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LIFE+ CREACIÓN Y RESTAURACIÓN DE

ECOSISTEMAS ACUÁTICOS PARA LA

MEJORA DE LA CALIDAD DEL AGUA Y LA

BIODIVERSIDAD EN LAS CUENCAS AGRÍCOLAS

LIFE09 ENV/ES/OOO431

Colabora:Instituto de Estudios e

Investigación de Los MonegrosFundación para la Promoción de la Juventud y

el Deporte de la Comarca de Los Monegros

CR

EA

MA

GU

AC

OM

AR

CA

DE

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S M

ON

EG

RO

S

Plan de seguimiento de la calidad del agua (P.3)

y de la biodiversidad ligada a ecosistemas acuáticos (P.4)

Plan de Seguimiento de la Calidad del Agua (P.3) y de la Biodiversidad Ligada a Ecosistemas Acuáticos (P.4).

2

ÍNDICE: 1.- ANTECEDENTES 2.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA CALIDAD DEL AGUA (P. 3) 2.1.- CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DEL AGUA 2.2.- CARÁCTERIZACIÓN DEL SEDIMENTO 2.3.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN 2.4.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN HUMEDALES 2.5.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN EL RÍO FLUMEN 3.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA BIODIVERSIDAD LIGADA A

ECOSISTEMAS ACUÁTICOS (P.4) 3.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE 3.2.- VEGETACIÓN ACUÁTICA 3.3.- MACROINVERTEBRADOS

3.4.- AVES

3.5.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN 3.6.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN HUMEDALES 3.7.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO EN EL RÍO FLUMEN 4.- CRONOGRAMA 5.- ACCIONES VARIAS DE CREAMAGUA 6. DIRECTRICES COMUNES A TODAS LAS ACCIONES

ANEXO I ANEXO II ANEXO III


3

1.- ANTECEDENTES El siguiente plan se enmarca dentro de las acciones P3 y P4 del proyecto Life+

09ENV/ES/000431 CREAMAgua “Creación y Restauración de Ecosistemas

Acuáticos para la Mejora de la Calidad del agua y la Biodiversidad en Cuencas

Agrícolas” que se desarrolla en la Comarca Monegros y tiene la finalidad de

desarrollar y definir el protocolo de seguimiento de las obras de creación de

humedales y de restauración de riberas del río Flumen (acciones I.1 y 2).

2.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA CALIDAD DEL AGUA (P. 3)

En el proyecto planteado es de gran importancia conocer la evolución de la

calidad del agua desde el inicio para poder ajustar y corregir las medidas

implementadas en el caso de que los humedales y riberas en los que se realizará

obra no fueran lo suficientemente satisfactorias respecto a los requerimientos de

mejora de la calidad del agua y de la biodiversidad, o no se ajustaran a la

disponibilidad social y económica del contexto del Proyecto CREAMAGUA.

También, es muy importante considerar que los humedales pueden necesitar varios

años después de su restauración hasta alcanzar una alta funcionalidad.

Al hablar de calidad del agua, sean para su vertido, tratamiento de depuración,

potabilización o cualquier otro uso, es imprescindible determinar una serie de

parámetros físico-químicos mediante métodos normalizados, con objeto de conocer

si el valor de estos parámetros se encuentra dentro del intervalo que marca las

regulaciones establecidas. En este caso se trata de aguas no destinadas al

consumo humano por lo que no tratamos aquí de parámetros que son usuales en

las que si van destinadas a este fin.

2.1.- CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMCAS DEL AGUA

En el caso que nos ocupa, los parámetros elegidos para determinar la calidad

del agua coinciden con algunos de los parámetros recogidos en la orden

MAM/3207/2006 de 25 de septiembre por la que se aprueba la instrucción técnica

complementaria MMA-EECC-1/06, determinaciones químicas y microbiológicas

para el análisis de aguas y que se recogen en la siguiente tabla:


4

Tabla 1. Parámetros y métodos de muestreo de calidad del agua.

PARÁMETRO

(ABREV.) EXPRESIÓN METODOLOGÍA

Caudal m3.s-1 Caudalímetro/aforo químico

Turbidez NTU método nefelométrico (APHA 1987,

2130A)

Temperatura (Tº) ºC Medida in situ. Electrodo portátil

(Multicine P4 WTW)

pH Medida in situ. Electrodo portátil

(Multicine P4 WTW)

Conductividad S/cm Medida in situ. Electrodo portátil

(Multicine P4 WTW)

Oxígeno Disuelto mg.L-1 Medida in situ. Electrodo portátil

(Multicine P4 WTW)

Alcalinidad mgCaCO3.L-1 Titulación Potenciométrica (APHA

1987,2320 B)

Sólidos Totales

Suspendidos

mg.L-1

Método gravimétrico. Filtración a

través de membrana de 0.45 m de poro

y desecación del filtro a 105ºC. (APHA

1987,2540 D)

Sólidos Totales

Disueltos

mg.L-1

Método gravimétrico. Filtración a

través de membrana de 0.45 m de poro

y desecación de 25 ml de agua filtrada a

105ºC (APHA 1987,2540 C)

Sulfatos mg SO42-.L-1 Cromatografía iónica con supresor

químico (APHA 1987, 4110 B)

cromatógrafo iónico (Metrohm 861

Advanced Compact IC). Columna:

Metrosep A Sup 2 poliestirene-

divinylbenzene polimer

Cloruros mg Cl-.L-1

Nitrito mg N.L-1

Nitrato mg N.L-1

NT

mg N.L-1

Combustión catalítica a elevada

temperatura (850º C) (Multi-N/C 3100

analyzer (Analytikjena®), detección

mediante quimiluminiscencia (CLD)

TOC

mg C.L-1

Combustión catalítica a elevada

temperatura (850º C) (Multi-N/C 3100


5

analyzer (Analytikjena®), detección

mediante infrarojo no dispersivo (MC-

NDIR) (APHA 1987, 5310 B)

Fósforo Reactivo

Soluble, Fósforo Total

Disuelto

mg P.L-1

digestión previa con persulfato

potásico (90min,115ºC) y/o Método

colorimétrico del ácido ascórbico (APHA

1987, 4500-P E)/

Amonio mg N.L-1 Cromatografía iónica cromatógrafo

iónico (Metrohm 861 Advanced Compact

IC),

Columna: Metrosep C 2-250 silica gel

with carboxyl groups

Sodio mg Na+.L-1

Potasio mg K+.L-1

Calcio mg Ca2+.L-1

Magnesio mg Mg2+.L-1

Al igual que la recogida de muestras, en todos los casos, la metodología elegida

sigue procedimientos normalizados ampliamente reconocidos por organismos

gestores y de investigación. En algunos casos (nitrógeno total, nitratos, amonio,

cloruros, magnesio y calcio) se introducen mejoras y avances técnicos en cuanto a

la técnica de análisis con respecto a la memoria original del proyecto que permiten

bajar el límite de detección de los parámetros estudiados.

2.2.- CARACTERIZACIÓN DEL SEDIMENTO

El uso excesivo de fertilizantes nitrogenados, incluyendo el amoniaco, y la

contaminación causada por la acumulación de excretas humanas y animales

pueden contribuir a elevar la concentración de nitratos en agua. Generalmente, los

nitratos son solubles, por lo que son movilizados con facilidad de los sedimentos

por las aguas superficiales y subterráneas. La concentración de nitrato es uno de

los parámetros más relevantes para el seguimiento por ser uno de los compuestos

más citados como contaminante en la zona del Proyecto. (A este respecto cabe

recordar que la Organización Mundial de la Salud -OMS- fija el límite de nitrato en

el agua de consumo humano en 50 mg/l de nitrato (como N). En cambio, la Agencia

para la Protección del Medio Ambiente Norteamérica (EPA) sitúa este límite en 10

mg/l de nitrato. Por su parte, la Comunidad Europea y siguiendo sus directrices, el

Ministerio de Sanidad español fijan los niveles máximos permitidos de nitratos en

50mg/l de N (Directiva 91/676/CEE)).


6

Por otra parte los fosfatos tienen una gran facilidad para adsorberse a partículas

en suspensión de tamaño relativamente grande y sedimentar con ellas. Según las

condiciones físico-químicas del humedal el sedimento, como parte integrante de

este, puede actuar como fuente o como sumidero de fósforo, con lo que ello

supone para los procesos de eutrofización de las aguas.

Se propone el estudio del sedimento de los humedales y zonas de ribera

previamente seleccionados siguiendo una metodología estándar tanto en la toma

de muestras (testigos o cores) como en el análisis de las mismas. Los parámetros

a determinar son:

Tabla 2. Parámetros y métodos de muestreo del sedimento.

PARÁMETRO UNIDADES DETERMINACIÓN

Sellado % suelo

recubierto por

costras

Visual por estimación áreas

Textura Distribución

partículas de

tamaño

Granulométrica (contador partículas)

Porosidad % Indirecta a partir de densidades aparente y

real

Conductividad

hidráulica

m/s Indirecta a partir de la porosidad

Densidad

aparente

g/dm3 Volumétrica y pesada.

Humedad % Contenido de agua volumétrico por

evaporación en estufa

Contenido en

sales

µS/cm Por sensor calibrado en conductímetro

después de extracción de sales a pasta

saturada.

Fosfatos, mg.Kg-1 Digestión y/o colorimetría (APHA 1987,

4500-P E)


7

Fósforo Total

NT mg.Kg-1 Analizador elemental

La mayoría se citan en la memoria del proyecto CREAMAGUA. Sin

embargo, de forma adicional se realizarán medidas de:

pH y conductividad (por formación de pasta saturada y medida de ambos

parámetros con sonda específica para cada uno de los dos parámetros).

Cantidad de materia orgánica, mediante el cálculo de la pérdida de peso por

incineración (LOI) y de la densidad aparente (bulk density).

Debido a que los cambios que se producen en el sedimento son lentos, se

propone una periodicidad de muestreo anual. En caso de que se observaran

diferencias estacionales podría realizarse otra medición en el mismo periodo anual.

Se deben tomar no menos de tres puntos por cada uno de los sitios de actuación,

aunque este número puede aumentar dependiendo de las variabilidad de las

características y el tamaño del humedal.

2.3.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN

Procedimiento de muestreo: Calidad de agua

Equipos y material:

A continuación se detallan los equipos y material que deben prepararse

previamente a la salida para la recogida de muestras:

Equipos de protección individual:

- guantes, botas y vadeadores

Equipo de recolección de muestras:

- Botellas de 1-1.5 L de capacidad de plástico limpias y libres de restos

orgánicos


8

- Cubo con cuerda y/o muestreador de mango telescópico

- Nevera portátil con hielos

- Bolígrafo, lápiz, rotulador permanente

- Mapas y fotos aéreas

- Agua destilada y papel de manos

- Barca y remos (si fuera necesario)

Equipos toma de datos en campo

- Sondas portátiles de conductividad, pH, oxígeno disuelto (O.D.) y

temperatura

Directrices para la toma de muestras:

Inspeccionar el punto de muestreo para detectar accesos practicables. Siempre

que sea posible introducirse en la masa de agua con el equipamiento de toma de

muestras y medir directamente los parámetros (pH, conductividad, temperatura y

O.D.). Recoger la muestra de agua teniendo cuidado de no tomar la muestra en las

zonas donde se haya removilizado el sedimento. Se introduce la botella de forma

vertical con la boca hacia abajo a una profundidad de unos 30 cm (siempre que

haya suficiente lámina de agua) y una vez dentro se voltea para que entre el agua.

El recipiente se debe llenar completamente evitando que quede cámara de aire.

Si no es posible acceder directamente a la masa de agua, se puede utilizar una

botella atada a un palo telescópico o lanzar un cubo atado a una cuerda. En estos

casos la medida de los parámetros anteriores se realizará bien en la botella o en el

cubo. Cuando las condiciones así lo requieran se realizará el muestreo desde una

barca neumática.

Conservación y etiquetado de las muestras:

Una vez recogida la muestra en la botella ésta se tapa y se mantiene refrigerada

en nevera hasta su llegada al laboratorio. Todas las muestras deben estar

convenientemente etiquetadas de forma que se indique el punto de recogida y la

fecha.


