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Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para diagnóstico
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Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para
diagnóstico
Procedimientos básicos en la toma de muestras biológicas para diagnóstico
MUESTRA TOMA DE LA MUESTRA CONDICIONES PARA SU CONSERVACIÓN
BIOPSIAS
La toma de la muestra debe efectuarse por personal médico capacitado bajo condiciones
de asepsia rigurosa. Para diagnóstico de lepra, micosis, parasitosis y virosis cutáneas, el
médico deberá decidir la región de donde se debe tomar la biopsia, el tipo de biopsia, ya
sea con bisturí o con sacabocado, de acuerdo con los criterios quirúrgicos o
dermatológicos. Se puede consultar el Manual de Procedimientos de Laboratorio de
Lepra. Subsecretaría de Prevención y Control de Enfermedades. Centro de Vigilancia
Epidemiológica. Instituto de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicos. Dirección de
Prevención y Control de Micobacteriosis. Noviembre 2000. ISBN: registro en trámite.
Para diagnóstico post-mortem de Dengue y otros Arbovirus mediante RT-PCR Tomar un
centímetro cúbico de bazo, cerebro, músculo, hígado, ganglios o riñón. Es necesario que
la muestra está esté acompañada de la historia clínica completa del paciente.
Para el diagnóstico de Parálisis Flácida Aguda (post-mortem) se toma una muestra de
médula espinal en la región cervical o lumbar de 1-3 cm o de colon descendente que
contenga materia fecal de 3 a 5 g.
Para los estudios histopatológicos colocar la muestra en un recipiente limpio con tapa con
las siguientes características:
Boca ancha para poder extraer la muestra sin deteriorarla.
Tapa de rosca y cierre hermético, para evitar exponer al personal que
manipula la muestra a los vapores y derrames de formalina (tóxico volátil).
Capacidad de más de 10 veces el volumen de la muestra.
Frasco rotulado, identificado con el nombre del paciente (apellido paterno,
apellido materno y nombres). Fecha de toma de la muestra y el estado de
procedencia.
Colocar la muestra en un recipiente de plástico con
tapa y agregar solución de formol al 10% y pH
neutro, en cantidad suficiente para cubrirla y
enviarla lo antes posible.
Para PCR de Tuberculosis la muestra deberá venir
en solución salina fisiológica y mantener en
refrigeración entre 4 a 8 °C.
Colocar en solución salina al 0.85%, utilizando un
frasco de plástico estéril, bien etiquetados donde se
indique el tipo de tejido y sellados con parafilm.
Mantener entre 2 a 8 °C y enviar de inmediato.
Colocar en solución de formol neutro al 10% en una
proporción 10:1 (volumen del fijador/tamaño de la
muestra) o mayor, hasta cubrir la muestra. El
recipiente debe ser colocado en una bolsa de
plástico, preferentemente de tipo ziploc.
BIOPSIA
Continuación
Para el diagnóstico de Rabia tomar una muestra de medio centímetro cubico (5 mm3) del
cuero cabelludo en la región de la nuca.
Colocar en un recipiente hermético sin ninguna solución conservadora. Es indispensable
enviar historia clínica detallada y completa.
Para el diagnóstico de Tuberculosis y Lepra por PCR.
Si la biopsia está en parafina enviar el bloque completo o por lo menos 10 cortes.
Si la muestra es en fresco enviar un fragmento de la parte afectada en un frasco con cierre
hermético y solución salina.
Colocar en frasco de plástico estéril en solución
salina al 0.85%. Mantener en refrigeración y enviar
inmediatamente
Colocar en recipiente hermético sin ninguna
solución, mantener refrigerado entre 4 a 8 °C y
enviar de inmediato
Cuando se requiera un estudio de anatomía
patológica colocar la muestra en un recipiente
plástico con tapa y agregar solución de formol al
10% y pH neutro, en cantidad suficiente para
cubrirla y enviarla lo antes posible. Para estudios de
bacteriología molecular (PCR) de tuberculosis la
muestra deberá conservarse únicamente en solución
salina fisiológica y mantener en refrigeración entre 4
a 8 °C. En caso de no poderse enviar al laboratorio
dentro de las primeras 2 horas, almacenar y
transportar en refrigeración.
Posterior a las 24 horas, en caso de no enviar la
muestra y de no poder obtener una nueva muestra, se
recomienda almacenar a -20 °C y transportar en
cadena fría.
Bloque de parafina o cortes del mismo, transportar a
temperatura ambiente.
BIOPSIAS Para el diagnóstico de leishmaniasis por Inmunohistoquímica (IHQ) tomar un fragmento
de un centímetro cubico (1 cm3)
de la región afectada.
Para el diagnóstico de leishmaniasis por cultivo in vivo y/o in vitro se tomará un
fragmento de 1 cm3 de la región afectada.
Para el aislamiento del parásito (primo aislamiento) se realizará una microbiopsia. Cargar
una jeringa con aguja para insulina con 1 o 3 mL con de solución salina estéril. Introducir
la aguja en el borde indurado de la lesión, previa asepsia de la misma. Girar la jeringa al
tiempo que se succiona con el émbolo, esto es para desprender el tejido de la lesión,
aspirarlo y recolectarlo en la aguja. Retirar la aguja de la lesión. Desinfectar el tapón del
frasco con alcohol o solución concentrada de yodo. Inocular el aspirado en medio de
cultivo N´N´N´ (Novy-Nicolle-McNeal) introduciendo la aguja en el tapón de hule. Se
recomienda sembrar al menos 2 tubos de medio de cultivo por paciente.
Para el diagnóstico de leishmaniasis por PCR si la biopsia está en parafina enviar el
bloque completo o por lo menos 10 cortes, si la muestra es en fresco enviar un fragmento
de la parte afectada en solución salina.
Para el diagnóstico del Virus del Oeste del Nilo tomar 1 cm3
de riñón inmediatamente
después del fallecimiento.
Para el diagnóstico (post-mortem) de rickettsiosis: tomar 2 cm3 de hígado, bazo, pulmón,
ganglios y riñón inmediatamente después del fallecimiento. Para PCR enviar en un
contenedor adecuado con solución salina fisiológica estéril.
Colocar en un recipiente con tapa y solución de
formol al 10%, en cantidad suficiente para cubrirla y
enviar de inmediato, mantener a 4 °C.
Colocar en un recipiente con tapa y solución salina
fisiológica en cantidad suficiente para cubrirla y
enviar en un lapso no mayor de 24 h, mantener a 4
°C.
Los tubos se enviarán a temperatura ambiente de 19
a 21 °C.
Colocar la muestra en un criotubo estéril, mantener
congelado hasta su entrega en el laboratorio.
Colocar en frasco con tapón de rosca y congelar.
Enviar a -20 °C.
BIOPSIAS
Continuación
Para el diagnóstico de leptospirosis (post-mortem) tomar muestras de hígado, pulmón,
riñón y colocar en frascos estériles de boca ancha con solución reguladora de fosfatos
(PBS) o en solución salina estéril al 0.85% para evitar la desecación.
Para el diagnóstico de difteria cutánea, se toma una muestra de la lesión cutánea y se
deposita en solución fisiológica estéril o en medio de transporte de PAI.
Para el diagnóstico de ántrax se toma una muestra de nódulo linfático y se deposita en
solución fisiológica estéril en un recipiente hermético.
Para el diagnóstico de influenza por rRT-PCR tomar un fragmento de pulmón de 2 cm3 de
la región más afectada. La toma de la muestra debe efectuarse por personal médico
capacitado.
Para el diagnóstico de micosis, las muestras pueden ser ganglios linfáticos, hígado,
pulmón, piel y cualquier otro órgano que el médico seleccione. Colocar las muestras en
frascos de plástico con tapón de rosca conteniendo solución salina fisiológica estéril.
Envió de inmediato al laboratorio, manteniendo las
muestras protegidas de la luz y a temperatura
ambiente.
El contenedor se envía sellado y rotulado,
especificar el tipo de muestra y enviar en
refrigeración
Las muestras para cultivo de bacterias a partir de
tejidos se remiten rápidamente al laboratorio en un
recipiente estéril con tapas adecuadas. Las muestras
en formol no son adecuadas para el cultivo.
Colocar en tubo de plástico con 2.5 mL de transporte
viral, mantener refrigerado a 4 °C y enviar de
inmediato.
Mantener las muestras en refrigeración y enviar sin
demora al laboratorio.
CEPAS
BACTERIANAS
Enviar sólo cultivos puros sembrados en medio de agar base sangre (BAB) en tubos de 13 x
100 mm con tapón de rosca y cubiertos con parafilm. Para enterobacterias, Vibrio,
Staphylococcus spp, Enterococcus spp y microorganismos Gram negativos no fermentadores.
Si el envío se realiza en placas de Petri con medio de cultivo de agar base sangre, cuidar que
este no venga deshidratado y sellar las placas con papel parafilm.
Para la identificación de micobacterias por métodos moleculares, colocar en un criotubo de
polipropileno (capacidad de 2 mL), un volumen de 1 mL de una suspensión del cultivo
bacteriano en medio líquido MGTI o algún otro medio líquido para micobacterias. La cepa
puede inactivarse desde el laboratorio por choque térmico colocando el criotubo en un
termobloque a 95 °C durante 1 h y posteriormente almacenar a congelación -20 °C.
Para identificación de Legionella.
Enviar a temperatura ambiente lo más pronto
posible.
Enviar inmediatamente a temperatura ambiente.
Cepa activa transportar a temperatura ambiente y
siguiendo las medidas de bioseguridad emitidas
por la OMS para el transporte de cultivo de
micobacterias.
Enviar la cepa en medio BCYE adicionado de
cisteína.
CEPAS
BACTERIANAS DE
DIFICIL
CRECIMIENTO
Para el control de calidad o referencia de Haemophilus spp, Neumococo, Bordetella spp,
Neisseria spp, Corynebacterium spp Listeria spp y Streptococcus beta-hemolítico; enviar
cultivos puros, cosechados con hisopo de dacrón o rayón y depositarlos en medio de
transporte de Amies semisólido con carbón activado o en tubos con tapón de rosca con medio
de cultivo inclinado de agar sangre de carnero al 5%, o agar chocolate enriquecido
dependiendo del microorganismo de que se trate. El tubo tiene que estar perfectamente
sellado con parafilm.
Enviar a temperatura ambiente lo más pronto
posible al laboratorio y en caso de Bordetella spp
enviar en red fría.
CEPAS DE HONGOS
Enviar sólo cultivos puros sembrados en medio de Sabouraud dextrosa agar (SDA). Utilizar
tubos de vidrio de 16 x 150 mm con tapón de rosca y el medio de cultivo en posición
inclinada.
Enviar a temperatura ambiente.
CEPAS de
Mycobacterium
tuberculosis
Las cepas o cultivos enviados por los estados deben cumplir las siguientes características:
De preferencia sembradas en medio sólido de Lowenstein-Jensen o Stonebrink.
Debe ser una cepa pura (libre de cualquier contaminación).
Que sea el primo aislamiento y no una resiembra.
Con buen desarrollo. Suficientes colonias para realizar las pruebas necesarias
Para PCR de Micobacterium, colocar en un criotubo de polipropileno (capacidad de 2 mL),
un volumen de 1 mL de una suspensión del cultivo bacteriano en medio líquido MGTI o
algún otro medio líquido para micobacterias.
Etiquetar con nombre del paciente y/o clave de identificación con marcador indeleble.
