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Universidad de Colima
marinas.
FACULTAD DE CIENCIAS MARINAS
EFECTO DE LA SALINIDAD SOBRE EL CRECIMIENTO YSOBREVIVENCIA EN POSTLARVAS Y JUVENILES DE
CAMARON BLANCO Penaeus Vannamei(Boone, 1931), BAJO CONDICIONES
DE LABORATORIO
T E S I S
Que para obtener el Título de Maestría en
CIENCIAS: ÁREA DE ACUACULTURA
PRESENTA:
MARÍA CRUZ RIVERA RODRÍGUEZ
Manzanillo, Col., Octubre de 1998.
Manzanillo, Col. a de de 1998
M. C. Adrián Tintos GómezDirector de la Facultad de Ciencias MarinasPresente.
Estos que sucriben, Sinodales de esta Comisión nombrada para examinar elmanuscrito de Tesis titulado:“EFECTO DE LA SALINIDAD SOBRE EL CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIADEL CAMARÓN BLANCOLABORATORIOque presenta la candidata alÁREA ACUACULTURA,
MARÍA
Penaeus vannamei, BAJO CONDIClONES DE
Grado Académico de MAESTRÍA EN CIENCIAS:
CRUZ RIVERA RODRÍGUEZ
manifiestan su aceptación a dicho trabajo en virtud de que satisface los requisitosde calidad para la obtención del grado, señalados por las disposicionesreglamentarias y que se han hecho las correcciones que cada uno en particularconsideró pertinentes para su presentación.
A t e n t a m e n t eDirector de Tésis
ro Otto Meyer Willerer
Sinoda suplente1
Gómez
M. C. Evan
RESUMEN
Estudios sobre la adaptación de los camarones peneidos en diferentescondiciones ambientales, en especial de agua salada a agua dulce, fueronrealizados para ampliar la potencialidad de su cultivo, El camarón blancoPenaeus vannamei es considerado uno de los más tolerantes a cambios delmedio tales como temperatura, salinidad y sensibilidad a la luz..
Las condiciones del medio con interactivas y dinámicas y cada uno de los factores afecta a otras variables produciendo cambios que influyen en laSobrevivencia, conversación alimenticia y tasa de crecimiento. El camarónblanco Penaeus Vannamei es un robusto crustáceo que es producido en sistemas de cultivo intensivo soportando altas densidades. Las postlarvas quese ven afectadas por el virus IHHN conocido en el idioma inglés Infectious Hypodermal and Hematopopoietic Necrosis, al ser colocadas en un ambiente salobre presentan un crecimiento asintomático, cargando con el virus hastaalcanzar tamaño comercial. Esta es una de las razones de por que los acuacultores prefieren el cultivo del camarón blanco en agua salobre entre 2 y4 g/l de salinidad. Sin embargo las cosechas no son tan buenas como en aguamarina.
Una serie de pruebas fueron conducidas en acuarios bajo condiciones controladas para determinar las tasas de crecimiento y sobrevivencia depostlarvas y juveniles de P. vannamei que presentaron el virus IHHN. Laspostlarvas fueron adquiridas con una salinidad de 3.0 g/l. Las pruebasexperimentales fueron dos: para la primera se realizaron cuatro tratamientosexperimentales con una salinidad de 0, 11, 22, y 23 g/l. para la segunda pruebaa 0 y 1 g/l de salinidad agregando agua verde y utilizando como factoresindirectos la luz y oscuridad. Las mezclas para obtener las respectivassalinidades se realizaron con agua marina y agua limpia municipal libre decloro. La adaptación a las diferentes salinidades se realizó de forma gradual enpromedio de dos semanas. Los resultados obtenidos muestran que el camarónblanco P. vannamei a 0. g/l de salinidad bajo condiciones de laboratorio no sobrevive a salinidad de 11 g/l presentan mejor crecimiento y sobrevivenciaque a 22 y 33 g/l de salinidad.
El presente trabajo de tesis fue desarrollado con el apoyo económico del
SIMORELOS dentro del proyecto 9641417, y el apoyo técnico y físico del. *
Centro Universitario de Investigaciones Oceanográficas de Ia Universidad de
Colima con la dirección del Dr. Alejandro Otto Mever Witlerer. Parte de este
trabajo fue publicado en las Memorias del Tercer Simposium Internacional sobre
Salud en Animales Acuáticas. Agosto 30 a Septiembre 3, 1998. Baltimore,
Maryland USA. Pag. 221.
AGRADECIMIENTOS
AI Dr. Alejandro Meyer, por su gran esfuerzo paciencia y constancia para
dirigir este trabajo ... gracias.
Ulloa, además por el apoyo del Laboratorio de Barra de Navidad de La
Barragán y M.C. Evangelina Parra Covarrubias.
Al Director de la Facultad de Ciencias Marinas M. C. Adrián Tintos
Gómez.
AI Director del CEUNIVU de la Universidad de Co1ima, Dr. Juan Gaviño
Rodríguez.
Al comité tutorial por sus acertadas correcciones, M. C. Manuel García
Universidad Autónoma de Guadalajara a su digno cargo Dr. Manuel Patiño
DEDICATORIA
Existen dos personas a quienes les agradezco la confianza y la fe en mi en todo
lo que realizó a mi madre y padre. Ana y David
Al nuevo integrante de mi vida que me ha motivado para seguir en la lucha
constante de esta vida a mi esposo Derian.
A ustedes hermanos
Que siempre me han brindado eI apoyo incondicional en las buenas y malas,
Angélica, Luis Maricela y David,
A mi gran abuela y sobrinas.
A mis queridos amigos de Cuyutlán, Margoth, Lulys, Ed, Raúl, Rocío, Irma,.
