La regulación de la composición lipídica en membranas biológicas-estudios biofísicos de lípidos y los lípidos sintetizados por enzimas

AbstractoEl estudio del papel que desempeñan los lípidos de membrana, lipidomics funcionales, se ha convertido cada vez más importante en la biología de la membrana. Las propiedades físico-químicas de los lípidos en las membranas biológicas están sujetos a algunos requisitos fundamentales. En general, las cadenas de acilo deberán estar en estado líquido como para mantener las proteínas de membrana activos, y los lípidos deben formar una estructura de bicapa con el fin de que la membrana se una barrera aislante. Sin embargo, una capacidad potencial de los lípidos para formar estructuras nonbilayer parece ser un prerrequisito para la asociada a la membrana varios procesos celulares. Por lo tanto, los organismos expuestos a los cambios en las condiciones ambientales, como la temperatura yabsorción de ácidos grasos, ajustar su composición lipídica de la membrana. Los ejemplos de organismos procariotas que han sido estudiados en este sentido son la bacteria Acholeplasma laidlawii sin paredes celulares, la bacteria Gram-negativa Escherichia coli, y la bacteria Bacillus megaterium Gram-positiva y Clostridium butyricum, y entreorganismos eukaroytic se encuentran los hongos, plantas superiores, y los animales poiquilotermos. Al sintetizar una combinación adecuada de la cadena de acilo y estructuras de grupo de cabeza polar, los organismos modifican las temperaturas de transición de fase de la lípidos de membrana de modo que se mantienen en una fase cristalina líquida lamelar, y la formación de un lamelar se evita fase de gel, así como las fases lamelares reservadas. Se ha demostrado que A. laidlawii y E. coli mantienen un equilibrio entre los lípidos laminares formado y no lamelares-formación. Un creciente cuerpo de evidencia muestra que formadores no lamelares lípidos de membrana desempeñan papeles esenciales en muchos aspectos del funcionamiento membrance. Efímero nonbilayer estructuras se forman probablemente en los procesos de fusión y fisión de bicapas de lípidos, y de larga vidaestructuras bicapa con un pequeño radio de curvatura se producen en varios tipos de membranas biológicas (por ejemplo, suavizar retículo endoplásmico, la membrana mitocondrial interna, y los cuerpos prolamelares). La actividad de membrana asociada las proteínas se pueden modular mediante la adición de detergentes o lípidos-lamelares que forman a bicapas. Algunos ejemplos son la regeneración de bacteriorphodopsin desnaturalizado, y las actividades de la proteína quinasa C, algunos fosfolipasas, y algunos sintasas de lípidos clave implicadas en el metabolismo de los lípidos de las células eucariotas, A. laidlawii y E. coli. El físico-químico propiedades de la matriz lipídica puede ser una señal de realimentación directa sobre la actividad de las sintasas de lípidos. Finalmente, lípidos formadores de no lamelares son esenciales para una correcta división celular, y una translocación eficiente de proteínas a través de lamembrana plasmática, de células de E. coli.

