³EFECTO INHIBITORIO DE DILUCIÓN DE SANGRE DE ......A mis hermanos Luis, Mafer, Jenny, Christian,...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

“EFECTO INHIBITORIO DE DILUCIÓN DE SANGRE DE DRAGO Y

EXTRACTO HIDROALCOHÓLICO DE UÑA DE GATO FRENTE A

PORPHYROMONA GINGIVALIS. ESTUDIO IN VITRO”

Proyecto de Investigación presentado como requisito parcial para aprobar el trabajo de

titulación, para optar por el Título de Odontóloga.

Autor: Segura Sangucho Paola Stefania

Tutor: Dr. Juan Pablo Jaramillo Burneo

Quito, Octubre 2018

ii

DERECHOS DE AUTOR

Yo, SEGURA SANGUCHO PAOLA STEFANIA, en calidad de autora de la tesis realizada

sobre “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña

de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”, autorizo a la Universidad

Central Del Ecuador a hacer uso del contenido total o parcial que me pertenecen, con fines

estrictamente académicos o de investigación.

Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8, 19

y de las demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

También autorizo a la Universidad Central del Ecuador realizar la digitalización y

publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo

dispuesto en el artículo 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

………………………………………

SEGURA SANGUCHO PAOLA STEFANIA

CI 19008181236

iii

APROBACIÓN DE TUTORÍA

Yo, JUAN PABLO JARAMILLO BURNEO en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,

modalidad proyecto de Investigación, elaborado por: PAOLA STEFANIA SEGURA

SANGUCHO cuyo tema es: “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto

hidroalcohólico de Uña de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”, previo

a la obtención del título de Odontóloga: considero que el mismo reúne los requisitos y

méritos necesarios en el campo metodológico y epistemológico, para ser sometido a la

evaluación por parte del tribunal examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin

de que el trabajo sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por

la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 20 días del mes de septiembre del 2018.

..........................................

Dr. JUAN PABLO JARAMILLO BURNEO DOCENTE- TUTOR

CI 1713048310

iv

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL

El tribunal constituido por:

Dr. Marcelo Espín, Dr. Fernando Morales. Luego de receptar la presentación oral del trabajo

de titulación previo a la obtención del título de Odontóloga General, presentado por el Srta.

Paola Stefania Segura Sangucho.

Con el título:

“Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña de

Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”

Emite el siguiente veredicto: Fecha:...........................

Para constancia de lo actuado firman:

NOMBRE APELLIDO CALIFICACIÓN FIRMA

Presidente: Dr. Marcelo Espín _____________ _______

Vocal 1 Dr. Fernando Morales _____________ _______

v

DEDICATORIA

Por su apoyo, sus consejos y amor incondicional este logro se lo dedico a mis padres

Gloria y Luis quienes han creído en mí siempre y sobre todo han sabido guiar cada paso

que he dado.

A mis hermanos Luis y Mafer mis segundos padres quienes en ausencia de mis padres me

han sabido guiar y han estado ahí siempre que los he necesitado.

vi

AGRADECIMIENTOS

En primer lugar, agradecida con Dios que me ha permitido obtener este logro.

A los seres que más amo en este mundo, mis padres por ser ese motor que siempre me

impulsa a salir adelante, por apoyarme en cada etapa de mi vida y sobre todo por

brindarme su amor incondicional.

A mis hermanos Luis, Mafer, Jenny, Christian, Jamil y Belén por ser mi ejemplo, mi apoyo

en todo momento, por sus consejos y cada palabra de aliento cuando más lo he necesitado.

A mis sobrinos Alejandro, Mateo e Isabella quienes con su sonrisa y ocurrencias han

sabido llenarme de alegría.

A mi tutor Dr. Juan Pablo Jaramillo quien supo guiarme de la mejor manera a culminar

este proyecto.

A Mercy, Erika, Giovanni, Cristina, Alejandra, Diego, Johana, Ma. Fernanda por

brindarme su amistad y haber compartido conmigo alegrías y tristezas, dejándome el más

bonito recuerdo de la etapa universitaria.

vii

ÍNDICE

DERECHOS DE AUTOR ..................................................................................................... ii

APROBACIÓN DE TUTORÍA ........................................................................................... iii

APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL ............................................................. iv

DEDICATORIA .................................................................................................................... v

AGRADECIMIENTOS ........................................................................................................ vi

ÍNDICE ................................................................................................................................ vii

LISTA DE TABLAS ............................................................................................................ ix

LISTA DE FIGURAS ........................................................................................................... x

LISTA DE ANEXOS ........................................................................................................... xi

RESUMEN .......................................................................................................................... xii

ABSTRACT ....................................................................................................................... xiii

INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1

CAPITULO I ......................................................................................................................... 3

1 PROBLEMA ................................................................................................................. 3

1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ............................................................... 3

1.1.1 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA ............................................................ 4

1.2 OBJETIVOS ........................................................................................................... 5

1.2.1 GENERAL: ..................................................................................................... 5

1.2.2 ESPECIFICOS: ............................................................................................... 5

1.3 HIPOTESIS ............................................................................................................ 6

1.4 JUSTIFICACIÓN ................................................................................................... 7

CAPITULO II ........................................................................................................................ 8

2 MARCO TEORICO ...................................................................................................... 8

2.1 INFECCIONES BUCALES ................................................................................... 8

2.2 ENFERMEDAD PERIODONTAL ........................................................................ 8

2.2.1 DEFINICIÓN .................................................................................................. 8

2.2.2 ETIOLOGÍA .................................................................................................... 9

2.2.3 BIOFILM ......................................................................................................... 9

2.3 PORPHYROMONA GINGIVALIS ..................................................................... 10

2.3.1 MORFOLOGÍA ............................................................................................ 10

2.3.2 TAXONOMÍA .............................................................................................. 11

2.3.3 ESTRUCTURA ............................................................................................. 11

2.3.4 FACTORES DE VIRULENCIA ................................................................... 11

2.4 ANTISEPTICOS EN PERIODONCIA ................................................................ 12

2.4.1 CLORHEXINA ............................................................................................. 12

2.5 FITOTERAPIA ..................................................................................................... 14

2.6 SANGRE DE DRAGO ......................................................................................... 14

2.6.1 TAXONOMÍA .............................................................................................. 14

2.6.2 HÁBITAT ...................................................................................................... 15

2.6.3 PROPIEDADES FÍSICAS ............................................................................ 15

2.6.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA ......................................................................... 15

2.6.5 PRINCIPIOS ACTIVOS ............................................................................... 15

2.6.6 PROPIEDADES TERAPÉUTICAS ............................................................. 16

2.6.7 EFECTOS ADVERSOS ................................................................................ 16

2.7 UÑA DE GATO ................................................................................................... 16

2.7.1 TAXONOMÍA .............................................................................................. 17

viii

2.7.2 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN..................................................................... 17

2.7.3 PROPIEDADES ............................................................................................ 17

2.7.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA ......................................................................... 18

2.7.5 EFECTOS ADVERSOS ................................................................................ 19

CAPITULO III .................................................................................................................... 20

3 MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................... 20

3.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN ................................................................... 20

3.1.1 POBLACIÓN ................................................................................................ 20

3.1.2 MUESTREO .................................................................................................. 20

3.1.3 MUESTRA .................................................................................................... 20

3.1.4 CRITERIOS DE INCLUSIÓN ...................................................................... 20

3.1.5 CRITERIOS DE EXCLUSIÓN .................................................................... 20

3.1.6 VARIABLES ................................................................................................. 21

3.1.7 DEFINICIÓN OPERACIONAL DE LAS VARIABLES ............................. 22

3.1.8 ESTANDARIZACIÓN ................................................................................. 23

3.2 MANEJO Y MÉTODO DE RECOLECCIÓN DE DATOS ................................ 23

3.2.1 FASE PRE-EXPERIMENTAL ..................................................................... 23

3.2.2 Fase de experimental ..................................................................................... 25

CAPITULO IV .................................................................................................................... 36

4 RESULTADOS ........................................................................................................... 36

4.1 ANÁLISIS ESTADISTICO ................................................................................. 37

4.1.1 PRUEBA DE NORMALIDAD ..................................................................... 37

4.2 ANALISIS DESCRIPTIVO ................................................................................. 38

4.3 Muestras independientes-Kruskal-Wallis ............................................................. 41

4.4 PRUEBA MANN WHITNEY .............................................................................. 43

CAPITULO V ..................................................................................................................... 48

5 DISCUSION ................................................................................................................ 48

5.1 CONCLUSIONES: ............................................................................................... 51

5.2 RECOMENDACIONES: ...................................................................................... 52

BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................... 53

ANEXOS ............................................................................................................................. 57

ix

LISTA DE TABLAS

Tabla 1 ................................................................................................................................. 36

Tabla 2 ................................................................................................................................. 36

Tabla 3: Prueba Shapiro-Wilk ............................................................................................. 37

Tabla 4: Medias - Dilución de sangre de drago ................................................................... 38

Tabla 5:Concentraciones - Dilución de sangre de drago ..................................................... 38

Tabla 6:Prueba Wilcoxon - Dilución de sangre de drago .................................................... 39

Tabla 7:Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato .................................................. 39

Tabla 8:Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................................................................ 40

Tabla 9: Prueba Wilcoxon - Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................................ 40

Tabla 10: Prueba Kruskal-Wallis ........................................................................................ 41

Tabla 11: Prueba de Kruskal-wallis..................................................................................... 41

Tabla 12:Medias en relación a clorhexidina 0,12% y Suero Fisiológico ............................ 42

Tabla 13: Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de

uña de gato ........................................................................................................................... 42

Tabla 14: Prueba de Mann Whitney - Dilución de sangre de drago.................................... 43

Tabla 15:Suero fisiológico - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña

de gato ................................................................................................................................. 44

Tabla 16: Prueba de Mann Whitney - Extracto hidroalcohólico de uña de gato ................. 44

Tabla 17 ............................................................................................................................... 45

Tabla 18: HSD Tukey .......................................................................................................... 46

Tabla 19 ............................................................................................................................... 46

Tabla 20:HSD Tukey ........................................................................................................... 47

x

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: Sangre de Drago, dilución 50%, 75%, 100% ....................................................... 24

Figura 2: Uña de Gato, extracto hidroalcohólico 50%, 75%, 100% ................................... 25

Figura 3:Activación de cepa de Porphyromona Gingivalis ................................................. 26

Figura 4: Incubación de medios de cultivo con Porphyromona Gingivalis ........................ 27

Figura 5: Rotulación de cajas Petri ...................................................................................... 28