Rafa y Tzetzangari.
CONTENIDO
Página
1. INTRODUCCIÓN
II. ANTECEDENTES
2.l Cultivo de camarón Generalidades
2.2 Ciclo de vida
2.3 Desarrollo larvario
2.4
III.
3.1
IV.
4.1
Salinidad
2.5 El camarón comercial en México
2.6 Justificación
OBJETIVO GENERAL
MATERIALES Y MÉTODOS
Organismos experimentales
4.1 Aclimatación
4.2 Tratamientos experimentales
4.3 Unidades experimentales
4.4 Análisis estadístico
1
3
4
6
6
10
12
14
16
16
17
18
18
18
19
20
Objetivos particulares
Página
V. RESULTADOS
5.1 Prueba 1
5.1.1 Calidad de agua
5.1.2. Crecimiento y sobrevivencia
5.2 Prueba 2
5.2.1 Calidad del agua
5.2.2 Crecimiento y sobrevivencia
5.2.2.1 Primer análisis
5.2.2.2 Segundo análisis
5.2.2.3 Tercer análisis
5.2.2.4 Cuarto análisis 34
VI. DISCUSIÓN
VII. CONCLUSIONES
LITERATURA CITADA
21
21
21
26
26
26
26
30
32
35
39
40
LISTA DE TABLAS
TabIa 1 Estudios realizados sobre al efecto de la salinidad en peneidos
Tabla 2 Producción estimada por Estado de cultivo de camarón
Tabla 3 Aclimatación de Organismos experimentales
Tabla 4 Resultados de la primera prueba experimental
Tabla 5 Primer análisis da la segunda prueba experimental
Tabla 6 Segundo análisis de la segunda prueba experimental
Tabla 7 Tercer análisis de la segunda prueba experimental
Tabla 8 Cuarto análisis segunda prueba experimental
ll
13
22
22
26
30
32
34
Página
LISTA DE FIGURAS
Figura 1
Figura 2
Figura 3
Figura 4
Figura 5
Figura 6
Figura 7
Figura 8
Figura 9
Figura 10
Figura 11
Figura 12
Figura 13
Figura 14
Figura 15
Figura 16
Figura 17
Ciclo de vida de Penaeus sp
Desarrollo larvario de Penaeus sp
Variación de la temperatura registrada de Ia prueba 1
Oxígeno disuelto y pH registrada en la prueba 1
Valores registrados del ion Amonio y Nitrito en la prueba 1
Crecimiento de P. vannamei bajo diferentes salinidades prueba 1 .
Sobrevivencia de P. vannamei bajo diferentes salinidades prueba 1
Variación de la temperatura registrada de la prueba 2
Oxígeno disuelto y pH registrada en la prueba 2
Valores registrados del ion Amonio y Nitrito en la prueba 2
Primer análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2
Primer análisis de sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2
Segundo análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2
Segundo análisis de sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2
’Tercer análisis de crecimiento de P. vannamei en la prueba 2
Tercer análisis de: sobrevivencia de P. vannamei en la prueba 2
Página
5
8
9
23
23
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25
27
27
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29
29
31
31
33
33
Anatomía de Penaeus sp
I. INTRODUCCIÓN
El cultivo de camarón a nivel mundial ha ido adquiriendo mayor importancia como
complemento de la producción pesquera ya que esta última esta llegando a su máximo de
hExiste una producción mundial de camarón cultivado con una estimación de 660,
200 toneladas métricas (Rosemberry, 1997). Para el Oeste, del Hemisferio son 198,200
toneladas métricas y para el Hemisferio del Este se registraron 462,000 toneladas métricas
sutentabilidad (Villarreal, 1995).
que representan el 70 % de la producción mundial. México ocupa el segundo lugar en la
producción mundial para el Hemisferio Oeste con 220 granjas destinadas al cultivo del
crustáceo en cuestión.
El cultivo de camarón en México se basa en la producción del camarón blanco
Penaeus vannamei (Boone, 1931), una especie adaptada al cautiverio en la región tropical,
en donde se: logran de 2 a 3 cosechas por año (Rosemberry, 1971. Debido al empeño por
tos acuacultores que se dedican aI cultivo de camarón de aumentar la producción, nace la
necesidad de optimizar las sistemas productos actualmente en uso en el país.
El Estado de Colima cuenta con una región geográfica privilegiada para el cultivo
de camarón estimándose un área aproximada con potencial acuícoIa de 3,470 hectáreas
divididas de la siguiente forma: 1,525 hectáreas para eI cultivo de: organismos de agua
dulce y 1,945 hectáreas, para el cultivo de organismos en agua salada. Se estiman 1,950
hectáreas en las que se sugiere efectuar estudios de factibilidad y pruebas (Avila, 1995).
Estudios sobre la adaptación de los organismos a diferentes condiciones ambientales
en especial de agua salada a agua dulce, se realizan para obtener una mayor potencialidad
de su cultivo. En el caso de camarones peneidos, presentan uin proceso con alto grado de
capacidad de osmorregulación a los diferentes factores ambientales (Anger, 1996) en
especial a la salinidad, la cual es considerada cama uno de los parámetros básicos del
media del cultivo de camarón marino (Bray et. al., 1994).
Para desarrollar mejores tecnologías de producción es importante entender que el
estanque es un ecosistema, con un flujo de energía que puede ser parcialmente manipulado
para aumentar la biomasa de una especie (Villarreal y Martínez-Córdoba,1994).
Los estudios que: se han venido realizando sobre el efecto des la salinidad en el
camarón han considerado que concentraciones de salinidad entre 15 y 25 g/l (gramos por
litro) son las más apropiadas para el mejor crecimiento del camarón blanco Penaeus
vannamei (Boyd, 1989).