1. IntroducciónUna apreciación de los avances importantes en la comprensión de las membranas biológicas obtenida durante los últimos 20 años debe ser moderadopor el conocimiento de que muchas cuestiones fundamentales permanecen incompletamente contestado: (i) ¿Qué propiedades físico-químicas de los lípidos son importantes a la operación de la membrana? (ii) ¿Es regulación de estas propiedades una restricción predominante control de la composición de lípidos de la membrana? y, finalmente, (iii) ¿Cómo estas propiedades influir en las proteínas de la membrana? Tales preguntasmotivar la investigación sobre cómo los organismos se adaptan la composición de lípidos en sus membranas celulares para las condiciones ambientales. Está bien documentado que todos los tipos de organismos adaptar su composición de lípidos de membrana para la prevaleciente ambiental y fisiológica condiciones. Tres estrategias parecen ser utilizados: (i) cambios en la estructura de la cadena acilo; (ii) los cambios en la estructura del grupo de cabeza polar; y (iii) reorganización de las cadenas de acilo para formar nuevo lípidos molecular especies sin cambiar la media de la cadena acilo composición [1-3]. La regulación de la membrana composición lipídica por la bacteria sin paredes celular Acholeplasma laidlawii cepa A ha sido estudiado intensamente en nuestro laboratorio. El organismo se puede cultivar en condiciones donde los cambios regulatorios ocurren predominantemente en las estructuras de los grupos de cabeza polares. La conclusión tiene sido atraídos que las células se esfuerzan por mantener un cierto equilibrio entre los lípidos que constituyen un estructura de bicapa y los que forman invertido no lamelar estructuras [10.4]. También hemos estudiado la regulación del metabolismo y el equilibrio de fases de los lípidos de la membrana de las células de tipo salvaje de la Gram-negativos bacteria Escherichia coli. Los razones para ello son múltiples: (i) E. coli se reconoce como uno de los más importante modelo procariota organismos; (ii) la bacteria tiene sólo tres principal fosfolípidos de membrana que se producen con frecuencia en procariotas, así como organismos eucariotas; y (iii) la regulación de la composición lipídica en células de tipo salvaje es provocada por los cambios en el estructura de la cadena de acilo, sobre todo en el grado de insaturación de las cadenas de acilo [11], que es una respuesta muy común a los cambios en el medio ambiente temperatura de entre una variedad de organismos [1]. Por otro lado, las células de tipo salvaje de E. coli tener una composición del grupo de cabeza polar casi constante bajo una amplia gama de condiciones de crecimiento. De esta manera el organismo mantiene los lípidos en una fase cristalina líquida lamelar y evita laformación de tanto una fase de gel lamelar y revirtió fases no lamelares [12]. ¿Cómo las células de E. coli logran mantener el polo cabeza de la composición del grupo de los lípidos de membrana casi invariable? Desde extensa sobreproducción de las enzimas sintetizar estos lípidos tiene poco efecto sobre la composición de lípidos [13], ha sido nasumido que la regulación de la composición lipídica ocurre a través de un ajuste de la relacióna ctividad de las enzimas y no en el nivel de la expresión génica y la cantidad de las enzimas. Casi la totalidad de la síntesis de lípidos de membrana enzimas en E. coli se han purificado, caracterizado, y secuenciado. Sin embargo, los estudios de la influencia de la composición y físico-químico propiedades de la bicapa lipídica sobre la actividad de estas sintasas lípidos son muy escasos, y predominantemente se han realizado como

in situ estudios [15,16]. Investigaciones de la actividad y unión de una de las sintasas clave de lípidos de membrana en E. han, por lo tanto, han iniciado coli[17,18]. En esta revisión también vamos a dar ejemplos de la funciones desempeñadas por los lípidos-lamelares formación para ella actividad de algunas proteínas asociadas a la membrana y para la fusión de la membrana. La revisión en consecuencia hace hincapié en la participación importante de lípidos formadores de no lamelares en varios aspectos de funcionamiento de la membrana.

2. Regulación de la composición lipídica2.1. Acholeplasma laidlawiiA. laidlawii ha sido una herramienta para un gran númerode las investigaciones de las propiedades físico-químicasde las membranas biológicas. La razón de estoes la combinación de principalmente dos funciones: (i) lacapacidad de introducir cambios controlados en la membranacadena de acilo y la composición de esteroles; y (ii)la facilidad con que las membranas puras libre delos contaminantes se pueden obtener. Los ejemplos de las investigaciones,en el que las membranas A. laidlawii eranutilizado para establecer propiedades fundamentales que soncomún para la mayoría de las membranas biológicas,son: (i) los estudios de DSC mostraron que los lípidos en lamembrana de A. laidlawii exhiben una gelto- reversibletransición de fase líquido-cristalina [19]; (ii) lowandde gran angular estudios de difracción de rayos X mostraronque una estructura de bicapa está formado por los lípidos enA. intacta la membrana laidlawii [20,21]; (iii) 2HEspectroscopía de RMN de cadenas de acilo de deuteradoslípidos en la membrana intacta de A. laidlawiimostró que el perfil de orden de orientación en estemembrana es muy similar a la correspondienteperfil orden en fases cristalinas líquidas lamelaresde anfífilos [22].A. laidlawii cepa A sintetiza las siete de la membranalípidos (Fig. 1) que forma cristalina líquidafases. Tres de los lípidos son capaces de formar no lamelarfases, monoglucosyldiacylglycerol(MGlcDAG); monoacil-MGlcDAG(MAMGlcDAG); y monoacyldiglucosyldiacylglycerol(MADGlcDAG) [4-6,9,10]. El lamellar-formando lípidos son fosfatidilglicerol (PG),diglucosyldiacylglycerol (DGlcDAG), glycerophosphoryl-DGlcDAG (GPDGlcDAG), ymonoacylbisglycerophosphoryl-DGlcDAG(MABGPDGlcDAG) [4,6,9,23]. El producto químicoestructuras de estos lípidos han sido determinadas porRMN multidimensional [24-27 de].A. laidlawii puede cultivar en condicionesdonde los ácidos grasos no pueden ser sintetizados endógenamente,y las células se, por lo tanto, obligados a incorporarlos ácidos grasos suministrados exógenamente ensus lípidos de la membrana. Las células responden mediante el ajuste dela composición de los grupos de cabeza polareslas cadenas de acilo incorporados, y la cabeza polarla composición del grupo se regula de una manera coherente.Generalmente, la fracción de los lípidos formando invierte

