Hernandez Martinez Tomas 2006.pdf

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO

DIVISIÓN DE CIENCIAS FORESTALES

PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE Podocarpus reichei BUCHH. POR MEDIO DE ESTACAS, BAJO CONDICIONES DE INVERNADERO EN

CHAPINGO, MÉX.

TESIS PROFESIONAL

QUE COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TITULO DE

INGENIERO FORESTAL CON ORIENTACIÓN EN SILVICULTURA

PRESENTA

TOMÁS HERNÁNDEZ MARTÍNEZ

Chapingo, Texcoco, estado de México

Junio de 2006

Esta tesis titulada Propagación vegetativa de Podocarpus reichei Buchh. por medio de estacas, bajo condiciones de invernadero en Chapingo, Méx. fue realizada por Tomás Hernández Martínez, bajo la dirección del Ing. Reyes Bonilla Beas. Ha sido asesorada, revisada y aprobada por el Comité Revisor y Jurado Examinador, como requisito parcial para obtener el titulo de Ingeniero Forestal, con orientación en silvicultura. Presidente

___________________________

Ing. Reyes Bonilla Beas Secretario

____________________________ M. C. Luis Pimentel Bribiesca

Vocal

____________________________ M. C. J. Carmen Ayala Sosa

Suplente

_____________________________ Abel Aguilera Aguilera Mg. Sc.

Suplente

_______________________________

M. C. Javier Santillán Pérez

Chapingo, Texcoco, estado de México. Junio de 2006.

ii

AGRADECIMIENTOS

A Dios por darme la oportunidad de vivir. A la Universidad Autónoma Chapingo, particularmente a la División de Ciencias Forestales por mi formación académica. A los trabajadores del vivero de la División de Ciencia Forestales, por su apoyo en la realización del experimento. Al Ing. Reyes Bonilla Beas, por el apoyo incondicional y la dirección de esta Tesis. Al M. C. Luis Pimentel Bribiesca por sus observaciones y sugerencias en la revisión de esta tesis. Al M. C. J. Carmen Ayala Sosa, por su apoyo en la parte estadística de este trabajo. Al Mg. Sc. Abel Aguilera Aguilera por sus observaciones y recomendaciones en esta tesis. Al M. C. Javier Santillán Pérez por sus observaciones en la revisión de esta tesis. Al Dr. Edgardo Hernández Vázquez por el apoyo en la traducción del resumen. i

DEDICATORIA

A mis padres

María Martínez Santiago y Otilio Hernández Martínez, por la educación, paciencia, comprensión y sobre todo por el cariño que me han brindado.

A mis Hermanos

Marcial, Reyna, Sergio, Aurelia, Oliva, Martha y Silvia, a todos por su apoyo moral y especialmente a Dominga, por el gran esfuerzo que hizo para apoyarme económicamente.

A mi esposa

Por su paciencia, cariño y comprensión y sobretodo por el apoyo que me ha brindado.

A mis hijas

Diana y Ximena, que con su inocencia me han ayudado a descubrir la importante misión que tengo en la vida.

A mis amigos Francisco Cruz Martínez, J. Javier González Chávez, Pánfilo Cordero Pacheco; con quienes he convivido y me han brindado su apoyo incondicional. ii

ÍNDICE GENERAL

CONTENIDO PÁGINA AGRADECIMIENTOS.................................................................................... i

DEDICATORIA............................................................................................... ii

ÍNDICE GENERAL......................................................................................... iii

ÍNDICE DE CUADROS.................................................................................. viii

ÍNDICE DE FIGURAS................................................................................... x

RESUMEN...................................................................................................... xi

SUMMARY..................................................................................................... xii

1. INTRODUCCIÓN........................................................................................ 1

2. OBJETIVOS............................................................................................... 2

2.1. General................................................................................................ 2

2.2. Particulares......................................................................................... 2

3. REVISIÓN DE LITERATURA.................................................................... 3

3.1. Descripción botánica....................................................................... 3

3.1.1. Descripción de la familia.............................................................. 3

3.1.2. Descripción del género Podocarpus............................................. 3

3.1.3. Morfología externa........................................................................ 4

3.2. Distribución geográfica del género a nivel mundial...................... 5

3.2.1. Importancia.................................................................................... 6

3.2.2. Distribución del género en México............................................... 7

3.2.3. Especies mexicanas...................................................................... 9

3.3. Características botánicas de Podocarpus reichei Buchh............. 9

3.4. Plagas y enfermedades.................................................................... 10

3.5. Usos.................................................................................................... 10

3.6. Aspectos relacionados con la reproducción y propagación vegetativa.........................................................................................

11

3.6.1. Razones para emplear la propagación vegetativa........................ 12

a). Producción de clones.................................................................. 12

iii

b). Propagación de plantas sin semillas........................................... 13

c). Evitar periodos juveniles prolongados......................................... 13

d). Razón económica........................................................................ 13

3.6.2 Tipos de propagación vegetativa................................................... 13

a). Utilización de semillas apomícticas............................................. 13

b). Uso de estructuras especializadas............................................. 13

c). inducción de raíces o brotes adventicios..................................... 14

d). Injerto.......................................................................................... 14

e). Cultivo de tejidos......................................................................... 14

3.6.3. Aspectos generales sobre el estacado......................................... 14

a). Ventajas...................................................................................... 15

b). Desventajas................................................................................. 15

3.7. Origen y formación de las raíces adventicias................................ 15

a). Proceso de formación e importancia del callo.............................. 15

b). Bases fisiológicas de la formación de raíces adventicias............. 18

3.8. Factores que influyen en el enraizamiento de estacas................. 19

3.8.1. Factores de carácter intrínseco................................................ 20

a). Sustancias reguladoras del crecimiento en las plantas.............. 20

b). Cofactores de enraice................................................................. 23

c). Inhibidores.................................................................................. 23

d). Juvenilidad (edad de la planta madre)........................................ 24

e). Niveles de nutrimentos y carbohidratos...................................... 23

f). Polaridad...................................................................................... 24

g). Epoca de colecta........................................................................ 25

3.8.2. Factores de carácter extrínseco............................................... 25

3.8.2.1. Factores ambientales.......................................................... 25

a). Agua..................................................................................... 25

b). Temperatura......................................................................... 26

c). Luz........................................................................................ 26

3.8.2.2. Enraizadores....................................................................... 26

iv

3.8.2.3 Tipos de estacas.................................................................. 29

3.8.2.3.1. Estacas de tallo............................................................. 30

a). De madera dura (especies deciduas)............................ 30

b). De madera semidura...................................................... 31

c). De madera suave........................................................... 31

d). Herbáceas...................................................................... 31

3.8.2.4. Medios de enraizamiento.................................................... 32

a). Arena.................................................................................... 32

b). Musgo turboso o turba esfangosa........................................ 33

c). Vermiculita........................................................................... 33

d). Agrolita.................................................................................. 33

4. MATERIALES Y MÉTODOS...................................................................... 34

4.1. Localización del área donde se realizó el experimento................. 34

4.1.1. Clima............................................................................................. 34

4.1.2. Suelos........................................................................................... 34

4.2. Descripción del área de colecta....................................................... 34

4.2.1. Localización del área de colecta................................................... 35

4.2.2. Límites y colindancias................................................................... 35

4.2.3. Clima............................................................................................. 35

4.2.4. Orografía....................................................................................... 35

4.2.5. Geología....................................................................................... 36

4.2.5.1. Suelos................................................................................. 36

4.2.6. Tipo de vegetación....................................................................... 37

4.3. Obtención de las estacas................................................................. 38

4.3.1. Tipos de estacas........................................................................... 38

4.3.2. Preparación de las estacas.......................................................... 38

4.4. Tratamientos...................................................................................... 39

4.4.1. Sustratos....................................................................................... 40

a). Mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en

proporción 50:50...........................................................................

40

b). Tierra de monte........................................................................... 40

v

c). Agrolita........................................................................................ 40

4.4.2. Enraizadores................................................................................. 41

a). RADIX F-10000........................................................................... 41

b). RADIX 3500................................................................................ 41

c). RAIZONE*-PLUS......................................................................... 41

d). Sin enraizador (testigo)............................................................... 41

4.5. Características de los envases utilizados...................................... 42

4.6. Diseño experimental......................................................................... 42

4.6.1. Preparación del experimento....................................................... 43

4.6.2. Establecimiento del estacado....................................................... 43

4.6.3. Cuidados culturales...................................................................... 44

4.7. Variables evaluadas......................................................................... 44

a). Supervivencia................................................................................... 44

b). Espesor del callo............................................................................... 45

c). Número de estacas enraizadas......................................................... 45

d). Número de raíces primarias.............................................................. 45

e). Longitud de raíces primarias............................................................. 45

f). Número de brotes.............................................................................. 45

g). Longitud de brotes............................................................................ 45

4.8. Análisis de la información............................................................ 46

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................. 47

5.1. Supervivencia...................................................................................... 47

5.2. Espesor del callo................................................................................. 49 5.2.1. Influencia de los sustratos y los enraizadores en el espesor del callo... 52

5.3. Número de estacas enraizadas........................................................... 52 5.3.1. Influencia del espesor del callo en el número de estacas enraizadas.... 55

5.4. Número de raíces primarias................................................................ 56

5.4.1. Influencia del espesor del callo en el número de raíces primarias.... 58

5.5. Longitud de raíces primarias............................................................... 59

5.5.1. Influencia del espesor del callo en la longitud de raíces primarias... 63

vi

5.6. Número de brotes............................................................................... 64

5.7. Longitud de brotes.............................................................................. 66

6. CONCLUSIONES....................................................................................... 70

7. RECOMENDACIONES.............................................................................. 71

8. LITERATURA CITADA.............................................................................. 72

9. APÉNDICE................................................................................................. 76

vii

ÍNDICE DE CUADROS CUADRO PÁGINA

1 Tratamientos probados para determinar la influencia de los sustratos y los enraizadores, en estacas de Podocarpus reichei.....

39

2 Distribución de los tratamientos (completamente al azar) y sus

repeticiones, con estacas de Podocarpus reichei............................

43 3 Porcentajes de supervivencia en estacas de Podocarpus reichei,

por tratamiento..................................................................................

47 4 Análisis de varianza y prueba de F, para la variable supervivencia

en estacas de Podocarpus reichei...................................................

49 5 Promedio del espesor del callo en estacas de Podocarpus reichei,

por tratamiento..................................................................................

50 6 Análisis de varianza y prueba de F para el espesor del callo, en

estacas de Podocarpus reichei.........................................................

51 7 Porcentajes del número de estacas enraizadas de Podocarpus

reichei, por tratamiento.....................................................................

53 8 Análisis de varianza y prueba de F, para el número de estacas

enraizadas de Podocarpus reichei...................................................

54 9 Comparación de medias de Tukey para el número de estacas

enraizadas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados..

54

10 Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del callo en el número de estacas enraizadas..................................

56

11 Promedio del número de raíces primarias en estacas de

Podocarpus reichei, por tratamiento.................................................

57

12 Análisis de varianza y prueba de F, para el número de raíces primarias, en estacas de Podocarpus reichei..................................

58

13 Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia

del callo en el número de raíces primarias.......................................

58

14 Parámetros estimados obtenidos para determinar la influencia del espesor del callo, en el número de raíces primarias........................

59

viii

15 Promedio de la longitud de raíces primarias en estacas de

Podocarpus reichei, por tratamiento................................................

59

16 Análisis de varianza y prueba de F, para la longitud de raíces primarias, en estacas de Podocarpus reichei...................................

61

17 Comparación de medias de Tukey, para la longitud de raíces

primarias en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados...........................................................................................

61

18 Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del callo en la longitud de raíces primarias.......................................

63

19 Parámetros estimados obtenidos para determinar la influencia del

callo en la longitud de raíces primarias............................................

63

20 Promedio del número de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.....................................................................

64

21 Análisis de varianza y prueba de F para en número de brotes, en


65

22 Promedio de la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.....................................................................

66

23 Análisis de varianza y prueba de F, para la longitud de brotes, en


67

24 Comparación de medias de Tukey, para la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados...........................................................................................

68

ix

ÍNDICE DE FIGURAS FIGURA PÁGINA

1 Porcentajes de supervivencia en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.................................................................................

48

2 Promedio del espesor del callo en estacas de Podocarpus

reichei, por tratamiento....................................................................

51 3 Porcentajes del número de estacas enraizadas de Podocarpus

reichei, por tratamiento...................................................................

53 4 Comparación de medias de Tukey para el número de estacas

enraizadas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados..........................................................................................

55 5 Promedio del número de raíces primarias en estacas de


57 6 Promedio de la longitud de raíces primarias en estacas de


60 7 Comparación de medias de Tukey de la longitud de raíces

primarias, en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados..........................................................................................

62

8 Promedio del número de brotes en estacas de Podocarpus


65 9 Promedio de la longitud de brotes en estacas de Podocarpus


67

10 Comparación de medias de Tukey, para la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados..........................................................................................

68

x

RESUMEN

El presente trabajo se desarrollo en el "Vivero Forestal Experimental" de la División

de Ciencias Forestales, tuvo como propósito fundamental evaluar el efecto de los

enraizadores RADIX F-10000, RADIX 3500 y RAIZONE*-PLUS, en estacas de

Podocarpus reichei Buchh., bajo condiciones de invernadero. El experimento se

realizo bajo un diseño completamente al azar con arreglo factorial de 4x3, (4

enraizadores y 3 sustratos) con 12 tratamientos y 3 repeticiones, en parcelas con

nueve estacas.

Las variables evaluadas fueron: supervivencia, espesor del callo, número de estacas

enraizadas, número de raíces primarias, longitud de raíces primarias, número y

longitud de brotes. Para el análisis de datos se utilizó el programa SAS, (1985),

realizando un análisis de varianza y la prueba de Tukey.

Los resultados obtenidos indican que hubo diferencias estadísticamente significativas

para las variables: número de estacas enraizadas, longitud de raíces primarias y en

la longitud de brotes con los medios de enraizamiento; mientras que la aplicación de

los enraizadores no influyó de manera significativa.

El sustrato tierra de monte colectada del lugar donde se encuentra Podocarpus

reichei Buchh., resultó ser el mejor para favorecer el número de estacas enraizadas,

longitud de raíces principales y longitud de brotes.

Palabras clave: propagación, estaca, sustrato, hormonas vegetales.

xi

SUMMARY

This study was carried out at the Division of Forest Science´s experimental nursery

with the objetive of evaluating three root-growin hormones (RADIX F-10000, RADIX

3500 and RAIZONE*-PLUS) applied to branch wood cuttings of Podocarpus reichei

Buchh., kept in greenhouse conditions. An experimental design with randomly

assigned 4x3 factors (4 root-growing hormones and three root-growing medium) was

used.

Variables measured were survival, root-growth thikness, number of branch wood

cuttings with successful rooting, number of leading roots, leading root length, number

of shoots, and shoot length. Data were analyzed with SAS using a variance analysis

and a Tukey means test.

Results showed significant differences for number of branch wood cuttings with

successful rooting, leading root length, and shoot length. In contrast no significant

differences were detected for root-growing medium.

However, number of branch wood cuttings with successful rooting, leading root

length, and shoot length seemed to increase when the root-growing medium was

composed of soil collected from a Podocarpus reichei Buchh. forest.

Key words: Vegetative propagation, branch wood cuttings, root-growing medium,

plant hormones.

xii

1. INTRODUCCIÓN.

En México la superficie forestal cubre el 72% del total del territorio nacional, (SARH,

1994), y debido a las condiciones fisiográficas, edáficas y climáticas, presenta una

gran biodiversidad vegetal. No obstante, esta gran biodiversidad está sufriendo una

intensa destrucción, ocasionada por diversos factores como el cambio de uso del

suelo para destinarlo a la actividad agropecuaria, así como la falta de conciencia

ecológica de las grandes empresas en la construcción de unidades habitacionales y

un mal manejo de los recursos naturales que se presenta cada año en estos

ecosistemas.

Dentro de la gran biodiversidad de plantas en el país se encuentran aquellas

especies que son raras, amenazadas o en peligro de extinción (SEDESOL-INE,1994)

Por esta razón, es importante establecer programas de conservación y propagación

de ellas, para efectuar plantaciones en las áreas donde se desarrollan en forma

natural y poder conservarlas, estudiar sus características y conocer las propiedades

de la madera y sus usos potenciales.

Dentro de las especies consideradas como raras, se encuentra Podocarpus reichei,

(SEDESOL-INE, 1994). Especie que inicialmente había sido identificada como

Podocarpus guatemalensis (Stand.). Tiene importancia maderable, aunque también

puede utilizarse como ornamental.

El propósito de este trabajo es buscar aquel o aquellos enraizadores y sustratos que

proporcionen mejores resultados para propagar la especie por medio de estacas,

dado que es muy difícil obtener semilla para su reproducción sexual, ya que

generalmente es comida por las aves y algunos roedores.

2. OBJETIVOS.

2.1. General.

√ Estudiar el efecto de algunos enraizadores en la propagación por estacas

de Podocarpus reichei, bajo condiciones de invernadero.

2.2. Particulares.

√ Determinar la influencia de los sustratos, mezcal de tierra de monte con

arena de río tratada en proporción 50:50, tierra de monte y agrolita como

medios de enraizamiento.

√ Observar la influencia de RADIX F-10000, RADIX 3500 y RAIZONE*-

PLUS como sustancias enraizadoras.

√ Conocer la relación existente entre la formación de callo y la brotación de

raíces primarias.

2

3. REVISIÓN DE LITERATURA.

3.1. Descripción botánica.

3.1.1. Descripción de la familia.

De acuerdo con Lawrence (1951), la familia podocarpaceae, se caracteriza porque

comprende árboles hasta de 30 m o más de altura o algunas especies arbustivas;

hojas persistentes alternas u opuestas o ausentes y representadas por filoclados,

muy variados desde aciculares hasta anchamente lameladas; plantas dioicas o

monoica; las flores estaminadas en estrobilos terminales o axilares, usualmente

muchos estambres, las anteras con dos celdas; la flor ovulada solitaria, axilar o

terminal, o en estróbilos con megasporofilas de un óvulo y con brácteas; semillas

solitarias; dos cotiledones.

Distribución de la familia. Es una familia de siete géneros y cerca de 100 especies,

Su distribución principal es el Hemisferio Sur (Lawrence, 1951). Especialmente en el

Sur y Este de África, Sudamérica, Nueva Zelanda, con pocas especies que se

extienden en América Central, China, India, y el Oeste de las indias occidentales,

Japón, Malasia, y las Islas Filipinas (Hora, 1981). En México, Podocarpus se

encuentra en estado silvestre (Vázquez, 1963). Pilger (1926), dividió a la familia en

tres subfamilias: Pherosphaeroideae, Podocarpoideae y Phyllocladoideae, con cuatro

géneros (Dacrydium, Phyllocladus, Podocarpus, Saxegoteca) y veintidós especies

las cuales son cultivadas como ornamentales (Lawrence, 1951).