9

Selección de sitios, periodo y frecuencia de muestreo:

Los puntos de muestreo corresponderán a los puntos de entrada y salida de

agua al sistema, bien sea un humedal o una zona de ribera. El número de sitios a

estudiar se ajustará al máximo posible a los incluidos en la zona de estudio,

elegidos de entre los sitios construidos y seleccionados en la memoria de

actuaciones del proyecto (correspondiente a la acción P1, Redacción de Proyecto).

Se prevén entre 20 y 40 humedales y zonas de ribera, que son asumibles en

relación con el esfuerzo necesario para el seguimiento.

El periodo de muestreo será durante 2012, 2013 y 2014. La toma de datos y

muestras será trimestral, pero podrá aumentarse distribuidas a lo largo de los

respectivos años de acuerdo a la variabilidad de las características meteorológicas

y ecológicas de los sitios de seguimiento seleccionados.

Análisis físico-químicos:

Una vez transportadas las muestras al laboratorio se procederá al análisis de los

parámetros físico químicos detallados en la Tabla 1 y cuyos protocolos se recogen

en el ANEXO I

Procedimiento de muestreo: Caracterización de sedimentos

Equipos y material:






- Corers con tapón de goma

- Draga


10






Equipos toma de datos en campo

- Sondas portátiles de potencial redox


Inspeccionar la localización de muestreo para detectar diferentes hábitats. Si es

posible el acceso a pie y la altura de la lámina de agua no es elevada, la recogida

de muestras se hace directamente clavando el core con las manos lo más profundo

que se pueda. Se tapa la parte superior y con cuidado ayudados por el efecto vacío

se tapa la parte inferior y se extrae el core.

Si no es posible acceder directamente a la masa de agua, el acercamiento se

realizará mediante una barca neumática desde la que se arrojará una draga de

mordida. Una vez izada la draga con la muestra en su interior se clavará el core en

el sedimento recogido, tapando los dos lados con tapones de goma siguiendo el

procedimiento anterior.


Una vez recogida la muestra se mantiene refrigerada en nevera hasta su llegada

al laboratorio. Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de

forma que se indique el punto de recogida y la fecha.


Los puntos de muestreo corresponderán a zonas de los humedales y riberas que

sean homogéneas o que contrasten por su microhábitat (suelo, vegetación,

topografía) y no serán menos de 3 en cada sitio de actuación, siendo de 20 a 40 los


11

sitios en conjunto, humedales y riberas, de entre los sitios construidos y

seleccionados en la memoria de actuaciones del proyecto (correspondiente a la

acción P1, Redacción de Proyecto). La recolección de muestras puede ajustarse a

la variabilidad de las características meteorológicas y ecológicas de los sitios de

seguimiento seleccionados.

El periodo de muestreo será durante 2012, 2013 y 2014. Las tomas de datos

será bianual y coincidiendo con fechas anteriores a la intensa actividad de

crecimiento de la vegetación y posterior a la misma.

Análisis físico-químicos:

Una vez transportadas las muestras al laboratorio se procederá al análisis de los

parámetros físico químicos detallados en la Tabla 2 y cuyos protocolos se recogen

en el ANEXO II

2.4.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE CALIDAD DEL AGUA EN

HUMEDALES

Se aplicará el protocolo descrito en 20 humedales diferentes. Tres de esos

humedales se tomarán como referencia por presentar buen estado ecológico en la

actualidad, no estando previsto ningún tipo de actuación en ellos. El resto de

puntos de muestreo serán humedales de nueva creación, dentro de la acción I. 1

del proyecto Life CreamAGUA. Para el muestreo de calidad del agua, se tomarán

dos puntos de recogida de agua uno a la entrada y otro a la salida para evaluar la

capacidad de retención de nitratos del humedal. Para el muestreo de sedimento, se

cogerán tres réplicas en tres puntos diferentes dentro del humedal, seleccionados

al azar.

Se aconseja seleccionar humedales que representen a la variedad de zonas de

actuación atendiendo a:

Tamaño del humedal.

Tipología de diseño del humedal.


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Fragmentación o aislamiento del humedal en función de la distancia a otros

humedales o al cauce principal del río Flumen.

Especies vegetales observadas en los muestreos previos a las obras.

La definición precisa de selección de los sitios de toma de datos y muestras

para análisis se detallará en las propuestas de las ofertas y se decidirá de acuerdo

con el Coordinador y Director del Proyecto CREAMAgua. No obstante, se

recomiendan las zonas de muestreo ubicadas en el siguiente mapa por ser los

sitios por los que se vierten aguas sobrantes del riego al río Flumen y en donde se

han observado espacios y humedales potencialmente convenientes para las

actuaciones de este Proyecto.

Foto 1. Ejemplo de zona potencial de creación de humedal objeto de muestreo


13

Mapa 1. Localización de zonas de muestreo en humedales


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2.5.- ALPICACIÓN DEL PROTOCOLO DE CALIDAD DEL AGUA EN EL RÍO

FLUMEN

Como en el caso de los humedales, aquí también se van a muestrear 20 puntos

a lo largo del río Flumen, siendo tres de ellos zonas de referencia que presentan

buen estado de conservación ecológica y el resto serán tramos de río cuyas

características indiquen un potencial punto de actuación para implantación de

estructuras ecosistémicas “naturales” en aras de mejorar la calidad del agua,

proteger frente a la contaminación difusa y puntual y favorecer al aumento de la

biodiversidad. Habrá dos puntos de muestreo de calidad del agua en cada tramo

uno al comienzo (aguas arriba) y otro al final del tramo (aguas abajo). Cuando la

actuación de restauración se haya llevado a cabo, los puntos de muestreo serán en

el punto de entrada y de salida del flujo. A lo largo de cada tramo se tomarán tres

réplicas de sedimento con una draga, para su posterior análisis en laboratorio.

Foto 2. Ejemplo de zona potencial de restauración de ribera objeto de muestreo


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También se recomiendan zonas de muestreo, ubicadas en el siguiente mapa:

Mapa 2. Localización de zonas de muestreo en el río Flumen


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3.- PLAN DE SEGUIMIENTO DE LA BIODIVERSIDAD LIGADA A LOS

SISTEMAS RESTAURADOS (P. 4)

De igual importancia a conocer la evolución de la calidad del agua durante el

proceso de construcción de humedales, es conocer la evolución de la biodiversidad

asociada a los ecosistemas acuáticos (cauces y humedales) sobre los que se va a

actuar. Con este plan se pretende conocer como varían las poblaciones animales y

vegetales indicadoras de biodiversidad desde la fase previa a la creación de los

humedales y restauración de la ribera hasta la finalización del Proyecto. La idea es

conocer cómo evoluciona la biodiversidad de los sitios en los que se ha actuado a

consecuencia de las actuaciones y localizar posibles dificultades o deficiencias de

estructura y funcionamiento en sitios o puntos concretos de cada sitio de la zona de

trabajo para actuar rápidamente sobre ellos.

En humedales someros, con columna de agua no mayor de 1 m de altura, y con

abundante vegetación emergente, como es el caso de los ya existentes y los

resultantes de las actuaciones del Proyecto CREAMAgua, no es posible el

desarrollo de comunidades importantes ni representativas del plancton, porque no

hay columna de agua suficiente ni transparencia ni sitio físico porque está ocupado

por la vegetación,; ni de vertebrados acuáticos, como peces, porque están

sometidos de forma natural o regulada a una gran variabilidad de la altura de la

columna de agua, incluso quedan secos en gran parte de su superficie por periodos

prolongados de tiempo, particularmente en las zonas de ribera que solo se inundan

esporádicamente con las crecidas del río. En cambio si son importantes y

representativas las comunidades de vegetación, particularmente emergente, las de

macroinvertebrados acuáticos, aunque solo queden algunas masas de agua

durante algunos periodos de tiempo al año, y las de aves porque pueden

desplazarse y no tienen que ser estrictamente acuáticas, porque pueden utilizar la

vegetación como sustrato o para la nidificación. Por todo ello, el seguimiento de

estas tres comunidades será el objeto del Plan de Seguimiento y de las tareas

asociadas al mismo.


17

3.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE

La presencia, tipo, distribución y cobertura, de comunidades vegetales en los

humedales determina la biodiversidad y calidad del agua de los mismos. El efecto

de los macrófitos y comunidades vegetales sobre tales aspectos medioambientales

de primer orden viene determinada por varios mecanismos como la absorción

directa de nutrientes por las plantas o el fomento de los procesos de

desnitrificación; la reducción de la resuspensión de sedimentos y la turbidez y el

efecto refugio.

Debido a esto y a la bien desarrollada y relativamente fácil metodología, el

estudio de la vegetación es un indicador idóneo para determinar la calidad

ambiental de las zonas húmedas y de ribera.

Los parámetros a estudiar serán la cobertura, abundancia, biomasa y

diversidad de especies con una periodicidad anual coincidiendo con el momento de

máximo desarrollo de la vegetación.

Una vez recopilada esta información se determinará la biodiversidad a partir

de indicadores como:

- Riqueza: medida como el número total de especies para cada grupo.

- Diversidad: Calculado mediante el índice de Shannon u/y otros convenientes

para la significación de los datos.

En el caso de humedales o zonas de ribera donde haya un dominio

monoespecífico de carrizo, no tiene sentido hacer transectos, por lo que se

estudiará la vegetación a través de la biomasa de esta especie.

Estos muestreos de vegetación se complementarán con la aplicación de índices

de valoración de la calidad ecológica donde sean aplicables, y que, sin estar

algunos ellos directamente relacionados con la vegetación, permiten conocer si las

zonas de estudio cumplen o no funciones imprescindibles para la mejora de la


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biodiversidad o si la estructura biótica y abiótica permitirá el tipo de vegetación que

se pretende favorecer con las actuaciones. Los índices que se aplicarán para

completar la caracterización de la vegetación y otras serán:

- Índice de Hábitat Fluvial (IHF)

- Índice de Calidad del Bosque de Ribera (QBR)

- Índice de calidad ecológica de las riberas (RQI)

- Índice para la valoración hidrogeomorfológica de sistemas fluviales (IHG)

La descripción de estos índices se detalla en el ANEXO III.

3.2.- VEGETACIÓN ACUÁTICA

El uso de los macrófitos como indicadores del estado ecológico está claramente

señalado en la DMA, y procede de experiencias realizadas, en Europa, en el marco

de la vigilancia de la calidad de las aguas en aplicación de otras directivas

europeas.

En España, las experiencias con indicadores basados en macrófitos se limitan

en muchos casos al ámbito de la investigación, y éstos todavía no se habían

incluido, hasta ahora, en las redes de control de calidad. En el marco de la

aplicación de la DMA, los macrófitos se consideran útiles para la detección y el

seguimiento de las presiones físico‐químicas e hidromorfológicas que produzcan:

• Reducción de la transparencia del agua.

• Variación de la mineralización

• Eutrofia

•Variaciones del régimen de caudal, continuidad del río y características

morfológicas del lecho en ríos

El índice seleccionado para la evaluación del estado ecológico utilizando los

macrófitos es el IVAM (Índice de Vegetación Acuática Macroscópica) (Moreno et

al., 2006). Hasta el momento no se dispone de condiciones de referencia para este

índice, los umbrales que se han utilizado se indican en la siguiente, y corresponden


19

a los propuestos por Moreno 2006 para la tipología “cabeceras calcáreas” de

Castilla‐La Mancha.

Tabla 3. Rangos de Estado Ecológico del índice IVAM de acuerdo a Moreno et al. 2006 para cabeceras

calcáreas.

Estado Clase Valor índice IVAM

Muy Bueno I > 5,7

Bueno II 5,7‐4,5

Moderado III 4,4‐3,2

Deficiente IV 3,2‐2,0

Malo V < 2

3.3.- MACROINVERTEBRADOS BENTÓNICOS

El termino zoobentos se refiere a la fauna de invertebrados que habita los

sustratos sumergidos de los medios acuáticos, entre los que se encuentran los

macroinvertebrados, que son los invertebrados de un tamaño relativamente grande

(visibles al ojo humano), no inferiores a 0,5 mm, pero habitualmente mayores de 3

mm. Comprenden principalmente artrópodos (insectos, arácnidos y crustáceos) y

dentro de estos dominan los insectos (en especial sus formas larvarias); también se

encuentran oligoquetos, hirudíneos y moluscos.

