prácticamente todas
lactosa negativas.
b.2.1). Fiebre tifoidea:
La fiebre tifoidea es una enfermedad sistémica febril causada por S.
typhi, S. paratyphi y ocasionalmente, S. typhimurium18. Es
especialmente prevalente en el centro y sudeste asiático, sur de África,
Hispanoamérica y Oceanía, excepto Australia y Nueva Zelanda. El
reservorio es el hombre enfermo y el portador crónico que elimina bacilos
por las heces, produciéndose transmisión fecal-oral.
Se caracteriza por la aparición de fiebre progresiva asociada a
estreñimiento o diarrea profusa de carácter inflamatorio. Clásicamente se
ha asociado a esta enfermedad la bradicardia relativa, pero en realidad
es un dato con baja sensibilidad y especificidad. Las complicaciones más
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graves son la hemorragia digestiva, la perforación intestinal y los
aneurismas micólicos.
b.3). Enterobacter:
Hasta la década de 1960 estos gérmenes estaban agrupados en la
clasificación de Klebsiella-Aerobacter. A diferencia de Klebsiella, los
Enterobacter son móviles y su cápsula tiende a ser menos notable. Las
cepas de Enterobacter suelen colonizar a los pacientes hospitalizados,
en particular a los tratados con antibióticos, y han sido asociados con
infecciones de quemaduras, de heridas, de las vías respiratorias y del
tracto urinario.
b.4). Yersinia:
Para el hombre los microorganismos patógenos son Yersinia pestis,
Yersinia enterocolitica y Yersinia pseudotuberculosis. Se trata de
zoonosis que habitualmente afectan a roedores, cerdos y aves, siendo el
ser humano un huésped accidental de la infección. Y. pestis se desarrolla
de forma aerobia en la mayoría de los medios de cultivo y no fermenta la
lactosa. Hay estudios genéticos que han demostrado que Y. pestis
deriva de la Yersinia enterocolítica
. Es el agente etiológico de la peste, enfermedad que se considera
erradicada en España. Y. enterocolitica e Y. pseudotuberculosis
producen enfermedad con frecuencia en Europa, sobre todo en los
países del Norte de la misma. Esta predisposición regional se puede
explicar por: a) mayor sensibilidad de los clínicos y los microbiólogos
para su diagnóstico y b) mayor exposición a fuentes ambientales, sobre
todo a productos del cerdo Y. enterocolítica es una causa relativamente
infrecuente de diarrea, siendo algo más frecuente en los países
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
escandinavos. La infección por Y. pseudotuberculosis es la más rara de
las yersiniosis. La manifestación más frecuente es la adenitis
mesentérica. También se han descrito casos de eritema nodoso, que en
ocasiones se han presentado de forma epidémica
Los pacientes con septicemia por Y. enterocolitica deben recibir
antibioterapia, aunque la mortalidad es elevada a pesar del tratamiento
(50%).
b.5). Shigella:
Shigella spp. es responsable de la disentería bacilar. Se trata de un
cuadro muy similar al producido por las cepas enterohemorrágicas o
enteroinvasivas de E. coli. El origen de la infección se produce a través
de la contaminación de vegetales.
El diagnóstico se realiza a través del coprocultivo. El tratamiento se basa
en la rehidratación y tratamiento antibiótico, que estaría indicado en
todos los casos.
b.6). Citrobacter:
Los miembros del género Citrobacter se denominan así por su capacidad
para usar citrato como su única fuente de carbono.
Se diferencian por su capacidad para convertir el triptófano en indol,
fermentar la lactosa y utilizar malonato. C. freundii produce H2S de ahí
que pueda confundirse con Salmonella. El tracto urinario es el lugar de
origen más frecuente de los cultivos de Citrobacter, a menudo asociado a
un catéter insertado.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
Estas bacterias también pueden cultivarse a partir de las vías
respiratorias, un hallazgo que representa con más frecuencia
colonización que infección sintomática. Además, las cepas de Citrobacter
están implicadas en infecciones intraabdominales, infecciones de tejidos
blandos y osteomielitis. C. diversus ha provocado frecuentes brotes
nosocomiales de meningitis neonatal. Las cepas de C. freundii tienen
genes ampC inducibles que codifican la resistencia a la ampicilina y
cefalosporinas de primera generación.
c). Importancia de recuento de enterobacterias en alimentos:
c.1). Microorganismos indicadores
Los moluscos, puesto que son animales sésiles que se alimentan filtrando
el agua, concentran sus bacterias y virus y pueden convertirse en
vehiculizadores peligrosos de microorganismos patógenos entéricos. Su
peligrosidad es doble porque muchos se consumen crudos o ligeramente
cocidos.
