UNIVERSIDAD NACIONAL DE TUMBES

FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS

PROYECTO DE TESIS PARA OPTAR EL GRADO ACADÉMICO DE

INGENIERO AGROINDUSTRIAL

TITULO

QUITOSANO DE CALIDAD ALIMENTARIA OBTENIDO A PARTIR

DE ESCAMAS DE MYCTEROPERCA XENARCHA Y PARALABRAX

HUMERALIS

AUTOR

ENOC JONATAN MORENO CÓRDOVA

TUMBES, PERU 2014

RESPONSABLES

Est. Enoc Jonatan Moreno Córdova ____________________

EJECUTOR

Dr. Gerardo J. F. Cruz Cerro ____________________

ASESOR

Ing. Dorian Y. Aguirre Campos ____________________

CO- ASESOR

Ing. MSc. Juan F. Cruz Gutiérrez ____________________

CO- ASESOR

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DATOS GENERALES

1. TÍTULO.

Quitosano de calidad alimentaria obtenido a partir de escamas de

Mycteroperca xenarcha y Paralabrax humeralis.

2. AUTOR.

2.1. Ejecutor : Est. Enoc Jonatan Moreno Córdova

2.2. Facultad : Ciencias Agrarias

2.3. Escuela : Agroindustrias

2.4. Nivel Académico : Estudiante de Pre-Grado

2.5. E-mail : enjomc13@gmail.com

3. ASESOR Y COASESOR (Sí lo hubiera).

3.1. Asesor : Dr. Gerardo J. F. Cruz Cerro

3.2. Co-Asesor : Ing. Dorian Aguirre Campos

3.3. Co-Asesor : Ing. MSc. Juan F. Cruz Gutiérrez

4. TIPO DE INVESTIGACIÓN.

4.1. De acuerdo al fin que se persigue : Aplicada

4.2. De acuerdo al enfoque de investigación : Experimental

5. ÁREA Y LÍNEA DE IVESTIGACIÓN.

5.1. Área : Producción Agroindustrial

5.2. Línea : Aprovechamientos de Residuos Agroindustriales

6. LUGAR DE EJECUCIÓN E INSTITUCIÓN.

6.1. Lugar : Ciudad Universitaria U.N.T.

6.2. Distrito : Tumbes

6.3. Provincia : Tumbes

6.4. Departamento : Tumbes

6.5. Instalaciones : Universidad Nacional de Tumbes (U.N.T.)

7. PERIODO DE EJECUCIÓN: Siete meses a partir de su inicio.

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PLAN DE INVESTIGACION

1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA.

1.1. Situación Problemática

Tumbes es una de las regiones más privilegiada a nivel nacional, pues

posee en su litoral una gran variedad de especies hidrobiológicas, es

también dependiente en su mayoría de la pesca artesanal que es

juntamente con la agricultura los pilares en que esta apoyada la actividad

económica de esta región. Asimismo la actividad hidrobiológica del norte

peruano representa una de las actividades económicas más importantes. A

nivel nacional por ejemplo la extracción de peces ascendió a 4 861,226 Ton

en el año 2012, de la cual 11 164,9 Ton corresponde a pesca para

consumo humano directo (Produce 2012). Considerando que la parte

comestible del pescado representa entre el 80 y 85% del total y los

desechos constituidos por las vísceras, hueveras y escamas representan el

15 y 20% del total, de estos desechos las escamas representan el 5 y 7%

El destino de los desechos producto de la pesca es la causa de

preocupación de nuestra investigación, puesto que Tumbes es una zona en

la que la pesca en mayor cantidad artesanal, se dedica netamente a la

extracción para consumo humano. Solo una porción de estos residuos en

son aprovechados para la artesanía Tumbesina y el resto son dispuestos

de manera inadecuada en botaderos informales originando diversos

impactos ambientales como: contaminación del suelo, contaminación

atmosférica y malos olores que generan malestar y se convierten en

generadores de posibles enfermedades para la población que vive

circundante a los mismos.

El uso de este tipo de residuos para producir de productos renovables tales

como biopolímeros es una oportunidad de doble propósito (Gildberg et. Al,

2001). No solo por la oportunidad de crear nuevos productos sino también

por la necesidad de hacerlos mas amigables al medio ambiente. Por lo

tanto, los residuos escama de crustáceos y del pescado es ideal como

materia prima para la producción de quitina y por su transformación a

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quitosano. El quitosano es un compuesto que se obtiene por desacetilación

a partir de la quitina. El quitosano es un polímero catiónico que

presenta grupos aminos libres de estructura lineal con una alta

densidad de cargas positivas

El uso de productos renovables para producir materiales valiosos y

biológicamente sostenibles y reducir al mínimo los residuos son un reto

para la investigación y el desarrollo actual. Es aquí que la agroindustria

busca una reutilización y de estos residuos para materias primas que

garanticen no solo minimizar la cantidad de residuos generados sino el uso

de los mismos en producción de componentes para la mejora de productos

agroindustriales.

1.2. Formulación del Problema de Investigación

¿Es factible obtener quitosano de calidad alimentaria a partir de escamas

de Mycteroperca xenarcha y Paralabrax humeralis?

1.3. Justificación (social, ambiental, técnico, económico)

Técnico: Permite obtener parámetros técnicos parar la elaboración de

quitosano, un producto de alto valor agregado a partir de las escamas de

peces y al mismo tiempo sirve de guía para seguir la investigación acerca

de su uso en diversos campos agroindustriales.

Económico: Para los pescadores artesanales, personas dedicadas a la

elaboración de comidas a base de pescado y para la población en general

generaría un plus a la valorización de los peces pues no solo se

comercializará el pez como materia prima para consumo humano sino

también las escamas que hoy se toma como desperdicios sin valor.

Social: Garantizaría a la población tumbesina el libre quehacer de sus

actividades cotidianas valorando los recursos marinos y garantizando un

desarrollo social sostenible.

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Ambiental: Ayudaría a solucionar los problemas ambientales derivados de

la mala disposición de los residuos provenientes de los restaurantes,

mercados, caletas de pesca y de las amas de casa; asociados a las

escamas de los peces que se usan en la alimentación diaria.

2. MARCO REFERENCIAL DEL PROBLEMA.

2.1. Antecedentes

La investigación que realizaremos se encuentra inmersa en la necesidad

de demostrar el uso de las escamas no solo para la extracción de

queratina, sino también para extracción de materiales que nos sean útiles

no solo a niveles comerciales sino también amigables con el medio

ambiente. Es así que nos agenciamos de investigaciones hechas en el

campo de quitosano pero proveniente de otras materias primas semejantes

a las escamas pues de la misma se tiene poca información.