Indicar si ha sido inactivada o no.
Las cepas que desarrollaron en medio se envían en
tubos de vidrio. Las que se desarrollaron en
medio líquido en viales de plástico de 2.5 mL con
tapa de rosca.
La cepa inactiva debe de almacenarse a -20 °C y
transportarse en cadena fría.
La cepa activa debe de transportarse a temperatura
ambiente
CEPILLADO
URETRAL
MASCULINO
Para búsqueda de lesiones intraepiteliales y daño citopático por virus del Papiloma Humano
(VPH). El paciente debe estar sentado. Se introduce el cepillo (citobrush) en el meato
urinario (uretra peneana) entre 2 a 4 cm y se gira 360 grados apoyándolo en las paredes. Se
retira y se hace el extendido en monocapa sobre un portaobjetos de cristal de 25 x 75 mm.
Para la prueba molecular, el cepillo colector se introduce al frasco con el medio de
transporte, se cierra perfectamente y se envía al laboratorio o se almacena en refrigeración
entre 4 a 8 °C, hasta su envío.
Se aplica una capa de citospray (base principal de
alcohol isopropílico) a una distancia de 20 a 25
cm en una sola dirección, o en su defecto se cubre
la muestra goteando alcohol del 96°, se deja secar
durante 25 a 30 min y se envía al laboratorio.
El cepillo colector se coloca en el frasco para
transporte y se envía al laboratorio. Las muestras
pueden conservarse por 7 días en refrigeración.
ENCÉFALO La toma de muestra debe efectuarse por personal médico entrenado, quien seguirá en forma
rigurosa las condiciones de asepsia. Para el diagnóstico de Rabia se recomienda enviar los
dos hemisferios cerebrales o de lo contrario las regiones de médula espinal, cerebelo, asta de
Ammón y corteza cerebral, posterior al fallecimiento.
Los fragmentos enviados deben de ser de más de 5 g de peso. En los casos en que no se
autorice la autopsia, la muestra debe tomarse mediante una punción retrorbital o a través del
orificio occipital esta técnica se aplica igual, en el caso de animales domésticos o silvestres
en los que se sospeche encefalitis por el virus de la rabia.
Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa.
Para el diagnóstico de virus del Oeste del Nilo: tomar un cm3
de la corteza cerebral media
inmediatamente después del fallecimiento, depositar en frasco con tapa hermética y congelar.
El tejido debe enviarse dentro de las primeras 24
horas después de su extracción manteniéndolo en
congelación hasta su envío. Para el Distrito
Federal y el área metropolitana deben enviar las
muestras a temperatura de 4-8 °C.
En especies silvestres pequeñas enviar el
espécimen completo
Nota: por ningún motivo debe sumergirse el
encéfalo en disolventes (formaldehido, fenol,
alcohol).
Mantener y enviar de inmediato a temperatura de
congelación.
EXPECTORACIÓN
(ESPUTO)
Recolectar la expectoración en un frasco estéril de polietileno con boca ancha, y capacidad
de 30 a 50 mL, el volumen recomendado debe de ser de 5 mL o más.
Para el diagnóstico de Tuberculosis, procurar que la muestra sea de contenido mucopurulenta
y libre de saliva. Tomar tres muestras: una cuando el paciente acuda al centro de salud o
cuando se produce el acceso de tos, la segunda en la mañana cuando el paciente despierte y
la tercera al momento de hacer la entrega de la segunda muestra en el laboratorio. Para cada
una se debe de recolectar un volumen de expectoración de 5 mL o más.
Para el diagnóstico de Tuberculosis por la técnica de PCR hay que enviar solo una muestra
de expectoración con la menor cantidad de saliva, en un recipiente de plástico y con un
volumen mínimo de 2 mL. Debe enviarse etiquetado con el tipo de muestras, nombre del
paciente y/o clave de identificación.
Para el diagnóstico de Micosis, es indispensable realizar un aseo previo de la cavidad oral y
que la muestra proceda de la vía aérea inferior, evitando que contenga saliva, y que el
volumen enviado sea de 5 mL o más.
Para el diagnóstico de Ántrax se debe de obtener una cantidad mayor a 1 mL de muestra de
la vía aérea inferior y que la expectoración se coloque en un recipiente estéril.
El tiempo transcurrido para la entrega de la
muestra al laboratorio no debe ser mayor a 12 h.
Enviar la muestra lo más pronto posible. Si el
tiempo de envío es menor de una hora se puede
conservar a temperatura ambiente, protegida de la
luz solar directa. En el caso de que se exceda este
lapso de tiempo, se debe mantener la muestra a
temperatura entre 4 a 8 °C, hasta que sea
entregada al laboratorio.
En caso de no enviar al laboratorio dentro de las
dos primeras horas, almacenar y/o transportar a
temperatura de refrigeración.
Si no es posible el envío de la muestra en las
primeras 24 horas, y tampoco es posible la
obtención de otra muestra, se debe de almacenar a
temperatura de congelación a -20 °C y transportar
a esa temperatura.
Enviar en frasco de plástico con tapón de rosca en
condiciones de refrigeración.
Transpórtese en un contenedor estéril con tapa de
rosca, a temperatura ambiente para tiempos
menores de una hora y de 2 a 8 °C para tiempos
de transporte mayores de transporte.
EXUDADO DE
LESIÓN CUTANEA
Para los diagnósticos de difteria cutánea y lesiones causadas por estreptococos beta
hemolítico, limpiar cuidadosamente el área alrededor de la lesión con solución salina estéril.
Eliminar el exceso de exudado en la periferia de la lesión, y con un hisopo de algodón estéril
tomar un raspado del borde interno de la lesión y depositarlo en el medio de transporte de
Stuart o de Amies semisólido con carbón activado.
Para el diagnóstico de ántrax cutáneo:
a. Etapa vesicular: Utilizando un hisopo estéril; obtenga asépticamente fluido vesicular
proveniente de vesículas que no hayan sido abiertas con anterioridad. Nota: Los bacilos del
ántrax tienen una mayor probabilidad de ser observados mediante la tinción de Gram
durante la etapa vesicular.
b. Etapa de escaras o costras: Hay que levantar con cuidado el borde externo de una costra
para obtener un poco de material; insertar un hisopo estéril por debajo del borde de la
costra sin removerla y rotar lentamente por 2 o 3 segundos.
Para el diagnóstico de Micosis: Recolectar la muestra con un asa bacteriológica o pipeta
Pasteur. Colocar la muestra en tubo de plástico con tapón de rosca conteniendo solución
salina fisiológica estéril.
Enviar las muestras lo más pronto posible. Si el
tiempo de envío es menor de una hora, conservar a
temperatura ambiente. En el caso de exceder este
lapso, hay que mantener la muestra entre 4 a 8 °C
hasta su entrega en el laboratorio.
Enviar la muestra en condiciones de refrigeración.
ENDOSCOPIA Para el diagnóstico de Micosis colocar la muestra en un tubo de plástico con tapón de rosca
estériles, conteniendo solución salina fisiológica estéril.
Enviar la muestra en condiciones de refrigeración
EXUDADO
FARÍNGEO
Sentar al paciente y colocar su cabeza hacia atrás e iluminar la cavidad oral y con un
abatelenguas abatir la lengua lo que facilitara el acceso a la parte posterior de la orofaringe.
Utilizando un hisopo de dacrón o de rayón con mango de plástico, realizar un raspado firme,
haciendo girar el hisopo en las áreas lesionadas que se observan hiperémicas, purulentas o
necróticas y también en las membranas formadas sobre las lesiones o de las manchas de
Koplic. Hay que evitar tocar la lengua, la úvula o los carrillos. Introducir el hisopo con la
muestra en un tubo con tapón de rosca que contenga el medio de transporte adecuado al
microorganismo que se sospeche.
Para el diagnóstico de Enfermedad Febril Exantemática (EFE), tomar la muestra durante los
primeros cinco días inmediatos a la aparición del exantema. Enviar la muestra en tubos de
plástico con medio de transporte para agentes virales. El formato único de envío de muestras
biológicas debe ser llenado con todos los datos del paciente, fecha de inicio de exantema,
fecha de toma, sintomatología de acuerdo a la definición operacional de caso probable de
EFE y fecha de vacunación. El tubo debe de enviarse rotulado con el nombre del paciente y
el tipo de muestra. Las muestras que no cumplan con las especificaciones serán rechazadas.
Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real
deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el
gráfico correspondiente incluyendo controles y el formato único de envío de muestras
biológicas.
Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia.
Medio de transporte para agentes virales: que contiene 2.5 mL de medio de transporte viral
estéril o de solución salina isotónica estéril.
Medio de transporte para agentes bacterianos: medio de Amies semisólido con carbón
activado o de Stuart.
Para el diagnóstico de influenza y otros virus respiratorios tomar la muestra durante los
primeros 5 días en pacientes ambulatorios y hasta 7 días en pacientes graves a partir del
inicio de los síntomas. Se debe de sujetar la lengua del paciente con un abatelenguas y se
frota con firmeza la pared posterior de la orofaringe con un hisopo de mango de plástico
estéril con punta de rayón o dacrón. Al frotar la orofaringe se obtendrán las células infectadas
por el virus, se debe tener cuidado de no tocar la úvula con la finalidad de no provocar el
vómito.
Enviar las muestras lo más pronto posible. En
caso de sospecha de etiología viral, mantener las
muestras a temperatura de 4 a 8 °C hasta su
entrega en el laboratorio.
En caso de sospecha de etiología bacteriana,
mantener las muestras a temperatura ambiente y
tomar las mismas por la mañana antes del aseo
bucal y antes de ingerir alimentos.
Enviar la muestra a temperatura de 4 a 8 °C en un
lapso no mayor a 48 horas.
Las muestras que se han recolectado en solución
salina isotónica estéril se deben de entregar al
laboratorio en un lapso no mayor de 24 horas.
Enviar la muestra a temperatura ambiente lo más
pronto posible.
El hisopo se introduce en el tubo de ensayo que
contiene el medio de transporte viral estéril, el
tubo se debe de cerrar perfectamente y debe de
mantenerse a temperatura entre 4 a 8 °C hasta su
procesamiento en el laboratorio. Se debe de
entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24
horas.
EXUDADO
CONJUNTIVAL
Para el diagnóstico de Adenovirus tomar la muestra durante las primeras 96 horas de haberse
iniciado los síntomas.
Hay que elevar un poco la cabeza del paciente y pedirle que fije la mirada hacia arriba,
exponer la conjuntiva inferior aplicando una ligera presión del parpado inferior con el dedo
índice para exponer la conjuntiva, posterior a ello introducir un hisopo de rayón o dacrón
raspando con cuidado en ambas superficies conjuntivales y rotarlo para asegurar que toda la
superficie de la conjuntiva se está muestreando, y con ello poder obtener células infectadas
por el virus. Tomar muestra en ambos ojos si se presenta infección bilateral.
Para el diagnóstico de Enterovirus utilizar medio de transporte para agentes virales o
solución salina estéril al 0.85%.
El médico debe de tomar la muestra de ambos ojos, utilizando un hisopo estéril para cada
uno de los ojos e introducir cada hisopo en su tubo de medio de transporte correspondiente.
Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa.
Para el diagnóstico de Micobacterias por métodos moleculares, se puede enviar también
exudado palpebral y/u ótico. Para la toma de exudado se debe de emplear un hisopo de
dacrón o rayón que se introduce en un tubo de plástico, así como utilizar solución salina
fisiológica al 0.85% como medio de transporte.