Figura 6: Estandarización del inoculo bacteriano ............................................................... 29

Figura 7: Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM ............ 30

Figura 8: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ..................... 31

Figura 9: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ..................... 31

Figura 10: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio ................... 32

Figura 11: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio en la jarra

Gaspak ................................................................................................................................. 33

Figura 12: Medición de halos de inhibición ....................................................................... 34

xi

LISTA DE ANEXOS

ANEXO 1: Certificado de elaboración del trabajo. ............................................................ 57

ANEXO 2: Certificado de estado Liofilizado de la cepa. ................................................... 59

ANEXO 3: Activación de la cepa de acuerdo a las especificaciones del fabricante ........... 60

ANEXO 4:Tabla de recolección de datos............................................................................ 61

ANEXO 5: Certificado de manejo de desechos .................................................................. 62

ANEXO 6: Certificado de uso de materia estéril ............................................................... 63

ANEXO 7: Autorización para uso de instalaciones ............................................................ 64

ANEXO 8: Hoja de Resultados ........................................................................................... 65

ANEXO 9: Certificado del Comité de Étoca ...................................................................... 66

ANEXO 10: Aprobación del Tema ..................................................................................... 67

ANEXO 11: Renuncia del Estadístico................................................................................. 69

ANEXO 12: TOPIC ............................................................................................................ 70

ANEXO 13: Certificado del URKUND .............................................................................. 71

xii

TEMA: “Efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico

de Uña de Gato frente a Porphyromona Gingivalis. Estudio in vitro”

Autor: Segura Sangucho Paola Stefania

Tutor: Juan Pablo Jaramillo Burneo

RESUMEN

La enfermedad periodontal es una enfermedad de origen infeccioso que produce gran

destrucción de los tejidos de sostén del diente. Es una enfermedad infecciosa polimicrobiana,

uno de sus agentes etiológicos más importantes es la Porphyromona Gingivalis, especie de

bacterias anaerobias estrictas, Gram Negativas, la misma que aprovecha las condiciones que

tiene el huésped para generar mayor virulencia. Sangre de Drago (Croton lechleri) es una

planta que crece a lo largo de los trópicos y las regiones Amazónicas de América del Sur,

principalmente en países como Colombia, Perú y Ecuador, contiene una resina o látex, al

mismo que se le atribuye propiedades medicinales, cicatrizantes, antivirales, antimicrobiana

como lo demuestran diversos estudios. Uña de Gato (Uncaria Tomentosa) es una planta

originaria de la región Amazónica y de áreas tropicales de clima cálido y húmedo de América

del Sur y Centro américa, de la misma se utiliza la corteza debido a que contiene propiedades

como aantiinflamatoria, antineoplásica, anticonceptiva, inmunoestimulante y propiedades

antioxidantes. Debido a que no se ha encontrado datos científicos que puedan sustentar la

eficacia de estos Fitoterapéuticos frente a la Porphyromona Gingivalis. El objetivo de esta

investigación fue determinar el efecto inhibitorio de la Sangre de Drago y Uña de Gato sobre

cepas de Porphyromona Gingivalis. Se utilizó dilución de Sangre de Drago y extracto

hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100% y dos controles

un control positivo de clorhexidina 0,12% y suero fisiológico como control negativo, se

midió los halos de inhibición, obteniendo que Sangre de Drago en concentraciones del 50%

presenta un halo de inhibición de 9mm sobre Porphyromona Gingivalis, las concentraciones

de 75% y 100% presentan un halo de 6 y 7, las concentraciones de 75% y 100% de Uña de

Gato presentan halos de inhibición de 8 y 9mm y finalmente la concentración de 50% de

Uña de Gato presenta un halo de 6 y 7mm similares al suero fisiológico.

PALABRAS CLAVE: SANGRE DE DRAGO/ UÑA DE GATO/ PORPHYROMONA

GINGIVALIS.

xiii

TOPIC: “Inhibitory effect of the Sangre de Drago and the hydro alcoholic extract of

Cat’s Claw on the Porphyromona Gingivalis. In-vitro study”

Author: Segura Sangucho Paola Stefania

Tutor: Juan Pablo Jaramillo Burneo

ABSTRACT

The periodontal disease is an infectious illness that produces a great damage of the tissues

that hold the tooth. It is a poly-microbial disease and one of its most important etiologic

agents is the Porphyromona Gingivalis, which is a specie of anaerobic, gram-negative

bacteria that takes advantage of the conditions of the host to generate a greater virulence.

The Sangre de Drago (Croton lechleri) is a plant that grows along the tropical areas and the

Amazonian regions of South America, especially in countries like Colombia, Peru and

Ecuador. It has resin, or latex, which is supposed to have medicinal, healing, antiviral and

antimicrobial properties, as shown in different studies. The Cat’s Claw (Uncaria Tomentosa)

is a plant that comes from the Amazonian region and from tropical areas with warm and wet

weather from South and Central America. Its bark is used because it has anti-inflammatory,

antineoplastic, contraceptive, immune-stimulant and antioxidant properties. As it hasn’t

been possible to find scientific data to support the effectiveness of this phyto-therapeutic

elements, the purpose of this research is to determine the inhibitory effect of the Sangre de

Drago and the Cat´s Claw on the strain of Porphyromona Gingivalis. It was performed a

dilution of the Sangre de Drago and hydro alcoholic extract of Cat’s Claw at 50%, 75% and

100%, and two controls: one positive, with chlorhexidine at 0.12% and the other negative

with saline solution. The inhibition halos were measured, and the results showed that the

Sangre de Drago at 50% had a halo of 9mm whwn used against the Porpchyromona

Gingivalis, while the concentrations at 75% and 100% had a halo of 6 and 7mm. The Cat´s

Claw at 75% and 100% showed inhibition halos of 8 and 9mm, and in the last concentration,

at 50%, the halo was of 6 mm and 7mm, similar to that of the saline solution.

KEY WORDS: SANGRE DE DRAGO/ CAT´S CLAW/ PORPHYROMONA

GINGIVALIS.

1

INTRODUCCIÓN

La enfermedad periodontal es un proceso inflamatorio de la encía y del aparato de inserción

adyacente, producido por diversos microorganismos que colonizan el área supra y

subgingival, (1) uno de los principales microorganismos es la Porphyromona Gingivalis,

bacteria gram negativa, anaerobia estricta que aprovecha las condiciones que da el huésped

para generar mayor daño. (2)

Los aspectos anatómicos y fisiológicos del surco y las bolsas periodontales permiten que

sean sitios resistentes al efecto de limpieza de la saliva, de la actividad mecánica de la lengua

y de las mejillas y se convierten en un área con las condiciones adecuadas para su

crecimiento. Inducen reacciones que tienen repercusión a nivel sistémico y pueden incluso

generar o exacerbar procesos patognomónicos que afectarían no solo la salud oral, sino

también la salud general del huésped. (3)

En la actualidad el uso de la fitoterapia como una alternativa terapéutica ha tenido gran

importancia en el ámbito de la salud ya sea para prevenir, para atenuar o para curar un estado

patológico. Durante generaciones las plantas medicinales se han empleado de manera

esporádica como agentes terapéuticos debido a su fácil adquisición, su bajo costo y baja

toxicidad cuando se usa de manera adecuada, esta sería una de las principales ventajas. (4)

Croton lechleri conocida comúnmente como Sangre de Drago es un árbol de gran tamaño

(entre 10 a 20 metros) que crece a lo largo de los trópicos y las regiones Amazónicas de

América del Sur, principalmente en países como Colombia, Perú y Ecuador, contiene una

resina o látex de color rojo similar a la sangre humana de ahí viene su nombre “Sangre de

Drago”, al mismo que se le atribuye propiedades medicinales tales como, cicatrizantes,

antivirales, antimicrobiana según lo demuestran varios diversos estudios. (5,6,7)

Uncaria Tomentosa comúnmente conocida como “Uña de Gato”, es una planta originaria de

la región Amazónica y de otras áreas tropicales de clima cálido y húmedo de América del

Sur y Centro américa. (8) Estudios han demostrado que esta planta tiene propiedades como

anti-inflamatoria, antineoplásica, anticonceptiva, inmunoestimulante y propiedades

antioxidantes. (4)

2

La presente investigación tiene como objetivo determinar el efecto inhibitorio de la Sangre

de Drago y la Uña de Gato sobre cepas de Porphyromona Gingivalis, debido a que no existen

estudios científicos que nos aporten una información fiable sobre la eficacia de estas

diluciones y extractos sobre bacterias periodontopatógenas, de esta manera tratar de impulsar

el uso de estos agentes naturales como coadyuvantes alternativos en el tratamiento de la

enfermedad periodontal, al mismo tiempo que pudieran complementar o sustituir el uso de

otras sustancias que al ser usadas de manera prolongada producen efectos adversos.

3

CAPITULO I

1 PROBLEMA

1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

En el 2005 Bascones y Figuero (9) afirman que las infecciones periodontales son un conjunto

de enfermedades localizadas en la encía y las estructuras de soporte del diente, es una

enfermedad polimicrobiana, uno de cuyos agentes más importantes es la Porphyromona

Gingivalis, especie de bacterias anaeróbicas estrictas, Gram negativas.

El uso de agentes antimicrobianos es considerado como un complemento tanto en la

prevención como en el control de la enfermedad periodontal, en la actualidad existen

alternativas de tratamiento como el uso de antibiótico, colutorios a base de clorhexidina los

mismos que su uso prolongado o de manera no adecuada pueden causar efectos adversos

como resistencia o pigmentación dentaria, por lo cual se busca encontrar nuevas alternativas

de tratamiento.

Por otro lado tenemos el uso de la fitoterapia la misma que Cañigueral en el 2003 la define

como la ciencia que estudia la utilización de los productos de origen vegetal con una

finalidad terapéutica, ya sea para prevenir, atenuar o curar un estado patológico, la Sangre

de Drago es considerada como un importante Fitoterapéutico ya que se le atribuyen

propiedades como cicatrizante, antimicrobiana, antiinflamatoria, etc, Salas Brenes en el

2008 (10) afirma que el uso de Sangre de Drago como coadyuvante en la periodontitis ayuda

a reducir significativamente el tamaño de las bolsas periodontales, por otro lado Cayo en el

2014 y Vásquez en el 2016 afirman que Streptococcus mutans y Candida Albican son

sensibles a la Sangre de Drago.

