ESTUDIO DE PRETRATAMIENTO CON ÁCIDO...

ESTUDIO DE PRETRATAMIENTO CON ÁCIDO DILUIDO Y LÍQUIDOS IÓNICOS EN RESIDUOS

AGRÍCOLAS PARA LA PRODUCCIÓN DE BIOETANOL DE SEGUNDA GENERACIÓN

TESIS PARA OPTAR AL GRADO DE MAGÍSTER EN CIENCIAS D E LA INGENIERÍA MENCIÓN QUÍMICA

Y MEMORIA PARA OPTAR AL TÍTULO DE INGENIERO CIVIL QUÍ MICO

RICARDO MIGUEL PEZOA CONTE

PROFESORA GUÍA: M. ELENA LIENQUEO CONTRERAS

MIEMBROS DE LA COMISIÓN: ORIANA SALAZAR AGUIRRE

JUAN ASENJO DE LEUZE ALEJANDRO GARCÍA MORA CAROLINA SHENE DE VIDTS

SANTIAGO DE CHILE

MARZO 2010

UNIVERSIDAD DE CHILE FACULTAD DE CIENCIAS FÍSICAS Y MATEMÁTICAS DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA Y BIOTECNOLOGÍA

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RESUMEN DE LA TESIS PARA OPTAR AL GRADO DE MAGISTER EN CIENCIAS DE LA INGENIERÍA, MENCIÓN QUÍMICA E INGENIERÍA CIVIL QUÍMICA POR: RICARDO PEZOA CONTE FECHA EX. GRADO: 13/05/2010 PROF. GUÍA: SRA MARÍA ELENA LIENQUEO

“ESTUDIO DE PRETRATAMIENTO CON ÁCIDO DILUIDO Y LÍQUIDOS IÓNICOS EN RESIDUOS

AGRÍCOLAS PARA LA PRODUCCIÓN DE BIOETANOL DE SEGUNDA GENERACIÓN”

Los residuos agrícolas tienen un gran potencial para ser usados en la producción de biocombustibles. Así, la presente investigación tuvo por objetivo comparar distintos pretratamientos de material lignocelulósico para la producción de bioetanol. Para ello se utilizaron residuos de maíz y trigo desde cultivos locales, con tamaños de partícula entre 2,3 y 8,0 mm. Se probaron tres pretratamientos, todos seguidos de una sacarificación con enzimas celulolíticas comerciales (Celluclast 1.5 y Novozyme 188, Novo Co.). El primero de los pretratamientos fue una hidrólisis ácida diluida, llevada a cabo en autoclave a 121 °C por 30 y 60 min, y con ácido sulfúrico a concentraciones de 0,50, 0,75 y 1,00 % v/v, con una carga de material de 5,0 % p/v. El segundo pretratamiento fue una hidrólisis ácida, similar a la anterior, seguida de una hidrólisis alcalina con hidróxido de sodio 2,0 % p/v, llevada a cabo en autoclave a 121 °C por 60 min. El último pretratamiento se realizó con el líquido iónico (LI) cloruro de 1-etil-3-metilimidazolio ([EMIM+][Cl -]), a tres diferentes temperaturas de reacción: 80, 121 y 150 °C, por 30 y 60 min, con una carga de material de 5,0 % p/p.

Para los mejores resultados obtenidos con residuos de maíz, se estima una producción de 209 L de etanol/Ton de residuo, fruto de la extracción de un 57 % de los azúcares teóricamente disponibles en el material, con un pretratamiento con [EMIM+][Cl -] por 60 min a 150 °C seguido de una hidrólisis enzimática, considerando un rendimiento de 0,42 g de etanol/g de azúcar liberado. Por otra parte, para los residuos de trigo se estima que la mayor producción es de 242 L de etanol/Ton de residuo, fruto de la extracción de un 71 % de los azúcares teóricamente disponibles en el material, utilizando un pretratamiento con 1,00 % v/v de H2SO4 por 60 min en autoclave seguido de una hidrólisis enzimática. Los experimentos mostraron que a medida que se aumentó la concentración de ácido y el tiempo en la hidrólisis ácida, mayor fue la cantidad de azúcares extraídos, gracias a la hidrólisis de hemicelulosas que determinó mayor presencia de xilosa en el licor. En cambio, en el material pretratado con LI ([EMIM +][Cl -], 60 min y 150 °C), un 4 y un 18 % del total de los azúcares fueron liberados en el pretratamiento, mientras que el 96 y 82% restantes fueron liberados en la sacarificación, para residuos de maíz y trigo, respectivamente. Adicionalmente, se encontró que a medida que se aumentó la temperatura en el pretratamiento la cantidad de azúcares liberados en la sacarificación aumentó considerablemente, mientras que se encontraron diferencias significativas cuando se aumentó en 30 min el tiempo de pretratamiento, pudiendo liberar entre 40 y 27 % más de azúcares, para residuos de maíz y trigo respectivamente. Se realizó un modelo cinético de la sacarificación enzimática de tipo exponencial, donde el término pre-exponencial se modeló con un polinomio de segundo grado para el pretratamiento ácido y con un modelo logístico para el pretratamiento con LIs. Acorde con estos modelos, se obtuvo mejoras en los tiempos de hidrólisis enzimática, logrando liberar en 23 y 14 h un 95 % de los azúcares totales liberados con un pretratamiento con LI y otro con ácido diluido seguido de uno alcalino, respectivamente. Este nivel de aceleración del pretratamiento alcalino y del con LI, respecto al pretratamiento ácido se explica por los niveles de disrupción de lignina, donde para el pretratamiento alcalino en particular se encontró una alta solubilización de lignina. Finalmente, se recomienda seguir esta investigación con el propósito de analizar qué pasa en el material cuando se realiza cada pretratamiento, observando cómo se ve afectada la celulosa y lignina principalmente. La mayor tasa de liberación de azúcares por el pretratamiento alcalino podría permitir la utilización de menor cantidad de carga enzimática en la sacarificación, mientras que la utilización de otros LIs como el [EMIM+][HSO3-] podría ayudar en la mayor extracción de lignina en el pretratamiento, gracias al uso de aniones sulfatados.

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AGRADECIMIENTOS Al finalizar este largo proceso de estudios no me queda más que agradecer a la gran cantidad de

personas que, aunque sea con un pequeño granito de arena, me han ayudado durante este todo este tiempo.

En primer lugar quisiera agradecer a mis padres, quienes me han apoyado de forma incondicional

desde el inicio de mis estudios, desde el jardín, pasando por el colegio y por los difíciles momentos de los

primeros años en la universidad. Mención importante también merece mi hermana, Natalia, donde tanto su

ayuda como la de mis padres han sido fundamentales para llegar a este momento.

También deseo agradecer a mi familia entera, mis abuelos, tíos y primos que siempre se han

preocupado de mi formación durante estos años. Junto con ello agradecer a mis cuatro grandes amigos del

colegio: Gerardo, Felipe y Renán… gracias por los grandes momentos vividos!!!

Como no referirme a mis amigos de 1er año, Paula, Andrés, Carlos, Leo, Gustavo, Marcelo,

Hernán y Natalia, con quienes pasamos tantas cosas ese primer año, y que sin duda fueron un soporte

fundamental para seguir adelante. Agradezco también a Sonia, quien ha sido la persona que me ha hecho

más reír durante este tiempo, sus chistes y comentarios siempre fueron una distracción de las

preocupaciones académicas. Mis otros amigos, Daniel, Catalina, Maricelle, Maurice, Nonoy, Igor y tantos

otros, quienes también han sido súper importantes.

Mención importante merece Victoria, mi compañera de viaje a Finlandia. Nunca olvidaré todas las

peripecias vividas, el hielo finés y los paseos por sus alrededores…. sencillamente inolvidable. Tampoco

puedo dejar de agradecer a Sari, por su infinita ayuda en Turku, su total disposición a ayudar en el país

nórdico, y así haciendo más placentera nuestra estadía. También agradezco a Pia, Victor, Pasi y a los prof

M. Reunanen, D. Murzin y JP. Mikkola y a tantos otros que seguramente olvido mencionar.

De forma muy especial también deseo agradecer a la prof. M.E. Lienqueo por su gran ayuda en

este trabajo y al prof. Alejandro García, por su colaboración y consejos sobre Finlandia. También

agradecer a Nancy del laboratorio, y junto con ella a todo el personal administrativo del DIQBT, en

especial a Gina y Erika.

Finalmente agradecer al Programa de Investigación Domeyko de la Universidad de Chile, del

Institute for Cell Dynamics and Biotechnology (ICDB), y la Comisión Nacional de Investigación

Científica y Tecnológica del Gobierno de Chile (CONICYT), por medio de su Programa Bicentenario

CONICYT-AKA, Chile - Finlandia CCF-05.

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ÍNDICE TEMÁTICO CAPÍTULO I: INTRODUCCIÓN Y MARCO TEÓRICO ................................................................ 1

1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................................ 1

2. MARCO TEÓRICO ........................................................................................................................ 5

2.1. BIOETANOL ............................................................................................................................ 5

2.1.1. Proceso de producción de bioetanol ..................................................................................... 5

2.1.1.1. A partir de azúcares simples .............................................................................................. 5

2.1.1.2. A partir de almidón ............................................................................................................ 6

2.1.1.3. A partir de la holocelulosa ................................................................................................. 6

2.1.2. Etanol como biocombustible ................................................................................................. 7

2.2. ESTRUCTURAS PRESENTES EN LOS MATERIALES LIGNOCELULÓ SICOS ....... 7

2.2.1. Macro estructuras de la materia vegetal ............................................................................... 8

2.2.1.1. Celulosa ............................................................................................................................ 10

2.2.1.2. Hemicelulosa .................................................................................................................... 11

2.2.1.3. Lignina ............................................................................................................................. 13

2.3. PRETRATAMIENTOS DE MATERIALES LIGNOCELULÓSICOS ............................ 14

2.3.1. Pretratamientos físicos ........................................................................................................ 15

2.3.1.1. Destrucción mecánica ...................................................................................................... 15

2.3.2. Pretratamientos físico-químicos ......................................................................................... 16

2.3.3. Pretratamientos químicos .................................................................................................... 16

2.3.3.1. Pretratamiento ácido ........................................................................................................ 16

2.3.3.1.1. Ácido Concentrado ....................................................................................................... 16

2.3.3.1.2. Ácido Diluido ............................................................................................................... 16

2.3.3.2. Pretratamiento alcalino ................................................................................................... 20

2.4. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA ............................................................................................... 21

2.4.1. Tipos de enzimas y mecanismos ........................................................................................ 21

2.4.1.1. Endoglucanasas ............................................................................................................... 21

2.4.1.2. Exoglucanasas .................................................................................................................. 21

2.4.1.3. Celobiasas ........................................................................................................................ 22

2.4.2. Microorganismos que producen celulasas ....................................................................... 22

2.4.3. Condiciones de sacarificación de la celulosa .................................................................... 23

2.5. LÍQUIDOS IÓNICOS (LI) .................................................................................................... 23

2.5.1. Propiedades y usos ............................................................................................................. 23

2.5.2. Disolución de celulosa ........................................................................................................ 24

2.5.3. Líquidos iónicos como pretratamiento de material lignocelulósico ............................... 26

2.5.3.1. Residuos de maíz .............................................................................................................. 27

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2.5.3.2. Residuos de trigo .............................................................................................................. 28

2.6. FERMENTACIÓN ................................................................................................................. 29

2.7. BIOREFINERÍA .................................................................................................................... 29

3. OBJETIVOS ................................................................................................................................... 32

3.1. OBJETIVO GENERAL ........................................................................................................ 32

3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................................... 32

4. JUSTIFICACIÓN DEL PROYECTO ......................................................................................... 33

CAPÍTULO II: METODOLOGÍA ...................................................................................................... 34

1. SELECCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MATERIAL ................................................................ 34

2. PRETRATAMIENTO ÁCIDO ..................................................................................................... 35

2.1. HIDRÓLISIS ÁCIDA ............................................................................................................ 35

2.2. HIDRÓLISIS ALCALINA .................................................................................................... 36

2.3. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA ............................................................................................... 36

3. PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓNICOS .................................................................. 37

3.1. LÍQUIDOS IÓNICOS UTILIZADOS ...................................................................................... 37

3.1.1. [EMIM +][Cl -] ........................................................................................................................... 38

3.1.2. [Aliquat+][OH -] ........................................................................................................................ 38

3.2. CONDICIONES DE PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓN ICOS .......................... 39

3.2.1. [EMIM +][Cl -] ........................................................................................................................... 39

3.2.2. [Aliquat+][OH -] ........................................................................................................................ 39

3.3. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA ................................................................................................... 39

CAPÍTULO III: RESULTADOS Y DISCUSIONES ........................................................................... 42

1. COMPOSICIÓN DE LOS RESIDUOS ....................................................................................... 42

2. COMPARACIÓN DE MÉTODOS DE MEDICIÓN DE AZÚCARES .................................... 42

3. EFECTO DE LA PRESENCIA DE ÁCIDO Y TEMPERATURA EN EL PRETRATAMIENTO EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL ......................................... 47

4. EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN Y TIEMPO DEL PRETRATAMIE NTO DE ÁCIDO DILUIDO ................................................................................................................................................ 48

4.1. HIDRÓLISIS ÁCIDA DILUIDA DE RESIDUOS DE MAÍZ ........................................... 48

4.2. HIDRÓLISIS ÁCIDA DILUIDA DE RESIDUOS DE TRIGO ......................................... 53

4.3. EFECTO DE LA ADICIÓN DE UN PRETRATAMIENTO ALCALINO SEGUIDO A UNO CON ÁCIDO DILUIDO EN LA SACARIFICACIÓN DE AMBOS RESIDUOS............. 58

4.4. CINÉTICA DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE RESIDUOS PRETR ATADOS CON ÁCIDO DILUIDO ............................................................................................................................. 61

4.4.1. Residuos de maíz ................................................................................................................. 62

4.4.2. Residuos de trigo ................................................................................................................. 66

5. PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓNICOS .................................................................. 69

5.1. EFECTO DE LA TEMPERATURA DE PRETRATAMIENTO EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL ......................................................................................... 70

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5.2. EFECTO DEL TIEMPO DEL PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS I ÓNICOS EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL ................................................................................... 74

5.3. EFECTO DEL TIPO DE LÍQUIDO IÓNICO UTILIZADO EN EL PRETRATAMIENTO EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL ..................................... 75

5.4. CINÉTICA DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE RESIDUOS PRETR ATADOS CON LÍQUIDOS IÓNICOS ....................................................................................................................... 78

6. ASPECTOS GENERALES DE LOS PRETRATAMIENTOS PRACTICAD OS .................... 85

CAPÍTULO IV: CONCLUSIONES ..................................................................................................... 89

BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................................ 92

ANEXOS ................................................................................................................................................... 100

Anexo A: Pretratamientos de material lignocelulósico .......................................................................... 100

Anexo B: Metodologías de conversión de lignina en productos de valor agregado .............................. 106

Anexo C: Compuestos derivados del levoglucosano ............................................................................. 107

Anexo D: Metodologías de conversión de lignina en productos de valor agregado .............................. 109

Anexo E: Diagrama de metodología experimental de pretratamientos ácido y básico diluidos ............ 111

Anexo F: Diagrama de metodología experimental para pretratamiento con líquidos iónicos ............... 112

Anexo G: Reactivo DNS ........................................................................................................................ 113

Anexo H: Actividad enzimática ............................................................................................................. 114

Anexo J: Reacción de sililación ............................................................................................................. 121

Anexo K: Estudio estadístico ................................................................................................................. 122

Anexo L: Ejemplo de cálculo rendimientos…………………………………………………………...127

Anexo M: Figuras de sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] por 30

y/o 60 min .............................................................................................................................................. 127

Anexo N: Valores de absorbancias DNS/kit comerciales y áreas GC para cálculo de azúcares liberados en cada etapa .......................................................................................................................................... 129

Anexo Ñ: Tiempos de elución y áreas de azúcares en GC .................................................................... 146

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ÍNDICE DE TABLAS

Tabla I-1: Contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina de materiales lignocelulósicos [6] ...................... .2

Tabla I-2: Métodos de pretratamientos de material lignocelulósico ............................................................ 13

Tabla I-3: Consumos de energía para reducción de tamaño en materiales lignocelulósicos ....................... 14

Tabla I-4: Niveles de azúcares liberados para residuos de trigo con pretratamiento de ácido diluido a 121

°C por 1 hora, antes y después del tratamiento enzimático [11] .................................................................. 18

Tabla I-5: Composiciones másicas en las distintas etapas de pretratamientos de granos (BSG) para su

posterior sacarificación enzimática [48]....................................................................................................... 20

Tabla I-6: Conversión de residuos de maíz pretratados con [BMIM+][Cl -] a distintos tiempos y

temperaturas [24] ......................................................................................................................................... 27

Tabla I-7: Niveles de azúcares reductores liberados después de 12 horas de hidrólisis enzimática de

residuos de trigo pretratados con [EMIM+][DEtPO4-] por 60 min a distintas temperaturas ........................ 28

Tabla III-1: Composición de macroestructuras y otras sustancias de los residuos de maíz y trigo ............. 41

Tabla III-2: Valores de estadístico “t” en cada prueba realizada con un nivel de confianza del 95 % ........ 46

Tabla III-3: Nivel de azúcares reductores para pretratamientos control ...................................................... 48

Tabla III-4: Resultados del test estadístico practicado a los residuos de maíz a nivel de cantidad de

azúcares reductores totales, liberados en distintos tiempos y concentraciones de ácido sulfúrico ............. 50

Tabla III-5: Niveles de azúcares reductores obtenidos para cada etapa de procesamiento de residuos de

maíz con pretratamiento de ácido diluido .................................................................................................... 50

Tabla III-6: Nivel de lignina solubilizada en pretratamiento de ácido diluido para residuos de maíz ......... 50

Tabla III-7: Niveles de xilosa y glucosa liberados en pretratamiento de ácido diluido e hidrólisis

enzimática para residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico 1,00 % v/v por 30 min .......................... 51

Tabla III-8: Niveles de azúcares reductores obtenidos en cada etapa de procesamiento de residuos de trigo

con pretratamiento ácido .............................................................................................................................. 53

Tabla III-9: Resultados del test estadístico aplicado a los residuos de trigo para cantidad de azúcares

reductores totales liberados en distintos tiempos y con diferentes concentraciones de ácido sulfúrico....... 54

Tabla III-10: Niveles de xilosa y glucosa liberados en pretratamiento con ácido diluido e hidrólisis

enzimática para residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico 1,00 % v/v por 60 min .......................... 57

Tabla III-11: Niveles de lignina solubilizada en pretratamiento ácido para residuos de trigo ..................... 57

Tabla III-12: Niveles de lignina y azúcares reductores solubilizados en pretratamiento básico con NaOH

2,0 % p/v, a 121 °C por 60 min .................................................................................................................... 58

Tabla III-13: Niveles de glucosa y xilosa liberados en las distintas etapas de la hidrólisis de material

lignocelulósico. ............................................................................................................................................ 60

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Tabla III-14: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido

sulfúrico y base diluida ................................................................................................................................ 62

Tabla III-15: Condiciones de pretratamiento ácido diluido que permiten maximizar la cantidad de azúcares

reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz, según modelo planteado.................. 64

Tabla III-16: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido

sulfúrico y base diluida ................................................................................................................................ 67

Tabla III-17: Condiciones de pretratamiento ácido diluido que permiten maximizar la cantidad de azúcares

reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo, según modelo planteado .................. 69

Tabla III-18: Resultado estudio estadístico a nivel de azúcares totales liberados en la sacarificación de

residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min ...................... 70

Tabla III-19: Niveles de glucosa y xilosa liberados en las distintas etapas del pretratamiento de residuos

agrícolas con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60 min ........................................................................................ 71

Tabla III-20: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y trigo pretratados con

[EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas y por distintos tiempos ................................................................... 80

Tabla III-21: Tiempos de hidrólisis enzimática de obtención del 95 % de azúcares reductores máximos

liberados según modelos cinéticos para los mejores pretratamientos practicados para residuos de maíz y

trigo .............................................................................................................................................................. 80

Tabla III-22: Parámetros de expresión de Arrhenius para [AzRed]máx en la hidrólisis enzimática de

residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] por 60 min entre 80 y 150 °C ............................... 82

Tabla III-23: Estimación del etanol producido por gramo de material seco a pretratar para residuos de

maíz y trigo procesados con distintos solventes en relación a la cantidad de azúcares reductores obtenidos

...................................................................................................................................................................... 84

Tabla A 1: Pérdida de componentes estructurales a las cuatro semanas de tratamiento con hongos de

pudrición blanca con tallos de bambú como sustrato [84] ......................................................................... 105

Tabla H 1: Nomenclatura soluciones de ensayo ........................................................................................ 114

Tabla H 2: Soluciones de ensayo de enzimas............................................................................................. 114

Tabla H 3: Soluciones de glucosa para calibración .................................................................................... 115

Tabla H 4: Absobancias a 540 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento ácido diluido ....... 115

Tabla H 5: Absobancias a 540 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento LI ........................ 116

Tabla H 6: Nomenclatura ensayos de actividad de celobiasa..................................................................... 117

Tabla H 7: Soluciones de ensayo de actividad celobiasa ........................................................................... 118

Tabla H 8: Absorbancias a 500 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento ácido diluido ..... 118

Tabla H 9: Absorbancias a 500 nm ............................................................................................................ 120

Tabla K 1: Tabla de distribución t-student ................................................................................................. 122

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Tabla K 2: Estadístico t y grados de libertad f para pruebas de validación de metodologías de medición

de azúcares ................................................................................................................................................. 123

Tabla K 3: Tabla de estadístico t y grados de libertad f para residuos de maíz pretratados con ácido

sulfúrico...................................................................................................................................................... 123

Tabla K 4: Tabla de estadístico t y grados de libertad f para residuos de maíz pretratados con ácido

sulfúrico.................................................................................................................................................... 1254

Tabla K 5: Nomenclatura de tags en análisis estadístico…………………………………………………125

Tabla N 1: Valores de absorbancias medidos en los licores hidrolizados en los distintos pretratamientos de

ácido diluido, para residuos de maíz y trigo ............................................................................................... 130

Tabla N 2: Valores de absorbancias medidos en los licores hidrolizados en los distintos pretratamientos

alcalinos, para residuos de maíz y trigo ..................................................................................................... 131

Tabla N 3: Valores de absorbancias medidos en el licor de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y

trigo pretratados con ácido diluido ............................................................................................................. 131

Tabla N 4: Valores de absorbancias medidos en el licor de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y

trigo pretratados con ácido diluido y alcalino ............................................................................................ 136

Tabla N 5: Valores de absorbancias registrados para residuos de maíz y trigo pretratados con ácido diluido

en autoclave a las condiciones especificadas ............................................................................................. 137

Tabla N 6: Valores de absorbancias registrados en la hidrólisis enzimática para residuos de maíz y trigo

pretratados con ácido diluido en autoclave a las condiciones especificadas .............................................. 138

Tabla N 7: Valores de absorbancias registrados en la hidrólisis enzimática para residuos de maíz y trigo

pretratados con ácido diluido en autoclave a las condiciones especificadas y pret alcalino ...................... 138

Tabla N 8: Valores de absorbancias registrados en el pretratamiento de residuos de maíz y trigo

pretratados [EMIM][Cl] a 150 °C por 60 min ............................................................................................ 138

Tabla N 9: Valores de absorbancias registrados para la medición de lignina en el pretratamiento de

residuos de maíz y trigo con ácido diluido y alcalino ................................................................................ 139

Tabla N 10: Nomenclatura de ensayos R y S para pretratamiento alcalino adicional ................................ 140

Tabla N 11: Valores de áreas registrados por GC para la medición de monosacáridos a las 72 h de

sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 80 °C por 60 min y para

residuos sin pretratar .................................................................................................................................. 141


sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 121 y 150 °C por 60

min…..........................................................................................................................................................142

Tabla N 13: Valores de áreas registrados por GC para la medición de monosacáridos a las 6 y 24 h de

sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60

min………………………………………………………………………………………………………..141

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sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [Aliquat+][OH-] y sin solventes a 150 °C por 60

min………………………………………………………………………………………………………..142

Tabla N 15: Nomenclatura de tags utilizados……………………………………………………………142

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ÍNDICE DE FIGURAS

Figura I-1: Diagramas de bloques de producción de etanol a partir de distintas materias primas ................. 5

Figura I-2: Emisiones de gases de efecto invernadero de acuerdo a fuente de energía ................................. 8

Figura I-3: Componentes estructurales de las lignocelulosas ........................................................................ 9

Figura I-4: Disposición de las macromoléculas dentro de la pared celular de los vegetales [35] .................. 9

Figura I-5: Estructura hebra de celulosa con "n" moléculas de glucosa ..................................................... .10

Figura I-6: Estructura de la celulosa (tipo II) ............................................................................................... 11

Figura I-7: Estructura de la celobiosa .......................................................................................................... 11

Figura I-8: Unidades estructurales presentes en hemicelulosa ..................................................................... 12

Figura I-9: Estructura de arbino-xilooligosacárido de hemicelulosa de paja de trigo .................................. 12

Figura I-10: Unidades y monómeros básicos de la lignina .......................................................................... 13

Figura I-11: Estructura lignina-fenólica-carbohidrato en tejidos vegetales ................................................. 14

Figura I-12: Diagrama de un pretratamiento para material lignocelulósico ................................................. 15

Figura I-13: Descomposición de glucosa y xilosa en furfural y HMF ......................................................... 17

Figura I-14: Unión directa entre arabinoxilano y matriz de lignina ............................................................. 18

Figura I-15: Niveles de azúcares liberados después de la hidrólisis enzimática para residuos de maíz

previamente tratados a 121 °C con ácido sulfúrico a distintas concentraciones y tiempos,......................... 19

Figura I-16: Hidrólisis enzimática de la celulosa ......................................................................................... 22

Figura I-17: Puentes de hidrógeno en estructura de [EMIM +][Cl -] .............................................................. 24

Figura I-18: Hidrólisis enzimática de avicel pretratado con [BMIM+][Cl -] a 130 °C por 10 min ............... 25

Figura I-19: Puentes de hidrógeno entre fibras de celulosa y [EMIM+][Cl -] ............................................... 26

Figura I-20: Diagrama de una biorefinería de biomasa y/o almidón............................................................ 31

Figura II-1: Liofilizador Alpha 1-4 LDplus, Christ ...................................................................................... 34

Figura II-2: Esquema del montaje experimental para hidrólisis ácida ......................................................... 35

Figura II-3: Esquema del montaje experimental de la hidrólisis enzimática ............................................... 37

Figura II-4: Montaje experimental de pretratamiento con líquidos iónicos ................................................. 38

Figura II-5: Montaje experimental de hidrólisis enzimática de material pretratado con líquidos iónicos ... 38

Figura III-1: Azúcares producidos por hidrólisis enzimática de residuos de maíz ...................................... 43

Figura III-2: Azúcares producidos por la hidrólisis enzimática de residuos de trigo ................................... 44

Figura III-3: Composición de hidrolizado de residuos de maíz sin pretratamiento leído en GC ................. 44

Figura III-4: Composición de hidrolizado de residuos de trigo sin pretratamiento leído en GC ................. 45

Figura III-5: Azúcares reductores totales obtenidos para desechos de maíz con pretratamiento ácido,

seguido de una hidrólisis enzimática analizados con DNS .......................................................................... 49

xii

Figura III-6: Azúcares reductores totales obtenidos para desechos de trigo con pretratamiento ácido,

seguido de una hidrólisis enzimática analizados con DNS .......................................................................... 53

Figura III-7: Residuos de maíz y trigo ......................................................................................................... 56

Figura III-8: Diagrama de una biorefinería de residuos agrícolas con pretratamientos ácidos y alcalinos..59

Figura III-9: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico a

distintas concentraciones, por 30 min a 121 °C, y otro con pretratamiento alcalino, medidos con DNS .... 62

Figura III-10: Niveles de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz

pretratados con ácido sulfúrico 0,50 – 1,00 % v/v, para 30 y 60 min según modelo planteado .................. 65

Figura III-11: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico a

distintas concentraciones, por 60 min a 121 °C, y otro con pretratamiento alcalino, medidos con DNS .... 66

Figura III-12: Niveles de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo

pretratados con ácido sulfúrico 0,50 – 1,00 % v/v, para 30 y 60 min según modelo planteado .................. 68

Figura III-13: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con

[EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min, medidos con GC……………………………………..69

Figura III-14: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con

[EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min, medidos con GC……………………………………..70

Figura III-15: Azúcares liberados para residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl +] a 150 °C

por 30 y 60 min, medidos con GC ............................................................................................................... 73

Figura III-16: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con distintos

solventes iónicos a 150 °C por 60 min, medidos con GC ............................................................................ 75

Figura III-17: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con distintos

solventes iónicos a 150 °C por 60 min, medidos con GC ............................................................................ 75

Figura III-18: Diagrama de posibles procesos en producción de bioetanol a partir de residuos agrícolas con

tecnología de pretratamiento con [EMIM+][Cl -] .......................................................................................... 76

Figura III-19: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con [EMIM+][Cl -] a

distintas temperaturas por 30 y 60 min ........................................................................................................ 77

Figura III-20: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a

distintas temperaturas por 30 y 60 min ........................................................................................................ 78

Figura III-21: Rendimiento de azúcares reductores liberados en HE respecto al total de azúcares máximo

hidrolizable según modelo cinético ajustado para cada pretratamiento de residuos de maíz ....................... 81

Figura III-22: Rendimiento de azúcares reductores liberados en HE respecto al total de azúcares máximo

hidrolizable según modelo cinético ajustado para cada pretratamiento de residuos de trigo ....................... 81

Figura III-23: Diagrama posible para el procesamiento de residuos de maíz para la producción de

bioetanol mediante pretratamiento con [EMIM+][Cl -] ................................................................................. 87

xiii

Figura III-24: Diagrama posible para el procesamiento de residuos de trigo para la producción de

bioetanol mediante pretratamiento con ácido diluido y base diluida ........................................................... 88

Figura A 1: Esquema de planta piloto de explosión a vapor [92] .............................................................. 101

Figura A 2: Solventes orgánicos presentes en el pretratamiento ................................................................ 104

Figura B 1: Descomposición de levoglucosano (anhidroglucosa) en diferentes compuestos [73] ............ 106

Figura C 1: alkilbenzenosulfonato de 1-etil-3-metilimidazolio [EMIM+][ABS-] ...................................... 107

Figura C 2: Ataque del líquido iónico a la matriz de lignina (adaptado de [86]) ....................................... 108

Figura D 1: Degradación de lignina por ataque en enlace éter en guaiacol y vanilina .............................. 110

Figura E 1: Metodología experimental de pretratamientos ácidos y básicos diluidos ............................... 111

Figura F 1: Metodología experimental de pretratamiento con líquidos iónicos ......................................... 112

Figura H 1: Calibración glucosa - DNS para ensayo de actividad ............................................................. 115

Figura H 2: Concentración de enzima celulasa pret ácido v/s glucosa liberada......................................... 116

Figura H 3: Concentración de enzima celulasa pret LIs v/s glucosa liberada ............................................ 117

Figura H 4: Concentración de enzima celobiasa pret ácido v/s glucosa liberada....................................... 119

Figura H 5: Concentración de enzima celobiasa pret LIs v/s glucosa liberada .......................................... 120

Figura J 1: Reacción de sililación .............................................................................................................. 121

Figura M 1: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico a

distintas concentraciones, por 60 min a 121 °C, medidos con DNS .......................................................... 128

Figura M 2: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico a

distintas concentraciones, por 30 min a 121 °C, medidos con DNS .......................................................... 128

Figura N 1: Calibración ensayo DNS en glucosa ....................................................................................... 129

Figura Ñ 1: Cromatograma de sacarificación enzimática .......................................................................... 146

Figura Ñ 2: Cromatograma de microextracción en fase sólida de licor de sacarificación para determinación

de existencia de furfural, para residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] por 60 min a 150 °C....... 146

xiv

ÍNDICE DE ECUACIONES

Ecuación 1: Estadístico t y grados de libertad f para prueba de medias Test Welch, de varianzas distintas45

Ecuación 2: Relación entre glucosa medida por kit y medida por GC ......................................................... 46

Ecuación 3: Relación entre azúcares totales medida por DNS y medida por GC ........................................ 46

Ecuación 4: Modelo exponencial de sacarificación enzimática ................................................................... 62

Ecuación 5: Modelo diferencial de sacarificación enzimática ..................................................................... 62

Ecuación 6: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de

maíz pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 30 min ............................................. 64


maíz pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 60 min ............................................. 64


trigo pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 30 min ............................................. 67


trigo pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 60 min ............................................. 68

Ecuación 10: Expresión de modelo logístico para la cantidad de azúcares máxima hidrolizable en la

hidrólisis enzimática de material pretratado con [EMIM][Cl] por 60 min .................................................. 83


trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] entre 80 y 150 °C por 60 min .............................................................. 84


maíz pretratados con [EMIM+][Cl -] entre 80 y 150 °C por 60 min .............................................................. 84

Ecuación L 1: Cálculo de rendimientos…………………………………………………………………..126

Ecuación N 1: Calibración absorbancia DNS v/s glucosa ......................................................................... 129

Ecuación N 2: Cálculo cantidad de azúcares reductores en pretratamiento ácido en función de absorbancia

medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa ................................................................... 129

Ecuación N 3: Cálculo cantidad de azúcares reductores en pretratamiento alcalino en función de

absorbancia medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa ............................................... 131

Ecuación N 4: Cálculo cantidad de azúcares reductores en sacarificación en función de absorbancia

medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa ................................................................... 131

Ecuación N 5: Cantidad másica de xilosa en la muestra ............................................................................ 137

Ecuación N 6: Cantidad másica de glucosa en la muestra ......................................................................... 137

Ecuación N 7: Cantidad de lignina solubilizada en pretratamientos ácido y alcalino…………………...138 Ecuación N 8: Expresión para el cálculo de másico de monosacáridos a través de mediciones

GC………………………………………………………………………………………………………...141

1

CAPÍTULO I: INTRODUCCIÓN Y MARCO TEÓRICO

1. INTRODUCCIÓN

Según estimaciones de la CNE1 en Chile la demanda por combustibles en 2010 será de 3,33

millones de m3, con un crecimiento anual del 2,5 % [1]. Esta información refleja el alto aumento de

consumo de gasolinas si se coteja con los casi 2 millones de m3 que se demandaron en 1990 [2]. Otro

antecedente es la gran emisión de gases de efecto invernadero que hoy en día se generan por la utilización

de combustibles fósiles. Así, ambos antecedentes dejan en evidencia la imperiosa necesidad del país de

buscar nuevas fuentes de energía, que en principio sean renovables y que sus precios puedan ser

competitivos en el mercado de las gasolinas convencionales.

Bajo esta premisa ha nacido la idea de los biocombustibles (bioetanol, biodiesel y biogás), los

cuales se basan en ser producidos a partir de materias primas renovables, tales como maíz, trigo, caña de

azúcar, material proveniente de residuos de la industria forestal y agrícola, micro y macro algas, etc. [3].

Estos biocombustibles contribuirían a la expansión de la matriz energética del país hacia el uso de fuentes

de energía renovables, y a la vez disminuirían la emisión de gases de efecto invernadero debido al cierre

del ciclo de liberación de CO2 en su uso con plantaciones vegetales que absorben vía fotosíntesis este

compuesto [4].

Así, fruto de la fermentación de los azúcares presentes en estas materias primas es posible obtener

etanol como biocombustible, el cual ya es utilizado en mezclas con gasolinas convencionales por distintos

países, tales como Brasil, EE.UU y la Unión Europea [3]. Sin embargo, la obtención de etanol de primera

generación usando maíz (Zea mays) y trigo (Triticum aestivum) podría sufrir ciertas dificultades, debido a

la poca cantidad de tierras disponibles para su cultivo y a la competencia con el mercado alimenticio

[5],[6].

De esta forma, es necesario visualizar otras materias primas que permitan producir bioetanol, sin

generar un tan alto impacto en mercados sensibles como el de los alimentos. La utilización de residuos de

la industria agrícola y material de origen forestal, llamados materiales lignocelulósicos, subsanaría este

hecho. Los residuos agrícolas en particular, tales como los de trigo, hoy en día son simplemente quemados

1 CNE: Comisión Nacional de Energía

2

en los campos o utilizados como afrecho para animales [7]. En la misma línea, los residuos de maíz en

parte son utilizados como abono para futuras plantaciones de maíz y también utilizados como alimento en

diferentes tipo de ganado [7].

A nivel mundial, la producción de maíz alcanza los 318 millones de toneladas por año, teniéndose

así una amplia fuente de residuos de maíz para la producción de bioetanol, mientras que 529 millones de

toneladas de residuos de trigo son producidas por año [8]. En Chile, la producción de trigo y maíz en el

período 2007/08 alcanzó las 1,2 y 1,4 millones de toneladas, respectivamente [9]. Considerando que para

maíz y trigo se tienen rendimientos de residuos de 1,0 – 1,5 [kg/kg de maíz] [10] y 1,3 – 1,4 [kg/ kg de

trigo] [11], se deduce la existencia de una fuente de gran abundancia para la producción de

biocombustibles de segunda generación a nivel nacional. Otra ventaja es la gran disminución en la

emisión de gases de efecto invernadero, donde el uso de etanol proveniente de biomasa agrícola

(biocombustible de segunda generación) en forma pura (E100, sin mezclas con gasolinas convencionales)

reduciría en un 106 % la emisión de estos gases, y en mezclas de un 10 % (E10) se reducirían en un 7 %

[4],[12].