Por ello la presencia de determinados microorganismos en los alimentos
en este caso las conchas negras se puede aprovechar como un indicador
potente sobre algunos aspectos fundamentales relacionados con los
mismos.
Este tipo de microorganismos recibe la denominación común de
microorganismos indicadores y su investigación y cuantificación nos puede
aportar información sobre la seguridad sanitaria del alimento, su grado de
alteración, su nivel de envejecimiento, la bondad de su proceso de
elaboración, de transporte, etc.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
c.2).Enterobacterias con significación clínica
Citrobacter freundii, Citrobacter Koseri
Enterobacter aerogenes, Enterobacter cloacae
Escherichia coli
Klebsiella pneumoniae, Klebsiella oxytoca
Morganella morganii
Proteus mirabilis
Salmonella entérica
Serratia marcescens
Shigella sonnei, Shigella flexneri
Yersinia pestis, Yersinia enterocolítica, Yersinia pseudotuberculo.
CONCHAS MARINAS
Una concha es la cobertura dura, rígida y exterior que poseen ciertos animales.
Solo se consideran conchas los exoesqueletos de los moluscos.
Las conchas tienen tres capas, aunque alguna de ellas puede desaparecer en
ciertos grupos de moluscos. La más interna es el nácar o endostraco. Es una
mezcla orgánica de capas de conquiolina (una escleroproteína) y cristales
de aragonito. La intermedia es el mesostraco, donde aparecen cristales
prismáticos de carbonato cálcico (CaCO3), en forma de aragonito o calcita.
Por último, el periostraco es una capa orgánica de conquiolina. A veces se dice
que las conchas contienen quitina, pero este es un material que no guarda
ninguna relación, ya que es un polisacárido. Solamente podría decirse que la
conquiolina se parece a la queratina, porque ambas son escleroproteínas.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
a). Conchas de Abanico:
IDENTIDAD TAXONOMICA
Familia : Pectinidae
Nombre Científico : Argopecten purpuratus (Lamarck, 1861)
Nombre común : concha de abanico
Nombre inglés : Scallop
Nombre FAO : Español: Ostión abanico
Inglés : Peruvian callico scallop
DISTRIBUCIÓN
Argopecten purpuratus se distribuye desde Paita, Perú (Alamo y
Valdivieso, 1987) hasta Valparaíso, Chile (Bore y Martínez, 1980), dentro
de bahías semi-protegidas con sustratos sedimentarios (Brand, 1991).
Verticalmente ocupa la zona infralitoral de fondos arenosos, areno-
pedregosos, areno-fangosos, con presencia de algas (Paredes et al,
1998; Valdivieso y Alarcón, 1985), en profundidades de 2 a 40m.
Los principales bancos naturales se ubican en la Bahía de Sechura, Isla
Lobos de Tierra, Bahía de Samanco, Bahía Los Chimus, Isla Santa, Isla
Blanca, Callao y Bahía Independencia.
ASPECTOS BIOLÓGICOS
Características de la especie Molusco bivalvo de la Familia Pectinidae
que presenta dos valvas comprimidas, articuladas dorsalmente, con 23 a
26 costillas radiales que delimitan surcos en los que se encuentran
estriaciones transversales.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
La cavidad del manto es espaciosa y presenta branquias grandes que
han adquirido la función de acumular alimento, además de la respiratoria.
Tiene un pie comprimido en forma de hacha y un músculo central que
sirve para cerrar las valvas con fuerza.
a.1). Importancia y características:
Las conchas de abanico son un producto conocido internacionalmente
como “Scallopos” (Peruvian Scallops) o Vieiras Concentradas bajo sus
distintos rubros (congeladas, frescas o refrigeradas y en conservas).
Las mismas se comercializan con un precio internacional, en nuestro
caso bajo el tipo de operación exportación, que varía entre 15 y 30
dólares por kilo y mayormente la modalidad de compra del cliente son
las de sellado al vacío. Sin embargo, las modalidades fluctúan según
los deseos del cliente.
Asimismo, la elección de las conchas de abanico como un producto a
exportar fue porque es un mercado en expansión debido a la
tendencia actual del consumo de productos hidrobiológicos a nivel
mundial. Esto se debe a la garantía que ofrecen en tanto salubridad y
sostenibilidad económica.
Por otro lado, contamos con una ventaja competitiva en cuanto al
cultivo de las mismas pues en nuestro país se da la posibilidad de
sembrar conchas de abanico durante todo el año, así como estar
salvos de épocas de veda. Esta última razón nos permite aprovechar
la demanda insatisfecha existente en el mercado internacional.
