RIZOBACTERIAS PROMOTORAS DE CRECIMIENTO VEGETAL …...DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E...
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TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELOS “RIZOBACTERIAS PROMOTORAS DE CRECIMIENTO VEGETAL EN EL COMPORTAMIENTO AGRONÓMICO DE TOMATE” Tesis que presenta: JESÚS ANTONIO MARTÍNEZ GUERRERO Como requisito parcial para obtener el grado de: MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS Director de tesis: DR. MANUEL FORTIS HERNÁNDEZ TORREÓN, COAHUILA, MÉXICO Diciembre, 2018 TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÈXICO Instituto Tecnológico de Torreón
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TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO
INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TORREÓN
DIVISIÓN DE ESTUDIOS DE POSGRADO E INVESTIGACIÓN
PROGRAMA DE MAESTRÍA EN CIENCIAS EN SUELOS
“RIZOBACTERIAS PROMOTORAS DE CRECIMIENTO VEGETAL
EN EL COMPORTAMIENTO AGRONÓMICO DE TOMATE”
Tesis que presenta:
JESÚS ANTONIO MARTÍNEZ GUERRERO
Como requisito parcial para obtener el grado de:
MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS
Director de tesis:
DR. MANUEL FORTIS HERNÁNDEZ
TORREÓN, COAHUILA, MÉXICO
Diciembre, 2018
TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÈXICO
Instituto Tecnológico de Torreón
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Tesis elaborada bajo la dirección del comité particular la cual ha sido aprobada y
aceptada como requisito parcial para obtener el grado de:
MAESTRO EN CIENCIAS EN SUELOS
COMITÉ PARTICULAR
Director de tesis: Dr. Manuel Fortis Hernández
Co-Director de tesis:
Dr. Jorge Sáenz Mata
Asesor:
Dr. Pablo Preciado Rangel
Asesor:
Dr. Hector Zermeño González
Torreón, Coahuila, México
Diciembre, 2018
iii
DEDICATORIA
………Principalmente doy gracias a Dios por darme la fortaleza y la sabiduría por
Concluir otra meta más en terminar mis estudios de Maestría.........
………Este trabajo de Investigación y haber concluido la Maestría está dedicada
especialmente a un gran Maestro y Amigo quien fue quien me dio la oportunidad de
aceptarme como su tesista para iniciar mis estudios de maestría al Dr. Cándido
Márquez Hernández QPD, y sé que desde el cielo está festejando conmigo, ándale
pues terco.........
……… A mi esposa Janeth Cisneros por todo su apoyo que me brindo para que yo
estudiara la Maestría y aguantar los momentos difíciles que pasamos para que yo
cumpliera con esta meta gracias Amor por todo te Amo. A mis hijos Brandon y
Ariadne Martínez por acompañarme en este ciclo.........
………A mi padre José Martínez Chávez por todo su apoyo incondicional y
comprensión, por ir guiándome en la vida para tomar mis mejores decisiones
durante mi vida y formación educativa hasta culminar, gracias papi.........
………A mi madre especialmente Esperanza Guerrero Ibarra por todo tu amor,
comprensión, tus sabios consejos, gracias por ser mi fortaleza en la vida para ser
una persona de bien. Y sé que desde el Cielo vas estar orgullosa y festejando,
siempre estarás en mi corazón y recuerdos hasta el último día de mi vida hasta
cuando el señor me lleve a ti otra vez a tu presencia, como te extraño, gracias mami
por darme la vida.........
………A mis hermanos y hermanas (Pilar, Miriam, Lupita, Rosie, Yadira, Ulises,
Omar), Por todo su apoyo que me han brindado durante mi vida y formación
académica de una forma o de otra, mil gracias LKM.........
iv
AGRADECIMIENTOS
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT), por el apoyo otorgado
para realizar mis estudios de postgrado.
Al Instituto Tecnológico de Torreón (ITT), por darme la oportunidad de realizar mis
estudios de postgrado que serán de gran utilidad para mi desempeño laboral.
Al Dr. Cándido (ϯ) porque me dio la oportunidad de aceptarme como su tesista para
ingresar al ITT a la Maestría de Suelos.
En especial a mi Director de Tesis al Dr. Manuel Fortis Hernández, por todo su
apoyo que me brindo para realizar mi trabajo de investigación, por la paciencia y
precisión en la dirección de la presente investigación.
Al Dr. Pablo Preciado Rangel, por todo su apoyo que me brindo para que yo
realizara esta Maestría en Suelos en el Tecnológico de Torreón (ITT).
Al Dr. Jorge Sáez Mata, Investigador de la Universidad Juárez del Estado de
Durango (UJED) Campus Gómez Palacio, por sus valiosas aportaciones y apoyo
hacia la presente investigación.
A Jesica Coria Arellano por su apoyo que me brindo en la realización de esta
investigación.
A Luis Montoya por todo su apoyo que me brindo en este meta que iniciamos juntos
y que concluimos.
A Jesús Lumar Reyes por todo su apoyo que me brindo en este meta y que siempre
estuvo apoyándome.
A mis amigos y compañeros de generación, por su amistad.
v
ÍNDICE DE CONTENIDO
COMITÉ PARTICULAR DE TESIS………………………………………………... ii
DEDICATORIA………………………………………………………………………. iii
AGRADECIMIENTOS………………………………………………………………. iv
ÍNDICE DE CONTENIDO…………………………………………………………… v
ÍNDICE DE CUADROS……………………………………………………………… vii
ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………….. ix
RESUMEN...…………………………………………………………………………. xi
SUMMARY…………………………………………………………………………... xii
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1
II. OBJETIVOS ......................................................................................................................... 3
2.1. Objetivo general: .................................................................................................................. 3
2.2. Objetivos específicos: ......................................................................................................... 3
III. HIPÓTESIS ........................................................................................................................... 3
IV. REVISIÓN DE LITERATURA ............................................................................................ 4
4.1. Microbiología de Suelos ..................................................................................................... 4
4.2. Microorganismos benéficos ............................................................................................... 5
4.3. Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal ............................................................... 5
4.4. Importancia del uso de Rizobacterias Promotoras de Crecimiento vegetal (RPCV)
en el cultivo del tomate. ...................................................................................................... 6
4.5. Características de los géneros Bacillus, Pseudomona, Brevibacterium y
Virgibacillus. ......................................................................................................................... 7
4.6. Mecanismos de acción de las Rizobacterias Promotoras del Crecimiento vegetal
(RPCV) en el cultivo del tomate. ....................................................................................... 8
4.7. Fisiología de la promoción del crecimiento ..................................................................... 8
4.8. Mecanismos de Promoción del Crecimiento Vegetal .................................................... 9
4.9. Producción de sustancias promotoras del crecimiento vegetal ................................. 10
vi
4.10. Producción de sideróforos ............................................................................................. 10
4.11. Bacterias fijadoras de Nitrógeno ................................................................................... 11
4.12. Biofertilizantes .................................................................................................................. 11
V. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................................ 12
5.1. Área de estudio .................................................................................................................. 12
5.2. Material microbiológico evaluado y tratamientos .......................................................... 13
5.2.2. Origen de los aislamientos ......................................................................................... 13
5.3. Tratamientos evaluados ................................................................................................... 14
5.4. Técnica para el aislamiento de PGPR’s ........................................................................ 15
5.4.1. Técnica y medio de cultivo para el aislamiento de RPCV .................................... 15
a. Inoculación ....................................................................................................................... 15
5.5. Material vegetativo utilizado para el experimento ........................................................ 16
b. Manejo de cultivo ............................................................................................................... 16
5.5.1. Trasplante del cultivo .................................................................................................. 16
i. Riego ................................................................................................................................ 17
ii. Tutoreo de las plantas ................................................................................................... 18
iii. Poda ............................................................................................................................. 18
c. Variables evaluadas .......................................................................................................... 19
5.5.2. Análisis del suelo ......................................................................................................... 19
5.5.3. Toma de muestra de rizosfera de Solanum lycorpersicum .................................. 20
5.5.4. Análisis morfológico de la planta............................................................................... 20
5.5.5. Análisis fenológico de la planta ................................................................................. 21
5.5.6. Análisis mineral de la planta ...................................................................................... 21
5.5.7. Determinación de fosforo P ....................................................................................... 23
5.5.8. Calidad comercial del fruto ........................................................................................ 23
5.5.9. Análisis nutracéutico ................................................................................................... 24
5.6. Pruebas bioquímicas ......................................................................................................... 26
5.6.1. Producción de IAA ....................................................................................................... 26
5.6.2. Producción de sideróforos .................................................................................... 27
5.6.3. Solubilización de fosfatos ........................................................................................... 27
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................ 28
6.1. Análisis químicos de Suelos Inicial y final ..................................................................... 28
vii
6.2. Fenología del cultivo ......................................................................................................... 29
6.2.1. Altura de la planta y Diámetro de tallo ..................................................................... 29
6.2.2. Análisis de raíz y planta .............................................................................................. 31
6.2.3. Área foliar ..................................................................................................................... 33
6.3. Calidad comercial de los frutos ....................................................................................... 34
6.3.1. Diámetro polar y ecuatorial ........................................................................................ 34
6.3.2. Espesor de pericarpio ................................................................................................. 36
6.3.3. Peso del fruto y solidos solubles totales del cultivo ............................................... 37
6.3.4. Rendimiento del cultivo (g planta-1 y kg m-2) ........................................................... 38
6.4. Cálida nutracéutica ............................................................................................................ 40
6.5. Análisis foliar de Macronutrientes y Micronutrientes del cultivo .............................. 41
6.5.1. Análisis nutricional foliar ............................................................................................. 43
6.6. Pruebas bioquímicas a las PGPR ................................................................................... 49
6.6.1. Producción de Sideróforos ......................................................................................... 49
6.6.2. Producción de Fosfatos .............................................................................................. 50
6.6.3. Producción de Ácido Indol Acético ........................................................................... 52
VII. CONCLUSIONES .............................................................................................................. 54
VIII. LITERATURA CITADA ..................................................................................................... 55
INDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Cepas endémicas de Bacterias RPCV utilizadas en el experimento de
tomate en malla sobra. ....................................................................... 13
Cuadro 2. Características químicas del suelo inicial empleado para el
establecimiento del cultivo de tomate producido en malla sombra. .... 19
Cuadro 3. Características químicas del suelo final empleado para el establecimiento
del cultivo de tomate producido en malla sombra. ............................. 29
Cuadro 4. Comparación de medias de las variables altura de planta (ALP) y
diámetro de tallo (DT) de plantas de tomate tipo saladette inoculadas
con bacterias promotoras de crecimiento vegetal y producidas en malla
sombra. .............................................................................................. 30
viii
Cuadro 5. Comparación de medias de las variables materia seca de raíz (MSR) y
materia seca de planta (MSP) en el cultivo de tomate inoculado con
bacterias promotoras de crecimiento vegetal y producidos en malla
sombra. .............................................................................................. 31
Cuadro 6. Peso del fruto (PF) y Solidos solubles totales (SST) de frutos de tomate
tipo inoculado con bacterias promotoras de crecimiento vegetal. ...... 38
Cuadro 7. Calidad nutraceutica en frutos de tomate inoculado con rizobacterias
promotoras de crecimiento vegetal. ................................................... 41
Cuadro 8. Concentración de macronutrientes en hojas de tomate inoculado con
rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal. .............................. 42
Cuadro 9. Concentración de micronutrientes en hojas de tomate inoculado con
rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal. .............................. 43
Cuadro 10. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Bacillus (T1). .... 44
Cuadro 11. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Pseudomona (T2).
.............................................................................................................................. 45
Cuadro 12. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Brevibacterium (T3).
.............................................................................................................................. 46
Cuadro 13. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Virgibacillus (T4).
.............................................................................................................................. 47
Cuadro 14. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con la combinación
Bacillus + Pseudomona (T5). ........................................................... 48
Cuadro 15. Análisis foliar en el cultivo de tomate con fertilización convencional
Testigo (sin inocular) (T6). ............................................................... 49
ix
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Localización del sitio experimental ........................................................ 12
Figura 2. Poza Salada, localizada en San Pedro de las Colonias, Coah. ............ 14
Figura 3. Zacate salado Distichlis psicata ............................................................ 14
Figura 4. Inoculación de la planta ......................................................................... 15
Figura 5. Plántulas de tomate tipo saladette variedad Quetzal, utilizadas en el
experimento. ......................................................................................... 16
Figura 6. Trasplante del cultivo. ............................................................................ 17
Figura 7. Riego por cintilla .................................................................................... 17
Figura 8. Tutoreo de las plantas ........................................................................... 18
Figura 9. Poda de las plantas ............................................................................... 18
Figura 10. Análisis de suelo.................................................................................. 20
Figura 11. Análisis destructivo y toma de pesos ................................................... 21
Figura 12. Toma de datos de Altura y Diámetro de tallo ...................................... 21
Figura 13. Determinación del análisis mineral de planta en el CIAD-CONACYT. 22
Figura 14. Preparación de muestras para su análisis mineral .............................. 22
Figura 15. Lectura de los minerales ..................................................................... 23
Figura 16. Cosecha del cultivo y Diámetro Polar y ecuatorial............................... 24
Figura 17. Medidor de ° Brix y pesos del fruto ...................................................... 24
Figura 18. Comparación de la raíz de plantas de tomate inoculadas con bacterias
promotoras de crecimiento y comparadas con un testigo sin inocular.
........................................................................................................... 32
Figura 19. Área foliar a los 56 DDT del cultivo de tomate inoculado con bacterias
promotoras de crecimiento vegetal. Medias seguidas por la misma letra
no son significativamente diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05).
........................................................................................................... 34
Figura 20. Diámetro polar y ecuatorial de frutos de tomate inoculado con bacterias
promotoras de crecimiento vegetal. Medias seguidas por la misma letra
no son significativamente diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05).
........................................................................................................... 35
x
Figura 21. Espesor de pericarpio de frutos de tomate inoculado con rizobacterias.
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente
diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05). ................................ 36
Figura 22. Rendimiento en cultivo de tomate por efecto positivo por las
rizobacterias. Medias seguidas por la misma letra no son
significativamente diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05). ... 39
Figura 23. Solubilización de sideróforos de cepas bacterianas empleadas en la
producción de tomate en malla sombra. .......................................... 50
Figura 24. Solubilización de fosfatos de cepas bacterianas empleadas en la
producción de tomate en malla sombra. .......................................... 51
Figura 25. Índice de Producción de Solubilización de fosfatos de cepas bacterianas
empleadas en la producción de tomate en malla sombra. ............... 51
Figura 26. Concentración de Producción de Ácido Indol Acético de cepas
bacterianas empleadas en la producción de tomate en malla sombra.