3.1.2. Descripción del género Podocarpus.

Presenta hábito arbóreo o arbustivo siempre verdes que producen madera valiosa.

Las ramas son verticiladas o irregulares. Las hojas son muy variables, densas o

distantes sobre las ramas, de arreglo en espiral, rara vez opuestas o subopuestas,

en dos hileras como en Abies, variando en tamaño, desde una escama hasta una

longitud de 35 cm y 5 cm de ancho, delgadas y frágiles, o gruesas y coriáceas con

3

márgenes recurvados. Los conos masculinos y femeninos usualmente se encuentran

en árboles diferentes. Las flores masculinas axilares o raramente terminales,

formando amentos densos, estrechos y cilíndricos. Las flores femeninos

pedunculares o sésiles, axilares o terminales, usualmente con dos a cuatro escamas

(en ocasiones pueden presentarse más), una o dos de las cuales llevan en su axila

una escama fértil plegada y unida a un óvulo invertido, generalmente uno es el que

madura, las escamas estériles a menudo se fusionan con la parte superior del

pedúnculo y desarrollan un receptáculo hinchado y carnoso de color brillante y

comestible sobre el cual nace la semilla. La cubierta exterior de la semilla es delgada

o carnosa y la interior es leñosa (Vázquez, 1963).

3.1.3. Morfología externa.

El género Podocarpus cuenta con más de 100 especies y en sus características

morfológicas, sus especies en algunos casos se diferencian bastante entre si,

pudiendo tener hábitos arbóreos o arbustivos, así como, Podocarpus nivalis, es un

arbusto de talla mediana (Cokkrayne, 1932; citado por Villanueva, 1993), Podocarpus

dacrydoides de Nueva Zelanda alcanza hasta 45 m (Johnson, 1977); pero en otras

especies pueden ser más de 60 m, por lo que se encuentran entre los árboles más

grandes de los trópicos, como Podocarpus imbricata (Wasscher, 1941; citado por

Guerrero, 1994). Vellón (1962) cita a Podocarpus nerifolia del extremo Oriente y

Podocarpus rospiglosii, de Venezuela, Colombia y centro del Perú, con

dimensiones similares (Villanueva, 1993).

Hojas. Las hojas también son muy variadas, en algunas especies son pequeñas y en

forma de escamas o parecida a las de Taxus (Clark, 1979), mientras que en otras

especies puede alcanzar hasta 35 cm de largo y 5 cm de ancho y en Podocarpus

milangianus, que presenta hojas aciculares de 8 cm de largo por 0.5 cm de ancho

(Buchholz y Gray, 1948; citado por Guerrero, 1994).

Fuste. El grosor, así como la altura del fuste depende de la especie de que se trate,

ya que puede ser desde un arbusto hasta un árbol con fuste recto y cilíndrico, 4

pudiendo alcanzar alturas máximas de 60 m, por lo que se encuentran entre los

árboles más grandes del trópico (Guerrero, 1994).

Fruto. En el género Podocarpus, las estructuras reproductivas tanto masculinas

(estróbilos masculinos), como femeninos (estróbilos femeninos), provienen de un

brote fértil que nace de la axila de una hoja. El fruto de Podocarpus (técnicamente es

un cono) una baya roja púrpura que encierra una almendra (Johnson, 1977).

Semillas. Las semillas se encuentran cubiertas por las escamillas del fruto y sólo una

es la que madura (Edlin y Nimmo, 1987). Las dimensiones de las semillas son

variables, en Podocarpus alpina y Podocarpus nivalis alcanza de 0.3-0.7 cm y en

Podocarpus elata 2.5 cm de longitud; la capa interna que protege la semilla se vuelve

ósea y puede alcanzar 0.1 mm de espesor en Podocarpus coriace (Guerrero, 1994).

3.2. Distribución geográfica del género a nivel mundial.

El género Podocarpus a nivel mundial se encuentra distribuido en el Hemisferio

austral y pasa por el Ecuador hacia el Norte, hasta llegar a la zona subtropical

(Vellón, 1962). Buchhotz y Gray (1948) citados por Guerrero (1994), distinguen tres

grandes áreas de distribución, a saber:

1. Asia y Oceanía: el área del sureste de Japón y China, Nepal, Sumatra, Australia,

incluyendo Tasmania y Nueva Zelanda y las Islas Filipinas.

2. Sudáfrica y Madagascar: ocupan grandes superficies en la parte austral o tropical.

Sus especies se localizan en las cordilleras del bosque húmedo de montaña y

llegan hasta el límite superior de los bosques altos a unos 3500 msnm.

3. Sur y centro de América hacia el Norte: casi en el trópico de cáncer incluyendo las

Indias Occidentales, ocupan zonas andinas desde los 49o de Latitud Sur en Chile

5

hasta más de 25o de Latitud Norte en México y en altitudes que van desde el nivel

del mar hasta el límite superior del bosque alto en Perú a 3600 msnm.

Estas tres áreas están geográficamente aisladas por grandes extensiones oceánicas

y zonas de temperatura y por la zona fría del Antártico, el Océano Indico y una

brecha formada por la parte peninsular de la India (donde no hay coníferas), separan

a las zonas 1 y 2, los océanos Atlántico Sur y Pacífico, ambos océanos aíslan el

área 3 (Guerrero, 1994).

Según Record y Hess (1949), (citado por Vázquez, 1963), Podocarpus tiene unas

setenta especies de árboles y arbustos de distribución pantropical y en las zonas

templadas del Sur. Este género incluye a la única especie de Podocarpus ustus

parásita de Dacrydium taxoide, también de la familia podocarpaceae (Hora, 1981).

3.2.1. Importancia.

En Asía, Vellón (1962), menciona que la madera de Podocarpus tiene usos múltiples.

En Nueva Zelandia, ciertos rodales de Podocarpus dacrydoides, P. spicatus y P.

totara, han sido intensamente explotados, y en parte destruidos, debido a que hubo

un tiempo en el cual la madera de Podocarpus abastecía un gran mercado y se

explotaba en cantidades considerables. En Indonesia Podocarpus imbricata y P.

amarus son las especies más útiles y se aprovechan también para reforestación;

otras especies sirven como plantas ornamentales y, en la actualidad, en Asia y

Oceanía, surten un cierto mercado maderero aunque sin alcanzar la importancia de

otras especies forestales (Guerrero, 1994).

Podocarpus es un árbol de importancia maderable en Australia (Lawrence, 1951).

La madera de Podocarpus en África desempeña un papel importante para la

industria maderera, en particular, en Sudan, Etiopía, Sudáfrica y Tanganíca, no

obstante, esta madera está perdiendo importancia frente a las coníferas exóticas, a

los Eucalyptus, provenientes de extensas plantaciones, y en parte también por el 6

agotamiento de los bosques naturales y la destrucción de los mismos (Vellón, 1962).

La madera de Podocrapus totara se caracteriza por su gran resistencia a los

barrenadores marinos y es utilizada para la construcción de embarcaderos y

embarcaciones, también se usa para recipientes en la industria química (Brazier,

1978; citado por Villanueva, 1993). En el caso de la madera de Podocarpus

rosponglosii se utiliza en trabajos de construcción y carpintería, así como en la

ebanistería y fabricación de muebles. La madera de P. milangianus se utiliza en la

construcción especialmente en interiores, en la fabricación de muebles, es muy

apropiada para la producción de madera contrachapada y es considerada como

valiosa materia prima para la fabricación de papel, en el mercado local (África) es

muy importante como madera comercial (Villanueva, 1993).

En escala limitada, mayormente para fines experimentales, se han hecho

reforestaciones en zonas altas. En Tanganíca con Podocarpus milangianus, en

Camerún con Podocarpus manni, en sabanas de 1000 y 2000 m de altitud y en

Sudán con Podocarpus milangianus. Esta última especie, ha sido utilizada en calidad

de árbol ornamental en California y Florida de los Estados Unidos de Norteamérica

(Lamprecht, 1990; citado por Guerrero, 1994)

La madera de las especies de Podocarpus americanos, como en los otros

continentes, es apreciada y utilizada en usos variados, sin embargo, no alcanza

mayor importancia por las pequeñas cantidades llevadas al mercado (Martínez,

1979).

3.2.2. Distribución del género en México. En México el género Podocarpus se ubica como un componente más de las muy

variadas especies del bosque mesófilo de montaña, que corresponde al clima

húmedo de altura y dentro de las comunidades que viven en las zonas montañosas,

ocupa sitios húmedos (Guerrero, 1994).

7

El bosque mesófilo de montaña prospera en México en sitios con clima templado y

húmedo, ocupa las montañas al igual que los bosques de coníferas y encinos, pero

se desarrolla en localidades con mucha humedad y a menudo menos frías, en

altitudes que van de los 400 msnm a los 2800 msnm y frecuentemente cubiertas por

neblina durante muchos días del año (Rzedowski, 1986). Se distribuye

discontinuamente en una franja a lo largo de la vertiente de la Sierra Madre Oriental,

que se extiende desde el suroeste de Tamaulipas, hasta el Norte de Oaxaca,

incluyendo porciones de San Luis Potosí, Hidalgo, Puebla y Veracruz.

En la vertiente del Océano Pacífico al Oeste del Istmo de Tehuantepec, la

distribución es aún más dispersa, pues se encuentra por lo general a fondos de

cañadas y laderas protegidas; si por naturaleza el bosque mesófilo de montaña tiene

estas características, el género Podocarpus es mucho más exigente ya que se le

encuentra confinado por pequeños manchones en áreas muy específicas y únicas

que se encuentran en algunas porciones del bosque mesófilo de montaña

(Rzedowski, 1986).

El límite altitudinal del bosque mesófilo de montaña, al que está circunscrito el

género Podocarpus, se sitúa alrededor de los 600 msnm; en San Luis Potosí y en el

Norte de Sinaloa; en Jalisco alcanza los 800 msnm; en el centro de Veracruz a 400

msnm y en Chiapas rara vez desciende de los 1000 msnm. Su límite superior, no

depende tanto de la temperatura como de la distribución altitudinal y de la humedad

en cada región determinada (Rzedowski, 1986). Vázquez et al (1995), señala que

Podocarpus reichei, se encuentra en el estado de Jalisco entre los 1800 a 1850

msnm.

El género Podocarpus ha sido registrado en los siguientes estados: Puebla, San

Luis Potosí, Veracruz, Oaxaca, Chiapas, Tamaulipas, Jalisco, Michoacán, Hidalgo,

Sinaloa y Veracruz (Rzedowski,1986; Vázquez et al, 1995).

8

3.2.3. Especies mexicanas.

Miranda (1952), (citado por Vázquez,1963) menciona las siguientes especies:

Podocarpus oleifolius, en Oaxaca y Chiapas, P. matudai, en Chiapas, Jalisco,

Puebla, Tamaulipas y Veracruz; P. matudai var. Macrocarpus, en Chiapas; P.

guatemalensis en Chiapas. La especie de Podocarpus reichei, ha sido reportada en

varias localidades, como se menciona a continuación:

En el herbario de la División de Ciencias Forestales se tienen ejemplares de las

localidades siguientes: Naolinco, municipio de Naolinco, Veracruz, a una altitud de

1900 msnm, en bosque de encino; En el Ejido el Naranjal aproximadamente a 9 km

al SE del municipio de Cuetzalán, Puebla, en bosque mesófilo de montaña a una

altitud de 1600 msnm; En el Rancho el Paraíso carretera Tulancingo-Poza Rica

municipio de Huauchinango, Puebla, en bosque de transición a una altitud de 1910

msnm; Rancho del Cielo, municipio de Gómez Farías, Tamaulipas a una altitud de

1260 msnm en bosques caducifolios; En el Guayabito brecha el Ahijadero-Balcones,

municipio de Villa Madero Michoacán, a una altitud de 1930 msnm, en el municipio

de Tingambato, Michoacán.

En la Sierra de Manantlán, en el estado de Jalisco (Vázquez et al, 1995). También se

encuentra en Agua Blanca Hidalgo, y en el Ejido Venta Grande Huauchinango,

Puebla.

3.3. Características botánicas de Podocarpus reichei Buchh. (Olivo o Palmillo)

Es un árbol de 20 m de alto, 60 cm de diámetro normal, corteza grisácea, gruesa;

peciolo largamente atenuado, rígido, recto, de 4-10 mm de largo. Apice subreflexo,

hojas crasas, coriáceas, lanceoladas, falcadas de 7-12 cm de largo y 11-16 mm de

ancho; estróbilo masculino solitario, cilíndrico de 4-5 cm de largo formados por

numerosos estambres comprimidos unos con otros, los cuales descansan sobre el

eje principal, debajo del estróbilo adulto hay unas escamas coriáceas que le

envolvieron cuando era botón; estróbilo femenino con pedúnculo de 9-18 mm de

9

largo; brácteas estériles confluyendo en el receptáculo del óvulo único; receptáculo

de 12 mm de largo; semilla grande ovoide, obtusa, gruesa, rugosa de

aproximadamente 15 mm de largo por 12 a 13 mm de grueso, en anchura de 10 a 12

mm (Guerrero, 1994).

3.4. Plagas y enfermedades.

Los daños causados por estos agentes, se dejan notar más claramente como plagas,

pues se encuentran hojas dañadas, presentando mordeduras en varias zonas pero

no en forma continua, esto se manifiesta en el haz y en el envés de las hojas, así

como en el borde. También es latente la existencia de algunos insectos chupadores,

al notarse claramente puntuaciones de todos tamaños en las hojas, que toman

coloraciones cafés y en ocasiones se observan zonas transparentes, donde

solamente queda la fibra de la hoja y una fina cutícula, ésto se manifiesta más por el

envés de las hojas (Guerrero, 1994).

3.5. Usos.

Niembro (1986), menciona que la madera de Podocarpus es usada para la

elaboración de cabos y mangos para herramienta, en el estado de Michoacán.

El follaje se ha usado como un elemento decorativo en la celebración del domingo de

ramos, en Tingambato, Mich., la madera es usada para la elaboración de figuras de

animales (Villanueva, 1993).

En el Ejido Venta Grande Huauchinango, Puebla, se obtienen postes para cercas de

potreros y para la elaboración de horcones para casas de madera. También se le

puede encontrar esporádicamente como ornamento en ramos de flores y coronas

que se usan en eventos religiosos (Guerrero, 1994).

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Vázquez (1963), menciona que la madera de Podocarpus es usada en carpintería y

para construcciones en general. Es fácil de trabajar y en muchos casos puede suplir

a la madera de pino. Son árboles ornamentales y en regiones templado cálidas son

usados como setos, En Australia es un importante productor de madera.

3.6. Aspectos relacionados con la reproducción y propagación vegetativa.

En México se han realizado pocos estudios respecto a la propagación de

Podocarpus reichei. En un estudio sobre la autoecología de esta especie en

Tingambato, Michoacán, se observó que las semillas caen durante los meses de abril

a junio. La germinación generalmente se presenta entre los meses de julio a

noviembre, en su hábitat natural (Villanueva, 1993).

En Chile se realizó un estudio de propagación vegetativa (estacas) de Tepa (Laurelia

philippiana), Lingue (Persea lingue) y Mañio (Podocarpus saligna). El material fue

colectado de tocones rebrotados, razón por la cual las estacas se colectaron de

brotes jóvenes regenerados. Las estacas fueron tratadas con ácido indolbutírico y se

aplicaron temperaturas de 18oC, 21oC y 24oC en la base de éstas, obteniendo los

mejores resultados con la temperatura a 24oC; además, mayor número y longitud de

raíces, pero la supervivencia tendió a disminuir (Santélises, 1991).

Una de las técnicas para producir plantas en vivero es la propagación vegetativa,

cuyo uso se lleva acabo cuando las semillas no son viables, o se producen en

cantidades bajas, o bien cuando se quiere evitar períodos juveniles prolongados, se

necesita tener control de la forma de crecimiento y uniformidad en los clones esto es,

conservar las características de un genotipo (Zobel y Talbert, 1988).

La propagación vegetativa puede realizarse por medio de acodos, injertos, estacas y

de éstas, de yema, de hojas y de tallo, ya sea de madera dura, de especies deciduas

o de especies siempreverdes, de madera semidura y herbáceas, siendo los tres

métodos los que más se han utilizado en la propagación de especies forestales,

11

constituyendo una importante herramienta de apoyo para el desarrollo de programas

de mejoramiento genético forestal, encaminado a establecer huertos semilleros

clonales, multiplicar individuos de alto valor genético, con la finalidad de propagarlos

masivamente y plantarlos, para conservar algún genotipo valiosos, de alto valor

económico o de especies que son raras o en peligro de extinción (Prieto, 1992).

Los vegetales poseen dos mecanismos diferentes de reproducción o propagación:

sexual y asexual. El primero, que es el más común, involucra órganos y células

especializadas para ese fin, que inician el proceso de reproducción en una etapa

determinada de su ciclo de vida normal y es la unión de dos células sexuales o

gametos (Várgas, 1982).

La reproducción asexual, es la obtención de nuevas plantas mediante el empleo de

partes vegetativas de la planta madre, esto es posible porque cada célula contiene la

información genética necesaria para generar la planta entera. La reproducción puede

ocurrir mediante la formación de raíces y tallos adventicios o con la unión de partes

vegetativas, por medio de injerto. Las estacas de tallo y los acodos tienen capacidad

para formar raíces adventicias y las estacas de raíz pueden generar un nuevo

sistema de brotes. Las hojas pueden regenerar tanto nuevas raíces como nuevos

tallos (Hartmann y Kester, 1988).

3.6.1. Razones para emplear la propagación vegetativa.

Según Hartmann y Kester (1988), las razones para el empleo de la propagación

vegetativa son las que a continuación se mencionan:

a). Producción de clones. Esto implica la división mitótica de las células, lo

cual es importante en horticultura y fruticultura donde la mayoría de la especies

valiosas son altamente heterocigóticas, lo que originaría la perdida de caracteres

deseables al propagarlos por semilla.

12

b). Propagación de plantas sin semilla. Es indispensable para mantener

cultivares de plantas que no produzcan semillas viables, como ciertas clases de

bananos, la higuera, naranjo y las vides.

c). Evitar períodos juveniles prolongados. Las plantas que se cultivan a partir

de semillas pasan por un periodo juvenil prolongado en el cual no ocurre la floración.

Algunas plantas leñosas y ciertas herbáceas perennes como orquídeas y especies

de bulbo pueden necesitar de 5 a 10 años para que se inicie la floración. Una vez

que han llegado al estado florífero, florecen con regularidad. Las partes vegetativas

que se obtengan de plantas en las que ya se presenta la floración retienen esa

capacidad y con ella se evita la fase juvenil.

d) Razón económica. En general, la propagación en masa por medios

vegetativos no es más económica que la propagación por semilla, pero su empleo se

justifica por la superioridad y uniformidad de clones específicos. La principal razón

económica de la propagación vegetativa proviene de la eliminación de la fase juvenil

y del acortamiento del tiempo necesario para llegar a la madurez reproductiva

(Hartmann y Kester, 1988).

