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Ecofisiología de la vainilla Vanilla planifolia Andrews

Maria Claudia Díez Gómez

Universidad Nacional de Colombia

Facultad de Ciencias Agrarias

Medellín, 2014

Ecofisiología de la vainilla Vanilla planifolia Andrews

Maria Claudia Díez Gómez

Tesis presentada como requisito parcial para optar al título de:

Doctor en Ciencias Agrarias

Director:

Ph.D. Nelson Walter Osorio Vega

Línea de Investigación:

Fisiología Vegetal

Grupo de Investigación:

Ecología y Silvicultura de Especies Forestales Tropicales

Universidad Nacional de Colombia – Sede Medellín

Facultad de Ciencias Agrarias

Medellín, 2014

Ilustración de Vanilla planifolia en el códice

florentino de la Cruz, primer tratado que

describe las propiedades curativas de las

plantas americanas, escrito por el médico

indígena Martín de la Cruz., en 1552.

http://es.wikipedia.org/wiki/Plantas

http://es.wikipedia.org/wiki/Mart%C3%ADn_de_la_Cruz

Agradecimientos

A todos los profesores y estudiantes que participaron en los proyectos de investigación sobre vainilla, y se involucraron en el conocimiento de esta fantástica planta.

Al Minsiterio de Agricultura y Desarrollo Rural, a COLCIENCIAS, y a la Universidad Nacional de Colombia, especialmente al Departamento de Ciencias Forestales y al Posgrado en Ciencias Agrarias.

Ilustración de la especie Vanilla planifolia en la región de

Mariquita (Huila, Colombia) realizada en 1783.

Archivo del Real Jardín Botánico, Madrid , CSIC. Lám 536

Contenido

Pág.

Introducción general ..................................................................................................... 13

Referencias .................................................................................................................... 16

1. La vainilla: un importante producto forestal no maderable originario de América tropical ............................................................................................................ 21

1.1 La vainilla como saborizante y aromatizante .................................................. 22 1.2 Historia de la utilización y el cultivo de la vainilla ........................................... 24 1.3 Requerimientos del cultivo ............................................................................. 27 1.4 Anotaciones finales ........................................................................................ 34 Agradecimientos ...................................................................................................... 34 Referencias .............................................................................................................. 35

2. Efectos de la intensidad lumínica sobre la morfología y la fotosíntesis de la planta CAM Vanilla planifolia Andrews ........................................................................ 47

2.1 Resumen ....................................................................................................... 47 Abstract ......................................................................................................... 48 2.2 Introducción ................................................................................................... 49 2.3 Materiales y métodos ..................................................................................... 51

2.3.1 Sitio experimental ................................................................................ 51 2.3.2 Plantas de vainilla ............................................................................... 51 2.3.3 Tratamientos de iluminación ................................................................ 52 2.3.4 Variables evaluadas ............................................................................ 52

2.4 Resultados ..................................................................................................... 54 2.4.1 Intercambio de CO2 ............................................................................. 54 2.4.2 Acumulación nocturna de ácidos ......................................................... 57 2.4.3 Parámetros biométricos ......................... ¡Error! Marcador no definido. 2.4.4 Fluorescencia de la clorofila ................................................................ 59 2.4.5 Contenido foliar de pigmentos fotosintéticos ....................................... 60

2.5 Discusión ....................................................................................................... 61 2.6 Conclusiones ................................................................................................. 66 Agradecimientos ...................................................................................................... 66 Referencias .............................................................................................................. 66

3. Respuestas fisiológicas a la sequía de la planta CAM Vanilla planifolia Andrews ......................................................................................................................... 73

3.1 Resumen ....................................................................................................... 73 Abstract ......................................................................................................... 74

10 Ecofisiología de la Vainilla. Vanilla planifolia Andrews.

3.2 Introducción ................................................................................................... 75 3.3 Materiales y métodos .................................................................................... 77

3.3.1 Desarrollo del experimento ................................................................. 77 3.3.2 Estado de humedad de las plantas ..................................................... 78 3.3.3 Intercambio de CO2 ............................................................................ 79 3.3.4 Fluorescencia de la clorofila ................................................................ 79 3.3.5 Acumulación nocturna de ácidos ........................................................ 79 3.3.6 Diseño experimental y análisis estadístico .......................................... 80

3.4 Resultados .................................................................................................... 80 3.4.1 Estado de humedad de las plantas ..................................................... 80 3.4.2 Fluorescencia de la clorofila ................................................................ 81 3.4.3 Acumulación nocturna de ácidos ........................................................ 81 3.4.4 Intercambio de CO2 ............................................................................ 83

3.5 Discusión ....................................................................................................... 83 3.6 Conclusiones ................................................................................................. 87 Agradecimientos ...................................................................................................... 88 Referencias .............................................................................................................. 88

4. Efectos del sustrato y la aplicación de fertilizantes e inoculantes sobre el desarrollo inicial de plantas de vainilla (Vanilla planifolia Andrews) ........................ 97

4.1 Resumen ....................................................................................................... 97 Abstract ......................................................................................................... 98 4.2 Introducción ................................................................................................... 99 4.3 Materiales y métodos .................................................................................. 100

4.3.1 Sitio experimental ............................................................................. 100 4.3.2 Aplicación de tratamientos ................................................................ 101 4.3.3 Variables evaluadas ......................................................................... 103 4.3.4 Diseño experimental y análisis estadístico ........................................ 104

4.4 Resultados .................................................................................................. 106 4.4.1 Efecto de los tratamientos sobre la biomasa, la longitud del tallo, la concentración foliar de nutrientes y la sobrevivencia ...................................... 106 4.4.2 Relación entre las variables .............................................................. 111

4.5 Discusión ..................................................................................................... 112 4.6 Conclusiones ............................................................................................... 115 Agradecimientos .................................................................................................... 116 Referencias ............................................................................................................ 116

5. Efecto de la aplicación de fertilizantes sobre la floración y fructificación de vainilla ......................................................................................................................... 123

5.1 Resumen ..................................................................................................... 123 Abstract ....................................................................................................... 124 5.2 Introducción ................................................................................................. 124 5.3 Materiales y métodos .................................................................................. 126

5.3.1 Especie en estudio ........................................................................... 126 5.3.2 Establecimiento del ensayo .............................................................. 127 5.3.3 Variables evaluadas ......................................................................... 128 5.3.4 Análisis foliar .................................................................................... 129 5.3.5 Análisis de los datos ......................................................................... 129

5.4 Resultados .................................................................................................. 130 5.4.1 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre los parámetros de floración y fructificación ................................................................................... 130

Introducción. 11

5.4.2 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre parámetros productividad del cultivo .................................................................................. 133 5.4.3 Contenido foliar de nutrientes ............................................................ 135

5.5 Discusión ..................................................................................................... 138 5.5.1 Parámetros de floración, fructificación y productividad del cultivo ..... 138 5.5.2 Contenido foliar de nutrientes ............................................................ 142

5.6 Conclusiones ............................................................................................... 144 Agradecimientos .................................................................................................... 145 Referencias ............................................................................................................ 146

Resumen y conclusiones generales .......................................................................... 153

Introducción general

Una de las expectativas de la producción agraria en la zona tropical, es generar cultivos

que brinden alternativas de ingresos monetarios para los pobladores en regiones

apartadas, lo cual disminuye la presión sobre el bosque natural (Deininger y Lavadenz,

2004), y pueden así ser aliados importantes para su conservación. En Colombia, los

cultivos perennes son los más indicados para una gran proporción del territorio, pues su

relieve y suelos requieren protección con cobertura vegetal forestal (IGAC, 2014) que

contribuya a reducir la erosión, a mantener los ciclos hidrológicos y biogeoquímicos y a

preservar la biodiversidad local (Somarriba et al., 2012).

Una opción para este tipo de sistemas es el cultivo de vainilla (Vanilla planifolia Andrews)

bajo árboles tutores plantados, o bosques secundarios, los cuales se regeneran

profusamente en todas las regiones del país (Olarte et al., 2009). Aunque la vainilla es un

cultivo nuevo sobre el cual se han generado muchas expectativas por los precios que

pueden alcanzar los frutos curados y los productos que se extraen de ellos (Havkin-Frenkel

et al., 2011), también hay mucha incertidumbre sobre su manejo y sus requerimientos eco-

fisiológicos; una gran amenaza es la alta vulnerabilidad a peligros ambientales como el

cambio climático y la emergencia de plagas y enfermedades, debido a la homogeneidad

genética de las plantas que se propagan por esquejes (Hernández-Hernández y Lubinsky,

2011). De hecho, en varios países donde se cultiva, aparecen periódicamente brotes de

enfermedades causadas por hongos y virus que destruyen áreas extensas (Hernández-

Hernández, 2011; Tombe y Liew, 2011; Bhai et al., 2008). En este aspecto, Colombia

podría tener una ventaja competitiva debido a la diversidad genética del género Vanilla en

nuestro territorio, que incluye unas 15 especies (Escobar, 1991; Ordoñez et al., 2011;

Molineros et al., 2013; Molineros et al., 2014) con propiedades individuales que son de

interés para el mejoramiento genético de la vainilla cultivada principalmente resistencia a

enfermedades, pero también tolerancia a períodos de sequía, mayor producción de frutos,


alto contenido de vainillina y presencia de otros metabolitos aromáticos o medicinales (Bory

et al., 2008; Maruenda et al., 2013), entre otros.

Adicionalmente, a pesar de que esta planta se está cultivando desde hace muchos años

en diversos países (Hernández-Hernández, 2011; Varela, 2011; Kahane et al., 2008,

Sarma et al., 2011; Exley, 2011; Zaubin et al., 2011; Bianchessi, 2004), no se conocen sus

requerimientos nutricionales y se ha desarrollado poca investigación científica que

profundice sobre aspectos básicos de su ecofisiología, lo cual podría conducir al aumento

de la productividad del cultivo. Por esto, el reto de los investigadores y productores de

vainilla en Colombia es desarrollar las técnicas de cultivo adecuadas para una planta con

una historia de vida compleja y fascinante.

La vainilla es una orquídea del bosque tropical, de hábito hemi-epífito que se sostiene con

raíces aéreas sobre el tronco de los árboles tutores en ambientes sombreados hasta llegar

al dosel (Fouché y Jouve, 1999). La planta ancla sus raíces sobre materiales orgánicos en

descomposición y forma simbiosis micorrícicas e interacciones con otros microrganismos

del sustrato (Ordoñez et al., 2012; Alvarez et al., 2014). Además, realiza fotosíntesis

mediante el metabolismo ácido de las Crassulaceas (Nelson y Sage, 2008), y como las

otras orquídeas, tiene una biología reproductiva y una dinámica de crecimiento complejas

(Lubinski, 2006).

En este contexto, el grupo de investigación “Ecología y Silvicultura de Especies Forestales

Tropicales” de la Universidad Nacional de Colombia - sede Medellín, ha desarrollado

investigación sobre aspectos fundamentales de esta planta a través de la ejecución de los

proyectos de investigación “Manejo integral de la nutrición del cultivo de vainilla” y

“Ecofisiología del cultivo de vainilla”, financiados principalmente por COLCIENCIAS, el

Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural y la propia Universidad, en el marco de los

cuales se realizaron los estudios que conforman este trabajo.

El objetivo general de este trabajo fue evaluar los efectos de los factores ambientales

iluminación relativa, agua y elementos nutritivos, sobre la fotosíntesis, el desarrollo

vegetativo y la reproducción de Vanilla planifolia, con los siguientes objetivos específicos:

Introducción. 15

Evaluar los efectos de la intensidad lumínica sobre la morfología y la fotosíntesis

de la vainilla.

Evaluar las respuestas fisiológicas a la sequía de plantas de vainilla.

Evaluar los efectos del sustrato y la aplicación de fertilizantes e inoculantes sobre

el desarrollo inicial de plantas de vainilla.

.Evaluar el efecto de la aplicación de fertilizantes sobre la floración y fructificación

de la vainilla.

Este documento consta de cinco capítulos organizados como artículos independientes y

totalmente auto contenidos. En el Capítulo 1 se hace una revisión de literatura sobre

diferentes aspectos de la vainilla, que va desde la ecología de la planta y su cultivo, hasta

los productos y su comercialización; se busca dar un panorama general de una especie

que es poco conocida en Colombia, donde todavía es muy incipiente su cultivo, y de esta

manera familiarizar al lector con temas sobre los cuales se profundizará en los cuatro

capítulos siguientes. Los otros cuatro capítulos reportan la investigación propiamente dicha

que corresponden a los objetivos específicos planteados; así, los Capítulos 2 y 3

profundizan sobre la fotosíntesis CAM de la vainilla, enfocados a evaluar el efecto de

factores ambientales (luz y disponibilidad de agua) sobre la asimilación de CO2 y el

crecimiento de las plantas en la fase inicial de establecimiento, el cual corresponde al

crecimiento vegetativo. Estos dos factores ambientales, que son susceptibles de manejo,

inciden directamente sobre el desarrollo de las plantas. Los capítulos 4 y 5 tratan sobre

aspectos relacionados con la nutrición de las plantas de vainilla. El Capítulo 4 evalúa el

efecto de la aplicación de fertilizantes e inoculantes en dos sustratos, sobre el crecimiento

inicial del cultivo. Y finalmente, el Capítulo 5 evalúa el efecto de la fertilización sobre la

producción de flores y frutos de plantas de vainilla en edad reproductiva.

Espero que estas investigaciones contribuyan de manera eficaz, no solo a comprender la

ecología y fisiología de V. planifolia, sino también a brindar las bases para que esta planta

se convierta en una alternativa productiva exitosa para pequeños, medianos y grandes

productores y que de esta manera haga un aporte importante al desarrollo agrario de

Colombia.


Referencias

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http://www.wiley.com/WileyCDA/Section/id-302475.html?query=Daphna+Havkin-Frenkel

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Introducción. 17

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Molineros Hurtado, F.H., R.T. González Mina, J.T. Otero and N.S. Flanagan. 2013.

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Molineros Hurtado, F., Mina, R.T.G., Flanagan, N.S., y Otero, J.T. 2014. Vanilla rivasii

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Olarte, C.P., M.C. Cardona, J.E. Rodríguez, y L.G. Padilla. 2009. Módulo de uso de la

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In: Odoux, E and M. Grisoni (ed.). Vanilla (Medicinal and Aromatic Plants - Industrial

Profiles). CRC Press, Boca Raton, Florida.Acr

Flor de V. planifolia

1. La vainilla: un importante producto forestal no maderable originario de América tropical

La vainilla es uno de los sabores más populares del mundo y una de las especias más

costosas por unidad de masa (Ranadive, 2005). La única fuente de vainilla natural son los

frutos curados de las orquídeas Vanilla planifolia Andrews conocida como “vainilla

Bourbon” ó “vainilla Mejicana” (Figura 1.1). y la orquídea Vanilla tahitensis Moore, conocida

como “vainilla Tahitiana” Existen otras especies que se cultivan localmente ó que se

cosechan de poblaciones naturales, pero no tienen tanta importancia económica, como

son V. pompona Schiede, llamada ‘vainillón’ en las Indias occidentales francesas

(Guadalupe, Martinica, Dominica) y V. odorata Presl en algunas zonas de Mesoamérica

(Purseglove, 1972; Soto-Arenas, 2003). Cerca del 95% de los frutos de vainilla que se

comercializan en el mercado mundial provienen de V. planifolia (Brownell, 2006).

Figura 1.1 Frutos verdes y frutos curados de V. planifolia.

En general, el curado de los frutos se realiza mediante técnicas tradicionales, heredadas

de los indígenas mesoamericanos, aunque en los últimos años se ha comenzado a

desarrollar investigación para mejorar estas técnicas y hacer más eficiente el proceso e


incrementar la calidad de los compuestos que se generan (Mariezcurrena et al., 2008;

Roling et al., 2001; Sreedhar et al., 2007; Waliszewski et al., 2007).

Vanilla es un género pantropical con unas 110 especies, que se distribuyen en todos los

continentes, menos en Australia, entre los 27° de latitud norte y sur. La mayoría de las

especies se encuentran en América tropical, seguida por el sudeste de Asia y Nueva

Guinea, Africa, las islas del Océano Indico y el Pacífico (Bory et al., 2008b; Minoo et al.,

2007). No todas las especies son aromáticas, pues solo se reconocen unas 35 especies

con esta característica, originarias de Centro y Suramérica y el Caribe (Lubinsky et al.

2008; Soto-Arenas, 1999; Soto-Arenas, 2003). Las otras especies silvestres de vainilla

constituyen recursos genéticos valiosos que pueden ser de gran utilidad para el

mejoramiento de V. planifolia con relación a la resistencia a enfermedades, la capacidad

de auto-polinización y la calidad aromática (Bory et al. 2008a; Ploetz, 2006; Soto-Arenas,

2003); esto justifica los numerosos esfuerzos alrededor del mundo por caracterizar y

proteger la biodiversidad de este género de orquídeas (Besse et al., 2004; Bory et al.,

2008b; Grisoni et al., 2007).

1.1 La vainilla como saborizante y aromatizante

Como se mencionó anteriormente, la vainilla es uno de los materiales saborizantes y

aromatizantes más ampliamente usado en el mundo (Ranadive, 2005). Es imprescindible

en galletería y panificación y en la elaboración de productos para preparaciones gourmet,

para lo cual se comercializan las vainas procesadas (palitos de vainilla), el fruto molido

(polvo de vainilla), o el fruto mezclado con azúcar (azúcar de vainilla) (Augstburger et al.,

2000). La vainilla está ligada a la industria productora de chocolates, tanto finos como

corrientes (Augstburger et al., 2000) y a la industria de derivados lácteos, pues cerca del

70% del helado producido en el mundo es de sabor a vainilla; también es utilizada en la

industria tabacalera (USAID-RAP, 1995). En el mercado de los saborizantes a gran escala,

por ejemplo, la vainilla es un ingrediente de la formulación de la Coca-cola original cuya

fabricación utiliza unas 200 ton/año de vainilla (Tomkins, 2002). Por último, como

saborizante, la vainilla también se utiliza en preparados farmacéuticos. De otro lado como

aromatizante, es un ingrediente en la composición de los aromas de perfume y constituye

una "familia de perfumes". También se utiliza como fragancia de jabones y cremas

Capítulo 1. 23

corporales y para la industria cosmética es imprescindible, ya que la vainilla tiene la doble

connotación de limpieza y suavidad, ampliamente reconocida por el consumidor (Brownell,

2003).

La vainillina (4-hidrixi-3-metoxibenzaldehido) es el principal componente de la vainilla

natural (Figura 1.2) (Walton et al., 2003). Pero además, la vainilla natural contiene cerca

de 250 compuestos adicionales, que le confieren unas características organolépticas

diferentes y exquisitas, como ácido de vainilla, alcohol de vainilla, ésteres de ácido de

canela, p-hidroxibenzoaldehidos, sustancias aromatizantes y saborizantes, azucares,

resinas, sustancias flemosas, taninos y grasas (Augstburger et al., 2000).

Un compuesto similar a la vainillina, el etil-vainillina denominado “vainilla sintética”, que se

produce a partir del eugenol, derivado de hidrólisis ácida de la lignina (madera) entre otras

fuentes (Dignum et al., 2001) (Figura 1.2). Adicionalmente se ha comenzado a

experimentar con varios procesos bio-tecnológicos para la producción de etil-vainillina,

como los métodos enzimáticos (Kamoda et al., 1989; Markus et al., 1992; Van den Heuvel

et al., 2001), y la producción a partir de cultivos celulares o de microorganismos (Dignum

et al., 2001; Knorr et al., 1993; Priefert et al., 2001; Ramachandra y Ravishankar, 2000a,

2000b).

A. B.

Figura 1.2 (a) Molécula de la vainillina natural, (b) Molécula de etil-vainillina

El precio de la vainilla natural es mucho más alto que el de la vainilla sintética (Muheim y

Lerch, 1999) y por esto, dentro del mercado de saborizantes de vainilla, la vainilla natural

tiene un competidor muy fuerte en la vainilla sintética. En la mayoría de las aplicaciones

industriales, la vainilla sintética puede sustituir completamente a la vainilla natural o la

puede suplementar en extractos combinados (USAID-RAP, 1995). Esta sustitución fue

promovida por la limitada disponibilidad del producto natural y el incremento sustancial de

http://svmsl.chem.cmu.edu/vmsl/vanillin/images/ethyl_vanillin.gif


precios que se produjo en el mercado mundial de vainilla natural en los años 2002 y 2003

(FAO, 2009). Los altos precios hicieron que muchos importadores e industriales se

inclinaran por la utilización de vainilla sintética. A pesar de que esta situación se podría

considerar como una amenaza para la producción de vainilla natural, también se convierte

en una potencialidad, pues es claro que el mercado del extracto es muy grande y creciente.

Mientras la vainillina natural conserve precios módicos y estables, le puede ganar mercado

a la vainilla sintética, dadas las tendencias de los consumidores hacia los productos de

origen natural (Deloitte, 2014), y a las diferencias organolépticas ya mencionadas.

1.2 Historia de la utilización y el cultivo de la vainilla

La historia de la vainilla comenzó con su descubrimiento por la cultura Maya en

Mesoamérica, quienes desarrollaron los primeros métodos de curado del fruto a partir de

su cosecha en poblaciones naturales. Los frutos curados se mezclaban con resina de copal

para perfumar los templos y los frutos verdes tenían varios usos medicinales (Bythrow,

2005). Luego, los indígenas Totonaca establecieron cultivos en sistemas agroforestales

(Toledo et al., 2003), pues la consideraban una planta ritual y medicinal (Colunga-García

y Zizumbo-Villareal, 2004; Del Angel-Pérez y Mendoza, 2004). Estas propiedades

medicinales se siguen explorando y validando en la actualidad (Bythrow, 2005; Hágsater

et al., 2005), entre las cuales se destacan su capacidad antioxidante (Burri et al., 1989) y

antimicrobial (Choo et al., 2006; Fitzgerald, 2004). Luego, este conocimiento pasó a los

indígenas mexicanos de la cultura Azteca, quienes utilizaban la vainilla en una bebida

sagrada conocida como "chocolatl" preparada con cacao, vainilla y miel. Entre ellos la

vainilla llegó a ser tan importante que servía como moneda para transacciones y de hecho,

los pueblos que conquistaban le debían pagar tributo al emperador Azteca con frutos de

vainilla (Bythrow, 2005).

Los conquistadores españoles llevaron la vainilla a su país y en el siglo XVI dominaban la

comercialización de este producto a partir de la extracción y el cultivo en México. Desde

España se dispersó a toda Europa, principalmente a los Jardines Botánicos donde se

desarrollaron estudios sobre su horticultura (Peter, 2004). Posteriormente, la vainilla fue

introducida a las colonias francesas, inglesas y holandesas a finales del siglo XVIII y

principios del siglo XIX en sitios como Reunión, Java, India, Tahití y las islas Seichelles,

Capítulo 1. 25

entre otros. Inicialmente los intentos por cultivar la vainilla fuera de su lugar de origen

fracasaron, porque en estos sitios no existían los polinizadores naturales y las plantas

florecían pero no fructificaban. En 1836 el belga Charles Moren desarrolló el método de

polinización manual, lo que permitió que se empezaran a extender los cultivos comerciales

(Cornell, 1953), gracias también a la facilidad de propagación vegetativa de la especie

(Damirón, 2004). Después de este desarrollo, los franceses comenzaron a cultivar Vanilla

en muchas de sus islas, y lideraron su comercialización a partir de zonas de producción en

el océano Indico, que continúan siendo importantes en la actualidad (Smith et al., 1992).

La oferta mundial de vainilla natural es bastante incierta y fluctuante, pues los cultivos de

productores tan importantes como las islas del océano Indico, se pierde con frecuencia por

efecto de los ciclones (McGregor, 2005). Igualmente, en estas islas y en los países del

sudeste de Asia y la Polinesia, los cultivos son atacados repetidamente por la aparición de

enfermedades (Basaht et al., 2006). Este problema se agrava porque la base genética de

las plantas con la que se desarrollaron los cultivos en estas regiones es muy estrecha,

pues se llevaron unos pocos esquejes de Mesoamérica y se reprodujeron masivamente en

forma vegetativa (Besse et al., 2004). En este contexto, la producción en países como

Colombia, que están por fuera del cinturón de ciclones y que pueden tener mayor

variabilidad genética en las plantas de sus cultivos por ser parte del área de distribución

natural de la especie (Idárraga et al., 2011), probablemente cobrará importancia en los

próximos años.

Hasta hace algunos años Madagascar, era el principal país productor de vainilla natural,

pero perdió su liderazgo frente a Indonesia (FAOSTAT, 2010). Los altos precios que

alcanzó la vainilla natural (años 2002-2003), como resultado la devastación producida por

un ciclón en Madagascar que destruyó la mayoría de los cultivos, promovieron que varios

países tropicales empezaran a producir vainilla como Indonesia, India y Uganda. Aunque

México, fue el primer país productor de vainilla, perdió hace mucho tiempo el liderazgo; sin

embargo aún tiene cultivos en la zona de Papantla (Veracruz), sobre el golfo de México

(Tabla 1.1).

La producción mundial de vainilla se ha incrementado desde 3,980 ton en el año 2000

hasta 9,800 ton en el año 2013. La demanda de vainilla natural es altamente concentrada.

Estados Unidos es el mayor consumidor con cerca del 31% de la importación mundial de


vainilla; Francia, Canadá, Alemania y el Reino Unido son otros grandes importadores

(FAO, 2013). En Francia la vainilla natural representa cerca del 50% del mercado del

saborizante de vainilla, pues allí la demanda de las vainas enteras para preparaciones

gourmet es muy alta. Los precios que se perciben en el mercado europeo son más altos

que los de los Estados Unidos, lo cual refleja la mayor proporción de ventas de las vainas

enteras y los requerimientos más altos de calidad en Europa.

Tabla 1.1 Principales países productores de vainilla natural y su porcentaje de participación

en el mercado (FAO, 2010).

