UNIVERSIDAD TÉCNICA DE AMBATO

FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS Y BIOQUIMICA

BIOLOGÍA GENERAL

“OBSERVACIONES MICROSCÓPICAS ”

Tejidos vegetales, células, división celular y gránulos de almidón.

1. INTRODUCCIÓN

Tejidos vegetales

En los vegetales superiores las células se agrupan para construir tejidos que desempeñan diversas funciones.

Clasificación:

1 Tejidos meristemáticos

2 Tejidos adultos o definitivos

2.1 Tejidos protectores

Epidermis Exodermis

Súber o corcho

2.2 Tejidos absorbentes

Rizodermis

2.3 Tejidos mecánicos Colénquima

Esclerénquima

2.4 Tejidos fundamentales

Parénquima

2.5 Tejidos conductores Xilema

Floema

3 Tejidos glandulares

La célula - división celular

En los tejidos en los que las células se dividen activamente (tejidos embrionarios), se pueden teñir los cromosomas

y observar las fases de la Mitosis. Un ejemplo de estos tejidos es el meristemo que se encuentra en el ápice de una

raíz en crecimiento. El proceso de reproducción celular conocido con el nombre de mitosis, puede ser estudiado

eligiendo un material constituido por células que se hallen en continua división.

Por otra parte la división especial que se produce en las células que originarán los gametos, llamada División

Meiótica, es el eje del proceso de diferenciación celular que culmina en las células que podrán formar un nuevo

individuo de la especie, pues es durante esta doble división, con una sola duplicación del material genético, que se

produce la reducción del número cromosómico (de diploide a haploide), y el reordenamiento del material genético

procedente de cada uno de los progenitores.

Gránulos de almidón

El almidón es un polisacárido de reserva alimenticia predominante en las plantas, constituido por amilosa y

amilopectina. Proporciona el 70-80% de las calorías consumidas por los humanos de todo el mundo. Los tamaños

y las formas de los granos de almidón de las células del endospermo, varía de un cereal a otro; en el trigo, centeno,

cebada, maíz, sorgo y mijo, los granos son sencillos, mientras que los de arroz son compuestos. La avena tiene

granos sencillos y compuestos predominando estos últimos.

La mayor parte de los granos de almidón de las células del endospermo prismático y central del trigo tiene dos

tamaños: grande, 30-40 micras de diámetro, y pequeño, 1-5 micras, mientras que los de las células del endospermo

sub-aleurona, son principalmente de tamaño intermedio 6-15 micras de diámetro. En las células del endospermo

sub-aleurona hay relativamente más proteína y los granos de almidón están menos apretados que en el resto del

endospermo.

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMESTRE: Segundo BQ y AL AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 1

2. OBJETIVO

Reafirmar el conocimiento general sobre la célula mediante la aplicación de técnicas de microscopía.

3. MATERIALES

a) Una cebolla larga, una hoja de acelga, hojas de rosa.

b) Prefloraciones (Curcurea colombiana), arvejas en germinación, una cebolla paiteña en crecimiento.

c) Una patata, 5 g de fréjol, 5 g de maíz, 5 g de trigo.

Microscopio

Porta objetos

Cubre objetos

Micrómetros: ocular y objetivo

Bisturí

Azul de metileno

Agua destilada

Aguja de disección

Papel de filtro

Solución colorante (aceto carmín y orceína acética)

Ácido clorhídrico

4. PROCEDIMIENTO

a) Tejidos vegetales

1. Hacer cortes de tejido parénquima de la cebolla y llevarlo al microscopio. Observar el tejido vivo y luego la

parte intercelular (oscura).

2. Hacer un blanching a 60ºC por 30 seg. a los tejidos de la cebolla y observar. Determinar los espacios

intercelulares.

3. Observar células de manzana. Distinguir varias células.

4. Identificar células de la corteza de los fréjoles aquí se observará el tejido protector.

5. Hacer cortes transversales de los tallos de espinaca y acelga. Observar al microscopio tejidos vasculares.

Luego cocinarlos y observarlos de nuevo.

6. Hacer cortes longitudinales de tallos jóvenes y de tallos viejos. Observar al microscopio. Cocinarlos y ver

nuevamente al microscopio.

7. Hacer un corte transversal de la hoja de acelga. Escaldarlos y observar al microscopio.

b) La Célula, división celular

Mitosis

1. En un vaso casi lleno de agua, mantener un bulbo de cebolla durante varios días con la parte de las raices en

contacto con el agua. Se puede mantener la cebolla erguida con ayuda de unos mondadientes. Se conseguirán

nuevas raicillas en crecimiento, en cuyo ápice las células estarán multiplicándose.

2. Cortar los últimos 2 mm de la parte del ápice e introducirlos en un vidrio de reloj, cubriéndolos con la solución

colorante.

3. Calentar suavemente el vidrio de reloj a la llama de un mechero hasta la emisión de vapores, evitando la

ebullición. Mantener las raicillas cubiertas por el colorante durante unos minutos, añadiendo colorante si se

evapora del todo.

4. Tomar con unas pinzas las raicillas y depositarlas en un portaobjetos, cubriéndolas con más colorante y con unas

gotas de ácido clorhídrico. Dejar actuar el colorante y el reactivo al menos durante tres minutos.

5. Cubrir la muestra con un cubreobjetos y golpear suavemente con la contera de un lápiz o bolígrafo hasta aplastar

levemente la raicilla.

6. Colocar sobre el cubreobjetos un papel de filtro, doblado varias veces, y presionar con el pulgar suavemente

hasta el aplastamiento de la muestra. (El papel de filtro entre la preparación y el dedo debe colocarse para no

mancharse de colorante ya que es algo tóxico y conviene no tocarlo y no respirar sus vapores).

7. Retirar el papel de filtro y observar la muestra al microscopio.

Meiosis

1. Obtener las anteras más tiernas con la aguja de disección.

2. Colocar 4 o 6 anteras en el centro del vidrio reloj.

3. Fijar la muestra con ácido clorhídrico durante 3 min.

4. Colocar al muestra en el porta objetos y teñirla con carmín acético de 8 a 10 min.

5. Cubrir con el cubre objetos.

6. Aplastar con el papel absorbente o higiénico para diseminar el material.

7. Observar la preparación al microscopio e identificar las distintas fases.

c) Gránulos de almidón

1. Partir una patata y raspar con la punta del bisturí, depositando el producto obtenido en un porta objetos. 2. Dejar secar completamente y teñir con unas gotas de lugol o yodo. Dejar actuar dos minutos.

3. Poner el cubre-objeto y observar al microscopio.

4. Puede rasparse también distintas semillas (judía, guisante, habichuela, maíz, etc, realizando el proceso similar al del raspado

de la patata. Es conveniente para poder ver el aspecto distinto de amiloplastos en distintas plantas.

5. Con poco aumento buscar la zona de la preparación en la que los granos estén menos aglutinados, localizada ésta, cambiar a aumentos mayores. Observar cerrando el diafragma lo máximo permitido por el foco luminoso.

