Recuento de

Mohos y Levaduras. Informe: Laboratorio N°8

Nombre: Nicole Díaz Rojas Profesor Cátedra: Mg. Sc. Laura Almendrares Calderón Profesor Laboratorio: Liliana Godoy Encargada de Laboratorio: Sra. Carmen Castillo Fecha de entrega: 16 de Diciembre del 2013

UNIVERSIDAD DE SANTIAGO DE CHILE

FACULTAD TECNOLÓGICA

DEPTO DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS

MICROBIOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS II

LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS II

1

Índice

Introducción…………………………………………………………………………………2

Objetivos…………...………………………………………………………………………..2

Revisión Bibliográfica………………………………………………………………………3

Materiales……………………………………………………………………………………7

Diagramas de flujos

- Recuento de mohos y levaduras………………………………………….………..8

- Tinción de mohos……………………………………………………….…………9

- Micro-cultivos…….………………………….……………………….……...…….9

- Recuento de mohos en Cámara de Howard………………..……………………...9

Resultados

- Recuento de mohos y levaduras…………………….………………………….….10

- Tinción de mohos………………………………………….………………………11

- Micro-cultivos………………………………………………….……….…………11

- Recuento de mohos en Cámara de Howard…………………………………..…...12

Discusión……………………………………………………………………….………….13

Conclusión……………………………………………………………………….………..15

Bibliografía……………….………………………………………..…………….………...16

Anexo....………………..…………………………………………………………………..17

2

Introducción

Los hongos son organismos eucariontes, por lo que poseen núcleos verdaderos, así como todas

las estructuras internas características de estas células. Poseen, además una pared gruesa,

semejante en grosor y composición química a la pared de las células vegetales. Sin embargo, no

son fotosintéticos, no poseen hojas, tallos ni raíces. (García, 2004). Debido a sus características

morfológicas, fisiológicas, bioquímicas y ecológicas, en la actualidad, los hongos se ubican en

su propio reino llamado reino funji, el cual está compuesto por organismos heterótrofos

quimiorganotrofos, es decir que requieren compuestos orgánicos para su nutrición. (Montoya,

2008). Como organismos heterótrofos pueden obtener su alimento de materia orgánica

(saprófitos), o a partir de otro ser vivo (organismo patógeno). Pueden reproducirse por medio

de procesos asexuales – mediante división binaria o formando esporas asexuales- o a través de

esporas sexuales.

Los hongos pueden ser unicelulares o pluricelulares. Los primeros están formados por células

aisladas redondas u ovaladas, denominadas levaduras. Los pluricelulares están constituidos por

células alargadas que crecen por extensión de sus extremos, tabicándose de un modo más o

menos completo, formando largos filamentos denominados hifas que con frecuencia se

ramifican. Estos hongos, denominados mohos, al crecer forman matas de filamentos

entrelazados. (Prats, 2005).

De la amplia dispersión de los hongos en todos los estratos bióticos e inertes se desprende su

fácil y frecuente aparición como contaminantes en productos alimentarios, ya que éstos,

constituyen excelentes medios para la sustentación y reproducción de gran números de especies

fúngicas. Además, diversos factores (pH, potencial rédox, actividad de agua, humedad relativa,

temperatura, elementos nutritivos, etc.) influyen en la proliferación fúngica sobre los alimentos.

(Pascual, 2000). El significado de la contaminación fúngica de los alimentos, especialmente por

mohos, no viene sólo del potencial de los hongos para deteriorarlos, (actuando como

bioconvesores que afectan tanto el aspecto, como también generan modificaciones químicas

que alteran el valor nutricional, las características organolépticas y dificulta la conservación

éstos), sino también del potencial de muchos de ellos para producir enfermedades en humanos

y animales, como cuadros alérgicos, por la inhalación de esporas (rinitis, asma, alveolitis,

neumonitis), intoxicaciones por la producción de diversas sustancia nocivas, o infecciones dada

la capacidad que tienen algunas especies fúngicas de colonizar, invadir y multiplicarse en

diferentes órganos causando micosis, ya sea en un huésped previamente sano (hongos

patógenos primarios), o en el huésped con diferentes grados de disminución de los mecanismos

de defensa (hongos oportunistas). Pese a los peligros que representan los hongos, también se

obtienen numerosos beneficios, por ejemplo, en la industria de alimentos se utilizan para la

maduración del queso roquefort y el queso azul, en las bebidas cola se utiliza la especie

Aspergillus para la fabricación de ácido cítrico, y las levaduras para producir vino y para que

leude el pan. (Campbell y Col, 2005).