País Mercado (%)

Indonesia: (Java, Bali, Sulawesi, Sumatra, etc.) 32,7

Madagascar 31,6

México 4,7

Papua Nueva Guinea 4,4

Otros países (China, Uganda, Comoros, Polinesia francesa, Malawi, Simbawe,

Guadalupe, Kenia, Reunión, Cook Island, Seichelles, Turquía) 26,6

Además de la Vanilla planifolia, la otra especie de Vainilla que se explota comercialmente

es la V. tahitensis, un híbrido que se produce en la Polinesia francesa y en Papua Nueva

Guinea desde cerca del final del siglo XIX, con alta aceptación en el mercado gourmet por

su sabor dulce y abundantes oleoresinas (Ecott, 2004; Rain, 2004). Debido a que la V.

tahitensis no se encuentra en condiciones naturales y tiene una evolución muy reciente,

se pensaba que un escenario probable para su origen histórico era que se habían llevado

esquejes de V. planifolia y V. odorata, a través de las Filipinas (Kourí, 2004; Sauer, 1993),

donde se cultivaron en sistemas agroforestales sombreados y allí se habría producido su

hibridación por vía artificial ó por vía natural. Pero ahora se sabe que en realidad la

hibridación ocurrió en el nuevo mundo (Hughes et al., 2007), en forma intencional ó no

intencional hacia los años 1350 a 1500, cuando las poblaciones de Vanilla eran explotadas

por pueblos Mayas junto con Theobroma cacao para suplir las necesidades regionales de

bebidas basadas en cacao (Caso-Barrera y Fernández, 2006; McNeil, 2006). De hecho,

con los estudios genéticos recientes quedó demostrado el origen centroamericano de la

Vainilla tahitensis (Lubinsky et al., 2008), a pesar de que Tahití también reclama el

patrimonio por estos recursos genéticos (Maxted y Kell, 2008). El sabor y fragancia

superior de la V. tahitensis muestran el potencial para el mejoramiento y desarrollo de

Capítulo 1. 27

nuevas variedades de vainilla a través de la hibridación. La incompatibilidad debido al

aislamiento reproductivo no parece ser un problema mayor en el futuro, porque ya se han

realizado cruces exitosos entre taxas nativos de diferentes continentes (Minoo et al., 2007).

La hibridación natural al parecer ocurre en poblaciones nativas de América tropical y ha

sido documentada para el Caribe (Nielsen, 2000) y Centroamérica (Lubinsky et al., 2008).

La hibridación puede entonces haber tenido un papel importante en la evolución de la

vainilla, y constituye un gran potencial para el desarrollo de proyectos basados en recursos

géneticos del género Vanilla.

1.3 Requerimientos del cultivo

La vainilla es una orquídea hemi-epífita, trepadora, con un tallo cilíndrico poco ramificado,

largo, flexible y suculento. Las hojas son alternas, de forma elíptica y lanceolada, de

consistencia carnosa y superficie lustrosa (Figura 1.3). En los nudos, al lado opuesto de la

hoja, desarrolla un par de raíces adventicias aéreas con las que se adhiere al tutor que

actúa como soporte (Damirón, 2004). Por otro lado, las raíces terrestres se desarrollan sin

profundizar en el suelo, extendiéndose sobre el sustrato (Ramirez et al., 1999) (Figura 1.3).

Las zonas donde se cultiva vainilla deben tener temperaturas entre 21 y 32 °C, con un

promedio cercano a los 27°C (Fouché y Jouve, 1999), y la precipitación debe estar entre

1600 y 2500 mm año-1, con una distribución uniforme durante el año. Sin embargo, requiere

que se presente un período más seco (de uno ó dos meses) para inducir la floración. Las

áreas con una estación seca excesivamente prolongada no son adecuadas para el cultivo

de vainilla, excepto que se establezcan sistemas de riego (Damirón, 2004; McGregor,

2005).


A B C

D E

Figura 1.3 A. Raíces terrestres, B. Raíces aéreas, C. Hoja, D. Cultivo en sistema

agroforestal, E. Cultivo en cobertizo techo- sombra.

La fertilidad del suelo no es un factor limitante porque se han desarrollado técnicas para

establecer cultivos de vainilla adicionando materia orgánica en la base de la planta, pero

en general se prefieren suelos bien drenados, profundos, y ricos en materia orgánica

(McGregor, 2005). El sistema de raíces de la vainilla es superficial, pues se encuentra a

unos 5 a 10 cm de profundidad, dentro la capa de hojarasca y materia orgánica degradada.

Como el sistema de raíces abarca un radio aproximado de 1,20 m alrededor de la planta

(Figura 1.3), las labores de manejo y cosecha se deben realizar con sumo cuidado para

evitar el pisoteo de las raíces que son muy sensibles a los daños mecánicos.

Hasta ahora la propagación de las plantas se ha realizado mediante esquejes a partir de

plantas madres de alta calidad, pero en los últimos años también se ha trabajado

Capítulo 1. 29

intensamente en el desarrollo de protocolos de propagación in-vitro (Basavaraju, 2005;

Geetha y Shetty, 2000; Kalimuthu et al., 2006).

La vainilla requiere un soporte y sombra para crecer adecuadamente. Por esto, se plantan

esquejes en sitios donde ya se han establecido previamente los árboles tutores (McGregor,

2005) (Figura 1.3). La densidad de las plantaciones de vainilla varía entre 1500 y 2000

plantas ha-1 (Fouché y Jouve, 1999). Los tutores se deben podar periódicamente para

controlar la altura de crecimiento de la liana y para regular la sombra del cultivo (Elorza et

al., 2007). El tutor proporciona sostén mecánico a la vainilla, le da sombra y la materia

orgánica resultante de las podas sirve para preparar el compost que se aplica en la base

de la planta (Frank y Eduardo, 2003). La vainilla no toma nutrientes del tutor, solo fija en él

las raíces adventicias para sostenerse (Damirón, 2004) (Figura 1.3). Algunas de las

especies más utilizadas como tutores se muestran en la Tabla 1.2.

También se deben establecer árboles dispersos en el área de la plantación para que

proporcionen una sombra alta, que proteja a la vainilla cuando se podan los tutores

(sombra secundaria). En general, la sombra que reciben las plantas de vainilla se debe

mantener alrededor de un 30 a 50% de iluminación relativa (Damirón, 2004; Hernández,

2009). La sombra excesiva hace que la liana sea muy delgada y susceptible al ataque de

patógenos (Fouché y Jouve, 1999).

Los árboles de sombra secundaria pueden ser palmas y árboles diversos de mayor altura,

con follaje poco denso y preferiblemente que produzcan frutas o materias primas que sean

de interés en la región (Hernández, 2009; McGregor, 2005). Por ejemplo, en la región de

Totonacapan (México) son comunes los arreglos agroforestales de naranja y vainilla

(Barrera-Rodirguez y Herrera-Cabrera, 2009), mientras que en la India se han incorporado

los cultivos de vainilla en callejones dentro de plantaciones forestales de especies

maderables como eucalipto y teca (Pranab y Chattopadhyay, 2005).

Tabla 1.2 Especies forestales más utilizadas como tutores de plantas de vainilla en

arreglos agroforestales (Damirón, 2004; McGregor, 2005; Ramirez et al., 1999).


Especie Familia Países donde se utiliza

Gliricidia sepium Fabaceae Madagascar, Tonga, India, Indonesia, Isla

Reunión, Tahití

Pithecellobium dulce Mimosaceae India

Azadirachta indica Meliaceae India

Guazuma ulmifolia Stercualiaceae India

Leucaena leucocephala Mimosaceae Tonga, Indonesia

Eritrhina poeppigianna, E.

lanceolada y E.

baerteroana

Fabaceae México, Costa Rica, India, Indonesia

Dracaena reflexa Ruscaceae India

Inga sp. Mimosaceae India

Anacardium occidentale Anacardiaceae México

Caesalpinia erista Fabaceae México

Psidium cuscas Myrtaceae México

Eriobotrya japonica Rosaceae México

Jatropha curcas Euphorbiaceae Madagascar, Uganda, Tonga, Isla Reunión,

Tahití.

Casuarina equisetifolia Casuarinaceae Madagascar, Tonga, Isla Reunión, India

La floración de la vainilla se induce tanto con condiciones ambientaless adecuadas, como

con prácticas de cultivo apropiadas, entre las que pueden mencionarse el manejo de la

sombra, las podas, el direccionamiento de la curvatura de la liana, la aplicación de

compost, entre otras, y está relacionada con el nivel nutricional y los cambios metabólicos

de la planta (Puthur, 2005; Puthur y Kumar, 2006; Tian et al., 2004) (Figura 1.4). La primera

floración de la vainilla se presenta a los tres años en Papua-Nueva Guinea (McGregor,

2005), Isla Reunión y México (Castro-Bobadilla y García-Franco, 2007). Una vez la planta

empieza a florecer lo seguirá haciendo cada año, durante unos 10 a 12 años mas.

Capítulo 1. 31

A B C

Figura 1.4 Proceso de floración en plantas de vainilla. A. Inflorescencia con botones

florales. B. Inflorescencia con flores en diferentes estados de desarrollo. C. Detalle de una

flor abierta.

La polinización se debe hacer en forma manual mediante la remoción de la polinia con una

aguja e insertándola entre el rostelo y el estigma (Figura 1.5) (Fouché y Jouve, 1999). Los

frutos alcanzan su tamaño final en tres meses pero tardan nueve meses en madurar

(Figura 1.6). Cuando las cápsulas toman un color amarillo se deben cosechar para llevarlas

al proceso de curado, un proceso enzimático que termina en el desarrollo de glucosa y de

vainillina (Fouché y Jouve, 1999; McGregor, 2005).

A B C

Figura 1.5 Polinización manual de las flores de vainilla. A. Se toma la flor abierta y con la

punta de un palillo u otro elemento delgado se rompe el labelo longitudinalmente para

descubrir los órganos reproductivos de la flor. B. Con la punta del palillo, se levanta el

rostelo para que la antera haga contacto con el estigma. C. Con el dedo pulgar e índice,

se presiona ligeramente la antera para que su polen se adhiera al estigma y al mismo

tiempo, se retira el palillo.


A B C

Figura 1.6 Proceso de formación de los frutos. A. Marchitamiento de las flores polinizadas.

B. Frutos en desarrollo intermedio. C. Tamaño final de los frutos en el racimo.

Como se mencionó anteriormente, el sistema de raíces de la vainilla es superficial y

requiere un sustrato liviano, rico en materiales orgánicos, poroso, que le permita a las

raíces expandirse sin encontrar humedad excesiva (Fouché y Jouve, 1999). Por esto, se

requiere una cantidad considerable de materia orgánica en la base de la planta para que

se desarrollen raíces saludables. Las raíces de la vainilla son muy delicadas y susceptibles

al ataque de patógenos como Fusarium (Otero et al., 2004; Ramirez et al., 1999; Ploetz,

2006), los cuales se pueden mantener controlados con el manejo del sustrato. Los abonos

de origen animal como estiércol, no son recomendables excepto que estén bien

descompuestos (Damirón, 2004; Hernánadez, 2009; McGregor, 2005). En las diferentes

regiones donde se cultiva vainilla se emplean materiales como residuos de cosecha, fibra

de coco, hojarasca, cortezas, etc., para fabricar compost (McGregor, 2005), pero cuando

se utilizan los residuos frescos es común que aparezcan fuertes problemas de infección

de hongos. Por ejemplo en Costa Rica, en la zona de Quepos, se aplicaban residuos

frescos de la poda del tutor Erytrina lanceolata y apareció una fuerte infección de Fusarium

oxysporum. Esto se atribuye a que las hojas de E. lanceolata tienen altos niveles de N

disponible, lo que favorece su rápida descomposición (Ramirez et al., 1999). Por esto, se

deberían preferir la adición de materia orgánica a través del proceso de compostaje,

proveniente de la vegetación diversa que acompaña al cultivo de vainilla o que se produce

en parcelas adicionales. Se recomienda el empleo de materiales que contengan lignina

porque fomentan la presencia de actinomicetes y hongos del suelo, que son antagonistas

de Fusarium spp., como pueden ser los hongos del grupo Trichoderma spp. (Augstburger

Capítulo 1. 33

et al., 2000). En plantaciones de vainilla se recomienda inocular los sustratos con

antagonistas de Fusarium o con variantes no patogénicas del hongo (Ramirez et al., 1999).

También se utilizan microorganismos como Pseudomonas fluorescens, Azospirillum sp. y

bacterias solubilizadoras de fósforo para promover el crecimiento de las plantas

(Anilkumar, 2004). Como otras orquídeas, las vainillas obtienen nutrientes de sus hongos

micorrizantes mediante un proceso conocido como micoheterotrófia (Leake, 1994), durante

la germinación y el estado de plántulas (Selosse et al., 2002). En el caso de la vainillas,

éstas se asocian con varias especies de hongos micorrizantes como Ceratobasidium,

Thanatephorus, Tulasnella y Rizoctonia, entre otros (Porras-Alfaro y Bayman, 2003;

Porras-Alfaro y Bayman, 2007); además, se ha demostrado que su inoculación tiene un

efecto significativo sobre el crecimiento de estas plantas, pero pueden presentar

diferencias en el grado de beneficio que le proveen a las vainillas. Inclusive, en un

experimento con vanillas de Puerto Rico, los hongos con los mejores resultados provenían

de otras especies de orquídeas epífitas (Porras-Alfaro y Bayman, 2007). Los mejores

hongos en la inducción de crecimiento en plántulas de Ionopsis utriculariodes se agrupan

filogenéticamente el género Ceratobasidium (Otero et al., 2004) y estos mismos hongos

fueron superiores en Vanilla sp. en Puerto Rico (Porras-Alfaro y Bayman, 2007).

En cuanto a los requerimientos de fertilización química de la vainilla, en los cultivos de la

India, la aplicación recomendada es de entre 40 y 60 g de nitrógeno por planta año-1, entre

20 y 30 g de P2O5 por planta año-1 y entre 60 y 100 g de K2O por planta año-1, en dos o tres

dosis distribuidas durante este período (Anilkumar, 2004). En la Isla Reunión se utilizan 1

a 2 g de elementos minerales por planta año-1 durante la etapa de crecimiento vegetativo

y se asperja boro y zinc en dilución foliar para ayudar a inducir la floración. Con estos

tratamientos las plantas alcanzan una producción de 1 kg de vainas verdes al año (Fouché

y Jouve, 1999). Algunos autores afirman que los fertilizantes químicos granulados de alta

concentración pueden dañar las raíces de esta orquídea (Damirón, 2004; Fouché y Jouve,

1999; Krishnakumar y Potty, 2003). Así mismo, se reporta que la aplicación de fertilizantes

foliares no ha sido efectiva, debido posiblemente a que la textura coriácea de las hojas de

la vainilla no favorece la absorción del líquido. Sin embargo, se ha observado que cuando

se aplican fertilizantes foliares, el líquido escurre hasta el sustrato y llega a las raíces sin

afectarlas, por lo cual se sugiere ensayar concentraciones muy bajas y diluidas de

fertilizantes directamente sobre las raíces (Damirón, 2004; Krishnakumar y Potty, 2003).


De hecho, en la India se recomienda asperjar NPK (17:17:17) al 1%, cubriendo totalmente

el follaje y los tallos.

También se han desarrollado otros sistemas de cultivo más tecnificados que se basan en

la utilización de cobertizos de techo-sombra para alcanzar las condiciones de iluminación

requeridas por las plantas de vainilla (Barrera-Rodríguez et al., 2009) (Figura 1.3). En estos

sistemas se pueden utilizar tutores naturales ó artificiales para guiar los tallos de las plantas

y generalmente se dispone de sistemas de riego. En estos sistemas es posible aumentar

la densidad de la plantación y conseguir mayor en producción de frutos (unas 2 ton ha-1) y

calidad del fruto (Sánchez et al., 2001).

1.4 Anotaciones finales

Se estima que en Colombia existen unas 15 especies de vainillas nativas, entre ellas la V.

planifolia (Escobar, 1991; Ordoñez et al., 2011; Molineros et al., 2013; Molineros et al.,

2014). Es claro que nuestro país tiene condiciones ambientales y sociales adecuadas para

desarrollar una cadena productiva alrededor de esta importante materia prima. En el

contexto internacional, ahora se promueve el consumo de vainilla natural, no solo por su

calidad organoléptica superior sino también porque este producto forestal no maderable,

se convierte en una estrategia para apoyar la conservación de los bosques tropicales y

mitigar los efectos del cambio climático, por ser un cultivo que necesita arreglos

agroforestales. También se promueve su consumo como una forma de apoyar a los

pequeños cultivadores de los países tropicales, mediante estrategias el mercado justo (Fair

Trade) (Marshall et al., 2003).

Agradecimientos

Este trabajo se realizó como parte de las actividades del proyecto “Manejo integral del

cultivo de vainilla en arreglos agroforestales bajo condiciones contrastantes en Colombia”

Capítulo 1. 35

(contrato 083-2008V6151-3704), financiado por el Ministerio de Agricultura y Desarrollo

Rural, la Universidad Nacional de Colombia, Bioandes C. I. Ltda., la Corporación Autónoma

Regional del Centro de Antioquia, Reforestadota de la Costa S.A. y la Asociación

Bioagroindustrial

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Medición de

fotosíntesis en V.

planifolia

2. Efectos de la intensidad lumínica sobre la morfología y la fotosíntesis de la planta CAM Vanilla planifolia Andrews

2.1 Resumen

Vanilla planifolia es una orquídea neotropical, de cuyos frutos se extrae la vainilla natural,

un ingrediente fundamental para la industria alimenticia y cosmética. Por su importancia

en el mercado mundial, se cultiva en varios países tropicales y recientemente ha

comenzado su cultivo en Colombia. Esta especie requiere sombra para su crecimiento, y

por esto se siembra asociada con árboles, pero se desconoce los rangos óptimos de luz

para el desarrollo del cultivo. Por esto, se evaluó el efecto de un gradiente de intensidades

de luz sobre las características de la fotosíntesis CAM y el crecimiento inicial de esta planta,

así como las estrategias de aclimatación a ambientes lumínicos extremos. Se sometieron

plántulas de vainilla a cuatro tratamientos de iluminación relativa (IR) (T1= 8%, T2= 17%,

T3= 31% y T4= 67%). Se analizó en efecto sobre la fotosíntesis CAM mediante curvas de

intercambio de CO2, acidez titulable y fluorescencia de la clorofila durante 24 h, el

contenido foliar de pigmentos y sobre variables morfológicas y de biomasa. La mayor

asimilación de CO2 ocurrió durante la noche en todos los tratamientos (81,2 % en

promedio). La cantidad de CO2 fijada durante 24 h fue inferior en el tratamiento de 67% de

IR (23,5 m mol m2), casi la mitad de la fotosíntesis en los tratamientos de 17 y 31% (53.6

y 50,1 m mol m2, respectivamente), lo cual coincide con la menor acumulación nocturna

de ácidos en este tratamiento. Las plantas de vainilla alcanzan mayor longitud, área foliar

y biomasa total cuando crecen en rangos de radiación intermedia (17 y 31% IR). La

eficiencia fotoquímica del fotosistema II (Fv/Fm) muestra que en las plantas del tratamiento

67 % de IR ocurrió estrés por alta radiación. Los mayores valores de clorofila a, b y total, y

relación clorofila/carotenoides se obtuvieron en las plantas que crecieron en la sombra.

Estos resultados sugieren que la alta radiación del 67% IR altera el funcionamiento de las


plantas de vainilla, inhibiendo su fotosíntesis y crecimiento, y que los ambientes altamente

sombreados no afectan considerablemente la fotosíntesis CAM de la vainilla, aunque a

largo plazo esta especie presenta mejor respuesta fotosintética y ganancia de biomasa

bajo niveles intermedios de radiación, mostrando una aclimatación relativa durante su

crecimiento inicial.

Palabras clave: fluorescencia de la clorofila, pigmentos fotosintéticos, intercambio de

gases, especies tropicales, acidez titulable, plantas CAM.

Abstract

Vanilla planifolia is a neotropical orchid, whose fruits produce the natural vanilla, a

fundamental ingredient to the food and cosmetic industry. Because of its importance in the

world market, it is cultivated in many tropical countries and recently its cultivation has

started in Colombia. This species requires shade for its development and for this reason it

is planted in association with trees; however, the optimal ranges of light to crop

development are unknown. Therefore, we evaluated the effect of a gradient of light

intensities on CAM photosynthesis , early growth, and the strategies of acclimation to

extreme light environments of this plant by 24-h curves of CO2 exchange, titratable acidity,

and chlorophyll fluorescence, as well as leaf pigment content and biomass, and

morphological variables. For this, vanilla seedlings were subjected to four treatments of

relative illumination (RI) (T1 = 8%, T2 = 17%, 31% and T3 = T4 = 67%). Most CO2

assimilation occurred overnight in all treatments (81.2% of daily total on average). The

amount of CO2 fixed for 24-h was lower in the 67% RI treatment (23.5 m mol m2), equaling

almost half of photosynthesis in the treatments of 17 and 31% (53.6 and 50.1 m mol m2,

respectively), which coincides with the lowest nocturnal acid accumulation in this treatment.

Vanilla plants reached greater length, leaf area, and total biomass when grown on

intermediate ranges of radiation (17 and 31% RI). The photochemical efficiency of

photosystem II (Fv/Fm) shows that in plants of the 67% RI treatment occurred high radiation

stress. The highest values of a, b, and total chlorophyll, and the ratio chlorophyll/carotenoid

were obtained in plants grown in the shade. These results suggest that the high radiation

of the 67% RI treatment alters the functioning of vanilla plants, inhibiting their growth and

photosynthesis. The highly shaded environments did not significantly affect the CAM

Capítulo 2. 49

photosynthesis of vanilla, but in the long term this species showed greater biomass gain

and better acclimation under intermediate levels of radiation.

Key words: chlorophyll fluorescence, photosynthetic pigments, gas exchange, tropical

species, titratable acidity, CAM plants.

2.2 Introducción

La vainilla (Vanilla planifolia Andr.) es una orquídea hemiepífita que bajo condiciones

naturales enfrenta condiciones estacionales de estrés hídrico a lo largo de su ciclo de vida

que explican su ruta fotosintética CAM (Goh y Kluge, 1989), así como diferentes ambientes

lumínicos; inicialmente crece en el interior sombreado de los bosques neotropicales, y

luego, apoyándose sobre los árboles alcanza el dosel, donde florece y fructifica a mayor

luminosidad (Fouché y Jouve, 1999). Puesto que las plantas de vainilla están expuestas a

variaciones espaciales y temporales diarias y estacionales de la cantidad de radiación que

reciben (Fouché y Jouve, 1999), se espera que esta especie tenga gran capacidad de

aclimatación a diferentes ambientes lumínicos, como ocurre con otras epífitas y

hemiepífitas de los bosques tropicales (Haslam et al., 2003; Zotz y Winter, 1994; Zotz y

Andrade, 2001).

Por su importancia en el mercado mundial de especias, la vainilla se cultiva en varios

países tropicales (Bory et al., 2008) y en Colombia, desde hace algunos años se ha venido

incentivando como una opción promisoria en varias regiones. El éxito de su cultivo

depende, entre otros factores, del manejo adecuado de la luz, pues es el factor ambiental

que más influye en la fotosíntesis de las plantas y por lo tanto tiene efecto sobre el

crecimiento, la supervivencia y en últimas, la capacidad de aclimatación a diferentes

hábitats (Puthur, 2005). De ahí la importancia de establecer la capacidad de aclimatación

de las plantas de vainilla a diferentes ambientes lumínicos y determinar cuáles son más

favorables para su crecimiento.

En otras regiones geográficas donde se cultiva vainilla, localizadas principalmente en la

zona subtropical, se han recomendado diferentes valores de iluminación para lograr el

buen desarrollo de las plantas. Es necesario establecer si los niveles de iluminación relativa


recomendados en esos lugares son aplicables a las condiciones ambientales del país. Por

ejemplo, entre 30 y 80% en México (Hernández-Hernández, 2011), entre 50 y 60% en

Costa Rica (Varela, 2011), 60% en Islas Reunión, Comoros y Madagascar (Kahane et al.,

2008), entre 30 y 50% en India (Anilkumar, 1994; Sarma et al., 2011), entre 50 y 60% en

Australia (Exley, 2011), y entre 30 y 50% en Indonesia (Zaubin et al., 2011) y en las Islas

del Pacífico sur (Bianchessi, 2004), entre otros. Los valores inferiores de estos rangos de

iluminación generalmente se consideran apropiados para el crecimiento vegetativo, y los

superiores para estimular la floración (Fouché y Jouve, 1999; Puthur, 2005). Sin embargo,

estas recomendaciones raramente se basan en investigaciones publicadas o resultados

que sustenten el mayor crecimiento o desarrollo de las plantas en estos ambientes.

El papel de la radiación en la fotosíntesis de las plantas CAM está relacionado con los

procesos que ocurren durante las cuatro fases en las que se ha dividido este metabolismo

(Osmond, 1978), pues la radiación puede modular su magnitud y duración (Cushman,

2001). La intensidad de la radiación fotosintéticamente activa (RFA) durante el día (Fase

III), determina la tasa de movilización de los ácidos orgánicos desde la vacuola (Barrow y

Cockburn, 1982). De otro lado, la cantidad de radiación durante el día también influye sobre

la magnitud de la toma de CO2 durante la noche (Fase I), pues afecta la abundancia de

carbohidratos generados a través del Ciclo de Calvin y la glucogénesis, los cuales se

requieren para la provisión nocturna de PEP (Nobel y Hartsock, 1983). De esta manera, la

radiación durante el día afecta el grado de acumulación de ácidos durante la noche

siguiente y por lo tanto, la amplitud de las fluctuaciones diarias de ácidos en las plantas

CAM depende de la intensidad de radiación (Luttge, 2004).

En algunas ocasiones, la baja iluminación puede ser un factor limitante para la fotosíntesis

CAM como ocurre en las plantas epífitas de los bosques de niebla durante la estación de

lluvias (Pierce et al., 2002). También se pueden presentar limitaciones por exceso de

radiación y sobre energización del aparato fotosintético CAM (Luttge, 2004), aunque se ha

argumentado que la alta concentración interna de CO2 durante el día (Fase III), cuando la

intensidad de radiación es alta, protege a las plantas de los efectos de la sobre-

energización a través de la generación interna y reciclaje de CO2. Pero a pesar de esto, en

las plantas CAM también se han reportado los sistemas de disipación de energía que

exhiben las plantas C3 como la fotorrespiración y la presencia de carotenos (Luttge, 2004).

Capítulo 2. 51

De acuerdo con los reportes de cultivos de esta especie en zonas subtropicales del mundo,

nuestra hipótesis es que las condiciones de iluminación relativa (IR) cercanas al 30% sean

las más favorables para la fotosíntesis y el crecimiento de las plantas de vainilla en la fase

inicial de establecimiento. Para probarla, en este estudio se evaluó el comportamiento de

plántulas de V. planifolia bajo diferentes niveles de iluminación en cuanto a: i) el

crecimiento vegetativo y las características morfológicas; ii) las características de la

fotosíntesis CAM; iii) la respuesta a ambientes lumínicos extremos, expresada como la

aclimatación a condiciones de baja iluminación, así como la susceptibilidad y los

mecanismos de defensa de estas plantas a la fotoinhibición por alta iluminación.

