Universidad de Los Andes

Cuantif icación espacio-temporal de la comunidad fitoplanctónica y los pigmentos fotosintéticos en el lago de Tota- Boyacá, Colombia

Luisa Alexandra Peña Prieto

Mayo 2005

Departamento de Ciencias Biológicas

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1. INTRODUCCIÓN

Desde el punto de vista ecológico, los ecosistemas acuáticos son considerados como un conjunto de subsistemas al interior de los cuales se desarrollan procesos biológicos y relaciones ecológicas que integrados entre si y con el medio ex terno determinan el comportamiento total del ecosistema (Donato, 1996). El análisis de la comunidad se puede realizar desde diferentes puntos de vista, estructuralmente y dinámicamente. Estructuralmente definido por la variación de riqueza, abundancia de las especies (Robinson & Sandgren, 1984; Odum & Odum, 1980) y por su posición en el espacio. La estructura presenta variaciones espacio-temporales que determinan la dinámica de una comunidad. Entre los métodos mas utilizados para la determinación de la biomasa y estructura de la comunidad fitoplanctónica, encontramos la técnica de sedimentación de Utermöhl (Utermöhl, 1958). Esta técnica tiene como fin determinar e identificar las especies presentes en cuerpo de agua, al igual que definir el aporte de cada grupo de algas al bio-v olumen total. La técnica de Utermöl presenta una serie de desventajas, como son el consumo de tiempo excesivo en los conteos de células cuando es necesaria una estimación de biomasa. Adicionalmente la identificación de especies demanda un alto entrenamiento especializado. Debido a que pocos sistemas se pueden monitorear continuamente por el tiempo que se consume en cada conteo, se han desarrollado otras técnicas cuantitativas que permiten la estimación de biomasa fitoplanctónica en menor tiempo. La determinación cuantitativ a de los pigmentos fotosintéticos en las algas es uno de los más frecuentes análisis realizados para los sistemas acuáticos. Las concentraciones de clorofila a rutinariamente es usada para estimar la biomasa fitoplanctónica y productiv idad. Tradicionalmente las clorofilas son determinadas por espectrofotometría usando una v ariedad de solventes y ecuaciones (e.g. Parsons & Strickland, 1963; Lorenzen, 1967; Riemann, 1976; Nush, 1980) en ambientes tanto marinos (Strickland & Parson, 1972) como en dulceacuícolas (Talling, 1969; Wetzel & Westake, 1969). Los productos de degradación de los pigmentos pueden interferir, no permitiendo una adecuada cuantificación de la clorofila a, para lo cual se implementa la técnica de acidificación con el fin de diferenciar entre la clorofila a y los productos de degradación de los pigmentos libres de magnesio (Lorenzen, 1967). A partir de estos métodos se pretende caracterizar y predecir el comportamiento temporal y espacial de la comunidad fitoplanctónica del Lago de Tota, Boyacá Colombia.

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ÍNDICE DE TEMAS PÁGINA 1. INTRODUCCIÓN ……………………………………………………………...... 2 2. MARCO TEÓRICO ......................................................................................... 8 2.1. FITOPLANCTON ......................................................................................... 8 2.1.1. Sucesión De Especies........................................................................................ 12 2.2. CUANTIFICACIÓN DE PIGMENTOS........................................................................ 13 2.2.1. Clorofila ......................................................................................... 13 2.2.1.1. Estructura Y Deriv ados De Las Clorofilas.......................................................... 14 2.2.2. Técnicas De Ex tracción...................................................................................... 16 2.2.2.1. Solv entes De Ex tracción..................................................................................... 16 2.2.2.1.1. Acetona ......................................................................................... 16 2.2.2.1.2. Metanol ......................................................................................... 17 2.2.2.1.3. N.N – Dimetilformamida............................................................................... 17 2.2.3. Técnicas Cuantitaiv as De Análisis De Pigmentos ............................................. 17 2.2.3.1. Espectrofotometría ......................................................................................... 18 2.2.3.2. Acidificación ....................................................................................................... 20 3. JUSTIFICACIÓN ......................................................................................... 22 4. OBJETIVOS ......................................................................................... 22 4.1. Objetiv o General ......................................................................................... 22 4.2. Objetiv os Específicos ......................................................................................... 22 5. MATERIALES Y METODOS...................................................................................... 23 5.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO................................................................ 23 5.1.1. Características Generales De La Laguna De Tota............................................. 23 5.2. DETERMINACIÓN DE LA CLOROFILA. .................................................................. 28 5.2.1. Fase De Campo ......................................................................................... 30 5.2.1.1. Determinación De Clorofilas Por Medio De Espectrofotometría........................ 30 5.2.1.2. Ex tracción ......................................................................................... 30 5.2.2. Fase De Laboratorio ......................................................................................... 30 5.2.2.1. Ex tracción ......................................................................................... 30 5.2.2.2. Determinación De Clorofilas Por Medio De Espectrofotometría........................ 30 5.2.2.2.1. Método Tricromático .......................................................................... 30

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5.2.2.2.2.Determinación de clorofila a en presencia de feopigmentos (Monocromático)....... 32 5.3. ESTUDIO DE LA COMUNIDAD DE FITOPLANCTON.............................................. 33 5.3.1. Fase de campo ......................................................................................... 33 5.3.2. Fase de laboratorio ......................................................................................... 34 5.4. MANEJO E INTERPRETACIÓN DE DATOS…………………………………………… 34 5.4.1. Estudio de la comunidad de fitoplancton............................................................ 35 5.4.2. Caracterización de la información...................................................................... 35 5.4.3. Correlación de la información............................................................................. 35 6. RESULTADOS ……………………………………………………………...... 37 6.1. CARACTERISTICAS FISICAS Y QUIMICAS............................................................ 37 6.2. NUTRIENTES ……………………………………………………………...... 42 6.3. FITOPLANCTON ……………………………………………….......... 43 6.3.1. Composición……………………………………………………………............... .... 43 6.3.2. VARIACIÓN ESPACIO-TEMPORAL………………………………………………. 44 6.3.3. DIVERSIDAD ……………………………………………………………...... 46 6.3.4. ANALISIS DE ORDENACIÓN (ACC) ……………………………………………... 48 6.4. CLOROFILAS ……………………………………………………………...... 51 6.4.1. Método monocromático……………………………………………………………... 51 6.4.2. Método tricromatico ……………………………………………………………...... 53 7. ANÁLISIS DE RESULTADOS……………………………………………………………. 55 7.1. VARIABLES FISICOQUÍMICAS……………………………………………………….... 55 7.1.1. Variables de proporcionalidad constante ( pH y conductiv idad)......................... 55 7.1.2. Estructura térmica del agua……………………………………………………….... 56 7.1.3. Ox igeno Disuelto ……………………………………………………………...... 56 7.1.4. Elementos De Proporcionalidad Variable (Nutrientes)....................................... 57 7.2. ASPECTOS ECOLOGIGOS……………………………………………………………... 58 7.3. VARIACIÓN ESPACIAL ……………………………………………………………...... 59 7.4. DIVERSIDAD ……………………………………………………………...... 60 7.5. RELACION ENTRE LAS VARIABLES AMBIENTALES Y EL FITOPLANCTON (ACC). 61 7.6. VARIACIÓN DE LA CLOROFILA………………………………………………………... 62 8. CONCLUSIONES ......................................................................................... 64

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.Anex o N° 1 ……………………………………………………………...... 65 Anex o N°2 ……………………………………………………………...... 66 Anex o N°3 ……………………………………………………………...... 67 Anex o N°4 ……………………………………………………………...... 68 9. Bibliografía ……………………………………………………………...... 69 ÍNDICE DE TABLAS PÁGINA Tabla 1. Distribución de pigmentos fotosintéticos en la div isión y clases de algas según Christense 9 Tabla 2. Ecuaciones para análisis de mezclas clorofilas disueltas en v arios solv entes........... 18 Tabla 3. Fórmulas para la cuantificación espectrofotométrica de clorofilas.............................. 19 Tabla 4. Síntesis de los procedimientos adoptados para la estimación de la clorofila a por espectrofotometría, Marker et al (1980) ........................................................................... 21 Tabla 5. Espectro de absorción máxima de las clorofilas a y b con acetona al 90 %.............. 31 Tabla 6. Formula para la cuantificación espectrofotométrica de Jeffrey & Humphrey (1975).. 31 Tabla. 7 Valores de partición de v arianza de las variables ACC............................................ 48 Tabla. 8 Porcentaje de ex plicación para las especies y muestras en el ACC.......................... 49 ÍNDICE DE FIGURAS PÁGINA Figura 1. Rango de absorción de la clorofila a y b................................................................... 14 Figura 2. Estructura de la clorofila a y b. .......................................................................... 15 Figura.3 Localización lago de Tota, Boyacá Colombia............................................................ 24 Figura 4. Promedios de precipitación máx ima, media y mínima en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM) ......................................................................................... 25 Figura.5 Promedios de los niveles máx imos, medios y mínimos en el Lago de Tota entre el periodo de 1973-2001 (IDEAM) ......................................................................................... 26 Figura.6 Promedios de la temperatura máx ima, media y mínima en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM) ......................................................................................... 27

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Figura. 7 Promedio mensual del brillo solar en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM).....27 Figura 8. Piscicol, punto de muestreo en el lago Chico........................................................... 28 Figura 9. Los Pozos, punto de muestreo del lago Chico....................................................... 29 Figura 10. Valores De Conductiv idad (µS/cm), Temperatura Del Cuerpo De Agua (°C), pH Y Ox ígeno Disuelto (mg/L) Para El Lago De Tota. ............................................................. 38 Figura. 11 Diagramas de caja para el comportamiento del pH en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 39 Figura. 12 Diagramas de caja para el comportamiento del pH en los diferentes puntos de muestreo en el Lago de Tota ......................................................................................... 39 Figura. 13 Diagramas de caja para el comportamiento de la conductiv idad en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota............................................... 40 Figura. 14 Diagramas de caja para el comportamiento de la conductiv idad en los diferentes puntos de muestreo en el Lago de Tota ......................................................................................... 40 Figura. 15 Diagramas de caja para el comportamiento del oxigeno disuelto (mg/L) en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota.......................................... 41 Figura. 16 Valores de Nitratos (NO3) (mg/L) para el Lago de Tota.......................................... 42 Figura. 17 Valores de Ortofosfatos (mg/L PO4) encontrados para el Lago de Tota................ 42 Figura. 18 Aporte de las principales clases a la abundancia total del fitoplancton en el lago de Tota. 43 Figura. 19 Aporte a la abundancia total de las principales clases de fitoplancton en los diferentes meses de muestreo en el Lago de Tota. ........................................................................... 44 Fig.20 Diagramas de caja de la abundancia de la comunidad fitoplanctónica en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota............................................... 45

Fig.21 Diagramas de caja de la abundancia de la comunidad fitoplanctónica en los estratos de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 45

Figura. 22 Valores de diversidad (índice de Shannon-Weaner) para las algas del fitoplancton del lago de Tota ....................................................................................................... 46 Figura. 23 Valores de riqueza para las algas del fitoplancton del Lago de Tota.................... 47 Figura. 24 Valores de uniformidad de especies para las algas del fitoplancton del Lago de Tota 47 Figura. 25 Valores de dominancia (Simpson 1/ Dominancia) para las algas planctónicas del Lago de Tota. ................................................................................................................ 48 Figura. 26 Graficas de ACC para las especies y las variables ambientales para el Lago de Tota. 50 Figura. 27 Graficas de ordenación de ACC para los meses de muestreo en el Lago de Tota. 51

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Figura 28. Valores de concentración de la clorofila a (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Nov iembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 52 Figura 29. Valores de la concentración de la feofitina (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 52 Figura 30. Valores para la concentración de la clorofila a (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Nov iembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 53 Figura. 31 Valores para la concentración de la clorofila b (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Nov iembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota ............................................................. 53 Figura. 32 Valores de la concentración de la clorofila c (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Nov iembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota.............................................................. 54

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2. MARCO TEORICO

2.1. FITOPLANCTON El término de plancton se refiere a un grupo de organismos que flotan en la superficie de ríos, lagos y océanos. El término de plancton proviene de la raíz griega errante , que quiere decir, que los organismos planctónicos flotan libremente en el agua y viven a merced de sus movimientos. La gran mayoría de los organismos planctónicos son por si solos inmóviles, otros tienen una capacidad de locomoción limitada que les permite cambiar su posición en el cuerpo de agua. El termino de fitoplancton es usado en un gran grupo de plantas planctónicas que viven en la superficie del agua. Hay un gran debate de que organismos exactamente deben incluirse en este grupo tales, entre organismos unicelulares y simples formas multicelulares, es incierto cual es la mejor manera de clasificación y en ocasiones es difícil distinguir entre animales y plantas. La gran may oría de fitoplancton son algas y pertenecen a un diverso grupo de plantas inferiores que no presentan ningún carácter diagnostico diferente del resto de plantas, por lo cual son consideradas como un grupo artificial y no natural (Donato, 1996) La falta de caracteres morfológicos ha obligado a los taxónomos a usar un amplio rango estructural, bioquímico (que hacen referencia principalmente a las clorofilas, carotenoides y biliproteinas) y otros caracteres celulares para clasificar estos organismos (Tabla.1). Las relaciones ev olutiv as entre los grupos mas grandes se ven claramente en la estructura del flagelo (si esta presente), en la composición de pigmentos, la estructura del cloroplasto y la relación entre el cloroplasto y la envoltura nuclear (Coombs & Greenwood, 1976).

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Tabla 1. Distribución de pigmentos fotosintéticos en la div isión y clases de algas según Christensen (1962)

a Strain Y-100 contiene clorofila b a través de una simbiosis con una chloropyte b La mayoria de las Dinophyceae contienen clorofila c1 y ademas contienen fucoxantinas o unpigemento químico relacionado c Ausencia en Pelagococcus subviridis, Chrysospherella brevistrina y Giraudyopsis stelli fera d Ausencia en C. Brevistrina e ausencia en siete especies de diatomeas pennales ∫ Originalmente esta identificado por Ricketts (1966 ); Withelm (1987) presenta evidencia que este pigmento es clorofila c1 , pero Jeffrey & Wright (1987) creen que es MgDVP. Algunos factores ambientales de importancia interaccionan para regular el crecimiento temporal y espacial del fitoplancton, a parte de requerimientos fisiológicos básicos como son la luz y la temperatura, ex isten otros factores como son; la concentración de nutrientes, pH, oxigeno disuelto, conductividad, etc que juegan un papel importante en la sucesión de las poblaciones algales.