Hay que etiquetar con el tipo de muestra, el nombre del paciente y/o clave de identificación.
Para el diagnóstico de infección por Chlamydia trachomatis se debe de realizar un frotis de
ambos ojos y fijar con metanol de calidad analítica.
El hisopo se introduce en el tubo de ensayo que
contiene 2.5 mL de medio de transporte viral
estéril, el tubo se cierra perfectamente y se
mantiene a 4 °C hasta su procesamiento en el
laboratorio. Se deberán entregar al laboratorio en
un lapso no mayor a 24 horas
Las muestras que se han recolectado en solución
salina estéril e isotónica se deben de entregar al
laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas o
mantenerse a temperatura de 4 a 8 °C y enviar lo
más pronto posible.
Si la muestra está en medio de transporte enviar
de inmediato y mantener a temperatura entre 4 a 8
°C.
En caso de no enviar la muestra al laboratorio
dentro de las dos primeras horas, almacenarla y
transportarla a una temperatura entre 4 a 8 °C.
Rotular y envolver individualmente las laminillas
con varias capas de papel absorbente. Enviar las
muestras a temperatura ambiente, de modo que
lleguen al laboratorio antes de las 24 horas. De no
ser así, conservar en refrigeración hasta por 5 días.
EXUDADO
NASOFARINGEO
Sentar al paciente y colocar su cabeza hacia atrás. Introducir las tres cuartas partes de un
hisopo de dacrón o rayón (nunca de algodón) por las fosas nasales hasta alcanzar la
nasofaringe, sin tocar los cornetes, tratando de provocar un acceso de tos al rotar suavemente
y mantener entre 10 a 15 segundos y retirarlo rápidamente e introducirlo en un tubo con
tapón de rosca que contenga el medio de transporte adecuado de acuerdo a la etiología que se
sospeche.
Medio de transporte para agentes virales debe de contener un volumen de 2.5 mL o puede
contener solución salina isotónica estéril.
Para el caso de Enfermedad Febril Exantemática se debe de sentar al paciente y colocar su
cabeza hacia atrás. Introducir las tres cuartas partes de un hisopo de dacrón o rayón con
mango flexible de aluminio por las fosas nasales hasta alcanzar la región de la nasofaringe,
sin tocar los cornetes, rotar suavemente el hisopo, retirarlo e introducir el hisopo en un tubo
con tapón de rosca que contenga el medio de transporte viral.
Tomar la muestra durante los primeros 5 días posteriores a la aparición del exantema e
introducir el hisopo en un tubo de plástico con tapón de rosca. Acompañar la muestra con el
formato único de envío de muestras biológicas perfectamente llenado donde se incluirá el
nombre del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de la toma, sintomatología de
acuerdo a definición operacional de caso probable de EFE y la fecha de vacunación.
La muestra debe rotularse con el nombre del paciente y tipo de muestra.
Las muestras que no cumplan con las especificaciones antes señaladas se rechazarán.
Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real
deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el
gráfico correspondiente, incluyendo controles y el formato único de envío de muestras
biológicas.
Enviar las muestras lo más pronto posible al
laboratorio.
Las muestras que se han recolectado en solución
salina isotónica estéril se deberán entregar al
laboratorio en un lapso no mayor a 24 horas
Enviar la muestra a temperatura entre 4 a 8 °C en
un lapso no mayor a 48 horas.
EXUDADO
NASOFARINGEO
Continuación
Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia.
Medio de transporte para Bordetella pertussis: un mililitro de solución salina estéril con
cefalexina a una concentración de 40 µg/mL, el medio de transporte debe mantenerse en
congelación hasta su utilización. Éste debe de almacenarse por no más de 2 meses. Este
medio puede ser utilizado tanto para la técnica de PCR como para el cultivo, sin embargo el
medio de transporte para cultivo es el Reagan Lowe (medio semisólido con sangre de caballo
del 7 al 10 % o con sangre de carnero al 15% y cefalexina a una concentración final de 40
µg/mL.
Medio de transporte para otros agentes bacterianos: Medio de Amies o de Stuart
Para el diagnóstico de influenza y otros virus respiratorios tomar la muestra durante los
primeros 5 días en pacientes ambulatorios y hasta 7 días en pacientes graves a partir del
inicio de los síntomas. Recostar al paciente y elevar un poco su cabeza, introducir
suavemente el hisopo con mango de alambre flexible estériles (con punta de rayón o dacrón),
paralelo al paladar casi en su totalidad hasta llegar a la nasofaringe (aproximadamente 2.5 cm
en adulto y un poco menos en niños); una vez ahí, rotar suavemente el hisopo para frotar la
pared de la nasofaringe (al frotar obtenemos células infectadas por el virus) y retirarlo
cuidadosamente sin dejar de rotar. Esto se hace para ambas narinas con diferente hisopo.
Para el diagnóstico de infección por Chlamydia trachomatis se deben realizar dos frotis y
fijarlos con metanol de calidad analítica.
Para el diagnóstico de tos ferina, debe de
conservarse la muestra entre 4 a 8 °C hasta su
entrega al laboratorio.
Entregar las muestras lo más pronto posible a
temperatura ambiente.
El hisopo se debe de introducir en el tubo de
ensayo que contiene 2.5 mL del medio de
transporte viral estéril, este tubo debe de cerrarse
perfectamente y mantenerse entre 4 a 8 °C hasta
su procesamiento en el laboratorio. Se debe de
entregar al laboratorio en un lapso no mayor a 24
horas.
Cada laminilla se rotula correctamente, se
envuelve con papel absorbente y se envía a
temperatura ambiente siempre cuando lleguen al
laboratorio antes de 24 horas. De no ser posible
conservar en refrigeración hasta por 5 días.
EXUDADO NASAL Muestras nasales (cultivo de fosas nasales) sólo se deben usar para apoyar una
exposición confirmada de B. anthracis o durante una investigación epidemiológica activa.
La tinción de esporas de B. anthracis provenientes de muestras nasales no se recomienda.
1. Selección
a. La muestra a elección; es la tomada con un hisopo al menos a un centímetro dentro de
la fosa nasal.
b. Las muestras de lesiones nasales deben tomarse del borde creciente de las lesiones
2. Método
a. Inserte cuidadosamente el hisopo humedecido con solución salina o agua estéril, al
menos un centímetro dentro de la fosa nasal.
b. Tome la muestra firmemente dentro de la fosa nasal, rotando el hisopo y dejándolo en un
mismo lugar por 10 a 15 segundos.
c. Retire el hisopo e insértelo en su contenedor de transporte y lleve la unidad de muestreo
al laboratorio para su cultivo.
3. Etiquetado
a. Etiquete el contenedor con el hisopo con la información del paciente.
b. Indique si es posible, el grado o probabilidad de exposición.
a. Transporte la muestra al laboratorio tan pronto
como sea posible
b. No refrigere las muestras que se destinen para
cultivo.
EXUDADO
URETRAL
Recomendar al paciente que no orine por lo menos una hora antes de tomar la muestra. La
toma debe de realizarse con un hisopo de alginato de calcio estéril.
En casos de que el exudado uretral sea mucopurulento y abundante (probable gonorrea) se
debe de tomar este con un hisopo, sembrar de inmediato en una placa de agar de Thayer
Martin, y de no ser posible depositarlo en el medio de transporte de Stuart.
Ante la sospecha de infección por Chlamydia trachomatis, introducir el hisopo de 2 a 4 cm
en la uretra, frotar las paredes y girarlo durante 5 a 10 segundos. Con esta muestra realizar de
inmediato dos frotis en portaobjetos limpios y fijarlos con metanol de calidad analítica.
Envolver las laminillas en forma individual con
varias capas de papel absorbente. Enviar las
muestras a temperatura ambiente, de modo que
lleguen al laboratorio antes de 24 horas. De no ser
posible se debe de conservar en refrigeración
hasta por 5 días.
EXUDADO
VAGINAL Y
ENDOCERVICAL
Utilizar un espejo vaginal para fijar el cérvix. Tomar la muestra con un hisopo de alginato de
calcio o de dacrón, nunca con uno de algodón.
En el caso de presencia de exudado mucopurulento (probable gonorrea), evitar cualquier tipo
de limpieza. El hisopo con la muestra de exudado debe de sembrarse de inmediato en una
placa de agar de Thayer Martin, en el caso de no ser posible se debe de transportar en medio
de Stuart. Cuando el exudado es escaso se debe de presionar ligeramente la uretra para
expulsarlo.
Ante la sospecha de infección por Chlamydia trachomatis, se debe de eliminar el moco y el
exudado del exocérvix con un hisopo, el cual se desecha, e introducir un nuevo hisopo o un
cepillo vaginal unos 2 a 4 cm dentro del canal endocervical y rotarlo cuidadosamente; hay
que presionar contra la pared endocervical y evitar el contacto con la superficie vaginal
rotarlo durante 5 a 10 segundos. Con esta muestra se debe de hacer de inmediato dos frotis en
portaobjetos limpios y fijarlos de inmediato con metanol.
Envolver individualmente las laminillas con las
preparaciones en varias capas de papel absorbente.
Enviar las muestras en un paquete a temperatura
ambiente, de modo que lleguen al laboratorio
antes de 24 horas de la toma de muestra.
Se rotulan correctamente y se envuelven
individualmente las laminillas con papel
absorbente. Enviar a temperatura ambiente dentro
de 24 horas. De no ser posible se deben de
mantener en refrigeración hasta por 5 días.
FROTIS EXO Y
ENDOCERVICAL
(RASPADO DE
CÉLULAS) (PAP)
Para el diagnóstico de cáncer cérvicouterino (Papanicolaou), se debe de colocar a la paciente
sobre la mesa de exploración en posición ginecológica, e introducir un espejo vaginal para
fijar el cuello uterino, introducir una espátula de Ayre modificada: La muestra de exocérvix
debe tomarse con el extremo bifurcado de la espátula y la de endocérvix, con el extremo
triangular de la misma realizando una rotación horaria completa en toda la circunferencia del
orificio cervical. El extendido debe ser longitudinal, uniforme, delgado y en monocapa en 2/3
de la laminilla, para cada uno de los lados de la espátula. En la mitad superior de la laminilla
se extiende la muestra del ectocérvix y en la inferior, la del endocérvix. La muestra se debe
de fijar de inmediato en alcohol etílico de 96 grados durante un tiempo mínimo de 30
minutos.
Para el diagnóstico molecular Micobacterium enviar en un recipiente de plástico. Tomar el
exudado empleando un hisopo de dacrón o rayón. Emplear como medio de transporte
solución salina fisiológica al 0.85%
Se debe de etiquetar las muestras con el tipo, nombre del paciente y/o clave de identificación.
Se debe de aplicar una capa de citospray (base
principal de alcohol isopropílico) a una distancia
de 20-25 cm en una sola dirección, o en su
defecto, el portaobjetos se sumerge en un frasco
con alcohol al 96° y se debe de fijar por lo menos
durante 30 minutos. Se debe de enviar al
laboratorio en cajas de plástico porta laminillas.
La laminilla (portaobjetos) debe de etiquetarse, en
el extremo libre de muestra, con el nombre de la
paciente.
En caso de no enviar al laboratorio dentro de las
dos primeras horas, se debe de almacenar y
transportar a una temperatura de refrigeración.
