Volumen 5 No. 1 (Enero-Junio 2010): 23-27

INVURNUS “En busca del conocimiento”

División de Ciencias e Ingeniería REVISIÓN

Nemátodos Asociados al Cultivo del Olivo (Olea europaea L)

Flores-Lara Yolanda* , Rivera Orduño Benjamín, Arias Tobin E. Beatriz y Delgado Quintanar E. Patricia.

Grupo Disciplinar de Biotecnología Agrícola y Ambiental. Departamento de Ciencias Químico Biológicas y Agropecuarias.

Universidad de Sonora Unidad Regional Norte, campus Caborca

Resumen

Los daños causados por nemátodos fitoparásitos en olivo pueden observarse durante los primeros años de vida de los árboles o bajo condiciones de vivero. Comúnmente, el daño se confunde con deficiencias nutricionales u otros daños mecánicos. Cerca de 100 especies pertenecientes a 47 géneros de nemátodos fitopatógenos han sido reportadas mundialmente atacando al olivo, pero entre las más importantes se consideran Meloidogyne incognita, Meloidogyne javanica, Pratylenchus vulnus, Tylenchulus semipenetrans y Helicotylenchus spp. La única forma de prevenir infecciones de nemátodos es usando material vegetativo sano. Para lograr esto es necesario asegurar que los árboles de trasplante no se encuentren infectados desde el vivero, y que los suelos en donde se van a sembrar los mismos, estén libres de nemátodos. Las especies de nemátodos presentes y el número en que se presenten, nos proporcionarán información útil para concluir si estos microorganismos son parcial o totalmente los responsables de un desarrollo pobre del cultivo. El muestreo de suelo también puede ser usado para predecir el desarrollo de una población de nemátodos y la respuesta del cultivo durante el siguiente cultivo agrícola. La presente revisión describe como realizar un muestreo de suelo para aislar, detectar e identificar las especies de nemátodos fitopatógenos, con la finalidad de determinar la necesidad de la implementación de medidas de control. Palabras Claves: olivo, nemátodos, Meloidogyne spp., Pratylenchus spp., Tylenchulus spp.

Nematodes Associated to Olive Cultivar (Olea europaea L.) Abstract Plant parasitic nematodes can cause damage to olive trees during their early years or under greenhouse environments. Usually this damage can be mistaken with nutritional deficiencies or other types of stress. There is about 100 species which belong to 47 plant parasitic nematodes genus reported worldwide attacking olive. Among the most important ones Meloidogyne incognita, Meloidogyne javanica, Pratylenchus vulnus, Tylenchulus semipenetrans and Helicotylenchus spp. The only way to avoid plant parasitic nematode damage is through the use of certified nursery material and avoiding establishing plantations on infested soil. Soil sampling is necessary to identify and quantify nematodes present in vegetative material and/or in soil. It is also essential to be able to conclude if nematodes are responsible for poor growth and to decide if any control measures are needed. In this paper we describe general guidelines for sampling for nematodes in soil, so its results can give valid information into the decision-making process. Keywords: olive, nematodes, Meloidogyne spp., Pratylenchus spp., Tylenchulus spp.

*Autor para envío de correspondencia: Av. Universidad e Irigoyen, s/n. Col. Ortiz. H. Caborca, Sonora, Mex. C.P. 83621. Tel/Fax. 52(637)372-65-40.

Correo electrónico: yflores@caborca.uson.mx © 2010 Editorial UNISON –URN. Derechos reservados.

24

Flores Lara y col., Nemátodos asociados al cultivo del olivo.