Pigmentos de clorofila

División Clase a b c1 c2 c3 D

Procariota Cnenophyta Cyanophyceae + - - - - - Prochlorophyta Prochlophyceae + + - - - - Eucariota Rhodophyta Rhodophyceae + - - - - ± Chromophyta Cryptophyceae + - - + - - Dinophyceae + ± a ± b + - - Chrysophyceae + - ± c ± d ± - Synurophyceae + - + - - - Prymnesiophyceae + - + + ± - Bacillariophyceae + - +e + ± - Tribophyceae + - + + - - Eustigmatophyceae + - - - - - Phaeophyceae + - + + - - Chlorophyta Euglenophyceae + + - - - - Chlorophyceae + + - - - - Prasinophyceae + + ±∫? - - - Charophyceae + + - - - -

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A continuación se describirán las características más sobresalientes de las principales clases de algas, a las cuales pertenecen las especies que conforman las comunidades de fitoplancton en los ecosistemas epicontinentales.

• Cyanophyceae

Conocida con el nombre de Myxophyta o Cianobacteria, según el sistema de clasificación utilizado, y mas recientemente como Nostocophyceae, es el único grupo de algas que posee una estructura procariota igual a de las bacterias (carecen de núcleo, mitocondrias, cloroplastos y membranas internas). Entre sus pigmentos posee ficobilinas, clorofila a y varios carotenoides. Tiene un amplio rango de distribución como poseedoras de un robusto rango de tolerancia a muchos factores. Se consideran como organismos primitiv os responsables de la acumulación de ox igeno en la atmósfera terrestre (Bold & Wy nne, 1985); presentan además una gran diversificación morfológica, pero siempre bajo la condición procariótica: unicelulares, coloniales y filamentosas (Fritsch, 1977). Gran parte de las algas azules planctónicas se encuentran dentro de la familia crococáceas (Anacystis= Microcystis, Gomphosphaeria= Coelosphaerium) y las familias filamentosas oscilatoriáceas, nostocáceas y rivulariáceas. Algunas cianofíceas tienen la capacidad de fijar nitrógeno atmosférico (N2) y almacenar hidrogeno orgánico, generalmente por células modificadas denominadas heterocistes en algas del orden nostocales, aunque también puede ser fijado por cianofíceas carentes de heterocistes. Además de la fotosíntesis oxígenica en las cianofíceas se presenta una fotosíntesis anox ígenica (Donato, 1996). Las cianofíceas dominan en ciertas circunstancias (hipertrofia), y se provocan florecimientos que inhiben el crecimiento de otras algas, por excreción de toxinas (Shapiro, 1973; Roldan, 1992). Esto presenta una importancia ecológica al modificarse los ecosistemas.

• Chlorophyceae

Las clorofíceas es un grupo de algas grande y diverso, que se encuentran restringidos casi en su totalidad a aguas dulces. Poseen principalmente clorofila a y b que enmascaran a los carotenos y xantofilas. Al igual que las cianofíceas, es un grupo que se desarrolla bajo una gran variedad de condiciones que van desde agua oligotróficas hasta las aguas marinas y supersaturadas con solutos. Se presentan especies bénticas, planctónicas y de hábitats subaereos. Ex isten tres grupos principales en el agua dulce, los cuales, según Hutchinson (1957), se dividen en:

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a. Miembros planctónicos: conformados por los órdenes Volvocales y Chlorococcales presentan ubicuas distribuciones en aguas de diferente salinidad, dentro los márgenes limnológicos normales. Abundan preferencialmente en lagunas o en pequeños lagos productiv os. Algunos de ellos son heterótrofos facultativ os.

b. Botrycoccus: abundan en condiciones muy variadas por lo que resulta difícil determinarlo ecológicamente. Parece ser un fotótrofo que no requiere ningún tipo de v itamina para su crecimiento.

c. Desmidiaceae: la distribución de las desmidiáceas y conjugales se relacionan con la concentración baja de cationes divalentes de calcio y magnesio. Aunque no se encuentran restringidas a aguas de baja salinidad, son las mas comunes en este tipo de aguas, y presentan la mayor diversidad en cuencas graníticas e ígneas y en espcial en aguas con alto contenido de materia orgánica disuelta (Wetzel, 1981)

• Euglenophyceae

Son un grupo relativ amente grande y diverso. Casi todas eugleniodes son unicelulares, carecen de una pared celular bien definida y poseen uno o más flagelos. La mayoría fotosintetizadotes, aunque algunos carecen constante o eventualmente de clorofila, por locuaz son heterótrofos facultativ os o obligados, bien sea osmotróficos o fagotróficos (Fritsch, 1977; Hutchinson, 1957). Las principales fuentes de nitrógeno para este grupo son el amonio y los compuestos de nitrógeno orgánico, por lo cual su desarrollo se concentra en lugares con alto contenido de amonio y ricas en materia orgánica (Margalef, 1978; Wetzel, 1981).

• Dinophyceae

Son algas flageladas unicelulares, muchas de las cuales son móv iles, presentes en aguas marinas, estuarinas y dulces. Al lado de las especies fotosintetizadoras, ocurren especies heterótrofas diferenciadas en distintos patrones; saprofíticos, parasíticos, simbióticos y holozoicos (Bold & Wynne, 1985). La distribución de los dinoflagelados en relación con las principales características del agua, muestran que algunas especies como Ceratium y Peridinium son oblicuas y de amplio rango de tolerancia, mientras que la mayoria son muy especificas en sus tolerancias respecto al calcio, pH, temperatura y materia orgánica disuelta (Wetzel, 1981).

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• Bacillariophyceae

Las diatomeas al igual que las desmidias, constituyen uno de los grupos mas importantes del fitoplancton en aguas dulces, a pesar de que la mayoría de sus especies se encuentran asociadas a comunidades litorales y sean sésiles (Duque & Donato, 1988). La característica principal de las diatomeas se deriva de su pared silicificada (Round, 1984; Wetzel, 1981). La pared celular de las diatomeas esta conformada por dos estructuras superpuestas, en donde el elemento mayor recibe el nombre de epivalva y el de menor hipovalva (Fritsch, 1977; Wetzel, 1981) Se le div ide a las diatomeas dependiendo de su simetría en dos: “Centrales” aquellas con simetría radial (Cyclotella y Melosita), y “Pennales” de simetría bilateral (Gomphonema). Este último grupo se asocia a un ambiente litoral-bentonico, por su capacidad de locomoción sobre el bentos por acción del rafe (hendiduras longitudinales en las valvas) o por su poder de agarre por medio de pedúnculos, mientras que el orden Central se asocia al ambiente planctónico (Darley, 1987). Las características ya antes mencionadas del orden Pennal le permiten distribuirse mas ampliamente en una div ersidad de ambientes (oligotróficas hasta hipertróficas).

• Chrysophyceae

Poseen una gran variedad de formas flageladas, tanto unicelulares como coloniales y muy rara vez son filamentosas. La distribución de la mayoría de las Chrysophyceae se presentan en aguas duras y en épocas de baja temperatura (Smith, 1955). Los requerimientos fuera de los normales para su desarrollo son algunas vitaminas como la tiamina y la biotina; sin embargo algunas especies como el Dinobryon pueden crecer en ambientes con baja concentración de fosfatos (Donato & Donato, 1988b). Las formas planctónicas más importantes se agrupan en los ordenes Ochromonadales (Chrysomonadales) y Chromulinales. Para Colombia se han reportado hasta ahora Dinobryon y Phalansterium, ambos pertenecientes al orden Ochromonadales. 2.1.1 Sucesión de especies Los rangos ecológicos de muchos factores ambientales fluctúan en el tiempo (temperatura, fotoperiodo, insolación, viento, mezcla, etc) y producen variaciones visibles en la abundancia, composición, dominancia de las especies fitoplanctónicas, alterando la estructura de la comunidad que se ajusta continuamente a los cambios (Margalef, 1963).

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Cuando las condiciones físicas y químicas de los lagos se ven afectadas, se generan situaciones de disturbio que alteran la disponibilidad de la luz y nutrientes disponibles para las algas y esto conduce a un cambio en la div ersidad y dominancia de las especies. La sucesión es el producto de reajustes estacionales en la estabilidad de la columna de agua y de la respuesta del fitoplancton; sin embargo en aguas tropicales debido a la ausencia de la estacionalidad en los regimenes fisicos, la sucesión de especies se nota débilmente y la variabilidad puede presentarse a escalas diarias o mensuales debido a la importancia de las fluctuaciones de la lluvia y mezcla vertical (Harris 1986). En los ecosistemas acuáticos la sucesión del fitoplancton se da en tasas mas rápidas debido a que su tamaño y rápidos tiempos de regeneración; y dicha sucesión de especies esta dirigida por las estrategias adaptativas que favorecen a las especies, permitiéndoles mantener su dominancia (Reynolds 1997).

2.2. CUANTIFICACIÓN DE PIGMENTOS

2.2.1 CLOROFILA

La clorofila es un pigmento fotosintético muy importante en la captación y conversión de la energía electromagnética proveniente de la radiación solar en energía termoquímica, la cual es responsable de los procesos que conduce la fotosíntesis. En este tipo de reacción se forman numerosas células a partir del poder fosforilativ o (ATP) y reductivo (NADPH) generado en la cadena de transporte de electrones dentro de la membrana tilacoide, la cual prov oca a su vez una perdida de la energía inicial capturada de la luz (Rowan, 1989). Se reconocen varias tipos de clorofilas que se han designado como a,b,c,d y e, entre las cuales la mas importante es la clorofila a y a que esta presente en todas las algas y plantas superiores. Por lo anterior, la concentración de clorofila a puede ser un indicador de la actividad biológica y para inferir procesos complejos que se presentan en cuerpos de agua. Los pigmentos son sustancias que absorben luz, su color esta dado por las longitudes de onda que reflejan, es decir por los colores no absorbidos. El pigmento verde común a todas células fotosintéticas absorbe todas las longitudes de onda excepto, la de color verde, color que es reflejado y captado por nuestros ojos. La clorofila a absorbe energía a las longitudes de onda de 440nm y 680nm correspondientes a los colores azul y rojo (mínima y máxima longitud de onda) (Fig 1), mientras que la clorofila b y c tienen una banda de absorción máxima que se encuentra entre 665nm a 435nm y 630-635nm a 444-452nm, respectiv amente.

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Figura. 1 Rango de absorción de la clorofila a y b La clorofila a constituy e aprox imadamente el 1% - 2% del peso seco de la materia orgánica de todo el fitoplancton; convirtiéndose el mejor estimador de la biomasa algal. La clorofila varia con la especie o grupos tax onómicos, siendo afectada su concentración por el estado funcional de la población (edad y rango de crecimiento) y adicionalmente por v ariables fisicoquímicas como son la luminosidad y disponibilidad de nutrientes (Cabrera). La clorofila b por otro lado, se encuentra solamente en las Clorofíceas y en las Euglenofíceas, y su función principal es traspasar la energía lumínica acumulada a la clorofila a para la quimiofotosintesis primaria (Gov indjee & Braun, 1974). 2.2.1.1 Estructura y derivados de las clorofilas La clorofila a, b y d son derivados de hidroporfirinas con distintos sustituy entes (Holt, 1961; Jackson, 1976). Con un átomo de magnesio entre cuatro anillos pirrólicos y una cadena de fitol (alcohol) (Fig 2).

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Figura 2. Estructura de la clorofila a y b

Las clorofilas presentan derivados naturales que son responsables del 40 % de la sobreestimación de la clorofila a en una cuantificación, debido a que estos grupos presentan el mismo espectro de absorción o similar al de sus parentales (Marker, 1972) la concentración obtenida para la clorofila a será la suma de la clorofila a mas sus derivados. La presencia de estos feopigmentos derivados es usualmente en células muertas dentro de una muestra o por degradación que ocurre durante la ex tracción. Los más comunes productos de degradación en las clorofilas son los derivados libres de magnesio, feofitinas o feoporfirinas, formados rápidamente cuando el pH es bajo. La separación del grupo fitol del cuarto anillo pirrólico por activ idad hidrolitica es otra ruta común de degradación, formando clorofilidas. Cuando tanto la cadena fitol y el magnesio se pierden, el producto es feoforbidos (Lorenze y Jefrrey, 1980). Clorofila - Mg Feofitina - Fitol Feofórbido Clorofila -Fitol Clorofilida -Mg Feofórbido Otros factores responsables de la degradación de las clorofilas que dan origen a derivados que interfieren en la cuantificación de la misma, son la activ idad enzimática de los propios tejidos, temperatura, la acidificación, luz y oxidación (Rowan, 1989). Sobre una acidificación, incluso con ácidos débiles, el átomo de magnesio es liberado de la porfirina y es reemplazado por dos átomos de hidrogeno. Como resultado la banda de absorción azul es cambiada ligeramente hacia el v ioleta y intensificado , mientras que el espectro de absorción rojo cambia a longitudes de onda mas largas y decrece en casi un 50%.

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2.2.2 Técnicas de extracción

Los solventes posibles para la ex tracción de los pigmentos de las células vegetales son muchos y los procedimientos, pese a algunos intentos, no han llegado a estandarizarse. Para desconcierto de muchos las técnicas de ex tracción utilizadas pueden llegar a ser bastante antagónicas, ex tracción en frió o en caliente, rápida o lenta, triturada o no,... Sin embargo se pueden agrupar en dos formas de ex tracción con variaciones en las mismas: una rápida, donde se pueden obtener resultados en menos de una hora. Consiste en una ex tracción en metanol al 100% por 15 minutos en un baño de agua caliente (55°C). Después se la filtra la solución, se ajusta a un v olumen determinado, se homogeniza y se mide en el espectrofotómetro. La otra forma, mas lenta, se hace usando acetona o etanol, en ausencia de luz y a una temperatura aprox imada de 4°C durante toda la noche , o por 18-24 horas (Cabrera). En gran medida, la elección del solvente fuerza el empleo de determinadas alternativ as. Los solventes mas empleados son acetona, metanol, etanol, N,N,-dimetilformamida y el dimetlsulfóxido. La elección del solvente debe realizarse sopesando las ventajas y desventajas de cada uno de los solventes, como, por ejemplo la facilidad de uso, la extención de los coeficientes específicos de absorción, toxicidad, etc. 2.2.2.1 Solventes de extracción 2.2.2.1.1 Acetona La acetona es uno de los solventes mas usados por muchos años para la ex tracción de pigmentos en plantas superiores, como en oceoanografía y limnología. Normalmente se usa a una concentración 80% (Plantas superiores) o al 90% (Fitoplancton). Barrett & Jeffrey (1971) muestra que la concentración sobre 90% inhibe la enzima clorofilasa, responsable de la hidrólisis de la clorofila a y b a sus respectiv as clorofilidas. El efector inhibidor de la clorofilasa regularmente es menos importante que la eficiencia en la ex tracción de todos los pigmentos , y a pesar de la eficiencia de la acetona como inhibidor; muchos investigadores muestran que la acetona es menos eficiente que otros solventes respecto a la ex tracción (Sand-Jensen, 1967; Garside & Riley, 1969; Seely et al., 1972; Marker, 1972; Nush, 1980; Duncan & Harrison, 1982; Pechar, 1987), especialmente cuando se trata de clorofices y cianobacterias (Jones, 1977). Esto hace necesario que sea necesario triturar el material si se desea una determinación cuantitativ a. La acetona, a distintas diluciones, es el solvente para el que se han calculado más coeficientes específicos de absorción para las distintas clorofilas. Los coeficientes difieren entre autores, por la pureza de la preparación de los pigmentos y así como el tipo de espectrofotómetro utilizado.