estructuras no lamelares disminuye cuando ellongitud y la insaturación de las cadenas acilo sonaumentado (Fig. 2) [9]. Es bien sabido que unaaumento en la longitud y la insaturación de acilocadenas favorece la formación de fases no lamelarespor los lípidos de membrana. Por lo tanto, la regulación dela relación entre los lípidos y la formación laminarSe espera que las fases no lamelares para producir fasetemperaturas de transición de un lamelar a una no lamelarfase dentro de un intervalo bastante estrecho paraextractos de lípidos totales. De hecho, un número de experimentalinvestigaciones han demostrado que esta hipótesises válido (Fig. 3) [3,4,7,8,10,28].2.3. Organismos eucariotasUna importante conclusión extraída de los estudiosde A. laidlawii y E. coli es que las célulassiempre parecen ajustar la composición lipídica de la membranade manera que una fase cristalina líquida lamelar esmantenido, evitando así la formación tanto de unafase de gel y no lamelar cristalino líquidofases (. Figs 3 y 5). La relación entrela composición lipídica de la membrana, y las propiedades fisicoquímicaspropiedades de los lípidos, ha sido exploradoen otros organismos procariotas, yClostridium butyricum y Bacillus megateriumparecen regular su composición lipídica de la membranaen analogía con A. laidlawii y E. coli,respectivamente, [7,34,35]. También los organismos eucariotas,como hongos, plantas superiores y animales poiquilotermos,menudo cambiar su composición lipídica de la membranaen respuesta a cambios en el ambientetemperatura [1,36,37]. Se ha sugerido quela regulación de los lípidos en estos organismos tiene lugarde acuerdo con un modelo que tiene las mismas características quenuestra; se da a entender que la aclimatación de la temperaturao adaptación modifica la transición de fasetemperaturas de los lípidos de modo que una fase laminarsiempre es estable y la temperatura ambiente esconfinado a una "ventana" limitada por el gel yfases no lamelares [36].Un ejemplo de la regulación de la membranacomposición lipídica que ocurre en las plantas serádado. Congelación de la intolerancia de la membrana plasmáticade avena y centeno hojas es principalmente una consecuenciade desestabilización de la membrana resultantedesde inducida por la congelación-deshidratación [38]. El lípidocomposición de la membrana plasmática aisladaa partir de hojas de avena de primavera se encontró que era muydiferente de la de centeno de invierno. El plasmamembrana de avena de primavera contiene grandes fracciones

de fosfolípidos, cerebrósidos y sterylglucosides acilados,mientras que la de centeno de invierno contiene unamayor proporción de fosfolípidos, y en menorfracción de cerebrósidos, pero fracciones más grandes deFig. 3. Los equilibrios de fase de los extractos de lípidos totales, que contiene diferentes fracciones de palmitoilo y oleoil cadenas (menor eje X), demembranas de A. laidlawii cepa A cultivadas a 37 ° C. Los contenidos de agua eran 20 wt.%. El eje x superior muestra el metabólicamenteobtenidos relaciones MGlcDAG / DGlcDAG. El área sombreada indica

la menor intervalo de transición de fase cristalina de gel líquido, ysuperior fraguó área indica la aparición de HII y / o revertir fases cúbicas en las mezclas de lípidos. Adaptado de [4].L. Rilfors, G. Lindblom / Coloides y Superficies B: Biointerfaces 26 (2002) 112-124 117Fig. 4. Acil composición de la cadena de extractos de lípidos totales de lamembrana interna de E. coli. Las células fueron cultivadas a 17, 27, y37 ° C. Los datos de [12]