Estos productos presentan numerosas aplicaciones en distintas áreas,

principalmente en medicina, farmacia, remoción de metales pesados en el

tratamiento de aguas naturales y efluentes industriales, cosméticos,

industria alimenticia, etc. (Harish et al. 2007).

Zaku et al. (2011) extrajeron exitosamente quitina de las escamas de

un pez carpa común y se caracterizó por conferir propiedades

funcionales. Los datos estructurales de la quitina se determinaron por

FT-IR y el cristalino y la superficie de la morfología también se

estudiaron por rayos X de polvo, difractometría y microscopía

electrónica de barrido (SEM). El análisis proximal determino un

contenido de humedad de 2,12%, 1,56% de cenizas y 4,18% de

nitrógeno. La cantidad de Ca, Mg, Zn, Fe, Cu y Mn presente en la

quitina fue 26,84, 50,49, 21,80, 12,68, 0,22 y 1,17 mg / kg, obtenida por

espectrometría de absorción atómica, respectivamente.

Yunjian et al. (2009) prepararon quitosano crudo a partir de cáscara de

camarón por HCl, NaOH y una solución de etanol sucesivamente.

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Utilizaron peróxido de hidrógeno para degradar el quitosano crudo en

quitosano soluble en agua. Sus condiciones óptimas para obtener la

máxima recuperación de quitosano soluble en agua eran 5,5 % de nivel

de H2O2, 3,5 horas de tiempo y 42.8 °C de temperatura. La

recuperación predicha fue del 93,5%. A través de la prueba del número

de colonias, tanto el quitosano crudo y el soluble en agua mostraron

tener una buena actividad de inhibición contra B. subtilis, mientras que

el quitosano soluble en agua demostró significativas capacidades de

inhibición contra E. coli y S. aureus en comparación al quitosano crudo.

Alishahi et al. (2011) realizaron extracción de quitosano a partir de

desechos de camarón procedente de plantas de embalaje mediante el

calentamiento por microondas y en comparación con la desacetilación

en un autoclave se definió que este método genera quitosano de alto

peso molecular (tal como se determina por mediciones de la viscosidad

de quitosano en solución de ácido acético diluido), de color blanco, de

alta capacidad de unión a agua (WBC) y capacidad de unión de grasa

(FBC). Además, el tratamiento de microondas ahorra una gran cantidad

de energía (debido al tiempo más corto de calentamiento) que es un

factor muy importante para producciones comerciales.

Younes et al. (2012) obtuvieron quitosano a partir de cascaras de

camarón, usando proteasas microbianas en un diseño Box-Beheken

con tres variables y tres niveles con el fin de predecir la

enzima/sustrato optimo, temperatura y tiempo de incubación (en la

desproteinización con Bacillus mojavensis A21 proteasa cruda. Estas

condiciones óptimas fueron: una relación enzima / sustrato de 7,75 U /

mg, una temperatura de 60 ◦ C y un tiempo de incubación de 6 h

permitiendo predecir 94 ± 4% desproteinización. Experimentalmente,

en estas condiciones optimizadas, se obtuvo un grado de

desproteinización de 88 ± 5 % en buen acuerdo con la predicción y

más grande que los valores dados en la literatura general. Los

resultados mostraron que el quitosano disuelto en 50 mg / ml inhibió

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notablemente el crecimiento de bacterias más Gram negativas y Gram

positivas ensayadas.

TSAI et al. (2002) evaluaron los efectos del grado de desacetilación

(DD) y métodos de preparación de quitosano sobre la actividad

antimicrobiana. Quitina químicamente preparada (quitina-CH) y quitina

microbiológicamente preparada (quitina-MO) se obtuvo a partir de

conchas de camarones. La quitina-CH y la quitina-MO se desacetiló

más químicamente para obtener diversos productos de quitosano y su

DD varió de bajo (47-53 %), medio DD (74-76 %) a alto (95-98 %).

Además, la quitina-MO se desacetiló también por diversas proteasas.

Las actividades antimicrobianas de estos productos fueron evaluados

en un medio con pH 6,0 en el cual ni la quitina-CH, ni la quitina-MO u la

quitina-MO desacetilada con proteasa mostraron ninguna actividad

antimicrobiana. Para el quitosano la actividad antimicrobiana se

incrementó con el aumento de DD, y era más fuerte contra las

bacterias que contra los hongos. Las concentraciones letales mínimas

(MLC) de quitosano con un alto DD contra Bacillus cereus, Escherichia

coli, Listeria monocytogenes, Pseudomonas aeruginosa, Shigella

dysenteriae, Staphylococcus aureus, Vibrio cholerae y V.

parahaemolyticus estaban todos en la gama de 50-200 ppm, mientras

que el MLC contra Candida albicans y Fusarium oxysporum fueron de

200 ppm y 500 p.p.m., respectivamente. No se encontró actividad

antifúngica en 2000 p.p.m. contra el Aspergillus fumigatus o A.

parasiticus.

2.2. Bases teóricos Científicas

2.2.1. El Mero Negro (Mycteroperca xenarcha)

Familia : Epinephelidae

Nombre Científico : Mycteroperca xenarcha

Nombre común : Cola De Retama, Garropa Jaspeada,

Mero Brujo, Mero Cola De Retama, Mero

Negro

Nombre inglés : Mangrove mero, mero Escoba-cola

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Características de la especie

Mycteroperca xenarcha es una especie demersal que se encuentra

distribuida a partir de las zonas de manglares a lo largo de fondo

duro de la plataforma continental y el talud. Según Thomson et

al. (1979), esta especie prefiere los estuarios de manglar. Los

adultos y los juveniles se encuentran en aguas poco profundas con

los adultos que se encuentran a profundidades de 60 m. Es una

especie muy extendida, pero poco conocidas.  se encuentra en el

Pacífico centro-oriental y se extiende de San Francisco Bay,

California (EE.UU.) hasta el sur de Perú. El holotipo se informó

desde las Islas Galápagos, y este es el único registro de allí; pero es

más que probable que el espécimen ha sido mal etiquetado y su

origen en realidad sería del Perú (Rosenblatt y Zahuranec 1967).

