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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL

CENTRO INTERDICIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL

UNIDAD SINALOA

DEPARTAMENTO AGROPECUARIO

“TRANSMISIÓN DE FITOPLASMAS POR Bactericera cockerelli (Sulc) A PLANTAS DE CHILE, PAPA Y TOMATE”

TESIS PARA OBTENER EL GRADO DE:

MAESTRIA EN RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE

PRESENTA:

BIOL. CRISTINO BARUCH GARCÍA NEGROE

Guasave, Sinaloa, México Diciembre, 2007

Transmisión de Fitoplasmas por Bactericera…..

ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ I

ÍNDICE

Pág. RESUMEN ----------------------------------------------------------------------------------------- 1 ABSTRACT ---------------------------------------------------------------------------------------- 2 I. INTRODUCCIÓN ------------------------------------------------------------------------------- 3 II. REVISIÓN DE LITERATURA -------------------------------------------------------------- 5

A. CULTIVOS HORTÍCOLAS ------------------------------------------------------------ 5

1. CULTIVO DE CHILE --------------------------------------------------------------- 5

2. CULTIVO DE PAPA --------------------------------------------------------------- 5

3. CULTIVO DE TOMATE ----------------------------------------------------------- 5

B. PLAGAS Y ENFERMEDADES ----------------------------------------------------- 6

C. FITOPLASMAS ------------------------------------------------------------------------- 7

1. ORIGEN ------------------------------------------------------------------------------ 7

2. CARACTERÍSTICAS ESPECÍFICAS DE LOS FITOPLASMAS -------- 9

3. MORFOLOGÍA Y ESTRUCTURA DE LOS FITOPLASMAS ------------ 9

4. SINTOMATOLOGÍA --------------------------------------------------------------- 12

5. CLASIFICACIÓN DE LOS FITOPLASMAS --------------------------------- 13

6. TRANSMISIÓN Y DISPERSIÓN DE FITOPLASMAS -------------------- 17

6.1. MECANISMOS DE TRANSMISIÓN ----------------------------------- 17

6.1.1. TRANSMISIÓN POR INJERTOS ------------------------------ 17

6.1.2. TRANSMISIÓN POR CONEXIÓN VASCULAR ------------ 18

6.1.3. TRANSMISIÓN POR INSECTOS VECTORES ------------- 18

6.1.3.1. CARACTERÍSTICAS BIOLÓGICAS DE LOS

INSECTOS VECTORES ----------------------------------

18

6.1.3.2. GRUPOS TAXONÓMICOS DE INSECTOS

VECTORES --------------------------------------------------

19

6.1.3.3. IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES VECTORAS ---- 21

6.2. INTERACCIÓN INSECTO VECTOR – FITOPLASMA –

PLANTA ----------------------------------------------------------------------

21

6.2.1. ADQUISICIÓN, INCUBACIÓN Y TRANSMISIÓN DE

FITOPLASMAS -----------------------------------------------------

21


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ II

6.2.2. ESPECIFICIDAD DEL INSECTO VECTOR-PLANTA-

FITOPLASMA -------------------------------------------------------

25

6.2.3. FACTORES QUE DETERMINAN LA CAPACIDAD

COMO VECTOR ----------------------------------------------------

27

6.2.4. EFECTO DEL FITOPLASMA EN EL VECTOR ------------- 27

7. MANEJO DEL INSECTO VECTOR – FITOPLASMA --------------------- 28

D. Bactericera cockerelli (Sulc) --------------------------------------------------------- 30

1. ORIGEN ------------------------------------------------------------------------------ 30

2. CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA ---------------------------------------------- 31

3. MORFOLOGÍA ---------------------------------------------------------------------- 31

4. BIOLOGÍA Y CICLO DE VIDA -------------------------------------------------- 32

5. DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA ------------------------------------------------ 33

6. HOSPEDANTES -------------------------------------------------------------------- 34

7. DAÑOS QUE OCASIONA -------------------------------------------------------- 36

E. METODOS DE DIAGNOSTICO DE FITOPLASMAS ------------------------- 37

1. DETECCIÓN DE FITOPLASMAS POR PCR ------------------------------- 37

1.1. PCR ANIDADO ------------------------------------------------------------- 38 2. CARACTERIZACIÓN DE FITOPLASMAS MEDIANTE RFLP-PCR -- 38

III. HIPÓTESIS ------------------------------------------------------------------------------------ 40 IV. OBJETIVOS ----------------------------------------------------------------------------------- 40 A. OBJETIVO GENERAL----------------------------------------------------------------- 40

B. OBJETIVOS ESPECIFICOS--------------------------------------------------------- 40

V. MATERIALES Y MÉTODOS -------------------------------------------------------------- 41 A. MATERIALES --------------------------------------------------------------------------- 41

1. MATERIAL VEGETAL ------------------------------------------------------------ 41 2. INSECTOS (Bactericera cockerelli) ------------------------------------------- 41 3. OLIGONUCLEOTIDOS (Primers) UTILIZADOS --------------------------- 41

B. METODOLOGÍA ------------------------------------------------------------------------ 42 1. COLECTA Y MONITOREO DE Bactericera cockerelli ------------------- 42 2. OBTENCIÓN DE PLANTAS SANAS ------------------------------------------ 43

3. ESTABLECIMIENTO DE UNA COLONIA DE B. cockerelli LIBRE

DEL PATÓGENO -------------------------------------------------------------------

44

4. FUENTE DE INÓCULO ----------------------------------------------------------- 46


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ III

5. DETERMINACIÓN DEL PERÍODO DE ADQUISICIÓN ------------------- 46

6. BIOENSAYO DE TRANSMISIÓN ----------------------------------------------- 46

7. EXTRACCIÓN DEL DNA VEGETAL ------------------------------------------- 49

8. EXTRACCIÓN DEL DNA DE Bactericera cockerelli ----------------------- 49

9. ELECTROFORESIS PARA LA VISUALIZACIÓN DEL DNA

GENOMICO --------------------------------------------------------------------------

50

10. DETECCIÓN DE FITOPLASMAS POR PCR -------------------------------- 50 11. ANALISIS DE RESTRICCIÓN DE LOS PRODUCTOS AMPLIFICADOS (RFLP-PCR) ---------------------------------------------------

51

12. LIMPIEZA DE LOS PRODUCTOS AMPLIFICADOS POR PCR -------- 52

13. LIGACIÓN DE PRODUCTOS DE PCR --------------------------------------- 52

14. TRANSFORMACIÓN EN Escherichia coli ------------------------------------ 53

15. RESTRICCIÓN DEL DNA PLASMÍDICO CON ECOR1 ------------------ 54

16. CUANTIFICACIÓN DEL DNA PLASMÍDICO -------------------------------- 54

17. SECUENCIACIÓN, ÁNALISIS Y COMPARACIÓN ------------------------ 55

VI. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ----------------------------------------------------------- 56 A. INCIDENCIA POBLACIONAL DE Bactericera cockerelli -------------------- 56

1. CICLO OTOÑO-INVIERNO 2004-2005 -------------------------------------- 56 2. CICLO OTOÑO-INVIERNO 2005-2006 -------------------------------------- 57

3. CICLO OTOÑO-INVIERNO 2006-2007 -------------------------------------- 59

B. IDENTIFICACIÓN DE Bactericera cockerelli COMO INSECTO

PORTADOR DE FITOPLASMAS --------------------------------------------------

61

C. BIOENSAYOS DE TRANSMISIÓN ------------------------------------------------ 63

1. FUENTE DE INÓCULO ----------------------------------------------------------- 63

2. ESTABLECIMIENTO DE LA COLONIA DE Bactericera cockerelli ---- 64

2.1. COLONIA DE Bactericera cockerelli LIBRE DE

FITOPLASMAS ------------------------------------------------------------

66

2.2. COLONIA DE Bactericera cockerelli INFECTADA

DE FITOPLASMAS --------------------------------------------------------

68

3. DETERMINACIÓN DEL PERÍODO DE ADQUISICIÓN ------------------ 69

4. BIOENSAYOS PRELIMINAR DE TRANSMISIÓN ------------------------- 70

5. SEGUNDO BIOENSAYO DE TRANSMISIÓN ------------------------------ 71


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ IV

6. SINTOMAS OBSERVADOS ----------------------------------------------------- 74

D. IDENTIFICACIÓN DE FITOPLASMAS ------------------------------------------- 76

1. RFLP-PCR --------------------------------------------------------------------------- 76

2. DETECCIÓN DE FITOPLASMAS POR PCR ESPECÍFICO------------- 77

3. SECUENCIACIÓN Y ANÁLISIS DE LOS FRAGMENTOS DE DNA

DE FITOPLASMAS OBTENIDOS----------------------------------------------

77

3.1. ANÁLISIS DE LAS SECUENCIAS DE FITOPLASMAS DEL

GRUPO 16SRI---------------------------------------------------------------

78

3.2. ANÁLISIS DE LAS SECUENCIAS DE FITOPLASMAS DEL

GRUPO 16SRXIII-----------------------------------------------------------

79

3.3. ANÁLISIS VIRTUAL DE RESTRICCIÓN---------------------------- 82

E. ANÁLISIS FILOGENÉTICO---------------------------------------------------------- 86

VII. CONCLUSIONES --------------------------------------------------------------------------- 90 VIII. BIBLIOGRAFÍA ----------------------------------------------------------------------------- 91 Anexo 1. Secuencias de la región 16SrRNA de los fitoplasmas detectados en chile, papa, tomate y en Bactericera cockerelli durante la realización

de este proyecto.

Anexo 2. Articulo en proceso de publicación en la revista de la Asociación Americana de Fitopatología, Plant Disease.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ V

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Página 1 Microfotografías electrónicas mostrando la estructura y morfología de fitoplasmas en células del rizoma del lino de Nueva Zelanda…...

11

2 Síntomas ocasionados por la presencia de fitoplasmas en diferentes plantas………..…..……………………………...…………….

13

3 Ciclo del fitoplasma en el vector, y el desplazamiento que realiza el fitoplasmas al momento de ser adquirido o ingerido….….……….…..