Los macroinvertebrados son el grupo faunístico dominante en los ríos y también

se encuentran en el litoral y fondos de lagos y humedales. Los invertebrados

bentónicos, especialmente los macroinvertebrados, son uno de los grupos más

ampliamente utilizados como indicadores de la calidad del agua. Esto se debe a

que integran muchas de las cualidades que se esperan de un indicador. Entre

estas destaca su elevada diversidad y que estén representados diferentes taxones,

con requerimientos ecológicos diferentes relacionados con las características

hidromorfológicas (velocidad del aguas, sustrato), fisicoquímicas y biológicas del

medio acuático. Los invertebrados bentónicos se consideran útiles para la

detección y seguimiento de los siguientes tipos de presiones:

Presiones fisicoquímicas relacionadas con:


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• Contaminación térmica

• Cambios en la mineralización del agua

• Contaminación orgánica

• Eutrofización

• Contaminación por metales u otros contaminantes

Presiones hidromorfológicas relacionadas con:

• Alteración del régimen de caudal / tasa de renovación

• Alteración de la morfología del lecho fluvial

Los macroinvertebrados indican alteraciones a medio y largo plazo, ya que sus

especies poseen ciclos de vida entre menos de un mes hasta más de un año. Su

valor indicador abarca un ámbito temporal intermedio, que complementa el de otros

elementos biológicos con tiempos de respuesta más cortos, como el fitobentos, o

más largos, como los de vertebrados.

El índice seleccionado para la evaluación del estado ecológico utilizando los

macroinvertebrados ha sido el IBMWP (Iberian Monitoring Working Party)

(Alba‐Tercedor et al. 2005, que se basa en el de Alba-Tercedor et al. 2002,

Limnetica 21,3-4:175-185). Los límites de clase utilizados para el diagnostico según

este índice son los publicados en el Anexo III de la Instrucción de Planificación

Hidrológica (IPH; Orden ARM/2656/2008) para el Tipo 12: Ríos de montaña

mediterránea calcárea (Tabla 4).

Tabla 4. Rangos de Estado Ecológico del índice IBMWP de acuerdo al Anexo III de la IPH

.

Estado Clase Valor

IBMWP

Muy Bueno I >133

Bueno II 101‐133

Moderado III 68‐100

Deficiente IV 33‐67

Malo V <33


21

3.4.- AVES

Se realizará de forma complementaria un estudio de las comunidades de aves

como indicadores de la biodiversidad y como complemento a la información

obtenida con el estudio de las comunidades vegetales, macrófitos y

macroinvertebrados bentónicos. Las medidas a realizar serán: riqueza, abundancia

y diversidad expresada por el índice de Shannon, descrito anteriormente.

A partir de esta información también se puede estimar la riqueza (número de

especies) y dominancia (por el índice de Simpson, D=(∑ni(ni-1)/N(N-1) y

equitatividad (J=H/Ln S) de especies de la comunidad biológica en cuestión.

Este estudio constará de dos muestreos uno coincidiendo con la primera

primavera del proyecto que se comparará con un segundo muestreo en el último

año de ejecución del mismo para dar tiempo a la estabilización de las comunidades

y los sistemas.

3.5.- PROTOCOLO DE ACTUACIÓN

Procedimiento de muestreo: vegetación emergente

Equipos y material:






- rastillo con mango extensible

- cinta métrica

- cuadrícula de 50 x 50 cm


22

- bolsas de plástico







Se recomienda usar un método semicuantitativo que permita obtener el listado

de las especies más relevantes y una estima aproximada de su abundancia.

En cada localización de muestreo se determinará la cobertura, biomasa y

diversidad de especies.

La cobertura se determinará por dos métodos. Uno es el método de puntos de

intersección a lo largo de transectos. Consiste en determinar las especies

vegetales y cuantificar la cobertura y abundancia de una pequeña superficie de

40x40 cm. en el punto de intersección cada dos metros en un transecto

perpendicular al cauce en el caso de la ribera y radial, de dentro hacia fuera, en el

caso de los humedales. En caso de que el transecto sea superior a 50 m. la

distancia de muestro entre intersecciones será de 5 m. El otro método es el de

estimación aérea topográfica de distribución de especies y tipos funcionales de

vegetación, a escala de humedal o zona de ribera de actuación. Si la zona de

actuación tiene una achura superior a los 200 m. se tomarán bandas de 50 m. de

ancho para hacer la estimación visual de distribución, cobertura y abundancia de la

vegetación, en escalas relativas de 1 a 5. Tanto si se utiliza un método u otro, se

anotarán los árboles presentes, la especie, el diámetro del tronco a la “altura del

pecho” y la altura y anchura de la copa, con el fin de conocer el estado de

conservación y la sombra proyectada y la importancia relativa dentro de la zona de

muestreo.

Cuando proceda se aplicará la siguiente escala:


23

Tabla 5. Escalas de abundancia en función de la cobertura

Escala Abundancia Cobertura (%)

Descriptor Clase

1 Rara Ind. Aislados

2 Ocasional 1-10%

3 Frecuente 10-15%

4 Abundante 50-70%

5 Muy abundante

(dominante)

>70%

La biomasa se obtendrá a partir de 3 muestras de 40x40 cm distribuidas de

forma estratificada al azar por cada humedal. Se extraerán todos los individuos del

cuadrado. Se distinguirán los vivos de los muertos, se medirá el tamaño, se contará

el número de hojas de cada individuo y se pesará la biomasa. También se pesará

la materia en descomposición o detritus, de la parte del suelo. Se tomará nota de la

presencia de otras especies y su abundancia relativa.

Se utilizará una hoja de campo en la que se anotarán las características de

distribución y abundancia de las especies y su situación en la masa de agua por

medio de un esquema.

También se tomarán los datos necesarios para aplicar los índices descritos en el

ANEXO III


Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se

indique el punto de recogida y la fecha



24

Se tomarán datos y muestras en 20 sitios entre humedales y riberas de acuerdo

con el Coordinador y Director del Proyecto para cubrir la variabilidad e humedales y

riberas y comprobar la variabilidad de resultados dentro y entre sitios de actuación,

y para comprobar la eficiencia de las actuaciones.

Los macrófitos deben muestrearse dentro de su periodo vegetativo que

corresponde con el periodo primavera-otoño. Se llevarán a cabo único muestreo

por periodo vegetativo entre Junio y Septiembre en el momento de máximo

crecimiento de la vegetación dominante, de modo que puede ser necesario

fraccionar el muestreo en varias fechas correspondientes a varias especies o

asociaciones de especies vegetales.

Análisis de muestras

Las muestras recogidas en el campo se identificarán y separarán en especies

que serán secadas en estufa y posteriormente pesadas. Este peso referido a la

superficie de muestreo constituirá el cálculo de la biomasa por especie y por

localización de muestreo.

Procedimiento de muestreo: vegetación acuática

Equipos y material:





- Equipo de recolección de muestras:



Para extraer las muestras de pecton (talos aplanados, laminares o esféricos)

utilizar una navaja. Buscar sobre piedras en zonas reófilas; en márgenes


25

buscar sobre raíces, tallos, troncos sumergidos de plantas ribereñas. Las

algas incrustantes se pueden recoger y fijar con el sustrato.

Las algas que constituyen el plocon, se pueden recolectar con la mano o una

manga de muestreo de invertebrados; si están fijas al sustrato utilizar una

navaja. Las fanerógamas y carófitos de zonas más profundas se pueden

extraer utilizando una potera (palo o cuerda con ganchos o anzuelos en el

extremo).

Un cuentahílos de 12 aumentos puede ayudar en el campo en la

identificación


En los tramos seleccionados, se elige un subtramo lo suficientemente extenso

para que incluya la mayor variedad de hábitats posible (pozas, rápidos, remansos,

charcas marginales, raíces). Normalmente un tramo de 50‐100 m es suficiente.

Anotar la cobertura sobre el lecho del cauce de cada taxón.

Para la determinación precisa de los especímenes, fijar las muestras necesarias

en formol 4 % y examinar posteriormente en el laboratorio (lupa y microscopio). La

recolección de material fresco puede ayudar en la observación de caracteres que

se degradan con el fijador.

Las algas incrustadas de carbonatos deben ser previamente tratadas con ácido

acético o clorhídrico diluidas para eliminar incrustaciones. Aunque para la

determinación genérica de los taxones no es necesario realizar tinciones, si se

presentan dudas, utilizar lugol para detectar presencia de almidón, azul de metileno

para visualizar estructuras parietales y carmín‐acético para teñir núcleos.

Aplicar la fórmula de cálculo del índice y calificar el estado trófico del tramo de

estudio según los rangos de calidad de la Tabla 4.


26

Se establecen cuatro niveles de estado trófico, y los valores de tolerancia (vt)

para dichos niveles se fijaron en 2, 4, 6 y 8, de forma que mayores puntuaciones

corresponden a géneros sensibles a la contaminación (aguas oligotróficas) y las

menores puntuaciones a taxones propios de aguas contaminadas (eutróficas).

El valor indicador (vi) asignado a cada taxón representa la amplitud trófica o

euricidad de los taxones. Este valor oscila entre 1 y 2.5, siendo mayor su valor

cuanto más estrecho es su rango de condiciones tróficas. En todos los casos, los

taxones típicos de aguas oligotróficas presentaron un rango estrecho en la

concentración de nutrientes y por tanto se trata de buenos indicadores, mientras

que los taxones propios de aguas eutróficas presentaron los rangos más amplios

(tolerantes y cosmopolitas)

donde vii es el valor indicador del taxón i, ci es el valor de cobertura del taxón i y

vti el valor de tolerancia del taxón i. (Ver Tabla 6).

Selección del periodo y frecuencia de muestreo:

Se hará un muestreo anual entre primavera y verano ya que son las mejores

épocas del año para encontrar el mayor número de taxones.


27

Tabla 6. Valor de tolerancia (vt) y valor indicador (vi) para cada taxón considerado en el IVAM

(Tomado de Moreno 2006)

Procedimiento de muestreo: macroinvertebrados

Equipos y material:

La recolección de las muestras de macroinvertebrados se realizará por medio de

una red de mano estándar de acuerdo a lo especificado por la norma internacional

EN 27828:1994, con una malla de Nytal de 500 μm de luz.



28

Se seguirán las indicaciones del protocolo publicado por la Confederación

Hidrográfica del Ebro para el análisis de invertebrados bentónicos (CHE 2005). Se

harán muestreos multihábitat de acuerdo al protocolo del IBMWP (Jáimez‐Cuellar

et al. 2002), removiendo el sustrato por delante de la red unos 0,5 m (lo que se

considera un kick). Se muestrearon todos los microhábitats diferentes encontrados

en el tramo de muestreo de manera proporcional, contabilizándose el número de

kicks tomados en cada uno, hasta sumar un total de 20 kicks aproximadamente.

El tiempo estimado para la aplicación del índice IBMWP está generalmente

comprendido entre 1,5 y 2 horas para recogida y procesamiento de la muestra en

campo, y de 3 a 5 horas para su tratamiento en laboratorio, dependiendo de la

diversidad del tramo estudiado, entre otros factores.

En la Figura 1 se muestra el cuaderno de campo utilizado para la aplicación del

IBMWP.

Selección de sitios, del periodo y frecuencia de muestreo:

Se tomarán datos y muestras en 20 sitios entre humedales y riberas de acuerdo

con el Coordinador y Director del Proyecto para cubrir la variabilidad e humedales y

riberas y comprobar la variabilidad de resultados dentro y entre sitios de actuación,

y para comprobar la eficiencia de las actuaciones.

Se hará un muestreo anual entre primavera y verano ya que son las mejores

épocas del año para encontrar el mayor número de taxones.


29

Figura 1. Cuaderno de campo para la aplicación del IBMWP


30


Todas las muestras deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se

indique el punto de recogida y la fecha

Análisis de muestras

Las muestras obtenidas se examinarán en laboratorio tras su conservación

en con etanol 96 %. Se recogerán al menos un ejemplar de cada uno de los

taxones presentes y recogiendo una fracción aleatoria y representativa de la

comunidad de unos 300‐400 individuos, para tener una estima de las abundancias

relativas de los taxones. Además, la abundancia de cada familia se estima en

forma de rangos, asignando valores de 1 a 5 según la siguiente equivalencia: 1:

entre 1 y 3 individuos; 2: entre 4 y 10 individuos; 3: entre 11 y 100 individuos; 4:

entre 101 y 1000 individuos; y 5: más de 1000 individuos por muestra o unidad de

esfuerzo.

