SECRETARIA DE EDUCACION PÚBLICADIRECCION GENERAL DEL SISTEMA

TECNOLOGICOINSTITUTO TECNOLOGICO DE BOCA DEL RIO

DEPARTAMENTO DE _INGENIERIAS______

LICENCIATURA EN _ACUICULTURA_______

CURSO 2010/2011

SEMESTRE 2011-1

UNIDAD 4 PRODUCCION DE SEMILLA DE PECES MARINOS

26/05/2011 OBTENCIÓN DE SEMILLA DEL MEDIO NATURAL PRODUCCIÓN ARTIFICIAL DE SEMILLA ONTOGENIA INICIAL REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES CULTIVOS DE APOYO PARA ALIMENTACIÓN DE LARVAS DE PECES MARINOS

NOMBRE DE ALUMNOS:

ARAGON ABURTO EDUARDO ARRIOLA MARTINEZ SAUL OMAR HERNANDEZ JUAREZ SARA HUESCA VELAZQUEZ EDGAR FRANCISCO RAMIREZ VARGAS MARIANA

GRUPO: A

ASIGNATURA: CULTIVO DE PECES MARINOS

Visto bueno (Vo.Bo.)

DRA. MARGARITA CERVANTES TRUJANO

Fecha Firma Calificación

1

OBTENCIÓN DE SEMILLA DEL MEDIO NATURAL

Colecta de huevos y larvas

Los arrecifes de coral albergan un gran numero de especies de peces e invertebrados, muchos de los cuales constituyen valiosos recursos para la economía de los países tropicales.

Los huevos y las larvas viven suspendidas en el agua. Es común que las larvas sean dispersadas por las corrientes marinas. La distribución de las larvas esta determinada por el tiempo que pasan suspendidas en el agua y por su capacidad de dispersión.

Para la colecta de larvas se debe tomar en cuenta la especie y el tamaño ya que esto decidirá la zona donde se llevara a cabo la colecta y el arte de pesca a utilizar. Cada aparejo o arte de pesca tiene su eficiencia para cada especie y medios.

Cuando se decide la especie que se colectara para el cultivo se debe considerar el comportamiento y hábitat de puesta, es decir, si el pez es guardián, no guardián o un portador de los huevos.

Los llamados no guardianes tienen huevos pelágicos y por l tanto para la colecta se usara una red de zooplancton. Para cada especie y se decidirá el aparejo de pesca y la zona, tanto para la colecta de huevos como para la colecta de larvas.

PRODUCCIÓN ARTIFICIAL DE SEMILLA.

Los peces planos constituyen uno de los grupos de peces marinos que presentan las mejores perspectivas de desarrollo en cautiverio, debido a su adaptación a condiciones controladas, la excelente calidad de su carne y su creciente demanda en el mercado nacional e internacional.

En los últimos años se ha hecho un gran esfuerzo para examinar los efectos de las condiciones de cautividad sobre el proceso reproductor de los progenitores, la producción y calidad de los gametos, así como el desarrollo y supervivencia de los estadios primarios (larvales y post larvales), con vistas a la obtención de progenie (producción de semilla) idónea para el cultivo.

Estas investigaciones tienen como fin primordial la mejora de la selección, nutrición y manejo de los reproductores, como resultados se ha logrado la obtención de puestas naturales e inducidas, el desarrollo larval y de juveniles.

4.2.1 Desove

Maduración y Reproducción de reproductores: Se trata de peces adultos con capacidad de procrearse, que provienen del medio marino, y en el laboratorio son desinfectados y mantenidos en óptimas condiciones ambientales y nutricionales para obtener desoves de buena calidad.

Los reproductores se mantienen en tanques de 20 a 56 mil litros de agua de mar filtrada y esterilizada, y son alimentados una vez todos los días con alimento fresco (calamar, camarón, sardina y atún).

Aproximadamente un año después de su selección, empiezan a desovar de forma natural y espontánea, produciendo entre 50.000 y 600.000 huevos, dos o tres veces por semana. También existen métodos de inducción al desove, los cuales pueden ser químicos, físicos y hormonales. Los más usados son dentro de los físicos, los cambios de temperatura y fotoperiodo y dentro de los hormonales, la inyección de hormonas como la gonadotropina animal.

4.2.2 Fertilización

En teleósteos, los huevos no fertilizados están rodeados por una serie de membranas. La más exterior de ella (el corion), es relativamente gruesa y resistente y presenta un pequeño poro micropilo) a través del cual es esperma entre en el huevo para fertilizarlo.

Generalmente la fertilización es monoespermática, y aunque en algunas especies son varios los espermatozoides que entran en el huevo sólo es uno el que fusiona su núcleo huevo, con el del huevo. Con la fertilización se inicia la segunda división meiótica.

Existen varios factores endógenos y exógenos que afectan a la fertilización. La composición de la dieta es uno de ellos e influye en la viabilidad del esperma y en la activación del huevo, así como en las tasas de supervivencia embrionaria y larvaria. La temperatura del agua también desempeña un papel clave en la ovulación, la producción de huevos y la fertilidad de los mismos, al igual que la salinidad que es determinante en la calidad espermática espermática.

4.2.3 Incubación

Los huevos fecundados por desove natural que se dejan incubar en el estanque, están expuestos a enfermedades y ala predación, y la proporción de crías puede bajar hasta 1-5. El tradicional 'hapa' incubador da alguna protección contra la predación; este sencillo dispositivo consiste en varias bandejas pandas que flotan dentro de un marco exterior mayor. Las bandejas interiores están recubiertas por malla gruesa, como de mosquitero, y las larvas producidas por los huevos que están dentro de ellas pueden escapar dejando atrás los huevos muertos y los cascarones. El 'hapa' exterior si detiene las larvas, pues está recubierto por malla fina. Para mejores resultados, debe instalarse en agua corriente y se puede limitar la predación de pájaros y sapos colocándole una tapa.

4.2.4 Eclosión

Una vez obtenidos los huevos, se colectan y transportan a tanques más pequeños en donde son incubados. La larva sale del huevo entre 17 y 20 horas después del desove, y se mantienen ahí, con su propia reserva nutritiva, durante 3 días. Luego, son trasladados a otros tanques para ser alimentados con alimento vivo. En el caso del pargo manchado, este proceso tarda alrededor de 45 días.

Las larvas tienen una fase de alimentación endógena durante la cual se alimentan de las reservas de vitelo acumuladas en el huevo (larva lecitotrófica). Cuando estas reservas se han consumido en su totalidad se habla de alimentación exógena, entre uno y otro periodo se produce la apertura de la boca hay una fase de alimentación mixta.

ONTOGENIA INICIAL

Evolución del organismo individual o de alguna de sus partes desde su concepción en adelante. Mientras la ontogenia dura apenas el tiempo de vida de un ser (por ejemplo 70 años), la filogenia abarca siglos o milenios. En algunos aspectos, la primera parte de la ontogenia (el desarrollo embriológico) repite o refleja de manera modificada la filogenia.

Las larvas de peces marinos son los vertebrados de vida libre más pequeños que existen (Hunter, 1981). Al momento de la eclosión, carecen de la mayoría de órganos y sistemas que caracterizan a los juveniles y adultos; cuentan con un saco de vitelo y glóbulo de aceite cuyo papel es el de proveer de la energía y los nutrientes necesarios durante los primeros días de vida. Esto implica que durante los primeros días de desarrollo existe toda una gama de procesos de diferenciación de órganos y sistemas que van dirigidas hacia el inicio de la alimentación exógena, la cual ocurre una vez que se agotan las reservas alimenticias (i.e. saco de vitelo y glóbulo de aceite). Varios estudios han destacado la importancia de la primera alimentación como etapa crítica de la ontogenia inicial de peces marinos, ya que se han reportado mortalidades superiores al orden del 60%, tanto en el medio natural, como en condiciones de cultivo. Esto se acentúa cuando se trata de nuevas especies que han sido introducidas a la acuacultura, como es el caso de los lutjanidos. Resalta entonces la relevancia del éxito alimenticio durante la primera alimentación exógena como un mecanismo de regulación del reclutamiento en el medio natural, así como de factor que define tanto la calidad, como la cantidad de larvas producidas en condiciones de cultivo. Para incrementar la probabilidad de sobrevivencia durante la primera alimentación, la larva presenta un desarrollo coordinado de órganos y sistemas involucrados directamente en la detección, ingestión y digestión de las presas. Numerosos estudios han descrito el desarrollo del sistema visual, digestivo y sensorial durante el periodo larval de peces marinos. No obstante, pocos han sido enfocados a la caracterización detallada del estado de desarrollo de éstos sistemas justo al momento en el que inicia la alimentación exógena.