No obstante, estas fuentes lignocelulósicas, tal como su nombre lo dice, poseen lignina, el cual es

un polímero de difícil degradación [6],[13]. Así, para la conversión de estos materiales en azúcares

fermentables, es necesario realizar pretratamientos que rompan la lignina para tener acceso a la celulosa y

a la hemicelulosa, para su posterior depolimerización en azúcares con enzimas que hidrolizan estos

componentes estructurales [3],[6]. A continuación se muestra una tabla con los distintos porcentajes de

polímeros que tienen ciertos materiales lignocelulósicos.

Tabla I-1: Contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina de materiales lignocelulósicos [6]

Materiales Lignocelulósicos Celulosa ( %) Hemicelulosa ( %) Lignina ( %) Maderas duras 40-55 24-40 18-25 Maderas blandas 45-50 25-35 25-35 Cáscaras de nuez 25-30 25-30 30-40 Mazorcas de maíz 45 35 15 Pastos 25-40 35-50 10-30 Papel 85-99 0 0-15 Paja de trigo 30 50 15 Hojas 15-20 80-85 0 Semillas de algodón 80-95 5-20 0 Papel de diario 40-55 25-40 18-30

3

Los pretratamientos para estos materiales se clasifican principalmente en físicos, químicos, físico-

químicos y biológicos [6]. Todos ellos tienen por objetivo liberar las dos fuentes de azúcares antes

señaladas, dado que se encuentran encapsuladas por la lignina. Los más ampliamente investigados se han

realizado utilizando explosión con vapor y los tratamientos con ácidos, debido a que con ellos se obtienen

altos índices de recuperación de celulosa y hemicelulosa, y un alto porcentaje de hidrólisis de este último

en xilosa principalmente [3],[6]. En cambio, para la degradación de celulosa, se hace necesario suministrar

enzimas que hidrolicen el polímero, para la obtención de glucosa [6],[13].

Glucosa y xilosa son monosacáridos que pueden ser fermentados a etanol por distintos

microorganismos, no obstante, aún no existen microorganismos capaces de fermentar eficientemente

ambos compuestos a la vez [6]. La glucosa es una molécula compuesta por seis carbonos, la cual es

fermentada por una cantidad considerable de especies, dentro de las cuales destaca Saccharomyces

cerevisiae, la cual tiene altos rendimientos de producción de etanol [15]. Sin embargo, S. cerevisiae es

incapaz de fermentar xilosas, la cual es una molécula compuesta por cinco carbonos [6]. De esta forma,

con el desarrollo de ingeniería genética se han hecho múltiples investigaciones en búsqueda de

microorganismos que co-fermenten ambos azúcares, desarrollándose especies recombinantes tales como

Zymomonas mobilis [15] o Saccharomyces spp. con genes de S. cerevisiae y Pichia stipitis [16], este

último capaz de añadir una vía metabólica para la degradación de xilosa .

Una alternativa de pretratamiento de material lignocelulósico que se está estudiando es el uso de

líquidos iónicos. Estos líquidos son sales orgánicas, compuestos de un anión, generalmente halógeno, y un

catión orgánico. Ambas iones dan una alta especificidad a la molécula, teniendo la propiedad de

solubilizar una gran cantidad de sustancias y catalizar una gran variedad de reacciones [17],[18]. Los

líquidos iónicos tienen temperaturas de fusión inferiores a los 100 °C y presiones de vapor prácticamente

despreciables [19]. Algunas investigaciones han reportado altos índices de solubilización de celulosa en

líquidos iónicos [20],[21], con su consiguiente disminución de cristalinidad y mejoras en los tiempos de

hidrólisis enzimática [22],[23]. Otras investigaciones en tanto, ya han tratado material lignocelulósico

como pretratamiento para la hidrólisis enzimática [24], y otras investigaciones preliminares han probado

sólo utilizar este tratamiento para la obtención de azúcares con catalizadores ácidos, con el objetivo de

fermentarlos para obtener etanol como biocombustible, tarea que está aún pendiente [26],[27].

El trabajo de esta tesis se enmarcará en el estudio de los pretratamientos de material

lignocelulósico, para su posterior sacarificación con enzimas celulolíticas, y así observar las mejoras en

los rendimientos de liberación de azúcares y junto con ello estimar la producción de bioetanol a partir de

residuos de maíz y trigo.

5

2. MARCO TEÓRICO

2.1. BIOETANOL

El etanol es una cadena de 2 carbonos unidos por un enlace simple, donde uno de estos tiene

enlazado un grupo hidroxilo. El etanol es un producto de la fermentación anaeróbica de azúcares como la

glucosa, por medio de microorganismos tales como S. cerevisiae, Z. mobilis y P. stipitis [3].

2.1.1. Proceso de producción de bioetanol

El etanol, con fines energéticos, puede ser producido utilizando azúcares, cereales (almidón) o

biomasa (holocelulosa), donde cada una de estas fuentes de carbono contiene glucosa como molécula

fundamental [3],[28].

Figura I-1: Diagramas de bloques de producción de etanol a partir de distintas materias primas [28]

2.1.1.1. A partir de azúcares simples

Entre los primeros destaca la caña de azúcar, fuente de azúcares por medio de la cual se produce

etanol en Brasil, convirtiéndose en uno de los principales productores a nivel mundial de este

biocombustible. Los azúcares presentes en la caña de azúcar poseen fórmula química C12H22O11, llamada

sacarosa, que es un disacárido de glucosa y fructosa, ambas unidas por un enlace glucosídico [3].

El proceso consta de una etapa de triturado y filtrado, donde se reduce la cristalinidad del

material, para luego ser fermentados directamente para la obtención de etanol y su posterior destilación

[28], como se muestra en la Figura I-1.

6

2.1.1.2. A partir de almidón

Otra materia prima posible es el uso de almidón, una cadena lineal de glucosas unidas por medio

de enlaces α-1,4-glucosídicos. El almidón está presente en distintas fuentes vegetales, entre las que

predominan los cereales como el maíz y el trigo. Los pretratamientos de estos materiales se dividen en

dos: molido en seco y molido húmedo [28].

En el primero de ellos el grano es remojado en agua a 50 °C con pequeñas cantidades de dióxido

de azufre y ácido láctico, lo cual ablanda el grano y libera el almidón. Luego el germen es separado debido

a que flota por su alto contenido de aceite, y posteriormente la fibra es separada. Finalmente, por un

proceso de centrifugación, el gluten, de alto contenido proteico, es separado del almidón, para que éste

último pueda ser fermentado por levaduras en etanol [28].

El proceso de molienda húmeda se inicia con una reducción del tamaño del grano por medio de un

sistema mecánico. La harina resultante es sometida a distintos tratamientos térmicos levemente ácidos con

el objetivo de solubilizar el almidón, para luego ser sacarificados por enzimas α-amilasas [3]. Los azúcares

son fermentados por levaduras y el etanol es destilado. Los granos resultantes del proceso de destilación

son llamados DDGS (Dried Destiller Grains of Solubles) y son vendidos en forma de pellets como

suplemento alimenticio de ganado [28].

2.1.1.3. A partir de la holocelulosa

La tercera forma de obtención de bioetanol es a partir de biomasa, o lo que son llamados

materiales lignocelulósicos. En ellos, la fuente fundamental de azúcares son celulosa y hemicelulosa (en

conjunto, holocelulosa), compuestas por glucanos y arabinoxilanos, respectivamente [28]. Para obtener

azúcares es necesario pretratar el material de forma de romper la matriz de lignina que cubre a los

polisacáridos. Con el material pretratado, se añaden enzimas celulolíticas capaces de romper los enlaces β-

1,4-glucosídicos de la celulosa de forma de obtener glucosa. Además, los cócteles enzimáticos

comerciales, por lo general, contienen enzimas capaces de hidrolizar compuestos xilanos en xilosa [11],

no obstante, gran parte de estos compuestos son hidrolizados en los pretratamientos, como se verá en la

Sección 2.3.

Una vez hidrolizado el material, los azúcares pueden ser fermentados por distintos

microorganismos, dependiendo de su estructura y convertidos en etanol, para luego ser destilado tal como

se aprecia en la Figura I-1. La lignina sobrante del proceso como material sólido puede ser sometida a

7

combustión para la generación de electricidad, o bien, puede ser procesada para la síntesis de distintos

biomateriales (ver Sección 2.7) [29],[30].

La producción de bioetanol de segunda generación, como es llamado el etanol de origen

celulósico, aún no se realiza a gran escala debido a los bajos niveles de rendimiento que tiene la etapa de

pretratamiento y sacarificación enzimática, haciendo muy costosa su producción. No obstante, avances en

este campo existen, ya que la empresa canadiense IOGEN Co. tiene una planta piloto que produce etanol

celulósico a partir de residuos agrícolas, con el uso de un pretratamiento ácido de la biomasa entre 200 y

250 °C, seguido de una hidrólisis enzimática con enzimas celulolíticas, y finalmente una fermentación

continua de los azúcares (pentosas y hexosas) con cepas modificadas de Zymmomonas spp. [31]. La

lignina remanente es utilizada para la generación de energía y reducción de costos del proceso global [32].

Otra empresa que produce hoy en día etanol celulósico es Raven Biofuel International, Co. la cual

lo produce a partir de residuos agrícolas. El proceso consiste en dos etapas de hidrólisis ácida, donde en la

primera de ellas la hemicelulosa es depolimerizada en xilosas, y a través de un proceso de hidrogenización

es transformada en furfural, el cual es comercializado. La segunda etapa de hidrólisis tiene por objetivo

depolimerizar la celulosa en glucosa, para que luego ésta pueda ser fermentada y destilada para la

obtención del etanol. La lignina remanente del proceso es utilizada, al igual que en el proceso de Iogen,

Co., para generar electricidad y disminuir los costos en energía [33].

2.1.2. Etanol como biocombustible

El etanol en Brasil es masivamente producido a partir de caña de azúcar desde los años 70, donde

la utilización del mismo se ha hecho con fines oxigenantes, permitiendo una disminución en la generación

de compuestos carbonados contaminantes como el monóxido de carbono (CO) y compuestos

hidrocarbonados [3]. En EE.UU. la producción de bioetanol se genera a partir de granos de maíz [3],[28].

Para el año 2009 se proyectaban según Renewable Fuels Association de EE.UU. una demanda de 2,3

millones [m3] [34].

Las razones volumétricas en las que se utiliza el etanol en Brasil han llegado a índices de entre 20

y 25 %, aunque en motores convencionales existe una reducción de potencia, debido a que el etanol tiene

un menor poder calorífico que las gasolinas convencionales [28]. Otra desventaja es la corrosión de

componentes metálicos del motor. Para subsanar estas desventajas es necesario realizar ajustes en el

motor, los que si se realizan pueden aumentar la potencia que entrega el motor, mejorando los

rendimientos térmicos y de consumo de combustible [28].

8

Respecto a la emisión de gases de efecto invernadero, la utilización de mezclas de etanol, ya sea

de origen de almidón o celulósico, disminuyen en parte la emisión de dichos contaminantes. El uso de

etanol de grano de maíz, con diferentes tipos de energía involucradas en el proceso, reduce en alrededor de

un 19 % en promedio las emisiones de gases de efecto invernadero, mientras que la utilización de etanol

celulósico reduce en un 86 % las emisiones de estos gases, respecto a lo que se liberaría con el uso de

gasolina tal como muestra la Figura I-2 [34]. Todo esto es considerando el ciclo total de energía, desde la

cosecha (o extracción de petróleo para combustibles fósiles), pasando por el proceso de producción del

combustible, hasta su uso en automóviles y absorción de CO2 por los vegetales.

Figura I-2: Emisiones de gases de efecto invernadero por combustibles de uso vehicular de acuerdo

a la fuente de energía

2.2. ESTRUCTURAS PRESENTES EN LOS MATERIALES

LIGNOCELULÓSICOS

2.2.1. Macro estructuras de la materia vegetal

En los residuos agrícolas coexisten sustancias de bajo y alto peso molecular [8],[11]. Los

primeros son tanto materia orgánica como inorgánica, y representan un porcentaje de alrededor un 10 %.

Por otro lado, existentes moléculas de alto peso molecular, llamadas macromoléculas, dentro de las cuales

existen dos grandes grupos: los polisacáridos, compuestos por celulosa y hemicelulosa, y la lignina, tal

como muestra el siguiente diagrama:

reducción19%

reducción28% reducción

52%reducción

78%reducción

86%

petróleo promedio actual

gas natural biomasa biomasa biomasa

Gasolina Etanol de maíz caña de azúcar

celulósico

Emisión de gases

de efecto

invernadero

Energía utilizada en la producción del combustible

Figura I-3:

La lignina es la estructura que protege a la celulosa en la planta, enlazándose con la hemicelulosa.

La celulosa, como se dijo, está en la parte interior y los distintos enlaces que existen entre los

polisacáridos ayudan a dar un gran índice de crista

Así, celulosa, hemicelulosa y lignina forman estructuras llamadas microfibras, las cuales organizadas en

macrofibras, como muestra la Figura

planta [35].

Figura I-4: Disposición de las macromoléculas dentro de la pared celular de los vegetales

Desecho

agrícola

9

: Componentes estructurales de las lignocelulosas

es la estructura que protege a la celulosa en la planta, enlazándose con la hemicelulosa.


polisacáridos ayudan a dar un gran índice de cristalinidad a la estructura, la cual es difícil de hidrolizar.


Figura I-4, determinan la estructura fundamental de la pared celular de la

: Disposición de las macromoléculas dentro de la pared celular de los vegetales

Sustancias de bajo peso molecular

Materia

Orgánica

Materia Inorgánica

Macromoléculas

Lignina

Polisacáridos

Celulosa

Hemicelulosa

Componentes estructurales de las lignocelulosas

es la estructura que protege a la celulosa en la planta, enlazándose con la hemicelulosa.


ructura, la cual es difícil de hidrolizar.


la estructura fundamental de la pared celular de la

: Disposición de las macromoléculas dentro de la pared celular de los vegetales [35]

Celulosa

Hemicelulosa

10

2.2.1.1. Celulosa

La celulosa es el polímero más abundante en las plantas y en la naturaleza, y es utilizada en

múltiples procesos industriales, tales como la fabricación de papel y otros. Junto con ello, se constituye en

la mayor fuente de azúcares de la mayoría de los residuos agrícolas y forestales [8].

Desde el punto de vista químico, la celulosa es un polímero cristalino formado por cadenas

lineales de D-glucosa (moléculas de 6 carbonos) unidas a través de sus enlaces β-1,4-glucosídicos (ver

Figura I-5). Cada molécula de glucosa posee tres grupos hidroxilos, en los carbonos 2, 3 y 6 (C2, C3 y

C6), los cuales están accesibles a glicosilaciones [36]. Aparte, una molécula lineal de glucosa, llamada

celodextrina, posee extremos reductores y no reductores, zonas donde moléculas específicas inician los

ataques de hidrólisis (depolimerización), llamadas enzimas celulolíticas [13].

Figura I-5: Estructura hebra de celulosa con "n" moléculas de glucosa (adaptado de [13])

Desde un punto de vista macro, cada una de las hebras de celulosa está enlazada a otras mediante

puentes de hidrógeno, formando una estructura supra-molecular semi-cristalina, dándole características de

insolubilidad (ver Figura I-6). Esta característica de insolubilidad es la que ha llamado la atención de los

científicos, en búsqueda de encontrar solventes apropiados que sean capaces de romper los puentes de

hidrógeno que se forman entre los grupos hidroxilos de la molécula, para así disolver la celulosa y hacer

más fácil su procesamiento [36].

Al menos, existen dos tipos de configuraciones de celulosa a nivel de los tipos de organización

que los puentes de hidrógeno tienen dentro de la molécula. En el primero de ellos, denominado tipo I, el

oxígeno asociado al C6 actúa como donante de protones junto al oxígeno del anillo en la misma unidad,

siendo el oxígeno asociado al C3 en la unidad adyacente el aceptor de protones. En la configuración tipo

II , todos los puentes de hidrógeno que se establecen entre los átomos anteriormente señalados se

conforman entre unidades distintas (ver Figura I-6) [13].

11

Figura I-6: Estructura de la celulosa (tipo II ) (adaptado de [37])

Las configuraciones tipo I y II son típicas de las estructuras amorfas de los materiales vegetales,

no obstante, la tipo I es más común en la naturaleza. La configuración tipo II es más parecida a la celulosa

que ha sido tratada con compuestos alcalinos [13].

En el proceso de sacarificación de la celulosa con enzimas celulolíticas, una de las últimas

unidades antes de poder obtener la glucosa como monómero final, es una molécula que está conformada

por dos moléculas de glucosa (dímero) llamada celobiosa. Esta molécula tiene un enlace β-glucosídico

entre los carbonos 1 y 4 de cada molécula, como se aprecia en la Figura I-7.

Figura I-7: Estructura de la celobiosa

2.2.1.2. Hemicelulosa

Como se señalaba anteriormente, la celulosa es la entidad que está en mayor cantidad presente en

la vida vegetal, dado que forma parte importante de la pared celular. Junto con ella, coexiste la

hemicelulosa, un polímero que en base es similar a la celulosa, con una serie de s

presentes, tal como se muestra en la

Figura I-8:

Además, las hemicelulosas p

la pared celular: xilanos, mananos,

Los xilanos son el principal polisacárido de las hemicelulosas, y representan alrededor de un 20

30 % del residuo agrícola. Los xilanos son heteropolímeros formado por una cadena de xilosas unidas por

medio de un enlace β-1,4-glucosídico, uniéndose a pequeñas cadenas de carbohidratos.

Un componente importante de los xilanos encontrados en

(ver Figura I-9), representando uno de los componentes más importantes de la hemicelulosa en estas

especies, cuya cadena puede ser apreciad

Figura I-9: Estructura de arbino

Hemicelulosa

12

hemicelulosa, un polímero que en base es similar a la celulosa, con una serie de subgrupos de monómeros

presentes, tal como se muestra en la Figura I-8:

: Unidades estructurales presentes en hemicelulosa

Además, las hemicelulosas pueden ser clasificadas por su estructura de diferentes polisacáridos en

la pared celular: xilanos, mananos, β-glucanos y xiloglucanos.

Los xilanos son el principal polisacárido de las hemicelulosas, y representan alrededor de un 20

agrícola. Los xilanos son heteropolímeros formado por una cadena de xilosas unidas por

glucosídico, uniéndose a pequeñas cadenas de carbohidratos.

Un componente importante de los xilanos encontrados en residuos agrícolas es el ar

, representando uno de los componentes más importantes de la hemicelulosa en estas

especies, cuya cadena puede ser apreciada en la siguiente figura:

: Estructura de arbino-xilooligosacárido de hemicelulosa de paja de trigo

Hemicelulosa

Pentosas

Xilosa

Arabinosa

Hexosas

Glucosa

Manosa

GalactosaÁcidos

Hexurónicos

Deoxi-Hexosas

ubgrupos de monómeros

presentes en hemicelulosa

ueden ser clasificadas por su estructura de diferentes polisacáridos en

Los xilanos son el principal polisacárido de las hemicelulosas, y representan alrededor de un 20 –

agrícola. Los xilanos son heteropolímeros formado por una cadena de xilosas unidas por

glucosídico, uniéndose a pequeñas cadenas de carbohidratos.

agrícolas es el arabinoxilano

, representando uno de los componentes más importantes de la hemicelulosa en estas

xilooligosacárido de hemicelulosa de paja de trigo

13

2.2.1.3. Lignina

La lignina es uno de los materiales orgánicos mayormente presentes en las plantas, sólo superada

por la celulosa y la hemicelulosa [8]. Tal como se aprecia en la Tabla I-1, el porcentaje en masa de lignina

presente en los desechos agroindustriales varía desde un 15 a un 35 %, y su principal función en la vida

vegetal es proteger a la planta y darle resistencia mecánica [8],[35].

La lignina es un polímero tridimensional amorfo que está altamente ramificado, con una gran

cantidad de grupos funcionales presentes, tales como hidroxilos fenólicos y alifáticos [35]. Estas unidades

están presentes en tres estructuras de tipo alcoholes aromáticos, alcohol p-cumárico, alcohol coniferílico y

alcohol sinapílico, los cuales constituyen a la matriz de lignina como precursores fundamentales (ver

Figura I-4 y Figura I-10). Estos alcoholes conforman los tres monómeros fundamentales de la lignina

llamados: fracción p-hidroxifenil (H), fracción guaicil (G) y fracción siringil (S), tal como se aprecia en la

Figura I-4 [8],[35].

La lignina presente en especies herbáceas es distinta de la que se puede encontrar en maderas

duras o blandas, debido a que estas últimas presentan solo dos de los tres unidades fundamentales

anteriormente citadas: guaiacil y siringil [38].

Figura I-10: Unidades y monómeros básicos de la lignina

En la pared celular la lignina siempre está asociada a carbohidratos, particularmente a

hemicelulosas (ver Figura I-4), mediante intermediarios como el ácido p-cumárico o el ferúlico (ácidos

hidroxicinámicos). Estos, a través de enlaces de tipo éster y éter, forman estructuras llamadas

carbohidratos-lignino-fenólicos [39], tal como muestra la Figura I-11. Este tipo de enlaces es el que

dificulta la posibilidad de extraer los azúcares desde el material vegetal [8].

14

Figura I-11: Estructura lignina-fenólica-carbohidra to en tejidos vegetales [8]

Otras estructuras presentes en la lignina son los llamados lignanos, los cuales en materiales

herbáceos comprenden hasta un 5 %, donde los principales presentes en residuos agrícolas son el 7-

hidroximatairesinol y el siringaresinol. Ambos establecen enlaces covalentes con carbohidratos,

principalmente de tipo glucosídico, los cuales pueden ser extraídos utilizando ácidos o bases diluidas [8].

También es posible encontrar estructuras acetiladas, principalmente en la zona γ (ver Figura I-11) que une

a la lignina con la zona fenólica (ácido ferúlico o p-cumárico); al igual que los lignanos, estos pueden ser

extraídos por bases diluidas.

2.3. PRETRATAMIENTOS DE MATERIALES LIGNOCELULÓSICOS

Los distintos pretratamientos que se realizan al material lignocelulósico se clasifican en físicos,

químicos, físico-químicos y biológicos, tal como muestra la Tabla I-2.

Tabla I-2: Métodos de pretratamientos de material lignocelulósico

Clasificación Pretratamiento Clasificación Pretratamiento

Físicos Destrucción mecánica

Químicos

Ozonólisis Pirólisis Hidrólisis ácida diluida

Físico-químicos Explosión a vapor (SO2) Hidrólisis ácida concentrada AFEX (explosión con NH3) Hidrólisis alcalina Explosión con CO2 Deslignificación oxidativa

Biológicos Hongos de pudrición blanca Proceso Organosolv

Los pretratamientos tienen por objetivo romper la matriz de lignina presente en el material, de

forma de dejar expuestos los distintos polisacáridos para que sean reducidos a azúcares fermentables a

15

través de hidrólisis enzimática, tal como muestra la Figura I-12. En la misma línea, los pretratamientos

deben ser tales que minimicen la generación de compuestos inhibidores de las etapas posteriores del

proceso de obtención de bioetanol.

Figura I-12: Diagrama de un pretratamiento para material lignocelulósico

2.3.1. Pretratamientos físicos

2.3.1.1. Destrucción mecánica

El material lignocelulósico se reduce de tamaño con el objetivo de exponerlo para tratamientos

posteriores. En general, se busca dejar el material más expuesto para el ataque por soluciones ácidas o por

el tratamiento enzimático, para poder reducir el tamaño de las fibras de celulosa presentes.

Tabla I-3: Consumo de energía en la reducción de tamaño de materiales lignocelulósicos

Material Lignocelulósico

Tamaño Final [mm]

Energía [kWh/Ton] Cuchillos Martillo

Residuo de Trigo

1,60 7,50 42,0 2,54 6,40 29,0

Residuo de Maíz

1,60 S/I2 14,0 3,20 20,0 9,60 6,35 15,0 S/I 9,50 3,20 S/I

2 S/I: Información no disponible

16

Los tamaños que se utilizan generalmente son de 10-30 mm, y de 0,2-2,0 mm después de

tratamientos con molinos de bola o de cuchillos. Los requerimientos de energía para llevar al material a

estos tamaños son elevados, y se resumen en la Tabla I-3 [6].

2.3.2. Pretratamientos físico-químicos

Los pretratamientos físico-químicos son aquellos que utilizan vapor con catalizadores ácidos o

básicos (dióxido de azufre, dióxido de carbono o amoniaco), a temperaturas entre 160 – 260 °C y

presiones entre 0,69 – 4,83 MPa, produciendo un gran fraccionamiento del material y conversiones por

sobre el 50 % en compuestos arabinoxilanos. Para más detalle ver Anexo A.

2.3.3. Pretratamientos químicos

Los pretratamientos químicos utilizan solventes químicos para la ruptura de la matriz de lignina,

con temperaturas no superiores a los 200 °C y presiones inferiores a los 0,2 MPa.

2.3.3.1. Pretratamiento ácido

2.3.3.1.1. Ácido Concentrado

Se tienen altos niveles de hidrólisis de celulosa con altas concentraciones de ácido sulfúrico o

clorhídrico, sin embargo, estos son tóxicos, corrosivos y peligrosos [6]. Adicionalmente, los ácidos deben

ser recuperados para hacer el proceso económicamente viable [40].

2.3.3.1.2. Ácido Diluido

La aplicación de soluciones diluidas de ácido sulfúrico a temperaturas elevadas lleva a altos

niveles de hidrólisis de celulosa, posterior a la hidrólisis enzimática. De la misma forma, se obtienen altas

conversiones de compuestos xilanos en xilosas.

Por lo general, se utilizan temperaturas cercanas a los 160 °C, con porcentajes en peso de material

lignocelulósico variables entre 5 y 40 % [6]. Sin embargo, otros estudios muestran que es posible llevar a

cabo el proceso en autoclave a 121 °C por 1 h y obtener niveles elevados de hidrólisis de celulosa en el

17

tratamiento enzimático [11],[41]. A temperaturas mayores es posible reducir el tiempo de residencia del

tratamiento ácido [6].

La cantidad de ácido sulfúrico a suministrar no supera el 2 % v/v, y se debe tener cuidado en que

no sea demasiado elevado, dado que se pueden obtener componentes furfurales, fruto de la

descomposición de los azúcares [6]. Posterior al pretratamiento se debe neutralizar la solución, de forma

de poder llevar a cabo la etapa enzimática.

Furfural e hidroximetilfurfural son productos de la descomposición de los azúcares liberados en el

pretratamiento ácido, debido a las condiciones de acidez y de altas temperaturas a las cuales se opera la

reacción de hidrólisis, tal como se aprecia en la Figura I-13. Estos compuestos son inhibidores de la etapa

de fermentación, bajando los índices de rendimiento en la producción de etanol. La generación de ácido

acético y acetona también han sido probadas como productos de descomposición de levoglucosano (ver

Anexo B). Este último compuesto (anhidroglucosa) es producto de la pirólisis de la celulosa, y a

descomposición de la glucosa [42]-[44].

Respecto a la lignina, el pretratamiento ácido es capaz de romper el enlace tipo éter que existe

entre los ácidos hidroxicinámicos (ferúlicos o p-cumáricos) y la matriz de lignina (ver Figura I-11) [8].

Así, este pretratamiento permite hasta un 100 % de remoción de la hemicelulosa (arabinoxilanos) sin

disolución de lignina [45].

Figura I-13: Descomposición de glucosa y xilosa en furfural y HMF [33 ],[43],[46]

18

En el caso de residuos de trigo se ha encontrado que es necesaria la adición de un pretratamiento

ácido, debido a que gran parte de los arabinoxilanos están unidos directamente a la matriz de lignina por

enlaces tipo éter (sin ácidos hidroxicinámicos como intermediarios, ver Figura I-14), los que, como se

señala en la Figura I-11, deben ser atacados en ambientes ácidos. Así, los azúcares liberados pueden ser

directamente fermentados [11].

Figura I-14: Unión directa entre arabinoxilano y matriz de lignina [47]

Saha y colaboradores, [11], desarrollaron un pretratamiento de hidrólisis ácida diluida para

residuos de trigo y maíz. Para el primero de ellos se utilizó residuos de trigo, pasado por una malla de 1,27

[mm], al 7,83 [ % p/v], encontrando como mejores condiciones 0,75 [ % v/v] de ácido sulfúrico a 121 °C

por 1 [h], con un rendimiento de azúcares del 74 % después de la hidrólisis enzimática.

Tabla I-4: Niveles de azúcares liberados para residuos de trigo con pretratamiento de ácido diluido

a 121 °C por 1 hora, antes y después del tratamiento enzimático [11]

Ácido [ % v/v]

Hidrólisis Enzimática

Azúcares liberados [mg/g de material seco]

Glucosa Xilosa y galactosa

Arabinosa Total

0,00 Antes 15 ± 1 0 ± 0 0 ± 0 15 ± 1

Después 109 ± 1 60 ± 0 0 ± 0 169 ± 1

0,25 Antes 5 ± 0 46 ± 2 8 ± 1 59 ± 1

Después 186 ± 4 179 ± 13 31 ± 1 396 ± 13

0,50 Antes 5 ± 0 133 ± 1 17 ± 0 155 ± 1

Después 226 ± 4 214 ± 2 32 ± 5 472 ± 11

0,75 Antes 15 ± 1 152 ± 4 20 ± 0 187 ± 5

Después 230 ± 9 222 ± 8 33 ± 5 485 ± 22

1,00 Antes 20 ± 0 158 ± 0 20 ± 0 198 ± 1

Después 214 ± 4 208 ± 4 30 ± 1 452 ± 1

19

Para la hidrólisis enzimática de residuos de trigo se utilizó Celluclast 1.5L (glucanasas) y

Novozyme 188 (celobiasa), con dosis de 72,6 [IU/g de celulosa] 3 y 13,6 [U/g] 4 de celulosa,

respectivamente5 [11].

Para residuos de maíz (pasado por malla 1,27 [mm]), Saha y colaboradores, [41], encontraron

como mejores condiciones para material al 15 % p/v en base seca 0,50 % p/v de ácido sulfúrico a 121 °C y

1 h, con rendimientos entre 85-100 % de los azúcares teóricos.

Figura I-15: Niveles de azúcares liberados después de la hidrólisis enzimática para residuos de maíz

previamente tratados a 121 °C con ácido sulfúrico a distintas concentraciones y tiempos, [41]6

Para la hidrólisis enzimática de residuos de maíz se utilizó Celluclast 1.5L (glucanasas) y

Novozyme 188 (celobiasa), con dosis de 90,8 [IU/g de celulosa] y 26,9 [U/g] de celulosa, respectivamente

[41]. Las definiciones de actividad para cada enzima son iguales a las reportadas para desechos de trigo.

3: 1 [IU] se define como la cantidad de enzima capaz de liberar 1 [µmol] de glucosa como azúcar reductor por minuto, bajo un medio con las siguientes condiciones: volumen 0,5 [mL], carboximetilcelulosa 1,0 [ % p/v] en buffer acetato 50 [mM] a pH 5,0, a 50 °C por 30 minutos. 4 : 1 [U] se define como la cantidad de enzima capaz de liberar 1 [µmol] de p-nitrofenol por minuto, bajo un medio con las siguientes condiciones: volumen 1,0[mL], 4,0 [mM] de p-nitrofenol β-D-glucosidasa en buffer acetato 50 [mM] a pH 5,0, a 50 °C por 30 minutos. 5 : Para más detalles respecto a la hidrólisis enzimática revisar Sección 2.4 6 : En la Figura I-15: A: Glucosa, B: Xilosa, C: Arabinosa y D: Azúcares totales.

20

2.3.3.2. Pretratamiento alcalino

La hidrólisis alcalina se lleva a cabo con soluciones diluidas de NaOH, produciendo una reacción

de saponificación rompiendo los enlaces de tipo éster (ver Figura I-11) que unen la hemicelulosa con la

lignina [8]. La porosidad del material lignocelulósico aumenta, gracias a la hinchazón que provoca el

tratamiento de NaOH diluido. Algunas investigaciones postulan que el tratamiento es efectivo para

materiales con contenido relativamente bajo de lignina, del orden de 10-18 % [6], aunque se han

encontrado importantes índices de solubilización de lignina para aserrín de álamo con contenido de lignina

de 22 % [45].

También, otras investigaciones han utilizado la adición de un tratamiento alcalino posterior a uno

con ácido diluido realizado a granos previamente utilizados para la producción de cerveza (brewer’s spent

grain BSG). En él se logran altos niveles de solubilización de lignina, sin mayores pérdidas de azúcares

como fruto de hidrólisis en esta etapa. En la subsiguiente etapa de sacarificación enzimática se logran

índices más elevados de obtención de azúcares, del orden de un 15 % superior comprados a la utilización

de pretratamiento ácido solamente [48].

Tabla I-5: Composiciones másicas en las distintas etapas de pretratamientos de granos (BSG) para

su posterior sacarificación enzimática [48]

Componente Composición de BSG sin tratar [ % p/p]

Masa recuperada después del pret ácido [g]

Pérdidas después del tratamiento ácido [ % p/p]

Composición de celulignina [g/100 g]

Celulosa 16,8 16,5 ± 0,36 1,8 34

Hemicelulosa 28,4 3,83 ± 0,02 86,5 7,9

Lignina 27,8 23,9 ± 0,78 14 49,2

Otros 27 4,32 ± 0,17 84 8,9

Masa total 100 48,55 51,45 100

Componente

Masa recuperada después del pretratamiento alcalino [g/100 g BSG]

Pérdidas después del pretratamiento alcalino [ % p/p]

Pérdidas totales después de la secuencia de pretratamientos [g]

Composición de pulpa de celulosa [g/100 g]

Celulosa 16,2 ± 0,22 1,8 3,6 90,4

Hemicelulosa 0,2 ± 0,01 94,8 99,3 1,1

Lignina 1,46 ± 0,02 93,9 94,7 8,2

Otros 0,05 ± 0,00 98,8 99,8 0,3

Masa total 17,91 63,11 82,09 100

21

2.4. HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA

Las enzimas son moléculas de naturaleza proteica capaces de catalizar reacciones. Por lo general,

la degradación de compuestos o la transformación de los mismos tienen velocidades de reacción muy

bajas [13]. Las enzimas, como todo catalizador químico, sólo pueden ayudar en la velocidad de una

reacción siempre que ésta sea termodinámicamente posible [49],[50].

La hidrólisis enzimática de lignocelulosa se lleva a cabo una vez que el material ha sido

previamente tratado por alguno de los métodos anteriormente señalados. Sin ellos, por lo general los

índices de obtención de azúcares fermentables son relativamente bajos, dado que la adsorción de las

enzimas hacia sitios de la lignina produce inactivación de la misma [3],[6],[8],[11],[13].

2.4.1. Tipos de enzimas y mecanismos

Las enzimas utilizadas se denominan celulasas, las cuales son muy específicas. Éstas se

subdividen en 3 grupos dependiendo de su actividad enzimática [13],[51],[52]:

2.4.1.1. Endoglucanasas

Las enzimas endoglucanasas tienen acción sobre las regiones amorfas de la celulosa y sobre las

fibras que a nivel microscópico pueden ser observadas en la estructura del polímero. La acción de estas

enzimas es sobre el enlace β-1,4-glucosídico presentes entre las unidades monoméricas de glucosa que

conforman la celulosa. El resultado de esta acción enzimática es la disminución de la longitud de la

cadena de celulosa, generando nuevos sitios de degradación para otras enzimas para degradar el polímero

finalmente a monómeros de glucosa [51],[52].

2.4.1.2. Exoglucanasas

Las enzimas exoglucanasas actúan sobre la cadena β-1,4-D-glucano a través de los extremos no

reductores de la celulosa, generando como productos moléculas de celobiosa (dímeros de glucosa) y

monómeros de glucosa [51],[52].

22

2.4.1.3. Celobiasas

Las celobiasas (β-1,4-glucosidasa) son las encargadas de romper los dímeros de glucosa liberando

moléculas de glucosa [51],[52].

Cuando las zonas amorfas de la celulosa ya han sido degradadas, la acción sinérgica de las

glucanasas permite la hidrólisis de la región cristalina de la celulosa. En esta etapa la generación de

moléculas de celobiosa redunda en una baja en la eficiencia de la hidrólisis de celulosa en glucosa, debido

a que la celobiosa produce una reacción inhibitoria sobre las enzimas glucanasas, inactivándolas [51]-[53].

Un mecanismo resumido de la hidrólisis de celulosa por parte de las enzimas celulolíticas se

puede apreciar en la Figura I-16, donde las líneas rojas representan los puentes de hidrógeno que se

establecen entre los oxígenos de los carbonos 3 y 6 y el oxígeno que conforma el anillo. Las líneas azules

representan la inhibición de las enzimas glucanasas por parte de la celobiosa.

Figura I-16: Hidrólisis enzimática de la celulosa (adaptado de [54])

2.4.2. Microorganismos que producen celulasas

Las enzimas son producidas por una gran variedad de microorganismos (m.o.), tales como

bacterias u hongos. La batería enzimática proveniente del hongo Tricoderma reesei es una de las más

utilizadas, presentando actividad para las tres enzimas anteriormente descritas [13],[52]. No obstante, esta

actividad es relativamente baja para β-1-4-glucosidasa, por lo que la sola adición de la batería enzimática

23

producida por T. reesei no garantiza niveles óptimos de hidrólisis en glucosa, debido a la inhibición de las

enzimas glucanasas por la acción de la celobiosa, anteriormente explicada. Para subsanar este aspecto, se

debe agregar al preparado enzimático actividad de β-1-4-glucosidasa, la cual es producida por el hongo

Aspergillus niger [52].