2.3 Materiales y métodos

2.3.1 Sitio experimental

El ensayo se estableció en una zona de terrazas aluviales de relieve plano, en el valle

interandino del río Cauca (municipio de Santa Fé de Antioquia, Colombia, 6º 33´ 32´´ N y

77º 04´ 51´´ W), a una altitud de 540 m, en predios del Centro Agropecuario Cotové

(Universidad Nacional de Colombia). Los datos climáticos de la estación meteorológica

localizada en el mismo predio son: temperatura promedia anual de 27 °C, precipitación

promedia anual de 1058 mm (distribución bimodal, con estaciones secas entre diciembre

y marzo y entre junio y agosto) y humedad relativa del aire promedia de 75 % (datos de la

Estación Hacienda Cotové, IDEAM). El sitio corresponde a la zona de vida bosque seco

tropical (Holdridge, 2000).

2.3.2 Plantas de vainilla

Como material vegetal para el montaje del ensayo se utilizaron esquejes de

aproximadamente 80 cm de largo, cortados de la porción apical de las ramas de plantas

adultas y sanas de un cultivo de vainilla establecido en San Pedro de Urabá (Antioquia,

Colombia). Los esquejes se endurecieron a la sombra durante dos semanas, y después

se sembraron en recipientes plásticos (capacidad 6 L), a los cuales se les instaló un soporte

de madera con el fin de que sirviera de tutor para el crecimiento posterior de las plantas.


2.3.3 Tratamientos de iluminación

Se construyeron cobertizos de techo-sombra con cuatro diferentes condiciones de IR: 67%,

31%, 17% y 8%, los cuales se obtuvieron al instalar diferentes capas de polisombra. En

estas condiciones de iluminación, la RFA alcanzó valores máximos de 142 µmol m-2 s-1 en

el tratamiento de 8% IR y de 369 µmol m2 s-1 en el de 17% a las 14 h. En los tratamientos

de IR del 31 y 67% el máximo de RFA se alcanzó a las 13 h con valores de 577 µmol m2

s-1 y 1285 µmol m2 s-1, respectivamente (¡Error! No se encuentra el origen de la

referencia.). Estos valores se obtuvieron con sensores cuánticos (LI-190, LI-COR, Lincoln,

Nebraska, USA) conectados a un almacenador de datos (LI-1000, LI-COR, Lincoln,

Nebraska, USA) instalados durante tres días en una caseta por tratamiento de iluminación,

con mediciones cada hora en ciclos de 24 h, al final de la primera estación seca del año.

La cantidad de radiación diaria a plena exposición fue en promedio de 43,8 mol m2 dia, de

28,7 mol m2 dia en el tratamiento de 67 IR, de 12,8 en el tratamiento de 17% mol m2 dia y

de 2,4 mol m2 dia en el tratamiento del 8% IR. Los cobertizos de techo sombra eran

suficientemente grandes (ancho: 4,5 m y largo: 6 m y altura: 2,4 m) para garantizar

aireación y espaciamiento entre las plantas y evitar aparición de enfermedades. Las

plantas de vainilla se dejaron crecer dentro de los cobertizos durante seis meses antes de

empezar la medición de las variables para garantizar su aclimatación al ambiente lumínico

correspondiente y luego se hizo el monitoreo de los parámetros biométricos durante doce

meses. Las plantas recibieron riego permanente para evitar diferencias debidas al

suministro de agua. (¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.).

Variables evaluadas

Intercambio de CO2: Los datos de intercambio de CO2 se tomaron en hojas jóvenes

plenamente expandidas y sanas, localizadas en la posición cuatro desde la yema terminal

de las plantas. Se utilizó un sistema portátil de intercambio de gases (LI- 6400 XT, LI-COR

Biosciences, Lincoln, NE, USA). La parte media de las hojas se encerró en una cámara

para hojas anchas (área de 6 cm2). La concentración de CO2 se mantuvo constante en un

valor de 400 µmol mol-1 y la temperatura del bloque en 26 °C. Se tomaron registros

automáticos cada dos horas durante ciclos de 24 horas a tres plantas por cada tratamiento.

Las curvas resultantes fueron el promedio de las tres curvas realizadas en cada tratamiento

(una por cada planta). La toma neta integrada de CO2 se cuantificó para el día, la noche y

Capítulo 2. 53

total, mediante la integración de las áreas debajo de las curvas de 24 h de intercambio de

CO2 (Griffiths, 1989).

Acumulación nocturna de H+: Para determinar la acumulación nocturna de ácidos se

evaluó el cambio de la acidez titulable de los tejidos foliares, entre el anochecer y el

amanecer del día siguiente. Para esto se tomaron muestras de 4,5 cm2 de área con un

perforador metálico, en hojas jóvenes plenamente expandidas de cinco plantas por

tratamiento. Inmediatamente después de colectadas, las muestras se congelaron por

inmersión en nitrógeno líquido. Posteriormente se llevaron al laboratorio y se almacenaron

en un contenedor opaco a -80 °C hasta su procesamiento, el cual consistió en sumergir

las muestras en 70 mL de etanol (al 20 %) en ebullición durante 20 min. Finalmente, la

acidez titulable de la solución se midió como el volumen de NaOH (5 mM NaOH) necesario

para alcanzar un pH de 7.0 (Silvera et al., 2005) utilizando una bureta digital (Titrette,

Brand, Wertleim, Alemania) y un pHmetro (Hanna 211, Woonsocket, RI, USA). Con los

valores de la titulación se calcularon los µequivalentes de H+ expresados en términos de

área. El cambio de la acidez titulable de los tejidos foliares (ΔH+) se calculó como la

diferencia entre el contenido de µequivalentes de H+ al amanecer y el contenido de

µequivalentes de H+ al anochecer del día anterior.

Parámetros biométricos de las plantas: después de 18 meses de crecimiento de las

plantas de vainilla en cada uno de los tratamientos de iluminación, se midió el área foliar

con un medidor portátil (LI-3000C, LI-COR Biosciences, Lincoln, NE, USA) y la longitud

total del tallo de todas las plantas. Además se realizó la cosecha de dos plantas por

repetición en cada tratamiento, para evaluar biomasa de hojas, de tallos y de raíces,

mediante secado en horno de circulación forzada (70°C hasta peso constante). Con estos

datos se calculó la biomasa total y el área foliar específica (área foliar por gramo de

biomasa).

Fluorescencia de la clorofila: La fluorescencia de la clorofila del fotosistema II (PSII) se

midió con un fluorómetro portátil (OS30p, Optisciences, Hudson, NH, USA). Se realizaron

mediciones en hojas jóvenes plenamente expandidas y sanas, localizadas en la posición

tres a siete desde la yema terminal, adaptadas a la oscuridad durante 30 min, en dos

plantas por repetición en cada tratamiento de iluminación. Se tomaron datos cada dos

horas durante 24 h de la relación entre fluorescencia variable y fluorescencia máxima


(Fv/Fm), la cual mide el máximo de eficiencia cuántica del PSII, denominado potencial de

rendimiento cuántico. Fv es la diferencia entre la fluorescencia máxima (Fm) y la

fluorescencia basal (Fo).

Análisis de pigmentos: se tomaron muestras de hojas en dos plantas por repetición por

tratamiento de iluminación, que consistieron en discos de 1,5 cm2. Estos discos se

mantuvieron congelados en nitrógeno líquido una vez obtenidos y durante el transporte;

luego se almacenaron a -80 °C hasta su procesamiento. La extracción de pigmentos de

cada muestra se realizó con acetona al 80% (Lichtenthaler y Wellburn, 1983; Poorter et al.,

2011). Las muestras se centrifugaron (a 5°C durante 5 min) y luego se tomó el

sobrenadante de cada una para realizar la lectura en un espectrofotómetro UV-Visible

(Evolution 600 UV-Vis, Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) a 470, 646 y 663 nm.

Diseño experimental y análisis estadístico: Se utilizó un diseño experimental

completamente al azar, con cinco tratamientos de IR (67%, 31%, 17% y 8%), y cuatro

repeticiones por tratamiento. Cada repetición consistió en un cobertizo de techo sombra

en los cuales se instalaron seis plantas de vainilla, lo cual equivale a 24 plantas por

tratamiento de IR y 120 plantas en todo el ensayo. Para el análisis estadístico de los datos,

inicialmente se evaluaron los supuestos de normalidad y homocedasticidad de cada

variable mediante las pruebas de bondad de ajuste Shapiro-Wilk, Kolmogorov-Smirnov e

histogramas de frecuencia. Posteriormente se realizaron análisis de varianza (ANAVA)

para cada variable. Finalmente se utilizaron pruebas de comparación de rangos múltiples

para determinar cuáles medias eran significativamente diferentes de otras. Con el fin de

evaluar el efecto de los tratamientos de IR sobre la fluorescencia de la clorofila a lo largo

del día, se utilizó un modelo de parcelas divididas en el tiempo. Las varianzas de la

fluorescencia se homogenizaron mediante la transformación ln(x) (Steel y Torrie, 1980).

2.4 Resultados

2.4.1 Intercambio de CO2

La mayor asimilación de CO2 ocurrió durante la noche en todos los tratamientos. Al

amanecer cerca de las 6:00 h, con la luz solar de las primeras horas de la mañana, la

Capítulo 2. 55

asimilación de CO2 empezó a disminuir drásticamente hasta las 10:00 h. A partir de esta

hora, con alta radiación solar, la asimilación de CO2 fue negativa; después de las 16:00 h

la asimilación empezó a incrementarse, pero generalmente no alcanzó valores positivos

hasta las 18:00 h cuando ya había oscurecido, por lo cual no se presentó asimilación al

final de la tarde (¡Error! No se encuentra el origen de la referencia.). Los valores

promedio de asimilación instantánea máxima (± ES) fueron 1,17 ± 0,10, 1,71 ± 0,19, 1,65

± 0,42 y 0,98 ± 0,09 µmol m-2 s-1 para las plantas que crecieron bajo IR de 8, 17, 31 y 67

%, respectivamente y se presentaron avanzada la noche, entre las 0 y las 6 h (¡Error! No

se encuentra el origen de la referencia.).

La cantidad total de CO2 asimilado por unidad de área foliar durante la noche fue

significativamente inferior en el tratamiento de 67% IR (18,2 mmol m2) en comparación con

los demás tratamientos de menor IR (P= 0,0522), los cuales variaron entre 1,5 veces y el

doble de este valor (Tabla 2.1). La cantidad de CO2 asimilado por unidad de área foliar en

las plantas durante el día también presentó diferencias entre tratamientos: a 17 y 31% de

IR fueron significativamente superiores (P=0,0184) comparados con los de 8 y 67%. Una

tendencia similar mostró la fotosíntesis total integrada para el período de 24 h, pues fue

significativamente inferior en el tratamiento de 67% de IR (23,5 mmol m2) (Tabla 2.1), y

equivalente a aproximadamente la mitad de la fotosíntesis en los tratamientos de 17 y 31%

(53,6 y 50,1 mmol m2, respectivamente). El porcentaje de fijación nocturna con respecto a

la fijación total durante el ciclo de 24 h no presentó diferencias significativas entre los

tratamientos (P=0,3921) y su valor promedio fue 81,2%.


A

B

C

D

Figura 2.1 Fotosíntesis durante 24 h de plantas que se desarrollaron en ambientes

lumínicos con iluminación relativa de: A. 8%, B. 17%, C. 31% y D. 67%, y los valores

respectivos de radiación y temperatura del aire durante la toma de datos.

Las curvas de fotosíntesis (µmol de CO2 m2 seg-1) se representan con líneas continuas (n=3 por

tratamiento, ES en barras), y las curvas de radiación fotosintéticamente activa correspondientes a

cada IR (µmol m2 seg-1) con líneas punteadas.

Capítulo 2. 57

Tabla 2.1 Valores de fotosíntesis total por unidad de área foliar durante la noche, durante

el día, y durante 24 h en plantas de V. planifolia que se desarrollaron en diferentes

ambientes de IR (8, 17, 31 y 67%).

IR

Fotosíntesis total (mmol m2)* Proporción de

fotosíntesis durante

la noche (%) Durante la noche Durante el día Durante 24 h

8% 31,6 ± 4,1 ab 5,2 ± 0,8 b 36,8 ± 4,9 ab 85,9 ± 0,4 a

17% 42,8 ± 6,3 a 10,8 ± 1,1 a 53,6 ± 7,2 a 79,6 ± 1,5 a

31% 41,1 ± 6,9 a 8,9 ± 0,7 a 50,1 ± 6,2 a 81,3 ± 3.3 a

67% 18,2 ± 1,8 b 5,3 ± 0,9 b 23,5 ± 2,4 b 77,5± 2,6 a

* En la tabla se muestran los valores promedio ± ES de tres plantas por tratamiento. Las letras

diferentes entre los valores de las columnas indican diferencias significativas entre los tratamientos

(P= 0.05, prueba de medias de Duncan).

2.4.2 Acumulación nocturna de ácidos

No se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos en los valores de acidez

muestreados al final de la tarde (18:00 h), pero si en los tomados al inicio de la mañana

(6:00 h) (P= 0,0005). Los valores de acumulación nocturna de ácidos (ΔH+) fueron

significativamente superiores en los tratamientos de 8, 17 y 31 % de IR, comparados con

los valores del tratamiento del 67 % (P= 0,0007) (Figura 2.2).

2.4.1 Parámetros biométricos

La longitud de la liana fue significativamente mayor (P= 0,0017) en los tratamientos

intermedios de IR (17 y el 31%) comparados con los de baja y alta iluminación (8 y 67%):

860,1 cm vs. 589,8 cm en promedio respectivamente (Figura 2.3), lo cual equivale a un

incremento del 45,8% en las plantas que crecen bajo luz intermedia; no obstante, los

entrenudos se hicieron más largos con la disminución de la IR (P= 0,0002), con valores

extremos de 9,7 y 7,9 cm en las plantas que crecieron a IR del 8 y 67%, respectivamente.


Figura 2.2 Acidez titulable al anochecer (18:00 h) al amanecer (6:00 h) y acumulación

nocturna de ácidos (ΔH+) en plantas que se desarrollaron en diferentes ambientes

lumínicos: 8% IR, 17% IR, 31% IR y 67% IR.

(n=5 por tratamiento de iluminación, ES en barras)

Los valores de área foliar también fueron significativamente mayores (P= 0,0003) en las

plantas de los tratamientos de IR intermedia (17 y el 31%), comparadas con los de baja y

alta iluminación (8 y 67%); específicamente fueron en promedio de 3737,4 y 1510 cm2,

respectivamente (Figura 2.3), lo cual equivale a un incremento del 147,4% en las plantas

que crecieron en condiciones de luz intermedia. No obstante, el área foliar específica fue

significativamente mayor en el tratamiento de menor iluminación (8% IR) (P= 0,0018), con

un valor promedio de 104,4 cm2 g-1, lo cual representa un incremento del 51,8% con

respecto al tratamiento del 67% de IR, cuyo valor fue de 68,7 cm2 g-1.

De manera similar, la biomasa de raíces fue significativamente mayor en los tratamientos

de iluminación intermedia (17% y 31% IR) comparados con los tratamientos de alta y baja

iluminación (P= 0,0002), con valores promedios de 21,55 g vs. 5,17 g, respectivamente.

Finalmente, también la biomasa total fue significativamente mayor (P= 0,0013) en los

tratamientos intermedios de IR (17 y el 31%), comparados con los de baja y alta iluminación

(8 y 67% respectivamente): en promedio 149,2 vs. 53,9 g (incremento del 176,8%).

8% 17% 31% 67% 8% 17% 31% 67% 8% 17% 31% 67%

Capítulo 2. 59

Figura 2.3 Variables biométricas evaluadas en plantas de V. planifolia que se desarrollaron

en diferentes ambientes (8%, 17%, 31% y 67% IR).

Las letras diferentes sobre las barras indican las diferencias significativas (Duncan, 95%, n=5 por

tratamiento, ES en barras).

2.4.2 Fluorescencia de la clorofila

Se encontraron diferencias significativas en los valores de fluorescencia de la clorofila entre

los tratamientos de iluminación (P= 0,0000), entre las horas en las cuales se tomó la

medición a lo largo del día (P= 0,0000) y en la interacción entre el tratamiento de


iluminación y hora en la cual se tomó la medición (P= 0,0032). Los valores fueron

significativamente superiores en la IR de 8%, seguida por las de 17%, 31% y 67% (Figura

2.4).

Figura 2.4 Fluorescencia de la clorofila durante 24 h de plantas que se desarrollaron en

diferentes ambientes lumínicos (n= 5) A. 8% IR, B. 17% IR, C. 31% IR y D. 67% IR.

Las letras diferentes al lado de cada línea indican las diferencias significativas (Duncan, 95%) (n=3

por tratamiento, ES en barras).

2.4.3 Contenido foliar de pigmentos fotosintéticos

Las concentraciones de clorofila a, clorofila b y clorofila total fueron significativamente

superiores en las plantas establecidas en la IR más baja (8% IR) (P= 0,0000 en todos los

casos), seguidas por las concentraciones en las plantas que crecieron en los ambientes

de iluminación intermedia (17 y 31 % IR), y fueron significativamente inferiores en las

plantas sometidas a baja iluminación (Tabla 2.2). La concentración de carotenoides tuvo

un comportamiento inverso, pues fue significativamente superior en las plantas que se

desarrollaron en alta iluminación (P= 0,0001), y disminuyó en los tratamientos de mayor

iluminación. La proporción clorofila/carotenoides fue significativamente superior en las

plantas establecidas en baja iluminación (P= 0,0001), mientras que la proporción clorofila

a/b no presentó diferencias significativas entre las plantas de los tratamientos de

iluminación evaluados (P= 0,6266).

Capítulo 2. 61

Tabla 2.2 Contenido foliar de pigmentos fotosintéticos en plantas de Vanilla planifolia que

se desarrollaron en diferentes niveles de IR (8, 17, 31 y 67%).

IR

%

Clorofila a Clorofila b Clorofila

total Carotenoides

Clorofila

a/b

Clorofila

total/

carotenoides

(µg cm2)*

8 23,6 ± 1,2 a 11.37 ± 0,7 a 34,9 ± 1,9 a 3,9 ± 0,5 b 2,1 ± 0,1 a 9,6 ± 1,1 a

17 14,2 ± 1,2 b 7,19 ± 0,4 b 21,4 ± 1,1 b 4,6 ± 0,2 b 2,0 ± 0,2 a 4,7 ± 0,4 b

31 17,0 ± 1,6 b 7,2 ± 1,1 b 24, 2 ± 1,1 b 5,8 ± 0,1 a 2,5 ± 0,5 a 4,2 ± 0,2 b

67 8,5 ± 0,7 c 3,9 ± 0,4 c 12,4 ± 1,1 c 6,3 ± 0,1 a 2,2 ± 0,1 a 1,9 ± 0,2 c

En el cuerpo de la tabla se muestran los valores promedio ± ES de cinco plantas por tratamiento.

Las letras diferentes en las columnas indican diferencias significativas entre los tratamientos (P=

0,05, prueba de medias de Duncan).

2.5 Discusión

Los resultados muestran claramente que el ambiente lumínico donde crece la vainilla,

afecta las características de la fotosíntesis CAM y el crecimiento vegetativo, y que el rango

óptimo de iluminación para el buen desempeño de las plantas se presenta en niveles

intermedios, aunque es mucho más amplio hacia ambientes sombreados, entre 8,6 y 12,8

mol m2 día, lo cual corresponde en este estudio a rangos entre 17 y 31 % de IR. En otras

regiones donde se cultiva esta especie, se han reportado como adecuados rangos de IR

entre 30 y 60%, pero no es posible establecer compraciones sin conocer los valores de

flujo de fotones en estos sitios. Igualmente la planta desarrolla mecanismos para adaptarse

a los ambientes de baja iluminación, pero su capacidad de aclimatación a los ambientes

de alta iluminación es más restringida.

Durante la noche, cuando ocurre la Fase I del metabolismo CAM (Osmond, 1978), se

absorbió la mayor proporción del CO2 por unidad de área foliar, que equivale en promedio

al 81,2% de la fijación total durante 24 h, lo cual confirma que la vainilla es una planta CAM

fuerte (Silvera et al., 2005). Sin embargo, los mayores valores de absorción ocurrieron en

los tratamientos de iluminación intermedia a baja. Este resultado coincide con los

resultados de acumulación nocturna de ácidos (ΔH+) que fueron superiores en los

tratamientos de 8, 17 y 31 % de IR; es decir, las plantas de los tratamientos que crecieron


en estos ambientes de IR intermedia a baja (las cuales absorbieron mayor cantidad de

CO2) lo transformaron en ácidos orgánicos durante la noche (Dodd et al., 2002) y por ello

evidenciaron mayor acumulación de ácidos en las vacuolas. Durante el día, la mayor

absorción de CO2 se produjo en los tratamientos de 17 y 31%, la cual se dio

específicamente al inicio de la mañana (Fase II del metabolismo CAM), pues durante el

resto del día (Fases III y IV) solamente se presentó respiración.

Como resultado de este balance entre lo fijado en el día y en la noche, la mayor cantidad

neta de CO2 absorbido durante 24 h se alcanzó en los tratamientos intermedios a bajos de

luz, con valores mucho menores en el de alta iluminación. Por lo tanto, los valores más

altos de crecimiento se obtuvieron en las plantas que se desarrollaron en los tratamientos

de IR intermedios, de 17 y 31 %, lo cual corresponde a un flujo de fotones diario de 8,6 y

12,8 mol m2 día, expresados en los parámetros longitud de la liana, área foliar, biomasa

de raíces y biomasa total (Figura 2.3). En estos tratamientos de IR, los valores máximos

instantáneos de radiación fueron 369 y 577 µmol m2 s-1, respectivamente y ocurrieron entre

las 13 y 14 h. En consecuencia, los ambientes en los cuales se favorece la fotosíntesis y

el crecimiento de la vainilla aparentemente son aquellos que presentan niveles de RFA al

medio día entre estos dos valores, mientras que ambientes de mayor radiación (en

particular los que alcanzan valores de 1201,4 µmol m-2 seg-1 a medio día) limitan la

fotosíntesis y el desarrollo de esta especie. Estos resultados concuerdan con los valores

reportados en la India como favorables para el desarrollo vegetativo de vainilla, entre 300

y 600 μmol m-2 s-1 (Puthur, 2005), aunque sería necesario conocer el flujo de fotones diario

para esta región, con el fin de evaluar si los datos pueden ser comparables

La capacidad de aclimatación es mayor en especies que crecen en ambientes

heterogéneos o sujetos a cambios ambientales (Murchie y Horton, 1997), pues los ajustes

en el aparato fotosintético y en la morfología de la planta, les permiten ser más eficiente

en el uso de la baja radiación disponible o reducir el daño fotooxidativo cuando la luz es

excesiva (Anderson y Osmond, 1987; Anderson et al., 1995, Walters, 2005). En el caso de

la vainilla, que en condiciones naturales se desarrolla en ambientes heterogéneos de

radiación (Fouché y Jouve, 1999), las plantas que crecieron bajo condiciones extremas de

luminosidad (alta y baja), tuvieron los menores valores de crecimiento, aunque

desarrollaron algunos mecanismos de aclimatación.

Capítulo 2. 63

De un lado, las plantas que crecieron en 8% de IR, mostraron adaptaciones para ser más

eficientes en condiciones de baja iluminación, como entrenudos más largos y mayor área

foliar específica, puesto que en ambientes de baja radiación, una morfología elongada

incrementa la captación de luz (Walters, 2005). Sin embargo, el área foliar total por planta

disminuyó y tal vez por ello, aunque no se detectaron diferencias significativas en la

fotosíntesis total por unidad de área foliar durante 24 h en comparación con los

tratamientos de iluminación intermedia (Tabla 2.1), la menor área foliar probablemente

explica su menor tasa de crecimiento; en consecuencia, la combinación de promedios más

bajos de fotosíntesis por unidad de área foliar en este tratamiento y la menor área foliar de

las plantas, afectaron negativamente las tasas de crecimiento acumulado durante períodos

prolongados de tiempo (Shipley 2002).

En el otro extremo, la baja asimilación de CO2 y crecimiento de las plantas que se

desarrollaron en condiciones de alta iluminación se podría explicar por los indicios de

fotoinhibición que se detectaron. La fotoinhibición puede ser dinámica o crónica; la primera

es común en plantas de sol y generalmente implica una reducción reversible de corto plazo

de la eficiencia fotosintética (Osmond, 1994). La fotoinhibición crónica daña los centros de

reacción del PSII y causa fotodestrucción de los pigmentos fotosintéticos (Powles, 1984);

esta es la que aparentemente afectó a las vainillas en el tratamiento de mayor IR, pues la

eficiencia del PSII (Fv/Fm) decreció desde valores promedio 0,81± 0,001 en el tratamiento

de 8%, indicativos de ausencia de fotoinhibición (Powles, 1984; Werner et al., 2001.), hasta

0,61 ± 0,001 en el de 67 % de IR.

Las plantas propias de ambientes de sombra son especialmente susceptibles a

fotoinhibición crónica cuando se exponen a intensidades de luz altas. Bajo tales

condiciones, las plantas muestran bajo potencial de rendimiento cuántico de la fotosíntesis

como resultado de una menor cantidad de centros de reacción en el PSII, lo cual resulta

en un Fv/Fm más bajo a lo largo del día (Murchie et al., 2009). Un indicio adicional de daño

irreversible es que las hojas de las plantas que se desarrollaron en alta iluminación (67%)

presentaron manchas blancas por clorosis, probablemente como resultado de un

incremento en la degradación de la clorofila, debido a que la hoja no alcanzó a canalizar

de manera efectiva en reacciones fotoquímicas la alta energía recibida, lo cual conduce a

un blanqueamiento de la clorofila (Anderson, 1986).


La concentración de clorofilas (a, b y total) fue mayor en los tejidos foliares de las plantas

que crecieron en menor iluminación (8% de IR). En estas condiciones de sombra, la

síntesis de una mayor cantidad de clorofila es una estrategia de aclimatación para

incrementar la eficiencia de la captura de fotones y contrarrestar la baja cantidad de

radiación que llega a la hoja (Anderson, 1986). Tal vez este alto contenido de clorofila fue

efectivo para lograr que los valores de fotosíntesis total diaria por unidad de área foliar no

fueran muy bajos, a pesar de las limitaciones impuestas por la baja radiación, lo cual

constituye una evidencia adicional a favor del carácter tolerante a la sombra de la vainilla.

Se ha reportado que las plantas adaptadas a baja radiación tienen valores bajos de la

proporción clorofila a/clorofila b (aproximadamente 2) y las plantas adaptadas a alta

radiación valores altos (aproximadamente 2,8 y más) (Anderson, 1986). En el presente

estudio no se encontraron diferencias significativas en esta proporción entre las plantas de

vainilla que crecieron diferentes IR, cuyo valor promedio fue 2,2 (Tabla 2.2). Valores bajos

de esta proporción se han correlacionado con alto grado de apilamiento de las membranas

de los tilacoides en el cloroplasto, lo cual incrementa el área de la sección transversal de

la grana y produce mayor riesgo de fotoinhibición (Anderson y Aro, 1994). Esta incapacidad

de las plantas de vainilla que crecieron a alta intensidad de luz para incrementar la relación

clorofila a/clorofila b, sugiere que no ocurrió reorganización significativa de las membranas

de los tilacoides, que permitiera disminuir su apilamiento y por tanto evitar la

fotodestrucción del aparato fotosintético en las plantas expuestas a alta radiación (67% de

IR), lo cual constituye una evidencia adicional del carácter tolerante a la sombra de esta

especie.