FROTIS
SANGUÍNEO
La toma de la muestra sanguínea se debe de realizar por punción capilar. Limpiar la yema del
dedo o el lóbulo de la oreja con una torunda ligeramente humedecida con alcohol o
merthiolate al 70%, secar con un algodón o gasa limpia y estimular la circulación, con una
lanceta estéril se debe de puncionar, posteriormente presionar suavemente y eliminar con un
algodón seco la primera gota, dejar que se forme una nueva gota esférica y situar en el
portaobjetos desengrasado aproximadamente 10 a 20 µL de sangre, con un segundo
portaobjetos el cual se coloca en un ángulo de 45 grados con el extremo de la gota hasta que
la sangre se extienda por capilaridad a todo lo largo, con movimiento suave hacia el lado
opuesto se debe de empujar la laminilla extensora, tirando de la sangre que queda por detrás
de ella. Dejar secar el frotis a temperatura ambiente y en posición horizontal.
Envolver cuidadosamente en forma individual las
laminillas con varias capas de papel absorbente.
Enviarlas durante las primeras 24 horas a
temperatura ambiente y proteger el paquete de la
humedad, la luz solar y del calor excesivo.
GOTA GRUESA Toma de muestra sanguínea por punción capilar. Limpiar la yema del dedo o el lóbulo de la
oreja con una torunda ligeramente humedecida con alcohol o merthiolate al 70% y secar con
un algodón o gasa limpia, estimular la circulación sanguínea por medio de la aplicación de
masaje. Con una lanceta estéril puncionar, presionar suavemente, y eliminar con un algodón
seco la primera gota, dejar que se forme una gota esférica de aproximadamente 10 a 20 µL.
de sangre, y colocar en un portaobjeto, con un ángulo, realizar un movimiento en Z para
extender la gota en forma de un cuadrado de tamaño aproximado de 1 a 1.5 cm. Dejar secar
(la gota gruesa tarda en secarse de 8 a 12 horas).
Para realizar la lámina combinada utilizar la mitad de la lámina para el frotis y la otra mitad
para la gota gruesa. Dejar que la lámina combinada se sequé
Envolver cuidadosamente en forma individual las
laminillas con varias capas de papel absorbente.
Enviarlas durante las primeras 24 horas, a
temperatura ambiente y proteger el paquete de la
humedad, la luz solar y del calor excesivo.
HISOPO RECTAL Emplear este tipo de muestra solamente en casos sospechosos de etiología bacteriana. Tomar
la muestra introduciendo la punta de un hisopo de algodón, previamente humedecido en
solución salina estéril o medio de transporte, en el recto y rotarlo ligeramente. La presencia
de un ligero color café en el hisopo indica que la muestra ha sido bien tomada. Introducir el
hisopo con la muestra hasta el fondo de un tubo de tapón de rosca con medio de transporte de
Cary-Blair.
Para diagnóstico de Ántrax gastrointestinal en pacientes que no pueden defecar, obtenga una
muestra introduciendo cuidadosamente un hisopo rectal; una pulgada (2.5 cm) más allá del
esfínter anal.
Para el diagnóstico de infecciones virales debe tomarse la muestra con la punta de un hisopo
de algodón humedecido con solución salina el cual se introducirá en el recto y se rotará
ligeramente. Depositar la muestra en un tubo con solución salina estéril. Esto se hace
únicamente en los casos en que el paciente no puede evacuar. De otro modo, debe obtenerse
una muestra de materia fecal.
Identificación de Poliovirus para los casos de Parálisis Flácida Aguda (P.F.A.) sólo en casos
excepcionales que el paciente no pueda evacuar se debe de tomar una muestra de hisopo
rectal, con la punta del hisopo de algodón humedecido con solución salina estéril se
introduce en el recto y se rota ligeramente. La muestra se coloca en un tubo de ensaye con
solución salina en condiciones de esterilidad. En casos de PFA que hayan fallecido tomar
muestras de heces de cinco contactos menores de 15 años. Colocar las muestras
individualmente en envases de plástico de boca ancha con cierre hermético.
Para el diagnóstico de Chlamydia trachomatis insertar un hisopo en el canal anal a unos 3 a 5
cm por encima del esfínter y girar suavemente para obtener las células de la pared rectal,
retirarlo y con esta muestra realizar dos frotis los cuales se fijarán con metanol de calidad
analítica.
Identificación de Enterovirus No Polio para casos de encefalitis sólo cuando el paciente no
pueda evacuar. Se toma una muestra, con la punta de un hisopo de algodón humedecido con
solución salina estéril introduciéndolo en el recto y rotándolo ligeramente. La muestra debe
colocarla en un tubo de ensaye en condiciones de esterilidad.
Para el diagnóstico de infecciones bacterianas,
enviar las muestras lo más pronto posible en un
paquete a temperatura ambiente.
Transpórtese directamente al laboratorio a
temperatura ambiente. Para tiempo de
transportación mayor a una hora; mantenga de 2-8
°C. Tanto el medio Cary-Blair u otro medio de
transporte equivalente es aceptable.
Para el diagnóstico de infecciones virales, enviar a
temperatura de 4 a 6 °C con refrigerantes
Para el diagnóstico de casos de PFA se debe de
mantener la red fría del envío a una temperatura
de 0 a 10 °C desde el momento en que se colecta
hasta que llega al laboratorio. No utilizar medio de
transporte Cary-Blair u otro medio de transporte
equivalente ya que inactiva el virus
Rotular correctamente y envolver individualmente
cada laminilla. Enviarlas a temperatura ambiente
dentro de 24 horas. De no ser así mantenerlas en
refrigeración hasta por cinco días.
Para el diagnóstico de enterovirus se debe de
mantener la red fría desde el momento que se
colecta hasta que llega al laboratorio. No utilizar
medio de transporte Cary-Blair u otro medio
equivalente ya que inactiva el virus.
HISOPO
SUBLINGUAL
Para el diagnóstico de virus de la rabia con hisopo de dacrón preferentemente o en su defecto
de algodón tomar la muestra introduciendo la punta del hisopo debajo de la lengua, y realizar
un raspado suave y suficiente en las glándulas salivales, extraer el hisopo y sumergirlo en 2
mL de solución salina o medio de transporte estéril.
Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa.
Para el diagnóstico de virus de la rabia se envía la
muestra en un tubo con tapón de rosca de 4 a 8 °C
IMPRONTA DE
CÓRNEA
Para el diagnóstico del virus de la rabia se deben de tomar dos impresiones de la córnea de
cada ojo, con un portaobjeto previamente desengrasado con una mezcla de alcohol etílico y
éter. El material debe ser suficiente para circunscribir dos campos con el lápiz graso. Los
portaobjetos se secan al medio ambiente y se empacan en un portalaminilla, si es posible fijar
las improntas con acetona fría (-20 °C) por 30 minutos, secar al aire y empacar.
Es indispensable enviar historia clínica detallada y completa.
Para el diagnóstico del virus de la rabia, colocar
las laminillas cuidadosamente en un
portalaminillas, evitando que se peguen una con
otra. No hay que refrigerar el paquete, pero sí
protegerlo de la humedad, la luz solar o del calor
excesivo.
IMPRONTA DE
LESIONES
CUTÁNEAS
Lesión ulcerosa: Lavar la lesión con agua y jabón, desinfectar la lesión y la piel circundante
con una torunda embebida en alcohol al 70%. Raspar cuidadosamente el borde indurado de la
lesión o la piel que cubre la lesión con uno de los lados de un portaobjetos, si se produce
sangrado limpiar la lesión con una gasa estéril, esperar a que se produzca un exudado seroso.
Aplicar la superficie de un portaobjeto desengrasado sobre el exudado. Tomar de 3 a 4
impresiones en cada portaobjeto. Repetir la operación con 5 portaobjetos, secar a temperatura
ambiente, e identificar la lámina (con lápiz un diamante u otro medio) con los datos
correspondientes. Fijar con metanol absoluto.
Para el diagnóstico del Virus del Herpes Simple (VHS), raspar la úlcera con un hisopo para
desprender la costra, y hacer de inmediato dos frotes sobre portaobjetos, limpios y
desengrasados, en los círculos previamente dibujados con lápiz de cera o sobre los pozos de
portaobjetos para inmunofluorescencia cubiertos con teflón. Fijar las laminillas con acetona y
transportar.
Lesión nodular: Pinchar la lesión con una lanceta y con ayuda de un portaobjetos nuevo y
perfectamente desengrasado, presionar hasta obtener líquido tisular; hay que evitar en lo
posible el sangrado durante la toma de la muestra. Una vez seca, fijar de inmediato con
alcohol etílico absoluto.
Costra: Levantarla cuidadosamente con el extremo de un portaobjetos nuevo y desengrasado,
y tomar la muestra cómo se mencionó arriba.
Envolver las laminillas en forma individual con
varias capas de papel absorbente. No hay que
refrigerar el paquete, pero sí protegerlo de la
humedad, la luz solar o del calor excesivo.
LAMINILLA PARA
CONTROL DE
CALIDAD DE
BACILOSCOPIA
Las laminillas (baciloscopías) enviadas por los estados deben cumplir las siguientes
características:
Cada laminilla debe estar identificada en uno de los extremos con las iniciales del paciente y
el número que se le asignó a la muestra, así como la fecha. Las laminillas deben estar
limpias, sin aceite de inmersión.
Envueltas en un papel plegado que las separen entre sí (para que no se rocen). También
siguiendo el mismo orden en el paquete que en la lista que las acompaña en el formato
relación de re-lectura de frotis
Hacer un paquete e introducirlo en una caja que proteja las láminas para evitar que se
rompan.
Se le debe adjuntar un oficio que refiera que son para control de calidad externo y una lista
nominal de las laminillas y resultados, el periodo de tiempo al que corresponden, el
laboratorio que hace el envío y la fecha. En el formato de relación de re-lectura de frotis, no
se autocalifique en el extendido ni en la tinción, envíelo sin completar. Es conveniente que el
laboratorio que hace el envío confirme la recepción del paquete.
Enviar las laminillas los primeros 15 días
posteriores al mes siguiente del que se realizó la
re-lectura, ej., laminillas leídas en los laboratorios
locales en el mes de enero y releídas en febrero,
deben enviarse al InDRE los primeros 15 días del
mes de marzo. No se recibirán después de la fecha
indicada.
LAVADO
BRONQUIAL
Se debe realizar por personal médico especializado Para el diagnóstico de tuberculosis por cultivo, se
debe de enviar el mayor volumen posible, y en
refrigeración, sin conservadores ni heparina, el
envió debe de ser de inmediato.
LAVADO
FARÍNGEO
Utilizar el dispositivo especial que incluye una sonda de teflón de 3 mm de diámetro exterior
conectada a un recipiente adecuado por lo general un tubo de ensaye, donde se recoge el
material. Solicitar al paciente que se siente cómodamente e incline la cabeza hacia atrás.
Medir la distancia media entre la fosa nasal y la base del pabellón auricular, para calcular la
profundidad a la que se debe introducir la sonda. A través de la sonda verter un mililitro de
solución salina o PBS estéril y de inmediato recuperar el líquido de lavado, retirar la sonda y
tapar el recipiente herméticamente.
En caso de sospecha de etiología viral, recibir el contenido de la sonda en 2 mL de medio de
transporte viral
Para el diagnóstico de Chlamydia trachomatis con el lavado se realizarán dos frotis y se
fijarán con metanol.