2.2.2. Cágalo (Paralabrax humeralis)

Familia : SERRANIDAE

Nombre Científico : Paralabrax humeralis (Valenciennes)

Nombre común : Cabrilla, cabrilla común, muñi (juvenil),

Cágalo, cabrillón

Nombre inglés : Peruvian rock seabass

Nombre FAO : Cabrilla loca, cabrillón 

Características de la especie

Es una especie bentopelágica que habita sobre áreas costeras

rocoso-arenosas (Chirichigno. N. y M. Cornejo., 2001); acompañante

de la merluza en el norte del mar peruano; y es muy apreciada para

el consumo humano directo, siendo comercializada en estado fresco,

congelado y salado.  La composición química de su carne, está

constituida de: humedad = 77,9%, grasa = 1,8%, proteína = 18,6% y

sales minerales = 1,2%, entre estas últimas: sodio = 115,2 mg/100g,

magnesio = 36,2 mg/100g, calcio = 15,6 mg/100 g; calorías (100g) =

122% (Instituto Tecnológico Pesquero, 1996). Con información

obtenida de la pesca comercial para el período 1980-1997, el rango

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de tamaños de esta especie varío entre 14 y 67 cm, con medias que

fluctuaron entre 35 y 25 cm. 

2.2.3. Las Escamas

Las escamas son huesos tegumentarios laminares de origen

dérmico incluidos en una bolsa epidérmica de tejido conjuntivo

fibrilar, derivadas del exoesqueleto de los primitivos Ostracodermos

y los peces Placodermos (Rojo, 1988). Tanto la cara interna como la

externa están cubiertas por una lámina de osteoblastos, activos en

los márgenes de la escama (Beamishy McFarlane, 1987) que

provocan su crecimiento continuo.

En 1891, Claus definió las escamas como “láminas duras, más o

menos flexibles, que trazan un gran número de líneas concéntricas y

de estrías radicadas, superpuestas como las tejas de un tejado”

formadoras del exoesqueleto de los peces. Unos años después, ya

comenzado el presente siglo, las escamas empiezan a tomar cierta

importancia para diversas investigaciones.

2.2.4. El quitosano

El quitosano es un polímero natural modificado que se obtiene a

través de la deacetilación de la quitina, el componente principal de

los caparazones de crustáceos tales como langosta, camarón y

cangrejo (Hong y Meyers, 1995). Este polímero presenta la

propiedad de formar películas, es biocompatible, no antigénico, no

tóxico y biofuncional. La seguridad biológica del quitosano ha sido

demostrada en experimentos nutricionales con animales domésticos,

lo que genera especial interés por sus aplicaciones comerciales en

varios sectores industriales (Hirano et al. 1990).

Es uno de los derivados parcialmente desacetilados más

importantes obtenidos a partir de la quitina. Basándose en sus

propiedades biológicas, como antibacteriano (Ding et al. 2006; Xie et

10

al. 2002), no toxicidad, biodegradabilidad (Park et al. 2003),

hemocompatibilidad (Zhu et al. 2003) y biocompatibilidad (Renbutsu

et al. 2005), es un biomaterial atractivo y utilizado en diversas

aplicaciones biomédicas, incluyendo la entrega de genes (Chan et

al. 2007), la ingeniería de sistemas de tejidos, (Kim et al. 2008) de

suministro de medicamentos (Ding et al. 2007; . Jiang et al. 2006) y

los apósitos para heridas (Chen, et al. 2006).

El carácter coagulante/floculante del quitosano se ha aprovechado

desde hace más de 30 años en algunas aplicaciones relacionadas

con el tratamiento de aguas provenientes de diversas fuentes

(Bough, 1975; Roussy et al. 2005) así como en la recuperación de

sólidos suspendidos en aguas residuales que pueden ser aún

aprovechables (Bough y Landes, 1978). Por otra parte, en varios

países se ha aprobado el uso del quitosano para ser utilizado como

aditivo en la clarificación de jugos de frutas (Baxter et al. 2005;

Oszmiański y Wojdyło, 2007)

Actividad bactericida: La carga positiva que se desarrolla en el

quitosano en medio ácido pH < 5,5; , debido a la

protonación del grupo amino presente en cada una de sus

unidades glucosamina, lo hace soluble en medio acuoso,

diferenciándolo de su polímero matriz la quitina y, según muchos

autores, confiriéndole también mayor actividad biocida

(Papineau et al., 1991; Helander et al., 2001; Devlieghere et al.,

2004).

Actividad fungicida: La actividad fungicida del quitosano se

ha estudiado, tanto in vitro (El Ghaouth et al., 1992a) como in

vivo (Li y Yu, 2001; Yu et al., 2007). El quitosano inhibe multitud

de especies de hongos, exceptuando, o siendo menos efectivo

con aquellas que lo poseen en sus paredes celulares (Roller

y Covill, 1999; Allan y Hardwiger, 1979).

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Actividad antiviral: Se han publicado algunos trabajos sobre la

inhibición que provocan las soluciones de quitosano en

enfermedades de plantas provocadas por virus y viroides

(Chirkov, 2002; Pospieszny et al. 1989; Pospieszny et al. 1991;

Pospieszny 1997).

El uso de quitosano para el recubrimiento de frutas y vegetales se ha

propuesto y ensayado desde hace más de 15 años (El Ghaouth et

al. 1991) debido a sus propiedades bactericidas y fungicidas, su

capacidad para formar películas y su baja toxicidad en seres

humanos, la cual había sido estudiada en la década de los

sesenta del siglo pasado (Arai et al. 1968). En principio, la capacidad

del quitosano para formar películas favorece la preservación de los

productos debido a la modificación de la atmósfera interna y a la

disminución de las pérdidas por transpiración.

2.2.5. Métodos usados para la obtención de quitosano

El proceso de producción de quitosano de desechos de la industria

de hidrobiológicos involucra una serie de métodos que en su

mayoría principalmente son químicos (Yue Wu, et al. 2008),

enzimáticos (Kuroiwa, Takashi et al. 2008) y microbiológicos

(Logesh, A et al. 2012). Se ha probado también satisfactoriamente el

uso de altas concentraciones de radiaciones gamma (Valenzuela,

Cinthia; 2006). Asimismo se ha utilizado satisfactoriamente

microondas para optimizar el proceso de obtención de quitosano

(Mahdy, M et al. 2013).

2.2.5.1.Uso de Método Químico

Yue Wu, et al. (2008) demostraron que el ozono generado a

partir de oxígeno comprimido por un generador de descarga

de corona a escala de laboratorio se puede utilizar para la

preparación de quitosano de bajo peso molecular soluble en

ácido libre de agua (AFWSLMWC). Determinaron los

12

Factores que afectan el rendimiento por ciento de

AFWSLMWC en experimentos por lotes. Se obtuvieron

AFWSLMWC con un peso molecular de 4,3 a 13,1 kDa.