6. Los granos de almidón se tiñen en color violeta intenso por el lugol o iodo. Los granos muestran por lo general, capas

concéntricas de crecimiento del grano, estas formas son muy variadas y por lo general específica de cada planta, fruto o

semilla. Los de patata presentan las capas de crecimiento en bandas excéntricas alrededor de un punto central.

5. DATOS OBTENIDOS

Presentar los gráficos de todo lo observado, señalando partes o elementos.

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN:

7. CUESTIONARIO

7.1 En qué campos de la investigación puede servir la diferenciación de tejidos..?

7.2 A qué se debe la diferencia de rigidez entre una alga y una planta leñosa..?

7.3 Porqué es tan importante la naturaleza semipermeable de la célula…?

7.4 Averiguar cómo influyen el Na y el K sobre el funcionamiento de estomas y el NaCl sobre la célula.

7.5 Indicar la composición de los colorantes utilizados en la práctica.

7.6 Realice un cuadro comparativo con las semejanzas y diferencias entre el proceso de mitosis y el proceso de

meiosis.

7.7 ¿Qué es citocinesis?

7.8 Para qué puede servir la identificación microscópica de almidón..?

8. CONCLUS IONES

9. BIBLIOGRAFÍA

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BIOLOGÍA GENERAL

“ENZIMAS VEGETALES Y ANIMALES ”

Función y factores que regulan la actividad enzimática.

1. INTRODUCCIÓN:

Las enzimas son catalizadores biológicos que poseen una eficiencia impresionante, debido a ello han sido y están

siendo cada vez más utilizadas en la actualidad como herramientas claves en distintos procesos tecnológicos .

Las peroxidasas son enzimas presentes en tejidos vegetales y constituyen el principal catalizador de las

reacciones indeseables de pardeamiento (oscurecimiento).

El pardeamiento enzimático es una reacción de oxidación en la que interviene como sustrato el oxígeno

molecular, catalizada por un tipo de enzimas que se pueden encontrar en prácticamente todos los seres vivos,

desde las bacterias al hombre. El pardeamiento enzimático o melanosis es una alte ración superficial del color

causada por la formación, vía enzimática, de un precursor de compuestos que reaccionan con constituyentes

celulares, como proteínas o aminoácidos, para formar pigmentos insolubles del tipo melanina.

El peróxido de hidrógeno (H2O2), es un producto tóxico de la respiración de los seres vivos, se descompone con

gran lentitud si la reacción no es catalizada; pero una sola molécula de la enzima catalasa ocasiona la

descomposición de cinco millones de moléculas de H2O2 a 0°C por minuto.

2. OBJETIVOS

a) Determinar los factores que influyen sobre la actividad enzimática.

b) Observar la actividad de 2 tipos particulares de enzimas oxidoreductasas.

3. MATERIALES

a) 50 ml de zumo de limón, 3 manzanas, 1 lienzo (40 x 40 cm), papel aluminio.

Licuadora

Balanza

Cuchillo

Vidrio reloj

Probeta de 150 ml

3 tubos de ensayo pyrex

Tres pinzas para tubos de ensayo

4 pipetas de 5ml

Pipeta de 10 ml

Baño maría

pH metro

Agua destilada

Gradilla

Termómetro

Gotero

4 vasos de precipitación de 100 ml

50 ml de ácido cítrico 1 %

50 ml de ácido cítrico al 0,5 %

50 ml de carbonato de Sodio al 1 %

5 ml de catecol 1 %

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AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 2

b) 4 Papas grandes, 20 gramos de hígado de res fresco, 20 ml de agua oxigenada pura, arena, etiquetas para

rotular, papel aluminio.

4 tubos de ensayo

1 vaso de 50 ml pyrex

Balanza

Cocineta y malla de amianto

4 vasos de precipitación de 50 o 100 ml

5 ml Solución de guayacol al 1% p/v

H2O2

Arena lavada (para triturar)

Cuchillos

Gradillas

2. PROCEDIMIENTO

2.1 Regulación de la actividad enzimática

a. Efecto del oxígeno

1. Cortar en trozos la manzana y dividirla en dos porciones.

2. Colocar la primera porción sobre una luna de reloj y la segunda dentro de un vaso con agua.

3. Luego de una hora comparar el empardeamiento de las dos muestras.

b. Efecto del calor

1. Pelar y quitar las pepas con rapidez de 75 g de manzana.

2. Colocar todo en una licuadora y homogeneizar con 150 ml de agua destilada durante 10 a 15 seg.

3. Filtrar y colocar 10 ml de zumo en cada uno de 3 tubos de ensayo pyrex.

4. Rotular los tres tubos y aplicar lo siguiente:

TUBO A: temperatura ambiente (20 ºC) / 5 min.

TUBO B: baño maría a 40 ºC / 5 min.

TUBO C: baño maría a 80 ºC / 5 min.

5. Al final de los 5 minutos comparar el empardeamiento en cada uno de los tubos.

c. Efecto del pH

1. Medir el pH del zumo de limón, ácido cítrico al 1% y al 0.5%, y de la solución de carbonato de

sodio.

2. Cortar trozos de manzana y sumergir 20 g en 30 ml de cada una de las sustancias mencionadas en

el punto anterior (1c).

3. Observe y compare el pardeamiento.

d. Reacción con catecol:

1. Colocar 5 ml de zumo de manzana en 3 tubos pyrex llevar al fuego durante 5, 30 y 60 segundos.

2. Enfriar lo más rápido posible exponiendo el tubo a la corriente de agua fría.

3. Agregar dos gotas de catecol al 1% en cada tubo y comparar el pardeamiento de las muestras.

2.2 Comportamiento de enzimas oxidasas

a. Acción de la Catalasa

1. En cuatro tubos de ensayo colocar 3 ml de agua oxigenada pura y rotular.

2. En el tubo 1 colocar una pizca de arena, tapar el tubo con el dedo, agitar y apreciar lo que ocurre.

3. En el tubo 2 añadir un pedazo pequeño de hígado (entero). Proceder como en el caso anterior.

4. En el tubo 3 colocar un poco de hígado molido (moler en el mortero con un poco de arena la vada).

Repetir los pasos anteriores.

5. En el tubo 4 colocar un pedazo de hígado que haya sido hervido por cinco minutos, tapar agitar y

observar.

b. Acción de la Polifenoloxidasa

1. Escaladar en agua a ebullición 60 g de papas cortadas en cubos de 1 cm2

2. Colocar en tres vasos de precipitación de 50 o 100 ml, 20 g de los trozos escaldados durante el siguiente

tiempo:

Vaso 1: 4 min.

Vaso 2: 8 min.

Vaso 3: 12 min.

3. Colocar en otro vaso (vaso 4), 20 g de papas cortadas en cubos de 1 cm2 sin escaldado previo.

4. A cada uno de los cuatro vasos añadir: 20 ml de agua destilada, 1 ml de la solución de guayacol y 1 ml

de peróxido de hidrógeno.