Los carotenoides juegan un papel importante en la protección de los pigmentos de clorofila

contra la alta radiación, bajo condiciones de estrés lumínico (Yamamoto y Bassi, 1996) y

por esto, la proporción clorofila/carotenos es un indicador de la mayor protección ante la

mayor radiación, puesto que los carotenos contribuyen a la disipación del exceso de

radiación, actuando como mecanismo fotoprotector (Cazzonelli et al., 2011) Valores bajos,

indicativos de mayor grado de daño foto oxidativo, se encontraron en las plantas expuestas

a IR 67% (Tabla 2.2), mientras que las plantas que se desarrollaron en 17 y 31 % de IR

tuvieron valores intermedios y las del 8 % valores más altos. La vainilla mostró capacidad

para capturar y usar la luz mediante el incremento de la concentración de pigmentos

cuando creció a baja radiación; la disminución de la proporción clorofila/carotenos a alta

Capítulo 2. 65

radiación sugiere su incapacidad de minimizar el daño causado por fotoinhibiión, otra

evidencia de su incapacidad de aclimatarse a ambientes de alta radiación.

Puesto que la proporción de carotenoides relativa a la clorofila disminuyó con el aumento

de la intensidad de radiación (Tabla 2.2), las plantas de vainilla que crecieron en alta

iluminación no tuvieron suficientes mecanismos de protección contra el daño producido por

la alta radiación foto-destructiva. Tal insuficiencia se manifestó en el bajo contenido de

clorofila, baja asimilación de CO2, menor fluorescencia de la clorofila y baja productividad

de las plantas expuestas a radiación por encima de 800 μmol m-2 seg-1. Estos resultados

confirman que las plantas de sombra, no tienen mecanismos bien desarrollados para

contrarrestar los efectos de la fotoinhibición.

De acuerdo con la exposición anterior, las plantas de sombra como la vainilla son muy

sensibles a la alta radiación, pues esta causa inactivación de los centros de reacción e

inhibición del transporte de electrones, ya que las antenas del mecanismo fotosintético de

estas plantas son incapaces de canalizar la energía lumínica hacia los centros de reacción

fotoquímica. La energía no utilizada puede inducir la producción de especies reactivas de

oxígeno y radicales libres (Powles, 1984) que rompen el ADN, destruyen la función de las

proteínas y son responsables de la peroxidación de los lípidos, por lo cual causan daño al

metabolismo de la planta y disminución de la tasa de fotosíntesis y del crecimiento.

Las especies tienen límites en su capacidad de aclimatación, pues existe un rango

específico de condiciones ambientales más allá de los cuales no hay aclimatación adicional

(Walters, 2005). En la vainilla los rangos de iluminación donde mejor se desarrollan las

plantas son los que corresponden a iluminación intermedia (flujo de fotones diario de 8,6 y

12,8 mol m2 día lo cual corresponde a valores de IR de 17 y 31% en este estudio). Pero

además esta planta desarrolla estrategias de aclimatación a ambientes lumínicos de baja

radiación, con los cuales alcanza niveles de fotosíntesis comparables a los de las plantas

bajo radiación intermedia, aunque estos no se reflejan en el crecimiento y la acumulación

de biomasa. En los ambientes de alta radiación no logra aclimatarse, muestra síntomas de

fotoinhibición y tanto la fotosíntesis como el crecimiento es bastante restringido.


2.6 Conclusiones

La mayor asimilación de CO2 ocurrió durante la noche en todos los tratamientos (81,2 %

en promedio). La cantidad de CO2 fijada durante 24 h fue inferior en el tratamiento de 67%

de IR (23,5 m mol m2), casi la mitad de la fotosíntesis en los tratamientos de 17 y 31%

(53.6 y 50,1 m mol m2, respectivamente), lo cual coincide con la menor acumulación

nocturna de ácidos en este tratamiento. Las plantas de vainilla alcanzan mayor longitud,

área foliar y biomasa total cuando crecen en rangos de radiación intermedia (17 y 31% IR).

La eficiencia fotoquímica del fotosistema II (Fv/Fm) muestra que en las plantas del

tratamiento 67 % de IR ocurrió estrés por alta radiación. Los mayores valores de clorofila

a, b y total, y relación clorofila/carotenoides se obtuvieron en las plantas que crecieron en

la sombra. Estos resultados sugieren que la alta radiación del 67% IR altera el

funcionamiento de las plantas de vainilla, inhibiendo su fotosíntesis y crecimiento, y que

los ambientes altamente sombreados no afectan considerablemente la fotosíntesis CAM

de la vainilla, aunque a largo plazo esta especie presenta mayor respuesta fotosintética y

ganancia de biomasa que bajo niveles intermedios de radiación, mostrando una

aclimatación relativa durante su crecimiento inicial.

Agradecimientos

Este trabajo se realizó con la financiación del proyecto “Ecofisiología del cultivo de vainilla

(Vanilla planifolia Andr.), financiado por el Departamento Administrativo de Ciencia,

Tecnología e Innovación de Colombia – COLCIENCIAS y la Universidad Nacional de

Colombia (contrato 618-2011).

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Planta de V. planifolia con síntomas de deshidratación

3. Respuestas fisiológicas a la sequía de la planta CAM Vanilla planifolia Andrews

3.1 Resumen

La Vanilla planifolia Andr. es una orquídea tropical hemiepifita con fotosíntesis CAM, cuyos

frutos se utilizan ampliamente en la industria de saborizantes y aromatizantes. Bajo

condiciones naturales, la vainilla crece en ambientes con escasez estacional de agua, lo

cual podría ser favorable para su cultivo al disminuir la incidencia de patógenos, pero

también podría afectar su productividad. En este trabajo se estudió cómo la sequía y la

subsecuente hidratación de plantas de V. planifolia afectan su fotosíntesis CAM. El

experimento se desarrolló en condiciones de invernadero donde las plantas inicialmente

se mantuvieron durante 24 días sin riego. Después de este periodo, se separaron dos

grupos: plantas que se regaron diariamente (tratamiento control) y plantas que se

mantuvieron sin agua durante 14 días más (tratamiento sin riego). Ambos grupos de

plantas se rehidrataron desde el día 38 hasta el 42, cuando finalizó el experimento. Con el

riego el contenido hídrico relativo del tejido foliar se incrementó desde 62,4% hasta 87,1%

y disminuyó en las plantas sin riego hasta 47,7%, el cual alcanzó un valor de 70,5%

después de que se rehidrataron. Con el riego el rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm) de

las plantas control se incrementó desde 0,71 hasta 0,77 mientras que en las plantas sin

riego se redujo hasta 0,63, y después de la rehidratación se incrementó hasta valores

equivalentes a los de las plantas control. Con el riego la acumulación nocturna de ácidos

de las plantas control se incrementó desde 4,1 hasta 7,8 μeq H+ cm-2 mientras que en las

plantas sin riego disminuyó hasta 2,0 μeq H+ cm-2 y después de la rehidratación se

incrementó hasta 3,9 μeq H+ cm-2. La curva de intercambio de CO2 de las plantas control

siguió el patrón típico de las plantas CAM, que ocurre principalmente durante la noche, con

una absorción máxima de 1,52 μmol CO2 m-2 s-1 a las 23:30 h. La cantidad total de CO2

absorbido por estas plantas durante 24 horas fue 43,8 m mol m-2, de los cuales 83% fue

absorbido durante la noche. La sequía produjo alteraciones del patrón de intercambio diario


de CO2 en las plantas sin riego; así, el balance de absorción de CO2 durante las horas de

luz fue negativo, y durante la noche, aunque fue positivo, disminuyó considerablemente.

El balance neto de intercambio de CO2 durante un ciclo de 24 horas en las plantas sin

riego, fue positivo aunque muy bajo. Debido a que la acumulación nocturna de ácidos se

mantuvo a pesar la baja absorción de CO2 durante la noche, es posible que se estuviera

iniciando un proceso de reciclaje interno de CO2 a partir de la respiración celular conocido

como CAM-idling. La rápida recuperación de la vainilla después de 38 días sin riego,

sugiere el potencial de extender su cultivo a regiones tropicales con estaciones secas. Sin

embargo, sería necesario estudiar las respuestas de las plantas bajo condiciones de

cultivo, que incluya la evaluación de los efectos sobre su crecimiento y productividad.

Palabras clave: Fluorescencia de la clorofila, fotosíntesis, contenido relativo de humedad,

acidez titulable

Abstract

The Vanilla planifolia Andr. is a tropical hemi-epiphytic orchid with CAM photosynthesis,

whose fruits are broadly used in the flavoring and perfuming industry. Under natural

conditions, vanilla grows in seasonally dry environments, which could be favorable for its

cultivation because it decreases the incidence of pathogens; however, it could also affect

its productivity. In this work we studied the effect of drought and subsequent rehydration of

plants of V. planifolia on its CAM photosynthesis. The experiment was carried out under

greenhouse conditions, where plants were initially kept without irrigation for 24 days. After

that period, they were separated into two groups: plants watered daily (control treatment)

and plants without irrigation for 14 more days (droughted treatment). Both groups of plants

were watered from day 38 to 42, when the experiment finished. The relative water content

of leaf tissue increased from 62,4% to 87,1% with irrigation and decreased to 47,7%, in

droughted plants, which reached a value of 70,5% after rehydration. With irrigation the

potential quantum yield (Fv/Fm) of control plants increased from 0,71 to 0,77 while in

droughted plants it decreased to 0,63, which increased to values similar to those of control

plants after rehydration. With irrigation the nocturnal acid accumulation of control plants

increased from 4,1 to 7,8 μeq H+ cm-2 while in droughted plants decreased to 2,0 μeq H+

cm-2, which increased to 3,9 μeq H+ cm-2 after rehydration. The daily curve of de CO2

exchange of control plants followed the typical pattern of CAM plants, which occurs mainly

Capítulo 3. 75

at night, with a maximum absorption of 1,52 μmol CO2 m-2 s-1 at 23:30 h. The total quantity

of CO2 absorbed by these plants along 24 hours was 43,8 m mol m-2, of which 83% was

absorbed at night. Drought altered the daily pattern of CO2 exchange in droughted plants:

the balance of CO2 absorption along light hours was negative, and at night, though positive,

it decreased considerably. Therefore, the net balance of CO2 exchange along a 24-hour

cycle in droughted plants was positive though very low. Because nocturnal acid

accumulation occurred despite the low CO2 absorption at night, it is possible that these

plants were presenting an incipient process of internal cycling of the CO2 released by

cellular respiration, known as CAM-idling. The fast recuperation of vanilla plants after 38

days of drought, suggests the potential of extending its cultivation to tropical regions

seasonally dry. However, it is necessary to study the responses of plants cultivated under

field conditions, including an evaluation of its growth and productivity.

Key words: clorophyll fluorescence, photosynthesis, relative water content, tritratable

acidity

3.2 Introducción

Las epífitas y hemiepífitas que crecen en el dosel del bosque tropical tienen restricciones

de suministro temporal de agua (Zotz y Hietz, 2001; Laube y Zotz, 2003). El

almacenamiento de agua en sus hojas y raíces suculentas y otros órganos de la planta,

les ayudan a sobrevivir en este ambiente que se torna xerofítico durante los períodos de

baja precipitación (Benzing, 1990). Muchas especies de este grupo cierran los estomas

durante gran parte del día el día, por lo cual el CO2 es absorbido principalmente durante la

noche, cuando tienen los estomas abiertos, lo cual les permite ganar carbono con baja

pérdida de humedad, y por lo tanto ser altamente eficientes en el uso del agua (Luttge,

2004; Osmond, 1978; Ting ,1985). La fijación de CO2 en este grupo se da mediante una

ruta fotosintética conocida como metabolismo ácido de las Crassulaceae (CAM); tal vez

esto explica que el 40% de las orquídeas tropicales tengan metabolismo CAM (Winter y

Smith, 1996; Silvera et al., 2010).

Vanilla planifolia Andr. es una orquídea tropical hemiepifita con fotosíntesis CAM cuyos

frutos se utilizan ampliamente en la industria de saborizantes y aromatizantes (Brownell,


2011; Havkin - Frenkel et al., 2011). Una de las principales limitaciones para el cultivo de

vainilla en los países donde se produce, es la incidencia de enfermedades producidas por

hongos patógenos (Hernández-Hernández, 2011; Tombe y Liew, 2011; Bhai et al., 2008)

que son mucho más graves en ambientes de alta humedad; por lo tanto, las áreas con baja

precipitación pueden ser más adecuadas para el cultivo de vainilla (Santa et al., 2012).

También, bajo estas condiciones ambientales, la ocurrencia de un período seco bien

marcado cada año, tiene un efecto benéfico sobre la productividad de la vainilla debido a

que la sequía estacional incipiente puede ser un factor que promueva la floración mediante

la activación de las yemas florales (Exley, 2011; Varela Quiroz, 2011).

Sin embargo, la baja precipitación estacional también puede tener efectos desfavorables,

puesto que la vainilla es una planta suculenta cuyo metabolismo depende del alto

contenido de humedad en las células, por lo cual la sequía reduce su crecimiento

vegetativo y afecta su floración y fructificación (Leakey, 1970). Bajo condiciones naturales,

la vainilla enfrenta progresivamente mayor escasez en el suministro de agua, puesto que

al desarrollarse trepa por el árbol tutor hasta el dosel, donde está expuesta a altas

temperaturas diurnas y grandes variaciones de humedad del aire; además, su sistema de

raíces crece en la superficie del suelo del bosque, un ambiente con alto potencial de

pérdida de humedad (Fouché y Jouve, 1999; Hernandez y Lubinski, 2011).

Vanilla planifolia es una especie que se ha clasificado como CAM obligada o constitutiva

fuerte, lo cual significa que absorbe una alta proporción de CO2 durante la noche (Nelson

y Sage, 2008). Este trabajo estudió cómo la sequía y la subsecuente hidratación de plantas

de V. planifolia afectan su metabolismo CAM, expresado en cambios de variables

fisiológicas como intercambio de CO2, acumulación nocturna de ácidos y fluorescencia de

la clorofila. Diversos resultados experimentales recientes muestran que la absorción de

CO2 en plantas CAM se reduce durante los períodos de sequía (Nobel, 1985; Haslam et

al., 2003; Herrera, 2000; Ceusters et al., 2009; He et al., 2013). En consonancia con estos

hallazgos, esperamos que las plantas de vainilla mantengan la fotosíntesis CAM a pesar

de las variaciones en las condiciones ambientales (Griffiths, 1988) y que su fisiología se

vea afectada negativamente por la sequía en todas las variables evaluadas; no obstante,

como muchas otras plantas CAM (Szarek, 1973, Bastide et al., 1993, Ceusters et al

2009ab, Graham y Andrade 2004), se recuperará rápidamente una vez se reinicie el riego.

Capítulo 3. 77


3.3.1 Desarrollo del experimento

Este estudio se llevó a cabo en el invernadero del Departamento de Botánica de la

Universidad de California en Riverside (USA). Se utilizaron plantas de V. planifolia

adquiridas en el vivero comercial Andy's Orchids Inc. (Encinitas, CA, USA), sembradas en

macetas plásticas (capacidad de 0,5 L), con un sustrato compuesto por corteza de pino

picada. Inicialmente, las plantas se mantuvieron en el invernadero durante 24 días sin

riego. Después de este periodo, se separaron dos grupos de plantas con características

de tamaño similar (cinco individuos en cada grupo), con el fin de aplicar dos diferentes

tratamientos de riego: Las plantas del primer grupo (tratamiento control) se regaron

diariamente utilizando el sistema de riego automático del invernadero, programado para

activar los aspersores durante un minuto cada hora, lo cual se consideró suficiente para

alcanzar un nivel de humedad de saturación en todos los individuos. El segundo grupo de

plantas (tratamiento sin riego) continuó sin riego durante 14 días más, con el propósito de

alcanzar gradualmente mayores condiciones de desecación de los tejidos, y a partir del

día 39 estas plantas se rehidrataron mediante la aplicación del riego descrito

anteriormente, hasta el día 42 cuando finalizó el experimento.

Todas las demás condiciones ambientales fueron idénticas para ambos grupos de plantas.

Las condiciones micro climáticas del invernadero se monitorearon con una micro estación

meteorológica compuesta por sensores de humedad relativa, temperatura del aire, y

radiación; los datos se registraron cada 15 min y se guardaron en un almacenador de

datos automático (Campbell Scientific CR 1000, Logan UT, USA). La temperatura del aire

fue 27,0 ± 1 °C durante el día (6:00 a 20:00 h) y 24,6 ± 0,6 °C durante la noche, la humedad

relativa fue 56,1 ± 8,9% durante el día y 68,4 ± 3,2 % durante la noche. Los mayores

valores de radiación se alcanzaron entre las 12:00 y las 16:30 h con un valor promedio de

124 µmol m2 s-1 y un valor máximo instantáneo de radiación de 210 µmol m2 s-1, a las 13:00

h (Figura 3.1).


Figura 3.1 Condiciones ambientales dentro del invernadero donde se mantuvieron las

plantas durante el experimento (Departamento de Botánica, Universidad de California,

Riverside).

3.3.2 Estado de humedad de las plantas

Los cambios en el estado de humedad de las plantas se evaluaron mediante el contenido

hídrico relativo – CHR (Munns, 2010) de hojas maduras plenamente expandidas (hojas en

posición 4 a 6 desde la yema terminal). Las muestras consistieron en discos de tejido foliar

tomadas con un perforador metálico (área de 6.3 ± 0.3 cm2) en la mañana (8:00 a 10:00

horas) en los días 15, 19, 24, 29, 34, 38 y 42 después del inicio del experimento. Cada

muestra se pesó inmediatamente en el laboratorio (220 g, precisión 0,0001 g ) con el fin

de determinar el peso fresco (PF) y después se depositó en un recipiente de vidrio (25 mL)

con agua destilada, en el cual la muestra permaneció sumergida bajo las condiciones

ambientales del laboratorio durante 24 h. Después de este tiempo, las muestras se pesaron

de nuevo para obtener el peso en turgencia (PT), y después se secaron a 60 °C durante

48 h para obtener el peso seco (PS). Con estos valores se calculó el contenido hídrico

relativo como CHR (%) = ((PF-PS) * (PT-PS)-1)*100.

Capítulo 3. 79


El intercambio de CO2 de hojas maduras, sanas, localizadas en la posición 4 a 5 desde la

yema terminal, se midieron con un sistema portátil de fotosíntesis (Li-6400, LI - COR,

Lincoln, NE, USA). La porción media de la hoja, se encerró en la cámara para hojas anchas

(área 6 cm2). La concentración de CO2 se mantuvo constante a un valor de 400 μmol/mol

y una temperatura de 26 °C. Los datos de intercambio de gases se tomaron

automáticamente cada 15 min durante un periodo de 24 h por planta (n=3

plantas/tratamiento), mediante el uso de la rutina “Autoprogram” incuída en el programa

del equipo, entre los días 32 y 37después del inicio del experimento. Se calculó el

intercambio neto de CO2 durante el día, durante la noche y el total durante el ciclo de 24

horas (Griffiths et al., 1986), como las áreas bajo la curva, de las curvas promedio de

intercambio de CO2 en cada tratamiento.


La fluorescencia de la clorofila del fotosistema II se midió con un fluórometro portátil (Mini-

PAM Portable Chlorophyll Fluorometer, Heinz WalzGmbH, Effeltrich, GE). Las mediciones

se tomaron temprano en la mañana (8:00 a 10:00 h) en los días 24, 31, 34, 38 y 42 después

del inicio del experimento en cinco hojas maduras plenamente expandidas por planta,

adaptadas a la oscuridad durante 30 min. Se registró en cada caso el valor de la máxima

eficiencia cuántica del fotosistema II, también llamado rendimiento cuántico potencial

(Fv/Fm), donde Fv es el rendimiento variable de la fluorescencia y corresponde a la

diferencia entre la máxima fluorescencia (Fm) y la fluorescencia basal (Fo) (Maxwell y

Johnson, 2000).


Para determinar la acumulación nocturna de ácidos, se evaluó el cambio de acidez titulable

de tejidos foliares entre el amanecer y el anochecer del día anterior. Para esto se tomaron

muestras de 4,5 cm2 utilizando un perforador metálico en hojas maduras, plenamente

expandidas de cinco plantas por tratamiento. Las muestras se tomaron al anochecer (20:00

h) y al amanecer del día siguiente (6:00 h), en los días 23-24, 30-31, 34-35, y 41-42

después del inicio del experimento. Las muestras se empacaron en tubos Eppendorf, se

congelaron mediante la inmersión en nitrógeno líquido y se almacenaron en el congelador


hasta su procesamiento en el Laboratorio de Fisiología Ecológica (Universidad de

California, Riverside). El ácido de cada muestra se extrajo mediante la ebullición en 70 mL

de etanol (20%) y después se tituló utilizando 0.5 mNNaOH hasta alcanzar un pH de 7.0

(Silvera et al., 2010). Se registró el volumen de NaOH requerido para alcanzar el valor final

seleccionado en la titulación. Finalmente, los µequivalentes de H+ se calcularon como µeq

H+ cm-2 = ((ml NaOH requeridos para alcanzar pH 7,0)*(mM de solución utilizada)-1))/(área

de la muestra en cm2). El valor de acumulación nocturna de ácidos ΔH+ se calculó como la

diferencia entre el contenido de μequivalentes de H+ al amanecer y el contenido de μeq H+

al anochecer del día anterior.

3.3.6 Diseño experimental y análisis estadístico

Se utilizaron pruebas de t para evaluar las diferencias significativas entre los tratamientos

(control y sin riego) para las variables contenido relativa de humedad (CHR), acumulación

nocturna de ácidos (ΔH+), y rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm), y absorción de CO2 en

cada uno de los días en los que se tomaron datos. Las diferencias entre las muestras se

consideraron significativamente diferentes cuando el valor de P <0,05.

3.4 Resultados

3.4.1 Estado de humedad de las plantas

Después de 24 días sin riego, todas las plantas tenían en promedio un Contenido hídrico

relativo - CHR de 62,4% sin diferencias significativas entre los dos grupos (P = 0,8896)

(Figura 3.2). Una vez comenzó la aplicación de riego permanente en el grupo control, el

CHR se incrementó rápidamente hasta un valor promedio de 87,1% a los 29 días, mientras

que las plantas que continuaron sin riego decrecieron linealmente el CHR hasta 56,5%, y

en este momento las diferencias con respecto al control empezaron a ser significativas (P=

0,0000). A medida que transcurrieron más días sin riego, el contenido de humedad de las

plantas continuó disminuyendo hasta 47,7% de CHR a los 38 días, cuando el tratamiento

sin riego finalizó. Después de que se comenzó a aplicar nuevamente el riego permanente

al grupo de plantas secas, el CHR de las hojas se recuperó rápidamente, y a los 42 días

alcanzó un valor de 70,5 %, lo cual significa que el CHR se incrementó en un 32,3% con

Capítulo 3. 81

respecto al valor previo en solo cuatro días de riego permanente; sin embargo, las

diferencias con el control todavía fueron significativas (P = 0,0309).


Después de 24 días sin riego, el rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm) de todas las

plantas fue en promedio 0,71 (Figura 3.2). Una vez empezó el riego permanente de las

plantas control, este valor se incrementó lentamente hasta 0,77 a los 42 días después del

inicio del experimento. De otro lado, las plantas sin riego redujeron su rendimiento cuántico

potencial hasta 0,63 en el día 38, y después este se incrementó hasta 0,73, cuatro días

después de que se volvió a aplicar riego permanente sin diferencias significativas con

respecto al control (P = 0,1036) (Figura 3.2).


Después de 23-24 días sin riego, la acumulación nocturna de ácidos para todas las plantas

fue en promedio 4,1 ± 0,4 μeq H+ cm-2 (Figura 3.2). Las plantas control, las cuales se

regaron desde ese día, gradualmente incrementaron la acumulación nocturna de ácidos

hasta 7,8 ± 0.7 μeq H+ cm-2 al final del experimento. En las plantas que continuaron sin

riego, la acumulación nocturna de ácidos disminuyó hasta 2,0 ± 0,7 μeq H+ cm-2 después

de un total de 34-35 días sin riego y mostró diferencias significativas con el control (P =

0,0001). Después de que estas plantas se rehidrataron mediante la aplicación de riego

permanente durante siete días adicionales (día 42 después de iniciado el experimento), la

acumulación nocturna de ácidos se incrementó hasta 3,9 ± 0,7 μeq H+ cm-2 (Figura 3.2);

sin embargo, las diferencias con el control todavía fueron significativas (P = 0,0023).


A

B

C

Figura 3.2 Parámetros fisiológicos medidos en hojas maduras plenamente expandidas de

Vanilla planifolia, en plantas control y sin riego.

Inicialmente los dos grupos de plantas se mantuvieron sin riego durante 24 días, después del día

25 al 37 un grupo se regó diariamente (control) y a partir del día 38 se regaron ambos grupos. A.

Contenido hídrico relativo B. Rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm). C. Acumulación nocturna de

ácidos (ΔH+). Los datos corresponden a media +ES (n=5 plantas). Los asteriscos indican

diferencias significativas entre los dos grupos.

0,55

0,60

0,65

0,70

0,75

0,80

10 15 20 25 30 35 40 45

Fv /

Fm

Tiempo (días)

sin riego * *

Capítulo 3. 83


La curva de intercambio de CO2 de las plantas control de V. planifolia siguió el patrón típico

de las plantas CAM, con la mayor proporción de absorción de CO2 durante la noche, entre

las 20:00 y las 6:00 horas (Fase I) (Osmond, 1978). El intercambio de CO2 fue positivo para

las plantas aún antes del anochecer y gradualmente se incrementa a medida que progresa

la noche hasta un máximo de absorción de 1,52 ± 0,18 μmol CO2 m-2 s-1 cerca de las 23:30

h y después disminuye hacia el amanecer (Figura 3.3). Temprano en la mañana, entre las

6:00 y las 8:00 h, hubo absorción de CO2 bajo condiciones de luz (Fase II). El intercambio

de CO2 tomó valores negativos aproximadamente entre las 8:00 y las 13:30 h (Fase III). A

partir de este momento, el intercambio de CO2 se incrementó lentamente entre las 13:30 y

las 20:00 h, todavía con luz, y los valores de intercambio de CO2 fueron nuevamente

positivos y progresivamente se incrementaron hacia el final de la tarde (Fase IV).