Existe un inconveniente al utilizar la propagación vegetativa, esto es, que se corre el

peligro de propagar enfermedades, principalmente virus, lo cual es menos probable

en la reproducción sexual (Hartmann y Kester, 1988).

3.6.2. Tipos de propagación vegetativa.

a). Utilización de semillas apomícticas. Se da cuando la semilla no

necesariamente es fecundada, es decir, en el gametofito femenino no ocurre la

meiosis.

b). Uso de estructuras especializadas, estos son: bulbos (tulipán), cormos

(gladiola), rizomas (lirio), tubérculos (papa), estolones (fresa).

13

c). Inducción de raíces o brotes adventicios.

- Acodo. Es la regeneración de una parte vegetativa sin separarla

previamente de la planta madre.

- Estacado. Es la regeneración de una parte vegetativa separándola

previamente de la planta madre.

d). Injerto. Es la unión de partes de dos plantas aprovechando la

regeneración de tejidos.

e). Cultivo de tejidos. Consiste en producir plantas a partir de porciones muy

pequeñas de ellas, de tejidos o células cultivadas asépticamente en un tubo de

ensaye o en otro recipiente que se puedan controlar las condiciones de ambiente y

de nutrición (Hartmann y Kester, 1988).

Aunque en general, la reproducción de árboles forestales es más sencilla y

económica por mecanismos sexuales, esto es por semilla, en ocasiones es necesario

efectuarla por medios vegetativos, como sucede en el caso de las especies poco

fértiles, producción mínima de semilla o semillas con baja viabilidad (Vargas, 1982).

3.6.3. Aspectos generales sobre el estacado.

El estacado es el método de propagación vegetativa que actualmente se está

desarrollando con mayor rapidez. Esta técnica se ha utilizado por muchos años en

algunas especies (Ozawa, 1904; mencionado por Zobel y Talbert, 1988). Los rápidos

avances logrados tan sólo en los últimos años en eucaliptos muestran lo que puede

hacerse para desarrollar y utilizar las estacas enraizadas en corto tiempo; es

cuestión de tiempo antes de que varias de las principales coníferas y algunas

latifoliadas sean plantadas operativamente como estacas, pero se requiere todavía

un gran desarrollo tecnológico en el caso de la mayoría de las especies (Zobel y

Talbert, 1988).

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La propagación por estacas, consiste en el corte del material vegetativo, ya sean

pedazos de brotes, ramas o raíces, que después se colocan en medios de suelo

propicio donde se logra el enraizamiento y la brotación de la parte aérea (Calderón,

1985), obteniendo con ello una nueva planta que en la mayoría de los casos es

idéntica a la planta madre (Hartmann y Kester, 1988).

a). Ventajas.

- Notable simplicidad del procedimiento.

- Obtención de gran número de árboles en un espacio limitado y partiendo de

una sola planta madre.

- Absoluta homogeneidad de todos los árboles obtenidos.

- Ausencia de problemas de incompatibilidad entre dos partes vegetativas.

- Perfecta conservación de las características clonales de las especies que

se propagan, que posee características de fácil enraizamiento, mientras

que se hacen poco notorias en el caso de árboles de difícil emisión de

raíces, (Calderón, 1985).

b). Desventajas.

- Imposibilidad de una resistencia especial de la raíz a condiciones

desfavorables.

- Imposibilidad de lograr enanización y precocidad.

- Reducidos porcentajes de prendimiento en algunas especies y variedades.

- Es posible la propagación de patógenos (Calderón, 1985).

3.7. Origen y formación de las raíces adventicias.

a). Proceso de formación e importancia del callo.

El callo, es una masa irregular de células de parénquima en varios estados de

lignificación. El callo prolifera de células jóvenes que se encuentran en la base de la

15

estaca en la región del cambium vascular, aunque también pueden contribuir células

de la corteza y la médula (Hartmann y Kester, 1988).

Frecuentemente las primeras raíces aparecen a través del callo, suponiéndose por

esto que es esencial para el enraizado (Hartmann y Kester,1988). Sin embargo, en

la mayoría de las plantas, la formación de ambos es independiente y cuando ocurren

simultáneamente es debido a su dependencia de condiciones internas y ambientales

similares (Wright, 1976; citado por Prieto, 1992).

Las estacas de plantas leñosas, más bien aquellas difíciles de enraizar, se debe

tomar atención al tejido calloso, puesto que parece ser que de ahí existe la mayor

cantidad de células para formar raíces (Haissig, 1974; mencionado por Prieto, 1992).

La formación de callo, puede verse favorecido con la aplicación de sustancias

promotoras de enraizamiento como: el AIB y ANA en Populus robusta aplicados en la

parte apical de las estacas (Nanda, Kumar y Kochhar, 1974); mencionado por Prieto,

1992). El AIA y el ANA se han empleado para promover la formación de callo tanto

para gimnospermas como para angiospermas (Zaerr y Mapes, 1982; mencionados

por Prieto, 1992).

Las raíces adventicias, son aquellas que aparecen en ramillas, ramas, tallos aéreos,

tallos subterráneos y raíces viejas, como opuestas a las que se originan del embrión

(Esau, 1953; Hayward, 1938; mencionados por Hartmann y Kester, 1988). Son

aquellas que se originan de cualquier parte de la planta diferente a las del embrión y

sus ramas (Hartmann y Kester, 1988).

Las raíces adventicias son aquellas que se generan en células meristemáticas del

parénquima; aunque a veces se forman de otros tejidos, como radios vasculares, el

cambium, el floema, las lenticelas y la médula, presentes en ramas, hojas, raíces,

etc. Lo anterior implica que las raíces adventicias tiene un origen independiente al

embrión (Haissig, 1965; citado por Hartmann y Kester, 1988).

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En varias especies de plantas se forman raíces adventicias de manera natural. Por

ejemplo, en maíz, (Zea mays), en la higuera de Bengala (Ficus benghalensis), entre

otras (Hartmann y Kester, 1988).

Las raíces adventicias, son de dos tipos: raíces preformadas y raíces no preformadas o de lesión o inducidas (Weaver, 1976). Las primeras se desarrollan naturalmente en

tallos o ramas cuando todavía están adheridas a la planta madre, pero que no

emergen hasta cuando se cortan las estacas y su principal ventaja es que enraizan

fácilmente una vez que se ponen en condiciones adecuadas, tal como sucede en los

sauces (Salix sp.), grosella (Ribes sp.) y con los álamos (Populus sp.) (Haissig, 1974;

Wrigth, 1976; Weaver, 1976; mencionados por Prieto ,1992). Las estacas de tallos

de la mayoría de las variedades de vid, al igual que la mayoría de las estacas de

madera blanda y madera dura de muchas especies ornamentales, echan raíces

fácilmente aun cuando no se presentan iniciales de raíces preformadas (Weaver,

1976).

Las raíces de lesión, se desarrollan sólo después de que se ha hecho la estaca,

como una respuesta al efecto de lesión al preparar la misma (Hartmann y Kester,

1988).

En plantas herbáceas, las raíces adventicias se originan justamente afuera y entre

los haces vasculares, pero los tejidos implicados en el sitio de origen varían bastante,

según la especie. Por ejemplo, en tomate, calabaza y frijol (Petri y Strigoli, 1960;

Blazich y Heuser, 1979; citados por Hartmann y Kester, 1988). Las raíces adventicias

se originan en el parénquima del floema; en Crassula se originan en la epidermis y

en Coleus se originan en el periciclo; en la higuerilla se originan entre los haces

vasculares, en el clavel salen de una capa de células parenquimatosas que están en

el interior de una vaina de fibras (Carlson, 1929; McVeigh, 1938; citados por

Hartmann y Kester, 1988).

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En plantas leñosas perennes, en las cuales hay una capa o más de floema y xilema

secundario, las raíces adventicias de estacas de tallos se originan generalmente en

el tejido del xilema secundario joven, pero a veces lo hacen de otros tejidos como

son los radios vasculares, el cambium, el floema, las lenticelas o la médula, (Curtis,

1918; Mahlestede y Watson,1952; Mittempergher,1964; Ginzburg, 1967

mencionados por Hartmann y Kester, 1988).

El origen y desarrollo de las raíces adventicias se efectúa cerca y justamente fuera

del núcleo central del tejido vascular. Al salir del tallo, las raíces adventicias han

formado una cofia y los tejidos usuales de la raíz; así como, las conexiones

vasculares con el tallo que se originan (Hartmann y Kester, 1988).

El tiempo que tarda el desarrollo de las iniciales de raíz, después de la colocación de

las estacas en las camas de propagación varía mucho. En un estudio se les observó

por primera vez microscópicamente después de tres días, en crisantemo, después de

cinco en clavel y de siete días en rosal (Stangler, 1949; citado por Hartmann y

Kester, 1988). Las raíces visibles de las estacas de crisantemo después de diez días,

pero las de clavel y rosal tardaron tres semanas en aparecer; las estacas de

especies siempre verdes de hoja angosta, son lentas para enraizar y llegan a tardar

de varios meses hasta un año (Hartmann y Kester, 1988).

b). Bases fisiológicas de la formación de raíces adventicias.

Las iniciales de la raíz, son grupos pequeños de células que siguen dividiéndose y

formando compuestos de muchas células pequeñas y que se desarrollan más

ampliamente para formar primordios nuevos de raíces reconocibles. La división

celular continúa y muy pronto cada grupo de células comienza a formar una

estructura de puntas de raíces. Se desarrolla un sistema vascular en el nuevo

primordio de raíces, que se conecta con el haz vascular adyacente. La punta de las

raíces crece hacia el exterior a través de la corteza y la epidermis surgiendo del tallo

(Weaver, 1976).

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Efectos de yemas y hojas. En 1925 Van der Lek (1925 y 1934); (citado por Hartmann

y Kester,1988), demostró que en estacas de plantas como sauce, álamo, grosella y

vid, las yemas de los brotes vigorosos estimulaban la emisión de raíces justamente

abajo de ellas. Se supuso que en las yemas en desarrollo se formaban unas

sustancias de tipo hormonal que eran transportadas en el floema a la base de las

estacas donde estimulaban la formación de raíces (Hartmann y Kester, 1988).

Existen evidencias de que el enraizamiento depende, en gran medida, de la

capacidad del metabolismo que tengan las estacas para oxidar las auxinas, antes

que inicie el primordio (Haissig, 1986; mencionado por Prieto, 1992; pero dicho

proceso depende de la cantidad de auxinas y sinérgicos que existen en las yemas y

las hojas jóvenes en crecimiento; de estas partes de las plantas, las yemas son el

lugar donde más se encuentran las auxinas (Haissig, 1974; mencionado por Prieto,

1992).

Antes del descubrimiento de las auxinas, se señaló que varios compuestos químicos

como el permanganato y el monóxido de carbono (Curtis, 1918; Zimmerman y

colaboradores, 1933; citados por Weaver, 1976), incrementaban el enraizamiento de

las estacas. Quizá esos materiales lograban dichos resultados al afectar los niveles

de auxinas en las estacas (Weaver, 1976).

3.8. Factores que influyen en el enraizamiento de estacas.

Los factores que influyen en el proceso de formación de raíces son

fundamentalmente de dos tipos: 1) los de carácter intrínseco y 2) los de carácter

extrínseco. Son tan importantes unos como los otros y también sus interacciones.

Por otro lado cada factor influye con diferente intensidad en diferentes especies,

estaciones y localidades (Hernández, 1977).

19

3.8.1. Factores de carácter intrínseco.

Este tipo es debido a las condiciones intrínsecas del material vegetativo a utilizar,

como: sustancia reguladoras del crecimiento, cofactores de enraíce, inhibidores,

juvenilidad (edad de la planta madre), niveles de nutrimentos y carbohidratos y

época de colecta (Mott, 1977; Libby, 1983; Macdonald, 1986; mencionados por

Prieto, 1992)

a). Sustancias reguladoras del crecimiento en las plantas.

Para la iniciación de las raíces adventicias, algunas concentraciones de materiales

que ocurren naturalmente tienen una acción más favorable que otras. Cabe señalar

que cuando se habla de enraizadores se utilizan los términos hormonas vegetales y

sustancias reguladoras del crecimiento de las plantas indistintamente, aunque, tienen

significados específicos diferentes. En el caso de las hormonas vegetales, son

compuestos orgánicos, diferentes de los nutrimentos, producidos por las plantas, los

cuales en concentraciones bajas regulan los procesos fisiológicos vegetales. De

ordinario en plantas se mueven de un sitio de producción a un sitio de acción

diferente (Hartmann y Kester, 1988).

Las sustancias reguladoras del crecimiento son compuestos sintéticos u hormonas

vegetales que modifican los procesos fisiológicos de las plantas, regulan el

crecimiento imitando a las hormonas, influyendo en la síntesis, destrucción,

traslocación o modificando los sitios de acción de las hormonas (Hartmann y Kester,

1988).

El uso de reguladores del crecimiento tiende a expandirse con rapidez. Se ha

encontrado a través de investigaciones hechas tanto en México como en otros

países que este tipo de sustancias participa directamente sobre el metabolismo

celular de las plantas activando o reprimiendo algún proceso del desarrollo

(Quintanar, 1991).

20

Para distinguir entre ambos términos, puede decirse que todas las hormonas regulan

el crecimiento; pero no todas las sustancias reguladoras del crecimiento son

hormonas (Hartmann y Kester, 1988).

Varias clases de reguladores de crecimiento, como las auxinas, citocininas,

giberelinas, ácido abscísico y etileno influyen en la iniciación de raíces. De ellos, las

auxinas son las que ejercen mayor efecto en la formación de raíces en las estacas

(Weaver, 1976). A continuación se describen brevemente sus características:

Auxinas.

Estudios efectuados sobre la fisiología de las auxinas a mediados de la década de

1930, demostraron que éstas intervienen en actividades de la planta tan variadas

como el crecimiento del tallo, la formación de raíces, la inhibición de las yemas

laterales, la abscisión de las hojas y frutos y en la activación de las células del

cambium.

El ácido indol-3-acético (AIA) de ocurrencia natural, (Thimann, 1935; Kögl, Haagen,

Smith y Erxleben, 1934; Went, 1934, mencionados por Hartmann y Kester,1988); así

como los ácidos indolbutírico (AIB) y el ácido naftalenacético (ANA) que no son de

ocurrencia natural, son de los compuestos auxínicos que se ha demostrado

promueven la formación de raíces adventicias. Se ha confirmado muchas veces, que

la auxina natural o aplicada artificialmente, es un requerimiento para la iniciación de

raíces adventicias en tallos (Zimmerman y Wilcoxon, 1935; Gautheret, 1969;

mencionados por Hartmann y Kester,1988).

Citocininas.

Son hormonas vegetales que intervienen en el crecimiento y diferenciación de las

células. Diversos materiales naturales y sintéticos como la zeatina, kinetina y 6-

benciladenina, tienen actividad de citocinina (Hartmann y Kester, 1988). La influencia

de las citocininas en la iniciación de las raíces puede depender de la etapa específica

de iniciación y de la concentración; por lo general a niveles normales o altos en forma

21

natural o aplicados, inhiben la iniciación de raíces en estacas de tallo (Humphries,

1960; Okoro y Grace, 1978; mencionados por Hartmann y Kester, 1988); sin

embargo, en concentraciones muy bajas, aplicadas en un estado muy temprano de

desarrollo estimulan la iniciación de raíces (Heide, 1965; Ericksen, 1974;

mencionados por Hartmann y Kester, 1988). Las citocininas se relacionan con las

auxinas en la diferenciación meristemática y en el control de la diferenciación de

órganos (Weaver, 1976).

Giberelinas.

Se aislaron por primera vez en Japón en 1939, siendo conocidas principalmente por

sus efectos de estimulación de la elongación del tallo (Hartmann y Kester, 1988).

Mientras que las auxinas estimulan la formación de raíces, las giberelinas inhiben

este proceso (Brian y Colaboradores, 1960; mencionados por Weaver, 1976).

Las giberelinas tienen una función de regulación de la síntesis del ácido nucleico y de

las proteínas, y es posible que supriman la iniciación de las raíces, infiriendo en estos

procesos (Key, 1969; mencionado por Hartmann y Kester, 1988).

Ácido abscísico.

Es un inhibidor de ocurrencia natural en las plantas; los reportes sobre el efecto en la

formación de raíces adventicias son contradictorios, aparentemente y dependiendo

de la concentración y estado nutricional de las plantas maternas puede estimular o

inhibir la formación de raíces adventicias (Chin et al, 1969; Heide, 1968; citados por


Etileno.

Es un material gaseoso producido por las plantas y tiene efectos hormonales,

aunque no se ajusta de manera exacta a la definición de una hormona (Hartmann y

Kester, 1988). Zimmermann y Hitchcock (1933), (citados por Hartmann y

Kester,1988), demostraron que el etileno al igual que el propileno, el acetileno y el

monóxido de carbono, son estimuladores de la iniciación de raíces.

22

La centrifugación de estacas de Salix en agua (solamente con el remojo en agua

caliente o fría) estimula la producción de etileno en los tejidos, así como el desarrollo

de las raíces, sugiriendo una posible relación causal entre la producción de etileno y

el subsecuente desarrollo de raíces (Kawase, 1964, 1971, 1976; mencionado por


b). Cofactores de enraice.

Son sustancias de ocurrencia natural que al parecer actúan sinérgicamente con el

ácido indolacético (AIA) para promover el enraizamiento. Uno de los cofactores

representa a un grupo de sustancias activas, tentativamente identificadas como

terpenoides oxigenados. Otro grupo fue identificado en 1965 como ácido clorogénico


La presencia o ausencia de tales cofactores, explica porqué algunas especies

enraizan bien al aplicarles auxinas y otras no lo hacen a pesar de ello. Así, algunas

especies de fácil enraizamiento tienen un contenido mayor de dichos cofactores que

las de difícil enraizamiento (Hess, 1962; mencionados por Hartmann y Kester, 1988).

c). Inhibidores. Además de la teoría de que las estacas de enraizamiento difícil no echan raíces

debido a que carecen de cofactores necesarios. Otra posibilidad es que las estacas

contengan sustancias inhibitorias en cantidades suficientes para ocultar los efectos

de las sustancias promotoras presentes (Weaver, 1976).

Los inhibidores son de ocurrencia natural y se encontraron en vides (Vitis sp.), en

las cuales los estudios cromatográficos sugirieron la presencia de los inhibidores

asociados con las respuestas de enraizamiento (Weaver, 1976; Hartmann y Kester,

1988). Las estacas de Vitis berlandieri, difíciles de enraizar al parecer tenían un

contenido mayor del inhibidor que las estacas de V. vinifera fácil de enraizar

(Weaver, 1976; Hartmann y Kester, 1988).