......................................................................................................... 53
xi
RESUMEN
El objetivo del trabajo fue evaluar el rendimiento y calidad comercial de frutos de
tomate (Solanum Lycopersicum L.), como respuesta a la biofertilización con
(Rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal). Los tratamientos fueron: T1
(Bacillus sp.), T2 (Pseudomona sp.), T3 (Brevibacterium sp.), T4 (Virgibacillus sp.),
T5 (Bacillus sp. + Pseudomona sp.), y un tratamiento testigo con fertilización
convencional (T6) sin inocular. El diseño experimental fue bloques al azar. La
inoculación con 2 repeticiones de las bacterias se realizó con el método de
inmersión a la raíz 8 días antes del trasplante y una segunda inoculación al
momento del trasplante. Se tomaron datos Fenológicos (altura de planta y
diámetro), y de calidad comercial (peso de fruto, diámetro polar y ecuatorial, espesor
de pericarpio, solidos solubles) y rendimiento. Los resultados muestran que las
variables fenológicas (altura y diámetro) el tratamiento cuatro (Virgibacillus), reporto
los mayores valores. Para fruto (diámetro polar y ecuatorial), los mayores valores
se presentaron en el Tratamiento testigo (T6), para el caso de los tratamientos
inoculados los mejores fueron con las cepas Pseudomonas (T2) y Virgibacillus (T4).
Respecto a rendimiento los mayores valores se encontraron en los tratamientos
inoculados con Brevibacterium (T3), y Virgibacillus (T4), los cuales fueron
estadísticamente igual a los obtenidos por el tratamiento testigo (T6). Los
rendimientos fueron de 821.7, 787.7 y 811.5 g planta-1, respectivamente. Por lo que
La biofertilización en el cultivo de tomate fueron afectados positivamente por la
inoculación con rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal con las cepas
Virgibacillus, Brevibacterium, y Pseudomona, puede ser una alternativa para la
producción de tomate en malla sombra ya que se encontraron rendimientos y
calidad comercial aceptable.
Palabras clave: Solanum lycopersicum, Bacillus, Pseudomona, Brevibacterium,
Virgibacillus.
xii
SUMMARY
The objective of the work was to evaluate the yield and commercial quality of tomato
fruits (Solanum Lycopersicum L.), in response to biofertilization with (Rhizobacteria
promoters of plant growth). The treatments were: T1 (Bacillus sp.), T2 (Pseudomona
sp.), T3 (Brevibacterium sp.), T4 (Virgibacillus sp.), T5 (Bacillus sp. + Pseudomona
sp.), And a control treatment with conventional fertilization. (T6) without inoculation.
The experimental design was random blocks. Inoculation of the bacteria was carried
out with the immersion method ot the root 8 days before the transplant and a second
inoculation at the time of the transplant. Phenological data (plant height and
diameter), and commercial quality (fruit weight, polar and equatorial diameter,
thickness of pericarp, soluble solids) and yield were taken. The results show that the
phenological variables (height and diameter) treatment four (Virgibacillus), reported
the highest values. For fruit (polar and equatorial diameter), the highest values were
presented in the control treatment (T6), for the case of the inoculated treatments the
best were with the strains Pseudomonas (T2) and Virgibacillus (T4). Regarding yield,
the highest values were found in the treatments inoculated with Brevibacterium (T3),
and Virgibacillus (T4), which were statistically equal to those obtained by the control
treatment (T6). The yields were 821.7, 787.7 and 811.5 g plant-1, respectively.
Therefore, biofertilization in tomato cultivation were positively affected by inoculation
with plant growth promoting rhizobacteria with the strains Virgibacillus,
Brevibacterium, and Pseudomona, can be an alternative for tomato production in
shade mesh since yields were found and acceptable commercial quality.
Key words: Solanum lycopersicum, Bacillus, Pseudomona, Brevibacterium,
Virgibacillus.
1
I. INTRODUCCIÓN
La producción de alimentos con un enfoque de protección al ambiente, más
ecológico y con tendencias orgánicas ha ido incrementándose en muchos países.
Resultados sobre agricultura ecológica certificada reportaron que 32.2 millones de
hectáreas de tierra agrícola se manejaban de forma orgánica por más de 1.2
millones de productores y pequeños agricultores. América Latina es una de las
regiones con más áreas agrícolas de manejo orgánico, siendo importante productor
y exportador de estos alimentos. Para el año 2007 más de 220 000 personas
manejaron de forma orgánica 6.4 millones de hectáreas de tierras agrícolas, es
decir, 20% de la tierra orgánica mundial (Willer et al., 2010).
Por lo que es importante seguir buscando alternativas de producción, tal es
el caso del uso de microorganismos benéficos como las bacterias que a pesar de
que se conocieron hasta el descubrimiento por Van Leeuvwenhoek (1683), su uso
para la estimulación del crecimiento vegetal ha sido explotado desde tiempos
antiguos (Bhattacharyya y Jha, 2012).
Los microorganismos presentes en la rizosfera intervienen en los ciclos de
los nutrientes en el sistema suelo-planta. La abundancia y actividades de
microorganismos del suelo se ve influenciada por el tipo de suelo, disponibilidad de
nutrientes, pH, textura y contenido de materia orgánica (Singh y Mukerji, 2006).
Entre los microorganismos y agentes rizosféricos se encuentran bacterias,
hongos, nematodos, protozoos, algas y microartrópodos (Johansson et al., 2004).
La diversidad microbiana relacionada con la raíz de las plantas es de decenas de
miles de especies. La asociación de la planta con la comunidad microbiana, se
conoce como el segundo genoma de la planta, ya que es elemental para la salud
de la planta y es capaz de cambiar el microbioma de la rizosfera, debido a que hay
comunidades microbianas específicas en diversas especies de plantas cultivadas
en el mismo suelo (Berendsen et al., 2012). En la rizosfera los microorganismos
benéficos y patógenos que la habitan tienen una gran importancia en la salud y el
2
desarrollo de las plantas (Johansson et al., 2004). La comunidad de
microorganismos con efectos positivos sobre las plantas tiene algunos efectos
como: la influencia en su crecimiento y desarrollo, regulación de la actividad
metabólica de la raíz, influencia en las propiedades físicas y químicas del suelo, así
como la tolerancia a estreses bióticos y abióticos (González, 2005). Entre estos
microorganismos benéficos se encuentran las rizobacterias promotoras del
crecimiento vegetal (RPCV), que ayudan al crecimiento de las plantas por varios
mecanismos (Caballero, 2006). Estas bacterias pueden promover el crecimiento
vegetal de forma directa o indirecta (Glick, 1995).
Entre los mecanismos directos están: facilitar la adquisición de nutrientes,
fijación de nitrógeno, solubilización de fosfatos, secuestro de hierro, modulación de
los niveles de fitohormonas, etc. en el caso de los mecanismos indirectos se pueden
resaltar: síntesis de antibióticos y enzimas líticas, producción de sideróforos,
resistencia sistémica inducida, etc. (Glick, 1995). Una gran diversidad de bacterias
de las especies Pseudomonas, Azospirillum, Azotobacter, Klebsiella, Enterobacter,
Alcaligens, Arthobacter, Brevibacterium, Burkholderia, Bacillus,Serratia,
Virgibacillus, han sido reportadas por mejorar el crecimiento vegetal (Kloepper et
al., 1989; Okon y Labandera, 1994; Glick, 1995).
El potencial de las RPCV en la agricultura va en aumento, debido a que
ofrecen una alternativa de reemplazo al uso de fertilizantes químicos, pesticidas y
otros suplementos (Bhattacharyya y Jha 2012). El efecto biofertilizante a partir de
RPCV junto con hongos micorrícicos es a través de la relación simbiótica con
diversas plantas, ya que solubilizan nutrimientos para la misma, y de esta manera
incrementan el desarrollo vegetativo y reproductivo, y por otro lado actúan como
antagonistas contra algunos organismos Fitopatógenos (Díaz-Franco et al., 2012).
En este sentido el presente trabajo pretende evaluar el efecto de Bacillus,
Pseudomona, Brevibacterium y Virgibacillus en el desarrollo, producción, calidad
comercial y nutraceútica de frutos de tomate tipo saladette producidos bajo
condiciones de malla sombra.
3
II. OBJETIVOS
2.1. Objetivo general:
Determinar el efecto de las RPCV Bacillus, Pseudomona, Brevibacterium
y Virgibacillus en el desarrollo, producción, calidad comercial y nutraceútica de
tomate tipo saladette bajo condiciones de malla sombra.
2.2. Objetivos específicos:
1. Cuantificar el efecto sobre la fenología del cultivo, su morfología.
2. Realizar un análisis mineral de planta para determinar deficiencias
nutrimentales.
3. Determinar la calidad comercial de los frutos del tomate (peso, solidos
solubles, diámetro polar y ecuatorial), y su rendimiento.
4. Cuantificar la calidad nutraceútica (licopeno, capacidad antioxidante, fenoles)
de los frutos de tomate.
III. HIPÓTESIS
La inoculación con rizobacterias (RPCV) Virgibacillus, Brevibacterium y
Pseudomona incrementará la producción y calidad nutraceútica del tomate
tipo saladette producido bajo condiciones de malla sombra.
4
IV. REVISIÓN DE LITERATURA
4.1. Microbiología de Suelos
La microbiología de suelos estudia el número y clases de microorganismos,
y los efectos de estos sobre el ambiente suelo y el desarrollo vegetal. Esta disciplina
tiene gran importancia en solucionar problemas de origen abiótico como la baja
fertilidad de los suelos, la acidez, la salinidad, la contaminación con metales
pesados, compuestos orgánicos, etc. Y problemas bióticos como las enfermedades
del suelo. La causa mayor de estos problemas ha sido principalmente el manejo
irracional en: la preparación del terreno, la fertilización (cantidad, época, forma,
sitio), riego, uso de pesticidas, uso de hidrocarburos, y el uso de monocultivos
(carencia de rotación de cultivos) (Bernal, 2010).
Los microorganismos del suelo desempeñan importantes funciones en
diferentes procesos del suelo. Así por ejemplo, en la mineralización (ej. Bacterias),
inmovilización (ej., hongos micorrícicos), eficiencia en el ciclo de nutrientes,
descomposición (y síntesis) de materia orgánica (MO), en la capacidad de
intercambio catiónico, en la reserva de nitrógeno (N), azufre (S), Fósforo (P), en la
acidez, en la toxicidad, en la capacidad de retención de humedad, en la agregación
(estructura) a través de los exudados microbianos, en el régimen de agua, etc.,
(Bernal, 2010).
La microbiología de suelos contribuye con una agricultura alternativa donde
se combinen fuentes orgánicas, permitiendo así la conservación de los recursos
naturales y de la biodiversidad. Al manipular procesos biológicos se logra influencias
en la fertilidad del suelo, así por ejemplo las prácticas de inoculación de semillas de
leguminosas con la bacteria del género Rhizobium, permite un efecto importante
incrementando el nitrógeno en la planta como producto de la fijación del nitrógeno
atmosférico por parte de los microorganismos (Bernal, 2010). Otro ejemplo es el de
las asociaciones micorrícicas, a través de las cuales las plantas se ven favorecidas
al incrementar la absorción de P y la protección de la planta por productos
5
elaborados por microorganismos del suelo, como antibióticos, enzimas y
sideróforos, etc., (Bernal, 2010).
4.2. Microorganismos benéficos
La fertilidad de un suelo está basada en su capacidad para suministrar los
nutrientes necesarios para el desarrollo de las plantas; en ello juega un papel
importante la comunidad microbiana que participa activamente en la captación de
nutrientes y en la mineralización de la materia orgánica. Numerosos reportes han
descrito la asociación benéfica entre plantas y microorganismos en la que bacterias
y hongos aplicados a la semilla, al suelo o a la planta, colonizan la raíz, la rizosfera
o ambos, y promueven el crecimiento de las plantas e incrementan la absorción y
disponibilidad de nutrientes del suelo. Estos microorganismos son conocidos como
promotores del crecimiento vegetal (Kloepper y Schroth, 1978) y pueden ser
empleados como biofertilizantes en cultivos (Vessey, 2003).
Entre los mecanismos bioquímicos descritos en los microorganismos
promotores del crecimiento de plantas se encuentra la fijación biológica de nitrógeno
atmosférico (FBN), que es llevada a cabo por rizobacterias simbióticas como
Rhizobium sp. u otras de vida libre como Azotobacter sp. y Azospirillum sp. que han
sido empleadas extensivamente como biofertilizantes para mejorar la disponibilidad
de nitrógeno en hortalizas como tomate (Solanum lycopersicum L.) (Santillana et
al., 2005).
Otra de las propiedades de tales microorganismos se relaciona con la
capacidad de aumentar la disponibilidad de nutrientes en el suelo, como el fósforo,
mediante la producción de ácidos orgánicos capaces de solubilizar los fosfatos que
forman complejos insolubles con las bases del suelo (Luna et al., 2013).
4.3. Bacterias Promotoras de Crecimiento Vegetal
Las bacterias promotoras del crecimiento de las plantas (PGPB, siglas en
inglés) representan numerosas especies del suelo y al igual que muchas especies
de hongos, particularmente los micorrícicos, se encuentran asociados con la
6
mayoría de las especies de plantas, sino es que, con todas, y comúnmente se les
encuentra en la mayoría de los ambientes (Caballero, 2006).
Entre las especies de PGPB más ampliamente estudiadas se encuentran las
rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (RPCV) las cuales colonizan la
rizosfera y la superficie de las raíces. Algunas de las especies de RPCV tienen la
capacidad de penetrar y proliferar en al interior de las raíces, y de este órgano
trasladarse a través del sistema vascular, y sin causar daño, establecerse y
desarrollar poblaciones endófitas en los tejidos internos de las plantas, ya sea en el
tallo, hojas u otros órganos (Caballero, 2006).
4.4. Importancia del uso de Rizobacterias Promotoras de Crecimiento vegetal
(RPCV) en el cultivo del tomate.
En la actualidad los productores están interesados en la búsqueda de nuevos
sistemas de producción que incrementen los rendimientos y generen productos de
excelente calidad (Santiago-López et al., 2016). Debido a lo anterior han surgido
insumos agrícolas con base en microorganismos y otros materiales de origen
orgánico, por ejemplo, las rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (RPCV)
(Kloepper y Schroth, 1978) y los sustratos a base de compost (Raviv, 2015), como
opciones que fortalecen el enfoque de la agricultura sustentable (Pretty, 2008).
