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MONITOREO FITOSANITARIO EN EL CULTIVO DE ARROZ EN COLOMBIA

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PROTOCOLO MONITOREO FITOSANITARIO EN EL CULTIVO DE ARROZ EN COLOMBIA

1. JUSTIFICACIÓN

Bajo los actuales criterios de producción sustentable, el manejo exitoso de las explotaciones agrícolas

se logra con una alta productividad a partir del manejo eficiente de los recursos de producción y con el

menor impacto ambiental o la mitigación de los efectos adversos causados por la actividad productiva;

estas acciones involucran distintas medidas a implementar desde el mismo momento en que se toma

la decisión de realizar un proceso productivo agrícola y para esto se requiere garantizar con certeza la

calidad fitosanitaria de los cultivos de arroz. Los agricultores arroceros en el país han registrado en

sus diferentes zonas de producción pérdidas en sus cosechas hasta del 70% por una interacción entre

factores biológicos, fisiópatos, factores iatrogénicos y factores genéticos, lo que hace que sea

necesario que se cuente con información real de la presión de plagas y enfermedades por zona.

Los problemas fitosanitarios no se presentan con la misma intensidad todos los años, puesto que la

variación en las condiciones del clima afectan el comportamiento tanto del cultivo como de los

enemigos biológicos, es por ello que una de las funciones más importantes de Fedearroz- FNA debe

consistir en evaluar el riesgo que representan los organismos dañinos durante el ciclo del cultivo de

arroz, para asi determinar la aplicación oportuna de medidas preventivas de protección del cultivo. El

concepto de monitoreo no abarca solamente la verificación de la etapa de desarrollo y la densidad de

población del enemigo biológico a través de muestreo. La estrategia para el monitoreo debe

comprender la inspección continua de el Clima, el Cultivo y el organismo dañino para tratar de

determinar con precisión los períodos en que se presentaran, las condiciones favorables para la

aparición de una plaga o enfermedad, incluyendo si es posible la utilización de los modelos de

simulación para llevar a cabo pronósticos del comportamiento del cultivo y la plaga, aprovechando los

reportes diarios de clima de las estaciones agroclimáticas disponibles en este momento.

De esta manera, el monitoreo proporcionara elementos de decisión sumamente importantes para el

diseño de los muestreos de campo, ajustando éstos a la verificación de predicciones realizadas

mediante algunos modelos planteados y a la medición efectiva y precisa en los períodos en que se

presenten condiciones de riesgo para el desarrollo de problemas fitosanitarios, lo cual permitira la

emisión de boletines sobre el riesgo fitosanitario a nivel semanal, quincenal o mensual, según se

requiera. (SIAFEG, 2011)

2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1) Determinar los niveles de infestación de insectos plaga y artrópodos de importancia económica

en el cultivo del arroz.

2) Determinar los niveles de infección de patógenos de importancia económica en el cultivo en

diferentes etapas de desarrollo del cultivo del arroz.

3) Determinación de parasitoides y entomopatógenos y sus niveles en los campos de producción.


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4) Realizar correlaciones entre el comportamiento climático estacional y los niveles de infección o

infestación registradas para plagas y patógenos del cultivo del arroz en las zonas arroceras del

país

5) Producir un boletín semanal, quincenal, bimensual? sobre los niveles de infestación, presencia

o infección de las principales plagas del arroz por zonas de producción.

3. MATERIALES Y MÉTODOS

Se realizara un monitoreo sanitario de enfermedades, insectos plaga, parasitoides y

entomopatogenos.

MONITOREO DE ENFERMEDADES

Cualquier método de estimación debe tener un objetivo básico que permita a los investigadores

obtener resultados que puedan ser precisos, fácilmente reproducibles y comparables, descriptibles,

eficientes, rutinarios y costeables; el gasto de tiempo utilizado para desarrollar un sistema exitoso de

evaluación, bien vale la pena. La mayoría de los métodos utilizados para registrar incidencia y

severidad de la enfermedad, se basan en estimaciones de los síntomas de la enfermedad o en las

perdidas del rendimiento. En el caso de muchas enfermedades, su estudio intensivo ha permitido

comprender mejor el significado de los síntomas individuales y su importancia potencial en las

diferentes etapas del ciclo de vida del hospedero.