Temperatura: Entre 18 C y 20 C +/- 1

Salinidad: 35 ppt

Oxigeno: mayor a 6 mg/mlå

Fotoperíodo: se utiliza un fotoperiodo de 24:0 L:O , 2 DDE hasta 10 DEE.

Posteriormente se ajusta a 12:12 L:O hasta el final del cultivo larvario

Flujo de agua: Primeros dos días de incubación sin flujo

Aireación: el primer día (1 al 2 DDE) sin aireación. Al día siguiente (3 DDE) se inicia un pequeño burbujeo de unas cuantas burbujas por minuto.

Se incremnta la aereacion gradualmente intentando no perturbar a las larvas

Cuidar la temperatura, si es necesario aumentar el flujo para mantener la temperatura adecuada. De preferencia enfriar el cuarto de cultivo.

Diariamente revisar los niveles de amonia en los tanques de cultivo. Se recomienda no exceder 0.5 mg/ml de amonia total. En casa de que se incrementen las concentraciones de amonia, utilizar algun producto comercial para reducir los niveles por debajo de los 0.5 mg/ml (i.e., cloram-X).

Incrementar el flujo de intercambio de agua hacia los biofiltros gradualmente, sin que las larvas sean arrastradas al las mallas de los tubos de drenaje.

REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES

Los requerimientos nutricionales de las larvas de peces marinos no han sido aún completamente determinados. Debido al limitado conocimiento actual, el diseño de dietas artificiales se ha venido basando en la composición del saco vitelino de las larvas de la especie de interés, del zooplancton natural del cual se alimentan, o el de las presas vivas que han resultado efectivas bajo condiciones de cultivo.

1. Principales fuentes de nutrientes y energía.

Existe poca información sobre las proporciones adecuadas de las principales fuentes de energía. La mayor parte de la energía utilizada para el desarrollo, crecimiento y procesos metabólicos es obtenida de amino ácidos libres y ácidos grasos.

Muchas especies exhiben un crecimiento extremadamente rápido durante la etapa larvaria, por lo cual requieren grandes cantidades de amino ácidos para la producción de las proteínas que conformarán los tejidos durante el crecimiento y suplirán además la energía requerida para el metabolismo (Ronnestad et al. 1999). Esta realidad es reflejada en el hecho de que el zooplancton que sirve de alimento en el medio ambiente natural contiene un alto nivel de proteína y amino ácidos libres. Por lo general, se utilizan niveles de proteína del 55 al 60%.

Por otro lado, los lípidos tienen un alto contenido energético, además de proveer los ácidos grasos esenciales y fosfolípidos necesarios para la constitución de las membranas de las células durante el crecimiento. Las dietas artificiales suelen estar compuestas de un 10 a 20% de lípidos.

En lo que respecta a los carbohidratos, aunque las dietas naturales exhiben un bajo contenido, y estos no son bien digeridos por los peces carnívoros, se han logrado incluir en las dietas algunas formas muy digeribles de carbohidratos en cantidades que van del 10 al 20% de la dieta sin llegar a afectar el crecimiento de forma significativa (Person-LeRuyet, 1989).

PRIMERA ALIMENTACION EXOGENA

La alimentación se basa en diatomeas, dinoflagelados, flagelados, tintínidos, ciliados, cladóceros, copépodos, huevos de bivalvos, quetognatos, lamelibranquios, gastrópodos, poliquetos, decápodos, otras larvas de peces, entre muchos otros tipos de organismos (Blaxter & Hunter, 1982; Kane, 1984; Jenkins, 1987; Fortier & Harris, 1989; Heat et al., 1989; Ozawa et al., 1991; Sánchez-Velázco & Norbis, 1997). Es por esto, que para que las larvas aseguren su supervivencia deberán seleccionar una presa de tamaño adecuado y de movimento lento; además que esta presa una vez ingerida sea fácil de digerir y que cubra sus requerimientos nutricionales mínimos. La mayoría de las larvas de peces son cazadores planctónicos visuales sin importar los hábitos alimenticios que tendrán cuando sean adultos (herbívoros, filtradores, carnívoros pelágicos, omnívoros bentónicos) (Hunter, 1981). En algunas especies, los cambios en la dieta son requeridos al ir incrementando el tamaño del organismo; por ejemplo, las larvas de anchoa Californiana Engraulis mordax (Girard, 1854), que se alimentan con dinoflagelados muestran bajos crecimientos hasta que la dieta se les cambia (Hunter, 1977).Desde el punto de vista de la alimentación, las larvas usualmente de menor talla y más delicadas, requieren alimento vivo entre tres y cinco semanas después de la eclosión (en algunas ocasiones más de ocho semanas). Para algunas especies la desventaja de una talla pequeña, puede ser compensada modificando otros factores como el tamaño de la boca, tipo de dentición o que las larvas se desarrollen donde exista una gran abundancia y diversidad de presas. A excepción de algunos peces de agua dulce, la mayoría de las larvas de peces marinos desarrollan la habilidad de capturar y digerir presas zooplanctónicas. Por ejemplo, las larvas de Coryphaena hippurus (Linnaeus, 1758) son muy grandes, siendo depredadores activos al momento de la primera alimentación (Kraul, 1993).

Para muchas larvas, los copépodos son probablemente las presas principales, y aparentemente, los de mejor calidad nutricional (May, 1974). Sin embargo, en cultivo la ingestión se ha restringido a un grupo muy reducido de presas, con las cuales tratan de cubrir los requerimientos nutricionales para larvas de peces marinos; estos alimentos son:

a) Microalgas. (2-20 μm) Las microalgas más empleadas para la alimentación de las presas y control de la calidad de agua en los sistemas de cultivo son: Chlorella vulgaris, Tetraselmis spp., Isochrysis galvana, Monochrysis lutheri, Nannochloris sp, etc., ya que

tienen gran potencial para formar cultivos con abundante biomasa, tamaño celular, digestibilidad y valor nutricional (Muller-Feuga, 2000)

b) Rotíferos (Brachionus plicatilis) (50-250 μm). Generalmente, son usados como el primer alimento para las larvas de peces marinos (Fukusho, 1989), ya que el tamaño de la boca (100-400 μm) no les permite capturar presas mayores. Se cultivan a base de microalgas o con levadura de pan, y relizando su enriquecimento a base de emulsiones lipídicas comeciales, asegurando así un incremento en el nivel de ácidos grasos altamente polinisaturados de la serie n-3 (Léger et al., 1989)

c) Crustáceos (Artemia spp.) (200-500 μm). Este microcrustáceo representa, en la escala trófica de las larvas de peces marinos, la etapa sucesiva al rotífero; además constituye el nexo con la alimentación a base de dieta inerte. No es necesario mantener un cultivo auxiliar para esta fase, ya que se almacena durante bastante tiempo enquistado. Sin embargo, durante el crecimiento de las larvas es necesario adicionar este crustáceo en estadios posteriores, por lo que su cultivo se complica (Sorgeloos et al., 2001)

Copépodos. Los copépodos son el alimento natural de la mayoría de las larvas de peces y comprenden un gran número de especies. De todas esas especies las utilizadas actualmente son los copépodos calanoideos y algunos harpacoideos (Tigriopus japonicus, Tisbe furcata, Acartia sp. y Euterpina acutifrons), los cuales están siendo cultivados (Støttrup & Norsker, 1997; Nanton & Castell, 1998; Schipp et al., 1999). Las ventajas que presentan estos organismos comparados con los rotíferos y la Artemia sp., es que contienen todos los nutrientes esenciales que las larvas requieren, por lo que no necesitan ser enriquecidos. Sin embargo, presentan limitaciones ya que estos organismos presentan ciclos de vida largos, comparados con los otros alimentos vivos, además se debe tener cuidado con la selección de la especie de copépodo, ya que una selección errónea conllevaría a disminuir la posibilidad de su captura por parte de la larva.