Por ejemplo, para incrementar los rendimientos en muchos cultivos tanto en
condiciones de campo abierto como en condiciones de agricultura protegida, es de
vital importancia la obtención de plántulas sanas y vigorosas (Costales et al., 2007).
En este sentido se ha propuesto el uso de RPCV (Vessey, 2003) entre las que se
encuentran los géneros Acinetobacter, Aeromonas, Alcaligenes, Arthrobacter,
Azospirillum, Bacillus, Brevibacterium, Burkholderia, Enterobacter, Erwinia,
Flavobacterim, Pseudomonas, Rhizobium, y Virgibacillus Serratia entre otros, las
cuales son capaces de estimular el crecimiento de las plantas a través de diferentes
mecanismos: fijación biológica de nitrógeno; solubilización de fosfatos; síntesis de
fitohormonas, como las auxinas y principalmente el ácido indolacético (AIA); y la
7
inhibición del desarrollo de microorganismos fitopatógenos por la síntesis de
antibióticos o sideróforos.
Las RPCV actúan como elicitores naturales mejorando el crecimiento y
rendimiento de los cultivos vegetales (Espinosa et al., 2017). Por consiguiente, el
empleo de insumos a base de RPCV, aplicados al suelo o a las plantas, podría ser
una alternativa biotecnológica para la producción de cultivos agrícolas, reduciendo
la aplicación de fertilizantes sintéticos y agroquímicos que deterioran el ambiente
(Yang et al., 2009). Se ha demostrado en varios estudios que la inoculación con
RPCV ha logrado mejorar el crecimiento y desarrollo del cultivo de tomate
(Santillana et al., 2005).
4.5. Características de los géneros Bacillus, Pseudomona, Brevibacterium y
Virgibacillus.
El género Bacillus pertenece a la familia bacteria Bacillaceae (Cohn, 1872).
El género Bacillus, comprende alrededor de 100 especies. Tiene una distribución
en diversos ambientes como agua y suelo a causa de su versatilidad metabólica y
su estructura de resistencia, la endospora. Se conocen diferentes capacidades de
este género, como, el control biológico de patógenos, promoción de crecimiento
vegetal, producción de fitohormonas, producción de sideróforos y enzimas líticas,
Solubilización de fosfatos y fijación biológica de nitrógeno (Tejera-Hernández,
2011).
El género Pseudomona pertenece a la familia bacteria Pseudomonadaceae
(Migula, 1894). Estas bacterias están asociadas a la superficie radicular o estar libre
en la rizosfera (Fukui et al., 1994). Se ha estudiado su efecto como agentes de
biocontrol (Pieterse y Van Loon, 1999).
El género Brevibacterium pertenece a la familia bacteria Brevibacteriaceae
(Breed 1953). Son organismos del suelo.
El género Virgibacillus pertenece a la familia bacteria Bacillaceae
(Heyndrickx et al. 1998). Estas bacterias se pueden encontrar en diferentes hábitats,
8
la mayoría de sus aislados han sido de ambientes salinos. Este género incluye 27
especies con nombres publicados (Sánchez-Porro et al., 2014).
4.6. Mecanismos de acción de las Rizobacterias Promotoras del Crecimiento
vegetal (RPCV) en el cultivo del tomate.
Las bacterias asociadas con la rizosfera de las plantas son capaces de
generar varios mecanismos por los cuales afectan positivamente su crecimiento y
desarrollo de esta capacidad; sin embargo, está actividad no ha sido estudiada
completamente, particularmente en la agricultura con uso intensivo de
agroquímicos. De acuerdo con varios autores (Ahmad et al., 2006) se conocen
mecanismos directos e indirectos para la promoción del crecimiento vegetal. Los
mecanismos directos se relacionan con la producción de fitohormonas de tipo
auxinas y giberelinas o la regulación de la producción de hormonas por parte de la
planta. Así mismo, pueden afectar la disponibilidad de nutrientes por la intervención
directa en los ciclos biogeoquímicos. Es el caso de la fijación biológica de nitrógeno
y la solubilización de nutrientes tan importantes como el fósforo. Y de manera
indirectamente las rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal pueden
contribuir mediante la inducción de la resistencia sistémica a fitopatógenos, el
control biológico de enfermedades, la producción de antibióticos y de sideróforos.
4.7. Fisiología de la promoción del crecimiento
La actividad de los microorganismos promotores de crecimiento vegetal en
general se inicia con mecanismos de quimiotaxis que están relacionados con la
presencia de flagelos, quimiorreceptores y sistemas de regulación codificados
genéticamente. Estos factores tienen gran importancia sobre la habilidad de
colonizar la rizosfera y mantener la comunicación entre las células de la raíz con los
microorganismos presentes en el suelo. Las bacterias capaces de interactuar con
las raíces de las plantas son atraídas por sustancias excretadas por la raíz, que
ocasionan el movimiento de la bacteria hacia el rizoplano de la planta y de esta
forma dar inicio a una relación de beneficio mutuo (Camelo et al., 2011).
9
Se ha propuesto varios sistemas para conocer cómo se genera el movimiento
bacteriano hacia las raíces de las plantas, este es un sistema gnotobiótico, que
permite identificar la mayoría de la microbiota presente. Este sistema fue utilizado
por Weert et al. (2003) para probar la hipótesis del papel de la motilidad en la
colonización de raíces para alcanzar metabolitos exudados por las raíces. Estos
autores evaluaron si la cepa P. fluorescens WCS365, la cual había mostrado la
mayor capacidad colonizadora de raíces de tomate, mostraba quimiotaxia hacia
exudados de raíz de tomate y hacia los componentes del mismo.
Observaron que, en concentrado del exudado de raíz de tomate, varios de
los ácidos orgánicos como el ácido succínico y málico iniciaron respuesta
quimiotáctica de la cepa evaluada. Los ácidos L-aspártico, L-glutámico, L-
isoleucina, L-leucina y L-lisina indujeron la respuesta a una concentración de 100
mM. Los azúcares y los otros componentes de los exudados no indujeron respuesta.
En el estudio de quimiotaxia fue identificado el ácido málico como el único que podía
ser reconocido por la cepa silvestre a una concentración mínima de 4 mM. Los
autores sugieren que el ácido málico es uno de los más importantes
quimioatrayentes de la rizosfera de tomate.
4.8. Mecanismos de Promoción del Crecimiento Vegetal
Los mecanismos directos de promoción vegetal encierran varios procesos en
los cuales las bacterias alteran el desarrollo vegetal. Estos mecanismos, empleados
por bacterias, son muy diversos y en algunos casos poco estudiados, sin embargo,
se pueden diferenciar claramente dos procesos esenciales: el primero consiste en
la producción de sustancias orgánicas, producto del metabolismo secundario de las
bacterias, que son capaces de promover respuestas fisiológicas específicas en las
células vegetales. El segundo mecanismo se puede encontrar en la intervención
directa de los microorganismos en los ciclos biogeoquímicos, en los cuales pueden
hacer disponibles compuestos orgánicos e inorgánicos que son aprovechados por
las plantas (Camelo et al., 2011).
10
4.9. Producción de sustancias promotoras del crecimiento vegetal
Las sustancias promotoras del crecimiento vegetal, son de carácter orgánico
que activan varias repuestas en la célula vegetal del tomate, a nivel bioquímico,
fisiológico y morfológico. De acuerdo a varias clasificaciones se encuentran
distribuidas en cinco grupos principales: auxinas, giberelinas, etileno, ácido
abscísico y citoquinas. Son capaces de contribuir al desarrollo y regulación de
muchos parámetros fisiológicos, además incrementan la resistencia de las plantas
a diversos factores ambientales, ya que pueden inducir o suprimir la expresión de
una amplia gama de genes (Tsavkelova et al., 2006). Su síntesis por parte de
microorganismos, especialmente bacterias de la rizosfera, está ligada, en algunos
casos, a patogenicidad debido a que muchos fitopatógenos poseen esta habilidad,
para causar respuestas hipersensibles en sus hospederos y así realizar una
infección exitosa (Camelo et al., 2011).
4.10. Producción de sideróforos
El hierro es un elemento esencial para el crecimiento de los organismos, las
plantas lo obtienen del suelo y cuando la disposición del nutriente es limitada los
habitantes de la rizosfera entran en competencia por adquirirlo. Las PGPR producen
compuestos de bajo peso molecular llamados sideróforos para obtener
competentemente este mineral del suelo. Los sideróforos son compuestos que
desempeñan la función de solubilizar específicamente el hierro e incorporarlo al
metabolismo celular, químicamente, se consideran compuestos ligantes a hierro
que funcionan de forma general uniéndose covalentemente a hierro sin generar
cambios en el estado de oxidación (Camelo et al., 2011).
Existen en la naturaleza sideróforos que son mejores solubilizadores de
hierro gracias a que tienen sitios de ligación múltiple, un ejemplo importante es la
pioverdina, sintetizada por Pseudomonas, es un aminocompuesto polihidroxilado
complejo que tienen tres sitios ligantes (Brisbane et al., 1987; de Vleesschauwer et
al., 2006).
11
El mecanismo bioquímico de los sideróforos, que implica el transporte y la
liberación del hierro dentro de la célula, involucra una serie de reacciones de óxido-
reducción mediadas por la diferencia en el potencial electroquímico de la membrana
externa y el citoplasma. el ingreso a través de la membrana externa sucede con la
ayuda de proteínas receptoras, en el periplasma el sideróforo ligado a hierro es
transportado libremente y el ingreso al citoplasma del hierro es mediado por
proteínas esterasas con gasto de AtP, mientras que el sideróforo es excretado al
medio (Canavarro y Machado, 2002).
4.11. Bacterias fijadoras de Nitrógeno
Entre los mecanismos bioquímicos descritos en los microorganismos
promotores del crecimiento de plantas se encuentra la fijación biológica de nitrógeno
atmosférico (FBN), que es llevada a cabo por rizobacterias simbióticas como
Rhizobium sp. u otras de vida libre como Azotobacter sp. y Azospirillum sp. que han
sido empleadas extensivamente como biofertilizantes para mejorar la disponibilidad
de nitrógeno en hortalizas como tomate (Santillana et al., 2005),
4.12. Biofertilizantes
El termino biofertilizante se emplea al referirse a la utilización de bacterias y
hongos micorrícicos que en simbiosis solubilizan nutrimentos para la planta. Aguirre
et al. (2009) denominan biofertilizantes a productos que contienen microorganismos
que al aplicarse a las semillas o al suelo con el fin de incrementar el número de
estos y asociarse directa o indirectamente al sistema radial favorecen su interacción
al incrementar el desarrollo vegetal y reproductivo de la planta huésped. Por su
parte, Armenta et al. (2010) definen a los biofertilizantes como microorganismos
aplicados al suelo y/o planta con el fin de sustituir la fertilización sintética, y por
consiguiente una disminución en la contaminación por agroquímicos.
12
V. MATERIALES Y MÉTODOS
5.1. Área de estudio
El experimento se realizó en el ciclo agrícola verano-invierno 2017, en una
malla-sombra ubicada en el Campo Experimental de la Facultad de Agricultura y
Zootecnia (FAZ) de la Universidad Juárez del Estado de Durango (UJED), ubicada
en el km 28 de la carretera Gómez Palacio-Tlahualilo, Dgo., en el ejido Venecia,
Mpio. De Gómez Palacio, Dgo. Geográficamente localizada en el paralelo 25º 46´
56” de latitud norte, y el meridiano de 103º 21´ 02” de longitud oeste; a una altura
de 1, 110 mnm (Figura 1).
La malla sombra tiene una estructura fabricada con perfiles cuadrados de
1.25” y 1.5” en calibre de 2 mm, estructura de acero galvanizado. La ventilación
está provista de cortinas enrollables por medio de manivela, acondicionada con
malla anti-insectos color cristal 25 x 25 hilos/pulgada. La cubierta de Polietileno
tratado contra rayos Ultra Violeta, Cal. 720, difuso, 30% sombra.
Figura 1. Localización del sitio experimental
13
5.2. Material microbiológico evaluado y tratamientos
El material microbiológico evaluado fue de los géneros: Bacillus sp.,
Pseudomona sp. Brevibacterium sp. y Virgibacillus sp.
Los tratamientos fueron: T1 (Bacillus sp.), T2 (Pseudomona sp.), T3
(Brevibcterium sp.), T4 (Virgibacillus sp.), T5 (Bacillus sp.+ Pseudomona sp.), y un
tratamiento testigo (T6) sin inocular (fertilización convencional).
5.2.2. Origen de los aislamientos
Las cepas empleadas en el presente trabajo, pertenecen a la colección
microbiana del Laboratorio de Ecología Microbiana (LEM) de la Facultad de
Ciencias Biológicas de la UJED, Gómez Palacio, Durango, México. Las Bacterias
fueron aisladas de la rizosfera del zacate salado “Distichlis psicata” en la poza
salada ubicada en el Valle del Sobaco de San Pedro de las Colonia, Coah. Mismas
que fueron identificadas y registradas (Cuadro 1).
Cuadro 1. Cepas endémicas de Bacterias RPCV utilizadas en el experimento de tomate en
malla sobra.
Identidad Género / especie de
bacterias
Secuencia
tamaño
Identificación
LB Endo 1 Bacillus sp 563 pb 96%
KB Ecto 4 Pseudomona sp 1387 pb 99%
Endo 0(4)LB cs Brevibacterium sp 860 pb 98%
Endo o(14)KB cs Virgibacillus sp 800 pb 98%
14
5.3. Tratamientos evaluados
El diseño experimental fue bloques al azar; contando con 6 tratamientos con
tres repeticiones: 4 cepas, una combinación de cepas (Bacillus sp.+ Pseudomona
sp) y 1 tratamiento testigo Sin inocular (Fertilización convencional). Se realizaron
análisis de varianza y prueba de separación de medias por DMS (P ≤ 0.05),
utilizando el paquete estadístico SAS.
“Poza Salada”
Coordenadas
26° 10’ 55.07’’ N 102° 42’ 24.11’’O
Figura 2. Poza Salada, localizada en San Pedro de las Colonias, Coah.