5. Agitar y observar si hay cambio de color o burbujeo.

6. Los resultados se observan mejor a las 24 horas.

4. DATOS OBTENIDOS

Tablas de las observaciones de todos los procedimientos realizados.

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Haciendo referencia a las tablas de resultados obtenidos, explicar el porqué de los mismos.

6. CUESTIONARIO

6.1 Cómo actúan la catalasa y la polifenoloxidasa..?

6.2 Indicar la ecuación general de reacción de las enzimas oxidoreductasas .

6.3 ¿Qué efecto tiene el uso de ácido ascórbico sobre el pardeamiento enzimático..?

6.4 Representar mediante fórmulas las reacciones que ocurren entre:

El guayacol y el peróxido de hidrógeno.

El catecol y el peróxido de hidrógeno.

6.5 Averigue cuál es la importancia de las enzimas en los procesos metabólicos y en las industrias

bioquímicas y de los alimentos.

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BIOLOGÍA GENERAL

“VÍAS METABÓLICAS ”

I Parte: Detección de piruvato en la glucólisis.

1. INTRODUCCIÓN

Según Hicks (2001) la glucólisis es la vía metabólica más antigua filogenéticamente, por el cual de glucosa,

compuesta por 6 átomos de carbono, se pasa a dos moléculas de ácido pirúvico, de 3 átomos de carbono cada uno.

Además, durante el proceso se libera un balance neto de energía de 2 ATP. Por otra parte, al ser un proceso

oxidativo, acompañando ha de ir una reducción, por lo que se obtienen dos moléculas de NADH + H+.

La primera etapa del metabolismo de la glucosa, la glucólisis, lleva a la formación de piruvato, el cual sirve entonces

de sustrato para la respiración o fermentación. En el caso de las levaduras, las cuales realizan fermentación, el

piruvato se transforma en etanol vía formación de acetaldehído.

Debido a que los metabolitos se encuentran generalmente a muy bajas concentraciones, para demostrar su existencia

como intermediario en un determinado proceso metabólico, es necesario impedir su transformación en otros

compuestos. Esto generalmente se hace bloqueando la enzima que cataliza dicha conversión. La enzima piruvato

descarboxilasa no es activa en soluciones ligeramente alcalinas, de tal manera que el piruvato se acumula y su

presencia puede demostrarse por la reacción con 2,4-dinitrofenilhidracina que da un color rojo.

2. OBJETIVO

Determinar la presencia de piruvato en la glucólisis.

3. MATERIALES Y REACTIVOS

Tubos de ensayo

Vasos de precipitación

Pipetas graduadas

Probeta

Centrífuga

Balones volumétricos

Sistema de calentamiento

c) Sol. glucosa al 10 % (50 ml)

d) Susp. levadura al 10 % en Na2HPO4 0.5 M (50 ml)

e) Susp. levadura al 10 % en KH2PO4 0.5 M (50 ml)

f) Sol. ácido tricloroacético al 10% (25 ml)

Sol. 2,4-dinitrofenilhidracina saturada en HCl 2 M (25 ml)

Sol. NaOH al 10 % (25 ml)

4. PROCEDIMIENTO

a) Formación de piruvato a partir de glucosa

1. En dos tubos de ensayo (A y B) colocar 5 ml de solución de glucosa.

2. Al tubo A agregar 5 ml de la suspensión de levadura en solución alcalina de Na 2HPO4 y al tubo B añadir 5 ml

de la suspensión de levadura en solución ácida de KH2PO4.

3. Colocar los tubos en un baño de agua a 37 °C durante 60 minutos.

4. Añadir a cada tubo 2 ml de la solución de ácido tricloroacético y mezclar vigorosamente.

5. Centrifuguar durante 10 minutos a 2500 g.

6. Separar el sobrenadante y usarlo para la detección de piruvato.

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b) Determinación de piruvato

1. En un tubo de ensayo agregue 1 ml de solución saturada de 2,4-dinitrofenilhidracina saturada en HCl 2 M y 2 ml

del sobrenadante obtenido en la parte a).

2. Mezclar fuertemente.

3. Tomar 0.5 ml de la mezcla y colocarla en un nuevo tubo de ensayo.

4. Agregar 1 ml de NaOH al 10 % y 4 ml de agua.

La formación de un color rojo indica la presencia de piruvato.

5. DATOS OBTENIDOS

Reporte lo observado gráficamente.

Indique en una tabla la presencia o ausencia de piruvato en cada tratamiento.

6. DISCUSIÓN

Compare y explique la presencia o ausencia de piruvato en los dos diferentes tratamientos.

7. CUESTIONARIO

7. 1 Elabore una representación de la glucólisis.

7.2 Elabore un cuadro de clasificación de las enzimas isostéricas y alostéricas en la glucólisis.

7.3 Cuantos ATP se producen durante la glucólisis.

8. CONCLUS IONES

9. BIBLIOGRAFÍA

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“VÍAS METABÓLICAS ”

II Parte: Transporte de electrones.

1. INTRODUCCIÓN

Casi todas las oxidaciones biológicas se efectúan por remoción de hidrógeno del sustrato. Los átomos de hidrógeno

son luego transferidos a un aceptor el cual puede ser uno de los nucleótidos NAD+, NADP+ o FAD.

La fosforilación oxidativa es un proceso en el cual se forma ATP cuando se transfieren electrones desde el NADH o

FADH obtenidos en la glucólisis y en el ciclo de Krebs hasta el oxígeno molecular. Este proceso metabólico está

formado por un conjunto de enzimas complejas que catalizan varias reacciones de óxido -reducción, donde el

oxígeno es el aceptor final de electrones y donde se forma finalmente agua.

El transporte de electrones se puede estudiar en el laboratorio midiendo la cantidad de oxigeno consumido mediante

un electrodo de oxígeno. Alternativamente, se puede usar un compuesto que actué como aceptor artificial de

electrones y que cambie su color al oxidarse o reducirse.

En este experimento el 2,6-diclorofenolindofenol de color azul, acepta electrones liberados por la flavoproteína

reducida FADH2 reduciéndose a la forma incolora.

2. OBJETIVOS

Identificar el proceso de óxido reducción en el transporte de electrones del FAD.

3. MATERIALES Y REACTIVOS

g) Tubos de ensayo

h) Vasos de precipitación

i) Pipetas graduadas

j) Probeta

k) Balones volumétricos

l) Sistema de calentamiento

m) Mortero y pistilo

n) Arena

o) Gasa

p) Embudo

q) Hielo

r) Corazón de pollo

s) Sol. buffer de fosfato de potasio pH 7.4 (50 ml)

t) 2,6-diclorofenolindofenol 0.0015 M en buffer pH 7.4 (10 ml)

u) Sol. glucosa 0.1 M en buffer pH 7.4 (10 ml)

v) Sol. ácido láctico 0.1 M en buffer pH 7.4 (10 ml)

4. PROCEDIMIENTO

a). Preparación del extracto:

Cortar en trozos muy pequeños 3 g de corazón y colocarlos en un vaso de precipitación de 250 ml.