24

4 Ciclo de transmisión de fitoplasmas por un insecto vector, posterior al perίodo de adquisición (PA) del patógeno……...…………………..

24

5 Morfología de Bactericera cockerelli. Huevos, diferentes estadίos ninfales y adultos……………………...……………………...

32

6 Distribución geográfica de Bactericera cockerelli enNorteamérica………………………………………………………....…….

34

7 Tipos de muestreos utilizados en la colecta de Bactericera cockerelli en los diferentes cultivos hortícolas…………………………

43

8 Jaulas de madera cubiertas con tela antiáfidos, empleadas para limpiar la colonia y realizar los bioensayos de transmisión…………..

45

9 Esquema general del bioensayo de transmisión de fitoplasmas por Bactericera cockerelli……………...……………………….…….……….

48

10 Incidencia poblacional del insecto Bactericera cockerelli en cultivos hortícolas del Norte de Sinaloa, en el ciclo Otoño-Invierno 2004 –

2005 ……………………………………………………………………….

57


2006 …...………………………………………………………………...…

58

12 Cultivo de chile con alta incidencia poblacional de Bactericera cockerelli . ………………………………..……

59


2007 …………………………………….................................................

60


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ VI

14 Productos de PCR anidado amplificados del gen 16Sr DNA de fitoplasmas con los primers R16R1/R16R2……...……………………

63

15 Ciclo de vida de Bactericera cockerelli…….…………………….….… 65

16 Colonia de Bactericera cockerelli en jaulas. A, huevecillos recién ovopositados………………………………………………………………

65

17 Colonias de Bactericera cockerelli libre de fitoplasmas……………...

67

18 Colonias de Bactericera cockerelli infectadas con fitoplasmas..........

68

19 Determinación del perίodo de adquisición de fitoplasmas en Bactericera cockerelli…………………………………………………….

70

20 Ensayo preliminar de transmisión de fitoplasmas mediante Bactericera cockerelli………………………..…………………………...

71

21 Detección de fitoplasmas por PCR anidado en las plantas de tomate, papa y chile expuestas con Bactericera cockerelli

infectados con fitoplasmas………………………………………………

73

22 Síntomas observados en la plantas de papa con presencia de fitoplasmas…………………...…………………..…………….………….

75

23 Identificación preliminar de fitoplasmas en el experimento de transmisión por RFLP-PCR……………………………………………...

76

24 PCR anidado múltiple de la región 16S ribosomal del inóculo, plantas infectadas e insectos……………...…………………………….

77

25 Análisis de restricción de los subgrupos 16SrI-A, 16SrI-B y 16SrI-C del grupo del Aster Yellows……………………………………………...

84

26 Análisis de restricción de fitoplasmas del subgrupo 16SrXIII-A, Mexican Periwinkle Virescence…………………………………………

85

27 Árbol filogenético construido mediante el alineamiento (CLUSTAL W method) de secuencias del gen 16SrDNA………………………….

87


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ VII

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro Página

1

Descripción de acuerdo a la región 16S de especies candidatas de fitoplasmas …..………………………………………………………...….

8

2

Clasificación de fitoplasmas en base a la comparación de secuencias de la región 16S ribosomal y a RFLP-PCR………………

14

3 Principales hospedantes (Solanáceas) de Bactericera cockerelli, de donde se alimenta, reproduce e hiberna……………...……………

35

4

Número de insectos de B. cockerelli portadores de fitoplasmas de diferentes localidades.…………………………………………………...

62

5

Transmisión de fitoplasmas por Bactericera cockerelli en plantas de tomate, papa y chile…………..………………………………..………...

72

6

Análisis de similitud (NCBI) de las Secuencias de fitoplasmas obtenidas de los cultivos…………………………………………………

79

7

Porcentaje de similaridad de secuencias entre 16SrDNAs de fitoplasmas clasificados en el grupo 16SrI…………………………….

80

8

Porcentaje de similaridad de secuencias entre 16SrDNAS de fitoplasmas clasificados en el grupo 16SrXIII…………………………

81

9

Secuencias de fitoplasmas obtenidas en este estudio y de grupos de fitoplasmas publicadas en el GenkBank……………………………

86


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ VIII

GLOSARIO

Ácidos nucleicos. Moléculas formadas por macropolímeros de nucleótidos, o polinucleótidos. Está presente en todas las células y constituye la base material de la

herencia que se transmite de una a otra generación. Existen dos tipos, el ácido

desoxirribonucleico (DNA) y el ácido ribonucléico (RNA).

Adquisición. Acto o hecho en virtud del cual un insecto obtiene un patógeno al momento de alimentarse de una planta infectada con algún patógeno.

Ampicilina. Antibiótico derivado de la penicilina que interfiere con la síntesis de la pared celular, impidiendo el crecimiento bacteriano. El gen asociado con la resistencia

a la ampicilina es muy usado en ingeniería genética como marcador de selección.

Ciclo de vida. La fase o etapas sucesivas del crecimiento y desarrollo de un organismo.

Clonación molecular. Inserción de un segmento de DNA ajeno, de una determinada longitud, dentro de un vector que se replica en un huésped específico.

Clorosis. Amarillamiento de los tejidos normalmente verdes, debido a la destrucción de la clorofila o a la imposibilidad de sintetizarla.

DNA. Ácido Desoxirribonucleico de doble cadena formado por nucleótidos en los que el azúcar es desoxirribosa, y las bases nitrogenadas son adenina, timina, citosina y

guanina, el DNA codifica la información para la reproducción y funcionamiento de las

células y para la replicación de la propia molécula de ADN.

DNA Ligasa (Polinucleótido Ligasa). Es una enzima que une covalentemente extremos 3' con extremos 5' de cadenas polinucleotídicas para formar una cadena

continúa. Participa en replicación y reparación de DNA

Electroforesis. Técnica utilizada para la separación de moléculas (proteínas o ácidos nucleicos) a través de un campo eléctrico de acuerdo a su tamaño molecular y carga

eléctrica.

Enzimas de restricción. Endonucleasas que reconocen una secuencia entre 4-8 bp en DNAs. El sitio de reconocimiento se llama sitio de restricción, y la enzima rompe un

enlace fosfodiester en la hebra de arriba y otro enlace fosfodiester en la hebra

complementaria. Son las tijeras de la ingeniería genética que abrieron las puertas a la

manipulación genética.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ IX

Epifitia. Brote severo y ampliamente difundido de una enfermedad. Incremento de la enfermedad en una población.

Estadίo ninfal. Proceso del cambio morfológico entre ninfas y en cada cambio reciben un número por ejemplo: primer estadίo, segundo estadίo, hasta el quinto

estadίo, en la mayoría de los insectos que no pasan por estados larvales.

Escoba de bruja. Crecimiento en forma de escoba o proliferación en masa causado por la densa agrupación de ramas de las plantas.

Estilete. Estructura larga, delgada y hueca de algunos insectos con función alimenticia (succionar la savia).

Exposición. Tiempo definido en el que un insecto será expuesto o alimentado en una planta.

Floema. Tejido conductor de nutrientes que esta constituido por tubos cribosos, células acompañantes, parénquima floemático y fibras.

Hospedante. Organismo que es invadido por un parasito del cual obtiene sus nutrientes.

Huevo. Gameto femenino, primera etapa del ciclo de vida que contiene al cigoto.

Incidencia poblacional. Representado por organismos de la misma especie, donde existe un mayor número de especies en dicha región o lugar en una fecha indicada.

Incubación. Es el acto por el cual el patógeno requiere de un tiempo para poder reproducirse dentro del insecto y aumentar su concentración.

Injerto. Método de propagación vegetal que consiste en el transplante de una yema de una planta a otra. También es la unión de superficies cortadas de dos plantas para

formar una estructura viva.

Inóculo. Patógeno que causa infección; partes del patógeno que entran en contacto con el hospedante.

In vitro. Literalmente en el vidrio, en el tubo de ensayos del laboratorio, investigado y manipulado fuera del organismo vivo.

Kilobase (Kb). Unidad empleada para medir la longitud de los fragmentos de DNA constituidos por una serie de bases. 1 Kb = 1.000 bases.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ X

Marchitez. Perdida de rigidez y caída de los órganos de la planta que por lo general se debe a la falta de agua en su estructura.

Muestreo. Existen 2 tipos de muestreos indirectos y directos, pero la finalidad de ellos es tomar una muestra o una parte de una entidad que se requiera monitorear o

reportar los datos necesarios.

Nucleótido. Monómero de los ácidos nucleicos, integrado por la combinación de una base nitrogenada (purina o pirimidina), un azúcar (ribosa o desoxirribosa) y un grupo

fosfato. Se obtiene como producto de la hidrólisis de ácidos nucleicos por acción de

nucleasas.

Organismo. Entidad biológica capaz de reproducirse o de transferir material genético, se incluyen dentro de este concepto a las entidades microbiológicas, sean o no

celulares. Casi todo organismo está formado por células, que pueden agruparse en

órganos, y éstos a su vez en sistemas, cada uno de los cuales realizan funciones

específicas

Pared celular. Capa externa y rígida de las células de las plantas superiores, algunos protistas y la mayoría de las bacterias. Las paredes celulares vegetales están

constituidas principalmente de celulosa, aunque también presentan hemicelulosa,

pectinas y pueden tener lignina.

Pares de bases. Dos bases nitrogenadas (timina y adenina o citosina y guanina) que se unen por puentes de hidrógeno en la molécula de DNA.

Patógeno. Microorganismo que tiene la propiedad de producir enfermedad en los seres humanos, animales o plantas.

Pedicelo. Estructura que se adhiere a un sustrato y sujeta al huevo puesto por Bactericera cockerelli, de tal manera que este quede en la superficie.

Perίodo de incubación. Perίodo comprendido desde la penetración de un patógeno en su hospedante hasta la aparición de los primeros síntomas en este último.