Enviar las muestras a temperatura ambiente. Debe
arribar al laboratorio en un plazo no mayor a 6
horas después de haberse obtenido.
Enviar las muestras lo más pronto posible,
mantenerlas en refrigeración hasta su entrega al
laboratorio. Las muestras en solución salina
isotónica estéril se deberán entregar al laboratorio
en un lapso no mayor a 24 horas.
Las laminillas se rotulan y se envuelven
individualmente con papel absorbente. Enviarlas a
temperatura ambiente antes de 24 horas. De no ser
así conservar en refrigeración hasta por 5 días
LAVADO
GÁSTRICO
La toma de muestra debe efectuarse por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir
en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Depositar la muestra en un frasco estéril de
boca ancha y tapar herméticamente.
Para diagnóstico de tuberculosis por cultivo.
Para el diagnóstico por PCR de Micobacterium sp se debe de inactivar la muestra de
inmediato con 1 mg de carbonato de sodio por cada mililitro de muestra, en caso de no ser
posible la neutralización se tienen 4 horas para poder procesarla sin que esta sufra alguna
alteración. Etiquetar el tipo de muestra, nombre del paciente y/o clave de identificación.
Indicar: si la muestra ha sido neutralizada (Neutralizada) o no (Sin neutralizar).
Enviar las muestras a temperatura ambiente. Estas
deben de arribar al laboratorio en un plazo no
mayor a seis horas después de haberse obtenido,
mantener en refrigeración
Neutralizar la muestra con bicarbonato de sodio
0.1 g por mL de muestra
Para la PCR de tuberculosis; en el envío del jugo
gástrico se debe de mantenerse la cadena fría.
LÍQUIDO
CEFALORRA-
QUÍDEO (LCR)
La toma de muestra debe efectuarse en un hospital por personal médico bien entrenado,
quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Recuperar
aproximadamente de 2 a 5 mL de LCR y verterlos en un tubo estéril con tapón de rosca.
Para el diagnóstico de meningitis bacteriana (Haemphillus, Neumococo, Meningococo).
Nunca refrigerar la muestra de LCR. Si este no se procesará durante las primeras tres horas
de tomada la muestra, se debe de dividir el volumen del líquido en un mililitro, en tubo
estéril de plástico, y refrigerar para la determinación de antígenos. El volumen restante (1 a 2
mL) depositarlo en un tubo con 2 mL de caldo con poli enriquecimiento al 1%, o bien en un
frasco de hemocultivo pediátrico.
Para el diagnóstico de Cisticercosis.
Para el diagnóstico de tuberculosis por PCR y cultivo recolectar la muestra en un tubo estéril
de plástico o de policarbonato con un volumen mayor a un mililitro, etiquetado con el tipo de
muestra, nombre del paciente y/o clave de identificación. En caso de no poderse enviar al
laboratorio dentro de las primeras dos horas, almacenar y/o transportar en refrigeración
Para el diagnóstico de Meningitis por Enterovirus a partir de LCR por la técnica de RT-PCR
se requieren 0.5 mL, la muestra debe de ser tomada durante los primeros 5 días de haberse
inicio los síntomas.
Para la búsqueda de agentes bacterianos enviar las
muestras rápidamente, al laboratorio (en las
primeras 3 horas) a temperatura ambiente y
procesarlo de inmediato para evitar pérdida de
viabilidad de los microorganismos sensibles a los
cambios bruscos de temperatura.
Transportar la muestra en refrigeración.
En caso de no enviar al laboratorio dentro de las
primeras dos horas, almacenar y/o transportar en
refrigeración.
Posterior a las 24 horas en caso de no enviar la
muestra y de no poder obtener una nueva muestra,
se recomienda continuar con el almacenamiento
en refrigeración y transportar entre 4 a 8 °C.
Mantener en refrigeración, y llegar al laboratorio
en un plazo no mayor a dos días posterior a su
toma.
LÍQUIDO
CEFALORRA-
QUÍDEO (LCR)
Para el diagnóstico de Leptospirosis la muestra debe de ser tomada entre los 4 a 7 días de
haberse iniciado los síntomas, se requiere de un volumen de 3 mL de LCR en tubos de
plástico de 13 x 100 mm con tapón de rosca estériles.
Para diagnóstico de Encefalitis por Arbovirosis (VON, EEE, EEO, etc.) se requiere de 0.5
mL sin contaminación y conservar en viales de polipropileno tipo eppendorf o en crioviales
debidamente etiquetados (nombre y/o folio) y mantener en estricta refrigeración.
Para diagnóstico de rabia la toma de muestra debe efectuarse en un hospital por personal
médico bien entrenado, quien deberá seguir en forma rigurosa las condiciones de asepsia.
Recuperar aproximadamente de 3 a 5 mL y verterlos en un tubo estéril con tapón de rosca.
Para el diagnóstico de Micosis utilizar el tubo de plástico estéril con tapón de rosca.
Se envía inmediatamente al laboratorio a
temperatura ambiente y protegida de la luz, se
debe procesar en un período máximo de 4 días a
partir de su colección y envió.
Mantener en refrigeración en refrigeración.
Transportar la muestra en refrigeración y enviar
de inmediato al laboratorio.
Enviar las muestra en condiciones de
refrigeración.
LIQUIDO PLEURAL La toma de muestra debe efectuarse por personal médico bien entrenado, quien deberá seguir
en forma rigurosa las condiciones de asepsia. Recuperar aproximadamente de 3 a 5 mL de
líquido pleural y verterlos en un tubo de vidrio estéril con tapón de rosca.
Para el diagnóstico de neumonía bacteriana nunca refrigerar la muestra que será destinada
para el cultivo de microorganismos exigentes como Streptococcus pneumoniae, Haemophilus
influenzae o Neisseria meningitidis
Para la determinación de anticuerpos contra M. tuberculosis; diagnóstico de tuberculosis por
PCR y bacteriológico; diagnóstico de micosis pulmonar debe de utilizarse un recipiente
estéril de plástico y colocar un volumen mínimo de 2 mL. Etiquetarlo con el tipo de muestra,
nombre del paciente y/o clave de identificación
Para el diagnóstico de Micosis pulmonar utilizar tubo de plástico estéril con tapón de rosca.
Enviar las muestras a temperatura ambiente.
Deben llegar al laboratorio en un plazo no mayor
a 6 horas después de haberse obtenido.
En caso de no enviar al laboratorio dentro de las
primeras dos horas, almacenar y/o transportar a 4
°C.
Posterior a las 24 horas, en caso de no enviar la
muestra y de no poder obtener una nueva muestra,
se recomienda almacenar a temperatura de
refrigeración y transportarla a temperatura de 4 a 8
°C
Enviar las muestras en condiciones de
refrigeración.
LÍQUIDO
PERICARDICO
El médico deberá tomar la muestra y enviar 0.5 mL. Es indispensable enviar historia clínica
detallada y completa.
Enviar inmediatamente y mantener a 4 °C.
MATERIA FECAL La muestra de materia fecal (diarreica, pastosa o formada) debe ser reciente (<48 h). Las
heces obtenidas del suelo, excusado o pañal no son aceptadas por la contaminación ambiental
a que fueron expuestas. Las muestras enviadas en frascos de vidrio, formato inadecuado y en
general que no cumplan con los lineamientos del manual para la toma, envío y recepción de
muestras para diagnóstico serán rechazadas.
La muestra debe tomarse cuando el paciente esté en la etapa aguda de la enfermedad antes de
iniciar el tratamiento con antibióticos y de acuerdo con el estudio que vaya a efectuarse:
Para el diagnóstico de ántrax gastrointestinal transferir una cantidad mayor o igual a 5 g de
heces, directamente a un recipiente de boca ancha, limpio, estéril, seco y a prueba de fugas.
Estudios para agentes virales asociados con Enfermedad Diarreica Aguda (EDA),
Diagnóstico, Control de Calidad, Referencia para Rotavirus y c (Norovirus, Astrovirus y
Adenovirus entéricos): Si la materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no
exceda el tamaño equivalente al de una nuez o de 5 a 10 g; si es líquida bastan de 5 a 15 mL
para cualquiera de los diagnósticos previamente descritos. Además de los formatos
debidamente requisitados Formato REMU-F-12 y Formato impreso de Plataforma NuTraVE-
EDA respectivamente. Las muestras deberán depositarse en un frasco de plástico no estéril,
de boca ancha y tapa de rosca con sello de seguridad para evitar su derrame.
Para la Identificación de Poliovirus para casos de Parálisis Flácida Aguda (PFA) se debe
tomar una muestra de 1 a 10 g. (como el tamaño de una nuez). Colocar una muestra en
envase de plástico de boca ancha con cierre hermético. En casos de PFA que hayan fallecido
tomar muestras de heces de 5 contactos menores de 15 años. Colocar las muestras
individualmente en envase de plástico de boca ancha con cierre hermético.
Para la identificación de enterovirus tomar una muestra de 1 a 10 g (como el tamaño de una
nuez) y colocarla en un envase de plástico de boca ancha con cierre hermético.
Estudios parasitoscópicos: Colectar tres muestras durante tres días consecutivos. Si la
materia fecal es sólida o semisólida tomar una cantidad que no debe de exceder el tamaño
equivalente al de una nuez, si es líquida bastan con 1 a 2 mL. Depositarla en un recipiente de
plástico estéril de boca ancha con tapa hermética.
Agentes bacterianos: enviar las muestras a
temperatura ambiente o en refrigeración en hisopo
de Cary Blair.
Transporte al laboratorio las heces dentro de un
lapso de una hora. Para tiempos de transportación
mayores de una hora, consérvese de 2 a 8 °C.
Tanto el medio Cary-Blair u otro medio de
trasporte equivalente es aceptable.
Agentes virales: Transportar la muestra en
refrigeración. No enviar hisopo rectal
Mantener la red fría del envío a una temperatura
entre 0 a 10 °C desde el momento que se colecta
hasta que llegue al laboratorio.
Mantener la red fría del envío a una temperatura
entre 0 a 10 °C desde el momento que se colecta
hasta que llega al laboratorio.
Estudios parasitoscópicos: Las muestras diarreicas
se envían de inmediato a temperatura ambiente. Si
tarda más de una hora de traslado, mantener en
refrigeración. Si va a demorar más de 24 horas,
adicionar algún conservador. Las muestras
diarreicas se deben observar de inmediato (30
minutos como máximo después de la deposición)
en caso contrario se debe adicionar como
preservador merthiolate–yodo-formaldehido
(MIF) e indicarlo en la etiqueta de identificación.
Las muestras enviadas para diagnóstico de teniasis
mantenerlas en refrigeración hasta su llegada al
laboratorio y no adicionar conservadores.
MEDULA ÓSEA La toma de muestra debe efectuarse por personal médico entrenado, quien deberá seguir en
forma rigurosa las condiciones de asepsia y antisepsia. Recuperar aproximadamente de 0.25
a 0.3 mL, girar la jeringa cuidadosamente para mezclar el material aspirado, cambiar de
inmediato la aguja y substituirla con otra nueva. Inocular el aspirado a través del tapón de un
frasco con medio bifásico para hemocultivo, que previamente se desinfectó con alcohol o
solución concentrada de yodo, o depositar el aspirado en un tubo estéril con 0.5 mL de
solución salina fisiológica.