Figura 3. Zacate salado Distichlis psicata
15
5.4. Técnica para el aislamiento de PGPR’s
5.4.1. Técnica y medio de cultivo para el aislamiento de RPCV
Para la preparación de los inóculos bacterianos, las cepas fueron inoculadas
individualmente en medio líquido agar LB, el cual se utiliza para aislar todas las
bacterias presentes en la muestra de rizosfera, y colocadas en una incubadora
durante 24 h a 30 °C, con agitación de 200 rpm (Precisión Scientif ic 815®) las
concentraciones bacterianas se ajustaron a 1×108 UFC mL-1 con buffer fosfato
salino al 0.5X (Espinoza et al., 2017).
En medio liquido Luria Bertani fueron preparados cada inoculo bacteriano e
incubados durante 24 h a 30°C, con agitación de 200 rpm; las concentraciones se
ajustaron a 1 X 108 UFC mL-1 con buffer fosfato salino al 0.5X.
a. Inoculación
La inoculación de las rizobacterias se realizó con el método de inmersión a
la raíz 8 días antes del trasplante y una segunda inoculación al momento del
trasplante de acuerdo con lo establecido por Espinoza et al. (2017).
Figura 4. Inoculación de la planta
16
5.5. Material vegetativo utilizado para el experimento
Se utilizó tomate (Solanum lycopersicum L.), tipo saladette de la variedad
Quetzal. Fue sembrado en charolas de unicel de 200 cavidades, usándose como
sustrato peat moss y vermiculita (Figura 5). Se deposito una semilla por cavidad,
posteriormente fue cubierta con vermiculita, dándose un riego ligero de
germinación. Posteriormente, las charolas se cubrieron con un plástico negro por
72 horas, para inducir su germinación. El tiempo de crecimiento en las charolas fue
de 30 ±5 días. El trasplante se realizó cuando las plántulas presentaban entre 5 y 7
hojas verdaderas.
Figura 5. Plántulas de tomate tipo saladette variedad Quetzal, utilizadas en el experimento.
b. Manejo de cultivo
5.5.1. Trasplante del cultivo
Se trasplanto el cultivo en suelo el dia 14/agosto/2017, previamente
caracterizado, se dio un riego de saturación para evitar estresar demasiado la
planta. Se utilizo un distanciamiento de camas de 1.6 m y se hizo un trasplante en
tresbolillo, con una distancia de 20 cm entre plantas: de manera que se tuviera una
densidad de 31 230 plantas por hectárea (Figura 6).
17
i. Riego
El riego del cultivo se hizo por cintilla. Se utilizo un tensiómetro para definir el
momento del riego (Figura 7).
Figura 6. Trasplante del cultivo.
Figura 7. Riego por cintilla
18
ii. Tutoreo de las plantas
Al alcanzar aproximadamente 45 cm, el tallo principal fue tutorado con rafia,
para mantener erguida las plantas (Figura 8).
iii. Poda
Cada tercer día se eliminaron los brotes axilares, guiando las plantas a un
solo tallo (Figura 9). Cuando los primeros racimos alcanzaron el punto rosado, se
eliminaron las hojas por debajo de estos, facilitando la aireación y la coloración de
los frutos.
Figura 8. Tutoreo de las plantas
Figura 9. Poda de las plantas
19
c. Variables evaluadas
5.5.2. Análisis del suelo
Análisis de suelo inicial: Se realizo al inicio del experimento antes del
trasplante, en una superficie de 24 x 6 mt, se tomaron 3 muestras por bloque con
una barrena de acero inoxidable de punta ondulada, a diferentes profundidades
0-15, 15-30 y 30-60, dando un total de 27 muestras. Se hizo una mezcla homogénea
con las diferentes profundidades para su posterior análisis Físico, Químico, y
biológico. Los análisis de realizaron en la Cooperativa Agropecuaria de la ciudad de
Gómez Palacio, Dgo., (Marzo, 2017). Estas propiedades fueron:
-pH, Conductividad Eléctrica (CE), Fosforo (P), N= Nitratos (NO3), Amonio
(NH4) y Materia Orgánica (Cuadro 2).
Análisis de suelo al final del experimento: Se realizo al final del experimento
en una superficie de 20 x 6 mt, se tomó 3 muestra por tratamiento con sus 3
repeticiones con una barrena de acero inoxidable de punta ondulada, a una
profundidad 0-15 dando un total de 54 muestras. Haciendo las determinaciones de
pH, CE, P, N (NH4, NO3), y MO, utilizando la metodología de la NOM-021-
SEMARNAT-2000. Los análisis de realizaron en el Laboratorio de Suelos de la
Facultad de Agricultura y Zootecnia (UJED).
Cuadro 2. Características químicas del suelo inicial empleado para el establecimiento del
cultivo de tomate producido en malla sombra.
VARIABLES
Suelo P
O >30.0
NO3
O >30.0
MO
O >3.0
PH
O. 6.5-7.5
CE
O. 2.0-8.0
--------- p.p.m -------- % mS cm-1
0 – 15 15.70 13.30 2.10 8.08 0.86
15 – 30 18.20 9.70 1.60 8.34 1.37
30 – 60 19.50 7.30 1.82 8.39 1.56
20
5.5.3. Toma de muestra de rizosfera de Solanum lycorpersicum
Al inicio y al final del experimento se tomaron muestras de la rizosfera donde
fue establecido el cultivo; de cada repetición de cada tratamiento se tomaron las
muestras para el aislamiento de las bacterias de acuerdo a la metodología de
Espinoza et al. (2017).
5.5.4. Análisis morfológico de la planta
Se realizo un análisis destructivo a los 56 días después del trasplante (ddt),
tomando 3 plantas por tratamiento tomadas al azar, se midieron peso de hojas, tallo
y raíz. Se determino peso fresco, y para materia seca se colocaron las muestras en
un horno a 70 °C hasta alcanzar peso constante, los pesos se tomaron con una
balanza digital marca Ohaus 3729.
Se midió el Área foliar de cada tratamiento y repetición con un medidor de
área foliar (LICOR MODEL LI-3100 AREA METER), se cuantifico el área foliar (cm2)
(Figura 11).
Figura 10. Análisis de suelo
21
5.5.5. Análisis fenológico de la planta
Se tomaron los datos de altura de planta con una cinta métrica NOM PRETUL
5 m PROFESIONAL y el diámetro del tallo con un Vernier Truper a los 36, 49, 63 y
84 ddt (Figura 12).
5.5.6. Análisis mineral de la planta
Se tomaron muestras de hoja, se pesaron y fueron secadas; posteriormente
fueron molidas mediante un molino de planta Thomas Scientific. El análisis mineral
de la planta se realizó en el Centro de Investigación en Alimento y Desarrollo A.C.
Unidad Delicias, Chihuahua CIAD-CONACYT, donde se realizaron las
determinaciones de Fe, Zn, Na, Mg, Mn, K, Ca, Cu. Ni y P (Figura 13).
Figura 11. Análisis destructivo y toma de pesos
Figura 12. Toma de datos de Altura y Diámetro de tallo
22
Se colocó 1 g de muestra en vasos de precipitado de 250 mL, se añadieron
25 mL de mezcla tríacida (1000 mL de HNO3 concentrado, 100 mL de HCl
concentrado, 25 mL de H2SO4 concentrado). Se colocó en la parrilla digestora de
la campana de extracción hasta tomar un color blanco lechoso, se filtró en matraces
volumétricos de 50 mL (solución madre) se aforo con agua tridestilada (Figura 14)
(Sánchez et al., 2011).
La concentración de Fe, Zn, Na, Mg, Mn, K, Ca, Cu y Ni fue determinada por
Espectrofotometría de Absorción Atómica (Thermo SCIENTIFIC) y se expresaron
en ppm para los micronutrientes y porcentaje para macronutrientes (Figura 15)
(Sánchez et al., 2011).
Figura 13. Determinación del análisis mineral de planta en el CIAD-
CONACYT.
Figura 14. Preparación de muestras para su análisis mineral
23
5.5.7. Determinación de fosforo P
La determinación de la concentración de P fue por el método de
metavanadato de amonio (NH4VO3) y por espectrofotometría de luz visible
(JENWAY Spectrophotometer). En un tubo de ensayo se colocaron 500 µL de cada
muestra y posteriormente se le añadió 1 mL de molibdato de amonio
[(NH4)6Mo7O24.4H2O] y 3.5 mL de agua tridestilada, se agitaron las muestras con
un Vortex (VWR) y luego se dejaron reposar una hora. Al finalizar la hora se procedió
a la lectura de cada una de las muestras. La concentración de P se expresó en
porcentaje.
5.5.8. Calidad comercial del fruto
Se determinó el peso del fruto, espesor de pericarpio, solidos solubles totales
(°Brix), diámetro polar y ecuatorial, y vida de anaquel. Estas variables se
cuantificaron para cuatro cortes y cuando la planta completo cinco racimos; se
cosecharon los frutos cuando éstos presentaron un color rosa de 30 y 60% (Figura
16).
Los sólidos solubles totales se determinaron midiendo °Brix con un
refractómetro marca Pocke (PAL-1 Atago). El rendimiento total (g planta-1) se estimó
con el peso del fruto, considerando el número total de frutos obtenidos en la cosecha
(Figura 17).
Figura 15. Lectura de los minerales
24
5.5.9. Análisis nutracéutico
Se tomaron muestras de tomate con madurez comercial de cada tratamiento
y se llevarán a Liofilizar al Laboratorio de la Facultad de Ciencias Químicas de la
Universidad Juárez del Estado de Durango, de la Ciudad de Gómez Palacio,
Durango.
Preparación de la muestra. El fruto cosechado fue lavado con agua potable
durante 2 minutos para remover residuos, y se liofilizó durante 5 días.
Posteriormente el material seco fue pulverizado manualmente (utilizando mortero y
pistilo), almacenándose en tubos de plástico a -18 ºC hasta la obtención de
extractos.
Figura 16. Cosecha del cultivo y Diámetro Polar y ecuatorial
Figura 17. Medidor de ° Brix y pesos del fruto
25
Obtención de extractos. Se mezclaron 250 mg de muestra seca en 5 mL de
metanol grado HPLC en tubos de plásticos con tapa de rosca, los cuales serán
colocados en agitador rotatorio (ATR Inc. EU) durante 24 horas a 20 rpm a
temperatura ambiente (25 ºC. Los tubos serán centrifugados a 3000 rpm durante 5
minutos, y el sobrenadante será extraído para su análisis.
Contenido fenólico total. El contenido fenólico se midió usando el método Folin-
Ciocalteau. Se mezclaron 50 µL de muestra con 250 µL de agua destilada en un
tubo de ensaye, y a esta solución se le agregan 1.5 mL de reactivo Folin-Ciocalteau
(Sigma-Aldrich. St. Loui MO. EU) diluido (1:10), agitando en vortex durante 10
segundos. Después de 5 minutos se añadirán 1.2 mL de carbonato de sodio (7.5 %
p/v) agitándose durante 10 segundos. La solución será dejada en reposo por 30
minutos a temperatura ambiente antes de su lectura. La absorbancia de la solución
será leída a 765 nm un espectrofotómetro HACH 4000. En contenido fenólico se
calculará mediante una curva patrón usando ácido gálico (Sigma. St. Louis,
Missouri. EU) como estándar, y los resultados se reportarán en mg de ácido gálico
equivalente por g de muestra base seca (mg equiv AG/g BS). Los análisis se
realizarán por triplicado.
Capacidad antioxidante equivalente en Trolox (método ABTS). La capacidad
antioxidante equivalente en trolox se evaluó de acuerdo al método in vitro ABTS. Se
preparará una solución de ABTS+ con 40 mg de ABTS (Aldrich. St. Louis. Missouri.
EU) y 1.5 g de dióxido de manganeso (Fermont, Nuevo León, México) en 15 mL de
agua destilada. La mezcla fue agitada vigorosamente y se dejara reposar cubierta
con papel aluminio durante 20 minutos. Luego, la solución se filtrará en papel
Whatman 40 (GE Healthccare UK Limited. Little Chalfont. Buckinghamshire. Reino
Unido) y la absorbancia se ajustará a 0.700 ± 0.010 a una longitud de onda de 734
nm utilizando solución fosfato buffer 5mM. Para la determinación de capacidad
antioxidante se mezclarán 100 µL de muestra y 1 mL de solución ABTS+, y después
de 60 y 90 segundos de reacción se leerá la absorbancia de la muestra de 734 nm.
Se prepara una curva estándar con Trolox (Aldrich. St. Louis. Missouri. EU), y los
resultados se reportarán como capacidad antioxidante equivalente en µM
26
equivalente en Trolox por g base fresca (M equiv Trolox/100 g BF). Los análisis se
realizaron por triplicado.
Determinación de Licopeno. Extracción de licopeno. El licopeno se determinó
siguiendo el protocolo de Maycaux et al. (2006) en el cual se agregan 6 mL de
metanol, acetona y hexano (1: 1: 1 (v / v / v)) se añadirá un tubo de vidrio que
contenía una muestra de 0.5 g de tomate fresco. Después de añadir la mezcla de
disolvente a cada tubo se agitó en un mezclador de vórtice durante 30 seg e
inmediatamente después continuaran siendo sacudidos horizontalmente durante 30
min.
Durante estos 30 min, los tubos se agitaron cada 10 min para mezclarlos en
el vórtex durante 1 min. Con el fin de fomentar aún más la extracción y obtener un
residuo incoloro. Después de estos se agregaron 2 mL de agua bidestilada a cada
tubo, seguido a ello se agitarán durante 1 min. En el vórtex con el fin de separar las
fases hidrosolubles y liposolubles. A continuación, se extrajo 1 mL de la fase no
polar que contenida los pigmentos carotenoides, y por lo tanto el licopeno. Este
extracto fue transferido a los viales de HPLC después de ser filtrado con filtros de
nylon de 0.22 micras.
5.6. Pruebas bioquímicas
Las pruebas bioquímicas para determinar los mecanismos de las bacterias
para promover crecimiento vegetal únicamente se realizarán a las cepas
bacterianas que den un resultado positivo en la promoción de crecimiento vegetal
en las especies vegetales que se confrontaran y que anteriormente fueron
mencionadas.
5.6.1. Producción de IAA
La producción de IAA se detectó por el método modificado como se describe
por Brick et al. (1991). Se realizó un análisis cuantitativo de IAA usando el método
de Loper y Scroth (1986) a diferentes concentraciones de triptófano (0, 50, 150, 300,
400 y 500 mg/mL). Los cultivos bacterianos se incuban durante 48 h a 28 ± 2 °C.