Objetivos

Objetivo general:

- Determinar la presencia de Mohos y Levaduras en alimentos.

Objetivos Específicos:

- Observar las características morfológicas de los mohos a través de micro-cultivos y

de una tinción. - Determinar la calidad de un producto mediante la Cámara de Howard.

3

Revisión Bibliográfica

Las características morfológicas de las colonias de levadura son similares a las de las bacterias,

es decir, cremosas, opacas, con un diámetro de 3 a 7mm, y en general de crecimiento

relativamente rápido (24-72 horas). Los mohos en cambio, dan lugar a colonias de mayor

tamaño (10-30mm), que crecen radialmente de modo progresivo, de aspecto inconfundible,

vellosas, algodonosas o pulverulentas, de vistosos y variados colores, que deben ser observadas

en el anverso y reverso, donde puede verse si el pigmento difunde al medio. Suelen ser de

crecimiento lento (3-20 días), pero pueden llegar a invadir toda la superficie del medio de

cultivo. El color, la forma y el tamaño pueden variar según el medio de cultivo. (Prats, 2005).

Mohos:

La categoría de los mohos comprende un grupo bastante heterogéneo de hongos multicelulares

y con forma fibras (hifas). Superficialmente, se parecen mucho los unos a los otros, pero en

realidad hay grupos muy diferentes. Los hongos tienen una estructura muy ramificada llamada

micelio, que puede ser pequeño o lo suficientemente grande para ser observado a simple vista.

(Bylund, 2003).

Se consideran organismos que pueden alterar los alimentos, la alteración se pone de manifiesto

con su crecimiento característico, aunque a veces los degradan antes de crecer en forma visible,

algunos elaboran micotoxinas, que son sustancias tóxicas perjudiciales para la salud sobre todo

en aquellos alimentos de pH bajo, frutas, jugos, yogurt, etc. O los de presión atmosférica

elevada, harinas, copos de avena, miel, leche concentrada y productos salados. En ocasiones

son útiles para la elaboración de ciertos alimentos: por ej. Quesos, otros se usan como fuente de

vitaminas y proteínas.

Por ser los mohos agentes contaminantes de productos ácidos y de baja actividad de agua,

productores a veces de micotoxinas, su presencia en los alimentos deben alentar sobre la

posibilidad de presencia de micotoxinas en los mismos. (Ministerio de agricultura y ganadería,

Paraguay, 2001).

Levaduras:

Son organismos celulares de forma esférica, elíptica o cilíndrica. El tamaño de las células de

levadura varía considerablemente (2µm-100µm de diámetro). Se puede reproducir de manera

asexual por gemación, como de manera sexual formando esporas, ascosporas y basidiosporas.

Dentro de los factores de crecimiento de las levaduras están: nutrientes, humedad (pueden

crecer en medios con muy baja humedad, tales como la miel y la mermelada, puede soportar

una presión osmótica relativamente alta), acidez (pH entre 3-7,5; con un óptimo de 4,5-5,0),

temperatura (temperatura óptima 20°-30°C), oxígeno (anaerobias facultativas, puede crecer en

presencia o ausencia de oxígeno). (Bylund, G).

La identificación de levaduras se sustenta inicialmente en la observación de una serie de

características morfológicas esenciales, sin embargo, la identificación especifica de una cepa

precisa del concurso de pruebas fisiológicas y bioquímicas. (Pascual, 2000).

4

Metodología

I. Medios de cultivos:

Agar Papa Dextrosa (PDA): Para el cultivo y recuento de hongos y levaduras en

productos lácteos, bebidas embotelladas y alimentos. Como medio preparado para la

cuenta de hongos y levaduras en líquidos. La infusión de papa como fuente de

almidones y dextrosa son la base para el crecimiento de hongos y levaduras. El bajo pH

(3,5) evita el crecimiento de las bacterias.

Agar Sabouraud Dextrosa: Es utilizado para el cultivo de mohos y levaduras patógenas

y no patógenas. pH final 5,6 ± 0,2. El bajo pH del medio resulta favorable para el

crecimiento de los hongos y ligeramente inhibitorio para las bacterias. En caso de

requerirse un incremento en la inhibición del crecimiento de bacterias, se recomienda

añadir agentes antimicrobianos como la gentamicina que inhibe el crecimiento de los

microorganismos Gram negativos o el cloramfenicol que tiene un amplio espectro de

acción.