Introducción

El olivo (Olea europea L) fue introducido a México por los españoles en 1524. Se estableció en el estado de Sonora en el siglo XVII en la Sierra de Sonora y Chihuahua. La primera variedad establecida fue la variedad Misión sin embargo desde 1920 esencialmente domina la variedad Manzanilla. Actualmente encontramos también Gordales Sevillana, Ascolano, Borouni y Nevadillo. En 1999 se reportó una superficie total cultivada de olivo en el estado de Sonora de 2,687 ha con una producción máxima de 15 ton/ha (Anónimo, 1999). Las características cerosas de la hoja de este cultivo le confieren características protectoras contra la sequía, plagas y enfermedades. La región de Caborca por sus características ambientales es una región prácticamente libre de enfermedades foliares. En 1999 se reportaron como los principales problemas de enfermedades la fumagina (Alternaria spp., Capnodium spp., Cladosporium spp.), marchitamiento por Verticillium (Verticillum spp.), pudrición texana (Phymatotrichum omnivorum) y nemátodos (diversos géneros) (Anónimo, 1999; Barranco y Fernández, 2001). Los daños más severos causados por nemátodos fitoparásitos en olivo pueden observarse durante los primeros años de la vida de los árboles o bajo condiciones de vivero. Comúnmente los daños en vivero se confunden con deficiencias nutricionales u otros daños mecánicos. Conforme el árbol madura, generalmente se vuelve más tolerante a los daños causados por nemátodos. Cerca de 100 especies pertenecientes a 47 géneros de nemátodos fitopatógenos han sido reportadas mundialmente atacando al olivo. Entre las más importantes se consideran: Meloidogyne incognita, Meloidogyne javanica, Pratylenchus vulnus, Helicotylenchus spp y Tylenchulus semipenetrans (Ávila, 2000; Sasanelli, 2009; Castillo y col., 2010). En todos los casos la sintomatología de la parte aérea del árbol causada por nemátodos es muy inespecífica, se observa falta de vigor, retraso en el crecimiento y decaimiento en general, por esta razón como se menciono anteriormente estos síntomas se confunden fácilmente como síntomas causados por otro tipo de estrés (Barranco y Fernández, 2001). Una actividad recomendada que ha tenido éxito en la prevención de infecciones de nemátodos es usando material vegetativo sano. Para lograr esto es necesario asegurar que los árboles de transplante no vengan infectados del vivero, y que los suelos en que se van a sembrar los mismos estén libres de nemátodos. Esto último puede lograrse aplicando nematicida antes de la plantación en caso de que el suelo este infestado y estableciendo un buen programa de manejo

de las huertas. Es importante tener conocimiento de que una vez que el material vegetativo infectado de transplante contamina el suelo es imposible erradicar completamente al nematodo (Ávila, 2000; Castillo y col., 2010). Meloidogyne spp (Nematodo agallador) Meloidogyne spp es un endoparásito sedentario. A diferencia de otros endoparásitos sedentarios las especies de Meloidogyne spp tienen un amplio rango de hospederos, ya que parasitan monocotiledóneas, dicotiledóneas, plantas herbáceas y leñosas, causando la formación de agallas en las raíces de las plantas afectadas. Existen relativamente pocos reportes científicos sobre las diferentes especies de Meloidogyne parasitando olivo en México. El olivo fue reportado como hospedera del nematodo agallador por primera vez en 1933 por Buchner y colaboradores. En 1953, Tarjan reportó la presencia de M. javanica en olivo. En 1961, M. incognita y M. hapla fueron reportadas por primera vez en este cultivo. Jiménez en 1982 reportó cuatro especies de Meloidogyne en olivo en Chile. Finalmente en 1991 una nueva especie, M. lusitánica ha sido reportada en olivo en Portugal. En la región de Caborca, Sonora, Mex. Meloidogyne spp es el nemátodo más común, pero existe poca o casi nula información científica sobre su distribución, dinámica poblacional y/o medidas de control. En general en esta región así como en la mayor parte de las áreas mundiales productoras de olivo son raras las aplicaciones de nematicidas para su control (Abrantes y Santos, 1991; Ávila, 2000; Sasenelli y col., 2002; Castillo y col., 2003). Ciclo Biológico Meloidogyne spp. Este género tiene una relación sumamente sofisticada con su hospedera. Los huevecillos se encuentran envueltos en una masa gelatinosa la cual típicamente es depositada al exterior de las agallas. Estos huevecillos eclosionan espontáneamente sin ningún tipo de estimulo y de ellos emergen larvas en segundo estadio (J2) las cuales se mueven libremente en el suelo y migran hacia las raíces (Figura 1A). Las J2 penetran a la raíz en la zona localizada un poco más arriba de la cofia, en la llamada zona de elongación. Una vez dentro se mueven intercelularmente hacia la parte apical de la planta, buscando un sitio adecuado en el tejido vascular. Existe relativamente poco daño mecánico durante esta migración comparada con el que se presenta en otras especies de nemátodos endoparásitos. Una vez que los J2 alcanzan el tejido vascular comienzan a formar su sitio