Espectros de IR demostraron que las estructuras químicas

de AFWSLMWC no se modificaron durante el proceso de

despolimerización. No hubo ningún cambio significativo del

grado total de desacetilación (DD) de AFWSLMWC, en

comparación con el quitosano inicial. El método es

prometedor adecuado para ampliación fabricación de

quitosano de bajo peso molecular solubles en ácido libre de

agua.

2.2.5.2.Uso de Método Enzimático

Kuroiwa, Takashi et al. (2008) Desarrollaron quitosanasa

inmovilizada en nanopartículas magnéticas recubiertas de

amilosa y utilizadas para producir oligosacáridos de

quitosano. Las nanopartículas magnéticas utilizadas estaban

compuestas de magnetita (Fe3O4) y su superficie se revistió

con amilosa. Los grupos hidroxilo de amilosa depositados

sobre las nanopartículas fueron activados químicamente y

después se utilizaron para inmovilizar la quitosanasa a

través de enlaces covalentes multipunto. En comparación

con el método de adsorción física-convencional, se

inmovilizó 1.4-2.0 veces la cantidad de quitosanasa a través

de múltiples puntos de unión covalente en las mismas

condiciones experimentales. La quitosanasa inmovilizada se

utiliza para producir pentámeros y hexámeros de

oligosacáridos de quitosano, que poseen actividades

biológicas beneficiosas. En la hidrólisis por lotes de

quitosano inmovilizado utilizando la quitosanasa, se obtuvo

con éxito un alto rendimiento de oligosacáridos de destino

(40% del quitosano utilizado, basado en el peso). El

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quitosanasa inmovilizada podría ser recuperado y reutilizado

varias veces.

2.2.5.3.Uso de Método Microbiológico

Logesh, A et al. (2012) Evaluaron la capacidad de

producción de quitosano de hongos endolichenic por

fermentación sumergida en base a un liquen recogido de

manglar. La actividad antibacteriana se llevó a cabo frente a

diferentes patógenos. En total 4 grupos diferentes de hongos

fueron aislados del liquen Roccella montagnei. Entre los

cuatro géneros, Aspergillus niger (A. niger) resulto ser el

potencial para producir el quitosano (1,3 g / L) a los doce

días de incubación. La glucosa jugó un papel importante en

la productividad de quitosano y el rendimiento fue máximo

en 10% (1,93 g / L). Actividad antibacteriana reveló que

Vibrio cholerae fue sensible a quitosano seguido por

Escherichia coli.

2.2.5.4.Uso de Radiación Gamma

Valenzuela, Cinthia; (2006) estudió el efecto de la radiación

gamma en la obtención de quitosano de “Dosidicus gigas”

para compararlo con el método convencional. Opto por

obtener quitosano de “Dosidicus gigas” a fin de conseguir b-

quitosano ya que este cuenta con una alta reactividad

cualidad que nos permite obtener mayor numero de

derivados de quitosano. También en este trabajo se

presentó la preparación de hidrogeles de quitosano-PVA,

empleando el método de la radiación gamma. Los hidrogeles

son materiales poliméricos entrecruzados en forma de red

tridimensional, que tienen la capacidad de absorber una gran

cantidad de agua formando materiales blandos y elásticos.

Estos hidrogeles pueden prepararse por radiación (rayos

gamma) (2, 3 ,4), electrones (5), UV (6) o con la ayuda de

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agentes de entrecruzamiento químicos (7). Los hidrogeles

tienen aplicación práctica en agricultura y en biomedicina

(8,9). Actualmente el uso de Radiación Gamma apunta a la

obtención de quitosanos de bajo peso molecular.

2.2.5.5.Uso de Microondas

Mahdy, M et al. (2013) obtuvieron quitosano producido a

partir de quitina extraída de residuos camarones en tres

tamaños de partículas 20, 40 y 60 de malla por

desacetilación con diferentes concentraciones de solución

de NaOH (30%, 40% y 50%) bajo irradiación de microondas

durante 10 min. El proceso comprende un procedimiento de

síntesis rápida en comparación con los métodos

convencionales. El quitosano sintetizado por microondas fue

caracterizado y los resultados experimentales mostraron que

el grado de desacetilación aumentó con el aumento de

concentración de desacetilación solución alcalina. Un grado

de desacetilación de 95,19% se logró después de la

irradiación de la quitina en malla 60 con solución de NaOH al

50% en un microondas durante 10 min a potencia 1400-W.

El quitosano sintetizado por microondas exhibió actividades

antioxidantes de 47,71 a 72,31% en 10 mg / ml y mostró

reducción de potencias de 2,094 a 2,367 a 10 mg / ml. Por

otra parte, en 10 mg / ml, la capacidad de eliminación de

quitosano sobre los radicales 1,1-difenil-2-picrilhidrazil varió

de 43,03% a 90,48%. Las actividades antibacterianas de

quitosano sintetizado por microondas se examinaron contra

dos bacterias gram negativas (Escherichia coli y Salmonella

typhimurium) y dos bacterias gram positivas (Staphylococcus

aureus y Bacillus cereus), se probo que el quitosano inhibida

marcadamente el crecimiento de bacterias probadas aunque

los efectos inhibitorios diferían con molecular en peso (Mw)

de quitosano y las especies de bacterias. En general, la

15

técnica de microondas puede ser muy útil para la síntesis de

buenas propiedades funcionales quitosano con la química

rápida y limpia.

2.3. Definición de términos básicos

2.3.1. Quitina: La quitina es el segundo polisacárido en abundancia en la

naturaleza después de la celulosa, se encuentra ampliamente

distribuida en la naturaleza.

2.3.2. Quitosano: El quitosano es un compuesto que se obtiene por

desacetilación a partir de la quitina, es un polímero catiónico que

presenta grupos aminos libres de estructura lineal con una alta

densidad de cargas positivas.

2.3.2. Escamas: láminas duras, más o menos flexibles superpuestas como

las tejas de un tejado” formadoras del exoesqueleto de los peces.

2.3.3. Desacetilación: Tratamiento usado en la quitina para eliminar al

menos el 50 % de sus grupos acetilo y que la convierte en quitosano

β(1-4)-2-acetamido-2-desoxi-d-glucosa y β(1-4)-2-amino-2-desoxi-d-

glucosa.

3. HIPÓTESIS, VARIABLES Y OBJETIVOS.

3.1. Formulación de la Hipótesis

Es factible obtener quitosano de calidad alimentaria a partir de escamas de

dos especies de peces que se extraen en la región Tumbes

3.2. Variables y Operacionalización

3.2.1. Variable dependiente

Calidad de quitosano de uso alimentario obtenido utilizando el

método tradicional (Químico) de extracción.

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3.2.2. Variable independiente

Parámetros usados en la obtención de quitosano a partir de

escamas de dos especies de peces usando el método tradicional

para su extracción.