También tenemos a la Uña de Gato como Fitoterapéutico, Leonardo Costa en el 2009 afirma

que la Uña de Gato también conocida como Uncaria tomentosa es una planta tropical

Amazónica la cual es conocida por sus propiedades como antifúngica, antibacteriana,

anticonceptiva, analgesia, para tratar la artritis, entre otras, afirmando también que es

efectivo para combatir la Candidiasis Oral, por otra parte Ccahuana en el 2007 afirma que

Uncaria Tomentosa presenta efecto antimicrobiano frente a Enterobacteriaceae, S. mutans

y Staphylococcus spp .

4

Debido a la poca cantidad de respaldo teórico entre los dos Fitoterapéuticos se desea saber

cuál es la eficacia de Sangre de Drago y la Uña de gato frente a agentes periodontopatógenos

como los es la Porphyromona Gingivalis.

1.1.1 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA

Es por ello que se realiza la siguiente pregunta: ¿existirá efecto inhibitorio de Dilución de

Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%,

75% y 100% frente a Porphyromona Gingivalis?

5

1.2 OBJETIVOS

1.2.1 GENERAL:

Determinar el efecto inhibitorio mediante la medición del halo de inhibición de dilución de

Sangre de drago y extracto Hidroalcohólico de uña de Gato en concentraciones de 50%, 75%

y 100% sobre la cepa de Potphyromona Gingivalis.

1.2.2 ESPECIFICOS:

1. Medir el halo de inhibición de Diluciones de Sangre de Drago y Extracto

Hidroalcohólico de uña de Gato sobre la cepa de Potphyromona Gingivalis en

tiempos de 24, 48 y 72 horas.

2. Comparar el efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto

hidroalcohólico de Uña de Gato al 100%, 75% y 50% vs la clorhexidina al 0.12%

como control positivo y suero fisiológico como control negativo.

6

1.3 HIPOTESIS

H1

• El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de

Uña de Gato a 100%, 75% y 50% es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%

H0

• El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de

Uña de Gato a 100%, 75% y 50% no es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%

7

1.4 JUSTIFICACIÓN

Varios autores afirman que la enfermedad periodontal es un proceso inflamatorio que afecta

a las estructuras de soporte del diente, está estrechamente relacionado por la acumulación de

placa y cálculo, así como también la colonización de microorganismos en la zona supra y

subgingival, Donald en el 2011 afirma que entre los principales microorganismos presentes

en la periodontitis tenemos a la porphyromona gingivalis, bacteria anaerobia estricta, Gram-

negativa. (11,9,2)

Debido a la gran acumulación de bacterias es de suma importancia el poder controlar los

microrganismos ya sea con sustancias antisépticas o antimicrobianas los mismos que nos

ayudan a disminuir la carba bacteriana de la cavidad bucal, sin embargo, muchas de dichas

sustancias han creado resistencia o suelen tener efectos adversos como la pigmentación

dentaria las mismas que se producen debido a su uso prolongado.

Por lo mencionado anteriormente el campo de la medicina recurre a la investigación de

plantas medicinales que nos ayuden como alternativas o complementos a diversas

infecciones como las orales. El Uso de Sangre de Drago, latex que se obtiene de la palanta

Croton Lechleri nos ayuda en la reducción de las bolsas periodontales, así como también

presenta efecto inhibitorio frente a Streptococcus Mutans y Candida Albicans. Por otra parte,

la Uncaria Tomentosa o Uña de gato nos ayuda como alternativa de tratamiento para la

Candidiasis Oral, también presenta efecto inhibitorio frente a a Enterobacterias, S. mutans

y Staphylococcus spp.

Debido a que no existe respaldo científico sobre la Sangre de Grado y la Uña de Gato como

uso Fitoterapéutico en odontología se procede a realizar el presente estudio el cual busca

determinar el efecto inhibitorio de Dilución de Sangre de Drago y extracto hidoralcohólico

de Uña de gato frente a cepas de Porphyromona Gingivalis, ya que de esta manera podremos

llegar a crear un conocimiento científico que verifique el valor de ambos Fitoterapéuticos

frente a la enfermedad periodontal.

8

CAPITULO II

2 MARCO TEÓRICO

2.1 INFECCIONES BUCALES

Las infecciones bucales se producen debido a que la flora bucal tiene un desequilibrio, las

mismas que pasan de comensales a oportunistas, tienen su origen en la cavidad bucal y

pueden afectar a dientes, periodonto, mucosa oral, lengua y huesos maxilares. Son

producidas por distintos factores y pueden ser polimicrobianas o mixtas. (12,13)

Pueden presentarse de manera aguda con presencia de signos y síntomas o crónica con signos

y síntomas menos evidentes. (13)

2.2 ENFERMEDAD PERIODONTAL

2.2.1 DEFINICIÓN

La enfermedad periodontal es de condición inflamatoria asociadas a la formación y

persistencia del biofilm subgingival bacteriano en la superficie dentaria, que afectan a las

estructuras de sostén de los dientes, a la encía, al ligamento periodontal, cemento radicular,

al hueso alveolar y tejidos gingivales. (14,11)

La enfermedad periodontal está producida por una gran cantidad de microorganismos

patógenos, entre los principales encontramos a las bacterias anaerobias Gram-negativas,

estas bacterias tienen un importante papel en el comienzo y posterior desarrollo de la

enfermedad periodontal debido a que participan en la formación de la bolsa periodontal,

destrucción del tejido conectivo y reabsorción de hueso alveolar a través de un mecanismo

inmunopatogénico. (9,1)

Se incluyen dentro de las enfermedades crónicas multifactoriales, donde la capacidad

reducida del huésped trae como resultado la aparición de alteraciones en el periodonto, que

se expresan desde una discreta inflamación gingival hasta la pérdida de hueso de la cresta

alveolar.

9

Tenemos como enfermedades periodontales de condición inflamatoria tanto a la gingivitis

como a la periodontitis, su formación se debe a la persistencia del biofilm subgingival

bacteriano en la superficie dentaria, es prevalente en la población adulta y produce perdida

de piezas dentarias si no es tratada a tiempo. (11)

Se caracteriza por la infección y eventos proinflamatorios que se manifiestan de diversas

maneras en enfermedades sistémicas y trastornos fisiológicos, el biofilm y sus productos

metabólicos pueden entrar en el torrente sanguíneo, lo que puede tener causalidad con

diversas enfermedades sistémicas y enfermedades degenerativas. (15)

2.2.2 ETIOLOGÍA

La enfermedad periodontal es de origen infeccioso producida principalmente por bacterias

anaerobias Gram-negativas las mismas que se desarrollan dentro del surco gingival, también

es importantes saber que existen diversos factores genéticos, ambientales y biológicos, entre

otros, los mismos pueden favorecer la evolución de la enfermedad a un proceso destructivo

de la unidad gingivo-periodontal. (16,9)

Las bacterias liberan sus productos y estos a su vez estimulan a las células del huésped para

que estos liberen mediadores inflamatorios como las citoquinas y prostaglandinas, las

mismas que van a exacerbar el daño y destrucción de tejidos periodontales. (16,11)

Las bacterias anaerobias gramnegativas más importantes y prevalentes en el área subgingival

son:

Actinobacillus actinomycetemcomitans (Aa),

Porphyromonas gingivalis (Pg),

Prevotella intermedia (Pi)

Tannerella forsythensis (Tf) (9)

2.2.3 BIOFILM

Biofilm se puede definir como una forma de crecimiento más frecuente de las bacterias, una

comunidad bacteriana inmersa en un medio líquido, caracterizada por bacterias que se

encuentran embebidas en una matriz extracelular propia y que se encuentran adheridos a una

superficie viva o inerte. (17,18)

10

Pueden desarrollarse de dos formas:

A partir de una célula planctónica o adhesión primaria es una forma de crecimiento cuando

las bacterias se encuentran suspendidas en un medio líquido, es decir cuando las bacterias se

encuentran en la saliva en un medio líquido, la adhesión secundaria es cuando las bacterias

se unen a una superficie esta puede ser viva o inerte (diente, restauraciones, prótesis o

implantes), en donde forman una película gelatinosa adherente a la cual se le denomina:

Bofilm dental. (17,19)

El biofilm está compuesto por bacterias, que representan un 15%- 20% del volumen, y una

matriz o glicocálix, que representaría el 75% - 80%, el glicocalix está compuesto por una

mezcla de exopolisacáridos, proteínas, sales minerales y material celular, en menor cantidad

se encuentran otras macromoléculas como proteínas, DNA y productos diversos procedentes

de la lisis de las bacterias (17,20)

2.3 PORPHYROMONA GINGIVALIS

Es una bacteria predominante en la enfermedad periodontal, anaeróbica estricta, Gram-

negativa, la misma que aprovecha las condiciones que tiene el huésped para generar mayor

virulencia. Se le asocia con la destrucción activa del aparato de soporte periodontal y con el

inicio y severidad de ciertas enfermedades y condiciones sistémicas, tales como trastornos

cardiovasculares y parto prematuro con bajo peso del neonato. (2,21)

2.3.1 MORFOLOGÍA

Porphyromona gingivalis es un bacilo corto o cocobacilo, que mide de 0.5-0.8um x 1-3.5um

anaerobio estricto, gram negativo, posee abundantes fimbrias, no es esporulado y no tiene

flagelos, siendo considerado un comensal en la cavidad oral, su nutrición depende de

pequeños péptidos y aminoácidos y requiere de hemina como fuente de hierro (2,3)

En su superficie presenta vesículas que contienen una variedad de enzimas que juegan un

rol importante en su virulencia. Así́ también produce múltiples enzimas que tienen capacidad

de degradar compuestos proteicos (2).

11

2.3.2 TAXONOMÍA

Han sido reclasificadas al nuevo genereo de Prevotella las especies de Bacteroides sensibles

a la bilis y moderadamente sacarolíticas, y las especies de Bacteroides asacarolíticas son

ahora miembros del género Porphyromona (22).

La Porphyromona Gingivalis es una bacteria que pertenece al grupo de bacteroides,

anaerobios estrictos, Gran-negativos, no esporulados y de forma bacilar (2,16).