Procedimiento de muestreo: aves

Directrices para el muestreo:

De cada sitio (humedal y soto) seleccionado se observarán las especies de aves

y se cuantificarán las respectivas poblaciones de cada humedal utilizando un

método de recuento por áreas desde puntos diferentes o por recorridos y con

alcance tal que en conjunto se cubra el área total del humedal o tramo de soto. Se

repetirán las observaciones diariamente para obtener el número más probable de

individuos de cada población y siguiendo patrones de conducta para la observación

habituales en recuentos de este tipo de trabajos (ver Moreno et al. 2009.

Biodiversity and Conservation 18(4):811-828). Se hará un plan de toma de datos y

muestras para que en los resultados quede reflejada la variabilidad de los mismos

de modo que puedan mostrarse las diferencias estadísticas entre los datos de las

variables entre humedales y a lo largo del tiempo durante la realización del

proyecto.


31


La frecuencia de observación de aves será bianual (con dos épocas de

observación cada año (invernal y nidificante). El número de sitios en los que

observar no será inferior a 20, distribuidos equitativamente entre humedales en

vales y sotos de ribera.

3.6.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE SEGUIMIENTO DE LA

BIODIVERSIDAD LIGADA A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EN HUMEDALES

3.6.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE

En los humedales se aplicará el método de estimación aérea topográfica de

distribución de especies y tipos funcionales de vegetación, a escala de humedal o

zona de ribera de actuación, con muestreos de biomasa de carrizo en tres réplicas

en cuadrados de 40x40 cm., seleccionadas al azar dentro del carrizal. El muestreo

de vegetación se hará una vez al año, coincidiendo con el final de la primavera. Los

humedales a muestrear serán los mismos donde se realizan los muestreos de

calidad del agua. En caso de producirse un aumento en la diversidad de especies

(estratificación de especies definida por la proximidad al agua) se cambiará al

método de transecto, por considerarlo más adecuado cuando la diversidad vegetal

es mayor.

3.6.2. VEGETACIÓN ACUÁTICA

Se aplicará el índice IVAM en los mismos humedales donde se muestrean el

resto de parámetros bióticos y abióticos, con una periodicidad anual, durante los

meses de primavera. Se cogerán tres réplicas en zonas con hábitats diferenciados,

como zonas de inundación permanente y zonas de inundación temporal.

3.6.3. MACROINVERTEBRADOS

Se aplicará el índice IBMWP en los diferentes ambientes acuáticos observados

(ligados a aguas libres con y sin vegetación palustre, zonas de inundación temporal


32

y permanente y zonas más o menos someras), con una periodicidad anual, durante

los meses de primavera.

3.6.4. AVES

En el caso de las aves hay que tener especial cuidado de que el resto de las

actuaciones del plan de seguimiento no afecte a la querencia de las aves a los

sitios de muestreo por un tránsito excesivo. Por ello, tendrá que haber un espacio

temporal entre esta actividad con el resto de un mes como mínimo.

3.7.- APLICACIÓN DEL PROTOCOLO DE SEGUIMIENTO DE LA

BIODIVERSIDAD LIGADA A ECOSISTEMAS ACUÁTICOS EN RIBERAS

3.7.1.- VEGETACIÓN TERRESTRE

En las riberas se aplicará el método de transecto por ser el más adecuado para

definir bandas de vegetación de ribera. Para la primera banda, compuesta de

vegetación palustre, principalmente carrizo, se muestreará la biomasa de en tres

réplicas en cuadrados de 40x40 cm., seleccionadas al azar dentro del carrizal. El

muestreo de vegetación se hará una vez al año, coincidiendo con el final de la

primavera. Los sotos a muestrear serán los mismos que donde se realizan los

muestreos de calidad del agua y otros indicadores. Para la vegetación arbórea se

aplicará lo señalado anteriormente en cuanto a densidad, dimensiones y otras

características de estado.

3.7.2. VEGETACIÓN ACUÁTICA

No está previsto hacer muestreos de vegetación acuática en el río Flumen

debido a la elevada turbidez de sus aguas durante todo el año, especialmente en la

época de muestreo, coincidiendo con el periodo de riegos.

3.7.3. MACROINVERTEBRADOS

Se aplicará el índice IBMWP en los diferentes ambientes acuáticos observados

(ligados a aguas libres con y sin vegetación palustre, zonas de inundación temporal


33

y permanente y zonas más o menos someras), con una periodicidad anual,

durante los meses de primavera. No obstante, no se considera un indicador de

interés para evaluar los resultados del proyecto Life CreamAGUA, porque no se

espera una mejora de la comunidad de macroinvertebrados con las acciones

previstas.

3.7.4. AVES

Para las aves se seguirá el mismo procedimiento que para los humedales,

teniendo especial cuidado de que el resto de las actuaciones del plan de

seguimiento no afecte a la querencia de las aves a los sitios de muestreo.

4.- CRONOGRAMA DEL PLAN DEL SEGUIMIENTO

Conviene recordar que el programa de seguimiento debe comprender todo el

periodo del Proyecto CREAMAGUA, desde antes y cuanto antes de iniciar las

acciones de restauración para comparar características antes y después de las

acciones. En los sitios en que se creen humedales de nuevo, sin existir

previamente, las acciones de antes se realizaran en sitios próximos y similares

(balsas, sotos, bosquetes, encharcamientos, fondos de vales) que servirán como

lugares de referencia anterior a las acciones de restauración.

Los meses que se señalan en el cronograma siguiente para realizar las

diferentes tareas de los planes de seguimiento son orientativos; las fechas más

concretas se ajustarán en función del esfuerzo que se requiera y de las condiciones

meteorológicas de cada momento. Por esto se señalan como meses para dar

margen de actuación dentro de los periodos señalados para cada una de las tareas

de los planes de seguimiento.

Fig. 20. Cronograma del plan de seguimiento

CALIDAD DEL AGUA

CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QÍMICAS DEL SUELO

COMUNIDADES VEGETALES

AVES

2011 2012 2013 2014

A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D


35

5.-. ACCIONES VARIAS DE CREAMAGUA.

Otras acciones de CREAMAGUA se realizarán en base a los resultados y

planes trazados en estos planes de seguimiento. Aquí se expone con algunos

ejemplos la forma de tratar estos datos y su presentación con referencia a

resultados de trabajos similares realizados en humedales.

Con los resultados obtenidos de los muestreos y análisis descritos en el plan

de seguimiento se irán configurando dos bases de datos, una sobre la calidad

del agua y otra sobre la biodiversidad. Al final de cada año se hará un estudio

detallado de la evolución de la calidad del agua y la biodiversidad para estimar

el grado anual de éxito del proyecto.

En este análisis se estudiará la evolución temporal de los humedales y

riberas restaurados para conocer la progresión de la calidad del agua y la

diversidad y se determinará si los humedales se agrupan según su

comportamiento frente a estos indicadores.

Los datos correspondientes a los parámetros analizados en las muestras de

agua se recogerán en forma de tablas con los valores medios y las

desviaciones típicas. También se realizarán representaciones gráficas de la

evolución temporal de los distintos parámetros, las concentraciones de estos a

la entrada y a la salida, así como del porcentaje de retención de cada humedal.

Del mismo modo se ordenarán en bases de datos los parámetros analizados

en las muestras de los sedimentos extraídos de los humedales expresando sus

valores medios, máximos y mínimos y se realizarán representaciones gráficas

en forma de diagramas de barras.

Por otra parte, se realizarán análisis estadísticos en base a todos los

parámetros estudiados, tanto de agua como de sedimento. Con ello se

persiguen dos objetivos: organizar los sitios de muestreo según estos

parámetros (análisis cluster), observando semejanzas entre ellos y determinar

la existencia de diferencias significativas (análisis de varianza) en el


36

funcionamiento de los distintos humedales. Ambos aspectos ayudarán a

determinar las características propias del humedal y los factores que mejoran

los mecanismos de eliminación de nutrientes del agua.

En cuanto a la diversidad se elaborarán tablas con los datos de biomasa

vegetal por cada especie presente y tablas con los datos de riqueza,

abundancia y diversidad de especies de aves. Se representará de forma gráfica

la evolución de la cobertura vegetal en cada humedal y estos datos se

relacionarán con la riqueza y diversidad de avifauna, además de forma

comparativa entre humedales y zonas de ribera, como se muestra en la

siguiente figura orientativa extraída de estudios previos (Moreno 2008).

Fig. 3. Relación entre varios índices de diversidad de la comunidad de aves en humedales

en relación con el área del humedal, la altura y la biomasa de la vegetación del humedal.

6. DIRECTRICES COMUNES A TODAS LAS ACCIONES

Los acciones relativas al seguimiento de la calidad del agua y de la

biodiversidad se ajustarán en términos de mínimos a los detalles de variables a


37

seguir, número de sitios a seguir y frecuencias de seguimiento detallados en

este Plan de Seguimiento. Este Plan de Seguimiento se podrá ajustar, en

términos de ampliar los modos de actuación, sitios y frecuencias, a lo que se

disponga con el criterio de ampliar la información a obtener de acuerdo con el

Coordinador y el Director del Proyecto CREAMAgua y de acuerdo a la finalidad

de obtener la información necesaria para comprobar eficazmente el

seguimiento de la calidad del agua y la biodiversidad de humedales y riberas.


38

ANEXO I:

PROTOCOLOS MUESTRAS DE AGUAS


39

DETERMINACIÓN DE LA ALCALINIDAD

1. Fundamento

La alcalinidad se refiere al contenido total de sales de ácidos débiles (ácidos

orgánicos, silicato, fosfato, hidróxido, carbonato y bicarbonato), pero son

dominantes (generalmente 99 %) los dos últimos carbonatos. Es, por lo tanto,

una buena medida del contenido de bicarbonato más carbonato. Estos dos

iones no pueden ser analizados separados de los otros, pero pueden ser

separados uno del otro. El carbonato está presente frecuentemente en verano

cuando la fotosíntesis es intensa. Si se mide también el pH, utilizando tablas se

puede calcular el contenido en CO2 libre.

2.- Procesamiento de la muestra

Dado que las muestras pueden estar sometidas a la acción microbiana y a la

pérdida de C02 u otros gases cuando se exponen al aire, es conveniente

analizar las muestras cuanto antes, preferentemente antes de un día. Si se

supone actividad biológica se debe determinar la alcalinidad antes de 6 horas y

evitar la agitación y la exposición prolongada al aire. En la recogida de la

muestra llenar el bote hasta arriba para evitar la presencia de aire. Utilizar agua

no filtrada.

3.- Método volumétrico: fundamento CGolterman, 1963

La alcalinidad se determina valorando una muestra de agua con un ácido

fuerte (ácido sulfúrico o clorhídrico) hasta un punto final establecido por el viraje

de determinado indicador. Si se usa como indicador fenoftaleina que vira a un

pH de 8.3 solo se mide la alcalinidad atribuible al Olí y al C03~, y se denomina

alcalinidad a la fenoftaleina (P).Empleando además un indicador mixto (verde

de bromocresol y rojo de metilo) se llega hasta un pH comprendido entre 5 y

4,3, al que se produce el viraje.


40

4.- Reactivos

a) Acido sulfúrico 2N.- Para preparar 100 mi: tomar 5,55 mi de H2S04

comercial y enrasar a 100 mi con agua destilada

b) Acido sulfúrico 0.02 N.- Para preparar 1 litro: tomar 10 mi de la solución

de ácido sulfúrico 2 N Y enrasar hasta 1 litro con agua destilada.

c) Indicador de fenoftaleina. - Solución de fenoftaleina en etanol al 1 %.

(preparado comercialmente).

d) Indicador mixto.- Disolver 0,02 g de rojo de metilo y 0,08 gr de verde de

bromocresol en 100 mi de etanol al 95%

e) Carbonato sódico anhidro

5.- Procedimiento

Medir 100 mI de la muestra y colocarlos en un vaso de precipitados, estando

éste encima de un agitador magnético.

Añadir 3 gotas de fenoftaleina. Si el agua toma color rosa se manifiesta la

existencia deOH-y C032-.

Valorar entonces con ácido sulfurico 0,02 N hasta desaparición del color.

Anotar el volumen de ácido gastado para hallar la alcalinidad a la fenoftaleina

(P). Sobre la misma muestra añadir 3 gotas de indicador mixto, con lo que la

solución queda de color azul-verdoso.