Agar de Harina de Maíz: Se utiliza en el cultivo y diferenciación de las especies de

Candida basándose en las características miceliales. El Tween 80 se incorpora para

demostrar la formación de clamidoconidias. Si se le añaden 10 gr. de glucosa puede

utilizarse en la diferenciación de T. rubrum y T. mentagrophytes basándose en la

producción de pigmento.

II. Recuento de mohos y levaduras

Se entiende por recuento total de mohos y levaduras revivificables, el número de colonias que

se desarrollan a partir de 1 gramo o milímetro de alimento, sobre el medio de Sabouraud

dextrosa, durante 5 días a 22-25°C. (Ministerio de agricultura y ganadería, Paraguay, 2001).

Los recuentos de mohos y levaduras sirven como criterio de re-contaminación en alimentos que

han sufrido un tratamiento higienizante y que han sido sometidos a condiciones de

conservación. (Moreno, 2000).

Calculo

El número de Mohos y Levaduras por gramo o mL de alimento se determina según la siguiente

fórmula:

∑

[( ) ( )] Ec. N°1

donde:

N = número de colonias por ml o g de producto ∑ = suma de todas las colonias contadas en todas las placas

= número de placas contadas de la menor dilución

= número de placas contadas de la dilución consecutiva.

d = dilución de la cuál fue obtenido el primer recuento.

5

Para todas las placas de diluciones que no presentan crecimiento o desarrollo, informar como

menor de uno por el valor recíproco de la dilución menor por g o mL.

Ec. N°2

donde , es menor dilución.

Ec. N°1 y N°2 obtenidas Norma ISO 7954, PRT- 712.02-031.

III. Tinción de Mohos

Este método permite realizar la descripción del hongo mediante la observación de las

estructuras sin que pierda su disposición natural y sin perturbar mucho su morfología. Es

utilizado para el cultivo de hongos filamentosos.

Composición Azul Algodón

Cantidad

Fenol 0,1 gr

Ácido láctico 8 ml

Glicerina 20 ml

Azul de anilina 0,5 gr

Agua destilada 1 ml

Dentro de la composición, el fenol destruye la flora acompañante y organismos; el ácido láctico

conserva las estructuras fúngicas y el azul algodón tiñe la quitina de las paredes fúngicas.

IV. Micro-cultivos

Esta técnica permite realizar preparaciones de alta calidad en las que se conservan a la

perfección las estructuras y las disposiciones de las esporas. Y consiste en la siguiente:

1. Colocar un trozo redondo de papel filtro o de gasa en el fondo de una placa de Petri estéril.

Colocar un par de varillas de vidrio delgadas o palillos de un aplicador cortados a la

longitud necesaria para poner encima del papel filtro y que sirva como apoyo del

portaobjeto. (Imagen 1-A).

2. Colocar un bloque o tampón de agar de harina de maíz o agar dextrosa patata (Imagen 1-B)

en la superficie del portaobjetos. (Imagen 1-C).

3. Inocular los márgenes del tapón de agar en tres o cuatro lugares con una porción pequeña

de la colonia por estudiar, usando un alambre de inoculación recto o la punta de una aguja

de disección. (Imagen 1- D y E).

4. Calentar en forma suave un cubreobjetos pasándolo con rapidez a través de la llama de un

mechero Bunsen y colocarlo de inmediato directamente en la superficie del bloque del agar

inoculado. Al calentar el cubreobjetos se produce un sellado firme entre su fondo y la

superficie de agar que se funde brevemente por el vidrio caliente.

5. Pipetear una cantidad pequeña de agua en el fondo de la placa de Petri para saturar el papel

del filtro o la gasa. Colocar la tapa de la placa de Petri e incubar a temperatura ambiente (o

30°C) durante 3 a 5 días.

6

6. Cuando el crecimiento parece estar maduro a simple vista (Imagen 1-F), el cubreobjetos

pueden levantarse con suavidad de la superficie del agar con un par de pinzas. Debe

tenerse cuidado para no romper el micelio que se adhiere al fondo del cubreobjetos más de

lo necesario. (Imagen 1-G).

7. Colocar el cubreobjetos en una gota pequeña del colorante azul de Lactofenol aplicada a la

superficie de un segundo portaobjeto. (Imagen 1-H). La preparación puede conservarse

para el estudio sellando los bordes extremos del cubreobjetos con líquido de montar o

esmalte de uñas claro. Esta actividad debe realizarse bajo una capucha de seguridad

biológica.