Añadir 200 ml de agua helada, agitar durante 1 minuto y dejar reposar.

Decantar cuidadosamente el agua y repetir el proceso de lavado dos veces más.

Filtrar el tejido a través de la gasa y exprimir ligeramente para remover el exceso de líquido.

Trasferir el tejido a un mortero previamente enfriado en un baño de hielo y triturarlo conjuntamente con un

volumen igual de arena y con unos 4 ml de buffer pH 7.4 previamente enfriado. El proceso de trituración deberá ser

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de unos 5 minutos.

Decantar cuidadosamente la suspensión a través de gasa colocada sobre un embudo de vidrio.

Recoger el extracto sobre un tubo de ensayo colocado dentro de un baño de hielo.

b). Oxidación de sustratos:

1. Preparar una mezcla de reacción de la forma que se indica a continuación para determinar si la glu cosa y el

lactato son oxidados por el extracto de corazón.

Soluciones para glucosa como sustrato Vol. (ml)

2,6-diclorofenolindofenol 0.0015 M en buffer pH 7.4 1

Sol. glucosa 0.1 M en buffer pH 7.4 1

Sol. buffer de fosfato de potasio pH 7.4 1

Soluciones para lactato como sustrato Vol. (ml)

2,6-diclorofenolindofenol 0.0015 M en buffer pH 7.4 1

Sol. acido láctico 0.1 M en buffer pH 7.4 1

Sol. buffer de fosfato de potasio pH 7.4 1

2. Incubar cada solución a 37 °C por 5 minutos y dar inicio a la reacción agregando 2 ml de extracto de corazón

previamente calentado a 37 °C.

3. Anotar el tiempo que lleva la decoloración del 2,6-diclorofenolindofenol para cada solución.

5. DATOS OBTENIDOS

Graficar lo observado.

Indicar en una tabla el grado de decoloración de las soluciones con sus respectivos tiempos.

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.

7. DISCUSIÓN

Compare y explique el porqué de la decoloración de las soluciones y la diferencia de los tiempos de reacción.

8. CUESTIONARIO

1. Realice una representación de la oxidación y reducción del FAD con sus respectivas enzimas.

2. ¿Cuál es el lugar específico donde se realiza el proceso de transporte de electrones dentro de la célula?

3. Qué son los citocrómos, explique brevemente su función.

9. CONCLUSIONES

10. BIBLIOGRAFÍA

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III Parte: Fermentación alcohólica.

1. INTRODUCCIÓN

El vino se obtiene por la fermentación alcohólica del mosto, se obtiene por la descomposición de los glucósidos,

bajo la influencia de las enzimas secretadas de las levaduras, alcohol etílico y dióxido de carbono según la

ecuación:

C6 H12 O6 ------------> 2C2 H5 OH + 2 CO2 + 22.6 Cal.

Nutrientes Etanol

Existen factores físicos, químicos y biológicos que influencian en la fermentación del mosto, estos son:

temperatura, presión osmótica, contenido de oxígeno, acidez, dióxido de carbón, etc.

2. OBJETIVOS

Comprender el fundamento biológico de la fermentación alcohólica.

3. MATERIALES Y REACTIVOS

1 Kg de fruta (ej. uva o maracuyá), 0.5 lb de azúcar, 20 g de levadura.

Balanza

Cuchillos

Lienzo

Brixómetro

pH-metro

Bureta graduada

Soporte universal

Vaso pyrex de 100 ml

Fenolftaleína

Vaso de precipitación de 100 ml

Agua destilada

Pipeta de 10 ml

Probeta de 25 ml

Solución de NaOH 0.1 N

Espátula

Ácido Cítrico

Fosfato de Amonio

4. PROCEDIMIENTO

4.1 Reportar el pH, la acidez, °Brix y peso inicial de la fruta.

4.2 Lavar la fruta.

4.3 Licuar la fruta con agua en una relación 1:1.

4.4 Reportar el pH, la acidez, °Brix y volumen inicial del jugo disponible.

Para medir la Acidez tomar 1 ml de muestra y 9 ml de agua.

Titular con NaOH 0.1 N utilizando fenolftaleína como indicador.

Para el cálculo los ml de base gastados en la titulación multiplicar por un factor que en el caso del ácido

cítrico (mora, limón, naranja) es 0.64 dando el porcentaje de ácido cítrico que contiene la muestra.

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4.5 Adicionar Metabisulfito de Sodio, para uvas, moras, manzanas, peras, adicionar 100 - 150 ppm (10 - 15

g en 100 lt).

4.6 Dejar reposar por 24 horas.

4.7 Ajustar el pH entre 3.5 - 4.0 con ácido cítrico.

4.8 Adicionar azúcar para corregir el mosto a 23 °Brix, aplicando las siguiente fórmula:

PJ (°BD - °BA)

Azúcar añadido = ------------------------

100 - °BD

Donde:

Az. A= Azúcar añadido °BD = °Brix deseados

PJ = Peso del Jugo °BA = °Brix actuales

4.9 Adición de nutrientes, se hará a 150 ppm (15 g en 100 lt) de fosfato de amonio.

4.10 Inoculación: Se usa 0.5 gramos de levadura seca por litro de mosto; disolviéndola en agua caliente a

37°C con un poco de azúcar y se deja por unos pocos minutos para que se active; para la inoculación de

las levaduras, se coloca el mosto en un recipiente con trampa de agua (Biorreactor).

4.11 Dejar en reposo 2 semanas y realizar análisis finales de pH, Acidez, °Brix.

Observar el desprendimiento de burbujas y percibir el olor para constatar la presencia de etanol.

En procesos de elaboración de vino, luego se procede a separar el sedimiento (realizar trasiegos), pasteurizar a

65°C por 25 minutos y dejar en refrigeración a 8 °C hasta sedimentación. Luego de clarifica, se filtra y se aplican

ciertos controles. Finalmente se envasa y se deja madurar en las propias botellas por un lapso de 2 a 6 meses o

algunos años.

5. DATOS OBTENIDOS:

Reportar los cálculos realizados y los datos registrados durante los análisis.

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Reportar en una tabla todos los resultados de los análisis aplicados.

Discutir sobre la variación de ºBrix y del pH comparando los resultados iniciales y finales. A qué se deben las

diferencias observadas..?

Qué factores deben controlarse durante una fermentación alcohólica y porqué..?

7. CUESTIONARIO

7.1 Cuáles son los factores para hallar la acidez: expresados como ácido acético, ácido tartárico, ácido málico y

ácido láctico?

7.2 Consultar y reportar las estructura química del piruvato, del etanol y del ácido cítrico.

7.3 Cómo se llama la enzima que poséen las levaduras y que hace posible la transformación de glucosa a etanol

y CO2..?

7.4 Calcular el rendimiento del producto obtenido.

7.5 Qué grado alcohólico presentan: el vino, la cerveza y el wisky..?

7.6 Qué es un alcoholímetro ? Consultar y describir cómo se determina experimentalmente el grado alcohólico

de un producto.