La absorción de CO2 en el ciclo de 24 h, representado mediante el área bajo la curva de

asimilación, ocurre principalmente durante la noche (Fase I), lo cual equivale al 83% de la

asimilación total durante 24 h en las plantas control (Tabla 3.1). De otro lado, ocurrieron

drásticas alteraciones del patrón de intercambio diario de CO2 en las plantas sin riego.

Estas plantas mostraron valores negativos de intercambio de CO2 durante la mayor parte

del ciclo de 24 horas, durante las horas durante las horas de luz y las primeras horas de

oscuridad. Como resultado, el balance de absorción de CO2 durante las horas de luz fue

negativo, y durante la noche fue positivo pero mucho menor que el de las plantas control

(fue solamente el 9,3% del valor alcanzado por las plantas control), con un valor máximo

de absorción de CO2 absorción de 0,16 ± 0,04 μmolm-2s-1 (Figura 3.3, Tabla 3.1).

3.5 Discusión

Los resultados de este estudio muestran que ocurrieron cambios en el metabolismo de V.

planifolia como respuesta a la sequía prolongada y su subsecuente rehidratación. La

disminución del contenido hídrico relativo de las plantas con la prolongación de la sequía

ocurrió lentamente, probablemente debido a la suculencia de sus hojas y tallos, los cuales

almacenan agua, lo mismo que las raíces, como se ha reportado en otras especies de

orquídeas (Benzing y Ott, 1982). En contraste, cuando las plantas se rehidratan, el CHR


se incrementa rápidamente, mostrando el potencial de recuperación del estado hídrico de

la vainilla después de un periodo prolongado de sequía.

A

B

Figura 3.3 Curvas de toma neta de CO2 de hojas jóvenes plenamente expandidas de V.

planifolia.

A. Plantas control con riego permanente durante 8 a 10 días, después de un período de sequía de

24 días (n=3). B. Plantas sin riego durante 37 a 39 días continuos. Las líneas verticales

corresponden a los errores estándar (n=3). El período de oscuridad está indicado por la barra negra

en la base de la gráfica.

Capítulo 3. 85

Tabla 3.1 Valores de fotosíntesis total por unidad de área foliar durante la noche, durante

el día, y durante 24 h en plantas de V. planifolia con riego (control) y sin riego.

Tratamiento* Fotosíntesis total (mmol m2)

Durante la noche Durante el día Durante 24 h

Control 36,5 ± 4,8 a 7,3 ± 1,4 a 43,8 ± 4,4 a

Sin riego 3,4 ± 0,9 b - 2,7 ± 0,4 b 0,7 ± 1,3 b

*Las plantas con riego se hidrataron durante 8 a 10 días, después de un período de sequía de 24

días (n=3). Las plantas sin riego se deshidrataron durante 37 a 39 días. Los valores en el cuerpo

de la tabla corresponden al promedio ± DE (n=3), estimados a partir de los datos de intercambio de

gases tomados cada 15 minutos.

Los resultados del intercambio de CO2 durante 24 horas muestran claramente el

comportamiento CAM de V. planifolia bajo condiciones de riego permanente, caracterizada

por la presencia de las cuatro fases típicas de este metabolismo (Osmond, 1978). La

cantidad total de CO2 absorbido durante 24 horas por las plantas bien hidratadas de V.

planifolia fue 43,8 ± 4,4 m mol m-2, de los cuales 83% fue absorbido durante la noche;

puesto que las especies CAM que obtienen más del 70% del CO2 durante la noche se

clasifican como CAM obligadas o constitutivas fuertes (Winter y Holtum, 2002), los

resultados obtenidos sugieren que V. planifolia presenta esta condición. El metabolismo

CAM obligado o constitutivo fuerte se considera una adaptación a hábitats con escasez

severa de agua, pues permite fijación de CO2 mayormente durante la noche con baja

demanda evaporativa (Herrera, 2009), lo cual puede estar relacionado con las condiciones

de deficiencia de humedad que experimentan las plantas de vainilla en los bosques donde

evolucionó, como se mencionó anteriormente.

Se ha reportado que bajo estrés por sequía, las plantas CAM suprimen las Fases II y IV

de absorción de CO2 que ocurren en presencia de luz, al inicio de la mañana y al final de

la tarde (Smith y Lüttge, 1985; Lüttge, 1987). El mismo comportamiento fue observado en

V. planifolia, puesto que luego de 35 a 38 días sin riego, redujo la absorción de CO2 durante

las primeras horas de la mañana y la eliminó al final de la tarde, lo cual arrojó un balance

negativo de intercambio de CO2 durante las horas de luz (Figura 3.3, Tabla 3.1). La cantidad

de CO2 que se absorbió durante la noche (Fase I) también se redujo significativamente (en

90,7%) por efecto de la sequía (Tabla 3.1); sin embargo, el balance neto de intercambio

de CO2 durante un ciclo de 24 horas, aún fue positivo, aunque muy bajo (Tabla 3.1).


Durante períodos prolongados de sequía, las plantas CAM tienden a disminuir también la

apertura de estomas durante la noche, lo cual reduce su absorción externa de CO2 y afecta

la acumulación nocturna de ácidos (Ting, 1985). Esto fue lo que se observó en las plantas

de V. planifolia sometidas al tratamiento sin riego: a medida que la sequía se prolongaba,

los valores de ΔH+ disminuyeron progresivamente y las diferencias fueron significativas

comparadas con las plantas sometidas a riego permanente después de 34-35 días sin

irrigación (ΔH+ = 2,0 ± 0,7 µeq H+ g -1 en plantas sin riego vs. 7,8 ± 0,4 en las plantas

control). Sin embargo, estos valores mínimos medidos en las plantas sin riego todavía

parecen relativamente altos y difícilmente pueden ser explicados a partir de los valores

netos de absorción de CO2 tan bajos (3,4 ± 0,9 m mol m2 durante la noche). Esta disparidad

entre la asimilación de CO2 y la acumulación de ácidos durante la noche en las plantas sin

riego podría estar reflejando un proceso incipiente de reciclaje interno de CO2 a partir de la

respiración celular.

Se ha reportado que algunas plantas CAM bajo condiciones severas de sequía durante

períodos prolongados de tiempo, mantienen los estomas cerrados durante el día y la

noche, lo cual restringe la pérdida de agua y el ingreso de CO2 exógeno (Griffiths, 1988;

Luttge, 1987). Esta estrategia, conocida como CAM-idling, se caracteriza por la

acumulación de ácidos orgánicos sin absorción de CO2 externo y explica su sobrevivencia

debido al reciclaje del CO2 liberado a partir de su propia respiración. Al rehidratarse, estas

plantas son capaces de recuperar rápidamente una tasa de absorción de CO2 comparable

a la observada antes de la sequía (Rayder y Ting, 1981; Patel y Ting, 1987). Tal estrategia

se ha reportado en varias plantas CAM constitutivas (al igual que V. planifolia) como

Opuntia basilaris (Szarek, 1973), Xerosicyos danguyi (Bastide et al., 1993) y Aechmea

‘Maya” (Ceusters, 2009). Esto pudo ocurrir con las plantas de V. planifolia sujetas a sequía

prolongada, en las cuales prácticamente desaparecieron las fases II y IV de absorción

diurna de CO2 y aún durante la noche la absorción de CO2 fue muy baja.

Se ha reportado que debido a la sequía, el PSII se inactiva parcialmente por lo cual

disminuye la fluorescencia de la clorofila (Woo et al. 2008). En este experimento, los

valores del potencial de rendimiento cuántico (Fv/Fm) en vainilla decrecieron por efecto de

la deshidratación y a los 34 días sin riego, ya los valores de Fv/Fm fueron diferentes a los

de las plantas control, lo cual sugiere que la actividad fotosintética decreció, no solamente

Capítulo 3. 87

por efecto del cierre de estomas ante la sequía, sino también por efecto de la restricción

de la transferencia de electrones en el PSII. Este efecto de la sequía sobre Fv/Fm también

se ha reportado en epífitas (Zotz, 1996), árboles (Epron et al., 1992) y cultivos (Souza et

al., 2004).

Después de la aplicación de riego a las plantas deshidratadas, ocurrió una rápida

recuperación de los valores de los parámetros fisiológicos, principalmente de Fv/Fm, que

en solo cuatro días alcanzó los valores de las plantas control. La disminución en el

parámetro Fv/Fm por efecto de la sequía y su rápida recuperación al rehidratarse, indican

la ocurrencia de un mecanismo de disipación de energía que protege de daño al aparato

fotosintético, mediante el cual una alta proporción de los fotones absorbidos se pierden

como energía térmica, en vez de utilizarse para conducir la fotosíntesis (Demmig-Adams,

1990; Souza et al. 2004). En otras especies CAM como la bromelia terrestre Aechmea

'Maya' la recuperación de los valores contenido de humedad de las hojas y otros

parámetros fisiológicos, también se alcanzó rápidamente después de un período

prolongado de sequía, con tan solo 10 días de rehidratación (Ceusters et al., 2009).

La rápida recuperación de la vainilla es un indicador de su resiliencia ante la sequía y



cultivo, que incluyan la evaluación de los efectos sobre el crecimiento y la productividad de

las plantas de vainilla. La extinción de los recursos hídricos y el calentamiento global son

cada vez más restrictivos para la agricultura (Ramirez-Villegas et al., 2012), por lo cual

será muy importante estudiar varios procesos de recuperación después de sequías de

diferentes magnitudes en este cultivo, para lograr un uso efectivo de los recursos hídricos.

3.6 Conclusiones

Con el riego el contenido hídrico relativo del tejido foliar se incrementó desde 62,4% hasta

87,1% y disminuyó en las plantas sin riego hasta 47,7%, el cual alcanzó un valor de 70,5%

después de que se rehidrataron. Con el riego el rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm) de

las plantas control se incrementó desde 0,71 hasta 0,77 mientras que en las plantas sin

riego se redujo hasta 0,63, y después de la rehidratación se incrementó hasta valores

equivalentes a los de las plantas control. Con el riego la acumulación nocturna de ácidos


de las plantas control se incrementó desde 4,1 hasta 7,8 μeq H+ cm-2 mientras que en las

plantas sin riego disminuyó hasta 2,0 μeq H+ cm-2 y después de la rehidratación se

incrementó hasta 3,9 μeq H+ cm-2. La curva de intercambio de CO2 de las plantas control

siguió el patrón típico de las plantas CAM, que ocurre principalmente durante la noche, con

una absorción máxima de 1,52 μmol CO2 m-2 s-1 a las 23:30 h. La cantidad total de CO2

absorbido por estas plantas durante 24 horas fue 43,8 m mol m-2, de los cuales 83% fue

absorbido durante la noche. La sequía produjo alteraciones del patrón de intercambio diario

de CO2 en las plantas sin riego; así, el balance de absorción de CO2 durante las horas de

luz fue negativo, y durante la noche, aunque fue positivo, disminuyó considerablemente.

El balance neto de intercambio de CO2 durante un ciclo de 24 horas en las plantas sin

riego, fue positivo aunque muy bajo. Debido a que la acumulación nocturna de ácidos se

mantuvo a pesar la baja absorción de CO2 durante la noche, es posible que se estuviera

iniciando un proceso de reciclaje interno de CO2 a partir de la respiración celular conocido

como CAM-idling. La rápida recuperación de la vainilla después de 38 días sin riego,



cultivo, que incluya la evaluación de los efectos sobre su crecimiento y productividad.

Agradecimientos

Este trabajo se realizó en el marco del proyecto “Manejo integrado de la nutrición del cultivo

de vainilla” (contrato 082-2008V6151-3701), financiado por el Ministerio de Agricultura y

Desarrollo Rural de Colombia, la Universidad Nacional de Colombia, la empresa Bioandes

C.I. Ltda. y la Corporación Autónoma Regional del Centro de Antioquia (CORANTIOQUIA).

Igualmente, agradezco al Dr. Louis Santiago del Departamento de Botánica de la

Universidad de California, Riverside, y a la Dra. Katia Silvera por su asesoría y por

facilitarme las instalaciones y equipos para el desarrollo de esta investigación.

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Planta de Vanilla planifolia en un

sistema agroforestal

4. Efectos del sustrato y la aplicación de fertilizantes e inoculantes sobre el desarrollo inicial de plantas de vainilla (Vanilla planifolia Andrews)

4.1 Resumen

El cultivo de vainilla en sistemas agroforestales puede ser una alternativa rentable para

pequeños agricultores en el trópico, donde son comunes los suelos pobres en nutrientes.

Este trabajo evalúa la respuesta de plántulas de vainilla a su siembra en dos tipos de

sustratos (champiñonaza vs. hojarasca + chips de madera) y cinco tipos de fertilización e

inoculación que consistieron en fertilización química al sustrato (Q) con el fertilizante grado

27-17-17; fertilización foliar (F) mensual con el fertilizante 10-4-7+micronutrientes (1

cm3/L); inoculación con microorganismos rizosféricos (I) al sustrato (mezcla de

Pseudomonas fluorescens, Trichoderma sp., Bacillus sp, Penicillium sp.), y la combinación

Q+I; como referencia se incluyo se incluyó un tratamiento control (C) no-fertilizado ni-

inoculado. Las plantas exhibieron un crecimiento significativamente mayor (en longitud y

biomasa) en el sustrato de hojarasca + chips de madera comparado con el de

champiñonaza. Por otro lado, la biomasa aérea, la biomasa total y la longitud a los 480

días fue mayor con el tratamiento Q+I que con los tratamientos individuales (Q, I), lo cual

sugiere un efecto sinergistico; con el tratamiento I se obtuvo mayor proporción de raíces y

supervivencia de las plantas. Con el tratamiento Q se obtuvo mayor longitud a los 180 días.

La concentración foliar de N fue significativamente mayor en plantas que crecieron en el

sustrato de hojarasca + chips de madera, y no se afectó por la aplicación de Q, I, F, Q+I.

En contraste, en la concentración de P y K no hubo diferencia significativa por el efecto del

sustrato, pero si por la aplicación de los tratamientos Q, I, F, Q+I. En el P foliar fue superor

en efecto de Q, I y Q+I sobre el tratamiento F y el control (el efecto del fertilización química

fue comparable con la inoculación microbial); para el K foliar sobresalieron los tratamientos


Q y Q+I, sobre los tratamiento I, F y control (fue más relevenate la fertilización química).

Estos resultados muestran el efecto positivo tanto de la fertilización como de la inocuación

en algunos parámetros de crecimiento y/o nutrición de las plantas de vainilla.

Palabras clave: bio-fertilización, nutrición vegetal, fertilización química, fertilización foliar,

Pseudomonas fluorescens, Trichoderma sp., Bacillus sp, Penicillium sp.

Abstract

Cultivating vanilla in agroforestry systems can be a profitable alternative for small farmers

in the tropics, where nutrient-poor soils are common. This paper evaluated the response of

vanilla plants to combined treatments with two types of substrates (spent mushroom

compost vs. leaf litter + wood chips) and five fertilization and inoculation treatments:

chemical fertilization to the substrate (CH) (fertilizer grade 27-17-17), foliar fertilization (F)

(fertilizer 10-4-7+micronutrients, 1 cm3/L), inoculation with rizospheric microorganisms (I)

(Pseudomonas fluorescens, Trichoderma sp., Bacillus sp, Penicillium sp.), and the

combination (CH+I); as reference a control (C) (no fertilized, no inoculated) was included.

The plants exhibited significantly greater growth (length and biomass) in the substrate

composed of leaf litter + wood chips than with the spent mushroom compost. The greatest

aerial biomass, total biomass and vine length 480 days after planting occurred under the

CH + I treatment, with an apparent synergistic effect produced by these two types of

fertilization; there was a significant increase in the proportion of terrestrial roots and plant

survivor the I or CH + I; the vine length 180 days after planting was greater in the CH

treatment. The foliar concentration of N was significantly greater in plants with the leaf litter

+ wood chip substrate, while the type of fertilization treatment had no significant effect. The

greatest foliar concentration of P and K was found with the CH and CH + I fertilization

treatments, while the type of substrate had no significant effect. These results show the

positive effect of utilizing microorganisms in vanilla crops and their potential for improving

plant health and productivity.

Keywords: bio-fertilization; plant nutrition; chemical fertilization; foliar fertilization.

Pseudomonas fluorescens, Trichoderma sp., Bacillus sp, Penicillium sp.

Capítulo 4. 99

4.2 Introducción

El cultivo de vainilla (Vanilla planifolia Andr.) en sistemas agroforestales permite desarrollar

una producción agrícola con beneficios económicos adicionales para los pequeños

cultivadores (Browell, 2011). Esto se constituye en una estrategia para la conservación de

biodiversidad y protección del suelo en diferentes regiones del trópico (Kahane et al.,

2008). En algunos países en donde se cultiva vainilla en sistemas agroforestales, se ha

intentado además desarrollar producción orgánica, la cual tiene un comercio preferencial

en mercados especializados (Garibay y Jyoti, 2003; Gómez Tovar et al., 2005; Gibbon et

al., 2006). Este cultivo puede adaptarse fácilmente a este tipo de producción ya que crece

directamente en sustratos constituidos por materiales orgánicos frescos o compostados

(Anil Kumar, 2004), los cuales deben suministrarle a la planta los nutrientes necesarios

para su desarrollo.

Sin embargo, varios estudios también han reportado incremento en el crecimiento de

plantas de vainilla al aplicar fertilizante químicos a los sustratos orgánicos (Domínguez,

2005; Osorio et al., 2012), ya que estos materiales orgánicos tienen un bajo contenido de

nutrientes esenciales para el desarrollo de las plantas, tal como ocurre con el fósforo

(Osorio et al., 2012). Además, se ha determinado que el crecimiento de las plantas de

vainilla está relacionado con las propiedades físicas del sustrato, pues en general las

raíces de las orquídeas son sensibles al exceso de humedad, y se quiebran por el

sobrepeso de sustratos muy densos y con alta compactación.

Una alternativa a la aplicación de fertilizantes químicos es la aplicación de inoculantes,

pues con esta práctica se ha demostrado la mejora en la absorción de nutrientes en varios

cultivos (Rudresh et al., 2005; Aseri et al., 2008; Karthikeyan et al., 2010; Esitken et al.

,2010; Singh et al., 2012). En el caso de vainilla, la aplicación de inoculantes tiene el

potencial de incrementar el crecimiento de las plantas que se desarrollan en sustratos

orgánicos pobres en nutrientes (Ordoñez et al., 2012; Murthy et al., 2010; Sandheep et al.,

2013). Una posibilidad adicional, es que con la aplicación conjunta de fertilizantes químicos

e inoculantes se produzcan efectos sinergísticos, tal como se ha demostrado en otros

cultivos (Kumar et al., 2009; El-Habbasha y Taha, 2011; Marimuthu et al., 2013).

Uno de los grandes limitantes en este cultivo, es la alta susceptibilidad de las plantas al

ataque de hongos patógenos (Bhai et al., 2008, Hernández-Hernández, 2011; Tombe y


Liew, 2011). La aplicación de inoculantes podría ayudar a combatir el efecto de estos

hongos, principalmente la pudrición de las raíces y la porción basal del tallo causada por

el hongo Fusarium oxysporum f. sp. vanillae (Bhai y Kumar, 2008; Jayasekhar et al., 2008;

Radjacommare et al., 2010; Sandheep et al., 2012), el cual ya se ha detectado en cultivos

de vainilla en Colombia (Santa et al., 2012).

El mejoramiento del crecimiento vegetativo de las plantas de vainilla puede tener un alto

impacto sobre la rentabilidad del cultivo, pues estas plantas solo empiezan a florecer y

fructificar luego de tres años después de la siembra. Igualmente, se ha reportado que la

floración solo se logra cuando la planta ha alcanzado un cierto tamaño y cantidad de

recursos acumulados, de manera que pueda sobrellevar la alta demanda nutricional que

implica el desarrollo de flores y frutos (Leakey, 1970). Por esto, las prácticas de manejo

que contribuyan a incrementar el crecimiento vegetativo en sus primeros años, podrán

contribuir a mejorar la aceptación y expansión de un cultivo que solo empieza a cosecharse

y rendir beneficios económico en el mediano plazo.

Puesto que en las diferentes regiones hacia donde se podría extender el cultivo de vainilla

en sistemas agroforestales, se utilizarían distintos sustratos orgánicos de acuerdo con la

disponibilidad de materiales locales, es relevante evaluar si la aplicación de fertilizantes y

bioinoculantes podría tener un efecto diferente sobre el comportamiento de las plantas,

dependiendo del sustrato utilizado. Igualmente, es importante conocer el efecto de estos

diferentes sustratos, y finalmente evaluar el efecto de la aplicación de inoculantes solos o

en combinación química frente a otras formas de fertilización comúnmente aplicados en

cultivos de vainilla. Dado lo anterior, este estudio se enfoca en evaluar la respuesta en la

nutrición y el crecimiento de plantas juveniles de vainilla al combinar dos tipos de sustratos

orgánicos de crecimiento y la aplicación de cinco tratamientos de apliación de fertilizantes

e inoculantes en un sistema agroforestal.


4.3.1 Sitio experimental

El experimento se estableció en una zona de terrazas aluviales de relieve plano, en el valle

interandino del Río Cauca (Municipio de Sopetrán, 6° 32” N - 75° 51” O), a una altitud de

Capítulo 4. 101

480 m. Las características climáticas corresponden a la zona de vida bosque seco tropical

(sensu Holdridge, 1987) con temperatura promedio anual de 27 °C, la precipitación

promedio anual de 1058 mm (distribución bimodal con una estaciones secas entre

diciembre a marzo y junio a agosto) y humedad relativa del aire promedia de 75 %

(Estación Hacienda Cotové, IDEAM, 6°32” N - 75°49° W).

Plantas de vainilla: El material vegetal para la siembra consistió en esquejes enraizados

con una longitud aproximada de 50 cm, cosechados de la porción apical de las ramas de

plantas adultas sanas, de cultivos localizados en una zona cercana al área de

establecimiento del ensayo.

Sombra secundaria y árboles tutores: En el sitio se habían establecido algunos árboles

que se utilizaron como sombrío secundario para las plantas de vainilla, principalmente

achiote (Bixa orellana L.), moringa (Moringa oleifera), velero (Cassia spectabilis), guácimo

(Guazuma ulmifolia) e higuerilla (Ricinus communis L.), los cuales alcanzaban alturas de

8 a 10 m. Allí se plantaron árboles de matarratón (Gliricidia sepium Kunth ex Steud) a una

distancia de 2,5 m para ser utilizados como tutores de las plantas de vainilla. La siembra

de estos tutores se realizó a partir de estacas de 1,5 m de longitud recolectadas de árboles

cercanos. En el momento de la siembra de las plantas de vainilla, los tutores de matarratón

tenían una altura total de 2 m y la primera ramificación a 1,30 m, con una copa amplia y

aparasolada debido a podas sucesivas. La iluminación relativa por debajo de la copa de

los tutores estaba entre el 30 a 40 %, lo cual se ha reportado como apropiado para el

crecimiento vegetativo de las plantas de vainilla en la fase vegetativa (Ranadive, 2003).

Alrededor de los árboles tutores se construyeron camas de 0,6 x 0,6 x 0,2 m, con estacas

de madera rodeadas de tiras de malla plástica, para así contener los sustratos orgánicos

en los que se sembraron posteriormente las plantas de vainilla.

4.3.2 Aplicación de tratamientos

Se utilizaron dos tipos de sustratos orgánicos y cinco tipos de aplicación de fertilizantes e

inoculación de cuya combinación resultaron 10 tratamientos (Tabla 4.1).

Sustratos: Los sustratos orgánicos seleccionados fueron: champiñonaza (CH) (en los

tratamientos T1 a T5 de la Tabla 4.1) y chips de madera + compost de hojarasca (M + H)


(en proporción 3:1) (en los tratamientos T6 a T10 de la Tabla 4.1) cuyas características

químicas y físicas se detallan la Tabla 4.2.

Fertilización e inoculación: En los tratamientos control (C) T1 (sustrato de

hojarasca+chips de madera) y T6 (sustrato de champiñonaza) no se aplicaron fertilizantes

ni bioinoculantes, así las plantas crecieron únicamente con los nutrientes que les

suministraron los sustratos correspondientes.

La fertilización foliar (F) (T2 y T7) consistió en la aplicación mensual de un fertilizante foliar

completo FOLIYÁTM (g/L): N 100; P2O5 40; K2O 70; MgO 14; S 18; Zn 5; Cu 1,5; B 3; Fe 1;

Mn 1; Mo 0,09 and Co 0,08) en una cantidad de 1 ml/L, de acuerdo con las dosis y

concentraciones recomendadas genéricamente para los cultivos. El fertilizante se aplicó

sobre las hojas y tallos de las plantas con una bomba de aspersion.

La fertilización química (Q) (T4 y T9) se aplicó al sustrato mediante un fertilizante granulado

de 27-17-17 en una cantidad de 60 g/planta, con el siguiente fraccionamiento: 10 g a los

30 días, 20 g a los 60 días, y 30 g a los 90 días, después de que se sembraron las plantas

en campo. Este fertilizante se aplicó a unos 3 cm de profundidad dentro del sustrato en

algunos puntos alrededor de cada planta, cuidando que los granos no quedaran en

contacto directo con las raíces; luego el fertilizante se cubrió nuevamente con sustrato.

La inoculación (I) (T3 y T8) se aplicó una suspensión con inóculos microbiales. Estos

inóculos se aislaron, identificaron y seleccionaron mediante dos trabajos de investigación

previos (Ordoñez et al., 2012; Alvarez et al., 2013; Alvarez et al., 2014). Inicialmente se

tomaron muestras de raíces y sustrato de plantas de vainilla adultas, sanas y vigorosas.

Con las muestras de sustrato se realizaron diluciones seriales y las raíces se cortaron en

rodajas finas, y se sembraron en medios selectivos de crecimiento con el fin de evaluar la

capacidad de los microorganismos para descomponer celulosa, proteínas, solubilizar

fosfato inorgánico y orgánico y fijar nitrógeno en forma asimbiótica. Una vez aislados y

purificados, se seleccionaron morfotipos para su identificación molecular por

secuenciación de las regiones ITS y 16S del ADN ribosomal para hongos y bacterias,

respectivamente, la cual se realizó en el laboratorio de Biología Molecular y Celular

(Universidad Nacional de Colombia, sede Medellín). Se seleccionaron los siguientes

microrganismos: las bacterias Pseudomonas fluorescens, Bacillus sp. y los hongos

Capítulo 4. 103

Penicillium sp. y Trichoderma sp. Para la preparación del inóculo se tomaron trozos del

medio de cultivo donde había crecido cada microorganismo (0,25 cm2), se llevaron a un

medio líquido y se homogenizaron. El inóculo se aplicó en dos dosis de 80 mL que contenía

los cuatro microorganismos (20 mL de cada uno, con 106 UFC/mL). Las dosis se aplicaron

a los 30 y a los 60 días después de la siembra.