Plásmido. Forma no celular de vida, fragmento circular de DNA bicatenario que contienen unos cuantos genes y se encuentran en el interior de ciertas bacterias.

Actúan y se replican de forma independiente al DNA bacteriano y pueden pasar de

unas bacterias a otras. Se utilizan como vectores en manipulación genética.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ XI

Polimorfismos de longitud de fragmentos de restricción (RFLP). Individuos en tamaños de fragmentos de DNA cortados por enzimas de restricción específicas; las secuencias polimórficas que resultan de los RFLPs se usan como marcadores sobre mapas genéticos ya sean físicos o para los de ligamiento.

Primers (iniciador). Cadena corta de polinucleótido preexistente a la cual pueden agregársele nuevos desoxirribonucleótidos por la acción de la enzima DNA

polimerasa.

Procariote. Célula u organismo carente de una membrana definida, núcleo estructuralmente discreto un sólo cromosoma así como de otros compartimentos

celulares.

Protocolo. Documento de normalización que establece su justificación, los objetivos, el diseño, la metodología y el análisis previsto de los resultados así como las

condiciones bajo las que se realizará y desarrollará un estudio.

PCR. Reacción en cadena de polimerasa técnica de análisis del genoma mediante la amplificación ilimitada de porciones específicas del DNA, aunque sean minúsculas.

Es un método revolucionario de amplificación exponencial del DNA por la intervención

de una enzima termoestable.

RNA. Ácido Ribonucléico: ácido nucleico formado por nucleótidos en los que el azúcar es ribosa, y las bases nitrogenadas son adenina, uracilo, citosina y guanina. Actúa como intermediario y complemento de las instrucciones genéticas codificadas

en el DNA. Existen varios tipos diferentes de ARN, relacionados con la síntesis de

proteínas. Así, existe ARN mensajero (RNAm), RNA ribosómico (RNAr), y el RNA de

transferencia (RNAt).

Secuencia conservada. Una secuencia de bases de una molécula de DNA (ó una secuencia de aminoácidos en una proteína) que ha permanecido esencialmente sin

cambios a través de la evolución.

Secuenciación. Determinación del orden de nucleótidos (secuencias de bases) en una molécula de DNA o RNA, o el orden de aminoácidos en una proteína.

Síntoma. Reacciones o alteraciones internas y externas que sufre una planta como resultado de su enfermedad.

Tejido. Grupo de células similares organizadas en una unidad estructural y funcional.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ XII

Toxina. Compuesto que produce un organismo y que puede ser tóxico para las plantas y los animales.

Transformación bacteriana. Uno de los procesos naturales de transferencia de material genético de una bacteria a otra, junto con la conjugación y la transducción,

que es una integración directa del DNA. Experimentalmente consiste en hacer

penetrar un fragmento de DNA en una bacteria para provocar en ella una

recombinación genética.

Transformación. Modificación permanente y heredable de una célula como resultado de la incorporación de un DNA foráneo.

Transmisión. Transferencia o paso de un virus u otro patógeno por toda la planta.

Tubo criboso. Conjunto de células floemáticas que forman un largo tubo celular a través del cual se transportan las sustancias nutritivas.

Vector. Organismo animal que transmite un patógeno. En ingeniería genética es un Portador, que transfiere un agente de un hospedero a otro. Sistema que permite la

transferencia, la expresión y la replicación de un DNA extraño en células hospederas

para una posterior clonación o transgénesis. Se trata de una molécula de DNA

(plásmido bacteriano, microsoma artificial de levadura o de bacteria) o de un virus

defectuoso. Por extensión, un vector designa todo sistema de transferencia del gen,

por ejemplo, un sistema sintético como el de los liposomas.


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ XIII

ABREVIATURAS A: Adenina µg: Microgramo µl: Microlito µm: Micrómetro µM: Micromolar 16S rRNA: Subunidad 16S del RNA ribosómico B. cockerelli. Bactericera cockerelli

Blast: “Basic Local Alignment Search Tool” C: Citosina CTAB: Bromuro de cetil-trimetil-amonio. dNTPs:Desoxiribonucleótidos (desoxiribonucleótidos trifosfato) EDTA: Acido Etilen-Diamino Tetracético G: Guanina Hra: Hora Hrs: Horas IOM: Internacional Organization for Mycoplasmology (Organizacion internacional de micoplasmologίa.

IPTG: (isopropil-ß D-tiogalactopiranosida) KCl:Cloruro de potasio LB: Medio de cultivo Luria-Bertani M: Molar Mg: Miligramo MgCl2: Cloruro de magnesio MgSO4: Sulfato de magnesio Min: Minutos Ml: Mililitro mM: Milimolar N: Normal NaCl: Cloruro sódico NaOH: Hidróxido de sodio


ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ XIV

Ng: Nanogramo Nm: Nanómetro ºC: Grados centígrados PA: Periodo de adquisición pb: Pares de bases PCR: Polymerase Chain Reaction (Reacción en cadena de la polimerasa) PL: Periodo de latencia o incubación. Pmol: Picomol RFLP: Restriction Fragments Length Polymorphism (Polimorfismos de longitud de fragmentos de restricción)

RNA: Ácido ribonucleico RNasa: Ribonucleasa Rpm: Revoluciones por minuto rRNA: Ácido ribonucleico ribosómico Seg: Segundos Taq polimerasa Thermus aquaticus: DNA polimerasa TBE: Tampón tris-borato-EDTA TE: Tris-EDTA T: Timina Tris: Tris [hidroximetil] aminometano Tris-HCl: Tris [hidroximetil] aminometano – ácido clorhídrico tRNA: RNA de transferencia U: Unidad enzimática X-Gal: (5-bromo-4cloro-3i-ndoli-ß-D galactopiranosida)

Transmisión de Fitoplasmas por Bactericera……

ZtÜv•t axzÜÉx VÜ|áà|ÇÉ UtÜâv{ ECCJ 1

RESUMEN

El estado de Sinaloa es el primer productor de hortalizas en México,

destacan los cultivos de chile (Capsicum annuum), papa (Solanum tuberosum) y

tomate (Lycopersicon esculentum). Estos cultivos representan una de las

principales actividades económicas, no obstante, durante el ciclo otoño-invierno

2005-2006 se vieron afectados por enfermedades fitoplásmicas que provocaron

pérdidas económicas severas al productor. Dichas enfermedades son

transmitidas por insectos, por lo que son los responsables de casi el total de las

pérdidas de la producción hortícola del Estado de Sinaloa. Por tal razón, el

objetivo de este trabajo de tesis fue analizar la importancia de Bactericera

cockerelli como insecto vector de fitoplasmas en plantas de chile, papa y tomate.

Para ello, se determinó la incidencia poblacional de B. cockerelli durante el

perίodo 2004–2007 de manera indirecta (charolas amarillas con agua) y directa

(succionador de boca), lo que mostró un incremento poblacional dramático

durante el ciclo agrícola 2005–2006. Asimismo, se realizaron bio-ensayos de

transmisión para lo cual, se estableció una colonia libre de fitoplasmas en jaulas

cubiertas con tela antiáfidos y como fuente de inóculo se utilizó una planta de

chile infectada con fitoplasmas (PCR-positiva). Todos los ensayos se realizaron

por triplicado y con un control negativo. Para la detección de fitoplasmas se utilizó

la técnica de PCR anidado con los iniciadores universales R16MF2/R16MR2 en

la primer reacción y R16F2N/R16R2 en la reacción anidada, amplificando

fragmentos de 1250 pb. El análisis de RFLP-PCR por PCR múltiple se realizó con

los iniciadores específicos p86r y BPVNr y análisis de secuencias de los

fragmentos amplificados por PCR anidado, indican que B. cockerelli es capaz de

transmitir fitoplasmas de los grupos 16SrI, 16SrII y 16SrXIII a plantas de chile,

papa y tomate. Las secuencias del grupo 16SrXIII obtenidas en B. cockerelli se

reportaron en el GenBank por primera vez en chile, papa, tomate, así como una

secuencia del fitoplasma “pepper little leaf” para este insecto. Este es el primer

reporte de B. cockerelli como vector de fitoplasmas de los grupos 16SrI, 16SrII y

16SrXIII en plantas de chile, papa y tomate.



ABSTRACT

Sinaloa state is the first vegetable crop producer in Mexico. Main crops in the

state are pepper, potatoes and tomatoes. There particular crops represent one of

the main economical activities and during the crop season autumn–winter 2005-

2006 they were severely affected by phytoplasma diseases causing severe losses

to the producers. Viral and phytoplasmas vector insects are held responsible of

almost total losses of horticultural production in Sinaloa state. That’s, the main

goal of this thesis work was to analyze the importance of B. cockerelli as

phytoplasma diseases vector in plants of pepper, potatoes and tomatoes.

Population levels of B. cockerelli during 2004-2007 were determined indirectly

(using yellow buckets filled with water) and directly (mouth suction device)

showing a dramatic population increase during agricultural cycle 2005-2006.

Transmission assays were done by the establishment of a free phytoplasmas

colony in cages covered with anti-aphids net and using as an inoculum source a

pepper plant infected with phytoplasmas (PCR positive). All assays were done by

triplicate and using a negative control. Phytoplasma detection was performed by

nested PCR using the universal primers R16MF2/R16MR2 for the first reaction

and R16F2N/R16R2 for nested PCR, amplifying a 1250 bp fragment. RFLP-PCR

analysis for PCR multiple PCR was done using specific p86r and BPVNr primers.

Sequence analysis of PCR fragments amplified in the nested reaction indicated

that B. cockerelli was able to transmit phytoplasmas of groups 16SrI, 16SrII y

16SrXIII to pepper, potato and tomato plants. Sequences of 16SrXIII group were

reported for the first time and accessed to Genk Bank in pepper, potato, tomato

and B. cockerelli. This is the first report of B. cockerelli as an insect vector of

phytoplasmas groups 16SrI, 16SrII and 16SrXIII in pepper, potato and tomato

plants.