27
Los cultivos totalmente crecidos se centrifugan a 3000 rpm durante 30 min. El
sobrenadante (2 mL) se mezcla con dos gotas de ácido ortofosfórico y 4 mL del
reactivo Salkowski (50 mL, 35% de ácido perclórico, 1 mL 0.5 M de solución de
FeCl3). El desarrollo de color rosado indica la producción de IAA. Se determina
absorbancia a 530 nm (Glickmann y Dessaux 1994).
La concentración de IAA producido por cultivos se mide con la ayuda de la
gráfica estándar de IAA obtenida en el intervalo de 10-100 mg/mL.
5.6.2. Producción de sideróforos
Para la producción de sideróforos se cultivan las bacterias aisladas en medio
de agar de Chrome azurol S (Sigma, Ltd.) descrito por Schwyn y Neilands (1987).
Una vez preparadas las placas de agar Chromo azurol, se dividen en sectores
iguales y se inocula un Spot de prueba (10 mL de 106 UFC/mL) y se incuban a 28 ±
2 °C durante 48 - 72 hrs.
El desarrollo de halo de color amarillo-naranja alrededor del crecimiento se
considera como positivo para la producción de sideróforos.
5.6.3. Solubilización de fosfatos
Los aislamientos de prueba se inocularon en 25 mL de caldo de Pikovskaya
y se incubaron durante 4 días a 28 ± 2 °C. Los cultivos bacterianos se centrifugaron
a 15.000 rpm durante 30 min. El sobrenadante (1 mL) se mezcló con 10 mL de ácido
cloromolibdénico y el volumen se completa hasta 45 mL con agua destilada. Se
añadió ácido cloruroestanoso (0,25 mL) y el volumen se completa hasta 50 mL con
agua destilada. La absorbancia del color azul en desarrollo se leerá a 600 nm. La
cantidad de fósforo soluble se detectó a partir de la curva estándar de KH2PO4
(Ahmad F. et al., 2006).
28
VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
6.1. Análisis químicos de Suelos Inicial y final
Para realizar estudios e inventarios con propósitos de evaluar la fertilidad de
los suelos, es necesario en primera instancia ejecutar el procedimiento de muestreo
en campo recomendado para tal fin, además de la realización de una serie de
determinaciones analíticas y finalmente la elaboración de las interpretaciones
respectivas a los análisis y su informe correspondiente para la entrega de la
información a los solicitantes de estas evaluaciones.
Es importante que el suelo contenga una adecuada composición de
minerales que proporcionen los elementos adecuados para un desarrollo optimo del
cultivo, estas características químicas son las que determinan la fertilidad del suelo.
De acuerdo a la NOM-021-RECNAT-2000 las determinaciones analíticas y Rangos
de Suficiencia para la evaluación de fertilidad en este estudio fueron las siguientes.
En el análisis inicial para la determinación de Fósforo (P) con un valor de
17.80 ppm (optimo >30), en el análisis final de Fósforo la mayor concentración fue
para la cepa Bacillus (T1) 0.23 mg kg-1 (Bajo < 5.5 Medio 5.5 – 11 Alto > 11). Para
el análisis Inicial de Nitrato (NO3) con una concentración de 10.10 ppm (optimo >30),
en el análisis final NO3 la mayor concentración fue para el tratamiento Pseudomonas
(T2) 7.46 mg kg-1 (Bajo 10 - 20 Medio 20 - 40 Alto 40 - 60) de acuerdo a la norma
se encontró en un rango bajo. Para Materia Orgánica (MO) el análisis inicial dio una
concentración de 1.84 %, para el análisis final la cepa Bacillus (T1) con una
concentración de 8.33 % (optimo >3.0) en comparación con los otros tratamientos
estadísticamente fueron iguales, con la aplicación de las BPCV aumento la
concentración de MO en el suelo. Para el pH en el análisis inicial dio un rango de
8.23 de acuerdo a la norma son considerados como altos, para el análisis final la
cepa Virgibacillus (T4) con un rango de 7.86 medianamente alcalino de acuerdo a
la norma (optimo 6.5 – 7.5) En la conductividad eléctrica (CE) el análisis inicial de
suelo dio un valor de 1.26 mS cm-1 para el análisis final la cepas Bacillus (T1),
Brevibacterium (T3), Bacillus + Pseudomonas y el Testigo con rangos de 1.73, 1.50,
29
1.63, 1.26 mS cm-1 (optimo 2.1 – 4-0) por los que aumento la CE en el suelo con la
aplicación de las bacterias promotoras de crecimiento vegetal. Los resultados de
las Características químicas las observamos en el Cuadro 3.
Cuadro 3. Características químicas del suelo final empleado para el establecimiento del
cultivo de tomate producido en malla sombra.
Variables
Tratamientos P
Bajo < 5.5 Medio 5.5-11
Alto > 11
NH4
Bajo 10 - 20 Medio 20 - 40 Alto 40 - 60
NO3
Bajo 10 - 20 Medio 20 - 40 Alto 40 - 60
MO
optimo >3.0
PH
optimo 6.5-7.5
CE
Optimo
2.1 – 4-0
---- ----------------- mg kg-1-------------------- % MS cm-1
T1 = Bacillus 0.23 a 2.23 a 5.36 ab 8.33 a 7.26 c 1.73 a
T2 = Pseudomonas 0.00 b 2.00 ab 7.46 a 8.06 a 7.63 ab 1.13 ab
T3 = Brevibacterium 0.03 b 1.70 b 5.40 ab 7.90 a 7.66 ab 1.50 a
T4 = Virgibacillus 0.06 ab 1.70 b 1.96 b 8.20 a 7.86 a 0.50 b
T5 = Bacillus+Pseudomonas 0.06 ab 1.56 b 5.03 ab 8.13 a 7.46 cb 1.63 a
T6 = Testigo sin inocular 0.00 b 1.80 ab 4.93 ab 8.26 a 7.53 bc 1.26 a
Fuente: Análisis elaborados en el Laboratorio de Suelos de la Facultad de Agricultura y
Zootecnia FAZ (UJED) (Enero, 2018). *Diferencias entre medias obtenidas mediante
prueba de DMS (P≤0.05). Medias seguidas por la misma letra no son significativamente
diferentes.
6.2. Fenología del cultivo
Los resultados muestran que para la mayoría de las variables fenológicas el
tratamiento cuatro (inoculación con Virgibacillus), reporto los mayores valores.
6.2.1. Altura de la planta y Diámetro de tallo
Para el caso de altura de planta y diámetro de tallo, el tratamiento con la
bacteria Virgibacillus obtuvo una mayor altura 140.00 cm, respecto al Testigo. El
diámetro de tallo fue mayor en un 26% (Cuadro 4). Al respecto, Martínez et al (2013)
en su estudio caracterización de rizobacterias aisladas de tomate y su efecto en el
crecimiento de tomate y pimiento encontraron que las cepas Bacillus megaterium y
Bacillus suptilis aumentaron de manera significativa (P ≤ 0.05) el diámetro del tallo
30
y la altura de la plántula de tomate. Por lo que señala que el uso de rizobacterias
presentan propiedades bioquímicas y fisiológicas relacionadas con la promoción del
crecimiento vegetal.
Al respecto, Sánchez (2011) señala en su estudio los resultados evidenciaron
que la inoculación con las bacterias promotoras de crecimiento vegetal influyó
positivamente sobre la longitud de la parte aérea de las plantas de tomate. De
manera general, se observó que la inoculación con las bacterias logró estimular la
elongación de la planta cuando está se comparó con el testigo absoluto. Igualmente,
con respecto al testigo químico no se observaron diferencias significativas en la
mayor parte de los casos, no obstante, en algunos casos fue posible observar un
efecto superior de la inoculación bacteriana. Los resultados evidenciaron que la
cepa Pseudomonas putida (PSO14) fue la que más pudo influir sobre el proceso de
elongación de las plantas de tomate. En nuestro estudio las bacterias promovieron
efectos `positivos en Altura y diámetro de tallo en las plantas de tomate superando
al testigo con fertilización convencional (sin inocular).
Cuadro 4. Comparación de medias de las variables altura de planta (ALP) y diámetro de
tallo (DT) de plantas de tomate tipo saladette inoculadas con bacterias promotoras de
crecimiento vegetal y producidas en malla sombra.
Variables
Tratamientos ALP DT
cm mm
T1 = Bacillus 131.33 ab* 9.33 b*
T2 = Pseudomonas 113.33 b 11.00 ab
T3 = Brevibacterium 110.00 b 10.66 ab
T4 = Virgibacillus 140.00 a 12.66 a
T5 = Bacillus+Pseudomonas 114.33 b 9.33 b
T6 = Testigo sin inocular 128.33 ab 10.33 b
*Diferencias entre medias obtenidas mediante prueba de DMS (P≤0.05). Medias seguidas
por la misma letra no son significativamente diferentes.
31
6.2.2. Análisis de raíz y planta
El crecimiento de la raíz fue estimulado de manera muy significativa por el
género Virgibacillus en comparación con las otras cepas. En el caso de la variable
materia seca de raíz (MSR), este fue mayor en los tratamientos cuatro (Virgibacillus)
y seis (TESTIGO), siendo estadísticamente iguales. Y para el caso de materia seca
de planta (MSP) el tratamiento testigo fue el mejor (Cuadro 5).
Al respecto, Sánchez et al. (2012) encontraron que las cepas Enterobacter
sp y Pseudomona presentan un gran potencial para estimular el crecimiento y
producción en el cultivo de tomate. Luna et al. (2013), señalan que el ácido
indolacético (AIA) producido por las cepas inoculadas es el principal metabolito que
induce el crecimiento de las plantas, al aumentar la división celular y la
diferenciación de los tejidos, efectos que se ven reflejados en un mayor contenido
de biomasa. El AIA absorbido por las raíces de las plantas también podría estimular
la actividad de la enzima ACC sintetasa, la cual está involucrada en la síntesis del
etileno. Se ha encontrado que bajas concentraciones de etileno promueven el
crecimiento de los pelos radicales de las plantas inoculadas, y así aumentan el área
superficial de la raíz para una mayor absorción de nutrientes.
Cuadro 5. Comparación de medias de las variables materia seca de raíz (MSR) y
materia seca de planta (MSP) en el cultivo de tomate inoculado con bacterias
promotoras de crecimiento vegetal y producidos en malla sombra.
Variables evaluadas
Tratamientos MSR MSP
---------------- g ------------------
T1 = Bacillus 2.93 ab 7.97 c
T2 = Pseudomonas 2.43 ab 9.60 bc
T3 = Brevibacterium 2.27 ab 8.60 c
T4 = Virgibacillus 3.13 ab 9.63 bc
T5 = Bacillus+Pseudomonas 1.67 b 11.37 b
T6 = Testigo sin inocular (SS) 4.00 a 14.20 a
32
*Diferencias entre medias obtenidas mediante prueba de DMS (P≤0.05). Medias seguidas
por la misma letra no son significativamente diferentes.
(a) Control vs Pseudomona (b) Control vs Bacillus spp.
(c) Control vs Bacillusspp. + Pseudomona (d) Control vs Brevibacterium
(e) Control vs Virgibacillus
Figura 18. Comparación de la raíz de plantas de tomate inoculadas con bacterias
promotoras de crecimiento y comparadas con un testigo sin inocular.
33
6.2.3. Área foliar
El crecimiento del área foliar fue estimulado de manera muy significativa por
el tratamiento T4=Virgibacillus, reporto los mayores valores 3039.60 cm2 (Figura
19), en comparación con otras cepas y el testigo. Al respecto Sánchez (2011) señala
que las cepas Pseudomonas putida (PSO14) y Enterobacter (TVL-2) aumentaron el
Área foliar para la planta de tomate con respecto al testigo con fertilización
convencional. El aumento en área foliar es un fuerte indicativo de un aumento en la
tasa de actividad fotosintética en las plantas. Esto representa mayores niveles en el
contenido de carbono producto de la fijación y en consecuencia un mayor tamaño
de la planta (Taiz y Zeiger, 2010). Este aumento en la actividad fotosintética se suele
asociar con una mejora en el estatus nutricional de la planta donde la bacteria pudo
llegar a ejercer un importante efecto. En laboratorio, nosotros evaluamos ciertas
capacidades metabólicas bacterianas las cuales han mostrado estar estrechamente
ligadas a la promoción de crecimiento vegetal: solubilización de fósforo inorgánico,
mineralización de fósforo orgánico, producción de sideróforos, síntesis de AIA.
Los resultados evidenciaron que las cepas de estudio tienen un importante
rol en la solubilización de fósforo, lo cual se puede ver reflejado en el aumento en la
biodisponibilidad de fósforo en suelo lo cual influye directamente sobre la captación
de fósforo por la planta, elemento el cual a pesar de ser abundante es poco
biodisponible luego suele ser una limitante para el crecimiento de la planta. Un
aumento en el contenido de fósforo implica un mejor desarrollo vegetal ya que este
elemento hace parte de biomoléculas vitales y en consecuencia de procesos
fundamentales para el desarrollo vegetal como la fotosíntesis.
Las bacterias del género Enterobacter, Pseudomonas y Bacillus son
ampliamente encontradas en el suelo en la parte de la rizosfera y en estrecha
asociación a diferentes géneros vegetales, no obstante la forma en la cual
interactúan con la raíz difiere de género a género. Adicionalmente, varios reportes
han evidenciado su importante papel en la promoción del crecimiento vegetal
(Sánchez, 2011).
34
Figura 19. Área foliar a los 56 DDT del cultivo de tomate inoculado con bacterias
promotoras de crecimiento vegetal. Medias seguidas por la misma letra no son
significativamente diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05).
6.3. Calidad comercial de los frutos
Respecto a la calidad comercial de los frutos de tomate, el análisis de
varianza determino diferencias significativas (P≤0.05) para las variables diámetro
polar, diámetro ecuatorial, espesor de pericarpio, peso del fruto y solidos solubles
totales.