Se valora de nuevo con el mismo ácido, agitando sin cesar, hasta que la

muestra adquiera una ligera coloración rosada

Anotar el volumen de ácido gastado en esta segunda valoración, con ello se

calculará la alcalinidad total ( T ).

6.- Expresión de los resultados

alcalinidad a la fenoftaleina

muestra

CaCOml

xNxFxAlmeq

1000/ 1

3

muestra

CaCOml

xNxFxAlmg

50000/ 1

3

A1 = mI HZS04 gastados en la primera valoración (pH =8,3)

N = normalidad del ácido (0,02)


41

F = factor de corrección de la normalidad

alcalinidad total

muestra

CaCOml

xNxFxAlmeq

1000/ 21

3

A1+2 = volumen de ácido gastado en total en las dos valoraciones


42

DETERMINACIÓN DE SÓLIDOS EN SUSPENSIÓN Y EN DISOLUCION

1. Fundamento

El término sólidos en suspensión se aplica a un conjunto heterogéneo de

"sólidos" que pueden llevar las aguas y que proceden, normalmente, de

arrastres o de vertidos industriales y urbanos.

Los sólidos en suspensión proporcionan un aspecto desagradable a las

aguas que los contienen y según el tipo, pueden proporcionar, además,

contaminación orgánica e inorgánica. Obstruyen conducciones, bombas, etc.

Formando depósitos e incrustaciones. En general, es un elemento indeseable

que hay que eliminar cualquiera que sea la utilización posterior del agua.

2. Determinación analítica

Método de la filtración

Se filtra un volumen de agua, que varía según el contenido en sólidos que se

observen en la muestra. El peso de materias retenidas por el filtro será el

contenido en sólidos de la misma y se determina por diferencia de pesada. Los

sólidos que atraviesen el filtro serán los que se encuentren en forma de sales

disueltas

3.- Material

a) Discos filtrantes de fibra de vidrio (GF/C)

b) Balanza de precisión

c) Dispositivo de filtración a vacío o a presión

d) Desecador

e) botes de vidrio de 30ml

4.- Procedimiento


43

Preparar los discos de filtración filtrando previamente por ellos agua

destilada, a continuación secarlos en la estufa a 105 ºC durante 2 horas. Una

vez pasado este tiempo se dejan enfriar en un desecador y se procede a su

pesada. ANOTAR EL RESULTADO. Colocar de nuevo el filtro en el equipo de

filtración y verter la muestra sobre el filtro, procediendo al filtrado hasta que el

filtro aparezca seco. A continuación, se vuelve a secar en la estufa,

procediendo igual que antes. Pesarlo y ANOTAR LA PESADA.

Del filtrado tomar un volumen de 25 ml y verterlos en un vote de vidrio

previamente lavado secado y pesado (ANOTAR LA PESADA). A continuación

meter los botes en el estufa hasta que se evapore todo el líquido y precipiten

las sales. Después sacar de la estufa, dejar enfriar en el desecador y volver a

pesar (ANOTAR EL RESULTADO).


El contenido del agua en materias en suspensión se calcula por la expresión:

601 10)(

)/( xmlV

MMlmgSST

M0 = peso del disco filtrante antes de su utilización (mg)

M1 = peso del disco filtrante después de su utilización (mg)

V = volumen de agua filtrada (mI)

601 10

25)/( x

ml

MMlmgSDT

M0 = peso del bote de vidrio filtrante antes de su utilización (mg)

M1 = peso del bote de vidrio después de su utilización (mg)


44

FÓSFORO TOTAL DISUELTO y FÓSFORO REACTIVO SOLUBLE

1.-Fundamento

El análisis del fósforo total se fundamenta en la oxidación de la materia

orgánica de forma que todo el fósforo pase a ortofosfato. Si la digestión se

efectúa sobre muestra filtrada se obtiene el fósforo total disuelto (TSP). Sobre

una muestra no filtrada se obtiene el fósforo total (TP). Si además se analiza el

ortofosfato se obtiene las siguientes fracciones:

- Fósforo reactivo soluble (SRP)

- Fósforo orgánico disuelto (DOP)=Fósforo total disuelto-SRP

- Fósforo particulado (orgánico) (POP)=Fósforo total – Fósforo total

disuelto

2.- Procesamiento de la muestra

Filtrar la muestra mediante filtros GF/F Whatman en el campo y en el

laboratorio por filtros de nitrato de celulosa 0.45 m.

3.- Material

Todo el material utilizado se lavará con HCl 50% durante 24h y se aclarará

varias veces con agua destilada. Conservar tapado con el tapón

correspondiente o con papel de aluminio.

Para la digestión se utilizan botellas de vidrio ISO de 100ml con tapón de

plástico que resista elevadas temperaturas.

4.- Reactivos

a- Oxidación del Fósforo de la Muestra

Solución de ácido sulfúrico (4.5 Molar)-


45

Añadir 250 ml de H2SO4 a 750 ml de agua destilada (con mucho cuidado

enfriando el matraz con agua corriente) y enrasar a 1000ml. Se guarda a

temperatura ambiente.

Reactivo de oxidación

Diluir 50 ml de H2SO4 4.5 M en agua destilada hasta un volumen de

1000ml. añadir y disolver 50 g de peroxodisulfato potásico (K2S2O8). Es una

solución saturada de manera que debe conservarse a temperatura ambiente y

protegida de la luz directa. Estable durante una semana, por lo que se

recomienda preparar sólo las cantidades que se vayan a utilizar.

b- Determinación del Fósforo de la Muestra

Ácido Sulfúrico diluido-

Añadir cuidadosamente 140 ml de H2SO4 concentrado a 900ml de agua

destilada.

Solución de Molibdato amónico-

Disolver 15g de (NH4)6Mo7O24.4H2O en 500 ml de agua destilada. No

emplear después de 6 semanas.

Solución de ácido ascórbico-

Disolver 5.4g de (C6H8O6) en 100 ml de agua destilada Preparar

inmediatamente antes de usar.

Solución de Tartrato de antimonio y potasio-

Disolver 0.34 g de KSbOC4H4O6 en 250 ml de agua destilada. No emplear

después de 6 semanas.


46

Reactivo Mixto

Preparar cada vez que se realiza el análisis inmediatamente antes de usar.

Mezclar los reactivos en el orden y en las proporciones que se indican:

1º-Solución de ácido

sulfúrico

5 50 125 250 500 750

2º- Molibdato amónico 2 20 50 100 200 300

3º- Ácido ascórbico 2 10 50 100 200 300

4º- Tartrato de

antimonio y potasio

1 10 25 50 100 150

VOLUMEN FINAL (en ml) 10 100 250 500 1000 1500

Una vez mezclados todos los componentes se agita fuertemente. El reactivo

debe quedar de color amarillo. Si toma color verdoso o azul es señal de que

algún reactivo está en mal estado

5.- Procedimiento

a-Tomar 50ml de cada muestra, de 2 blancos y 2 patrones de

comprobación y se colocan en los tubos o botes pirex.

b- Añadir 10ml de reactivo de oxidación. (Para otros volúmenes mantener la

relación 5:1)

c- Tapar los frascos.

d- Meter los frascos en autoclave y mantener a 115ºC durante 1 h.

e- Sacar y dejar enfriar.

f- Añadir 12 ml de reactivo mixto.(Para otros volúmenes mantener la

proporción 5:1).


47

g- Dejar reposar 30 minutos y leer la absorbancia a =885 nm ó 890 nm

Para análisis de fósforo reactivo soluble pasar del paso 1 al paso 6

6.- Curva de calibrado

Solución Estándar de fosfato-

Disolver 4.39g de ortofosfato potásico dihidrogenado (KH2PO4) en agua

destilada y enrasar a 1000ml con agua destilada. Esta solución contiene 1g P-

PO4 por litro (=1000mg/l ó 1mg/ml).

Solución hija de fosfato-

Tomar 2ml de la solución estándar de fosfato y enrasar a 1000ml con

agua destilada. Esta solución contiene 2000 g/l P-PO4 (=2mg/l ó 2 g/ml).

Preparar los siguientes patrones a partir de la solución hija

1-. (5 g/l P-PO4)- 0.25ml de solución hija enrasar a 100ml.

2-. (10 g/l P-PO4)- 0.5 ml de solución hija enrasar a 100ml.

3-. (20 g/l P-PO)- 1 ml de solución hija enrasar a 100ml.

4-. (40 g/l P-PO4)- 2ml de solución hija enrasar a 100ml.



7-. (150 g/l P-PO4)- 7.5ml de solución hija enrasar a 100ml.


7.- Patrones de comprobación y blancos

Solución hija 2: Solución de fosfato 10 mg/ P-PO4 –

Se toma 1 ml de la solución estándar de fosfato (1000mg/l P-PO4) y se

enrasa a 100ml con agua destilada.


48

P1 (40 g/l P-PO4)- se toman 0.4ml de solución hija 2 y se enrasa a 100ml

P2 (100 g/l P-PO4)- se toma 1ml de solución hija 2 y se enrasa a 100ml.

Blancos: 50ml de agua destilada


49

CARBONO ORGÁNICO TOTAL Y NITRÓGENO TOTAL

1.- Fracciones del carbono total

Los métodos e instrumentos utilizados para medir el COT analizan

fracciones de carbono total (CT) mediante dos o más determinaciones. Las

fracciones son:

- Carbono inorgánico (CI)- Carbonato, bicarbonato y CO2 disuelto

- Carbono orgánico total (COT)-todos los átomos de carbono

unidos mediante enlaces covalentes a moléculas orgánicas.

- Carbono orgánico disuelto (COD)- la fracción de COT que

atraviesa / un filtro de 0.45 micras de diámetro

- Carbono orgánico purgable (COP)- o carbono orgánico volátil.

Fracción de COT extraído de una solución acuosa por eliminación de

gases bajo condiciones específicas.

- Carbono orgánico no purgable (CONP)- Fracción de COT no

extraído de una solución acuosa por eliminación de gases bajo

condiciones específicas.

En la mayoría de las muestras, la fracción de CI es muchas veces superior a

la fracción de COT. La eliminación o compensación de las interferencias del CI

requiere múltiples determinaciones para medir el COT verdadero. Las

interferencias del CI se pueden eliminar acidificando la muestra a pH 2 o

inferior para convertir las especies de CI en CO2. Subsiguientemente la purga

de la muestra con un gas purificado elimina el CO2 por volatilización.

La purga de la muestra elimina también el COP de forma por lo tanto estas

determinaciones corresponden en realidad al CONP. Debe determinarse el

COP para medir el COT verdadero. Sin embargo en muchas aguas


50

superficiales y subterráneas la contribución del COP al COT es despreciable.

Por lo tanto, en la práctica, la determinación del CONP es sustituida por la del

COT.

Como alternativa se puede compensar la interferencia del CI midiendo por

separado el CT y el CI. La diferencia entre CT y CI es igual al COT

El método de combustión-infrarrojo es adecuado para muestras con

COT≥1mg/l.

Para concentraciones inferiores se debe utilizar el método de oxidación

persulfato-ultravioleta o el método de oxidación húmeda

2.- Fundamento CT y NT

La muestra de agua se inyecta en una cámara de reacción, a 850°C, rellena

con un catalizador oxidante. El agua se vaporiza y el carbono (orgánico e

inorgánico) se oxida a CO2. Este CO2 se transporta, en corriente de gas, y se

mide en un analizador de infrarrojos no dispersivo (NDIR).

R-C + O2 CO2 + H2O + otros productos

Dado que con el procedimiento anteriormente descrito se determina carbono

total (TC), se debe medir también el carbono inorgánico (IC), para obtener el

TOC por diferencia.

El IC se mide inyectando la muestra en una cámara de reacción distinta, que

contiene ácido fosfórico. Bajo condiciones ácidas todo el IC se convierte en

CO2, que se mide en el analizador de infrarrojos. En estas condiciones el

carbono orgánico no se oxida, por lo que sólo se determina el IC. En la mayoría

de las muestras de agua, la fracción de IC es muy superior a la fracción de

TOC, por lo que, en numerosas ocasiones, se elimina previamente el IC.

Para ello se acidifican las muestras a pH ≤2 (a fin de convertir el IC en CO2)

y a continuación se purga la muestra con un gas puro (para eliminar el CO2),


51

esta determinación se denomina carbono orgánico no purgable (NPOC). Es de

señalar que en los análisis de NPOC, se produce la pérdida de sustancias

orgánicas volátiles.