INVURNUS, Vol. 5 No. 1 (2010): 23-27

25

de alimentación llamado células gigantes. Alrededor de las células gigantes se produce una hiperplasia e hipertrofia de tejido lo que da lugar a las agallas características asociadas al género Meloidogyne spp. Conforme el J2 se desarrolla muda tres veces más. Durante estas mudas los juveniles ahora llamados J3 y J4 carecen de estilete, ya que no se alimentan durante este periodo. El último estadio es la hembra adulta la cual es elongada al principio pero va tornándose globosa (Figura 1B). Durante el estado adulto, el estilete se regenera y la hembra reactiva su alimentación. En la mayoría de las especies la presencia del macho es poco común o se encuentra ausente. Las hembras pueden requerir o no de la fertilización del macho. La mayoría de las veces la reproducción es partenogenética. La oviposición de los huevecillos comienza cerca de una semana después de la última muda. Una sola hembra puede ovipositar entre 500-1000 huevecillos (Flores-Lara, 2005; Noling, 2009). Pratylenchus vulnus Llamado nematodo de la lesión. Es una de las especies más dañinas económicamente y se encuentra en una gran variedad de cultivos. En California doce especies han sido reportadas. Aunque la especie es polífaga existe una clara preferencia por hospederas entre las diferentes especies. P. vulnus y P. penetrans son encontrados en un amplio rango de frutales perenes. Para predecir el riesgo de daños al cultivo basados en los niveles de población durante la plantación, la cuantificación e identificación de las poblaciones de este nematodo es esencial (Pinochet y col. 1992). La estimación del daño, distribución en huertas comerciales y viveros se desconoce en México, pero se sabe que es prevalente en los viveros. Parasita manzano (Malus silvestris L.) rosal (Rosa multiflora L.) peral (Pyrus communis L) y almendro (Prunus amygdalus Batsh) (Pinochet y col., 1992). En el sureste de los Estados Unidos se considera un problema grave en almendro (Juglans regia L), cerezo (Prunus avium L), higuera (Ficus carica L), vid (Vitis spp) y ciruelo (Prunus crasifera) (Pinochet y col. 1992; Anónimo, 1999; Nico y col., 2003). La sintomatología típica consta de crecimiento pobre, achaparramiento, amarillamiento de las hojas, caída de yemas jóvenes. Las raíces primarias de arboles afectados pueden mostrar lesiones longitudinales con márgenes necróticos. Las lesiones involucran tejido de la corteza de la raíz alcanzando el área del cambium vascular. Las raíces secundarias se observan distorsionadas, obscurecidas y necróticas (Lambereti, 1969). Tylenchulus semipenetrans Seis biotipos de Tylenchus semipenetrans han sido identificados, cuatro en California (C1-C4), uno en Florida y uno en Italia. En California el biotipo C3 infecta vid (Vitis sp) pero no olivo, mientras que los biotipos C1 y C2 se

reproducen en vid. Asimismo C1, C2 y C4 se reproducen en pérsimo (Diospyrus sp) y olivo. Los hábitos de alimentación de estas poblaciones no varían de los tradicionalmente descritos. Su alimentación afecta el tejido cortical parenquimatoso, la endodermis y el periciclo dependiendo de la edad de la raíz. Áreas necróticas pueden ser observadas en raíces donde se encuentran hembras maduras muertas (Inserra y col., 1980).