8. CONCLUSIONES

9. BILIOGRAFIA

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IV Parte: Fermentación láctica.

1. INTRODUCCIÓN

La fermentación láctica es un proceso celular anaeróbico donde se utiliza glucosa para obtener energía y donde

el producto de desecho es el ácido láctico; a nivel celular.

Un ejemplo de este tipo de fermentación es la acidificación de la leche. Ciertas bacterias (Lactobacillus,

Streptococcus), al desarrollarse en la leche utilizan la lactosa (azúcar de leche) como fuente de energía. La

lactosa, al fermentar, produce energía que es aprovechada por las bacterias y el ácido láctico es eliminado. La

coagulación de la leche resulta de la precipitación de las proteínas de la leche y ocurre por el descenso de pH debido a la presencia de ácido láctico.

Existen especies de cultivos lácticos:

a) Mesófilos: temperatura óptima de crecimiento 20 a 35 °C

b) Termófilos: temperatura óptima de crecimiento 40 a 45°C. Se emplean para la elaboración de bebidas

lácteas fermentadas. Ej. especies del género Lactobacillus y Streptococcus.

2. OBJETIVOS

Comprender el fundamento biológico de la fermentación láctica.

3. MATERIALES

1 Lt de leche entera fresca, cultivo láctico termófilo (3 % respecto al volumen de la leche), envases.

Cernidor de malla fina.

pH metro

Cocineta

Baño maría

Termómetro

Balanza

Probeta graduada de 50 ml

Incubadora a 43 ºC

4. PROCEDIMIENTO

4.1 Medir el pH, la acidez de la leche y filtrarla.

4.2 Pasteurizar la leche a 63 ºC / 30 min.

4.3 Enfriar la leche hasta 43 ºC y añadir el cultivo disuelto en un poco de leche a la misma temperatura.

4.4 Dejar en la incubadora a 43 ºC durante 3 a 5 horas.

4.5 Comprobar la formación de ácido láctico mediante la observación del coagulo formado, el descenso del

pH y el aumento de la acidez.

4.6 Llevar a refrigeración a 10 ºC para frenar la fermentación.

4.7 Batir y agregar azúcar, mermelada, colorantes y saborizantes (opcional).

4.8 Envasar y refrigerar a 10 ºC.

5. DATOS OBTENIDOS:

Reportar los datos de pH y acidez registrados al inicio y al final de la práctica.

6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Calcular la acidez en % de ácido láctico.

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMESTRE: Segundo BQ y AL

AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 6

Discutir respecto a la variación de pH y acidez comparando los resultados iniciales y finales. A qué se deben las

diferencias observadas..?

Qué factores deben controlarse durante una fermentación láctica y porqué..?

7. CUESTIONARIO

7.1 Consultar qué son los grados Dornic y cómo se determinan..?

7.2 Cuál es la estructura química del ácido láctico..?

7.3 Consulte y reporte un listado de bacterias lácticas.

7.4 Cuál es el balance energético de una fermentación láctica..?

8. CONCLUSIONES

9. BIBLIOGRAFÍA

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FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS Y BIOQUIMICA

BIOLOGÍA GENERAL

“EXTRACCIÓN, SEPARACIÓN, CUANTIFICACIÓN DE PIGMENTOS VEGETALES Y

MEDIDA DEL DESPRENDIMIENTO FOTOSINTÉTICO DE OXÍGENO”

1. INTRODUCCIÓN:

El estudio de los compuestos biológicos implica su extracción y separación del material (célula, tejido, órgano,

etc.) en que se encuentren.

Uno de los abordajes más utilizados para este propósito consiste en el uso de técnicas de cromatografía (proceso

de separación de mezclas complejas mediante particiones entre una fase fluida móvil y una fase estacionaria).

Otra técnica es la de separación por reparto entre disolventes inmiscibles, que permite separar una mezcla de

sustancias en función de su solubilidad en distintos compuestos inmiscibles.

Como aplicación de estas dos técnicas, en el desarrollo de esta práctica se extraerán 4 tipos de pigmentos

vegetales: clorofilas a y b, carótenos y xantófilas. Todos ellos tienen carácter apolar, aunque su grado de

polaridad varía en función de su composición química. De esta forma, existe un gradiente de polaridad desde el

más apolar al menos apolar.

Esta propiedad permite su separación, y su distinto color, su identificación. Su color permite también su

cuantificación por técnicas espectrofotométricas.

Finalmente, mediante métodos polarográficos, con la ayuda de un oxímetro (electrodo de oxígen o), se medirá el

desprendimiento fotosintético de O2 en un cultivo de cianobacterias (microalgas verde-azuladas).

2. OBJETIVOS:

Extraer, separar y cuantificar pigmentos clorofílicos.

Medir la capacidad de desprendimiento fotosintético.

3. MATERIALES:

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMESTRE: Segundo BQ y AL

AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 7

Separación por reparto en disolventes inmiscibles

Hojas de espinaca

Bisturís

Tubos de ensayo gruesos pyrex

Algodón

Baño maría

Pipetas de 5 ml

Pera de succión

Gasolina

Agua destilada

Metanol

KOH-metanólica 30% (p/v)

Embudos de decantación

Cromatografía en papel

Hojas de diente de león

Bisturí

Lápiz

Regla

Cinta adhesiva

Clips, grapas

éter de petróleo/acetona/benceno en proporción 85/10/5

papel de celulosa

agua destilada

morteros

tubo de ensayo grueso o frasco de vidrio largo con tapa

pipetas de 5 ml

Cuantificación de clorofila a

3 ml del extracto de pigmentos de hoja de espinca en etanol obtenido en la primera parte de la práctica

etanol

espectrofotómetro (665 nm)

Medida del desprendimiento de oxígeno fotosintético

cultivo líquido de la cianobacteria Anabaena PCC 7120

oxímetro (electrodo sensor de O2)

matraz

parafilm

agitador magnético

4. PROCEDIMIENTO:

1.- Separación por reparto en disolventes inmiscibles

Los pigmentos vegetales se extraerán en medio líquido (etanol) con calor, y se separarán utilizando disolventes

inmiscibles de distinto grado de polaridad.

Método:

1. Extracción: trocear la hoja de espinaca. Introducir los trozos en un tubo de ensayo de calibre grueso y

añadir 10 mL de etanol. Taparlo con algodón y calentarlo al baño ‘María’ durante apro ximadamente 5

min (retirarlo cuando el etanol adquiera un color verde intenso). Verter el etanol con los pigmentos

disueltos en otro tubo de ensayo.

2. Separación:

- Añadir al embudo de cdecantación (con la llave cerrada) 5 mL de gasolina.

- Tomar 5 mL de extracto de pigmentos y añadirlos sobre el embudo de decantación. Se

formarán dos fases (A y B)

A

B

- Añadir 2 mL de agua (o más, hasta que la fase inferior quede sin pigmentos).

- Desechar la fase inferior (B).