En la combustión de la muestra el N presente en la misma también se oxida

a NO. El NO reacciona con el ozono adquiriendo una forma excitada al volver a

su estado inicial que emite luz en forma de quimioluminiscencia (CLD).

R – N CO2 + H2O + NO

NO +O3 NO2* + O2

NO* NO2 + hv

3.- Toma y conservación de muestra

Tomar las muestras en un bote de cristal de color topacio lavados en ácido,

llenarlo completamente (sin cámara de aire) y taparlo herméticamente con

tapón con recubrimiento de teflón.

Conservar las muestras en la oscuridad y en frío. En el caso de que sólo se

desee medir el TOC, añadir a la muestra, para su conservación, H2SO4 hasta

pH ≤2.

4.- Reactivos

Ácido fosfórico, H3PO4, al 10%

Tomar 29.41 ml de H3PO4, al 85% y se enrasan a 250ml con agua milliQ

Solución patrón de carbono total de 1000 mg C/l.

Disolver, 2.1254 g de Ftalato de hidrógeno de potasio (C8H5KO8) en agua

exenta de carbono, añadir H2SO4 hasta pH ≤2 y enrasar a 1000 ml. A partir de

esta solución, y mediante las diluciones apropiadas, preparar soluciones de 0.5

mg l-1, 1 mg l-1, 2.5 mg l-1 y 5 mg l-1 de TC.

Solución patrón de carbono inorgánico de 1000 mg C/l.


52

Disolver, en agua exenta de carbono, 4.4122 g de carbonato de sodio

anhidro (Na2CO3), previamente calentado a 180°C durante 30 minutos y

enfriado en desecador, añadir 3.497 g de bicarbonato de sodio anhidro

(NaHCO3) y enrasar a 1000 ml. A partir de esta solución, y mediante las

diluciones apropiadas, preparar las soluciones de 0.5 mg l-1, 1 mg l-1, 2.5 mg l-1,

5 mg l-1 y 10 mg l-1 de CI.

Solución patrón de nitrógeno total de 1000 mg N/l.

Disolver, en agua exenta de carbono 3.611 g de KNO3 y 2.35965 g de

(NH4)SO4 y enrasar a 1000 ml. A partir de esta solución, y mediante las

diluciones apropiadas, preparar las soluciones de 1 mg l-1, 2.5 mg l-1, 5 mg l-1 y

10 mg l-1 de NT.

5.- Determinación del COT (NPOC) y del NT

1- Abrir la válvula del gas

2- Encender el equipo, el ordenador y el programa

3- seleccionar el método

4- verter aproximadamente 30ml de muestra en los viales y poner un

agitador en cada vial

5- colocar los viales en el muestreador y comenzar el análisis automatizado

con el analizador (analytikjena multi N/C 3100)

El resultado del análisis se guardará en el software del equipo y se

expresará en mg/l


53

DETERMINACIÓN DE ANIONES Y CATIONES POR CROMATOGRAFÍA

IONICA

1. Fundamento

Con frecuencia resulta conveniente hacer la determinación de aniones

comunes en el agua, tales como cloruros, bromuros nitritos, nitratos, fosfatos,

sulfatos, así como de los cationes mayoritarios como sodio potasio, calcio,

magnesio y amonio para conocer la naturaleza precisa de un agua o

determinar la necesidad de su tratamiento. Aunque se dispone de métodos

convencionales colorimétricos o potenciométricos para determinarlos

individualmente, sólo la cromatografía iónica proporciona una técnica

instrumental única para hacer una medida secuencial y rápida.

La cromatografía iónica separa los iones de una muestra en base a su carga

eléctrica y a su tamaño iónico. Una vez separados los componentes de la

muestra son detectados mediante un detector de conductividad y registrados

en un cromatograma.

2. Material

Todo el material utilizado se lavará con HCl 10% durante 24h y se aclarará

varias veces con agua destilada. Conservar tapado con el tapón

correspondiente o con papel de aluminio.

a) Discos filtrantes de fibra de vidrio (GF/C)

b) Dispositivo de filtración a vacío o a presión

c) tubos de plástico de 12 ml aproximadadmente contapón

d) cromatógrafo iónico (Metrohm 861 Advanced Compact IC):

- Columna aniones: Metrosep A Sup 2 poliestirene-

divinylbenzene polimer.

- Columna cationes: Metrosep C 2-250 silica gel with carboxyl

groups

3. Procesamiento de la muestra


54

Filtrar la muestra mediante por filtros GF/F Whatman, recoger el filtrado y

alicuotar en tubos de plástico de 12 ml aproximadamente (4 tubos por

muestra), lavados con HCl 10%. Etiquetar convenientemente. Si el análisis no

se lleva a cabo inmediatamente congelar

4.- Reactivos

Eluyente para cationes: ácido tartárico 4.0 mmol/l y ácido dipicolínico 0.75

mmol/l

Pesar 600 mg de ácido tartárico en un vaso de precipitados de 50ml a

continuación tarar y pesar 125 mg de ácido dipicolínico añadir agua milli Q y

agitar hasta diluir. Una vez disuelto verter en un martaz aforado de 1000 ml y

enrasar con agua mill Q.

Eluyente para aniones: carbonato sódico 3.2 mmol/l y bicarbonato sódico

1mmol/l

Pesar 84 mg debicarbonato sódico en un vaso de precipitados de 50ml a

continuación tarar y pesar 339 mg de carbonato sódico añadir agua milli Q y

agitar hasta diluir. Una vez disuelto verter en un matraz aforado de 1000 ml y

enrasar con agua mill Q.

Solución patrón aniones.

En un matraz de 25 ml añadir 0.25 ml de patrón comercial (1000pppm) para

cromatografía iónica (fluka) de nitrito. Añadir también 2.5 ml de patrón

comercial de 1000 ppm de cloruro, nitrato y sulfato Enrasar con agua milli Q.

con ello se consigue un multipatrón con una concentración de 10 ppm de nitrito

y 100 ppm de cloruro, nitrato y sulfato. Diluir esta solución 1:10 para conseguir

patrones de 1 y 10 ppm respectivamente.

Solución patrón de cationes


55

En un matraz de 25 ml añadir 0.25 ml de patrón comercial (1000pppm) para

cromatografía iónica (fluka) de amonio. Añadir también 2.5 ml de patrón

comercial de 1000 ppm de sodio potasio calcio y magnesio. con ello se

consigue un multipatrón con una concentración de 10 ppm amonio y 100 ppm

de sodio potasio calcio y magnesio. Diluir esta solución 1:10 para conseguir

patrones de 1 y 10 ppm respectivamente.

5.- Procedimiento

Se vierte el eluyente de aniones en la botella correspondiente, se coloca la

columna de aniones se enciende el programa y la bomba y se deja funcionando

unos 40 minutos para estabilizar la columna comprobando que el flujo, la

presión y la lectura del detector sean correctas. Se ponen los tubos con las

muestras en el muestreador automático junto con un tubo que contiene el

patrón de comprobación de la calibración. Se programa el método y se lanza el

análisis.

Una vez acabado se quita la columna y se cambia el eluyente por el de

cationes. Se deja funcionando el sistema unos minutos para eliminar el

eluyente anterior. Una vez lavado el circuito se conecta la columna de cationes.

Se conecta de nuevo la bomba y se deja funcionando unos 40 minutos para

estabilizar la columna comprobando que el flujo, la presión y la lectura del

detector sean correcta. Se ponen nuevos tubos con las muestras en el

muestreador automático junto con un tubo que contiene el patrón de

comprobación de la calibración. Se programa el método y se lanza el análisis.


Los resultados se registran en un cromatograma, el software del equipo

transforma las áreas de los picos en concentraciones (mg/l) de acuerdo con la

calibración realizada. Los datos expresados en concentraciones son

comprobado y exportados a un archivo Excel.


56

ANEXO II:

PROTOCOLOS MUESTRAS DE

SUELOS


57

DETERMINACIÓN DE CONDUCTIVIDAD Y PH

1.- Material necesario

- Botes de tapa negra

- Balanza precisión

- Agitador laboratorio Melchor

- Electrodo pH

- Electrodo conductividad

- Dosificador

- Agua destilada

2.- Obtención de la muestra

Por cada submuestra se preparan

a. 1 bote de tapa negra con 100 mI de agua destilada

3.- pH y conductividad

- Se extrae la muestra de suelo o sedimento del core y se vierte en una

bandeja de aluminio.

- Si es suelo se homogeneíza la submuestra con los dedos. Si es

sedimento se coge un "quesito" que abarque toda la profundidad de la

submuestra, con el fin evitar errores por la heterogeneidad dentro de la

submuestra

- Se pone el bote de tapa negra con 25 ml de agua destilada encima de la

balanza de precisión y se tara.

- Se echan 10 g aproximadamente de muestra dentro del bote de tapa

negra con agua destilada, que se pesan con la balanza de precisión ya que el

bote está previamente tarado. Se anota el peso exacto de submuestra añadida.


58

- En el caso de sobrepasamos en el peso, se calcula cuantos gramos nos

hemos pasado, se multiplica por 2.5 y se echa esta cantidad en ml de agua

destilada, con el fin de que la proporción peso/volumen sea 1/2.5.

- Se tapan los botes para y se agitan 30 minutos a baja velocidad.

- Al terminar se mide el pH y se anota

- Se vierten 25 ml más de agua o la cantidad necesaria (si el peso era

otro) hasta alcanzar una proporción final de 1/5. Se homogeniza, se

mide la Conductividad y se anota.


59

DETERMINACIÓN DE HUMEDAD, BULK DENSITY Y MATERIA

ORGÁNICA


- Bandejas de aluminio

- Crisoles de porcelana

- Mortero


2.- Obtención de la muestra

Por cada submuestra se preparan

a. 1 bandeja metálica pesada y marcada con el código de la submuestra

b. 1 crisol de porcelana marcado y pesado

3.- Bulk density y humedad:

1 Se extrae la muestra de suelo o sedimento del core. Previamente

habremos anotado el dinámetro interno del core y la altura del sedimento.

2 Se marca la bandeja de aluminio con el código de la muestra, se pesa

en la balanza de precisión, y se anota en el peso (P1)

3 Se vierte la muestra en la bandeja cuidando de no verter agua, se pesa

de nuevo y se anota el peso (P2)

4 La bandeja con la muestra se mete en el desecador a 60°C y se deja el

tiempo necesario hasta peso continuo (con 24h suele ser suficiente)

5 Se saca la bandeja metálica y se deja que se enfríe en el desecador,

con el fin de evitar que tome la humedad la humedad del ambiente.

Cuando se enfría se pesa y se apunta (P3).


60

4.- Materia orgánica y muestra seca

1. Por cada muestra necesitaremos un crisol de porcelana lo

marcamos con lápiz, lo pesamos y anotamos el peso (P1)

2. Tomamos la muestra seca de la bandeja de aluminio se echa al

mortero y se aplasta hasta que se quede totalmente pulverizada, si hay

piedrecitas o restos vegetales se retiran con cuidado

3. Se echa 1 g. de suelo en el crisol de porcelana (SIN TARAR) y se

anota el peso conjunto de el crisol y la muestra en P2

4. Se meten los crisoles a la mufla y se programa para que estén 4,5

horas a 450°C

5. Se sacan los crisoles de la mufla con las pinzas y se deja que

enfríen en el desecador

6. Rápidamente evitando el menor contacto con la atmósfera se

pesan los crisoles y se anota el peso P3.

5.- Calculo de resultados

6.- Humedad:

)(

100)()((%)

12

1312

PP

xPPPPhumedad

P1 = peso bandeja

P2 = peso bandeja + muestra fresca

P3 = peso bandeja + muestra seca

7.- Densidad relativa:

HxD

PPlgyBulkDensit

2

13

2

)()/(

P1 = peso bandeja

P3 = peso bandeja + muestra seca


61

D = diámetro del core en cm

H = altura de la muestra dentro del core en cm

8.- Materia orgánica (LOI – lost on ignition)

)(

100)()((%)

12

1312

PP

xPPPPLOI

P1 = peso crisol

P2 = peso crisol + muestra seca

P3 = peso crisol + muestra


62

EXTRACCION PARA ANALISIS DE IONES Y NUTRIENTES


- Botes de 50ml tapa roja


- Bandeja metálica

- Agitador laboratorio Melchor

- Dosificador

- Agua destilada

- Cloruro Potásico 0,1 M

2.- Reactivos

KCl 0,1 M

1. Se pesan 7,4551 g de KCl, en un vaso de precipitados de 150 ml se

agita en agitador hasta que se diluya.