23

d). Juvenilidad (edad de la planta madre).

Una desventaja importante para utilizar estacas es su dependencia a la edad; los

árboles jóvenes suelen enraizar rápidamente, pero puede ser casi imposible en los

mismos árboles cuando están maduros (Zobel y Talbert, 1988). La relación de la

juvenilidad con el crecimiento de las raíces tal vez se pueda explicar por el

incremento en la formación de inhibidores del enraizamiento a medida que la planta

se hace vieja. Las estacas del tallo tomadas de plántulas jóvenes de diversas

especies de eucalipto enraízan con facilidad, pero a medida que envejece la planta

madre el enraíce disminuye drásticamente (Hartmann y Kester, 1988).

e). Niveles de nutrimentos y carbohidratos.

Quizás fueron Kraus y Kraibill (1918), (citados por Hartmann y Kester, 1988),

quienes primero mostraron la relación del contenido de carbohidratos y compuestos

nitrogenados, con el desarrollo de brotes y raíces. Estos investigadores mostraron

que una cantidad razonable de compuestos nitrogenados, más un alto contenido de

carbohidratos, fue lo mejor para la buena producción de brotes y raíces en estacas

de tomate.

Con frecuencia el material más adecuado para estacas en cuanto al contenido de

carbohidratos, se puede seleccionar por la firmeza del tallo.

f). Polaridad. La polaridad, característica de tallos, forma brotes en el extremo distal (cercano al

ápice del tallo de la planta madre) y raíces en el extremo proximal (más cercano a la

punta de la raíz de la planta madre). Las estacas de raíz forman raíces en el extremo

distal y brotes en el extremo proximal. Cambiando las posiciones de las estacas, esta

tendencia no se altera (Bloch, 1943; citado por Hartmann y Kester, 1988). Cuando un

trozo de raíz se corta en dos segmentos, las dos superficies de la estaca son

similares en todos sus aspectos. Sin embargo al regenerarse las raíces y los tallos, 24

una superficie de la estaca produce raíces y la otra produce el tallo. La intensidad del

efecto de la polaridad varia entre los diversos órganos vegetales. Los tallos muestran

una fuerte polaridad de regeneración, las raíces una más débil y las hojas otras aún

más débil. Es común observar en estacas de hojas que las raíces y los tallos se

originan en la misma posición, usualmente en la base de la estaca, mostrando que

existe poca o ninguna polaridad (Hartmann y Kester, 1988).

g). Época de colecta.

En algunos casos, la estación del año puede tener enorme influencia en los

resultados obtenidos y puede ser la clave para obtener un enraizamiento exitoso. Es

posible, desde luego, hacer estacas en cualquier época del año. En la propagación

de especies deciduas, se pueden tomar estacas de madera dura durante la estación

de reposo o bien durante la temporada de crecimiento se pueden preparar estacas

foliosas de madera suave o de madera semidura, usando madera suculenta o

parcialmente dura. Las especies siempreverdes de hoja angosta y de hoja ancha,

tienen uno o más períodos de crecimiento y se pueden obtener estacas en varias

épocas relacionadas con dichos períodos (Hartmann y Kester, 1988).

3.8.2. Factores de carácter extrínseco. Los factores de carácter extrínseco, que influyen en el enraizado a partir de que se

selecciona el material vegetativo son: condiciones ambientales, enraizadores, tipo de

estacas y medios de enraizamiento, entre otros (Rauter, 1982; Libby,1983;

mencionados por Prieto,1992); estos factores se describen a continuación:

3.8.2.1. Factores ambientales.

a). Agua. Aunque la presencia de hojas en las estacas constituye un fuerte

estímulo para la iniciación de raíces, la perdida de agua por las hojas puede reducir

25

el contenido de agua de las estacas a un nivel tal, que ocasione su muerte antes de

que pueda efectuarse la formación de raíces. Para lograr un buen enraizamiento de

las estacas con hoja, es esencial que éstas mantengan su turgencia y que tengan un

potencial de agua elevado (Hartmann y Kester, 1988).

b). Temperatura. Para el enraizamiento de estacas, en la mayoría de las especies son satisfactorias

las temperaturas diurnas de 21oC a 27oC, con temperaturas nocturas de 15oC,

aunque ciertas especies enraizan mejor a temperaturas más bajas. Las temperaturas

del aire elevadas tienden a estimular el desarrollo de las yemas con anticipación al

desarrollo de las raíces y a aumentar la pérdida de agua por las hojas (Hartmann y

Kester, 1988).

c). Luz. En todos los tipos de crecimiento de las plantas, la luz es de importancia primordial

como fuente de energía para la fotosíntesis. En el enraizamiento de estacas, los

productos de la fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las

raíces. Los efectos de la luz en el enraizamiento pueden deberse a la intensidad

(radiancia), al fotoperiodo (longitud del día) y a la calidad de la luz. Esos efectos

pueden ser ejercidos ya sea en las plantas madres de las que se toma el material y

de las mismas estacas durante el proceso de enraizamiento (Hartmann y Kester,

1988).

3.8.2.2. Enraizadores.

La finalidad que se persigue con el uso de los enraizadores, es promover la

formación de raíces adventicias, incrementando el número y calidad de las mismas y,

en general, aumentar el porcentaje de enraizamiento (Calderón, 1985).

26

El descubrimiento en 1934 y 1935 de que algunas auxinas, como el ácido

indolacético (AIA) y el ácido indolbutírico (AIB), tenían un valor real para estimular la

producción de raíces adventicias en estacas de tallo y de hoja. Sin embargo, la

respuesta no es universal; las estacas de algunas especies de enraizamiento difícil,

tienen una mala producción de raíces después del tratamiento con auxinas. Se

piensa que en tales casos, ciertos materiales (cofactores del enraizamiento) limitan el

enraizado (Hartmann y Kester, 1988).

Se ha podido constatar que la mezcla o uso simultáneo de varios estimuladores de

enraizamiento, determina un resultado más efectivo que el que reporta cada uno de

ellos en forma independiente (Calderón, 1985; Hartmann y Kester, 1988). Por esta

razón, los productos comerciales están elaborados con la utilización de varios

reguladores de crecimiento (Calderón, 1985).

Las sustancias más ampliamente usadas y que ofrecen un amplio enraizamiento

dentro de un alto índice de seguridad son: el ácido indolacético (AIA), el ácido

indolbutírico (AIB) y ácido naftalenacético (ANA), ya sea en sus formas ácidas o

constituyendo sales, éstas últimas son solubles en agua, mientras que las otras

deben ser primero disueltas en alcohol etílico (Calderón, 1985).

De ellos el AIB, es uno de los mejores estimuladores de enraizamiento, al carecer de

toxicidad para las plantas en un amplio rango de concentraciones (Hartmann y

Kester, 1988); además, de que las enzimas degradadoras de auxinas lo destruyen

relativamente lento y se desplaza muy poco, lo que permite que se retenga en mayor

cantidad en el sitio de aplicación (Weaver, 1976).

El ANA también es excelente para el enraizamiento de estacas. Sin embargo, éste es

más tóxico que el AIB, por lo que su aplicación en concentraciones excesivas puede

ser perjudicial para las plantas (Weaver, 1976).

27

El AIA es menos efectivo que los anteriores en la inducción de raíces, es muy

inestable en las plantas y se descompone rápidamente en soluciones no

esterilizadas, incluso cuando permanece activo en soluciones estériles durante varios

meses. La luz solar fuerte puede destruir una solución de 10 ppm en 10 o 15 minutos

(Weaver, 1976). Los niveles de concentración aplicables de sustancias promotoras

de enraizamiento, están en función de la facilidad que presenten las especies en este

proceso, por lo que en aquellas difíciles de lograrlo, la concentración debe ser mayor


Para el caso particular del AIB Macdonald (1986); (citado por Prieto, 1992), propone

que se utilicen las siguientes concentraciones de acuerdo a las características de las

plantas a multiplicar:

500-1000 ppm. Para especies de madera blanda y plantas fáciles de enraizar de

madera semidura y madera dura, tanto perennifolias como caducifolias.

2000-2500 ppm. En especies de enraizamiento moderado, de madera semidura y

dura perennifolias y caducifolias.

5000-7000 ppm. Este rango se recomienda para especies difíciles de enraizar, de

madera semidura y madera dura de plantas siempreverdes y deciduas.

La cantidad de enraizador que se adhiera, así como el tiempo de remojo depende del

método de aplicación de que se trate, pueden ser preparaciones comerciales en

polvo, método de remojo en solución diluida o el método en solución concentrada. La

descripción de éstos se describe a continuación:

Preparaciones comerciales en polvo. En este método la base de la estaca se trata

con una sustancia reguladora mezclada con un portador fino e inerte (que puede ser

arcilla o talco) (Weaver, 1976). Las especies leñosas de enraizamiento difícil se

deben tratar con preparados de mayor concentración que las especies tiernas,

28

suculentas de enraice fácil, en las cuales se deben usar materiales de menor

concentración (200 a 1000 ppm) (Weaver, 1976; Hartmann y Kester, 1988). Antes de

introducir las estacas en el polvo se les debe hacer un corte en la base; para el

tratamiento, basta la cantidad de polvo que se adhiera en las estacas con la base un

poco húmeda, después de haberlas sacudido ligeramente (Hartmann y Kester,

1988).

Las estacas se deben insertar en el medio de enraizamiento inmediatamente

después de tratarlas. Para evitar que el polvo se les caiga al momento de insertarlas,

puede usarse una navaja para hacer una incisión o una madera para hacer un hoyo

antes de insertar las estacas (Hartmann y kester, 1988).

Métodos de remojo en solución diluida. Se prepara una solución madre concentrada

con auxinas, con alcohol al 95% y luego se diluye en agua para obtener la dosis

deseada. La parte basal de las estacas (unos 2.5 cm) se remojan durante 24 horas,

en un lugar sombreado a temperatura ambiente, en una sustancia diluida

colocándolas inmediatamente en el medio de enraizamiento (Weaver, 1976;


Las concentraciones varían de unas 20 ppm en las especies de enraizamiento fácil,

hasta 200 ppm en las de enraizamiento más difícil (Weaver, 1976).

Método de inmersión en solución concentrada. En este método, los extremos basales

de las estacas se sumergen aproximadamente durante 5 segundos en una solución

concentrada (500 a 10000 ppm) del producto químico en alcohol al 50%, que luego

se insertan en el medio de enraizamiento (Weaver, 1976; Hartmann y Kester, 1988).

3.8.2.3. Tipos de estacas.

Las estacas se hacen de partes vegetativas de plantas como tallos, tallos

modificados (rizomas, tubérculos, cormos y bulbos), hojas o raíces (Hartmann y

29

Kester, 1988). Existen diferentes tipos de estacas y de ellas las de tallo son las que

más se han utilizado, y son las que mejor han funcionado (Rauter, 1982; citado por

Prieto, 1992).

La selección del tipo de estaca depende en gran parte de la especie, de la longitud

de los brotes, de la distancia entre nudos, de las facilidades de propagación

disponibles, del número de estacas requeridas y de las características del medio de

enraizamiento (Macdonald; 1986; citado por Prieto, 1992).

3.8.2.3.1. Estacas de tallo.

Este tipo de estacas es el más importante y se puede dividir en cuatro grupos de

acuerdo a la naturaleza de la madera.

a). De madera dura (especies deciduas).

Son aquellas que se hacen de madera madura después que se han caído las hojas

y antes que aparezcan los nuevos brotes en primavera, generalmente este tipo de

estacas se utiliza en la estación de reposo a finales del otoño, en invierno o a

principios de primavera; son usualmente de madera de crecimiento del año anterior.

De madera dura (especies siempreverdes de hoja angosta) se deben hacer enraizar

en condiciones que prevengan un secamiento excesivo, ya que de ordinario son

lentas para enraizar, tardando a veces de varios meses hasta un año. Algunas

especies enraizan mucho más pronto que otras. En general, las especies de

Chamaecyparis, Thuja y Juníperus de porte bajo enraizan con facilidad y los tejos

(Taxus sp.) lo hacen bastante bien, mientras que las estacas de enebros erectos

(Juniperus), los pinabetes (Picea sp.), los abetos (Abies sp.) y los pinos (Pinus sp.) lo

hacen con mayor dificultad (Hartmann y Kester, 1988).

Las estacas de madera dura varían en tamaño de acuerdo a la especie que se trate,

pero generalmente se preparan de 10 a 30 cm de longitud. Se incluyen al menos dos

30

nudos, el corte basal se hace justamente debajo de un nudo y el corte apical de 1.5 a

2.5 cm arriba del nudo. El diámetro de las estacas puede variar de 0.5 a 2.5 cm

dependiendo de la especie. Se pueden preparar tres tipos de estacas: de mazo, de

talón y rectas o sencillas. Las estacas de mazo incluyen una pequeña sección del

tallo de madera más abajo, mientras que la estaca de talón solo incluye un pequeño

pedazo de madera vieja. La estaca recta que no incluye nada de madera vieja, es la

que más se usa, dando resultados satisfactorios en la mayoría de los casos


b). De madera simidura.

Se obtienen de especies leñosas, siempreverdes de hoja angosta; pero también

pueden ser consideradas como madera semudura las estacas de verano con hojas

de madera parcialmente madura de plantas deciduas. Las estacas de especies

siempreverdes de hoja ancha por lo general se toman en el verano de ramas nuevas,

justamente después de que ha tenido lugar un arranque de crecimiento de que la

madera ha madurado parcialmente. Muchos arbustos ornamentales, como camelia,

clavo, azaleas siempreverdes y los acebos por lo común son propagados por

estacas de madera simidura.

c). De madera suave.

Las estacas preparadas de crecimiento tierno y suculento de primavera, de especies

deciduas o siempreverdes pueden clasificarse propiamente como estacas de madera

suave. Este tipo de estaca requiere de más atención y equipo. A las estacas de este

tipo por lo general se le dejan algunas hojas.

d). Herbáceas.

Las estacas se hacen de plantas de invernadero herbáceas, suculentas, como

geranios, crisantemos o claveles; se cortan de 7.5 a 12 cm de largo, reteniendo

31

hojas en la parte superior. La mayor parte de los cultivos florales se preparan por

estacas herbáceas que enraizan con facilidad, se les hace enraizar en las mismas

condiciones que las estacas de madera suave, necesitando humedad elevada.

3.8.2.4. Medios de enraizamiento.

Los medios de enraizamiento tienen la función de servir de soporte, proporcionar

humedad y permitir una adecuada aireación y permitir la penetración de las raíces.

Estos aspectos son importantes, ya que influyen en el porcentaje de enraizamiento y

en la calidad del sistema radical formado (Wright, 1976; Macdonal, 1986; citados por


Existen numerosos sustratos que pueden utilizarse como medios de enraizamiento, y

los criterios para seleccionarlos se basan en que cumplan las características

anteriormente mencionadas, que se puedan obtener fácilmente y que tengan buena

calidad, definida por un tamaño uniforme de las partículas, ausencia de impurezas y

un pH entre 5.5 y 6.5 (Macdonald, 1986; citado por Prieto, 1992).

A continuación se señalan algunas de las características de los medios de

enraizamiento más comunes.

a). Arena.

Ha sido ampliamente usada por ser barata y fácil de obtener; además se han

obtenido buenos resultados, sin embargo, la arena tiene el inconveniente de poseer

poca capacidad de retención de la humedad, lo que demanda riegos con más

frecuencia (Hartmann y Kester, 1988).

Para plantas siempreverdes como tejos, enebros y tujas, la arena es un medio de

enraizamiento satisfactorio; sin embargo, las estacas de algunas especies, cuando

se enraizan en arena producen un sistema radical largo, no ramificado y quebradizo,

32

en contraste con el sistema radical fibroso y ramificado que se desarrolla en otros

medios; Una opción para obtener mejores resultados, es mezclarla con otros

sustratos, como la agrolita o vermiculita (Long, 1932; mencionado por Hartmann y

Kester, 1988).

b). Musgo turboso o turba esfangosa.

Este medio de enraice es el que más se ha utilizado en norteamérica, y es la base de

diferentes medios, al combinarse con arena, vermiculita, agrolita, corteza

compostada y aserrín, principalmente. Entre las características más sobresalientes

del musgo turboso, destacan el fácil movimiento del agua, el bajo nivel de nitrógeno

disponible y el pH, que varía de 3.2 a 4.5 (Macdonald, 1986; mencionado por Prieto,

1992).

c). Vermiculíta.

Su empleo es común, se obtienen mejores resultados cuando se mezcla en partes

iguales con la agrolita o musgo turboso, que con cualquiera de los dos materiales

utilizados en forma individual (Hartmann y Kester, 1988).

d). Agrolita. Se utiliza ampliamente para estacas foliosas, en especial bajo niebla debido a sus

propiedades de drenaje. Se puede emplear sola pero es mejor cuando se emplea en

combinación, en proporciones variables con musgo turboso o vermiculíta (Hartmann

y Kester, 1988).

Pimentel (1991), (mencionado por Prieto, 1992), ha encontrado magníficos

resultados al enraizar Juniperus monosperma (Engelm) Srg. (ambos sexos) al usar

tezontle molido y cribado, tanto en forma simple como combinado con insulex,

utilizando cajones con fondo de malla galvanizada para permitir un eficiente drenaje

e intercambio gaseoso.

33

4. MATERIALES Y MÉTODOS.

4.1. Localización del área donde se realizó el experimento.

El presente experimento se realizó en el Vivero Experimental Forestal de la División

de Ciencias Forestales, geográficamente se ubica en el paralelo 19o 29' 11'' Latitud

Norte y en el meridiano 98o 53' 08'' Longitud Oeste, dentro del campo agrícola

experimental de la Universidad Autónoma Chapingo, (Tabla San Pedro) a una altitud

de 2,260 msnm (Mapula, 1995).

4.1.1. Clima.

De acuerdo con García (1981), el tipo de clima es C(wo) (w) b (i')g, corresponde a un

clima templado subhúmedo con lluvias en verano, con una temperatura media anual

de 15oC y una precipitación media anual de 664.8 mm.

4.1.2. Suelos.

Los suelos del área donde se localiza el vivero son feozem haplico, vertizol pélico,

feozem calcárico con textura media (Hh+Vp+Hc/2); feozem calcárico (Hc), son suelos

que tienen una capa superficial suave rica en materia orgánica y nutrientes. Contiene

cantidades considerables de material calcáreo (SPP, 1981).

4.2. Descripción del área de colecta.

El material vegetativo se colectó de tres árboles maduros con buenas características

(sanos, follaje abundante, etc.), estos árboles se encontraban a orillas del río

Guayatenco a una altitud de 2,070 msnm, en el ejido Venta Grande, municipio de

Huauchinango, Puebla.