Se conoce una amplia gama de métodos de medición de la enfermedad que incluyen desde

inspecciones directas en el campo hasta el uso de sensores remotos; sin embargo no existe un

método consistente. Cualquier método seleccionado, debe permintir establecer una correlación entre

la intensidad de la enfermedad y la reducción del rendimiento del cultivo.

En cualquier evaluación, debe registrarse una información básica para cada enfermedad. En general

se debe tener información sobre:

Los lugares en donde la enfermedad generalmente ocurre bajo condiciones ambientales

normales

Tamaño de la muestra

Método de muestreo

Numero de repeticiones dependiendo de la variabilidad del patosistema

Etapa de crecimiento del cultivo

Órgano evaluado o plantas individuales evaluadas

Escalas de tiempo utilizadas en la evaluación

Tipo de escala de evaluación de la severidad de la enfermedad

Evaluador


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En la estimación de la incidencia o la severidad es importante determinar previamente el tipo de

muestreo o recorrido en el campo, el cual depende de factores como el tamaño y marco de siembra

de la plantación y los objetivos que persiga la investigación. Cualquiera que sea el método de

muestreo seleccionado, se recomienda no tomar muestras de los bordes de la plantación, evitar la

preferencia personal por las plantas o tejidos con mayor enfermedad y hacer un muestreo de un

numero determinado de plantas. Figura 1 (Achicano, 2000)

De acuerdo a lo anterior la propuesta de monitoreo fitosanitario en cuanto a enfermedades seria:

1. Las zonas arroceras donde se realizaría el monitoreo serian: zona centro: sub-zonas

productoras de influencia a la presencia de Técnicos de Fedearroz (Venadillo, Lerida, Armero,

Ambalema Tolima-Norte); (Alvarado, Piedras, Ibagué Meseta-Centro); (Espinal, Coello, Guamo -

Espinal); (Saldaña, Purificación, Prado, Natagaima, Tolimia-Sur); (Aipe, Villa Vieja Huila-Norte);

(Neiva, Palermo, Juncal Huila-Centro); (Campoalegre Huila-Sur). zona Llanos: sub-zonas (Meta:

Ariari, Vista hermosa, Castilla la nueva, Villavicencio, Puerto Lopez, Villanueva y el viento vichada;


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Casanare: Aguazul, Tauramena, Nunchia, San Luis de Palenque, Mani, El pauto, Pore, Trinidad).

Zona Caribe Humedo (¿????). Zona Caribe seco (¿???). Las enfermedades que se evaluaran se

observan en la Tabla 1.

ENFERMEDAD AGENTE CAUSAL ó VECTOR

Telemorfo (=Anamorfo)

Escaldado de la hoja Monographella albescens (=Microdochium oryzae;

Sin. Gerlachia-Rhynchosporim)

Añublo de la vaina Thanethoporus cucumeris (=Rhizoctonia solani)

Manchado del grano Bipolaris oryzae, Cercospora oryzae, Curvularia

lunata, Fusarium spp, Cladosporium spp, etc)

Virus Necrosis Rayada Arroz

“Entorchamiento”

Vector ( Polymyxa graminis)

Pudrición de la vaina Sarocladium oryzae

Cercosporiosis ( Mancha

estrecha)

Sphaerulina oryzina (=Cercospora sp)

Pudrición café de la vaina

(Crown Sheath Rot)

(Gaeumannomyces graminis ;Sin

Ophiobolus s.)

Virus Hoja Blanca Vector (Tagosodes orizicolus)

Enfermedades Bacteriales en

panicula

Burkorderia glumae, Burkorderia gladioli,

Pseudomonas fuscovaginae, Spseudomonas avenae

Anublo del arroz Magnaporthe grisea (=Pyricularia grisea)

Añublo del Arroz Panicula Magnaporthe grisea (=Pyricularia grisea)

Mancha Marron

(Helminthosporiosis)

Cochliobolus miyabeanus (=Bipolaris oryzae,

Drechslera oryzae)

Helminthosporium Panicula

(Sarna de las orejas)

(Bipolaris oryzae, Cercospora oryzae, Curvularia

lunata, Fusarium spp, Cladosporium spp,)