2.3.3 ESTRUCTURA

Su pared celular presenta a nivel de su membrana externa las endotoxinas, son capsulados,

no esporulados, sin flagelos y abundantes fimbrias de diferentes tipos. (2,23)

A nivel superficial presenta vesículas que contienen una variedad de enzimas que juegan un

rol importante en su virulencia. Así también produce múltiples enzimas con capacidad de

degradar compuestos proteicos. (2)

2.3.4 FACTORES DE VIRULENCIA

2.3.4.1 CÁPSULA

Es un factor importante en las infecciones, tiene un factor anti fagocítico, está compuesta

por polisacáridos, es una estructura de importancia ya que permite que la bacteria se

adhiera a las superficies y ayuda a la evasión el sistema inmunológico, eludiendo la

fagocitosis, opsonización y accionar del complemento. (2,23)

2.3.4.2 ENDOTOXINAS

Se encuentra en la membrana externa constituida en gran parte por el lípido A, ayudando a

interrumpir la homeostasis del huésped, su virulencia produce la inflamación gingival, la

misma que se asocia con la destrucción del tejido conectivo y la reabsorción del hueso

alveolar por activación de osteoclastos. (2,21)

12

2.3.4.3 VESÍCULAS DE MEMBRANA EXTERNA

Son sacos cerrados que se encuentran a un nivel más externo de la bacteria, en su interior

contienen numerosas enzimas (fosfolípasa C, proteasas, fosfatasa alcalina, hemolisinas). Las

mismas que al ser liberadas producen daño a las células periodontales y neutrófilos. (2,23)

2.3.4.4 HEMAGLUTININAS

Son proteínas que promueven la colonización por mediación de la unión bacteriana a

receptores oligosacaridos en células humanas, codificadas por el gen hag y estas pueden ser

5 de A-E. (2,23)

2.3.4.5 FIMBRIAS

Están compuestos por monómeros de fimbrilina, codificados por el gen fimA, presentan la

capacidad de unirse a diferentes sustratos, moléculas, y células, como epitelial, fibrinogeno,

fibronectina, también tienen propiedades quimiotácticas y de inducción de citoquinas. (2,23)

2.4 ANTISÉPTICOS EN PERIODONCIA

La terapia periodontal no quirúrgica es la clave para el control y el mantenimiento de la

enfermedad periodontal logrando evitar la fase quirúrgica (raspado y alisado radicular) en

muchos casos, ya que esta no disminuye la carba bacteriana. (24)

Por ello varios estudios recomiendan el uso de sustancias antisépticas, antimicrobianas que

nos ayuden a disminuir la carba bacteriana, como es la clorhexidina la misma que al ser una

sustancia química actúa sobre la placa cuantitativa y cualitativamente. (25)

2.4.1 CLORHEXIDINA

El gluconato de clorhexidina es una sustancia química antibacteriana, el primer compuesto

dentro del grupo de las bisguanidas. (25)

Desarrollada en Inglaterra en 1954, su fórmula base es mínimamente soluble en agua, pero

su forma en sal, el digluconato, es mucho más soluble (25).

13

Ha demostrado tener alta eficacia antiplaca y antigigivitis, reduciendo hasta un 60% la placa,

gingivitis y problemas periodontales. (26)

2.4.1.1 MECANISMO DE ACCIÓN

Efecto bacteriostático es cuando se une fuertemente a la membrana celular bacteriana, lo que

a bajas concentraciones produce un aumento de la permeabilidad con filtración de los

componentes intracelulares incluido el potasio y en concentraciones más altas produce la

precipitación del citoplasma bacteriano y muerte celular que vendría a ser efecto bactericida.

En boca se adsorbe rápidamente a las superficies, incluidos los dientes con película

adquirida, proteínas salivales y a la hidroxiapatita. (25) (24).

“Produce una reducción de la formación de la película adquirida, la alteración del desarrollo

bacteriano y pérdida de inserción del diente”. (27)

2.4.1.2 PRESENTACIÓN

Existen tres tipos de presentación:

A. Digluconato

B. Acetato

C. Hidrocloruro

El más utilizado es el digluconato en concentrados del 0.20 ó 0.12%. (27)

2.4.1.3 REACCIONES ADVERSAS

A. Los enjuagues bucales a base de clorhexidina pueden provocar tinciones de dientes,

restauraciones estéticas (composites) y lengua. (25,27)

B. Altera el sentido del gusto

C. Descamación de la mucosa oral

D. Irritación de la lengua y de la mucosa oral

E. Aparición de resistencias si se utiliza durante largos periodos de tiempo. (25)

14

2.5 FITOTERAPIA

Las plantas para uso medicinal han venido siendo utilizadas desde tiempos inmemoriales

con la finalidad de prevenir y tratar distintos males que afectan al hombre, gracias a sus

componentes químicos y propiedades terapéuticas comprenden un importante arsenal

químico, que ha sido estudiado mínimamente en relación a la gran cantidad de plantas

existentes que se conoce de sus propiedades terapéuticas, sin embargo, no han sido

documentadas y otras que se han extinguido. (28,29)

La Fitoterapia es descrita como una ciencia que investiga el manejo de sustancias de origen

vegetal con fines terapéuticos, buscando prevenir, atenuar o solucionar una enfermedad. (30)

2.6 SANGRE DE DRAGO

Sangre de drago es el nombre común que se le otorga al látex que se produce al cortar la

corteza de algunas especies vegetales tropicales. Se trata de un líquido viscoso, de color rojo

sangre y sabor astringente (31). Tiene componentes químicos que le brindan propiedades

terapéuticas frente a varias enfermedades, tales como, diarreas, úlceras y en la cicatrización

de heridas.

Según Risco en el 2005 afirma que se han documentado al menos 5 especies en Sudamérica,

principalmente en Perú, con capacidad de exudar el látex denominado sangre de drago.

Podemos mencionar las especies Croton lechleri, Croton draconoides, Croton erytrochilus,

Croton palanostigma, Croton huitotorum, presentando características dendrológicas muy

similares entre ellas (6). Croton lechleri es la especie más utilizada y estudiada (31).

2.6.1 TAXONOMÍA

El árbol de la Sangre de drago pertenece a la familia Euforbiáceas, género Croton, la especie

más utilizada de la que se obtiene el látex se denomina lechleri, se lo conoce en toda

Sudamérica con distintos nombres como sangre de drago, sangre de grado, palo de drago,

balsa macho, entre otros. La parte que más se utiliza es el látex que se obtiene de la corteza

del árbol (32,33).

15

2.6.2 HÁBITAT

La Sangre de drago se la puede encontrar en toda América tropical y sub tropical, desde la

Amazonía peruana hasta las Guayanas. En América del Sur se la obtiene en Brasil, Bolivia,

Colombia, Ecuador y Perú. (31)

En nuestro país podemos ubicarlo en la región amazónica principalmente en las provincias

de Napo, Pastaza y Morona Santiago. En la provincia de Pichincha se halla en bosques del

Cantón Mejía y el Cantón Pedro Vicente Maldonado. (34)

2.6.3 PROPIEDADES FÍSICAS

La sangre de drago presenta características similares al de la sangre humana y, algunas

propiedades físicas son compartidas.

Es una sustancia líquida de color rojo, altamente viscosa y un poco más densa que el agua;

se seca rápidamente al contactar con el aire dejando una mancha donde fue colocada, al

frotarlo sobre la piel, produce abundante espuma, es de fácil adherencia, de sabor amargo y

olor agradable, no es miscible en agua, pero sí en alcohol, no es inflamable y tiene un punto

ebullición de 91ºC y de congelación a 0ºC (6).

2.6.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA

Se encontraron en su composición esteroides, cumarinas, alcaloides, flavonoides, taninos,

saponinas, antocianinas; antracenos; compuestos reductores como lactosa, galactosa y

ramnosa, triterpenoides. Compuestos fenólicos (ácido gálico); además contiene vitamina A,

E y C; presenta ácidos orgánicos débiles como almidón, celulosa, grasas, lignanos,

mucílagos, proteínas y catequinas (32).

2.6.5 PRINCIPIOS ACTIVOS

Dentro de los principios activos del látex podemos mencionar metabolitos secundarios

pertenecientes a diferentes grupos: fenoles, terpenoides, alcaloides, leptinas, polipéptidos,

tales como: la taspina que actúa activamente en la cicatrización de heridas. La

16

proantocianidina SP-303 con su acción antiviral y ciertos compuestos fenólicos, ácido

clorequínico y coberinas A y B que cumplen funciones antisépticas y antimicrobianas (6,33).

2.6.6 PROPIEDADES TERAPÉUTICAS

La sangre de drago es utilizada en la medicina tradicional de Sudamérica de la misma manera

que la han utilizado los indígenas desde la antigüedad.

Es recomendada para hemorragias, antiséptico vaginal y por vía tópica, para curar heridas,

ulceras en la boca, intestinos y estómago; como antiviral para virus de vías respiratorias

altas, virus estomacales, entre otros; por vía tópica para trastornos de la piel y picaduras de

insectos (32).

Entre sus principales propiedades terapéuticas tenemos:

A. Actividad Cicatrizante

B. Actividad antiinflamatoria

C. Actividad antiviral y antibacteriana

2.6.7 EFECTOS ADVERSOS

La sangre de drago puede producir:

a) Estreñimiento,

b) Trastornos estomacales

c) Trastornos circulatorios.

No se recomienda utilizarla indiscriminadamente ni en grandes heridas causadas por

quemaduras, debido a la actividad citotóxica de la Taspina; su uso en úlcera duodenal

puede causar lesiones de hígado (33). Sin embargo, se han realizado estudios en ratas

donde no se evidencian efectos de toxicidad a una dosis adecuada según el peso corporal

(7).

2.7 UÑA DE GATO

También conocida como Uncaria tomentosa, la palabra Uncaria proviene del latín uncus

que significa uña o gancho, nos indica la presencia de prominencias en forma de gancho en

la planta. (35).

17

Se da el nombre popular de "Uña de Gato" a plantas trepadoras, especialmente leguminosas,

que poseen espinas recurvadas. Es más utilizado el género Uncaria, y en particular a la

especie tormentosa a la cual se han atribuido importantes propiedades medicinales: como

antiinflamatorios para el tratamiento de enfermedades reumáticas, como citostático para el

tratamiento del cáncer y como antiviral para los casos de síndrome de inmunodeficiencia

adquirida (SIDA), aparte de considerársele como tónico y reconstituyente. (36)

2.7.1 TAXONOMÍA

Pertenece a la familia Rubicacea, la especie mas utilizada es la Uncaria de manera mas

particular la Tomentosa, también se conoce como Naucleaaculeata HBK, Nauclea tomentosa

Willd y Ourouparia Tomentosa (4), se la puede llamar popularmente Uña de gato, garabato

amarillo. (35)

2.7.2 HÁBITAT Y DISTRIBUCIÓN

Podemos encontrar un promedio de 34 especies del género Uncaria distribuidas

mayoritariamente en el área tropical de Asia, presente en menor número en África y en

ciertas áreas de América (35).