TIPOS DE ALIMENTO

Tipo de dietas

Las investigaciones conducidas durante los últimos veinte años han llevado al desarrollo de múltiples estrategias alimenticias para criar larvas de peces marinos. Sin embargo, sólo algunas han tenido éxito a nivel industrial. Todas las estrategias alimenticias usadas en los cultivos comerciales incluyen al inicio de la cría, el uso de alimento vivo. Aproximadamente 20 especies de algas (2-20 microm.) son comúnmente cultivadas y utilizadas para alimentar invertebrados marinos (eg., rotíferos, copépodos), los cuales sirven finalmente como presas para las larvas. Las especies de algas que frecuentemente

se utilizan para alimentar a estos invertebrados incluyen, Isochrisis galbana, Chlorella sp., Nanochloris sp., Nanochloropsis sp., y Tetraselmis sp.

1. Alimento vivo

Como se mencionó anteriormente, no se ha podido cultivar con éxito a nivel comercial ninguna especie de pez marino a través de la etapa larvaria sin proporcionar alimento vivo tras el inicio de la alimentación exógena. La dependencia del alimento vivo varía según la especie (5 a 30 días), tratándose de reducir su suministro al mínimo debido a su alto costo. Las dos especies universalmente utilizadas son el rotífero Brachionus plicatilis y el branquiopodo Artemia sp. Sin embargo, los mejores resultados se han obtenido utilizando copépodos (Tigriopus, Calanus y Acartia), pero estos son difíciles de producir en el laboratorio y la producción en gran escala no esta resuelta.

Los rotíferos y Artemia son de forma natural deficientes en HUFAs de la serie w-3, en especial en DHA (Rainuzzo et al. 1994; Sargent, 1997). Debido a esta deficiencia, y al requerimiento esencial de los HUFA w-3 en larvas de peces marinos, es indispensable enriquecer el alimento vivo con productos ricos en HUFAs w-3 antes de suministrarlo a las larvas. Para lograr esto, se utilizan ciertas combinaciones de algas, protistas, levaduras especiales, microdietas, aceites y emulsiones ricas en HUFAs w-3. Con referencia a esto, existen dos estrategias de enriquecimiento:

1) Método directo: Los organismos son enriquecidos directamente con productos ricos en HUFAs w- 3. Existen varios productos comerciales en forma de microdietas o aceites que contienen ácidos grasos, ya sea en forma de tioésteres o triglicéridos (e.g., Selco, SuperSelco y RotiMac).

Adicionalmente, existen productos basados en algas o protistas liofilizados, como Algamat 2000. Recientemente, se han lanzado al mercado productos comerciales con alto contendido de fosfolípidos ricos en HUFAs w-3, como los productos AquaGrow de la compañía Martek. También es posible hacer una emulsión de aceite de pescado, yema de huevo y vitaminas, licuando los ingredientes en agua y agregando la solución emulsificada al cultivo de rotíferos o Artemia unas 6 a 12 horas antes de alimentar las larvas.

2) Método indirecto: El producto que servirá para alimentar las presas es a su vez previamente enriquecido con los nutrientes de interés. La estrategia más común involucra el cultivo de levadura de pan, la cual es de forma natural deficiente en HUFAs w-3, en un medio rico en aceite de pescado (Watanabe et al.,1993). A través de este proceso, se produce una levadura rica en HUFAs w-3, la cual es utilizada para alimentar rotíferos.

Aunque estos métodos de enriquecimiento incrementan los niveles de HUFAs w -3 en el alimento vivo, estos ácidos grasos se incorporan en el alimento vivo, principalmente en los lípidos neutros (triglicéridos) y no en los polares (fosfolípidos). Como se mencionó anteriormente, estos últimos son mejor utilizados y cumplen una mejor función en el transporte de los ácidos grasos esenciales absorbidos por el intestino.

2. Dietas artificiales

Después de dos décadas de investigación, no se ha podido producir una dieta artificial que remplace totalmente al alimento vivo en el cultivo de larvas de peces marinos. En general, los principales problemas en el desarrollo de dietas artificiales han sido la pobre ingestión y digestión de las mismas, dificultades para proveer los nutrientes en forma asimilable, y la inclusión de niveles inadecuados de ciertos nutrientes esenciales que aún se desconocen.

Las dietas artificiales pueden ser clasificadas en 3 grupos:

a) Microdietas secas: Los ingredientes se pulverizan a un tamaño adecuado (20-80 mm), se mezclan con un aglutinante (agar, zeína, gelatina) para mantenerlos unidos y son peletizados. Finalmente, son molidos mediante procesos mecánicos para obtener un tamaño adecuado (por lo general menor a 200 mm). Lamentablemente, las micropartículas tienden a perder ingredientes en el agua como resultado de lixiviación de los ingredientes solubles, ya que carecen de una capa impermeable que impida esta perdida. En consecuencia, se reduce la calidad nutricional original, además de causar un rápido deterioro de la calidad del agua en el cultivo.

b) Dietas microencapsuladas: Los ingredientes secos, húmedos o en solución son encapsulados en un polímero orgánico natural o sintético (como albúmina de huevo, proteína-nylon, nylon-agar o colesterol y lecitina). Este polímero debe ser semipermeable y fácilmente digerible a través de procesos enzimáticos o bacteriológicos, o bien, debe ser sensible a cambios de pH. En su fabricación primero se emulsifican los ingredientes de la dieta en una solución de alcohol y lecitina.

Posteriormente, esta mezcla se añade a una solución de alguna proteína (como caseína) y por medio de un reactivo (eg, cloruro de trimesoíl) se estimula la polimerización de esta, formando una cápsula alrededor de los ingredientes. Las dietas microencapsuladas reducen las perdidas de componentes de alto peso molecular (nutrientes esenciales), sin embargo, permiten la lixiviación de ciertos compuestos de bajo peso molecular que se utilizan como atrayentes (eg, betaína, taurina, alanina).

Estas dietas muestran una buena estabilidad en el agua, no obstante, en ocasiones la cápsulas no son bien digeridas por las larvas (Yufera et al. 1996). Recientemente, se han logrado obtener resultados positivos modificando el proceso de microencapsulación, lo que ha permitido alcanzar tasas de crecimiento similares a las obtenidas utilizando presas vivas (Yufera et al. 1999). Adicionalmente, existen microcápsulas más complejas que implican la inclusión de liposomas (Ozkizilcik y Chu, 1996). Los liposomas son microcápsulas de cubierta lipídica que tienen la ventaja de impedir la lixiviación de componentes de bajo peso molecular que son utilizados como nutrientes esenciales (eg., a.a. libres, vitaminas hidrosolubles). Este tipo de microencapsulación compleja tiene la ventaja de retener los nutrientes esenciales y de permitir la lixiviación de atrayentes.

c) Hojuelas: Los ingredientes molidos se cuecen bajo presión junto con algún aglutinante y son compactados a altas temperaturas (130-190 oC) en un tambor rotativo. Se obtienen hojuelas que pueden ser molidas fácilmente para obtener el tamaño adecuado para las larvas. Sin embargo, este método tiene los mismos problemas de lixiviación que las microdietas secas. Este tipo de dieta se usa comúnmente en la acuariofila.