.Estructura de HII. Por lo tanto, las tendencias de lamembranas plasmáticas de centeno y avena a someterse a lalaminar a transición de fase HII durante la congelación inducida-deshidratación parece ser una consecuencia delas propiedades físico-químicas de la membranalípidos, incluyendo hidratación de la superficie bicapa yembalaje de lípidos.3. El papel de los lípidos-lamelares formación parafunción de la membranaLa fase cristalina líquida lamelar con sumultibilayer estructura ha sido utilizado como unamodelo para membranas biológicas, y de una sola bicapavesículas se utilizan con frecuencia en, por ejemplo,aplicaciones farmacéuticas. Sin embargo, elconciencia de la formación de estructuras no lamelares,que ocurre durante un número de lípidos de membrana,ha cambiado poco a poco la vista en el funcionalpapel que desempeñan los lípidos de membrana en los procesos celulares;sorprendentemente, este conocimiento aún no se puede encontrarFig. 5. equilibrios de fase de los extractos de lípidos totales de células de E. colicrecido a 17, 27 y 37 ° C. El contenido de agua fue de 20 wt.%.El eje x muestra la fracción de cadenas de acilo saturadas en lalípidos. La línea de la zona inferior sombreada denota las temperaturasen el que una fase de gel aparece en las mezclas de lípidos, yla línea de la zona sombreada superior denota las temperaturas aque una fase HII aparece en las mezclas de lípidos. Datos de[12].esteroles libres. Sin embargo, tanto para los organismos,aclimatación al frío resulta en un aumento de lafracción de los fosfolípidos, y una disminución enel componente cerebroside. Se demostró que lalípidos forman una fase HII en la lesión de congelación.La incidencia de la fase HII se correlaciona con lalesión letal para ambos de protoplastos y la hoja de tejido comoindicado por la pérdida de la capacidad de respuesta osmótica deprotoplastos y fugas de los contenidos intracelularesde las hojas. La dependencia de la temperatura parael inicio de la formación inducida por congelación de laFase HII es significativamente diferente para el centeno de inviernoy avena de primavera y es, como es lógico, asociadocon las diferencias en la composición lipídicade las membranas plasmáticas. Sin embargo, inducida por

congelaciónformación de la fase HII no se producedespués de la aclimatación al frío en cualquiera de los organismosdebido a la fuerte disminución de la cerebrosidefracción en la membrana plasmática. Tal adaptaciónse puede entender, ya que promueven cerebrósidosla formación de la fase HII a bajatemperaturas [39]. Cerebrósido tiene una hidratación bajade su grupo de cabeza polar, resultando en una mayormolécula en forma de cuña, que fácilmente pack a una118 L. Rilfors, G. Lindblom / Coloides y Superficies B: Biointerfaces 26 (2002) 112-124en los libros de texto de bioquímica general. Hay ahorauna gran cantidad de evidencia experimental que muestraque los lípidos participan activamente en muchas importantesfunciones de la célula, y en esta revisión nuestraintención es referirme a unas pocas áreas dondelípidos formadores de no lamelares se cree que soninvolucrados.

4. enzimas lípidos sintetizarLa regulación de la composición lipídica de la membrana,que ocurre en varios organismos, que implicala actividad de las enzimas que sintetizan los lípidos(sintasas lípidos) se ajustan a la prevalecientelas condiciones de crecimiento de las células, es decir, algún tipo dede la señal (s), lo que refleja el estado de la bicapa lipídica,debe ser transferido de la bicapa al lípidosintasas. Las sintasas de lípidos son generalmente más120 L. Rilfors, G. Lindblom / Coloides y Superficies B: Biointerfaces 26 (2002) 112-124o menos fuertemente asociado a la bicapa lipídica, yUna posibilidad es que la actividad de estas enzimasestá directamente influenciada por las propiedades de los lípidosbicapa. Otra alternativa es que la actividad delas sintasas está regulada por uno o más efectormoléculas que se unen a las enzimas. Estos efectormoléculas pueden consistir en lípidos de membrana [69], ode una proteína especial que a su vez detecta el estadode la bicapa lipídica. En esta revisión se hará una breveresumir los resultados muestran que la actividad desintasas de lípidos se ven directamente afectadas por lapropiedades físico-químicas de la matriz lipídica.4.1. La fosfatidilserina sintasa de E. coliDos sintasas lípidos tienen un papel central en elmetabolismo de los lípidos de E. coli: la fosfatidilserina