8. Después de retirar el cubreobjetos del bloque (o bloques) de agar, éste puede sacarse del

portaobjeto mediante el palillo de un aplicador. Esto se realiza sobre un recipiente que

contenga líquido de desinfección con fenol al 5% donde se dejan caer los bloques de agar.

El micelio que queda adherido a la superficie del portaobjeto original después de haber

retirado el bloque también puede teñirse con azul de Lactofenol y cubrirlo con un

cubreobjetos, lo cual sirve como segunda preparación en fresco.

Imagen N°1: Serie de fotografías que describen la preparación de un micro-cultivo.

Fuente: Koneman, Diagnostico microbiológico, 2006.

V. Recuento de mohos en Cámara de Howard

El recuento de mohos de Howard-Stephenson se para determinar si un producto apertizado

tiene un alto número de hifas de mohos por campo microscópico. Si hay una cantidad excesiva

de mohos, indica pobre selección del producto crudo. (Carrillo, 2007). Por esto, es un buen

indicador de la calidad de productos terminados. El contenido de moho se obtiene con la

siguiente expresión:

( )

Ec. N°3

7

Materiales

Tabla N°1: Materiales utilizados en el práctico.

Materiales

Material Reactivos y medio de cultivo Equipos Asa Ácido Tartárico al 10% Baño de agua a 45° ± 1 °C

Bisturí Agar Papa Dextrosa (PDA) Contador de Colonias

Cámara de Howard Agua Peptonada al 0,1% Estufa de incubación 25°±1°C

Espátulas Azul de Algodón con Lactofenol Microscopio

Gradilla Refractómetro

Matraz Erlenmeyer Vortex

Pinza Metálica

Pipetas Graduadas

Placa de Petri

Portaobjeto

Scotch

Vasos Precipitados

Fuente: Elaboración propia, 2013.

8

Diagramas de Flujos

Recuento de mohos y levaduras.

Contar y registrar mohos y

levaduras por separado y el

factor de dilución propio.

Informar el recuento de

mohos y levaduras por

separado (gr o ml).

Calcular la cantidad de

ácido tartárico al 10%

Fundir y temperar Agar

de Papa Dextrosa a

45° ± 1°C

Esperar que solidifique

Sin invertir placa

Preparar diluciones

decimales de la muestra en

Agua Peptonada al 0,1%

Rotular placas

Depositar 1ml. de cada

dilución por duplicado en

placas

Mezclar

Homogeneizar y distribuir

en placas

Mezclar suavemente el

inoculo con el agar. (Evitar

mojar bordes de placa)

Incubar a 25° ± 1°C por 5

días

Seleccionar las placas que

contengan entre 10 a 150

colonias.

9

Tinción de Mohos

Micro-cultivos

Recuento de mohos en Cámara de Howard

Colocar una gota

de Azul de Algodón

con Lactofenol en

un portaobjeto.

Tomar una

muestra con

Scotch de moho

del alimento.

Poner en

contacto la

muestra con el

portaobjeto.

Observar al

microscopio

con objetivos

10x y 40x.

Dibujar e

identificar

el moho.

Extraer desde el

interior de la placa

el micro-cultivo de

un moho.

Observar al

microscopio con

objetivos 10x y 40x.

Dibujar e identificar

el moho.

Diluir un

concentrado de

tomate a

8,3 ± 0,2% S.S.

Verificar con

Refractómetro.

Depositar muestra

en el centro de la

Cámara de

Howard.

Colocar el cubre

objeto eliminando

todas las burbujas

de aire.

Colocar en el

microscopio y

examinar cada uno

de los 25 campos.

Expresar el

resultado como

porcentaje de

campos positivos*.

*Considerando 1 campo positivo

cuando la longitud sumada hasta

3 filamentos es mayor o igual a

un sexto del diámetro del campo.

10

Resultados:

Recuento de mohos y levaduras

Tabla N°2: Número de colonias presentes en los alimentos, en las diferentes diluciones.

Tipo de Hongo Mohos Levaduras

Dilución 10-2 10-3 10-4 10-2 10-3 10-4

Muestra Número de Colonias

Té 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Chuchoca 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Salvado de Trigo 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Harina 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Harina integral 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Fruta Confitada 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Fuente: Elaboración propia, 2013.

Tabla N°3: Imágenes de las colonias de mohos en los distintos alimentos, dilución 10-2

Cultivos de mohos

Té Chuchoca Salvado de Trigo Harina Integral

Fuente: Elaboración propia, 2013.

Tabla N°4: Imágenes de morfología de los mohos en los distintos alimentos, dilución 10-2

.