- Añadir en el embudo 3 mL de metanol 92% (v/v). Se formarán dos fases (C y D).

A

C

D

- Recoger ambas fases en sendos tubos de ensayo (usar un tubo de ensayo largo para la fase

C)

- Añadir al tubo con la fase C 2 mL de KOH-metanólica 30% (p/v) y agitar bien durante 2 min.

Se formarán dos fases (E y F).

C

E

2. Cromatografía en papel

Los pigmentos se separarán en base al mismo principio utilizado en la práctica anterior, con la

diferencia de que en este caso, uno de los disolventes utilizados se mueve sobre un soporte sólido (papel).

La fase móvil será un disolvente apolar (mezcla de éter de petróleo/acetona/benceno en proporción

85/10/5). La fase estacionaria, de naturaleza polar, será el agua adsorbida en el papel de celulosa utilizado como

soporte.

La fase móvil ascenderá por el papel sin mezclarse con el agua, al tiempo que los pigmentos se irán

separando en función de su polaridad. Los pigmentos más polares se retendrán más en la fase estacionaria,

mientras que los más apolares avanzarán más rápido junto con la fase móvil. La movilidad de cada compuesto

respecto al frente del disolvente tiene un valor característico, en unas condiciones experimentales determinadas,

que se conoce como coeficiente o factor de reparto (Rf).

Rf = Xp/Xd

Xp= distancia alcanzada por el pigmento

Xd= distancia alcanzada por el disolvente

Método:

1. Extracción: en el papel de celulosa se dibujan 2 líneas con lápiz. Una a 2 cm de uno de los extremos

y otra a 1 cm del otro extremo.

- cortar una hoja de diente de león en tiras estrechas.

- sobre la línea situada a 2 cm del papel de celulosa, colocar un trozo de hoja y machacarla sobre

una superficie plana con las pinzas. Retirar los restos de hoja y repetir el proceso con todas las

tiras, hasta tener una mancha oscura de pigmentos en el papel.

2. Separación: Tomar un tubo de ensayo seco de calibre grueso y añadir 3 mL de disolvente.

- Tomar la tira de papel con la muestra de pigmentos y colgarla del tapón de corcho por el

extremo opuesto a la muestra (por encima de la marca de 1 cm).

- Introducir la tira de papel en el tubo de manera que no toque las paredes y que el disolvente

moje el extremo de la tira, pero sin llegar a tocar la muestra.

- Esperar a que el disolvente ascienda por capilaridad hasta aproximadamente la marca superior

del papel.

- Sacar la tira del tubo, dejar secar y medir el Rf de cada mancha de pigmento que aparezca.

3. Cuantificación de clorofila a

Los pigmentos fotosintéticos tienen capacidad de absorber distintas longitudes de onda dentro del

espectro de luz blanca. Cada pigmento tendrá un máximo de absorbancia característico en una λ determinada.

Midiendo en una mezcla la DO a la λ correspondiente a un pigmento determinado, se podrá calcular la cantidad

del mismo en dicha mezcla.

La clorofila a presenta un máximo de absorbancia a 665 nm. Utilizando técnicas espectrofotométricas, se

cuantificará la cantidad de clorofila a presente en el extracto de pigmentos de hoja de espinca en etanol obtenido

en la primera parte de la práctica. Para ello, se aplicará la fórmula de Marker.

[clorofila a]μ.mg.mL-1 = D.O.665 nm x 13,14

Método

Tomar 0.3 mL del extracto etanólico de pigmentos y añadir 2.7 mL de etanol

Medir la DO a 665 nm utilizando etanol como blanco

4. Medida del desprendimiento de oxígeno fotosintético

Durante la fase fotosintética de fotoabsorción (mal llamada etapa lumínica), ocurre un desprendimiento

de O2 gas procedente de la fotolisis del agua en el fotosistema II. La determinación de este oxígeno liberado es

una medida del funcionamiento del aparato fotosintético, que se puede relacionar con una mayor o menor

actividad fotosintética.

Las cianobacterias o microalgas verde-azuladas son microorganismos de organización procariota que

realizan fotosíntesis oxigénica muy similar a la de las plantas. Al iluminar el cultivo disponible, Anabaena

producirá oxígeno procedente de la fotolisis del agua. Este oxígeno se disolverá en agua. Con la ayuda de un

electrodo específico, se detectará el aumento de oxígeno disuelto en el medio de cultivo, lo que dará una medida

de la actividad fotosintética.

Método

Introducir el electrodo del oxímetro en el cultivo de Anabaena PCC 7120, de forma que esté sumergido en el

medio líquido pero no toque el fondo del matraz.

Sellar la boca del matraz con papel parafilm, para que no escape el oxígeno.

Poner en agitación el cultivo con el electrodo.

Anotar la medida del oxímetro (mg O2 L-1) cada 30 sg. y durante 3 min.

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN:

6. CUESTIONARIO:

1. ¿Qué contiene cada una de las fases?¿Por qué esa distribución?

2. ¿Cómo se separarían los pigmentos de la fase D?

3. ¿A qué pigmento corresponde cada mancha y cuáles son sus Rf?

4. ¿Qué factores pueden afectar al Rf?

5. Calcular la concentración de clorofila a en el extracto inicial de la hoja de espinaca.

6. ¿Cuántos mg de clorofila a se han extraído de la hoja de espinaca?

7. ¿Se han extraído todos los pigmentos?

8. ¿Qué es 13,14 en la fórmula de Marker?

9. ¿Interfieren el resto de pigmentos en la determinación de clorofila a?

10. Desprendimiento fotosintético: Calcular la velocidad de desprendimiento de oxígeno del cultivo de

Anabaena (mg O2. L-1 h)

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FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS Y BIOQUIMICA

BIOLOGIA GENERAL

“CRUCE GENÉTICO SIMPLE” Técnicas básicas de obtención de injertos.

1. INTRODUCCIÓN:

Un injerto se produce cuando se inserta una parte viva de una planta en otra, y ambas partes se juntan vegetativamente y

luego conviven.

La planta base que recibe el injerto se conoce como patrón, mientras la parte vegetativa acop lada, esqueje, injerto o vástago.

Para tener éxito a la hora de injertar es muy importante poner en contacto las diferentes partes que forman los tallos para así

garantizar la compatibilidad funcional de ambas partes del injerto, la interacción de las células respectivas, y con ello el

tránsito de las sustancias vitales.

Los injertos más comunes se realizan entre tallos leñosos, las diferentes zonas que lo constituyen, son:

1.- Súber: El súber es la corteza más externa que sirve como capa de protección y está constituida por tejido muerto. En las

plantas de corta vida este súber puede no desarrollarse apreciablemente.

2.- Líber: También conocido como floema, está formada por tejido vivo y transporta, en sentido descendente hasta las raíces,

los alimentos fabricados en la fotosíntesis y el oxígeno absorbido del aire usado en la respiración. El líber puede tener fibras

largas y muy fuertes, las que en algunos casos constituyen la materia prima de la que se obtienen fibras comerciales.