3.3. Operacionalización de variables

3.3.1. Objetivo específico 1

Objetivo VariableParámetro o

indicadorMétodo Unid.

Obtener quitosano de calidad alimentaria utilizando el

método tradicional

para su extracción.

Método Tradicional

Ratio agente químico/materia

primagravimétrico Ratio

Tiempo de reacción

cronometro Horas

3.3.2. Objetivo específico 2

Objetivo VariableParámetro o

indicadorMétodo Unid.

Determinar la calidad

de quitosano obtenido a partir de

escamas de dos

especies de peces

extraídas en Tumbes

Calidad

Grado de deacetilación del quitosano

Porcentaje de nitrógeno

%

Peso Molecular del

Quitosano

Viscosidad Intrínseca

----

Determinación del contenido

de cenizas

Análisis gravimétrico

proximal%

Determinación del contenido de nitrógeno

Método de Kjeldahl

%

Actividad antimicrobian

a del quitosano

Adaptación del método de

Hong Kyoon NoUFC

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3.4. Objetivos

3.4.1. Objetivo general

Evaluar la calidad de quitosano para uso alimentario obtenido a

partir de escamas de tres variedades de peces que se extraen en la

región Tumbes

3.4.2. Objetivos específicos

Obtener quitosano de calidad alimentaria utilizando el método

tradicional para su extracción.

Determinar la calidad de quitosano obtenido a partir de escamas

de tres variedades de peces extraídas en Tumbes

4. DISEÑO METODOLOGICO

4.1. Tipo de estudio

El tipo de estudio que se va a realizar es una Investigación aplicada -

experimental.

4.2. Materiales Biologicos

- Escamas de (Mycteroperca xenarcha)

- Escamas de (Paralabrax humeralis)

4.3. Materiales de Laboratorio

- Agitador magnético.

- Baguetas.

- Balanza 0,1 g precisión.

- Bureta de 25mL.

- Gotero.

- Lunas de reloj y morteros.

- Matraz Erlenmeyer de 150mL.

- Matraz volumétrico.

- Pipetas (tamaño variado).

- Probetas de diferente graduación.

- Termómetro capacidad medición 110°C.

- Vasos de precipitados de (capacidad variada).

- Placas Petri.

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4.4. Equipos

- Estufa

- Licuadora.

- Mufla

4.5. Reactivos

- Acetato de sodio 0.2 M.

- Ácido acético 0.5 M.

- Ácido acético 0.1 M.

- Ácido acético a una concentración de 1%

- Ácido sulfúrico a 0.1 N.

- Ácido sulfúrico concentrado.

- Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud,

- Agua desionizada.

- Caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB

(Merck, Alemania).

- Dióxido de selenio.

- HCl 2N.

- Hidróxido de potasio.

- Hidróxido de sodio 0.1 N.

- NaOH 10%.

- NaOH 2N.

- NaOH al 50%

- Rojo de metilo.

- Sulfato de cobre.

4.6. Población y muestra

La población está determinada por las escamas de pescado obtenidas de

los residuos generados por el pescado comercializado dentro del Mercado

Modelo de Tumbes y la muestra está constituida por 6 kg de residuo

tomados de la venta diaria de las dos especies de pescado en un mes y

serán recogidos en 4 semanas tomando 5 días por semana la cantidad de

19

150 gr de cada variedad cada día.

4.7. Método de Investigación

Para la producción de quitosano y su posterior análisis de calidad de

tomara en cuenta el método de extracción; el mismo que se refriere al

método tradicional a través de el se obtendrá la quitina que es la

precursora del quitosano y su posterior modificación a quitosano el cual es

nuestro objetivo de estudio.

4.7.1. Método Tradicional para Obtención de Quitina y su paso a

Quitosan (Keisuke Kurita, 1997)

1. Se tratará aproximadamente 800 g de escamas de pecado

(previamente lavado y cortado) con HCl 2N a temperatura

ambiente durante una noche.

2. Posteriormente se lava el material con abundante agua

desionizada hasta pH 7.0 y se reduce a tamaño más pequeño

con la ayuda de una licuadora.

3. El material resultante se procede a tratar con NaOH 10% a

temperatura ambiente por 24h.

4. Posteriormente se procederá a lavar el material con abundante

agua desionizada hasta pH 7.0 y se trata con NaOH 2N, se

dejará en calentamiento por 4h a 100 ºC para obtener Quitina.

5. El producto obtenido se tratará con NaOH 50% y se dejará en

calentamiento aproximadamente por 8h a 100 ºC, para obtener

quitosano, (se verificará la obtención de quitosano al hacer la

prueba de solubilidad en ácido acético 0.1 M).

6. Finalmente se lavará con abundante agua desionizada hasta pH

7.0, se procederá a reducir el tamaño del producto obtenido, con

la ayuda de una licuadora, para obtener un grano más fino,

finalmente se secará al vacío con etanol y posteriormente en la

estufa por 24 h. a 50°C.

4.8. Determinación de la calidad del quitosano

Para determinar la calidad del quitosano se usaran 4 métodos que se

detallan con 4 parámetros o indicadores:

20

4.8.1. Determinación del peso molecular del quitosano mediante

viscosidad intrínseca.

1. Se preparará el disolvente el cual es una mezcla de 0.5 M

de ácido acético y 0.2 M de acetato de sodio: Se pesarán 49.2

g de acetato de sodio y 90 g de ácido acético glacial y se

disolverán en tres litros de agua destilada.

2. Se prepararán soluciones de 0.1000 g/100 mL de una

muestra de quitosano a determinar su peso molecular

(ChP, ChPsI, ChPaI, ChPaI10, ChPaI15, ChPaI20,

ChPaI30, ChPaI35, ChPaI40, ChPsI1, ChPaI1, ChPsI2,

ChPaI2, ChPsI3 y ChPaI3) a partir del cual se tomarán las

siguientes alícuotas (mL): 25.0 en 50.0, 20.0 en 50.0, 10.0

en 50 y 5 en 50, se enrasará con el disolvente, obteniendo

así soluciones de 1000, 500,400, 200 y 100 mg/L.

3. Se medirán las densidades de las soluciones por el

método del picnómetro a una misma temperatura.

4. Se medirán las viscosidades de las soluciones empleando

el viscosímetro de Ubbelohde a la misma temperatura anterior.

5. Se seguirá los pasos 2, 3 y 4 con cada muestra de quitosano

tratados independientemente.

6. Se calculará la viscosidad específica de cada solución, ns, y

se graficará ns/C versus C, donde C es la concentración

(mg/L) de la solución de quitosano. El intercepto de la recta

es la viscosidad intrínseca de la muestra de quitosano, [n], que

se aplicó en la fórmula para el cálculo del peso molecular.