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En plantas superiores se han empleado los coeficientes de MacKinney (1941) utilizados en las formulas de Arnon (1949). Trabajos posteriores (Strain et al., 1963; Jeffrey & Humprey, 1975) indican que aquellos valores son 8% inferiores a las nuevas medidas. Es aconsejable utilizar las formulas de Jeffrey & Humprey (1975), especialmente en calculos que incluyen la clorofila c.

2.2.2.1.2 Metanol Numerosos trabajos indican la superior capacidad de ex tracción del metanol respecto a la acetona. Esto permite una ex tracción pasiv a, sin trituración, en materiales finos. Puede realizarse sumergiendo el filtro durante 20 horas a 4°C y a oscuras. En plancton de agua dulce, donde puede abundar clorofíceas y cianobacterias, su empleo es mas aconsejable que la acetona. Los inconvenientes que presenta el metanol son dos. Por un lado, su facilidad a acidificarse, y por otro, el que no ex istan coeficientes específicos de absorción para todas las clorofilas. Los coeficientes específicos de absorción obtenidos para la clorofila a en metanol absoluto a 665nm han sido 74.5 (Mackinney, 1941; Seely & Jensen, 1965) y 75 (Lentz & Zeitzchel, 1968). Riemann (1978 a) sugirió un valor de 77.9 basandose en la comparación de pigmentos transferidos de acetona a metanol y viceversa. En la conocida formula de Talling & Driver (1963) se emplea un coeficiente de 78 y para la feofitina uno de 47. El etanol presenta características intermedias entre la acetona y el metanol, tanto en el poder de ex tractor como en el comportamiento frente a la acidificación (Arvola, 1981; Marker & Jinks, 1982). 2.2.2.1.3 N,N- dimetilformamida La N,N- dimetilformamida pertenece al grupo de solventes de reciente introducción. Su ventaja mas notable es la gran capacidad de extracción que posee, ya que incluso en plantas superiores ex trae pasiv amente los pigmentos. Como inconvenientes presenta su toxicidad y la ausencia de coeficientes de absorción para la clorofila c. La formula que se pueden aplicar es la de Inskeep & Bloom (1985), no debe emplearse la de Moran (1982).

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2.2.3 Técnicas cuantitativas de análisis de pigmentos

2.2.3.1 Espectrofotometría

La cuantificación de clorofilas a, b y c mediante la lectura al espectrofotómetro de las absorbancia de los ex tractos vegetales a unas longitudes de onda determinadas es, con diferencia, el método mas utilizado. Este simple método asume que la clorofila a predomina, y las longitudes de onda que se seleccionan corresponden a puntos singulares de los espectros de absorción de los pigmentos puros. Normalmente se trata de los máximos de absorción en la zona roja del espectro, región donde no hay interferencia por parte de los carotenos. Una vez se tiene los ex tractos, la espectrofotometría proporciona de forma rápida la concentración de las distintas clorofilas, siendo necesario únicamente efectuar medidas absorbancia a dos o tres longitudes de onda y aplicar a estas formulas que dan directamente la concentración de las clorofilas. Estas formulas se basan en mediciones de los coeficientes de absorción específicos de los distintos pigmentos. El comentario de estos y de las correspondientes formulas que se derivan se han hecho al tratar los diferentes solventes de ex tracción de uso común (Catalan)(Tabla 2.).

Tabla 2. Ecuaciones para análisis de mezclas de clorofilas disueltas en varios solventes (concentración en mg/L)

Clorofilas Solv ente Ecuaciones Referencia

a y b Acetona 100% a=9,78E662- 0,99E664 Holm (1954), Nybom (1955)

b=21,40E664- 4,65E662 a=12,3E663- 0,86E645 Maclachlan & Zalik (1963) b=10,3E645- 3,6E663 Acetona 90% a=11,93E664- 1,93E647 b=20,36E647- 5,50E664 Acetona 85% a=10,3E663-0,91E664 Hoffman & Werner (1966) Acetona 80% a=12,7E663-2,7E645 b=22,9E645- 4,7E663 MacKinney (1941), Arnon (1949) a=11,78E664- 2,29E647 Ziegler & Egle (1965) b=20,05E647- 4,77E664 a=11,63E663- 2,39E649 Vernon (1960) b=20,11E649- 5,18E663 a=11,73E664- 1,97E647 Jeffrey et al. (1974) b=20,56E647- 5,42E664 a + b= 27,8E652 Bruinsman (1961) Dietil eter a=9,93E660- 0,78E642,5 Comar & Zscheile (1942) b=17,6E642,5- 2,81E660

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a=9,95E661- 0,95E642,5 Dav idson (1985) b=15,7E642,5- 2,31E661 a=10,10E662-1,01E664 Smith & Benitez (1955) b=16,40E640- 2,57E662 a=9,93E660- 0,78E642,5 Frech (1960) b=17,6E642,5- 2,81E660 a + b=100,50E600 Smith & Benitez (1955) Etanol a=13,70E665- 5,76E649 Wintermans & De Mots (1965) b=25,80E649- 7,60E665 Metanol a=16,50E665- 8,30E650 Hoffman & Werner (1966) b=33,80E650- 12,50E665

a, b,c1,& c2 Acetona 90% a=11,58E664- 1,54E647- 0,08E630 Jeffrey & Humphrey (1975)

b=-5,45E664+ 21,03E647- 2,66E630

c1 + c2=-1,67E664-760E647+ 24,52E630

a, c1, & c2 a=11,47E664-0,46E630 Jeffrey & Humphrey (1975) c1 + c2=24.36E630- 3,63E664 a & c2 a=11,43E663- 0,64E630 Jeffrey & Humphrey (1975) c2= 27,09E630-3,63E663

a, b, & c a=11,36E663- 2,16E645+ 0,10E630 SCOR-UNESCO (1966)

b=-3,94E663- 14,81E645-3,66E630

c=-5,53E663-14,81E645+ 54,22E630

En la tabla 3 se resumen, las formulas monocromáticas, dicromáticas y tricromáticas mas utilizadas

Tabla 3. Formulas para la cuantificación espectrofometrica de clorofilas (mg/l)

Clorofilas Solv ente Formula Referencia Aplicación

a y b Acetona 80% a=12,70E663- 2,69E645 Arnon (1949) Plantas superiores

a=11,63E663- 2,39E649 Vernon (1960) Plantas superiores

b=20,11E649- 5,18E663

Acetona 90% a=11,93E664- 1,93E647 Jeffrey & Humphrey (1975) Plantas superiores

b=20,36E647- 5,50E664

N,N dimetlformamida a=12,70E664- 2,79E647

b=20,70E647- 4,62E664,5 Inskeep & Bloom (1985) Plantas superiores

a, b y c Acetona 90% a=11,58E664- 1,54E647- 0,08E630 Jeffrey & Humphrey (1975) Fitoplancton

b=-5,45E664+ 21,03E647- 2,66E630

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c1 + c2=-1,67E664-760E647+ 24,52E630 a Metanol a=13,90E665 Talling & Driver (1963) Fitoplancton La precisión de estas medidas se ven estrechamente relacionadas con las características del extracto a analizar y de las medidas de absorbancia realizadas con el espectrofotómetro. Las distintas formulas están diseñadas para una determinada mezcla de pigmentos. En consecuencia, entre mas se parezcan el ex tracto a la mezcla de pigmentos utilizada para la derivación de la formula mas precisa será la medida. Así por ejemplo, es un error utilizar ecuaciones dicromáticas cuando los ex tractos presentan clorofila c. Cabe señalar que los productos de degradación de la clorofila introducen errores en la cuantificación, ya que son indistinguibles espectrofotométricamente. 2.2.3.2 Acidificación

Para determinar que cantidad de la absorbancia corresponde a la clorofila a o feopigmentos a, es necesario convertir la clorofila a a feopigmento y por medio de un cociente entre la absorbancia antes de acidificar div idida por la absorbancia después de acidificar, es posible deducir que parte corresponde a la clorofila y que es interferencia (Lorenzen, 1967; Marker,1972). Lorenzen (1967) describe el método para estimar clorofila a y sus principales productos de degradación feofitina a y feofórbido a en un extracto acetonico al 90%. Este método ha sido ampliamente usado y poco criticado. Se basa en el cambio que se produce en la absorbancia a 665nm al transformarse la clorofila en feopigmentos por acción de un ácido. La relación entre las absorbancias a 665nm de una misma cantidad molar de clorofila a y feofitina a v ale 1.7 en acetona al 90%. En muestras con distintas proporciones de ambos compuestos la relación entre la absorbancia a 665nm antes y después de acidificar, estara comprendida entre 1, si todo es feofitina, y 1.7, en caso de que todo sea clorofila (Catalan). Este procedimiento se ha ex tendido a otros solventes diferentes a la acetona, aunque los valores de acidificación varian entre solventes. En la mayoría de los casos se tienen valores paralelos entre el metanol y etanol con el método usual de acetona, auque con un valor significativ amente menor (Marker & Jinks, 1982). El metanol forma una serie de interferencias en el espectro de las feofitinas a (Livingstone et al., 1953). Cambios similares en el espectro se dan en soluciones etanólicas, metanólicas y acetonicas debido a la formación de monocatinones y dicationes por feofitinas (Usacheva, 1971). La concentración final de HCl estimada para la no formación de feofitinas dicationicas es 0.01M, para acetona al 90%, 0.004 M, para etanol al 80% (Moed &

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Hallegraff, 1978), y 0.006M, para etanol al 90% (Nush, 1980) (Tabla 4). Para el metanol la acidificación excesiv a es mucho mas difícil de controlar. Así pues que su empleo incluso con un 10% o 20% de agua, no es recomendable si se va acidificar. Algunos otros problemas se presentan con la acidificación excesiva como son la ruptura de los epox icarotenos, estos se transforman en compuestos que absorben a longitudes de onda cercanos a 665-700nm (region roja e infrarroja), introduciendo errores tanto en la lectura a 665nm, como en la corrección de turbidez a 750nm (Riemann, 1978b).

Tabla 4. Síntesis de los procedimientos adoptados para la estimación de la clorofila a por espectrofotometría, Marker et al (1980)

Autores

Solv ente

Concentración del ácido agregado

Concentración final en el ex tracto

Minutos después de la acidificación

Condiciones de neutralización

Coeficiente máximo de acidificación

Interferencia por dicationes de feofitinas

Lorenzen (1967)

Acetona 90% 10-2 M HCl <1 Nulo 1,7 No

Marker et al, (1980)

Acetona 90% 10°M HCl 10-2 M HCl <3 Nulo 1,7 No

10-1M HCl 10-3 M HCl 10 – 60 Nulo 1,7 No Marker et al, (1980)

Metanol 90% 10-2 M HCl <3 10-2N 1,6

Antes de la neutralización

base

orgánica 1,6 Nush & Palme (1975)

Etanol 90% 6 x 10-3 M HCl 10 – 60 Nulo 1,7 No

Nush (1980)

Etanol 90% 6 x 10-3 M HCl 3 - 30 Nulo 1,7 No

Moed & Hallegraeff (1978)

Etanol 80% 4 x 10-3 M HCl <30 Nulo 1,7 No

Holm-Hansen & Riemann (1978)

Metanol 95-100% 3 x 10-3 M HCl 3

25 mg MgCO3

Antes de la neutralización

por ml de solvente

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3. JUSTIFICACIÓN El lago de Tota, es un sistema semiregulado que presta una serie de utilidades al medio circundante, como una

fuente de riego para la agricultura, piscicultura, turismo, industria entre otros. Actualmente esta siendo afectado por los aportes alóctonos generados por el incremento en la acuacultura, expansión de la agricultura, erosión e irrigación al igual que por el desarrollo de centros recreacionales. Esta situación esta aumentando el grado de trofía, la composición de la comunidades y la calidad del sistema. Debido a esto, se pretende dar a conocer la composición actual de la comunidad y reconocer algunos aspectos

ecológicos, que nos permitan establecer las condiciones actuales del lago. El lago de Tota es un sistema epicontinental de gran importancia no solo para el departamento de Boyacá sino para toda Colombia, al ser uno de los embalses naturales más importantes.

4. OBJETIVOS

4.1. Objetivo general Determinar, como la comunidad de fitoplanctónica varía espacio temporalmente en el lago de Tota y a que posibles variables fisicoquímicas se les puede atribuir estos cambios en composición en la comunidad.

4.2. Objetivos específicos

• Ev aluar los cambios en la concentración de los pigmentos fotosintéticos y de la estructura fitoplanctónica en un periodo de seis meses, en el que se abarca la época de transición de mayor precipitación a sequía (noviembre), sequía (diciembre a febrero) y precipitación (marzo).

• Determinar diferencias espaciales en la composición de la comunidad fitoplanctónica en siete puntos de muestreo en el Lago de Tota.

• Relacionar los cambios en la estructura de la comunidad fitoplanctónica con las variables fisicoquímicas.

• Establecer si existen diferencias significativas en la cuantificación de la clorofila a por medio de dos métodos; espectrofotometría monocromática y tricromática.

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5. MATERIALES Y METODOS Para establecer la variación espacio-temporal de la concentración de los pigmento fotosintético y composición de la comunidad fitoplanctónica en el Lago de Tota, es necesario la realización de observ aciones mensuales del comportamiento de la comunidad fitoplanctónica y de la concentración los pigmentos, por medio dos técnicas; espectrofotometría y sedimentación. La espectrofotometría y sedimentación son técnicas cuantitativ as utilizadas comúnmente en la estimación de pigmentos fotosintéticos y fitoplancton, respectivamente. Adicionalmente se realizará un seguimiento de las variables fisicoquímicas del cuerpo de agua, con el fin de establecer posibles relaciones entre estas variables y la composición de la comunidad fitoplanctónica. 5.1. Descripción del área de estudio Dentro de los ambientes lénticos altoandinos en Colombia el Lago de Tota ocupa lugar preferencial por su importancia como recurso biótico, paisajístico y socio-económico. Está localizada sobre la Cordillera Oriental en del departamento de Boyacá a una altitud de 3015 msmn, bajo la jurisdicción de los municipio de Aquitania, Tota y Cuítiva. Geográficamente, esta ubicado entre las coordenadas 5°28 13”, 5°39´14” N; 72°51´38” y 73°0´00” W (Donato, 2001) (Fig3). 5.1.1. Características generales de la laguna de Tota El lago propiamente dicho presenta un área de 6000 ha y valores de 64, 31.6 y 0.7 metros para la profundidad máxima, media y relativa, respectiv amente. Posee un área de cuenca de 20500 ha y almacena un volumen de 1920mm3 (Donato, 2001). Corresponde a lo que geológicamente se conoce como un valle ahogado de la morfología y su origen (tectónico) se asocia con los movimientos estructurales que formaron la cordillera oriental. Estratigráfiamente (Groose, 1928) están representadas las formaciones Villeta (Sureste y Noreste de Aquitania), Guadalupe (Sur, Oeste) y Guaduas (cercanías de Playa Blanca , Oeste). El Llano de Aquitania (parte plana, costado Este) se considera como un deposito sedimentario (Cuaternario) formado por el río Tobal y quebradas vecinas. La cuenca hidrográfica alcanza hasta los 3700m s.n.m; en ellas se establecen diversas comunidades vegetales que pertenecen a las formaciones Selva andina – alta, Subpáramo y Páramo según Donato (2001).