No obstante, dentro de sus bondades se encuentran: menor riesgo a
problemas del corazón, desarrollo del cerebro, tendencia a la baja en
la presión, mejora la función del riñón y contrarresta las inflamaciones.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
b). Conchas negras:
Anadara tuberculosa (Sowerbi, 1833) es un molusco bivalvo de la familia
Arcidae, subfamilia Anadarinae, que se distribuye ampliamente en las
Costas del Pacífico, desde la Laguna de Ballenas (Baja California),
Mazatlán (Sinaloa), Salina Cruz (Oaxaca), hasta llegar a Perú (Squires et
al. 1977).
Anadara tuberculosa es un organismo que alcanza una talla promedio de
62 mm de altura por 49 mm de longitud; es típico de la zona de mareas,
y alcanza su máxima densidad en las raíces de mangle. El intervalo de
temperaturas en las zonas donde se desarrolla se encuentra entre los
17° C y los 27°C y en mangles pantanosos desde los 20.5°C a 35°C. En
cuanto a la salinidad, los límites están entre los 30-40% para una
población de mangles localizados en el Mogote, de la Bahía de la Paz
Baja California Sur (Baqueiro et al. 1982).
En muchos grupos de vertebrados e invertebrados en los que se ha
estudiado el epitelio de los túbulos seminíferos se encuentra que éste
está compuesto de una población de células germinales en diferentes
fases de su desarrollo y de células de soporte usualmente denominadas
células de Sertoli. En el caso de Anadara tuberculosa los túbulos tienen
un curso irregular con células en diferentes estadios de la
espermatogénesis: espermatogonias, espermatocitos, espermátidas y
espermatozoides, los cuales se organizan conformando estructuras
piramidales en los túbulos (descritos con microscopia de luz por Ortiz y
Uría, 1998).
Por lo tanto en este trabajo se analiza por primera vez la ultraestructura
de las células germinales y se describen las principales diferencias entre
dichas células, así como la forma del acrosoma del espermatozoide, lo
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
cual puede contribuir a una mejor caracterización taxonómica de las
especies de ésta familia.
MEDIOS DE CULTIVO
Los medios de la familia Enterobacteriaceae crecen fácilmente en los
medios de cultivo.
Las muestras de materiales generalmente estériles, como el líquido
cefalorraquídeo o un tejido que se obtienen durante la cirugía, se pueden
inocular en medios de agar sangre no selectivos. Los medios selectivos
(p.ej., agar de Mac Conkey, agar eosina-azul de metileno [EMB]) se usan
para el cultivo de muestras que suelen estar contaminadas por otros
microorganismos (p. ej., esputo, heces) El uso de estos medios
selectivos diferenciales permite separar las enterobacterias que
fermentan la lactosa de las cepas que no la fermentan.
a). Medios no selectivos: agar sangre.
b): Medios selectivos-diferenciales: agar Mc Conkey, agar EMB.
Mc Conkey: colonias rosadas (fermentan lactosa), colonias
transparentes (no fermentan lactosa).
Agar EMB: colonias azules (fermentan lactosa), colonias
transparentes (no fermentan lactosa).
c): Medios altamente selectivos: SS agar, agar XLD, agar Hektoen entérico.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
METODOS DE ENSAYO PARA MARISCOS (MOLUSCOS BIVALVOS)
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICOS
Transporte de la muestra
• Se llevan las muestras de bivalvos al laboratorio lo más rápido posible. Se
transportan en un recipiente frío o con bolsas o almohadillas congeladas para
mantener la temperatura a ± 4°C. Se procura que las muestras no toquen las
bolsas o almohadillas congeladas.
• Se procura que el tiempo transcurrido entre la toma de la muestra y el comienzo
del análisis no debe superar las 24 horas Se mantiene a 4°C durante este período
y no se congela la muestra.
Preparación de la muestra.
• Se usan guantes durante la preparación de la muestra.
• Se descarte cualquier marisco abierto o dañado
• Se selecciona al menos 15 ejemplares de mariscos grandes o el doble de los
pequeños.
• Se raspan las valvas bajo el chorro de agua potable del grifo
• Se secan con papel toalla
• Se abren las valvas con un cuchillo o cuchara abrevalvas estéril (flameado y
enfriado)
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• Se inserte el cuchillo entre las dos valvas hacia la charnela del marisco. Se
empuje el cuchillo hacía el interior y abra la valva superior hacia fuera, dejando
que el líquido intervalvar drene a un recipiente estéril pesado, bolsa o matraz.
• Se pasa el filo a través del músculo separando los ligamentos que lo atan a la
valva.
Se retire la concha superior y se raspa el músculo vaciando el contenido en el
recipiente, bolsa o matraz. Se repita la operación con los ejemplares
seleccionados.