(PS) sintasa y phosphatidylglycerophosphate(PGP) sintasa. PS sintasa y PGP sintasacatalizar la primera etapa en las rutas metabólicasque conduce a la síntesis de PE y PG y DPG,respectivamente. Las células de tipo salvaje de E. coli mantener elequilibrio entre la fracción de PE, y la sumade las fracciones de PG y DPG, prácticamente constante(ver sección 2.2).Una primera imagen de cómo la actividad de PS sintasase ve afectada por la interacción con lípidosagregados de diferentes estructuras y composicionesse ha obtenido [18]. PS sintasa es unala llamada enzima amphitropic, es decir, una enzima quecambios entre una forma citosólica inactivo y unforma unida a membrana activa. Exposiciones sintasa PSprácticamente ninguna actividad después de la reconstitucióncon vesículas lipídicas. La adición del detergente no iónicooctilglucósido en concentraciones muy por encimasu valor CMC aumenta la actividad de la enzima sobre20-1000 veces, el grado de activación dependiendoen la composición lipídica de los proteoliposomas.Una transformación gradual de los lípidos vesículas demicelas provoca una activación de la enzimaque es proporcional al grado de formación de micelas.Queda por dilucidado cómo este modo dela activación está relacionado con el funcionamiento real dela enzima en la célula viva. La actividad de la enzimaaumenta aproximadamente 10 veces cuando la fracción de PG esaumento de 7 veces en las micelas mixtas. El más altoactividades de PS sintasa se exhiben con ellípidos aniónicos sintetizados por E. coli.La interacción de PS sintasa con bicapas lipídicasde varias composiciones se ha estudiado conresonancia de plasmones acoplada-guía de ondas (CPWR)espectroscopía [17]. PS sintasa exhibe una bifásicainteracción con las bicapas: la primera fase (por lobajas concentraciones de proteína) está dominado por hidrofóbicainteracciones, y la enzima provoca unadisminución local de la ordenación de los lípidosmoléculas; la segunda fase (a altas concentraciones de proteínas)es controlada predominantemente por electrostáticainteracciones, y los resultados en una cooperativaunión de la enzima a la superficie de la membrana.La adición de lípidos aniónicos a una bicapa causas PCuna disminución de 5-15 veces en la concentración de proteínasen que se produce la primera fase de unión.Tomados en conjunto, los resultados muestran que la PS sintasaparece ser una de las sintasas de lípidos que esdirectamente involucrados en el mantenimiento de la cabeza polarla composición del grupo en E. coli en una casi constantevalor. Un modelo para la regulación de la actividad de PSsintasa ha sugerido [70,71]. El esencialcaracterística del modelo es que las moléculas de PS sintasase supone que ser más estrechamente vinculado a lamembrana cuando la fracción de lípidos aniónicosaumenta. Como se lleva a cabo la reacción enzimáticacuando la enzima se une a la membrana, la

síntesis de PE (de proceder a través de PS) aumentaráen estas condiciones, y los saldos de respuestalos niveles elevados de lípidos aniónicos. La experimentalsoporte de datos, y extender, el modelo, (i)la enzima se une más fuertemente a una bicapa lipídicacuando la fracción de lípidos aniónicos aumenta [17];y (ii) además de ser modulada por la fracción defosfolípidos aniónicos en los agregados de lípidos, el PSla actividad sintasa se ve influenciada por el producto químicoestructura del grupo de cabeza polar de la aniónicofosfolípidos; DPG tiene una activación más pronunciadaefecto de PG [18].4.2. CTP: fosfocolina cytidylyltransferasePC es un importante lipídica de la membrana en la mayoría eucariotacélulas y un precursor de la otra membranalípidos. Por lo tanto, la regulación de la actividad deCTP, cytidylyltransferase fosfocolina (CCT)es muy importante para la biogénesis de la membrana. CCTse localiza en el núcleo de las células eucariotas ypuede interconvertir entre una forma inactiva en elL. Rilfors, G. Lindblom / Coloides y Superficies B: Biointerfaces 26 (2002) 112-124 121nucleosol y una forma unida a la membrana activa[72]. CCT es, pues, otro ejemplo de un amphitropicenzima. Se incrementa la actividad del CCTpor fosfolípidos aniónicos y por neutrallípidos como diacilglicerol [73]. Un anfipático? -péptido helicoidal del CCT se une al lípido aniónicovesículas [74], y el efecto activador de tensioactivos aniónicoslípidos se atribuye a una interacción electrostáticaentre estos lípidos y residuos de aminoácidos básicosen la hélice anfipática [73,75].Cornell y sus colegas sugirieron que diacilglicerolespuede darle un embalaje más flojo en el polocabeza región grupo de la bicapa, y activeCCT facilitando la intercalación del anfipático? péptido helicoidal en la bicapa [74,76].Recientemente, se demostró que la actividad de CCT esmodulada por la tensión elástica almacenada en curvaturalas monocapas de una membrana lipídica [77]. Losidea subyacente de los experimentos es que la incorporaciónen una bicapa de un detergente, o un lípidoformar fases lamelares invertidas, disminuiráy aumentar la curvatura elástica almacenadaestrés en las monocapas, respectivamente. Es asumidoque la inmersión parcial de la anfipáticodominio de unión del CCT en unmonocapa permite la liberación de algunas de lascurvatura almacenado tensión elástica. Attard et al. [77]convincentemente mostró que la actividad de CCTaumenta monótonamente cuando la curvatura almacenadatensión elástica (o la curvatura espontánea)en las monocapas aumenta. En contraste, la enzimaactividad disminuye significativamente mediante la incorporaciónde pequeñas fracciones de moléculas de detergente enla bicapa, es decir, cuando la curvatura espontáneade las monocapas se disminuye. Los resultados muestran