2. tamaño de la muestra: en cuanto a este punto me he estado asesorando por Danny el

estadístico de investigaciones económicas de Saldaña que puede ser similar a lo que

discutieron con Myriam cristina

Este punto se relacionaría con el número de fincas a monitorear o lotes a monitorear para ser

representativo de la sub-zona evaluada. El muestreo por grillas es un procedimiento similar a cuando

se muestrea un lote con marcos de X metros cuadrados, donde dentro del marco se hace muestreo de

plantas o se puede hacer censo. En este caso se cuadricula el lote en el número total de marcos


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posibles y luego se hace un muestreo aleatorio simple para saber cuántos marcos se tomaran y en

una forma aleatoria para lograr la representatividad. Ese es el ejemplo más sencillo de un muestreo

con grillas. Sin embargo ahora se puede considerar un todo la vereda como un lote y realizar marcos

imaginarios de un tamaño mayor (ejemplo 1 km cuadrado) y seleccionar un numero de grillas

aleatorias. Dentro de cada grilla se seleccionan fincas o lotes dependiendo de la practicidad y así

mismo dentro de los lotes se realiza un muestreo por marcos o por transeptos sistemáticos. Como ven

este muestreo es en dos etapas.

Como en nuestro caso vamos a realizar el muestreo por finca y se podría tener el número total de

fincas (dato que nos podría dar investigaciones económicas de los resultados del censo), debemos

definir el nivel de precisión de lo que se va a medir, ya que existen diferencias significativas en el

tamaño de las fincas. Y cada finca requiere un número de muestras en su lote dependiendo de su

tamaño. En todo caso se puede usar la fórmula del muestreo aleatorio simple para definir el número

de fincas:

(S*Z)^2 todo dividido por e^2

Donde S es la desviación estándar del parámetro que se va a medir, Z es el valor de la distribución

normal asociado al nivel de confianza (para un 95% se utiliza 1.96) y e es un error de estimación en

las mismas unidades del parámetro a medir. Si el parámetro evaluado es un porcentaje, la desviación

es la raíz cuadrada de P(1-P). y el error e también es un porcentaje (el cual se esta dispuesto a

asumir, 5%, 10%, etc). La estimación de la desviación es a priori con información anterior o por

suposición nuestra. Después de tener el tamaño de muestra n se multiplica por el peso de cada

vereda y así sabríamos cuantas fincas corresponden a cada vereda. Esta información la obtendría de

acuerdo a la población que serian los datos del censo. Adjunto un ejemplo del cálculo del tamaño de

la muestra

Cálculo del tamaño de la muestra

En este caso, por “tamaño de la muestra” se entiende el número de niños que deben incluirse

en la encuesta.

Etapa 1: Cálculo del tamaño de la muestra de base

El tamaño adecuado de la muestra para una encuesta relativa a la población está

determinado en gran medida por tres factores: i) prevalencia estimada de la variable

considerada (en este caso, la malnutrición crónica);ii) nivel deseado de fiabilidad; y iii) margen

de error aceptable.

El tamaño de la muestra para un diseño de encuesta basado en una muestra aleatoria simple,

puede calcularse mediante la siguiente fórmula.


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Fórmula:

n= t² x p(1-p)

m²

Descripción:

n = tamaño de la muestra requerido

t = nivel de fiabilidad de 95% (valor estándar de 1,96)

p = prevalencia estimada de la malnultrición en la zona del proyecto

m = margen de error de 5% (valor estándar de 0,05)

Ejemplo

En el proyecto de Al Haouz en Marruecos, se ha calculado que cerca del 30% (0,3) de los

niños de la zona del proyecto padecen de malnutrición crónica. Este dato se basa en

estadísticas nacionales sobre malnutrición en las zonas rurales. Utilizando los valores

estándar indicados supra se efectúa el cálculo siguiente:

Cálculo:

Calcul:

n= 1.96² x .3(1-.3)

.05²

n = 3.8416 x .21

.0025

n = .8068

.0025

n = 322.72 ~ 323

Una vez definido el tamaño de muestra de las fincas que se van a monitorear, se sugiere de acuerdo

de la zona de evaluación determinar un area determinada de muestreo de acuerdo al area promedio

del tamaño de lotes en las diferentes zonas. Ejemplo para la zona centro 2 has. zona llanos 5-10 has.

y hacer el muestreo en diagonal.