El camarón blanco es una de las especies más importantes entre las cultivos de
crustáceos por su volumen de cosecha y su facilidad para reproducirlo en laboratorio
(Meyer- Willerer y Parra-Covarrubias, 1996).
También es importante mencionar que; es una de las especies que soporta
condiciones muy adversas a las del cultivo normal (Ogle et al,, 1987), La salinidad tiene
fisiológicos y ecológicos, fa salud del animal permite medir Ia respuesta a parámetros del
ambiente, Villarreal y Rivera (1992) mencionan que la salinidad tiene un efecto sobre el
consumo del oxígeno en rangos de alta salinidad.
El presente estudio tiene la finalidad de evaluar el efecto de la salinidad en el
crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y juveniles de camarón blanco Penaeus
vannamei bajo condiciones de laboratorio.
una influencia directa sobre el camarón en varias formas las cuales recaen en efectos
II. ANTECEDENTES
De los estudios relacionados con el efecto de las concentraciones de diferentes
salinidades sobre el crecimiento y sobrevivencia de camarones peneidos podemos citar las
siguientes en cuanto a la salinidad óptima para eI cultivo de camarón, no ha sido
experimentalmente comprobada, pero 15 y 25 g/l es considerada por Boyd, (1989) como
ideal.
Bray et al., (1994), realizaron un experimento para evaluar la adaptabilidad del
camarón blanco P. vannamaei a salinidades de 5-49 g/l, los mejores resultados las
obtuvieron a la salinidad de 5 y 15 g/l Villarreal et al,, (1994) mencionan que existe un
mayor consumo de: oxigeno por parte del camarón cuando se encuentra en un media can
altas concentraciones de salinidad.
Por otro lado Ogle et al., (1987) realizaron un estudio con P. vannamei en donde la
mejor adaptación se logró a bajas salinidades, y en donde los camarones más jóvenes.
presentaron menor capacidad de adaptación que las adultas, los mismas investigadores en
un segundo experimento con postlarvas PL-22 a una temperatura de: 28ºC y 30°C
observaron un mejor crecimiento en salinidades entre 4 y 8 g/l.
conocido en hábitats de aguas de 1-2 g/l así como hipersalina de 40 g/l.
Menz y Blake (1980) y Stern et. al., (1990) encontraron que P. vannamei es
Hasta la fecha no se han reportado estudios de lo efectos de sobrevivencia y
crecimiento del camarón blanco P. vannamei a 0 ppm.
2.l CULTIVO DE CAMARÓN. GENERALIDADES
ACUACULTURA
La acuacultura se puede dividir en diversas ramas de acuerdo con al grupo
taxonómico de las especies que se cultivan en este caso estaremos hablando de la
Posición taxonómica:
Phylum
Clase
Subclase
Superorden
Orden
Suborden
Tribu
Familia
Subfamilia
Género
Especie
Zamorano, 1986
Eucarida
Decapoda
Natantia
Penaeidaa
Penaeidae
camaronicultura.
Dentro de la clase Crustácea se incluyen a los camarones peneidos, organismos
mandibulados con apéndices birrameos articulados, con dos partes de antenas y
caparazón (Fig. 1).
Crustácea
MaCrustácea
Penaeinae
Penaeus
Penaeus vannamei
ANATOMÍA D E CAMARÓNEXTERNA
Si
2.2 CICLO DE VIDA
El ciclo da vida de un camarón peneido se puede dividir en 6 fases: embrionaria,
tiene hábitos completamente oceánicos (Fig. 2). Las diferencias morfofisiológicas de cada
fase o estadío se manifiestan en sus hábitos ecológicos y finalmente en su distribución. Así
2.3 DESARROLLO LARVARIO
El desarrollo larvario consta de las siguientes estadíos (Fig. 3):
Nauplío:
Presenta cuerpo periforme con tres pares de apéndices Primeras antenas segundas
antenas y mandíbulas con función natatoria (Kitani y Alvarado, 1982; CICTUS, 1986).
Se alimenta del saco vitelino, presenta fototactismo positivo y, dependiendo de la
especie que se trate, comprende de 5 a 6 subestadíos, Miden desde 0.32 mm de longitud en
nauplio 1 y hasta 0.58 mm en nauplio VI (Arce, 1989).
Zoea:
Presenta 3 subestadíos que se caracterizan por cambias morfológicos y sus
respectivas mudas, El cuerpo se divide en dos partes principalmente: un caparazón con
forma hexagonal irregular y la porción posterior dividida en un tórax con seis segmentos y
un abdomen no segmentado (Kitani y Alvarado, 1982; CICTUS, 1986).
larval, juvenil, adolescente, preadulta y adulta.
La fase larval y juvenil son principalmente esturinas. En la fase adolescente los
caracteres sexuales ya son distinguibles y el animal migra hacia el mar y en la fase adulta
(Chapa, 1980).
EI estadio de zoea se considera la etapa más difícil del desarrollo larvario del
camarón Ya que es aquí cuando se inicia la alimentación a partir del medio natural. Presenta
fotactismo positivo y se alimenta de fitoplancton (RPI, 1989).
Mysis:
El cuerpo se alarga y adquiere una apariencia similar a la postlarva. Uno de los
rasgos particulares del estadío de mysis es la forma de nadar Esta se produce en su mayor
parte con la cabeza, hacia abaja y avanzando hacia atrás, con el abdomen hacia adelante, Se
alimenta de fitoplancton, zooplancton y materia orgánica (Kitani y Alvarado, 1982;
CICTUS 1986).