34

4.2.1. Localización del área de colecta.

El Ejido Venta Grande se encuentra ubicado al Noreste del municipio de

Huauchinango, mismo que se encuentra al Norte del estado de Puebla. Sus

coordenadas geográficas son 20o 05' 30" y 20o 06' 30'' de Latitud Norte y 98o 04' 40''

y 98o 06' 38'' de Longitud Oeste. Administrativamente se encuentra dentro de la

jurisdicción del Distrito de Desarrollo Rural No. 001 de Huauchinango, Puebla, y bajo

la dirección técnica de la Unidad de Conservación y Desarrollo Forestal No. 002

Chignahuapan de los servicios Técnicos Forestales de la Sierra Norte Sociedad Civil

(Guerrero, 1994).

4.2.2. Límites y colindancias.

El Ejido Venta Grande tiene los siguientes límites:

Al Norte con pequeñas propiedades de Manzanilla y la Venta.

Al Sur con propiedad del Ejido Teopanzingo y la pequeña propiedad de los

Hermanos de Puga.

Al Este con pequeña propiedad de La Venta y el Potro.

Al Oeste con propiedad Ejido de Tenejac y propiedad Ejido de Teopancingo

(Guerrero, 1994).

4.2.3. Clima.

Tiene una temperatura media anual de 16oC y una precipitación media anual de

1,500 mm, con un período de lluvias de mayo a junio y un clima templado frío; los

vientos dominantes van del Norte a Noreste, en su mayoría son de baja intensidad y

medianamente fríos, cargados de humedad, lo que provoca la presencia de niebla

densa por la tarde (Guerrero, 1994).

4.2.4. Orografía.

La zona forestal del Ejido Venta Grande se encuentra enclavada en el sistema

montañoso correspondiente a la Sierra Madre Oriental en la parte norte del estado 35

reviviendo el nombre de Sierra Norte del estado de Puebla, caracterizado por sus

cumbres altas con fuertes pendientes, pero a medida que se va descendiendo las

pendientes se van suavizando, hasta reducirse entre 10% y 30%. En este sistema

montañoso existen cerros de considerable elevación con alturas sobre el nivel del

mar, que oscilan entre 2250 y 3000 msnm siendo la más significativa la Sierra de

Huauchinango, donde los bosques de coníferas presentan un buen desarrollo

(Guerrero, 1994).

4.2.5. Geología.

Las formaciones geológicas predominantes en la zona datan del período cenozoico

medio, superior volcánico y superior clásico con algunas áreas pequeñas del

pleistoceno reciente. En la mayor parte del área se encuentran rocas ígneas

extrusivas como la andesita, riolita, riodacita, toba ácida y brechas volcánicas

básicas (Guerrero, 1994).

4.2.5.1.Suelos.

De acuerdo con Guerrero (1994), los suelos que predominan en la región son:

Aluvial. Los tipos de suelos se encuentran ampliamente distribuidos en forma de

planicies y como relleno de los valles fluviales en algunos sitios donde tiene una

composición arcillo-arenoso es utilizado en la elaboración de ladrillo.

Andosol. Son suelos derivados de cenizas volcánicas recientes; muy ligeros y de alta

capacidad de retención de agua y de nutrientes. Por su alta susceptibilidad a la

erosión deben destinarse a la explotación forestal o al establecimiento de parques

recreativos. Cubren todo el poniente del municipio sobre todo en las partes más

elevadas al sur.

36

Fluvisol. Son suelos de origen aluvial reciente; muy variable en su fertilidad, cubren

una extensa zona al centro, lo que corresponde a las partes más bajas de la cuenca

del Necaxa.

Cambisol. Son suelos adecuados para la actividad agropecuaria; por ser arcillosos y

pesados tienen problemas de manejo. Se presentan en áreas reducidas,

correspondientes a las zonas montañosas del Norte y en las riberas del Naupan.

4.2.6. Tipo de vegetación.

La vegetación del estrato arbóreo está dominada casi en su totalidad por bosque de

coníferas, siendo sus representantes más comunes el Pinus patula y en menor

proporción el Pinus pseudostrobus, las asociaciones vegetales existentes son de

pino y encino en su gran mayoría.

El bosque de pino es el más importante en lo que a superficie se refiere, ocupa más

del 80% del área forestal y debido a su importancia es el que más se ha fomentado,

tanto por el personal técnico como por los ejidatarios (Guerrero, 1994).

Dentro de las especies del género Pinus se encuentran Pinus patula y Pinus teocote

los que se encuentran formando masas puras, también se encuentra Pinus

pseudostrobus en menor proporción.

La asociación vegetal pino-encino, Pinus patula, P. pseudostrobus, y Pinus teocote,

Quercus sp. se encuentra ubicada en las partes medias y bajas de las pequeñas

elevaciones existentes en la zona Suroeste de la región.

Los elementos principales del estrato arbóreo de este tipo de vegetación son: Pinus

patula, P. teocote, P. pseudostrobus, Quercus rugosa, Quercus laurina y Alnus

firmifolia.

37

En el estrato herbáceo se presentan Baccharis sp., Hilaria cenchroides, Aristida

orcuttiana, Eragrostis pilosa, Festuca sp., Senecio sp.; entre otras.

4.3. Obtención de las estacas.

Para la obtención de las estacas se hizo un viaje al Ejido "Venta Grande" municipio

de Huauchinango, Puebla, el 17 de marzo de 1996. Se seleccionaron tres árboles

con buenas características (rectitud del fuste, vigorosos, sin presencia de

enfermedades) de los cuales se colectó el material vegetativo para obtener las

estacas.

4.3.1. Tipos de estacas.

Las estacas utilizadas en el presente trabajo quedarán definidas como aquella parte

de la planta que con yemas es capaz de formar raíces, éstas fueron obtenidas de

ramillas con diámetros menores a 10 mm y cuya longitud no sobrepasó los 25 cm,

con madera de un año. El tipo de estacas que se utilizó en el experimento fueron

estacas simples o rectas.

Las estacas se obtuvieron de la parte terminal de las ramas laterales de la parte

media de la copa del árbol hacia arriba. Se les dejó el follaje de la parte media hacia

el ápice, cortando con tijeras las estacas y la mitad de las hojas. En la base de las

estaquillas se les hizo un corte en un ángulo de 45o aproximadamente, con la

finalidad de tener mayor área de contacto con los sustratos y los enraizadores.

4.3.2. Preparación de las estacas.

De los tres árboles seleccionados se cortaron ramillas de la parte media de la copa,

las cuales se envolvieron en papel periódico y después en costales de plástico y se

les aplicó agua para mantenerlas húmedas durante el transporte. De esta manera se

transportaron del sitio de colecta (Ejido Venta Grande, Huauchinango en el estado de

38

Puebla), al vivero forestal de Chapingo en una camioneta cerrada. Al llegar al vivero

se les quitó el papel y los costales de plástico que envolvían a las ramillas y se

colocaron en botes de plásticos limpios que contenían agua, para evitar que éstas se

deshidrataran.

Al día siguiente, (18 de marzo) se prepararon las estacas de las ramillas, utilizando

tijeras de podar. La preparación de cada estaca consistió en quitarles el follaje en la

mitad inferior, o si estaban demasiado largas se despuntaban para que no

sobrepasaran los 25 cm de longitud.

4.4. Tratamientos.

Se probaron 12 tratamientos, producto de la combinación de los medios de

enraizamiento y de las sustancias enraizadoras (Cuadro 1).

Cuadro 1. Tratamientos probados para determinar la influencia de los sustratos y los enraizadores, en estacas de Podocarpus reichei.

TRATA-

MIENTOS SUSTRATOS (MEDIOS DE

ENRAIZAMIENTO) PROPOR- CION (%)

ENRAIZADORES

1 Tierra de monte con arena de río tratada 50:50 RAIZONE*-PLUS

2 Tierra de monte con arena de río tratada 50:50 RADIX F-10000

3 Tierra de monte con arena de río tratada 50:50 RADIX 3500

4 Tierra de monte con arena de río tratada 50:50 Sin enraizador

5 Tierra de monte 100 RAIZONE*-PLUS

6 Tierra de monte 100 RADIX F-10000

7 Tierra de monte 100 RADIX 3500

8 Tierra de monte 100 Sin enraizador

9 Agrolita 100 RAIZONE*-PLUS

10 Agrolita 100 RADIX F-10000

11 Agrolita 100 RADIX 3500

12 Agrolita 100 Sin enraizador

39

La condición en la que se pusieron a enraizar las estacas fue en invernadero. Las

características del invernadero son: estructura metálica cubierto de plástico, el área

específica donde se pusieron las estacas fue en una cama que se encuentra al

costado izquierdo.

4.4.1. Sustratos.

Los sustratos utilizados en este trabajo fueron: mezcla de arena de río tratada con

tierra de monte en proporción 50:50, tierra de monte y agrolita y los enraizadores

RADIX F-10000, RADIX 3500, RAIZONE*-PLUS y sin enraizador (testigo).

a). Mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50.

La arena se obtuvo del río Tepetlaoxtoc, ubicado en el municipio del mismo nombre.

Ésta se cribó con una malla de alambre de cuadros de 4 mm por lado, con la

finalidad de eliminar las partículas demasiado grandes e impurezas, para tener un

sustrato más uniforme en cuanto al tamaño de sus partículas; ésta se esterilizó con

bromuro de metilo, posteriormente se mezcló con la tierra de monte en proporción

50:50%.

b). Tierra de monte.

La tierra de monte se obtuvo del lugar donde se colectó el material vegetativo, cerca

de la base de los árboles seleccionados. Se transportó en costales de plásticos (tipo

azucarero) y en el vivero se cribó con una malla de alambre con cuadros de 1.0 cm

por lado para tener uniformidad en el material y eliminar impurezas como raíces y

piedras.

c). Agrolíta.

Es un material estéril e inorgánico de origen volcánico y se extrae de escurrimientos

de lava, el material crudo se muele, se cierne y luego se calienta en hornos donde la

40

pequeña cantidad de humedad de las partículas se convierte en vapor espandiendo

las partículas y formando pequeños granos esponjosos (Hartmann y Kester,1962). El

material se puede adquirir envasado en costales, en comercios donde vendan

productos agroquímicos.

4.4.2. Enraizadores.

Los enraizadores utilizados son productos comerciales que tienen una presentación

en polvo; el contenido de éstos se describe a continuación:

a). RADIX F-10000.

Cada 100 g contiene 10000 ppm de ácido Indol-3-butírico (AIB); 300 ppm de ácido

naftalenacético; ingrediente inerte para completar 100 g.

b). RADIX 3500.

Cada 100 g contiene 3500 ppm de ácido Indol-3-butírico (AIB); ingrediente inerte

para completar 100 g.

c). RAIZONE*-PLUS.

Contiene alfanaftilacemátida, 1.2 g de ingrediente activo/kg (1200 ppm); ácido Indol-

3-butírico (AIB), 0.6 g de ingrediente activo/kg (600 ppm); thiram (disolfuro de

tetrametiltiuran: 50 g de ingrediente activo/kg; captan 30 g de ingrediente activo/kg; y

diluyentes y compuestos relacionados: 918.2 g/kg.

d). Sin enraizador (testigo).

En este tratamiento las estacas se pusieron a enraizar sin aplicarles algún producto

químico estimulante de formación de raíces. Esta condición sirvió como punto de

41

comparación "testigo" para evaluar la respuesta de las estacas en relación con los

tratamientos donde se aplicaron los enraizadores.

4.5. Características de los envases utilizados.

Se utilizaron bolsas forestales de polietileno negro de calibre 400, con fuelle, sus

dimensiones son 20 cm de largo por 10 cm de ancho. Se llenaron 108 bolsas con la

mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, 108 con

tierra de monte y 108 con agrolita.

Los envases se colocaron en la cama del invernadero, localizada a la izquierda del

mismo. Para colocar las bolsas fue necesario colocar tiras de madera de 5 cm

aproximadamente formando cuadros, amarrándolas con hilo de plástico para

delimitar las unidades experimentales.

4.6. Diseño experimental.

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con arreglo factorial de 4x3

(4 enraizadores y 3 sustratos), con 3 repeticiones por tratamiento (Martínez, 1988).

Cada unidad experimental constó de 9 estacas, dando un total de 27 por tratamiento

y 324 en todo el experimento (Cuadro 2).

42

Cuadro 2. Distribución de los tratamientos (completamente al azar) y sus repeticiones, con estacas de Podocarpus reichei.

T4R3 T11R3 T5R2

T7R2 T7R3 T5R1

T9R2 T2R3 T9R1

T8R3 T9R3 T11R2

T4R1 T2R1 T4R2

T12R3 T8R2 T10R2

T10R1 T6R3 T3R3

T1R3 T8R1 T1R1

T5R3 T11R1 T6R1

T6R2 T12R2 T3R1

T2R2 T1R2 T12R1

T10R3 T7R1 T3R2

Donde: T1, T2,...T12. = Tratamientos R1, R2 y R3 = Repeticiones de cada tratamiento.

4.6.1. Preparación del experimento.

Una vez que los envases se llenaron con el sustrato correspondiente se colocaron de

acuerdo al diseño experimental, se aplicó un riego intenso con regadera de poro fino

para que la humedad penetrara hasta el fondo y los sustratos se asentaran y facilitar

el proceso del estacado.

4.6.2. Establecimiento del estacado.

Primeramente se perforaron los puntos donde se colocarían las estacas, para esto se

utilizó un plantador de madera previamente elaborado. El objetivo de hacer dichas

perforaciones fue para que el enraizador no se cayera y se dañara la base de las

estacas al friccionarse con el substrato al momento de colocarlas.

43

Para aplicar el enraizador en la base de las estacas, éstas se sacaron del agua y se

colocaron en papel periódico para que se escurrieran y evitar que el enraizador se

adhiriera en exceso. Se sacó un poco de enraizador de los envases que lo contenían

y se colocó en la tapa del envase, una vez que a las estaquillas se les escurrió el

agua en exceso, la base de éstas se puso en contacto con el polvo enraizador,

cuando se adhirió demasiado se sacudieron levemente para que se cayera el

exceso. Posteriormente se procedió a colocarlas en los orificios hechos en las

bolsas, presionando el sustrato con el plantador o con los dedos, para que el sustrato

quedara en contacto directo con las estacas y evitar bolsas de aire. Una vez

terminado el estacado, se aplicó un riego con captan a razón de 2.5 g por litro de

agua, para prevenir posibles enfermedades fungosas y que los sustratos se

asentaran. Se colocó una estaca por bolsa.

4.6.3. Cuidados culturales.

Los riegos se hicieron manualmente con regadera de poro fino cada tercer día. Se

estuvieron haciendo deshierbes manualmente conforme aparecía la maleza.

También se estuvo aplicando captán a razón de 2.5 g por litro de agua, cada 15 días

durante los dos primeros meses, estas aplicaciones se hicieron para prevenir la

aparición de enfermedades fungosas.

4.7. Variables evaluadas.

Para poder tomar la información de las variables evaluadas se tuvo que desmontar el

experimento, esto se hizo el 24 de octubre de 1996, toda la información se tomó el

mismo día, por lo que el experimento duró 221 días.

a). Supervivencia.

Para obtener la información de supervivencia se consideró el total de las estacas que

se pusieron a enraizar. Para determinar si estaban vivas se considero que las

estacas estuvieran verdes con o sin hojas o que tuvieran brotes verdes.

44

b). Espesor del callo.

Para evaluar esta variable, se consideraron solamente las estacas que estuvieron

vivas, se hicieron dos mediciones con un vernier, con aproximación al milímetro. La

primera medición correspondió a la longitud del callo y se hizo en el sentido del eje

del tallo (vertical), la otra medición se hizo en el sentido transversal del tallo

(horizontal), en esta última medición se incluyó el diámetro de las estacas.

c). Número de estacas enraizadas.

Se registró por unidad experimental, es decir, a cada estaca que estaba viva se

observo para ver si presentaba o no raíces, si presentaban inicios de raíz que se

pudiera medir se consideraron como estacas enraizadas.

d). Número de raíces primarias. Para esta variable se contó el número de raíces primarias de aquellas estacas que

estuvieron vivas.

e). Longitud de raíces primarias. Se midió la longitud de las raíces primarias y se dividió entre el número de éstas para

sacar un promedio por cada estaca viva.

f). Número de brotes.

Se contó el número de brotes por cada una de las estacas que estuvieron vivas.

g). Longitud de brotes.

Se midió la longitud de cada brote y se dividió entre el número de éstos para sacar

un promedio de los mismos por cada estaca viva.

45

4.8. Análisis de la información.

Una vez recabada la información se realizó un análisis estadístico utilizando en

paquete SAS (1985); (Rebolledo, 1994), con la finalidad de realizar un análisis de

varianza y la prueba de Tukey para determinar cual de los enraizadores o los

sustratos, resultaban ser los que presentaron influencia significativa para las

variables evaluadas.

El modelo matemático que se utilizó para analizar los datos de acuerdo con Infánte y

Zárate (1990), fue el siguiente:

Modelo matemático:

Yijk =μ+ τi + δj + τiδj + εijk

Donde:

Yijk=Valor observado de la variable.

μ=Media general de la variable.

τi=Efecto del i-ésimo sustrato.

δ j= Efecto del j-ésimo enraizador.

τiδ j= Interacción del efecto del i-ésimo sustrato por el efecto del j-ésimo

enraizador.

εijk =Error experimental.

46

5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.

Se obtuvieron 324 observaciones que corresponden al número de estacas

estudiadas (Anexo 1), a las cuales se les realizaron los análisis correspondientes.

5.1. Supervivencia.

En el Cuadro 3, se presentan los resultados obtenidos de la supervivencia en las

estacas de Podocarpus reichei Buchh., donde se puede apreciar que en la mezcla

de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, el valor más alto

correspondió al (T2) con la aplicación de RADIX F-10000 y el testigo (T4) con un

51.85% de supervivencia, mientras que el más bajo lo presentó el RADIX 3500 (T3)

con un 25.92%. En la tierra de monte, el valor más alto correspondió al T7 con

51.85%, y el más bajo lo presentó el T8 con un 25.92%. En el caso del sustrato

agrolita el valor más alto lo presentó el T9 con 51.85%, mientras que el más bajo

correspondió al T12 con un 22.22% (Cuadro 3).

Cuadro 3. Porcentajes de supervivencia en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores Supervivencia (%)

1 TM/A RAIZONE*-PLUS (RP) 44.44 2 TM/A RADIX F-10000 (RF10) 51.85 3 TM/A RADIX 3500 (R35) 25.92 4 TM/A Sin enraizador (TES) 51.85 5 TM RAIZONE*-PLUS (RP) 33.33 6 TM RADIX F-10000 (RF10) 44.44 7 TM RADIX 3500 (R35) 51.85 8 TM Sin enraizador (TES) 25.92 9 AG RAIZONE*-PLUS (RP) 51.85

10 AG RADIX F-10000 (RF10) 40.74 11 AG RADIX 3500 (R35) 40.74 12 AG Sin enraizador (TES) 22.22

Donde: TM/A=Mezcla de Tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50; TM=Tierra de monte; AG=Agrolita,

47

En forma general, los tratamientos que presentaron mejores resultados fueron: el T2,

T4, T7 y el T9, el que presentó el valor más bajo fue el T12 (Figura 1).