3. Metodo de muestreo. Se realiza un monitoreo de evaluación en campo y un muestreo

destructivo para la confirmación de síntomas en algunas enfermedades. En cuanto al tipo de

muestreo propongo realizarlo en diagonal, el cual es uno de los recomendados para muestreos de

areas superiores a una hectárea como se observa en la figura 1. (b) Esto pensando en facilitar el

monitoreo de insectos plaga teniendo en cuenta que algunos de estos se muestrean teniendo en

cuenta borde, intermedio y centro.

4. En cuanto al número de repeticiones se plantea hacer la evaluación de 100 plantas, dato que nos

permitirá al analizar la información determinar la incidencia. Igualmente en cada una de estas plantas

de determinara el porcentaje de tejido afectado; información que nos permite tener la severidad. Con


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la información obtenidad se determinara la intensidad de la enfermedad, el índice de infección de la

enfermedad y en algunos casos se podría determinar la curva de progreso de una enfermedad.

5. Etapa de crecimiento: sugiero realizar el monitoreo en cuatro estados de desarrollo: tablas anexas

Estado de plántula

Estado de inicio de macollamiento

Estado de Maximo macollamiento

Estado de Floración-maduración

6. En cuanto al órgano evaluado se realizaran las evaluaciones en estado en plántula como

plantas individuales, en los estados de inicio de macollamiento y máximo macollamiento se evaluara

la penúltima hoja, en el estado de floración- maduración se evaluaran plantas individuales.

7. En cuanto a las escalas de tiempo las evaluaciones: Estado de plantula 12 ddg, inicio

macollamiento 15-18ddg, máximo macollamiento 40-45 ddg, 70-85 ddg dependiendo de la localidad y

el ciclo de la variedad y el semestre que se evalue.

8. En cuanto al tipo de escala de evaluación de la severidad de la enfermedad se propone

trabajar con los porcentajes de area de tejido afectado. En otras enfermedad se evaluara la incidencia

mediante la determinación de un valor: (1) presencia (0) ausencia. Para esto se tendrán como guía

algunas escalas de evaluación estándar del IRRI y otros esquemas.

9. Evaluador. El evaluador debe estar capacitado en el reconocimiento de síntomas y signos en

campo y en caso tal de tener duda de la sintomatología debe apoyarse en el diagnostico de los

laboratorios de Fitopatologia de la zona

MONITOREO DE INSECTOS PLAGA Y ARTROPODOS

1) DETERMINACION DE LOS NIVELES POBLACIONALES DE SPINKI: En el estado de floración se

recolectarán por predio mediante la técnica de muestreo aleatorio simple sobre una cuadricula de 3x3 por lote un

total de 27 macollas principales (3/cuadricula) de arroz con tres vainas en campos de producción de arroz en

cada zona respectiva y que se encuentren entre las etapas de máximo macollamiento y embuchamiento; estas

serán introducidos en bolsas plástica y remitidas al Laboratorio de Fitosanidad de la zona para determinación del

nivel de presencia del ácaro del vaneamiento del arroz.

2) DETERMINACION DE LOS NIVELES POBLACIONALES DE BARRENADORES: Con una frecuencia de cada

60 días se evaluarán para cada sub-zona mediante la técnica del muestreo aleatorio simple un total de 20 sitios

de un tamaño de un marco de 50x50 cm en campos de producción de arroz en cada sub-zona respectiva y que

se encuentren en etapa de espigamiento; en cada sitio se determinaran el numero total de tallos y el número


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total de tallos afectados por individuos de Diatraea sp. o Rupella sp. para determinación del nivel de infestación

de la población de barrenadores del arroz.

3) DETERMINACION DE LOS NIVELES POBLACIONALES DE ARTROPODOS CONTROLADORES

BIOLOGICOS DE INSECTOS: Con una frecuencia de cada 60 días se evaluarán para cada su-zona mediante la

técnica de jameo un total de 20 sitios realizando 20 pases dobles de jama en campos de producción de arroz en

cada zona respectiva y que se encuentren entre las etapas de máximo macollamiento y embuchamiento; en

cada sito se determinará el nivel de presencia o número (frecuecia) de individuos de los siguientes grupos

conocidos como control biológico: Arañas predatoras (Oxyopes sp., Tetragnatha sp.), Coccinélidos predatores

(Coleomegilla sp., Cicloneda sp,, Hippodamia sp.), Hymenopteros predatores (Polistes sp.) y parasitoides