Homogenización y dilución usando el homogenizador o licuadora.
• Se pesa 50g del alimento en un vaso de licuadora estéril de alta velocidad y se
añade 450 ml de agua para dilución estabilizada con fosfato de Butterfield y se
mezcla durante 2 minutos.
• O en su defecto se pesa el matraz que contiene el músculo y líquido tisular y se
resta el peso del matraz para obtener el peso de la muestra. Se agrega el líquido
de dilución estéril a razón de 2 partes por peso. Se transfiere al recipiente del
homogenizador y se somete a alta velocidad (12000 rev/min) durante 60 segundos
ó a 4 sesiones de velocidad de 15 segundos de intervalo. Se deja reposar 30
segundos y se transfiere 30 ml del homogenizado a 70 ml del líquido de dilución
estéril. Esto constituye la dilución 10-1 (1 en 10).
• Se prepara la siguiente dilución 10-2 (1 en 100) añadiendo 10 ml de la primera
dilución en 90 ml del líquido de dilución. Si se espera que los niveles del
microorganismo sean altos, se preparan entonces las diluciones 10-3 y 10-4 de la
misma forma. Se guarda el remanente a 4°C.
* Homogenización y dilución Usando el “Stomacher” (optativo)
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RECUENTO DE E. COLI y COLIFORMES FECALES
Determinación del NMP de E. coli /Coliformes en mariscos con medio EC-Mug
Referencia
Manual de Análisis Bacteriológico del FDA, USA. 2001
Materiales
• Medio de cultivo Caldo EC- Mug
Procedimiento
Prueba presuntiva para Coliformes
• Se procede como en el acápite “homogenización de la muestra”
• Se preparan diluciones decimales con 90 mL de agua para dilución más 10 ml
del homogenizado, se procede del mismo modo para las siguientes diluciones; el
número de diluciones a ser preparadas dependerá de la densidad de coliformes.
Se agitan todas las suspensiones 25 veces en un arco de 30 cm por 7s. Se utilizan
pipetas apropiadas para no verter < 10% del volumen real. Se transfiere porciones
de 1ml a cinco tubos de caldo lauril triptosa por cada dilución consecutiva; se
sostiene la pipeta en un ángulo de manera que su lado inferior descanse contra el
tubo y se deja desaguar de 2-3 s. Se procura no pasar más de 15 min. desde el
momento en que se licua la muestra.
• Se incuban los tubos 48±3h a 35 °C, al cabo de este tiempo se examina la
producción de gas, es decir el desplazamiento del medio en los tubos de Durham
ó efervescencia cuando los tubos son agitados suavemente.
•Se transfiere una asada de cada uno de estos tubos a uno de caldo EC- MUG y
se incuba 48± 2h a 45.5 ± 0.2 °C. Se siembra a la vez controles positivos con una
cepa de colección (ATCC) de E. coli y como control negativo una cepa de
colección de Klebsiella pneumoniae y un tubo de caldo EC - MUG sin inocular
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como control del medio. Se verifica la producción de gas a las 24 ±2h; si el
resultado es negativo, se examina nuevamente a las 48 ±2h.
• Se determina la fluorescencia con una lámpara UV de onda larga en una cámara
oscura, a una distancia de 5 a 10 mm de los tubos de EC – MUG. Se usan los
tubos de caldo EC – MUG de control como referencia para determinar la
fluorescencia positiva o negativa de los tubos.
Cálculo del NMP
• Se obtiene el cálculo de E. coli ubicando en las tablas de Número Más Probable,
el código obtenido por el número de tubos positivos de las tres diluciones de
cultivos en caldo EC – MUG que presentan fluorescencia bajo irradiación UV.
* Nota: Este método usando el caldo EC sin el reactivo cromogénico Mug se usa
también para determinar Coliformes fecales incubando a 45±0.2°C
ANÁLISIS DE E. COLI (Método alternativo)
Referencia:
• Método Estándar del NMP con 5 tubos recomendado para el cumplimiento de la
Directiva 91/492/CEE. (Publicado en Communicable Diseases and Public Health,
Vol 1, N°3 Setiembre 1998, Revista del Laboratorio de Salud Pública de Colindale,
Londres)
Materiales
Se utilizan los siguientes medios:
• Caldo Glutamato con Minerales Modificado (CGMM), por ejemplo el medio base
preparado por Oxoid CM607 con Glutamato Sódico 1124 u otra preparación
equivalente de otra marca. Este medio es preparado en forma simple o a doble
concentración y distribuido en tubos o frascos a razón de 10 ml.
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• Simple concentración: Se disuelve 2,5 g de cloruro de amonio en 1 L de agua
destilada. Se añade 11,4 g del medio base de minerales modificado y 6,4 g de
glutamato sódico.