Figura 1. Ciclo de vida del nematodo agallador Meloidogyne incognita. A) Primer estadio larvario J1, B) Estadio adulto hembra. C) Estadio adulto, macho. D) Masa gelatinosa conteniendo huevecillos (Modificado de: Flores-Lara, 2005). Materiales y Métodos Muestreo de suelo Los nemátodos los podemos encontrar tanto en suelo como en tejido vegetal. Por esta razón el análisis de muestras de suelo y raíces es esencial para diagnosticar un problema en el cultivo. El muestreo del suelo y de raíces es relativamente sencillo ya que estos parásitos se encuentran ampliamente diseminados y generalmente en altas densidades de población. Los nemátodos se presentan normalmente agrupados y debido a su escasa movilidad, su distribución es irregular en el terreno. Generalmente es difícil realizar un análisis total del área de cultivo, por lo que se tiene que recurrir a la toma de muestras para la determinación cualitativa y cuantitativa de las poblaciones de nemátodos. Las especies de nemátodos presentes y el número en que se presenten, nos proporcionarán información útil para concluir si estos microorganismos son parcial o totalmente los responsables de un desarrollo pobre del cultivo. El muestreo también puede ser usado para predecir el desarrollo de una población de nemátodos y la respuesta del cultivo durante el siguiente cultivo agrícola. El envío de muestras de suelo a un laboratorio de nematología

26

Flores Lara y col., Nemátodos asociados al cultivo del olivo.

para su análisis es solo el primer paso para un control efectivo. Dependiendo de las densidades y las especies presentes el agricultor deberá decidir sobre las medidas de control a aplicar. Cada situación tiene sus particularidades únicas, por esta razón no existen reglas a seguir sin embargo si existen lineamientos generales de utilidad (De la Jara y Zeron, 1981). Donde muestrear La extensión total del campo o área a muestrear debe ser delimitada y mapeada. La huerta puede ser dividida en secciones de aproximadamente 4 ha. Se deberán tomar muestras de cada sección. El mapa debe ser entregado junto con las muestras de raíz y suelo, señalando las secciones muestreadas. Para la realización del muestreo para diagnostico se recomienda muestrear tres áreas: 1) área donde se manifiesta un fuerte daño (evite muestrear arboles/plantas muertas) 2) área donde el daño es menor 3) área en el que las plantas no presentan síntomas visibles. Algunos árboles pueden tener elevadas poblaciones de nemátodos en/o alrededor de las raíces sin mostrar síntomas aéreos, por esta razón es recomendable también muestrear arboles aparentemente sanos. Evite mezclar muestras de estas tres áreas. Puesto que la mayor parte de los nemátodos se encuentran próximos a las raíces, una regla sencilla es la de tomar muestras de suelo y raíces a la profundidad donde se localiza la mayor parte de raíces jóvenes y en crecimiento activo; ahí es donde los nemátodos ecto y endoparásitos son más abundantes. La profundidad de muestra dependerá del tipo de cultivo hospedante. En el caso del olivo encontrará una cantidad aceptable de raíces entre los 30 y 60 cm. El muestreo de raíces es muy importante para detectar nemátodos endo o semiendoparasitos como en el caso de Meloidogyne spp. Tylenchulus semipenetrans, mientras que las muestras de suelo, son importantes para detectar nemátodos de hábitos ectoparasitarios y/o nematodos en estadios migratorios en el suelo (De la Jara y Zeron, 1981; Santo y col.; Davis y col., 2002). La toma de muestras debe planearse de tal manera que se cubran todas las secciones del campo de una manera sistemática, por ejemplo, un determinado número de planta (cada 10 plantas) o número de pasos (cada 10 pasos) a lo largo de un surco, en línea diagonal, cruzando el campo en zig-zag (Figura 2). Esto es especialmente importante en áreas sin cultivo donde no existen plantas que puedan guiarnos a través de sus síntomas. Al tomar la muestra de suelo, la primera capa superficial del suelo (primeros 5 cm.) debe ser desechada. Las muestras no deben ser tomadas de los límites del campo. El requisito fundamental que debe cumplir la muestra es que sea representativa del lugar. Las muestras deberán ser tomadas tanto de la raíz como del suelo a una profundidad

aproximada de 30-35 cm alrededor del área de goteo de cada sujeto muestreado. Se recomienda que la profundidad no rebase la capa arable (Santo y col., 1982; Barker, 1985; Davis y col., 2002).