2.4.3. Condiciones de sacarificación de la celulosa

Los procesos de hidrólisis enzimática se llevan a cabo a pH cercanos a 5, a temperaturas variantes

en el rango 45-50 °C, entre 150-250 rpm y con tiempos de operación que rondan las 70 a 100 h por lo

general [13]. La cantidad de enzima a suministrar por gramo de material lignocelulósico a es de 60 FPU,

según el ensayo de papel filtro [55]. En otras publicaciones, se utiliza una carga enzimática similar, la cual

es igual a 20 [FPU/g de material] [13],[51],[52]. No obstante, debido a la baja actividad enzimática de los

preparativos de celulasas en β-glucosidasa (celobiasa), se recomienda suministrar entre 0,8 – 2,7 CBU de

β-glucosidasa por cada FPU de celulasa suministrada [56].

2.5. LÍQUIDOS IÓNICOS (LI)

2.5.1. Propiedades y usos

Los líquidos iónicos son sales orgánicas, y que tienen puntos de fusión que varían entre los -96 °C

a los 100 °C, haciéndolos solventes ampliamente útiles para un sinfín de propósitos a temperaturas

moderadas [19]. Por ejemplo, el cloruro de sodio también podría ser considerado como un líquido iónico,

claro que estas características de líquido se alcanzan a una temperatura de 801 °C (punto de fusión del

cloruro de sodio) [57], la cual es muy elevada. Existen alrededor de 1018 combinaciones posibles de

líquidos iónicos a ser sintetizados [19],[58],[59].

Los líquidos iónicos se caracterizan, aparte de ser líquidos a temperaturas moderadas, por tener

presiones de vapor prácticamente despreciables, pudiendo ser fácilmente separados de otros compuestos

por destilación, lo que permite su recuperación en forma pura y su reutilización [60]. Esta misma

característica los hace llamar compuestos “verdes”, por su nula vaporización y así nula contaminación del

ambiente con sustancias tóxicas. Otras características que lo hacen “verdes” son la de no tener riesgos de

inflamabilidad, lo que los hace compuestos seguros de operar; la alta especificidad que tienen lo que hace

disminuir las etapas intermediarias para obtener productos determinados; y la utilización de compuestos

de naturaleza renovable [17],[19],[58].

24

La característica líquida de estas sales viene dada porque sus energías libres de Gibbs de

solvatación son negativas, lo que quiere decir que el estado líquido es termodinámicamente favorable,

debido al gran tamaño y flexibilidad de los iones [17]. Así, desde un punto de vista químico, los líquidos

iónicos son sales orgánicas, donde principalmente el catión es de naturaleza orgánica y por lo general es

una estructura mucho más grande que el anión, el cual es también por lo general sólo un átomo, por

ejemplo, un halógeno [17].

Actualmente, los líquidos iónicos son utilizados en una amplia variedad de campos en la industria

química, operando como solventes de algunos compuestos, catalizando reacciones y hasta en campos tan

atípicos como la astronomía [59]-[61]. Una de las aplicaciones industriales utilizadas hoy en día a escala

piloto es un proceso de catálisis bifásica, conocida como Proceso Difasol, desarrollado por el Instituto

Francés de Petróleo. En él, el líquido iónico [BMIM+][Al 2Et2Cl5-] ([BMIM +] = 1-butil-metilimidazolio)

actúa como solvente y base de Lewis para la reacción de dimerización de butanos en una mezcla de

octanos, utilizando níquel(II) como catalizador [58].

2.5.2. Disolución de celulosa por LI

Las investigaciones recientes han mostrado la capacidad de disolución de celulosa por parte de

algunos líquidos iónicos, principalmente de base catiónica, de la familia de los imidazolio [20]. Los

líquidos iónicos del tipo [RMIM+][Cl -] han sido de los más investigados en la disolución de celulosa

[20],[23], debido a que en su estructura es posible la formación de puentes de hidrógeno (ver Figura I-17,

líneas rojas: puentes de hidrógeno), que en teoría, serían capaces de solubilizar a la celulosa reemplazando

los mismos puentes de hidrógeno que se establecen entre sus fibras.

Figura I-17: Puentes de hidrógeno en estructura de [EMIM +][Cl -], (adaptado de [17])

Esta disolución de celulosa ha sido probada bajo sonicación [20],[62]. Se han encontrado niveles

de solubilización de celulosa en [BMIM+][Cl -] (cloruro de 1-butil-3-metilimidazolio) del orden de un 8 a

25

un 10 % en tiempos variantes entre 15 a 20 min, utilizando condiciones de sonicación de 10 W de

potencia máxima, a 10 % de potencia nominal [62].

Para disolver celulosa en [BMIM+][Cl -] se ha utilizado también temperaturas elevadas, que varían

entre 130 y 150 °C. Las cargas de celulosa en líquido iónico (sal iónica a temperatura ambiente) son del

orden de un 5,0 % p/p e incubados por tiempos que varían desde los 10 a 180 min. Dadi y colaboradores,

[21], encontraron condiciones óptimas de disolución de celulosa avicel a 130 °C por 10 minutos, liberando

en la posterior hidrólisis enzimática (60 FPU/g de celulosa) alrededor de 16 [mg/mL] de azúcares

reductores a las 24 horas respecto de una carga inicial de 17 [mg/mL]. Esto supone rendimientos del orden

de un 95 %. A las 6 horas de hidrólisis se encontraron rendimientos del orden de un 80 % en azúcares

reductores, lo que redunda en una clara mejora respecto a avicel sin tratar, la cual a las 24 horas alcanza

rendimientos del orden de un 40 %. Los índices de disminución de cristalinidad de la celulosa son los que

explican los menores tiempos de hidrólisis para la celulosa.

Otros trabajos muestran la disolución de celulosa con distintos líquidos iónicos, demostrando que

para [BMIM+][Cl -] se tienen los índices de hidrólisis enzimática (con 50 FPU/g de celulosa) más veloces,

pero con [EMIM+][OAc-] (acetato de 1-etil-3-metilimidazolio) los más altos índices de obtención de

azúcares, tal como muestra la Figura I-18. La carga de celulosa fue de 20 [mg/mL], por lo que para todos

los tratamientos se alcanzaron rendimientos cercanos al 100 % a las 48 horas en relación a los azúcares

reductores registrados (medidos por DNS, [63]). Los pretratamientos con LI fueron realizados a 110 °C

por 15 min, seguido de la adición de agua desionizada por 30 min bajo agitación, y lavados con agua

desionizada y acetona [23].

Figura I-18: Hidrólisis enzimática de avicel pretratado con [BMIM +][Cl -] a 130 °C por 10 min [22]

26

La regeneración del material lignocelulósico es necesaria debido a que la celulosa tiende a formar

una solución viscosa con el LI, debido a los puentes de hidrógeno que se establecen entre las hebras de

celulosa y el líquido iónico (ver Figura I-19) [21]. Así, la regeneración de la celulosa debe ser realizada

con agua u otro solvente, de forma que la celulosa vuelva a conformar su estructura, esta vez con menor

cristalinidad.

La razón de lavar sucesivamente la celulosa viene dada por la comprobada inactivación de las

celulasas provenientes de T. reseei al estar en presencia de algunos líquidos iónicos. Turner y

colaboradores [64], demostraron que para los líquidos iónicos 5,0 % LiCl – 95 % DMAc, [BMIM+][BF4-]

y [BMIM +][Cl -] la actividad de las enzimas celulolíticas se ve substancialmente reducida. Las razones que

explican la desactivación de las enzimas no han sido del todo comprobadas, y de hecho, después del

contacto de las enzimas con líquidos iónicos no pudieron ser reactivadas.

Figura I-19: Puentes de hidrógeno entre fibras de celulosa y [EMIM +][Cl -], (adaptado de [23])

2.5.3. Líquidos iónicos como pretratamiento de material lignocelulósico

El uso de líquidos iónicos como pretratamiento de material lignocelulósico tiene por objetivo el

fraccionamiento del material, y su consiguiente mejora de rendimiento en las tasas de hidrólisis

enzimáticas, realizadas con enzimas celulolíticas comerciales, versus pretratamientos tales como

explosión a vapor o la hidrólisis ácida [24],[65]. No obstante, su uso a escala industrial aún representa

algunos desafíos, debido a que la recuperación del LI a nivel de laboratorio se realiza por intercambio

iónico, lo cual es impracticable a gran escala. Otro desafío es la utilización de las hemicelulosas y lignina

para hacer el proceso costo-efectivo, después de que la celulosa ha sido extraída [65].

27

2.5.3.1. Residuos de maíz

Para residuos de maíz se ha utilizado [BMIM+][Cl -] y [EMIM +][OAc-] como pretratamiento de

una hidrólisis enzimática, a temperaturas que varían entre 75 y 150 °C, por tiempos de 0,5 a 3 horas.

Para [BMIM+][Cl -] las mejores condiciones, dentro de las estudiadas, fueron con una carga de

material de 5,0 % p/p, 60 minutos y 150 °C, alcanzándose rendimientos de 100 % de conversión de

celulosa y 61 % de xilanos, después de 36 horas de hidrólisis enzimática (ver Tabla I-6). El tamaño de

material utilizado fue entre las mallas -20 +80 (tamaño de partícula entre 0,180 y 0,850 mm), mientras que

la sacarificación fue llevada a cabo en buffer Na citrato 50 [mM] a pH 4,8. 50 °C, con una carga de

material del 1,0 % p/p, 20 [FPU/g de desecho de maíz] de celulasa (Spezyme CP, de Genencor, EE.UU.) y

40 [CBU/g de desecho de maíz] de celobiasa (β-glucosidasa, Novozyme 188, de Novo Co, Dinamarca)

[24].

Tabla I-6: Conversión de residuos de maíz pretratados con [BMIM+][Cl -] a distintos tiempos y

temperaturas [24]

Tiempo H.Enz

[h]

Conversión ( %), temperatura y tiempo pretratamiento con [BMIM +][Cl -]

sin tratar 130 °C, 1 [h] 130 °C, 3 [h] 150 °C, 1 [h] 150 °C, 3 [h]

xilan glucan xilan glucan xilan glucan xilan glucan xilan glucan

6 s/i 14 s/i 31 s/i 44 s/i 61 s/i 75

14 1 s/i 18 s/i 29 s/i 39 s/i 12 s/i

28 s/i 48 s/i 58 s/i 65 s/i 85 s/i 91

36 3 s/i 36 68 40 70 61 100 22 100

Para [EMIM+][OAc-] las mejores condiciones, dentro de las estudiadas, fueron con una carga de

material de 5,0 % p/p, 60 minutos y 120 °C, aunque a esta temperatura la conversión de xilanos es menor,

del orden de un 25 % [24]. Si bien los autores del experimento no lo señalan, la merma en rendimiento de

conversión de grupos xilanos puede deberse a la hidrólisis de ellos en la etapa de pretratamiento con el

líquido iónico. Las condiciones de la hidrólisis enzimática son iguales al pretratamiento con [BMIM+][Cl -

], salvo la carga enzimática, la cual fue de 5,0 [FPU/g de residuo de maíz] de celulasa (Spezyme CP, de

Genencor, EE.UU.) y 20 [CBU/g de desecho de maíz] de celobiasa (β-glucosidasa, Novozyme 188, de

Novo Co, Dinamarca) [24].

Las diferencias entre ambos líquidos iónicos son atribuidas a que [EMIM+][OAc-] tiene una mayor

capacidad de romper los puentes de hidrógeno existentes en la estructura cristalina de la celulosa, junto

28

con tener un punto de fusión menor que [BMIM+][Cl -], lo que ayuda a que el proceso sea más conveniente

del punto de vista energético [24].

Otro aspecto importante de la investigación radica en la presencia de humedad en el material. Es

sabido que la presencia de agua en el líquido iónico afecta la solubilización de la celulosa, no permitiendo

romper los puentes de hidrógeno intermoleculares en el polímero. No obstante, los índices de obtención de

azúcares terminadas 24 horas de hidrólisis enzimática muestran que son prácticamente invariantes al

contenido de humedad entre 0 y 10 %, respecto a la conversión de glucanos y xilanos. Esto se debe, a que

si bien el agua afecta el rompimiento de puentes de hidrógeno en la celulosa, el pretratamiento con

líquidos iónicos en materiales lignocelulósicos busca la disrupción de la matriz de lignina, para hacer la

celulosa más accesible al ataque enzimático. No obstante, el contenido de humedad afecta los tiempos de

hidrólisis enzimática, no permitiendo disminuir de forma tan drástica los tiempos de sacarificación [24].

2.5.3.2. Residuos de trigo

Como pretratamiento de material lignocelulósico se han tratado residuos de trigo con

[EMIM +][DEtPO4-] (dietilfosfato de 1-etil-3-metilimidazolio), a temperaturas entre 25 y 150 °C por 10 a

120 minutos. La carga de material fue de 4,0 % p/p y los desechos de trigo fueron molidos hasta que

quedara un polvo de material (no se especifica la granulometría) [25].

Los mejores resultados se encontraron para un pretratamiento con 130 °C y 30 minutos,

alcanzando rendimientos del orden de 55 % en azúcares reductores. A medida que se aumentó la

temperatura se obtuvieron mayores índices de azúcares posterior a la sacarificación enzimática, no

obstante, entre 130 y 150 °C (ambos 60 min) las diferencias son mínimas y no permiten identificar a un

pretratamiento como mejor que el otro (ver Tabla I-7). Manteniendo la temperatura en 130 °C, no existen

diferencias significativas entre 30, 60, 90 y 120 minutos de pretratamiento.

Tabla I-7: Niveles de azúcares reductores liberados después de 12 horas de hidrólisis enzimática de

residuos de trigo pretratados con [EMIM+][DEtPO4-] por 60 min a distintas temperaturas

Temperatura pretratamiento [ °C] 25 70 100 120 130 150 Azúcares reductores [mg/mL]

2,9 2,8 4,8 5,1 5,5 5,6

Rendimiento [ %] 29 28 48 51 55 56

29

La hidrólisis enzimática se llevó a cabo bajo una carga de material de 1,0 % p/p en buffer Na

acetato 50 [mM] a pH 4,8, a 50 °C bajo agitación. La carga enzimática fue 30 FPU/g de residuo de trigo

de celulasa (Genencor, EE.UU.). Los azúcares liberados fueron medidos bajo la técnica de DNS, [63].

Respecto a la cinética de la hidrólisis enzimática, se aprecia una ostensible mejora respecto a los

controles, tanto en nivel de azúcares liberados como en tiempos en que se alcanzan estos valores

máximos. Por ejemplo, para material pretratado con [EMIM +][DEtPO4-] a 130 °C por 30 min, a las 6

horas de hidrólisis se alcanzó un 50 % de azúcares reductores liberados, de un total de 55 % alcanzado a

las 24 horas, aproximadamente. Respecto a material pretratado con agua se observa que a las 6 horas de

hidrólisis se liberaron alrededor de un 5,0 % de azúcares reductores, mientras que a las 24 horas se

liberaron alrededor de un 10 % de azúcares reductores. Así, con el tratamiento con [EMIM+][DEtPO4-] se

obtiene que los máximos de azúcares reductores liberados se alcanzan en periodos más cortos, respecto a

material pretratado con agua [25].

Otras investigaciones han estudiado la delignificación de desechos de caña de azúcar con

[EMIM +][ABS-] (naturaleza aniónica tipo alquilbenceno-sulfonato), donde se han obtenido rendimientos

de extracción de lignina cercanos al 75 % (ver Anexo C)

2.6. FERMENTACIÓN

La fermentación de los azúcares obtenidos después de la sacarificación enzimática (SHF,

separated hydrolysis fermentation) se lleva a cabo por medio de microorganismos. Cuando la fuente de

carbono es almidón, la fermentación de los azúcares obtenidos se lleva a cabo normalmente con S.

cerevisiae, sin embargo, a la hora de fermentar los azúcares provenientes de material lignocelulósico, la S.

cerevisiae no puede fermentar las pentosas provenientes de la hidrólisis de la hemicelulosa. Así, se ha

tenido que investigar en la adición de rutas metabólicas a estos microorganismos de forma que sean

capaces de procesar las pentosas, mediante ingeniería genética [29]. Otra complejidad que está presente en

la fermentación de pentosas y hexosas es la generación de compuestos inhibidores en las etapas previas,

tales como ácido acético y furanos [6].

Debido a que los principales monómeros que se obtienen de la hidrólisis de material

lignocelulósico son glucosa y xilosa, las investigaciones se han enfocado en tener organismos que tengan

las dos rutas metabólicas para su síntesis. Genes de síntesis de xilosa han sido incorporados a levadura y

Zymomonas mobilis. Otro microorganismo recombinante que tiene la ruta metabólica de síntesis de

pentosas es la Escherichia coli FBR5, utilizada para fermentar azúcares provenientes de la hidrólisis

30

enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico diluido a 121 °C por 60 minutos. En dicha

investigación, el rendimiento etanol/sustrato fue de 0,413 [g de etanol/g de sustrato (azúcar)], a 35 °C y

pH 6,0 [11].

La otra forma de fermentar azúcares es hacerlo de forma simultánea con la sacarificación

enzimática (SSF, simultaneous saccharification and fermentation). Este proceso tiene la ventaja de generar

menos compuestos inhibitorios, los cuales reducen los rendimientos de la fermentación. Otras ventajas son

la rápida conversión de azúcares en etanol, lo que reduce la inhibición de las enzimas; menores

requerimientos de enzimas; menores requerimientos de esterilización debido a la rápida conversión de

glucosa en etanol; y tiempos de reacción más cortos junto con una minimización del volumen de reacción.

Las desventajas que tiene el proceso es que el crecimiento de los microorganismos no es el óptimo para la

hidrólisis de la celulosa y la tolerancia de etanol de los microorganismos [6],[31].

Los microorganismo más utilizados en el proceso SSF son T. reesei y S. cerevisiae a una

temperatura óptima de 38 °C, sin embargo, debido a que ésta no es la temperatura óptima para la hidrólisis

de celulosa, tal como se mencionaba anteriormente, se está investigando en la utilización de

microorganismos que puedan crecer a temperaturas más elevadas [6].

2.7. BIOREFINERÍA

La adición de co-procesos para el proceso de producción de etanol a partir de materiales

lignocelulósicos es fundamental para hacerlos costo-efectivos y competitivos en el mercado de las

gasolinas convencionales [6],[29],[66]. El alto gasto en energía que requiere la etapa del pretratamiento

demanda la utilización eficiente de las fuentes energéticas disponibles, como por ejemplo, la generación

de energía eléctrica a partir de la lignina residual mediante su quema (proceso patentado por Iogen, Co

[32]), o bien, la producción de productos secundarios a partir de la lignina o los compuestos xilanos

solubilizados en el proceso, tal como lo hace Raven Biofuels Internationa, Co., produciendo furfural a

partir de una hidrólisis ácida primaria que genera xilosas [33].

31

Figura I-20: Diagrama de una biorefinería de biomasa y/o almidón (adaptado de [29],[67])

La lignina residual del proceso de pretratamiento puede ser utilizada para la síntesis de una gran

variedad de productos adicionales, tales como: vanilina, ácido ferúlico, ácido cumárico, guaiacol,

catechol, entre otros (ver Figura I-20). Por ej., la vanilina, es utilizada como saborizante o fragancias [66].

Por otro lado, en la pirolisis los gases de síntesis pueden ser utilizados para la producción de propileno,

mientras que los aceites de la misma son ricos en distintos alcoholes ésteres, aldehídos, etc. [67].

Las distintas metodologías en una biorefinería se pueden clasificar en tres grandes grupos:

hidrotérmica, química y enzimática (para más detalles, revisar Anexo D).

32

3. OBJETIVOS

3.1. OBJETIVO GENERAL

Comparar producción específica de etanol por gramo de materia prima tratada que sería posible

producir al procesar residuos agrícolas (maíz y trigo) con un proceso que incluya un pretratamiento con

ácido diluido, uno de ácido diluido seguido de otro alcalino y uno con líquidos iónicos, todos seguidos de

una hidrólisis con celulasas comerciales.

3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

• Estudiar el efecto de un pretratamiento ácido sobre la efectividad de la hidrólisis enzimática de

celulosa presente en residuos lignocelulósicos de maíz y trigo

• Determinar las condiciones de operación que liberan las máximas cantidades de azúcares y

monosacáridos después de la sacarificación para cada pretratamiento.

• Estudiar el efecto de un pretratamiento alcalino diluido aplicado a residuos de maíz y trigo,

previamente tratados con ácido diluido, sobre la remoción de lignina, y sobre la liberación de

azúcares en la sacarificación.

• Identificar las condiciones de operación en un pretratamiento de residuos de maíz y trigo con

líquidos iónicos, que liberen la mayor concentración de azúcares simples, glucosa y xilosa.

• Evaluar ventajas y desventajas de utilizar del pretratamiento con líquidos iónicos, y pretratamiento

ácido y/o alcalino diluidos.

33

4. JUSTIFICACIÓN DEL PROYECTO

La justificación de la realización del proyecto radica en la necesidad de generar valores

experimentales referenciales respecto a los niveles de liberación de azúcares desde materiales

lignocelulósicos locales (en particular, desechos de maíz y trigo), con pretratamientos químicos

convencionales (ácido diluido y alcalino) y de química verde (ambientalmente amigables), como son los

líquidos iónicos. Todo ello con el objetivo de tener un patrón de comparación para el pretratamiento de

estos desechos con hongos de pudrición blanca y su posterior sacarificación con enzimas celulolíticas

comerciales, enmarcado en el proyecto de producción de bioetanol a partir de materiales lignocelulósicos.

Si bien existe un acervo de literatura respecto a este tipo de pretratamientos para este tipo de

materiales, es imprescindible tener datos experimentales propios en base a este tipo de desechos, debido a

que las composiciones químicas a nivel de macroestructuras es diferente en cada región en que las

plantaciones son cultivadas, y por ello, el comportamiento de los materiales ante distintos tratamientos

puede ser diferente.

Respecto a la investigación con líquidos iónicos, a nivel nacional no existe experiencia en la

utilización de este tipo de solventes en materiales lignocelulósicos con vías a la obtención de bioetanol.

Debido a lo revolucionario de este tipo de compuestos químicos por sus características ambientales

referentes al mínimo impacto del entorno, la investigación en este campo sugiere un avance importante en

pro de la utilización de procesos amigables con el medio ambiente, y junto con ello, coloca al país en la

órbita científica de investigación en este campo.

34

CAPÍTULO II: METODOLOGÍA

La metodología seguida para la realización de esta investigación se basa principalmente en tres

etapas: una primera de fraccionamiento, selección de tamaño y secado del material a tratar; una segunda

referente a la realización del pretratamiento químico seleccionado; y una tercera, de sacarificación del

material pretratado, tal como se aprecia en el diagrama en Anexo E y F.

1. SELECCIÓN Y PREPARACIÓN DEL MATERIAL

Los residuos de maíz y trigo fueron obtenidos desde cosechas locales de los meses de Marzo 2008

y Diciembre 2007, respectivamente. Las partículas de residuos fueron disminuidas de tamaño mediante un

Molino de martillos Condux Werk, LHM 20116 con una malla de 8 [mm], seleccionándose el material de

un tamaño de 2,30 [mm].

Para los materiales pretratados con ácido sulfúrico diluido y/o hidróxido de sodio diluido, la

metodología de secado fue disponer los residuos en un liofilizador MicroModulyo, ThermoSavant por 20

horas, y luego almacenados a -20 °C antes de ser utilizados.

Para los materiales pretratados con líquidos iónicos, la metodología de secado consistió en

dejarlos toda una noche en un congelador, y luego ser dispuestos en un liofilizador Alpha 1-4 LDplus,

Christ, como el de la Figura II-1, a -50 °C y 20 [mbar] por 20 horas. Finalmente los residuos fueron

almacenados en un congelador a -20 °C antes de ser utilizados.

Figura II-1: Liofilizador Alpha 1-4 LDplus, Christ

35

2. PRETRATAMIENTO ÁCIDO

2.1. HIDRÓLISIS ÁCIDA

El pretratamiento ácido fue realizado a tres distintas concentraciones: 0,50, 0,75 y 1,00 % v/v, y a

dos tiempos: 30 y 60 minutos. Los ensayos fueron realizados en una autoclave con 1.750 [mL] de agua a

18 °C, y el tiempo de calentamiento hasta alcanzar el hervor fue de 35 minutos (ver Figura II-2). La

temperatura de operación fue asumida como 121 °C (punto de ebullición del agua a 2 atm). El material fue

cargado a 5,0 % p/v y los ensayos se hicieron en triplicado. Una vez alcanzado el tiempo de hidrólisis la

autoclave fue rápidamente dispuesta en hielo, para enfriarse. Luego los tubos fueron puestos en hielo y

almacenados a -20 °C.

Figura II-2: Esquema del montaje experimental para hidrólisis ácida

Posteriormente el material fue filtrado al vacío con filtros de Millipore Co. de fibra de vidrio, de

2,0 [µm] de tamaño de poro. Se adicionó agua destilada para retirar los azúcares remanentes del material

hasta completar 50 [mL] de solución, de los cuales 1,0 [mL] fue guardado a -20 °C para futuros análisis.

Una vez recolectado el licor el material fue lavado dos veces con 100 [mL] de buffer acetato 50 [mM] a

pH 4,8, con el objetivo de neutralizar el material al pH con el que se llevó a cabo la hidrólisis enzimática.

Los azúcares del licor recolectado fueron analizados con la técnica de DNS con calibración en

glucosa [63], y para ello se tomaron 30 [µL] de muestra y se adicionaron 30 [µL] de agua destilada. A la

solución de 60 [µL] se agregaron 120 [µL] de DNS-fenol (ver Anexo G) y fue dispuesta a 100 °C por 5

minutos, y luego enfriados con hielo. A la solución resultante se le midió la absorbancia a 550 [nm]. Para

medir la lignina soluble del líquido filtrado las muestras se diluyeron entre 50 y 25 veces con agua

desionizada, y se midió su absorbancia a 205 nm, [68]. La cantidad de glucosa fue analizada con el kit

comercial de Randox Laboratories Ltda, mientras que la cantidad de xilosa fue analizada con el kit

comercial de Megazyme International Ireland Ltda.

36

El material filtrado fue secado por 72 horas a 50 °C, para registrar la pérdida de peso y luego ser

hidrolizados con enzimas celulolíticas comerciales.

2.2. HIDRÓLISIS ALCALINA

El pretratamiento alcalino del material previamente tratado con ácido sulfúrico diluido fue

realizado con hidróxido de sodio (NaOH) al 2,0 % p/v por un tiempo de 60 minutos al. Los ensayos se

realizaron en la misma autoclave, utilizándose las mismas condiciones de operación.

Terminada la hidrólisis se tomó una alícuota de 1,0 [mL], la cual fue analizada con la técnica de

DNS con calibración en glucosa. En el ensayo, 60 [µL] de la muestra fueron mezclados con 120 [µL] de

reactivo DNS y fueron dispuestos en un calefactor a 100 °C por 5 minutos y luego enfriados con hielo.

Finalmente 60 [µL] de la mezcla fueron dispuestos en una placa para leer la absorbancia en un

espectrofotómetro a 550 [nm]. La cantidad de glucosa y xilosa fue analizada con los mismos kit

comerciales mencionado anteriormente. Al igual que los licores de la hidrólisis ácida, la lignina soluble

fue medida a 205 [nm].

El material fue filtrado al vacío siguiendo el mismo protocolo descrito anteriormente para ácido

sulfúrico diluido, para después registrar su pérdida de peso.


La hidrólisis enzimática fue realizada con enzimas celulolíticas comerciales Sigma Aldrich. Se

utilizó una celulasa proveniente de T. resei Celluclast 1.5® (Novo, Co., Dinamarca) con actividad según

Ensayo de Papel Filtro igual a 85,0 [FPU/mL], donde FPU representa la cantidad de µmol de glucosa

liberados por minuto (ver Anexo H), y actividad de β-glucosidasa igual a 6,2 [CBU/mL]. También se

añadió celobiasa debido a que la preparación de celulasa contiene baja actividad de β-glucosidasa. Para

ello se suministró una celobiasa comercial, Novozyme 188® (Novo, Co., Dinamarca) con actividad de β-

glucosidasa de 916 [CBU/mL], donde CBU representa la cantidad en µmol de celobiosa convertida por

minuto.

Las hidrólisis fueron realizadas a 5,0 % p/v en relación a la masa inicial de material a pretratar (es

decir, masa antes de pretratamiento ácido), con buffer acetato 50 [mM] neutralizado con HCl concentrado

a pH 4,8, a 50 °C y 230 rpm por un tiempo de 96 horas, [55] (ver Figura II-3). La actividad enzimática

suministrada para los residuos de maíz fue de 65 [FPU/g de celulosa] para celulasa y 97 [CBU/g de

37

celulosa] (1,5 [CBU/FPU suministrada) para celobiasa. Para los residuos de trigo la actividad enzimática

suministrada fue de 75 [FPU/g de celulosa] y 111 [CBU/g de celulosa] (1,5 [CBU/FPU suministrada),

respectivamente. La carga enzimática se adicionó de acuerdo a lo recomendado para material

lignocelulósico, 60 [FPU/g de celulosa] y 0,8 – 2,7 [CBU/FPU suministrada], [56].

Alícuotas de 40 [µL] fueron tomadas a las 6, 24, 48 y 72 horas de hidrólisis, siendo diluidas con

210 [µL] (muestras 6 y 24 h) y 460 [µL] (muestras 48 y 72 h) de buffer acetato pH 4,8. Luego las muestras

fueron dispuestas a 100 °C por 5 minutos, con el objetivo de desactivar la enzima y guardadas a -20 °C

para posteriores análisis.

Los azúcares reductores fueron analizados mediante la técnica de DNS con calibración en glucosa,

[63], para lo cual se tomaron 60 [µL] de la alícuota diluida. Una vez mezclados, se añadieron 120 [µL] de

DNS-fenol y se pusieron en un baño en seco a 100 °C por 5 minutos. Luego la mezcla se puso en hielo por

5 minutos para detener la reacción y se midió la absorbancia a 550 [nm]. La cantidad de glucosa y xilosa

fue determinada con los mismos kit comerciales mencionados anteriormente.

Figura II-3: Esquema del montaje experimental de la hidrólisis enzimática

Finalmente, para analizar la cinética de sacarificación enzimática los niveles de azúcares

registrados se ajustaron a distintas curvas con el programa computacional CurveExpert 1.3,

seleccionándose así los modelos que mejor se ajusten a los datos medidos.

3. PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓNICOS

3.1. LÍQUIDOS IÓNICOS UTILIZADOS

Como pretratamiento, dos líquidos iónicos fueron probados: cloruro de 1-etil-3-metilimidazolio

[EMIM +][Cl -] e hidróxido de tricaprilmetilamonio [Aliquat+][OH-].

38

3.1.1. [EMIM +][Cl -]

Este líquido iónico fue sintetizado por Merck & Co.,Inc. Consiste en una sal orgánica sólida a

temperatura ambiente, y con punto de fusión entre 77 y 79 °C, [69]. Es un compuesto altamente

higroscópico, por lo que su manipulación preferentemente debe realizarse bajo atmósfera de argón o

nitrógeno, [62].

3.1.2. [Aliquat+][OH -]

Este líquido iónico fue sintetizado a partir de Aliquat 336®, Sigma Aldrich Corporation. Aliquat

336® es una mezcla 2:1 de dos compuestos; cloruro de trioctilmetilamonio y cloruro de

tricaprilmetilamonio, y es utilizado en la industria minera en la extracción de distintos metales.

Para reemplazar el anión cloruro por uno hidroxilo se añadieron 6,26 [g] de hidróxido de potasio

(KOH) a 50 [mL] de Aliquat 336® previamente diluidos en 500 mL de cloroformo. La razón de KOH

suministrada fue un 10 % molar superior de aquella necesitada para reemplazar los aniones cloruro. El

peso molecular de Aliquat 336® utilizado no fue el entregado por el fabricante, sino que se utilizó aquel

que fue reportado por Mikkola y colaboradores [70].

La reacción fue llevada a cabo a 60 °C por toda una noche, con un sistema de enfriamiento en la

parte superior para recircular el cloroformo evaporado. Una vez que terminó la reacción el líquido fue

filtrado con filtros de nylon, Millipore, Co, de 47 [mm] de diámetro y tamaño de poro de 0,2 [µm], para

retirar los cristales de cloruro de potasio (KCl) formados. El cloroformo fue retirado en un evaporador

rotatorio a 60 °C y 15 [mbar]. Posteriormente, el líquido iónico fue nuevamente diluido, esta vez en

acetona anhídrida, con la cantidad suficiente como para ver al líquido iónico totalmente diluido en la

acetona. Fue guardado por toda una noche a -20 °C, y luego fue filtrado nuevamente con filtros de nylon7.

Para observar si existían aún cristales de KCl remanentes, a una muestra de líquido iónico se le

añadió unas pocas gotas de nitrato de plata (AgNO3), previamente disuelto en etanol (Etax Aa 99,5 % de

pureza), sin observarse la formación de ningún precipitado blanco. Esto último ratifica la ausencia de

cristales de KCl en el líquido preparado, sin embargo, la conversión de la reacción (reemplazo de aniones

OH- por aniones Cl-) no fue medida.

7 Las condiciones de la reacción fueron otorgadas por el profesor Jyri-Pekka Mikkola, Laboratory of Industrial Chemistry and Reaction Engineering, Åbo Akademi University, Turku, Finland; Technical Chemistry, Department of Chemistry, Chemical-Biological Center, Umeå University, Sweden.

39

3.2. CONDICIONES DE PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓNICOS

3.2.1. [EMIM +][Cl -]

Se pesó 0,1 [g] de material, y se agregó 1,9 [g] de [EMIM+][Cl -] a temperatura ambiente, es decir,

sin atmósfera de argón, por lo que hubo una hidratación parcial de esta sal orgánica (observación

cualitativa). De esta forma, el material estuvo en una relación 5,0 % p/p en [EMIM+][Cl -]. Los ensayos

fueron realizados en triplicado y dispuestos en un baño de silicona para mantener la temperatura deseada

(ver Figura II-4).

Una vez que la reacción finalizó (80, 121 y 150 °C por 30 y 60 min a 300 rpm), los frascos fueron

dispuestos bajo agua fría, para bajar la temperatura, y se añadieron 5 [mL] de agua desionizada para

solubilizar al [EMIM+][Cl -] y regenerar la posible celulosa solubilizada. Luego, los residuos fueron

filtrados (filtro de nylon Millipore, Co., tamaño de poro 0,2 [µm]) y el licor fue aforado a 50 [mL] desde

donde una muestra de 3 [mL] fue guardada a -20 °C. El material hidrolizado fue lavado dos veces con 50

[mL] de agua desionizada para eliminar el [EMIM+][Cl -] remanente, y luego secado en un liofilizador

(previo almacenamiento a -20 °C por una noche) a -50 °C y 20 [mbar].

Finalmente, al líquido iónico se le midió la cantidad de azúcares reductores presentes con la

técnica de DNS, siguiendo el mismo procedimiento citado anteriormente. A los mejores casos se realizó

una medición de glucosa y xilosa con kit comerciales.

3.2.2. [Aliquat+][OH -]

Se pesó 0,1 [g] de material, y se agregaron 1,9 [g] de [Aliquat+][OH-] a temperatura ambiente. De

esta forma, el material estuvo en una relación 5,0 % p/p en [Aliquat+][OH-], siendo realizados en

triplicado. El montaje experimental utilizado fue el mismo que se utilizó para las experiencias realizadas

con [EMIM+][Cl -] (ver Figura II-4).

Una vez que la reacción finalizó (150 °C por 60 min a 300 rpm), se procedió al filtrado y lavado

del material con acetona anhídrida, siguiendo el mismo protocolo realizado para los pretratamientos con

[EMIM +][Cl -].

40

Figura II-4: Montaje experimental de pretratamiento con líquidos iónicos


Para la sacarificación del material pretratado con líquidos iónicos, se utilizaron las mismas

enzimas celulolíticas comerciales utilizadas para la sacarificación del material pretratado con ácido

diluido, salvo que la actividad de cada una de las enzimas fue distinta, y son las siguientes: Celluclast

1.5L® (celulasa) 63,4 [FPU/mL ],(β-glucosidasa) 6,5 [CBU/mL]; y Novozyme 188® (β-glucosidasa) 650

[CBU/mL], ambas de Novo, Co. (ver Anexo H).

Figura II-5: Montaje experimental de hidrólisis enzimática de material pretratado con líquidos iónicos

Las hidrólisis fueron realizadas a 5,0 % p/v en relación a la masa inicial de material a pretratar (es

decir, masa antes de pretratamiento ácido), con buffer acetato 50 [mM] neutralizado con HCl concentrado

a pH 4,8, a 47,5 °C y 220 rpm por un tiempo de 72 horas (ver Figura II-5). La carga enzimática

suministrada para los residuos de maíz fue la misma que para los residuos pretratados con ácido sulfúrico

diluido.

41

Alícuotas de 20 [µL] fueron tomadas a las 6, 24, 48 y 72 horas de hidrólisis, siendo diluidas con

480 [µL] de buffer acetato pH 4,8. Luego las muestras fueron dispuestas a 100 °C por 5 minutos, con el

objetivo de desactivar la enzima y guardadas a -20 °C para posteriores análisis.

Los monosacáridos fueron medidos a través de cromatografía de gases (GC), realizando un

proceso de derivatización de las muestras previo análisis, con el objetivo de bajar la temperatura de

vaporización de los azúcares. Para realizar la derivatización (sililación) de las muestras 250 [µL] fueron

dispuestos en un frasco de vidrio, agregando 1,0 [mL] de xilitol 0,1 [mg/mL], disuelto en una mezcla 9:1

metanol – agua, como estándar. Además, se hizo una calibración con todos los monómeros a medir,

agregando 1,0 [mL] de una solución que contenía 0,1 [mg/mL] de cada compuesto a medir (arabinosa,

ramnosa, xilosa, manosa, fructosa, glucosa, galactosa y sucrosa) y 1,0 [mL] de solución estándar xilitol.