I. INTRODUCCIÓN

En Sinaloa, la ocurrencia y amplia distribución de insectos vectores de

diversas enfermedades causadas por virus y fitoplasmas en hortalizas hacen

necesario el establecimiento de sistemas de monitoreo eficientes para evaluar la

dispersión y avance de los mismos. Los insectos vectores de virus y fitoplasmas

son los responsables de casi la totalidad de las pérdidas de la producción

hortícola del Estado. El daño principal de los insectos conocidos como

chicharritas, trips, pulgones, mosca blanca y psílidos es debido, principalmente, a

los patógenos que transmiten al alimentarse de las plantas, lo que afecta

directamente la calidad y productividad de los cultivos. Durante el ciclo otoño

invierno 2005–2006 se presentaron enfermedades que provocaron daños de

hasta el 100 % en cultivos hortícolas establecidos en todo Sinaloa, siendo el norte

del Estado el más afectado. Datos recientes de nuestro grupo de investigación

indican que los principales actores en la problemática son fitoplasmas y

geminivirus, de hecho se ha confirmado ya la presencia del virus del

enrollamiento amarillo de la hoja del tomate (TYLCV), el cual es considerado por

los especialistas como uno de los virus más devastadores en esta planta

(Méndez et al., 2006).

De igual forma, se ha demostrado que las enfermedades causadas por

fitoplasmas como la punta morada y brote de hilo de la papa, provocan severos

estragos (Leyva-López et al., 2002). Recientemente se ha encontrado a ambos fitoplasmas en cultivos como tomate y chile, indicando que están presentes en

Sinaloa (Chávez-Medina, 2006), causando enfermedades importantes en la zona centro y norte del Estado, sin llegar a causar epifitias, quizás porque hasta ese

momento no se encontraba su insecto vector. Los insectos vectores de estas

enfermedades son principalmente aquellos que se alimentan del floema de las

plantas con su aparato bucal picador-chupador, que favorece una manera de

transmisión persistente durante perίodos largos (días) de adquisición e

incubación del patógeno, éstos son propagativos en el insecto y pueden persistir

a lo largo de su vida. Existen varias especies de insectos que se alimentan del

floema, entre ellos destaca la familia Cicadellidae, la cual agrupa insectos

conocidos comúnmente como chicharritas las cuales se les ha asociado con la



transmisión de fitoplasmas en diferentes cultivos de importancia económica.

Psyllidae es otra familia que también transmite fitoplasmas, el insecto Bactericera

cockerelli (Sulc) el cual se conoce como el psílido de la papa o pulgón saltador,

se alimenta de la savia de sus hospedantes directamente del floema y su

principal daño de debe a la secreción de una toxina que inyecta al momento de

alimentarse, esto ocasiona amarillamiento o una coloración púrpura en la planta

(Cranshaw, 1993). En México principalmente en las regiones de Guanajuato, Estado de México y Coahuila, se ha demostrado que el principal problema se

debe a su papel como vector de fitoplasmas y a los elevados niveles

poblacionales que alcanza, lo que ha ocasionando pérdidas en la producción y

calidad de los cultivos en donde se encuentra (Chávez-Medina, 2006; Leyva-López, 2002).

En la región norte de Sinaloa comprendida entre los ríos Sinaloa y El

Fuerte se ha demostrado la presencia de Bactericera cockerelli y su papel como

posible vector, mostrando un incremento poblacional dramático en el ciclo

agrícola 2005–2006, quizá debido a que el productor se preocupó demasiado por

la alta población de mosca blanca, descuidando la aplicación de pesticidas para

otros vectores. Debido a que no existe información científica en México sobre B.

cockerelli como vector de fitoplasmas, planteamos el presente proyecto de

investigación que nos permita proporcionar información sobre la incidencia

poblacional de B. cockerelli, un insecto plaga-vector que representa un alto riesgo

para la agricultura sinaloense, así también presentar alternativas en el manejo de

fitoplasmas y su vector. El objetivo de este proyecto fue analizar la importancia de

B. cockerelli como insecto vector de fitoplasmas en plantas de chile, papa y

tomate.



II. REVISIÓN DE LITERATURA

A. CULTIVOS HORTICOLAS

1. CULTIVO DE CHILE

El chile (Capsicum annum) pertenece a la familia Solanaceae, es originario

de la zona tropical de América y actualmente su consumo está distribuido por

todo el mundo. Debido a su alto contenido de vitamina C y calorías, el chile es un

producto de mucho valor en la alimentación, por lo que además de consumirse en

fresco, se puede utilizar enlatado o envasado para usos múltiples. Por lo tanto es

un importante insumo para la industria ya que forma parte de la dieta mexicana

En Sinaloa el cultivo de esta hortaliza es de gran importancia económica se ha

destinado para su siembra una superficie de alrededor de 17,333 hectáreas, con

una producción promedio de 507,956 toneladas en el ciclo Otoño-Invierno 2007

(SAGARPA, 2007).

2. CULTIVO DE PAPA

La papa (Solanum tuberosum) es una de las especies más importantes de

la familia Solanaceae, tuvo su origen en la cordillera andina de América del Sur y

es una hortaliza considerada como básica en la alimentación a nivel mundial. Su

importancia no solo está reflejada por la superficie que anualmente se destina a

su cultivo, si no por la cantidad de carbohidratos y proteínas que contribuye como

alimento cotidiano, además de emplearse en la industria de frituras y botanas.

Sinaloa es el principal productor nacional con una superficie de siembra en el

último ciclo Otoño–Invierno 2006 de 14,082 hectáreas en las que se cosechó

358,989 toneladas (SAGARPA, 2007).

3. CULTIVO DE TOMATE

El tomate (Lycopersicon esculentum) igualmente pertenece a la familia

Solanaceae y su origen es en la región andina, la cual se extiende desde el sur

de Colombia al norte de Chile, pero fue en México en donde se domesticó. Esta

hortaliza es la más difundida por todo el mundo y la de mayor valor económico.

Su demanda aumenta continuamente y con ella su cultivo, producción y



comercio. Es muy apreciado su consumo en fresco, por lo que forma parte de la

alimentación cotidiana a nivel mundial, además por sus diversas formas de

comercialización, puede generar un gran número de empleos apoyando

fuertemente la industria alimenticia y la economía de los mexicanos. En Sinaloa

se destinó aproximadamente una superficie de siembra de 19,416 hectáreas, con

una producción promedio obtenida de 821,941 toneladas en el último ciclo de

Otoño–Invierno 2006 (SAGARPA, 2007).

B. PLAGAS Y ENFERMEDADES

La incidencia de plagas y enfermedades en los cultivos hortícolas

ocasionan pérdidas importantes en calidad y rendimiento de la cosecha. El cultivo

de papa es uno de los más afectados por plagas y enfermedades. En general, las

principales plagas que causan daños a estos cultivos son: pulgones (Aphididae),

chicharritas (Cicadellidae), mosquita blanca (Aleyrodidae) pulgón saltador

(Hemiptera) y trips (Thysanoptera). El escarabajo de la papa (Leptinotarsa

decemlineata) y la polilla de la papa (Phtorimaea operculella) afectan

directamente en la producción y calidad comercial de los tubérculos. En el cultivo

de tomate, el gusano soldado (Spodoptera exigua) es una de las plagas

principales afectando directamente la producción y calidad comercial del fruto. El

picudo del chile (Anthonomus eugenii), es la principal plaga del chile ya que

afecta la calidad de este producto (Burke y Woodruff, 1980; Bujanos, 1993).

Las principales enfermedades que afectan a estos cultivos hortícolas son

aquellas provocadas por hongos como Phythophthora infestans, que ocasiona la

enfermedad devastadora conocida como el tizón tardío; Alternaria solani que

causa tizón temprano y Phythophthora capsici que ocaciona la enfermedad

conocida como marchitez del chile. Dentro de las enfermedades ocasionadas por

bacterias se encuentra la mancha negra del tomate causada por Pseudomonas

syringae p.v. vesicatoria y la mancha bacteriana del tomate causada por

Xanthomonas campestris p.v. vesicatoria (Rivera-Soto, 2007). Algunas de las enfermedades virales más importantes son las causadas por el virus del mosaico

del pepino (CMV), el virus de la marchitez manchada del tomate (TSWV), el virus

Y de la papa (PVY), el virus del mosaico del tomate (ToMV), el virus del rizado

amarillo del tomate (TYLCV), el virus X de la papa (PVX), el virus del



enrollamiento de la hoja de la papa (PLRV) y el virus del mosaico del tabaco

(TMV) (Herrera-Rodríguez, 2007; Méndez et al., 2006).

Recientemente, en Sinaloa se han detectado enfermedades ocasionadas

por otros patógenos como los fitoplasmas, esto ha tomado gran importancia

debido a las pérdidas que se están generando en esta región de México. Entre

los más importantes se encuentra el grupo I (16SrI), el cual provoca la punta

morada de la papa (PPT), la hoja pequeña del tomate (ToLL), otro es el

fitoplasma de la hoja pequeña del chile (PeLL) (Chávez-Medina, 2006).

C. FITOPLASMAS

1. ORIGEN

A los fitoplasmas se les conoce desde hace cuadro décadas. En el año

1967 gracias a la microscopia electrónica encontraron procariotes en las células

del floema de plantas infectadas, determinando a estos microorganismos como

los responsables de algunas de las enfermedades en plantas como:

amarillamiento del áster, achaparramiento, virescencia, escoba de bruja y filodias,

que se presumía anteriormente eran ocasionadas por virus (Doi et al., 1967). Al mismo tiempo se demostró que estos organismos eran sensibles a los

antibióticos del grupo de las tetraciclinas y resistentes a las penicilinas, indicando

que dichos patógenos carecían de pared celular (Ishiie et al., 1967). En un principio se les nombró “organismos similares a micoplasmas o MLOs” debido a

su parentesco con los micoplasmas causantes de enfermedades en humanos y

animales. Tal descubrimiento originó el inició de un estudio exhaustivo (para

conocer sobre su biología y ubicación taxonómica). Más tarde, en el año 1994, el

Comité de Taxonomía de los Mollicutes de la IOM (International Organization for

Mycoplasmology) estableció oficialmente denominar a los microorganismos

patógenos de plantas como fitoplasmas. Recientemente se ha propuesto el

término de fitoplasma como candidato a género “Candidatus Phytoplasma” (The

IRPCM Phytoplasma/Spiroplasma working Team, 2003, Phytoplasma taxonomy

group, 2003), de tal forma que ahora se han identificado varias especies de

fitoplasmas “Candidatus” (Cuadro 1) (Comité Internacional de Investigadores para la Micoplasmologia Comparativa IRPCM 2004).