• Doble concentración: Se disuelve 5 g de cloruro de amonio en 1 L de agua
destilada.
Añadir 22,7 g del medio base de minerales modificado y 12,7 g de glutamato
sódico.
• Se mezcla hasta disolver completamente. Se ajusta el pH a 6,7 después de
esterilizar.
Se distribuye en 10 ml. Se esteriliza al autoclave 10 minutos a 116 °C.
• Medios alternativos: Agar 5-bromo-4-cloro-3-indolil-ß-D-glucurónido (BCIG); Agar
Bilis Triptona (TBX) con 75mg /l del reactivo anterior (ej. Oxoid CM 945); Lab M
LAB 162 (Agar Triptona Bilis Glucurónido)
Cepas control:
NCTC 9001 Escherichia coli (ß-glucuronidasa positiva)
NCTC 9528 Klebsiella aerogenes (ß-glucuronidasa negativa)
Procedimiento:
Primera etapa:
Inoculación:
• Se Inocula 10 ml de la primera dilución 10-1 a cada uno de los 5 tubos que
contienen 10 ml del medio CGMM a doble concentración. Cada tubo contiene el
equivalente a 1 g de tejido.
• Se inocula 1 ml de la primera dilución 10-1 a cada uno de los 5 tubos que
contienen 10 ml del medio CGMM a simple concentración. Cada tubo contiene el
equivalente a 0,1 g de tejido.
• Se inocula 1 ml de la dilución 10-2 a cada uno de los 5 tubos que contienen 10
ml del medio CGMM a simple concentración. Cada tubo contiene el equivalente a
0,01 g de tejido.
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• Si se han preparado más diluciones se inocula 1ml de cada dilución en cada
serie correspondiente de 5 tubos conteniendo 10 ml de medio a simple
concentración.
Incubación:
• Se incuban los tubos inoculados a 37°C durante 24±2 horas
• Al final del período de incubación, examine los tubos para apreciar la presencia
de acidez, que se nota por una coloración amarilla del medio. Note que la
presencia de cualquier cantidad de ácido se considera como resultado positivo. La
ausencia de ácido se considera como resultado negativo para E. coli.
Segunda etapa
• Al momento de la detección se repica todos los tubos que muestren acidez sobre
la superficie del Agar BCIG en forma estriada en cinco secciones hasta el
agotamiento para obtener colonias bien aisladas. No se refrigeran los tubos antes
del subcultivo o estriado.
• Se incuban las placas a 44°C±1 por 20-24 horas.
• Se examinan las placas para ver colonias verdiazules que significa una actividad
glucuronid ásica. Los tubos de CGMM que muestran crecimiento de estas colonia
se considera que contienen E. coli. La ausencia de colonias verdiazules denota un
resultado negativo para E.coli.
Cálculo de E. coli
• Después de terminar la segunda etapa de la prueba se determina el número de
tubos con CGMM positivos para E.coli. Se consulta el número más probable de la
tabla respectivo al rango de diluciones utilizadas. Se reportan los resultados como
el número de E. coli por 100 g de marisco.
• Si la combinación de tubos positivos obtenida no se encuentra en la tabla del
NMP respectiva se reporta la prueba como nula o se repite la prueba con el
homogenizado remanente guardado a 4°C.
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ANÁLISIS DE SALMONELLA
Generalidades:
• Los métodos que se aplican para el análisis de mariscos son solo para los
productos que se destinan al consumo humano directo, pero no son utilizados
para la clasificación de áreas de recolección o cultivo de mariscos.
• El siguiente método es válido para el aislamiento de los numerosos serotipos de
Salmonella pero no para Salmonella Typhi, para el cual se utiliza otro método más
adecuado.
Materiales
Medios de cultivo:
• Agua Peptonada Tamponada (APT) (ej, Oxoid CM 509 o equivalente)
• Caldo Peptonado Rappaport Vassiliadis Soya (RVS) (ej. Oxoid CM 866 o
equivalente)
• Agar XLD (ej. Oxoid CM 469 o equivalente)
• Agar Verde Brillante (BGA) (ej. Oxoid CM 329 modificado o equivalente)
Preparación de la muestra
• Se sigue el procedimiento del método para E. coli anterior.
Procedimiento:
Homogenización y pre-enriquecimiento
• Con homogenizador o licuadora. Se pesa una cantidad separada de 25 g en un
matraz estéril. Se añade 50 ml procedente de un volumen medido de 225 ml de
Agua Peptonada Tamponada y se homogeniza a alta velocidad por un total de 60
segundos (ver método de E.coli). Se agrega el restante del APT y se mezcla bien.