Cálculos:

Cálculo de la viscosidad intrínseca de una solución:

Viscosidad relativa : ηr=ηη0

≅ tt 0

Viscosidad específica : ηsp=ηr−1

21

Viscosidad intrínseca : [η ]=( ηspc )c=0

c = concentración en g/dL, [η ] será expresado en dL/g o este valor

se puede multiplicar por 100 y expresarlo en mL/g

La viscosidad intrínseca se calcula aplicando la ecuación de

Huggins que relaciona la viscosidad reducida ( ηspc2) con la

concentración:

( ηspc2)=[η ]+K [η ]2 c2

La correlación entre la viscosidad Intrínseca y el peso

molecular esta expresada en la siguiente ecuación:

[η ]=KM A , para K = 0.00035, A = 0.76

Donde:

K = Indica un parámetro de viscosidad, el cual esta en función

del solvente así como del tipo del polímero, para el quitosano

en solución de 0.5M de ácido acético y 0.2M de acetato de

sodio el valor es de 3.5 x10-4.

4.8.2. Determinación de cenizas mediante análisis gravimétrico

proximal.

La determinación de cenizas se realizará mediante análisis

gravimétrico proximal, por calcinación de las muestras en mufla a

550ºC por 5 horas, por el método PE-01-5.4FQ AOAC 923.03. De la

Unidad de Investigación y Desarrollo en Tecnología de Alimentos

(LACONAL), Universidad Técnica de Ambato.

22

La ecuación para la determinación del contenido de cenizas es

descrita a continuación:

%Ceniza=Pcz−PcPcm−Pc

∗100

Donde:

% cenizas : Cenizas

Pcz : Peso del Crisol mas Cenizas

Pcm : Peso del Crisol mas Muestra

Pc : Peso del Crisol

4.8.3. Determinación de porcentaje de nitrógeno usando método de

kjeldahl

Se pesará alrededor de 0.20g de muestra, en un balón, luego se

añadirá 1.0 g de hidróxido de potasio, 0.1 g de sulfato de cobre y

0.001 g de dióxido de selenio. A la mezcla se añadirá 2.5 ml de

ácido sulfúrico concentrado. El balón se colocará en el equipo

digestor a una temperatura aproximada de 500ºC por 13 a 15

minutos hasta que se efectué una combustión total de lamezcla.

Muestra + H2SO4 + Catalizadores → ((NH4)2

Se procederá con la destilación una vez enfriada la muestra y se

añadirá NaOH al 50% hasta que se torne un viraje en la coloración a

negro. Seguido se colocará en un erlenmeyer 10 ml de ácido

sulfúrico a 0.1 N y se adicionará tres gotas de indicador rojo de

metilo.

La reacción efectuada en el digestor será:

(NH4)2SO4 + NaOH →(NH4)OH (gas) + Na2SO4

23

Se recogerá 20 ml de condensado y se titulará con una base de

hidróxidode sodio 0.1 N, el mismo que neutralizará el ácido no

neutralizado. Para determinar la cantidad de N2 (se encontraba

como NH4OH presente en la muestra) se restará de la cantidad total

de ácido el número de ml empleados en la titulación.

El análisis se realizará bajo el método estandarizado PE-03-

5.4.FQAOAC 2001.11 de la Unidad de Investigación y Desarrollo en

Tecnología de Alimentos (LACONAL), Universidad Técnica de

Ambato.

La ecuación para la determinación del contenido de nitrógeno está

descrita a continuación:

%N=⦋ (V H 2SO4

∗N1∗f 1 )−(V NaOH∗N 2∗f 2 )⦌∗0.014∗100

Pm

Donde:

%N : Porcentaje de Nitrógeno

V H 2SO4: Volumen de Acido Sulfúrico (ml)

V NaOH : Volumen de Hidróxido de Sodio de la Titulación

ÇÇ (ml)

N1 : Normalidad del Acido Sulfúrico

N2 : Normalidad del Hidróxido de Sodio

f1 : Factor Obtenido en la Valoración del ácido

f2 : Factor obtenido en la valoración del hidróxido

Pm : Peso de la muestra en gramos

0.014 : gramos de nitrógeno correspondiente a 1 ml de

H2SO4

4.8.4. Determinación de actividad antibacteriana del quitosano

Adaptación del Método propuesto por Hong Kyoon No et al. (2002):

24

Las soluciones de quitosano serán preparadas en 1% (v/v) de ácido

acético a una concentración de 1% (w/v) antes de ser añadidos a al

caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB

(Merck, Alemania), para dar una concentración final de quitosano de

0.1% (w/v).

Se añadirá 0.05 ml de cada cultivo (109 UFC/ml) a 10 ml de caldo

MHB o SB, y se realizará la incubación a 37º C por 24 horas bajo

condiciones estáticas. Los recuentos microbianos de viables serán

realizados en Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud,

colocando 1 ml de diluciones seriadas, seguidas por incubación a

37º C por 48 horas.

4.9. Diseño experimental

El diseño que se usará en la realización del presente proyecto es un

diseño aleatorio completamente al azar que consta de tres tratamientos y

cuatro repeticiones en los que se evaluará los parámetros de calidad

antes mencionados.

Tratamientos

RepeticionesEscama de Pez Especie 1 (E1)

Escama de Pez Especie 2 (E2)

Testigo (E3)

Repetición 1 (R1) E1R1 E2R1 E3R1

Repetición 2 (R2) E1R2 E2R2 E3R2

Repetición 3 (R3) E1R3 E2R3 E3R3

Repetición 4 (R4) E1R4 E2R4 E3R4

25

5. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Alishahi, A., A. Mirvaghefi, M. R. Tehrani, H. Farahmand, S. A. Shojaosadati, F.

A. Dorkoosh, and Maher Z. Elsabee. "Enhancement and characterization of

chitosan extraction from the wastes of shrimp packaging plants." Journal of

Polymers and the Environment 19, no. 3 (2011): 776-783.

Allan, Carolyn R., and Lee A. Hadwiger. "The fungicidal effect of chitosan on

fungi of varying cell wall composition." Experimental Mycology 3, no. 3 (1979):

285-287.

Arai, Kimie, Toyosuke Kinumaki, and Takao Fujita. "Toxicity of chitosan." Bull.

Tokai. Region. Fish. Res. Lab. 56 (1968): 89-94.

Baxter, Shari, Svetlana Zivanovic, and Jochen Weiss. "Molecular weight and

degree of acetylation of high-intensity ultrasonicated chitosan." Food

Hydrocolloids 19, no. 5 (2005): 821-830.