Tabla 4.1 Tratamientos aplicados a las plantas de vainilla

Fertilización e inoculación

Sustrato

Hojarasca + chips de

madera Champiñonaza

Control (C): no fertilizado T1 T6

Foliar (F): aplicación de fertilizante foliar completo T2 T7

Inoculación (I): aplicación de bioinoculantes T3 T8

Química (Q): aplicación de fertilizante NPK

granulado al sustrato T4 T9

Química+Inoculación (Q+I): aplicación de

fertilizante NPK granulado al sustrato y

bioinoculantes

T5 T10

La fertilización química + inoculación (Q + I) consistió en la combinación de la fertilización

química y la inoculación, como se explicó anteriormente cada una. Al final del experimento

se tomó una muestra compuesta por parcela de sustrato y de raíces de las plantas

inoculadas. para verificar la presencia de microrganismos a través de técnicas

morfológicas en medios de cultivo selectivos.

4.3.3 Variables evaluadas

A los 180 días después de la siembra se evaluó la sobrevivencia de las plantas y se tomó

una muestra al azar de cuatro plantas por tratamiento (una planta por repetición) para

realizar la determinación de variables morfométricas, de biomasa seca y de contenido foliar

de nutrientes. La biomasa seca se evaluó separándola en componentes (hojas, tallos,

raíces aéreas y terrestres) y secándolos en una estufa de circulación forzada a 60 °C hasta


alcanzar peso constante. También se evaluó la proporción de raíces terrestres (biomasa

de raíces terrestres/biomasa total). La longitud del tallo se midió a los 180 y 480 días

después de la siembra, en una muestra al azar de cuatro plantas por tratamiento (una

planta por repetición), diferentes a las que se incluyeron en la cosecha a los 180 días,

anteriormente mencionada.

Tabla 4.2: Características de los materiales utilizados como sustrato de siembra de las

plantas de vainilla (promedio ± ES)

Material N (%) P (%) K (%) Ca (%) Mg (%) Densidad

real (g cm-3)

Chips de

madera 0,52 ± 0,09 0,027 ± 0,002 0,09 ± 0,01 1,20 ± 0,08 0,11 ± 0,01 0,14 ± 0,03

Hojarasca 1,21 ± 0,06 0,026 ± 0,002 1,44 ± 0,23 57,67 ± 14,01 12,70 ± 1,62 0,29 ± 0,01

Champiñonaza 1,21 ± 0,05 0,030 ± 0,007 6,57 ± 0,14 38,33 ± 2,52 7,83 ± 0,45 0,37 ± 0,05

Para el análisis de la concentración foliar de nutrientes, se seleccionaron al azar tres

individuos por tratamiento, a los cuales se les tomaron las hojas en posición 5ª, 6ª, 7ª y 8ª,

enumeradas a partir del ápice del tallo, y se combinaron en una muestra compuesta. Las

muestras foliares por tratamiento y repetición se secaron, molieron y tamizaron para

realizar un análisis foliar. Para la determinación analítica se usaron varios métodos:

nitrógeno (método Micro- Kjedahl), fósforo (método ácido L-ascórbico), potasio, calcio y

magnesio (método Absorción Atómica). Los análisis se realizaron en el Laboratorio de

Suelos y Nutrición Vegetal de la Universidad Nacional de Colombia. La preparación de las

muestras y los análisis químicos se realizaron de acuerdo con Westerman (1990).

4.3.4 Diseño experimental y análisis estadístico

El estudio se estableció mediante un diseño experimental de parcelas divididas (Figura

4.1). Las parcelas principales estaban conformadas por 20 plantas de vainilla sembradas

utilizando uno de los dos tipos de sustrato orgánico ya descritos. Cuatro parcelas se

sembraron en champiñonaza y cuatro parcelas se sembraron en hojarasca + chips de

madera. En cada una de estas parcelas principales, se asignaron al azar a cada una de

las plantas de vainilla (subparcelas), uno de los cinco tipos de fertilización e inoculación ya

descritos (incluido el control no fertilizado).

Capítulo 4. 105

El efecto de los tratamientos sobre cada variable, se evaluó mediante un análisis de

varianza para parcelas divididas (Figura 4.1). Cuando la prueba de F resultó significativa,

se realizó una prueba de separación de medias de Duncan. En ambos casos se consideró

un nivel de significancia (P) ≤ 0,05. Cuando fue necesario, las variables se transformaron

mediante la función arcseno para normalizar los datos. Para evaluar la correlación entre

las variables se realizó un análisis de correlación ordinal de Sperman y se consideró un

nivel de significancia (P) ≤ 0,05, para correlaciones significativas.

Figura 4.1 Esquema del diseño experimental en parcelas divididas

Las parcelas principales corresponde a los dos tipos de sustrato de siembra: cuatro parcelas con sustrato

champiñonaza (en fondo blanco) y cuatro parcelas con hojarasca + chips de madera (en fondo gris). Cada

parcela estaba conformada por 20 plantas de vainilla, a las cuales se les asignaron al azar los cinco tipos de

fertilización e inoculación (cuatro plantas por cada uno).

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

5 6 7 8 5 6 7 8 5 6 7 8 5 6 7 8

9 10 11 12 9 10 11 12 9 10 11 12 9 10 11 12

13 14 15 16 13 14 15 16 13 14 15 16 13 14 15 16

17 18 19 20 17 18 19 20 17 18 19 20 17 18 19 20

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

5 6 7 8 5 6 7 8 5 6 7 8 5 6 7 8

9 10 11 12 9 10 11 12 9 10 11 12 9 10 11 12

13 14 15 16 13 14 15 16 13 14 15 16 13 14 15 16

17 18 19 20 17 18 19 20 17 18 19 20 17 18 19 20

Control Foliar Inoculación Química Química + Inoculación


4.4 Resultados

4.4.1 Efecto de los tratamientos sobre la biomasa, la longitud del tallo, la concentración foliar de nutrientes y la sobrevivencia

En ninguna de las variables evaluadas fue significativa la interacción tipo de sustrato x tipo

de fertilización, por lo cual se analizan los efectos de cada uno de estos factores por

separado (Tabla 4.3).

Tabla 4.3 Resultados del ANAVA para el efecto del sustrato (S) y la fertilización e

inoculación (F) sobre las variables (valores significativos de P en negrillas).

Tipo de variable Variable Factor Valor P*

Biomasa

Biomasa aérea

F 0,0001

S 0,0056

F x S 0,5752

Biomasa total

F 0,0001

S 0,0021

F x S 0,3414

Proporción de raíces terrestres

F 0,0001

S 0,0190

F x S 0,5810

Longitud

Longitud

F 0,0001

S 0,0001

F x S 0,8334

Longitud después de 480 días

F 0,0001

S 0,0001

F x S 0,8985

Concentración foliar de nutrientes

Nitrogeno

F 0,0756

S 0,0212

F x S 0,9960

Fósforo

F 0,0001

S 0,0728

F x S 0,5247

Potasio

F 0,0001

S 0,2767

F x S 0,9732

Sobrevivencia

F 0,0004

S 0,1476

F x S 0,9224

Capítulo 4. 107

La biomasa aérea, la biomasa total y la proporción de raíces fueron significativamente

superiores en las plantas que crecieron en sustrato de hojarasca + chips de madera

comparadas con las plantas en el sustrato de champiñonaza en un 20,1, 22,5 y 7,8 %,

respectivamente. De otro lado, la fertilización química + inoculación en ambos sustratos

tuvo un efecto significativamente superior a los demás tratamientos sobre la biomasa aérea

y biomasa total a los 180 días después de la siembra (Figura 4.2 y Tabla 4.3), con

incrementos de 70,6 y 76,9 %, respectivamente. Un comportamiento diferente se observó

en la proporción de raíces terrestres, pues fue significativamente superior en los

tratamientos de I y Q+I, con respecto a los demás tratamientos, con incrementos promedios

de 16,8 y 16,2 %, respectivamente (Figura 4.2). La fertilización foliar no tuvo efectos

significativos con respecto al control.

En cuanto a la longitud del tallo de las plantas de vainilla evaluada a los 180 y 480 días

después de la siembra, en el sustrato hojarasca + chips de madera se obtuvieron los

mejores resultados, con un valor 18,3 % y 21,5 % mayor respectivamente, con respecto al

sustrato de champiñonaza (Figura 4.3). De otro lado, en la primera evaluación a los 180

días después de la siembra, se evidenciaba el efecto superior de la fertilización química

sola o en combinación con inoculantes sobre la longitud del tallo, pero en la segunda

evaluación a los 480 días, la combinación fertilización química + inoculación fue

significativamente superior a los demás tratamientos, y se obtuvo un incremento del 79,2

% comparado con el control (Figura 4.3).

En cuanto a la concentración foliar de nutrientes tampoco se detectaron interacciones

significativas tipo de sustrato x tipo de fertilización, por lo cual se analizan los efectos de

cada uno de estos factores por separado (Tabla 4.3). El tipo de sustrato tuvo un efecto

significativo sobre la concentración foliar de N, pero no sobre la concentración foliar de P

y K. La concentración foliar de N fue mayor en las plantas que crecieron en el sustrato de

hojarasca + chips de madera. En cuanto al tipo de fertilización e inoculación se detectaron

diferencias significativas sobre la concentración foliar de P y K, pero no sobre la de N (el

promedio de concentración foliar de N en todos los tipos de fertilización fue de 1,82 %,

Figura 4.3). En el caso del fósforo se presentaron diferencias significativas entre el grupo

conformado por la inoculación, la fertilización química y la fertilización química +

inoculación (promedio =0,15 %) y el grupo conformado por el control no fertilizado y la

fertilización foliar (promedio = 0,07 %). La concentración foliar de potasio también presentó


diferencias significativas entre el grupo conformado por la fertilización química y la

fertilización química + inoculación (promedio de ambas 2,37 %) y el grupo constituido por

el control no fertilizado, la inoculación y la fertilización foliar (promedio 1,63 %).

Diferencias entre tipos de sustrato Diferencias entre tipos de fertilización

Figura 4.2 Biomasa aérea, biomasa total y proporción de biomasa terrestre de plantas de

vainilla, a los 180 días después de la siembra en relación a los tipos de sustrato (n=20, ES

en barras) y de fertilizante e inoculante aplicado (n=4, ES en barras).

H + M: Sustrato de hojarasca + chips de madera, CH: champiñonasa, C: no fertilizado, F: aplicación

de fertilizante foliar completo, I: aplicación de bioinoculantes, Q: aplicación de fertilizante NPK

granulado al sustrato, Q + I: aplicación de fertilizante NPK granulado al sustrato y bioinoculantes

Capítulo 4. 109


Figura 4.3 Longitud del tallo de plantas de vainilla a los 180 y 480 días después de la

siembra en relación a los tipos de sustrato (n=20, ES en barras) y de fertilizante e

inoculante aplicado (n=4, ES en barras).




De otro lado, el tipo de sustrato tuvo un efecto significativo en el contenido foliar de

nitrógeno (promedio de las plantas en hojarasca + chips de madera = 1,84 % vs.

champiñonaza = 1,79 %), pero no en el contenido foliar de fósforo (promedio de todos los

tratamientos = 0,12 %) ni en el contenido foliar de potasio (promedio de todos los

tratamientos = 1,93 %). En ningún caso el efecto de la interacción fertilización x sustrato

fue significativo para los valores de contenido foliar de nutrientes (Figura 4.4).



Figura 4.4 Concentración foliar de nitrógeno, fósforo y potasio foliar de plantulas de vainilla

a los 180 dias despues de la siembra en relación a los tipos de sustrato (n=20, ES en

barras) y de fertilizante e inoculante aplicado (n=4, ES en barras).




La sobrevivencia de las plantas evaluada a los 180 días despúes de la siembra, no mostró

diferencias significativas con respecto a los sustratos de siembra utlizados, pero si entre

los tratamientos de fertilización e inoculación (Figura 4.5). La mayor sobrevivencia se

obtuvo con los tratamientos de inoculación sola o en combinación con la aplicación de

Capítulo 4. 111

fertilizantes químicos, con una sobrevivencia promedio del 98 %, mientras que en el control

la sobrevivencia fue del 69%.

Diferencias entre tipos de sustrato

Diferencias entre tipos de fertilización

Figura 4.5 Sobrevivencia de plantas de vainilla a los 180 días después de la siembra en

relación a los tipos de sustrato (n=20, ES en barras) y de fertilizante e inoculante aplicado

(n=4, ES en barras).




4.4.2 Relación entre las variables

De acuerdo con el análisis de correlación entre variables (Tabla 4.4), existe una alta

asociación en la longitud del tallo de las plantas de vainilla medido a los 180 días con la

longitud a los 480 días (0,8869), así como con la biomasa total (0,8059), lo cual indica que

las plantas más grandes continuaron creciendo más; a su vez la biomasa aérea tuvo una

fuerte asociación con la biomasa total (0,9855) debido a alta proporción de biomasa que

representan la biomasa de tallos, hojas y raíces aéreas. Un aspecto interesante es que las

variables de desarrollo en longitud y biomasa de las plantas aunque en general tienen

asociaciones significativas con la concentración foliar de nutrientes (N, P y K), tienen una

asociación más fuerte con la concentración foliar de P (0,7864 en promedio). En cuanto a

la sobrevivencia de las plantas, la asociación más fuerte se presentó con la proporción de

raíces terrestres (0,6311); a su vez la proporción de raíces terrestres tuvo una asociación

relativamente fuerte con la concentración foliar de P (0,4118), mientras que con las

concentración de N y K las asociaciones no fueron significativas.


Tabla 4.4 Asociación entre variables de longitud, biomasa, concentración de nutrientes y

sobrevivencia de plantas de vainilla. En el cuerpo de la tabla se muestran los coeficientes

de Spearman (en negrilla los coeficientes con P < 0,05 que indican asociaciones

significativas)

Variables Biomasa aérea

Biomasa Total

Proporción raíces

terrestres

Longitud tallo 480

días

Concentración foliar de N

Concentración foliar de P

Concentración foliar de K

Sobrevivencia

Longitud

0,7872 0,8219 0,4089 0,8869 0,5722 0,7654 0,6963 0,5064

Biomasa aérea

0,9855 0,2744 0,7789 0,5476 0,7631 0,6229 0,4412

Biomasa Total

0,3876 0,8056 0,5578 0,7763 0,6294 0,5204

Proporción raíces terr.

0,3957 0,1888 0,4118 0,2239 0,6311

Longitud tallo 480 días

0,5650 0,8410 0,7524 0,5391

Concentración foliar de N

0,2558

Concentración foliar de P

0,4433

Concentración foliar de K

0,4625

4.5 Discusión

Los resultados indican claramente que tanto el tipo de sustrato como el tipo de fertilización

e inoculación, tuvieron efectos sobre la nutrición y el desarrollo de las plantas juveniles de

vainilla. Sin embargo, no se evidenciaron interacciones entre estos dos tipos de factores.

Uno de los resultados más sobresalientes fue el mayor crecimiento en longitud (a los 180

y a los 480 días despuésde la siembra), biomasa aérea y biomasa total de las plantas que

se sembraron en el sustrato de hojarasca + chips de madera, comparado con el de las

plantas que crecieron en champiñonaza. Esto se puede deber a que los contenidos de la

mayoría de los nutrientes son más bajos en la champiñonaza, pero principalmente a que

su densidad real es mayor que la del otro sustrato (0,14; 0,29 y 0,37 g cm3 para chips de

madera, hojarasca y champiñonaza respectivamente, Tabla 4.2), lo cual da como resultado

un sustrato más pesado. Además, de acuerdo con nuestras observaciones el sustrato de

champiñonaza se compactó con el paso del tiempo, lo cual dificultó el desarrollo de las

raíces. A pesar de que la champiñonza se ha utilizado en gran variedad de cultivos como

Capítulo 4. 113

maíz (Wuest et al., 1995), frutales (Kaddous y Morgans, 1986), hortalizas (Wang et al.

,1984), follaje, (Henny, 1979) y flores de corte (Young et al., 2002), también se ha reportado

fitotoxicidad por sales y alto pH, con peligro de daño a las raíces de las plantas (Lemnaire

et al., 1985; Smith, 1982), lo cual pudo haber afectado la delicada y suculenta raíz de la

vainilla.

Por otro lado, el tipo de fertilización e inoculación también afectó el desarrollo de las plantas

de vainilla, con mejores resultados en cuanto a crecimiento en longitud después 480 días

de sembradas, biomasa aérea y biomasa total para la fertilización química + inoculación.

En estas variables se hizo evidente el efecto sinergístico de la aplicación de fertilizante y

los inóculos microbianos, pues con esta combinación se obtuvieron resultados superiores

a los obtenidos con la aplicación de los solos microorganismos (inoculación) o solamente

el fertilizante químico (fertilización química). Este efecto sinergístico se ha reportado en

otras plantas como canola (El-Habbasha y Taha, 2011) y algodón (Marimuthu et al., 2013).

Otro resultado interesante fue el aumento en la proporción de raíces terrestres y la

sobrevivencia por efecto de la aplicación de los inóculos microbianos, solos o en

combinación con el fertilizante químico. En el caso de la vainilla, los resultados positivos

de la aplicación de inoculantes microbianos se ha demostrado en condiciones de

invernadero al inocular con Trichoderma harzianum, con lo cual se incrementó el

enraizamiento y crecimiento de esquejes (Murthy et al., 2010). Similarmente, la inoculación

combinada de Trichoderma y Pseudomonas fluorescens incrementó la longitud de la liana,

el número de hojas, el peso seco de la porción aérea y la toma de nitrógeno y fósforo de

plantas de vainilla (Sandheep et al., 2013). Estos resultados positivos podrían explicarse

por un efecto indirecto en el control de patógenos que permite un mayor crecimiento de las

raíces, como se ha reportado con Trichoderma (Schuster y Schmoll, 2010), Pseudomonas

(Weller, 2007) y Bacillus (Shobha y Kumudini, 2012), lo cual a su vez estaría relacionado

con un incremento en el desarrollo de la porción aérea de la planta. En algunos estudios

se ha reportado que al inocular con Trichoderma y Pseudomonas se ha reducido la

intensidad de los síntomas de enfermedades de la vainilla, tanto en condiciones de

laboratorio y de campo (Radjacommare et al., 2006; Jayasekhar et al., 2008).

También se ha demostrado que al inocular los sustratos en los que crece la vainilla con

Trichoderma y Penicillum se ha aumentado la descomposición de materiales leñosos, con


la consecuente liberación de nutrientes (Harvey et al., 2009; Schuster y Schmoll, 2010).

Igualmente, es posible que los microorganismos adicionados en los tratamientos de

inoculación puedan tener efecto directo sobre el crecimiento de la planta pues en algunos

de ellos, se han reportado funciones de promoción del crecimiento a través de la

segregación de fitohormonas, entre otros mecanismos (Bashan y de Bashan, 2005).

Por otro lado, los valores de la concentración foliar de N de las plantas de vainilla

determinados en este estudio, están entre los rangos reportados en otras investigaciones

(Dominguez, 2005; Osorio et al., 2012; Ordoñez et al., 2012). Aún las plantas de los

tratamientos control no fertilizados, presentaron valores relativamente altos de contenido

foliar de N. Esta situación podría explicarse por la influencia del árbol tutor utilizado en este

estudio (Gliricidia sepium, Fabaceae) cuyas raíces presentan nódulos con bacterias

fijadores de N (Danso et al., 1992). Eventualmente este N podría estar disponible para las

plantas de vainilla, con un efecto positivo sobre su desarrollo, tal como se ha reportado en

otros cultivos (Akinnifesi et al., 2007). Es quizá por esto que la aplicación de fertilizantes e

inoculantes tuvo poco impacto sobre la concentración de este nutriente en la planta. Sin

embargo, el sustrato de hojarasca + chips de madera si pudo mejorar tal concentración

debido probablemente al mejor desarrollo de las raíces que facilitaron la toma del nitrógeno

disponible en el sustrato.

En contraste, el mayor contenido de P y K en las hojas de vainilla sí estuvo asociado al

tipo de fertilización (química y química + inoculación). En el caso del fósforo, la inoculación

también mejoró su concentración foliar, lo cual puede estar asociado a que algunos de los

microrganismos incluidos en el bioinoculante aplicado han demostrado tener capacidad de

solubilización de fósforo, tal como ocurre con Penicillium y Trichoderma (Hoyos-Carvajal

et al., 2009; Richardson y Simpson, 2011). Para el potasio es notorio que que la inoculación

no tuvo efecto sobre la concentración foliar de este nutriente, probablemente debido a que

los microorganismos que se incluyeron en la fertilización biológica no tienen un efecto

conocido sobre la solubilización del potasio en el suelo. El hecho de que la asociación más

fuerte entre la biomasa y la longitud de las plantas de vainilla se haya dado con el P, en

contraste con el N y el K (coeficientes de Spearman mas altos), confirman los resultados

de trabajos anteriores (Osorio, 2014), en el sentido de que el P es el principal factor

limitante en el desarrollo vegetativo de la vainilla.

Capítulo 4. 115

4.6 Conclusiones

En ninguna de las variables evaluadas fue significativa la interacción tipo de sustrato x tipo

de fertilización. El tipo de sustrato tuvo un efecto significativo sobre las variables de

biomasa y longitud evaluadas, siendo superior el sustrato de hojarasca + chips de madera

en cuanto a biomasa aérea, la biomasa total, la proporción de raíces terrestres y longitud

del tallo a los 180 y 480 días después de la siembra. El tipo de fertilización también tuvo

efectos, pero estos fueron diferentes según las variables evaluadas. La fertilización

química sola o en combinación con inoculantes fue superior con respecto a la longitud de

las plantas a los 180 días después de la siembra. La sola inoculación o en combinación

con fertilizantes químicos fue superior con respecto a la proporción de raíces terrestres.

Se presentaron efectos sinergísticos de combinación de fertilización química e inoculación

en cuanto a la biomasa aérea y biomasa total, y la longitud evaluada a los 480 días después

de la siembra, pues sus valores fueron significativamente superiores comparados de cada

tratamiento por separado. El tipo de sustrato tuvo un efecto significativo sobre la

concentración foliar de N, pero no sobre la concentración foliar de P y K. La concentración

foliar de N fue mayor en las plantas que crecieron en el sustrato de hojarasca + chips de

madera. Con respecto al tipo de fertilización e inoculación se detectaron diferencias

significativas sobre la concentración foliar de P y K, pero no sobre la de N. La concentración

foliar de P fue superior en los tratamientos de inoculación, química y la fertilización química

+ inoculación. La concentración foliar de K fue superior en la fertilización química y la

fertilización química + inoculación. La sobrevivencia de las plantas no mostró diferencias

significativas con respecto a los sustratos de siembra utlizados, pero si entre los

tratamientos de fertilización e inoculación, y la mayor sobrevivencia se obtuvo con los

tratamientos de inoculación sola o en combinación con la aplicación de fertilizantes

químicos. Las variables de desarrollo en longitud y biomasa de las plantas tuvieron

asociaciones significativas con la concentración foliar de nutrientes (N, P y K), pero la

asociación fue más fuerte con la concentración foliar de P. La sobrevivencia de las plantas

estuvo mas fuertemente asociada a la proporción de raíces terrestres; a su vez la

proporción de raíces terrestres tuvo una asociación relativamente mas fuerte con la

concentración foliar de P.


Agradecimientos

Este trabajo se realizó como parte de las actividades del proyecto “Manejo integrado de la

nutrición del cultivo de vainilla” (contrato 082-2008V6151-3701), financiado por el

Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural de Colombia, la Universidad Nacional de

Colombia, la empresa Bioandes C.I. Ltda. y la Corporación Autónoma Regional del Centro

de Antioquia Akinnifesi

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54.

Frutos verdes de Vanilla planifolia

5. Efecto de la aplicación de fertilizantes sobre la floración y fructificación de vainilla

5.1 Resumen

El cultivo de Vanilla planifolia Andrews tiene gran importancia comercial por ser la única

fuente de vainilla natural, la cual se extrae de sus frutos y es un componente importante

de la industria de saborizantes y aromatizantes. El estado nutricional afecta el proceso de

floración y fructificación de las plantas. Este estudio se realizó con el fin de determinar el

efecto de la aplicación de fertilizantes sobre la floración, fructificación y contenido foliar de

nutrientes de V. planifolia. Los tratamientos consistieron en la aplicación del fertilizante

grado 10-20-20 NPK al sustrato en dosis anuales de 20, 50 y 100 g/planta más una

aplicación mensual de fertilizante foliar. Otros dos tratamientos adicionales que se

aplicaron fueron fertilización foliar y un tratamiento control (sin fertilización). Los

tratamientos incrementaron el número de inflorescencias y el número de botones florales

por planta, así como el número y peso de los frutos por planta, y disminuyeron el aborto

de flores y frutos inmaduros. Estos efectos dependieron del tipo de fertilización, la cantidad

aplicada y el momento de evaluación. Los mejores resultados se obtuvieron con la

aplicación de 100 g/planta por año de 10-20-20 NPK, con el cual se alcanzó una

producción anual de 1,5 kg de frutos/planta por año. Se detectaron diferencias en el

contenido foliar de N, P, K y Cu entre ramas vegetativas y reproductivas. La aplicación de

fertilizante al sustrato parece mejorar los parámetros reproductivos de las plantas de

vainilla y la producción de frutos, mientras que la sola fertilización foliar no fue efectiva en

incrementar la productividad del cultivo.

Palabras clave: fertilización foliar, nutrición vegetal, orquídeas, cultivos tropicales, Vanilla

planifolia

12

4

Ecofisiología de la Vainilla. Vanilla planfolia Andrews.

Abstract

The crop of Vanilla planifolia has received much attention due to its great commercial

importance as the only source of natural vanilla, which is extracted from its fruit for the

industry of flavors and scents. Nutritional status affects the processes of flowering and

fruiting of plants. This study was conducted to determine the effects of fertilizer application

on flowering, fruiting, and leaf nutrient content of Vanilla planifolia Jacks. ex Andr.

Treatments consisted of the application of grade 10-20-20 NPK fertilizer to the substratum

in annual doses of 20, 50 and 100 g/plant plus a monthly application of foliar fertilizer. Two

more treatments were foliar fertilization and a control (no fertilization). Treatments

increased the number of inflorescences and flower buds per plant, as well as the number

and weight of fruits per plant, and decreased the abortion of flowers and immature fruits.

These effects depended on the type of fertilizer, the amount applied, and the time of

evaluation. The best results were obtained with the 100 g/plant- year treatment with an

annual production of 1,5 kg of fruits per plant in the second year. Unfertilized plants

produced 0,55 kg/plant- year. Differences were also found in foliar content of N, P, K, and

Cu between vegetative and reproductive branches. Application of fertilizer to the

substratum appears to improve reproductive parameters of vanilla plants and the

production of beans, while foliar fertilization alone was ineffective in increasing crop

productivity. Nutrients also seem to translocate from mature leaves to fruit racemes.