(Cardiochiles sp., Telenomus sp., Trichogramma sp., Haplogonatopus sp.), Hemipteros predatores (Zelus sp.),

Neuropteros predatores (Chrysopela sp.) y Dipteros parasitoides (Tachinidos

4) DETERMINACION DE LOS NIVELES DE PARASITISMO DE INSECTOS: Con una frecuencia de cada 60

días en cada sub-zona mediante la técnica muestreo aleatorio simple y en total de 20 sitios en lotes que se

encuentren entre las etapas de máximo macollamiento y embuchamiento se recolectarán los individuos plaga

parasitados por parasitoides y entomopatógenos encontrados en campo durante las evaluaciones deberán ser

recolectados de manera individual en viales con perlas de silicagel y remitos al Laboratorio de Fitosanidad del

arroz en Saldaña para la identificación del parasito o entomopatógeno.

REGISTROS AGROMETEREOLOGICOS

Se recolectara la información de las estaciones agrometeorologicas de la zona quincenalmente y serán

enviadas a la subgerencia técnica y al especialista de la zona como herramienta de apoyo a la elaboración del

informe y boletín fitosanitario.

REGISTRO RENDIMIENTO

En el formato de registro de monitoreo será complementado con el rendimiento en kilogramos por hectárea.

Esta información es útil para relacionar el rendimiento con los efectos climáticos, patológicos y con la

infestación de insectos plaga.

EMISION DE UN BOLETIN FITOSANITRIO

Con una frecuencia mensual se emitirá de forma concertada con los técnicos de cada región a partir del análisis

de los resultados del monitoreo y diagnósticos de laboratorio el status fitosanitario de la zona productora

haciendo una correlación con la información ambiental registrada por las estaciones meteorológicas y los

rendimientos de cultivo..

ANEXOS

Sistemas de Evaluación Estándar de arroz (SEE)


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ESCALDADO DE LA HOJA

Agente causal

Monographella albescens (Microdochium oryzae) (sinonimo Gerlachia oryzae,

Rynchosporium oryzae)

Síntomas

Las lesiones ocurren principalmente cerca de las puntas de las hojas, pero algunas veces

inician en el margen de la lámina y desarrolla áreas grandes elipsoides cercadas por bandas

estrechas marrón oscuro acompañadas por un halo marrón claro.

Estados de crecimiento de evaluación: Inicio de panicula, Estado pastoso

Escala (Área Foliar afectada)

0 No hay incidencia

1 Menos del 1% (Lesiones apicales)

3 1-5% (Lesiones apicales)

5 6-25% (Lesiones apicales y algunas marginales)

7 26-50% (Lesiones apicales marginales)

9 51-100% (Lesiones apicales y marginales)


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AÑUBLO DE LA VAINA

Agente causal

Thanethoporus cucumeris (Rhizoctonia solani)

Síntomas

Las lesiones verde- grisáceo pueden crecer y unirse con otras lesiones, sobre todo en las

vainas mas bajas de la hoja, pero de vez en cuando en las hojas.

NOTA: La altura de la lesión relativa es la altura media vertical de la más alta lesión en la

vaina de la hoja o expresado como porcentaje de la altura promedio de las plantas


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Escala (basada en la altura relativa de la lesión)

0 ninguna infección observada

1 lesiones limitadas por debajo del 20% de la altura de la planta

3 20-30%

5 31-45%

7 46-65%

9 Mas del 65%

MANCHADO DE GRANO

Agentes causales

Especies: Sarocladium, Bipolaris, Alternaria, Gerlachia, Fusarium, Phoma, Curvularia,

Trichoconiella, and Psuedomonas.

Síntomas

Oscurecimiento de las glumas de las espiguillas del color marrón al color negro incluyendo el

daño de las glumas causado por uno o mas patógenos. La intensidad se extiende de la

decoloración esporádica a la decoloración de la gluma entera.

Estados de crecimiento de evaluación: Estado pastoso - Grano maduro

Escala IRRI


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NOTA: La severidad de la decoloración del grano puede ser estimada por el contando de

granos con mas del 25 % de la superficie de la gluma afectada.