Todos los frascos fueron dispuestos en un calefactor a 50 °C para ser evaporadas, bajo ambiente de

nitrógeno y bajo campana. Luego las muestras fueron llevadas a un horno a 40 °C al vacío para eliminar

toda la humedad presente en ellas. Posteriormente se inició la reacción de sililación bajo campana,

añadiendo 120 [µL] de piridina a cada muestra seguido de agitación en vortex. Luego se añadieron 150

[µL] de hexametildisilazano (HMDS) y 70 [µL] de trimetilclorosilano (TMCS), seguido de agitación en

vortex (ver Anexo J). Se dejaron reposar las muestras por toda una noche, con objeto de que el precipitado

formado decantara. Finalmente se tomaron alrededor de 50 [µL] de la parte líquida para ser analizados en

el cromatógrafo. El protocolo seguido responde a la metodología de muestras sin metanólisis de

Laboratory of Wood and Paper Chemistry, Åbo Akademi, [71].

El equipo utilizado para la medición de azúcares fue un Cromatógrafo de gas PerkinElmer

Autosystem XL. La columna utilizada fue J&W HP-1 25 m (L) x 0.199 mm (ID), ancho de film 0,110 [µm]

y límites de temperatura desde -60 °C a 350 °C (350 °C Pgm). El método seguido utilizó hidrógeno

gaseoso como gas carrier a 14 [psi], y un volumen de inyección de muestra de 1,0 [µL] a 250 °C. El

detector fue del tipo FID (Flame Ionization Detector, Detector de Ionización de Llama en español) a 310

°C. El horno interior del cromatógrafo operó a 100 °C por 8 minutos, luego calentó hasta los 170 °C a

razón de 2 °C/min, y luego hasta 300 °C a razón de 12 °C/min, manteniéndose en esta última temperatura

por 10 minutos. Compuestos furanos, así como acetona y ácido acético fueron medidos por espectroscopia

de masa.

Las cinéticas de sacarificación enzimática fueron modeladas utilizando el mismo software que

para el material pretratado con ácido diluido.

42

CAPÍTULO III: RESULTADOS Y DISCUSIONES

1. COMPOSICIÓN DE LOS RESIDUOS

La composición de los residuos de maíz y trigo fue determinada por Pablo Santibáñez, del

Departamento de Ingeniería de la Madera de la Universidad de Chile. Las técnicas utilizadas para la

medición de los mismos fueron las normas TAPPI T-204 cm-97, T-203 cm-99 y T-222 om-98,

respectivamente. A continuación se presentan los resultados:

Tabla III-1: Composición de macroestructuras y otras sustancias de los residuos de maíz y trigo

Componente %, p/p

Residuos de maíz Residuos de trigo Lignina klason 11,7 ± 0,2 12,5 ± 0,3

Celulosa 35,5 ± 0,4 30,5 ± 0,8

Hemicelulosa 35,9 ± 7,3 34,3 ± 6,5

Sustancias extraíbles 15,8 ± 1,5 15,7 ± 1,1

Cenizas 5,4 ± 0,1 7,2 ± 0,3

Así, se puede decir que los residuos de maíz tienen una fuente de carbohidratos potencial igual a

714 ± 7,7 [mg de azúcares/g de material seco] ([mg AzRed/g MS]), mientras que los residuos de trigo

contienen 648 ± 8,5 [mg AzRed/g MS].

2. COMPARACIÓN DE MÉTODOS DE MEDICIÓN DE AZÚCARES

Se realizaron dos experiencias para observar si existen diferencias significativas entre las

metodologías de medición de azúcares: para la primera, los azúcares reductores fueron medidos con DNS,

en tanto que glucosa y xilosa con kit comerciales (Randox y Megazyme, respectivamente); mientras que

para la segunda, se midieron los azúcares mediante cromatografía de gases. Para validar el modelo, se

realizó una hidrólisis enzimática a residuos de maíz y trigo, por separado, y sin tratamientos preliminares.

La carga enzimática suministrada fue la misma, tanto para DNS – kit comerciales (1er experimento) como

para cromatógrafo de gases (GC) (2do experimento) (ver CAPÍTULO II: secciones 2.3 y 3.3,

respectivamente), a 47 °C por 72 horas y 220 rpm. En la Figura III-1 se pueden observar los resultados en

obtención de azúcares para los monómeros de glucosa y xilosa, así como los azúcares totales obtenidos de

la hidrólisis.

43

En cuanto a la validez de las metodologías utilizadas, para maíz se observa que todos los valores

son similares, independiente de la metodología, pero presentan errores poco significativos (entre un 10 y

un 13 %). Para residuos de trigo los valores de azúcares determinados por el GC son del orden de un 16 %

inferior a los obtenidos con DNS, de la misma forma que en la medición de glucosa se encontró que los kit

comerciales entregaron un 14 % más de azúcares que el GC. Se debe considerar que la metodología de

DNS representa una aproximación de la cantidad de azúcares reductores presentes en la muestra a

analizar, dado que su calibración se hace en glucosa, y el resto de monosacáridos podría ser supra o

subvalorado respecto a la absorbancia medida con esta técnica. Otro punto importante a considerar es que

las experiencias realizadas por el GC corresponden a una experiencia distinta de las muestras analizadas

con los kit comerciales y con DNS, debido a que las primeras fueron realizadas en el Laboratorio de

Química Industrial e Ingeniería de Reacciones, Åbo Akademi y las segundas en el Centro de Ingeniería

Bioquímica y Biotecnología de la Universidad de Chile. Si bien las experiencias fueron llevadas a cabo

bajo las mismas condiciones, el hecho de que las muestras no sean las mismas puede haber influido de

forma importante en que la cantidad de azúcares medidos no sean más parecidas.

Figura III-1: Azúcares producidos por la hidrólisis enzimática de residuos de maíz (Az totales en

GC es la suma de todos los monómeros analizados)

Comparando los resultados obtenidos por los kit comerciales y los obtenidos con el DNS, se

aprecia que los azúcares totales medidos por esta última metodología son superiores a los medidos con los

kit, lo cual se justifica debido a que con el método DNS se están midiendo extremos reductores, sean estos

monoméricos o no, mientras que en los kit se está midiendo la cantidad específica de glucosa y xilosa por

separado.

23 25

126109

149133

166 164

020406080

100120140160180200

kits GC DNS

Azú

care

s [m

g/g

de m

ater

ial s

eco]

Metodología de medición

Xilosa Glucosa Xil + Glu Az totales

44

Figura III-2: Azúcares producidos por la hidrólisis enzimática de residuos de trigo (Az totales en

GC es la suma de todos los monómeros analizados)

Figura III-3: Composición de hidrolizado de residuos de maíz sin pretratamiento, analizado

mediante GC

Las Figuras III-3 y III-4 muestran las composiciones del hidrolizado (licor) en cuanto a los

monómeros (con la salvedad de sucrosa que es un dímero). Es claro que no importando el residuo, los

mayores monómeros que se obtienen son glucosa y xilosa, correspondiendo a un 86 y un 89 % de los

azúcares totales analizados por el GC, en residuos de maíz y trigo, respectivamente. La glucosa proviene

principalmente de la hidrólisis de la celulosa, aunque se debe considerar que la hemicelulosa en su

estructura también tiene monómeros de glucosa, mientras que la xilosa proviene exclusivamente de la

hemicelulosa. Los restantes monómeros debiesen provenir de la hidrólisis de hemicelulosa o azúcares

libres presentes en el material.

30 3277 92107 124

143118

0

50

100

150

200

kits GC DNSAzú

care

s [m

g/g

de m

ater

ial

seco

]

Metodología de medición

Xilosa Glucosa Xil + Glu Az totales

3,2%7,7% 1,4%

70,0%

1,6%

0,2%

15,8%Arabinosa

Fructosa

Galactosa

Glucosa

Manosa

Sucrosa

Xilosa

45

Figura III-4: Composición de hidrolizado de residuos de trigo sin pretratamiento, analizado

mediante GC

De las Figuras III-1 y III-2 se aprecia que si bien los valores determinados por cada metodología

son parecidos, fue necesario realizar un estudio estadístico para poder verificar si los resultados podrían

ser comparables. Así, para cada comparación se planteó la hipótesis nula: “los resultados obtenidos por las

metodologías permiten afirmar que los niveles de azúcares son iguales”, y por medio de una prueba

conocida como Test Welch (para varianzas desiguales), se vio si el estadístico t siguió una distribución t

student de f grados de libertad, validando o rechazando así la hipótesis. Ésta se rechazó cuando el valor

absoluto del estadístico “t” tomó valores mayores que el valor de “t de la t-student” para α/2 = 0,025

(nivel de confianza de un 95 %) a ciertos grados de libertad dependiendo de las varianzas.

222

221

222

21

22

21

1

1

1

1;

⋅

++

⋅

+

+

=

+

−=

mmnn

mnf

mn

YXt

σσ

σσ

σσ

Ecuación 1: Estadístico t y grados de libertad f para prueba de medias Test Welch, de varianzas

distintas

En la Ecuación 1 n y m representan las cantidades de mediciones de la variable (número de

repeticiones) en la experiencia 1 y 2, σ1 y σ2 representan las varianzas de las experiencias, y YeX

representan las medias de las variables medidas.

3,2%7,7%1,4%

70,1%

1,6%

15,9%

Arabinosa

Fructosa

Galactosa

Glucosa

Manosa

Xilosa

46

Tabla III-2: Valores de estadístico “t” en cada prueba realizada con un nivel de confianza del 95 %

| t | f t0,975 f Hipótesis nula

Maíz

glucosa GC - kit 1,669 6,47 2,406 Aceptada

xilosa GC - kit 0,721 6,43 2,406 Aceptada

azúcares totales GC - DNS 1,116 6,00 2,447 Aceptada

Trigo

glucosa GC - kit 3,186 6,04 2,447 Rechazada

xilosa GC - kit 0,806 4,43 2,673 Aceptada

azúcares totales GC - DNS 4,260 7,10 2,365 Rechazada

Como se aprecia en la Tabla III-2, sólo dos pruebas fueron rechazadas: los valores de glucosa

medidos por el kit y por el GC y los azúcares totales medidos por DNS y el GC, ambas para trigo. Los

rechazos vienen dados claramente por una menor varianza existente en las mediciones de este material, lo

cual puede ser explicado por una mayor homogeneidad del material. El maíz, por el contrario posee

partículas de diferente densidad, lo que puede haber afectado la medición, dispersando los datos y para

esta clase de análisis hacerlos más similares. En todo caso, se debe hacer hincapié que los experimentos

realizados con kit – DNS y los realizados con cromatógrafo de gases fueron distintos, por lo que gran parte

de las diferencias se pueden explicar por esta vía. Así, para trabajos futuros se recomienda probar todas

las técnicas de medición en un mismo experimento, de forma de poder analizar in situ la validez de cada

metodología.

Con el objetivo de comparar para residuos de trigo los monosacáridos en los test en los que se

encontraron diferencias significativas, se procedió a realizar una normalización de la cantidad de azúcares

en base a los resultados obtenidos por el cromatógrafo de gases mediante las siguientes expresiones:

Residuos de trigo (glucosa kit – GC):

[ ] [ ] kitGC GluGlu ⋅= 194,1

Ecuación 2: Relación entre glucosa medida por kit y medida por GC

Residuos de trigo (DNS – GC):

[ ] [ ] DNSGC redAzredAz ⋅= 204,1

Ecuación 3: Relación entre azúcares totales medida por DNS y medida por GC (sumatoria monosacáridos)

47

3. EFECTO DE LA PRESENCIA DE ÁCIDO Y TEMPERATURA EN EL

PRETRATAMIENTO EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL

En esta sección se analizará el efecto del ácido y de la temperatura en el pretratamiento comparado

con pretratamientos control. Así, pretratamiento control temperatura se referirá a un pretratamiento

realizado con ácido pero a temperatura ambiente, mientras que pretratamiento control ácido se referirá a

un pretratamiento realizado a 121 °C pero sin ácido sulfúrico, pudiendo así determinar el real efecto de

ambos parámetros en la hidrólisis del material.

La Tabla III-3 muestra que la adición de un pretratamiento con temperatura aumenta

considerablemente los niveles de azúcares reductores liberados en el proceso total, debido a que el

pretratamiento convencional (ácido 1,00 % v/v, 121 °C) libera 317 ± 21 y 407 ± 44 [mg AzRed/g MS],

mientras que los pretratamientos control temperatura liberan sólo 179 ± 18 y 134 ± 14 [mg AzRed/g MS],

para residuos de maíz y trigo en el proceso total, respectivamente. Los pretratamientos control ácido

liberan 215 ± 16 y 198 ± 20 [mg AzRed/g MS], lo que representa un aumento de un 47 % y un 106 %

más de azúcares liberados en el proceso total, para residuos de maíz y trigo respectivamente. En

comparación con los azúcares liberados sin pretratamientos, se aprecia que tanto ácido como temperatura

juegan roles importantes, toda vez que ambos pretratamientos control logran liberar más azúcares que

sacarificando el material sin pretratatamientos previos, para ambos materiales.

Así, se aprecia que la temperatura juega un rol importante en la disrupción del material,

posibilitando la catálisis de la ruptura de los enlaces de la matriz de lignina y de hemicelulosa. El ácido

por sí sólo a temperatura ambiente, si bien logra hidrolizar parcialmente la hemicelulosa para obtener

azúcares reductores, no logra ser superior al efecto de la temperatura, pues esta última posibilita la

liberación de una mayor cantidad de azúcares para ambos materiales, como muestra la Tabla III-3. No

obstante, la acción del ácido y la temperatura muestra ser de un comportamiento sinérgico a la hora de

atacar el material, toda vez que es el ácido el que produce la disrupción del material y la temperatura

puede generar efectos catalíticos en esta reacción, permitiendo así tener a la celulosa más expuesta al

ataque enzimático.

48

Tabla III-3: Nivel de azúcares reductores para pretratamientos control8 (ejemplo de cálculo Anexo L)

Material Ácido % v/v

Temp [ °C]

Tiempo [min]

Azúcares reductores [mg/g material seco] Rendimiento total de

azúcares, % 9

Pretratamiento Hidrólisis enzimática

Total liberado

Maíz

s/p s/p s/p 0 ± 0 166 ± 7 166 ± 7 23

0,00 121 60 84 ± 8 131 ± 13 215 ± 16 30

1,00 21 60 60 ± 2 119 ± 16 179 ± 18 25

1,00 121 60 173 ± 24 144 ± 13 317 ± 21 44

Trigo

s/p s/p s/p 0 ± 0 118 ± 6 118 ± 6 18

0,00 121 60 68 ± 4 130 ± 15 198 ± 20 31

1,00 21 60 30 ± 2 104 ± 16 134 ± 14 21

1,00 121 60 224 ± 19 183 ± 28 407 ± 44 63

4. EFECTO DE LA CONCENTRACIÓN Y TIEMPO DEL PRETRATAMIE NTO DE

ÁCIDO DILUIDO

Para cotejar el efecto de la concentración de ácido sulfúrico en el pretratamiento, así como el

tiempo de hidrólisis, se realizaron pretratamientos a tres diferentes concentraciones: 0,50, 0,75 y 1,00 %

de ácido, por 30 y 60 min, tanto para residuos de maíz como de trigo.

4.1. HIDRÓLISIS ÁCIDA DILUIDA DE RESIDUOS DE MAÍZ

En la Figura III-5 se pueden apreciar los azúcares reductores totales hidrolizados para los residuos

de maíz, tanto en el pretratamiento ácido como en la hidrólisis enzimática. Se observa que el mejor

resultado de azúcares liberados se alcanza cuando se aplica una concentración de ácido sulfúrico de 1,00

% v/v, liberando 317 ± 21 [mg AzRed/g MS], los cuales representan un 44 % del total de azúcares teóricos

presentes en el material (ver Tabla III-1). Como era de esperar, la cantidad de azúcares liberados es

creciente respecto a la cantidad de ácido suministrado, no obstante, entre 0,75 y 1,00 % de ácido, sin

importar el tiempo de hidrólisis, el incremento es marginal respecto al que se tiene cuando se trata con 0,5

% de ácido sulfúrico.

8 Pretratamiento control ácido: pretratamiento realizado en ausencia de ácido sulfúrico, a 121 °C por 60 min. Pretratamiento control temperatura: pretratamiento realizado con ácido sulfúrico al 1,00 % v/v, a temperatura ambiente por 60 min. s/p: sin pretratamiento. 9 Calculado respecto a la totalidad de azúcares disponibles (celulosa y hemicelulosa) presentes en el material (ver Tabla III-1)

49

Figura III-5: Azúcares reductores totales obtenidos para desechos de maíz con pretratamiento

ácido, seguido de una hidrólisis enzimática analizados con DNS

La Tabla III-4 muestra las diferencias significativas10, con un 90 % de confianza, existentes entre

los azúcares reductores totales medidos en el proceso total de hidrólisis de desechos de maíz, es decir,

pretratamiento ácido más hidrólisis enzimática. De ella, se puede inferir que el pretratamiento que queda

totalmente descartado es el de ácido con 0,5 % v/v - 30 min de hidrólisis, debido a que se obtienen menos

azúcares, 226 ± 16 [mg/ g de material seco] (ver Figura III-5), presenta diferencias significativas con todo

el resto de los pretratamientos. Del resto, sólo existen diferencias significativas entre 1,00 % ácido – 30

min y 0,50 % ácido – 60 min, y entre 1,00 % ácido – 60 min y 0,50 % ácido – 60 min. Así, como en todo

el resto de los pretratamientos cotejados no existen diferencias significativas, se tiene que el

pretratamiento ácido 1,00 % por 30 min (311 ± 43 [mg AzRed/g MS], ver Figura III-5) es el más efectivo,

debido a que no existen diferencias significativas entre éste y el de 60 min, alcanzando así el mismo nivel

de azúcares reductores hidrolizados utilizando menos energía debido al menor tiempo de tratamiento. Por

otro lado, si bien entre 0,75 % ácido – 60 min y 0,75 % ácido - 30 min no existen diferencias significativas

con los pretratamientos ácidos 1,00 % a ambos tiempos, los primeros (0,75 % ácido a ambos tiempos)

tampoco marcaron diferencias respecto del tratamiento con ácido 0,50 % – 60 min, mientras que los de

1,00 % a ambos tiempos sí lo hicieron, mostrándose así el pretratamiento 1,00 % ácido – 30 min como el

más efectivo en la liberación de azúcares reductores (ver Tabla III-4).

10 Evaluadas con Test Welch, al igual que en la sección de validación de metodologías de medición de azúcares liberados.

226

295 311262

301 317

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0,50 0,75 1,00

Azú

care

s re

du

cto

res

[mg

/g d

e m

ate

ria

l

seco

]

Concentración ácido sulfúrico en pretratamiento [% v/v]

30 min

60 min

50

Tabla III-4: Resultados del test estadístico practicado a los residuos de maíz a nivel de cantidad de

azúcares reductores totales, liberados en distintos tiempos y concentraciones de ácido sulfúrico 11

Tiempo [min] 30 60

Tiempo [min]

Ácido sulfúrico [ %, v/v]

[ %, v/v] ácido sulfúrico 0,50 0,75 1,00 0,50 0,75 1,00

30 0,50

0,75 dif sig

1,00 dif sig no dif sig

60 0,50 dif sig no dif sig dif sig

0,75 dif sig no dif sig no dif sig no dif sig

1,00 dif sig no dif sig no dif sig dif sig no dif sig

Tabla III-5: Niveles de azúcares reductores obtenidos para cada etapa de procesamiento de residuos

de maíz con pretratamiento de ácido diluido

Ácido [ %, v/v]

Tiempo [min]

Azúcares reductores [mg/g de material seco] Rendimiento azúcares totales, %

Pretratamiento Ácido (H.A.)

Hidrólisis enzimática

Total liberado H.A. H.E. Total

0,50 30 94 ± 24 132 ± 11 226 ± 16 14 18 32

60 144 ± 23 119 ± 13 262 ± 29 20 17 37

0,75 30 139 ± 24 156 ± 30 295 ± 52 19 22 41

60 159 ± 33 142 ± 10 301 ± 44 22 20 42

1,00 30 164 ± 40 146 ± 8 311 ± 43 24 20 44

60 173 ± 24 144 ± 13 317 ± 21 24 20 44

Observando más en detalle el objetivo del pretratamiento en cuanto a la exposición de celulosa,

por ruptura de la matriz de lignina y hemicelulosa que la encapsulan, no se observan diferencias

importantes entre los pretratamientos con ácido al 0,75 y 1,00 % a ambos tiempos. Estos cuatro

pretratamientos son capaces de liberar entre 144 ± 13 y 156 ± 30 [mg AzRed/g MS] en la hidrólisis

enzimática (HE), lo cual claramente está dentro del rango de error de la muestra. La diferencia es algo más

significativa a nivel de pretratamiento (ver Tabla III-5), es decir, qué tantos azúcares son capaces de ser

liberados en la hidrólisis ácida, donde la concentración de ácido juega un rol más preponderante. El ácido

es capaz de romper el enlace éter que une a la lignina con el lignano, permitiendo la ruptura del mismo

liberando hebras de hemicelulosa asociadas por un enlace éster al lignano (Capítulo I sección 2.2.1.3).

11 dif sig: existen diferencias significativas entre los experimentos no dif sig: no existen diferencias significativas entre los experimentos

51

Estas condiciones de acidez y temperatura también permiten depolimerizar la hemicelulosa [6], y así

obtener compuestos como la xilosa, galactosa o arabinosa. De esta forma a una mayor concentración de

ácido en el pretratamiento se liberan más azúcares.

Tabla III-6: Nivel de lignina solubilizada en pretratamiento de ácido diluido para residuos de maíz

Ácido, % v/v

Tiempo [min]

Lignina ácida soluble [mg/g de material seco]

Rendimiento lignina, % (respecto al teórico)

0,50 30 5,2 ± 4,0 4,4

60 12,7 ± 1,2 10,9

0,75 30 10,1 ± 3,1 8,6

60 11,6 ± 4,3 9,9

1,00 30 8,6 ± 2,9 7,4

60 11,2 ± 0,4 9,6

La Tabla III-6 muestra los niveles de lignina solubilizada, los cuales no superan los 15 [mg/g MS],

representando alrededor de un 10 % del total de la lignina existente. Esto sugiere que lo que ha sufrido el

material en el pretratamiento es un fraccionamiento parcial, que permite disminuir la cristalinidad del

material y dejar la celulosa más expuesta al ataque enzimático, pero no una solubilización de lignina. Este

resultado es consistente con el de Mussato y colaboradores, [48], donde las pérdidas de lignina por

solubilización en el pretratamiento ácido no superaron el 14 % (ver Tabla I-5).

Respecto al tiempo de pretratamiento, no se pueden apreciar diferencias significativas

importantes. Sólo para la concentración de ácido de 0,50 % v/v se observan diferencias entre los 30 y 60

min. Los demás no muestran diferencias significativas (con un 90 % de confianza), debido a que el

material si bien se sigue hidrolizando, probablemente un mayor tiempo podría favorecer la generación de

compuestos furanos (ver Capítulo I sección 2.3.3.1.2), en particular furfural debido a la descomposición

de xilosa, el cual es el mayor monómero presente en los licores ácidos del pretratamiento (ver Tabla III-7).

Este resultado es acorde con la literatura, tal como se mostró en la sección anteriormente referenciada (ver

Figura I-15, Saha y colaboradores [41]), donde el incremento de azúcares entre 30 y 60 min es marginal

en cuanto a la hidrólisis de xilanos.

Midiendo la cantidad de xilosa y glucosa con kit comerciales, para el pretratamiento ácido 1,00 %

v/v, 30 min, 121 °C, se liberaron 322 ± 5 [mg de azúcares/g MS] en total (ver Tabla III-7), de los cuales

136 ± 21 [mg/g MS] corresponden a xilosa y 186 ± 16 [mg/g de material seco] corresponden a glucosa.

Este resultado es acorde con la cantidad de azúcares reductores totales liberados (311 ± 43 [mg AzRed/g

MS], ver Tabla III-5), y si bien es un 3 % inferior, está dentro del rango admisible.

52


enzimática para residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico 1,00 % v/v por 30 min

Etapas Azúcar [mg/g material seco]

Rendimiento por etapa Xil + Glu, % xilosa glucosa Xil + Glu Azúcares

reductores Pretratamiento ácido 104 ± 16 42 ± 23 147 ± 18 164 ± 40 21

Hidrólisis enzimática 32 ± 13 143 ± 10 175 ± 23 146 ± 8 24

Total hidrolizado 136 ± 21 186 ± 16 322 ± 5 311 ± 43 45

Como se puede observar en la Tabla III-7, la mayor cantidad de xilosa se libera en el

pretratamiento de ácido diluido, lo cual está acorde con lo que dice la literatura [3],[6],[11],[48]. Esto se

debe a que la matriz de lignina está unida a la hemicelulosa mediante enlaces tipo éter y éster, donde los

primeros son susceptibles al ataque ácido, tal como se mencionó anteriormente. La celulosa, en cambio,

está encapsulada por la hemicelulosa y la lignina, por lo que su hidrólisis en glucosa no es esperable en

esta etapa. La glucosa encontrada en el licor ácido puede venir directamente de los arabinoxilanos (ver

Figura I-8) que componen químicamente a los desechos de maíz, y no responder a una hidrólisis de

celulosa. Esta última reacción se ve verificada sólo con la adición de enzimas celulolíticas, que es donde

se encuentran cantidades más elevadas de glucosa. Una hidrólisis parcial de hemicelulosas sigue

ocurriendo debido a la capacidad de estas enzimas de hidrolizar en parte este biopolímero, y romper

también los enlaces tipo éster que enlazan a los lignanos, [8].

En general, los azúcares liberados en el pretratamiento ácido están acorde con lo señalado por

otros autores, [41], sobre todo considerando que los menores niveles de azúcares alcanzados responden,

casi de forma indesmentible, a la granulometría del material. En este estudio se utilizó una granulometría

de -5/16 in + 8 mallas (2,38 – 8,0 mm), ostensiblemente superior a la utilizada en la literatura, que es del

tipo -16 mallas (menor a 1,45 mm), [11],[41]. Esto influye en el pretratamiento ácido, debido a la menor

superficie existente para el ataque ácido, lo que redunda en menores índices de eficiencia en ruptura de la

matriz de lignina y de hemicelulosa, [6]. Respecto a la temperatura, en la literatura se observa que si ésta

es mayor a 160 °C, los índices de azúcares liberados serían superiores; no obstante, la degradación de los

azúcares en compuestos inhibidores de la fermentación también aumenta.

Los resultados de esta hidrólisis ácida para residuos de maíz, comparados con un pretratamiento

de explosión a vapor del mismo material [76], muestran que en este trabajo la cantidad de azúcares

liberados (xilosa y glucosa) son inferiores. Para un pretratamiento realizado a 190 °C con 1,6 % v/v de

53

ácido por 5 min, previa impregnación del material (molidos a 0,2 mm) con ácido sulfúrico al 1,6 % p/p

por toda un noche, los rendimientos de glucosa alcanzaron un 83,5 % mientras que los de xilosa un 49,5

%, alcanzándose así un rendimiento total de azúcares igual al 70,6 % (glucosa más xilosa). Este valor es

mayor que el 44 % de rendimiento alcanzado con un pretratamiento ácido para este mismo material,

debido al mayor nivel de fraccionamiento que sufre el material en el pretratamiento de explosión a vapor;

éste permite una mayor digestibilidad de la celulosa en el pretratamiento enzimático, donde justamente se

registran las mayores diferencias entre ambos pretratamientos. De todas maneras también se debe

considerar la mayor concentración de ácido utilizada en esta experiencia

4.2. HIDRÓLISIS ÁCIDA DILUIDA DE RESIDUOS DE TRIGO

Los mejores resultados obtenidos para este material se alcanzaron con un pretratamiento ácido al

1,00 % v/v y tiempo de 60 min (temperatura 121 °C), registrándose en total 407 ± 44 [mg AzRed/g MS],

tal como se aprecia en la Figura III-6. Este número representa un rendimiento de un 63 % en comparación

con la cantidad de celulosa y hemicelulosa teóricos que componen los residuos de trigo (ver Tabla III-1).

Al ir aumentando tanto el tiempo como la concentración de ácido en el pretratamiento son mayores los

índices de azúcares reductores liberados por el proceso completo, tal como se puede apreciar en la Figura

III-6.

Figura III-6: Azúcares reductores totales obtenidos para desechos de trigo con pretratamiento

ácido, seguido de una hidrólisis enzimática analizados con DNS

Analizando las cantidades de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática, entre los

pretratamientos con 0,75 y 1,00 % de ácido a ambos tiempos (30 y 60 min), no existen diferencias

importantes (ver Tabla III-8). Esto refleja que, a nivel de exposición de celulosa al tratamiento enzimático,

266321

361333382 407

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

0,50 0,75 1,00

Azú

care

s re

du

cto

res

[mg

/g d

e

ma

teri

al

seco

]

Concentración ácido sulfúrico en pretratamiento [% v/v]

30 min

60 min

54

no hay grandes diferencias, por lo que el pretratamiento ácido a estas condiciones es invariante a nivel de

las cantidades de azúcares que en esta etapa es posible liberar. No obstante, a nivel del proceso total sí

existen diferencias significativas (ver Tabla III-9), las cuales son del todo atribuidas a los azúcares

liberados en la etapa del pretratamiento, que vienen de la hidrólisis de los componentes arabinoxilanos.

Esto quiere decir que las condiciones de ácido 0,75 y 1,00 %, a ambos tiempos, si bien eran invariables a

nivel de sacarificación del material pretratado, no lo son a nivel de la hidrólisis de componentes xilanos en

el pretratamiento. Los resultados muestran que a mayor concentración de ácido, mayores son las

cantidades de azúcares liberados en el pretratamiento, aumentando entre un 22 y un 36 %, debido a la

ruptura de los enlaces tipo éter que unen la lignina con los lignanos, y a su vez estos con los azúcares.

Tabla III-8: Niveles de azúcares reductores obtenidos en cada etapa de procesamiento de residuos

de trigo con pretratamiento ácido

La Tabla III-9 muestra la existencia de diferencias significativas, a nivel de azúcares reductores

totales medidos en el proceso, que fueron observadas entre cada uno de los pretratamientos ácidos

realizados a residuos de trigo. Como se puede apreciar, entre casi todos los pretratamientos existen

diferencias significativas, con un nivel de confianza del 90 %, con la salvedad de los pretratamientos 0,50

% - 60 min y 0,75 % - 60 min, y entre 1,00 % - 60 min y 0,75 % - 60 min, pudiendo afirmar así que

tiempo y temperatura son variables que afectan el rendimiento de azúcares liberados.

Ácido

%, v/v

Tiempo

[min]

Azúcares reductores [mg/g de material seco] Rendimiento azúcares

totales, %

Pretratamiento

Ácido (H.A.)

Hidrólisis

enzimática

Total

liberado H.A. H.E. Total

0,50 30 119 ± 8 147 ± 12 266 ± 16 18 23 41

60 170 ± 6 163 ± 19 333 ± 16 26 25 51

0,75 30 158 ± 11 163 ± 14 321 ± 8 24 25 49

60 197 ± 6 185 ± 16 382 ± 21 31 28 59

1,00 30 184 ± 8 177 ± 12 361 ± 7 28 27 55

60 224 ± 19 183 ± 28 407 ± 44 35 28 63

55

Tabla III-9: Resultados del test estadístico aplicado a los residuos de trigo para cantidad de

azúcares reductores totales liberados en distintos tiempos y con diferentes concentraciones de ácido

sulfúrico

Tiempo [min]

30 60

Tiempo

[min]

Ácido sulfúrico

[ %, v/v]

Ácido sulfúrico [ %, v/v]

0,50 0,75 1,00 0,50 0,75 1,00

30

0,50

0,75 dif sig

1,00 dif sig dif sig

60

0,50 dif sig dif sig dif sig

0,75 dif sig dif sig dif sig no dif sig

1,00 dif sig dif sig dif sig dif sig no dif sig

Los pretratamientos que alcanzaron los mejores rendimientos de acuerdo a la Figura III-6 son los

pretratados con ácido al 0,75 y 1,00 %, ambos por 60 min. Sin embargo, el pretratamiento 0,75 % - 60 min

no mostró diferencias significativas con el pretratamiento 0,50 % - 60 min, por lo que se puede decir que

el mejor pretratamiento fue logrado con ácido al 1,00 % y 60 min, debido a que este último sí registró

diferencias significativas con el pretratamiento 0,50 % - 60 min (ver Tabla III-9).

Se debe apreciar que para residuos de trigo existe una mayor cantidad de azúcares liberados en la

etapa de pretratamiento ácido que en los de maíz, lo cual puede ser justificado por la estructura especial

que tienen los residuos de trigo respecto a las conexiones existentes entre lignina y arabinoxilanos

(hemicelulosas). Se debe recordar que en el Capítulo I sección 2.2.1.3 se mencionó que los residuos de

trigo pueden presentar niveles de hasta un 50 % de arabinoxilanos unidos directamente por un enlace tipo

éter, de susceptibilidad ácida, a la matriz de lignina sin intermediarios lignanos (enlaces tipo éster de

susceptibilidad básica, [8]). Este aspecto es importantísimo para explicar los mayores niveles de azúcares

registrados para residuos de trigo en la etapa de hidrólisis ácida, debido a que este tipo de enlace de

susceptibilidad ácida permitiría la liberación inmediata de los azúcares en estas condiciones.

Otro aspecto que podría explicar las diferencias registradas entre maíz y trigo es la cristalinidad

del material. Si bien este parámetro no fue medido, como observación cualitativa se debe decir que los

residuos de maíz están compuestos por partículas más densas que las de trigo, a la vez que las primeras

tienen forma más homogénea, tal como se aprecia en la Figura III-7. Así, la superficie de ataque del ácido

56

en los residuos de maíz es menor que para los de trigo, lo que puede influir en los índices de azúcares

liberados en esta etapa.

En relación al tiempo de pretratamiento, se observa un aumento continuo en los niveles de

azúcares reductores liberados entre 0,50 y 1,00 % de ácido, tanto para 30 como para 60 min (ver Tabla

III-8). En contraste con los residuos de maíz, los residuos de trigo parecen hidrolizar más material con el

transcurso del tiempo y no llegar a un nivel de estancamiento en la liberación de azúcares que pudiera

hacer pensar en la generación de furanos por descomposición de azúcares, aunque ni HMF ni furfural

fueron analizados para confirmar esta teoría. Así, sería recomendable realizar la medición de estos

compuestos posterior al pretratamiento mediante cromatografía HPLC.

Al igual que para los residuos de maíz, para un pretratamiento en específico se midió la cantidad

de xilosa y glucosa liberados tanto en el pretratamiento de ácido diluido como en la hidrólisis enzimática.

Para el material pretratado con ácido a concentración 1,00 % v/v, 121 °C y 60 minutos se obtuvo en total

212 ± 16 [mg AzRed/g MS] de xilosa, mientras que de glucosa se obtuvo 251 ± 6 [mg AzRed/g MS], tal

como se aprecia en la Tabla III-10. Esto es coherente con la literatura, y similar a lo ocurrido con los

residuos de maíz, donde la mayor cantidad de xilosa (78 % del total de xilosa liberada) se obtiene en el

pretratamiento de ácido diluido, debido a la hidrólisis de arabinoxilanos, mientras que la mayor cantidad

de glucosa (80 % del total de glucosa liberada) se obtiene en la sacarificación enzimática.

En total se liberaron 463 ± 10 [mg Az/g MS] entre glucosa y xilosa, mientras que con DNS se

midieron 407 ± 44 [mg/g MS] de azúcares reductores totales. Este valor es inferior en un 8 % al registrado

con los kit, sin contar la presencia de otros monosacáridos. Esta diferencia es más grande que para los

residuos de maíz, y se escapa de los rangos de dispersión (varianza) obtenidos. No obstante, esto es

concordante con las diferencias observadas en los azúcares medidos por las distintas metodologías en el

experimento de validación. Una justificación a la diferencia de valores es que la técnica de DNS mide

Maíz Trigo

Figura III-7: Residuos de maíz y trigo

57

extremos reductores, sean estos o no azúcares monoméricos. Así, el kit está midiendo la cantidad total de

glucosa y xilosa, pero no otros extremos reductores presentes que la técnica de DNS si cuantifica.


enzimática para residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico 1,00 % v/v por 60 min

Etapa Azúcar [mg/g de material seco]

Rendimiento por etapa Xil + Glu, % xilosa glucosa Xil + Glu Azúcares

reductores Pretratamiento ácido 166 ± 5 49 ± 27 215 ± 22 224 ± 19 33

Hidrólisis enzimática 46 ± 13 201 ± 21 247 ± 29 183 ± 28 38

Total hidrolizado 212 ± 16 251 ± 6 463 ± 10 407 ± 44 71

Tabla III-11: Niveles de lignina solubilizada en pretratamiento ácido para residuos de trigo

La lignina solubilizada en este pretratamiento alcanza su mayor concentración con ácido al 1,00 %

por 60 min, alcanzando los 27,6 ± 0,6 [mg/g de material seco], los cuales representan un 22 % de la

lignina presente en el material (ver Tabla III-11). Este valor es mayor respecto al obtenido en residuos de

maíz, lo que reflejaría un mejor nivel de hidrólisis de los residuos de trigo en estas condiciones, toda vez

que se logra solubilizar más lignina y se obtienen mayores niveles de azúcares. También es clara la

diferencia existente entre el tiempo de hidrólisis, donde para 60 min existe en promedio una liberación de

lignina un 50 % que respecto a 30 min.