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Figura.3 Localización lago de Tota, Boyacá Colombia

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El lago esta conformada por dos cubetas, Lago grande y Lago Chico, con profundidades máximas de 61 y 40 m respectivamente, separadas por una cadena de montañas que continúan desde el sur hasta el noreste y conforman las penínsulas Daitó y Susacá, y las islas San Pedro y Cerro chico. Posee zonas en donde el litoral presenta pendientes abruptas de casi el 70%, seguida de plataformas que alcanzan rápidamente profundidades de 30 m. En las zonas del este y noreste la línea de costa es menos ev idente, ya que este sector de Aquitania y Los pozos y Llano Alarcón y Hato laguna presenta un litoral plano el cual se ha dedicado al desarrollo intensivo de cultivos de cebolla. El lago de tota recibe aportes principalmente de cuatro afluentes Río Olarte, Hatolaguna, Tobal y La quebrada los Pozos, los cuales nacen en la v ertiente oriental de la cuenca. El lago posee además una serie de quebradas que drenan solo en época de lluvias, o bien recogen aguas residuales de la población dispersa y agroquímicos de las zonas de cultivo. Tal es el caso del río Tobal, que además transporta los v ertimientos de la cabecera municipal de Aquitania. Estos afluentes cargan una gran cantidad de sedimentos aguas arriba, como consecuencia de la erosión que presenta las microcuencas, en los últimos años y en especial en época de lluv ias. Respecto a las variables climáticas encontramos que la laguna de Tota presenta un régimen de lluv ias bioestacional con un leve descenso de promedios máximos en septiembre. La época de lluvias se presenta entre marzo y nov iembre con un promedio cercano a los 100 mm y con un pico máx imo de lluvias en mayo. La época seca (diciembre-febrero) presenta promedios inferiores a 41 mm y se registran en enero los menores valores (0 mm). La precipitación promedio anual multianual para la región es de 894 mm (Fig.4).

Precipitación

020406080

100120140160

ENER

O

FEBR

ERO

MAR

ZO

ABR

IL

MAY

O

JUN

IO

JULI

O

AGO

STO

SEPT

IEM

BRE

OC

TUBR

E

NO

VIEM

BRE

DIC

IMEB

REPr

ecip

itaci

ón m

m

MediosMaximosMinimos

Figura 4. Promedios de precipitación máxima, media y mínima en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM)

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Según lo reportado por el IDEAM en el periodo de 1973 a 2001 los niveles máximos del lago se presentan en nov iembre y diciembre, mientras que los promedios mensuales más bajos se presentan en marzo, abril, mayo y junio, presentándose en mayo el menor valor (13 mm) (Fig. 5).

Niveles

050

100150200250300

ENER

O

FEB

RER

O

MAR

ZO

ABR

IL

MA

YO

JUN

IO

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O

AGO

STO

SEP

TIEM

BRE

OC

TU

BRE

NO

VIEM

BRE

DIC

IMEB

RE

MEDIOSMAXIMOSMINIMOS

Figura.5 Promedios de los niveles máximos, medios y mínimos en el Lago de Tota entre el periodo de 1973-2001 (IDEAM)

La temperatura media mensual es de 10.41 °C, oscilando entre 9 y 11 grados. Las mayores temperaturas se presentan en febrero, abril y mayo con un valor máximo medio mensual de 12.1 y 12.2 °C. Las menores temperaturas se registran durante julio, agosto y diciembre, presentándose en julio el v alor más bajo (8.3°C) (Fig. 6).

Temperatura

02468

101214

ENER

O

FEBR

ERO

MAR

ZO

ABR

IL

MAY

O

JUN

IO

JULI

O

AGO

STO

SEPT

IEM

BRE

OC

TUB

RE

NO

VIE

MB

RE

DIC

IMEB

RE

C°MediosMaximosMinimos

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Figura.6 Promedios de la temperatura máxima, media y mínima en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM) La humedad relativ a media mensual multianual es de 74 % oscilando entre 70.4 y 78 por ciento. El promedio anual de máxima humedad es 97.3% en mayo, en tanto los mínimos valores corresponden a enero-febrero con el 57 y 51 por ciento. El Brillo solar es superior durante los meses de enero, febrero y marzo, siendo enero el mes con mayor brillo solar (269.4). Por el contrario el mes con menor brillo solar según lo reportado por el IDEAM (1985-1998) es abril con un valor de menor al 70 (Fig. 7).

Brillo Solar

050

100150200250300

ENER

O

FEBR

ERO

MAR

ZO

ABR

IL

MAY

O

JUNI

O

JULI

O

AGO

STO

SEPT

IEM

BRE

OCT

UBR

E

NO

VIEM

BRE

DIC

IMEB

RE

MediosMaximosMinimos

Figura. 7 Promedio mensual del brillo solar en el Lago de Tota entre el periodo de 1985-1998 (IDEAM) 5.2. Determinación de la clorofila. El estudio se desarrollo durante los meses noviembre a marzo, tiempo en el que se determino la v ariación de la concentración de la clorofila, del mismo modo se observo la variación en la composición de la comunidad fitoplanctónica y a partir de los resultados obtenidos, se hizo una predicción de qué factores determinan las variaciones tanto de clorofila como de la estructura de la comunidad en el lago. 5.2.1. Fase de campo Esta fase comprende la toma de muestras de agua del lago de Tota en siete puntos, tres de los cuales corresponden al lago Chico (La Mugre, Los Pozos y Piscicol) (Fig. 8 y 9), uno a la intercepción de ambos lagos

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(La Bocana) y los tres últimos al lago Grande (El Tunel, Playa Blanca y Hato Laguna). Estos puntos fueron seleccionados anteriormente por su ubicación y lo representativ os que son para cada zona durante monitoreos que se realizaron previamente.

Figura 8. Piscicol, punto de muestreo en el lago Chico.

Figura 9. Los Pozos, punto de muestreo del lago Chico.

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La muestras de fitoplancton se tomaran mensualmente, por medio de la botella tipo Van Dorn de dos litros de capacidad, a dos profundidades 50 cm y 10m, debido a que la transparencia del lago oscila entre 10 a12 m (Donato, 1991). De cada punto se tomo un volumen aproximado 2000 ml que se depositan en frascos de plásticos marcados con la información correspondiente al tipo de muestra, punto de muestreo, así como la fecha y hora colectada. Según Cabrera y Catalan et al.,(1990) para cuerpos oligotróficos como la laguna de Tota se deben colectar un volumen de 2 a 5 litros y para cuerpos ricos (Eutróficos) un volumen aproximado de un litro. De manera complementaria se toman muestras en cada punto de muestreo, con el fin de medir algunos aspecto fisicoquímicos como son los fosfatos (PO4), nitratos (NO3), oxigeno disuelto, conductiv idad, pH, temperatura y profundidad. Los análisis de fosfatos y nitratos fueron realizados por Analquim Ltda. 5.2.2. Fase de laboratorio Para determinar la biomasa de clorofila se sigue el método de Standard Methods (1998), en el que se filtra un volumen de 2000ml correspondiente a cada punto de muestreo con filtros de fibra de v idrio tipo AC. Sartorius de 45 µm, el filtro Sartotius al igual que el Whatman GF/ C son recomendados por Marker et al. (1980) por su buena capacidad de retención y no poder abrasivo en caso de trituración. Adicionalmente se usa una bomba de vació Emerson con una presión no superior de 2 a 3 atmósferas o 570 mm Hg esto para ev itar la fragmentación de organismos delicados, Catalan et al., (1990). Los filtros son guardados en tubos de ensayo cubiertos de aluminio, marcados y posteriormente almacenados en nitrógeno liquido no por mas de dos meses antes del análisis espectrofotométrico. 5.2.2.1. Extracción La ex tracción de los pigmentos fotosintéticos se realizo sonicando cada uno de los filtros en 3ml de una solución de acetona al 90% (dilución usada normalmente para la extracción de fitoplancton (SCOR-UNESCO, 1966)), en ausencia de luz durante 15 minutos. Posteriormente se transfiere la muestra a un tubo de centrifuga

30

de 15 ml y se ajusta a un volumen final de 10ml con acetona al 90%, la muestra debe mantenerse en oscuridad durante 2 horas a 4 ºC. A continuación, para clarificar la muestra embebida en acetona se centrifuga durante 20 minutos a 2500 rpm en una centrifuga HERMLET Z200A, el producto decantado es transvasado a un nuevo tubo de centrifuga donde se mide el volumen total. 5.2.2.2. Determinación de clorofilas por medio de Espectrofotometría La espectrofotometría es uno de los métodos más usados y simple en la estimación de las clorofilas, el cual se realiza mediante la lectura de longitudes de onda determinadas. Las longitudes que se seleccionan corresponden a los puntos máximos de absorción de las clorofilas en la zona roja del espectro, región en la que no existe interferencia por parte de los carotenos. 5.2.2.2.1.Método Tricromático La lectura de este método se hace a transfiriendo 3ml de ex tracto clarificado en una cubeta de 1 cm y a una longitud de onda de 664, 647 y 630 nm correspondientes a longitudes de absorción de a la clorofila a, b y c respectivamente. Adicionalmente se realizara una lectura a una longitud de onda de 750nm a un blanco (solvente usado en la ex tracción) y a las muestras como una corrección de turbidez. Cualquier diferencia de absorbancia entre el solvente de referencia y la muestra a esta longitud de onda, se tomará como turbiedad y no deberá exceder un valor de 0.005 (Marker et al., 1980) si así ocurre, la muestra será recentrifugada por 20 minutos a 2500rpm. Las formula utilizada en la cuantificación espectrofotométrica de clorofilas se encuentra estrechamente relacionadas con la variedad de coeficientes determinados para una variedad solv entes en especial para acetona al 90% entre los mas utilizados son los obtenidos por Vernon (1960); Ziegler & Egle (1965); Parson & Strain, et al., (1963) y Marker (1972), sin embargo en nuestra medición se usara el coeficiente determinado por Boto & Bunt (1978) y Jeffrey & Humphrey (1975), coeficientes utilizados en la formula de Jeffrey & Humphrey (1975), recomendada por Catalan et al., (1990)para muestras de fitoplancton que contienen clorofila c y son ex traídas con acetona al 90 % (Tabla 5 y 6).

31

Tabla 5. Espectro de absorción máxima de las clorofilas a y b con acetona al 90 %

Solv ente Maxima absorción ( nm ) Referencia Azul Rojo Clorofila a Acetona 90% 430,2 663 Ziegler & Egle (1965) 430,2 665 Vernon (1960) 430,2 665 Parsons & Strickland (1963) 430,2 664,3 Jeffrey & Humphrey (1975) 432 664 Boto & Bunt (1978) 430 662 Marker (1972) Clorofila b Acetona 90% 455 646 Ziegler & Egle (1965) 455 648 Vernon (1960) 455 645 Parsons & Strickland (1963) 455 646,8 Jeffrey & Humphrey (1975) 459 647 Boto & Bunt (1978) Tabla 6. Formula para la cuantificación espectrofotométrica de Jeffrey & Humphrey (1975).

Clorofilas

Fórmula A 11.85 * Abs 664 - 1.54 * Abs 647 - 0.08 * Abs 630 B - 5.43 * Abs 664 + 21.03 * Abs 647 - 2.66 * Abs 630 C - 1.67 * Abs 664 - 7.60 * Abs 647 + 24.52 * Abs 630

Después de determinar la concentración del pigmento en el ex tracto, se calcula la cantidad de pigmento por unidad de volumen como sigue:

Clorofila a, mg/m3 = *Ca X volumen ex traído, L Volumen de la muestra, m3 *Ca = concentración de clorofila a en mg/L

Las ecuaciones tricromaticas a pesar de ser las más utilizadas, no son completamente útiles en la cuantificación de pigmentos en presencia de productos de degradación; teniendo como resultado sobreestimaciones de las clorofilas (Jeffrey & Hallegraeff, 1980; Lorenzen & Jeffrey, 1980; Marker et al., 1980), es decir, la concentración de la clorofila a que tengamos realmente será la concentración de la clorofila a mas la clorofilida a.

32

5.2.2.2.2.Determinación de clorofila a en presencia de feopigmentos (Monocromático) Los feopigmentos son productos derivados de las clorofilas, que presentan longitudes de absorción parecidas a las de la clorofila a; por ejemplo, la clorofila a tienen el mismo espectro de absorción que la clorofilida a. Pero la feofitina a se puede determinar midiendo la disminución de la densidad óptica a 665 nm después de haber acidificado la solución de pigmentos con un par de gotas de ácido (Lorenzen, 1967). El procedimiento espectrofotometrico consiste en transferir 3 ml del ex tracto clarificado a una cubeta de 1cm y realizar una lectura a una longitud de onda de 750 y 664nm. Posteriormente el extracto se acidifica con 0.1ml 0.1N HCl, para convertir la clorofila a en feofitina a por la perdida del átomo de magnesio. Gentilmente se agita el ex tracto acidificado y se lee a una longitud de onda de 750 y 665nm, 90 segundos después de la acidificación (Standard methods, 1998). El volumen del extracto y el ácido y del tiempo después de la acidificación son críticos con la consistencia de los resultados. La concentración de la clorofila y feofitina son calculados en mg/m3:

( )LV

VbammgClorofila

××−

=2

1)665664(7.26/, 3

( )[ ]LV

VabmmgFeofitina×

×−=2

16646657.17.26/, 3

donde, V1= Volumen del ex tracto, L. V2= Volumen de la muestra, m3

L= Longitud del camino de luz, cm. 664b , 665a = Densidad óptica en un ex tracto de acetona al 90% antes y después de la acidificación, respectivamente. El valor de 26.7 es la corrección de la absorbancia y es igual a A x K A= es el coeficiente de absorción para la clorofila a a 664nm = 11.0, y K= proporción expresada para la acidificación.