Escala (Granos con glumas seriamente decoloradas)

0 No hay incidencia

1 Menos del 1%

3 1-5%

5 6-25%

7 26-50%

9 51-100%

AÑUBLO DEL ARROZ

Agente causal

Magnaporthe grisea (Pyricularia oryzae)

Las lesiones generalmente inician cerca de la punta de la hoja, en los márgenes de la hoja o

en ambos, y se extiende hacia abajo hacia fuera de los bordes. Las lesiones jóvenes son de

verde pálido a verde grisáceo, mas adelante pasa de amarillo a gris. En variedades muy

susceptibles, las lesiones podrían extenderse a la lamina foliar entera y a la ligula de la vaina.

En germinación causa marchites o muerte de plantas.


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GRADO DESCRIPCION

0 Ningún tipo de lesión

1 Pequeñas manchas cafés del tamaño de la cabeza de un alfiler o manchas

marrones más grandes sin centro de esporulación.

2 Manchas necròticas grises, pequeña, casi redondas, o ligeramente alargadas,

de 1-2 mm de diámetro con un màrgen café

3 El tipo de lesión es la misma como en la escala 2, pero un significativo número

de lesiones están sobre las hojas superiores

4 Lesiones típicas susceptibles de añublo de 3 mm o más largo, infectando menos

del 4% del área de la hoja

5 4-10% del área foliar afectada con lesiones típicas de Piricularia

6 11- 25% del área foliar afectada con lesiones típicas de Piricularia

7 26 - 50% del área foliar afectada, con lesiones típicas dePiricularia

8 51 - 75% del área foliar afectada con lesiones típicas de Piricularia

9 Mas del 75% del área foliar afectada

Ref: Sistema de Evaluación Estándar para Arroz IRTP (IRRI)


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AÑUBLO DE LA PANICULA

Agente causa

Magnaporthe grisea (pyricularia oryzae)


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Sintomas

Se forma inicialmente una mancha de color pardo grisáceo que rodea luego la base de la

panicula.

NOTA: Se realiza la evaluación en masa de la incidencia de piricularia en cuello de la

panicula, se cuentan solamente el numero de paniculas con lesiones que cubren

completamente alrededor de el nudo, cuello o parte baja del eje de la panicula (síntomas tipo

7-9) según la tabla siguiente

Estados de crecimiento de evaluación: Estado pastoso - Grano maduro

ESCALA PARA INTENSIDAD DE PIRICULARIA EN LA PANICULA

Grado Descripción Valor relativo

de intensidad

0 Sin lesiones visibles 0

1 Lesiones en una pocas ramas secundarias y pedicelos 10

3 Lesiones en varias ramas secundarias o primarias 20

5 Infección parcial en el eje o base de la panicula 40

7 Infección total alrededor del eje o la base de la panícula

con más del 30% de granos llenos

70

9 Infección total alrededor de la base de la panicula o del

entrenudo mas alto, con menos de un 30% de granos

llenos

100

Ref: Evaluación de enfermedades de arroz. Sang-Won Ahn, Patólogo, programa

de Arroz, CIAT. 1983

MNACHA PARDA O HELMINTHOSPORIOSIS

Agente causal

Cochliobolus miyabeanus (Bipolaris oryzae, Drechslera oryzae).

Síntomas

Típicas manchas en la hoja, pequeñas, ovaladas o circulares y café oscuras. Las mayores


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lesiones habitualmente tienen el mismo color sobre los ojos pero tienen usualmente un color

pálido en los ojos, normalmente un centro gris. La mayoría de las manchas tienen un halo

amarillo claro alrededor del borde externo

Escala (Área Foliar Afectada)

1 No hay incidencia

2 Menos del 1%

3 1-3%

4 4-5%

5 11-15%

6 16-25%

7 26-50%

8 51-75%

9 76-100%


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BIBLIOGRAFIA

http://www.siafeg.com/Monitoreo/monitoreo.htm

International Rice research Institute – IRRI. 2002. Standard Evaluation System for rice (SES). 5 th ed.

Manila, Philippines. 82 pag.

ACHICANO, H. 2000. Fundamentos de la epidemiologia Agricola. Universidad Nacional de colombia.

Medellin, Colombia. 187 pag.

Madden, L., Hughes G., Van den Bosch, F. 2008. The study of plant disease epidemics. 2 edition. The

amerycan Phytopathological Society. Minnesota . USA. 411 pag.

OBSERVACIONES: Cualquier modificación por procedimiento local o sugerencia adicional, sobre la

metodología de muestreo o procesamiento hacerla saber para modificar, cambiar o eliminar.

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