FORMA TAMAÑO Y ESTRUCTURA DE ALIMENTO

Apariencia.

Muchas larvas de peces marinos no pueden ver adecuadamente aunque nadan relativamente bien, y capturan su alimento entre el primer y séptimo día después de la eclosión. Los ojos usualmente se pigmentan y son funcionales para la primera alimentación (Blaxter, 1986). Los sentidos del gusto y el olfato se desarrollan tempranamente entre la eclosión y los 16 días después de la eclosión (Iwai, 1980). El color del tanque juega un papel importante en este punto, ya que tanques con paredes negras y fondos claros incrementan la capacidad de visión de las larvas, además facilitan a los criadores ver las larvas. Las larvas de Dicentrarchus labrax crecieron y sobrevivieron mejor en tanques con paredes negras que los blancos, el color negro permite mejorar el contraste de las presas y ser más fácilmente encontradas y capturadas (Ronzani-Cerquira, 1986). De la misma manera, las larvas de Sparus aurata crecieron y sobrevivieron mejor cultivadas en tanques de color negro (Ounaïs-Guschemann, 1989).

Tamaño. El tamaño óptimo del alimento para las larvas de peces marinos, parece ser adecuada cuando la presa mide aproximadamente 25 % del ancho de la boca, para la primera alimentación y se debe incrementar al 50 % conforme los días pasan (Hunter, 1984). En un experimento utilizando larvas de Sparus aurata, se determinó que el ancho de la boca fue de ∼ 250 μm pudiendo comer micropartículas menores a 100 μm de preferencia en un intervalo entre 25 y 50 μm (Fernández-Díaz et al., 1994). Shirota (1970)

estudió 40 especies de larvas de peces marinos a fin de comparar el ancho de la boca y la relación con las presas ingeridas; en este estudio se demostró que dependiendo de la especie, la ingesta de rotíferos, Artemia, copépodos, etc., varía en relación del tamaño de las larvas. Algunos ejemplos del diámetro de la boca al momento de la apertura de la boca son: ∼ 278 μm para el Dentex dentex (Linnaeus, 1758), ∼ 420 μm para el Diplodus prayensis (Cadenat, 1964) (Glamuzina et al., 1989). Es por esto que en condiciones de cultivo el rotífero es considerado como el primer alimento ya que es de tamaño pequeño y puede ser cultivado facilmente (Lubzens, 1987).

Usualmente, existen dos formas para cubrir los requerimientos de las larvas, 1) ofrecer la cepa de rotífero que sea adecuado al tamaño de la boca, debido a que el ancho de las hembras de rotífero adultas varía entre 92-199 μm (Snell & Carrillo, 1984) y 2) separar los 110 μm). Es importante resaltar que además de estas formas, al variar las condiciones ambientales de cultivo de las cepas, el tamaño, forma y cantidad de rotíferos producidos, hasta el grado que se pueden obtener machos que son de mucho menor talla que las hembras (aproximadamente 50 % menores), pero los cuales no cubren los requerimientos nutricionales (Lubzens et al., 1989).

El estímulo químico por el alimento.

Se ha demostrado histológicamente que las larvas de Pagrus major presentan órganos olfatorios desde los 8 días después de la eclosión y requiere 16 días para formar las células gustativas. Las larvas de Hippoglossus hippoglossus abren la boca hasta el día 26 después de la eclosión, sin embargo, se detectó la presencia de células olfatorias desde el día 8 (Doving & Knutsen, 1993). Así, se ha discutido que la presencia de órganos sensoriales (gusto y olor) no están totalmente desarrollados en muchas de las especies durante los primeros días, por lo que se ha propuesto que el primer estímulo de alimentación es el movimiento y tamaño de las presas, aunque sin descartar del todo el estìmulo químico. Bajo condiciones de cultivo, al utilizar alimentos completos (micropartículas o microcápsulas), los estímulos olfatorios y gustatorios pueden ser útiles y hasta esenciales, como se ha comprobado para juveniles de Seriola dumerili (Risso, 1810), donde la adición de aminoácidos libres (prolina, alanina, metionina y monofosfato de inosina) incrementa el crecimiento y consumo (Masuma et al., 1990). Lo anterior es debido a que las larvas, al no tener un sistema digestivo completo, tienen una capacidad limitada para poner a disposición los aminoácidos libres a partir de los aminoácidos polimerizados, por lo que alimentos que contiene ciertas concentraciones de aminoácidos libres pueden ser absorbidos con mayor facilidad que aquellos que contienen proteínas complejas (Rønnestad et al., 1999).

PROGRAMA DE ALIMENTACION

Protocolos de alimentación

Se han desarrollado diferentes estrategias para el uso de dietas artificiales en el cultivo de larvas de peces marinos

1) Uso directo: En este caso, las dietas artificiales se suministran cuando las larvas presentan un estado avanzado de desarrollo al iniciarse la alimentación exógena. Se emplea en especies de agua dulce y salmónidos.

2) Destete tardío: Una vez que la larva desarrolla un estomago funcional, es posible alimentarlas directamente con alimento artificial, este proceso se denomina destete. Por lo general, se lleva a cabo entre el primer y segundo mes de desarrollo. En ocasiones es difícil lograr que el animal acepte la dieta artificial una vez que se ha habituado al alimento vivo por un período prologando. Por ejemplo, el barramundi (Lates calcarifer) (Person-LeRuyet, 1989).

3) Destete progresivo: El alimento artificial se suministra en conjunto con el alimento vivo desde el inicio de la alimentación exógena. A través del tiempo, se incrementa la proporción de la dietaartificial y se reduce el alimento vivo. Esta estrategia es la que ha tenido mayor éxito con diversas especies de peces marinos (Holt, 1993; Person-Leruyet, 1993).

COMPONENTES NUTRICIONALES ESENCIALES

Amino ácidos esenciales

Los requerimientos de amino ácidos (a.a) esenciales son satisfechos comúnmente suministrando dietas que reflejen directamente la composición de las larvas, como por ejemplo, utilizando harina de pescado, músculo de pescado liofilizado o hidrolizados enzimáticos de este (Kanazawa et al. 1988; Holt, 1993). Durante las últimas dos décadas, se ha demostrado que los huevos pelágicos de peces marinos contienen una gran cantidad de amino ácidos libres (hasta un 50% de los a.a. totales; Fyhn, 1987; Rønnestad et al. 1999). Durante la ontogenia, las reservas de estos a.a. libres se reducen drásticamente (de un 60% a un 10%). Una fuente suplementaria de a.a. libres es el alimento natural de las larvas, el cual también contiene cantidades importantes. Dentro de este contexto, Rønnestad (1992) demostró que los a.a. libres son utilizados principalmente como fuente de energía para el metabolismo.

De estas investigaciones se deriva la importancia de los a.a. libres en la alimentación para el desarrollo embrionario y larvario, así como la necesidad de incluir fuentes de a.a. libres en las dietas de destete.

Es importante mencionar que se han encontrado límites al nivel de inclusión de a.a. libres o péptidos en las dietas para larvas. A este respecto, Zambonino-Infante et al. (1997) y Cahu et al. (1999) reportaron una reducción en el crecimiento y supervivencia de la lubina (Dicentrarchus labrax), al administrarse altos niveles de péptidos y a.a. libres. Este efecto ha sido atribuido a una posible saturación de los sistemas de transporte de estos compuestos en las larvas. Por consiguiente, es imperativo encontrar un punto de equilibrio entre los niveles de a.a. libres, péptidos y proteínas.

Los peces marinos contienen niveles altos de ácidos grasos insaturados (HUFA), dentro de los que destacan el ácido eicosapentanoico (EPA) 20:5(w-3) y el ácido docosahexanoico (DHA) 22:6(w-3).