25.85 25.92

33.33

40.74 40.7444.44 44.44

51.85 51.85 51.85 51.85

22.22

0

10

20

30

40

50

60

12 3 8 5 10 11 1 6 2 4 7 9

TRATAMIENTOS

Sup

ervi

venc

ia (%

)

Figura 1. Porcentajes de supervivencia en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento

Como se puede apreciar en la Figura 1, existe una diferencia de aproximadamente

un 30% entre el tratamiento 12 y los tratamientos 2, 4, 7 y 9, no obstante, el análisis

de varianza y prueba de F, indicó que no existen diferencias estadísticamente

significativas (Pr<0.05), con una confiabilidad de 95% entre los sustratos y los

enraizadores utilizados en este trabajo (Cuadro 4); por lo que ya no se procedió a

realizar la comparación de medias de Tukey, ya que ésta es conveniente realizarla

cuando en el análisis de varianza existan diferencias significativas.

48

Cuadro 4. Análisis de varianza y prueba de F, para la variable supervivencia en estacas de Podocarpus reichei.

F. V. G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F

Modelo 11 0.4101 0.037 1.47 0.2073 Sustrato 2 0.0212 0.010 0.42 0.6625 Enraizador 3 0.0672 0.022 0.88 0.4639 Sustrato*enraizador 6 0.3216 0.053 2.11 0.0892 Error 24 0.6090 0.025 Total corregido 35 1.0192 Donde: F. V.=Fuente de variación; G. L.=Grados de libertad; S. C. Suma de cuadrados; C. M.=Cuadrados medios; FC=F

calculada.

5.2. Espesor del callo.

Para analizar el espesor del callo, se considero éste como una superficie, utilizando

las medidas del callo vertical y el callo horizontal, generando otra variable ya que al

tomar la medida horizontal se incluyó el diámetro de la estaca quedando de la

siguiente manera:

(1) LC=3.14159*DE.

(2) DE=DEC-2*EC.

Donde:

(1) LC: Longitud del callo.

(2) DE: Diámetro de la estaca.

EC: Espesor del callo.

DEC: Diámetro de la estaca con callo.

En el Cuadro 5, se presentan los resultados obtenidos del espesor del callo, de tal

manera que, para el sustrato tierra de monte con arena de río tratada en proporción

50:50, el valor más alto lo presentó el T2 con 5.4 mm, mientras que el más bajo

corresponde al T3 con 3.0 mm. Para el caso del sustrato tierra de monte, el que

presentó el mejor resultado fue el T5 con un valor de 4.8 mm, mientras que el más

bajo lo presentó el T8, con 2.9 mm. Para el sustrato agrolita el valor más alto lo

49

presentó el T9 con 4.2 mm, mientras que el más bajo correspondió al T11 con 3.5

mm.

Cuadro 5. Promedio del espesor del callo en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores Espesor del callo (mm)

1 TM/A RAIZONE*-PLUS (RP) 3.2 2 TM/A RADIX F-10000 (RF10) 5.4 3 TM/A RADIX 3500 (R35) 3.0 4 TM/A Sin enraizador (TES) 4.5 5 TM RAIZONE*-PLUS (RP) 4.8 6 TM RADIX F-10000 (RF10) 4.1 7 TM RADIX 3500 (R35) 3.2 8 TM Sin enraizador (TES) 2.9 9 AG RAIZONE*-PLUS (RP) 4.2 10 AG RADIX F-10000 (RF10) 4.1 11 AG RADIX 3500 (R35) 3.5 12 AG Sin enraizador (TES) 3.7

Donde: TM/A=Mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50; TM= Tierra de monte; AG= agrolita.

En general se puede decir que el tratamiento que presentó el valor más alto fue el T2

que corresponde al sustrato tierra de monte con arena de río tratada en proporción

50:50 con la aplicación de RADIX F-10000 y el que presentó el más bajo fue el T8

(testigo), que corresponde al sustrato tierra de monte y sin la aplicación de algún

enraizador (Figura 2).

50

33.2 3.2

3.53.7

4.1 4.1 4.24.5

4.8

5.4

2.9

0

1

2

3

4

5

6

8 3 7 1 11 12 10 6 9 4 5 2

TRATAMIENTOS

Esp

esor

del

cal

lo (

mm

)

Figura 2. Promedio del espesor del callo en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Con la información obtenida se realizó el análisis de varianza y prueba de F, para

poder determinar la efectividad tanto de los sustratos como de los enraizadores, pero

se detectó que no existen diferencia estadísticamente significativas (Pr<0.05), con

una confiabilidad del 95%, entre los enraizadores y los sustratos utilizados en este

trabajo (Cuadro 6).

Cuadro 6. Análisis de varianza y prueba de F para el espesor del callo, en estacas de Podocarpus reichei.

F. V. G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F0.

Modelo 11 18.40 1.67 0.81 0.6288 Sustrato 2 1.09 0.54 0.27 0.7683 Enraizador 3 9.63 3.21 1.56 0.2255 Sustrato*enraizador 6 7.67 1.27 0.62 0.7117 Error 24 49.46 2.06 Total corregido 35 67.86

Donde: F. V.=Fuente de variación; G. L.=Grados de libertad; S. C.= Suma de cuadrados; C. M.=Cuadrados medios; FC=F calculada.

51

5.2.1. Influencia de los sustratos y los enraizadores en el espesor del callo.

Como se puede apreciar en la Figura 2, de los enraizadores utilizados, el valor más

alto lo presentó el tratamiento 2 donde se aplicó el enraizador RADIX F-10000 con la

mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, mientras

que el T8 (testigo) que corresponde al substrato tierra de monte y sin la aplicación de

algún enraizador fue el que presentó el valor más bajo; no obstante, el análisis de

varianza y prueba de F, indicó que no existen diferencias estadísticamente

significativas (Pr<0.05), con una confiabilidad del 95% (Cuadro 6), por lo que los

sustratos y los enraizadores utilizados en este trabajo no influyeron de manera

significativa en el espesor del callo.

5.3. Número de estacas enraizadas.

En el Cuadro 7, se puede apreciar que el porcentaje de estacas enraizadas en la

mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, el valor mas

alto fue para el T2 y T3 con un valor de 71.42% y el más bajo lo presentó el T4 con

un 57.14%. Para el sustrato tierra de monte el T7 presentó un 92.85%, mientras que

el más bajo corresponde al T6 con un valor de 75.00%. En el caso del sustrato

agrolita el valor más alto corresponde al T11 con 72.72%, y el más bajo lo presentó

el T12 con un 33.33%.

52

Cuadro 7. Porcentajes del número de estacas enraizadas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores NEE (%)

1 TM/A RAIZONE*-PLUS (RP) 58.33 2 TM/A RADIX F-10000 (RF10) 71.42 3 TM/A RADIX 3500 (R35) 71.42 4 TM/A Sin enraizador (TES) 57.14 5 TM RAIZONE*-PLUS (RP) 88.88 6 TM RADIX F-10000 (RF10) 75.00 7 TM RADIX 3500 (R35) 92.85 8 TM Sin enraizador (TES) 85.71 9 AG RAIZONE*-PLUS (RP) 57.14 10 AG RADIX F-10000 (RF10) 63.63 11 AG RADIX 3500 (R35) 72.72 12 AG Sin enraizador (TES) 33.33

Donde: TM/A=Tierra de monte con arena en proporción 50:50; TM=Tierra de monte; AG=Agrolita; NEE=Número de estacas enraizadas (%).

En forma general, el tratamiento que presentó mejores resultados fue el T7 y el que

presentó el valor más bajo fue el T12 (Figura 3).

33.3

57.1 57.1 58.3363.63

71.4 71.4 72.7 75

85.788.8

92.8

0102030405060708090

100

12 4 9 1 10 2 3 11 6 8 5 7

TRATAMIENTOS

Est

acas

enr

aiza

das

(%)

Figura 3. Porcentajes del número de estacas enraizadas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

53

El análisis de varianza y prueba de F indicó que existen diferencias estadísticamente

significativas entre los sustratos, no así para los enraizadores (Cuadro 8).

Cuadro 8. Análisis de varianza y prueba de F, para el número de estacas enraizadas de Podocarpus reichei.

F. V. G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F. Modelo 11 7932.35 721.12 0.82 0.6231 Sustrato 2 6439.54 3219.77 3.66 0.0411 Enraizador 3 867.57 289.19 0.33 0.8049 Sustrato*enraizador 6 625.23 104.20 0.12 0.9932 Error 24 21141.95 880.91 Total corregido 35 29074.30


En la comparación de medias de Tukey, se aprecia que el valor más alto

corresponde al sustrato tierra de monte con un 84.72%, mientras que el más bajo lo

presentó el sustrato agrolita con un valor de 52.22%, por lo que existe diferencia

significativa entre el sustrato tierra de monte colectada del lugar donde se encuentra

Padocarpus reichei con el sustrato agrolita, mientras que la tierra de monte y la

mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, así como la

mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, con la

agrolita no presentan diferencias estadísticamente significativas (Cuadro 9).

Cuadro 9. Comparación de medias de Tukey para el número de estacas enraizadas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

Sustrato Estacas enraizadas Tierra de Monte 84.72 a Tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50 64.90 ab Agrolita 52.22 b

Nota: Tratamientos con la misma literal en la misma columna, estadísticamente son iguales al nivel de α=0.05 de probabilidad, según la prueba de Tukey.

Como se puede apreciar gráficamente en la Figura 4, el sustrato que presentó el

valor más alto es el que corresponde a la tierra de monte, mientras que, el que

presentó el más bajo fue la agrolita.

54

52.2264.9

84.72

0

20

40

60

80

100

AG TM/A TM

SUSTRATOS

Est

acas

enr

aiza

das

(%)

AG:Agrolita TM/A:Mezcla de tierra de monte

con arena de río tratada en proporción 50:50.

TM:Tierra de monte

Figura 4. Comparación de medias de Tukey para el número de estacas enraizadas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

En la comparación de medias de Tukey en el Cuadro 9, se puede apreciar el

comportamiento diferente entre el sustrato tierra de monte y la agrolita, por lo que la

tierra de monte colectada del lugar donde se encuentra de Podocarpus reichei, es

un buen sustrato para utilizarlo en la propagación vegetativa de esta especie por

medio de estacas.

En el caso de los enraizadores, el análisis de varianza indicó que no existen

diferencias estadísticamente significativas (Pr<0.05), con una confiabilidad del 95%

(Cuadro 8), por lo que ya no se procedió a realizar la comparación de medias de

Tukey.

5.3.1. Influencia del espesor del callo en el número de estacas enraizadas.

Al realizar el análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del

espesor del callo en el número de estacas enraizadas, mediante una regresión lineal

55

simple, éste no presentó diferencias estadísticamente significativas (Pr<0.05) con

una confiabilidad del 95% (Cuadro 10).

Cuadro 10. Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del callo en el número de estacas enraizadas.

F. V. G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F0

Modelo 12 3.3155 0.2762 1.33 0.2095 Tratamiento 11 2.7415 0.2492 1.20 0.2933 Callo 1 0.5740 0.5740 2.77 0.9880 Error 118 24.4707 0.2073 Total corregido 130 27.7862


5.4. Número de raíces primarias.

En el Cuadro 11, se pueden apreciar los resultados obtenidos en el sustrato tierra de

monte con arena de río tratada en proporción 50:50, el T1 y T2 presentaron un valor

de 14.25 y el que presentó el más bajo corresponde al T3 con 6.14, encontrándose

por arriba el T4 que fungió como testigo. Para el caso de la tierra de monte el valor

más alto correspondió al T6 con 16.66 y el más bajo lo presentó el T5 con 10.22.

Para el sustrato agrolita el valor más alto lo presentó el T10, con un valor de 8.81,

mientras que el más bajo correspondió al T12 con un valor de 5.5.

56

Cuadro 11. Promedio del número de raíces primarias en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores No. de raíces Primarias



Donde: TM/A=Tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50; TM= Tierra de monte; AG= agrolita.

En forma general, el valor más alto lo presentó el Tratamiento 6, que corresponde al

sustrato tierra de monte colectada del lugar donde se encuentra Podocarpus reichei

y la aplicación de RADIX F-10000 y el más bajo lo presentó el Tratamiento 12

(testigo), que corresponde al sustrato agrolita y sin la aplicación de algún enraizador

(Figura, 5).

5.5 6.1 6.17.3

8.810.2

11.7 12.514.3 14.3 14.4

16.7

0

5

10

15

20

12 3 9 11 10 5 8 4 1 2 7 6

TRATAMIENTOS

No.

de

raíc

es p

rinci

pale

s

Figura 5. Promedio del número de raíces primarias en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

57

En el Cuadro 12, se muestra el análisis de varianza y prueba de F, en el que se

indica que no existen diferencias estadísticamente significativas (Pr<0.05) con una

confiabilidad del 95%, por lo que ya no se realizó la comparación de medias de

Tukey.

Cuadro 12. Análisis de varianza y prueba de F, para el número de raíces primarias, en estacas de Podocarpus reichei.

F. V. G. L S. C. C. M. F. C. Pr>F0



5.4.1. Influencia del espesor del callo en la formación de raíces primarias.

Al realizar el análisis mediante una regresión lineal simple para determinar la

influencia del callo en la formación de raíces, se puede observar que si existe

influencia significativa (Cuadro 13).

Cuadro 13. Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del callo en el número de raíces primarias.

F. V. G. L S. C. C. M. F. C. Pr>F0

Modelo 1 3834.348 3834.348 29.22 0.0001 Callo 1 3834.348 3834.348 29.22 0.0001 Error 129 16929.3889 131.2391 Total corregido 130 20764.2442


58

Los parámetros estimados obtenidos son: intercepto ordenada al origen es de

3.8441, Pr>ITI de 0.0238 y un error estimado de 1.681, para el callo un estimador de

0.1984, Pr>ITI de 0.000 1 y un error estimado de 0.0367 (Cuadro 14).

Cuadro 14. Parámetros estimados obtenidos para determinar la influencia del espesor del callo, en el número de raíces primarias.

Parámetro Estimador T para H0: Parámetro=o

Pr> lTl Error estándar del estimador

Intercepto 3.8441 2.29 0.0238 1.6811

Callo 0.1984 5.41 0.0001 0.03671

5.5. Longitud de raíces primarias.

En el Cuadro 15, se aprecian los resultados obtenidos de esta variable, en la mezcla

de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50, el valor más alto

correspondió al T1 con 2.9 cm y el más bajo lo presentó el T2 con 2.2 cm, estando

éste por abajo del T4 que fungió como testigo. En el sustrato tierra de monte el valor

más alto lo presentó el T8 con 4.5 cm y el más bajo lo presentó el T6 con 3.5 cm.

Para la agrolita, el que presentó el valor más alto fue el T9 con 2.0 cm, y el más bajo

lo presentó el T11 con 1.2 cm, estando por arriba el T12 que fungió como testigo.

Cuadro 15. Longitud de raíces primarias en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento. Tratamientos Sustratos Enraizadores Longitud de raíces

primarias (cm) 1 TM/A RAIZONE*-PLUS (RP) 2.9 2 TM/A RADIX F-10000 (RF10) 2.2 3 TM/A RADIX 3500 (R35) 2.4 4 TM/A Sin enraizador (TES) 2.7 5 TM RAIZONE*-PLUS (RP) 3.8 6 TM RADIX F-10000 (RF10) 3.5 7 TM RADIX 3500 (R35) 3.7 8 TM Sin enraizador (TES) 4.5 9 AG RAIZONE*-PLUS (RP) 2.0

10 AG RADIX F-10000 (RF10) 1.5 11 AG RADIX 3500 (RF35) 1.2 12 AG Sin enraizador (TES) 1.3

Donde: TM/A=Mezcla de tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50; TM=Tierra de monte; Ag=Agrolita.

59

En forma general, el tratamiento que presentó mejores resultados fue el T8 (testigo),

que corresponde al sustrato tierra de monte sin la aplicación de algún enraizador y

el que presentó el valor más bajo fue el T11, que corresponde al sustrato agrolita con

la aplicación de RADIX 3500 (Figura 6).

1.2 1.3 1.52 2.2 2.4 2.7 2.9

3.5 3.7 3.84.5

0123456789

10

11 12 10 9 2 3 4 1 6 7 5 8

TRATAMIENTOS

Long

. de

raíc

es p

rimar

ias

(cm

)

Figura 6. Promedio de la longitud de raíces primarias en estacas de Podocarpus reichei, por

tratamiento.

Como se puede observar en el Cuadro 16, de análisis de varianza y prueba de F,

indica que existen diferencias estadísticamente significativas (Pr<0.05) con una

confiabilidad del 95% entre los sustratos, no así para el caso de los enraizadores.

60

Cuadro 16. Análisis de varianza y prueba de F, para la longitud de raíces primarias, en estacas de Podocarpus reichei.

F. V. G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F0.

Modelo 11 32.8700 2.9881 1.44 0.2202 Sustratos 2 30.2245 15.1122 7.27 0.0034 Enraizadores 3 1.4908 0.4802 0.23 0.8739 Sustrato*enraizador 6 1.2046 0.2007 0.10 0.9961 Error 24 49.9104 2.0796 Total corregido 35 82.7804


Como existen diferencias en el análisis de varianza y prueba de F (Cuadro 16), entre

los sustratos, se procedió a realizar la comparación de medias de Tukey, donde se

observa que el valor más alto lo presentó la tierra de monte con un valor de 3.63,

mientras que el más bajo lo presentó la agrolita con 1.39, por lo que se pueden

apreciar las diferencias entre estos dos sustratos (Cuadro 17).

Cuadro 17. Comparación de medias de Tukey, para la longitud de raíces primarias en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

Sustratos Longitud de raíces primarias

Tierra de monte 3.63 a Tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50 2.54 ab Agrolita 1.39 b

Nota: Tratamientos con la misma literal en la misma columna, estadísticamente son iguales al nivel de α=0.05 de probabilidad, según la prueba de Tukey.

Como se pueden apreciar gráficamente los resultados obtenidos en la comparación

de medias de Tukey, para la variable longitud de raíces primarias con los sustratos

utilizados, el valor más alto correspondió al sustrato tierra de monte y el más bajo lo

presentó la agrolita (Figura 7).

61

1.39

2.54

3.63

0

1

2

3

4

5

6

AG TM/A TM

SUSTRATOS

Long

. de

raíc

es p

rimar

ias

(cm

)

AG:Agrolita. TM/A:Mezcla de tierra de monte


TM:Tierra de monte

Figura 7. Comparación de medias de Tukey de la longitud de raíces primarias, en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

Para el caso de los enraizadores aplicados en este trabajo, el análisis de varianza y

prueba de F, indicó que no existen diferencias, estadísticamente significativas

(Pr<0.05) con una confiabilidad del 95% (Cuadro 16).