Bough, W. A., and D. R. Landes. "Recovery and nutritional evaluation of

proteinaceous solids separated from whey by coagulation with

chitosan."Journal of dairy science 59, no. 11 (1976): 1874-1880.

Bough, Wayne A. "Reduction of suspended solids in vegetable canning waste

effluents by coagulation with chitosan." Journal of food science 40, no. 2 (1975):

297-301.

Chan, Peggy, Motoichi Kurisawa, Joo Eun Chung, and Yi-Yan Yang. "Synthesis

and characterization of chitosan-< i> g</i>-poly (ethylene glycol)-folate as a

non-viral carrier for tumor-targeted gene delivery." Biomaterials 28, no. 3

(2007): 540-549.

26

Chen, R. N., Wang, G. M., Chen, C. H., Ho, H. O., & Sheu, M. T. (2006).

Development of NO-(carboxymethyl)chitosan/collagen matrixes as a wound

dressing. Biomacromolecules, 7, 1058–1064.

Chirkov, S. N. "The antiviral activity of chitosan (review)." Applied Biochemistry

and Microbiology 38, no. 1 (2002): 1-8.

Devlieghere, Frank, An Vermeulen, and Johan Debevere. "Chitosan:

antimicrobial activity, interactions with food components and applicability as a

coating on fruit and vegetables." Food Microbiology 21, no. 6 (2004): 703-714.

Ding, P., Huang, K. L., Li, G. Y., & Liu, Y. F. (2007). Preparation and

properties of modified chitosan as potential matrix materials for drug

sustained-release beads. International Journal of Biological Macromolecules,

41, 125–131.

Ding, P., Eweis, M., Elkholyb, S. S., & Elsabeeb, M. Z. (2006). Antifungal

efficacy of chitosan and its thiourea derivatives upon the growth of some sugar-

beet pathogens. International Journal of Biological Macromolecules, 38, 1–8.

Du, Yunjian, Yuqiao Zhao, Shuchao Dai, and Bao Yang. "Preparation of water-

soluble chitosan from shrimp shell and its antibacterial activity." Innovative food

science & emerging technologies 10, no. 1 (2009): 103-107.

Ghaouth, Ahmed El, Joseph Arul, Jean Grenier, and Alain Asselin. "Effect of

chitosan and other polyions on chitin deacetylase in< i> Rhizopus

stolonifer</i>." Experimental mycology 16, no. 3 (1992): 173-177.

Ghaouth, Ahmed, Joseph Arul, Rathy Ponnampalam, and Marcel Boulet.

"Chitosan coating effect on storability and quality of fresh strawberries." Journal

of food science 56, no. 6 (1991): 1618-1620.

Harish Prashanth, K. V., and R. N. Tharanathan. "Chitin/chitosan: modifications

and their unlimited application potential—an overview." Trends in food science

& technology 18, no. 3 (2007): 117-131.

27

Helander, I. M.; E. L. Nurmiaho Lassila, R. Ahvenainen, J. Rhoades and S.

Roller. 2001. Chitosan disrupts the barrier properties of the outer membrane of

Gram-negative bacteria. International Journal of Food Microbiology 71: 235-

244.

Hirano, Shigehiro, Chitoshi Itakura, Haruyoshi Seino, Yasutoshi Akiyama, Isao

Nonaka, Naoki Kanbara, and Toshihiro Kawakami. "Chitosan as an ingredient

for domestic animal feeds." Journal of agricultural and food chemistry 38, no. 5

(1990): 1214-1217.

Kim, I. Y., Seo, S. J., Moon, H. S., Yoo, M. K., Park, I. Y., Kim, B. C., et al.

(2008). Chitosan and its derivatives for tissue engineering applications.

Biotechnology Advances, 26, 1–21.

Kuroiwa, Takashi, Yohei Noguchi, Mitsutoshi Nakajima, Seigo Sato, Sukekuni

Mukataka, and Sosaku Ichikawa. "Production of chitosan oligosaccharides

using chitosanase immobilized on amylose-coated magnetic

nanoparticles."Process Biochemistry 43, no. 1 (2008): 62-69.

Li, Hongye, and Ting Yu. "Effect of chitosan on incidence of brown rot, quality

and physiological attributes of postharvest peach fruit." Journal of the Science

of Food and Agriculture 81, no. 2 (2001): 269-274.

Logesh, A. R., K. A. Thillaimaharani, K. Sharmila, M. Kalaiselvam, and S. M.

Raffi. "Production of chitosan from endolichenic fungi isolated from mangrove

environment and its antagonistic activity." Asian Pacific journal of tropical

biomedicine 2, no. 2 (2012): 140-143.

Mahdy Samar, M., M. H. El-Kalyoubi, M. M. Khalaf, and M. M. Abd El-Razik.

"Physicochemical, functional, antioxidant and antibacterial properties of

chitosan extracted from shrimp wastes by microwave technique." Annals of

Agricultural Sciences 58, no. 1 (2013): 33-41.

No, Hong K., and Samuel P. Meyers. "Preparation and characterization of chitin

and chitosan—a review." Journal of aquatic food product technology 4, no. 2

(1995): 27-52.

28

Oszmiański, Jan, and Aneta Wojdyło. "Effects of various clarification treatments

on phenolic compounds and color of apple juice." European Food Research

and Technology 224, no. 6 (2007): 755-762.

Papineau, Anne M., Dallas G. Hoover, Dietrich Knorr, and Daniel F. Farkas.

"Antimicrobial effect of water‐soluble chitosans with high hydrostatic

pressure."Food Biotechnology 5, no. 1 (1991): 45-57.

Park, Jae Hyung, Yong Woo Cho, Hesson Chung, Ick Chan Kwon, and Seo

Young Jeong. "Synthesis and characterization of sugar-bearing chitosan

derivatives: aqueous solubility and biodegradability." Biomacromolecules 4, no.

4 (2003): 1087-1091.

Pospieszny, H. "Antiviroid activity of chitosan." Crop Protection 16, no. 2 (1997):

105-106.

Pospieszny, Henryk, and Joseph G. Atabekov. "Effect of chitosan on the

hypersensitive reaction of bean to alfalfa mosaic virus." Plant Science 62, no. 1

(1989): 29-31.

Pospieszny, Henryk, Sergei Chirkov, and Joseph Atabekov. "Induction of

antiviral resistance in plants by chitosan." Plant Science 79, no. 1 (1991): 63-68.