3.- Cámbium: Es una zona de células vivas que son las que producen el crecimiento del tallo. Este cámbium puede ser muy delgado.

4.- Xilema: El xilema es tejido leñoso y no todas las plantas pueden desarrollar un xilema apreciable. Es típico de los árboles.

El proceso de crecimiento tiene lugar a partir del cámbium. Esta capa fina de células se encuentra siempre en proceso de división y produce tanto células de líber como de xilema.

Cuando una célula del cámbium se divide puede formar células de xilema o de líber, la célula que ocupa una posición más

interna de las dos resultantes de la división se transforma en xilema, mientras que la exterior sigue actuando como cámbium

para el próximo proceso de división celular. Cuando lo hace para formar líber la célula más externa se t ransforma en célula del líber, y la interna sigue actuando como cámbium, y así sucesivamente. De esta forma, del cámbium se van generando

células en ambas direcciones, para hacer crecer el xilema, resultando en incremento del diámetro del tallo pero manteniendo

el líber.

De todo este proceso vegetativo se desprende que a la hora del injerto, resulta muy necesario poner en íntimo contacto las partes del cámbium de ambas plantas, patrón y esqueje, de esta forma la actividad reproductiva celular puede hacer fusionar

en una sola ambas partes y establecer su íntima comunicación para garantizar el crecimiento futuro.

Es regla básica que si durante la inserción de una planta en otra para hacer un injerto, los cámbium respectivos no coinciden,

la unión fracasará.

No hay ningún método para predecir el resultado de un injerto, pero en términos generales se puede decir que cuanto más

afinidad botánica haya entre las especies, mayores son las probabilidades de éxito del injerto.

No pueden injertarse indistintamente todo tipo de plantas, estos se pueden realizar con gran éxito entre plantas de la misma

familia botánica, por ejemplo, cítricos sobre cítricos o frutales de una variedad sobre otra variedad etc.

No obstante hay casos de plantas de muy diferentes familias que pueden injertarse con éxito.

Las materias vegetativas que se pueden emplear para hacer cruces vegetativos simples, son las yemas y púas.

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMESTRE: Segundo

AYUDANTE: Egda. Paulina Ulloa PRÁCTICA: No. 8

2013

Los tipos de injertos más básicos son los de yema, chapa y el de escudete en T (normal e invertido). En cuanto al injerto de

púas o puga se puede llevar a cabo, como simple e inglés.

Injerto de yemas:

Púas:

Injerto de púas:

Injerto de púas (inglés):

Injerto por aproximación en placa:

s: patrón, g: injerto.

2. OBJETIVO:

Comprender cómo sucede el intercambio de material vegetativo mediante la técnica de cruce por injertos.

3. MATERIALES:

Por cada grupo de 4 o tres estudiantes:

1 Bisturi

2 plantas de familias cercanas

Cinta para atar (rafia) Cera

4. PROCEDIMIENTO:

Realizar un injerto empleando seleccionando una de las técnicas mencionadas, tomando en

cuenta las siguientes normas generales: 2. La herramienta de corte debe ser apropiada y muy afilada para que los cortes queden limpios y

precisos. 3. Es decisivo que durante el acoplamiento de las partes los cámbium de ambas queden en perfecta

coincidencia. 4. Atar firmemente hasta cubrir toda la unión con alguna cinta adecuada a los injertos para evitar el

movimiento relativo y la desecación excesiva de las partes hasta que se produzca la soldadura. En muchos lugares esta cinta se conoce como rafia.

5. Cubrir con cera o algún compuesto adecuado comercial las secciones descubiertas de ramas o troncos que puedan haber quedado después de hecho el injerto. Esto es común en los casos de injertar ramas de diferente diámetro.

6. Eliminar los retoños o brotes que se produzcan por debajo del injerto. 7. Mantener el injerto atado durante el tiempo necesario para una soldadura adecuada. Este tiempo

está determinado por el brote de la, o las yemas del injerto, y se limita a algunos días después del comienzo del brote. Mantener indefinidamente la unión atada puede estrangular el injerto y hacerlo perecer aunque ya pareciera logrado. Cada tipo de injerto puede tener sus particularidades en este aspecto.

8. En caso de que la fijación de ambas partes para evitar el movimiento mutuo se ponga en peligro por el viento, es aconsejable atar firmemente ambas partes a un tutor o regla de madera que lo impida.

9. Debe escogerse bien la época para el injerto, esta depende del tipo de injerto y del clima.

5. DATOS OBTENIDOS:

Al final de la experiencia presentar la siguiente tabla:

Sub grupo

Nº

Nombre común y nombre científico Descripción botánica

Técnica de injerto

empleada

Posibilidad de

éxito

Planta patrón Injerto Planta patrón Injerto

(Valorar del 1 al 10, en función de la

familiaridad, clima y época del año)

1

2

3

4

5

6

7

6. CUESTIONARIO:

6.1 Mencione 4 objetivos por los cuales se recurre a la realización de injertos.

6.2 Averiguar en qué consisten los injertos de estaca, chapa y de escudete en T (normal e invertido); graficar.

6.3 Cómo se realiza un injerto de púas simple...? graficar.

6.4 Qué técnica es la más adecuada para realizar un injerto sobre una planta de mango y qué se debe tener en cuenta…?

6.5 Qué técnica es la más adecuada para realizar un injerto entre cítricos y qué se debe tener en cuenta…?

7. CONCLUSIONES:

8. BIBLIOGRAFÍA:

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FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS Y BIOQUIMICA

BIOLOGÍA GENERAL

“IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS DEL AGUA Y DE LOS ALIMENTOS”

1. INTRODUCCIÓN:

2. OBJETIVOS:

* Estudiar la morfología y fisiología de las principales especies de parásitos asociados a los alimentos de origen

vegetal, animal y al agua.

* Describir algunos métodos de detección y control de parásitos en el agua y en los alimentos.

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AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 9

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BIOLOGIA GENERAL

OBSERVACIÓN DE INSECTOS

Insectos plaga e insectos protectores.

1. INTRODUCCIÓN:

El control de las plagas es un tema muy importante en el cultivo de las hortalizas, se estima que en promedio el

control de plagas y enfermedades es aproximadamente de un 25% del gasto total del costo de producción. Este

tema es muy complejo debido a la gran variedad de plagas, a tal grado que es necesario contar con personal

especializado para tener un buen control.

Las plagas y enfermedades en hortalizas normalmente son el peor temor de los productores debido a las pérdidas

que pueden representar en la producción y los gastos realizados en su control.

CONTROL INTEGRADO DE PLAGAS

La mayor parte de los productores no manejan un control integrado de plagas, el cual podría hacer que las

pérdidas se reduzcan.