Si se va a realizar PCR depositar la muestra en un tubo estéril con tapón de rosca
Si se van a buscar hongos depositar la muestra en tubo estéril con tapón de rosca
Si la muestra es para seguimiento del trasplante de médula ósea, depositar 5 mL del aspirado
medular en un tubo con EDTA o ACD como anticoagulantes. Nunca enviar en tubos con
heparina.
La recolección de sangre de médula ósea la deberá hacer el hematólogo tratante en quirófano
y bajo los estándares indicados por el especialista.
Para la criopreservación de médula ósea se debe mantener la unidad en la bolsa de cosecha
del hospital con ACD-A como anticoagulante., La unidad debe llegar al Laboratorio en no
más de 24 h después de haberse tomado
Para el diagnóstico de micosis depositar en tubo de plástico estéril con tapón de rosca, que
contiene solución salina fisiológica estéril.
Para diagnóstico de Leishmania, se deberá hacer un frotis y fijar con metanol. Para el
aislamiento e identificación del parásito, se transferirá el aspirado de médula ósea a un frasco
con medio axénico bifásico para hemocultivo agar-sangre de conejo al 15%, conocido como
N´N´N´ (Novy-Nicolle-McNeal). Desinfectar previamente el tapón del frasco con alcohol o
solución concentrada de yodo.
Enviar las muestras lo más pronto posible. En el
caso de sospecha de etiología viral, mantener las
muestras en refrigeración hasta su entrega en el
laboratorio.
En caso de sospecha de etiología bacteriana,
mantener las muestras a temperatura ambiente.
Para la PCR mantener las muestras en congelación
Transportar la muestra en refrigeración durante las
primeras 12 horas
Para seguimiento del trasplante de médula ósea:
Enviar la muestra el mismo día de la toma, en
posición horizontal a temperatura ambiente.
Nunca en refrigeración.
La unidad debe recibirse a temperatura ambiente
en posición horizontal, y en contenedor con
refrigerantes aislados con gasas, para no estar en
contacto directo con la bolsa de la unidad, que a
su vez deberá colocarse en una bolsa zip-plock
estéril.
Mantener a 4 °C en posición horizontal y enviar
con todos los formatos solicitados por el programa
de criopreservación del departamento de
inmunología. Deberá enviarse dentro de las
primeras 24 h.
Enviar la muestra en condiciones de refrigeración
MUESTRAS PARA
BROTES O
EMERGENCIAS
EPIDEMIOLÓGICAS
Para diagnósticos especiales, las investigaciones de brotes y emergencias epidemiológicas, el
manejo de muestras puede requerir otros lineamientos. En estos casos el solicitante debe
comunicarse directamente con el (los) responsable(s) del (de los) laboratorio(s)
involucrado(s) quien(es) deberá(n) proporcionar la información respectiva.
Las condiciones para envío y el tipo de muestras
varían dependiendo del diagnóstico que se trate.
ORINA Tomar una muestra de la micción espontánea después de una cuidadosa limpieza de la región
urogenital con agua y jabón y luego con benzal al 1%. Instruir al paciente para que deseche
la primera parte de la micción y se colecta el chorro medio en un recipiente estéril, de boca
ancha con tapa de rosca.
Sólo en caso de sospechar parásitos, se usa la primera parte de la micción.
Para diagnóstico de infección por agentes bacterianos. Tomar una muestra de la micción
espontánea con los requisitos de higiene ya referidos.
Para el diagnóstico de Enfermedades Febriles Exantemáticas tomar la primera muestra de la
mañana entre el día 0 a 5 después de la aparición del exantema, se recomienda recoger de 10
a 50 mL en un frasco estéril. Para tratar la orina, centrifugar a 1500 rpm durante 10minutos,
decantar y al sedimento adicionar 2 mL de medio de transporte viral. Enviar en un tubo de
plástico con tapón de rosca, acompañado del formato único de envío de muestras biológicas
llenado con los datos personales del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de la toma,
sintomatología de acuerdo a la definición operacional de caso probable de EFE y fecha de
vacunación. El tubo debe venir rotulado con el nombre del paciente y el tipo de muestra.
Las muestras para control de calidad de EFE mediante la técnica de RT-PCR en tiempo real
deben de ser enviadas con los valores de los resultados y la interpretación, así como el
gráfico correspondiente incluyendo controles y el formato único de envío de muestras
biológicas.
Todas las muestras que no sean para control de calidad deben de ser enviadas para referencia.
Las muestras que no cumplan con las especificaciones serán rechazadas.
Para el diagnóstico de tuberculosis por PCR se requiere un volumen mínimo de 2 mililitros
de la primera micción de la mañana en recipientes de plástico estéril. Se recomienda el
chorro medio siguiendo los requisitos de higiene ya referidos.
Para el diagnóstico bacteriológico de tuberculosis se deben tomar de 4 a 6 muestras matinales
de orina de días consecutivos con los requisitos de higiene ya referidos. La muestra debe ser
enviada al laboratorio en el menor tiempo posible.
Para el diagnóstico de Leptospirosis se requieren de 50 a 100 mL, se recomienda el chorro
medio de la primera micción de la mañana y colectarla en un frasco estéril, de boca ancha, de
plástico, bien sellado y rotulado, especificar el tipo de muestra, fecha y hora de la toma. La
orina debe ser tomada entre los 7 a 28 días después del inicio de los síntomas.
Los frascos con las muestras se empaquetan en
una caja de poliestireno esponjoso con refrigerante
congelado para protegerlos del calor excesivo.
El tiempo entre la toma de muestra y su llegada al
laboratorio nunca debe exceder las 24 horas.
Se envían las muestras a temperatura ambiente
durante las dos primeras horas. Se envía en
refrigeración, y el tiempo de llegada al laboratorio
no debe de exceder de 48 horas.
Cada muestra debe ser enviada al laboratorio
dentro de las primeras 2 horas, posterior a este
tiempo almacenar y transportar a 40C. De no
enviar la muestra y de no poder obtener una
nueva, posterior a las 24 horas almacenar a -
200C.Se envía a temperatura ambiente y tiempo de
llegada al laboratorio debe de ser no mayor a 8
horas.
Se envía de inmediato a temperatura ambiente y
protegido de la luz, con un tiempo estipulado de
no más de 2 horas.
PIEL, PELO, UÑAS Para el diagnóstico de micosis superficiales, los pacientes no deben haberse aplicado ningún
medicamento tópico por lo menos cinco días antes de la toma de la muestra. Limpiar la zona
afectada con una gasa humedecida con solución salina estéril, y con un portaobjeto estéril en
posición vertical realizar un raspado franco de los bordes de las lesiones. Las escamas
obtenidas se depositan en la parte central de otro portaobjeto. Si las lesiones están en piel
cabelluda se deberá retirar con pinzas los cabellos cortos y las costras.
De las uñas, no recolectar detritus celulares externos. Se pueden emplear agujas de disección
o bisturí para tomar la muestra.
Envolver los portaobjetos de manera individual
cuidadosamente con varias capas de papel
absorbente. No hay que refrigerar el paquete, pero
si protegerlo de la humedad, la luz solar o del
calor excesivo.
Enviar lo más pronto posible al laboratorio.
RASPADO DE
LESIONES Y/O
COSTRAS
Lavar bien el sitio de la lesión, primero con agua y jabón y luego con alcohol al 70%,
utilizando gasa (no debe utilizarse algodón) y se deja secar. Con un bisturí estéril, raspar el
borde de la lesión y recoger el material que se desprenda. Si la epidermis está desprendida
tomar porciones de ésta.
Para la búsqueda morfológica del agente, colocar las costras o escamas en una caja de Petri
estéril y asegurar la tapa con cinta adhesiva para que no se abra, o colocar en sobres de papel
sellados.
Agentes virales: El material debe congelarse.
Agentes bacterianos: la muestra se envía a
temperatura ambiente en las primeras 12 horas.
SALIVA Para el diagnóstico de rabia extraer con una jeringa sin aguja en la región sublingual de 1 a 3
mL de saliva y recolectarla en un tubo estéril con tapón de rosca.
Transportar la muestra en refrigeración y enviarla
de inmediato al laboratorio.
SAGRE La toma deberá hacerse en un lugar perfectamente iluminado y con el paciente cómodamente
sentado. Localizar una vena adecuada en la cara anterior del codo y colocar el torniquete en
la parte media del brazo. Desinfectar el área con un algodón humedecido con alcohol al 70%
e introducir la aguja con el bisel hacia arriba. Si la sangre no fluye espontáneamente y se está
utilizando una jeringa, jalar el émbolo y aspirar con suavidad; si se está empleando equipo al
vacío presionar el tubo de ensaye hacia arriba. Al empezar a fluir la sangre retirar el
torniquete y una vez que se haya obtenido la cantidad de sangre requerida por lo general de 6
a 10 mL, retirar la aguja y colocar una torunda con alcohol sobre el sitio de punción
ejerciendo presión para detener la hemorragia. Si la toma se efectuó con jeringa, retirar la
aguja y verter la sangre a un tubo estéril, dejándola resbalar lentamente por la pared para
evitar hemólisis. Tapar el tubo cuidadosamente. Si la muestra necesaria es sangre total
utilizar el anticoagulante adecuado según el proceso que vaya a seguirse, consultar con el
laboratorio correspondiente, ya que algunos anticoagulantes pueden interferir con algunas
pruebas. Si la toma de sangre es para la obtención de suero, no utilizar anticoagulante. Si la
toma de sangre es para métodos moleculares, utilizar EDTA como anticoagulante, y si el
tubo tiene gel, centrifugar lo más pronto posible.
Cuando se va a enviar el tubo con la sangre total, con o sin anticoagulante para evitar la
hemólisis se debe de utilizar una aguja adecuada, evitar la agitación el calentamiento o el
enfriamiento excesivos ya que deja de ser útil y habría que tomar y enviar una nueva
muestra.
Muestras para el departamento de inmunología: Tomar las muestras en ayunas, excepto para
la donación altruista que puede tomarse en cualquier momento.
La muestra debe llegar al laboratorio para su
procesamiento en un máximo de 20 horas después
de la toma.
Para estudios de inmunología enviar el mismo día
de la toma de. Enviar los tubos en posición
horizontal a temperatura ambiente. Si la
temperatura es mayor colocar una capa gruesa de
gasa o apósito sobre los tubos y encima un gel
refrigerante frío. Nunca en refrigeración.
SANGRE
Continuación
La tipificación de genes HLA clase I y II para selección de donador para trasplante de
médula ósea (TMO), paternidades o donadores altruistas: Enviar dos tubos con
anticoagulante EDTA por persona. Para niños menores de 3 años solo un tubo:
** Nota: si requiere de prueba cruzada para TMO incluir adicionalmente: dos tubos con
anticoagulante ACD, de cada persona. Un tubo con suero del paciente (sin anticoagulante).
Trasplante Renal:
Tipificación de genes HLA clase I y II y prueba cruzada, detección de anticuerpos anti-HLA
por ELISA o luminometría: Enviar dos tubos con anticoagulante EDTA de 7 mL por
persona, dos tubos con anticoagulante ACD, de cada persona y un tubo con suero del
paciente (sin anticoagulante).
Cultivo de Mezcla de Linfocitos (CML): Enviar dos tubos de 10 Ll con heparina de 10 mL,
de cada persona. Si el paciente está en recaída o tiene bajo conteo leucocitario enviar 3 tubos
con anticoagulante heparina de 10 mL.