6.3.1. Diámetro polar y ecuatorial
Respecto a la calidad comercial de los frutos de tomate, el análisis de
varianza mostro diferencias significativas para las variables diámetro polar y
ecuatorial (DP y DE) (Figura 20). Los mayores valores se presentaron en el
tratamiento testigo (T6), y para el caso de los tratamientos inoculados los mejores
valores fueron con las cepas Pseudomonas (T2) y Virgibacillus (T4). En un estudio
realizado por Espinoza et al (2017) donde inoculo rizobacterias promotoras de
b
b
c
a
c
b
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500A
F c
m2
Tratamientos
35
crecimiento vegetal en tomate en condiciones de invernadero, reporto para diámetro
polar y ecuatorial de los frutos presentaron diferencias altamente signif icativas (P ≤
0.01) por efecto de la interacción sustratos × RPCV. Para los diámetros polar y
ecuatorial los mayores valores se registraron en el tratamiento Bacillus (T1), con
medias de 6.54 y 5.50 cm respectivamente, los cuales corresponden a frutos de
calidad comercial aceptable. En nuestro experimento obtuvimos frutos de calidad
comercial aceptable que coinciden por lo reportado por (Espinoza et al, 2017). Por
lo tanto coincidimos que la inoculación con RPCV generaron efectos positivos en la
calidad y tamaño de los frutos.
Figura 20. Diámetro polar y ecuatorial de frutos de tomate inoculado con bacterias
promotoras de crecimiento vegetal. Medias seguidas por la misma letra no son
significativamente diferentes, según la prueba de DMS (P≤0.05).
c
bb b
c
a
d
bc c
d
a
0
10
20
30
40
50
60
70
mm
TRATAMIENTOS
DP
DE
36
6.3.2. Espesor de pericarpio
Respecto a espesor de pericarpio, el tratamiento con las cepas
Pseudomonas (T2) y Virgibacillus (T4) presentaron los mayores valores; siendo un
34% mayor su espesor respecto al tratamiento T5 con la cepa combinada
Bacillus+Pseudomona (Figura 21). Al respecto, Espinoza et al (2017) reporta para
espesor de pericarpio en su estudio de inoculación de rizobacterias en cultivo de
tomate el mayor valor se presentó en la cepa Aeromonas con 0.74 cm, superando
al menos en 2.78% a los valores registrados en el resto de sus tratamientos. Por lo
que permite suponer que la aplicación de las RPCV promovió el desarrollo de un
mayor grosor del pericarpio en ambos estudios.
Figura 21. Espesor de pericarpio de frutos de tomate inoculado con rizobacterias. Medias
seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba de DMS
(P≤0.05).
b,c
a
a,ba
c
a
0
1
2
3
4
5
6
7
mm
Tratamientos
37
6.3.3. Peso del fruto y solidos solubles totales del cultivo
Para peso del fruto (PF) el mejor tratamiento se presentó con la cepa
Pseudomonas (T2) con un valor de 73.0 g y para solidos solubles totales (SST) el
tratamiento Pseudomona (T2), y Bacillus + Pseudomonas (T5) con una media de
5.27 °Brix (Cuadro 6), siendo estadísticamente igual y superando al tratamiento
testigo (Sin inoculo) en lo solidos solubles totales (SST). Al respecto Bhattacharjee
et al. (2015), señalan que la inoculación con PGPR generan efectos positivos en la
calidad y tamaño de los frutos de tomate.
San Martin-Hernández (2012) señala que uno de los factores que afecta la
calidad de los frutos de tomate es el sabor el cual resulta de componentes volátiles
y no volátiles y la interacción entre estos, para un sabor adecuado se requiere un
alto contenido de azúcares y ácidos. Un sabor ácido se obtiene con un contenido
alto de ácidos y bajo contenido de azúcares mientras que un sabor suave con un
alto contenido de azúcares y bajo en ácidos y ambos bajos dan un sabor insípido.
Por su parte, García Sahagun et al (2009) menciona que un buen sabor lo contienen
un alto contenido de sólidos solubles y un alto contenido de ácidos orgánicos. En
este caso los contenidos más altos de sólidos solubles totales los encontramos en
los tratamientos Pseudomonas (T2), y Bacillus y Pseudomonas (T5). Los SST de
los frutos de tomate desarrollados en los tratamientos en este estudio son
considerados adecuados ya que superaron al valor óptimo (4 °Brix) de referencia
para consumo en fresco (Santiágo et al., 1998). además, se ha demostrado un
aumento en la absorción de elementos nutritivos por las plantas cuando son
inoculadas con RPCV, este aumento se ha atribuido a la producción de
fitohormonas en el medio de crecimiento, que estimula el desarrollo de las raíces y
por ende una mejor absorción de agua y de elementos nutritivos (Ordookhani et al.,
2013).
38
Cuadro 6. Peso del fruto (PF) y Solidos solubles totales (SST) de frutos de tomate tipo
inoculado con bacterias promotoras de crecimiento vegetal.
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba
de DMS (P≤0.05).
6.3.4. Rendimiento del cultivo (g planta-1 y kg m-2)
Los resultados del rendimiento muestran diferencias significativas (P≤0.05)
positivas por efecto de las rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal (Figura
22). Para el caso de gramos por planta los tratamientos de tomate inoculados con
Brevibacterium (T3), y Virgibacillus (T4) fueron estadísticamente iguales a los
obtenidos por el tratamiento testigo, siendo su rendimiento de 821.67, 787.76, y
811.5 g planta-1, respectivamente.
Respecto al rendimiento de kilogramos por metro cuadrado (kg m-2), los
tratamientos Brevibacterium (T3), Virgibacillus (T4), y el testigo, presentaron los
rendimientos más altos, siendo de 3.28, 3.15 y 3.246 kg m-2, respectivamente. Las
diferencias en rendimiento con respecto a los tratamientos inoculados con
Pseudomonas (T2) y Bacillus + Pseudomonas (T5) fue en promedio 39% menor.
Considerando que solo se realizaron cinco cortes los rendimientos por planta
pueden ser considerados aceptables ya que en promedio en la región se reportan
entre 10 y 12 kg planta-1, considerando 10 racimos por planta. Estudios realizados
por Espinosa (2017), encontró que las RPCV Bacillus spp., y Aeromonas spp.,
incrementaron el rendimiento de tomate bajo condiciones de invernadero. Así
Tratamientos Peso del Fruto Solidos Solubles Totales
g °Brix
T1 = Bacillus 31.0 d 4.57 bc
T2 = Pseudomonas 73.0 a 5.27 a
T3 = Brevibacterium 43.5 c 4.97 ab
T4 = Virgibacillus 55.5 b 4.37 c
T5 = Bacillus+Pseudomonas 24.5 e 5.17 a
T6 = Testigo sin inocular 76.5 a 4.40 c
39
mismo, resultados reportados por Xue et al. (2009) quienes evidenciaron que los
géneros Acinetobacter y Enterobacter mejoraron significativamente el rendimiento
del cultivo de tomate. Los resultados obtenidos en el presente experimento, de
acuerdo con Sánchez et al. (2012), sugieren que la inoculación de las plantas de
tomate con RPCV exhibe un gran potencial para estimular el crecimiento y
producción en este cultivo. En este sentido, las RPCV promovieron efectos positivos
sobre el cultivo de tomate.
Figura 22. Rendimiento en cultivo de tomate por efecto positivo por las rizobacterias.
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba
de DMS (P≤0.05).
Los resultados del presente estudio muestran que el rendimiento total fue
influenciado positivamente por las RPCV, al respecto Vessey (2003) señala que el
incremento en el rendimiento de los cultivos vegetales por la aplicación de RPCV
puede ser debido a la producción de metabolitos secundarios, tales como
fitohormonas (auxinas, citoquininas y giberelinas), riboflavina y vitaminas (tiamina,
niacina y ácido pantoténico).
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
4
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
Bacillus Pseudomonas Brevibacterium Virgibacillus Bacillus +Pseudomonas
Testigo
kg m
-2
g p
lanta
-1
Tratamientos
b
c
a a
c
a
40
6.4. Cálida nutracéutica
El análisis estadístico indica que existieron diferencias significativas en las
variables fenoles totales (FT), capacidad antioxidante (CA) y licopeno (L) (P≤ 0.05).
Para FT los tratamientos con las cepas Pseudomonas (T2) y Virgibacillus (T4),
fueron estadísticamente igual al tratamiento testigo, con valores de 28.640, 27.773
y 30.443 mg de Ag 100 g-1 FF, respectivamente. Las cepas Brevibacterium y Bacillus
presentaron en promedio 30 % menos fenoles totales respecto al Testigo (Cuadro
15).
Este comportamiento coincide con lo establecido por Dashti et al. (2014),
quienes resaltaron que el contenido de fenoles totales se incrementa en frutos de
tomate, provenientes de plantas inoculadas con RPCV, ya que los compuestos
fenólicos se acumulan como un mecanismo de defensa contra un estrés biótico y
abiótico (Rivero et al., 2001; Toor et al., 2006). Esta situación pudo contribuir a que
los frutos del tratamiento T4 hayan destacado en la mayoría de las variables
evaluadas en el presente experimento.
Para capacidad antioxidante (CA) la cepa Virgibacillus fue la que presento la
mayor capacidad antioxidante con 276.57 µM Trolox g-1 FF, y Brevibacterium
mostro el valor más bajo (142.28 µM Trolox g-1 FF), un 49 % menos que
Virgibacillus. Estos resultados coinciden con lo establecido por Ordookhani et al.
(2010) quienes indican que el uso de RPCV puede aumentar el contenido de
licopeno y la actividad antioxidante en frutos de tomate.
Respecto a Licopeno (L) el mejor tratamiento fue el Testigo con 3.845 mg
100 g-1 FF; los mejores tratamientos inoculados con las bacterias fueron
Pseudomonas (T2) y Virgibacillus (T4). Estas presentaron valores de 15 % y 20%
menos contenido de licopeno (Cuadro 7). Al respecto, Ordookhani et al. (2013),
señalan que el contenido de licopeno en frutos se incrementa debido a que las
PGPR tienen la capacidad de reducir los efectos negativos ocasionados por un
estrés biótico y abiótico en las plantas.
41
Cuadro 7. Calidad nutraceutica en frutos de tomate inoculado con rizobacterias promotoras
de crecimiento vegetal.
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba
de DMS (P≤0.05).
En el presente estudio, la cepa Virgibacillus fue la que más influyo sobre los
contenidos de FT, CA y licopeno en frutos de tomate producido en condiciones de
malla sombra, lo cual pudo estar relacionado con la capacidad de cada
microorganismo de sintetizar fitohormonas (Adriano et al., 2011).
Lo anterior permite suponer que la inoculación de las PGPR son una opción
para incrementar la calidad nutracéutica en frutos de tomate cv. Quetzal, lo cual es
deseable ya que durante los últimos años frutos de tomate con mayor contenido de
licopeno, capacidad antioxidante y fenoles totales han recibido gran interés por sus
propiedades antioxidantes en relación con los radicales libres, lo que sugiere que
estos previenen los riesgos de adquirir enfermedades crónicas como el cáncer y
enfermedades cardiovasculares (Waliszewski y Blasco, 2010).
6.5. Análisis foliar de Macronutrientes y Micronutrientes del cultivo
Se obtuvieron diferencias significativas por el efecto de las bacterias
promotoras de crecimiento vegetal (PGPR). Los resultados obtenidos para el
Análisis foliar para la concentración de los Macronutrientes y Micronutrientes para
el cultivo de tomate producidas en malla sombra se presentan en los (Cuadro 8 y
9).
Tratamientos Fenoles Totales Capacidad
Antioxidante
Licopeno
mg de Ag 100 g-1 FF µM Trolox g-1 FF mg 100 g-1 FF
T1 = Bacillus 21.350 b,c 187.43 ab 2.5883 d
T2 = Pseudomonas 28.640 a 203.43 ab 3.2677 b
T3 = Brevibacterium 20.513 c 142.28 b 2.9697 c
T4 = Virgibacillus 27.773 a 276.57 a 3.0697 b,c
T5 = Bacillus+Pseudomonas 23.737 b 218.29 ab 2.6843 d
T6 = Testigo sin inocular 30.443 a 235.43 ab 3.8453 a
42
Análisis de Macronutrientes
La concentración mayor de Potasio (k) fue para los Tratamientos
Pseudomona (T2), y Virgibacillus (T4) con una concentración de 4.00, 3.88 (%),
pero estadísticamente todos los tratamientos son iguales sin diferencias
significativas. Para la concentración de Calcio (Ca) el tratamiento con la cepa
Bacillus (T1) y Bacillus y Pseudomonas (T5) fueron estadísticamente iguales a los
obtenidos por el tratamiento testigo, siendo su concentración de 1.81, 1.76 y 1.80
(%). Magnesio (Mg) el tratamiento con la cepa Bacillus (T1) presento la mayor
concentración 0.44% superando al testigo. Para la concentración de Sodio (Na) el
tratamiento con mayor porcentaje 0.0037 (%) fue para la cepa Pseudomona (T2)
superando al testigo. Para la concentración de Fósforo (P) la combinación
Bacillus+Pseudomona (T5) presento el mayor valor de concentración 0.22 (%),
superando a todos los tratamientos.
Cuadro 8. Concentración de macronutrientes en hojas de tomate inoculado con
rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal.
Macronutrientes
Tratamientos K Ca Mg Na P
------------------ % --------------------
T1 = Bacillus 3.85 1.81 a 0.44 a 0.0037 b 0.17 b
T2 = Pseudomonas 4.00 0.99 b 0.05 d 0.0073 a 0.18 ab
T3 = Brevibacterium 3.26 1.42 ab 0.21 c 0.0026 b 0.17 b
T4 = Virgibacillus 3.88 1.42 ab 0.20 c 0.0016 b 0.17 b
T5= Bacillus+Pseudomonas 3.78 1.76 a 0.33 b 0.0018 b 0.22 a
T6 = Testigo sin inocular 3.87 1.80 a 0.10 d 0.0038 b 0.18 b
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba
de DMS (P≤0.05).
Análisis de Micronutrientes
La concentración mayor de Manganeso (Mn) fue para el Tratamiento Bacillus
(T1) con una concentración 98.50 (ppm) superando a todos los tratamientos. Para
la concentración de Cobre (Cu) el tratamiento con la cepa Virgibacillus (T4) y
Brevibacterium (T3) presentaron la mayor concentración 35.85, 35.85 (ppm) y el
43
testigo 26.09 (ppm), las bacterias superando al testigo. Con respecto a Zinc (Zn) y
Níquel (Ni) el Testigo presento la mayor concentración 33.93 y 29.39 (ppm), para
las cepas utilizadas se encontraron entre los rangos de suficiencia (Zn) 20-50 (ppm)
y para (Ni) 6.5-12.2 (ppm) en rangos bajos. Para Hierro (Fe) el tratamiento con
mayor concentración fue para el testigo 73488 (ppm). Los resultados los
observamos en el Cuadro 7. Los resultados sugieren que los bioinsumos basados
en RPCV pueden aumentar la capacidad de absorción de los elementos nutritivos
por las plantas, y de este modo evidenciar los efectos positivos sobre los cultivos
(Espinosa et al., 2017).