que una señal de realimentación puramente físico puede desempeñar unpapel clave en la regulación de los lípidos de membranasíntesis. Finalmente, se puede señalar que launión de CCT membrana implica tanto electrostáticay las interacciones hidrofóbicas, que es similara la sintasa de E. coli PS.4.3. Sintasas Glucolipid de A. laidlawiiMGlcDAG y DGlcDAG son la dominanteglucolípidos en A. laidlawii cepa A más bajocondiciones de crecimiento. La actividad de la purificadoenzimas MGlcDAG sintasa y DGlcDAGsintasa, que cataliza la síntesis de estos lípidos,se ha investigado en micelas mixtas que consistendel detergente 3 - [(3-colamidopropil) dimetilamonio] -1-propanosulfonato (CHAPS) ylípidos de membrana u otras moléculas anfifílicas[78-80].MGlcDAG sintasa es activado por el aniónicolípidos PG y PS, y una mayor fracción de PG esnecesaria para alcanzar una determinada actividad de la enzima cuandola esfingosina lípido catiónico está presente en elmicelas mixtas [78]. Estos resultados indican que lala actividad se ve reforzada por cargas negativas en lasuperficie agregada. Sin embargo, MgCl2 está presente enel sistema de ensayo, y la relación molar Mg2 + alípidos aniónicos es 2: 1 o superior. El negativocargas son probablemente inactivaron eficientemente por eliones divalentes [78], y es, por tanto, inciertolo crucial que las cargas superficiales negativas son parala actividad de MGlcDAG sintasa. Por otra parte,la enzima es inactiva cuando PG constituye menosde 30-40% en moles de los lípidos de membrana en elmicelas mixtas, y la fracción de PG muy rara vezalcanza por encima de 30% en moles en las membranas A. laidlawii[9,81]. En contraste con DGlcDAG sintasa,MGlcDAG sintasa no está activado por soluble en aguamoléculas que contienen fosfato [80].La sintasa MGlcDAG se demanda para mantenerel equilibrio entre dos vías que compiten porla síntesis de lípidos de membrana [78]. Uno lleva la víaa PG, y el otro a MGlcDAG, DGlcDAG,y muy probablemente a dos phosphoglucolipids(ver sección 2.1). La presencia de los phosphoglucolipidsen la vía glucolipid complica lasituación, y por lo tanto puede ser razonable que eldensidad de carga superficial de los lípidos de membrana esno estrictamente regulados en A. laidlawii [82].DGlcDAG sintasa es activado por PG, PS,DPG, y ácido fosfatídico [79,80]. Es algoclaro también para esta enzima si está activadopor las cargas negativas en la superficie agregada,desde MgCl2 está presente en el sistema de ensayo, y no hayse obtiene disminución de la actividad de la enzima cuando la esfingosinaestá presente en las micelas mixtas.