2. Se vierte en el matraz aforado y se enrasa hasta 1 L con agua destilada

KCl 0,1 M

Se toman 100 ml de la solución anterior y se vierten en un matraz aforado de

1000 ml se y se enrasa con agua destilada.

3.- Nutrientes

- Se vierten 40 ml de solución de KCl 0.01 M en cada bote a utilizar.

- Cada bote se pone encima de la balanza de precisión y se tara.

- Se toma una submuestra de suelo o sedimento de aproximadamente 4 g

y se vierte en el bote anterior, que se pesan con la balanza de precisión

ya que el bote está previamente tarado. Se anota el peso exacto de

submuestra añadida.

- Se tapan los botes para y se agitan 30 minutos a baja velocidad.


63

- Al terminar los botes meten el la centrífuga 2500 rpm 5-10 minutos. Con

esto se consigue separa la fase sólida de la líquida.

- Se toma el sobrenadante y se filtra con un swinex y una jeringuilla por un

filtro de 0.45 micras de diámetro de poro. Se alicuota en 3 o 4 tubos de

ensayo de plástico marcados con el código de la muestra.

- Cada tubo se utilizará para medir cationes y aniones mediante

cromatografía iónica. Según el protocolo descrito en la sección de análisis de

aguas.


64

PROTOCOLO DE EXTRACCIÓN DE SUELOS PARA METALES

BIODISPONIBLES:

1. Preparación de los extractantes:

MgCl2 1M ; Para preparar 500ml de solución extractante hay que pesar

101,989g de MgCl2.6H20 y enrasar con agua destilada a 500ml

Citrato de Amonio 2%; Para preparar 500ml de solución extractante hay

que pesar 10g de C6H507(NH4)2H y enrasar con agua destilada a 500ml

Ácido Cítrico 2%; Para preparar 500ml de solución extractante hay que

pesar 10g de C6H8O7

EDTA ; Es líquido por lo que hay que medir directamente los 25 ml y añadir.

2. Protocolo

Se añaden 25 ml de solución

extractante

Agitación durante 2h (agitador del

laboratorio del edifico viejo)

Centrifugación hasta

que esté limpio el

sobrenadante

Extracción del

sobrenadante con una

jeringuilla

Filtración (filtro de acetato de celulosa

de 2mm y 45 micras de poro).Se hace

pasar a través de la rampa de filtración

conectada a la bomba.

El filtrado se recoge en

tubos de tapón blanco.

Se mide el volumen del

sobrenadante y se añade nítrico

hasta el 4% del volumen (por

ejemplo para 20ml de sobrenadante

añadir 0,8ml de HNO), para fijar los

metales.

Mantener en un sitio a

temperatura ambiente,(NO

NEVERA), si la temperatura es

demasiado baja se pueden dar

fenómenos de precipitación.

ANALISIS ICP


65

ANEXO III:

INDICADORES

HIDROMORFOLÓGICOS


66

La caracterización de la calidad hidromorfológica según la DMA, incluye

la evaluación de la estructura física, así como el régimen de caudales

asociados a los ecosistemas fluviales. La hidromorfología es la base de

cualquier sistema fluvial, ya que es un elemento que estructura las

comunidades y procesos biológicos. Los indicadores para la evaluación de los

elementos de calidad hidromorfológicos de los ríos incluidos en la Instrucción

de Planificación Hidrológica (IPH) son los incluidos en la Tabla 1.

Elemento de calidad Indicador

Régimen hidrológico

Caudal ecológico

Índices de alteración hidrológica

Conexión con las aguas subterráneas

Continuidad del río

Longitud media libre de barreras

artificiales

Tipología de las barreras

Condiciones

morfológicas

Índice de vegetación de ribera (QBR)

Índice de hábitat fluvial (IHF)

Calidad

hidromorfológica

Índice de calidad ecológica de las

riberas (RQI)

Índice para la valoración

hidrogeomorfológica de sistemas

fluviales (IHG)

Tabla 1. Indicadores para la evaluación de los elementos de calidad hidromorfológicos

Según la IPH, se considerará que una masa de agua no alcanza muy

buen estado por su régimen hidrológico en los siguientes casos:

a) No se cumple el régimen de caudales ecológicos establecidos.

b) La masa de agua se califica como muy alterada hidrológicamente.


67

c) La conexión con las aguas subterráneas es un aspecto significativo en

el régimen hidrológico de la masa de agua y los flujos de agua

correspondientes al régimen natural se ven alterados en más de un 20 %.

Una masa de agua no se podrá considerar en muy buen estado si la

longitud media libre entre barreras artificiales es menor de 2 km o si alguna de

las barreras artificiales existentes no es franqueable para los peces presentes

en el tipo de masa de agua.

Además, en la Tabla 2, se muestran los valores de cambio de clase

entre muy bueno y bueno para los indicadores correspondientes a las

condiciones morfológicas.

TIPO Denominación IHF

(MB/B)

QBR

(MB/B)

12 Ríos de montaña mediterránea

calcárea 59,94 69,7

Tabla 2. Rangos de Estado Ecológico de los índices IHF y QBR de acuerdo al Anexo III de

la IPH (Orden ARM/2656/2008)

La mayoría de los aspectos de la hidromorfología fluvial, junto con otros

relativos a la composición y estructura de la ribera o la diversidad de hábitats

son evaluados mediante los índices IHF (Índice de Hábitat Fluvial, Pardo et al.

2004) y QBR (Índice de Calidad del Bosque de Ribera, Munné et al. 2006), con

lo que su utilización se ha considerado adecuada para la estima del estado

ecológico de los tramos evaluados. Además de esto índices se han incluido los

índices de calidad ecológica de las riberas (RQI) y para la valoración

hidrogeomorfológica de sistemas fluviales (IHG).

Debemos señalar, no obstante, algunas de las limitaciones de estos

índices, destacando la variabilidad estacional del IHF, ligada al régimen

hidrológico (Pardo et al. 2004) y las restricciones de aplicación del QBR en

cuencas de regiones semiáridas y áridas (Suárez et al. 2004), así como en las


68

zonas de alta montaña en las que no existe vegetación arbórea por causas

naturales y sólo se encuentran pastizales (Munné et al. 2006). Estas

limitaciones fueron abordadas en la última versión del QBR (ACA 2006).

DIVERSIDAD DE HÁBITATS: EL ÍNDICE DE HÁBITAT FLUVIAL IHF

La diversidad de hábitats se evalúa mediante el Índice de Hábitat Fluvial

(IHF) (Pardo et al. 2004). La valoración de la diversidad de hábitats es esencial

para interpretar adecuadamente otros indicadores fundamentales en la

determinación del estado ecológico, como son los elementos de calidad

biológica. Así, cuando de forma natural los ríos presentan una baja diversidad

de substratos y por consiguiente también de hábitats disponibles para la flora o

la fauna acuáticas, las comunidades biológicas pueden estar empobrecidas sin

que haya ninguna causa antrópica. Por ejemplo, cuando los valores del IHF

son inferiores a 40, los índices biológicos basados en macroinvertebrados no

pueden interpretarse correctamente (Prat et al. 2004).

El IHF evalúa concretamente la presencia de 7 parámetros diferentes

que hacen referencia al hábitat fluvial:

1‐ Inclusión rápidos – sedimentación pozas

Como inclusión se entiende el grado en que las partículas del substrato

están fijadas (hundidas) en el lecho del río, mientras que por sedimentación se

entiende la deposición de material fino en zonas leníticas del río. La inclusión

debe medirse aguas arriba y en la parte central de rápidos y zonas de piedras,

donde no exista una deposición de sedimentos y la distribución de las

partículas del substrato pueda apreciarse con más claridad.

2‐ Frecuencia de rápidos

Se estima la media de aparición de rápidos en relación a la presencia de

zonas más calmas. En este apartado se pretende evaluar la heterogeneidad de

grandes hábitats en el tramo de estudio. El hecho de que se produzca de forma


69

frecuente la alternancia de rápidos y pozas a escala de tramo fluvial, asegura la

existencia de una mayor diversidad de hábitats para los organismos acuáticos.

3‐ Composición del substrato y medida de las partículas

Para rellenar este apartado se hace una estimación visual aproximada

de la composición media del substrato, siguiendo las categorías del RIVPACS

(River InVertebrate Prediction And Classification System) (Wright et al. 1984).

4‐ Regímenes de velocidad/profundidad

La presencia de una variedad más amplia de regímenes de velocidad y

profundidad proporciona una mayor diversidad de hábitats disponibles para los

organismos. Como norma general se considera una profundidad de 0,5 m para

distinguir entre profundo y somero y una velocidad de 0,3 m/s para separar

rápido de lento.

5‐ Porcentaje de sombra en el cauce

Estima, de forma visual, la sombra proyectada por la cubierta vegetal

adyacente, que determina la cantidad de luz que llega al canal del río y

condiciona tanto algunas de las características físicas del tramo (como la

temperatura), como el desarrollo de los productores primarios.

6‐ Elementos de heterogeneidad

Mide la presencia de hojas, ramas, troncos o raíces dentro del lecho del

río. Estos elementos proporcionan el hábitat físico que puede ser colonizado

por los organismos acuáticos y a su vez constituyen una fuente de alimento

para los mismos organismos.

7‐ Cobertura y diversidad de la vegetación acuática


70

Mide la cobertura de la vegetación acuática en el cauce. Una mayor

diversidad de morfologías entre los productores primarios incrementa la

disponibilidad de hábitats y de fondos de alimento para muchos organismos. En

el mismo sentido, el dominio de un grupo sobre el total de la cobertura no

debería superar el 50 %.

ÍNDICE DE CALIDAD DEL BOSQUE DE RIBERA – QBR

El índice QBR (Munne et al. 2006; ACA 2006) valora la calidad del bosque

de ribera y con ello el grado de alteración de la zona de ribera en 4 bloques

independientes:

1‐ Grado de cobertura de la ribera

Determina qué porcentaje de las riberas tiene cobertura vegetal,

contabilizando todas las especies excepto las de ciclo anual. En este mismo

bloque del índice se valora la conectividad entre las riberas y los sistemas

forestales adyacentes. De esta forma se incorpora una medida de la

continuidad lateral del ecosistema fluvial, que no se había tenido en

consideración en la valoración de la continuidad.

2‐ Estructura de la vegetación

Valora la complejidad estructural de las áreas de la ribera donde existe

cobertura de vegetación. Tiene en cuenta el porcentaje de árboles y arbustos,

la discontinuidad entre las manchas de vegetación, la existencia de sotobosque

y el efecto de las plantaciones.

3‐ Calidad de la cubierta

Se tiene en cuenta la diversidad de especies del bosque de ribera

ponderada por el tipo geomorfológico del sistema. En riberas estrechas y de

fuerte pendiente se exige menos diversidad que en riberas llanas y extensas


71

para un mismo nivel de calidad. Se valora la presencia de especies autóctonas

y se penaliza la existencia de alóctonas. También se tienen en cuenta aspectos

como la continuidad longitudinal de una franja de bosque a lo largo del canal

fluvial, la existencia de infraestructuras humanas en la zona de ribera o la

presencia de vertederos o acumulaciones de basuras.

4- Naturalidad del canal fluvial

El índice QBR cuenta con un cuarto bloque donde no se valoran

características de la ribera sino aspectos relativos a la naturalidad del canal

fluvial, como por ejemplo la presencia de canalizaciones, azudes u otras

infraestructuras transversales.

El protocolo utilizado fue el publicado por la Agencia Catalana del Aigua

(ACA 2006), que introdujo algunas modificaciones en el original para adaptarlo

a todo el rango de condiciones ambientales de la zona mediterránea. Para el

correcto cálculo del QBR, se tomaron muestras de la vegetación de ribera en

caso de dudas de identificación. En cada estación de muestreo se completó

una ficha de campo con los datos ambientales recogidos in situ y se realizó un

completo reportaje fotográfico.


72


73

Figura 1. Hojas de campo utilizadas en la evaluación hidromorfológica (Índices IHF y QBR).