Cuadro 9. Concentración de micronutrientes en hojas de tomate inoculado con
rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal.
Micronutrientes
Tratamientos Mn Cu Zn Ni Fe
------------------------- ppm -----------------------
T1 = Bacillus 98.50 a 18.03 29.49 ab 2.99 c 74.88 c
T2 = Pseudomonas 80.04 b 17.08 26.53 ab 0.18 c 45.80 c
T3 = Brevibacterium 86.38 b 35.64 22.67 b 9.95 b 24.89 b
T4 = Virgibacillus 87.46 b 35.85 28.98 ab 1.40 c 35.21 c
T5= Bacillus+Pseudomonas 88.04 b 22.45 27.66 ab 1.33 c 35.21 c
T6 = Testigo sin inocular 81.30 b 26.09 33.93 a 29.39 a 73.48 a
Medias seguidas por la misma letra no son significativamente diferentes, según la prueba
de DMS (P≤0.05).
6.5.1. Análisis nutricional foliar
Las concentraciones de nutrientes en hoja, y en etapas específicas del
crecimiento, se usan como índice del nivel nutricional en planta. El análisis se basa
en que la hoja es el lugar principal de la actividad metabólica. Las concentraciones
de nutrientes de la hoja en ciertas etapas del crecimiento están relacionadas con el
rendimiento o desarrollo de la planta y el rendimiento de la cosecha (Guzmán,
1987).
44
De acuerdo a los rangos de suficiencia, bajos y altos de los macronutrientes
y micronutrientes descritos para el cultivo de tomate por Benton J. et al (1991) se
muestran los resultados del análisis mineral de hoja de los 5 tratamientos utilizados
con rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal y el testigo con fertilización
convencional.
Para el tratamiento Bacillus (T1) la concentración de los macronutrientes K,
Ca, Mg, se encuentran en rangos de suficiencia (RS) y Para Na y P se encontraron
en rangos bajos (RB). Para la concentración de micronutrientes Mn, Cu, Zn y Fe se
encuentran en rangos de suficiencia (RS), para Ni se encuentra en rango bajo (RB),
(Cuadro 10).
Cuadro 10. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Bacillus (T1).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia (RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 3.85 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 1.81 a 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.44 a 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0037 b 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.17 b 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 98.50 a 40-250 30-39 >250
Cobre 18.03 a 5-20 3-4 >20
Zinc 29.49 ab 20-50 18-19 >50
45
Níquel 2.99 c 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
Fierro 74.88 c 40-200 30-39 >200
Para el tratamiento Pseudomona (T2) la concentración de los
macronutrientes K, Ca, Mg, Na, se encuentran en rangos de suficiencia (RS) y para
P se encontraron en rangos bajos (RB). Para la concentración de micronutrientes
Mn, Cu, Zn y Fe se encuentran en rangos de suficiencia (RS), para Ni se encuentra
en rango bajo (RB) (Cuadro 11).
Cuadro 11. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Pseudomona (T2).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia (RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 4.00 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 0.99 b 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.05 d 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0073 a 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.18 ab 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 80.04 b 40-250 30-39 >250
Cobre 17.08 a 5-20 3-4 >20
Zinc 26.53 ab 20-50 18-19 >50
Níquel 0.18 c 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
46
Fierro 45.80 c 40-200 30-39 >200
Para el tratamiento Brevibacterium (T3) la concentración de los
macronutrientes K, Ca, Mg, se encuentran en rangos de suficiencia (RS) y para Na,
P se encontraron en rangos bajos (RB). Para la concentración de micronutrientes
Mn, Cu, Zn y Fe se encuentran en rangos de suficiencia (RS), para Ni se encuentra
en rango bajo (RB), (Cuadro 12).
Cuadro 12. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Brevibacterium (T3).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia (RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 3.26 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 1.42 ab 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.21 c 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0026 b 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.17 b 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 86.38 b 40-250 30-39 >250
Cobre 35.64 a 5-20 3-4 >20
Zinc 22.67 b 20-50 18-19 >50
Níquel 9.95 b 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
47
Fierro 24.89 b 40-200 30-39 >200
Para el tratamiento Virgibacillus (T4) la concentración de los macronutrientes
K, Ca, Mg, se encuentran en rangos de suficiencia (RS) y para Na, P se encontraron
en rangos bajos (RB). Para la concentración de micronutrientes Mn, Zn se
encuentran en rangos de suficiencia (RS), para Ni, Fe se encuentra en rango bajo
(RB), y para Cu en rango alto (RA) (Cuadro 13).
Cuadro 13. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con Virgibacillus (T4).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia (RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 3.88 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 1.42 ab 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.20 c 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0016 b 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.17 b 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 87.46 b 40-250 30-39 >250
Cobre 35.85 a 5-20 3-4 >20
Zinc 28.98 ab 20-50 18-19 >50
Níquel 1.40 c 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
Fierro 35.21 c 40-200 30-39 >200
Para el tratamiento Bacillus + Pseudomona (T5) la concentración de los
macronutrientes K, Ca, Mg, se encuentran en rangos de suficiencia (RS) y para Na,
P se encontraron en rangos bajos (RB). Para la concentración de micronutrientes
Mn, Zn se encuentran en rangos de suficiencia (RS), para Ni, Fe se encuentra en
rango bajo (RB), y para Cu en rango alto (RA) (Cuadro 14).
48
Cuadro 14. Análisis foliar en el cultivo de tomate inoculado con la combinación Bacillus +
Pseudomona (T5).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia (RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 3.78 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 1.76 a 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.33 b 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0018 b 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.22 a 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 88.04 b 40-250 30-39 >250
Cobre 22.45 a 5-20 3-4 >20
Zinc 27.66 ab 20-50 18-19 >50
Níquel 1.33 c 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
Fierro 35.21 c 40-200 30-39 >200
Para el tratamiento Testigo fertilización convencional (sin inocular) (T6) la
concentración de los macronutrientes K, Ca, Mg, se encuentran en rangos de
suficiencia (RS) y para Na, P se encontraron en rangos bajos (RB). Para la
concentración de micronutrientes Mn, Zn, Fe se encuentran en rangos de suficiencia
(RS), y para Cu, Ni en rango alto (RA) (Cuadro 15). Por lo cual el uso de las RPCV
promovieron rangos de suficiencia de absorción de estos nutrientes sobre el cultivo
de tomate producido en condiciones de malla sombra.
49
Cuadro 15. Análisis foliar en el cultivo de tomate con fertilización convencional Testigo (sin
inocular) (T6).
Nutrientes Concentración
nutrimental
Rango de
Suficiencia
(RS)
Rango
Bajo (RB)
Rango
Alto (RA)
Macronutrientes %
Potasio 3.87 a 2.9-5.00 1.05-2.89 >5.00
Calcio 1.80 a 1.00-3.00 0.80-0.99 >3.00
Magnesio 0.10 d 0.4-0.60 0.25-0.39 >0.60
Sodio 0.0038 b 0.0097-0.0225 0.0025-0.0220 >0.0225
Fosforo 0.18 b 0.25-0.75 0.20-0.24 >0.75
Micronutrientes ppm
Manganeso 81.30 b 40-250 30-39 >250
Cobre 26.09 a 5-20 3-4 >20
Zinc 33.93 a 20-50 18-19 >50
Níquel 29.39 a 8.5-14.2 6.5-12.2 >14.2
Fierro 73.48 a 40-200 30-39 >200
6.6. Pruebas bioquímicas a las RPCV
Respecto a la producción de sideróforos, fosfatos y AIA todas las cepas
dieron positivo.
6.6.1. Producción de Sideróforos
Todas las cepas presentaron la capacidad de producir sideróforos lo que se
determinó en medio conteniendo Cromo Azurol Agar (CAS) (Alexander and Zuberer,
1991), e incubando los cultivos a 29±2°C por 5 días y así determinar la producción
de sideróforos por la presencia de un halo naranja rodeando a la colonia (Figura
23).
50
Fuente: Determinación en el Laboratorio de Ecología Microbiana de la Facultad de Ciencias
Biológicas de la Universidad Juárez del Estado de Durango, Gómez Palacio, Durango,
México.
Figura 23. Solubilización de sideróforos de cepas bacterianas empleadas en la producción
de tomate en malla sombra.
Essalmani y Lahlou (2003), señalan que la estimulación indirecta del
crecimiento de plantas incluye una variedad de mecanismos de biocontrol que son
ampliamente reconocidos como la competencia por nicho ecológico o sustratos,
producción de antibióticos y la producción de sideróforos como un mecanismo de
secuestrar el hierro disponible en el medio y con esto limitar el crecimiento de
microorganismos fitopatógenos, por ejemplo, la bacteria Azospirillum brasilense,
distinguida por su capacidad para fijar nitrógeno y producir ácido indolacético (AIA).
Aunque algunas bacterias producen sólo una clase de sideróforos, otras secretan
diversos tipos que las hace más eficientes para colonizar diferentes ambientes.
Algunas especies del género Pseudomonas producen sideróforos del tipo
hidroximato, entre los que se encuentran la ferribactina y pseudobactina, pero otras
más producen moléculas denominadas pioverdinas del tipo catecol.
6.6.2. Producción de Fosfatos
Todas las cepas presentaron la capacidad de solubilizar fosforo inorgánico,
lo que se determinó en medio conteniendo NBRIP e incubando los cultivos a 29±2°C
por 5 días para determinar la capacidad cualitativa de Solubilización por medio de
la formación de halos claro (Figura 24).
Bacillus +
Virgibacillus +
Brevibacterium +
Pseudomona +
51
Fuente: Determinación en el Laboratorio de Ecología Microbiana de la Facultad de Ciencias
Biológicas de la Universidad Juárez del Estado de Durango, Gómez Palacio, Durango,
México.
Figura 24. Solubilización de fosfatos de cepas bacterianas empleadas en la producción de
tomate en malla sombra.
El tamaño de los halos se calculó según el índice de Solubilización:
IS=(Diámetro de la colonia + Diámetro del halo)/Diámetro de la colonia (Figura 25).
Las mediciones se realizaron a partir del segundo día posterior a la inoculación 5
µL de una concentración bacteriana de 1X108, con el fin de evaluar el
comportamiento de las cepas a través de los días. Los ensayos se realizaron por
triplicado.
Figura 25. Índice de Producción de Solubilización de fosfatos de cepas bacterianas
empleadas en la producción de tomate en malla sombra.
Bacillus +
Virgibacillus +
Brevibacterium +
Pseudomona +
3.29
4.43
2.47 2.54
0.00
0.50
1.00
1.50
2.00
2.50
3.00
3.50
4.00
4.50
5.00
Índ
ice
de
pro
du
cció
n (
mm
)
CepasBacillus + Virgibacillus + Brevibacterium
+Pseudomona +
52
Chaitanya Kumar Jha y Meenu Saraf 2015, señalan que la solubilización
microbiana de compuestos de fosfato inorgánicos tiene una gran importancia
económica en la nutrición de las plantas, mencionan que las bacterias de géneros
como Achromobacter, Agrobacterium, Bacillus, Enterobacter, Erwinia, Escherichia,
Flavobacterium, Mycobacterium, Pseudomonas y Serratia son altamente eficientes
en la solubilización de fosfato complejo no disponible en iones de fosfato inorgánico
disponibles. También mencionan que en el suelo contiene una amplia gama de
sustratos orgánicos, que pueden ser una fuente de P para el crecimiento de las
plantas. Para hacer que esta forma de P esté disponible para la nutrición de las
plantas, se debe hidrolizar a P. inorgánica. La mineralización de la mayoría de los
compuestos orgánicos de fósforo se lleva a cabo mediante enzimas como fosfatasa,
fitasa, fosfonoacetato hidrolasa, D-α-glicerofosfatasa y CP liasa.
6.6.3. Producción de Ácido Indol Acético
Todas las cepas dieron positivo a la producción de Ácido Indol Acético,
sobresaliendo la bacteria Virgibacillus (Figura 26), presentando una concentración
que se ubica en un rango de las cepas con mayor índice de producción según
literatura. La determinación de la producción del AIA se llevó a cabo por método
colorimétrico utilizando el reactivo de Salkowski preparado a partir de cloruro férrico
en ácido perclórico. Los ensayos se hicieron por triplicado.
53
Figura 26. Concentración de Producción de Ácido Indol Acético de cepas bacterianas
empleadas en la producción de tomate en malla sombra.
6.175
4.863
13.880
4.262
0.000
2.000
4.000
6.000
8.000
10.000
12.000
14.000
16.000C
on
cen
trac
ion
(µ
g/m
l)
CepaBacillus + Virgibacillus + Brevibacterium + Pseudomona +
54
VII. CONCLUSIONES
La biofertilización en el cultivo de tomate a través de la inoculación con
rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal de las cepas Virgibacillus,
Brevibacterium, y Pseudomona, puede ser una alternativa para la producción
de tomate en malla sombra ya que se encontraron rendimientos y calidad
comercial aceptable.
Los bioinsumos basados en RPCV podrían ser una alternativa de fertilización
en la producción de tomate en agricultura protegida, puesto que se
incrementa la calidad nutracéutica de los frutos sin el suministro de
fertilizantes inorgánicos.
Las RPCV empleadas promovieron rangos de suficiencia de absorción de los
nutrientes requeridos para la nutrición del cultivo de tomate producido en
condiciones de malla sombra. Siendo así una alternativa de biofertilización
adecuada para la nutrición vegetal del cultivo en agricultura sostenible.
El uso de este tipo de bacterias, pueden ser una alternativa prometedora
como biofertilizantes para el cultivo de tomate y la producción en la
agricultura sostenible teniendo en cuenta que disminuiría el impacto sobre el
medio ambiente al reducir el uso excesivo de fertilizantes de síntesis química.
De igual forma, se podrán reducir los costos de producción al requerirse la
mitad de la dosis de fertilizante químico, que al ser suplementado con la
fertilización bacteriana permite obtener los mismos resultados. Por tanto, la
inoculación con estos microorganismos promotores de crecimiento vegetal
representa una alternativa limpia y segura para asegurar la fertilización de
los cultivos sin incurrir en los costos ambientales y económicos de la
fertilización química tradicional.