33

43.20.17.1

7.1

665664

665664

665664

=−

=

⎟⎠⎞⎜

⎝⎛−⎟

⎠⎞⎜

⎝⎛

⎟⎠⎞

⎜⎝⎛

=puraafeofitina

abpuraaclorofila

ab

puraaclorofilaab

En soluciones de clorofila pura en acetona, el indice D665/D665 acificado tiene un valor de 1.7 5.3. Estudio de la comunidad de fitoplancton El estudio de la comunidad fitoplanctónica se ha convertido con el tiempo uno de los métodos mas utilizados para la caracterización de un ecosistema acuático. Para determinar el tipo de correlación que presenta la estructura de la comunidad fitoplanctónica con las variables fisicoquímicas y espacio-temporales, se estudiara la composición de la comunidad durante un periodo de cuatro meses que va abarca desde diciembre del 2004 a marzo del 2005. 5.3.1. Fase de campo Se toman muestras directas en los diferentes puntos de muestreo por medio de una botella de Van Dorn la cual es un mecanismo de fácil uso. La botella se baja lentamente a una profundidad de 50 cm y 1 metro, en lo posible sin generar turbulencia, se deja suspendido por unos segundos sobre el punto de registro, luego se cierra empleando un mensajero (Donato, 2002b). En un recipiente de 250ml previamente rotulado e identificado se fijan las muestras con lugol (Solución de Yoduro de potasio), adicionando 1ml por cada 100ml de muestra (APHA 1998). 5.3.2. Fase de laboratorio Para determinar la composición de la comunidad de fitoplancton en cada época de muestro, se realizara un recuento, a partir del conteo de un total de 100 a 400 células de las especies de algas dominantes. Lo anterior obedece a que este tipo de conteo permite trabajar con cifras comparables y coherentes y maneja errores de recuento del 5% al 10 % de acuerdo a lo indicado por Margalef (1983).

34

Para el análisis cuantitativ o se utilizan cámaras de sedimentación de 5 cm de alto por 2 con de diámetro y un microscopio invertido tipo Leica MDIL. Para cada cámara se deposita un v olumen determinado (varia de acuerdo con la abundancia de organismos y turbidez de la muestra) que se deja sedimentar tres horas por cada centímetro de altura depositado en la cámara (Lund et al., 1958; Wetzel & Likens, 2000) En el anterior paso se evitara la formación de remolinos mientras se sirve la muestra así como fuentes de vibración que puedan mostrar distribución no aleatoria mientras se sedimenta la muestra (APHA 1998). Para la determinación e identificación tax onómica se realizará dibujos de las algas encontradas que se comparan con claves regionales o entre otras las siguientes (Álvaro 1998; Donato, 2002b): Parra et al., (1982 a,1982b, 1982c, 1983), Comas (1996), Gonsalez & Mora – Osejo (1996), Coesel (1997), Metzeltin & Lange – Bertalot (1998). Una vez obtenidos realizados los conteos se estimaran los valores de abundancia en células ml-1 con la siguiente fórmula (Wetzel & Likens, 2000).

asedimentadmuestradeVolumencontadoscamposdeNocampoundeAreacamaraladetotalareacontadascelulasdeNo

lmlCelulasNo××

×=∗ − .

. 1

5.4. Manejo e interpretación de datos 5.4.1. Estudio de la comunidad de fitoplancton A partir de la información obtenida de los conteos y densidad celular en cada cámara de conteo, se establecerá la estructura y la abundancia de la comunidad de algas en cada periodo muestreado. Basados en los resultados de densidad celular, se calculará los índices de diversidad de Shannon, dominancia de Simpson, riqueza y uniformidad por medio de los paquetes estadístico de Biotools y Biodiversity. La diversidad y la dominancia basadas en la biomasa, son calculadas respectivamente con las siguientes fórmulas:

35

Bbi

BbiuH

s

I2

1

´ log∑=

−= 2

1∑

=

⎟⎠⎞

⎜⎝⎛=

S

ib B

biD

Donde: bi: es la biomasa de cada especie

s: es el numero de especies en la muestra Obedece a que de acuerdo con Sommer (1993), la div ersidad obtenida por este modo representa adecuadamente el estado de la comunidad de fitoplancton en comparación a la

obtenida a partir del conteo de células.

5.4.2. Caracterización de la información La información de la estructura de la comunidad como de los aspectos fisicoquímicos se presentaran en forma de tablas, diagramas y gráficos, de modo que se pueda observar los variaciones de comportamiento de las muestras a trav és de los muestreos. Se realizará una descripción de la comunidad fitoplanctonica, por medio del cálculo de medias, v arianza, desviación estándar, máximos y mínimos para cada uno de los aspectos evaluados. A partir de estos valores se establecerá la fluctuación de los parámetros como la tendencia de comportamiento. 5.4.3. Correlación de la información Para realizar las comparaciones entre las abundancia del fitoplancton presente en las muestras se aplica un análisis de v arianza (ANOVA) teniendo en cuenta tanto las v ariables ambientales estudiadas de los perfiles o de otras como la concentración de nutrientes, si los datos se distribuyen normalmente, de lo contrario se realizarán pruebas no paramétricas como lo son Friedman o Krukal Wallis equivalentes a las anteriores (Dy tham 1999). Para conocer con mayor exactitud las diferencias significativas de las v ariables medidas y estimadas se realizan pruebas de comparación de medias (Tuckey). De los resultados de abundancia de fitoplancton se establecerá una correlación con la concentración de nutrientes (nitratos y fosfatos) y de variables ambientales, por medio del método de ordenación de análisis de correspondencia canónica (ACC). Para el análisis se saca de la matriz las especies que presentan una

∑=

=s

ibiB

1

36

frecuencia de aparición menor al 5%, posteriormente cada una de las matrices de los datos primarios con excepción del pH, son transformadas en Ln(n+1). A partir de la matriz transformada se realiza un test de permutación de Monte Carlo con 1000 repeticiones y sobre estos datos se aplica la técnica de análisis de correspondencia canónica. El ACC esta diseñado para detectar los patrones de v ariación en los datos de las especies que se ajusten a una combinación de las v ariables ambientales observadas. Por lo tanto, no solo se muestra el patrón de composición de especies, sino también la relación principal entre las especies y cada una de las variables ambientales. El ACC selecciona las variables ambientales que maximizan la dispersión de los valores de las especies. Una vez se haya ex traído el primer eje, el segundo eje y los ejes adicionales se seleccionan de modo que también maximicen la distribución, pero sin que los nuevos ejes se correlacionen con los ejes ex traídos prev iamente.

37

6. RESULTADOS

6.1 CARACTERISTICAS FISICAS Y QUIMICAS En general el pH presentó v alores básicos, oscilando entre 7,885 y 9,36, con un promedio de 8,14 (Anexo N°1). El máx imo valor se registro en la mugre en noviembre y el mínimo en el túnel en el mes de diciembre (Fig.10). La v ariación espacio-temporal del pH es significativo para los meses (P=0.0001*, N=7) y puntos (P=0.0009*, N=5), observándose diferencias entre el mes de diciembre con resto de meses, mientras que para los puntos se muestran div ergencias entre La mugre y Piscicol con los puntos del Túnel y Play a blanca (Fig. 11 y 12). La conductividad por otro lado, mostró un valor promedio de 88,34µS/cm. El menor valor se registro en el punto de Hato laguna (febrero) y el máx imo en Piscicol (enero). La variación-espacio temporal para la conductividad es significante para los meses (P=0.00*, N=7) y los puntos (P= 0.00*, N=5); tendencia reflejada, en las diferencias observadas entre los meses de diciembre y enero con el resto de meses (Fig. 13); de la misma manera, el punto de Hato laguna difiere significativ amente de Los pozos, Playa blanca, Piscicol y La mugre, así como Piscicol y la mugre del resto (Fig. 14).

38

Figura. 10 Valores de conductividad (µS/cm), temperatura del cuerpo de agua (°C), pH y oxigeno disuelto (mg/l) para el Lago de Tota.

405060708090

100110120

Bocan

a

El tun

elHato

lagun

aLa

mug

reLo

s poz

os

Piscic

olPla

ya B

lanca

Con

duc

tivi

dad

(uS

)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

12141618202224262830

Bocana

El tune

lHato

lagun

aLa m

ugre

Los p

ozos

Pisc ico

lPla

ya bl

anca

Tem

pera

tura

(C°) Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

7.27.47.67.8

88.28.48.68.8

99.2

Boca

na

El tun

elHato

lagun

aLa

mugre

Los p

ozos

Pisc ico

lPlay

a blan

ca

pH

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

02468

10121416

Bocana

El tune

lHato

lagun

aLa

mug

reLo

s poz

os

Piscic

olPla

ya bl

anca

Oxi

geno

(mg/

l) Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

39

77777N =

FECHA

MarzoFebreroEneroDiciembreNoviembre

PH

9,2

9,0

8,8

8,6

8,4

8,2

8,0

7,8

24

26

4

Figura. 11 Diagramas de caja para el comportamiento del pH en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

5555555N =

PUNTOS

Play a blancaLos pozos

El tunelHato laguna

BocanaMugre

Piscicol

PH

9,2

9,0

8,8

8,6

8,4

8,2

8,0

7,8

9

4

Figura. 12 Diagramas de caja para el comportamiento del pH en los diferentes puntos de muestreo en el Lago de Tota

40

60

65

70

75

80

85

90

95

100

Nov-04 Dic-04 Ene-05 Feb-05 Mar-05

Cond

uctiv

idad

(uS/

cm)

Figura. 13 Comportamiento de la conductividad en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

0

20

40

60

80

100

120

La mugre Piscicol Lospozos

Bocana PlayaBlanca

Hatolaguna

El tunel

Con

duct

ivid

ad (u

S/cm

)

Figura. 14 Comportamiento de la conductividad en los diferentes puntos de muestreo en el Lago de Tota Los perfiles de temperatura que se realizaron no muestran diferencias significativ as en la columna de agua (P= 0.0588, N=70), ni tampoco espacio-temporalmente (P=0.4060 N=7, P=0.2218, N=5) según la prueba de Friedmann . En general el promedio de la temperatura del cuerpo de agua es de 17,33°C, con un rango entre 13,8 a 29°C (Fig.10).

41

La concentración de oxigeno disuelto en el lago, muestra un valor medio de 6,92mg/L. El valor máximo se registra en enero en el punto de Los pozos (7,271mg/l), seguida de Piscicol (7.082mg/L), Play a blanca (6.938mg/L) y la mugre (6.871mg/L), mientras que los valores mínimos en general se presentan en Lago Grande (Hato laguna y El tunel), (Fig. 10). Espacialmente, se indican diferencias significativas (P<0.05) entre marzo con los otros meses; del mismo modo, el mes de enero difiere del resto (Fig. 15). Para las profundidades no se ve diferencias significantes en la concentración de oxigeno disuelto con valores de P de 0.7874 y 0.999 para los meses y puntos muestreados, respectivamente.

6.36.46.56.66.76.86.9

77.17.27.37.4

Bocana El tunel Hatolaguna

La mugre Lospozos

Piscicol Playablanca

Oxi

geno

dis

uelto

(mg/

L)

Figura. 15 Comportamiento del oxigeno disuelto (mg/L) en los diferentes puntos de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

6.2 NUTRIENTES Con base en los análisis de la información registrada por el laboratorio Analquim Lta., se determinó que las concentraciones de nitrógeno (NO3), están dentro de un rango de 0.1 y 0.15mg/L con un valor promedio 0.108mg/L (Anexo N° 1); El mínimo detectable se observa en la mayoría de los puntos de los meses de diciembre, enero y marzo, mientras que el máximo valor corresponde al punto de los Pozos en febrero (Fig.16). Por otro lado, la concentración media de PO4 para las aguas superficiales del lago fue 0.060mg/L. El valor máximo observado es de 0,13mg/L para el punto de la mugre en el mes de enero, mientras que el mínimo detectado corresponde para Playa Blanca en enero con un valor de 0,0295mg/L (Fig. 17).

42

0,1

0,102

0,104

0,106

0,108

0,11

0,112

0,114

Bocana El tunel Hatolaguna

Lamugre

Lospozos

Pisc icol PlayaBlanca

Nit

rato

s (N

O3)

Figura. 16 Valores de Nitratos (NO3) (mg/L) para el Lago de Tota

00,02

0,04

0,060,080,1

0,120,14

Bocana

El tunel

Hato lagun

a

La mug

re

Los pozo

s

Piscico

l

P laya B

lanc

a

PO4

(mg/

l) Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura. 17 Valores de Ortofosfatos (mg/L PO4) encontrados para el Lago de Tota

6.3 FITOPLANCTON 6.3.1. COMPOSICIÓN Para el periodo de estudio, se registraron 8 clases algales: Bacillariophyceae, Fragilariophyceae, Coscinodiscophyceae, Chlorophyceae, Cryptophyceae, Cyanopjyceae, Dinophyceae y Euglenophyceae: las cuales comprenden 21 ordenes, 32 familias y un total de 74 morfoespececies (anexo N° 2). La clase con mayor abundancia encontrado fue Chlorophyceae (Crucigeniella, sp2, Tetraspora, Elokatothrix gelatinosa y Sphaerocystis schroeteri) con casi el 64% del aporte total de la abundancia a las especies fitoplanctónicas, seguido por Cyanophyceae (Microcystis) con el 34% y en

43

ultimo termino Bacillariophyceae, Fragilariophyceae, Dinophyceae, Cryptophyceae, Euglenophyceae y Coscinodiscophyceae con el 4% restante (Fig. 18).

Figura. 18 Aporte de las principales clases de algas a la abundancia total del fitoplancton en el lago de Tota. Las Clorofícea también fueron las que presentaron mayor número de especies con un valor de 34 especies, seguidas por las Bacillariophyceas con 17 especies, Coscinodiscophyceae con 5 especies, Fragilariophycea, Cyanophyceae, Euglenophyceae con 3 especies y Cryptophyceae y Dinophyceae con 2 especies.

6.3.2. VARIACIÓN ESPACIO-TEMPORAL

La composición y abundancia de la comunidad en los siete puntos de muestreo es bastante homogénea; sin embargo, se presentan diferencias en la abundancia de la comunidad en los diferentes meses de muestreo, mostrando una tendencia de crecimiento a través del tiempo en las clases mas importantes (Fig. 19). De acuerdo con la ANOVA de tres factores, se establecen diferencias significativas en la abundancia para la fechas de muestreo (P =0.00, N =56), mientras para los puntos de muestreo no se observan diferencias (P =0.27, N= 56), es decir, que hay una variación temporal mas no espacial.