Cuadro 1. Descripción de acuerdo a la región 16S de especies candidatas de fitoplasmas.

Grupo filogenético

Especie

‘Ca. Phytoplasma’

Referencia

No. acceso GenBank

Descripción

Amarillamiento del áster 16SrI ‘Ca. Phytoplasma asteris’ Lee et al (2004ª) M30790 Micoplasma-like organism ‘Ca. Phytoplasma japonicum’ Sawayanagi et al.

(1999)

AB010425

‘Candidatus Phytoplasma japonicum’

Escoba de bruja del cacahuate (16SrII)

‘Ca. Phytoplasma aurantifolia’ Zreik et al. (1995) U15442 ‘Candidatus Phytoplasma aurantifolia’

Enfermedad X (16SrIII) ‘Ca.Phytoplasma pruni’* Kaminska et al 2007

EU191028 Candidatus Phytoplasma pruni

Amarillamiento letal del cocotero (16SrIV)

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma palmae’*

IRPCM 2004 U18747 Amarillamiento letal del cocotero

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma cocostanzaniae’

IRPCM 2004 X80117 Phytoplasma sp

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma cocosnigeriae’

IRPCM 2004 Y14175 Phytoplasma sp

‘Ca. Phytoplasma castaneae’

Jung et al. (2002) AB054986 ‘Candidatus Phytoplasma castaneae’

Amarillamiento del olmo (16SrV)

‘Ca. Phytoplasma ziziphi’ Jung et al. (2003a)

AY072722 Escoba de bruja del jujube

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma vitis’*

IRPCM 2004 AF176319 Flavescencia dorada

‘Ca. Phytoplasma ulmi’

Lee et al. (2004b) AF122910 Amarillamiento del olmo

Proliferación del trébol (16SrVI)

‘Ca. Phytoplasma trifolii’ Hiruki & Wang (2004) ‘

AY390261 Ca. Phytoplasma trifolii’

Amarillamiento del fresno (16SrVII)

‘Ca. Phytoplasma fraxini’ Griffiths et al. (1999)

AF092209 Amarillamiento del fresno

Escoba de bruja de la esponja (16SrVIII)

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma luffae’*

IRPCM 2004 AF086621 Escoba de bruja de la esponja

Escoba de bruja del chícharo (16SrIX)

‘Ca. Phytoplasma phoenicium’

Verdin et al. (2003)

AF515636 ‘Candidatus Phytoplasma phoenicium’

Proliferación del manzano (16SrX)

‘Ca. Phytoplasma mali’

Seemu¨ller & Schneider (2004)

AJ542541 Proliferación del manzano

‘Ca. Phytoplasma pyri’


AJ542543 Declinamiento del peral

‘Ca. Phytoplasma prunorum’


AJ542544 Amarillamiento de la fruta con hueso europea

‘Ca. Phytoplasma spartii’

Marcone et al. (2004a)

X92869 Phytoplasma sp.

‘Ca. Phytoplasma rhamni’


X76431 Mollicutes (from R. frangula)

‘Ca. Phytoplasma allocasuarinae’


AY135523 Roble

Enanismo Amarillo del arroz (16SrXI)

‘Ca. Phytoplasma oryzae’ Jung et al. (2003b)

D12581 ‘Candidatus phytoplasma orizae’

Stolbur (16SrXII) ‘Ca. Phytoplasma australiense’ Davis et al. (1997)

L76865 Amarillamiento de la uva Australiana

Por ser descrito como ‘Ca. Phytoplasma solani’*

IRPCM 2004 AF248959

Stolbur

Virescencia de la teresita mexicana (16SrXIII)

No hay nombre sugerido AF248960 Mexican periwinkle virescence phytoplasma

BGWL (16SrXIV) ‘Ca. Phytoplasma cynodontis’ Marcone et al. (2004b)

AJ550984 Hoja blanca del pasto bermuda

‘Ca. Phytoplasma brasiliense’ (16SrXV)

‘Ca. Phytoplasma brasiliense’

Montano et al. (2001)

AF147708

Escoba de bruja del Hibiscus



2. CARACTERÍSTICAS ESPECÍFICAS DE LOS FITOPLASMAS

Los fitoplasmas son microorganismos procariotes unicelulares,

pertenecientes a la clase Mollicutes que presentan una serie de características

como: ser parásitos de plantas e insectos, genoma de tamaño pequeño, son

carentes de pared celular y aún no han sido cultivados in vitro (Jones et al., 2002).

La ausencia de pared celular les confiere la mayoría de sus características

principales: gran plasticidad, pleomorfismo, gran sensibilidad a la lisis y a las

tetraciclinas y total resistencia a la penicilina, además poseen la capacidad de

atravesar filtros de 0.45, µm (Ishiie et al., 1967; Razin, 1983; Kuboyama et al., 1998).

Los fitoplasmas son muy pequeños, su diámetro puede variar de entre 0.1

– 10 µm, poseen genomas muy pequeños (500-2200 kb), con un alto contenido

de genes y un único gen de tRNA isoleucina común en todos los fitoplasmas

(Kirkpatrick et al., 1994). Su DNA es abundante en timina y adenina (T+A) y tiene bajo contenido de guanina y citosina (G+C). Estudios serológicos y

moleculares han demostrado que los fitoplasmas contienen un gen que codifica

para una proteína de membrana y ésta es única para cada tipo. Estas proteínas

son abundantes en la superficie externa de la célula (Milne et al., 1995) y de su estudio se podría explicar la posible interacción fitoplasma-huésped (Morton et al., 2003).

3. MORFOLOGÍA Y ESTRUCTURA DE LOS FITOPLASMAS

Con la microscopia electrónica se han revelado dos morfotipos

predominantes de fitoplasmas dependiendo del hospedante, de la especie y del

tejido examinado, pudiendo ser filamentosos y esféricos. Estudios de modelos

tridimensionales a partir de cortes seriados revelan que los fitoplasmas son

pleomórficos, cocoides y filamentosos, a menudo alineados paralelamente a la

longitud de los haces vasculares del floema, carentes de pared celular verdadera

y de la capacidad para sintetizar las sustancias que se requieren para formarla.



La célula fitoplásmica está rodeada por una membrana trilaminar de

aproximadamente unos 10 nm de grosor, compuesta por 2/3 de proteínas y 1/3

de lípidos. El citoplasma solo contiene ribosomas para la síntesis de proteínas y

una molécula de ADN doble circular, también se ha detectado la presencia de

ADN extracromosómico (Davis et al., 1988; Nakashima y Hayashi, 1995; Nishigawa et al., 2001). Los fitoplasmas son capaces de reproducirse por fisión binaria transversal a partir de células filamentosas y cocoides (Figura 1). Carecen

de flagelos, no producen esporas y son gram positivos, poseen gránulos de

ribosomas y fibras condensadas que se presumen corresponde al DNA que es

circular y de una sola cadena (Agrios, 1985).

Estudios filogenéticos mediante análisis de secuencias del gen 16S

ribosomal indican que los fitoplasmas están relacionados con las formas de

micoplasmas en animales, pero es aún más similar a la de Achaloplasma y

Anaeroplasma (Davis y Lee, 1991; McCoy, 1979; Ploaie y Maramurosch, 1969).



Figura 1. Microfotografías electrónicas mostrando la morfología de fitoplasmas. A, Tubo criboso del floema de rizomas del lino de Nueva Zelanda (Phormium tenax). Secciones de una célula, en donde se muestran diferentes tamaños de

fitoplasmas L= grandes y S= pequeños, barra = 1000 µm. B, Célula de fitoplasma que aparentemente se encuentra en división y se observa una red densa de hilos

que probablemente representa su DNA, barra = 500 µm (Ushiyama et al., 1969). C, Sección transversal del floema de Jasminum sambac infectada con fitoplasmas (P) cloroplastos (Ch) y floema necrótico. D, Tubos cribosos del floema de alfalfa infectada con fitoplasmas (P), retículo endoplásmico (ER) y mitocondria

(M), barra = 1 µm (Al-Zadjali et al., 2007).

A B

C D

S L



4. SINTOMATOLOGÍA

La sintomatología ocasionada por los fitoplasmas es muy diversa y se

manifiesta de diferente manera en la amplia gama de plantas (Figura 2), además de ser muy compleja, ya que suelen confundirse con síntomas virales o en

muchas de las ocasiones las plantas infectadas se muestran asintomáticas. En

general, las enfermedades de las plantas asociadas a estos patógenos se

reconocen por un conjunto de síntomas, que sugieren profundas alteraciones en

el equilibrio hormonal de la planta, en la fotosíntesis y en las substancias de

reserva (Pertot et al., 1998; Lepka et al., 1999; Musetti et al., 2000). Los síntomas que comúnmente se asocian a estos patógenos son:

• Filodia (transformación de los órganos florales en estructuras foliares)

• Virescencia (los pétalos adquieren una coloración verde)

• Enrojecimiento precoz de las hojas

• Esterilidad de las flores

• Amarillamientos o clorosis

• Enrollamientos de las hojas

• Desarreglos vegetativos

• Enanismos generalizados

• Apariencia arbustiva al final de los tallos

• Proliferación de yemas adventicias (escoba de bruja)

• Acortamiento de entrenudos

• Necrosis del floema de tallos y raíces

• Decaimiento generalizado



Figura 2. Sintomatología ocasionada por la presencia de fitoplasmas en diferentes plantas. A, Amarillamientos en uva. B, Enrojecimiento de las partes apicales en papa. C, Achaparramiento y proliferación de hojas pequeñas en chile. D, Filodia en áster. E, Virescencia en tomate.