Keywords: foliar fertilizer, plant nutrition, orchids, tropical crops, Vanilla planifolia.

5.2 Introducción

La vainilla es un cultivo de gran importancia económica en zonas de baja altitud de las

regiones tropicales (Soto-Arenas, 2006), particularmente en países como Madagascar,

Indonesia, México, India y Uganda (FAOSTAT, 2011), y más recientemente se empieza a

desarrollar en Colombia. Los frutos curados de algunas especies del género vanilla,

principalmente Vanilla planifolia Jacks. ex Andr. contienen una variedad de compuestos

naturales, siendo la vainillina el más importante (Fouché y Jouve, 1999). Tales compuestos

Capítulo 5. 125

le confieren una fragancia y sabor particulares a los frutos (Mc Gregor, 2005), por lo cual

son un ingrediente muy apetecido principalmente en la industria alimenticia para la cocina

gourmet y en la cosmética para perfumería (Havkin-Frenkel et al., 2011). Por esto, la

producción de frutos (en cantidad, calidad y tamaño) es uno de los componentes clave de

la productividad y rentabilidad del cultivo de vainilla.

Los procesos de floración y formación de frutos en las plantas son altamente sensibles al

estrés por factores de tipo biótico y abiótico, entre los cuales se incluyen insuficiencias y

desbalances en la nutrición (Chaplin y Westwood, 1980; Menzel y Simpson, 1987; Stiles,

1999; Erel et al., 2008). Este aspecto es particularmente importante en la vainilla ya que

en algunas regiones donde se cultiva, la nutrición de las plantas depende exclusivamente

de la descomposición de los materiales orgánicos que se utilizan como sustrato

(Hernández y Lubinsky, 2011), y en algunos casos se ha detectado bajo suministro de

nutrientes con consecuentes disminuciones de la productividad (Barrera-Rodriguez et al.,

2009). Con el fin de mejorar el desarrollo y la productividad del cultivo, en algunas regiones

se recomienda la aplicación de fertilizantes que contengan nitrógeno, fósforo y potasio (N-

P-K) (Anil Kumar, 2004; Anandaraj et al., 2005; Sarma et al., 2011; Zaubin et al., 2011) y

también de micronutrientes (principalmente zinc y boro) (Fouché y Jouve 1999; Sarma et

al., 2011).

La utilización exclusiva de residuos orgánicos para la nutrición de las plantas de vainilla

tiene como desventaja que demanda altas cantidades de tales materiales (troncos,

hojarasca, etc.) y que se requieren períodos de tiempo relativamente largos para el proceso

de compostaje, necesario para el uso seguro de estos materiales (Zucconi et al., 1981;

Chanyasak et al., 1983). Esto supone complicaciones operativas y de costos derivadas de

la producción, recolección, transporte y compostaje de los materiales orgánicos, los cuales

podrían incluso superar los costos de la fertilización química. Estas dificultades son más

evidentes en cultivos de vainilla de tamaño y tecnificación media a alta, en los cuales se

utilizan cobertizos de techo-sombra con alta densidad de plantas, sin árboles tutores que

contribuyan a la obtención de residuos orgánicos.

12

6


Las investigaciones sobre los efectos de la aplicación de fertilizantes en cultivos de vainilla

se han concentrado principalmente en plantas jóvenes, en etapa pre-reproductiva

(Dominguez, 2005; Osorio et al., 2012). Estos estudios han demostrado el efecto positivo

de la fertilización química sobre diferentes parámetros de crecimiento vegetativo como

longitud del tallo, número de hojas y biomasa. No obstante, ningún estudio ha evaluado

su potencial para incrementar la floración y fructificación de las plantas de vainilla, y

particularmente en Colombia no hay reportes sobre este aspecto del cultivo. La hipótesis

en este trabajo es que la aplicación de fertilizantes mejora los parámetros de floración y

fructificación de plantas de vainilla determinantes del rendimiento del cultivo; sin embargo,

este efecto depende del tipo de fertilización (al sustrato o foliar) y de la dosis de fertilizante

aplicado. En consecuencia, el objetivo de este estudio fue evaluar los efectos combinados

de diferentes cantidades de fertilizantes dirigida al sustrato o a las hojas sobre la floración,

fructificación y producción de frutos de V. planifolia.


5.3.1 Especie en estudio

La vainilla es una orquídea hemiepífita, trepadora, con un tallo cilíndrico poco ramificado,

largo, flexible y suculento. Las hojas son alternas, de forma elíptica y lanceolada, de

consistencia carnosa y superficie lustrosa. En los nudos, al lado opuesto de la hoja,

desarrolla un par de raíces adventicias aéreas con las que se adhiere al tutor que actúa

como soporte (Damirón, 2004). Por otro lado, las raíces terrestres se desarrollan sin

profundizar en el suelo, extendiéndose sobre el sustrato (Ramirez et al., 1999). Las flores

se desarrollan en inflorescencias axilares con floraciones anuales, que generalmente

comienzan aproximadamente tres años después de la siembra y florecen una vez al año

(McGregor, 2005; Castro-Bobadilla y Garcia-Franco, 2007). Por las características de la

flor, se requiere de polinizadores especializados para completar la transferencia del polen

hasta el estigma, y por esto en los cultivos comerciales se utiliza la polinización manual

(Fouché y Jouve, 1999). Los frutos son cápsulas o vaina dispuestas en racimos, alargadas,

carnosas y dehiscentes (Damirón, 2004)

Capítulo 5. 127

5.3.2 Establecimiento del ensayo

La presente investigación se desarrolló en un cultivo de vainilla establecido en cobertizos

de techo-sombra, localizado en el municipio de Sopetrán (occidente del departamento de

Antioquia, Colombia) (6°29'53" N, 75°43'46" W). El sitio está ubicado a una altitud de 1052

m, con una temperatura promedia de 26,8 °C y una precipitación de 1243 mm año-1, el

periodo más lluvioso ocurre entre junio y octubre. Se empleó un diseño experimental de

bloques al azar con cinco tratamientos de fertilización (Tabla 5.1). Cada tratamiento tuvo

cuatro repeticiones (correspondientes a los cuatro cobertizos). Dentro de cada bloque,

cada tratamiento se aplicó a 16 plantas de las cuales se tomaron datos. Estas plantas

estuvieron distribuidas al azar en cada cobertizo, para un total de 320 plantas en todo el

experimento.

Los cobertizos tenían una altura aproximada de 3,5 m y estaban cubiertos lateralmente y

en la parte superior con una polisombra del 50%. Dentro de cada cobertizo, las plantas se

sembraron en camas individuales de 80 x 80 cm y 20 cm de profundidad. Para el

sostenimiento de las lianas de la planta se utilizaron tutores plásticos de 1.7 m de altura.

Como sustrato se empleó una mezcla compuesta por trozos de madera y hojarasca no

compostada (1:1, V:V), con aplicaciones mensuales de 10 L de sustrato fresco. La

composición de los materiales fue la siguiente, chips de madera (g kg-1): N 51; P 9; S 6;

Ca 123; Mg 13; K 30; Fe 0,502; Mn 0,163; Cu 0,012; Zn 0,022; B 0,020. Hojarasca: N 129;

P 11; S 11; Ca 218; Mg 37; K 40; Fe 0,77; Mn 0,459; Cu 0,016; Zn 0,048; B 0,026.

La aplicación de los tratamientos de fertilización comenzó cuando las plantas tenían tres

años de edad, y concluyó dos años después; durante este período se evaluaron dos

eventos de floración-fructificación. Las cantidades y composición de los fertilizantes

aplicados se establecieron con base en las recomendadas para promover la floración de

otras especies de orquídeas cultivadas, que en general considera una mayor proporción

de fósforo y potasio que de nitrógeno (Wang, 2007; Lunt y Kofranek, 1961). Los

tratamientos consistieron en la aplicación al sustrato de crecimiento de un fertilizante grado

10-20-20 NPK en solución a razón de 20, 50 y 100 g/planta por año, distribuidos en

aplicaciones mensuales de 1,7; 4,2 y 8,3 g/planta respectivamente (tratamientos T2, T3 y

T4 (Tabla 5.1). E estos tratamientos también incluyeron la aplicación mensual del

12

8


fertilizante foliar NutriminsTM..Otro tratamiento adicional (T5) consistió en la aplicación foliar

mensual del fertilizante foliar FoliyáTM a razón de 1 cm3 L-1 y se incluyó un tratamiento

control (T1) para efectos de comparación.

Tabla 5.1 Tratamientos de fertilización aplicados a las plantas adultas de vainilla en cultivos

establecidos en cobertizos de techo-sombra.

Tratamiento Descripción

Fertilizante anual 10-

20-20 al sustrato

(g/planta)

Fertilizante foliar

NutriminsTM 1

Fertilizante foliar

Foliyá TM 2

T1 control 0 - -

T2 baja 20 + -

T3 media 50 + -

T4 alta 100 + -

T5 foliar 0 - +

1NutriminisTM (g/L): N 200; MgO 2,5; S 5; Zn 1,6; Cu 0,25; B 0,3; Fe 1; Mn 0,55; Mo 0,03

2FoliyáTM (g/L): N 100; P2O5 40; K2O 70; MgO 14; S18; Zn 5; Cu 1,5; B 3; Fe 1; Mn 1; Mo 0,09; Co 0,08

Los cobertizos tenían un sistema de riego artificial que se regulaba dependiendo de la

necesidad de mantener húmedo el sustrato durante las épocas de menor precipitación. Se

realizaron labores rutinarias de mantenimiento del cultivo como control manual de malezas

y regulación de la sanidad de las plantas. Durante el período de floración se realizó

polinización manual de todas flores, siguiendo el procedimiento que se utiliza

rutinariamente en los cultivos de vainilla (Hernández y Lubinsky, 2011).

5.3.3 Variables evaluadas

Se realizó el conteo de las plantas que florecieron y fructificaron, y se registró la información

sobre el número de inflorescencias por planta, el número de botones por inflorescencia, el

número de frutos por planta y la longitud de los frutos. La longitud se registró utilizando un

calibrador digital (Mitutoyo, 0,001 cm de precisión). Con estos datos se calculó la

proporción de plantas florecidas, el número de botones florales por planta, la proporción

de abortos de flores y frutos inmaduros, y la proporción de frutos mayores de 20 cm por

planta. Además, se pesaron 50 frutos verdes (balanza OHAUS, 0,01 g de precisión) y con

estos valores se calculó una regresión lineal entre longitud y peso verde del fruto (R2=

Capítulo 5. 129

86,88), que se usó para estimar la producción de frutos verdes por planta (g), en cada uno

de los tratamientos de fertilización aplicados.

5.3.4 Análisis foliar

Al final de cada uno de los ciclos de floración-fructificación se evaluó la concentración foliar

de nutrientes en ramas fructificadas y no fructificadas para tres de los cinco tratamientos

de fertilización aplicados en el presente estudio: T1: control no fertilizado, T4: 100 g/planta

aplicados al sustrato + fertilización foliar con NutriminsTM y T5: fertilizante foliar FoliyaTM.

Para esto, en cada cobertizo se tomaron muestras compuestas de los tratamientos

correspondientes, en hojas sanas localizadas en las posiciones 5, 6 y 7 contando a partir

del ápice, de acuerdo con lo recomendado por Domínguez (2005). Para el muestreo de las

ramas fructificadas se seleccionaron aquellas que tenían racimos de frutos en los nudos

más basales, antes de la hoja de la posición siete. Las muestras se llevaron al Laboratorio

de Ecología (Universidad Nacional de Colombia, sede Medellín), donde se secaron en

estufa de circulación forzada, se molieron a < 600 µmm y se realizaron las determinaciones

del contenido foliar de N (Micro- Kjeldahl), P (Acido L-ascórbico); K, Ca, Mg, Fe, Cu, Mn y

Zn (combustión a 500ºC por 5 h y determinación por absorción atómica); B (azometina-H,

colorimetría).

5.3.5 Análisis de los datos

El efecto de los tratamientos sobre cada variable de la floración y la fructificación de vainilla,

se evaluó mediante un análisis de varianza para bloques al azar con cuatro repeticiones

(cobertizos techo-sombra). Los datos de la concentración foliar de nutrientes se analizaron

de acuerdo con un diseño experimental factorial en bloques al azar con dos factores: tipo

de fertilización (tres niveles) y tipo de rama (vegetativa y reproductiva). Cuando la prueba

de F resultó significativa, se realizó una prueba de separación de medias de Tukey. En

ambos casos se consideró un nivel de significancia (P) ≤ 0,05. Cuando fue necesario, las

variables se transformaron mediante la función arcseno para normalizar los datos

13

0


5.4 Resultados

5.4.1 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre los parámetros de floración y fructificación

No se presentaron diferencias significativas en el porcentaje de plantas florecidas por

efecto de los tratamientos de fertilización en el primer período de floración (P = 0,9926), ni

en el segundo (P= 0,5539, Figura 5.1 y Tabla 5.2). El promedio de plantas florecidas en el

primer período fue de 25,4 % y en el segundo de 64,1%. En contraste, el número de

inflorescencias por planta no se afectó significativamente por los tratamientos en el primer

período de floración (P= 0,0903), pero sí en el segundo (P= 0,0014) (Figura 5.1 y Tabla

5.2). En este segundo período, las plantas que recibieron los dos tratamientos de mayor

dosis de fertilizante (T3 y T4) tuvieron un mayor número de inflorescencias por planta en

comparación con el control (5,8 y 7,7 respectivamente, vs. 4,4 para T1). Con respecto al

tratamiento de fertilización foliar, no se encontraron diferencias significativas con el control.

El número de botones por inflorescencia no se afectó significativamente por la aplicación

de los tratamientos en ninguno de los períodos de evaluación, con valores promedios de

11,8 (P= 0,5742) y 11,9 (P= 0,5742), respectivamente (Figura 5.1 y Tabla 5.2).

Como consecuencia de los resultados anteriores, el número de botones florales por planta

no presentó diferencias significativas entre tratamientos en el primer periodo de floración

(P= 0,1693) cuyo promedio fue de 53,2, pero sí en el segundo período (P= 0,0016), con

resultados similares a los obtenidos para número de inflorescencias por planta (Figura 5.1

y Tabla 5.2). Las plantas que recibieron las dosis más altas de fertilizante (T3 y T4) tuvieron

un número de botones por planta significativamente mayor comparadas con el control (70,4

y 92,9, respectivamente, vs. 53,1 para T1), lo cual representa en conjunto un incremento

de 54 %. El tratamiento de fertilización foliar no presentó diferencias significativas con

respecto al control.

Capítulo 5. 131

Figura 5.1 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre parámetros de floración y

fructificación de plantas de vainilla cultivadas en cobertizos techo-sombra durante dos

años.

Tratamientos de fertilización anual: T1= control, T2= 20 g/planta aplicados al sustrato, T3= 50

g/planta aplicados al sustrato, T4= 100 g/planta aplicados al sustrato y T5: sólo fertilizante foliar

completo (1 cm3/L). Las barras corresponden al error estándar. Las columnas de color blanco

representan los valores de las variables en el año 1 y de color gris las del año 2. Los tratamientos

con la misma letra minúscula para el año 1 y mayúscula para el año 2 no son significativamente

diferentes (prueba de rangos múltiples de Tukey, P ≤0,05).

a a a a a

A A A AA

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s fl

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13

2


Tabla 5.2 Valores de significancia (P) de los efectos de sobre las variables de floración y

fructificación de plantas de vainilla en dos años consecutivos.

Variable Año 1 Año 2

Proporción de plantas florecidas 0,9926 0,5539

Inflorescencias por planta 0,0903 0,00141

Botones por inflorescencia 0,5742 0,5742

Botones por planta 0,1693 0,0016

Aborto de flores y frutos 0,0583 0,0001

Frutos por planta 0,0052 0,0001

Longitud de frutos 0,8483 0,7114

Proporción de frutos mayores de 20 cm 0,1413 0,0003

Peso de frutos 0,0068 0,0001

1Valores de P ≤ 0,05 indican efecto significativo del factor considerado y aparecen resaltados en

negrilla.

El efecto de los tratamientos sobre la disminución del aborto de flores y frutos inmaduros

nificativa en el primer período de evaluación (P= 0,0583), cuyo valor promedio fue de 48,7

% (Figura 5.1 y Tabla 5.2). Las diferencias en el segundo período (P= 0,0001) fueron

marcadamente superiores, y las plantas que recibieron las mayores cantidades de

fertilizante presentaron valores significativamente inferiores de aborto de flores y de frutos

inmaduros (T3= 35,5% y T4= 30,0 %) con respecto al control (T1= 52,3 %). Las plantas

que recibieron el tratamiento de fertilización foliar (T5) también mostraron valores

significativamente inferiores (41,7%) con respecto al tratamiento control.

Los tratamientos de fertilización causaron un incremento significativo del número de frutos

por planta en los dos períodos evaluados (Figura 5.2). En el primero, el único tratamiento

que mostró diferencias con el control (P= 0,0052) fue el de mayor dosis de fertilización

(T4= 34,0 vs. T1= 22,2). En el segundo período, los dos tratamientos con las mayores

dosis de fertilizante presentaron valores significativamente mayores (P= 0,0001)

comparados con el control (T3= 45,2 y T4= 65,0 vs. T1= 25,1 frutos por planta) (Figura 5.1

y Tabla 5.2), lo cual en conjunto representa un incremento en la productividad de frutos del

120%. El tratamiento de fertilización foliar (T5 = 35,7 frutos por planta) no presentó

diferencias significativas con respecto al control.

Capítulo 5. 133

5.4.2 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre parámetros productividad del cultivo

Los tratamientos de fertilización no tuvieron un efecto significativo sobre la longitud de los

frutos en los dos períodos evaluados (P= 0,8483 y P= 0,7114, respectivamente), el valor

medio fue 19,0 cm (Figura 5.2 y Tabla 5.2). Sin embargo, aunque el número de frutos

mayores de 20 cm no aumentó significativamente por efecto de la aplicación de fertilizantes

en el primer período (P= 0,1413), en el segundo período fue significativamente superior en

el tratamiento con mayor dosis de fertilizante (T4) (P= 0,0003) (Figura 5.2 y Tabla 5.2).

De manera similar al número de frutos por planta, los tratamientos de fertilización tuvieron

un efecto significativo sobre el peso de frutos por planta en ambos períodos (P= 0,0068 y

P= 0,0001, respectivamente). En el primer período, solamente el tratamiento con mayor

dosis de fertilizante mostró diferencias significativas con respecto al control (0,76 vs. 0,48

kg, respectivamente), lo cual equivale a un aumento del 58,3 %. En el segundo período de

evaluación, los dos tratamientos con las mayores dosis de fertilización (T3 = 0,99 kg/planta

y T4 = 1,45 kg/planta) mostraron diferencias con respecto al control (0,55 kg/planta). Las

plantas a las que se les aplicó la mayor dosis de fertilizante tuvieron un valor

significativamente superior a los demás tratamientos, con un incremento en la producción

de frutos verdes por planta de 163,6 % con respecto al control (T1), de 83,5 % con respecto

al tratamiento de fertilización foliar (T5) y de 46,6 % con respecto al tratamiento T3 (Figura

5.2 y Tabla 5.2).

13

4


Figura 5.2 Efecto de los tratamientos de fertilización sobre los parámetros de productividad

de frutos de plantas de vainilla cultivadas en cobertizos techo-sombra durante dos años.

Tratamientos de fertilización anual: T1= control, T2= 20 g/planta aplicados al sustrato, T3= 50

g/planta aplicados al sustrato, T4= 100 g/planta aplicados al sustrato y T5: sólo fertilizante foliar

completo (1 cm3/L). Las barras corresponden al error estándar. Las columnas de color blanco

representan los valores de las variables en el año 1 y de color gris las del año 2. Los tratamientos

con la misma letra minúscula para el año 1 y mayúscula para el año 2 no son significativamente

diferentes (prueba de rangos múltiples de Tukey, P ≤0,05).

aa

aa a

A

AA

A

A

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kg)

Capítulo 5. 135

5.4.3 Contenido foliar de nutrientes

Los efectos sobre el contenido foliar de nutrientes de las variables evaluadas incluyendo

tipo de rama muestreada (vegetativa vs. reproductiva), tipo de fertilización y períodos de

medición sobre el contenido foliar de nutrientes fueron variables (Tabla 5.3 y Tabla 5.4).

Así, el contenido foliar de N y P fueron significativamente superiores en las ramas

vegetativas con respecto a las reproductivas en los dos períodos evaluados (P< 0,0002)

(Tabla 5.5). En el segundo período, se detectaron además diferencias en la concentración

foliar de nutrientes entre los tratamientos de fertilización, con valores significativamente

superiores en las hojas de las plantas que recibieron la mayor cantidad de fertilizante al

sustrato (T4) comparada con aquellas que recibieron únicamente la fertilización foliar (T5)

y o no recibieron fertilización en el control (T1). La interacción entre el tratamiento de

fertilización y el tipo de rama también resultó significativa para el contenido foliar de fósforo

fósforo en el segundo año (Tabla 5.5), pues en este año las hojas de las plantas del

tratamiento con la mayor dosis de fertilizante (T4) presentaron concentraciones

significativamente superiores de este nutriente en las ramas vegetativas, comparadas con

las de las ramas reproductivas (Tabla 5.3).

El contenido foliar de K dependió significativamente del tipo de rama, el tratamiento de

fertilización y la interacción del tipo de rama x tipo de fertilización en los dos períodos

evaluados (Tabla 5.5). Las ramas vegetativas presentaron una mayor concentración foliar

de K que las ramas reproductivas (2,69% vs. 1,45%). Así mismo, las hojas de las plantas

que recibieron la dosis más alta de fertilizante, tuvieron en promedio valores mas altos de

concentración foliar de K en ambos años, pero este efecto fue solo evidente en las ramas

vegetativas, mientras que en las ramas reproductivas no se presentaron diferencias

significativas en los contenidos de K foliar entre los diferentes tipos de fertilización (Tabla

5.3).

Los contenidos foliares de Ca, Mg, Fe, Mn y Zn no se afectaron de manera significativa por

los factores evaluados en los dos períodos de floración-fructificación (Tabla 5.3 yTabla

5.4). En contraste, el contenido foliar de Cu se afectó significativamente por el tipo de rama

y el tratamiento de fertilización aplicado en los dos períodos evaluados (Tabla 5.5). Las

ramas vegetativas presentaron un mayor contenido de Cu comparadas con las ramas

13

6


reproductivas. A su vez, el contenido foliar de Cu de las plantas a las que se les aplicó

fertilización foliar, fue significativamente superior con respecto al control en los dos

períodos evaluados (Tabla 5.3 y Tabla 5.4).

Tabla 5.3 Contenido foliar de nutrientes en ramas vegetativas y reproductivas de plantas

de vainilla en los dos años muestreados en función de los tratamientos de fertilización.

(T1= control, T4= 100 g/planta aplicados al sustrato y T5: Fertilización foliar).

Año 1

Nutriente

Ramas vegetativas Ramas reproductivas

Fertilización Promedio


T1 T4 T5 T1 T4 T5

N (%) 1,70 1,81 1,74 1,75a* 1,02 1,09 1,05 1,05b

P (%) 0,10 0,12 0,11 0,11a 0,07 0,08 0,08 0,08b

K (%) 2,1 3,10 2,31 2,52a 1,54 1,66 1,25 1,48b

Ca (%) 2,90 3,11 3,02 3,01a 3,08 3,15 3,03 3,09a

Mg (%) 0,40 0,41 0,41 0,41a 0,40 0,40 0,40 0,40a

Fe (µg/g) 34,1 41,5 42,6 39,4a 31,1 33,8 35,3 33,4a

Cu (µg/g) 7,6 7,8 8,5 7,9a 3,4 3,7 4,4 3,8b

Mn (µg/g) 119,0 120,0 127,0 122,0a 125,2 124,3 150,0 133,1a

Zn (µg/g) 24,4 23,4 28,6 25,5a 15,4 12,4 21,7 16,5a

Año 2

Nutriente

Ramas vegetativas Ramas reproductivas



T1 T4 T5 T1 T4 T5

N (%) 1,70 1,90 1,73 1,78a* 1,01 1,09 1,02 1,04b

P (%) 0,09 0,19 0,10 0,12a 0,08 0,08 0,08 0,08b

K (%) 2,21 3,26 2,61 2,69a 1,30 1,59 1,46 1,45b

Ca (%) 3,13 3,20 3,12 3,15a 3,21 3,26 3,13 3,20a

Mg (%) 0,37 0,43 0,39 0,39a 0,42 0,41 0,36 0,40a

Fe (µg/g) 38,4 40,8 39,3 39,5a 35,88 38,5 38,1 37,5a

Cu (µg/g) 7,4 8,4 8,3 8,1a 3,5 3,8 4,4 3,9b

Mn (µg/g) 116,0 118,0 125,0 119,8a 123,7 126,2 141,0 130,1a

Zn (µg/g) 25 26 26,5 25,8a 16,1 15,0 23,6 18,2a

Capítulo 5. 137

*Promedios de un nutriente seguidos por la misma letra no son significativamente diferentes (prueba

de rangos múltiples de Tukey, P ≤ 0,05)

Tabla 5.4 Contenido foliar de nutrientes de plantas de vainilla por tratamiento (incluyendo

ramas vegetativas y reproductivas) en función de los dos años muestreados.

Nutriente Año 1 Año 2

T1 T4 T5 T1 T4 T5

N (%) 1,36b 1,45b 1,39b 1,36b 1,51a 1,37b

P (%) 0,09b 0,10b 0,09b 0,08b 0,13a 0,09b

K (%) 1,84b 2,38a 1,78b 1,75c 2,42a 2,03b

Ca (%) 2,99a 3,13a 3,02a 3,17a 3,23a 3,13a

Mg (%) 0,40a 0,40a 0,40a 0,39a 0,42a 0,37a

Fe (µg/g) 32,4a 37,7a 39,4a 37,1a 39,6a 38,7a

Cu (µg/g) 5,5a 5,8a 6,4a 5,5a 6,1a 6,3a

Mn (µg/g) 121,4a 121,8a 138,6a 119,3a 122,3a 132,8a

Zn (µg/g) 20,6a 17,9a 25,2a 19,9a 20,5a 25,0a

*Promedios del contenido de un nutriente seguidos por la misma letra en cada año no son

significativamente diferentes (prueba de rangos múltiples de Tukey, P ≤0,05).

Tabla 5.5 Valores de significancia (P) de los efectos de fertilización (F), el tipo de rama

(R) y la interacción F x R sobre el contenido de nutrientes en hojas de vainilla en dos años

consecutivos.