Postlarva:
El paso de misys a postlarva va acompañando de cambios poca notorios, Lo más
importante son la desaparición de los exopoditos de los pereiópodos y el dasarrollo de setas
en los pleópodos, que su vez se convierten en los apéndices natatorias, Las postlarvas se
alimentan principalmente de zooplancton. (Chapa, 1980).
Figura 2. Ciclo de vida de un camarón peneido (RPI, 1989).
VAMYSIS 3
MYSIS 1
* PROTOZOEA 3
PROTOZOEA 2
Figura 3. Desarrollo larvario de Penaeus sp. (Casillas, 1991).
1
N
2.4 SALINIDAD
La salinidad es considerada una de las propiedades más importantes del agua del
mar, las aguas oceánicas oscilan entre 34 y 38 g/l. La salinidad de una muestra de capa es
definida por la cantidad total de materiales sólidos expresada en gramas, contenidos en un
kilogramo de agua de mar, cuando todos los carbonatos han sido pasados a óxido, las
bromuros y yoduros reemplazadas por cloruros y toda la materia orgánica completamente b .
oxidada secada a 480 °C, dando un error de 0.45 % can respecto a la cantidad de sales
disueltas (Chávez G., 1986). En la tabla 1 se observa algunos estudios realizados can
camarones peneidos.
3 “ .
Tabla 1. Estudios realizados por diferentes autores acerca de la adaptación de camaronespeneidos a diferentes concentraciones de salinidad.
Especie
P. japonicus
P. setiferus
P. vannamei
Salinidad (g/l)
6-26 0 Chamarttier et al, 1989
15-46 100 Flores, 1994
32 39.2 Ogle et al. , 1989
16 97.8 ''
8 83.3 ''4 63.4 ''
2 40.3 ''P. vannamei 49 Peso 2.4 g Bray et al, 1994
35 12.2 g ''
25 10.8 g ''
15 11.1 g ''
Sobrevivencia ( % ) Referencia
P. notialis 20-40 100 Crego, 1988 P. Keratus 25 100 Mourante et al., 1997 P. schmitt 25 100 Rosas et al.,I997
5 9.8 g ''
Existen ocho especies de Camarones de importancia comercial en los litorales
mexicanas, de las cuales cuatro se distribuyen en el litora1 del Pacífico, (P. vannamei, P.
stylirostris, P. californiensis y P. brevirostris), tres en el Golfo de México (P. aztecus P.
duorarum y P. setiferos y en el Mar en el Caribe; P. brasilieasis). De estas especies el.
camarón blanca Penaeus vannamei es de mayor importancia debido a sus atributos*
biológicos y tecnología de cultivo, el cual se ha convertido en el de mayor preferencia en.
nuestro país y en todo el continente americano mostrando crecimientos hasta mayares de
1.5 g/semana (Flores, 1994). En segundo término se encuentra el camarón azul Penaeus
styrostris. En el hemisferio Norte, México ocupa el segundo lugar en el porcentaje de
producción (Rasemberry, 1997).
En el estado de Colima, se estableció recientemente un laboratorio de venta de
postarvas de camarón blanco Penaeus vannamei iniciativa que ha impulsado a los
inversionistas a invertir en el cultiva de: camarón, en granjas en las que anteriormente se:
producía el langostino. De Ias primeras cosechas se ha obtenido una buena producción en
agua dulce. La tabla 2 representa la producción de camarón en México.
2.5 EL CAMARÓN COMERCIAL EN MÉXICO
Tamaulipas 7 300 400
Chiapas 2 150 300
Mérida 1 45 90
Campeche 1 20 36
Baja California 1 15 50
Total 215 23,330 16,276
T
Tabla 2. producción estimada por estado de granja de camarón en México
Estado No. de granjas Héctareas Toneladas métricas
S
Sinaloa 153 18,600 11,100
Sonora 20 2,700 3,800
Nayarit 30 1,500 500
2.6 JUSTIFICACIÓN
Por tal razón surge la inquietud de conocer cuales podrían ser los efectos de la
salinidad en el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y, juveniles de camarón blanco
Penaeus vannamei cultivado en condiciones de baja ó nula salinidad Así, como la
observación de los diferentes factores indirectos como la luz que puedan afectar la
sobrevivencia en condiciones adversas.
desarrollado a bajas salinidades, reduce el efecto del virus conocido en el idioma inglés
Infectious Hypodermal and Hematapopoietic (IHHN) Bray et. al., 1994.
El Estado de Colima cuenta con una gran extensión de territorio que colinda con el
La capacidad de algunos crustáceos de adptarse a diferentes concentraciones de
salinidad ha llevado a la necesidad de realizar estudios relacionados con la capacidad de
osmorregulación de los peneidos a diferentes condiciones de su hábitat natural, ya que son
los camarones al igual que otros crustáceos los que actualmente presentan una gran
demanda en el mercado, principalmente en el cultivo de camarón blanco Penaeus
vannamei.
En el estado de Colima las granjas de cultivo de camarón de agua dulce (langostino)
construidas en 1980 se han enfocado actualmente en granjas de cultivo de camarón blanco
Penaeus vannamei, García en la revista de Shrimp Faring 1997 menciona que este
problema es debido a la escacez de las postlarvas de langostino, además las temperaturas
del agua para el cultivo de camarón en las costas de Colima son adecuadas durante todo el
año.
Es muy importante mencionar que se han realizado estudios en donde se ha
encontrado que el camarón blanco P. vannamei en condiciones de laboratorio y
mar el cual es adecuado para establecer granjas de cultivo de camarón.
El presente estudio tiene la finalidad de evaluar la respuesta del efecto de la
salinidad en un rango de 0 a 33 g/l sobre el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y
juveniles de camarón blanco P. vannamei, lo que podría proporcionar resultados que
permitirían ampliar el área de explotación para camarón marino en lugares donde las
fuentes de abastecimiento de agua sea de baja salinidad.