Figura 2. Diagrama de colecta de muestras de suelo. A) Patrón recomendado para colectar sub muestras en áreas de 0.5-2 ha B) Patrón para colectar sub muestras en arboles o plantas individuales. C) Patrón para colectar sub muestras en cultivos perenes (Modificado de: Santo y col., 1982). Número de muestras A medida que se aumenta el número de muestras la certeza de los resultados aumenta; sin embargo, un número grande de muestras puede implicar demasiado esfuerzo y un mayor costo para obtener relativamente un mínimo aumento en la exactitud de resultados. Por esta razón y con el fin de disminuir el error de muestreo, es preferible tomar un gran número de submuestras pequeñas en lugar de un escaso número de muestras grandes. Se sugiere obtener una “muestra compuesta” por cada área no mayor de 4 ha de extensión para el caso de cultivos de poco valor económico. Para cultivos más redituables económicamente se sugiere una “muestra compuesta” para cada área no mayor de 2 ha. Con cultivos perenes donde la sintomatología puede ser más visible las áreas pueden ser hasta de 40 ha. Si hay áreas donde el crecimiento es pobre simplemente muestréelo como una sección por separado y asígnele a cada sección un número. Una “muestra compuesta” está formada por entre 15 a 20 submuestras de acuerdo al área total a muestrear. Obviamente estos números representan teóricamente lo recomendable, sin embargo este número en muchas ocasiones no es práctico ni económicamente factible. No debe olvidarse que la muestra debe ser representativa del área y entre menor número de sub muestras por muestra compuesta o entre menor sea el numero de muestras compuestas por área total, la veracidad de los resultados se verá afectada. Las submuestras deben ser tomadas, como ya se dijo, sistemáticamente caminando diagonalmente en zigzag a través de las varias secciones del campo o bien alrededor de una planta si estas se muestrean en forma individual (Figura 2). Como ya se mencionó también, es mejor muestrear áreas que muestran diferencias de suelo, síntomas y/o de producción. Esto es especialmente

INVURNUS, Vol. 5 No. 1 (2010): 23-27

27

importante para nemátodos como Meloidogyne spp. que tiene preferencia por suelos arenosos. Es igualmente necesario limpiar bien los instrumentos de muestreo al pasar de un área a otra (De la Jara y Zeron, 1981; Santo y col.; Davis y col.,2002). Cuándo muestrear El tiempo y condiciones ambientales influyen sobre las poblaciones de nemátodos. En general son más activos y abundantes durante la primavera y verano cuando las temperaturas son mayores de los 20°C. En la Región de Caborca, Son. la época de muestreo para olivo recomendada de acuerdo a las temperaturas estacionales es desde finales del mes de febrero y durante el mes de marzo. Características de la muestra El peso total de las muestras de suelo procedentes de una hectárea deberá fluctuar entre 1 y 2.5 kg. La muestra debe tener humedad natural y conservarse en una bolsa de polietileno etiquetada con los datos de identificación correspondiente. Debe incluirse aproximadamente entre 100-250 gr de raíces en cada muestra de suelo. Debe evitarse el sobrecalentamiento de la muestra por exposición al sol o el desecamiento de la misma. También debe evitarse

apilar una muestra sobre otra o cualquier posibilidad de compresión de la muestra. Cuando se está en el campo las muestras pueden mantenerse en una hielera a una temperatura entre 12-15°C. Debe procurarse llevar las muestras de inmediato al laboratorio para su procesamiento. Las bolsas de polietileno pueden conservarse en refrigeración a 4°C en caso de no poder ser enviadas al laboratorio de inmediato (Barker, 1985; Noling, 2009). Datos de identificación de la muestra de suelo y sistema radicular La numeración e identificación de las muestras son de vital importancia para evitar una mala interpretación de los resultados. Evite usar lápiz para escribir sobre las etiquetas. Se recomienda especialmente el uso de marcadores permanentes, así como el marcar las bolsas por fuera. Los datos de identificación deben incluir: a) nombre del campo b) número de sección c) fecha d) número de muestra. Es de suma importancia como se menciono anteriormente incluir un plano del muestreo, así como antecedentes del cultivo y datos sobre la edad, variedad, manejo de riego, fertilizaciones, plagas, enfermedades presentes, sintomatología observada, etc. (Anonimo, 1978; Santo y col., 1982).