5. CLASIFICACIÓN DE LOS FITOPASMAS

Los primeros intentos para diferenciar y clasificar a los fitoplasmas se

basaron en el conocimiento de sus propiedades biológicas como la

sintomatología, rango de plantas hospedantes y especificidad de transmisión por

insectos vectores. De acuerdo con estas características se clasifican en tres

grupos: agentes de declinamiento, proliferación y virescencia (Rojas-Martínez, 1999). Estudios moleculares como serología, hibridación del DNA y análisis del gen 16S rRNA han permitido la clasificación e identificación de fitoplasmas.

Mediante la amplificación por PCR de segmentos del gen 16S rDNA y análisis de

restricción con diferentes enzimas de restricción (RFLP), se han propuesto 28

grupos de fitoplasmas diferentes divididos en 72 subgrupos, que incluyen a

fitoplasmas que generan cientos de enfermedades distribuidas por todo el mundo

(Cuadro 2) (Lee et al., 1998; Wei et al., 2007).

A B C

D E



Cuadro 2. Clasificación de fitoplasmas con base en la comparación de secuencias de la región 16S ribosomal y a RFLP-PCR.

FITOPLASMA 16S rDNA GRUPO (SUBGRUPO) LOCALIZACIÓN

16SrI (amarillamiento del Aster)

Brote grande del tomate (BB) 16SrI-A Arkansas Aster yellows ‘Ca P. asteris’ 16SrI-B Todo el mundo

Filodia del trébol (CPh) 16SrI-C América, Europa Escoba de bruja de Paulonia (PaWB) 16SrI-D Asia

Atrofia de la zarzamora (BBS1) 16SrI-E Norte América Hoja enrollada clorótica del chabacano

(ACLR-AY) 16SrI-F España

Multiplicación de la fresa (STRAWB 2) 16SrI-K Florida Amarillamiento del aster cepa AV976

16SrI-L Germania

Amarillamiento del aster cepa AVUT

16SrI-M Germania

Ipomea oscura witches’ broom

16SrI-N Taiwán

Amarillamiento de la cebolla 16SrI-O USA Decline of Croatian poplar

16SrI-P Croacia

16SrII (Escoba de bruja del cacahuate)

Escoba de bruja del cacahuate ( PnWB) 16SrII-A Asia Escoba de bruja de la lima (WBDL)

(“Candidatus Phytoplasma aurantifolia”) 16SrII-B Península Arábiga

Filodia del fríjol del soya (FBP) 16SrII-C Africa, Asia Hoja pequeña del camote (SPLL) 16SrII-D Australia

Arrugamiento amarillo de la papaya (CYC) (“Candidatus Phytoplasma australasia”)

16SrII-E Australia

Cotton phyllody 16SrII-F África 16SrIII

(Grupo de la enfermedad X)

Enfermedad X (CX) ‘Ca. P. pruni’ 16SrIII-A Norte América Contorno amarillo del trébol (CYE) 16SrIII-B América, Asia, Europa

Racimo de la nuez (PB) 16SrIII-C USA Amarillamiento de la caña dorada (GR1) 16SrIII-D USA

Atrofia de la Espirea (SP1) 16SrIII-E USA Amarillamiento del “milkweed” (MW1) 16SrIII-F Norte América Escoba de bruja de la nuez (WWB) 16SrIII-G USA

Inductor de brotes de la nochebuena (PliB1) 16SrIII-H USA Amarillamiento de la uva en Virginia

(VGYIII) 16SrIII-I USA

Sechium edule yellows

16SrIII-J Brasil

16SrIV (Amarillamiento letal del

cocotero)

Amarillamiento letal del cocotero (LY) ‘Ca. P. palmae’

16SrIV-A Florida, El Caribe

Amarillamiento letal del cocotero en Yucatán 16SrIV-B Yucatán Tanzanian coconut lethal yellowing 16SrIV-C Africa

Carludovica palmata yellowing 16SrIV-D Mexico, Texas

Walnut witches’ broom ‘Ca. P. castaneae’ 16SrIV-E Corea



16SrV (Amarillamiento del olmo)

Amarillamiento del olmo (EY1) ‘Ca. P. ulmi’ 16SrV-A Norte América, Europa Escoba de bruja del jujube ‘Ca. P. ziziphi’ 16SrV-B Asia

Flavescencia dorada (FD) 16SrV-C Francia Flavescence dorée ‘Ca. P. vitis’ 16SrV-D Europa

Rubus stunt 16SrV-E Europa 16SrVI

(Proliferación del trébol)

Proliferación del trébol (CP) ‘Ca. P. trifolii’ 16SrVI-A Norte América Fitoplasma “Multicipita” 16SrVI-B Canadá, Florida

Sudan periwinkle phyllody

16SrVI-C África

16SrVII (Amarillamiento del fresno)

Amarillamiento del fresno (AshY) (‘’Candidatus Phytoplasma fraxini’’)

16SrVII-A América, Europa

Erigeron witches’ broom 16SrVII-B Brasil 16SrVIII

(Escoba de bruja de la enredadera de esponja)

Escoba de bruja de la enredadera de esponja (LfWB)

16SrVIII-A Taiwán

16SrIX (Escoba de bruja del chícharo)

Escoba de bruja del chícharo(PPWB) 16SrIX-A Norte América Almond witches’ broom ‘Ca. P. phoenicium’ 16SrIX-B Libano

Ruscus decline 16SrIX-C Italia 16SrX

(Proliferación del manzano)

Proliferación del manzano(AP) (‘’Candidatus Phytoplasma mali’’)

16SrX-A Europa

European stone fruit yellows ‘Ca. P. prunorum’

16SrX-B Europa

Declinamiento del peral (PD) (‘’Candidatus Phytoplasma pyri’’)

16SrX-C Europa, Norte América

Escoba de bruja del “Spartium” (SPAR) ‘Ca. Phytoplasma spartii’

16SrX-D Italia, España

Escoba de bruja negra del aliso (BAWB) 16SrX-E Alemania

16SrXI (Achaparramiento amarillo del

arroz)

Achaparramiento amarillo del arroz (RYD) ‘Ca. Phytoplasma oryzae’

16SrXI-A Asia

Hoja blanca de la caña (SCWL) 16SrXI-B Asia Cicadelidos que transmiten la cepa BVK 16SrXI-C Germania

16SrXII (Stolbur) Stolbur (STOL) ‘Ca. P. solani’ 16SrXII-A Europa, Sur de América

Amarillamiento de la uva australiana (AUSGY) (‘’Candidatus Phytoplasma

australiense’’ )

16SrXII-B Australia

16SrXIII (Viresencia de la teresita

mexicana)

Viresencia de la teresita mexicana (MPV) 16SrXIII-A México



Pétalo verde de la fresa (PGS) 16SrXIII-B USA

16SrXIV (Hoja blanca del pasto bermuda)

Hoja blanca del pasto bermuda (BGWL) ‘Ca. P. cynodontis’

16SrXIV-A Asia, Italia

16SrXV Escoba de bruja del hibiscus

‘Ca. P. brasilense’ 16SrXV-A Brasil

16SrXVI Síndrome del amarillamiento de

la hoja de la caña de azúcar

‘Ca. Phytoplasma graminis’ 16SrXVI-A Cuba 16SrXVII

Papaya bunchy top

‘Ca. Phytoplasma caricae’ 16SrXVII-A Cuba 16SrXVIII: American potato

purple top wilt

‘Ca. Phytoplasma americanum’ 16SrXVIII-A Nebraska, Texas 16SrXIX:

Japanese chestnut witches’-broom

‘Ca. Phytoplasma castaneae’ 16SrXIX-A Japón 16SrXX:

Buckthorn witches’ broom

‘Ca. Phytoplasma rhamni’ 16SrXX-A 16SrXXI:

Pine shoot proliferation

‘Ca. Phytoplasma pini’ 16SrXXI-A España 16SrXXII:

Nigerian coconut lethal decline

Phytoplasma sp. strain LDN 16SrXXII-A Gran Bretaña 16SrXXIII:

Buckland Valley grapevine yellows

Buckland valley grapevine yellows phytoplasma

16SrXXIII-A

Australia

16SrXXIV: Sorghum bunchy shoot

Sorghum bunchy shoot phytoplasma 16SrXXIV-A Australia 16SrXXV:

Weeping tea tree witches’- broom

Weeping tea witches’-broom phytoplasma 16SrXXV-A Australia, Isla Nueva Guinea 16SrXXVI:

Mauritius sugar cane yellows

Sugar cane phytoplasma D3T1 16SrXXVI-A Irak 16SrXXVII:

Mauritius sugar cane yellows

Sugar cane phytoplasma D3T2 16SrXXVII-A Irak 16SrXXVIII:

Havana derbid phytoplasma

Derbid phytoplasma 16SrXXVIII-A Cuba



6. TRANSMISIÓN Y DISPERSIÓN DE FITOPLASMAS

6.1. MECANISMOS DE TRANSMISIÓN

Existen tres mecanismos por los cuales se transmiten o se diseminan los

fitoplasmas a las plantas hospederas: 1) por medio de injertos, 2) por conexiones

vasculares y 3) por insectos vectores. En trabajos recientes se sugiere que la

transmisión por medio de semilla podría ser un mecanismo de transmisión de

fitoplasmas. Sin embargo, éste es poco probable que suceda, aún cuando el

fitoplasma del amarillamiento letal del cocotero se ha detectado en embriones de

la fruta de los árboles infectados (Cordova et al., 2003) y el fitoplasma de la escoba de bruja de la alfalfa se ha detectado en las semillas de las plantas (Khan et al., 2002). Hasta el momento no se ha reportado que exista una transmisión mecánica de fitoplasmas, de igual manera no se han citado casos de transmisión

por medio de polen.