III. OBJETIVO GENERAL
* Determinar el efecto de la salinidad en el crecimiento y sobrevivencia de postlarvas y
3.1 OBJETIVOS PARTICULARES
l Evaluar el crecimiento y la sobrevivencia de postlarvas de camarón blanco Penaeus
vannamei baja cuatro diferentes salinidadas (0, 1, 22, y 33 g/l (partas por mil)).
vannamei a salinidades de 0 g/l de salinidad considerando como factores indirectos la luz y
oscuridad.
* Determinar la tasa de crecimiento, el porcentaje de sobrevivencia en postlarvas y juveniles
de P. vannamei bajo las diferentes salinidades experimentales.
juveniles del camarón blanco Penaeus vannamei en condiciones de laboratorio.
Evaluar el crecimiento y la sobrevivencia de juveniles de camarón blanco Penaeus
IV. MATERIALES Y MÉTODOS
postlarvas de P. vannamei (prueba 1) y juveniles (152 días de edad) de P. vannamei
(prueba 2). Para la prueba das se utilizaran dos factores luz y oscuridad para observar si
estos participan en una forma indirecta en el efecto de la sa1inidad.
4.l ORGANISMOS EXPERIMENTALES
El cultivo se realizó con una densidad inicial de 100 PI-1 6 por acuario se tuvieron
un peso inicial promedio de 3.98 mg después del periodo de aclimatación se seleccionaron
720 postlarvas de acuerdo a su tamaño que se determinó por media de una balanza digital
(con precisión de +-O,OOl g), Se colocaron 60 organismos par acuario, alimentándose con
total, ta alimentación se realizó tres veces al día (9, 3 y 8 am) 7 días de cada semana
durante 45 días.
alimentándase a base de una dieta comercial de 35 % de proteína, tres veces al día, por 7
días de cada semana durante 60 días, la cantidad de alimento que se proporcionó fue de 15
%
Se realizaron dos experimentos en el presente estudio, en donde se utilizaron
Prueba 1: Se utilizaron 120 postlarvas PL-16 de P. Vannaei obtenidas del
Laboratorio comercial Acuagranjas localizado en Tecuanillo, Mpio. de Tecomán Colima
que se tenían adaptadas a 3 g/l de salinidad, mismas que fueron trasladadas al laboratorio del
CEUNIVO de la Universidad de Colima para su posterior aclimatación.
Una dieta comercial para camarón " marca Api-aba (Anderson Clayton) iniciarina" con 40
% de proteína la cantidad de alimento proporcionado fue del 20% acuerdo a la biomasa
Prueba 2: En esta prueba se utilizaron 300 juveniles de P. Vannamei (152 días de)
Edad) acordando un tamaño estándar (+- 0.58) la densidad fue de 25 organismos por acuario,
4.1.1 ACLIMATACIÓN
El agua marina se obtuvo del labaratorio de Ciencias Marinas de Barra de Navidad
salinidades adecuadas.
de acuerdo a la biomasa total. El incremento de peso de los organismos fue calculado como
gramos ganados semanalmente mediante una balanza digital (+- 0.0001 g).
salinidades (0.11,22 y 33 g/l equivalentes a partes por mil y temperaturas (27°C +- .05)
°C se realizó en cada unidad experimental que se encontraban con una salinidad inicial fue
de 3 g/l (partes por mil) a las cuales se les adicionaba 11 horas diarias de goteo de agua
marina hasta alcanzar las salinidades experimentales, en promedio esta aclimatación duró 9
días para el tratamiento de 33 g/l de salinidad descendiendo en tiempo para el tratamiento
de 11 g/l de salinidad. Para el tratamiento de 0 g/l de salinidad se realizó a la inversa se
adicionó agua dulce hasta quedar en 0 g/l de salinidad.
de la Universidad Autónoma de Guadalajara, para realizar los recambios de agua se
Mezclaba previamente agua marina con agua potable libre de cloro activo para obtener las
4.2 TRATAMIENTOS EXPERIMENTALES
lux).
22 y 33 g/l (gramos por litro) como tratamiento control. Cada tratamiento se realizó por
triplicado con 60 organismos por acuario, 6 de los acuarios estuvieron bajo condiciones de
oscuridad casi total (1 a 3 luz) medida con un luxímetro marca Extech. Durante la limpieza
y el recambio de agua se tenía luz difusa (100-150 lux) en un período de 20 minutos y los
otros 6 acuarios con luz artificial durante las 24 horas del día con una intensidad (300-400
Prueba 1. Para esta prueba se utilizaron cuatro tratamientos experimentales a 0, 11,
Para la primera prueba experimental la adaptación de los organismos a las diferentestes
Prueba 2. Se utilizaron das tratamientos experimentales 0 y 1 g/l , 6 de los acuarios
Se utilizaron 12 acuarios de vidrio de 0.60 x 0.40 x 0.41 m con 24 litros de agua
difusores de aire y se realizó un recambio diario de agua del 70 % filtrada por un filtro de
1.0 um.
1.- Oxígeno disuelto (mg/1) (+-0.01 g/l) mediante oxímetro (marca YSI)
1.- Amonio (ug/l) mediante análisis colométrico fenol-nitroprusiato.
estuvieron casi en completa oscuridad, y los otros 6 con luz artificial de la misma forma
que el experimento anterior. La densidad de saiembra fue de 25 organismos por acuario.
En ambos experimentos los organismos se mantuvieron a una temperatura de 27 °C
+- 0.5 °C, se proporcionó una aireación para mantener como mínimo una concentración de 5
mg/l de oxígeno disuelto. Loa tratamientos experimentales se distribuyeron aleatoriamente
por triplicado en el sistema, con el fin de evitar cualquier efecto de luz o temperaura en la
pecera de vidrio.