Seguimiento molecular del injerto post-trasplante de CPHs: enviar un tubo con
anticoagulante EDTA de 7mL del paciente, un tubo con anticoagulante EDTA de 7 mL del
donador, este sólo en el caso de no haber sido tipificado para los genes HLA.
SANGRE
(CONTINUACIÓN)
Carga Viral
Las muestras de VIH para la determinación de carga viral deberán tomarse con un ayuno
mínimo de 10 horas en tubos con EDTA como anticoagulante, deben transportarse a una
temperatura de entre 2 a 25 °C y centrifugarse dentro de las 6 horas siguientes a su
recolección.
El volumen de sangre solicitado es de 5 mL y en el caso de que se envié el plasma ya
separado el volumen mínimo será de 1.2 m L.
Linfocitos CD4, CD8 y CD3
Las muestras de sangre para la determinación de Linfocitos CD4, CD8 y CD3 deberán
tomarse con un ayuno mínimo de 10 horas en tubos con EDTA como anticoagulante, deben
transportarse a una temperatura de entre 18 a 25 °C y tener un máximo de 24 horas de
haberse obtenido. El volumen de sangre solicitado es de 5 mL.
Las muestras de sangre para la carga viral y genotipificación de virus de hepatitis C y de
carga viral para virus de hepatitis. Recolectar la sangre completa en un tubo Vacutainer que
contenga EDTA como anticoagulante, un volumen de 5mL de sangre, agitar suavemente el
tubo para que se mezcle con el anticoagulante, mantener en refrigeración, tubo debe de estar
rotulado con el nombre del paciente.
Para la identificación directa de Trypanosoma cruzi (hematocrito fluorescente – QBC) Tomar
3 mL en un tubo con EDTA
Para la identificación de Trypanosoma cruzi por PCR, tomar 3 mL en tubo con EDTA
Para la identificación de Plasmodium por PCR, tomar 3 mL en un tubo con EDTA
Para el diagnóstico de Leptospirosis se requieren de 3 a 5 mL de sangre con anticoagulante
EDTA, heparina u oxalato de sodio, no utilizar citrato de sodio, la muestra debe ser tomada
durante los 10 primeros días de iniciados los síntomas y antes de suministrar antibióticos. Es
procesada inmediatamente, se recomienda que sea tomada en el laboratorio si el objetivo es
realizar cultivo.
El plasma de preferencia debe congelarse una vez
separado pero puede almacenarse como máximo
un día a temperatura ambiente (18 a 25 °C), o a
una temperatura de 2 a 8 °C hasta por 5 días.
Los tubos o contenedores de la muestra deberán
estar perfectamente etiquetados, sellados, sin que
exista evidencia de derrames, los viales de
polipropileno con tapón de rosca donde vendrá
contenido el plasma.
La muestra debe trasladarse de inmediato al
laboratorio para su procesamiento.
La muestra debe trasladarse de inmediato al
laboratorio para su procesamiento; ya que el
diagnóstico se hace mediante la observación de las
formas vivas de tripomastigotes de T. cruzi
La muestra debe trasladarse de inmediato al
laboratorio para su procesamiento.
La muestra debe trasladarse de inmediato al
laboratorio para su procesamiento.
El manejo es directo e inmediato, debe ser
transportada a temperatura ambiente y protegido
de la luz.
SANGRE DE
CORDÓN
UMBILICAL
Para la recolección de sangre de cordón, el Banco de Células de Cordón Umbilical
(BACECU) proporcionará la bolsa para la recolección. Se deberá insertar la aguja de la bolsa
(100 o 250 mL) en la vena umbilical, después de desinfectar el área con una torunda
impregnada en alcohol. Colocar la bolsa en un nivel más bajo que la placenta con el fin de
que la sangre fluya por gravedad. Es recomendable colectar al menos 100 mL de sangre. Al
terminar el procedimiento mezclar homogéneamente.
Para la criopreservación de sangre de cordón se debe mantener la muestra en la bolsa de
colecta de 100 mL o 250 mL con CPD-A como anticoagulante en un lugar fresco, es
requisito indispensable cumplir con los criterios de inclusión y exclusión del BACECU para
poder criopreservar la unidad. La muestra debe llegar al Laboratorio en no más de 24 h
después de haberse tomado.
Si la muestra proviene del interior de la República
Mexicana, deberá mantenerse en refrigeración y
en posición horizontal. Enviar con todos los
formatos solicitados por BACECU. Si proviene
del D F deberá mantenerse en un lugar fresco
hasta que BACECU mande por ella o la transporte
el hospital. La unidad deberá llegar a BACECU
dentro de las primeras 24 h.
SANGRE PARA
HEMOCULTIVO
Para el diagnóstico de Salmonella spp, Brucella spp, Neumococo, Meningococo y
Haemophilus influenzae. Desinfectar el sitio de punción con una torunda de algodón
impregnada con etanol al 70% realizando giros concéntricos del centro hacia fuera,
posteriormente realizar lo mismo con otra torunda humedecida con una solución de yodo al
2% y dejar secar por un minuto. Si se trata de un adulto, tomar de 5 a 8 mL de sangre. En el
caso de niños extraer de 2 a 3 mL de sangre. Cambiar de inmediato la aguja y substituirla con
otra nueva. Inocular la sangre a través del tapón de un frasco con medio bifásico para
hemocultivo, previamente desinfecte el tapón con alcohol o solución concentrada de yodo,
retirar el exceso de yodo con alcohol antes de inocular la muestra.
Para diagnóstico de Ántrax gastrointestinal extraiga un volumen adecuado de sangre de
acuerdo a la edad del paciente: para recién nacidos de 1 a 2 mL, lactantes de 2 a 3 mL, niños
mayores de 2 años de 3 a 5 mL y para adolescentes y adultos 10 mL; la muestra de sangre
puede ser tomada en etapas tardías de la enfermedad de 2 a 8 días después de la exposición
inicial, los cultivos de sangre pueden contener organismos, especialmente si las muestras se
obtienen antes del tratamiento con antibióticos.
Para el diagnóstico de micosis inocular la muestra en el medio de cultivo convencional
Enviar lo más pronto posible en un paquete,
conservar a temperatura ambiente hasta su entrega
al laboratorio.
Enviar al laboratorio a temperatura ambiente
Enviar al laboratorio a temperatura ambiente
SANGRE
PERIFÉRICA
Para la recolección de sangre periférica, se debe colectar la muestra en una bolsa con ACD-A
por medio de aféresis con previa movilización de células progenitoras hematopoyéticas. El
protocolo de cosecha puede ser elegido por el médico y/o el BACECU de acuerdo al
diagnóstico del paciente. Se deberá enviar plasma antólogo y biometría hemática del
producto tomado de la bolsa de cosecha directamente.
Para la crio-preservación de sangre periférica se debe mantener la muestra en la bolsa de
cosecha del hospital con ACD-A como anticoagulante. La unidad debe llegar al laboratorio
en no más de 24 h después de haberse cosechado.
Mantener en refrigeración y en posición
horizontal. Enviar todos los formatos solicitados
por el programa de crio-preservación del
departamento de inmunología y deberá de
enviarse dentro de las primeras 24 h.
La unidad debe recibirse a temperatura ambiente y
en posición horizontal, y en un contenedor con
refrigerantes aislados con gasas, para no estar en
contacto directo con la bolsa de la unidad, que a
su vez deberá colocarse en una bolsa zip-lock
estéril
SEMEN Enviar 3 mL en un frasco estéril con tapón de rosca Mantener en refrigeración, y enviar de
inmediatamente
SUERO Seguir la misma técnica que para la obtención de sangre total, utilizar un tubo sin
anticoagulante. Una vez tomada la muestra dejar el tubo a temperatura ambiente durante 15
minutos para permitir la retracción del coágulo, separar el coágulo formado con un aplicador
de madera estéril. Centrifugar a 2,500-3,000 rpm durante 10 min. El suero no debe estar
contaminado, hemolizado, ni lipémico y se debe conservar refrigerado o congelado, a menos
que se dé otra indicación. Existe un equipo comercial de tubos al vacío con un gel especial,
con el que se puede separar el suero directamente en los tubos centrifugando a 3,000 rpm por
5 minutos. El suero se conserva en los mismos tubos por varios días. Este procedimiento
tiene la ventaja de que no se destapan los tubos en ningún momento, así el contenido se
conserva estéril y además representa un riesgo mínimo.
En el caso de influenza se requiere de muestras pareadas: La primera en la etapa aguda
(tomar durante los primeros 7 días en que inició el padecimiento) la segunda se tomará
durante la etapa de la convalecencia, 15 a 20 días después de iniciado los síntomas.
Para diagnóstico de tuberculosis por PCR enviar 3 mL solo en los casos en que se sospeche
tuberculosis ósea o de articulación.
Para la detección de anticuerpos circulantes de enfermedades causadas por protozoarios o
helmintos se requiere como mínimo de un mililitro de muestra.
Para el diagnóstico de sífilis se requiere un mínimo de 0.5 mL de suero. Para el diagnóstico
de Herpes simple se requiere un mínimo de 0.5 mL de suero. La muestra lipémica,
hemolizada, contaminada o con menor volumen será rechazada.
Para el diagnóstico de Brucelosis se requiere un mínimo de 0.4 mL de suero, enviar en tubo o
en un vial, la toma se realiza en condiciones de asepsia, la conservación y el envío se
efectuará en refrigeración, nunca en congelación.
Para diagnóstico de arbovirosis (Dengue, VON, EEE, EEO, etc.) y otros virus hemorrágicos
(Hantavirus), se requiere como mínimo de un mililitro.
Para la determinación de anticuerpos vibriocidas, antitoxina colérica y LPS de V. cholerae
O1 deben tomarse muestras de suero pareadas, la primera en el inicio de la enfermedad, la
cual se conservará en refrigeración y la segunda entre los 15 y 20 días después de haber
tomado la primera. Ambas serán enviadas al InDRE en el mismo paquete en condiciones de
refrigeración.
Para el diagnóstico de leptospirosis se requiere de un mínimo de 0.8 mL de suero en un tubo
de 13 x 100 mm estéril con tapón de rosca, la toma se realiza en condiciones de asepsia. Se
requieren muestras pareadas la primera a los 7 días iniciados los síntomas y la segunda 15
días después.
Si es necesario que el suero se transporte
congelado, hay que utilizar suficiente hielo seco y
un recipiente con doble cubierta. Si el suero
muestra indicios de contaminación debe
desecharse de inmediato. Las muestras se envían a
2-8 °C.
Colocar en tubos estériles con tapón de rosca y
mantener en refrigeración, enviar de inmediato.
El suero se debe transvasar a un tubo estéril y
enviarse de inmediato al laboratorio. Si el envío se
va a realizar en los próximos 3 días, la muestra se
debe refrigerar. Si el tiempo de envío es mayor, la
muestra se debe congelar a -20 °C. En ambos
casos se debe mantener la red fría o de
congelación respectivamente.
El suero se debe enviar en criotubos
correctamente etiquetados. Las muestras se envían
entre 2-8 °C.
Enviar entre 4 -8 °C en tubo estéril con tapón de
rosca
Conservar en viales de polipropileno tipo
eppendorf o en crioviales debidamente etiquetados
(nombre y/o folio) y mantener en estricta red fría
(2-8 °C)
Se envían en red fría
Enviar entre 4 -8 °C en tubo estéril
SUERO (CONT) La determinación de anticuerpos rábicos no son de valor diagnóstico, son únicamente para
monitoreo del personal expuesto al virus, previamente inmunizado. Utilizar tubo sin
anticoagulante, y enviar únicamente de 3 a 5 mL de suero que no debe estar hemolizado, ni
lipémico y se debe conservar refrigerado, a menos que se dé otra indicación.