El género en Sudamérica se encuentra distribuida desde las Guayanas y Venezuela hasta

Bolivia y Brasil en estos sectores se han descrito dos especies del género Uncaria: Uncaria

guianensis (Aubl.) Gmel y Uncaria tomentosa, siendo la Uncaria tomentosa la que cuenta

con más investigaciones en el campo de la salud (37).

2.7.3 PROPIEDADES

La parte que se utiliza es la corteza o tallo el mismo que es utilizado para el tratamiento

curativo de lesiones tumorales malignas, evita la acumulación de material purulento

previniendo la formación de abscesos, coadyuvante de dolencias gástricas y de

articulaciones presenta efecto antiacnéico (35).

Esta planta presenta acción antiinflamatoria, antipirética, antiestamínica, anticonceptiva,

disminuye el azúcar en sangre, coadyudante de problemas intestinales, empleada en cefaleas,

18

es antibacteriana y antimicótica, presenta acción analgésica y sedativa. (8), también se la

emplea como tratamiento antiviral, antioxidante y como un buen estimulante inmunológico

(38), además presenta muy baja toxicidad, que es una de las mejores ventajas de esta planta.

(4)

2.7.4 COMPOSICIÓN QUÍMICA

La corteza de la Uncaria tomentosa es la fuente principal de materia prima que se

comercializa libremente en el mercado, esta corteza presenta un rendimiento y calidad

heterogénea de compuestos químicos, que poseen buena actividad biológica, debido a

muchos factores como la variación del hábitat (clima, suelo, época del año, altitud, entre

otros) y factores genéticos propios de la planta.

Al igual que los alcaloides presentes en la corteza ya recogida cambian al transcurrir el

tiempo y dependiendo de la época del año que fue cultivada. Siendo la época con mayores

precipitaciones de lluvia entre los meses de Febrero – Abril la mejor época de cultivo. (39)

De la corteza de la planta se han descrito un gran número de compuestos químicos entre los

que tenemos: alcaloides de tipo oxindólicos tetra y pentacíclicos como: la Especiofilina, la

mitrafilina, la uncarina F, la pteropodina, la isomitrafilina, la rinchofilina, la isorrinchofilina,

la isopteropodina, y la N-óxidodihidrocorinanteina. (4) (8). También encontramos:

compuestos de isopentano (3-tripertenos pilihidroxilanos), glicósidos(3 glicósidos del ácido

quinóvico) y esteroides (β- sitosterol, stigmasterol, campesterol) (37). Además de la

presencia de tres importantes flavonoides (Artochamin C, 5’-Hydroxycudraflavone A y

Dihydrocudraflavone B). Y la existencia de triterpenos comunes (ácidos oleanólico y

ursólico). (35)

Los alcaloides oxindólicos son los responsables de estimular al sistema inmunológico del

ser humano ya que promueven una eficaz fagocitosis por parte de: neutrófilos y macrófagos

tisulares. Por su parte la Uncarina F, produce inhibición o disminución del crecimiento

celular de células neoplásicas malignas. Los glicósidos presentes poseen un efecto

inhibitorio de virus principalmente del virus de la estomatitis vesicular. El β- sitosterol posee

un efecto antiinflamatorio moderado. La pteropodina por su parte presenta un efecto

hipotensor y bradicárdico. (37)

19

La mitrafilina es el más sobresaliente de los alcaloides de la Uncaria tomentosa, este es

responsable de las actividades antifúngicas, inmunoestimulantes e antiinflamatorias,

esenciales en el tratamiento de Cándida albicans. (8)El Artochamin C, 5’-

Hydroxycudraflavone A y Dihydrocudraflavone B, son flavonoides presentes en la Uncaria

tomentosa responsables de la actividad antibacteriana y antifúngica que posee esta planta.

(4)

2.7.5 EFECTOS ADVERSOS

a) La Uncaria tomentosa es lo suficientemente segura de usar, aunque su uso por mucho

tiempo puede producir molestias digestivas e hipotensión.

b) Su uso está contraindicado durante el embarazo ya que puede reducir los niveles

plasmáticos de estradiol y progesterona, provocando abortos espontáneos.

c) No se debe confundir la Uncaria tomentosa con el género Brugmansia ya que esta es

tóxica para el sistema nervioso. (37)

20

CAPITULO III

3 MATERIALES Y MÉTODOS

3.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN

Experimental In Vitro: Es experimental y comparativo ya que se estudió el efecto

inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de Uña de

Gato y fue comparado con la Clorhexidina.

3.1.1 POBLACIÓN

Se tomóo como población 15 cajas Petri que fueron inoculadas con Cepas de

Porphyromonas gingivalis ATCC® 33277™, las mismas que fueron obtenidas del

Laboratorio Medibac y viabilizadas en el laboratorio de Microbiología de la Facultad

de Ciencias Químicas UCE, que fueron activadas en medio de Agar Mueller Hinton

3.1.2 MUESTREO

El tipo de muestreo que fue utilizado en la presente investigación es no probabilístico

por conveniencia.

3.1.3 MUESTRA

15 cajas Petri con agar Mueller Hinton inoculadas con Porphyromona Gingivalis, En cada

caja Petri se colocó 8 discos: tres discos con diluciones de 50%, 75% y 100 % de uña de gato

y tres con diluciones de sangre de drago en las mismas concentraciones y dos discos de

control con Clorhexidina al 0.12 % y suero fisiológico como control negativo.

3.1.4 CRITERIOS DE INCLUSIÓN

1. Dilución de Sangre de Drago en concentraciones de 50%, 75%y 100%

2. Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75%y 100%.

3. Cajas petri con agar Muller Hinton sin contaminación

3.1.5 CRITERIOS DE EXCLUSIÓN

• . Cajas Petri con agar Muller Hinton que hayan sido inoculadas y que sufrieran,

21

fractura o contaminación al momento de la inoculación

3.1.6 VARIABLES

3.1.6.1 CONCEPTUALIZACIÓN DE VARIABLES

DEPENDIENTE

EFECTO INHIBITORIO DE PORPHYROMONA GINGIVALIS

Capacidad de Inhibir o limitar el crecimiento y desarrollo de Porphyromona Gingivalis, zona

que forma alrededor de un disco.

INDEPENDIENTES

DILUCIÓN DE SANGRE DE DRAGO DE 50%, 75% Y 100%

Preparado obtenido de la maceración de las hojas de la planta silvestre, que tiene propiedades

medicinales como cicatrizante, antiviral, antimicrobiano.

EXTRACTO HIDROALCOHÓLICO DE UÑA DE GATO DE 50%, 75% y 100%

Preparado de una planta silvestre obtenido mediante proceso de maceración o percolación

con propiedades medicinales como antiinflamoria, antibacteriana, antimicótica.

CLORHEXIDINA AL 0,12% Gold Standar

Es una sustancia antiséptica de acción bactericida y fungicida. Es utilizada en enjuagues

bucales para el tratamiento de la gingivitis y de enfermedades periodontales y en distintos

tratamientos odontológicos, el mismo que es utilizado como gold standar.

SUERO FISIOLOGICO Control Negativo

Solución salina normal, es una solución estéril que contiene cloruro de sodio al 0,9%, el

mismo que será utilizado como control negativo.

22

3.1.7 DEFINICIÓN OPERACIONAL DE LAS VARIABLES

Variables Definición operacional Tipo Clasificación Indicador

categórico

Escala de medición

Efecto inhibitorio Capacidad de Inhibir o limitar el crecimiento y

desarrollo de bacterias como la P.Gingivalis .Se

obtiene mediante observación de las cajas Petri y

medición en mm.

Dependiente Cualitativa Halos de

inhibición

S. Nula < 8mm S.

límite 9-14mm S.

sensible ≥ 20mm

Dilución de Sangre de

Drago 50%, 75%, 100%

Preparado de una planta silvestres que se obtendrá

mediante percolación. Se obtendrá en el

Laboratorio de Ciencias Químicas de la

Universidad Central

Independiente Cuantitativa 1-20 1

20

Extracto Hidroalcohólico

de Uña de Gato 50%,

75%, 100%

Preparado de una planta silvestre obtenido

mediante proceso de maceración o percolación

con propiedades medicinales. Se obtendrá en el

Laboratorio de Ciencias Químicas de la

Universidad Central


20

Clorhexidina

Gold Estándar

Sustancia que limita el crecimiento de

Porphyromona Gingivalis. Dato que se obtiene

mediante observación en la cajas Petri


20

Suero fisiológico

Control negativo

Solución embebida en los discos para sustancia

control


6

23

3.1.8 ESTANDARIZACIÓN

El presente estudio no requiere estandarización debido a que fue realizado por el Ingeniero

Darwin Roldan experto en desarrollar sustancias, el mismo que nos ayudó a realizar la

Dilución de Sangre de Drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato y por la Doctora

Rachide Acosta experta en microbiología la misma que nos ayudó con la activación de la

bacteria, siembra de la bacteria y colocación de los discos para la fase experimental del

presente estudio. (ANEXO1)

3.2 MANEJO Y MÉTODO DE RECOLECCIÓN DE DATOS

3.2.1 FASE PRE-EXPERIMENTAL

3.2.1.1 Obtención del Látex de Sangre de Drago y de la corteza del tallo de la Uña de

Gato

El látex de Sangre de Drago y la corteza de Uña de gato fueron obtenidos directamente por

el investigador en el Barrio Nueva Esperanza en el Cantón El Pangui Provincia de Zamora

Chinchipe.

3.2.1.2 Obtención de dilución de Sangre de Drago.

La dilución se la pudo obtener mediante Oferta de Servicios y Productos (OSP) de la

Facultad de Ciencias Químicas, por intermedio del Ingeniero. Darwin Roldan, quien realizó

la dilución de Sangre de Drago.

a) Recolección de la muestra.

b) El extracto de Sangre de Drago se preparó partiendo del extracto comercial

asumiendo su concentración al 100 %

c) Se procedió a hacer las diluciones respectivas al 75 y 50 % de la siguiente forma.

Para el extracto de 75 % se mezclaron 5 ml de agua destilada y 15 ml del extracto

al 100 %, para el de 50 % se mezclaron 10 ml de agua destilada y 10 ml del

extracto de 100 %.

d) Fueron envasados en frascos ámbar de vidrio.

e) Una vez realizadas las diluciones se procede a esterilizar por radiación UV.