La literatura existente muestra azúcares liberados del orden de 485 ± 22 [mg AzRed/g MS], para

un pretratamiento con ácido diluido al 0,75 % v/v por 60 min a 121 °C de residuos de trigo, [11]. Este

valor, es acorde con los 463 ± 10 [mg AzRed/g MS] de azúcares (xilosa y glucosa) obtenidos en este

experimento. No obstante, se debe considerar la granulometría utilizada en el experimento de Saha [11], la

cual fue de -16 mallas (menor a 1,45 mm), inferior a los -5/16 in + 8 mallas (2,38 – 8,0 mm) utilizados en

este experimento. Una menor granulometría implica una mayor superficie específica, y con ello mayores

índices de hidrólisis del material en el pretratamiento y su posterior sacarificación. La cantidad de

Ácido, % v/v

Tiempo [min]

Lignina ácida soluble [mg/g de material seco]

Rendimiento de lignina %, (respecto al teórico)

0,50 30 15,2 ± 1,7 12,2

60 22,6 ± 0,8 18,1

0,75 30 16,9 ± 1,9 13,5

60 25,4 ± 0,6 12,3

1,00 30 19,3 ± 0,6 15,4

60 27,6 ± 0,6 22,1

58

azúcares disponibles en ambos materiales son distintas, debido a que en el experimento de Saha [11]

existen 762 ± 0,42, mientras que para este trabajo de tienen 648 ± 8,5 [mg AzRed/g MS]), lo que refleja

diferencias estructurales internas en el material, por lo que no se puede inferir que la granulometría no

afecta en la hidrólisis de este tipo de material.

Comparando con un pretratamiento de explosión a vapor [77], el rendimiento de azúcares fue de

prácticamente 100 %, con 527 [mg AzRed/g MS] para residuos de trigo pretratados con 190 °C y 10 min,

y granulometría similar a la utilizada en este trabajo. Así, para este pretratamiento existe un mayor nivel

de hidrólisis de hemicelulosas y un mayor acceso de la celulosa al ataque enzimático, debido al gran

fraccionamiento que sufre el material por la exposición a elevadas temperaturas y presiones.

4.3. EFECTO DE LA ADICIÓN DE UN PRETRATAMIENTO ALCALINO SEGUIDO A

UNO CON ÁCIDO DILUIDO EN LA SACARIFICACIÓN DE AMBOS RESIDUOS

Se estudió el efecto de la adición de un pretratamiento básico seguido a uno con ácido diluido, con

el objetivo de observar si la supuesta remoción de lignina y de hemicelulosas del material afecta la

digestibilidad enzimática del material pretratado. Previamente, Mussato y colaboradores [48] investigaron

la remoción de lignina y hemicelulosa con un pretratamiento básico adicional, obteniendo finalmente un

material sólido con un contenido de celulosa del orden de un 93 %. Como ya anteriormente se señaló, la

presencia de lignina en la sacarificación induce la inactivación de las enzimas celulolíticas, por adición de

las mismas a la matriz de lignina, perdiendo actividad y obteniendo un menor índice de azúcares

liberados. En la Tabla III-12 se muestran los índices de lignina y hemicelulosa hidrolizados para un

pretratamiento básico con hidróxido de sodio (NaOH) a 2,0 % p/v, a 121 °C por 60 minutos.

Tabla III-12: Niveles de lignina y azúcares reductores solubilizados en pretratamiento básico con NaOH 2,0 % p/v, a 121 °C por 60 min

Residuos

Pretratamiento ácido Pretratamiento básico

Ácido, % v/v

Tiempo [min]

Temp [ °C]

NaOH % p/v

Tiempo [min]

Temp [ °C]

Lignina [mg/g MS]

Azúcares reductores [mg/g MS]

Maíz 1,00 60 121 2,00 60 121 219 ± 15 4,7 ± 2,8

Trigo 1,00 30 121 2,00 60 121 185 ± 8 4,6 ± 0,6

Los resultados de la Tabla III-12 muestran un alto índice de solubilización de lignina, sin una

pérdida importante de azúcares reductores, los cuales en masa no superan el 0,5 % del total de azúcares

presentes en el material. La lignina solubilizada muestra valores marcadamente superiores respecto a los

59

obtenidos con la hidrólisis ácida, lo que sugiere que la digestibilidad del material podría ser superior

posterior a este segundo pretratamiento. La cantidad de lignina solubilizada corresponde a un 185 % y 148

% de la lignina presente para residuos de maíz y trigo, respectivamente. Estos valores superiores al 100 %

no son inesperados entendiendo la naturaleza de la metodología utilizada, debido a que la lignina soluble

fue medida en la relación a la absorbancia registrada a 205 nm, longitud de onda a la cual otros

componentes del hidrolizado (azúcares o furfurales) también absorben, por lo que interfieren en la

medición global [68]. Así, para obtener resultados más confiables es conveniente realizar la medición de

lignina soluble mediante cromatografía HPLC, de forma de poder cuantificar cada uno de los compuestos

presentes en el hidrolizado.

Esta extracción casi total de lignina está acorde con los resultados obtenidos por Mussato y

colaboradores, [48], donde la cantidad de lignina solubilizada en esta etapa alcanza el 93,9 %, y del 94,7

% sumadas hidrólisis ácida y alcalina (ver Tabla I-5). Como resultado cualitativo se debe decir que el

color del material hidrolizado posterior a la hidrólisis alcalina es blanco, lo que manifiesta la mayor

presencia másica de celulosa en el material frente a la lignina remanente en el mismo. Con el objetivo de

confirmar estos resultados es necesario realizar experimentos de espectroscopia de masa, para así

determinar la composición química estructural de celulosa, hemicelulosa y lignina en el material

transcurridos los pretratamientos practicados.

Respecto a los azúcares liberados, se puede decir que estos no superan el 0,5 % como

anteriormente se señaló, resultados acorde con los de Mussato y colaboradores [48], donde se obtuvieron

pérdidas no superiores al 2,0 % en masa.

Para los residuos de trigo, se aprecia que el pretratamiento adicional no favorece la obtención de

mayor cantidad de xilosa en el proceso global. Comparando la cantidad de xilosa obtenida en la hidrólisis

enzimática, es claro el menor nivel de xilosa hidrolizada cuando se adiciona un pretratamiento básico, (ver

Tabla III-13). Una explicación a ello es que en la etapa de pretratamiento básico la xilosa pudo ser

hidrolizada, pero las condiciones de temperatura llevaron rápidamente a la formación de compuestos

furanos. Esto podría ser apoyado por la “mayor cantidad de lignina” encontrada en el hidrolizado, lo que

podría ser explicado por la absorción a 205 nm de compuestos furfurales, [68].

60

Tabla III-13: Niveles de glucosa y xilosa liberados en las distintas etapas de la hidrólisis de material lignocelulósico.

Etapas Residuos de trigo Residuos de maíz

Xilosa Glucosa Xil + Glu Xilosa Glucosa Xil + Glu

Pretratamiento ácido 166 ± 5 49 ± 27 215 ± 22 104 ± 16 42 ± 23 147 ± 18

Hidrólisis enzimática 46 ± 13 201 ± 21 247 ± 29 32 ± 13 143 ± 10 175 ± 23

Total hidrolizado 212 ± 16 251 ± 6 463 ± 10 136 ± 21 186 ± 16 322 ± 5

Etapas Pretratamiento básico adicional

Residuos de trigo Residuos de maíz

Pretratamiento ácido 166 ± 5 49 ± 27 215 ± 22 104 ± 16 42 ± 23 147 ± 18

Hidrólisis enzimática 8 ± 1 211 ± 13 219 ± 12 11 ± 2 206 ± 10 217 ± 7

Total hidrolizado 174 ± 6 260 ± 25 434 ± 13 115 ± 14 248 ± 20 354 ± 10

Para los residuos de maíz, en cambio, se aprecia una mejora importante en los niveles de glucosa

liberados, siendo un 44 % superior respecto a material solamente tratado con ácido (ver Tabla III-13). Esto

sustenta el argumento de que con este pretratamiento existe una mejor depolimerización de la celulosa en

la etapa enzimática, debido a la menor presencia de lignina en el material. Respecto a la hidrólisis de

xilosa, se aprecia que la cantidad liberada también manifiesta un retroceso, al igual como se obtuvo para

los residuos de trigo, sin embargo, esta diferencia está dentro de los rangos de error calculados en ambos

análisis.

La cantidad de glucosa y xilosa liberada en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo y maíz,

previamente tratados con ácido sulfúrico y luego con hidróxido de sodio, son muy similares, pudiéndose

decir que son estadísticamente iguales pues están dentro de los rangos de error (ver Tabla III-13). Así,

ambos pretratamientos modifican de tal forma el material, retirando gran cantidad de las hemicelulosas y

la lignina presentes, que lo único que debiera quedar es una masa de celulosa, justificado por el color

blanco de la masa resultante como se señaló anteriormente. De su hidrólisis por lo tanto, es perfectamente

posible esperar que para residuos agrícolas con similares cantidades de celulosa después de esta clase de

pretratamiento las cantidades de glucosa y xilosa sean relativamente iguales en su sacarificación.

Volviendo a la cantidad de lignina solubilizada, se aprecia que en el licor del pretratamiento ácido

existiría una gran cantidad de lignina solulibilizada (ácido ferúlico, ácido p-cumárico, vanilina) y la

posible existencia de compuestos furfurales, tales como hidroximetilfurfural o furfural debido a la

descomposición de azúcares [8],[33]. Si bien el gasto energético para la obtención de azúcares es superior

al del pretratamiento ácido, debido a la adición de una etapa de pretratamiento a condiciones de energía

similares, la solubilización de lignina en esta etapa sugiere que este licor podría seguir siendo procesado,

en búsqueda de separar estos ácidos y obtenerlos como subproductos del proceso, siendo así este mayor

61

requerimiento energético subsanado por este hecho, por lo que sería recomendable realizar estudios de

factibilidad técnico económica para evaluar esta posibilidad. Tal como se señaló en el Capítulo I sección

2.7, referente a biorefinerías, la solubilización de lignina es posible realizarla mediante tratamiento

químicos, como el que se practicó en este estudio. No obstante, consideraciones de tipo ambiental llevan a

que este tipo de pretratamiento no sea del todo practicado, debido a que requieren neutralización de aguas

para que puedan ser descartadas en el proceso. Un diagrama de las distintas potencialidades de los

pretratamientos practicados es el que se muestra a continuación:

Figura III-8: Diagrama de una biorefinería de residuos agrícolas con pretratamiento ácido y alcalino (azul: corrientes líquidas, rojo: material sólido, negro: mezcla de material sólido y líquido)

4.4. CINÉTICA DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE RESIDUOS PRETR ATADOS CON

ÁCIDO DILUIDO

Se estudió la cinética de sacarificación enzimática de residuos agrícolas pretratados tanto con

ácido sulfúrico diluido, así como de material pretratado con una hidrólisis alcalina de forma adicional, con

el objetivo de analizar la liberación de azúcares reductores en el tiempo y así observar si tanto la

concentración, como el tiempo de pretratamientos influyen en la reacción enzimática.

62

Así, se evaluaron distintas curvas que se ajustaron a los datos experimentales, utilizando el

software CurveExpert 1.3, obteniéndose que la Ecuación 4 fue la que mejor se ajustó a los datos

experimentales para todas las experiencias realizadas.

[ ] [ ] { }( )tkredAzredAz máx ⋅−−⋅= exp1

Ecuación 4: Modelo exponencial de sacarificación enzimática

La Ecuación 4 viene de integrar la Ecuación 5, utilizando como condición inicial que en t = 0 no

existen azúcares liberados. En ella, [Az red] representa la cantidad de azúcares reductores liberados ([mg

Az red/g MS]), donde [Az red]máx representa la cantidad de azúcares reductores máximos posibles a

liberar, y que es característico de cada pretratamiento realizado. La constante k ([h-1]) es un parámetro

cinético, y que explica la velocidad o tasa a la que se van liberando azúcares en la reacción.

[ ] [ ] [ ]( )redAzredAzk

dt

redAzdmáx −⋅=

Ecuación 5: Modelo diferencial de sacarificación enzimática

4.4.1. Residuos de maíz

La Figura III-9 muestra los azúcares reductores, medidos con DNS, de la hidrólisis enzimática de

residuos pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 30 min a 121 °C. De forma

adicional, se muestra la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido al 1,00 % v/v, 121

°C por 30 min, y posteriormente tratados con hidróxido de sodio 2,00 % p/p. Las curvas fueron ajustadas

al modelo exponencial de la Ecuación 4, obteniéndose correlaciones superiores a 0,97 (ver Tabla III-14).

Figura III-9: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 30 min a 121 °C, y otro con pretratamiento alcalino

0

50

100

150

200

250

0 12 24 36 48 60 72 84 96

Azú

care

s re

du

cto

res

[mg

/g d

e

ma

teri

al

seco

]

Tiempo hidrólisis enzimática [h]

0,50 %

0,75 %

1,00 %

ácido 1,00 % v/v + NaOH 2,0 % p/v

63

La Figura III-9 muestra que, tal como se señaló anteriormente, no existen grandes diferencias

entre los pretratamientos con ácido a 0,75 y 1,00 % v/v. La cinética de reacción es lenta, y recién a las 72

horas los azúcares liberados comienzan a estabilizarse. No obstante, el pretratamiento adicional con

hidróxido de sodio al 2,0 % p/v acelera, de forma importante, la liberación de azúcares reductores,

alcanzando su mayor valor a las 12 horas de hidrólisis. Esto induce una reducción del tiempo en 60 horas

en la hidrólisis enzimática, junto con una mayor cantidad de azúcares liberados, del orden de un 30 %

superior.

Tabla III-14: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico y base diluida

Pretratamiento ácido Pretrat alcalino

Parámetros cinéticos Coeficiente

r 2 Ácido [ %, v/v]

Tiempo [min]

[Az red]máx [mg/g DS]

k [1/h]

0,50 30 129 0,040 0,973

0,75 30 163 0,034 0,984

1,00 30 158 0,031 0,983

0,50 60 154 0,029 0,997

0,75 60 171 0,032 0,995

1,00 60 163 0,031 0,992

1,00 30 X 202 0,301 0,996

A nivel de aceleración de la reacción, no existe una mejora atribuible a la concentración de ácido o

bien al tiempo de pretratamiento (ver Anexo M). Para 60 min existe una mejora en la hidrólisis de

azúcares con 0,75 % v/v de ácido, sin embargo, este mayor valor se puede deber a la mayor disposición de

azúcares en este material, debido a que en el pretratamiento, por ejemplo, para 1,00 % v/v se extrajo una

mayor cantidad de azúcares.

La aceleración de la hidrólisis enzimática con un pretratamiento básico adicional se explica por la

lignina solubilizada en este último pretratamiento. Así, la cantidad de enzimas por unidad de masa es

superior para este pretratamiento, pudiendo éstas atacar directamente a la celulosa y hemicelulosa

remanente, sin perder actividad por blindaje de las enzimas celulolíticas a la lignina, cosa que debe ocurrir

con el material pretratado sólo con ácido sulfúrico diluido, repercutiendo en un bajo rendimiento y en

alcanzar los mayores niveles de azúcares en tiempos más prolongados.

El coeficiente k representa la tasa de liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática,

siendo claramente dependiente de la actividad enzimática suministrada (mantenida invariante para todos

los pretratamiento aplicados igual a 65 [FPU/g de celulosa] de celulasa y 97 [CBU/g de celulosa] de

64

celobiasa), y del pretratamiento aplicado al material. Sin importar la concentración del ácido en el

pretratamiento, ni del tiempo del mismo, la tasa de rendimiento k se mantiene relativamente constante, no

así la cantidad de azúcares máxima liberada ([Az red]máx), la cual tiene algunas diferencias, que se deben

al efecto del pretratamiento. Analizando la adición de pretratamiento básico, k cambia notablemente (un

orden de magnitud), mostrando una clara aceleración de la sacarificación del material pretratado, debido a

la mayor disponibilidad de celulosa para el ataque enzimático.

Respecto al coeficiente [Az red]máx se calculó su dependencia en relación a la concentración de

ácido sulfúrico en el pretratamiento, debido a las diferencias manifiestas que se aprecian en la Tabla

III-14. Así, se ajustaron distintos modelos con el software CurveExpert 1.3, donde el mejor modelo que se

ajustó a este coeficiente uno del tipo polinómico de segundo grado. De esta forma, la expresión cinética

que modela la sacarificación enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido diluido por 30 o 60 min

son las siguientes:

• Hidrólisis ácida, 30 min, rango de ácido 0,50 – 1,00 % v/v:

[ ] [ ] [ ]( ) { }( )tSOHSOHredAz ⋅−−⋅⋅−⋅+−= 033,0exp131252656 24242

Ecuación 6: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 30 min (carga

enzimática celulasa: 65 FPU/g de celulosa y celobiasa: 97 CBU/g de celulosa)

• Hidrólisis ácida, 60 min, rango de ácido 0,50 – 1,00 % v/v:

[ ] [ ] [ ]( ) { }( )tSOHSOHredAz ⋅−−⋅⋅−⋅+= 033,0exp120031845 24242

Ecuación 7: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 60 min (carga


Donde t representa el tiempo en horas transcurrido de la hidrólisis enzimática y [H2SO4] es la

concentración del ácido sulfúrico suministrada en el pretratamiento, en % v/v.

En las expresiones cinéticas antes mencionadas el parámetro k se mantuvo constante, igual a

0,033 ± 0,004 [h-1]. En la siguiente figura se muestran la superficie que alcanzan los niveles de azúcares

reductores hidrolizados en la hidrólisis enzimática de estos residuos pretratados, graficados con la

herramienta Maple 7.

65

Figura III-10: Niveles de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico 0,50 – 1,00 % v/v, para 30 y 60 min según modelo planteado

De la Figura III-10 se aprecia que en la superficie de trabajo existen máximos locales, que bajo el

modelo ajustado, representan valores máximos de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática

de residuos de maíz pretratados con ácido diluido en las condiciones llevadas a cabo experimentalmente

(ácido sulfúrico 0,50 – 1,00 % v/v, 121 °C, por 30 y 60 min). Así, con la herramienta Solver de Microsoft

Office Excel 2007 de las Ecuación 6 y Ecuación 7 es posible encontrar dichos máximos, los cuales se

muestran en la Tabla III-15. Las diferencias entre ambos tiempos se observan a concentraciones cercanas a

0,5 % v/v de ácido, siendo similares en el resto del campo estudiado (ver Figura III-10).

El modelo muestra diferencias mínimas a nivel de azúcares reductores liberados en la hidrólisis

enzimática (3 %) de residuos de maíz pretratado con ácido diluido por 30 ó 60 min a 121 °C, siendo esta

cantidad de ácido similar para ambos tiempos (0,80 y 0,84 % v/v, ver Tabla III-15).

Tabla III-15: Condiciones de pretratamiento ácido diluido que permiten maximizar la cantidad de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz, según modelo planteado

Condiciones pretratamiento ácido diluido Hidrólisis enzimática

Tiempo [min] Ácido

sulfúrico, % v/v

Temperatura [ °C]

Tiempo [h]

Azúcares reductores liberados [mg/g MS]

30 0,84 121 72 150 60 0,80 121 72 155

66

4.4.2. Residuos de trigo

La Figura III-11 muestra los azúcares reductores, medidos con DNS, de la hidrólisis enzimática de

residuos pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 60 min a 121 °C. De forma

adicional, se muestra la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido al 1,00 % v/v, 121

°C por 60 min, y posteriormente tratados con hidróxido de sodio 2,00 % p/p. Las curvas fueron ajustadas

al modelo exponencial de la Ecuación 4, obteniéndose correlaciones superiores a 0,99 (ver Tabla III-16).

Figura III-11: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 60 min a 121 °C, y otro con pretratamiento alcalino

Observando la figura anterior se aprecia que, al igual que para los residuos de maíz, no existen

grandes diferencias entre los pretratamientos con ácido a 0,75 y 1,00 % v/v. La cinética de reacción es

lenta, y recién a las 72 horas los azúcares liberados comienzan a estabilizarse. Así, de forma similar, el

pretratamiento adicional con hidróxido de sodio al 2,0 % p/v acelera, de forma importante, la cantidad de

azúcares reductores liberados, alcanzando su mayor valor a las 12 horas de hidrólisis (60 horas antes que

sólo con pretratamiento ácido), no obstante, no mejora la cantidad total de azúcares a liberar.

0

50

100

150

200

250

300

0 20 40 60 80 100

Azú

care

s re

uct

ore

s [m

g/g

de

ma

teri

al

seco

]


0,50 %

0,75 %

1,00 %

ácido 1,00 % v/v + NaOH 2,0 % p/v

67

Tabla III-16: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico y base diluida

Pretratamiento ácido Pretrat alcalino

Parámetros cinéticos Coeficiente r 2 Ácido %, v/v Tiempo[min] [Az red]máx [mg/g MS] k [1/h]

0,50 30

167 0,031 0,992

0,75 30

182 0,030 0,990

1,00 30

216 0,027 0,993

0,50 60

189 0,032 0,995

0,75 60

212 0,032 0,988

1,00 60

214 0,032 0,996

1,00 60 X 204 0,308 0,991

En anexo (ver Anexo M) se puede apreciar la cinética de sacarificación de residuos de trigo

pretratados con ácido diluido por 30 min, los cuales si bien tienen un comportamiento similar que los

residuos pretratados por 60 min, se aprecia que para este menor tiempo existen diferencias más grandes

entre 0,75 y 1,00 % v/v de ácido (del orden de un 20 %).

Respecto a los parámetros cinéticos, el comportamiento es similar a los residuos de trigo. La

constante cinética k se mantiene constante para todos los pretratamientos ácidos, y cambia en un orden de

magnitud cuando se agrega un pretratamiento básico. Todo esto justificado por la gran solubilización de

lignina en el pretratamiento básico, lo que permite que las enzimas ataquen a una celulosa más libre. El

parámetro [Az red]máx tiene diferencias atribuibles a la concentración de ácido, cuya dependencia es

calculada de la misma forma que para los residuos de maíz, teniendo como ajuste un polinomio cuadrático

como el de mejor comportamiento.

En dichas expresiones cinéticas (Ecuación 8 y Ecuación 9) el parámetro k se mantuvo constante,

igual a 0,031 ± 0,002 [h-1], lo que representa un error del 6 %. En la Figura III-12 se muestra el gráfico de

niveles de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de estos residuos pretratados, en

función de la concentración de ácido en el pretratamiento y el tiempo de hidrólisis enzimática, gracias al

software Maple 7.

• Hidrólisis ácida, 30 min, 0,50 – 1,00 % v/v:

[ ] [ ] [ ]( ) { }( )tSOHSOHredAz ⋅−−⋅⋅+⋅+−= 031,0exp1152130194 24242

Ecuación 8: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 30 min (carga


68

• Hidrólisis ácida, 60 min, 0,50 – 1,00 % v/v:


Ecuación 9: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido diluido (0,50 – 1,00 % v/v) a 121 °C por 60 min (carga


Figura III-12: Niveles de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico 0,50 – 1,00 % v/v, para 30 y 60 min según modelo planteado

La Figura III-12 muestra la superficie que dibujan los niveles de azúcares reductores liberados en

la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido diluido, en función de la concentración

de ácido en el pretratamiento y del tiempo de la hidrólisis enzimática. Se debe destacar que para un

pretratamiento ácido de 30 min, en el rango de las 70 horas de hidrólisis enzimática, se observa que la

superficie es convexa, a diferencia de todas las otras que son cóncavas, encontrando un máximo dentro del

campo estudiado, y no en los bordes del mismo. Esto puede deberse a que si se hubiese investigado alguna

concentración de ácido más elevada (por ejemplo 1,25 % v/v), probablemente se hubiese encontrado una

merma en la cantidad de azúcares liberados, fruto de la mayor hidrólisis de hemicelulosas en el

pretratamiento (menor disposición de azúcares para sacarificar).

De la misma forma que para residuos de maíz, se determinó la existencia de valores máximos en

la liberación de azúcares reductores en la sacarificación, los cuales se aprecian en la Tabla III-17. Así, se

observa que nuevamente, al igual que para residuos de maíz, la diferencia entre ambos pretratamientos es

69

mínima a nivel de la máxima cantidad de azúcares reductores hidrolizables, sin embargo, para 60 min se

puede utilizar un 10 % menos de ácido sulfúrico, aunque el gasto en energía es más importante. Es

importante repetir que el que ambos pretratamientos permitan liberar la misma cantidad de azúcares

reductores en la sacarificación, no indica que en el proceso global esto tenga el mismo comportamiento.

La liberación de azúcares en el pretratamiento permite establecer diferencias significativas entre ambas

alternativas (ver Tabla III-9), siempre y cuando el objetivo sea liberar más azúcares en el proceso global,

con vías a fermentarlos a etanol. Por el contrario, si el objetivo del pretratamiento es liberar la celulosa del

encapsulamiento de la lignina y los azúcares liberados son utilizados para la generación de furfural, como

se aprecia en el diagrama de la Figura III-8, con la sola utilización de los azúcares provenientes de la

sacarificación para fermentar etanol, la elección de cuál pretratamiento elegir con el objetivo de la

producción de este biocombustible, de acuerdo a este resultado podría ser distinta.

Tabla III-17: Condiciones de pretratamiento ácido diluido que permiten maximizar la cantidad de azúcares reductores liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo, según modelo planteado

Condiciones pretratamiento ácido diluido Hidrólisis enzimática

Tiempo [min] Ácido

sulfúrico, % v/v

Temperatura [ °C]

Tiempo [h]

Azúcares reductores liberados [mg/g MS]

30 1,00 121 72 192 60 0,90 121 72 191

5. PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓNICOS

Tanto los residuos de maíz como los de trigo fueron dispuestos en un pretratamiento con líquidos

iónicos, a objeto de investigar la capacidad de estos solventes de romper la matriz de lignina y dejar a la

celulosa más accesible al ataque enzimático. Para ello se estudió fundamentalmente el solvente cloruro de

etilmetilimidazolio [EMIM+][Cl -], a distintos tiempos (30 y 60 min) y con distintas temperaturas (80, 121

y 150 °C). También se estudió el efecto de hidróxido de tricaprilmetilamonio [Aliquat+][OH-].

70

5.1. EFECTO DE LA TEMPERATURA DEL PRETRATAMIENTO EN LA

SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL

Para residuos de maíz y trigo se realizaron tratamientos con líquidos iónicos a distintas

temperaturas. Las Figuras III-13 y III-14 muestran las cantidades de azúcares liberados en la

sacarificación enzimática de material pretratado con [EMIM+][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min. En

ellas se aprecia que, tanto para residuos de maíz como para residuos de trigo, la temperatura tiene un

efecto importante, siendo posible liberar más azúcares en la H.E. que para material sin pretratar. Para 80

°C la diferencia respecto al control (sin pretratamiento, s/p) no existen diferencias significativas para

ambos materiales (ver Tabla III-18), debido a que recién a esta temperatura el [EMIM+][Cl -] está en

estado líquido. Para 121 °C se observa un leve aumento en los niveles de accesibilidad del material al

ataque enzimático, sin embargo, existen diferencias significativas respecto a material s/p y a 80 °C. A 150

°C se observa que el aumento en el nivel de azúcares liberados en la hidrólisis enzimática es importante,

liberándose para maíz 395 ± 7 [mg AzRed/g MS], mientras que para trigo se liberaron 351 ± 5 [mg

AzRed/g MS], representando los primeros un 55 % del total de azúcares disponibles y un 54 % los

segundos.

Figura III-13: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con

[EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min, determinados con GC (s/p: sin pretratamiento,

total: suma de todos los monosacáridos analizados)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

s/p 80°C 121°C 150°C

Azú

care

s li

be

rad

os

[mg

/g d

e m

ate

ria

l se

co]

Azúcar y temperatura de pretratamiento

71


[EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min, determinados con GC (s/p: sin pretratamiento,

total: suma de todos los monosacáridos analizados)

Este resultado es consistente con la literatura [25], donde el pretratamiento de residuos trigo con

[EMIM +][DEtPO4-] muestra rendimientos por encima del 50 % (ver Tabla I-7), sin embargo, la

granulometría utilizada es menor que las de este trabajo (grado polvo v/s 2,30 – 8,00 [mm]). Para residuos

de maíz la situación es distinta, y los niveles de hidrólisis de azúcares en la sacarificación enzimática

alcanzan valores superiores al 80 % con [BMIM+][Cl -] como solvente (ver Tabla I-6), utilizando

granulometrías diferentes a las de este trabajo (0,25 – 0,82[mm] v/s 2,30 – 8,00 [mm]).

Tabla III-18: Resultado estudio estadístico de azúcares totales liberados en la sacarificación de

residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a distintas temperaturas por 60 min

Temperatura [ °C]

Temperatura

[ °C] s/p 80 121 150

s/p

80 no dif signif

121 dif signif dif signif

150 dif signif dif signif dif signif

0

50

100

150

200

250

300

350

400

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

s/p 80°C 121°C 150°C

Azú

care

s li

be

rad

os

[mg

/g d

e m

ate

ria

l se

co]

Azúcar y temperatura de pretratamiento

72

Los rendimientos de azúcares obtenidos para ambos materiales son similares (55 y 54 % de

eficiencia para residuos de maíz y trigo), lo que sugiere que la disposición interna de los

macrocomponentes dentro de los residuos no induce a un comportamiento distinto del pretratamiento a

nivel de eficiencia de la hidrólisis enzimática del material. Esto marca una diferencia importante respecto

al pretratamiento ácido practicado, donde se encontraron diferencias importantes (44 y 63 % de eficiencia

para residuos de maíz y trigo) en las cantidades de azúcares liberados en la etapa enzimática, que como ya

se ha dicho anteriormente podría deberse a los enlaces de unión entre lignina y hemicelulosa.

Tabla III-19: Niveles de glucosa y xilosa liberados en las distintas etapas del pretratamiento de

residuos agrícolas con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60 min

Etapas Residuos de trigo Residuos de maíz

Xilosa Glucosa Xil + Glu Ren, % Xilosa Glucosa Xil + glu Ren,

% Pretrat LI 12

10 ± 4 66 ± 2413 76 ± 20 11 11 ± 2 7 ± 5 18 ± 5 3

H.E. 104 ± 1 239 ± 2 343 ± 2 53 114 ± 2 272 ± 3 386 ± 4 54 Total liberado

114 ± 3 305 ± 8 419 ± 10 64 125 ± 2 279 ± 6 404 ± 5 57

La Tabla III-19 muestra las cantidades de azúcares liberados en las distintas etapas del

pretratamiento del material. Como se puede apreciar, en la etapa de líquidos iónicos se logra liberar cierta

cantidad de azúcares, siendo más importante la liberación de glucosa en residuos de trigo 66 ± 24 [mg/g

MS]. Este resultado sugiere que la matriz de lignina puede haber sufrido un nivel de disrupción

importante, debido a que se obtuvo glucosa fruto de la hidrólisis del material. No obstante, no es posible

inferir que esta glucosa provenga de la hidrólisis de celulosa, porque perfectamente puede ser de

compuestos glucanos presentes en la hemicelulosa de los residuos de trigo. De todas maneras, estos

últimos tienen un mayor nivel de hidrólisis que los residuos de maíz en esta etapa, lo que demuestra que

este material es más fácilmente hidrolizable que los residuos de maíz debido probablemente a la

disposición interna de los macrocomponentes en la pared celular. Así, para residuos de trigo en la

hidrólisis enzimática de material pretratado por 60 min a 150 °C fue posible encontrar ácido glucorónico

(5,1 ± 0,6 [mg/g MS], ver Anexo N), el cual es un componente que está asociado a la lignina mediante

enlaces de tipo éster [8].

12 Los azúcares para los líquidos iónicos fueron medidos con kit comerciales de glucosa y xilosa, mientras que para los obtenidos en la hidrólisis enzimática fueron medidos en un cromatógrafo de gases. Para los líquidos iónicos hubo un período de 7 días en que las muestras no estuvieron bajo refrigeración. 13 El valor fue transformado desde su valor determinado por el kit a unidades de medición de GC mediante la relación de la (Ecuación 2). Medición con kit: 55 ± 20 mg de glucosa/por gramo de material seco.

73

Se debe recordar que el resultado anterior fue similar al obtenido para el pretratamiento ácido,

donde una mayor cantidad de azúcares pudo ser hidrolizada en los residuos de trigo (considerando que

maíz tiene una mayor disponibilidad de azúcares), siendo esto explicado por el enlace éter de

susceptibilidad ácida, que une la matriz de lignina con la hemicelulosa, pudiendo ser atacado por el anión

cloruro. La no existencia de esta configuración en los residuos de maíz, debido a la presencia de ácido

ferúlico como intermediario en la conexión entre lignina y azúcar, explicaría el bajo nivel de azúcares

obtenidos en esta etapa.

Sumados ambos pretratamientos se observa que el rendimiento global de glucosa y xilosa, de

acuerdo a los azúcares totales disponibles en cada uno de los materiales es de 64 % para residuos de trigo

y de 57 % para residuos de maíz. Así, a nivel global, se puede decir que este pretratamiento no muestra

diferencias importantes entre ambos materiales.

Comparados con el pretratamiento ácido, este pretratamiento tiene menores índices de azúcares

(xilosa y glucosa) para trigo, debido a que con este último el pretratamiento ácido logra niveles de

rendimiento del orden de 71 %14. Para residuos de maíz en cambio, el rendimiento con pretratamiento

ácido es de un 44 %, menor que el 57 % que se alcanza con líquidos iónicos. Así, las diferencias en trigo

radican principalmente en la capacidad del ácido de hidrolizar la hemicelulosa para la liberación de

xilosas, cosa que el pretratamiento con líquidos iónicos no es capaz de lograr. No obstante, se debe haber

producido con el pretratamiento con líquidos iónicos un considerable nivel de disrupción de lignina, para

que las enzimas sean capaces de liberar tal cantidad de azúcares sólo en esta etapa. Esta explicación es la

que justificaría los mejores niveles de azúcares obtenidos para residuos de maíz, con un pretratamiento de

líquidos iónicos. El material sería altamente susceptible a este líquido iónico, permitiendo liberar una gran

cantidad de azúcares en la etapa de sacarificación, que en su conjunto, es superior a la obtenida en el

proceso global de pretratamiento con ácido diluido.

Otro resultado importante es la ausencia de compuestos furfurales en el licor de sacarificación,

tanto para residuos de trigo como para residuos de maíz pretratados con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60

min. El análisis fue realizado por la técnica MEFS (MicroExtracción en Fase Sólida, SPME por sus siglas

en inglés) para compuestos volátiles, encontrándose ácido acético y acetona en los licores, provenientes

probablemente de la descomposición de hemicelulosas (ver Anexo Ñ).

14 Según transformación mediante Ecuación 2. Según kit comerciales el rendimiento es de un 61 %.

74

5.2. EFECTO DEL TIEMPO DE PRETRATAMIENTO CON LÍQUIDOS IÓ NICOS

EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL

Para los 150 °C con [EMIM+][Cl -] como solvente, se decidió realizar una prueba a 30 min de

hidrólisis, para analizar si los resultados obtenidos con 60 min pueden ser alcanzados de igual manera con

un pretratamiento a menor tiempo. Como se aprecia en la Figura III-15, tanto para los residuos de trigo

como para los de maíz, con un tiempo de 60 min es posible liberar 100 y 84 [mg AzRed/g MS] más de

azúcares respecto a 30 min, representando un aumento de un 40 y 27 % del total de los azúcares liberados

en la sacarificación, respectivamente.

Figura III-15: Azúcares liberados para residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl +] a 150 °C por 30 y 60 min, medidos con GC

Este mejor comportamiento del material pretratado por 60 min refleja que, la posible disrupción

de lignina efectuada a los 30 min no es suficiente para lograr exponer tanto celulosa y hemicelulosa al

tratamiento enzimático, haciendo al material más accesible al ataque de las enzimas. En la Figura III-15 se

puede observar que el aumento en los índices de xilosa es marginal para ambos materiales, si se comparan

con los obtenidos para glucosa, atribuible este último a la hidrólisis de celulosa. Esto es consistente con la

disposición estructural dentro de la pared celular, como se estudió en el Capítulo I sección 2.2, donde en la

Figura I-4 se puede apreciar que la hemicelulosa está enlazada con la lignina en la zona externa,

encapsulando a la celulosa. Así, para la ruptura de enlaces tipo éter entre hemicelulosa y lignina el

050

100150200250300350400450

Ara

bin

osa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

30 min 60 min 30 min 60 min

maíz trigo

Azú

care

s li

be

rad

os

[mg

/g d

e m

ate

ria

l se

co]

Material utilizado, azúcar obtenido y tiempo de pretratamiento

75

tratamiento no requeriría mucho tiempo, mientras que para dejar expuesta la celulosa al ataque enzimático

debiera requerirse un mayor tiempo, debido a la diferencia registrada en los niveles de glucosa obtenidos.

5.3. EFECTO DEL TIPO DE LÍQUIDO IÓNICO UTILIZADO EN EL

PRETRATAMIENTO EN LA SACARIFICACIÓN DEL MATERIAL

Para comparar el efecto del solvente iónico en el pretratamiento de material lignocelulósico a 150

°C, se realizó una hidrólisis de ambos materiales con hidróxido de tricaprilmetilamonio [Aliquat+][OH+],

con [EMIM+][Cl -] y otro sólo con temperatura y sin solvente.