Estos ácidos grasos esenciales, juegan un papel importante tanto en la estructura, como en la función de las membranas celulares (Sargent et al. 1997). Sin embargo, las larvas tienen una capacidad extremadamente limitada para convertir ácido linolénico 18:3(w-3) a 20:5(w-3) y posteriormente a

22:6(w-3). Esto se debe a una deficiencia en la enzima (d-5-desaturasa) responsable de alargar y

desaturar ácidos grasos poli-insaturados (PUFA) (Sargent et al. 1997). Por esta razón, existe un requerimiento esencial de DHA y EPA. Recientemente se ha publicado una excelente revisión al respecto (Sargent et al. 1997).

El requerimiento de DHA es mayor al de EPA debido a su importancia en diversas funciones fisiológicas. Por otro lado, DHA y EPA deben ser incluidos en las dietas artificiales en una proporción adecuada para evitar un efecto negativo en los sistemas neurológicos y visuales (Sargent et al. 1999b).

Como norma general, la proporción utilizada en la formulación de dietas es de 2:1 (DHA:EPA).

Además del DHA y EPA, existe otro ácido graso que resulta esencial, el ácido araquidónico, o 20:4(w- 6). Este es el principal precursor de las prostaglandinas y los leucotrienos, sustancias hormonales de 305 actividad parácrína importantes en la respuesta fisiológica al estrés y en los procesos de coagulación y anti-inflamación (Castell et al. 1994; Sargent et al. 1997). Los prostaglandinas y los leucotrienos producidos a partir de 20:4 (w-6) tienen mayor actividad biológica que los derivados de 20:5 (w-3) (Sargent et al. 1999b), por lo que es indispensable incluir una proporción adecuada de estos en las dietas. Hasta el momento, está proporción no ha sido bien definida, pero se recomienda 1.5:1 (Sargent et al. 1997). El aceite de pescado contiene aproximadamente 1% de 20:4(w-6) con respecto a

los ácidos grasos totales, lo cual generalmente es considerado suficiente. Un exceso de 20:4 (w-6) en la dieta puede inducir una reacción generalizada de estrés en las larvas como consecuencia de una producción excesiva de prostaglandinas (Sargent et al. 1999). Por otro lado, los altos niveles de EPA pueden inhibir la producción de prostaglandinas a partir del ácido araquidónico por inhibición enzimática competitiva (Sargent et al. 1999a). Por ello, es importante tener en cuenta que al manipular la proporción de DHA:EPA, la proporción de EPA:ácido araquidónico también se ve afectada.

Varios autores han sugerido que los fosfolípidos son una mejor fuente de ácidos grasos esenciales para las larvas que los triglicéridos (Olsen et al. 1991; Koven et al. 1993; Sargent et al. 1993). La proporción de DHA:EPA en los fosfolípidos de copépodos es de 2:1, mientras que en el aceite de pescado, compuesto mayormente de triglicéridos, es menor o igual a 1:1. Como consecuencia, se ha sugerido que la proporción de DHA:EPA en el aceite de pescado puede resultar subóptima. Sin embargo, recientemente se ha encontrado que los efectos positivos de los fosfolípidos no son solamente atribuibles a su composición y proporción en ácidos grasos esenciales o a sus propiedades emulsificadoras, sino más bien a su estructura básica glicero-fosfórica (eg., fosforoglicerocolina). Esta estructura sirve de esqueleto para la síntesis de fosfolípidos por parte de la larva, lo cual es sumamente importante dada la limitada capacidad que tienen las larvas para sintetizar de novo la estructura glicerofosfórica (Guerden et al. 1995, Coutteau et al. 1997; Sargent et al. 1999). Adicionalmente, los fosfolípidos juegan un papel esencial en el transporte de ácidos grasos que son absorbidos a través de la mucosa intestinal hacia la linfa, y posteriormente al plasma. Watanabe (1995) recomienda niveles de inclusión de 3% del peso seco de la dieta o más de HUFAs w- 3. Sargent y colaboradores recomiendan incluir fosfolípidos marinos (huevos de peces) ricos en HUFAs w-3 a niveles del 10% del peso seco de la dieta (Sargent et al. 1999b). Por último, es importante mencionar que en términos energéticos, la inclusión de altos niveles de HUFAs en la dietas puede resultar en una limitante energética para las larvas, ya que estos son sustratos relativamente pobres para los sistemas generadores de energía vía oxidación de ácidos grasos. Por lo cual, es necesario un balance adecuado entre ácido grasos poli-insaturados, monosaturados e insaturados, y este puede ser obtenido mediante la inclusión de fosfolípidos en las dietas, como lo sugieren Sargent y colaboradores.

La esencialidad de los n-3 HUFA para las larvas de peces marinos ha sido revisada por varios autores (Watanabe y Kiron, 1994; Izquierdo, 1996). Estudios recientes han demostrado la importancia del ácido araquidóinico (AA) en las larvas de algunas especies de peces marinos.

En larvas de dorada, el AA dietético parece ser importante para la supervivencia, pero no es tan eficaz para mejorar el crecimiento como el DHA o el EPA. Así. la elevación de los

niveles de AA de 0. 1 a 1 % en las microdietas mejora significativamente la supervivencia, pero sólo estimula ligeramente el crecimiento (Bessonart et al., en prensa).

Además de un requerimiento mínimo para cada ácido graso esencial, las proporciones relativas entre los distintos ácidos grasos polinsaturados en los tejidos de la larva parece estar relacionada con los mejores resultados en crecimiento. Si existen interacciones competitivas entre estos ácidos grasos será necesario controlar sus proporciones dietéticas. junto con sus contenidos absolutos.

Como ha sido demostrado para dorada japonesa (lijima et al., 1998) y larvas de dorada, la competición entre AA, EPA y DHA podría incluso comenzar desde los procesos de digestión, pues al menos la BAL presenta una mayor afinidad por lípidos neutros esterificados a EPA o AA que a DHA.

Puesto que las acilasas y transacilasas que esterifican los ácidos grasos a los distintos PL. demuestran preferencias por algunos ácidos grasos, la competición entre polinsaturados a este nivel es obvia. Por ejemplo, la afinidad de las PC y especialmente, PE sintetasas por DHA, particularmente en la segunda posición parece ser muy fuerte. Por una parte, la elevación del DHA en la microdieta para dorada de 0.7 a 2.6% con un nivel constante de EHA (0.7%). incrementó los niveles de DHA en la segunda posición de PE', inhibiendo los de EPA y mejorando significativamente el crecimiento. Por otra parte, la elevación de los niveles dietéticos de EPA de 0.3 a 1. 1 %, a niveles constantes de 1)1 [A y AA (0.7 y 0.06% respectivamente) fue incapaz de desplazar el DHA de ambas clases lipídicas. Sólo el incremento conjunto de los niveles de EPA hasta 1.7% y AA hasta 0.7% desplazó el DHA de la posición 2 de la PC e incremento el contenido de EPA en la posición 2 de PE, reduciendo el crecimiento consecuentemente y sugiriendo la importancia de mantener una relación equilibrada entre ácidos grasos de 20 y 22 carbonos.

De forma similar, la elevación de los niveles de AA de 0.1 a 1.5% (DHA 1.2% y EPA 0.7%) no solo no desplazó el DHA y EPA de los PL, larvarios sitio que incrementó la incorporación de los tres ácidos grasos en la segunda posición de PC y PE. Curiosamente, los niveles de EPA fueron siempre mayores que los de AA en esas dos clases lipídicas, a pesar de los mejores niveles de EPA en la dieta, demostrando la incorporación preferente de EPA en la PC y PE.

Es necesario continuar el estudio del efecto de una mayor elevación de los niveles de AA dietéticos y la posible competición con el EPA por la síntesis de PL. Otro nivel de competición bien conocido entre AA y EPA es la síntesis de eicosanoides.

Ambos ácidos grasos son sustratos adecuados para las lipooxigenasas para producir leucotrienos de las series 4 y 5 respectivamente y para las ciclooxigenasas para producir prostanoides de las series 2 y 3 respectivamente.