Se incuba a 37°C±1 por 18-24 h.
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Con el Stomacher (optativo): Se retira 25 g del homogenizado (preparado como en
el Método para E. coli anterior) y se mezcla con 225 ml de Agua Peptonada
Tamponada (APT) en un recipiente o matraz de 250 ml. Se incuba a 37°C±1
durante 18-24 horas.
Enriquecimiento Selectivo
• Se transfiere 0,1 ml de los tubos incubados con APT a 10 ml de Caldo Peptona
Rappaport Vassiliadis Soya (RVS). Se incuba a 41-42°C por 48±2 h.
Subcultivo
• Se vuelve a cultivar el caldo RVS después de 18 a 24 horas y de nuevo después
de 48 h. Con un asa de metal de 2-3 mm de diámetro se repica sobre placas de
Agar XLD y Agar Verde Brillante (BGA) hasta el agotamiento para obtener
colonias aisladas. Se incuban ambas placas a 37°C±1 por 18-24 h. Al final de la
incubación se examinan las colonias de las placas sospechosas de Salmonella y
se continúa con las pruebas bioquímicas y serológicas.
METODO PARA SALMONELLA TYPHI
Materiales:
Medios de Cultivo:
• Agua Peptonada Tamponada (APT) (ej. Oxoid CM 509
• Caldo Selenito F (ej. Oxoid CM 399 con biselenito sódico L 121 para alcanzar
0,4% de concentración.
• Agar Citrato Desoxicolato modificado por Inés (ej. Oxoid CM 227, Lab M LAB65)
• Agar Sulfito Bismuto (ej. Lab M LAB13A y LAB13B)
Preparación de la muestra:
Homogenización y Pre-enriquecimiento
• Como en la anterior
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Enriquecimiento Selectivo
• Se transfiere 10 ml del cultivo en APT a 100 ml de Caldo Selenito F. Se incuba a
37°C±1 por 24±2 h.
Subcultivo
• Al final del período de incubación, se repica el cultivo en Selenito al Agar Citrato
Desoxicolato (DCA) y al Agar Bismuto Selenito. Se utiliza un asa de metal de 2- 3
mm de diámetro para estriar hasta el agotamiento para obtener colonias aisladas.
• Se incuban las placas a 37°C por 18 a 24 h. Se examinan las placas para ubicar
las colonias sospechosas de Salmonella. Se incuban de nuevo las placas por 24 h
más (48±2 h en total) y se examinan de nuevo al fin de la incubación.
• Se comprueban las colonias por medio de pruebas bioquímicas y serológicas.
ANÁLISIS DE VIBRIONES
Referencia:
• Manual de Análisis Bacteriológico del FDA, USA. 2001
Materiales:
Medio de cultivo Agar Tiosulfato Citrato Bilis Sacarosa (TCBS).
Procedimiento:
• Se pesa 30 g de tejido entero del bivalvo y se homogeniza con 200 mL de agua
peptonada alcalina (APA) a doble concentración, se homogeniza e incuba a 36 °C
por 6-18 horas.
• Se retiran los frascos de la incubadora con cuidado, evitando mover demasiado
el caldo; se toma con un asa de siembra una asada de la película superficial
formada por el crecimiento bacteriano y se estría en placas con agar Tiosulfato
Citrato Bilis Sacarosa (TCBS). Se incuba a 36°C por 18-20 horas.
• Se observan las colonias de color amarillo o del color del medio (verdes) y se repican en tubos con agar triptona soya (TSA) inclinado, para realizar luego las pruebas bioquímicas respectivas.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
ANÁLISIS BIOQUIMICOS
Para obtener identificar las especies de enterobacterias presentes en conchas
negras y conchas de abanico, es necesario interpretar los resultados.
Se sigue el siguiente esquemai para realizar el procedimiento:
Además. El laboratorio regional de referencia de Salud – Región de Salud – Piura.
Tiene resultados específicos para identificación de enterobacterias usando Agar
TSI y LIA.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
REACCIONES ESPECÍFICAS PARA ESPECIES DE ENTEROBACTERIAS:
a). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR Shiguella sp
a.1). TSI: K/A
Alcalina (rojo) en la superficie inclinada.
Ácida (amarillo) en el fondo.
Sin producción de SH2 (sin ennegrecimiento del fondo del tubo) y sin
producción de gas.
a.2). LIA: K/A
Alcalina (color púrpura) en la superficie inclinada.
Ácida (amarillo) en el fondo.
Sin Producción de SH2 (ennegrecimiento del fondo del tubo).
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
a.3). UREA:
No son capaces de utilizar urea. El medio urea contiene un indicador de pH
que varia a color rosa fuerte cuando la reacción es positiva.