4.3 UNIDADES EXPERIMENTALES
cada uno, los cuales se utilizaron para dos pruebas, todos los acuarios fueron provistos con
En cada unidad experimental se realizará unmonitoreo diario a las 9:00 am de los
siguientes parámetros de calidad de agua:
2.- Temperatura (°C) oxímetro (+-0.1) (marca YSI)
4.- Salinidad por emdio de un refráctrometro ocular (marca ATAGO) (+- 1 g/l)
3- pH mediante electrodo y potenciómetro calibrada +- 0.1 unidades) (marca ORION)
de calibración.
4 .4 ANÁLISIS ESTADÍSTICO
En el estudio, la hipótesis nula (Ho), define que los tratamientos experimentales no
producen diferencias en el rendimiento del camarón con respecto al tratamiento contral, Por
otro lado, la hipótesis alterna (Ha), nos indica que hay diferencias entre los tratamientos.
La evaluación estadística de crecimiento y sobrevivencia se realizó utilizando el
paquete para computación STATGRAPHICS (1993), mediante el análisis de varianza, la
prueba de rangos múltiple. Adicionalmente el análisis de cajas para evaluar las diferencias.
entre las medias de las muestras experimentales.
Los parámetros experimentales para el rendimiento del camarón comprenden lo
siguiente:
Tasa de crecimiento
Definida por el incremento de peso en un tiempo determinado Para el análisis
estadístico estará representada por la pendiente de la línea de regresión del peso (gramos),
contra el tiempo (días). Las diferencias entre los tratamientos se definieron por el análsis
de varianza del método estadistico ya mencionado anteriormente.
Tasa de sobrevivencia
Se determinó mediante la fórmula utilizada por Cruz et al., (1993).
2.- Nitrito (ug/l) mediante análisis colorimétrico con formación de coloración azo y curva
TS= No. final de animales / No. inicial de animales x 100
V. RESULTADOS
5.1 PRUEBA 1
La temperatura, el oxígeno disuelto, y pH, se muestran en las figuras 4, 5
respectivamente (promedio semanal de cada tratamiento). La figura 6 presenta los valores
promedio por semana obtenidos por extrapolación de curvas estándar para amonio total y
nitrito.
5.1.2 CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIA
Durante el periodo de aclimatación los organismos presentaron respuestas diferentes
en cuanto a la sobrevivencia (Ver tabla 3). Al final del experimento, se detectaron diferencias
significativas (P<O.05) entre el peso final de los animales de los grupos 0 y 11 g/l y entre los
grupos 11 y 22 g/l al día 30 de la experimentación. Más sin embargo para la última biometría
no ocurrió de igual forma, ya que entre los tratamientos 11 , 22 y 33 g/l no hubo diferencias
(P>I.05). Para esa fecha, los organismos del tratamiento de 0 g/l registraron una mortalidad
total (Ver tabla 4, Figura 7 y 8).
5.1.1 CALIDAD DEL AGUA
.-,....Tabla 3. Sobrevivencia de las postlarvas durante el período de aclimatación.
Tratamiento Sobrevivencia
3- 0 g/l 96.0 %
3- 11 g/l 95.0 %
3- 22 g/l 93.2 %
3- 33 g/l 89.2%
Todas l a s postlarvas se adquirieron adaptadas a una concentración de salinidad de 3 g / l
Tabla 4. Promedio y error estándar de los pesos iniciales y finales, tasa de crecimiento y sobrevivenciade camarón blanco P. vannamei bajo cuatro concentraciones de salinidad durante 45 días. Con 60camarones por acuario, 3 acuarios por tratamiento
Salinidad P.inicial Tiempo (días) Tasa de sobrevivencia Crecimiento
0 0 .276 .1263+-.007 a 189+-.014
11 0 .276 .1316+-.005 a .228+-.009 a . 350+- .014 a 0.001683
22 0 .276 .1022+-.004 a .194 +- 010 a 329+- .020 a 0.001153
33 0 .276 .392+-.027 a .206+-.013 a .374+- .025 a 0.002159
Después del día 30 del experimento la sobrevivencia del tratamiento a la salinidad de 0 g/l fue de cero.Las letras diferentes significan que si hay diferencias estadísticamente entre tratamientos (P+- 0.05).
g/l g. 15 30 45 g/d %
.
1 2 3 4 5 6 7 8
Tiempo (semanas)
íìll ppm-22ppm
Figura 4. Promedio de temperatura por semana de cada tratamiento a diferentesconcentraciones de salinidad (0, 11, 22 y 33 g/l).
1 2 3 4 5 6 7 8
Tiempo (semanas)
Figura 5. Oxígeno disuelto y pH registrados diariamente (Promedio semanal) y promedio delos diferentes tratamientos ( 0, 11, 22 y 33 g/l).
400-
1 2 3 4 5 6 7 8
Tiempo (semanas)
Figura 6. Valores promedio de ion amonio total en (ug/l) y el ion nitrito en (ug/l) promediadosde los diferentes tratamientos (0, 11, 22 y 33 g/l de salinidad).
Tiempo (semanas)
Figura 7. Crecimiento de P.vannamei a diferentes salinidades. Las primeras dos semanasfueron de adaptación a las salinidades correspondientes.
2 4 6
<.
50
304
0 2 4 6
Tiempo (semanas)
Figura 8. Sobrevivencia de P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidad (prueba l).
5.2 PRUEBA 2
5.2.1 CALIDAD DE AGUA:
La temperatura, el oxígeno disuelto y el pH se presentan en las figuras 9 y 10, en la
figura 11 los valores promedio semanales obtenidos por extrapolación de curvas estándar para
amonio total y nitrito.