74

ÍNDICE DE CALIDAD ECOLÓGICA DE LAS RIBERAS (RQI)

Este índice de calidad ecológica de las riberas (Riparian Quality Index)

está diseñado siguiendo los principios de la Directiva Marco del Agua, La

aplicación de este índice RQI permite conocer el estado de conservación de las

riberas y localizar los tramos mejor conservados, y relacionar el estado de cada

tramo con las presiones e impactos existentes, a escala de cuenca vertiente,

tramo de río o hábitat fluvial. La utilización del índice también facilita el

diagnóstico de los principales problemas de las riberas, mediante el

reconocimiento explícito de los distintos efectos producidos en su estructura o

funcionamiento.

El índice RQI representa una metodología sencilla y rápida para el

reconocimiento visual con base hidromorfológica del estado ecológico de las

riberas. Su valoración se lleva a cabo en relación a unas determinadas

condiciones de referencia. Los principios teóricos en que se basa este índice y

la valoración propuesta son los siguientes:

1. El estado ecológico de las riberas puede evaluarse a través de siete

atributos fácilmente observables y cuantificables que caracterizan la estructura

y el funcionamiento dinámico de las riberas (González del Tánago y García de

Jalón, 2006). Se analizan la composición y la estructura de la vegetación riparia

existente, y se valoran en relación a las condiciones de referencia o de la

vegetación potencial que corresponde al tramo.

2. Cada tramo de río presenta condiciones riparias de referencia

distintas, en función de la morfología del valle y del cauce, su régimen de

caudales y su localización biogeográfica.

3. El estado óptimo de una ribera debe corresponder a:

- las mayores dimensiones espaciales de la llanura de inundación, según

el tipo de valle y de cauce.


75

- la vegetación riparia en contacto con la vegetación climatófila de

ladera, con una composición y estructura en equilibrio dinámico con las

condiciones hidromorfológicas, de acuerdo con la región biogeográfica a la que

corresponde.

- la máxima conectividad transversal y vertical del cauce principal con los

restantes elementos del hidrosistema fluvial.

4. La degradación de las riberas se refleja en:

- disminución de las dimensiones del espacio ripario.

- falta de heterogeneidad física.

- reducción de la dinámica hidromorfológica.

- cambios en la composición y estructura de la vegetación primitiva.

- pérdida de la conectividad transversal o vertical del cauce con la llanura

de inundación o el medio hiporreico, respectivamente.

La suma de todos estos parámetros dará el valor final del índice RQI,

cuyos estados ecológicos resultantes se resumen en la tabla 3.

Valor

del

RQI

Estado

de

la

ribera

Condición ecológica Estrategias de gestión

120-

100

Muy

bueno

Los atributos de las riberas

no presentan amenazas en su

funcionamiento,

encontrándose en un estado de

elevada

Gran interés de

conservación para mantener el

estado

actual y prevenir la

alteración de las funciones


76

naturalidad (máximo 3

atributos con una puntuación

inferior al óptimo,

correspondiente al estado

“bueno”)

riparias

99-

80 Bueno

Al menos dos o tres atributos

de las riberas están

amenazados en su

funcionamiento (máximo 3

atributos con

una puntuación inferior,


“regular”

Interés de protección para

prevenir la alteración y mejorar

la integridad de las

funciones riparias

79-

60 Regula

Al menos dos o tres atributos

de las riberas están

degradados en su

funcionamiento y el resto tiene

amenazas de degradación

(máximo 3 atributos con una

puntuación inferior,


“malo”).

Necesidad de restauración

para asegurar la funcionalidad

hidrológica y ecológica de

las riberas

59-

40 Pobre

Más de tres atributos de las

riberas están seriamente

alterados en su

funcionamiento y el resto

también se

encuentra degradado

Necesidad de rehabilitación

y restauración para recuperar

la funcionalidad hidrológica

y ecológica de las riberas

39-

10

Muy

pobre

Más de tres atributos de las

riberas están muy degradados

en su funcionamiento y el

resto está también degradado

Necesidad de rehabilitación

y restauración para

reintroducir la funcionalidad

hidrológica y ecológica de las

riberas o mejorar su


77

situación actual respecto a su

estado

de máximo potencial.

Tabla 3. Rangos de Estado Ecológico del índice RQI

ÍNDICE PARA LA VALORACIÓN HIDROGEOMORFOLÓGICA DE

SISTEMAS FLUVIALES (IHG)

La aplicación de este índice tiene la finalidad de ser una herramienta

más de valoración del estado ecológico del río, siguiendo la metodología

utilizada por la Confederación Hidrográfica del Ebro en otros cursos fluviales.

Los objetivos prioritarios del índice IHG de valoración hidrogeomorfológica de

sistemas fluviales son, de acuerdo con sus autores (Ollero et al., 1997, 1998),

solucionar o reducir los problemas ambientales de los sistemas fluviales para

mejorar y conservar su funcionalidad y naturalidad, así como reivindicar sus

valores hidrogeomorfológicos, aspecto éste que no suele ser tenido en cuenta

en otros índices.

El índice IHG evalúa tres agrupaciones –calidad funcional del sistema

fluvial, calidad del cauce y calidad de las riberas– de tres parámetros cada una

de ellas. En cada uno de los nueve parámetros o variables evaluadas se asigna

el valor 10, si la situación es natural, sin impactos. Pero si se observan

determinados tipos de impactos o presiones, se va restando puntos a ese valor

10.

1. Calidad funcional del sistema.

La calidad funcional del sistema fluvial se obtiene a partir de la suma de

las valoraciones de tres parámetros: la naturalidad del régimen de caudal, la

disponibilidad y movilidad de sedimentos y la funcionalidad de la llanura de

inundación.

-Naturalidad del régimen de caudal.


78

Se evalúa si el río lleva la cantidad de agua que debería llevar, tiene

cambios estacionales de caudal y crecidas. Es parte de 10 puntos en situación

natural.

-Disponibilidad y movilidad de sedimentos.

Se evalúan tanto los déficits sedimentarios derivados de la presencia de

presas aguas arriba como otros posibles síntomas locales de dificultades de

movilización. También se da importancia a la llegada lateral de aportes sólidos

a través de los procesos de vertiente o de procesos fluviales en afluentes que

desembocan en el sector. Se parte de 10 puntos en situación natural. Para

evaluar este parámetro es necesario localizar las presas, así como caracterizar

y evaluar el grado de naturalidad de los pequeños afluentes que llegan al

sector.

-Funcionalidad de la llanura de inundación.

Una llanura de inundación natural ejerce las funciones de disipación de

energía de las aguas desbordadas y la laminación de los caudales-punta de

avenida por almacenamiento temporal de caudal, así como su papel de recinto

de decantación de los materiales finos transportados. Pero la ocupación

humana de la llanura de inundación puede alterar esa funcionalidad. Toda

reducción de la funcionalidad natural puede también incrementar la

peligrosidad del sistema fluvial aguas abajo o en la margen opuesta. Se parte

de 10 puntos en situación natural. Si no se cumple esa situación ideal el

evaluador aplicará penalizaciones en función de la extensión e intensidad de la

alteración. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos de la llanura

de inundación. A continuación se medirán las longitudes y superficies afectadas

para poder aplicar la valoración

2. Calidad del cauce, a través de:


79

La calidad del cauce se obtiene a partir de la suma de las valoraciones de

tres parámetros: la naturalidad del trazado y de la morfología en planta, la

continuidad y naturalidad del lecho y de los procesos longitudinales y verticales

y la naturalidad de las márgenes y de la movilidad lateral.

-Naturalidad del trazado y de la morfología en planta.

La pérdida de naturalidad en el trazado de un cauce pone en peligro la

dinámica fluvial y el buen estado ecológico. Se parte de 10 puntos en situación

natural. Hay que observar si el trazado del cauce es el que corresponde con la

pendiente, caudal y litología de la cuenca y del valle o bien ha sido obligado a

adaptarse a cambios humanos en la cuenca.

-Continuidad y naturalidad del lecho y de los procesos

longitudinales y verticales.

Tanto las infraestructuras que actúan como barrera al flujo del agua,

como diferentes actuaciones humanas en los cauces (dragados, extracciones

de áridos, solados, limpiezas de vegetación.) alteran la naturalidad del lecho y

los procesos hidrogeomorfológicos longitudinales (sucesión de resaltes y

remansos) y verticales (agradación o degradación), pudiendo modificar la

granulometría y morfometría de los materiales depositados. Se parte de 10

puntos en situación natural. Se localizarán e inventariarán todas las

infraestructuras, evaluándose sus efectos de embalse. También se localizarán

zonas del cauce afectadas por dragados, extracciones, solados o limpiezas. Se

observará si la sucesión de rápidos y remansos es acorde con la pendiente y

geomorfología del lecho, si hay vegetación helófita, macrófitos, algas u otros

organismos que indiquen que el fondo del lecho ha sido alterado. Se buscarán

síntomas de incisión en puentes, raíces de las orillas, socavación de escarpes,

etc.

-Naturalidad de las márgenes de la movilidad lateral.


80

Las defensas de margen impiden la movilidad lateral del cauce o alteran

los procesos de erosión y sedimentación. Se parte de 10 puntos en situación

natural. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos colocados sobre

las márgenes del cauce. A continuación se medirán las longitudes afectadas.

Igualmente se analizará con detalle en campo la morfología de las márgenes y

de sus depósitos sedimentarios en busca de síntomas de alteración de la

dinámica lateral.

3. Calidad de las riberas.

El corredor ribereño es el espacio en el que se ha movido el cauce

menor en las últimas décadas. Así pues, el corredor es la banda central de la

llanura de inundación, la franja que integra el cauce, su cortejo de bosques

ribereños y los paleocauces más recientes. Otros caracteres básicos son un

nivel freático alto y su topografía llana pero irregular, labrada por las aguas de

desbordamiento. El papel hidrogeomorfológico principal de la vegetación de

ribera es el de filtro de los procesos fluviales, disminuyendo la velocidad de la

corriente, favoreciendo la sedimentación diferencial y reforzando y

estabilizando las orillas. En este índice se valora esta función

hidrogeomorfológica del corredor ribereño, siendo caracteres clave para definir

la misma los siguientes: continuidad, anchura, estructura, naturalidad y

conectividad.

-Continuidad longitudinal de las riberas.

La continuidad del corredor ribereño a lo largo del fondo de valle fluvial

es una característica clave de su naturalidad y funcionalidad

hidrogeomorfológica, ecológica y paisajística. Se parte de 10 puntos en

situación natural. Es preciso inventariar todos los elementos antrópicos que

rompen la continuidad del corredor ribereño en cada una de las márgenes,

diferenciando entre usos del suelo permanentes o recuperables. A continuación

se medirán las rupturas siguiendo las márgenes del río, evaluando su

importancia relativa respecto a la longitud del corredor en el sector.


81

-Anchura, estructura y naturalidad.

Son tres parámetros fundamentales para evaluar la calidad de un

corredor ribereño. Se parte de 10 puntos en situación natural. Se marcará la

anchura máxima alcanzada por el corredor ribereño en el sector. A

continuación se evaluará la situación actual, comparándose con la potencial o

histórica reciente. En ese mismo proceso puede determinarse la naturalidad de

la vegetación actual o la presencia de especies alóctonas, invasoras o

repobladas.

-Interconectividad transversal

Las defensas longitudinales no sólo alteran la funcionalidad del sistema

y la naturalidad de las márgenes, sino que también interrumpen las relaciones

transversales dentro de la ribera. Como en el caso del parámetro anterior, si la

continuidad longitudinal ha resultado muy baja, es decir, hay muy poca ribera

natural superviviente, debe penalizarse la puntuación para no sobrevalorar un

corredor muy restringido. Se parte de 10 puntos en situación natural. Es preciso

inventariar todos los elementos antrópicos que rompen la conectividad

transversal del corredor ribereño en cada una de las márgenes del curso fluvial,

diferenciando entre infraestructuras duras o blandas. A continuación se

medirán las longitudes de impacto, evaluando su importancia relativa respecto

a la longitud del corredor en el sector. Hay también que observar si han

penetrado ciertas especies vegetales (ruderales, climácicas) en bandas

internas provocando desconexión dentro de la ribera.

En la tabla 4 se resumen los diferentes rangos del IHG, sumando cada

una de las puntuaciones de los parámetros anteriormente descritos.

PUNTOS CALIDAD

HIDROMORFOLÓGICA

75 a 90 Muy buena

60 a 74 Buena


82

42 a 59 Aceptable

21 a 41 Mala

0 a 20 Muy mala

Tabla 4. Rangos de Estado Ecológico del índice RQI

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