La reacción debe ser negativa: urea (-).
Permanece el mismo color que antes de la incubación.
a.4). SIM: Shiguella sp no tiene movilidad en este agar.
a.5). CITRATO: Shiguella sp es Citrato negativo
b). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR E. coli
b.1). Resultados para TSI: A/A o K/A: Glucosa y lactosa y/o sacarosa
fermentadas.
Puede producirse SH2 o no.
Puede haber presencia de gas o no.
b.2). Resultados para LIA: K/A o K/K, sin producción de ácido. Sulfhídrico.
- Prueba citrato ( - ) Escherichia Coli
- INDOL(+) Escherichia coli
- Caldo urea negativo.
- Si presenta motilidad en agar SIM
c). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR Salmonella sp
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
c.1). TSI: K/A: Glucosa y lactosa y/o sacarosa fermentadas.
Puede haber presencia de gas o no.
Con producción de SH2.
c.2). LIA: K/K con producción de SH2.
c.3). UREA: Caldo urea negativo.
c.4).Presenta movilidad en agar SIM.
c.5). Citrato de Simmons +/ -
3.2. Bases Teóricas
1. Bacterias entéricas indicadoras: Escherichia coli, coliformes y
Enterobacteriaceae
E.coli tiene como hábitat natural el tracto intestinal de hombre y animales =
indicador de contaminación fecal E. coli es el indicador clásico de la posible
presencia de patógenos entéricos en el agua, en los moluscos, en los
productos lácteos y en otros alimentos crudos.
Una práctica común es utilizar las pruebas para coliformes, que incluyen E.
coli, en los ensayos de “screening” o preliminares. Si de estas pruebas
iniciales se deduce la posibilidad de contaminación fecal, los coliformes y
otras Enterobacteriaceae se someten a posteriores estudios para
determinar si entre ellos está presente E. coli.
El término habitual “coliformes” comprende E. coli y diversas especies
pertenecientes a otros géneros de la familia Enterobacteriaceae
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
fermentadores de la lactosa con producción de gas a 31-37ºC. Pueden ser
o no fecales.
Los “coliformes fecales” incluyen un grupo de microorganismos
seleccionados por incubación de los inóculos procedentes de un caldo de
enriquecimiento de coliformes a temperaturas superiores a las normales
(44-45ºC), dependiendo del método.
Tales cultivos de enriquecimiento contienen por lo general un alto
porcentaje de E. coli y son, por ello, muy indicativos de una probable
contaminación de origen fecal del alimento.
Hay laboratorios que prefieren determinar la familia entera de las
Enterobacteriaceae (es decir, todos los tipos lactosa+ y lactosa -) por las
siguientes razones:
a) El recuento de coliformes puede incluir toda una serie de bacterias
diferentes, según la muestra, el medio, la temperatura de incubación y los
criterios utilizados para la lectura. Esta variabilidad puede ser la causa de
discrepancias entre los datos obtenidos en laboratorios diferentes.
b) Una prueba sólo para las bacterias lactosa positivas puede llevar a
resultados falsamente seguros en los casos en los que predominan las
lactosa negativas (ej salmonella).
c) Salmonella puede ser en los alimentos, más resistente frente a las
influencias desfavorables que E. coli y otros coliformes. De nuevo, la
ausencia de estos últimos microorganismos puede llevar a conclusiones de
seguridad falsas.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
1.1Función como microorganismo índice
E. coli es el único microorganismo índice válido en el análisis de los
alimentos vegetales frescos. En los alimentos frescos o naturales de origen
animal, la mayor parte de las Enterobacteriaceae proceden de
contaminaciones de origen fecal y su presencia en gran número puede
indicar una manipulación no higiénica y/o un almacenamiento inadecuado.
1.2 Función como microorganismo indicador
En los alimentos que han recibido un tratamiento para garantizar su sanidad,
la presencia de niveles considerables de Enterobacteriaceae o de coliformes
considerables de Enterobacteriaceae o de coliformes indica:
1.2.1). Tratamiento inadecuado y/o contaminación posterior al tratamiento,
más frecuentemente a partir de materias primas, equipos sucios o
manejo no higiénico.
1.2.2). Multiplicación microbiana que pudiera haber permitido el
crecimiento de toda la serie de microorganismos patógenos y
toxigénicos.
3.3. Definición de Términos
Conchas negras: Es un molusco perteneciente a los bivalvos, son
animales filtradores que viven en los mares enterrados en la arena o
sujetos a las rocas.
Moluscos: Forman uno de los grandes filos del reino animal. Son
invertebrados protóstomos celomados, triblásticos con simetría bilateral
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
(aunque algunos pueden tener una asimetría secundaria) y no
segmentados, de cuerpo blando, desnudo o protegido por una concha.