Como se puede apreciar en el Cuadro 17, en la comparación de medias de Tukey, se

muestra el comportamiento diferente entre el sustrato tierra de monte y la agrolita,

por lo que, de los sustratos utilizados, la tierra de monte colectada del lugar donde se

encuentra Podocarpus reichei, resultó ser el mejor para utilizarlo en la propagación

vegetativa de esta especie por medio de estacas, se infiere que este sustrato pude

contener la micorriza especifica asociada a esta especie y en el caso de la agrolita

es un material inerte.

Para el caso de los enraizadores, como el análisis de varianza y prueba de F, indicó

que no existen diferencias estadísticamente significativas, se pueden aplicar o no los

62

enraizadores utilizados en este trabajo, para favorecer la longitud de las raíces

primarias en estacas de Podocarpus reichei.

5.5.1. Influencia del espesor del callo en la longitud de raíces primarias.

Al analizar la influencia del callo en la longitud de raíces primarias, se observó que sí

existe influencia estadísticamente significativa (Pr<0.05) con una confiabilidad del

95% (Cuadro 18).

Cuadro 18. Análisis de varianza y prueba de F, para determinar la influencia del callo en la longitud de raíces primarias.

F. V. G. L S. C. C. M. F. C. Pr>F0

Modelo 1 55.4847 55.4847 8.26 0.0047 Callo 1 55.4878 55.4847 8.2 0.0047 Error 129 866.0407 6.7134 Total corregido 130 921.5254


Los parámetros estimados obtenidos son: intercepto ordenada al origen de 1.8095,

Pr>ITI de 0.0001 y un error estimado de 0.3802; para el callo un estimador de

0.0138, Pr>ITI de 0.0047 y un error estimado de 0.0083 (Cuadro 19).

Cuadro 19. Parámetros estimados obtenidos para determinar la influencia del callo en la longitud de raíces primarias.

Parámetro estimador T para H0: Parámetro=o

Pr> lTl error estándar del estimador

Intercepto 1.8095 4.76 0.0001 0.3802

Callo 0.0138 2.87 0.0047 0.0083

63

5.6. Número de brotes.

En el análisis de esta variable, para el sustrato tierra de monte con arena de río

tratada en proporción 50:50; el tratamiento que presentó el valor más alto fue el T2

con 3.64 y el que presentó el más bajo fue el T1 con 2.91. En el caso del sustrato

tierra de monte, el que presentó el valor más alto fue el T7 con 4.92 y el más bajo lo

presentó el T8 con 3.14. Con relación al sustrato agrolita el tratamiento que presentó

el valor más alto fue el T12 con 4.16, y el tratamiento que presentó el más bajo fue

el T11 con 3.27 (Cuadro 20).

Cuadro 20. Promedio del número de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores No. de brotes




En la Figura 8, se puede apreciar de manera general, el tratamiento que presentó el

valor más alto fue el T7 que corresponde al sustrato tierra de monte, con la

aplicación de RADIX F-10000 y el que presentó el más bajo es el T1, que

corresponde al sustrato tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50

y la aplicación de RAIZONE*-PLUS.

64

2.9 3.1 3.1 3.2 3.5 3.6 3.6 3.6 3.7 3.84.1

4.9

0

1

2

3

4

5

6

1 8 3 11 10 4 6 2 9 5 12 7

TRATAMIENTOS

No.

de

brot

es

Figura 8. Promedio del número de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

El análisis de varianza y prueba de F, indicó que no existen diferencias

estadísticamente significativas (Pr<0.05) con una confiabilidad del 95%, entre los

sustratos y los enraizadores (Cuadro 21).

Cuadro 21. Análisis de varianza y prueba de F para el número de brotes, en estacas de Podocarpus reichei.

Fuente de variacion G. L. S. C. C. M. F. C. Pr>F0. Modelo 11 19.4223 1.7656 0.53 0.8112 Sustrato 2 1.5976 0.7988 0.24 0.7876 Enraizador 3 0.8689 0.2896 0.09 0.9662 Sustrato*enraizador 6 16.9557 2.8259 0.85 0.5420 Error 24 79.9403 3.3100 Total corregido 35 98.86

Donde: G. L.=Grados de libertad; S. C.= Suma de cuadrados; C. M.=Cuadrados medios; FC=F calculada.

De manera general, el valor más alto lo presentó el tratamiento 7 que corresponde a

la tierra de monte con la aplicación de RADIX 3500 (Figura 8); y el más bajo lo

presentó el T1; el análisis de varianza y prueba de F, mostró que entre los sustratos

65

y los enraizadores utilizados en este trabajo no presentan diferencias

estadísticamente significativas (Pr<0.05) con una confiabilidad del 95% (Cuadro 21).

Por lo que se pueden utilizar indistintamente tanto los sustratos como los

enraizadores para favorecer el número de brotes en estacas de Podocarpus reichei.

5.7. Longitud de brotes.

Al analizar los datos de la longitud de brotes, el tratamiento que presentó el valor

más alto, para el caso del sustrato tierra de monte con arena de río en proporción

50:50, fue el T4 con 1.75 cm y el que presentó el más bajo fue el T3 con 0.94 cm.

Para el caso del sustrato tierra de monte el valor más alto lo presentó el T6 con 2.68

cm y el más bajo lo presentó el T5 con 1.62 cm. En el sustrato agrolita, el que

presentó el valor más alto fue el T9, con 1.33 cm y el más bajo lo presentó el T11 con

0.85 cm (Cuadro 22).

Cuadro 22. Promedio de la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

Tratamientos Sustratos Enraizadores Longitud de brotes (cm)

1 TM/A RAIZONE*-PLUS (RP) 1.50 2 TM/A RADIX F-10000 (RF10) 1.65 3 TM/A RADIX 3500 (R35) 0.94 4 TM/A Sin enraizador (TES) 1.75 5 TM RAIZONE*-PLUS (RP) 1.62 6 TM RADIX F-10000 (RF10) 2.68 7 TM RADIX 3500 (R35) 1.68 8 TM Sin enraizador (TES) 2.07 9 AG RAIZONE*-PLUS (RP) 1.33 10 AG RADIX F-10000 (R35) 1.22 11 AG RADIX 3500 (R35) 0.85 12 AG Sin enraizador (TES) 1.13


En forma general, el tratamiento que presentó el valor más alto fue el T6, que

corresponde al sustrato tierra de monte con la aplicación de RADIX F-10000 y el que

66

presentó el más bajo fue el T11, que corresponde a la agrolita con la aplicación de

RADIX 3500 (Figura 9).

0.9 0.9 1.1 1.2 1.3 1.5 1.6 1.7 1.7 1.82.1

2.7

0

0.5

1

1.5

2

2.5

3

11 3 12 10 9 1 5 2 7 4 8 6

TRATAMIENTOS

Long

itud

de b

rote

s(c

m)

Figura 9. Promedio de la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, por tratamiento.

El análisis de varianza y prueba de F, indicó que existen diferencias estadísticamente

significativas (Pr<0.05) con una confiabilidad del 95%, entre los sustratos, no así,

para el caso de los enraizadores (Cuadro 23).

Cuadro 23. Análisis de varianza y prueba de F, para la longitud de brotes, en estacas de Podocarpus reichei.

F. V.

G. L.

S. C.

C. M.

F. C.

Pr>F0.



Como el análisis de varianza y prueba de F, indicó que existen diferencias

significativas, se procedió a realizar la comparación de medias de Tukey con los 67

sustratos, por lo que el valor más alto lo presentó la tierra de monte con 1.87 cm y el

más bajo lo presentó el sustrato agrolita con un valor de 1.01 cm (Cuadro 24).

Cuadro 24. Comparación de medias de Tukey, para la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

Sustratos Longitud de brotes(cm)

Tierra de monte 1.87 a Tierra de monte con arena de río tratada en proporción 50:50 1.47 ab Agrolita 1.01 b

Nota: Tratamientos con la misma literal en la misma columna, estadísticamente son iguales al nivel de α=0.05 de probabilidad según la prueba de Tukey.

Como se puede apreciar en la Figura 10, el resultado de la comparación de medias

de Tukey, el valor más alto lo presentó el sustrato tierra de monte colectada del lugar

donde se encuentra la especie de Podocarpus reichei, y el sustrato que presentó el

valor más bajo fue la agrolita que es material inerte.

AG:Agrolita. TM/A:Mezcla de tierra de monte


TM:Tierra de monte.

1.01

1.47

1.87

00.20.40.60.8

11.21.41.61.8

2

AG TM/A TM

SUSTRATOS

Lon.

de

brot

es (c

m)

Figura 10. Comparación de medias de Tukey, para la longitud de brotes en estacas de Podocarpus reichei, según los sustratos utilizados.

68

Para el caso de los enraizadores, como se puede apreciar en el Cuadro 23 de

análisis de varianza y prueba de F, indicó que no existen diferencias

estadísticamente significativas (Pr<0.05) con una confiabilidad del 95%, razón por la

que ya no se realizó la comparación de medias de Tukey.

69

6. CONCLUSIONES.

La tierra de monte colectada del lugar donde se encuentra Podocarpus reichei es

un buen sustrato para utilizarlo en la propagación vegetativa por medio de

estacas, debido a que fue el que influyó de manera significativa en las variables:

número de estacas enraizadas, longitud de raíces primarias y longitud de brotes,

siendo estas variables las que presentaron diferencias estadísticamente

significativas.

La aplicación de los enraizadores (RADIX F-10000, RADIX 3500 y RAIZONE*-

PLUS), no influyó significativamente en las variables evaluadas, ya que el

análisis de varianza no presentó diferencias, estadísticamente significativas, con

una confiabilidad del 95 %.

El callo influyó de manera significativa en el número y longitud de raíces

primarias.

El callo no influyó de manera significativa en el número de estacas enraizadas.

70

7. RECOMENDACIONES.

Determinar el diámetro en la base de la estaca antes de iniciar el experimento

para tener información y utilizarla al momento del análisis y así poder determinar

si éste influye en el enraizado.

Se sugiere que las unidades experimentales estén al menos 10 cm de separación

para evitar posible contaminación entre los tratamientos al realizar los riegos.

Probar otros enraizadores, en la propagación vegetativa, por medio de estacas en

esta especie.

71

8. LITERATURA CITADA.

CALDERÓN, A. E. 1993. Fruticultura general; el esfuerzo del hombre. 3 ed.

México, D. F., UTEHA. 763 p. CLARK, D. E. 1979. New western garden book. Sunset book and sunset megazine.

Line publishing Co. Menlo Park California. 512 p. EDLIN, H. y NIMMO M. 1987. Enciclopedia de los árboles; maderas y bosques del

mundo. Trad. por Ma. Concepción Rigau Girbau. Barcelona, Esp., BLUME. 256 p.

GARCÍA, E. 1981. Modificaciones al sistema de clasificación climática de Köppen.

(Para adaptarlo a las condiciones de la República Mexicana). OFFSET LARIOS. 3 ed. México, D. F. 252 p.

GUERRERO GONZÁLEZ, L. F. 1994. Contribución al conocimiento del género

Podocarpus en México. Tesis Ing. Forestal con Orientación en Evaluación y Abastecimiento. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Méx. 151 p.

HARTMANN, H. T. y D. E. KESTER. 1962. Propagación de plantas; principios y

prácticas. Trad. por Antonio Marino. México, D. F., CECSA. 693 p. HARTMANN, H. T. y D. E. KESTER. 1988. Propagación de plantas; principios y

prácticas. Trad. por Antonio Marino. 2 ed. México, D. F., CECSA. 760 p. HERNÁNDEZ DÍAZ, J. C. 1977. Estudio de algunos Factores que afectan el

prendimiento de estacas de Populus alva L., P. Balsamifera DuRoi., P. Canadensis Moench. y Acer negundo L. Tesis Ing. Agrónomo Especialista en Bosques. Escuela Nacional de Agricultura. Chapingo, Méx. 193 p.

HORA, B. H. (Editor), 1981. The oxford encyclopedia of trees of the world. Oxford

University Press. 288 p. INFÁNTE, S. G. y GUILLERMO P. ZÁRATE DE LÁRA. 1990. Métodos

estadísticos. 2 ed. México, D. F., TRILLAS. 643 p.

72

JOHNSON, H. 1977. Los árboles; Colección natura. Barcelona Esp., BLUME. 288 p. KEY, J. L. 1969. Hormones and nucleic acid metabolism. Ann. Rev. Plant Phys.

20:449-74. LAWRENCE, H. M. G. 1951. The taxonomy of vascular plants. New York., THE

MACMILLAN COMPANY. 823 p. MADRIGAL SÁNCHEZ, X. 1982. Claves para la identificación de las coníferas

silvestres del estado de Michoacán. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales No. 58, México. 100 p.

MÁPULA LARRÉTA, M. 1995. Prueba de germinación y evaluación del crecimiento

inicial de Pseudotzuga macrolepis Flous. En Chapingo, Méx. Tesis Ing. Forestal con Orientación en Silvicultura. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Méx. 91 p.

MARTÍNEZ, G. A. 1988. Diseños Experimentales; métodos y elementos de teoría.

México, D. F., TRILLAS. 756 p. MARTÍNEZ, M. O. 1979. Coníferas de Importancia Forestal. Universidad Austral de

Chile, Facultad de Ingeniería Forestal. Valdivia, Chile. p. 76-86. NIEMBRO ROCAS, A. 1986. Arboles y arbustos útiles de México. México, D. F.,

LIMUSA. 194 p. PRIETO RUÍZ, J. A. 1992. Estudio de algunos factores que influyen en la

propagación por estaquillas de Cupressus guadalupensis S. Wats. Tesis Maestro en Ciencias Forestales. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Méx. 96 p.

QUINTANAR OLGUÍN, S. 1991. Evaluación del Efecto del Fitorregulador Byozine T.

F. en el desarrollo vegetativo de Pinus montezumae. Tesis Ing. Agrónomo Especialista en Bosques. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Méx. 66 p.

73

REBOLLEDO ROBLES, H. H. 1994. Sas en microcomputadoras; análisis de experimentos con fines de optimización de insumos agrícolas. Departamento de Suelos Chapingo México. 93 p.

RZEDOWSKY, J. 1986. Vegetación de México. Instituto Politécnico Nacional.

México, D. F., LIMUSA. 432 p. SANTÉLICES, R. 1991. Propagación vegetativa (tepa Laurelia philipinas, lingue

Picea lingue y mañio Podocarpus salugna) a partir de estacas. Ciencia e investigación forestal (INFOR-CORFO. CHILE) 5(2):195-202.

SARH. 1994. Inventario nacional forestal periódico; Memoria Nacional.

Subsecretaria Forestal y de Fauna Silvestre. México, D. F. 81 p. SAS, INSTITUTE INC. 1985. SAS/STAT, Guide for personal computers. Versión 6

edición. USA. SECRETARÍA DE PROGRAMACIÓN Y PRESUPUESTO. 1981. Síntesis geográfica

del estado de México. Secretaría d eProgramción y Presupuesto. 76 p. SEDESOL-INE. 1994. Norma oficial mexicana NOM-059 ECOL. 1994. Publicada

en el D.O. F. de fecha 16 de mayo de 1994. Sección de Gobernación. 25 p. VARGAS HERNÁNDEZ, J. 1982. Aplicación del cultivo de tejidos en la propagación

vegetativa de especies forestales. Ciencia Forestal. México. 7(39):45-53. VÁZQUEZ SOTO, J. 1963. Guía para la clase de botánica forestal. Tesis Ing.

Agrónomo Especialista en Bosques. Universidad Autónoma Chapingo, Chapingo, Méx. 227 p.

VÁZQUEZ, G. J. A; RAMÓN CUEVAS G; THEODORE S. CORCHRANE; HUGH, H.

ILTIS; FRANCISCO J. SANTANA M.; LUIS GUZMAN H. 1985. Flora de Manantlan, Jalisco. CONABIO. Universidad de Guadalajara IMECBIO/University of Wisconsin Madson. 312 p.

VELLÓN, J. P. 1962. Coníferas Autóctonas de Venezuela. Facultad de Ciencias

Forestales. Universidad de los Andes. Mérida, Venezuela. 157 p. 74

VILLANUEVA, G. M. 1993. Autoecología de Podocarpus reichei en el cerro Cumburinda de los municipios de Pátzcuaro, Salvador Escalante y Tingambato Michoacán. México. Tesis de Biólogo. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Escuela de Biología. Michoacán, México. 115 p.

WEAVER, R. J. 1976. Reguladores del crecimiento de las plantas en la agricultura.

Trad. al español por Agustín Contin. México, D. F., TRILLAS. 622 p. ZOBEL, B. y J. TALBERT. 1988. Técnicas de mejoramiento genético de árboles

forestales. México, D. F., LIMUSA. 545 p.

75

APÉNDICE. Apéndice 1. Resultados obtenidos de la propagación vegetativa de Podocarpus reichei por

medio de estacas, bajo condiciones de invernadero en Chapingo, Méx.

TRAT SUST ENR REP EST SV NEE EC ESC NRP LRP NB LB1 TM/A RP 1 1 0 0 5 8.3 0 0 0 01 TM/A RP 1 2 0 0 0 0 0 0 0 01 TM/A RP 1 3 0 0 4.5 8.3 0 0 0 01 TM/A RP 1 4 0 0 4.3 7.5 0 0 0 01 TM/A RP 1 5 0 0 5.4 8.6 0 0 0 01 TM/A RP 1 6 1 1 5.5 9 39 4 2 1.51 TM/A RP 1 7 1 1 4 7.8 40 2.5 1 4.41 TM/A RP 1 8 1 1 4 10 42 5 8 21 TM/A RP 1 9 0 0 5.3 7.3 0 0 0 01 TM/A RP 2 1 0 1 5.2 11.5 1 1 0 01 TM/A RP 2 2 0 0 0 0 0 0 0 01 TM/A RP 2 3 0 0 0 0 0 0 0 01 TM/A RP 2 4 0 0 2.7 8.9 0 0 0 01 TM/A RP 2 5 1 0 2 7.7 0 0 3 0.51 TM/A RP 2 6 1 1 0 0 10 2.2 3 1.71 TM/A RP 2 7 1 1 8.1 10 9 8 6 21 TM/A RP 2 8 1 1 8.1 12 5 6 8 21 TM/A RP 2 9 1 0 0 0 0 0 0 01 TM/A RP 3 1 0 1 0 0 2 8.5 0 01 TM/A RP 3 2 0 1 6.6 8.1 1 8.4 0 01 TM/A RP 3 3 0 0 3.2 7.8 0 0 0 01 TM/A RP 3 4 0 0 4.7 9.1 0 0 0 01 TM/A RP 3 5 0 0 2.5 5.3 0 0 0 01 TM/A RP 3 6 1 0 3.5 8.2 0 0 3 1.51 TM/A RP 3 7 1 0 5.4 5.5 0 0 1 2.51 TM/A RP 3 8 1 0 4.5 8 0 0 0 01 TM/A RP 3 9 1 1 7 11 26 7.5 0 02 TM/A RF10 1 1 1 0 5 7.5 0 0 3 1.52 TM/A RF10 1 2 1 0 4 9.5 0 0 3 32 TM/A RF10 1 3 1 1 4.3 9.8 10 0.4 1 2.52 TM/A RF10 1 4 1 1 4.5 10 40 5 3 1.52 TM/A RF10 1 5 0 0 3.6 8.7 0 0 0 02 TM/A RF10 1 6 0 0 2 6.4 0 0 0 02 TM/A RF10 1 7 0 0 2.8 6.7 0 0 0 02 TM/A RF10 1 8 1 1 3.5 9 3 0.3 0 02 TM/A RF10 1 9 0 0 0 0 0 0 0 02 TM/A RF10 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0

TRAT=Tratamiento, SUST=Sustrato, ENR=Enraizador, REP=Repetición, EST=Estaca, SV=Supervivencia, NEE=Número de Estacas Enraizadas, EC=Espesor del Callo, ESC=Estaca con callo, NRP=Número de raíces Primarias, LRP=Longitud de Raíces Primarias, NB=Número de Brotes, LB=Lngitud de Brotes.