CHLOROPHYCEAE

CY ANOPHYCEAE

CRY PTOPHY CEA E

COSCI NODISCOPHYCE AE

(en b lanco)

FRA GILARIOPHY CEA E

EUGLENOPHYCEAE

BA CILLARIOPHY CEAEDINOPHY CEA E

44

0

5000

10000

15000

20000

25000

30000

Dic-04 Ene-05 Feb-05 Mar-05

Abu

ndan

cia

(cel

ulas

/ml

FRAGILARIOPHYCEAE EUGLENOPHYCEAE DINOPHYCEAECYANOPHYCEAE CRYPTOPHYCEAE COSCINODISCOPHYCEAE CHLOROPHYCEAE BACILLARIOPHYCEAE

Figura. 19 Aporte a la abundancia total de las principales clases de fitoplancton en los diferentes meses de muestreo en el Lago de Tota. Diciembre difiere en la abundancia de las principales clases de fitoplancton con el resto de los meses de muestreo, mostrando los valores mas bajos de biomasa para todas las clases; del mismo modo el mes de marzo muestra diferencias con los meses de diciembre y enero, con v alores bajos de abundancia para la clase de clorophyceae, dynophyceae, euglenophyceae, cryptophyceae, bacillarophyceae y coscinodiscophyceae, y un incremento en la clase cianoficea. Esto según la prueba de comparación de medias Tuckey ( Anexo N°3) ( Fig.20).

45

7777N =

FECHA

MarzoFebreroEneroDiciembre

DIV

ERSI

D

100

80

60

40

20

0

31

16

9

Fig.20 Diagramas de caja de la abundancia de la comunidad fitoplanctónica en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota La comparación entre el estrato superficial (50cm) y de 10 metros para la abundancia no muestran diferencias significativ as respecto al espacio y el tiempo (P= 0.7462, puntos; P = 0.7527, fechas, N= 56) (Fig. 21).

2828N =

PROFUNDI

10 metr ossuperficial

DEN

SID

AD

100

80

60

40

20

0

47

Fig.21 Diagramas de caja de la abundancia de la comunidad fitoplanctónica en los estratos de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

46

6.3.3. DIVERSIDAD Los valores de diversidad hallados en cada punto a lo largo de los cuatro meses de muestreo reflejan el patrón complejo de la comunidad (Fig. 22) como una consecuencia de la gran cantidad de factores abióticos y bióticos que sobre ella actúan y que se discutirán mas adelante.

0

0.5

1

1.5

2

2.5

Bocana

El tunel

Hato la

guna

Los p

ozos

Mugre

Piscico

l

Playa blanca

Div

ersi

dad

(Bits

de

info

rmac

ión)

Dic-04Ene-05Feb-05Mar-05

Figura. 22 Valores de diversidad (índice de Shannon-Weaner) para las algas del fitoplancton del lago de Tota Aunque no hay una clara diferenciación espacio-temporal en los valores de diversidad, se observa un valor promedio de 1.6 con un rango de v ariación de 0.52 a 2.06, valores realmente bajos para un ecosistema oligotrófico, según Margalef (1983). El mes de febrero muestra valores en promedio de div ersidad superiores al resto de meses para todos los puntos, mientras enero muestra los más bajos. Similarmente, se encontró valores máximos y mínimos de diversidad en los Piscicol y la mugre, respectivamente. Por otro lado, los patrones de riqueza observados en la comunidad fitoplanctónica muestran una tendencia de crecimiento a través del tiempo, observ ándose v alores máximos en febrero y marzo (26 y 25 especies, respectivamente) y mínimos en diciembre y enero (15 y 20 especies, respectivamente). Por otro lado, la riqueza para los puntos de muestreo señala valores superiores en Piscicol e inferiores en El Túnel (Figura. 23).

47

0

5

10

15

20

25

30

35

Bocan

a

El tun

el

Hato la

guna

Los p

ozos

Mugre

Piscic

ol

Playa b

lanca

Riq

ueza

(N°

de e

spec

ies)

Dic-04Ene-05Feb-05Mar-05

Figura. 23 Valores de riqueza para las algas del fitoplancton del Lago de Tota La uniformidad de las especies para los meses y puntos de muestreo son bastante homogéneas, presentándose la mayoría entre un rango del 50 al 60%, sin embargo para los punto de Piscicol y La mugre se registra la mayor y menor uniformidad, respectiv amente (Fig. 24).

00.10.20.30.40.50.60.70.8

Bocana

El tunel

Hat o la

guna

Los pozo

sMugre

Piscicol

Playa blanca

Uni

form

idad Dic-04

Ene-05Feb-05Mar-05

Figura. 24 Valores de uniformidad de especies para las algas del fitoplancton del Lago de Tota

48

El índice de dominancia de Simpson, nos permite observar que para los meses de enero y marzo existe una abundancia predominante o dominancia de algunas especies; entre las cuales encontramos los géneros de Mycrocistis, Tetraspora y Elokatothrix gelatinosa para el mes de marzo y crucigeniella y sp2 para enero y marzo. Del mismo modo los puntos de La mugre, Playa blanca y Los pozos presentan dominancia de las especies más comunes, mientras que para Hato laguna y Piscicol, se presenta mayor uniformidad (Fig. 25). La dominancia de estas especies en los meses y puntos muestreados, corresponden a los valores bajos de div ersidad para los mismos.

0

1

2

3

4

5

6

7

Bocana El tunel Hatolaguna

Lospozos

Mugre Pisc icol Playablanca

Do

min

anci

a de

Sim

pson

(1/D

)

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura. 25 Valores de dominancia (Simpson 1/ Dominancia) para las algas planctónicas del Lago de Tota.

6.3.4. ANALISIS DE ORDENACIÓN (ACC)

Para determinar el patrón de composición de la comunidad del fitoplancton y la relación de las mismas con las variables ambientales se realizó un análisis de correspondencia canónica (ACC). Las variables significativ as (p <0.005) para la ordenación fitoplanctónica según el test de Monte Carlo son: brillo solar, conductiv idad, oxigeno disuelto y nitratos (NO3) (Tabla. 7). Tabla. 7 Valores de partición de varianza de las variables ACC

Variable λ P %Varianza explicada

Brillo solar 0.08 0.001 22.22 Oxigeno 0.07 0.002 19.44

NO3 0.08 0.001 22.22 Conductividad 0.05 0.004 13.88

49

En esta ordenación los tres primeros ejes ex plicaron el 18.5% para las especies y el 89.9% para las variables ambientales (Tabla. 8). Las v ariables que mayor explicación tienen de la v arianza son el brillo solar (22.2%), nitratos (22.2%), ox igeno disuelto (19.44%) y conductiv idad (18.88%). La v ariables asociada al primer eje es la conductividad, mientras que el brillo solar lo esta con eje dos. Adicionalmente, la variable de NO3 muestra una correlación negativa con el ox igeno disuelto para la distribución de los datos. Tabla. 8 Porcentaje de explicación para las especies y muestras en el ACC

Porcentaje de varianza Eje 1 Eje 2 Eje 3 Especies 9 15.6 18.5

Relación especie- ambiente 44 75.8 89.8 Las especies que se ex plicaron por el comportamiento del ox igeno disuelto fueron Pediastrum, Scenedesmus previspina, Coelastrum, Hormidium, microcystis, Cocconeis, Cymbella sp1, Crucigeniella y Cyclotella. El brillo solar explica la presencia de Microspora floccosa, Aphanochaete, Amphora, Trochiscia arguta, Diatoma y Nitzschia sp. Por otro lado la conductiv idad se relaciona positiv amente con Closterium parvulum.

Respecto a los nitratos (NO3) se ex plican la presencia de las siguientes especies: sp5, Peridinium, Chroomonas, Scenedesmus ecornis, Ephitemia, Gomphonema sp, Tetraspora, Fragilaria, Staurodesmus lobatus, Aulacoseira, Stauratrum leptocladum, Oocystis marssonii, Nephrocytium schroeterii, Sphaerocystis sp2, Gomphonema truncatum, Eudorina, Elakatothrix gelatinosa y Sphaerocystis schroeteri. El resto de especies fitoplanctónicas que no pudieron ser asociadas al comportamiento de estas variables, corresponden a especies pobremente definidas dentro de la ordenación ACC (Legendre & Legendre, 1998). La poca definición de estas especies en los ejes, se atribuye a su abundancia y frecuencia de aparición; respuesta que se refleja en la presentación conglomerada de puntos de la grafica (Fig.26).

50

Figura. 26 Graficas de ACC para las especies y las variables ambientales para el Lago de Tota.

Respecto a la ordenación de las fechas de muestreo se indica que el primer eje (horizontal) corresponde a un gradiente de precipitación, mientras que el segundo eje (vertical) recoge el patrón de dominancia de especies. De esta manera se observa un gradiente de izquierda a derecha de may or precipitación para los meses de febrero y marzo, seguidos por enero y diciembre con valores más bajo. Por otro lado, el segundo eje esta definido por los cambios en la abundancia de las especies fitoplanctónicas. De este modo se segregan las muestran en tres grupos; el grupo I (enero) con la mayor dominancia, seguido por el grupo II (febrero y marzo) con una dominancia intermedia; y por ultimo por el grupo III correspondiente al mes de diciembre con la menor dominancia (Fig. 27).

-1 0

+1.0

-1.

+1

Oxig

NO3

Conducti

Brill

traar

melo

closp

tracym

Ach

pedias

sp7

sp

Anab

scebr

micros

Gomtr cri

diato

Ooc

Coel

stale

nitsp

Stau

Sphs

amp

Elak

cystel

Cycl

troc

Cruc

NepCysp1

Aul

CeraPinn

trac

sph

tretr

Tetrmi

nitfoss

sp2

sp

Ephitemia Chroomonas Peridinium

Scenedesmus e

Cocconeis Hormidium

Aphanocapsa

Staurastrum b Enotia

NaviculaCosmarium p Gomphonema sp Eudorina Fragilaria Staurodesmus L Sphaerocystis sp2

51

Eje 1

-2 -1 0 1 2 3 4 5 6

Eje

2

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Diciembre 2004Enero 2005Febrero 2005Marzo 2005

I

II III

Eje 1

-2 -1 0 1 2 3 4 5 6

Eje

2

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Diciembre 2004Enero 2005Febrero 2005Marzo 2005

I

II III

Eje 1

-2 -1 0 1 2 3 4 5 6

Eje

2

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Diciembre 2004Enero 2005Febrero 2005Marzo 2005

Eje 1

-2 -1 0 1 2 3 4 5 6

Eje

2

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Diciembre 2004Enero 2005Febrero 2005Marzo 2005

Diciembre 2004Enero 2005Febrero 2005Marzo 2005

I

II III

Figura. 27 Graficas de ordenación de ACC para los meses de muestreo en el Lago de Tota.

52

6.4. CLOROFILAS 6.4.1. Método monocromático

Los valores obtenidos para la clorofila a y feofitinas por el método monocromático, muestran un valor promedio de 1.96 mg/m3 con una variación entre 0.094 a 4.17 para la clorofila a, mientras que para la feofitina se presenta un valor medio de 2.788 mg/m3 con un rango entre 0 a 27.48 mg/m3. El máximo y mínimo valor de clorofila a se encuentra en el punto de los Pozos-febrero y Playa blanca-nov iembre, respectiv amente (Fig. 28). Por otro lado la feofitina muestra sus valores máximos en el mes de marzo, mientras los mínimos se registran en enero (Fig. 29).

00.5

11.5

2

2.53

3.54

BOCANA

TUNEL

HATO LA

GUNA

MUGRE

POZOS

PISCICOL

PLAYA B

[ ] d

e la

clo

rofil

a a

(mg/

m3)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05Mar-05

Figura 28. Valores de concentración de la clorofila a (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Noviembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

53

00,5

11,5

22,5

33,5

4

BOCANA

TUNEL

HATO LA

GUNA

MUGRE

POZOS

PISCIC

OL

PLAYA B

[ ] d

e la

feof

itina

(mg/

m3)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura 29. Valores de la concentración de la feofitina (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Diciembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

6.4.2. Método tricromático La v alores de clorofila a, b, c obtenidos por el método tricromático presentan valores medios de 2.81, 0.488, 0.324 mg/m3 , respectivamente. El máx imo valor de clorofila a se registro en el punto de los Pozos-Marzo, mientras que el valor mínimo se mostró en el punto Playa blanca-nov iembre (Fig. 30). Para la clorofila b, por otro lado mostró los valores máx imos en la Mugre-Marzo y los valores mínimos en Play a blanca del mes de diciembre (Fig. 31). En el caso de la clorofila c, los valores máx imos se presentaron en el punto Hato laguna-marzo y los valores mínimos en la Mugre-Noviembre y Piscicol- Febrero (Fig. 32).

01234567

BOCANA

TUNEL

HATO LA

GUNA

MUGRE

POZOS

PISCIC

OL

PLAYA

B

[ ] d

e la

clo

rofil

a a

(mg/

m3)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura 30. Valores para la concentración de la clorofila a (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Noviembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

54

00,20,40,60,8

11,21,41,6

BOCANA

TUNEL

HATO LAGUNA

MUGRE

POZOS

PISCIC

OL

PLAYA B

[ ] d

e la

clo

rofil

a b

(mg/

m3)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura. 31 Valores para la concentración de la clorofila b (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Noviembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota

00,2

0,40,60,8

1

1,21,4

BOCANA

TUNEL

HATO LAGUNA

MUGRE

POZOS

PISCIC

OL

PLAYA B

[ ] d

e la

clo

rofi

la c

(mg/

m3)

Nov-04

Dic-04

Ene-05

Feb-05

Mar-05

Figura. 32 Valores de la concentración de la clorofila c (mg/m3) en los diferentes meses de muestreo (Noviembre 2004 al Marzo 2005) en el Lago de Tota.