Los moluscos son una importante fuente de alimentación para la
especie humana.
Enterobacteriaceae: Las enterobacteriáceas (Enterobacteriaceae) son
una familia de bacterias Gram negativas que contiene más de 30
géneros y más de 100 especies que pueden tener morfología de
bacilos o cocos.
Conchas Blancas: Ella se caracteriza por ser un molusco filtrador de 2
valvas (es decir, dos placas). Su especie, conocida como Argopecten
Purpuratus, habita en zonas costeras, entre profundidades que van
entre los 5 metros hasta los 30 metros y bajo las temperaturas que
varían entre los 13° y 28°C.
Septicemia: Es una infección grave y potencialmente mortal que
empeora en forma muy rápida y que puede surgir de infecciones en
todo el cuerpo, entre ellas, infecciones en los pulmones, el abdomen y
las vías urinarias.
Eritema nodoso: Es un trastorno inflamatorio que consiste en
protuberancias (nódulos) rojas y sensibles bajo la piel.
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
4. DEFINICION DE LAS POBLACIONES DE ESTUDIO
4.1 Características Generales:
4.1.1 Criterios de Inclusión:
Conchas negras y conchas de abanico adquiridas en el
Terminal pesquero de Piura.
Diferentes especies de enterobacterias.
4.1.2 Criterios de Exclusión:
Conchas negras y de abanico que no sean adquiridas en
el Terminal pesquero de Piura.
Bacterias distintas (que no sean enterobacterias).
4.2 Ubicación Temporo – Espacial:
El estudio se va a realizar durante el periodo de Octubre – Diciembre
del 2012 en el Terminal pesquero de Piura.
5 METODOLOGIA
5.1Tipo de Investigación:
Tipo de estudio: Científico
Por intervención del investigador: Experimental
Según diseño de análisis de los resultados: Descriptivo - comparativo.
Según la temporalidad: Prospectivo
5.2Universo:
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
Conchas negras y de abanico procedentes de diversos lugares de la
Región llegadas al terminal pesquero de Piura.
5.3Población:
Conchas negras (25) y de abanico (25) adquiridas en el terminal
pesquero de Piura.
5.4Tamaño y selección de la muestra:
Tamaño de muestra: 12 conchas negras y 12 conchas de abanico.
Selección de la muestra: Mediante números aleatorios.
6. OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES Y ESCALAS DE MEDICIÓN
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
VARIABLE DEFINICIÓN CONCEPTUAL
DEFINICIÓN OPERACIONAL INDICADOR
TIPO DE VARIABLE
ESCALA DE
MEDICIÓN
VALORES FINALES
Enterobacterias
Conchas negras
Conchas de abanico
Bacilos grannegativos, es el grupos de mayor
especie, son anaerobios facultativos,
generalmente catalasa (+) y oxidasa
(-).
Molusco bivalvo de la familia Arcidae, es un
organismo que alcanza una talla
promedio de 62 mm de altura por 49 mm
de longitud.
Especie Molusco bivalvo de la Familia
Pectinidae que presenta dos valvas
comprimidas, articuladas
dorsalmente, con 23 a 26 costillas radiales que
delimitan surcos en los que se encuentran estriaciones
transversales.
Diferentes especies de
enterobacterias a encontrarse
en conchas negras y
conchas de abanico.
Conchas obtenidas del
terminal pesquero de
Piura.
Conchas obtenidas del
terminal pesquero
1. Ausencia2. Presencia(cantidad)
1. Buen estado
2. Tamaño promedio
1. Buen estado
2. Tamaño promedio
CuantitativaCualitativa
Cualitativa
Cualitativa
NMP (Número
más probable).
- Buen estado
- Tamaño
- Buen estado
- Tamaño
1
2
1
2
1
2
7. RESULTADOS
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
8. DISCUSIÓN
9. CONCLUSIONES
10.RECOMENDACIONES
11.ANEXOS
12.REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.
- Enterobacterias. Revisado el 15/10/12. Disponible online en:
[http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/pdf/Enterobacterias_Med
icine2010.pdf]
- Conchas de abanico. Revisado el 15/10/12. Disponible online en:[
http://conchasdeabanico.blogspot.com/]
- MURRAY y otros (2009). Microbiología médica. Editorial Elsevier.
Barcelona. 6ta Ed.
- Test bioquímicos. Revisado el 15/10/12. Disponible en:
[http://microbiology.free.fr/Presentations/Biochemicaltests.pdf]
- BROOKS, CARROLL, BUTEL, MORSE. (20004). Microbiología médica.
Editorial El manual moderno. México. 24º Ed.
i
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