55
VIII. LITERATURA CITADA
Aguirre, M., Irizar, G., Duran, P., Grajeda, C., Peña del Rio, M., Loredo, O.,
Gutiérrez, B. 2009. Los biofertilizantes; Microbianos; alternativa para la
agricultura en México. Instituto Nacional de investigaciones Forestales,
Agrícolas Y Pecuarias. Campo Experimental Rosario Iztapar Tuxtla Chico.
Chiapas México. 80 p
Ahmad F, Ahmad I, Khan MS. 2006. Screening of free-living rhizospheric bacteria
for their multiple plant growth promoting activities. Microbiol Res 36:1-9.
Alarcón, M. S., Bolkan, H. 1994. Situación y perspectiva del tomate en México.
Campbell’s Sinalopasta S. A. de C. V., Guasave, Sinaloa, México. Informe
Interno.
Alarcón, M. S. 1993. Impacto del manejo Integrado de plagas en cultivos de tomate
industrial en Sinaloa. Resumen del Primer Congreso Internacional de Manejo
de Plagas. Universidad Autónoma de Chapingo, México: 18-35 pp.
Armenta-Bojórquez, A. D., García-Gutierrez, C., Camacho-Báez, J. R., Apodaca-
Sánchez, M. Á., Gerardo-Montoya, L. y Nava-Pérez, E., 2010. Biofertilizantes
en el desarrollo agrícola de México. RaXimhai, 6(1), 51-56.
Benton-Jones, J., Wolf., B., Harry A, Mill., 1991. Plant Analysis Handbook. Micro-
Macro Publis, Inc. 185-186.
Berendsen R. L., Corne M. J. Pieterse y Peter A. H. M. Bakker., 2012. The
rhizosphere microbiome and plant health, pp. 478-479.
Bernal G, 2010. Las Buenas Prácticas Agrícolas (BPA) Desde la Perspectiva de la
Microbiología de Suelos., XII Congreso Ecuatoriano de la Ciencia del Suelo.
Bhattacharyya, P. N., y Jha, D. K. (2012). Plant growth-promoting rhizobacteria
(PGPR): emergence in agriculture. World Journal of Microbiology and
Biotechnology, 28, 1327-1350.
56
Camelo, R., Vera, S., Bonilla, R., 2011., Mecanismos de acción de las rizobacterias
promotoras del crecimiento vegetal. Ciencia y Tecnología Agropecuaria, 12
(2), 159-156.
Caballero M. J., (2006). Microbiología Agrícola e Interacciones Microbianas con
plantas. Rev. Latino Americana de Microbiología, 48: 154-161.
Canavarro Am, Machado S. 2002. Sideróforos: respuesta a microorganismos. Quim
nova 25: 1155-1164.
Costales, D., L. Martínez y M. Núñez. 2007. Efecto del tratamiento de semillas con
una mezcla oligogalacturónidos sobre el crecimiento de plántulas de tomate
(Lycopersicon esculentum Mill). Cul. Trop. 28: 85-91.
Clark F. E., (1949) Soil microorganisms and plant roots. Adv Agron 1:241–288.
Cruz, B. L. 2007. Calidad de semilla de tomate (Lycopersicon esculentum Mill.) por
efecto de potenciales osmóticos, calcio y podas bajo condiciones de
invernadero. Tesis de Doctorado. Colegio de Postgraduados “Campus
Montecillo”, Texcoco, Estado de México, 195 p.
Curtis, P. 1996. Aspectos de la morfología de Angiospermas cultivadas. Universidad
Autónoma Chapingo. 134 p.
Chaitanya Kumar Jha y Meenu Saraf. 2015. Plant growth promoting Rhizobacteria
(PGPR): a review. E3 Journal of Agricultural Research and Development 5:
0108-0119.
Díaz, A., G. J. Salinas, G. J. R. Valadez, E. H. M. Cortinas, O. C. Loredo, Q. V.
Pecina, R. A. Pajarito, A. J. Amado, G. D. González. 2012. Impacto de la
Biofertilización del Maíz en el Norte de México. Folleto Técnico No. Mx-
031030125 03-13-09-54. Instituto Nacional de investigaciones Forestales,
Agrícolas y Pecuarias, Campo Experimental Rio Bravo, Tamaulipas. México.
Espinosa Palomeque, B., A. Moreno Reséndez, P. Cano Ríos, V.P. Álvarez Reyna,
J. Sáenz Mata, H. Sánchez Galván y G., González Rodríguez. 2017.
57
Inoculación de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal en tomate
(Solanum lycopersicum L.) cv. afrodita en invernadero. Terra
Latinoamericana 35: 169-178.
Essalmani H, H Lahlou. 2003. Mécanismes de bioprotection des plantes de lentile
par Rhizobium leguminosarum contre Fusarium oxysporum sp. Lentis. Comp.
Rend Biol. 326:1163-1173.
FAO (Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación
Representante en México). 2009. la FAO en México Más de 60 años de
cooperación 1945 – 2009. Agroanálisis A. C. México.
Félix, G. R., 1993. Control de Tizón tardío Phytophthora infestans en tomate
industrial considerando la influencia de algunos factores ambientales para el
uso de fungicidas. Memorias XX Congreso Nacional de Fitopatología.
Sociedad mexicana de Fitopatología. Resumen 31-31 pp.
García-Sahagún, M.L., Martínez-Juárez, V., Avendaño-López, A. N., Padilla-
Sahagún, M. C. e Izquierdo-Oviedo, H. 2009. Acción de oligosacáridos en el
rendimiento y la calidad del tomate. Fitotecnia. México. 32: 295-301.
Garza, L. 1985. Las hortalizas cultivadas en México, características botánicas.
Departamento de Fitotecnia. UACh. Chapingo, México. 4 p.
González Ch. M. 2005. Recuperación de suelos contaminados con metales pesados
utilizando plantas y microorganismos rizosféricos. TERRA Latinoamericana,
23: 29-37.
Glick B. R., 1995 “The enhancement of plant growth by free-living bacteria,”
Canadian Journal of Microbiology, vol. 41, no. 2, pp. 109–117,.
Guo, J. H., Qi, H. Y., Guo, Y. H., Ge, H. L., Gong, L. Y., Zhang, L. X., y Sun, P. H.
2004. Biocontrol of tomato wilt by plant growth-promoting rhizobacteria.
Biological control, 29: 66-72.
58
Guzmán, M., 1987. Equilibrio nutricionales en condiciones de invernadero:
corrección y mejora de la cosecha. Tesis Doctoral. Universidad de Granada,
361 pp..
Jaramillo, J., Rodríguez, V., Guzmán, M. and Zapata, M. 2007. Manual técnico
buenas prácticas agrícolas (BPA) en la producción de tomate bajo
condiciones protegidas. Corpoica. Bogotá, Colombia. 314 p. Agronómica.
Colombia. 56:75-83.
Johansson F, Paul L., Finlay R. (2004). Microbial interactions in the
mycorrhizosphere and their significance for sustainable agriculture. FEMS
Microbiology Ecology. 48: 1-13.
Kloepper, J. W. and M. N. Schroth. 1978. Plant growth promoting rhizobacteria on
radishes. In: Gilbert-Clorey (ed.). Procceding of the 4th International
Conference on Plant Pathogenic Bacteria Vol. 2. France. 879-882.
Kloepper, J. W., Lifshitz R., Zablotowicz, R. M., 1989. Free-living bacterial inoculate
for enhancing crop productivity. Trends Biotechnol. 7: 39–43.
Okon, y Labandera G. C. A., 1994. Agronomic applications of Azospirillum. In:
Ryder, M.H., Stephens, P.M., BOWen, G.D. (Eds.), Improving Plant
Productivity with Rhizosphere Bacteria. Commonwealth Scientific and
Industrial Research Organization, Adelaide, Australia, pp. 274–278.
Omar M. N. A., Osman M. E. H., Kasim W. A., y El-Daim I. A. (2009). Improvement
of salt tolerance mechanisms of barley cultivated under salt stress using
Azospirillum brasilense. In Salinity and water stres. Springer Netherlands.
133-147.
Lampklin, N., 2001. Agricultura Ecológica. Ediciones Mundi-Prensa Madrid España.
1ra Ed. 271, 56:75-83.
59
Luna L., Martínez R., Hernández M., Arvizu S., Pacheco J., 2013. Caracterización
de Rizobacterias Aisladas de Tomate y su Efecto en el Crecimiento de
Tomate y Pimiento., Rev. Fitotec. Mex. 36: 63-69.
Martínez, O., Natividad, J., Reyes, G., Pérez, G., Martínez, S., 2014. Biofertilizantes
en el Cultivo de Tomate (Solanum lycopersicum L.)., Centro Interdisciplinario
de Investigación para el Desarrollo Integral Regional, Unidad Durango del
Instituto Politécnico Nacional.
Martínez D., O., 2014. Evaluación de Rizobacterias Promotoras del Crecimiento
Autóctonas en el Cultivo de Tomate Criollo (Solanum lycopersicum L.).,
Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional,
Unidad Durango del Instituto Politécnico Nacional.
Maroto, B. 2002. Horticultura herbácea especial. Ediciones Mundi-Prensa. 3ª
edición. Madrid, España: 568 p.
Mayak S., Tirosh T., Glick B. R. 2004. Plant growth-promoting bacteria confer
resistance in tomato plants to salt stress. Plant Science 166: 525–530
Mejía, M., Estrada, E. and Franco, M. 2007. Respuesta del tomate chonto cultivar
Unapal Maravilla, a diferentes concentraciones de nutrientes, Acta
Agronómica. Colombia. 56: 75-83
Nuño, M. R., Ponce, M. J. F., Hernández, Z. C., Machain, S. G. M. 2007. Manual de
producción de tomate rojo bajo condiciones de invernadero para el valle de
Mexicali, Baja California. 34 p. Disponible en línea:
https://www.cofupro.org.mx/cofupro/archivo/fondo_sectorial/Baja%20Califor
nia/42baja.pdf
Ordookhani, K.; Moezi, A.; Khavazi, K. and Rejali, F. 2013. Effect of plant growth
promoting rhizobacteria and mycorrhiza on tomato fruit quality. Acta Hort.
989:91-96.
60
Pieterse C., Van Loon L., 1999. Salicylic acid independent plant defense pathways,
Trends in Plant Science, 22: 291-296.
Pretty, J. 2008. Agricultural sustainability: Concepts, principles and evidence. Phil.
Trans. R. Soc. B. 363: 447-465.
Raviv, M. 2015. Production of high-quality composts for horticultural purposes: A
mini-review. HortTechnology 15: 52-57.
Rodríguez, R. Tavares, R. y Medina, 2001. Cultivo moderno del tomate. 2ª Edición.
Ediciones Mundi-Prensa. España. 255 p.
Santiágo, J.; Mendoza, M. y Borrego, F. 1998. Evaluación de tomate (Lycopersicon
esculentum, Mill) en invernadero: criterios fenológicos y fisiológicos. Agron.
Mesoam. 9(1)59-65.
Sánchez, B. A 2011. Efecto de la inoculación con bacterias promotoras de
crecimiento vegetal sobre el cultivo de tomate (Solanum lycopersicum var.
sofía) Bajo Invernadero., Pontificia Universidad Javeriana Facultad de
Ciencias Bogotá, 77.
Sánchez-Porro Cristina, R. de la Haba Rafael, Ventosa Antonio. 2014. The Genus
Virgibacillus. 455-465.
Santiago-López, G., P. Preciado-Rangel, E. Sánchez-Chávez, J. Esparza-Rivera,
M. Fortis-Hernández, and A. Moreno-Reséndez. 2016. Organic nutrient
solutions in production and antioxidant capacity of cucumber fruits. Emir. J.
Food Agric. 28: 518-521.
Santillana, N., Arellano, C., y Zúñiga, D., 2005. Capacidad del Rhizobium de
promover el crecimiento en plantas de tomate (Lycopersicon esculentum
Miller) PGPR capacity of Rhizobium on Lycopersicon esculentum Miller
(tomato). Ecología Aplicada, 4: 1-2.
61
San Martín-Hernández, C., Ordaz-Chaparro, V., Sánchez-García, P., Colinas-León,
M. T. y Borges-Gómez, L., 2012. Calidad de tomate (Solanum lycopersicum
L.) producido en hidroponía con diferentes granulometrías de tezontle tomate
(Solanum lycopersicum L.) Agrociencia 46: 243-254.
SAGARPA (Secretaria de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y
Alimentación), 2010. Monografía de cultivos “Jitomate”, Subsecretaria de
Fomento a los agronegocios. 10 p. Disponible en línea:
http://www.sagarpa.gob.mx/agronegocios/Documents/pablo/Documentos/M
onografias /Jitomate.pdf (consulta noviembre 2017).
Sudhir K U., Devendra P. S., Ratul S., 2009. Genetic Diversity of Plant Growth
Promoting Rhizobacteria Isolated from Rhizospheric Soil of Wheat Under
Saline Condition, pp. 1-8.
Siddikee M. A., Chauhan P. S., Anandham R., Gwang-Hyun H., and Tong-Min S.
2010. Isolation, Characterization, and Use for Plant Growth Promotion under
Salt Stress, of ACC Deaminase-Producing Halotolerant Bacteria Derived from
Coastal Soil. 20:1577-84
Taiz, L and Zeiger, E. 2003. Plant Physiology. Sinauer Associates, Inc. 91: 750–751
Tejera-Hernández, B., Rojas-Badía, M. M., & Heydrich-Pérez, M. 2011.
Potencialidades del género Bacillus en la promoción del crecimiento vegetal
y el control biológico de hongos fitopatógenos. Revista CENIC. Ciencias
Biológicas, 42, 131-138.
Tsavkelova EA, Klimova SY, Cherdyntseva TA, Netrusov AI. 2006. Microbial
producers of plant growth stimulators and their practical use: a review. Appl
Biochem Microbiol 42:117-126.
Under Salt Stress, of ACC Deaminase-Producing Halotolerant Bacteria Derived from
Coastal Soil, p 1578.
62
Vessey, K. J. 2003. Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant Soil
255: 571-586.
Weert S, Kuiper I, Lagendijk EL, Gerda E, Lamers M, Ben J, Lugtenberg J. 2003.
Role of chemotaxis toward fusaric acid in colonization of hyphae of Fusarium
oxysporum f. sp. radicis-lycopersici by Pseudomonas fluorescens WCS365.
Mol Plant Microbe Interact 17:1185-1191.
Yang, J., J. W. Kloepper, and C. M. Ryu. 2009. Rhizosphere bacteria help plants
tolerate abiotic stress. Trends Plant Sci. 14: 1-4.