76

Apéndice 1. Continuación... TRAT SUST ENR REP EST SV NEE EC ESC NRP LRP NB LB

2 TM/A RF10 2 2 1 1 7 14.2 11 2 9 12 TM/A RF10 2 3 0 0 0 0 0 0 0 02 TM/A RF10 2 4 0 0 6.6 1.3 0 0 0 02 TM/A RF10 2 5 0 0 4.8 9.4 0 0 0 02 TM/A RF10 2 6 0 0 3.2 7.8 0 0 0 02 TM/A RF10 2 7 1 0 2.5 6 0 0 3 1.52 TM/A RF10 2 8 1 0 2.5 6 0 0 2 12 TM/A RF10 2 9 1 1 6 9 28 4 2 22 TM/A RF10 3 1 0 0 9.2 11.9 0 0 0 02 TM/A RF10 3 2 0 0 4.6 9.5 0 0 0 02 TM/A RF10 3 3 0 0 7.7 10.9 0 0 0 02 TM/A RF10 3 4 1 1 10 10.5 9 3 3 0.52 TM/A RF10 3 5 1 1 8.5 11.5 36 3.5 6 4.22 TM/A RF10 3 6 0 0 5.1 8.2 0 0 0 02 TM/A RF10 3 7 1 1 3.2 9.4 15 4 5 22 TM/A RF10 3 8 1 1 8.5 9.2 21 4.5 2 0.52 TM/A RF10 3 9 1 1 7.4 12.8 26 5 9 23 TM/A R35 1 1 0 0 0 0 0 0 0 03 TM/A R35 1 2 0 0 4.4 8.2 0 0 0 03 TM/A R35 1 3 0 0 3.6 9.1 0 0 0 03 TM/A R35 1 4 0 0 2.7 7.5 0 0 0 03 TM/A R35 1 5 1 1 1.5 5.5 8 3 8 13 TM/A R35 1 6 0 0 0 0 0 0 0 03 TM/A R35 1 7 0 0 0 0 0 0 0 03 TM/A R35 1 8 0 0 1.4 6.8 0 0 0 03 TM/A R35 1 9 1 1 3.5 1.5 22 4 6 23 TM/A R35 2 1 1 1 3 10 3 3 2 1.13 TM/A R35 2 2 1 0 4.4 9.6 0 0 0 03 TM/A R35 2 3 0 0 3.5 10.1 0 0 0 03 TM/A R35 2 4 0 0 2.4 7 7.6 0 0 03 TM/A R35 2 5 0 0 5.3 8.6 0 0 0 03 TM/A R35 2 6 0 0 6.9 11 0 0 0 03 TM/A R35 2 7 0 1 5.5 8.4 1 0.5 0 03 TM/A R35 2 8 0 0 0 0 0 0 0 03 TM/A R35 2 9 0 0 2.8 5.7 0 0 0 03 TM/A R35 3 1 1 1 4.5 11.7 1 3 3 13 TM/A R35 3 2 1 1 2.5 9 9 4 3 1.53 TM/A R35 3 3 1 0 2.2 8.2 0 0 0 03 TM/A R35 3 4 0 0 1.8 6.8 0 0 0 03 TM/A R35 3 5 0 0 2 9 0 0 0 03 TM/A R35 3 6 0 0 2 8.1 0 0 0 03 TM/A R35 3 7 0 0 2.8 7.4 0 0 0 0

77


3 TM/A R35 3 8 0 0 2.9 8.3 0 0 0 03 TM/A R35 3 9 0 0 3.5 6.5 0 0 0 04 TM/A TES 1 1 1 1 6.5 10.4 1 4.5 3 0.54 TM/A TES 1 2 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 1 3 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 1 4 1 1 6.7 10.8 31 8.1 4 1.44 TM/A TES 1 5 1 0 4.2 8.5 0 0 1 1.84 TM/A TES 1 6 1 0 4.8 8.2 2 0.35 2 0.44 TM/A TES 1 7 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 1 8 0 0 2.1 6.3 0 0 0 04 TM/A TES 1 9 1 1 2 7.2 0 0 4 24 TM/A TES 2 1 0 1 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 2 2 1 0 3 9.5 21 3.1 4 2.54 TM/A TES 2 3 1 0 4 7 13 3.5 4 34 TM/A TES 2 4 1 1 3.8 10 0 0 2 2.54 TM/A TES 2 5 0 0 2 7.3 0 0 0 04 TM/A TES 2 6 1 1 3.5 10.5 25 3 8 24 TM/A TES 2 7 1 0 4.3 11.2 0 0 4 0.54 TM/A TES 2 8 1 1 4 12 35 5 6 1.24 TM/A TES 2 9 1 1 9 14 40 7 3 3.54 TM/A TES 3 1 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 3 2 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 3 3 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 3 4 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 3 5 0 0 0 0 0 0 0 04 TM/A TES 3 6 0 0 2.1 7.4 0 0 0 04 TM/A TES 3 7 0 0 2 6.8 0 0 0 04 TM/A TES 3 8 1 1 2.4 7.6 7 3.8 1 2.24 TM/A TES 3 9 1 0 5 8 0 0 4 1.15 TM RP 1 1 1 1 2 7.5 9 4 7 1.55 TM RP 1 2 1 1 1.8 7.2 4 0.2 0 05 TM RP 1 3 0 0 2 7.6 0 0 0 05 TM RP 1 4 0 1 2 7 5 1.6 0 05 TM RP 1 5 0 0 1.8 6.6 0 0 0 05 TM RP 1 6 0 0 1.5 6.1 0 0 0 05 TM RP 1 7 0 0 2.1 8 0 0 0 05 TM RP 1 8 0 0 2 7.4 0 0 0 05 TM RP 1 9 0 0 2 7 0 0 0 05 TM RP 2 1 0 0 4 10 0 0 0 05 TM RP 2 2 0 0 3 8.1 0 0 0 05 TM RP 2 3 0 0 2.5 7.6 0 0 0 05 TM RP 2 4 0 0 0 0 0 0 0 0

78


5 TM RP 2 5 0 0 2 7.4 0 0 0 05 TM RP 2 6 0 0 3.5 8.3 0 0 0 05 TM RP 2 7 1 0 9.2 12.2 0 0 1 2.55 TM RP 2 8 1 1 8.8 12 14 4.5 3 1.55 TM RP 2 9 1 1 5.5 13 28 4.5 2 2.55 TM RP 3 1 0 0 2.2 7.5 0 0 0 05 TM RP 3 2 0 0 2.5 8.8 0 0 0 05 TM RP 3 3 0 0 2.5 7 0 0 0 05 TM RP 3 4 0 0 0 0 0 0 0 05 TM RP 3 5 0 0 1.5 10 0 0 0 05 TM RP 3 6 1 1 4.8 8.3 11 4.2 5 25 TM RP 3 7 1 1 6.8 11.5 5 6.4 3 1.35 TM RP 3 8 1 1 0.9 1.2 20 9 9 2.35 TM RP 3 9 1 1 3.9 0.7 1 2.1 4 16 TM RF10 1 1 0 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 1 2 0 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 1 3 0 0 3.5 9.5 0 0 0 06 TM RF10 1 4 0 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 1 5 1 0 2.5 10 0 0 1 0.26 TM RF10 1 6 1 1 4.6 9 14 5 7 16 TM RF10 1 7 1 1 5 9 34 6 2 4.56 TM RF10 1 8 1 1 4 12 33 5 9 26 TM RF10 1 9 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 2 1 0 0 5.2 11.5 0 0 0 06 TM RF10 2 2 0 0 2.2 9 0 0 0 06 TM RF10 2 3 0 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 2 4 1 1 4.3 11.5 19 5.3 3 4.26 TM RF10 2 5 0 0 2.1 6.7 0 0 0 06 TM RF10 2 6 1 0 4.5 0.9 0 0 1 36 TM RF10 2 7 0 0 2 8.1 0 0 0 06 TM RF10 2 8 1 1 4 8.6 3 2.2 2 1.56 TM RF10 2 9 1 1 5.1 1.1 30 3.1 2 1.86 TM RF10 3 1 0 0 3 10.8 0 0 0 06 TM RF10 3 2 0 0 4.1 11.4 0 0 0 06 TM RF10 3 3 0 0 0 0 0 0 0 06 TM RF10 3 4 1 1 0 0 15 7 4 26 TM RF10 3 5 0 0 2 7.9 0 0 0 06 TM RF10 3 6 0 0 1.8 9.3 0 0 0 06 TM RF10 3 7 1 1 3.5 11 12 6.2 10 106 TM RF10 3 8 1 0 2.5 10.4 0 0 2 16 TM RF10 3 9 1 1 9.2 13.8 40 5 1 17 TM R35 1 1 0 0 2 6 0 0 0 0

79

Apéndice 1. Continuación... RAT SUST ENR REP EST SV NEE EC ESC NRP LRP NB LB

7 TM R35 1 2 1 1 2.2 5.8 5 5 4 17 TM R35 1 3 1 1 0 0 11 6 8 17 TM R35 1 4 1 1 5 9 15 4 4 1.57 TM R35 1 5 0 0 3 7.5 0 0 0 07 TM R35 1 6 0 0 2.5 8 0 0 0 07 TM R35 1 7 0 0 1.2 9.1 0 0 0 07 TM R35 1 8 1 1 3.5 5 23 5 3 2.57 TM R35 1 9 1 1 6.5 11.5 25 4 7 17 TM R35 2 1 0 0 0 0 0 0 0 07 TM R35 2 2 0 0 0 0 0 0 0 07 TM R35 2 3 0 0 0 0 0 0 0 07 TM R35 2 4 0 0 0 0 0 0 0 07 TM R35 2 5 0 0 0 0 0 0 0 07 TM R35 2 6 1 0 3.8 7.8 0 0 2 0.87 TM R35 2 7 1 1 3.2 8.2 3 0.8 12 17 TM R35 2 8 1 1 7 12.8 22 7 1 47 TM R35 2 9 1 1 0 0 1 0.2 5 0.87 TM R35 3 1 0 0 1.8 5.2 0 0 0 07 TM R35 3 2 0 0 1.5 6.1 0 0 0 07 TM R35 3 3 0 0 2.7 6.4 0 0 0 07 TM R35 3 4 0 0 2.9 7.5 0 0 0 07 TM R35 3 5 1 1 3 9 1 0.5 2 27 TM R35 3 6 1 1 2.1 6 29 5 5 2.57 TM R35 3 7 1 1 3.5 6 5 6 5 1.27 TM R35 3 8 1 1 3.1 8.2 26 5 5 2.57 TM R35 3 9 1 1 3 8 36 4 6 1.88 TM TES 1 1 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 1 2 0 0 3.6 10 0 0 0 08 TM TES 1 3 0 0 2 9.1 0 0 0 08 TM TES 1 4 0 0 2.6 6.5 0 0 0 08 TM TES 1 5 1 1 4 8.8 22 6 6 0.58 TM TES 1 6 1 1 1 4.4 3 4 7 28 TM TES 1 7 1 1 3 7 11 7 5 18 TM TES 1 8 0 1 2.8 7.5 0 0 0 08 TM TES 1 9 1 1 1.8 7.5 32 8 1 88 TM TES 2 1 0 0 1 7 0 0 0 08 TM TES 2 2 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 2 3 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 2 4 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 2 5 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 2 6 0 0 2.1 9.3 0 0 0 08 TM TES 2 7 0 0 2 8.6 0 0 0 0

80


8 TM TES 2 8 1 1 1 10 5 3.5 2 18 TM TES 2 9 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 1 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 2 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 3 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 4 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 5 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 6 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 7 0 0 0 0 0 0 0 08 TM TES 3 8 1 0 4.5 9 0 0 1 28 TM TES 3 9 1 1 4.9 11 9 3.5 0 09 AG RP 1 1 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 1 2 0 0 1 7.1 0 0 0 09 AG RP 1 3 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 1 4 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 1 5 1 0 3 4 0 0 1 0.89 AG RP 1 6 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 1 7 0 0 2 6.8 0 0 0 09 AG RP 1 8 1 0 2.5 7 0 0 5 0.59 AG RP 1 9 1 1 5 12 15 1.6 1 0.49 AG RP 2 1 1 1 3.8 8.9 21 2 3 2.59 AG RP 2 2 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 2 3 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 2 4 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 2 5 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 2 6 1 0 2 0.8 0 0 1 1.89 AG RP 2 7 1 1 12 3 1 3 8 0.79 AG RP 2 8 1 0 3.3 8 0 0 3 69 AG RP 2 9 1 1 4.8 9.1 23 2.2 0 09 AG RP 3 1 1 1 4.5 11.8 11 1 6 19 AG RP 3 2 1 1 5 9.5 11 14 5 19 AG RP 3 3 0 0 2.2 9 0 0 0 09 AG RP 3 4 0 0 2 7.4 0 0 0 09 AG RP 3 5 0 0 0 0 0 0 0 09 AG RP 3 6 1 1 2.5 8.5 3 0.3 7 19 AG RP 3 7 1 0 5.5 8.5 0 0 1 29 AG RP 3 8 1 1 3.5 8.5 1 5 7 0.59 AG RP 3 9 1 0 2.5 6.5 0 0 5 0.510 AG RF10 1 1 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 1 2 0 0 4.5 10.7 0 0 0 010 AG RF10 1 3 0 0 3.4 6.8 0 0 0 010 AG RF10 1 4 0 0 0 0 0 0 0 0

81


10 AG RF10 1 5 0 0 6 9.8 0 0 0 010 AG RF10 1 6 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 1 7 1 0 3.9 8.4 0 0 0 010 AG RF10 1 8 1 0 0 0 0 0 3 0.810 AG RF10 1 9 1 1 7.8 11 32 3.25 2 2.210 AG RF10 2 1 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 2 2 0 0 1 6 0 0 0 010 AG RF10 2 3 0 0 2 8.1 0 0 0 010 AG RF10 2 4 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 2 5 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 2 6 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 2 7 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 2 8 1 1 3 7 4 0.5 2 1.510 AG RF10 2 9 1 0 8 6 0 0 8 0.510 AG RF10 3 1 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 3 2 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 3 3 1 1 4.7 9 3 1 6 110 AG RF10 3 4 1 1 7.5 8.5 20 3 4 1.510 AG RF10 3 5 0 0 3 9 0 0 0 010 AG RF10 3 6 1 1 1.5 7.2 4 2 5 1.510 AG RF10 3 7 1 1 5 11.5 21 3.5 4 1.510 AG RF10 3 8 1 0 2 6.1 0 0 3 110 AG RF10 3 9 1 1 2 6 13 3.5 2 211 AG R35 1 1 0 0 1 8 0 0 0 011 AG R35 1 2 0 0 1 7.6 0 0 0 011 AG R35 1 3 0 0 0 0 0 0 0 010 AG RF10 3 7 1 1 5 11.5 21 3.5 4 1.510 AG RF10 3 8 1 0 2 6.1 0 0 3 110 AG RF10 3 9 1 1 2 6 13 3.5 2 211 AG R35 1 1 0 0 1 8 0 0 0 011 AG R35 1 2 0 0 1 7.6 0 0 0 011 AG R35 1 3 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 1 4 0 0 2 6.9 0 0 0 011 AG R35 1 5 1 0 2.5 7.5 0 0 1 0.211 AG R35 1 6 0 0 2 8.4 0 0 0 011 AG R35 1 7 0 0 1 7.4 0 0 0 011 AG R35 1 8 0 0 2 9 0 0 0 011 AG R35 1 9 1 0 2.6 7.6 0 0 1 0.611 AG R35 2 1 1 1 0 8.5 25 3 9 111 AG R35 2 2 1 1 3.5 8.5 2 0.2 6 0.611 AG R35 2 3 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 2 4 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 2 5 0 0 0 0 0 0 0 0

82

Apéndice 1. Continuación. TRAT SUST ENR REP EST SV NEE EC ESC NRP LRP NB LB

11 AG R35 2 6 0 0 1.5 7.6 0 0 0 011 AG R35 2 7 1 0 3 8 0 0 3 111 AG R35 2 8 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 2 9 1 1 2.5 8 2 0.4 5 0.811 AG R35 3 1 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 3 2 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 3 3 0 0 2 10.2 0 0 0 011 AG R35 3 4 1 1 3.4 8.5 1 0.7 2 1.511 AG R35 3 5 1 1 2 8 12 3.5 5 1.511 AG R35 3 6 0 0 0 0 0 0 0 011 AG R35 3 7 1 1 2.5 9.5 1 1.5 0 011 AG R35 3 8 1 1 2 9 4 0.4 1 1.411 AG R35 3 9 1 1 9 11 33 4 3 0.812 AG TES 1 1 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 2 0 1 0 0 1 1.5 0 012 AG TES 1 3 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 4 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 5 0 0 2 7.5 0 0 0 012 AG TES 1 6 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 7 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 8 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 1 9 1 1 3 7 3 4 6 0.812 AG TES 2 1 1 0 2.5 7 0 0 4 112 AG TES 2 2 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 2 3 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 2 4 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 2 5 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 2 6 1 0 3 8.5 0 0 3 0.512 AG TES 2 7 1 0 5 11 0 0 1 112 AG TES 2 8 0 0 2.5 8 0 0 0 012 AG TES 2 9 1 1 4 8.5 30 4 5 312 AG TES 3 1 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 3 2 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 3 3 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 3 4 0 0 5 8.4 0 0 0 012 AG TES 3 5 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 3 6 0 0 2 7.6 0 0 0 012 AG TES 3 7 0 0 2 7.7 0 0 0 012 AG TES 3 8 0 0 0 0 0 0 0 012 AG TES 3 9 1 0 5.2 7.8 0 0 6 0.5

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