PRODUCE (Ministerio de la Producción). Anuario estadístico Pesquero

Acuícola – 2012.

http://www.produce.gob.pe/images/stories/Repositorio/estadistica/anuario/

anuario-estadistico-pesca-2012.pdf

Renbutsu, Eiko, Masaru Hirose, Yoshihiko Omura, Fumiaki Nakatsubo,

Yasuhiko Okamura, Yoshiharu Okamoto, Hiroyuki Saimoto, Yoshihiro

Shigemasa, and Saburo Minami. "Preparation and biocompatibility of novel UV-

curable chitosan derivatives." Biomacromolecules 6, no. 5 (2005): 2385-2388.

Roller, S., and N. Covill. "The antifungal properties of chitosan in laboratory

media and apple juice." International Journal of Food Microbiology 47, no. 1

(1999): 67-77.

29

Roussy, Jean, Maurice Van Vooren, and Eric Guibal. "Chitosan for the

coagulation and flocculation of mineral colloids." Journal of dispersion science

and technology 25, no. 5 (2005): 663-677.

TSAI, GUO‐JANE, WEN‐HUEY SU, HSING‐CHEN CHEN, and CHORNG‐LAING PAN. "Antimicrobial activity of shrimp chitin and chitosan from different

treatments and applications of fish preservation." Fisheries Science 68, no. 1

(2002): 170-177.

Valenzuela Chamorro, Cynthia Lourdes. "Obtención de quitosano de pota

(Dosidicus gigas) empleando altas dosis de radiación gamma." (2006).

Xie, Wenming, Peixin Xu, Wei Wang, and Qing Liu. "Preparation and

antibacterial activity of a water-soluble chitosan derivative." Carbohydrate

polymers 50, no. 1 (2002): 35-40.

Younes, Islem, Olfa Ghorbel-Bellaaj, Rim Nasri, Moncef Chaabouni, Marguerite

Rinaudo, and Moncef Nasri. "Chitin and chitosan preparation from shrimp shells

using optimized enzymatic deproteinization." Process Biochemistry 47, no. 12

(2012): 2032-2039.

Yu, Ting, Hong Ye Li, and Xiao Dong Zheng. "Synergistic effect of chitosan

and< i> Cryptococcus laurentii</i> on inhibition of< i> Penicillium expansum</i>

infections." International journal of food microbiology 114, no. 3 (2007): 261-

266.

Yue, Wu, Pingjia Yao, Yuanan Wei, Shiqian Li, Fang Lai, and Xiongmin Liu. "An

innovative method for preparation of acid-free-water-soluble low-molecular-

weight chitosan (AFWSLMWC)." Food chemistry 108, no. 3 (2008): 1082-1087.

Zhu, Aiping, Bing Shan, Youling Yuan, and Jian Shen. "Preparation and blood

compatibility of phosphorylcholine‐bonded O‐butyrylchitosan." Polymer

international 52, no. 1 (2003): 81-85.

6. CRONOGRAMA

Para llevar a cabo este estudio se necesitarán 7 meses de ejecución. En los

cuales se llevaran a cabo todas las actividades que abarca la investigación

30

programada en este proyecto de tesis, se ha tomado un tiempo prudente

comprendiendo la complejidad de alguna de las actividades a realizar se

presentan en la Tabla Nº 1.

Tabla Nº 1: Actividades contempladas en el proyecto para analizar la calidad del quitosano para uso alimentario obtenido a partir de escamas de dos

especies de peces extraídos en la región Tumbes

No. Ítem

Semanas

Actividades

1er

Mes2do Mes

3er

Mes4to

Mes5to Mes 6to Mes 7mo Mes

3 4 1 2 3 4 1 2 3 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

1Fecha de inicio del proyecto.

2Solicitud para Alquiler de equipos

3Abastecimiento de la materia prima.

4Adquisición de Artículos de oficina, Reactivos

5Estudio preliminar para establecer parámetros

6

Estudio de los métodos del obtención de quitosano

7Obtención de quitosano y comparación

8Análisis de calidad del quitosano

9Análisis y discusión de los resultados

10Entrega de Informe Mensual

11Entrega del Informe Final

7. PRESUPUESTO ANALITICO

En la Tabla 2 se presenta el presupuesto detallado del proyecto que muestra la

descripción de los gastos y el monto involucrado (en Soles). Dado que los

precios pueden variar durante el próximo año, se considera un imprevisto del

5.6% y se considera al cambio en dólares a s/. 3.00 el dólar para los productos 31

que se importarán como es el caso de los agares y de los acidos. El monto total

del proyecto es de S/. 3 705.00 (Tres mil Setecientos Cinco con 00/100)

Tabla Nº 2: Presupuesto Detallado

Nº Descripción UNDPresupuesto (Soles)Unitario Sub-Total

3Transporte (pasaje para movilización en la ciudad)

20 10.00 200.00

4 Papelería y artículos de oficina. 1 550.00 550.005 Recolección de materia prima 1 300.00 300.006 Acetato de sodio 0.2 M. 1 40.00 40.007 Ácido acético 0.5 M. 1 40.00 40.008 Ácido acético 0.1 M. 1 40.00 40.00

9Ácido acético a concentración de 1%

1 40.00 40.00

10Ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado.

1 40.00 40.00

11 Hidróxido de sodio (NaOH) al 10 % 1 40.00 40.00

12Agar Tripticasa Soya (TSA) o Agar Sabouraud

1 420.00 420.00

13Caldo Müller Hinton- MHB (Merck, Alemania) o Caldo Sabouraud-SB (Merck, Alemania).

1 420.00 420.00

14 Agua desionizada. 1 10.00 10.0015 Dióxido de selenio. 1 100.00 100.0016 Ácido Clorhídrico HCl 2N. 1 40.00 40.0017 Hidróxido de sodio 0.1 N 1 40.00 40.0018 Hidróxido de potasio. 1 40.00 40.0019 Hidróxido de sodio NaOH 10%. 1 40.00 40.0020 Hidróxido de sodio NaOH 2N. 1 40.00 40.0021 Hidróxido de sodio NaOH al 50% 1 40.00 40.0022 Rojo de metilo. 1 20.00 20.0023 Sulfato de cobre. 1 35.00 35.00

24Alquiler de Balanza de Precisión marca OHAUS. Capacidad de pesaje: 3000g. Lectura: 0.1g

1 120.00 120.00

25Alquiler de pH–metro, marca Mettler Toledo

1 50.00 50.00

26 Licuadora Oster 1 400.00 400.0028 Imprevistos 1 600.00 600.00

Total (Soles) 3 705.00

32

8. FINANCIAMIENTO

En este proyecto el financiamiento será asumido por el alumno responsable y

será el quien tome toda la subvención que implica realizar el mismo.

33