24

Figura 1: Sangre de Drago, dilución 50%, 75%, 100%

Fuente: Paola Segura

3.2.1.3 Obtención del Extracto Hidroalcohólico de la uña de Gato.

El extracto se pudo obtener mediante Oferta de Servicios y Productos (OSP) de la Facultad

de Ciencias Químicas, por intermedio del Ingeniero. Darwin Roldan, quien realizó el

extracto hidroalcohólico de Uña de Gato.

a) Se realizó la desinfección del material vegetal (corteza de uña de gato) con alcohol

antiséptico de 75 °

b) Se pesa el material vegetal, en este caso para obtener el extracto pesamos 50

gramos de material vegetal y añadimos la solución extractora que está compuesta

por alcohol potable y agua destilada en una proporción 1/ 1 es decir 50 ml de agua

y 50 ml de alcohol.

c) Se sometió a extracción continua por 48 horas y luego se filtró.

d) Al filtrado se le añade 50 gramos de material vegetal nuevo y se procede a realizar

la extracción por otras 48 horas.

e) Se procedió de la misma forma con un tercer peso de 50 gramos de material

vegetal.

f) Una vez concluida la extracción se filtró y el extracto obtenido se considera como

de 100 %.

25

g) Se procedió a hacer las diluciones respectivas al 75 y 50 % de la siguiente forma.

Para el extracto de 75 % se mezclaron 5 ml de agua destilada y 15 ml del extracto

al 100 %, para el de 50 % se mezclaron 10 ml de agua destilada y 10 ml del

extracto de 100 %.

h) Se procedió a envasar en frascos ámbar de vidrio.

i) Una vez realizadas las diluciones se procedió a esterilizar por radiación UV.

Figura 2: Uña de Gato, extracto hidroalcohólico 50%, 75%, 100%


3.2.1.4 Compra de la cepa

La cepa fue adquirida mediante la extensión de una autorización del propietario directo de

la cepa, para poder utilizarla.

3.2.1.5 Almacenamiento

El almacenamiento de la cepa se realizó en en los laboratorios de la facultad de Ciencias

Químicas de la Universidad Central del Ecuador para su posterior activación.

3.2.2 Fase de experimental

El presente trabajo de investigación con cepas de Pophyromona gingivalis ATCC®

33277TM puras las mismas que se manipularon debidamente siguiendo las normas de

bioseguridad de manera estricta del Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Ciencias

Químicas de la Universidad Central del Ecuador, que se someten a la reglamentación del

Ministerio de Salud Pública. (ANEXO2)

26

3.2.2.1 Activación de la cepa

Se procedió a viabilizar la cepa bacteriana sembrando los cristales liofilizados contenidos en

el empaque Kwik-Stik, en caldo de tripticasa soya.

Posteriormente se realizó el traslado mediante un hisopo a los medios de cultivo Agar Sangre

y en tripticasa de soya.

Figura 3:Activación de cepa de Porphyromona Gingivalis

Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


27

Al finalizar este procedimiento se procedió a colocar en la jarra Gaspack y posteriormente a

ser incubados por 7 días a 37°C, en el Laboratorio Microbiología de la Facultad de Ciencias

Químicas. (ANEXO3)

Figura 4: Incubación de medios de cultivo con Porphyromona Gingivalis



3.2.2.2 Rotulación

Las cajas Petri fueron rotuladas utilizando un marcador negro permanente, la rotulación se

realizó en la base de las cajas Petri.

En el centro el numero de la caja: CL correspondiente al gluconato de clorhexidina

al 0,12 % (control positivo)

En la parte superior: 50S correspondiente a 50% de Sangre de Drago

En la parte izquierda: 75S y 100S correspondientes a la concentración de 75% y

100% de sangre de Drago a una distancia considerable.

En la parte inferior: 50U correspondiente a 50% de Uña de Gato

En la parte derecha: 75U y 100U correspondiente a la concentración de 75%y 100%

de Uña de Gato a una distancia considerable y SF correspondiente al Suero

Fisiológico (control negativo).

28

Figura 5: Rotulación de cajas Petri Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


El presente estudio fue realizado con cepas de porphyromonas gingivalis puras, las mismas

que fueron manipuladas debidamente bajo estrictas normas de bioseguridad del Laboratorio

de microbiología de la Facultad de Ciencias Químicas de la UCE que se someten a la

reglamentación del MSP y no se intervino en muestras biológicas ni tejidos humanos lo que

lo justifica como un estudio in vitro.

3.2.2.3 Estandarización del inoculo bacteriano

De la cepa que fue incubada inicialmente se procedió a preparar una suspensión

estandarizada; de tal forma que esta pudo presentar la misma turbidez que la escala de

McFarland 0.5 (1X106 UFC/ml).

Dicho procedimiento fue realizado utilizando caldo de tripticasa Soya, el mismo que fue

agitado de manera constante, posteriormente se procedió a comparar visualmente hasta que

este alcance la misma turbidez que la solución McFarland.

La comparación fue realizada mediante luz blanca que es la luz apropiada y con un fondo

blanco con dos líneas negras la misma que nos ayudó a visualizar el contraste.

29

Figura 6: Estandarización del inoculo bacteriano



3.2.2.4 Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM

Para realizar este procedimiento se utilizó un hisopo embebido en el tubo de ensayo en el

cual se obtuvo la Fórmula de MacFarland 0.5 (1X106 UFC/ml). Se procede a pintar la caja

Petri con agar sangre Muller Hinto tanto el medio como la parte interna de la misma, con

movimientos de s itálica, en las 15 Unidades experimentales.

Todo el procedimiento se realizó en el interior de una cámara de flujo laminar.

30

Figura 7: Inoculación de la cepa de Porphyromona Gingivalis ATCC® 3327 TM Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


3.2.2.5 Colocación de discos blancos embebidos en las sustancias de estudio.

a) Procedimos a colocar 15 discos blancos para cada sustancia de estudio, en una caja

Petri vacía con rotulación en la base, después de haber inoculado los medios de

cultivo de agar sangre de cordero con la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC®

33277™. Después se procedió a embeber estos discos mediante el uso de una pipeta

con dilución de sangre de Drago en concentraciones de 50%, 75%, y 100% de la

misma manera se procedió a embeber con extracto hidroalcohólico de Uña de Gato

en concentraciones de 50%, 75%, y 100%, este procedimiento se realizó con puntas

diferentes para cada concentración de las sustancias de estudio.

31

Figura 8: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


b) Posteriormente con una nueva punta se procedió a colocar 15 discos blancos para

embeberlos de clorhexidina al 0,12% (control positivo) y de la misma manera se

procedió a embeber de Suero Fisiológico (control negativo).



32

c) Luego de que los discos estén embebidos con las sustancias de estudio, se procedió

colocar estos discos en cada caja Petri con los medios de cultivo de agar sangre de

cordero inoculados con la cepa de Porphyromona gingivalis ATCC® 33277™, este

procedimiento se realizó utilizando una pinza anatómica, las cajas Petri fueron

previamente rotuladas. Los discos fueron colocados a una distancia no menor a

15mm entre sí y a 1,5 cm del borde de la placa.



33

3.2.2.6 Colocación de los medios de cultivo con los discos embebidos en las

sustancias de estudio en jarra de Gaspak.

Una vez que se finalizó la colocación de los discos en sus respectivas cajas Petri, se

colocaron en una jarra de Gaspak para posteriormente ser incubados por 72 horas a 37o C,

en condiciones de anaerobiosis.

Figura 11: Colocación de discos blancos embebidos en sustancias de estudio en la

jarra Gaspak Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


34

3.2.2.7 Medición de los halos de inhibición

Una vez transcurridas las 72 horas de incubación se procedio a medir los halos de inhibición

que se obtuvieron en los cultivos de Porphyromona gingivalis ATCC® 33277TM. Para

dicho procedimiento colocamos cada caja con cultivo en un contador de colonias y se utilizó

una regla milimetrada para medir los halos de inhibición.

Figura 12: Medición de halos de inhibición Lugar: Laboratorio de Bacteriología Facultad de Ciencias Químicas


50%SD

75%SD

100%SD

50% UG

75% UG

SF

100% UG

CL

35

Para este procedimiento se tomó en cuenta la escala de Duraffourd 1986; la cual nos dice

que: El diámetro de la HICM: nula(-) si fue inferior o igual a 8 mm; sensibilidad limite (

sensible =+) de 9 a 14 mm ; media ( muy sensible =++) de 15 a 19 mm y sumamente sensible

( S.S.= +++) si fue igual o superior a 20 mm.

3.2.2.8 Manejo y recolección de datos

La recolección de datos de las muestras analizadas, se registró en el Laboratorio de

Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador

con la ayuda del personal. Dichos datos se escribieron a mano en una tabla impresa en hoja

de papel bond. (Anexo 4)

3.2.2.9 Manejo y eliminación de deshechos

Todo este procedimiento fue realizado en una cámara de flujo laminar, el instrumental que

se utilizo fue esterilizado y suministrado por el Laboratorio de Bacteriología de la Facultad

de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.

Las 15 cajas Petri utilizadas en este procedimiento fueron esterilizadas en autoclave.

Una vez que se terminó el proceso se desecharon en fundas rojas, rotuladas de manera

adecuada “DESECHOS INFECCIOSOS”, de acuerdo al protocolo de manejo de desechos

establecido por el Laboratorio de Bacteriología de la Facultad de Ciencias Químicas de la

Universidad Central del Ecuador. (ANEXO5)

36

CAPITULO IV

4 RESULTADOS

Dilución de sangre de drago 50% 75% 100%

24 h 48h 72h 24 h 48h 72h 24 h 48h 72h

Repetición Halos de inhibición (mm)

1 8 8 8 8 8 8 9 9 9

2 10 10 10 7 7 7 8 8 8

3 9 9 9 8 8 8 7 7 7

4 9 9 9 8 8 8 8 8 8

5 10 10 10 7 7 7 7 7 7

6 9 9 9 8 8 8 7 7 7

7 10 10 10 9 9 9 7 7 7

8 10 10 10 8 8 8 7 7 7

9 9 9 9 8 8 8 9 9 9

10 8 8 8 7 7 7 8 8 8

11 9 9 9 8 8 8 7 7 7

12 10 10 10 8 8 8 8 8 8

13 10 10 10 9 9 9 8 8 8

14 9 9 9 8 8 8 8 8 8

15 9 9 9 8 8 8 9 9 9

Tabla 1 Fuente: Paola Segura

Extracto hidroalcohólico de uña de gato Clorhexidina

0,12%

Suero

fisiológico 50% 75% 100%

24h 48

h

72h 24 h 48h 72h 24h 48h 72h

Halos de inhibición (mm) 6 6 6 6 6 6 6 6 6 12 6

6 6 6 10 10 10 8 8 8 13 6

6 6 6 8 8 8 8 8 8 13 6

7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6

7 7 7 8 8 8 11 11 11 13 6

7 7 7 9 9 9 9 9 9 12 6

7 7 7 9 9 9 11 11 11 11 6

7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6

6 6 6 8 8 8 9 9 9 11 6

7 7 7 8 8 8 9 9 9 13 6

7 7 7 9 9 9 8 8 8 12 6

7 7 7 9 9 9 9 9 9 13 6

7 7 7 10 10 10 8 8 8 11 6

6 6 6 9 9 9 8 8 8 12 6

7 7 7 9 9 9 10 10 10 13 6

Tabla 2 Fuente: Paola Segura

37

4.1 ANÁLISIS ESTADISTICO

Para el estudio estadístico se utiliza el programa SPSS 25 con el objetivo de determinar el

efecto inhibitorio mediante la medición del halo de inhibición de dilución de Sangre de drago

y extracto Hidroalcohólico de uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100% sobre

la cepa de Potphyromona Gingivalis. Además, se utiliza un nivel de significancia del 95% y

5% de error.