Cultivos de mohos

Té Chuchoca Salvado de Trigo Harina Integral

Fuente: Elaboración propia, 2013.

11

Recuento de Mohos

Té

[

]

Chuchoca

[

]

Salvado de Trigo

[

]

Harina integral

[

]

Tinción de mohos

Tabla N°5: Imágenes de estructura filamentosa de los hongos en los distintos alimentos.

Estructuras Filamentosas

Cereza Frutilla Limón Betarraga

Fuente: Elaboración propia, 2013.

Micro-cultivos

Tabla N°6: Imágenes de estructura filamentosa de los mohos.

Asperguillus Fusarium

Fuente: Elaboración propia, 2013.

12

Recuento de mohos en Cámara de Howard

13

Discusión

Recuento de mohos y levaduras

Como se visualiza en la tabla N°2, sólo hubo crecimiento de colonias de moho en dilución 10-2,

en el té, chuchoca, salvado de trigo y harina integral. En el té se desarrollaron tres grandes

colonias de mohos contiguas de morfología algodonada, donde el centro es de un color oscuro

más intenso que los bordes, siendo estos difusos y las colonias abarcan más de la mitad de la

placa. Aplicando la Ec. N°2 se obtuvo 150 ufc por gramo de té. En el caso de la chuchoca, se

obtuvo solo una colonia pequeña de apariencia algodonada, de color azul y con borde blanco

bien delimitado, dando 50 ufc por gramo de chuchoca. Para el salvado de trigo, se ve una

colonia pequeña algodonada, de centro oscuro, tonos anaranjados, borde bien definido de color

amarillo y posee pequeños pliegues, con 50 ufc por gramo de salvado de trigo. Y finalmente

para la harina integral, se detectó una colonia algodonada, de centro oscuro y bordes difusos de

color blanquecino, con 50 ufc por gramo de harina integral. (Tablas N°3 y N°4).

En el reglamento sanitario se indica solo la cantidad máxima de colonias de moho para harinas

y almidones, donde de un muestreo de 5 unidades, 2 de estas pueden contener una

concentración de 103 ufc por gramo de alimento, ninguna puede superar 104 ufc por gramo de

alimento, de no ser así se debe rechazar el lote, según esta regla nuestro alimento estaría dentro

del rango aceptable.

Para cada alimento se tomaron muestras por duplicado para tener mayor certeza al calificar el

alimento como inocuo o como un posible riesgo a la salud, no obstante, según la norma chilena

de muestreo (NCH 43.Of 61) esta debe ser representativa de todo el lote, y en el RSA se indica

que deben ser obtenidas de 5 muestras del mismo tipo de producto (con algún tipo de método

de muestreo). En todos los casos anteriormente mencionados, solo una de las placas presento

crecimiento.

En el caso de las levaduras, no hubo desarrollo ni crecimiento de este tipo de hongo. Esto se

puede atribuir a 3 causas:

- Mala manipulación de la muestra, que se hayan eliminado por un mal

procedimiento.

- Que las diluciones no fueron las indicadas.

- O que las muestras realmente no estuvieran contaminadas.

Esto dado, que se dieron las condiciones óptimas para el crecimiento de este tipo de

microorganismos.

En general se puede decir, que el crecimiento fue pobre, lo que indica que los alimentos no

estaban muy contaminados, y los que presentaban mohos, era en muy bajas concentraciones, ya

que en las diluciones 10-3 y 10-4 no se desarrollaron.

14

Tinción de mohos

Se analizaron 4 muestras, cereza, frutilla, limón y betarraga.

La cereza presentaba crecimiento de moho blanquecino algodonado. Con la tinción se logra

observar filamentos no septados y presencia de esporas. Como se observa en la Imagen N°2 del

anexo, la estructura del moho encontrado en el fruto es muy similar al de rhizopus stolonifer.

En la frutilla se observan filamentos septados y presencia de esporas. Por su forma y el

deterioro superficial que presentaba el alimento (moho pulverulento) se atribuye a botrytis. En

el anexo Imagen N°3 se observa una comparación entre una parte de la imagen de la tabla N°5

para la frutilla y la morfología de botrytis.

En el limón, dado el tipo de podredumbre sufrido por el fruto (similar a imagen N°4, en Anexo)

y la acidez del mismo, se puede decir que el moho presente es Penicillium digitatum, sin

embrago, no es posible apreciar su morfología completa con esta técnica, ya que, en la imagen

de la tabla N°5, solo se visualizan las esporas, estructura superior del hongo y no así sus

micelios o algún tipo de filamento en comparación con la imgen N°5 del Anexo.