6.1.1. TRANSMISIÓN POR INJERTOS

Se asume que todas las enfermedades causadas por fitoplasmas, se

transmiten por medio de injerto, de planta a planta dentro de los límites de la

compatibilidad de tejidos, ya que se encuentran y se multiplican en el floema de

sus hospederos (Ploaie, 1981). El injerto permite una gran cantidad de inóculo y se ha utilizado como uno de los medios rápidos para la transmisión de

fitoplasmas. Las técnicas de injerto utilizadas incluyen implantes de tejidos, brotes

y partes de corteza (Dimock et al., 1971). Estudios realizados por Seemüller (1988), con los fitoplasmas de la proliferación del manzano y del decaimiento del peral, indican que la época o estación del año en que se realizan los injertos

influye con la transmisión, ya que ambos árboles frutales mostraron altos

porcentajes de transmisión, del 50 al 100 % en los meses de mayo a diciembre,

mientras que en los meses de febrero a marzo, los porcentajes de transmisión

fueron del 11 % para la proliferación del manzano y 1.8 % para el decaimiento del

peral, aunque en la mayoría de los casos la transmisión no fue exitosa. Este

estudio está muy relacionado con la concentración del patógeno en las raíces

durante la época invernal y la recolonización de la parte aérea en la primavera (Cranshaw, 1993).



6.1.2. TRANSMISIÓN POR CONEXIÓN VASCULAR

Las conexiones vasculares entre plantas enfermas y plantas sanas por

medio de plantas parásitas, permiten la transmisión de fitoplasmas. Un ejemplo

es la planta parásita Cuscuta spp, una enredadera cuya fuente de nutrición son

plantas verdes con las que desarrolla una conexión vascular; se ha observado

que el fitoplasma se desarrolla dentro del floema de Cuscuta spp, parasitando

plantas afectadas por el amarillamiento del áster (Davis et al., 1998). Muchos de los fitoplasmas también son transmitidos a través de rizomas o bulbos y de

tubérculos, como ocurre con la papa, que en muchos de los casos los tubérculos

recién cosechados no presentan síntomas característicos de fitoplasmas e

incluso después del perίodo de almacenamiento (estado de latencia), pero al

momento de la brotación, el patógeno se reproduce gracias al movimiento y a la

síntesis de nutrientes al iniciarce la formación de los brotes en el tubérculo

(Leyva-López et al., 2002).

6.1.3. TRANSMISIÓN POR INSECTOS VECTORES

Este tipo de transmisión es una de las más eficaces; los insectos vectores

de fitoplasmas usualmente son polífagos, por lo que pueden transmitir el

patógeno a un gran número de plantas ocasionando más de 700 enfermedades.

Son en general de amplia distribución y responsables de grandes pérdidas

económicas en la producción hortícola. En la naturaleza los insectos juegan un

papel de gran importancia en la transmisión y distribución de enfermedades

fitoplásmicas; el ciclo planta-insecto-planta es de suma importancia, ya que los

fitoplasmas permanecen por la multiplicación alternativa y obligatoria tanto en las

células de las plantas como en la de los insectos (Caudwell, 1983).

6.1.3.1. CARACTERÍSTICAS BIOLÓGICAS DE LOS INSECTOS VECTORES

Este grupo de insectos poseen varias características que los hacen ser los

miembros más eficientes como vectores de fitoplasmas: a) Son hemimetabolos:

presentan metamorfosis incompleta, en donde la larva (generalmente llamada

ninfa) se asemeja mucho al estado adulto, sin ser sexualmente madura. Tanto las

formas adultas aladas como las ninfas al tener un tipo de alimentación similar,

pueden transmitir fitoplasmas. b) Su alimentación selectiva en ciertos tejidos de la



planta evolutivamente les ha permitido ser los vectores más eficientes para

transmitir diversos patógenos presentes en dichos tejidos, además su tipo de

alimentación al no ser destructiva, favorece una inoculación exitosa de estos sin

perjudicar el tejido conductivo de las plantas y sin respuestas defensivas. c)

Presentan una relación propagativa persistente a lo largo de su vida con los

fitoplasmas. d) Tienen una característica muy peculiar de simbiosis con los

procariotes, que les permite pasarlos a la siguiente generación por medio de

transmisión transovarial (Tedeschi et al., 2002; Weintraub y Beanland, 2006).

6.1.3.2. GRUPOS TAXONÓMICOS DE INSECTOS VECTORES

Debido a que los fitoplasmas se encuentran limitados al floema, solamente

los insectos que se alimenten de éste pueden potencialmente adquirir y transmitir

el patógeno. Sin embargo, dentro de los insectos que se alimentan del floema

existen relativamente pocos grupos taxonómicos. El orden Hemiptera incluye

principalmente tres taxa que han sido confirmados como vectores de fitoplasmas.

La superfamilia Membracoidea que incluye el número mayor de especies, de

manera particular la familia Cicadellidae en la cual se agrupan la mayor parte de

especies vectoras. El segundo grupo más grande es la superfamilia

Fulgoromorpha, dentro de la cual se encuentran cuatro familias de especies que

son vectoras. El suborden más pequeño es Sternorryncha, en el cual solamente

dos géneros de la familia Psyllidae son confirmados como vectores (Purcell, 1982; Lee et al., 2000; Weintraub y Beanland, 2006).

Dentro de la familia Cicadellidae, Deltocephalinae es una de las

subfamilias que el 75 % son especies vectoras de diferentes grupos de

fitoplasmas. La subfamilia Macropsinae ocuparía el segundo lugar debido al gran

número de especies vectoras confirmadas, ambos grupos se alimentan

principalmente de plantas leñosas y sus hábitos alimenticios pueden ser de tipo

monófago o polífago. La subfamilia Aphrodinae comprende alrededor del 10 % de

las especies vectoras de fitoplasmas confirmadas. Si bién no se ha confirmado

aún que la subfamilia Membracidae sea importante en la transmisión de

fitoplasmas es necesario realizar los estudios pertinentes ya que los periquitos

presentan cierta tendencia de alimentación en hospederos leñosos, por lo que no

nos sorprendería encontrar que pudieran ser vectores de fitoplasmas, en especial



de los grupos encontrados principalmente en plantas leñosas como: Western-X

(WX), Pear Decline (PD), Apple Proliferation (AP) o European Stone Fruit Yellows

(ESFY) (Weintraub y Beanland, 2006).

En la superfamilia Fulgoromorpha se encuentran cuatro familias que

presentan especies vectoras: Cixiidae, Delphacidae, Derbidae y una especie de

la familia Flatidae. Las primeras tres familias por lo menos tienen una especie que

transmite fitoplasmas del grupo del amarillamiento letal del cocotero (16SrIV).

Varias especies de estas familias también transmiten fitoplasmas del grupo del

Stolbur (16SrXII). Metcalfa pruinosa (Say) es el único vector de fitoplasmas de la

familia Flatidae, este insecto transmite patógenos del grupo 16SrI del

amarillamiento del áster (AY) (Weintraub y Beanland, 2006).

Solamente dos géneros de la familia Psyllidae son considerados como

especies vectoras. Cacopsylla spp., la cual transmite fitoplasmas del grupo 16SrX

de la proliferación del manzano (AP), éstos poseen los genomas más pequeños

conocidos (630 a 690 kbp) (Marcone et al., 1999). Se sabe que los mismos tipos de árboles susceptibles a AP y ESFY también son susceptibles a WX, los que

son similares en el tamaño de sus genomas, pero los psílidos no están implicados

en la transmisión de WX. Bactericera spp. es el otro género de la familia Psyllidae

que transmite fitoplasmas del grupo del Stolbur (16SrXII) en zanahorias (Font et al. 1999).

Se consideraba que para que un insecto fuera capaz de transmitir

fitoplasmas debía de alimentarse del floema de una manera no destructiva, pero

recientemente se ha demostrado que algunos heterópteros que tienen esta forma

de alimentación son vectores de fitoplasmas (Mitchell, 2004; Okuda et al., 1998). Dos familias del Orden Heteróptera, Pentatomidae y Tingidae, se han confirmado como especies vectoras. Adultos y ninfas de Halyomorpha halys

pueden transmitir el fitoplasma de la escoba de bruja en árboles de Paulownia spp. en Asia (Hiruki, 1999). En el sudeste de Asia, el tíngido Stephanitis typica transmite fitoplasmas en palmas cocoteras (Mathen, 1990).



6.1.3.3. IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES VECTORAS

Por lo regular, cuando una nueva enfermedad fitoplásmica se presenta se

conoce poco sobre su epidemiología. El primer paso es identificar las especies de insectos que se encuentren en el cultivo o plantas afectadas a través de un

monitoreo a lo largo del perίodo del cultivo. Los métodos más comunes para

monitorear la población de insectos dentro y en los alrededores del lote afectado

son; utilizar trampas pegajosas (Weintraub et al., 2004), red entomológica (Pilkington et al., 2004) y muestreo al vacío (Weintraub et al., 2004). Para atrapar insectos vivos de árboles se hace temblar una rama del árbol y abajo se

ponen bandejas que atraparán a los insectos en la caída (Carraro et al., 2004). Aunque, la relación entre la incidencia y abundancia de especies y la incidencia de enfermedades, puede proporcionar evidencia para la identificación de

especies vectoras, es importante analizar por medio de técnicas moleculares ya

sea insectos individuales o en grupos, para determinar la presencia de

fitoplasmas (Madden et al., 1995). Finalmente, para mayor convicción, se deben realizar experimentos de transmisión para determinar el papel del insecto como

vector (Tedeschi et al., 2002).