Finalmente, los ácidos grasos de las series n-6 y n-3 también compiten por las desaturasas y elongasas que intervienen en las síntesis de ácidos grasos, aunque este tipo de competición no parece ser tan interesante en peces marinos debido a la prácticamente nula actividad de algunas de estas enzimas en dichas especies.

Las evidencias de estas interacciones competitivas entre ácidos grasos esenciales sugieren que para poder estimar los requerimientos dietéticos se deben investigar no solamente sus niveles dietéticos absolutos sino también las proporciones relativas entre ellos.

4. Vitaminas y minerales.

Se conoce muy poco sobre los requerimientos de vitaminas y minerales de larvas de peces marinos. La mayoría de la investigación se han enfocado en las vitaminas C y E, aunque existen algunos estudios sobre la vitamina A (Person-LeRuyet, 1989; Dodi et al. 1996). En la práctica, los niveles de estas vitaminas se suministran a niveles superiores a los requeridos, con la finalidad de compensar la perdida de estos compuestos durante la fabricación de dietas. Por esto, en el caso de la vitamina C, se recomienda incluir de 2 a 3% del peso seco de la dieta, ya que las perdidas pueden ser del orden de 20 a 80%. Igualmente, en el caso de la vitamina E, se incorporan de 30 a 50 UI por Kg. de dieta para evitar deficiencias nutricionales e impedir la oxidación de los lípidos durante el almacenamiento (Person- LeRuyet, 1989). 306

La mayoría de los minerales son absorbidos directamente del medio. El más importante es probablemente el fósforo, ya que se encuentra en muy bajas concentraciones en el agua de mar. Por esta razón, se incluyen niveles de fósforo disponible de 0.6% en las dietas (Person-LeRuyet, 1989).

Actualmente, en la práctica se utilizan mezclas de vitaminas y minerales para juveniles de salmónidos.

4. 4. CULTIVO DE APOYO PARA LA ALIMENTACION DE PECES DE PECES MARINOS.

CULTIVO DE MICROALGAS.

Las microalgas constituyen el punto de inicio del flujo de energía en la mayoría de los sistemas acuáticos, proporcionan energía esencial y nutrientes orgánicos para el crecimiento y desarrollo de larvas y juveniles de organismos acuáticos.

La cinética de crecimiento del fitoplancton (micro-algas) es exponencial, y su densidad poblacional se incrementa inicialmente más rápido que aquella de sus predadores (zooplancton).; debido a la abundancia de alimento, el crecimiento del zooplancton se incrementa hasta que la tasa de consumo excede la producción de fitoplancton y ocurre un decline de la población algal. La abundancia de zooplancton disminuye por los escases

de alimento (fitoplancton). Todo esto produce: variaciones en el suministró de zooplancton y cambios en el valor nutricional del mismo.

Es de suma importancia para la acuacultura, ya que variación en la cantidad y calidad del alimento producirá variaciones en la producción de productos cultivados.

MEDIO DE CULTIVO “F/2” (GUILLARD, 1975)

1.-Nutrientes mayores Formula g/L de agua destiladaNitrato de sodio NaNO3 75Fosfato de sodio monobásico

NaH2PO4H2O 5

Silicato de sodio metasoluble

NA2SIO3 0H2O 15.30

2.-Metales traza(solución primaria)

g/100 ml de agua destilada

Sufalo cúprico CuSO4 5H2O 0.98Sulfato de zinc ZnSO4 7H2O 2.2Cloruro de cobalto CoCI2 6H2O 1.0Cloruro de magenso MnCI2 4H2O 18.0Molibdato de sodio Na2MoO4 2h2O 0.63

2.1 Metales traza(solución secundaria)

g/1000 ml de agua destilada

Edta disodico C10H14N2O8Na2H2O 4.36Cloruro ferrico FeCI3 6H2O 3.15

3.-Vitaminas C12H17CIN4OS g/L de agua destiladaTiamina hidroclorhidrica C10H16N2O3S 0.1Biotina 5x10Cianocobalamina(B12) 5x10

Nota: Los silicatos deben ser omitidos para todas aquellas microalgas que no sean diatomeas

Use 1 ml por litro de agua de mar, de cada una de las soluciones de nutrientes mayores y vitaminas.

La solución secundaria de metales traza, se prepara disolviendo 4.36 g de EDTA-disodico en 500 ml de agua destilada. Una vez disuelto el EDTA-disodico, se incorpora a la solución

3.15g de Cloruro férrico y se lleva la solución a 900 ml con agua destilada; se agrega 1ml de cada solución primaria de metales traza y se afora a 1 litro. De esta solución use 1 ml por cada litro de medio de cultivo.

MEDIO ALTERNO AL”F/2”.

Es usado actualmente para la producción de fitoplancton marino en el laboratorio del Instituto de Investigaciones Oceanográficas de la Universidad Autónoma de Baja California.

Origen y marca comercial

Compuesto químico

Porciento Cantidad usada(mg1.H2O)

Concentracion en el medio de cultivo(µM)

Mexico/Fertimex NH4NO3 35.5 36.8 882USA/subdury P2O5 44.0 5.6 39.45USA/KGRO Fe-EDTA 0.43 5.4 15.51USA/KGRO Fe-no chelated 5.62 70.7 1265.8USA/KGRO MnSO4 0.087 1.09 8.07USA/KGRO ZnSO 0.087 1.09 6.75USA/KGRO CuSO4 0.159 2.0 13.92USA/KGRO Sulfatos 3.64 45.84 1429.6

PROCEDIMIENTO PARA EL CULTIVO DE FITOPLANCTON MARINO.

Es mantenido aislado con el propósito de minimizar la contaminación por bacterias, protozoarios y otras algas. Se mantiene a temperaturas entre 20 +- 1° C, la cual proporciona condiciones optimas para el crecimiento monoespecifico de diferentes especies, y la estrategia básica de cultivo consiste en usar cultivos stock, los cuales son inoculados en frascos Erlenmeyer con 150 ml de medio de cultivo, son progresivamente escalados a 2 L, 18 L y volúmenes de 400, 700 litros o más.

Si la densidad del inoculo es demasiado baja, pueden durar mucho tiempo en crecer o pueden llegar a ser contaminadas por otros organismos.

El crecimiento de diferentes especies, consta de cuatro etapas:

Etapa 1. Inoculación aséptica de cultivos stock en agua de mar filtrada a 1 micron, enriquecida y esterilizada en autoclave. Adición de vitaminas e inoculo, en 1590 ml de volumen por 7 días, irradiancia de 99 µmol cuanta m-² m-¹, sin aireación y agitación manual.

Etapa 2. Inoculación aséptica de 150 ml del stock primario en frascos Fernbach con 2 litros de medio de cultivo. El agua de mar es filtrada a 1 micron, enriquecida y esterilizada en autoclave. Adición de vitaminas e inoculo.

Etapa 3. Inoculación aséptica de un frasco Ferbanch en un garrafón con 18 litros de medio de cultivo, el agua es filtrada a 1 micrón e irradiada con luz ultravioleta, tratada con hipoclorito de sodio y neutralizado con tiosulfato de sodio. Los nutrientes y vitaminas estériles e inoculo son adicionados después, crecimiento por 7 dias, irradiancia de 100 µmol cuanta m-² m-¹, flujo de aire de 4.5 litros por minuto.

Etapa 3. Inoculación aséptica con 2 litros de medio de cultivo, el agua es filtrada a 1 micrón e irradiada con luz ultravioleta, tratada con hipoclorito de sodio y neutralizado con tiosulfato de sodio. Los nutrientes y vitaminas estériles e inoculo son adicionados después, crecimiento por 7 dias, irradiancia de 100 µmol cuanta m-² m-¹, flujo de aire de 4.5 litros por minuto.