Las Figuras III-16 y III-17 muestran que la cantidad de azúcares obtenidos para residuos

pretratados con [Aliquat+][OH-] son muy inferiores a los obtenidos para [EMIM+][Cl -], siendo incluso

menores a los obtenidos para residuos sin pretratar o sólo con temperatura. La utilización de este solvente

fue hecha sobre la sospecha de que el anión [OH-] permitiría solubilizar y/o romper la matriz de lignina de

mejor forma, debido a que la utilización de NaOH permite la solubilización de una gran cantidad de

lignina [48]. No obstante, los resultados aquí presentados no muestran buenos índices de hidrólisis de

azúcares, debido muy probablemente a que a estas condiciones la lignina no se vio afectada. Como

resultado cualitativo, se pudo observar que el material no sufrió ningún cambio a nivel macroscópico,

mientras que para [EMIM+][Cl +] se observó cierta fragmentación del material en pequeñas fibras.

Una explicación a esta situación podría venir dada por la configuración molecular del líquido

iónico. El catión [Aliquat+] es muy grande, lo que podría producir un efecto estérico entre los cationes y la

matriz de lignina, no permitiendo el ataque del ión hidroxilo a los enlaces tipo éter dentro de dicha matriz,

impidiendo la disrupción esperada y liberando una menor cantidad de azúcares (ver Figura III-16 y Figura

III-17).

Para el sobrenadante de [Aliquat+][OH-] y acetona no se pudo analizar su contenido de azúcares,

debido a que la acetona se evaporó en el traslado de las muestras, perdiéndose así el volumen real de

muestra para medir azúcares. En dicho hidrolizado puede haber existido alguna cantidad de azúcares

liberados no menor, que es lo que pudo haber marcado la diferencia existente entre este líquido iónico y el

tratamiento realizado sin solventes.

Mención importante merece el caso del tratamiento de material sólo a 150 °C sin presencia de

solvente. Como anteriormente se dijo, la hidrólisis de este material pretratado registró valores algo

inferiores a los obtenidos sin pretratamiento para residuos de trigo. Las diferencias obtenidas podrían

76

deberse a la descomposición del material a estas temperaturas, en ausencia de solvente, formando

compuestos como el levoglucosano (compuesto formado durante pirolisis [79],[46]), el cual se degrada en

una gran cantidad de compuestos (ver Anexo B), como reportó Katdstrom en su investigación [73].

Figura III-16: Azúcares liberados en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con distintos solventes iónicos a 150 °C por 60 min, analizados con GC


distintos solventes iónicos a 150 °C por 60 min, analizados con GC

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

s/solv [EMIM+][Cl-] [Aliquat+][OH-]

azú

care

s li

be

rad

os

[mg

/g d

e m

ate

ria

l se

co]

Azúcar obtenidos y solvente utilizado en pretratamiento

0

50

100

150

200

250

300

350

400

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

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Glu

cosa

Xilo

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Tota

l

Ara

bin

osa

Fru

cto

sa

Glu

cosa

Xilo

sa

Tota

l

s/solv [EMIM+][Cl-] [Aliquat+][OH-]

azú

care

s li

be

rad

os

[mg

/g d

e m

ate

ria

l se

co]

Azúcar obtenidos y solvente utilizado en pretratamiento

77

Con el objetivo de diseñar un proceso de obtención de bioetanol desde residuos de trigo por la vía

de líquidos iónicos, es fundamental poder utilizar los azúcares que son hidrolizados en la etapa de

pretratamiento. Como se observó, los residuos de maíz prácticamente no liberan azúcares en el

pretratamiento (ver Tabla III-19), mientras que para residuos de trigo estos alcanzan a 76 ± 20 [mg

AzRed/g MS], representando un 18 % del total liberado para este material. Así, una opción podría ser la

directa fermentación de estos azúcares para la obtención de etanol, sin embargo, la tolerancia de los

microorganismos al líquido iónico debe ser investigada. Otra posibilidad sería producir furfural y HMF

sometiendo a la mezcla LI – azúcar a altas temperaturas, con lo cual, las condiciones de acidez podrían

generar estos compuestos. Todo ello debe ser investigado para verificar su factibilidad. Una última opción

podría ser la investigación en la utilización de un LI que fuera compatible con la sacarificación

enzimática, de forma de obtener azúcares directamente después del pretratamiento, sin etapas de lavado

intermedias, realizando una fermentación posteriormente.

Un diagrama de lo anterior se puede observar en la Figura III-18, donde los bloques naranjos

representan procesos por los cuales debieran pasar los residuos de trigo dada la presencia de azúcares,

mientras que de los residuos de maíz sólo debiera existir una recuperación del líquido iónico directamente.

Figura III-18: Diagrama de posibles procesos en producción de bioetanol a partir de residuos agrícolas con tecnología de pretratamiento con [EMIM +][Cl -]

78

5.4. CINÉTICA DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE RESIDUOS PRETR ATADOS CON

LÍQUIDOS IÓNICOS

La Figura III-19 muestra las cinéticas de sacarificación de residuos de maíz a distintas

temperaturas y tiempos de pretratamiento, con [EMIM+][Cl -] como solvente.

Figura III-19: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con [EMIM+][Cl -] a distintas temperaturas por 30 y 60 min (puntos: datos experimentales y líneas: modelo ajustado)

En esta última figura, se aprecia que para la temperatura de 150 °C, sin importar el tiempo de

hidrólisis, existe una mejora ostensible a nivel de los azúcares liberados en esta etapa. Entre 30 y 60 min

también existen diferencias considerables, obteniéndose los mejores resultados para este último tiempo, lo

que podría ser explicado por un mayor índice de disrupción de la lignina presente en el material, en la cual

el tiempo de pretratamiento influye de manera importante. La Figura III-20 muestra un comportamiento

similar para residuos de trigo, aunque las diferencias entre 80 y 121 °C no son importantes. Así, la

temperatura tendría un efecto importante a la hora de romper la matriz de lignina y permitir exponer la

celulosa al ataque enzimático.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

0 12 24 36 48 60 72 84 96

Azú

care

s re

uct

ore

s [m

g/g

de

ma

teri

al

seco

]


80°C, 60 min

121°C, 60 min

150°C, 60 min

150°C, 30 min

79

Figura III-20: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a distintas temperaturas, por 30 y 60 min (puntos: datos experimentales y líneas: modelo ajustado)

Se observa de las Figuras III-19 y III-20 una hidrólisis más rápida del material, comparando con el

pretratamiento ácido (ver Figuras III-9 y III-11). Éste es un resultado importante, pues evidenciaría que

aparte de una mayor disrupción de lignina también podría producirse una disminución en la cristalinidad

de la celulosa, debido al menor tiempo que se observa para alcanzar los mayores índices de liberación de

azúcares.

El modelo cinético aplicado para la sacarificación de estos materiales pretratados fue el mismo

que para los pretratados con ácido. Observando la Tabla III-20, se aprecia que las tasas de hidrólisis k son

mayores que para los materiales pretratados con ácido, lo cual sustenta la mayor velocidad en liberación

de azúcares en la sacarificación. Si bien la solubilización de lignina no pudo ser medida, como

observación cualitativa de debe decir que el material no registró una decoloración como la registrada con

el material pretratado con base, lo que lleva a pensar que la pérdida de lignina por solubilización no debe

haber sido muy sustancial.

Una disminución en la cristalinidad de la celulosa puede haberse logrado por la formación de

puentes de hidrógeno entre los aniones cloruro y los grupos hidroxilos de la cadena de celulosa (ver Figura

I-19) debido a esta mayor velocidad en la obtención de azúcares reductores liberados. Así, en la

regeneración del material debido a los lavados del mismo con agua desionizada debe haber resultado en

una disminución de esta cristanilidad en la celulosa, permitiendo a la celulosa ser más digerible por las

enzimas celulolíticas.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0 12 24 36 48 60 72 84 96

Azú

care

s re

uct

ore

s [m

g/g

de

ma

teri

al

seco

]


80°C, 60 min

121°C, 60 min

150°C, 60 min

150°C, 30 min

80

Tabla III-20: Coeficientes cinéticos de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM +][Cl -] a distintas temperaturas y por distintos tiempos

Material Pretratamiento Parámetros cinéticos

Coeficiente r 2 Temperatura

[ °C] Tiempo [min]

[Az red]máx [mg/g DS]

k [1/h]

Maíz 150 60 366 0,166 0,995

Maíz 121 60 222 0,159 0,993

Maíz 80 60 142 0,159 0,993

Maíz 150 30 270 0,291 0,975

Trigo 150 60 319 0,152 0,992

Trigo 121 60 138 0,181 0,992

Trigo 80 60 124 0,136 0,989

Trigo 150 30 248 0,519 0,999

La Tabla III-21 muestra el tiempo de H.E. en que se alcanzan a liberar el 95 % de los azúcares

liberados en la H.E. para los residuos pretratados mediante distintas técnicas. Mediante extrapolación de

los modelos ajustados se observa la ostensible mejora en tiempos para los pretratamientos de LI versus el

de ácido diluido, lo que marca una aceleración de la HE. Dicha aceleración también se observa para el

pretratamiento ácido – alcalino. En las Figura III-21 y Figura III-22, se puede observar que los

rendimientos de cada hidrólisis enzimática para ciertos pretratamientos son cotejados, comprobándose en

la figura de la esquina inferior derecha la cantidad de azúcares liberados en la sacarificación.

Tabla III-21: Tiempos de hidrólisis enzimática de obtención del 95 % de azúcares reductores máximos liberados según modelos cinéticos para los mejores pretratamientos practicados para residuos de maíz y trigo

Material Pretratamiento(s)

Tiempo y azúcares en alcanzar 95 % del máximo de azúcares hidrolizado en

respectiva HE [h]

Solvente Temp [ °C]

Tiempo [min] Tiempo [h] Azúcares [mg/g MS]

Maíz H2SO4 1,00 % v/v 121 60 94 150

Maíz H2SO4 1,00 % v/v, NaOH 2,00 % p/p 121 30 y 60 10 192

Maíz [EMIM +][Cl -] 150 60 18 348

Trigo H2SO4 1,00 % v/v 121 60 90 203

Trigo H2SO4 1,00 % v/v, NaOH 2,00 % p/p 121 30 y 60 10 193

Trigo [EMIM +][Cl -] 150 60 20 304

81

Figura III-21: Rendimiento de azúcares reductores liberados en HE respecto al total de azúcares máximo hidrolizable según modelo cinético ajustado para cada pretratamiento de residuos de maíz

(puntos: datos experimentales y líneas: modelo ajustado)

Figura III-22: Rendimiento de azúcares reductores liberados en HE respecto al total de azúcares máximo hidrolizable según modelo cinético ajustado para cada pretratamiento de residuos de trigo

(puntos: datos experimentales y líneas: modelo ajustado)

82

Así, para residuos de maíz y trigo con la aplicación de un pretratamiento con [EMIM+][Cl -], se

obtiene una reducción en los tiempos para alcanzar el 95 % de rendimiento de 76 y 70 horas,

respectivamente, en comparación con ácido diluido. Con la adición de un pretratamiento básico al de

ácido diluido, las reducciones en los tiempos para alcanzar el 95 % de rendimiento son aún mejores, y

corresponden a 84 y 80 horas, para residuos de maíz y trigo respectivamente. Entre 10 y 20 horas de

hidrólisis enzimática son necesarias para liberar el 95 % de los azúcares máximos obtenidos según el

modelo cinético, tanto para residuos de maíz y trigo pretratados con ácido sulfúrico – hidróxido de sodio a

121 °C y con materiales pretratados con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60 min. Esta mayor velocidad en la

hidrólisis enzimática es explicada en cada modelo por el valor de k, que expresa la velocidad en la

liberación de azúcares. A mayor k los tiempos en alcanzar los máximos rendimientos son cada vez

menores, fruto de esta mayor velocidad en la sacarificación que viene dado por el más fácil acceso de

ataque de las enzimas a la celulosa presente en los residuos.

Habiendo suministrado la misma carga enzimática para cada sacarificación de material pretratado,

las diferencias en la velocidad de hidrólisis de azúcares viene dada directamente por el pretratamiento

aplicado. Como se señaló anteriormente, la mejora en la sacarificación con un pretratamiento básico

adicional a uno ácido viene dada por la menor presencia de lignina en el material hidrolizado

(solubilización de lignina en este pretratamiento), permitiendo a las enzimas atacar directamente a la

celulosa. Para el pretratamiento con líquidos iónicos la mejora en tiempos es algo menor que con el

pretratamiento básico, sin embargo, es ostensiblemente mejor que con el pretratamiento ácido. Como

también ya se ha señalado, esta mejora se explica por la posible disrupción de lignina por parte del ion

cloruro presente en el líquido iónico, atacando los enlaces éter dentro de la matriz. Esto debe ser acelerado

fuertemente por la temperatura aplicada en el pretratamiento, debido a las notables diferencias registradas

entre 80, 121 y 150 °C. Así, se debiera tener un menor índice de cristalinidad del material y una

exposición de la celulosa y hemicelulosa lo que permite el ataque enzimático y su hidrólisis. No obstante,

la presencia de lignina en el material influye en que las enzimas se adsorban en ésta y no permitan una

hidrólisis tan eficiente, comparado con el pretratamiento básico. Así, al igual que para los estudios de

pretratamiento ácido se hace necesario hacer estudios microscópicos al material para medir la cristalinidad

del material, la cual puede ser medida utilizando técnicas de calorimetría diferencial de barrido (DSC).

La Tabla III-20 muestra que la tasa de hidrólisis enzimática (k) de material pretratado con

[EMIM +][Cl -] por 60 min no registra cambios importantes con el aumento de la temperatura. Parece ser

que esta tasa tiene más que ver con la carga enzimática suministrada en la sacarificación y la cantidad de

azúcares potencialmente disponibles en el material pretratado. No obstante, el término [Az red]máx (de la

Ecuación 4) tiene cambios más importantes en función de la temperatura, por lo que se modeló su

83

comportamiento con el programa CurveExpert 1.3, obteniéndose el siguiente modelo como el de mejor

comportamiento.

[ ] { }Tcb

aredAz máx ⋅−⋅+

=exp1

Ecuación 10: Expresión de modelo logístico para la cantidad de azúcares máxima a liberar en la hidrólisis enzimática de material pretratado con [EMIM][Cl] por 60 min

La Tabla III-22 muestra los parámetros del modelo logístico calculados para la hidrólisis

enzimática de residuos de maíz y trigos pretratados con [EMIM+][Cl -] por 60 min entre 80 y 150 °C. El

coeficiente r2 para esta interpolación realizada para los residuos de trigo es igual a 0,861, mientras que

para los residuos de maíz se obtuvo un r2 igual a 0,985 (ver Tabla III-22). El valor de azúcares liberados

de la hidrólisis enzimática de residuos de trigo con [EMIM+][Cl -] a 121 °C es particularmente bajo, y no

tiene una diferencia tan importante con el pretratamiento realizado a 80 °C (sólo de un 11 %), en contraste

a lo que se obtuvo con residuos de maíz, donde la diferencia en los azúcares liberados es más importante

(56 %) entre ambas temperaturas. Esto se puede explicar por algún en error en el análisis de azúcares

liberados en la sacarificación de residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 121 °C, lo que no

permite ver la tendencia exponencial de tipo logístico que sí se observa más claramente para los residuos

de maíz.

Tabla III-22: Parámetros de expresión de modelo logístico para [AzRed]máx en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM +][Cl -] por 60 min entre 80 y 150 °C

Residuos Pretratamiento Modelo Logístico

Temperatura °C

[AzRed]máx [mg/g MS]

a [mg/g MS]

b [ ]

c [1/ °C]

Coeficiente r 2

Maíz 150 366

2,16·104 5,28·102 0,015 0,985 Maíz 121 222

Maíz 80 142

Trigo 150 320

1,97·109 8,05·107 0,018 0,861 Trigo 121 138

Trigo 80 124

La obtención de un modelo cinético para la sacarificación enzimática de residuos agrícolas

pretratados con [EMIM+][Cl -] es importante, porque permite conocer la tasa de liberación de azúcares toda

vez que se modifica la temperatura del pretratamiento, pudiendo tener una estimación de la cantidad de

azúcares a liberar en el proceso. La investigación de otras temperaturas con este líquido iónico para estos

84

residuos es importante para perfeccionar el modelo aquí presentado, y más aún, para saber qué podría

pasar con el material a temperaturas por sobre los 150 °C, donde hasta una mayor cantidad de azúcares

podrían ser hidrolizados en el pretratamiento o la cantidad de azúcares a liberar en la sacarificación

pudieran ser más elevadas.

Al igual que para el pretratamiento ácido, se puede plantear una expresión cinética general para

los residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] por 60 min a temperaturas entre 80 y 150 °C,

considerando el coeficiente k como una constante para este tiempo. Así, en función de la temperatura de

pretratamiento (T) y tiempo de hidrólisis enzimática (t), las expresiones son:

[ ] { } { }( )tT

redAz ⋅−−⋅⋅−⋅⋅+

⋅= 161,0exp1018,0exp1005,81

1097,17

9

Ecuación 11: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] entre 80 y 150 °C por 60 min (carga enzimática

celulasa: 75 FPU/g de celulosa y celobiasa: 111 CBU/g de celulosa)

[ ] { } { }( )tT

redAz ⋅−−⋅⋅−⋅⋅+

⋅= 156,0exp1015,0exp1028,51

1016,22

4

Ecuación 12: Expresión para la liberación de azúcares reductores en la hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con [EMIM+][Cl -] entre 80 y 150 °C por 60 min(carga enzimática

celulasa: 65 FPU/g de celulosa y celobiasa: 97 CBU/g de celulosa)

85

6. ASPECTOS GENERALES DE LOS PRETRATAMIENTOS PRACTICAD OS

De los pretratamiento realizados y las respectivas hidrólisis enzimáticas realizadas a dichos

materiales, es posible hacer una proyección del etanol que puede ser producido con cada técnica. Saha y

colaboradores [11] realizaron la fermentación de azúcares obtenidos de la hidrólisis enzimática de

residuos de trigo pretratado con ácido sulfúrico a 121 °C (hidrolizado de pretratamiento ácido e

hidrolizado de la sacarificación juntos), encontrando un rendimiento de 0,413 [g de etanol/g de azúcar

reductor]. Utilizando este rendimiento, una estimación de la cantidad de etanol que podría obtenerse por

fermentación de manera conjunta de los azúcares obtenidos tanto en la etapa de pretratamiento como en la

de sacarificación se presenta en la siguiente tabla:

Tabla III-23: Estimación del etanol producido por gramo de material seco a pretratar para residuos de maíz y trigo procesados con distintos solventes en relación a la cantidad de azúcares reductores obtenidos15

Pretratamiento Producción de etanol [g etanol/g material

seco]

Producción de etanol [L etanol/Ton material seco]

Solvente en pretratamiento

Tiempo [min]

Temp [ °C]

Residuos de maíz

Residuos de trigo

Residuos de maíz

Residuos de trigo

[EMIM +][Cl -] 60 150 0,164 0,142 209 180

[H 2SO4] 1,00 % v/v 60 121 0,133 0,191 169 242

[H 2SO4] 1,00 % v/v - [NaOH] 2,00 % p/v

30 y 60 121 0,146 0,179 185 227

Los resultados de la Tabla III-23 muestran que entre un 13 y un 19 % de la masa de residuos

podría ser convertida en etanol como biocombustible, donde claramente los residuos de trigo, sin ser el

material que dispone más azúcares por unidad de masa, es del cual se podría obtener una mayor cantidad

de producto. Los resultados de Saha y colaboradores [11] para residuos de trigo pretratados con ácido

diluido, muestran que alrededor de un 24 % de la masa inicial puede ser convertida en etanol, siendo así

las de este trabajo proyecciones inferiores a las obtenidas por Saha [11] debido a la menor cantidad de

azúcares obtenidos después de la sacarificación. Si se fermentara sólo la glucosa presente los niveles de

etanol por unidad de masa de material serían aún inferiores, por lo que la producción de este

biocombustible sin la fermentación de pentosas parece ser inviable.

Iogen Co. hoy en día es capaz de producir en promedio 220 L de etanol por Ton de material seco

de desechos de trigo [32], mientras que National Renewable Energy Laboratory de EE.UU. proyectó una

15 Estos valores no consideran la presencia de compuestos inhibidores que podrían hacer los valores más bajos, y asumen la misma tasa de producción tanto para pentosas como para hexosas.

86

producción de 300 L de etanol por Ton de material seco de desechos de maíz [96]. Ambas producciones

utilizan un pretratamiento con explosión a vapor antes de sacarificar el material. Las proyecciones para

maíz en este trabajo son ligeramente inferiores a las de la literatura, dado que con el pretratamiento con

[EMIM +][Cl-] se logra superar ligeramente los 200 L de etanol por Ton de material seco (ver Tabla III-

23), mientras que para residuos trigo la producción proyectada en este trabajo con un pretratamiento ácido

diluido (242 L de etanol por Ton de material) es similar a los que Iogen Co. produce hoy en día.

De no fermentar las pentosas es imperiosamente necesario darle algún uso dentro del proceso

productivo global, de forma de hacerlo costo-efectivo. Su descomposición en furfural podría ser una

buena alternativa para la generación de un subproducto y darle valor agregado al proceso, tal como lo hace

Raven Biofuels International [33].

Así, para los residuos de maíz sería recomendable un pretratamiento con líquidos iónicos, dada la

mayor cantidad de azúcares reductores hidrolizados mediante esta metodología y consideraciones de tipo

ambiental, ya que los líquidos iónicos no requieren tratamientos de aguas tan exhaustivos como los de

hidrólisis ácida – alcalina diluidas y no liberan gases tóxicos. De esta forma, luego del pretratamiento con

[EMIM +][Cl -] a 150 °C por 60 min, que permite la disrupción de lignina y dejar la celulosa más expuesta

al ataque enzimático, vendría una etapa de lavado, donde se permitiría recuperar el material y limpiarlo del

solvente, para posteriormente sacarificar el material. También es necesario recuperar el líquido iónico para

poder reutilizarlo, lo cual puede ser realizado mediante técnicas de destilación. Una vez sacarificado el

material, se puede proceder a la fermentación para producir el etanol. Un esquema del proceso se puede

visualizar en la Figura III-23.

No obstante, la utilización de esta metodología tiene algunos bemoles, como son las características

higroscópicas del [EMIM+][Cl -], lo que obliga a trabajar bajo ambientes en ausencia de humedad, o como

máximo reducidas, para no afectar los rendimientos del pretratamiento. En la misma línea, la recuperación

del líquido iónico a nivel de eficiencia de extracción de agua también debe ser importante [24]. De esta

forma sería auspicioso investigar otros líquidos iónicos, que pudieran generar disrupción en el material,

pero que a su vez solubilizaran la lignina. La utilización de aniones sulfatados podría ser atractivo para la

consecución de estos objetivos (un [EMIM+][SO3-] por ejemplo) [86].

En la etapa de fermentación también existen algunas dificultades en orden a fermentar pentosas y

hexosas de forma conjunta, dado que se deben utilizar microorganismos que co-fermenten ambos

sustratos. Así, posterior a la fermentación y destilación de etanol, sería posible una hipotética síntesis de

furfural con las pentosas no fermentadas en el proceso.

87

Figura III-23: Diagrama posible para el procesamiento de residuos de maíz para la producción de bioetanol mediante pretratamiento con [EMIM+][Cl -]

Para los residuos de trigo, en cambio, parece más recomendable realizar un pretratamiento ácido

diluido debido a que se puede obtener una mayor cantidad de azúcares. Así, esta metodología daría la

opción de fermentar hexosas de manera exclusiva, y evaluar la fermentación de pentosas de forma

separada o su descomposición en furfural como co-producto del proceso. La lignina remanente podría ser

utilizada para la generación de electricidad, ya que la transformación de la misma en ácidos ferúlicos y

otros son técnicas de investigación muy recientes que requieren estudios más profundos. De todas

maneras, la utilización de una hidrólisis alcalina es atractiva toda vez que permite una aceleración de la

hidrólisis enzimática, permitiendo inclusive la posible utilización de cargas enzimáticas reducidas. Junto

con ello, la solubilización de lignina permitiría la purificación de los distintos productos presentes para su

comercialización. Un diagrama del proceso puede apreciarse en la Figura III-24.

Las desventajas de este proceso radican en la utilización de compuestos tóxicos que deben ser

extraídos, anterior al descarte de las aguas del proceso. Por otro lado, la presurización del reactor de

hidrólisis requiere costos adicionales respecto a procesos que se llevan a cabo a presión atmosférica.

También la generación de compuestos inhibidores podrían disminuir los rendimientos en la fermentación

88

de los azúcares. Sin embargo, los requerimientos energéticos serían menores que el tratamiento con

líquidos iónicos, toda vez que la temperatura utilizada es menor (121 v/s 150 °C)

Figura III-24: Diagrama posible para el procesamiento de residuos de trigo para la producción de bioetanol mediante pretratamiento con ácido diluido y base diluida

Cabe destacar que para la realización de todos estos procesos es necesario realizar una

investigación a fondo, en orden a evaluar tanto de forma experimental como de forma técnico-económica

la real posibilidad de practicar estos procesos.

89

CAPÍTULO IV: CONCLUSIONES

En el presente trabajo se compararon tres diferentes metodologías de pretratamiento de material

lignocelulósico: hidrólisis ácida diluida, hidrólisis alcalina diluida seguida a una ácida diluida y un

pretratamiento con líquidos iónicos para residuos de maíz y trigo. En conjunto todas ellas demuestran

liberar una mayor cantidad de azúcares que la sacarificación de material sin pretratar, logrando

rendimientos que varían entre 44 y 71 % después de la sacarificación enzimática.

Para los residuos de maíz (2,30 – 8,00 mm) el pretratamiento con ácido diluido logró liberar un 44

% de los azúcares teóricos presentes en el material, con una concentración de ácido sulfúrico de 1,00 %

v/v y 30 min en autoclave. Con el pretratamiento alcalino adicional se aumentó la liberación de azúcares a

un 50 %, con hidróxido de sodio 2,0 % p/v y 60 min en autoclave. Con el pretratamiento con líquidos

iónicos se consiguió un rendimiento del 57 %, utilizando cloruro de 1-etil-3-metilimidazolio a 150 °C por

60 min, siendo este último el mejor pretratamiento para este material.

Para los residuos de trigo (2,30 – 8,00 mm) el pretratamiento con ácido diluido logró liberar un 71

% de los azúcares teóricos presentes en el material, con una concentración de ácido sulfúrico de 1,00 %

v/v y 60 min en autoclave, siendo éste el mejor pretratamiento. Con el pretratamiento alcalino adicional no

existió un aumento en el rendimiento, utilizando hidróxido de sodio 2,0 % p/v y 60 min en autoclave. Con

el pretratamiento con líquidos iónicos se consiguió un rendimiento del 64 %, utilizando cloruro de 1-etil-

3-metilimidazolio a 150 °C por 60 min.

Estimando la cantidad de etanol a producir a partir de los rendimientos de azúcares liberados, para

residuos de maíz pretratados con cloruro de 1-etil-3-metilimidazolio a 150 °C por 60 min se producirían

209 L de etanol por Ton de material seco procesado. En cambio, para residuos de trigo pretratados con

ácido sulfúrico al 1,00 % v/v por 60 min en autoclave se producirían 242 L de etanol por Ton de material

seco procesado.

Para el pretratamiento con ácido diluido se investigaron tres concentraciones: 0,50, 0,75 y 1,00 %

v/v, encontrándose que a medida que se aumenta la concentración de ácido también aumenta la cantidad

de azúcares liberados en el pretratamiento. No obstante, cuando este material pretratado es sacarificado

con enzimas celulolíticas comerciales dicha relación no es creciente, sino que tiene un máximo, para

ambos materiales. De acuerdo al modelo cinético ajustado de base exponencial para la hidrólisis

enzimática, se encontró que las concentraciones de ácido para el pretratamiento eran de 0,84 % v/v y 60

min para residuos de trigo y 1,00 % v/v y 30 min para residuos de maíz.

90

La cinética de reacción de los residuos agrícolas pretratados con ácido diluido es lenta,

alcanzándose valores estables a nivel de azúcares liberados a las 72 horas de sacarificación. Cuando se

adiciona un pretratamiento alcalino la hidrólisis enzimática se ve acelerada considerablemente,

alcanzándose estabilidad en el nivel de azúcares reductores liberados a las 14 horas de sacarificación. Este

resultado sugiere la utilización de una carga enzimática inferior para este último pretratamiento, dado que

la adición de él influye fundamentalmente en la velocidad de dicha reacción, factor también dependiente

de las enzimas.

Para la sacarificación enzimática de residuos agrícolas fue posible determinar expresiones

cinéticas en función de la acidez del pretratamiento [H2SO4]. Así, para los mejores pretratamientos ácidos

los modelos ajustados son los siguientes, en función del tiempo de hidrólisis enzimática y la acidez:

• Para residuos de maíz, hidrólisis ácida, 30 min a 121 °C, 0,50 – 1,00 % v/v:

[ ] [ ] [ ]( ) { }( )tSOHSOHredAz ⋅−−⋅⋅−⋅+−= 033,0exp131252656 24242

• Para residuos de trigo, hidrólisis ácida, 60 min a 121 °C, 0,50 – 1,00 % v/v:


Para el pretratamiento con [EMIM+][Cl -] se aprecia un aumento notable en el nivel de azúcares

liberados en la sacarificación con el aumento de la temperatura. Este pretratamiento también produjo una

aceleración importante en la sacarificación de ambos residuos, estabilizándose los niveles de azúcares

liberados a las 23 horas de reacción de acuerdo al modelo ajustado. La cinética de esta sacarificación

también es exponencial, dependiendo de la temperatura T del pretratamiento:

• Para residuos de maíz, [EMIM+][Cl -] por 60 min:

[ ] { } { }( )tT

redAz ⋅−−⋅⋅−⋅⋅+

⋅= 156,0exp1015,0exp1028,51

1016,22

4

• Para residuos de trigo, [EMIM+][Cl -] por 60 min:

[ ] { } { }( )tT

redAz ⋅−−⋅⋅−⋅⋅+

⋅= 161,0exp1018,0exp1005,81

1097,17

9

91

Para el pretratamiento con [EMIM+][Cl -] se encontraron diferencias entre un tratamiento por 30 y

60 min, lo que sugiere que el tiempo es importante para alcanzar mayores niveles de disrupción de lignina

y conseguir que la celulosa esté más accesible al ataque enzimático. De la misma forma, la sustitución de

este solvente por [Aliquat+][OH-] no mostró buenos resultados en la sacarificación, lo que sugiere que

existe algún impedimento atribuible a catión y/o anión para el ataque de los residuos, o probablemente la

síntesis del líquido iónico no fue la adecuada.

Finalmente, se recomienda seguir investigando en el campo de líquidos iónicos, en la búsqueda de

solventes más adecuados para el pretratamiento del material, y su consiguiente sacarificación, para hacer

el proceso más simple. De la misma forma, se pueden buscar líquidos iónicos de anión sulfatado con el

objetivo de remover lignina y poder modificarla para hacer procesos que sean costo-efectivos, y permitan

realizar una gran biorefinería de los residuos, obteniendo una gran cantidad de productos aparte del

bioetanol.

92

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100

ANEXOS

Anexo A: Pretratamientos de material lignocelulósico

El presente anexo muestra pretratamientos alternativos a los mostrados en el cuerpo del presente

trabajo, los cuales han sido introducidos en la Tabla I-2: Métodos de pretratamientos de material

lignocelulósico.

• Pirólisis

El material es sometido a altas temperaturas, cercanas a 300 °C, donde la celulosa se descompone

rápidamente en compuestos gaseosos. Si es tratado a temperaturas más bajas se puede lograr

modificaciones estructurales, los cuales si son tratados con ácido diluido dan la posibilidad de obtener

azúcares que pueden ser fermentados para la obtención de etanol [6].

• Explosión a vapor (autohidrólisis)

Este proceso opera en un reactor donde se dispone el material lignocelulósico en forma de chips.

Constantemente se hace ingresar vapor saturado a altas presiones, de forma que éste cope todos los

intersticios del material. Posteriormente, transcurridos unos pocos minutos, una válvula es súbitamente

abierta de forma que el material se rompe totalmente dada la liberación de presión, liberándose la celulosa

[92]. En este proceso, la hemicelulosa en casi su totalidad es degradada [6], debido a que los enlaces tanto

de tipo éter como éster se rompen durante el proceso [8]. Un diagrama del mismo se puede observar en la

Figura A 1.

101

Figura A 1: Esquema de planta piloto de explosión a vapor [92]

El reactor de explosión a vapor opera a temperaturas variables entre 160 y 260 °C, a presiones que

varían entre 0,69 y 4,83 MPa [6]. La adición de dióxido de azufre mejora la hidrólisis enzimática posterior

[3].

En general, los tratamientos mecánicos antes mencionados requieren un 70 % más de energía que

la explosión con vapor, convirtiéndola a ésta en una de los más efectivos pretratamientos de residuos

agrícolas [6].

En investigaciones realizadas con residuos de maíz [76], con un pretratamiento de explosión a

vapor con ácido al 3,0 % p/p y 190 °C por 5 min, previa impregnación del material con ácido, se

alcanzaron rendimientos de glucosa de 83,5 % y de xilosa de 49,5 %, registrándose un rendimiento global

igual al 70,9 %. Sólo una pequeña parte de glucosa es hidrolizada en el pretratamiento de explosión a

vapor, mientras que alrededor de un 10 % de los arabinoxilanos son hidrolizados. En la subsiguiente etapa

de sacarificación (15 FPU de Celluclast 1.5 L y 19,6 CBU de Novozyme 188 por gramo de material

pretratado) el 63,9 % de la hemicelulosa y el 93,5 % de la celulosa presente en el material pretratado son

hidrolizados en xilosa y glucosa, respectivamente.

Para residuos de trigo los resultados son aún mejores [77], alcanzándose prácticamente un 100 %

de azúcares respecto al total hidrolizable (celulosa más hemicelulosa), después de la hidrólisis enzimática

(15 FPU de Celluclast 1.5 L y 18 CBU de Novozyme 188 por gramo de material pretratado) de material

previamente tratado con una explosión a vapor con ácido sulfúrico al 0,2 % p/p (anterior a la explosión el

material fue impregnado con este ácido por toda una noche a condición ambiente), a 190 °C por 10 min.

102

En el pretratamiento, respecto a los residuos de maíz, los resultados son similares en cuanto a la celulosa,

hidrolizándose menos de un 5,0 % en glucosa, no obstante, los arabinoxilanos logran solubilizarse en un

75,9 % en xilosa.

• Explosión con amoniaco (AFEX)

El mecanismo de operación del reactor de explosión con amoniaco es relativamente similar al de

vapor, sin embargo la temperatura de operación se realiza a 90 °C por 30 minutos. La cantidad de

amoniaco a utilizar es de 1 kg por kg de material lignocelulósico en base seca. Por lo general, AFEX no

solubiliza la hemicelulosa en grandes cantidades, y no es muy efectivo para materiales con alto contenido

de lignina [3], [6], [8].

Para hacer el proceso más costo efectivo es necesario recuperar el amoniaco residual, y las

pequeñas trazas que puedan quedar aguas abajo no producen inhibición para las etapas posteriores [6].

En otro proceso que involucra amoniaco, denominado ARP (ammonia recycle percolation: reciclo

de amoniaco percolado), a altas temperaturas el material se hincha obteniéndose altos índices de

depolimerización de la lignina (alrededor de 70 % en 10 min a 170 °C, 23, MPa con 15 % p/p de

amoniaco) sin mayor degradación de xilanos y glucanos, y con índices de digestibilidad enzimática del

material del orden de un 90 % [74].

• Explosión con dióxido de carbono

Es un proceso muy similar a los dos anteriores, sin embargo, los rendimientos de obtención de

azúcares posterior a la hidrólisis enzimática son relativamente bajos comparados con los mismos. No

genera compuestos inhibidores [6].

• Ozonólisis

En el proceso de ozonólisis se agrega ozono al proceso para degradar la hemicelulosa y la lignina.

Para desechos de trigo se encontró que posterior a la hidrólisis enzimática se tienen rendimientos del

orden de un 70 y un 90 % para glucanos [75]. Para aserrín de álamo se encontró que pretratándolos con

ozono se pudo retirar alrededor de un 80 % de la lignina con un 50 % de rendimiento en la hidrólisis

enzimática [78].

103

Entre las ventajas del proceso se tiene que no produce compuestos inhibidores y puede ser llevada

a condiciones normales de presión y temperatura. Entre sus desventajas se tienen los altos costos de

operación del proceso [6].

• Deslignificación oxidativa

Se han probado pretratamientos con peróxido de hidrógeno a bajas concentraciones (2 %) a 30 °C

por 8 h, encontrándose una subilización casi total de la hemicelulosa y un 95 % de eficiencia de

conversión de celulosa en glucosa después de la etapa de sacarificación [6].

Otros estudios desarrollados por Saha y colaboradores, [81], encontraron rendimientos de azúcares

para desechos de trigo (pasado por malla 1,27 [mm]), posterior al tratamiento enzimático, de 80 % con

concentraciones de peróxido de hidrógeno (H2O2) de 2,15 % v/v, pH 11,5 a 35 °C por 24 h, y un

tratamiento enzimático por 120 h a 45 °C y pH 5, sin encontrar compuestos furfurales en el medio.

En otra investigación de Sun y colaboradores, [82], para desechos de trigo (pasados por una malla

de 1,0 [mm]) se encontró una solubilización del 18,63 % p/p de lignina a las 16 horas de hidrólisis, con

H2O2 2,0 % v/v, 50 °C a pH 11,5.