55

7. ANALISIS DE RESULTADOS

7.1. Variables fisicoquímicas 7.1.1. Variables de proporcionalidad constante ( pH y conductividad) Según Margalef (1983), la conductiv idad y la alcalinidad constituyen los elementos conservativos o de proporcionalidad constante, muy correlacionados entre si y que en su conjunto determinan una nuev a variable, la mineralización. El pH en general presento valores básicos, con un rango de variación que corresponde al dominio del ion bicarbonato, como forma de carbono inorgánico (Margalef, 1983). El máx imo valor se registro en la Mugre y Piscicol en época de lluvias, atribuible al mayor consumo de CO2 en la producción por parte de la comunidad fitoplanctónica y macrofitas sumergidas, al igual que por el aporte de la quebrada de La mugre, que arrastra además los productos de meteorización y del lavado del suelo por las lluvias, de esta época. El menor pH se registro en el Tunel durante el periodo seco; por lo cual se atribuye a la mayor producción de CO2 por la actividad heterotrófica. La v ariación espacio temporal significativ a (P<0.05), esta mostrando que el lago no presenta un buen sistema de tamponamiento. La v ariación espacial, se esta explicando en relación a los aportes aloctonos recibidos en Lago Chico (La mugre, Los Pozos y Piscicol) con respecto al Lago Grande (El tunel, Playa blanca y Hato laguna). La concentración de cultiv os a los alrededores de los puntos de muestreo de lago Chico, suministran un aporte directo de nutrientes que están incrementando la actividad fitoplanctónica y con esto su consumo de CO2, lo cual se refleja en los valores altos de pH observados en lago Chico. El v alor medio (88,34µS/cm) de conductividad del lago de acuerdo con los estudios realizados por Donato (2001), ev idencia una alta concentración de iones disueltos, que a su vez indican una alta mineralización del lago. Los v alores máximos y mínimos registrados para los meses de febrero y enero, respectivamente, son valores ex tremos con respecto al promedio. Tal comportamiento puede corresponder a mediciones puntuales, que no reflejan la carga ionica del lago. Sin embargo, es posible apreciar un gradiente en la conductiv idad, con valores superiores en lago Chico (Piscicol, Los pozos y La mugre), medios en la (Bocana) y bajos en Lago Grande (Hato laguna, Playa blanca y el Tunel), que obedecen a los aportes por los cultiv os y de aguas residuales.

56

7.1.2. Estructura térmica del agua El régimen térmico de un cuerpo de agua es marcado por el ciclo térmico de la región (clima), en estrecha relación con las propiedades del agua (Margalef, 1983); al tiempo la estratificación termica y densidad es un regulador de casi de todos los ciclos fisicoquímicos y en consecuencia el metabolismo y productividad del lago (Wetzel, 1981). Por lo tanto, ya que la mezcla o estratificación de las diferentes capas del agua depende de la densidad de las mismas, es clara la importancia que tiene la temperatura como determinante de la densidad. Los perfiles de temperatura que se realizaron igual que lo reportado por Morales (1974) y Thrower (1978), muestran una uniformidad termica en la columna de agua y por tanto densidad igualmente homogénea. Esta uniformidad implica una estabilidad nula de las capas de agua, las cuales pueden moverse fácilmente hacia arriba o hacia abajo por acción del v iento. Esta ex plicación esta de acuerdo con Margalef (1983) quien sugiere que el viento es la principal fuerza en la mezcla vertical en este tipo de condiciones. Según las características ya mencionadas el Lago de Tota, puede clasificar sea como Oligomictico o como polimictico (Hutchinson ,1957; Margalef ,1983). Aun considerando que el lago no es térmicamente estratificado, el transcurso de días ni noches determina fluctuaciones en la temperatura superficial que puede provocar pequeñas termoclinas, que ocasionan mezclas mas o menos profundas (Schwoerbel,1978). 7.1.3. Oxigeno Disuelto La concentración del oxigeno en el Lago de Tota esta sobre el nivel de saturación, según el valor calculado de saturación por Gotelman (1979) de 6,75mg/L. La sobresaturación se relaciona con la actividad fotosintética o por la acción mecánica del viento. En términos generales se aprecia una mayor concentración de ox igeno disuelto en el lago Chico, que obedece a la abundancia fitoplanctónica y por tanto a la actividad fotosintética superior durante el dia. Por otro lado, el punto de Playa blanca presenta un valor superior al de saturación, que se atribuye a la fuerza y dirección del viento, según observación directa. Las diferencias no encontradas en las dos profundidades muestreadas concuerdan con las características de los lagos de alta montaña profundos y oligotroficos (Roldan, 1992), en donde predomina una polimix is asociada a la turbulencia provocada por el v iento, corrientes internas y a la carencia de estratificación térmica.

57

El déficit de ox igeno observado para el mes de marzo puede estar asociado con un error metodológico; ya que los valores registrados para este mes son ex tremos respecto a la media en todos los puntos de muestreo. 7.1.4. Elementos De Proporcionalidad Variable (Nutrientes) Los elementos que limitan directamente la actividad biológica son fundamentalmente el nitrógeno y el fósforo. Se ha determinado que la proporcionalidad de estos elementos en las aguas tanto marinas como epicontinentales, es similar a la que contiene la materia orgánica, 14-16:1 ug/at.L de N:P (Wetzel, 1981; Margalef, 1983). El nitrógeno inorgánico se presenta en las aguas, en diferentes estados de oxidación, como Nitrato (NO3), nitrito (NO2) y amonio (NH4); siendo nitrato la forma mas asimilada por los productores primarios. Las concentraciones de nitrógeno en la forma de NO3, esta dentro de lo normal para las aguas dulces, los cuales según Wetzel (1981) debe estar entre 0-10mg/L. Ya que las máxima concentración de nitrógeno se presenta hacia la desembocadura de los Pozos (Lago chico), es posible relacionarlos con los aportes, tanto de origen humano como agrícola, evidenciándose así la magnitud de sus aportes. El fósforo es un elemento muy importante por la función que cumple en el metabolismo y por la baja proporción que presenta en la biosfera, con respecto a los otros elementos constituy entes de la materia orgánica, como carbono, nitrogeno, hidrogeno, oxigeno y azufre (Wetzel, 1981). En consecuencia, el fósforo actúa como el principal limitante de la actividad biológica al tiempo que es reciclado rápidamente en la zona trofogenica de los lagos. Los v alores promedio de los lagos tropicales varia entre 0.001 y 0.002mg/L (Roldan, 1992). Valores superiores a este rango como es el caso del Lago se Tota se asocia con ecosistemas interv enidos por el hombre o muy eutroficcados. El valor máximo de concentración de PO4 se registro en el punto de la Mugre, tal comportamiento corrobora la entrada del fósforo al lago por la vertiente oriental, que son principalmente residuos domésticos y fertilizantes. La baja concentración de PO4 en aguas abiertas (Playa blanca) puede atribuirse a la dilución con el volumen de agua, al rápido consumo por macrofitas sumergidas o el fitoplancton, o la precipitación formando compuestos insolubles con otros elementos. Es también conocido que la concentración de calcio o el efecto tampón y el ciclo bioquímica de los lagos tiende a mantener una concentración baja en fósforo. Según Margalef

58

(1983) las concentraciones altas de este elemento se deben casi exclusivamente a una alimentación forzada. Roldan (1992) considera que las aguas naturales presentan una relación N/P de 10:1. En el lago de Tota según Bermudez, et al se encuentra una relación de N/P de 1:3, indicando el nitrógeno como factor limitante. 7.2. ASPECTOS ECOLOGIGOS El numero de morfoespecies es relativ amente alto (74) en comparación en relación con los reportes hechos por Donato (2001) para los lagos de Cumbal (26 especies), Guamaez (22 especies), Otun (21 especies), Tota (42 especies) y laguna de Chingaza (12 especies). Según Matos & Parra (1986), Corney., et al (1987) y Gaviria (1993), con estudios en la laguna de Mubucaji, Lago Titicaca y Laguna de Chingaza son comunes en los lagos de alta montaña los grupos algales Chlorophy ta, Cyanophyceae y Bacillariphyceae en menor proporción. Lo que concuerda con lo encontrado en Lago de tota. La representativ idad de las clorofíceas en el lago de Tota, se atribuye a la importancia de este grupo en los lagos oligotróficos (Duarte, et al 1992). Las clorofíceas son un grupo con un amplio rango de preferencias ecológicas y requerimientos fisiológicos (Hutchinson 1967), que les permite crecer en condiciones de alta materia orgánica y buena transparencia como efectiv amente ocurre en el Lago de Tota. Durante el ciclo de muestreo el orden Chloroccoccales; familia Scenedesmaceae con la especies de cruciginiella, familia Palmallaceae; con sphaerocystis; familia Coccomyxaceae con Elokatothrix gelatinosa y el orden Zygnematales; familia Desmidiacea con las especies Staurastrum brebissonni y Cosmarium portianum, fueron las mas representativ as al igual que lo señalado por Donato (2001). Las clorococcales son prácticamente ubicuas en su distribución en las aguas de diferente salinidad, dentro de los márgenes limnológicos normales (Wetzel, 1981), mientras que la distribución de las desmidiáceas se correlaciona con un pH acido a alcalino, bajas concentraciones de calcio y magnesio, y bajas conductividades (Duque & Donato, 1992). La abundancia relativa superior para la especie cruciginiella, se relaciona con los mecanismos adaptativos empleados por esta; para mantenerse en la columna y disminuir su posibilidad de hundimiento aprov echando los nutrientes disponibles del medio (Kalff & Knoechel 1978).

59

Otro grupo bien representado fueron las cianofíceas especialmente las Chrococcales con la especie de Microcystis como la mas abundante, esto probablemente se deba a los valores bajos registrados para N/P, de tal manera que la fijación de nitrógenos atmosférico por parte de las algas fue elevado (Duque & Donato 1992). Para Tota la baja representativ idad y abundancia de las diatomeas, puede estar siendo explicada por factores adv ersos como los son la baja salinidad y concentración de materia orgánica según Ramirez (1986). 7.3. VARIACIÓN ESPACIAL La comunidad fitoplanctónica del lago de Tota al igual que otros lagos tropicales presentan una densa población fitoplanctónica a trav és de año y una baja variación en la composición de especies (Ramirez et al, 2000). La variación temporal mostrada se atribuye a las diferencias en la abundancia de las morfoespecies dominantes, que son fundamentalmente dos y a la presencia y la concentración de las formas poco frecuentes y ocasionales. Dichas fluctuaciones de máximos y mínimos en la densidad puede ser una marcada sucesión determinada por la concentración de nutrientes (Talling 1996), como también la precipitación y disponibilidad de luz (Lewis 1978b; Zafar 1986; Kalff & knoechel, 1978). Es posible que la disminución en la concentración de los NO3 en marzo derivado, por al agotamiento del recurso por consumo en los meses anteriores, halla afectado la densidad de las clorophyceae, dynophyceae, euglenophyceae, cryptophyceae, bacillarophyceae y coscinodiscophyceae, pero a su vez favoreciendo las cianofíceas. Las cianofíceas muestran máximo de abundancia en marzo, debido a su capacidad de fijar nitrógeno atmosférico en ambientes con bajos v alores de N/P e intensidades lumínicas moderadas. Para el mes de diciembre la abundancia relativ a baja de las principales clases puede atribuirse a la transición entre el periodo de lluv ias al periodo seco; con sus subsecuentes cambios en la temperatura, incidencia de luz, disponibilidad de nutrientes y cambios en las proporciones de biomasa (Reynolds, 1993). La v ariación espacial no esta mostrando variaciones espaciales, ya que el tiempo de estudio solo alcanza abarcar el periodo de sequía; de modo que no es posible hacer comparaciones entre las diferentes condiciones ambientales de los periodos, los cuales a su vez están determinando la comunidad fitoplanctónica. Tilzer(1973), asegura que la mayor abundancia fitoplanctónica se concentra entre la superficie y 10 metros de profundidad, lo que concuerda con el estudio ya que se registraron la mismas especies con abundancias

60

similares en los dos estratos. Esto podría relacionarse con la fav orabilidad de la disponibilidad de luz por la alta transparencia del Lago de Tota, al igual que por la disponibilidad de NO3, Ortofosfatos y oxigeno disuelto en la zona eutrofica (Tundisi 1990). 7.4. DIVERSIDAD Según Margalef (1980), la div ersidad refleja las diferencias en las abundancias de las diferentes especies y refleja en gran medida, la organización espacial de la comunidad. La diversidad implica la ordenación de las especies, de manera que es una medida espectral, cuyo valor 5, corresponde a ecosistemas altamente organizados y estables. La comunidad fitoplanctónica en general muestran valores bajo de div ersidad respecto a lo esperado para lagos oligotróficos, un ecosistema de esta clase presenta v alores superiores a los 3Bits (Margalef, 1983), sin embargo, para las algas fitoplanctónicas del lago los valores de div ersidad en todos los puntos son menores que éste. De acuerdo con Marcus (1980), Margalef (1983) y Branco (1984), un aumento de las condiciones tróficas del sistema implica una disminución en los valores de la diversidad. En el Lago de Tota esta característica es la que parece regir en algunos puntos; los puntos de la Mugre y los Pozos (Lago chico) muestran una diversidad baja asociada a una alta dominancia y una baja uniformidad de algunas especies, con una capacidad superior de adaptación a las condiciones en las que se encuentran. Sin embargo para el punto de Piscicol considerado como eutrófico muestra el valor máx imo de diversidad en el lago. Por lo que podemos deducir entonces que existen factores más complejos que hacen que estos valores de div ersidad sean tan bajos y que adicionalmente no muestren un patrón de comportamiento durante el periodo muestreado. La alta diversidad en el mes de febrero y en diciembre se asocia con la mayor disponibilidad de NO3, mostrando así un incremento en el número de especias que pueden utilizar el recurso, y a su vez la abundancia de la comunidad. Por otro lado el mes de enero presenta una menor concentración de nutrientes y una mayor insolación, factores que esta determinando condiciones fav orables para unas pocas especies (dominantes). Este resultado muestra una gran correspondencia con los valores de dominancia y uniformidad para este mes.

61

7.5. Relación Entre Las Variables Ambientales Y El Fitoplancton (Acc) Según Esteves (1998) los principales factores externos que controlan lagos sin estratificación o con estratificación de corta duración, y en los que la producción fitoplanctónica presenta poca variación a lo largo del año, con v alores moderados son: la precipitación y el v iento, los cuales a su vez ejercen influencia sobre los factores controladores internos, que son principalmente los nutrientes y radiación acuática. Los nitratos y el brillo solar juegan un papel importante en la sucesión de especies en el Lago de Tota, observándose un cambio de dominancia de clorofíceas a cianofíceas. Las cianofíceas se ven fav orecidas por el agotamiento de nitratos y bajas radiaciones, esto debido a la posibilidad de las cianofíceas de fijar nitrógeno en condiciones de radiación óptimas, como es el caso de Microcystis. El agotamiento de los nitratos principalmente se ve provocado por el consumo máximo de nutrientes durante la activ idad fotosintética por parte del fitoplancton, en condiciones máximas de radiación (Wetzel, 1981). Adicionalmente, los nitratos (NO3) al ser el factor limitante en la producción fitoplanctónica, determinan en gran medida la estructura, abundancia y dominancia de las especies en el lago de Tota. La ordenación de los muestreos muestra un gradiente horizontal asociado a la precipitación. De esta manera, en los meses que se mostró mayor precipitación en la comunidad de fitoplancton esta, en cuanto a su abundancia, dominada por Microcystis y Cruciginiella. La especie de Microcystis regula su posición por flotación en el gradiente de luz, de igual manera Cruciginiella presenta un mucílago que le permite disminuir su densidad celular. Adicionalmente este mucílago le permite incrementar la superficie que esta en contacto con el medio circundante y a su vez de regular su medio interno. Gradualmente y cuando el periodo de menos precipitación (seco) se presenta la familia clorococcales (cruciginiella) en may or abundancia, dando paso a Microcystis. En este mes se registra una disminución de nitratos (0.01mg/m3 NO3) y brillo solar (151). El eje v ertical por otro, muestra un gradiente asociado a la presencia de las algas dominante en cada fecha de muestreo. Observándose una dominancia en el mes de enero por parte de la familia clorococcales (cruciginiella), esto se atribuye a al aumento en brillo solar en este periodo, al igual que por la conductiv idad y relación de N/P registrados para este mes. La dominancia esta altamente relacionada con la uniformidad de las especies, es decir, que para los meses con mayor dominancia se observa una uniformidad baja. Al igual que en enero, diciembre presenta una dominancia por las especie de cruciginiella y microcystis pero en una menor proporción, evento reflejado en valor de uniformidad de distribución de las especies en este mes.