El control integrado de plagas significa que hacemos uso de varias herramientas antes de la siembra, durante y

posterior al ciclo del cultivo para controlar las plagas, a continuación se pueden mencionar algunas de ellas:

1.- Eliminación de malezas hospederas de plagas

2.- Exponer plagas a condiciones extremas de temperatura (baja o alta)

3.- Uso de insectos benéficos (antes, durante y posterior al ciclo)

4.- Uso de plaguicidas sintéticos y naturales

5.- Eliminación de residuos de cosecha

6.- Rotación con cultivos de diferente familia (ver clasificación de hortalizas)

7.- Conocimiento de las plagas más comunes en el cultivo a sembrarse y sus ciclos biológicos

8.- Monitoreo de acumulación de horas frío o calor, con el respectivo conocimiento de cada plaga.

9.- Sistemas de monitoreo, por ejemplo uso de papel color azul o amarillo con pegadura para saber que insectos

se encuentran presentes.

10.- Monitoreo de presencia e huevos y/o adultos de plagas

11.- Sanitización de equipo proveniente de otros ranchos.

DAÑOS QUE OCASIONAN LAS PLAGAS

Los daños que las plagas pueden causar a los cultivos son diversos, de los cuales podemos mencionar los

siguientes:

1.- Daño a las hojas: gusanos, minador de la hoja, diabróticas , mayate rayado, etc.

2.- Daños a los tallos: gusano trozador, barrenadores, etc.

3.- Daños a la raíz: gallina ciega, gusanos, nemátodos, etc.

4.- Daños a fruto: gusano fruto, mosquita blanca, chinche, picudo, etc.

5.- Daños a flores: thrips, diabróticas, mayate rayado, etc.

6.- Causantes de virus: mosquita blanca, paratrioza, chicharritas, thrips, etc.

PRINCIPALES PLAGAS EN HORTALIZAS

La más reciente que es la paratrioza que ha causados fuerte estragos en la horticultura y otrs que reprensentan un

daño severo, son las siguientes:

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMES TRE: Segundo AL y BQ

AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 10

2013

Adulto de chicharrita, trasmisor de algunos virus. Población muy alta de araña roja en chiles, se observa la telaraña que sirve para protegerse de plaguicidas

y otros insectos benéficos.

Diferentes estadíos del pulgón en hojas de col . Abejas indispensable para la polinización de muchas Monitoreo de plagas en invernadero, importante hortalizas y frutales. para controlar en etapas cuando la población de

la plaga está iniciando.

Control biológico natural, se observa donde el insecto benéfico succiona al mallarte rayado, del cual queda solo el cascarón. Insecto natural que debemos cuidar, apl icaciones excesivas de plaguicidas mata esto insectos

y el control se hace cada vez más difícil .

Catarina insecto que controla mosquita blanca

Ciclo biológico de la mosquita blanca . Ataque severo en calabacita (foto de Ing. Elidi o Moreno)

Adulto de minador en hoja de chile, es más Daño ligero de minador en hoja de tomate, se observan

fácil en control del adulto que la larva . las galerías que forma la larva.

Larva de minador en hoja de tomate, se observa el excremento indicando que el minador está vivo.

PARTES DE UN INSECTO

Estructura básica exterior de un insecto

Estructura interna de un insecto

10. OBJETIVO:

w) Identificar diferentes tipos de insectos y sus partes.

3. MATERIALES:

Insectos varios

Microscopios

Esteroscópios

Pinzas

Agua destilada

Punzón

Azul de metileno u otra tinción básica

4. PROCEDIMIENTO:

Con ayuda de las ilustraciones anteriores observar los insectos disponibles al estereoscopio (y al microscopio de

ser necesario) y completar las siguientes tablas:

INSECTO 1

Datos generales Partes

Nombre común:

Nombre científico:

Clase:

Subclase:

Ataca a:

Proteje a:

Esquema de un coleóptero en vis ta dorsa l para mostrar la morfología externa de un insecto. Referencias: A: Cabeza, B; Tórax, C: Abdomen; 1: antena, 2: mandíbula; 3: Labro; 4: Pa lpo maxi lar; 5:

Cl ípeo, 6: Frente; 7: Vértex; 8: Pronoto; 9: Escutelo; 10 él i tro (= primer par de alas); 11: abdomen; 12: estigma; 13, 14 y 15: patas

(pares anterior, medio y posterior).

Anatomía de un Insecto. A.- Cabeza; B.- Tórax; C.- Abdomen; 1.- Antena; 2.- Ocelo inferior; 3.- Ocelo superior; 4.- Ojo compuesto; 5.- Cerebro; 6.- Protórax; 7.- Arteria dorsa l (aorta); 8.- Tráqueas ; 9.- Mesotórax; 10.- Metatórax; 11.- Alas anteriores ; 12.- Alas posteriores ; 13.- Estómago; 14.- Corazón; 15.- Ovarios; 16.-

Intestino; 17.- Ano; 18.- Vagina; 19.- Cadena ganglionar ventral; 20.- Tubos de Malpighi; 21.- Tarsómero; 22.- Uña; 23.-

Tarso; 24.- Tibia ; 25.- Fémur; 26.- Trocánter; 27.- Buche; 28.- Gangl io

torácico; 29.- Coxas; 30.- Glándula saliva l ; 31.- Col lar periesofágico; 32.- Piezas bucales; de i zquierda a derecha: labro,

mandíbulas , maxi las y labio.

Forma de control:

INSECTO 2

Datos generales Partes

Nombre común:

Nombre científico:

Clase:

Subclase:

Ataca a:

Proteje a:

Forma de control:

INSECTO 3

Datos generales Partes

Nombre común:

Nombre científico:

Clase:

Subclase:

Ataca a:

Proteje a:

Forma de control:

INSECTO 4

Datos generales Partes

Nombre común:

Nombre científico:

Clase:

Subclase:

Ataca a:

Proteje a:

Forma de control:

INSECTO 5

Datos generales Partes

Nombre común:

Nombre científico:

Clase:

Subclase:

Ataca a:

Proteje a:

Forma de control:

5. CUESTIONARIO:

5.1 En qué consiste el manejo integrado de plagas…?

5.2 Cuál es el ciclo de vida de un insecto…?

5.3 Consultar cuáles son los principales insectos plaga de granos almacenados y como se pueden

eliminar los mismos.

5.4 Qué insectos son aprovechados en la industria y de qué manera, mencionar 3. Nombre común y

nombre científico.

6. BIBLIOGRAFIA:

UNIVERS IDAD TÉCNICA DE AMBATO

FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS

BIOLOGIA GENERAL

CONTROL DE INSECTOS PLAGA PARA LA AGRICULTURA Y GRANOS ALMACENADOS

MIP, control biológico, físico y químico.

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AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 11

2013

UNIVERS IDAD TÉCNICA DE AMBATO

FACULTAD DE CIENCIA E INGENIERÍA EN ALIMENTOS

BIOLOGIA GENERAL

APROVECHAMIENTO DE INSECTOS

Apicultura.

Extracción de grasa, productos terapéuticos.

PROFESOR: Ing. Mg. María Teresa Pacheco SEMES TRE: Segundo AL y BQ

AYUDANTE: Egda. Paulina Rodríguez PRÁCTICA: No. 12

2013