• Proceso Organosolv

El proceso organosolv es realizado con solventes orgánicos con ácidos inorgánicos como

catalizadores para romper los enlaces de unión de la lignina con la hemicelulosa. Por lo general se

encuentran elevados niveles de rendimiento, sin embargo, muchos de los solventes utilizados (ver Figura

A 2) son compuestos inhibidores en las etapas posteriores, razón por la cual deben ser drenados para no

perjudicar los procesos que siguen y para hacer el proceso económicamente rentable [6].

Figura A 2:

Estudios realizados por Feng Xu

– ácido acético – agua (20/60/20 v/v/v) 20 [mL] por gramo de rastrojo de trigo, se obtienen rendimientos

de delignificación del orden de 94,1

solventes orgánicos (etanol y metanol) tuvieron muy bajos rendimientos. La temperatura de operación fue

de 85 °C por 4 h y se utilizó 0,1 %

• Pretratamiento biológico

En los pretratamientos biológicos se utilizan hongos de pudrición blanca para degradar la lignina y

la hemicelulosa del material. Se les denomina “de pudrición blanca” debido al color que empieza a tomar

el material lignocelulósico cuando hemicelulosa y li

porcentaje en masa de celulosa, dando ese color albino

Zhang y colaboradores, [84]

taxodii 2538 obteniendo altos índices de reducción de lignina a los 120 días de pretratamiento, e índices

de azúcares fermentables del orden de 350 [mg/g de material], a las 120 horas de hidrólisis con carga de

celulasa de 20 [FPU/g de material]

mínimo consumo de celulosa y el máximo de lignina

104

: Solventes orgánicos presentes en el pretratamiento

Estudios realizados por Feng Xu y colaboradores, [83], muestran que con el

agua (20/60/20 v/v/v) 20 [mL] por gramo de rastrojo de trigo, se obtienen rendimientos

de delignificación del orden de 94,1 % y solubilización del 76,4 % de la hemicelulosa presente. Los


% de HCl como catalizador.

Pretratamiento biológico



el material lignocelulósico cuando hemicelulosa y lignina empiezan a ser degradados, aumentando el

porcentaje en masa de celulosa, dando ese color albino [6], [91].

[84], estudiaron el pretratamiento de tallos de bambú con

2538 obteniendo altos índices de reducción de lignina a los 120 días de pretratamiento, e índices


e material] (ver Tabla A 1). La selección del hongo se realizó seleccionando el

mínimo consumo de celulosa y el máximo de lignina (objetivo principal del pretratamiento).

pentosas y hexosas

HCl H2SO4

(tri)etilen glicol

ac.acético

metanol

acetona

etanol

Solventes orgánicos presentes en el pretratamiento

muestran que con el uso de ácido fórmico

agua (20/60/20 v/v/v) 20 [mL] por gramo de rastrojo de trigo, se obtienen rendimientos

de la hemicelulosa presente. Los




gnina empiezan a ser degradados, aumentando el

mbú con Echinodontium

2538 obteniendo altos índices de reducción de lignina a los 120 días de pretratamiento, e índices


La selección del hongo se realizó seleccionando el

(objetivo principal del pretratamiento).

105

Tabla A 1: Pérdida de componentes estructurales a las cuatro semanas de tratamiento con hongos

de pudrición blanca con tallos de bambú como sustrato [84]

Pérdida de componente [ %] Especie y cepa Peso Lignina Celulosa Hemicelulosa Echinodontium taxodii 2538 10,58 24,28 1,64 28,46

Ganoderma lipsisense 245 10,78 16,25 5,92 19,31

Ganoderma lucidum En4 12,10 10,56 12,83 15,16

Grifola umbellata P64 8,26 10,01 9,00 13,85

Polyporus mongolius 2410 9,01 13,07 3,37 16,13

Tramates gibbosa 5955 11,72 13,40 9,22 24,77

Hatakka, [85], estudió el pretratamiento de residuos de trigo con una gran variedad de hongos de

pudrición blanca, dentro de los cuales encontró que para un tratamiento con Ischnoderma benzoinum 108

por 35 días obtuvo rendimientos de azúcares después de 72 horas de hidrólisis enzimática igual a 359

[mg/g de material], con una carga enzimática de 20 [FPU/g de material].

En la actualidad se han encontrado una vasta cantidad de hongos capaces de generar hidrólisis, sin

embargo, se tienen altos tiempos de operación, los cuales se cuentan por semanas. Otro aspecto negativo

son los altos consumos de hemicelulosa por parte de los hongos, lo que reduce la cantidad de azúcares

disponibles para la fermentación. No obstante, como aspectos positivos se deben destacar los bajos

requerimientos energéticos del proceso y la no generación de compuestos inicuos que contaminen las

etapas posteriores y el medio ambiente [6].

106

Anexo B: Compuestos derivados del levoglucosano

Figura B 1: Descomposición de levoglucosano (anhidroglucosa) en diferentes compuestos [73]

107

Anexo C: Liberación de lignina con líquidos iónicos

Se ha investigado también la solubilización de lignina en líquidos iónicos, con el objetivo de tener

una masa de celulosa libre de contenido de lignina, o al menos un porcentaje menor del mismo. El

tratamiento de residuos de caña de azúcar con alquilbenceno-sulfonato de 1-etil-3-metilimidazolio

([EMIM +][ABS-]) ha sido bastante eficiente en la remoción de lignina, dejando un contenido de lignina en

la masa de celulosa inferior al 4 %, con tiempos de pretratamiento de 2 horas y temperaturas entre 170 y

190 °C. Este líquido iónico es una mezcla de isómeros de xilenosulfonatos (74 %), con pequeñas cantidad

de etilbencenosulfonato (13 %), cumenosulfonato (9 %) y toluenosulfonato (4 %). [86].

En la industria del papel son conocidas el uso de sales sulfonatadas para remover lignina. Por

ejemplo, el uso de xilenosulfonato de sodio (30-40 %) en soluciones acuosas a temperaturas entre 150 –

180 °C y presiones entre 0,4 – 1,4 MPa, patentado por McKee en 1943, tiene altos índices de

fragmentación de lignina, las cuales son luego solubilizados por la adición de agentes hidrotrópicos, los

cuales establecen fuertes enlaces ion-dipolo entre la lignina y dichos agentes, solubilizando así el material

[89].

Figura C 1: alquilbenceno-sulfonato de 1-etil-3-metilimidazolio [EMIM +][ABS-]

Altos índices de remoción de hemicelulosa también han sido reportados, mientras que las pérdidas

de celulosa por degradación del mismo en monómeros de glucosa o compuestos furanos fueron inferiores

al 8 %. La solubilización de la lignina se debe a que, con la ayuda de xilenosulfonato de sodio, permite el

quiebre de los enlaces tipo éter de la lignina gracias al ataque nucleofílico de los grupos alquilbenceno-

sulfonatos del líquido iónico, debido a la coordinación de los iones sodio con el oxígeno del enlace éter

(ver Figura C 2, [86]). Recordar que la reactividad del enlace éter ante compuestos ácidos fue analizada en

la sección 2.2.1.3.

108

Figura C 2: Ataque del líquido iónico a la matriz de lignina (adaptado de [86])

109

Anexo D: Metodologías de conversión de lignina en productos de valor agregado

Con el objetivo de dar valor de utilizar la lignina remanente en los procesos de biorefinería de

material lignocelulósico, el procesamiento de este material se clasifica en tres grandes metodologías:

hidrotérmica, química y enzimática.

1. METODOLOGÍA HIDROTÉRMICA

Los tratamientos hidrotérmicos consisten en el uso de material lignocelulósico con agua en

condiciones subcríticas o súpercriticas (presiones y temperatura extremas). Cuando la temperatura

utilizada ronda los 170 – 190 °C, el pretratamiento es capaz de solubilizar hasta un 50 % de la lignina

inicial, por lo que mayores etapas deben ser adicionadas en orden de retirar un mayor nivel de lignina

[87].

A altas temperaturas y altas presiones (380 °C y 100 MPa) por 8 segundos, se logra degradar el

polímero de lignina en distintos productos debido a la ruptura de los enlaces de éter en la matriz de lignina

[8]. Los principales compuestos que son obtenidos de tratamientos hidrotérmicos de residuos de trigo son

ácidos ferúlicos, siríngico, valinílico y vanilina [87].

2. METODOLOGÍA QUÍMICA

Las metodologías químicas tienen el objetivo de quebrar los enlaces éter al interior de la lignina,

con el objetivo de fraccionarla y/o solubilizar la lignina. Los métodos más tradicionales son las

oxidaciones con permanganatos o alcalino-bencenos y las hidrólisis ácidas, no obstante, ellas son

desventajosas debido a las fuertes condiciones utilizadas y bajos rendimientos. El uso de haluros también

ha sido utilizado, obteniéndose altos índices de solubilización de lignina, pero no pueden ser utilizados

debido a razones ambientales. Así, uno de los pocos métodos actualmente utilizados es la hidrólisis

alcalina, donde generalmente se ocupa hidróxido de sodio (NaOH) para el procesamiento de maderas [8].

También se ha utilizado el NaOH (90 min, 120 °C) como una etapa subsiguiente a una hidrólisis ácida en

granos utilizados para la producción de cerveza, donde alrededor de un 79 % de la lignina es solubilizada

en este tratamiento, permitiendo obtener una gran cantidad de ácidos los cuales pueden ser separados y

comercializados [48].

Debido a las complicaciones existentes en la utilización de compuestos químicos peligrosos, la

utilización de líquidos iónicos como compuestos no volátiles y estables, así como reutilizables, los

110

posicionan como un área de investigación promisoria. Tal como se analizaba en el anexo anterior (Anexo

C), la solubilización de lignina a partir del líquido iónico [EMIM+][ABS-] con compuestos sulfonatos

permite atacar fuertemente los enlaces tipo éter dentro de la matriz de lignina y solubilizar el material

[86].

3. METODOLOGÍA ENZIMÁTICA

La metodología enzimática se basa en la utilización de microorganismos secretores de enzimas

capaces de degradar la lignina en sus ácidos monoméricos. Algo de esto fue hablado en la sección 2.3.3,

donde el pretratamiento biológico de material lignocelulósico degrada la lignina a través de hongos de

pudrición blanca.

Los microorganismos son capaces de romper el enlace arilglicerol-β-aril éter, el cual está presente

dentro de la lignina entre un 30-50 % de todos los enlaces existentes en ella. El rompimiento de estos

enlaces de una forma ambientalmente sustentable es lo que hace al proceso tener buenas perspectivas

respecto a los anteriormente señalados. Se ha observado que bacterias del tipo Pseudomonas son bastante

eficientes en el rompimiento de este tipo de enlaces (ver Figura D 1) [8].

Figura D 1: Degradación de lignina por ataque en enlace éter en guaiacol y vanilina (adaptado de [8])

El compuesto más importante de la degradación de lignina es la vanilina, por lo usos que ésta

tiene y anteriormente fueron señalados. En la degradación de lignina por hongos de pudrición blanca,

mínimas cantidades de vanilina han sido encontradas, en contraste con las de ácido ferúlico. Así, para la

producción de vanilina a partir de este ácido se ha utilizado Aspergillus niger, para obtener ácido

vanilínico y Pycnoporus cinnabarinus para reducir éste último compuesto en vanilina [88].

111

Anexo E: Diagrama de metodología experimental de pretratamientos ácido y básico diluidos

Molienda TamizadoSecado en frío

(liofilización)

Hidrólisis

ácida diluida

Filtrado y

neutralización

de pH

Medición DNS/

kits y lignina

soluble

Secado en frío

(liofilización)

Hidrólisis

alcalina

diluida

Filtrado y

neutralización

de pH

Medición DNS/

kits y lignina

soluble

Secado en frío

(liofilización)

Hidrólisis

enzimática

Medición

DNS/kits

Figura E 1: Metodología experimental de pretratamientos ácidos y básicos diluidos

Nota: Los cuadros rojos son tratamientos que se realizan a la material lignocelulósico (fase sólida), los

cuadros azules son tratamientos que se realizan al hidrolizado (fase líquida) y los cuadros morados

representan tratamientos donde existe material lignocelulósico y un hidrolizado en conjunto. Las flechas

discontinuas representan tratamientos que no se realizan a todos los materiales lignocelulósicos

procesados (pretratamiento alcalino).

112

Anexo F: Diagrama de metodología experimental para pretratamiento con líquidos iónicos

Figura F 1: Metodología experimental de pretratamiento con líquidos iónicos

Nota: Los cuadros rojos son tratamientos que se realizan a la material lignocelulósico (fase sólida), los

cuadros azules son tratamientos que se realizan al hidrolizado (fase líquida) y los cuadros morados

representan tratamientos donde existe material lignocelulósico y un hidrolizado en conjunto.

113

Anexo G: Reactivo DNS

El reactivo DNS fue preparado una vez y fue utilizado tanto para la medición de actividad de las

enzimas, así como la cantidad de azúcares reductores totales de los pretratamientos de ácido y base diluida

e hidrólisis enzimática, y pretratamiento con líquidos iónicos.

Se disolvieron bajo agitación magnética según [63]:

• 3,53 [g] de 3,5-Ácido dinitrosalicílico

• 6,60 [g] de hidróxido de sodio en pellets

• 472 [mL] de agua destilada.

Luego, se agregaron:

• 102 [g] de Na-K Tartarato

• 2,53 [mL] de Fenol (previamente fundido a 50 °C)

• 2,77 [g] de Metabisulfito de sodio

Finalmente, el DNS preparado fue guardado en un lugar oscuro y en un frasco forrado con papel

aluminio para evitar la degradación del mismo y pérdida de capacidad de desarrollo de color en la

reacción con azúcares reductores.

114

Anexo H: Actividad enzimática

La actividad de las enzimas utilizadas fue medida a través de las técnicas aprobadas por la IUPAC

en el año 1984 (Ghose et al, 1987, [63]).

• Celulasa en Celluclast 1.5L, Novo, Co.

Para la medición de actividad de celulasas se utilizó como sustrato papel filtro de dimensiones 1

cm X 6 cm (≈50 mg), en una solución de 1,0 [mL] de buffer citrato 50 [mM] neutralizado a pH 4,8 con

NaOH y con 0,5 mL de una solución de enzimas. El ensayo fue realizado a 50 °C, sin agitación y por

transcurso de 60 minutos.

Las muestras analizadas fueron cuatro concentraciones de enzimas con sustrato, otras cuatro sin

sustrato (blancos de enzimas), cuatro distintas concentraciones de glucosa (curva de calibración) y un

blanco de buffer, tal como se aprecia en la siguiente tabla:

Tabla H 1: Nomenclatura soluciones de ensayo

E1 Concentración de enzima 1 B1 Blanco de enzima 1 G1 Solución glucosa 1 E2 Concentración de enzima 2 B2 Blanco de enzima 2 G2 Solución glucosa 2 E3 Concentración de enzima 3 B3 Blanco de enzima 3 G3 Solución glucosa 3 E4 Concentración de enzima 4 B4 Blanco de enzima 4 G4 Solución glucosa 4

BG1 Solución buffer

Se preparó una solución 1:100 de Celluclast 1.5L (20 [µL]) diluidos en 1.800 [µL] de buffer

citrato, así como otra solución de 10 mL de glucosa de 10,1 [mg/mL] en buffer citrato, ambos como

soluciones de stock para distintas diluciones a preparar.

Tabla H 2: Soluciones de ensayo de enzimas

Para actividad Soluciones de enzima Solución Buffer

[uL] Enzima

[uL] Concentración

estándar enzima

Concentración Estándar enzima [uL]

Agua destilada

[uL]

E1 y B1 1000 500 0,0100 0,0100 500 0

E2 y B2 1000 500 0,0100 0,0080 400 100

E3 y B3 1000 500 0,0100 0,0060 300 200

E4 y B4 1000 500 0,0100 0,0040 200 300

115

Tabla H 3: Soluciones de glucosa para calibración

Solución Buffer [uL]

Estándar Glucosa

[uL]

Estándar glucosa

[mg/mL]

Concentración [mg/mL]]

Concentración [mg/0,5 mL]

G1 500 1000 10,1 6,73 3,37 G2 750 750 10,1 5,05 2,53 G3 1000 500 10,1 3,37 1,69 G4 1200 300 10,1 2,02 1,01

Una vez terminada la reacción a 50 °C, a las muestras se les añadieron 3,0 mL de solución de

DNS y se dispusieron en un recipiente con agua hirviendo por 5 min, para posteriormente ser enfriadas en

hielo por otros 5 min. Seguido a lo anterior, se añadieron 20 mL de agua destilada, y pasados 25 minutos

se procedió a medir la absorbancia a 540 nm.

o Ensayo de actividad para enzimas utilizadas para materiales pretratados con ácido sulfúrico

Las absorbancias registradas para la curva de calibración y del ensayo de actividad enzimática son

las siguientes:

Tabla H 4: Absorbancias a 540 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento ácido diluido

E1 1,023 B1 0,016 G1 1,056 E2 0,930 B2 0,002 G2 0,883 E3 0,810 B3 0,000 G3 0,663 E4 0,697 B4 0,008 G4 0,471 BG1 0,020

Figura H 1: Calibración glucosa - DNS para ensayo de actividad

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

0,000 0,200 0,400 0,600 0,800 1,000 1,200

Glu

cosa

[m

g/0

,5 m

L]

Absorbancia 540 nm

116

La regresión lineal realizada es la siguiente:

[Glucosa] [mg/mL] = 3,99 [A540] – 0,387

Luego, se graficaron las concentraciones de enzimas ensayadas versus las cantidades de glucosa

liberadas en el ensayo, de acuerdo a la curva de calibración realizada, tal como muestra el siguiente

gráfico:

Figura H 2: Concentración de enzima celulasa pret ácido v/s glucosa liberada

La regresión exponencial realizada dio como resultado:

[enzima] = 0,00105*2,037 [glucosa] r2 = 0,995

Por lo que la concentración de enzima capaz de liberar 2 mg de glucosa es de 0,00435.

Definiendo la unidad enzimática (FPU = µmol de glucosa liberados por minuto = µmol/min) como

aquella que es capaz de liberar 2 mg de glucosa (11,1 µmol) por un volumen de enzima de 0,5 mL en 60

minutos, se tiene:

�� á�� 11,1 ��0,5 �� · 60 �� · �� 0,37

�� · ��

Actividad celulasa = 85 [FPU/mL]

117

o Ensayo de actividad para enzimas utilizadas para materiales pretratados con líquido iónico

Las absorbancias registradas para la curva de calibración y del ensayo de actividad enzimática son

las siguientes:

Tabla H 5: Absorbancias a 540 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento LI

E1 0,923 B1 0,012 G1 1,056 E2 0,846 B2 0,004 G2 0,883 E3 0,727 B3 0,007 G3 0,663 E4 0,567 B4 0,003 G4 0,471 BG1 0,020

Luego, se graficaron las concentraciones de enzimas ensayadas versus las cantidades de glucosa

liberadas en el ensayo, de acuerdo a la curva de calibración realizada, tal como muestra el siguiente

gráfico:

Figura H 3: Concentración de enzima celulasa pret LIs v/s glucosa liberada


[enzima] = 0,00159*2,916 [glucosa] r2 = 0,998


Definiendo la unidad enzimática igual que para el ensayo anterior se tiene que la actividad medida

es:

Actividad celulasa = 63,4 [FPU/mL]

118

• Celobiasa (Novozyme 388), Novo, Co.

Para la medición de la actividad se utilizó una solución de 1 [mL] de celobiasa 15 [mM] en buffer

citrato 50 [mM] neutralizado con NaOH a pH 4,8. Se añadió 1 [mL] de solución de buffer con enzimas a

distintas concentraciones, y se llevaron a 50 °C por transcurso de 30 minutos. Luego fueron dispuestos en

un frasco con agua hirviendo por 5 minutos, para posteriormente ser enfriados en hielo y medir la cantidad

de glucosa liberada gracias a un kit comercial, midiendo la absorbancia a 500 nm.

Las muestras analizadas fueron cuatro concentraciones de enzimas con sustrato, cuatro muestras

con enzimas solamente y un blanco de buffer con sustrato, tal como se aprecia en la siguiente tabla:

Tabla H 6: Nomenclatura ensayos de actividad de celobiasa

E1 Concentración de enzima 1 B1 Blanco de enzima 1 E2 Concentración de enzima 2 B2 Blanco de enzima 2 E3 Concentración de enzima 3 B3 Blanco de enzima 3 E4 Concentración de enzima 4 B4 Blanco de enzima 4 BS Blanco de sustrato y buffer

Se preparó una solución 1:400 de Novozyme 388 (4 [µL]) diluidos en 1.000 [µL] de buffer citrato

como solución de stock para distintas diluciones a preparar.

Tabla H 7: Soluciones de ensayo de actividad celobiasa

Soluciones Enzimas [ ]

Conc [ ]

Total [µL]

Enzima 1/400 [µL]

Buffer citrato [µL]

E1 y B1 1/4.000 0,000250 1.000 100 900

E2 y B2 1/5.000 0,000200 1.000 80 920

E3 y B3 1/8.000 0,000125 1.000 50 950

E4 y B4 1/10.000 0,000100 1.000 40 960

o Ensayo de actividad para enzimas utilizadas para materiales pretratados con ácido sulfúrico

Las absorbancias registradas para el ensayo de actividad enzimática son las siguientes:

Tabla H 8: Absorbancias a 500 nm para ensayos enzimas utilizadas en pretratamiento ácido diluido

Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs

E1 0,464 E3 0,282 B1 0,093 B3 0,076 Std 0,358

E2 0,393 E4 0,235 B2 0,085 B4 0,073 BS 0,037

119

Luego se calcularon las concentraciones de glucosa liberada por cada una de las muestras en

relación al estándar de glucosa de concentración 10 mg/mL, de acuerdo con la siguiente expresión:

�!�"��#��$�� %&� ' �(&�

�)�� ' �()� · 1 ��$��

Así, en gráfico semilogarítmico, la cantidad de glucosa liberada (concentración*2 [mL]) versus la

cantidad de enzima se observa en la siguiente figura:

Figura H 4: Concentración de enzima celobiasa pret ácido v/s glucosa liberada

La regresión exponencial realizada dio como resultado: [enzima] = 4,98E-5*2,03 [glucosa] ; r2 = 0,996


Definiendo la unidad enzimática (CB = µmol de glucosa liberados por minuto = µmol/min) como

aquella que es capaz de liberar 1 mg de glucosa, es decir, convertir 0,5 mg de celobiosa (2,78 µmol de

celobiosa) por un volumen de enzima de 1,0 [mL] en 30 minutos, se tiene:

�� á�� 2,78 ��1,0 �� · 30 �� · �� 0,0926

�� · �-( ��

Actividad celobiasa = 916 [CB/mL]

o Ensayo de actividad para enzimas utilizadas para materiales pretratados con líquidos iónicos

Las absorbancias registradas para el ensayo de actividad enzimática son las siguientes:

120

Tabla H 9: Absorbancias a 500 nm

Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs Dilución Abs

E1 0,362 E3 0,197 B1 0,081 B3 0,069 Std 0,358

E2 0,303 E4 0,141 B2 0,072 B4 0,051 BS 0,037

Luego se calcularon las concentraciones de glucosa liberada por cada una de las muestras en

relación al estándar de glucosa de concentración 10 mg/mL, de acuerdo con la siguiente expresión:

�!�"��#��$�� %&� ' �(&�

�)�� ' �()� · 1 ��$��

Así, en gráfico semilogarítmico, la cantidad de glucosa liberada (concentración*2 [mL]) versus la

cantidad de enzima se observa en la siguiente figura:

Figura H 5: Concentración de enzima celobiasa pret LIs v/s glucosa liberada


[enzima] = 6,66E-5*2,14 [glucosa] r2 = 0,998

Por lo que la concentración de enzima capaz de liberar 1 mg de glucosa es de 0,000142. Así, la

actividad enzimática es:

Actividad celobiasa = 650 [CB/mL]

121

Anexo J: Reacción de sililación

La reacción de sililación es uno de los procedimientos más ampliamente usados para la

derivatización de muestras para análisis en un cromatógrafo de gases (GC). En ella, los átomos de

hidrógeno de los grupo hidroxilo de una muestra (para este caso un azúcar reductor) son reemplazados por

grupos alquil-silil, obteniendo compuestos más volátiles, menos polares y más estables térmicamente

[93].

En esta reacción se produce una sustitución nucleofílica del átomo de hidrógeno por el complejo

alquil-silil, liberándose el protón para formar el compuesto HX. El anión X depende de la naturaleza del

reactivo en cuestión, ya sea hexametildisilazano (HMDS), trimetilclorosilano (TMCS) o Piridina [93]. El

segundo de ellos también actúa como catalizador en la reacción de derivatización [94].

Figura J 1: Reacción de sililación (adaptado de [95])

Se debe tener especial cuidado en la presencia de agua en la muestra a someter a la reacción,

debido a que los grupos OH del agua también reaccionan con los reactantes antes mencionados, razón por

la cual las muestras deben cuidadosamente secadas al vacío o en ambientes en ausencia de humedad [94].

122

Anexo K: Estudio estadístico

Tabla K 1: Tabla de distribución t-student

123

Tabla K 2: Estadístico t y grados de libertad f para pruebas de validación de metodologías de medición de azúcares

Prueba Azúcares datos GC

Azúcares datos kit -

DNS

Var σ1

2 Var σ2

2 est | t |

Gl f

t 0,975 f ¿Dif

signif?16

maíz

glucosa GC - kit

116 133 86 248 1,67 6,47 2,406 N

112 137

98 108

xilosa GC - kit

29 25 13 4 0,72 6,43 2,406 N

22 21

23 23

total GC - DNS

169 160 137 37 1,12 6,00 2,447 N

151 161

147 171

trigo

glucosa GC - kit

87 71 14 51 3,19 6,04 2,447 S

94 85

94 74

xilosa GC - kit

33 28 1 16 0,81 4,43 2,673 N

33 35

31 28

total GC - DNS

134 113 23 48 4,26 7,10 2,365 S

143 126

140 116

Tabla K 3: Tabla de estadístico t y grados de libertad f para residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico

Grupo datos 1

Grupo datos 2

Azúcares datos 1

Azúcares datos 2

Var σ1

2 Var σ2

2 est |

t | Gl f t 0,95

f ¿Dif signif?17

A1 B1 208 246 259 2747 2,16 4,75 1,490 S

A2 B2 236 288

A3 B3 236 350

A1 C1 208 263 259 1820 3,20 5,12 1,472 S

A2 C2 236 324

A3 C3 236 345

A1 G1 208 230 259 859 1,85 6,21 1,438 S

16 ¿Diferencias significativas?: Se determinan calculando el estadístico t para cada par de grupos y calculando el valor de t 0,975

f , dependiendo de los grados de libertad (Gl) f calculados. Si | t | > t 0,975 f se rechaza la hipótesis nula

(hip nula: “las muestras provienen de experimentos con medias iguales”), es decir, existen diferencias significativas (S). En caso contrario, no hay evidencia para rechazar la hipótesis nula, es decir, no existen pruebas suficientes para decir con un 95 % de confianza que las muestras tienen medias distintas, (N). 17 ¿Diferencias significativas?: Se determinan calculando el estadístico t para cada par de grupos y calculando el valor de t 0,950

f , dependiendo de los grados de libertad (Gl) f calculados. Si | t | > t 0,950 f se rechaza la hipótesis nula

(hip nula: “las muestras provienen de experimentos con medias iguales”), es decir, existen diferencias significativas (S). En caso contrario, no hay evidencia para rechazar la hipótesis nula, es decir, no existen pruebas suficientes para decir con un 90 % de confianza que las muestras tienen medias distintas, (N).

124

A2 G2 236 269

A3 G3 236 287

A1 H1 208 317 259 1903 2,76 5,07 1,476 S

A2 H2 236 334

A3 H3 236 251

A1 I1 208 294 259 455 5,89 7,44 1,407 S

A2 I2 236 335

A3 I3 236 323

B1 C1 246 263 2747 1820 0,41 7,68 1,401 N

B2 C2 288 324

B3 C3 350 345

B1 G1 246 230 2747 859 0,94 6,28 1,433 N

B2 G2 288 269

B3 G3 350 287

B1 H1 246 317 2747 1903 0,15 7,74 1,401 N

B2 H2 288 334

B3 H3 350 251

B1 I1 246 294 2747 455 0,69 5,29 1,460 N

B2 I2 288 335

B3 I3 350 323

C1 G1 263 230 1820 859 1,62 7,09 1,414 S

C2 G2 324 269

C3 G3 345 287

C1 H1 263 317 1820 1903 0,28 8,00 1,397 N

C2 H2 324 334

C3 H3 345 251

C1 I1 263 294 1820 455 0,24 5,88 1,444 N

C2 I2 324 335

C3 I3 345 323

G1 H1 230 317 859 1903 1,27 7,00 1,415 N

G2 H2 269 334

G3 H3 287 251

G1 I1 230 294 859 455 2,63 7,31 1,409 S

G2 I2 269 335

G3 I3 287 323

H1 I1 317 294 1903 455 0,59 5,81 1,433 N

H2 I2 334 335

H3 I3 251 323

125

Tabla K 4: Tabla de estadístico t y grados de libertad f para residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico

Grupo datos 1

Grupo datos 2

Azúcares datos 1

Azúcares datos 2

Var σ1

2 Var σ2

2 est |

t | Gl f

t 0,95 f ¿Dif

signif?18 D1 E1 321 283 66 247 5,36 6,00 1,440 S

D2 E2 329 253

D3 E3 313 262

D1 F1 362 283 49 247 9,54 5,54 1,458 S

D2 F2 368 253

D3 F3 354 262

D1 J1 327 283 271 247 5,08 7,98 1,397 S

D2 J2 320 253

D3 J3 352 262

D1 K1 397 283 458 247 7,58 7,34 1,409 S

D2 K2 392 253

D3 K3 358 262

D1 L1 364 283 1947 247 5,22 5,00 1,476 S

D2 L2 405 253

D3 L3 453 262

E1 F1 362 321 49 66 6,45 7,83 1,403 S

E2 F2 368 329

E3 F3 354 313

E1 J1 327 321 271 66 1,13 5,85 1,446 N

E2 J2 320 329

E3 J3 352 313

E1 K1 397 321 458 66 4,64 5,13 1,480 S

E2 K2 392 329

E3 K3 358 313

E1 L1 364 321 1947 66 3,33 4,27 1,517 S

E2 L2 405 329

E3 L3 453 313

F1 J1 327 362 271 49 2,72 5,41 1,469 S

F2 J2 320 368

F3 J3 352 354

F1 K1 397 362 458 49 1,64 4,85 1,508 S

F2 K2 392 368

F3 K3 358 354

F1 L1 364 362 1947 49 1,79 4,20 1,522 S

F2 L2 405 368

F3 L3 453 354

J1 K1 397 327 458 271 3,17 7,51 1,406 S

18 Las diferencias significativas fueron determinadas de la misma forma que lo hechas para los residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico.

126

J2 K2 392 320

J3 K3 358 352

J1 L1 364 327 1947 271 2,73 5,09 1,473 S

J2 L2 405 320

J3 L3 453 352

K1 L1 364 397 1947 458 0,88 5,78 1,447 S

K2 L2 405 392

K3 L3 453 358

Tabla K 5: Nomenclatura de tags en análisis estadísticos

Tag Residuos Muestra Ácido % v/v

Tiempo [min] Tag Residuos Muestra

Ácido % v/v

Tiempo [min]

A1 Maíz 1 0,50 30 G1 Maíz 1 0,50 60

A2 Maíz 2 0,50 30 G2 Maíz 2 0,50 60

A3 Maíz 3 0,50 30 G3 Maíz 3 0,50 60

B1 Maíz 1 0,75 30 H1 Maíz 1 0,75 60

B2 Maíz 2 0,75 30 H2 Maíz 2 0,75 60

B3 Maíz 3 0,75 30 H3 Maíz 3 0,75 60

C1 Maíz 1 1,00 30 I1 Maíz 1 1,00 60

C2 Maíz 2 1,00 30 I2 Maíz 2 1,00 60

C3 Maíz 3 1,00 30 I3 Maíz 3 1,00 60

D1 Trigo 1 0,50 30 J1 Trigo 1 0,50 60

D2 Trigo 2 0,50 30 J2 Trigo 2 0,50 60

D3 Trigo 3 0,50 30 J3 Trigo 3 0,50 60

E1 Trigo 1 0,75 30 K1 Trigo 1 0,75 60

E2 Trigo 2 0,75 30 K2 Trigo 2 0,75 60

E3 Trigo 3 0,75 30 K3 Trigo 3 0,75 60

F1 Trigo 1 1,00 30 L1 Trigo 1 1,00 60

F2 Trigo 2 1,00 30 L2 Trigo 2 1,00 60

F3 Trigo 3 1,00 30 L3 Trigo 3 1,00 60

127

Anexo L: Ejemplo de cálculo rendimientos

• Rendimientos

Para calcular los rendimientos de la cantidad de azúcares liberados en cada etapa, o en el proceso

total, sobre la cantidad total de azúcares disponibles, se utilizó la siguiente expresión:

./01232/045 67ú89:;< =>?

? @; AB� C

67ú89:;< D;ó:E8F< =>?? @; AB� C

· GHH %

Ecuación L 1: Cálculo de rendimiento

Por ejemplo, el rendimiento de azúcares en la primera fila de la Tabla III-3, en la sacarificación

enzimática de residuos de maíz sin pretratar, se obtuvo una cantidad de azúcares liberados igual a 166

[mg/g de MS], mientras que la cantidad total de azúcares disponibles según la Tabla III-1 es igual a 714

[mg/g de MS]. Así, reemplazando valores en la expresión:

./01232/045 GJJ =>?

? @; AB� C

KGL =>?? @; AB� C

· GHH %

./01232/045 H, MNM · GHH %

./01232/045 MN, M %

Este mismo ejemplo es válido para el cálculo de todos los rendimientos de cada pretratamiento

realizado, tanto a nivel de azúcares liberados en el pretratamiento, como en la sacarificación o en el

proceso total, así como en las cantidades de lignina solubilizada.

128

Anexo M: Figuras de sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM +][Cl -] por 30 y/o 60 min

Figura M 1: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de maíz pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 60 min a 121 °C, medidos con DNS

Figura M 2: Cinética de hidrólisis enzimática de residuos de trigo pretratados con ácido sulfúrico a distintas concentraciones, por 30 min a 121 °C, medidos con DNS

0

20

40

60

80

100

120

140

160

180

200

0 12 24 36 48 60 72 84 96Azú

care

s re

uct

ore

s [m

g/g

de

ma

teri

al

seco

]


0,50 %

0,75 %

1,00 %

0

50

100

150

200

250

0 20 40 60 80 100

Azú

care

s re

uct

ore

s [m

g/g

de

ma

teri

al

seco

]


0,50 %

0,75 %

1,00 %

129

Anexo N: Valores de absorbancias DNS/kit comerciales y áreas GC para cálculo de azúcares liberados en cada etapa

1. Absorbancias registradas en pretratamiento ácido, alcalino e hidrólisis enzimática con DNS

La calibración de la absorbancia a 550 nm del ensayo de DNS se realizó en glucosa, realizando

distintas soluciones de glucosa tal como se aprecia en la siguiente figura:

Figura N 1: Calibración ensayo DNS en glucosa

La recta interpolada es la siguiente:

[ ] [ ] 994,0187,1005,0 2 =⋅+= rGluAbs

Ecuación N 1: Calibración absorbancia DNS v/s glucosa

Para el cálculo de las concentraciones de azúcares liberados en el pretratamiento ácido a partir de

las absorbancias medidas se utilizó la siguiente expresión:

[ ] [ ] [ ]( ){ } [ ][ ]gM

mLVolblancoAbsXAbsmLmgdAz ⋅−−=

002,0837,0*Re

Ecuación N 2: Cálculo cantidad de azúcares reductores en pretratamiento ácido en función de absorbancia medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa

Donde [AzRed] es la cantidad de azúcares reductores por gramo de residuo, [Abs X] es el

promedio de las cuatro absorbancias registradas por muestra, Vol es el volumen de aforo del licor

hidrolizado del ensayo y M es la masa en gramos pesada para cada muestra.