62

7.6. Variación de la clorofila El v alor promedio de la clorofila a, esta dentro de un rango de valores que son considerados para un sistema oligotrófico. Según Rivera (1997) y Gav iria (1993) los valores registrados para los lagos de páramo en la cordillera oriental muestran valores que oscilan entre 0.01-0.02 mg/m3 (Embalse de Chuza y Laguna de Chingaza) hasta v alores de 1.34-18.2mg/m3 en el embalse del Neusa. Indicando que la biomasa de estas es baja, con una evidencia de oligotrofia e incluso de situaciones de ultraoligotrofia. El incremento es la concentración de la clorofila a esta ligada a dos procesos principalmente, la primera con el incremento de la biomasa fitoplanctónica por la entrada de nutrientes inorgánicos. Este entrada puede ocurrir ya sea por flujo de nutrientes de la base por mezcla o de la superficie por acción de la precipitación (Ditullio & Laws 1991; Young et al. 1991) El valor máximo de la clorofila a en el mes de febrero puede relacionarse con la abundante biomasa registrada para este mes; sin embargo para el mes de marzo se presentó un alto recuento respecto a la abundancia fitoplanctónica lo cual no se ve relacionado con los valores de clorofila a registrados para este mes, debido probablemente a errores metodológicos en la determinación de la clorofila en los meses de noviembre y marzo, ya que en estos dos meses presentaron los mínimos valores respecto a la media. Las concentración de clorofila a en los diferentes puntos parece no seguir un patrón determinado, que ex plique el aumento o disminución de la concentración. La concentración de los feopigmentos, ofrece un discernimiento de la cantidad de pigmentos degradado en la clorofila a (Catalan, 1990). El método monocromático señala una concentración alta de feopigmentos en mes marzo, esto se puede explicar a razón de la degradación provocada por el método de ex tracción, al igual que factores físicos como la temperatura y exposición lumínica. La concentración de la clorofila a obtenido por el método tricromático presenta valores superiores a los obtenidos por el método monocromático. La técnica de acidificación o monocromático es una corrección del método tricromatico, debido a que este método no corrige los feopigmentos, introduce un error a la cuantificación. Los productos de degradación pueden construir frecuentemente entre el 16 y 60 % o mas del contenido de la clorofila a en el fitoplancton de aguas continentales (GlooschenKo et al., 1972; Riemann, 1978 b). El valor máx imo registrado para el mes de marzo para la clorofila a tricromática muestra una mejor aproximación de lo que esta ocurriendo en la comunidad fitoplanctónica. De este modo, la mayor abundancia

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de marzo se ve reflejada en la concentración de clorofila a cuantificada. Aquí, al igual que en el método monocromático no se logra establecer un patrón que explique la variación espacial en la concentración de la clorofila a. Las concentraciones bajas de la clorofila b y c, se relacionan con la baja abundancia en la que se presentan las clases de algas que poseen estos pigmentos; siendo la correspondiente para la clorofila b la clase de euglenofíceas y para la clorofila c las clases de bacilariofíceas, criptofíceas y dinofíceas.

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8. CONCLUSIONES La dinámica del funcionamiento interna del Lago de características oligotróficas, esta siendo modificado por los aportes aloctonos recibidos en lago Chico. En consecuencia, se presenta una mayor trofía en lago Chico en comparación al lago Grande. El lago de Tota al igual que mayoría de lagos tropicales no presenta una estacionalidad. Por lo que se considera a estos sistema presentan las condiciones optimas para alcanzar altas tasas de crecimiento, sin embargo se observa cierta periodicidad asociada a patrones de lluv ia y fluctuaciones diarias, aunque no tan marcadas como en latitudes templadas. La carencia de una estratificación térmica, permite clasificar al lago de Tota como sistema polimictico con predominancia de una polimixis asociada a la turbulencia provocada por el viento. La concentración de nutrientes bajos (nitrógeno y fósforo), muestra al lago de Tota como oligotrófico, mientras que su proporción (N/P) señala al nitrógeno como el factor limitante del desarrollo fitoplanctónico La dominancia de las clorofíceas y cianofíceas, son respuesta adaptativa a las condiciones cambiantes de medio circundante. De manera tal manera, los principales factores que están determinando la variación temporal reflejada en cambios de dominancia fitoplanctónica son: la concentración de nutrientes, precipitación y disponibilidad de luz. La cuantificación de clorofila a, muestra se mas precisa en método monocromático, ya que esta técnica determina la cantidad de pigmentos funcionales a partir de los productos degradados (feopigmentos). El adecuado uso de esta técnica radica en la diversidad de factores físicos como químicos que degradan las clorofilas en el momento de la ex tracción, entre los cuales encontramos la temperatura, radiación solar, los solventes, etc. En conclusión la cuantificación por medio de conteos de células o a partir de concentraciones de pigmentos (clorofila a) tienden a sobreestimar la biomasa fitoplactónica, en altas concentraciones de comunidades monoespecificas, esto ya que se mide un gran numero de células muertas.

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Anexo N° 1

Puntos Fecha pH Temp °C O2 (mg/l) Cond

(uS/cm) NO3(mg/l) PO4

(mg/l) Bocana 20-Nov-04 8.388 17.7 7.15 83.85 * *

21-Dic-04 8.1465 17.15 8.14 94.7 0.1 0.0855 28-Ene-05 8.1465 14.15 10.015 87.5 0.1 0.038 19-Feb-05 8.5235 17.4 6.465 62.55 0.12 0.03 15-Mar-05 8.5285 18.1 2.24 85 0.1 0.0595

El tunel 20-Nov-04 8.425 24.55 5.575 83.5 * * 21-Dic-04 7.9275 20.2 6.28 86.85 0.1 0.1265 28-Ene-05 8.2725 17.85 12.435 78.8 0.1 0.077 19-Feb-05 8.567 16.05 7.445 52.4 0.135 0.03 15-Mar-05 8.2875 16.15 1.63 85 0.1 0.051

Hato laguna 20-Nov-04 8.2125 18.55 7.275 76.17 * * 21-Dic-04 8.176 16.45 7.43 90.4 0.1 0.068 28-Ene-05 8.7005 16.35 10.155 98.05 0.1 0.064 19-Feb-05 8.356 16.9 6.535 46.65 0.12 0.03 15-Mar-05 8.5275 15.5 1.885 87 0.1 0.077

La mugre 20-Nov-04 9.05 16 9.655 92.95 * * 21-Dic-04 8.345 29 5.97 101.85 0.1 0.09 28-Ene-05 8.4555 15.55 10.055 108.45 0.1 0.13 19-Feb-05 8.498 15.95 6.525 97.3 0.12 0.03 15-Mar-05 8.553 16.55 2.165 86 0.1 0.0295

Los pozos 20-Nov-04 8.35 16.5 7.52 88.5 * * 21-Dic-04 8.3525 16.55 7.15 86.6 0.1 0.086 28-Ene-05 8.643 16.9 14.485 86.4 0.1 0.0725 19-Feb-05 8.693 15.5 5.405 86.9 0.15 0.04 15-Mar-05 8.4305 14.15 1.795 89.5 0.1 0.068

Piscicol 20-Nov-04 8.578 15 8.695 86.8 * * 21-Dic-04 8.4215 16.35 8.115 102.2 0.125 0.0855 28-Ene-05 8.6095 14.1 10.33 109 0.1 0.0855 19-Feb-05 8.501 14.9 6.11 95.35 0.12 0.035 15-Mar-05 8.52 17.5 2.16 83.5 0.1 0.038

Playa blanca 20-Nov-04 8.106 15.7 7.865 70.5 * * 21-Dic-04 7.928 21.2 6.41 88.85 0.1 0.077 28-Ene-05 8.4005 24.95 11.775 95.8 0.1 0.0295 19-Feb-05 8.4795 16.3 6.925 69.45 0.135 0.03 15-Mar-05 8.4145 14.9 1.715 88.5 0.1 0.0425

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Anexo N°2

Clase Orden Familia Morf o

BACILLARIOPH YCEAE ACHNANTHALES ACHNANTHACEAE Achnanthes COCCONEIDACEAE Cocconeis BACILLARIALES BACILLARIACEAE Nitzschia claussi Nitzschia fossilis Nitzschia pura Nitzschia sp CYMBELLARES CYMBELLACEAE Cymbella sp1 Cymbella sp2 Gomphonema acuminatum Gomphonema sp Gomphonema truncatum EUNOTIALES EUNOTIACEAE Eunotia NAVICULALES AMPHIPLEURACEAE Frustulia NAVICULACEAE Navicula PINNULARIACEAE Pinnularia RHOPALODIALES RHOPALODIAC EAE Ephitemia THALASSIOPHYSALES CATENULACEAE Amphora FRAGILARIOPHYCEAE FRAGILARIALES FRAGILARIACEAE Diatoma Fragilaria TABELLARIALES TABELLARIAC EAE Tabellaria COSCINODISCOPHYCEAE AULACOSIR ALES AULACOSIR ACEAE Aulacoseira MELOSIRALES MELOSIRACEAE Melosita Melosira sp2 THALASSIOSIR ALES STEPHANODISCAC EAE Cyclotella Cyclotella stelligere CHLOROPHYCEAE CHLOROCOCCALES CHLOROCOCCACEAE Tetraedron minimum COCCOMYXACEAE Elokatothrix gelatinosa HYDRODICTYACEAE Pediastrum OOCYSTACEAE Kirchneriella Nephrocytium Schroeterii Oocystis marssonii Trochiscia arguta PALMELLACEAE Sphaerocystis schroeteri Sphaerocystis sp1 tetraspora Sphaerocystis sp2 SCENEDESMACEAE Coelastrum Crucigeniella Scenedesmus brevispina Scenedesmus ecornis ULOTHRICALES MICROSPORACEAE Microspora

Microspora floccosa /Uronema

ULOTHRICACEAE Hormidium

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VOLVOCALES VOLCOCACEAE Eudorina ZYGNEMATALES DESMIDIACEAE Closterium ehrenbergii Closterium PARVULUM Closterium sp Cos marium portianum Des midium Hyalotheca Pleurotaenium Sphaerozos ma aubertianum Staurastrum brebissonni Staurastrum gracile Staurastrum leptocladum Staurastrum manfeldtii staurodesmus lobatus Xantidium sp Sp1 Sp2 CRYPTOPHYCEAE CRYPTOMONADALE CRYPTOMONADACEAE Cryptomonas Chroomonas CYANOPHYCEAE CHROCOCCALES CHROOCOCCACEAE Microscystis NOSTOCALES NOSTOCACEAE Anabaena OSCILLATORIOCEAE Oscillatoria DINOPHYCEAE PERIDINALES CERATIACEAE Ceratium PERIDINIACEAE Peridinium EUGLENOPH YCEAE EUGLENALES EUGLENACEAE Trachelomona Trachelomona Armata Trachelomona megalantla Chlococcom phytelius viridis Sp5 sp9 Spyrogira

Anexo N°3

Comparación de medias de la abundancia de la comunidad fitoplanctónica (células/ ml) en los cuatro meses de muestreo

Grupos FECHA Media Homogeneos --------- ---------- ----------- Marzo 56.668 I Febrero 53.123 I I Enero 39.789 .. I Diciembre 16.910 .... I

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Anexo N°4 Técnica Monocromatica Tecnica Tricromatica

Puntos Fecha Chl a

(mg/m3) Feof itina (mg/m3)

Chl a (mg/m3)

Chl b (mg/m3)

Chl c (mg/m3)

Piscicol Nov -04 0.223 0 0.668 0.69 0.719 La mugre Nov -04 0.295 0 0.601 0.522 0 Bocana Nov -04 0.440 0.267 0.668 1.512 1.156 Hato laguna Nov -04 0.234 0 0.390 0.773 1.055 El tunel Nov -04 2.434 0 3.084 0.256 0.155 Los pozos Nov -04 0.292 0 0.668 0.892 0.796 Play a Blanca Nov -04 0.312 0 0.801 0.643 0.768 Piscicol Dic-04 0.677 0 1.225 0.761 0.595 La mugre Dic-04 3.565 0 4.162 0.682 0.503 Bocana Dic-04 2.831 0 3.872 0.239 0.181 Hato laguna Dic-04 2.405 0 3.447 0.285 0.138 El tunel Dic-04 2.397 0 3.342 0.323 0.055 Los pozos Dic-04 2.849 0 3.605 0.37 0.243 Play a Blanca Dic-04 0.736 6.088 1.832 0.145 0.219 Piscicol Ene-05 2.146 0 2.706 0.302 0.094 La mugre Ene-05 3.253 0 4.460 0.451 0.062 Bocana Ene-05 3.215 0 4.568 0.486 0.131 Hato laguna Ene-05 2.918 0 3.888 0.526 0.087 El tunel Ene-05 1.873 0 2.499 0.315 0.077 Los pozos Ene-05 2.939 0 3.262 0.509 0.143 Play a Blanca Ene-05 2.742 0 3.755 0.499 0.148 Piscicol Feb-05 2.023 0 3.193 0.292 0.099 La mugre Feb-05 2.853 3.416 3.471 0.389 0.195 Bocana Feb-05 2.396 0 3.008 0.334 0.192 Hato laguna Feb-05 2.440 0 3.311 0.367 0.136 El tunel Feb-05 2.786 2.706 3.751 0.409 0.095 Los pozos Feb-05 3.800 0 4.496 0.539 0.155 Play a Blanca Feb-05 1.762 0 3.464 0.326 0.395 Piscicol Mar-05 1.957 7.385 2.359 0.206 0.052 La mugre Mar-05 2.386 4.112 3.965 1.235 0.926 Bocana Mar-05 1.748 0 4.141 0.253 0.119 Hato laguna Mar-05 0.630 14.029 0.761 0.864 0.973 El tunel Mar-05 1.301 18.853 0.000 0.14 0.039 Los pozos Mar-05 2.227 6.339 6.141 0.375 0.539 Play a Blanca Mar-05 1.609 17.869 0.000 0.195 0.117

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