4.1.1 PRUEBA DE NORMALIDAD

Para utilizar las pruebas estadísticas, primero se realiza la prueba de normalidad,

determinando las siguientes hipótesis.

H1 Las muestras no provienen de poblaciones con distribución normal.

H0 Las muestras provienen de poblaciones con distribución normal

Tabla 3: Prueba Shapiro-Wilk

Shapiro-Wilk

Estadístico gl Valor p

Dilución de sangre de drago 50% ,798 15 ,003



Extracto uña de gato 50% ,603 15 ,000



Clorhexidina 0,12% ,806 15 ,004

Suero fisiológico . 15 .

Fuente: Ing. Luis Yumi

Como las muestras son menores a 50 se utiliza la prueba Shapiro-Wilk; donde se evidencia

que el valor p(significancia)<0,05 se rechaza la H0. Entonces, se evidencia que las muestras

no provienen de muestras normales y se utiliza pruebas no paramétricas.

38

4.2 ANÁLISIS DESCRIPTIVO

Datos descriptivos - Dilución de sangre de drago

Tabla 4: Medias - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi

Se evidencia que las medias en concentraciones del 50% son superiores al de 75% y 100%

respectivamente. Mientras el de 75% es superior al del 100%.

Tabla 5:Concentraciones - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi

Las 15 repeticiones a concentración del 50% son superiores, donde la primera y décima

repetición tienen los halos de inhibición (mm) más bajos.

9,2

7

9,2

7

9,2

7

7,9

3

7,9

3

7,9

3

7,8

0

7,8

0

7,8

0

7,00

7,50

8,00

8,50

9,00

9,50

24 H 48H 72H 24 H 48H 72H 24 H 48H 72H

50% 75% 100%

Medias - Dilución de sangre de drago

0

2

4

6

8

10

12

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Concentraciones - Dilución de sangre de drago

50% 75% 100%

39

Muestras relacionadas

Considerando la prueba no paramétrica para datos relacionados se utiliza Wilcoxon, que

permite analizar la diferencia en el tiempo

Estadísticos de prueba Wilcoxon

Dilución de sangre de drago de 50% en relación al 75% y 100%

Concentraciones - tiempo Valor p (significancia)

50% - 75% - 24 h ,001

50% - 100% - 24 h ,003

75% - 100% - 24 h ,593

50% - 75% - 48 h ,001

50% - 100% - 48 h ,003

75% - 100% - 48 h ,593

50% -75% - 72 h ,001

50% -100% - 72 h ,003

75% -100% - 72 h ,593

Tabla 6:Prueba Wilcoxon - Dilución de sangre de drago Fuente: Ing. Luis Yumi

Según esta prueba se evidencia que el efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago en

la concentración de 50% a 75%; y 50% a 100% si existe variación, mientras en las

concentraciones de 75% a 100% estadísticamente la variación no es significante.

Datos descriptivos - Extracto hidroalcohólico de uña de gato

Tabla 7:Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi

6,6

7

6,6

7

6,6

7 8,6

7

8,6

7

8,6

7

8,6

7

8,6

7

8,6

7

-

2,00

4,00

6,00

8,00

10,00

24 H 48H 72H 24 H 48H 72H 24 H 48H 72H

50% 75% 100%

Medias -Extracto hidroalcohólico de uña de gato

40

En el extracto hidroalcohólico de uña gato se evidencia que las concentraciones de 75% y

100% son iguales, pero superiores al de 50%..

Tabla 8:Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi

Como se observa en la figura las concentraciones del 100% en las repeticiones cinco y

siete son superiores al resto.

Estadísticos de prueba Wilcoxon

Extracto hidroalcohólico de uña de gato 50% en relación al 75% y 100%

Concentraciones - tiempo Valor p (significancia)

50% -75% - 24 h ,001

50% -100% - 24 h ,001

75% -100% - 24 h ,927

50% -75% - 48 h ,001

50% -100% - 48 h ,001

75% -100% - 48 h ,927

50% -75% - 72 h ,001

50% -100% - 72 h ,001

75% -100% - 72 h ,927

Tabla 9: Prueba Wilcoxon - Extracto hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi

0

2

4

6

8

10

12

0 2 4 6 8 10 12 14 16

Extracto hidroalcohólico de uña de gato

50% 75% 100%

41

Según esta prueba se evidencia que Extracto hidroalcohólico de uña de gato en la

concentración 50% en relación de 75% y 100% si existe una variación. Pero el 75% y 100%

no.

4.3 Muestras independientes-Kruskal-Wallis

La prueba para muestras independientes en grupo de utiliza la prueba Kruskal-Wallis que

permite relacionar las variables dependientes e independientes.

Tabla 10: Prueba Kruskal-Wallis Estadísticos Kruskal-Wallis

Kruskal-Wallis 94,358

Gl 7

Sig. asintótica ,000


Tabla 11: Prueba de Kruskal-wallis


42

A continuación, se presenta las medias en relación a la clorhexidina 0,12% y Suero

Fisiológico

Tabla 12:Medias en relación a clorhexidina 0,12% y Suero Fisiológico Fuente: Ing. Luis Yumi

Se evidencia que la media de la clorhexidina 0,12% es 12,20, por ende es superior al Dilución

de sangre de drago y al Extracto hidroalcohólico de uña de gato, pero el suero fisiológico

con una media de 6 es inferior a todas las repeticiones.

Tabla 13: Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago - Extracto

hidroalcohólico de uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi

12

,20

6,0

0

9,2

7

7,9

3

7,8

0

6,6

7 8

,67

8,6

7

0

2

4

6

8

10

12

14C

LOR

HEX

IDIN

A 0

,12

%

SUER

O F

ISIO

LÓG

ICO

Dilu

ció

n d

e s

angr

e d

ed

rago

50

%

Dilu

ció

n d

e s

angr

e d

ed

rago

75

%

Dilu

ció

n d

e s

angr

e d

ed

rago

10

0%

Extr

acto

de

uñ

a d

e ga

to5

0%

Extr

acto

de

uñ

a d

e ga

to7

5%

Extr

acto

de

uñ

a d

e ga

to1

00

%

0

5

10

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Clorhexidina 0,12% - Dilución de sangre de drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato

CLORHEXIDINA 0,12% Dilución de sangre de drago 50%

Dilución de sangre de drago 75% Dilución de sangre de drago 100%

Extracto de uña de gato 50% Extracto de uña de gato 75%

Extracto de uña de gato 100%

43

Se evidencia que la Clorhexidina 0,12%, es superior que las concentraciones tanto de la

Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato. Para analizar la

relación con control positivo se utiliza la prueba estadística Mann Whitney (para muestras

independientes)

4.4 PRUEBA MANN WHITNEY

Tabla 14: Prueba de Mann Whitney - Dilución de sangre de drago Prueba de Mann Whitney

Grupos N Rango promedio U - Mann

Whitney

p(valor)

Dilución de sangre de

drago 50%

15 8,00 0,00 0,00

CLORHEXIDINA 0,12% 15 23,00


drago 75%

15 8,00 0,00 0,00



drago 100%

15 8,00 0,00 0,00


Extracto de uña de gato

50%

15 8,00 0,00 0,00



75%

15 8,00 0,00 0,00



100%

15 8,00 0,00 0,00



Se evidencia estadísticamente que existe una variación entre la Clorhexidina 0,12% -

Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato, al considerar que el

valor de p<0,05.

44

Tabla 15:Suero fisiológico - Dilución de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de

uña de gato Fuente: Ing. Luis Yumi

Se evidencia que las repeticiones del valor negativo son menores a la Dilución de sangre de

drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato.

Tabla 16: Prueba de Mann Whitney - Extracto hidroalcohólico de uña de gato Prueba de Mann Whitney

Grupos N Rango

promedio

U - Mann

Whitney

p(valor)

Dilución de sangre de drago 50% 15 8,00 0,00 0,00

Suero Fisiológico 15 23,00





Extracto de uña de gato 50% 15 8,00 37,50 0,286







0

5

10

15

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Suero fisiológico- Dilución de sangre de drago y Extracto hidroalcohólico de uña de gato

SUERO FISIOLÓGICODilución de sangre de drago 50%Dilución de sangre de drago 75%Dilución de sangre de drago 100%Extracto de uña de gato 50%

45

Se evidencia estadísticamente que existe una variación entre el suero fisiológico - Dilución

de sangre de drago - Extracto hidroalcohólico de uña de gato, al considerar que el valor de

p<0,05. Excepto, la relación entre Extracto de uña de gato 50% y Suero Fisiológico que el

valor de significancia > 0,05.

Para aprobar las hipótesis de investigación:

H1 El efecto inhibitorio de dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña

de Gato a 100%, 75% y 50% es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%

H0 El efecto inhibitorio De dilución de Sangre de Drago y extracto hidroalcohólico de Uña

de Gato a 100%, 75% y 50% no es igual o mayor al de la clorhexidina al 0,12%

Se aprueba la hipótesis alternativa porque el valor p<0,05. En función de la escala de

medición según Duraffourd, se aprueba la igual de efecto inhibitorio de la dilución de Sangre

de Drago de la concentración al 50%; y extracto hidroalcohólico de Uña de Gato de la

concentración del 75% con respecto a la clorhexidina 12%.