0,000

0,200

0,400

0,600

0,800

1,000

1,200

1,400

0,00 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20

Ab

sorb

an

cia

[ ]

Glucosa [mg/mL]

130

Tabla N 1: Valores de absorbancias medidos en los licores hidrolizados en los distintos pretratamientos de ácido diluido, para residuos de maíz y trigo

Residuo Ácido %v/v

Tiempo [min] Muestra Abs X Abs

(absol) Az red

[mg/mL] Vol

[mL] Peso [g]

Az red

[mg/g] Maíz 0,50 30 1 0,500 0,337 0,280 50 0,2026 69

Maíz 0,50 30 2 0,629 0,467 0,389 50 0,1994 98

Maíz 0,50 30 3 0,718 0,555 0,463 50 0,1993 116

Maíz 0,75 30 1 0,747 0,584 0,487 50 0,1996 122

Maíz 0,75 30 2 0,778 0,615 0,513 50 0,2005 128

Maíz 0,75 30 3 0,971 0,808 0,675 50 0,2022 167

Maíz 1,00 30 1 0,751 0,589 0,491 50 0,2001 123

Maíz 1,00 30 2 0,972 0,809 0,676 50 0,2012 168

Maíz 1,00 30 3 1,128 0,965 0,806 50 0,1995 202

Trigo 0,50 30 1 0,755 0,593 0,494 50 0,2010 123

Trigo 0,50 30 2 0,641 0,479 0,399 55 0,2007 109

Trigo 0,50 30 3 0,759 0,596 0,497 50 0,1994 125

Trigo 0,75 30 1 0,979 0,816 0,682 50 0,2001 170

Trigo 0,75 30 2 0,886 0,724 0,604 50 0,2005 151

Trigo 0,75 30 3 0,898 0,735 0,614 50 0,1993 154

Trigo 1,00 30 1 1,001 0,839 0,700 50 0,1995 175

Trigo 1,00 30 2 1,020 0,857 0,716 52 0,1999 186

Trigo 1,00 30 3 1,082 0,919 0,768 50 0,2010 191

Maíz 0,50 60 1 0,725 0,563 0,469 50 0,2012 117

Maíz 0,50 60 2 0,928 0,765 0,639 50 0,2002 160

Maíz 0,50 60 3 0,900 0,738 0,616 50 0,1994 154

Maíz 0,75 60 1 0,987 0,824 0,688 50 0,1999 172

Maíz 0,75 60 2 0,997 0,834 0,696 52,5 0,1993 183

Maíz 0,75 60 3 0,746 0,583 0,486 50 0,2015 121

Maíz 1,00 60 1 0,865 0,702 0,586 50 0,2001 146

Maíz 1,00 60 2 1,015 0,853 0,712 50 0,1992 179

Maíz 1,00 60 3 1,093 0,931 0,777 50 0,2010 193

Trigo 0,50 60 1 1,008 0,846 0,706 50 0,2004 176

Trigo 0,50 60 2 0,958 0,796 0,664 50 0,2002 166

Trigo 0,50 60 3 0,961 0,799 0,667 50 0,1999 167

Trigo 0,75 60 1 1,115 0,953 0,796 50 0,1998 199

Trigo 0,75 60 2 1,135 0,972 0,812 50 0,2008 202

Trigo 0,75 60 3 1,079 0,917 0,766 50 0,2009 191

Trigo 1,00 60 1 1,184 1,022 0,854 50 0,2006 213

Trigo 1,00 60 2 1,189 1,027 0,858 50 0,2005 214

Trigo 1,00 60 3 1,345 1,183 0,988 50 0,2004 247

blanco 0,174

131

Para el cálculo de las concentraciones de azúcares liberados en la sacarificación de residuos

pretratados con ácido diluido a partir de las absorbancias medidas se utilizó la siguiente expresión:

[ ] [ ] [ ]( ){ } [ ][ ]gM

mLblancoAbsXAbsmLmgdAz 4002,0837,0*Re ⋅−−=

Ecuación N 3: Cálculo cantidad de azúcares reductores en pretratamiento alcalino en función de absorbancia medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa

Tabla N 2: Valores de absorbancias medidos en los licores hidrolizados en los distintos pretratamientos alcalinos, para residuos de maíz y trigo

Residuo Pretratamiento ácido Pretratamiento alcalino

Ácido %v/v

Tiempo [min] Muestra Abs

X Abs (abs)

AzRed [mg/mL] Peso [g] Az

[mg/g] Maíz 1,00 30 1 0,394 0,158 0,258 0,2007 5,15 Maíz 1,00 30 2 0,344 0,108 0,196 0,2013 3,89 Maíz 1,00 30 3 0,377 0,141 0,238 0,2000 4,75 Trigo 1,00 60 1 0,291 0,055 0,129 0,1999 2,59 Trigo 1,00 60 2 0,505 0,269 0,398 0,1999 7,96 Trigo 1,00 60 3 0,334 0,098 0,183 0,2007 3,65 Blanco 0,236

Para el cálculo de las concentraciones de azúcares liberados en el pretratamiento ácido a partir de

las absorbancias medidas se utilizó la siguiente expresión:

[ ] [ ] [ ]( ){ } [ ][ ]gM

mLfblancoAbsXAbsmLmgdAz 4002,0837,0*Re ⋅⋅−−=

Ecuación N 4: Cálculo cantidad de azúcares reductores en sacarificación en función de absorbancia medida por ensayo DNS con curva de calibración en glucosa

Donde f representa el factor de dilución: 12,5 para muestras de 48, 72 y 96 h, 25 para muestras de

6 y 24 h.

Tabla N 3: Valores de absorbancias medidos en el licor de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y trigo pretratados con ácido diluido

Residuo Pretratamiento ácido Hidrólisis enzimática

Ácido % v/v

Tiempo [min] Muestras Tiempo

HE [h] Abs X Abs (absol)

Az red [mg/mL]

peso [g]

Az red [mg/g]

maíz 0,50 30 1 6 0,182 -0,095 1,88 0,2026 37

maíz 0,50 30 2 6 0,203 -0,074 2,10 0,1994 42

maíz 0,50 30 3 6 0,211 -0,066 2,18 0,1993 44

132

maíz 0,75 30 1 6 0,184 -0,093 1,90 0,1996 38

maíz 0,75 30 2 6 0,189 -0,088 1,95 0,2005 39

maíz 0,75 30 3 6 0,214 -0,064 2,21 0,2022 44

maíz 1,00 30 1 6 0,189 -0,088 1,95 0,2001 39

maíz 1,00 30 2 6 0,164 -0,113 1,70 0,2012 34

maíz 1,00 30 3 6 0,182 -0,095 1,88 0,1995 38

trigo 0,50 30 1 6 0,181 -0,097 1,87 0,2010 37

trigo 0,50 30 2 6 0,174 -0,104 1,79 0,2007 36

trigo 0,50 30 3 6 0,164 -0,113 1,69 0,1994 34

trigo 0,75 30 1 6 0,137 -0,140 1,41 0,2001 28

trigo 0,75 30 2 6 0,182 -0,095 1,88 0,2005 38

trigo 0,75 30 3 6 0,147 -0,131 1,51 0,1993 30

trigo 1,00 30 1 6 0,156 -0,121 1,61 0,1995 32

trigo 1,00 30 2 6 0,205 -0,072 2,13 0,1999 43

trigo 1,00 30 3 6 0,184 -0,094 1,90 0,2010 38

maíz 0,50 60 1 6 0,135 -0,143 1,39 0,2012 28

maíz 0,50 60 2 6 0,144 -0,134 1,48 0,2002 30

maíz 0,50 60 3 6 0,121 -0,156 1,25 0,1994 25

maíz 0,75 60 1 6 0,132 -0,145 1,36 0,1999 27

maíz 0,75 60 2 6 0,209 -0,068 2,17 0,1993 43

maíz 0,75 60 3 6 0,169 -0,109 1,74 0,2015 35

maíz 1,00 60 1 6 0,153 -0,124 1,58 0,2001 32

maíz 1,00 60 2 6 0,141 -0,136 1,45 0,1992 29

maíz 1,00 60 3 6 0,138 -0,140 1,42 0,2010 28

trigo 0,50 60 1 6 0,129 -0,148 1,33 0,2004 27

trigo 0,50 60 2 6 0,127 -0,151 1,30 0,2002 26

trigo 0,50 60 3 6 0,150 -0,128 1,54 0,1999 31

trigo 0,75 60 1 6 0,183 -0,095 1,89 0,1998 38

trigo 0,75 60 2 6 0,222 -0,056 2,30 0,2008 46

trigo 0,75 60 3 6 0,150 -0,127 1,55 0,2009 31

trigo 1,00 60 1 6 0,177 -0,100 1,83 0,2006 36

trigo 1,00 60 2 6 0,156 -0,121 1,61 0,2005 32

trigo 1,00 60 3 6 0,174 -0,104 1,79 0,2004 36

maíz 0,50 30 1 24 0,254 -0,023 2,63 0,2026 52

maíz 0,50 30 2 24 0,277 0,000 2,88 0,1994 58

maíz 0,50 30 3 24 0,366 0,088 3,80 0,1993 76

maíz 0,75 30 1 24 0,286 0,008 2,97 0,1996 59

maíz 0,75 30 2 24 0,355 0,078 3,69 0,2005 74

maíz 0,75 30 3 24 0,392 0,115 4,08 0,2022 81

maíz 1,00 30 1 24 0,284 0,007 2,95 0,2001 59

maíz 1,00 30 2 24 0,302 0,025 3,14 0,2012 62

maíz 1,00 30 3 24 0,329 0,052 3,42 0,1995 69

trigo 0,50 30 1 24 0,375 0,097 3,90 0,2010 78

133

trigo 0,50 30 2 24 0,325 0,048 3,38 0,2007 67

trigo 0,50 30 3 24 0,341 0,064 3,55 0,1994 71

trigo 0,75 30 1 24 0,370 0,093 3,85 0,2001 77

trigo 0,75 30 2 24 0,357 0,080 3,71 0,2005 74

trigo 0,75 30 3 24 0,358 0,081 3,73 0,1993 75

trigo 1,00 30 1 24 0,413 0,136 4,30 0,1995 86

trigo 1,00 30 2 24 0,448 0,171 4,67 0,1999 93

trigo 1,00 30 3 24 0,371 0,093 3,86 0,2010 77

maíz 0,50 60 1 24 0,336 0,059 3,49 0,2012 69

maíz 0,50 60 2 24 0,316 0,039 3,28 0,2002 66

maíz 0,50 60 3 24 0,353 0,076 3,67 0,1994 74

maíz 0,75 60 1 24 0,374 0,097 3,89 0,1999 78

maíz 0,75 60 2 24 0,395 0,117 4,11 0,1993 82

maíz 0,75 60 3 24 0,376 0,099 3,91 0,2015 78

maíz 1,00 60 1 24 0,324 0,046 3,36 0,2001 67

maíz 1,00 60 2 24 0,399 0,122 4,16 0,1992 83

maíz 1,00 60 3 24 0,304 0,027 3,16 0,2010 63

trigo 0,50 60 1 24 0,434 0,157 4,52 0,2004 90

trigo 0,50 60 2 24 0,409 0,132 4,26 0,2002 85

trigo 0,50 60 3 24 0,454 0,176 4,72 0,1999 95

trigo 0,75 60 1 24 0,444 0,166 4,62 0,1998 92

trigo 0,75 60 2 24 0,461 0,184 4,80 0,2008 96

trigo 0,75 60 3 24 0,417 0,139 4,34 0,2009 86

trigo 1,00 60 1 24 0,408 0,131 4,25 0,2006 85

trigo 1,00 60 2 24 0,532 0,254 5,54 0,2005 111

trigo 1,00 60 3 24 0,553 0,276 5,76 0,2004 115

maíz 0,50 30 1 48 0,665 0,387 6,93 0,2026 137

maíz 0,50 30 2 48 0,662 0,385 6,91 0,1994 139

maíz 0,50 30 3 48 0,574 0,296 5,98 0,1993 120

maíz 0,75 30 1 48 0,594 0,317 6,20 0,1996 124

maíz 0,75 30 2 48 0,767 0,489 8,00 0,2005 160

maíz 0,75 30 3 48 0,878 0,600 9,16 0,2022 181

maíz 1,00 30 1 48 0,672 0,395 7,01 0,2001 140

maíz 1,00 30 2 48 0,746 0,468 7,78 0,2012 155

maíz 1,00 30 3 48 0,687 0,409 7,16 0,1995 144

trigo 0,50 30 1 48 0,769 0,492 8,03 0,2010 160

trigo 0,50 30 2 48 0,688 0,410 7,17 0,2007 143

trigo 0,50 30 3 48 0,660 0,383 6,89 0,1994 138

trigo 0,75 30 1 48 0,724 0,447 7,56 0,2001 151

trigo 0,75 30 2 48 0,854 0,577 8,91 0,2005 178

trigo 0,75 30 3 48 0,761 0,483 7,94 0,1993 159

trigo 1,00 30 1 48 0,892 0,615 9,31 0,1995 187

trigo 1,00 30 2 48 0,870 0,592 9,08 0,1999 182

134

trigo 1,00 30 3 48 0,780 0,502 8,14 0,2010 162

maíz 0,50 60 1 48 0,544 0,267 5,67 0,2012 113

maíz 0,50 60 2 48 0,526 0,249 5,48 0,2002 110

maíz 0,50 60 3 48 0,638 0,360 6,65 0,1994 133

maíz 0,75 60 1 48 0,692 0,415 7,22 0,1999 145

maíz 0,75 60 2 48 0,722 0,444 7,53 0,1993 151

maíz 0,75 60 3 48 0,626 0,349 6,53 0,2015 130

maíz 1,00 60 1 48 0,705 0,428 7,36 0,2001 147

maíz 1,00 60 2 48 0,748 0,471 7,81 0,1992 157

maíz 1,00 60 3 48 0,624 0,346 6,50 0,2010 129

trigo 0,50 60 1 48 0,723 0,445 7,54 0,2004 151

trigo 0,50 60 2 48 0,740 0,463 7,72 0,2002 154

trigo 0,50 60 3 48 0,885 0,608 9,24 0,1999 185

trigo 0,75 60 1 48 0,949 0,672 9,91 0,1998 198

trigo 0,75 60 2 48 0,908 0,631 9,48 0,2008 189

trigo 0,75 60 3 48 0,801 0,524 8,36 0,2009 167

trigo 1,00 60 1 48 0,727 0,449 7,58 0,2006 151

trigo 1,00 60 2 48 0,915 0,638 9,55 0,2005 191

trigo 1,00 60 3 48 0,986 0,709 10,30 0,2004 206

maíz 0,50 30 1 72 0,465 0,188 4,84 0,2026 96

maíz 0,50 30 2 72 0,486 0,209 5,07 0,1994 102

maíz 0,50 30 3 72 0,520 0,243 5,42 0,1993 109

maíz 0,75 30 1 72 0,558 0,281 5,82 0,1996 117

maíz 0,75 30 2 72 0,653 0,376 6,81 0,2005 136

maíz 0,75 30 3 72 0,773 0,496 8,07 0,2022 160

maíz 1,00 30 1 72 0,612 0,334 6,38 0,2001 128

maíz 1,00 30 2 72 0,628 0,350 6,55 0,2012 130

maíz 1,00 30 3 72 0,645 0,368 6,73 0,1995 135

trigo 0,50 30 1 72 0,713 0,436 7,44 0,2010 148

trigo 0,50 30 2 72 0,734 0,456 7,66 0,2007 153

trigo 0,50 30 3 72 0,689 0,412 7,19 0,1994 144

trigo 0,75 30 1 72 0,747 0,470 7,79 0,2001 156

trigo 0,75 30 2 72 0,798 0,520 8,33 0,2005 166

trigo 0,75 30 3 72 0,760 0,483 7,93 0,1993 159

trigo 1,00 30 1 72 0,884 0,607 9,23 0,1995 185

trigo 1,00 30 2 72 0,916 0,638 9,56 0,1999 191

trigo 1,00 30 3 72 0,817 0,540 8,53 0,2010 170

maíz 0,50 60 1 72 0,725 0,447 7,56 0,2012 150

maíz 0,50 60 2 72 0,608 0,331 6,34 0,2002 127

maíz 0,50 60 3 72 0,743 0,466 7,75 0,1994 156

maíz 0,75 60 1 72 0,749 0,471 7,81 0,1999 156

maíz 0,75 60 2 72 0,831 0,554 8,67 0,1993 174

maíz 0,75 60 3 72 0,785 0,507 8,19 0,2015 163

135

maíz 1,00 60 1 72 0,653 0,375 6,81 0,2001 136

maíz 1,00 60 2 72 0,718 0,440 7,49 0,1992 150

maíz 1,00 60 3 72 0,626 0,348 6,52 0,2010 130

trigo 0,50 60 1 72 0,798 0,521 8,33 0,2004 166

trigo 0,50 60 2 72 0,816 0,538 8,51 0,2002 170

trigo 0,50 60 3 72 0,907 0,629 9,47 0,1999 189

trigo 0,75 60 1 72 1,019 0,742 10,64 0,1998 213

trigo 0,75 60 2 72 1,023 0,746 10,69 0,2008 213

trigo 0,75 60 3 72 0,953 0,676 9,95 0,2009 198

trigo 1,00 60 1 72 0,789 0,512 8,24 0,2006 164

trigo 1,00 60 2 72 1,083 0,805 11,31 0,2005 226

trigo 1,00 60 3 72 1,038 0,761 10,84 0,2004 216

maíz 0,50 30 1 96 0,589 0,312 6,14 0,2026 121

maíz 0,50 30 2 96 0,599 0,321 6,24 0,1994 125

maíz 0,50 30 3 96 0,723 0,446 7,54 0,1993 151

maíz 0,75 30 1 96 0,621 0,344 6,48 0,1996 130

maíz 0,75 30 2 96 0,752 0,474 7,84 0,2005 156

maíz 0,75 30 3 96 0,878 0,601 9,17 0,2022 181

maíz 1,00 30 1 96 0,688 0,411 7,18 0,2001 143

maíz 1,00 30 2 96 0,731 0,454 7,63 0,2012 152

maíz 1,00 30 3 96 0,730 0,453 7,62 0,1995 153

trigo 0,50 30 1 96 0,790 0,513 8,25 0,2010 164

trigo 0,50 30 2 96 0,723 0,446 7,54 0,2007 150

trigo 0,50 30 3 96 0,704 0,427 7,34 0,1994 147

trigo 0,75 30 1 96 0,782 0,505 8,16 0,2001 163

trigo 0,75 30 2 96 0,824 0,546 8,60 0,2005 172

trigo 0,75 30 3 96 0,766 0,489 7,99 0,1993 160

trigo 1,00 30 1 96 0,853 0,576 8,90 0,1995 179

trigo 1,00 30 2 96 1,086 0,809 11,35 0,1999 227

trigo 1,00 30 3 96 0,879 0,602 9,18 0,2010 183

maíz 0,50 60 1 96 0,648 0,370 6,76 0,2012 134

maíz 0,50 60 2 96 0,597 0,320 6,23 0,2002 124

maíz 0,50 60 3 96 0,727 0,449 7,58 0,1994 152

maíz 0,75 60 1 96 0,732 0,455 7,64 0,1999 153

maíz 0,75 60 2 96 0,786 0,509 8,20 0,1993 165

maíz 0,75 60 3 96 0,679 0,402 7,08 0,2015 141

maíz 1,00 60 1 96 0,604 0,327 6,30 0,2001 126

maíz 1,00 60 2 96 0,865 0,588 9,03 0,1992 181

maíz 1,00 60 3 96 0,723 0,446 7,54 0,2010 150

trigo 0,50 60 1 96 0,806 0,529 8,41 0,2004 168

trigo 0,50 60 2 96 0,789 0,511 8,23 0,2002 164

trigo 0,50 60 3 96 0,857 0,579 8,94 0,1999 179

trigo 0,75 60 1 96 0,834 0,556 8,70 0,1998 174

136

trigo 0,75 60 2 96 0,928 0,651 9,69 0,2008 193

trigo 0,75 60 3 96 0,851 0,574 8,89 0,2009 177

trigo 1,00 60 1 96 0,805 0,527 8,40 0,2006 167

trigo 1,00 60 2 96 0,950 0,673 9,92 0,2005 198

trigo 1,00 60 3 96 1,004 0,727 10,49 0,2004 209

blanco 0,163

Para los residuos pretratados con hidróxido de sodio, la expresión para calcular los azúcares

reductores liberados en la hidrólisis enzimática es igual a la utilizada para los pretratados solamente con

ácido.

Tabla N 4: Valores de absorbancias medidos en el licor de la hidrólisis enzimática de residuos de maíz y trigo pretratados con ácido diluido y alcalino

Residuos

Pretratamiento ácido Hidrólisis enzimática de pretrat alcalino ácido

% v/v

Tiempo [min] Muest Tiempo

HE [h] Abs X Abs (abso)

Az red [mg/mL]

peso [g]

Az red [mg/g]

maíz 1,00 30 1 6 0,789 0,707 8,23 0,2007 164

maíz 1,00 30 2 6 0,832 0,751 8,68 0,2013 173

maíz 1,00 30 3 6 0,864 0,782 9,01 0,2000 180

trigo 1,00 60 1 6 0,800 0,718 8,34 0,1999 167

trigo 1,00 60 2 6 0,801 0,719 8,36 0,1999 167

trigo 1,00 60 3 6 0,842 0,761 8,79 0,2007 175

maíz 1,00 30 1 24 0,900 0,818 9,39 0,2007 187

maíz 1,00 30 2 24 0,835 0,753 8,71 0,2013 173

maíz 1,00 30 3 24 0,796 0,714 8,30 0,2000 166

trigo 1,00 60 1 24 0,849 0,768 8,86 0,1999 177

trigo 1,00 60 2 24 0,846 0,765 8,83 0,1999 177

trigo 1,00 60 3 24 0,872 0,791 9,11 0,2007 181

maíz 1,00 30 1 48 1,071 0,909 11,19 0,2007 223

maíz 1,00 30 2 48 0,930 0,767 9,71 0,2013 193

maíz 1,00 30 3 48 0,935 0,772 9,76 0,2000 195

trigo 1,00 60 1 48 0,992 0,829 10,36 0,1999 207

trigo 1,00 60 2 48 0,967 0,805 10,10 0,1999 202

trigo 1,00 60 3 48 1,024 0,861 10,69 0,2007 213

maíz 1,00 30 1 72 0,977 0,814 10,20 0,2007 203

maíz 1,00 30 2 72 0,986 0,823 10,30 0,2013 205

maíz 1,00 30 3 72 1,013 0,850 10,58 0,2000 212

trigo 1,00 60 1 72 1,006 0,844 10,51 0,1999 210

trigo 1,00 60 2 72 0,953 0,790 9,95 0,1999 199

trigo 1,00 60 3 72 1,046 0,883 10,92 0,2007 218

maíz 1,00 30 1 96 1,005 0,842 10,49 0,2007 209

137

maíz 1,00 30 2 96 1,097 0,934 11,46 0,2013 228

maíz 1,00 30 3 96 1,214 1,051 12,68 0,2000 254

trigo 1,00 60 1 96 0,917 0,754 9,57 0,1999 192

trigo 1,00 60 2 96 1,100 0,938 11,49 0,1999 230

trigo 1,00 60 3 96 1,053 0,890 11,00 0,2007 219

2. Absorbancias registradas para kit comerciales

Para calcular las cantidades másicas de cada monómero liberadas se utilizaron las siguientes

expresiones en la hidrólisis ácida:

[ ] ( ) ( ){ } [ ][ ]gM

mLAAAAmLmg

gmgdAz blancoblanco

5012127005,0Re ⋅−−−⋅

=

Ecuación N 5: Cantidad másica de xilosa en la muestra

[ ] [ ][ ]gM

mLA

AmL

mgg

mgdAzstd

5000,1Re ⋅⋅

=

Ecuación N 6: Cantidad másica de glucosa en la muestra

Las absorbancias registradas a 500 nm (glucosa) y 320 nm (xilosa) para las muestras pretratadas

con ácido sulfúrico en el pretratamiento y sacarificación fueron las siguientes:

Tabla N 5: Valores de absorbancias registrados para residuos de maíz y trigo pretratados con ácido

diluido en autoclave a las condiciones especificadas

Residuo

Pretratamiento Xilosa Glucosa

Ácido % v/v

Tiempo [min] M [g] A1

(abs) A2

(abs)

Xilosa [mg/g MS]

A Glucosa mg/mL

Glucosa [mg/g MS]

Maíz 1,00 30 0,2001 0,221 0,828 104 0,042 0,087 22

Maíz 1,00 30 0,2012 0,233 0,753 89 0,129 0,267 67

Maíz 1,00 30 0,1995 0,259 0,953 120 0,075 0,155 39

Trigo 1,00 60 0,2006 0,223 1,150 160 0,155 0,321 80

Trigo 1,00 60 0,2005 0,245 1,223 169 0,059 0,122 31

Trigo 1,00 60 0,2004 0,259 1,234 169 0,072 0,149 37

Std xilosa 0,195 0,721

blanco

0,237 0,247

Std glucosa 0,482

138

Tabla N 6: Valores de absorbancias registrados en la hidrólisis enzimática para residuos de maíz y

trigo pretratados con ácido diluido en autoclave a las condiciones especificadas (std y blanco iguales

a Tabla N-5)

Residuo

Pretratamiento Xilosa Glucosa

Ácido % v/v


(abs) A2

(abs)

Xilosa [mg/g MS]

A Glucosa [mg/mL]

Glucos [mg/g MS]

Maíz 1,00 30 0,2001 0,214 0,490 47 0,298 0,618 154

Maíz 1,00 30 0,2012 0,278 0,423 24 0,267 0,554 138

Maíz 1,00 30 0,1995 0,248 0,403 25 0,264 0,548 137

Trigo 1,00 60 0,2006 0,218 0,456 40 0,342 0,710 177

Trigo 1,00 60 0,2005 0,223 0,581 61 0,414 0,859 214

Trigo 1,00 60 0,2004 0,249 0,471 37 0,412 0,855 213

Tabla N 7: Valores de absorbancias registrados en la hidrólisis enzimática para residuos de maíz y

trigo pretratados con ácido diluido en autoclave a las condiciones especificadas y pret alcalino

Residuo Pretratamiento Xilosa Glucosa

Ácido % v/v


(abs) A2

(abs) mg/g MS A mg/mL mg/g MS

Maíz 1,00 30 0,2007 0,209 0,289 9 0,380 0,788 196 Maíz 1,00 30 0,2013 0,218 0,283 7 0,420 0,871 216 Maíz 1,00 30 0,2000 0,211 0,282 8 0,425 0,882 220 Trigo 1,00 60 0,1999 0,210 0,287 9 0,415 0,861 215 Trigo 1,00 60 0,1999 0,198 0,302 13 0,378 0,784 196 Trigo 1,00 60 0,2007 0,206 0,295 11 0,397 0,824 205 Blanco xilosa 0,206 0,233

Glucosa

0,482

Tabla N 8: Valores de absorbancias registrados en el pretratamiento de residuos de maíz y trigo

pretratados [EMIM][Cl] a 150 °C por 60 min

Residuo M [g] Xilosa Glucosa

A1 (abs)

A2 (abs)

Xilosa [mg/g MS] A Glucosa

[mg/mL] Glucosa

[mg/g MS] Trigo 0,1000 0,509 0,576 12 0,054 0,141 71

Trigo 0,1000 0,497 0,545 6 0,046 0,120 60

Trigo 0,1000 0,443 0,506 11 0,025 0,065 33

Maíz 0,1000 0,213 0,271 9 0,01 0,026 13

Maíz 0,1000 0,209 0,279 13 0,005 0,013 7

Maíz 0,1000 0,217 0,278 10 0,002 0,005 3

Blanco xil 0,202 0,234

Std glucosa 0,382

139

3. Absorbancias registradas para mediciones de lignina soluble

Para las mediciones de lignina soluble, a partir de las absorbancias registradas, se utilizó la

siguiente expresión:

[ ] ( ) [ ][ ]gM

mLVfbAA

gmgLignina blanco ⋅⋅⋅

−=

ε

Ecuación N 7: Cantidad de lignina solubilizada en pretratamientos ácido y alcalino

Donde ε es el coeficiente de absorbancia a 205 nm para lignina, igual a 110 [mL/mg·cm] y b es el

ancho de la cubeta, igual a 1 cm. El volumen de la muestra es V, mientras que f es el factor de dilución.

Tabla N 9: Valores de absorbancias registrados para la medición de lignina en el pretratamiento de

residuos de maíz y trigo con ácido diluido y alcalino

Tag Abs 205 nm Dilución Volumen

[mL] Masa [g] Lignina soluble [mg/g de MS]

A1 0,282 25 50 0,2026 1,3

A2 0,348 25 50 0,1994 5,1

A3 0,422 25 50 0,1993 9,3

B1 0,405 25 50 0,1996 8,3

B2 0,404 25 50 0,2005 8,2

B3 0,503 25 50 0,2022 13,7

C1 0,358 25 50 0,2001 5,6

C2 0,415 25 50 0,2012 8,8

C3 0,461 25 50 0,1995 11,5

D1 0,557 25 50 0,2010 16,8

D2 0,497 25 50 0,2007 13,5

D3 0,528 25 50 0,1994 15,3

E1 0,562 25 50 0,2001 17,2

E2 0,522 25 50 0,2005 14,9

E3 0,587 25 50 0,1993 18,7

F1 0,591 25 50 0,1995 18,9

F2 0,611 25 50 0,1999 20,0

F3 0,597 25 50 0,2010 19,1

G1 0,281 50 50 0,2012 11,5

G2 0,291 50 50 0,2002 12,7

G3 0,301 50 50 0,1994 13,9

H1 0,312 50 50 0,1999 15,1

H2 0,292 50 50 0,1993 12,9

140

H3 0,239 50 50 0,2015 6,8

I1 0,274 50 50 0,2001 10,8

I2 0,280 50 50 0,1992 11,5

I3 0,280 50 50 0,2010 11,4

J1 0,375 50 50 0,2004 22,2

J2 0,374 50 50 0,2002 22,1

J3 0,386 50 50 0,1999 23,5

K1 0,398 50 50 0,1998 24,9

K2 0,401 50 50 0,2008 25,1

K3 0,409 50 50 0,2009 26,0

L1 0,428 50 50 0,2006 28,2

L2 0,418 50 50 0,2005 27,1

L3 0,422 50 50 0,2004 27,6

R1 0,459 3333 4 0,2007 178

R2 0,47 3333 4 0,2013 184

R3 0,484 3333 4 0,2000 193

S1 0,53 3333 4 0,1999 221

S2 0,549 3333 4 0,1999 233

S3 0,501 3333 4 0,2007 203

Los tags A – L siguen la misma nomenclatura citada en la Tabla K-5, mientras que los tags R y S

van acorde lo siguiente:

Tabla N 10: Nomenclatura de ensayos R y S para pretratamiento alcalino adicional

Tag Residuos Muestra

Pretratamiento ácido

Pretratamiento alcalino

Ácido % v/v

Tiempo [min]

Base % p/v

Tiempo [min]

R1 Trigo 1 1,00 60 2,00 60

R2 Trigo 2 1,00 60 2,00 60

R3 Trigo 3 1,00 60 2,00 60

S1 Maíz 1 1,00 30 2,00 60

S2 Maíz 2 1,00 30 2,00 60

S3 Maíz 3 1,00 30 2,00 60

4. Áreas de mediciones en cromatógrafo de gases para cada monómero en ensayo con líquidos

iónicos

La fórmula para el cálculo de las cantidades de azúcares liberados a partir de los valores de áreas

es la siguiente:

141

[ ] ( )( ) ( ) ( )

( )( )

( )( )( )muestraM

enzimatV

muestraV

calibenazúcarc

calibenstdA

calibenmuestraAcalibV

stdA

azúcarAg

mgdoMonosacári ⋅⋅⋅⋅=

Ecuación N 8: Expresión para el cálculo de másico de monosacáridos a través de mediciones GC

Donde:

A (azúcar): es el área del monosacárido en investigación en la muestra

A (std): es el área del estándar (xilitol) suministrado junto a la muestra

A (muestra en calib): es el área del monosacárido en el ensayo de calibración

A (std en calib): es el área del estándar (xilitol) en el ensayo de calibración

C (azúcar en calib): es la concentración de los monosacáridos en la calibración, igual a 0,1 [mg/mL]

V (calib): volumen de calibración, igual a 1 [mL]

V (muestra): volumen de la muestra, igual a 20 [µL]

V (enzimat): volumen del líquido en la sacarificación, asumido constante e igual a 2 [mL]

M (muestra): masa pesada para cada ensayo, igual a 0,1 [g]


sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 80 °C por 60 min y para

residuos sin pretratar

Tag Área monómeros [µV·s]

Arabin Fructosa Galactosa Glucosa Manosa Sucrosa Xilosa Std Std 1.3 378195 666839 380702 401406 113139 376601 373261 535139

Std 2.3 408103 698869 413483 434378 123365 418049 401171 561680

prom std 393149 682854 397093 417892 118252 397325 387216 548410

rp a4 72 14964 1324 1521 288245 809 334 74807 592161

rp a5 72 8996 7574 2725 190194 0 235 49357 486432

rp a6 72 11795 0 3008 192117 0 205 57452 470892

rp h1 72 13458 112 2750 185843 0 387 70796 519122

rp h2 72 8608 0 1688 139124 0 367 52588 455144

rp h3 72 15673 0 2810 200197 0 380 73619 518625

rp maiz 1 72 9891 47170 5570 228770 1521 1180 52402 516417

rp maiz 2 72 7746 102806 2684 214465 1120 336 39177 503967

rp maiz 3 72 10391 71034 4320 198798 1435 435 43347 529985

rp trigo 1 72 13945 9446 3418 172708 908 0 59880 519951

rp trigo 2 72 11744 21484 6597 172699 1723 0 55964 484288

rp trigo 3 72 17510 36986 4297 220353 1515 0 67600 616669

142


sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 121 y 150 °C por 60 min


Arabinos Fructosa Galactosa Glucosa Manosa Sucrosa Xilosa Std STD 1.4 387039 650809 379326 396534 108030 344789 376122 501573

STD 2.4 417118 711107 408327 423618 119558 369197 404650 534145

prom std 402079 680958 393827 410076 113794 356993 390386 517859

RP B1 72 18454 2050 3474 354362 0 723 146985 522678

RP B2 72 17178 2700 3203 378250 709 130331 503496

RP B3 72 11599 1423 2456 291522 0 711 119864 550419

RP C1 72 12892 0 1450 513473 0 1004 546444

RP C2 72 11454 1557 1371 501572 759 206731 526590

RP C3 72 16105 1428 2390 0 996 200440 516635

RP D1 72 13450 0 1612 0 681 562572

RP D2 72 15596 2151 3300 563552 0 946 225128 518617

RP D3 72 17610 2069 3129 626314 0 1133 248685 585796

RP E1 72 14265 327 2583 244976 0 655 53002 529733

RP E2 72 16167 1421 2251 252747 0 702 114292 555798

RP E3 72 14576 1387 1174 239339 0 793 112369 515105

Tabla N 13: Valores de áreas registrados por GC para la medición de monosacáridos a las 6 y 24 h

de sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] a 150 °C por 60 min


Arabinosa Fructosa Galactosa Glucosa Manosa Sucrosa Xilosa Std Std 1.3 378195 666839 380702 401406 113139 376601 373261 535139

Std 2.3 408103 698869 413483 434378 123365 418049 401171 561680

prom std 393149 682854 397093 417892 118252 397325 387216 548410

rp c1 6 6217 520 0 354459 0 0 129864 630517

rp c2 6 6564 0 0 432427 0 243 146233 678132

rp c3 6 7802 0 631 267711 0 767 110884 634028

rp c1 24 11909 1305 2518 531710 0 460 220579 729218

rp c2 24 8573 1198 843 476740 0 971 188945 609073

rp c3 24 13709 1532 1068 379566 0 251 177188 630478

rp d1 6 7875 999 0 339659 0 556 110719 566080

rp d2 6 3718 1974 569 309943 0 417 99631 548579

rp d3 6 6704 1795 0 444705 0 140 138391 540367

rp d1 24 15019 2160 3172 490510 641 577 188317 598468

rp d2 24 11291 2004 2061 574523 706 589 217780 700868

rp d3 24 13819 1753 1062 572460 0 207 211445 607683

143


sacarificación de residuos de maíz y trigo pretratados con [Aliquat+][OH -] y sin solventes a 150 °C

por 60 min


Arabinos Fructosa Galactosa Glucosa Manosa Sucrosa Xilosa Std STD 1.5 333511 577027 326734 343026 111265 321597 323971 432560

STD 2.5 369436 644738 360613 379473 122560 369937 357306 485606

prom std 351474 610883 343674 361250 116913 345767 340639 459083

RP J1 72 581 4856 1286 61146 0 4347 46097 534303

RP J2 72 1573 5320 2021 104257 0 668 23528 529462

RP J3 72 2431 9240 1449 88790 0 555 16231 531398

RP N1 72 2613 7101 1137 83799 0 299 24990 497559

RP N2 72 3480 5787 1683 107455 0 625 13899 544008

RP N3 72 4166 11712 2780 108650 0 596 26706 530599

RP O1 72 8861 17522 2953 159931 1184 571 22929 517288

RP O2 72 10041 17138 2922 184624 806 573 46871 496505

RP O3 72 12418 12251 3320 190832 807 749 50141 503656

RP P1 72 10316 8051 2707 143101 826 624 52402 558799

RP P2 72 9914 4169 2832 154562 1004 544 29534 550459

RP P3 72 15410 14199 4095 302278 0 398 70038 670036

Tabla N 15: Nomenclatura de tags utilizados

Pretratamiento

Residuo Líquido iónico Temperatura °C Tiempo [min]

RP A4 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP A5 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP A6 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP B1 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 121 60

RP B2 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 121 60

RP B3 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 121 60

RP C1 24 Trigo [EMIM+][Cl -] 150 60









144


RP D1 6 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D2 6 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D3 6 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D1 24 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D2 24 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D3 24 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D1 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D2 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP D3 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 60

RP E1 72 Trigo [EMIM+][Cl -] 121 60



RP H1 72 Trigo [EMIM+][Cl -] 80 60



RP I1 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 30

RP I2 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 30

RP I3 72 Maíz [EMIM+][Cl -] 150 30

RP J1 72 Maíz [Aliquat+][OH-] 150 60



RP L1 72 Trigo [EMIM+][Cl -] 150 30



RP N1 72 Trigo [Aliquat+][OH-] 150 60



RP O1 72 Maíz sin solventes 150 60



RP P1 72 Trigo sin solventes 150 60



RP MAIZ 1 72 Maíz sin pretratamiento



145

RP TRIGO 1 72 Trigo sin pretratamiento



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Anexo Ñ: Tiempos de elución y áreas de azúcares en GC

Figura Ñ 1: Cromatograma de sacarificación enzimática

Figura Ñ 2: Cromatograma de MicroExtracción en fase sólida de licor de sacarificación para

determinación de existencia de furfural, para residuos de trigo pretratados con [EMIM+][Cl -] por 60 min a 150 °C (similar resultado para residuos de maíz)

ESTUDIO DE PRETRATAMIENTO CON ÁCIDO...

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