Para la determinación de anticuerpos antitoxina Pertussis por ELISA se requiere por lo
menos de 1.5 mL de suero en niños y 3 mL en adultos. La muestra debe de ser tomada a
partir de la segunda semana de haber iniciado con la tos, hasta un máximo de 8 semanas. La
muestra debe de ser enviada en criotubos de 2 a 3 mL con los datos de fecha de inicio de tos
y la fecha de toma de la muestra.
Para la determinación de anticuerpos anti-toxina tetánica y/o diftérica se requieren de
muestras pareadas de 1 a 3 mL.
Para la identificación de Leptospira spp por medio de la técnica de PCR, enviar muestras
pareadas con 15 días de diferencia. Cada muestra de ser de al menos de un mililitro.
Para el diagnóstico de Enfermedad Febril Exantemática se requiere de 1 a 3 mL de suero con
un rango de 0-35 días de evolución, no lipémico y no contaminado en un tubo de plástico con
tapón de rosca. Acompañar la muestra con el formato de envío bien requisitado con el
nombre del paciente, fecha de inicio del exantema, fecha de toma, sintomatología y fecha de
vacunación.
Para control de calidad: Enviar el 2% de negativos y 100% de positivos, marca del estuche,
lote, fecha de caducidad, resultado con lecturas e interpretación (negativos o positivos),
acompañar la muestra con el formato único de envío de muestras biológicas con la
información completa como se mencionó anteriormente.
Para referencia: Enviar las muestras indeterminadas acompañadas del formato único de envío
de muestras biológicas.
Para el diagnóstico de parvovirus B-19, parotiditis, Epstein Barr y varicela acompañar la
muestra con el formato único de envío de muestras biológicas llenado con la información del
paciente, fecha de inicio de síntomas, fecha de toma y sintomatología.
Las muestras que no cumplan con las especificaciones antes señaladas, serán rechazadas.
Nota: todas las muestras referidas al InDRE deberán especificar la razón del envío:
diagnóstico, confirmación, referencia o control de calidad. Cuando se trate de confirmación,
referencia o control de calidad, deberán indicar técnica utilizada, valores de corte y
características del equipo que utilizó.
Para el diagnóstico de micosis pulmonar usar tubo de plástico estéril con tapón de rosca.
El suero se debe trasvasar a un tubo estéril y
enviarse inmediatamente al laboratorio. La
muestra se debe refrigerar a entre 4 a 8 °C.
La muestra de suero debe ser enviada en criotubo
estéril, se transporta en red fría solamente sí la
muestra llega al laboratorio el mismo día en que
fue tomada. Sí la muestra se envía después de 24
horas de haber sido tomada enviar congelada con
hielo seco.
La muestra de suero debe ser recolectada en tubo
estéril, sin anticoagulante y se transporta en
refrigeración (4-8 °C), evitar la congelación.
Tubo de ensayo estéril con tapón de rosca con
cierre hermético o tubo tipo eppendorf. A
cualquier hora en ayuno de al menos 6 horas y en
red fría.
El suero se debe enviar de 4 a 8 °C en un lapso no
mayor a 5 días.
OTRAS MUESTRAS
(LÍQUIDO
SINOVIAL,
LÍQUIDO
PERITONEAL,
EXUDADO ÓTICO,
EXUDADO
OCULAR)
Para el diagnóstico de micosis sistémicas (histoplasmosis y coccidioidomicosis) se requieren
muestras de 2 a 3 mL, no contaminadas, hemolizadas ni lipémicas. Colocar la muestra en
tubo de plástico estéril con tapón de rosca.
Enviar la muestra en condiciones de refrigeración.
MUESTRAS DE
ENDOSCOPIAS
Para el diagnóstico de micosis colocar las muestras en tubo de plástico con tapón de rosca
estéril, conteniendo solución fisiológica.
Enviar la muestra en condiciones de refrigeración
MACERADO DE
MOSQUITOS
Para la vigilancia entomo-virológica de arbovirus, se requiere 0.5 mL del clarificado del
macerado de mosquitos.
Conservar en viales de polipropileno tipo
eppendorf o en crioviales debidamente etiquetados
(folio) y mantener en estricta red fría (2 a 8 °C)
EJEMPLARES
preservación en
alcohol etílico al 70%
Los ejemplares se colectan de manera directa o indirecta en el ambiente natural, excepto
aquellos grupos que presentan una etapa de desarrollo parasitaria que puede ser facultativa u
obligatoria. Por el método directo, los ejemplares son colectados directamente en los hábitats
naturales (condiciones apropiadas donde puede vivir un organismo, especie o comunidad
animal). En el método indirecto se obtienen por medio del empleo de alguna trampa
especializada (por ejemplo, trampa CDC de luz, trampa Malaise, etc.), y dependiendo del
tipo de trampa, y grupo taxonómico, se preservarán los ejemplares en seco o en alcohol. En
el caso de las formas parasitarias facultativas u obligatorias, se deberán obtener del huésped
(por ejemplo, las larvas de moscas que causan miasis se obtienen del cuerpo de un animal o
del hombre). De no cumplir con las especificaciones la muestra será rechazada.
Los siguientes grupos de artrópodos deberán preservarse en alcohol etílico al 70%, se
colocaran en frascos de vidrio o plástico con tapa de rosca de tamaño adecuado a los
ejemplares.
Arácnidos (arañas, alacranes, ciempiés, ácaros, garrapatas, etc.).
Insectos (larvas y pupas de mosquitos, simúlidos-todos los estados de desarrollo-, lutzomias,
pulgas, piojos y larvas de moscas miasigenas, etc.).
La etiqueta de colecta (usar una por cada muestra del hábitat donde se colectó) deberá llevar
como mínimo los siguientes datos: país, estado, municipio, localidad, fecha (día/mes (con
letra)/año (los cuatro números), sitio de colecta, nombre del colector y huésped (cuando
aplique). Deberá ser escrita con lápiz, y se colocará en el interior del tubo.
No requiere de condiciones especiales, pero debe
considerarse que los frascos tengan rosca para
evitar en lo posible la evaporación del alcohol.
EJEMPLARES
conservación en seco
Los ejemplares generalmente se pueden obtener por métodos indirectos, como fue
mencionado anteriormente, y en algunos casos de manera directa, en los sitios de reposo o
resguardo de los insectos adultos.
Los siguientes grupos de insectos deberán conservarse en seco:
Insectos –adultos-(mosquitos, tábanos, moscas mucoides, chinches, abejas, avispas, etc.).
Los ejemplares se colocan en una cajita pastillero de metal o plástico, o en cajas de Petri de
plástico, de la manera siguiente: se coloca una capa de algodón y una capa de papel (tipo
cebolla) de acuerdo al tamaño y diámetro de la cajita, ambos materiales se colocan en el
interior de ambas partes de la cajita. Los ejemplares quedaran en medio, cubiertos por las
capas de papel. En la parte inferior de la cajita se recomienda colocar naftalina o p-
diclorobenceno mezclado con un agente desecante (silica gel) para evitar el desarrollo de
hongos que pueda afectar el material.
De ninguna manera se utilizará medio líquido para su preservación, ya que pueden afectar el
patrón de coloración del cuerpo de los ejemplares, y en consecuencia no se podrán identificar
los ejemplares. El número de ejemplares colocados en la cajita deberá ser adecuado al
tamaño de ésta, el exceso de ejemplares puede conllevar al deterioro de los mismos, estos
deberán distribuirse de tal forma que no se toquen ni empalmen entre sí.
Los datos de la etiqueta de colecta serán los mismos que se mencionaron anteriormente, se
colocaran en la parte interior de la cajita, de preferencia arriba de la capa de algodón
colocada en la tapa. Es necesario incluir otra etiqueta y pegarla en la parte exterior de la
cajita. De no cumplirse las condiciones para la toma, conservación y envío, las muestras
serán rechazadas.
No requiere de condiciones especiales, pero debe
considerarse que las cajitas deberán ser empacadas
adecuadamente con materiales de embalaje para
muestras con características de –frágil-
EJEMPLARES
VIVOS, Chinches
Reduviidae,
Triatominae y
búsqueda
coproparasitologica
de Trypanosoma cruzi
Los ejemplares se pueden obtener de manera directa en áreas silvestres, refugios y lugares de
resguardo, como pueden ser gallineros, corrales, madrigueras y viviendas humanas con
ciertas características.
Las chinches Triatominae deberán preservarse vivas para su estudio coproparasitológico,
bajo las siguientes condiciones:
Los ejemplares deben colocarse en frasco de plástico de tamaño adecuado al número de
organismos. Es importante utilizar un frasco para cada colecta. En el interior del frasco se
debe colocar un círculo de papel en la base y sobre éste una tira de papel plegado en forma de
acordeón, el cual no deberá alcanzar la tercera parte de la altura del frasco. La tapa deberá
estar perforada para facilitar la respiración de los insectos, cuidando que los orificios no sean
tan grandes como para permitir que se salgan o escapen del envase. La manipulación de los
chinches debe hacerse con pinzas y guantes, nunca directamente con las manos.
Cada muestra debe contar con una etiqueta de datos de colecta: país, estado, municipio,
localidad, dirección, nombre del jefe de familia (en el caso de que se colecten en una
vivienda), lugar de colecta, fecha de colecta y colector.
Si los organismos a enviar están muertos, deberán empacarse en “seco”, -ver método en la
forma ya descrita para la conservación de ejemplares -en seco.
Nota: La muestras remitidas para control de calidad se deberán considerar el 10% de las
especies positivas y el 5% de las negativas. El material deberá ser remitido con etiqueta de
datos de colecta, formatos electrónicos vigentes de la RNLSP de entomología. Los resultados
de control de calidad de la RNLSP de cada muestra deberá indicar la determinación
taxonómica a nivel de especie o subespecie dependiendo del grupo taxonómico.
Las muestras se deberán colocar en el interior de
una caja de cartón o unicel y estas a su vez puede
ser envueltas en papel, exceptuando la tapa del
frasco, posteriormente se rellenaran los espacios
entre cada una de las muestra, para evitar en lo
posible que se muevan al transportarse. También
es importante considerar el tiempo de envió, para
el cual no deberán pasar más de dos semanas. De
igual manera, las cajas deben ser empacadas
adecuadamente con materiales de embalaje para
muestras con características de –frágil-
EJEMPLARES PARA PRESERVARSE EN ALCOHOL ETÍLICO O ISOPROPILICO AL 70% o 75%
Preservación de un arácnido Preservación de larvas de mosquitos
EJEMPLARES PARA PRESERVARSE EN SECO
EJEMPLARES ADULTOS
Papel nitro
Algodón Ejemplares
Caja pastillero
Vista interior Caja pastillero
Vista exterior
P-dicloro-benceno o
Naftalina + silica gel
N
a
f
t
a
l
i
n
a
+
s
i
l
i
c
a
EJEMPLARES VIVOS, CHINCHES REDUVIIDAE, TRIATOMINAE PARA BÚSQUEDA
COPROPARASITOLOGICA DE Trypanosoma cruzi.
Colecta de chinches
Conservación de ejemplares vivos