6.2. INTERACCIÓN INSECTO VECTOR – FITOPLASMA – PLANTA

Para poder infectar a una planta, los fitoplasmas necesitan de la ayuda de

un insecto vector (Cicadelidos o Psílidos) que se alimenten del floema. Cada

fitoplasma es transmitido por una especie de insecto específico y solo unas pocas

especies de insectos son capaces de transmitir naturalmente o

experimentalmente más de un tipo de fitoplasma (Lee et al., 1992). Algunos investigadores interpretan la posibilidad de múltiples vectores para cierto

fitoplasma y sugieren que las interacciones entre el patógeno y el vector no son

altamente específicas (Bosco et al., 1997).

6.2.1. ADQUISICIÓN, INCUBACIÓN Y TRANSMISIÓN DE FITOPLASMAS

Los insectos que se alimentan del floema adquieren al fitoplasma

pasivamente durante la alimentación de plantas infectadas. El tiempo de

alimentación es un factor importante para que el insecto adquiera una

concentración suficiente de fitoplasma, a este tiempo se le conoce como perίodo



de adquisición (PA) (Figura 3). Este perίodo puede ser corto, pocos minutos, pero

es generalmente medido en horas; el perίodo de adquisición más largo está

comprendido en días, lo favorece con mayor certeza la adquisición del patógeno

en estudio. El perίodo de adquisición también puede depender de la

concentración de fitoplasmas en la planta, de igual manera, un mayor tiempo de

adquisición aumentará la concentración del fitoplasma en el insecto vector

(Simona et al., 2001). Estudios recientes indican que el fitoplasma del amarillamiento de la cebolla (OY) incrementa su concentración en la planta 6

veces cada semana de 14 a 28 días después de la inoculación con el insecto

vector. Sin embargo, aunque la concentración de fitoplasmas pudo ser

cuantificada, se desconoce si ésta tiene efecto sobre el perίodo de adquisición

enlas plantas (Wei et al., 2004).

El tiempo que transcurre después del PA es conocido como el perίodo de

latencia (PL) o incubacion y corresponde al tiempo para que el insecto tenga la

habilidad de transmitir al fitoplasma, el insecto vector permanecerá infectado por

toda su vida. El perίodo de latencia depende de las especies de insectos y de la temperatura, se ha estimado que los rangos pueden oscilar de pocos días a 80

días (Carraro et al., 2001). Durante el periodo de latencia, el fitoplasma se mueve y se replica en el cuerpo del insecto vector, éste puede pasar

intracelularmente por las células epiteliales del intestino medio y replicarse dentro

de una vesícula o pasar entre dos células del intestino medio (Figura 3) (Lefol et al., 1994) o también a través de la membrana basal para entrar a la hemolinfa en donde normalmente circulan y de ahí, pueden infectar otros tejidos como boca,

tracto digestivo glándulas salivales, órganos reproductores, los túbulos de Malpighi, el lumen del intestino medio, ganglios toráxicos, otros órganos y cerebro

(Hanboonsong et al., 2000; Hanboonsong et al., 2002; Marzorati et al., 2006; Lherminier et al., 1990; Kawakita et al., 2000; Lefol et al., 1994; Nakashima et al., 1995). Recientemente se ha reportado la presencia de fitoplasmas en los ovarios y receptáculos seminales de los insectos, en los huevos, ninfas de

diferentes estadios y en los adultos de la primera y segunda generación por lo

que es posible que exista una transmisión transovarial (Kawakita et al., 2000; Hanboonsong et al., 2002; Alma et al., 1997; Mitsuhashi et al., 2002; Tedeschi et al., 2006). La replicación de fitoplasmas en estos tejidos, aunque no



es esencial para la transmisión de fitoplasmas a una planta sana, puede indicar

una gran relación co-evolutiva entre el patógeno y el insecto vector (Weintraub y Beanland, 2006).

Para que el fitoplasma pueda ser transmitido de una planta enferma a una

planta sana, debe multiplicarse y penetrar células específicas de las glándulas

salivales, acumularse y llegar a la saliva (después del periodo de incubación o de

latencia PL) (Figura 4) (Kirkpatrick, 1992). En las glándulas salivares solo existen tres barreras que el patógeno debe atravesar antes de que pueda ser

inyectado junto con la saliva, estas barreras son: la lámina basal, el plasmalema

basal y el plasmalema apical (Wayadande et al., 1997).



Figura 3. Ciclo del fitoplasma en el vector. Se muestra el desplazamiento que realiza el fitoplasma al momento de ser adquirido o ingerido

hasta llegar a las glándulas salivales después del perίodo de latencia o

incubación, en donde lo transmitirá a una planta junto con la saliva

http://papilio.ab.a.u-tokyo.ac.jp .

Figura 4. Ciclo de transmisión de fitoplasmas por un insecto vector. Posterior al periodo de adquisición (PA) del patógeno por el vector y al perίodo de latencia o

incubación (PL) ocurre la transmisión (T) de una planta enferma a una sana (caso

particular de los cicadélidos) (Agrios, 1997).

glándulas salivales

fitoplasma

planta floema

PA PL

T



6.2.2. ESPECIFICIDAD DEL INSECTO VECTOR – PLANTA – FITOPLASMA

Tanto las plantas como los insectos vectores son hospedantes naturales

de los fitoplasmas y su rango varía de acuerdo con las diferentes cepas o

especies del patógeno.

La interacción entre el insecto vector y el fitoplasma es muy compleja y

variable. La secuencia de eventos complejos requeridos por un insecto para que

adquiera y subsecuentemente transmita fitoplasmas a las plantas sugiere un alto

grado de especificidad entre las especies de insectos vectores y los fitoplasmas

que transmiten. Sin embargo, numerosos fitoplasmas como el amarillamiento del

áster (AY) y Western-X (WX), en Norte América son transmitidos por varias

especies de insectos vectores (Lee et al., 1996; Ebbert et al., 2001).

Algunos fitoplasmas tienen una baja especificidad con los insectos

vectores, sin embargo en otros es muy alta. Ejemplos de una baja especificidad

con el vector es el fitoplasma del amarillamiento del áster (16SrI-B) que es

transmitido por 24 especies de cicadélidos y el fitoplasma de la enfermedad X del

durazno (16SrIII-A) que es transmitido por nueve especies de cicadélidos (Lee et al., 1998); en cambio los fitoplasmas causantes de la escoba de bruja del camote y del declinamiento del peral, aparentemente son transmitidos por una o pocas

especies de cicadélidos (Fletcher et al., 1998). Existen otros estudios en donde se ha encontrado una menor, como ocurre, con el fitoplasma del amarillamiento

del crisantemo (CY) que se transmite por tres especies de cicadélidos:

Euscelidius variegatus, Macrosteles quadripunctulatus y Euscelis incisus (Bosco et al., 1997). El fitoplasma del amarillamiento de la alfalfa australiana (ALuY) es transmitido por tres especies de cicadélidos: Austroagallia torrida,

Batracomorphus angustatus y Orosius argentatus (Pilkington et al., 2004). Otro caso es el fitoplasma que causa la proliferación del manzano (AP), que es

transmitido por dos especies de psílidos Cacopsylla melanoneura y Fieberiella

florii (Tedeschi et al., 2002; Tedeschi et al., 2006); otros casos similiares son: el fitoplasma de la hoja blanca de la caña de azúcar que es transmitido por dos

especies de cicadélidos, Yamatotettix flavovittatus y Matsumurattetix

hiroglyphicus (Hanboonsong et al., 2006) y el fitoplasma de la flavescencia dorada de la vid (FD) que es transmitido por dos cicadélidos, Orosius albicinctus y



Anacaratagallia laevis (Tanee et al., 2001). Sin embargo existen otros reportes de fitoplasmas transmitidos con una alta especificidad por el insecto vector, tal es e

caso del fitoplasma del amarillamiento de la cebolla (OY) por Macrosteles

striifrons (Wei et al., 2004), el fitoplasma del amarillamiento del olmo americano (16SrV-A) por Scaphoideus luteolus, el fitoplasma de la escoba de bruja del

betabel (16SrII-A) que se transmite por Orosius ryukyvensis y el fitoplasma del

declinamiento del peral (16SrX-C) por Cacopsylla pyrycola (Lee et al., 1998).

La interacción insecto vector–planta, juega un papel importante en la

dispersión de fitoplasmas. El rango de plantas hospederas es determinado en

gran medida por el número de especies de insectos que de forma natural son

capaces de realizar la transmisión de fitoplasmas y a su vez por el

comportamiento alimenticio que presenta cada especie de insecto vector. Existen

más de 100 especies de plantas hospederas de fitoplasmas, incluyendo

gimnospermas, monocotiledóneas y dicotiledóneas (Lee et al., 2000; Scheneider et al., 2005). Los insectos vectores polífagos presentan un gran potencial para infectar un rango muy amplio de diferentes especies de plantas, en cambio los

que se transmiten por vectores con hábitos alimenticios monófagos u olífagos

tienen un menor rango de plantas hospederas; lo cual depende del tipo de

fitoplasma y de la susceptibilidad a la infección que presente la planta hospedera

(Fletcher et al., 1998; Weintraub y Beanland, 2006).

La identidad de los fitoplasmas es inconsistente con la sintomatología que

inducen en las plantas susceptibles, una misma sintomatología puede ser inducida

por fitoplasmas distintos ó también, fitoplasmas muy cercanamente relacionados

pueden causar sintomatologías muy diferentes (Davis et al., 1997). Experimentalmente, cada especie de planta tiene el potencial para albergar a más

de un tipo de fitoplasma; por ejemplo, la planta de teresita (Cataranthus roseus),

comúnmente se utiliza para mantener un cultivo in vivo de fitoplasmas y esta

planta es capaz de albergar a la mayoría de los fitoplasmas conocidos (Lee et al., 1998). Sin embargo, en la naturaleza esto no es así, ya que los insectos vectores juegan un papel muy importante. Aunque no existen reportes sobre estos insectos

que adquieren selectivamente a un fitoplasma de una planta hospedera infectada

con más de una cepa de fitoplasmas, se ha observado que perίodos cortos de



adquisición podrían generar una adquisición selectiva (Zhang et al., 2004). La distribuci

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