DGlcDAG sintasa no se activa hasta PGconstituye más de un 20-25% en moles de la membranalípidos en las micelas mixtas [80], y el PGfracción que ocurre en las membranas A. laidlawii puede,por lo tanto, ser insuficiente para la activación bajo sev122L. Rilfors, G. Lindblom / Coloides y Superficies B: Biointerfaces 26 (2002) 112-124las condiciones de crecimiento va- [9,81]. Sin embargo, este sintasase activa manyfold por hidrosolublemoléculas como ortofosfato, pirofosfato,ATP, la fructosa 1,6 bifosfato, y bicatenarioADN, al menos en la presencia de 20-25% en moles PG [80].DGlcDAG sintasa se activa de 3-5 veces portres amphiphiles formación, o la promoción de laformación de, fases lamelares, a saber dioleoyl-PE, 1,3-dioleoylglycerol y colestenona[79]. Los autores, por lo tanto, sugieren que lacapacidad de las células A. laidlawii para regular la relaciónentre los lípidos que forma laminar y no lamelarfases reside en parte o totalmente en la enzimaSintasa DGlcDAG. Dos objeciones pueden serhecho a esta sugerencia: (i) los dos menores nonlamellar-formación de lípidos en A. laidlawii,MAMGlcDAG y MADGlcDAG, no activela enzima [79], y las enzimas que sintetizan lasestos lípidos no se han estudiado; y (ii) unasistema modelo que consta de micelas mixtas puedenno ser el más adecuado para estudiar el efecto delípidos no lamelares que forman sobre la estructura yactividad de las proteínas asociadas a la membrana (verTambién [49]). La forma así como el tamaño de lamicelas pueden ser alterados por la presencia de lalípidos no lamelar de formación, y esta alteraciónper se puede afectar a la actividad de una enzima (véaseSecciones 3.2 y 4.1). A pesar de estas objeciones, unSe observó muy buena semejanza entre envivo e in vitro, cuando los dos glucolipidsintasas se reconstituyeron juntos enmicelas mixtas. Mediante el aumento de la fracción decolestenona en las micelas, las síntesis deMGlcDAG y DGlcDAG se redujo yaumentado, respectivamente [49], y esta respuestaimita el ajuste de la composición de lípidosque ocurre en las células vivas [83].5. ConclusionesSe ha demostrado para los dos procariotaorganismos A. laidlawii y E. coli que las célulasmantener un equilibrio especial entre lamellarformingy la membrana no lamelar de formaciónlípidos por

5. ConclusionesSe ha demostrado para los dos procariotaorganismos A. laidlawii y

E. coli que las célulasmantener un equilibrio especial entre lamellarformingy la membrana no lamelar de formaciónlípidos ajustando el grupo de cabeza polar o lacomposición de cadena de acilo al crecimiento prevalecientecondiciones. El ajuste realizado por E. colicélulas también da como resultado que el gel líquido cristalinotransición de fase se completa por debajo del crecimientola temperatura. Células de E. coli son de esta manera capaces demantener sus lípidos de membrana en una "ventana" entreuna fase de gel lamelar y revirtieron no lamelarfases. Los estudios sobre la regulación de lamembrana composición de lípidos en los organismos devarios reinos indican que este es un generalcaracterística de las células vivas. Está bien documentado porahora que las propiedades físico-químicas de lamatriz lipídica puede ser una señal de retroalimentación directa sobrela actividad de enzimas de lípidos sintetizar. Losla actividad de tales enzimas puede ser modulada porlas fracciones de lípidos aniónicos y nonlamellarforminglípidos presentes en micelas o bicapas.Numerosas investigaciones muestran también que

nonlamellar-lípidos que forman son importantes para la membranaestructuras y asociada a la membranaprocesos, estructuras nonbilayer de corta duración sonprobablemente formado en los procesos de fusión yfisión de bicapas de lípidos; estructuras bicapa de larga vidaque tiene un pequeño radio de curvatura se producenen varios tipos de membranas biológicas (por ejemplo,retículo endoplásmico liso, cuerpos prolamelares,y la formación de tabique en la división celular); yla actividad de las proteínas asociadas a la membrana puedeser modulada por la adición de detergentes y nonlamellar-lípidos formadores de bicapas.La presente revisión destaca la participaciónde los lípidos en varios aspectos no lamelar de formaciónde la membrana de funcionar. La evidencia es también continuala acumulación de que muchos de membranalípidos juegan un papel importante como una señalmoléculas en las células [84]. Puede, por lo tanto, seroportuna para introducir una nueva área de investigación quehumildemente gustaría designar funcionallipidomics en analogía con los campos establecidosde genómica funcional y proteómica funcional.