Nutriente

Año 1 Año 2

Fertilización

(F)

Rama

(R) F x R Fertilización (F)

Rama

(R) F x R

N 0,3457 0,00001 0,9248 0,0266 0,0000 0,6275

P 0,2699 0,0002 0,9473 0,0000 0,0000 0,0000

K 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0000 0,0002

Ca 0,7248 0,6196 0,8739 0,8864 0,7764 0,9860

Mg 0,9888 0,4372 0,8709 0,2420 0,8793 0,2949

Fe 0,5514 0,9967 0,1892 0,6431 0,3733 0,9679

Cu 0,0104 0,0000 0,9966 0,0102 0,0000 0,3160

Mn 0,6409 0,1887 0,6377 0,4497 0,3346 0,4012

Zn 0,3962 0,3679 0,3906 0,3977 0,3156 0,3900

1Valores de P ≤ 0,05 indican efecto significativo del factor considerado y aparecen resaltados en negrilla.

13

8


5.5 Discusión

5.5.1 Parámetros de floración, fructificación y productividad del cultivo

Los resultados muestran que la aplicación de fertilizantes impactó significativamente la

floración y fructificación de las plantas de vainilla cultivadas. Sin embargo, el efecto

dependió del tipo de fertilizante, de la cantidad aplicada y del momento de evaluación. Las

plantas con mejores parámetros de floración y fructificación fueron las que recibieron la

mayor dosis de fertilizante aplicado al sustrato, mientras que la aplicación de fertilizante

foliar tuvo un efecto muy bajo sobre estos parámetros.

Es claro que no todos los parámetros de floración y fructificación de vainilla se afectaron

con la aplicación de fertilizantes, pero está sí tuvo efectos sobre parámetros claves que

finalmente condujeron al aumento significativo de la productividad del cultivo. Aunque

varios trabajos han evaluado el efecto de la aplicación de fertilizantes sobre el crecimiento

de las plantas de vainilla en etapa vegetativa (Alconero et al., 1973; Domínguez, 2005;

Osorio et al., 2012), son escasos los que se han realizado durante la etapa productiva. Uno

de estos es el desarrollado en la India, en un cultivo de vainilla sobre tutores de matarratón

(Gliricidia sepium) intercalado en una plantación de la palma arecanut (Areca catechu); en

este estudio la fertilización con N, P, y K a razón de 60, 17, 83 kg ha-1, respectivamente,

no mostró diferencias significativas sobre la producción de frutos con respecto a la

aplicación de abonos orgánicos (Sujatha y Bath, 2010).

En el presente estudio, durante el primer período evaluado el 25,4% de las plantas

florecieron (plantas de 3 años), mientras que en el segundo período florecieron el 64,1%

(plantas de 4 años). Estos resultados son comparables con lo reportado para vainillales de

México, cuyos porcentajes de plantas florecidas son 27,2 % a los 2,5 años y de 77,1 a los

3,5 años (Hernández y Lubinski, 2011). No obstante, la fertilización no afectó el número de

plantas que florecieron en cada período evaluado, lo cual sugiere que la ocurrencia de

floración depende de procesos fisiológicos que determinan la madurez reproductiva de la

planta, y que no dependieron en este caso de la fertilización aplicada. Tampoco se afectó

el número de botones florales por racimo, debido posiblemente a que está variable puede

Capítulo 5. 139

estar sometida a un control genético y dependa de la especie vegetal, por ejemplo, V.

calyculata desarrolla entre 12 y 14 flores por racimo, mientras que V. martinezii entre 4 y 6

flores por racimo (Soto-Arenas y Dressler, 2010).

Por otro lado, el número de inflorescencias por planta fue uno de los parámetros que se

incrementó por efecto de la fertilización (Figura 5.1). Se han identificado diversos factores

ambientales que pueden activar las yemas florales de las plantas de vainilla tales como

bajas temperaturas estacionales (Hernández, 2011), estrés hídrico (Varela Quiroz, 2011;

Exley, 2011) y el aumento de radiación (Ranavide, 2003). La aplicación de fertilizantes

puede tener una influencia indirecta al impactar el estado nutricional de las plantas, pues

se ha reportado que una mayor concentración de nutrientes como P y K y suficiente

disponibilidad de N en el sustrato de siembra, favorece la floración de vainilla (Puthur y

Kumar, 2006).

El número de inflorescencias por planta encontrado en el presente estudio, aún en las

plantas a las que se les aplicó la mayor dosis de fertilizante fue de 7,7 (Figura 5.1). Este

valor se puede considerar bajo, comparado con el número que se reporta en otros cultivos

de vainilla, los cuales están entre 8 y 15 inflorescencias por planta (Ranavide, 2003). Esto

podría explicarse en parte porque en el presente estudio, aunque se suspendió el riego,

no se realizaron otras prácticas de manejo recomendadas para activar un mayor número

de yemas, tales como incremento de la radiación (Puthur, 2005) y decapitación de las

puntas de las ramas (Fouché y Coumans, 1995). El efecto de estas prácticas es inducir un

estado de estrés en las plantas que incrementaría la floración. Este análisis sugiere que el

estado nutricional balanceado es un requisito para que la activación de las yemas florales,

el cual ocurre por efecto de los demás factores ambientales, conduzca al desarrollo de

más inflorescencias.

En el presente estudio también se encontró que la proporción de abortos florales y frutos

inmaduros disminuyó con el incremento en la dosis del fertilizante (Figura 5.1). Resultados

similares se encontraron en un estudio realizado en México, donde se evaluó la

sobrevivencia de los frutos de vainilla con diferentes sistemas de cultivo, desde los

tradicionales hasta los tecnificados, en los cuales la sobrevivencia de los frutos fue de 32

14

0


y 85 %, respectivamente. La diferencia se explicó por efecto de las prácticas de manejo

del cultivo en el sistema tecnificado, entre las cuales se contaba con suministro adecuado

de agua durante la estación seca y aplicación de fertilizantes (Castro-Bobadilla y García-

Franco, 2007). Esto sugiere que la formación de frutos está severamente limitada por la

disponibilidad de tales recursos. Es decir, aunque puede ocurrir activación de las yemas y

formación de inflorescencias, como respuesta a factores ambientales, aún con desbalance

de nutrientes, si la alta demanda de nutrientes que tienen las flores y los frutos en desarrollo

de vainilla no es completamente satisfecha, se puede inducir su aborto (Puthur y Kumar,

2006). Esto sugiere que las plantas ajusten la cantidad de frutos en función de los

nutrientes que tiene disponibles. Si las flores y frutos en formación compiten por recursos

muy limitados, es razonable esperar que en esa etapa el el incremento o la disminución de

nutrientes afecte la formación de frutos.

Es por esto que en las plantas a las cuales se les aplicó la mayor dosis de fertilizante, una

mayor cantidad de inflorescencias combinada con una menor menor proporción de abortos

de flores y frutos inmaduros, condujo a la producción de un mayor número de frutos y con

mayor biomasa (Figura 5.2). Así en este estudio, las plantas a las que se les aplicó la

mayor dosis de fertilizante alcanzaron una producción promedia frutos de 1,46 kg/planta

en el segundo período de fructificación, lo cual se encuentra en el rango del promedio

mundial (1 a 2 kg/planta) (Hernández y Lubinski, 2011). La productividad de las plantas

bajo los otros tratamientos de aplicación de fertilizantes fue significativamente menor, pero

aún el tratamiento control tuvo una producción comparable a la de algunos sistemas

agroforestales en México (0,5 kg/planta) (Barrera-Rodríguez et al., 2009). Valdría la pena

explorar la posibilidad de aumentar la cantidad de fertilizante aplicado y evaluar si esto

puede incrementar aún más la producción de frutos verdes por planta; es claro que con la

dosis de fertilizante más alta que se utilizó (100 g/planta por año) no se detectaron

síntomas de toxicidad.

Uno de los principales parámetros de calidad de la vainilla, del cual depende el precio en

el mercado internacional, es la longitud del fruto; así, las vainas curadas con longitud mayor

a 20 cm se consideran de calidad superior (Hernández y Lubinski, 2011). En general, V.

planifolia tiene frutos que varían entre 14 y 22 cm (Austburger et al., 2000), esto depende

Capítulo 5. 141

principalmente de la posición en el racimo, y a que los frutos localizados en la parte superior

tienden a ser más pequeños. También se ha observado que los frutos alcanzan tamaños

más uniformes en los racimos cuando hay una menor cantidad de frutos. En el presente

trabajo no se detectaron diferencias en la longitud promedia de frutos en función de los

tratamientos, y esto puede ser debido a que en los tratamientos con mayor fertilización que

tuvieron racimos con mayor número de frutos; la presencia de frutos de menor longitud en

la base del racimo compensaron las diferencias de tamaño. A pesar de lo anterior, el efecto

de la mayor dosis de fertilizante sobre la longitud de los frutos se hizo evidente en el

incremento de la cantidad de frutos con longitud superior a 20 cm en el segundo período

de evaluación, lo cual puede tener implicaciones positivas en la rentabilidad del cultivo.

De otro lado, el efecto de la aplicación de fertilizantes sobre algunos parámetros

reproductivos fue más evidente con el transcurso del tiempo. En las orquídeas los síntomas

de deficiencia de nutrientes y los efectos de la fertilización pueden tardar más tiempo en

manifestarse que en otros grupos de plantas (Hew y Young, 2004). Esto se podría explicar

porque estas plantas tienen gran capacidad de removilizar nutrientes desde tejidos

senescentes y órganos suculentos (tallos, raíces); quizá esto sea una adaptación derivada

de sus hábitos epífito y hemiepífito, en el cual el suministro de nutrientes es escaso e

impredecible (Hew y Young, 2004). De esta manera, las reservas de nutrientes

acumuladas durante la etapa vegetativa probablemente se utilizan posteriormente (vía

retraslocación) durante los períodos de floración y fructificación, que demandan una gran

cantidad de nutrientes. La acumulación de nutrientes en el tiempo se ha reportado también

en otras especies de orquídeas. Por ejemplo, en un ensayo de aplicación de fertilizantes

realizado en Phanelopsis, el nivel de fertilización no tuvo efecto sobre la cantidad de flores

en la primera estación de reproductiva, pero sí en las siguientes estaciones (Wang y Gregg,

1994), tal como ocurrió en el presente estudio.

Es importante resaltar que la fertilización foliar sola no fue efectiva para aumentar los

parámetros de productividad (Figura 5.1 y Figura 5.2). Sin embargo, al combinarse la

fertilización foliar (con micronutrientes) con las dosis altas de fertilización al sustrato,

produjeron incrementos significativos en el rendimiento del cultivo. Los resultados apoyan

el criterio de que la fertilización foliar es un método complementario a la fertilización

14

2


edáfica, y permiten proporcionar un suministro adecuado de nutrientes durante fases

críticas tales como la floración y fructificación (Mengel, 2002). La penetración y absorción

de nutrientes vía foliar ha sido confirmada en varias especies de orquídeas mediante la

utilización de radioisótopos (Sheehan et al., 1967). Sin embargo, la implementación de la

fertilización foliar como practica de manejo del cultivo de vainilla es controversial, pues

mientras que algunos recomiendan su aplicación (Anandaraj et al., 2005), otros consideran

que no es efectiva (Damirón, 2004).

Para comprender el proceso de absorción foliar de nutrientes en esta especie es útil

considerar la anatomía de las hojas de V. planifolia. Su cutícula tiene una doble estructura

compuesta por una capa externa lamelada y una capa interna reticulada. La capa lamelada

constituye una barrera adicional a la resistencia ofrecida por la zona reticulada para la

difusión de sustancias solubles en agua. Así mismo, la presencia de ceras en la cutícula

disminuye su permeabilidad (Gouret et al., 1993) y hace difícil la penetración de los

nutrientes a través de los poros hidrofílicos de la cutícula, propuesto como uno de los

mecanismos para la penetración de los nutrientes disueltos en la fertilización foliar (Tyree

et al., 1990; Sconherr, 2006). Otro mecanismo propuesto para la penetración de los

fertilizantes foliares son los estomas (Eichert y Burkhardt, 1999); este también presenta

dificultades en la planta de vainilla porque los estomas están presentes solamente en el

envés de las hojas y están abiertos principalmente durante la noche por tratarse de una

planta con metabolismo CAM (Gehrig et al., 1998); esto supone una restricción logística

importante para las aplicaciones del fertilizante. De acuerdo a los resultados del presente

estudio, en la fase reproductiva de los cultivos de vainilla la fertilización foliar no puede

reemplazar el efecto que tiene la fertilización al sustrato de las raíces.

5.5.2 Contenido foliar de nutrientes

El hecho de que los contenidos foliares de N, P y K fueron más altos en las ramas

vegetativas que en las ramas reproductivas (Tabla 5.2) se pueden explicar como resultado

de la alta movilidad de estos nutrientes en la planta, a través del floema (Marschner, 2002).

En general, dada las altas demandas de nutrientes para la formación de flores y frutos, se

puede esperar que las ramas fructificadas translocan estos nutrientes hacia tales

estructuras reproductivas. Los recursos necesarios para el desarrollo de los frutos

Capítulo 5. 143

provienen de varias fuentes: los nutrientes inorgánicos y el agua se transportan hacia los

frutos a través del xilema, mientras que los carbohidratos y los nutrientes reabsorbidos que

provienen de los órganos vegetativos ingresan a los frutos a través del floema (Bollard,

1970; Coombe, 1976). Mediante este último mecanismo de transferencia de nutrientes las

hojas proporcionan carbohidratos y nutrientes a los frutos; a pesar de que los recursos

provienen de las hojas más cercanas, a los frutos también pueden llegar recursos de hojas

lejanas, generalmente los recursos fluyen hacia los frutos desde las hojas más cercanas

(Stephenson, 1981). Los frutos también pueden utilizar recursos asimilados en años

anteriores que han estado almacenados en tejidos perennes (Mooney, 1972). En el caso

específico de la vainilla, se ha reportado que durante la floración de vainilla hay un

incremento en los requerimientos de N, P y K, con un fuerte drenaje de K hacia la

inflorescencia. La influencia de P y K sobre la emergencia de inflorescencias es más

significativa que la del N; por esta razón, al fertilizar las plantas de vainilla con altos

contenidos de P y N pero sin K, no se estimula suficientemente la floración (Puthur y

Kumar, 2006). Esto refuerza la necesidad de aplicar al menos estos tres nutrientes al

sustrato de crecimiento de la planta.

De otro lado, no se presentaron diferencias significativas en las concentraciones foliares

de Ca, Mg, Fe y Mn, entre las ramas vegetativas y reproductivas de vainilla (Tabla 5.3), lo

cual es quizás reflejo de su baja movilidad en el floema (Marschner, 2002), y posiblemente

de los bajos requerimientos de estos nutrientes para la formación de las estructuras

reproductivas, como ocurre en otras plantas (Leitão y Silva, 2004). En contraste, la

movilidad de Cu y Zn fue intermedia, ya que en las ramas reproductivas se presentaron

niveles más bajos que en las ramas vegetativas, aunque tal diferencia solamente fue

significativa para Cu; esto también estaría indicando la translocación de este nutriente

hacia los frutos.

Estas diferencias en los contenidos foliares entre ramas vegetativas y reproductivas

también se han reportado para N en mango (Pathak y Pandey, 1976) y Jatropha curcas

(De Lima et al, 2011); para N y Cu en aguacate (Koo y Young, 1977); y para N y K en kiwi

(Actinidia deliciosa) (Smith et al., 1987), entre otros. Tales diferencias se han explicado en

función de la translocación de nutrientes hacia los órganos reproductivos (flores y frutos).

14

4


En las plantas de vainilla se observó que concomitante con el desarrollo de la

inflorescencia y los frutos, ocurrió arrugamiento de los tallos en los entrenudos cercanos

al nudo en el que se desarrollaron las estructuras reproductivas, lo cual sugiere la

movilización de agua y nutrientes. Como se mencionó anteriormente, la insuficiencia en el

suministro de nutrientes puede ser una de las causas que explican el aborto de flores y

frutos inmaduros. Bajo tales circunstancias (insuficiencia nutricional), la adición de

fertilizantes puede jugar un papel importante en mejorar la productividad del cultivo.

Las diferencias en los contenidos foliares de N, P y K entre tratamientos y períodos de

evaluación, podrían explicar los mejores resultados en los parámetros reproductivos y

productividad del cultivo en las plantas que recibieron la mayor dosis de fertilizante (Tabla

5.4). Los contenidos foliares de P y Fe en ramas vegetativas fueron menores a los

reportados para plantas de vainilla adultas y para las plantas en general (Tabla 5.6), lo cual

podría indicar que la dosis de fertilizante aplicado fue insuficiente para alcanzar los niveles

óptimos para la planta, ya que el sustrato de hojarasca y chips de madera fue muy pobre

en el contenido de estos elementos. Quizá al corregir estas posibles deficiencias

nutricionales, el rendimiento podría ser aún más alto.

En un sentido práctico se recomienda mantener las plantas de vainilla bien nutridas durante

su fase vegetativa, luego inducir un estrés hídrico, de radiación o mediante podas de

puntas para promover mayor número de inflorescencias. Una vez se inicia la floración, se

debería retomar una buena fertilización (al sustrato y foliar) para impedir el aborto de tales

frutos y permitir así un buen desarrollo de los mismos.

5.6 Conclusiones

La aplicación mensual de 100 g/planta por año del fertilizante grado 10-20-20 incrementó

significativamente el número de inflorescencias por planta, disminuyó el aborto de flores y

frutos inmaduros y aumentó el número de frutos por planta. Esto produjo un incremento

significativo en la producción de frutos durante el segundo año de evaluación de 0,5

kg/planta en el testigo no fertilizado a 1,5 kg/planta por año en las plantas fertilizadas el

Capítulo 5. 145

curso de un año. De otro lado es claro que la sola fertilización foliar no fue efectiva para

aumentar la productividad del cultivo. Se encontraron diferencias significativas en los

contenidos foliares de algunos nutrientes (N, P, K, Cu), entre las ramas vegetativas y

reproductivas, lo cual sugiere que hubo una translocación de estos nutrientes desde las

hojas maduras hacia los racimos de frutos. Esto podría indicar un incremento en la

demanda de estos nutrientes durante los procesos reproductivos y, por ende, la necesidad

de incluir esta consideración en el programa de fertilización de cultivo de vainilla.

Tabla 5.6: Reportes de contenidos foliares de nutrientes de plantas adultas de vainilla.

Tipo de hojas N P K Ca Mg Fe Cu Mn Zn

µg/g

General plantas1 1,5 0,2 1,0 0,5 0,2 100 6 50 20

Plantas adultas de 5

años (creciendo en

sistemas agroforestales

y acahuales) 2

1,7-1,8 0,2-0,3 1,8-2,5 3,7-4,7 0,1-0,2 61-177 5-6 9-13 14-20

Segundo año de este estudio:

Rama vegetativa T1* 1,70 0,09 2,21 3,13 0,37 38,4 7,4 116,0 25,0

Rama vegetativa T4** 1,90 0,19 3,26 3,20 0,43 40,8 8,4 118,0 26,0

Rama reproductiva T1* 1,01 0,08 1,30 3,21 0,42 35,9 3,5 123,7 16,1

Rama reproductiva T4** 1,09 0,08 1,59 3,26 0,41 38,5 3,8 126,2 15,0

*T1= control.

**T4= 100 g/planta aplicados al sustrato.

Fuentes: 1Hew y Young (2004); 2 Padilla-Vega (2009).

Agradecimientos

Este trabajo se realizó como parte de las actividades del proyecto “Manejo integrado de la

nutrición del cultivo de vainilla” (contrato 082-2008V6151-3701), financiado por el

Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural de Colombia, la Universidad Nacional de

Colombia, Bioandes C.I. Ltda. y la Corporación Autónoma Regional del Centro de

Antioquia

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Profiles). CRC Press, Boca Raton, Florida.

Resumen y conclusiones generales

Vanilla planifolia es una orquídea neotropical hemi-epífita con metabolismo CAM, que

crece asociada a árboles, los cuales le sirven de apoyo y sombrío. De sus frutos se extrae

la vainilla natural, un ingrediente fundamental para la industria alimenticia y cosmética. Por

su importancia en el mercado mundial, se cultiva en varios países tropicales y

recientemente se ha comenzado a cultivar en Colombia. La producción de vainilla en varias

regiones tropicales del país, a diferentes escalas y niveles tecnológicos, podría constituirse

en fuente importante de ingresos para empresarios agrícolas y campesinos. La

introducción de este cultivo en Colombia genera una oportunidad para desarrollar

investigación sobre la adaptación de esta planta a las condiciones ambientales del país, y

su respuesta a distintos sistemas de manejo.

En este trabajo, mediante diferentes experimentos, se evaluaron aspectos básicos de su

fisiología, con el fin avanzar en la generación de estrategias de manejo del cultivo.

Investigamos sobre los niveles de sombra más adecuados para el funcionamiento de su

metabolismo fotosintético, sobre la respuesta de la planta a períodos de sequía

prolongada, y sobre su desarrollo en varios sustratos y niveles de fertilización mineral y

biológica, durante diferentes etapas de su ciclo de vida. En todos los tratamientos la mayor

asimilación de CO2 de las plantas de vainilla ocurrió durante la noche y en proporciones

superiores al 80%, lo cual hace de esta especie una planta CAM obligada. La cantidad

total de CO2 absorbido durante el ciclo de 24 horas por plantas de vainilla que crecieron

sin restricciones ambientales fue de 43,8 m mol m-2. La absorción instantánea máxima de

CO2 de las plantas de vainilla bajo condiciones ambientales adecuadas, fue de 1,52 μmol

CO2 m-2 s-1 y ocurrió durante la noche.

Las plantas de vainilla alcanzaron mayor crecimiento (mayor longitud, área foliar y biomasa

total) y fijaron mayor cantidad de CO2 en el ciclo de 24 h bajo condiciones de iluminación

15

4


intermedias (IR de 17 - 31%). La cantidad de CO2 fijada fue inferior en el tratamiento de

67% de IR, equivalente a casi la mitad de la fotosíntesis en los tratamientos de 17 y 31%,

lo cual coincide con la menor acumulación nocturna de ácidos en este tratamiento. La

eficiencia fotoquímica del fotosistema II (Fv/Fm) mostró que en las plantas del tratamiento

de 67 % IR ocurrió estrés por alta radiación, mientras que los mayores valores de clorofila

a, b y total, y relación clorofila/carotenoides se obtuvieron en las plantas que crecieron en

la sombra. Estos resultados sugieren que la alta radiación del tratamiento de 67% IR, altera

el funcionamiento de las plantas de vainilla, pues inhibe su fotosíntesis y crecimiento. Los

ambientes altamente sombreados no afectaron considerablemente la fotosíntesis CAM de

la vainilla, pero tanto la fijación de CO2 como el crecimiento a largo plazo fueron inferiores

bajo tales ambientes, por lo cual esta especie presentó mayor ganancia de biomasa y

mejor aclimatación bajo niveles intermedios de radiación.

La sequía prolongada produjo alteraciones del patrón de intercambio diario de CO2 pero

no mortalidad de la vainilla; en las plantas sin riego el balance de absorción de CO2 durante

las horas de luz fue negativo, y durante la noche, aunque fue positivo, disminuyó

considerablemente en comparación con las plantas bien hidratadas. Así mismo, el

rendimiento cuántico potencial (Fv/Fm) y la acumulación nocturna de ácidos disminuyeron

en las plantas de vainilla sometidas a sequía. Sin embargo, la respuesta a la rehidratación

fue rápida, con una fuerte tendencia a la recuperación de los parámetros fisiológicos.

Puesto que el cultivo de vainilla en sistemas agroforestales puede ser una alternativa

rentable para pequeños agricultores en el trópico, donde son comunes los suelos pobres

en nutrientes, también se evaluó el efecto del tipo de sustrato y la fertilización sobre su

crecimiento. En particular, se estudió la respuesta de plantas jóvenes de vainilla

sembradas en dos tipos de sustratos (champiñonaza vs. hojarasca + chips de madera) y

cinco tipos de fertilización e inoculación, los cuales consistieron en fertilización química al

sustrato (Q) con el fertilizante grado 27-17-17; fertilización foliar (F) mensual con el

fertilizante 10-4-7+micronutrientes (1 cm3/L); inoculación con microorganismos rizosféricos

(I) al sustrato (mezcla de Pseudomonas fluorescens, Trichoderma sp., Bacillus sp.,

Penicillium sp.), y la combinación Q+I. Como referencia se incluyó un tratamiento control

(C) no-fertilizado ni- inoculado. Las plantas exhibieron un crecimiento significativamente

Resumen y Conclusiones. 155

mayor (en longitud y biomasa) en el sustrato de hojarasca + chips de madera, comparado

con el de champiñonaza. Por otro lado, la biomasa aérea, la biomasa total y la longitud a

los 480 días fue mayor con el tratamiento Q+I que con estos tratamientos aplicados de

manera individual, lo cual sugiere un efecto sinergístico de la fertilización e inoculación

sobre el desarrollo de esta especie. No obstante, los tratamientos individuales también

tuvieron efectos positivos en algunos de los parámetros evaluados. Así mismo, la

concentración foliar de nutrientes también respondió de manera diferencial a algunos de

los tratamientos de fertilización y sustrato aplicados. Estos resultados muestran el efecto

positivo, tanto de la fertilización como de la inocuación, sobre algunos parámetros de

crecimiento y/o nutrición de las plantas de vainilla.

Finalmente, la evaluación de la aplicación de fertilizantes sobre la floración y producción

de frutos de plantas de vainilla, mostró que con la aplicación de 100 g/planta de 10-20-20

por año a plantas de vainilla en estado reproductivo, se obtuvo mayor incremento en

número de inflorescencias/planta, número de botones florales/planta, número de frutos y

peso de frutos/planta, y disminución del aborto de flores y frutos inmaduros y se alcanzó

una producción anual de 1,5 kg de frutos/planta. Así mismo, por efecto de la aplicación de

fertilizantes a plantas de vainilla en estado reproductivo, se detectaron diferencias en el

contenido foliar de N, P, K y Cu entre ramas vegetativas y reproductivas, por lo cual se

sugiere la adición de fertilizantes que contengan estos nutrientes, entre las estrategias para

mejorar la productividad del cultivo.

En síntesis, los resultados de la presente investigación permiten concluir que V. planifolia

es una especie CAM obligada, cuyo óptimo desarrollo ocurre bajo condiciones intermedias

de iluminación; así mismo, a pesar de su alta tolerancia a la sequía, disminuye

sustancialmente su metabolismo y fisiología bajo condiciones de estrés hídrico; no

obstante, se recupera con gran rapidez ante la rehidratación. Su crecimiento vegetativo

responde favorablemente tanto a la fertilización química como a la inoculación y es

altamente sensible al tipo de sustrato de crecimiento. Finalmente, la fructificación también

depende del estatus nutricional de la planta, por lo cual la producción de frutos responde

favorablemente a la aplicación de fertilizantes.

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