5.2.2 CRECIMIENTO Y SOBREVIVENCIA
Se realizaron cuatro análisis para la prueba 2.
5.2.2.1 PRIMER ANÁLISIS
Para el primer análisis se consideró luz contra oscuridad (Tabla 5, Figura 12 y 13) para
la última biometria no existieron diferencias significativas estadísticamente en cuanto al peso
(P>O.O5), contrario a Ia sobrevivencia que fue mayor en los organismos que estuvieron en
oscuridad.
Tabla 5. Tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco P. vannamei en luz y oscuridad
durante 60 días Promedio de tratamientos por triplicado con 25 organismos en cada acuario de vidrio.
6 acuarios estuvieron en una concentración de salinidad de 1 g/l y 6 acuarios a 0 g/l.
Tratamiento. P. Inicial (g) P.15 días P. 30 días P. 45 días P. 60 días crecimiento Sobreviven.
(g/d) ( % )
Oscuridad 0.599+-35 a 0.817+-.038 a 1.2O+-.046 a 1.491+-.071 a 1.970+-.095 a 0.032 71
Luz (0.565+-36 a 0,66+-.O41 a 1.003+-.051 1.152+-.077b 1.712+-.106 a 0.028 55
Las letras diferentes significan que si hay diferencias significativas estadísticamente entre lostratamientos (P< 0.005)
25.8
Tiempo (semanas)
Figura 9. Temperatura registradas y promediadas de los diferentes tratamientos de la segundaprueba experimental.
Figura 10. Oxigeno y pH registrados y promediados de los diferentes tratamientos de lasegunda prueba experimental.
iempo (semanas)
7 8
Tiempo (semanas)
Figura 11. Valores promedio del ion amonio y ion nitrito determinados en los diferentestratamientos: la segunda prueba experimental
0 15 30 45 60Tiempo (días)
Figura 12. Crecimiento de camarón P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidad en oscuridad y luz.
tiempo (días)
Figura 13. Sobrevivencia de camarón P. vannamei a diferentes concentraciones de salinidaden oscuridad y luz.
Todos los acuarios estuvieron a 0 g/l de salinidad, se consideraron solo 30 días para
esta prueba ya que los organismos después de este tiempo murieron (Tabla 6 figura 13 y 14) se
puede observar que los organismos que estuvieron en condiciones de luz presentaron mejor
sobrevivencia a 0 g/l de salinidad y no existieron diferencias significativas estadísticamente
entre los tratamientos.
.-_Tabla 6. Peso promedio inicial y final tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco vanunamei a 0 g/l de salinidad durante 30 días. Promedio de tratamientos por triplicado, con 25organismos en cada acuario de vidrio.
Tratamiento Peso inicial( g ) Peso 15 d ía s Peso 30 días Crecimiento g/d Sobrevivencia %
Oscuridad 0.346 0.521+-0.038 a 0.690+-0.091 a 0.011 34
Luz 0.346 0.672+-O.037 a 0.716+-O.047 a 0.012 54
Las Ietras diferentes por columna significan que si hay diferencias significativas estadísticamente entrelos u-atamientos (P<0.05).
5.2.2.2 SEGUNDO ANÁLISIS
, , ,1 15 30
Tiempo (días)
Figura 14. Curvas de crecimiento de P. Vannamei en oscuridad y luz, todos los acuarios a 0g/l de salinidad.
Tiempo (días)
Figura 15. Sobrevivencia del camarón blanco P.vannamei en luz y oscuridad, todos losacuarios a 0 g/l de salinidad.
5.2.23 TERCER ANÁLISIS
Los resultados de este tercer análisis se presentan en la tabla 7 y figuras 16 y 17. Estos
resultados denotaron que si existen diferencias significativas (P<O.O5) en condiciones de luz y
oscuridad. cuando se encuentran a 1 g/l de salinidad.
Tabla 7. Peso promedio inicial y final, tasa de crecimiento y sobrevivencia de camarón blanco P.vannamei a 1 g/l de salinidad durante 60 días. Promedio de tratamientos por triplicado, con 25
Tratamiento Peso inicial g Peso 15 días Peso 30 días Peso 45 días Peso 60 días Crecimiento Sobrevivencia
(g/d) a (%)
Oscuridad 599 +- 035 a .817 +- .038 1 120+- 046 191+- 071 1971+- 096 a 0 .022 71
Luz .565+- .036 a .696+-041 1.003+-.051 a 1.152+-.077b 1.6632 +- 112 0.018 55
Las letras diferentes por columna significan que si hay diferencias estadisticamente significativas entrelos tratamientos (p<0.O5).
organismos en cada acuario de vidrio.
2
1,8
1,6
1,4
1,2
0 15 30 45 60
Tiempo (días)
Figura 16. Curva de crecimiento de P. vannamei en condiciones de luz y oscuridad, todos loorganismos a 1 g/l de salinidad.
100
90
80
70
50
40
30 -
20 -
10
01 i i i i
1 15 30 45 60
Tiempo (días)
Figura 17. Sobrevivencia de P. vannamei en condiciones de luz y oscuridad todos losorganismos a salinidad de 1 g/l de salinidad.
(g)
60
5.2.2.4 CUARTO ANÁLISIS
Los resultados se presentan en la tabla 8. Los organismos con el tratamiento de 0 g/l de
salinidad no sobrevivieron para la tercera biometria. Se continuo con las biometrias semanales
para el tratamiento de 1 g/l de salinidad, hasta el día 60 con un peso final de 1.71g y una
sobrevivencia del 28.2 %.