BibliografíaAbrantes, I.M. and Santos, M.S. 1991. Meloidogyne lusitánica n.

sp. (Nematoda: meloidogynidae) a root-knot nematode parasitizing olive tree (Olea europaea). Journal of Nematology 23(2):210-224.

Anónimo. 1999. El Olivo Eco del mediterráneo. Revista Abriendo Surcos. Apoyos y servicios a la comercialización agropecuaria SAGAR http://www.infoaserca.gob.mx/claridades/revistas/094/ca094. Accesado: Marzo 13, 2010.

Anónimo. 1978. Nematode Diseases. University of California. Division of Agricultural Sciences. USA.

Ávila, J. 2000. Enfermedades de los cultivos en el noroeste de México. Universidad de Sonora. Sonora, Mex.

Barker, K.R. 1985. Sampling nematode communities. (in An advanced treatise on Meloidogyne, Barker, K.R., Carter, C.C. and Sasser, J.N. Eds. North Carolina State University pp 3-19 USA).

Castillo, P., Nico, A., Navas-Cortés, A., Landa, B.B. 2010. Plant parasitic nematodes attacking olive trees and their management. Plant Disease, 94(2):148-162

Davis, R.F., Bertrand, P.J., Gay, D., Baird, R.E., 2002. Guide for interpreting nematode assay results. Cooperative Extension Service. University of Georgia. USA.

De la Jara, F. y Zeron B.F. 1981. Manual de prácticas de nematología agrícola. Instituto Politécnico Nacional. Departamento de Parasitología. México, D.F.

Flores-Lara Y. 2005. Characterization of the early host-nematode relationship of Meloidogyne incognita infecting resistant and susceptible alfalfa cultivars. Ph.D. dissertation, Univ. of Arizona, Tucson, AZ

Inserra, R.N., Vovlas, N. and O´Bannon, J.H. 1980. A classification of Tylenchulus semipenetrans Biotypes. Journal of Nematology, 12(4): 283-287.

Lamberti, F. and Baines, R.C. 1969. Pathogenicity of four species of Meloidogyne on three varieties of olive trees. Journal of Nematology, 1(2):111-115.

Nico, A.I., Jiménez-Díaz, R.M. and Castillo, P. 2003. Host Suitability of the olive cultivars Arbequina and Picual for plant parasitic nematodes. Journal of Nematology, 35(1):29-34.

Noling, J.W., 2009. Nematodes and their management. IFAS Extension 2009-2010, University of Florida. USA.

Pinochet, J., Verdejo, S., Soler, A. and Canals, J. 1992. Host range of a population of Pratylenchus vulnus in commercial fruit, nut, citrus, and grape rootstocks in Spain. Journal of Nematology, 24(4S):693-698

Santo, G.S., Nyczepir, A.P., Johnson, D.A., O´Bannon, J.H. 1982. Sampling for nematodes in soil. Research Bulletin XB 0923. Agricultural Research Center. Washington State University. USA.

Sasanelli, N., D´Addabbo, T., Moura, R.L. 2002. Influence of Meloidogyne javanica on growth of olive cuttings in pots. Nematropica, 32(1):59-63.

Sasanelli, N., 2009. Olive nematodes and their control (In Integrated Management of Plant Pests and Diseases. Vol 4. Springer Netherlands. pp 275-315.)

Trapero, A. y Blanco, M.A. 2001. Enfermedades en olivo (en “El Cultivo del Olivo” Barranco, D., R., Fernández E. y Rallo, L. Editores. Ediciones Mundi Prensa, Barcelona España, 499-550.)