Dilución de Sangre de Drago

50% 75% 100% CLORHEXIDINA 12% SUERO FISIOLÓGICO

PROME

DIO

Medició

n

Promedio Medició

n

Promedio Medició

n

Promedio Medició

n

Promedio Medició

n

8 Nula 8 Nula 9 Sensible 12 Sensible 6 Nula

10 Sensible 7 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula





10 Sensible 9 Sensible 7 Nula 11 Sensible 6 Nula


9 Sensible 8 Nula 9 Sensible 11 Sensible 6 Nula

8 Nula 7 Nula 8 Nula 13 Sensible 6 Nula



10 Sensible 9 Sensible 8 Nula 11 Sensible 6 Nula


9 Sensible 8 Nula 9 Sensible 13 Sensible 6 Nula

Tabla 17 Fuente: Ing. Luis Yumi

46

Comparaciones multiples

Variable dependiente: Dilución de Sangre de Drago

HSD Tukey

(I) Grupos (J) Grupos Diferencia de medias (I-J) Desv. Error Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior Límite superior

Clorhexidina 12%

50% ,13333 ,10571 ,715 -,1627 ,4293

75% ,86667* ,10571 ,000 ,5707 1,1627

100% ,80000* ,10571 ,000 ,5040 1,0960

5,00 1,00000* ,10571 ,000 ,7040 1,2960

*. La diferencia de medias es significativa en el nivel 0.05.

Tabla 18: HSD Tukey Fuente: Ing. Luis Yumi

Solo la concentración de la Dilución de Sangre de Drago es sensible en relación a la

Clorhexidina, el resto de concentraciones no.

Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato

50% 75% 100% Clorhexidina 12% Suero Fisiologico

Promedi

o

Medició

n

Promedi

o

Medició

n

Promedi

o

Medició

n

Promedi

o

Medició

n

Promedi

o

Medició

n


6 Nula 10 Sensible 8 Nula 13 Sensible 6 Nula




7 Nula 9 Sensible 9 Sensible 12 Sensible 6 Nula










Tabla 19 Fuente: Ing. Luis Yumi

47

Comparaciones multiples

Variable dependiente: Extracto hidroalcohólico de Uña de Gato

HSD Tukey

(I) Grupos (J) Grupos

Diferencia de

medias (I-J) Desv. Error Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior Límite superior

Clorhexidina 12%

50% 1,00000* ,11602 ,000 ,6751 1,3249

75% ,33333* ,11602 ,042 ,0085 ,6582

100% ,53333* ,11602 ,000 ,2085 ,8582

Tabla 20:HSD Tukey

Tabla 20


La diferencia de medias es significativa en el nivel 0.05.

48

CAPITULO V

5 DISCUSIÓN

En el presente estudio In-Vitro, se evaluó la capacidad inhibitoria de dilución de sangre de

Drago y extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50%, 75% y 100%

en comparación con clorhexidina al 0,12% frente a cepas de Porphyoromona Gingivalis.

Como una alternativa de prevención, así mismo buscando que complemente el tratamiento

periodontal como lo es el raspado y alisado.

No se han evidenciado estudios en los que se analice el efecto de Sangre de Drago y Uña de

Gato frente a Porphyromona Gingivalis específicamente, sin embargo, existen estudios que

están relacionados como:

El realizado por Lazo J. en el 2007 (40) quien en un estudio in Vivo en mujeres embarazadas

con gingivitis propia del embarazo demostró que el uso de Sangre de Drago ayuda a reducir

los signos de la Gingivitis en el embarazo, de cierta forma el uso de este agente también

ayudó a inhibir el crecimiento de cierto tipo de bacterias que se relacionan con la gingivitis.

En relación con el estudio mencionado podemos decir que al realizar el presente estudio

determinamos que Sangre de Drago en concentración de 50% puede inhibir el crecimiento

de Porphyromona Gingivalis, la misma que es una bacteria presente en la cavidad oral y es

uno de los principales agentes etiológicos de enfermedades periodontales.

Así como también el estudio de Ccahuana Vasquez y col. En el 2007 (4) quienes pudieron

comprobar mediante un estudio In- vitro que Uncaria Tomentosa (Uña de Gato)

micropulverizada puede inhibir el crecimiento de bacterias: como Streptococcus mutan,

Staphylococcus aureus, S. intermedius y enterobacterias como: Klebsiella Pneumoniae y

Citrobacter Freundii las mismas que se pueden encontrar en la cavidad oral y que bajo

ciertas condiciones son agentes etiológicos de enfermedades. Mediante el presente estudio

también se pudo determinar que el Extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato (Uncaria

Tomentosa) presenta inhibición del crecimiento de porphyromona gingivalis bacteria

presente en la cavidad bucal, llegando a tener un halo de 8mm en concentraciones de 75% y

100%.

49

También encontramos que mediante un estudio In-Vitro realizado por Cayo y Barrea en el

2014 (41) el cual demuestra que Sangre de Drago (Croton lechleri) provenientes de Perú, en

concentraciones 50 % y 75% puede inhibir el crecimiento de Streptococcus Mutans, bacteria

presente en la cavidad oral la misma que es agente etiológico de la caries. De la misma

manera al realizar el presente estudio se pudo comprobar que la sangre de Drago (Croton

lechleri) en concentraciones de 50% también tiene acción sobre la Porphyromona Gingivalis

la misma que también se la puede encontrar en la cavidad oral y es agente etiológico de

enfermedades periodontales.

En un estudio realizado por Herrera y col. En el 2010 (38) en el que comprueba que el 2%

de gel de Uncaria tomentosa puede inhibir microorganismos endodónticos presentes en el

conducto del diente así como también en la cavidad oral, las mismas que son Enterococcus

faecalis, Sthaphylococcus aureus y Candida albicans, también se pudo determinar que si se

combina clorhexidina y Uncaria tomentosa tiene mayor acción inhibitoria frente a estos

microorganismos. En relación al estudio mencionado con el presente estudio pudimos

determinar que Porphyromona Gingivalis bacteria presente en la cavidad oral, presenta

sensibilidad al Extracto Hidroalcohólico de Uña de Gato (Uncaria Tomentosa) en

concentraciones del 75% y 100% llegando a tener un halo de hasta 8mm.

Un estudio realizado por Salas y Retana en el 2008 (10) en el cual se analizó la acción de la

Sangre de Drago en el tratamiento de la enfermedad periodontal, este estudio se realizó en

pacientes de 18 años con periodontitis crónica del adulto en el cual se pudo comprobar que

con la aplicación de Sangre de Drago se puede reducir las bolsas periodontales en un 19%

en la superficie vestibular y un 24% en la superficie palatina y lingual, de cierta forma al

ayudar a reducir el tamaño de las bolsas periodontales también tiene acción sobre bacterias

que se presentan en las bolas periodontales. En relación con el estudio mencionado en el

cual no se especifican las bacterias que están siendo inhibidas por la Sangre de Drago con el

presente estudio se pudo determinar que por efecto de Sangre de Drago en concentraciones

50% se produce inhibición del crecimiento de Porphyromona Gingivalis la misma que es

una bacteria presente en la cavidad oral y uno de los principales agentes etiológicos de la

enfermedade periodontal por ende se encuentran en las bolsas periodontales, llegando a tener

un halo de 9mm.

50

De acuerdo con las pruebas estadísticas nos dio como resultado que la clorhexidina al 0,12%

tiene mayor efecto que la dilución de Sangre de Drago y Extracto Hidroalcohólico de uña

de Gato, sin embargo, cabe mencionar que la Sangre de Drago al 50% y Uña de Gato al 75%

y 100% se les puede tomar en cuenta como un método inhibitorio y de prevención de manera

accesible y asequible frente a Porphyromona Gingivalis.

Debido a que no se registran datos de Sangre de Drago y Uña de Gato frente a microbiota

periodontopatógena se procedió a realizar la presente investigación.

En la cual pudimos determinar que la Sangre de Drago en una concentración de 50% presenta

efecto inhibitorio sobre Porphyromona Gingivalis con un halo de inhibición de 9mm y Uña

de Gato en concentraciones de 75% Y 100% presenta efecto inhibitorio sobre Porphyromona

Gingivalis con un halo de inhibición de 8mm.

51

5.1 CONCLUSIONES:

1. La Dilución de Sangre de Drago puede inhibir el crecimiento frente a Porphyromona

Gingivalis en concentraciones del 50% llegado a formar un halo de 9mm.

2. Diluciones de sangre de Drago en concentraciones de 75% Y 100% presentan bajo

efecto inhibitorio de crecimiento frente a Porphyromona Gingivalis llegando a

formar un halo de 7 mm.

3. El extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 75% y 100%

presentan efecto inhibitorio frente a Porphyromona Gingivalis llegando a formar un

halo de 8mm.

4. El extracto hidroalcohólico de Uña de Gato en concentraciones de 50% presentan

efecto inhibitorio similar al suero fisiológico frente a Porphyromona Gingivalis.

5. Al comparar la dilución de Sangre de Drago y Extracto Hidroalcohólico con la

clorhexidina al 0,12% podemos determinar que la clorhexidina tiene mejor efecto

inhibitorio sobre Porphyromona Gingivalis.

52

5.2 RECOMENDACIONES:

1. Se recomienda hacer estudios de Sangre de Drago frente a otros patógenos comunes

de la cavidad oral.

2. Se recomienda realizar estudios in vivo de Uña de Gato que analice su

comportamiento en la cavidad oral y los posibles efectos adversos.

3. Se recomienda realizar estudios in-vivo se Sangre de Drago en pacientes con

enfermedades periodontales.

53

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57

ANEXOS

ANEXO 1: Certificado de elaboración del trabajo.

59

ANEXO 2: Certificado de estado Liofilizado de la cepa.

60

ANEXO 3: Activación de la cepa de acuerdo a las especificaciones del fabricante

61

ANEXO 4:Tabla de recolección de datos

Extracto hidroalcohólico de uña de gato Clorhexidina

0,12%

Suero

fisiológico 50% 75% 100%

24h 48h 72h 24 h 48h 72h 24h 48h 72h

Halos de inhibición (mm)

Dilución de sangre de drago

50% 75% 100%

24 h 48h 72h 24 h 48h 72h 24 h 48h 72h

Repetición Halos de inhibición (mm)

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

62

ANEXO 5: Certificado de manejo de desechos

63

ANEXO 6: Certificado de uso de materia estéril

64

ANEXO 7: Autorización para uso de instalaciones

65

ANEXO 8: Hoja de Resultados

66

ANEXO 9: Certificado del Comité de Ética

67

ANEXO 10: Aprobación del Tema

69

ANEXO 11: Renuncia del Estadístico

70

ANEXO 12: TOPIC

71

ANEXO 13: Certificado del URKUND

72

ANEXO: Solicitud Repositorio

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