Etapa 4. Inoculación de un garrafón con 18 litros de cultivo en una columna de fibra de vidrio de fondo conico (400-700 L), el agua es filtrada a 1 micrón e irradiada con luz ultravioleta, tratada con hipoclorito de sodio y neutralizado con tiosulfato de sodio. Los nutrientes y vitaminas estériles e inoculo son adicionados después, crecimiento por 7 dias, irradiancia de 840 µmol cuanta m-² m-¹, flujo de aire de 25 litros por minuto.

USOS DE MICROALGAS.

Se utiliza como alimento para: larva de erizo, poslarva de abulón, larvas de ostión, rotíferos marinos, artemia, larvas de camarón y larvas de mejillón.

PERSPECTIVAS.

El cultivo de microalgas es generalmente más complejo que el cultivo de otros organismos, por que la tasa de crecimiento de las microalgas son más bajas y necesitan de luz para su crecimiento. La diversidad bioquímica de las algas y el hecho, que contienen altas cantidades de compuestos de importancia comercial, o sintetizan compuestos los cuales no son encontrados en otros organismos, lo que significa que las microalgas tienen un futuro como fuente de productos químicos. Pueden ser inducidas para producir proteínas, carbohidratos, lípidos y pigmentos. La disminución en el costo de producción podría hacer posible que las microalgas y sus productos fueran más competitivos con los productos convencionales.

4. 4. 2. CULTIVO DE ORGANISMOS FORRAJEROS.

La composición bioquímica del zooplancton para los peces es importante, siendo considerado el alimento que contiene la mayoría de las sustancias nutritivas y que sirve

como base para las dietas experimentales. Principalmente, el valor nutritivo se basa en el contenido de aminoácidos y ácidos grasos esenciales, entre otros elementos que favorecen el crecimiento y la sobrevivencia de las larvas. El zooplancton debido a su contenido de ácidos grasos esenciales, es una buena opción para la nutrición de las larvas, en general los alimentos naturales presentan altos niveles de proteína de excelente calidad, siendo fuente importante de vitaminas y minerales. El plancton posee enzimas necesarias para el crecimiento y sobrevivencia de las larvas.

Además, el movimiento natural de esos organismos zooplanctónicos estimula el comportamiento predador de las larvas y en cantidad adecuada no compromete la calidad del agua.A pesar de los esfuerzos para sustituir totalmente el alimento vivo por dietas artificiales, continúa la dependencia de la producción y empleo de zooplancton para la larvicultura de especies neotropicales. En general, el alimento artificial no suple las necesidades nutricionales o no presenta las características adecuadas para las larvas, constituyendo el zooplancton la mejor opción en la larvicultura

Su uso en la larvicultura presenta como principales ventajas: menor grado de polución, mejor distribución, mantienen sus características por muchas horas, lo que no ocurre con alimentos artificiales. Además, el zooplancton presenta corto ciclo de vida, alta tasa de fertilidad y capacidad de vivir en altas densidades, características que facilitan su cultivo; su lento movimiento y coloración facilitan la captura por parte de las postlarvas, asi mismo, presentan la posibilidad de ser biocápsulas al ser enriquecidos.

Entre los grupos de zooplancton más utilizados están Artemia, rotíferos, cladóceros y copépodos. El valor nutricional de los rotíferos esta sujeto al alimentoofrecido; son considerados excelente alimento para larvas de peces marinos y algunos de agua dulce, gracias a su pequeño tamaño, constante movimiento en el agua, corto ciclo de vida para su cultivo. Son considerados de alto valor nutritivo por su digestibilidad y capacidad de transferencia de nutrientes cuando son enriquecidos.La abertura de la boca al inicio de la alimentación exógena es determinante para la selección que hace el individuo del tamaño del alimento. Las larvas seleccionan el alimento dependiendo de la abertura bucal para lograr una alimentación más eficiente con relación al tamaño de la presa, para especies neotropicales con restringido tamaño de boca al inicio de la alimentación exógena como liseta (Leporinus muyscorum, 350 mm), puede ser viable el uso de los rotíferos. SegúnWerner & Hall (25), la selección del tamaño es un mecanismo que el predador utiliza para optimizar la energía invertida en la captura de la presa.

4. 4. 1. ENRIQUECIMIENTO DE ALIMENTOS VIVOS.

Bioencapsulacion de Rotíferos.

Las larvas de peces marinos son cazadores diurnos y polífagos, que comen a cualquier presa que sea del tamaño apropiado. Rotíferos de la especie Brachionus es una excelente selección como primera presa en el cultivo de larvas de peces marinos. Se ofrecen como primer y único alimento por los primeros 20 días de edad de la larva, dependiendo de la especie de pez, y se le suministra la cantidad de 2 a 15 rot/ml.

Clasificación de los métodos de cultivo.

a) Batch: la población base de rotíferos se inocula durante el primer día, en los días posteriores se incorpora alimento diariamente (microalgas y levaduras). Al cabo del ciclo de cultivo toda la población es cosechada y una parte es destinada para inocular un nuevo cultivo batch, tienen un periodo de vida de 4 a 7 días y producen hasta 500 rot/ml.

b) Semicontinuo: se inicia como el cultivo batch, la población se cosecha entre el 10 y el 25% del volumen de cultivo por día y se le remplaza con microalgas y/o adicion de agua de mar. Puede llevarse indefinidamente en el tiempo y la población de rotíferos se mantiene en 400 rot/ml.

c) Continuo: se requiere de tecnología para controlar los flujos de entrada de agua y nutrientes, tiene un control sobre la tasa de la población. Una cierta cantidad es cosechada continuamente y la densidad de cosecha puede ser de >1000 rot/ml.

d) Recirculación: se utiliza para reducir la cantidad de agua desechada durante la cosecha de rotíferos, opera como un semicontinuo, desde el punto de vista de la cosecha, la calidad de agua es mejorada y con una densidad de rotíferos > 2000 rot/ml.

El tipo de alimento usado para cultivar rotíferos, debe estimular las mas altas tasas de crecimiento y supervivencia, o, aquel alimento que permita el mejor desarrollo y supervivencia de las larvas de pez marino.

Los rotíferos requieren de vitamina B12 y vitamina A, el cual puede ser suplida por levadura de panificación. Las larvas de peces marinos requieren de acidos grasos insaturados, del tipo 20:5ῳ3 y 22: 6ῳ3. Los rotíferos pueden transportar los niveles de nutrientes esenciales a las larvas, ya sea por haber sido cultivados y/o enriquecidos con la dieta adecuada.

Bioencapsulacion de Artemia.

Los crustáceos branquiópodos del género Artemia (Anostraca : Artemiidae) constituyen un excelente alimento vivo utilizado en acuicultura, por su fácil manejo, sus características de desarrollo, el pequeño tamaño de nauplio y metanauplio que es adecuado para larvas y juveniles de crustáceos y peces (TIZOL 1994 a).

El valor nutritivo de los nauplios recién eclosionados es muy alto; este valor decrece en ausencia de alimento (TORRENTERA Y TACÓN 1989). Su valor como insumo alimenticio para diferentes especies marinas se ha incrementado exponencialmente, y en la actualidad constituye no sólo el mejor sino el único alimento vivo válido para muchas especies acuáticas en sus primeros estadios larvarios.

La importancia del valor nutricional de Artemia para la alimentación de larvas de organismos marinos, radica en su composición de ácidos grasos altamente insaturados de la serie w3 (HUFAs w3). En peces marinos por ejemplo las biomembranas contienen principalmente ácidos grasos de cadena larga (mayor o igual a 20 carbonos). Los HUFAs w3 participan en el desarrollo normal de los nervios y de la vista en los estadios iniciales del ciclo de vida, principalmente el ácido docosaexanoico ( DHA o 22:6 w3 ) y ácido eicosapentaenoico ( EPA o 20:5 w3 ) ( ROBIN 1995 ).