Tabla 8. Peso promedio inicial y final, tasa de crecimiento y sobrevivencia de P. vannamei durante 15días Promedio de tratamientos por triplicado con 25 organismos; en cada acuario de vidrio
Tratamiento Peso inicial (g) Peso 15 días(g) Crecimiento (g/d) Sobrevivencia%
1 g/l 0.577 +- .O25 0.753 +- .029 a 0.011 92
0 g/l 0.599 +- .02 0.724 +- .043 a 0 008 50
Las letras diferentes por columna significan que si hay diferencias estadísticamente significativas entrelos tratamientos. (P<0.05).
VI. DISCUSIÓN
En base en los parámetros de cultivo establecidos en la literatura, los valores obtenidos
para salinidad, oxígeno, temperatura, pH y amonia se encontraron dentro del intervalo optimo
de cultivo Lawrence et al., (1979) y Kuban et al. (1985)
La salinidad es considerada uno de los parámetros básicos para el cultivo de camarón
marino (Bray et al., 1994), la cual fue utilizada para ver la reacción de los organismos a los
diferentes niveles de salinidad en este experimento.
La óptima salinidad para el cultivo de camarón no ha sido experimentalmente
determinada, pero Boyd (1989) considera ideal entre 15 y 25 g/l de salinidad. Sin embargo en
la tabla 4 se presentan los resultados de la primera prueba donde el tratamiento de ll g/l de
salinidad obtuvo el mayor incremento en peso y la mejor sobrevivencia. Estos resultados
muestran que sí es posible cultivar este camarón a salinidades bajas en condiciones de
laboratorio.
Bray et al., (1994) realizaron un experimento donde el mayor peso del camarón lo
obtuvieron a salinidades de 5-15 g/l de salinidad en juveniles de P. vannamei de peso
promedio de 1.6 g. durante 35 días. Por otro lado Ogle et al., 1992 realizaron un experimento
con diferentes salinidades donde el mejor crecimiento lo obtuvieron en salinidades de 4-8 g/l
de salinidad.
Los efectos fisiológicos que ocurren en el camarón debido a los cambios de salinidad
han sido poco estudiados, Villarreal et al,, (1992) mencionan que organismos en un medio con
altas concentraciones de salinidad presentan un mayor consumo de oxígeno que a bajas
concentraciones de salinidad.
El crecimiento para camarón blanco Penaeus vannamei a 0 g/l desalinidad no se ha
reportado con anterioridad. En las dos pruebas realizadas en este experimento los organismos
que estuvieron bajo la concentración de 0 g/l de salinidad murieron. Para la prueba dos en el
análisis 4 los organismos a 1 g/l de salinidad sobrevivivieron hasta el día 60 .
En un estudio realizado por Ogle et al., 1992 observaron que la sobrevivencia de PL-8
a concentraciones de salinidad de 2 g/l de salinidad presentaron baja sobrevivencia en
comparación con PL-20 con una diferencia de 38 %.
En una publicación anónima de la Conferencia Europea de Cultivo de Crustáceos
(1992) y Arosema (1987) mencionan que la capacidad de un organismo para adaptarse a
diferentes medios con características distintas a su hábitat natural, está en relación directa con
la habilidad que el organismo tenga para adaptarse a ellas. Si la adaptación es un proceso
sumamente lento, probablemente el organismo morirá antes de alcanzar un nuevo estado de
equilibrio fisiológico. Si el proceso es demasiado rápido entonces el organismo presenta
mayores posibilidades de sobrevivir.
Brock y Main, 1994 utilizan una prueba que han denominado ” prueba de stress " para
observar el estado fisiológico del crustáceo. Esta prueba consiste en transferir 100 postlarvas
de P. vannamei mantenidas a salinidades de 33 g/l de salinidad a una temperatura de 20°C
realizando un cambio de salinidad a 1 g/l contando las postlarvas sobrevivientes después de 1
hora de transferidas. En este caso se consideran como sobrevivientes las que sigan nadando
normalmente considerando buena aquella población que pasa la prueba al mostrar 80 % de
sobrevivencia ó más individuos activos.
En la segunda prueba realizada en el presente estudio los tratamientos a 0 y 1 g/l de
salinidad en el cual se consideró como un factor indirecto la luz y oscuridad. Los resultados
obtenidos, muestran que los organismos bajo condiciones de oscuridad obtuvieron mejor peso
y sobrevivcncia que con luz artificial esto es apoyado por la publicación hecha por Shrimp-
News-Int. en 1995, dicho estudio menciona que organismos alimentados durante la noche
tienen mejor crecimiento y sobrevivencia que durante horas del día.
Mair, 1980 realizó una prueba sobre la preferencia del camarón blanco P. vannamei a
las diferentes salinidades, encontró una fuerte tendencia hacia las salinidades de 1-8 g/l de
salinidad, lo cual no quiere decir que obtengan mejor crecimiento a estas salinidades, ya que
en el presente estudio los organismos de la segunda prueba a 1 g/l de salinidad su crecimiento
fue pobre.
La adaptación lenta por goteo a las diferentes salinidades partiendo de 3 g/l de
salinidad resulto ser buena, ya que la mortalidad fue muy baja.
VII. CONCLUSIONES
A concentraciones de 0 g/l de salinidad Penaeus vannamei bajo condiciones de
laboratorio no sobrevive.
Las postlarvas de Penaeus vannamei presentaron mejor crecimiento y sobrevivencia a
concentraciones de salinidad de 11 g/l que a concentraciones de salinidad de 22 y 33 g/l.
La tasa de crecimiento y sobrevivencia de juveniles de camarón blanco Penaeus
vannamei bajo condiciones de oscuridad y una concentración de 1 g/l de salinidad,
presentaron mejor crecimiento y sobrevivencia, que los organismos mantenidos bajo las
condiciones con luz artificial.
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