En la betarraga se observó un crecimiento cremoso, del color característico del vegetal. Al

microscopio, solo se observan estructuras circulares, las que pueden ser calificadas como

esporas o levaduras, sin embargo al ser de un color tan intenso, la tinción no es representativa

por lo que, no se puede identificar como un microorganismo o tipo de hongo específico.

Micro-cultivos

Se observó la estructura de dos mohos, Aspergillus y Fusarium. En el primero es posible

apreciar su estructura micelar, compuesta por hifas septadas, pero no su estructura característica

(cabeza asperguillar), tampoco se reconoce presencia de esporas. En el caso de Fusarium se

observan su estructura micelar desordenada y conjunta, no se identifica presencia o ausencia de

septos y no se distinguen esporas.

Recuento de mohos en Cámara de Howard

Según el artículo 946 del código alimentario argentino, la dilución en agua del concentrado de

tomate en forma de tener un extracto seco libre de cloruro de sodio de 8,37 a 9,37%, no deben

presentar más que el 60% de campos positivos de mohos (método de Howard- Stephenson). En

el reglamento sanitario de alimentos, solo se menciona la cantidad de mohos permitida en la

elaboración de salsas de tomate pasteurizado y/o preservado, en la cual se señala que una

concentración menor a 102 de mohos no representan un riesgo a la salud. Y según la norma

chilena (NCH. 729-197), donde se mencionan los requisitos del concentrado de tomate, se

indica el máximo de campos positivos dependiendo de la calidad del fruto antes de ser

procesado dando 3 categorías:

- Grado 1 o extra: donde el máximo permitido es de 40% de campos positivos.

- Grado 2 o escogido: donde el máximo permitido es de 50% de campos positivos.

- Grado 3 o corriente: donde el máximo permitido es de 60% de campos positivos.

15

Considerando que las salsas no se realizan con los tomates de primera selección, y se obtuvo un

44% de campos positivos, se informa que la salsa de tomate analizada cumple con las

legislaciones anteriormente mencionadas.

Conclusión

Mediante este práctico fue posible realizar el recuento de mohos y levaduras en diferentes

alimentos, donde solo hubo desarrollo de colonias en cuatro de ellos, que fueron el té, la

chuchoca, la harina integral y el salvado de trigo, en la mayor dilución (10-2), siendo el primero

el que presento mayor contaminación. Sin embargo, la contaminación de los alimentos era

bastante pobre, debido a que no hubo crecimiento en las diluciones menores 10-3 y 10-4 y solo

creció en una placa y no en ambas (cultivos por duplicado). También se observó las diferentes

estructuras macroscópicas desarrolladas en cada cultivo.

En el caso de la tinción se presume el tipo de moho presente dado sus características

morfológicas observadas por microscopio y la forma de pudrición que presentaba el alimento,

al momento de tomar la muestra y además se realiza una pequeña comparación con imágenes

expuestas en el anexo.

En los micro-cultivos solo se logra visualizar morfología micelar, e hifas. No se distinguen

esporas ni características específicas de los mohos analizados.

Finalmente, en el caso de recuento de mohos en Cámara de Howard a la salsa de tomate, se

encontró 44% de los campos positivos, lo que indica que el alimento estaba en condiciones de

ser consumido, debido a que cumplía con todas las legislaciones anteriormente mencionadas.

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Bibliografía

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Prats, Guillem. Microbiología Clínica. Editorial Médica Panamericana. 1a Edición.

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Reglamento Sanitario de los Alimentos. Ministerio de Salud. Gobierno de Chile. Última actualización Octubre 2011. Párrafo XI. Pág. 87.

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Anexo: Imagen N°2: Estructura de Rhizopus Stolonifer.

Fuente: http://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0185-

33092009000200001

Imagen N°3: Estructura de Botrytis.

Fuente:A)http://www.biodiversidadvirtual.org/micro/Botrytis.-img832.html, B)

Segmento de la imagen tabla N°5.

Imagen N°4: Podredumbre del limón.

Fuente: http://es.123rf.com/photo_9372320_limon-enmohecido-aislado-en-

blanco.html

A B

18

Imagen N°5: Estructura de Penicillium digitatum.

Fuente: A) http://www.safeinfusiontherapy.com/cps/rde/xchg/hc-safeinfusion-

en-int/hs.xsl/7249.html, B)

http://www.micologia.net/gallery2/main.php?g2_itemId=60546

A B