El perfil de ácidos grasos HUFA w3 en Artemia es altamente variable, dependiendo de la cepa geográfica y de la dieta a la cual está sometida determinada población antes de la cosecha. Este perfil puede ser insuficiente para mantener un buen crecimiento y sobrevivencia de las larvas de organismos marinos, por lo que actualmente se han desarrollado varias técnicas para el enriquecimiento del valor nutritivo de la Artemia, por medio de la bioencapsulación de componentes esenciales.

En acuicultura la mayor parte de las veces se utiliza Artemia bajo la forma de nauplio recién nacido, el empleo de animales adultos presenta numerosas ventajas, ya que éstos contienen un 60 % de proteínas, son muy ricos en aminoácidos esenciales, en ácidos grasos poliinsaturados y sólo tienen un 10 % de cenizas (VERSICHELE et al. 1991).

Las artemias son filtradores no selectivos y un amplio rango de alimento vivo e inerte ha sido usado con éxito para su cultivo. El criterio para la selección de alimento está basado en el tamaño de la partícula (50 a 60 micras), digestibilidad y solubilidad.

Entre las microalgas que se utilizan como alimento de Artemia se encuentran especies de los géneros Nannochloropsis, Dunaliella, Chaetoceros, Phaeodactylum, Tetraselmis e Isochrysis. Las proteínas son los componentes esenciales de las microalgas y su valor nutricional está determinado por el contenido y disponibilidad de los aminoácidos que las constituyen. Los lípidos típicos de las algas son ésteres de glicerol y ácidos grasos que contengan un rango de carbono entre C12 y C20 (ROMERO 1999).

También se utiliza una amplia variedad de alimento inerte, pero este tipo de alimentación

puede desarrollar fácilmente problemas respecto a la calidad del agua (HOFF Y SNELL 1993).

Diferentes autores han demostrado que Artemia puede ser cultivada con diferentes tipos de alimento inerte y que la producción controlada de sus adultos es económicamente viable. Además de disminuir significativamente los costos, simplifica marcadamente los procesos de obtención de biomasa (TIZOL, 1994 b). Entre estos productos se encuentran harinas de trigo, arroz, yema de huevo, polvo y salvado de arroz, levaduras, etc.

La necesidad de disponer de suficiente cantidad de Artemia , para atender la alimentación de animales cultivados en laboratorios y estanques al aire libre, estimula el desarrollo de proyectos de inversión con este microcrustáceo de tanta importancia biológica y comercial.

La biomasa de Artemia actualmente se utiliza no sólo para acondicionamiento de reproductores de crustáceos y otros organismos. La biomasa seca o congelada puede servir como un insumo para la elaboración de raciones alimenticias utilizadas en la alimentación de peces, moluscos y crustáceos.

4.5 INSTALACIONES Y EQUIPOS DE UN CENTRO PRODUCTOR DE SEMILLA DE PECES MARINOS.

A nivel nacional el CICESE está destacando por tener el primer Laboratorio comercial de producción de semilla de peces marinos, que comenzó hace cinco años como Unidad de producción de semilla de lenguado (Paralichthyscalifornicus). Sin embargo, también experimentaron la producción de otras especies como el jurel de Castilla (Seriolalalandi) constituyendo finalmente un laboratorio que busca satisfacer las demandas del mercado. En este espacio cada año se producen diversas especies, lo que implica monitorear diversas fases de producción, comenzando por los cultivos de microalgas ricas en ácidos grasos altamente poliinsaturados (PUFAs, por sus siglas en inglés), que son de suma importancia para los organismos marinos, especialmente porque son nutrientes esenciales para el crecimiento y desarrollo adecuado de larvas de peces, moluscos y crustáceos.

Componentes Hidráulicos Básicos del Sistema de Producción de peces.

Dentro de la infraestructura hidráulica para abastecimiento de un sistema de cultivo de especies hidrobiológicas se puede encontrar una serie de componentes cuyo grado de complejidad puede variar significativamente en función, entre otros, del tipo de proceso productivo a desarrollar; fases de crecimiento de la(s)

especie(s); grado de transformación del producto y el reuso o no del agua (recirculación).

En el caso específico de la infraestructura para la acuicultura continental de aguas frías, medias o cálidas en las etapas de levante y engorde de las especies a producir sin recirculación del agua residual, el sistema básicamente puede constar de los siguientes elementos

• Captación o Bocatoma. Su función es captar por gravedad o extraer por bombeo una determinada cantidad de agua de una fuente.

• Desarenador. Componente destinado a la remoción de sólidos (arena) que estén en suspensión en el agua, mediante el proceso de sedimentación.

• Conducción de Agua. Componente que transporta el agua mediante un conducto desde la captación al desarenador o desde el desarenador hasta la zona o dispositivo de almacenamiento o al sitio donde se inicia la red de distribución. Su trabajo puede desarrollarse a flujo libre (canal) o mediante un sistema a presión que trabajará por gravedad o gracias a un sistema de bombeo.

• Almacenamiento. Componente que almacena un determinado volumen de agua. Puede estar formado por la topografía natural del terreno o puede construirse parcial o totalmente mediante diques o tanques semienterrados, enterrados o elevados.

• Distribución. Componente destinado a distribuir el agua por medio de una red de tuberías o canales hacia la zona de producción.

• Recolección de Aguas Residuales. Su función es la recolección de las aguas después de su uso en el proceso productivo y su transporte hacia el sistema de tratamiento o hacia la fuente o sitio de disposición final.

• Sistema de Tratamiento de las Aguas Residuales. Componente enfocado a la remoción de materia orgánica y sólidos suspendidos; y en algunos casos, la remoción de nutrientes tales como el nitrógeno y el fósforo. En sistemas productivos con amplia disponibilidad de área se suele recurrir al uso de lagunas de estabilización para cumplir con dicho propósito.

Sistema de recirculación de agua.

BIBLIOGRAFIA

Carrera, L. 2007. Early Stage Flounder, Paralichthys adspersus (Steindachner, 1867), in captivity. World Aquaculture Magazine, volumen 38 Nº 4, Diciembre 2007.

Biología de los organismos de interés en Acuicultura Peces. Crecimiento, reproducción, desarrollo embrionario y larvario.

Universidad de de Vigo, Coruña y Santiago. Cultivo de Peces Marinos

Parque Marino del Pacífico, Boletín Trimestral. Volumen 2, no. 1. Enero 2011

Lazo, J., 2000. Conocimiento actual y nuevas perspectivas en el desarrollo de dietas para larvas de peces marinos. In: Cruz -Suárez, L.E., Ricque-Marie, D., Tapia-Salazar, M., Olvera-Novoa, M.A. y Civera-Cerecedo, R., (Eds.). Avances en Nutrición Acuícola V. Memorias del V Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 19-22 Noviembre, 2000. Mérida, Yucatán, Mexico..

Civera-Cerecedo, R.1, Alvarez-González, C.A.2 y Moyano-López, F.J.2004. Nutrición y alimentación de larvas de peces marinos. In: Cruz Suárez, L.E., Ricque Marie, D., Nieto López, M.G., Villarreal, D., Scholz, U. y González, M. 2004. Avances en Nutrición Acuícola VII. Memorias del VII Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 16-19 Noviembre, 2004. Hermosillo, Sonora, México

Izquierdo, M. S., J. Socorro, L. Arantzamendi y C. M. Hernández-Cruz. 2000. Digestión, absorción y utilización de lípidos en larvas de peces marinos. pp 251-263 En: Civera Cerecedo, R., Pérez-Estrada, C.J., Ricque-Marie, D. y Cruz-Suárez, L.E. (Eds.) Avances en Nutrición Acuícola IV. Memorias del IV Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. Noviembre 15-18, 1998. La Paz, B.C.S., México.

Producción semi-Intensiva de biomasa de Artemia Franciscana Kellog 1906 (cepa Virrilá, Perú) utilizando diferentes dietas. Cisneros Burga, Rosario Elizabeth

http://sisbib.unmsm.edu.pe/bibVirtual/Tesis/Basic/Cisneros_B_R/Introd.htm

http://www.gorybalka.com/es/kormlenie_ryb.html