Efecto de la adición del extracto hidroetanólico de ...

Universidad Nacional Mayor de San Marcos Universidad del Perú. Decana de América

Facultad de Química e Ingeniería Química

Escuela Profesional de Ingeniería Agroindustrial

Efecto de la adición del extracto hidroetanólico de

semilla de ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) en

forma libre y microencapsulado sobre la calidad de la

galleta

TESIS

Para optar el Título Profesional de Ingeniero Agroindustrial

AUTORES

Nahum CAPILLO HERRERA

Katherine Kelly NAVARRO VALDEZ

ASESOR

Oscar Pedro SANTISTEBAN ROJAS

Lima, Perú

2019

Reconocimiento - No Comercial - Compartir Igual - Sin restricciones adicionales

https://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/

Usted puede distribuir, remezclar, retocar, y crear a partir del documento original de modo no

comercial, siempre y cuando se dé crédito al autor del documento y se licencien las nuevas

creaciones bajo las mismas condiciones. No se permite aplicar términos legales o medidas

tecnológicas que restrinjan legalmente a otros a hacer cualquier cosa que permita esta licencia.

Referencia bibliográfica

Capillo, N. & Navarro, K. (2019). Efecto de la adición del extracto hidroetanólico

de semilla de ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) en forma libre y

microencapsulado sobre la calidad de la galleta. [Tesis de pregrado, Universidad

Nacional Mayor de San Marcos, Facultad de Química e Ingeniería Química, Escuela

Profesional de Ingeniería Agroindustrial]. Repositorio institucional Cybertesis

UNMSM.

DEDICATORIA

A Dios, por ser mi guía y la fuente que me llena de fe, paz y amor. Gracias por haberme dado las

fuerzas necesarias para poder terminar este trabajo de investigación, cumpliendo tu propósito y

servirte así en otra área de mi vida.

A mis padres, Jesús e Irene, y a mi tío Juan, por todo su apoyo, comprensión y amor incondicional

durante todo este tiempo, llenándome de valor y esperanza. Gracias por esos momentos que desde

la infancia he vivido con ustedes y de los cuales serán mi mayor recuerdo en esta vida, los amo.

A mi hermano Javier, por todos tus consejos y apoyo que me ayudaron en muchas ocasiones a

enrumbarme y seguir mi camino. Por esas travesuras de niños que recordaré con mucho cariño. A

mi hermana Celeste, mujer esforzada y valiente, de quien tengo el anhelo de que algún día sea yo

quien lea su tesis.

Y a mi mejor amiga de este mundo mundial, Kathy, gracias por todo este tiempo que pasamos juntos,

correteando de un lugar a otro en búsqueda de puertas, que gracias a Dios, fueron abiertas y

permitieron culminar este sueño que un día emprendimos juntos… “Más valen dos que uno, porque

obtienen más fruto de su esfuerzo. Si caen, el uno levanta al otro”.

Nahum

A mi Dios. Mi fuerza viene de ti, tu Espíritu me reconforta, me alienta a seguir, me consuela y vuelve

a animarme, tu perfecto amor me sostiene y me da la confianza y esperanza suficiente para saber

que, a pesar de la adversidad, tú estás conmigo, que donde estoy no es mi destino, es solo el camino,

que preciso de fe para llamar a las cosas que no son como si fueran y empezar a alinear mi mente

y corazón a tu voluntad. Durante este tiempo de elaboración de tesis, tuviste como objetivos formar

mi carácter, paciencia y humildad, y hoy puedo reconocer que contigo soy mejor. Ninguna puerta

hubieras abierto, si no hubiera sido para mi crecimiento. Me enseñaste que, pare de reclamar y

empiece a adorar; que todo lo que haga, lo haga como para ti y no como para agradar a los

hombres; y que no me canse de hacer el bien, que a su debido tiempo cosecharé numerosas

bendiciones si no me doy por vencida. Ordenaste mis tiempos y probaste mi corazón, querías un

servicio de excelencia en la iglesia, sin que dejara de avanzar la tesis, porque ambos son parte de

tus planes para conmigo. Te doy las gracias porque tengo la convicción de que este paso en mi vida

profesional no hubiera tenido sentido si no lo hubiera dado contigo, porque este título implica el

dar un mayor y mejor servicio de calidad a otros como consecuencia de un mayor conocimiento

adquirido. ¡Dios, eres bueno en todo tiempo!, ¡en todo tiempo, eres bueno, Dios!

He decidido no rendirme porque tú no te rendirás conmigo. Si el miedo me rodea, tu nombre

clamaré, como el salmista diré: “Jehová es mi luz y mi salvación; ¿de quién temeré? Jehová es la

fortaleza de mi vida; ¿de quién he de atemorizarme?”, y sé que tú me guardarás. Cuando mi mente

me diga que no soy lo suficientemente buena, tú me dirás: “Bástate mi gracia; porque mi poder se

perfecciona en la debilidad”. Cuando me sienta escasa de ideas, me recordarás este proverbio:

“¡Pues el Señor concede sabiduría! De su boca provienen el saber y el entendimiento”. Cuando

mis fuerzas se agoten, me recordarás: “Mi presencia irá contigo, y te daré descanso”. Cuando la

desesperación me nuble, sienta desánimo y el proceso parezca interminable, traerás a mi mente este

salmo: “Esfuérzate, y aliéntese tu corazón. Sí, espera en Jehová”, y me diré: “El Señor es mi fuerza

y mi escudo; mi corazón en él confía; de él recibo ayuda. Mi corazón salta de alegría, y con cánticos

le daré gracias”, y cambiarás mi lamento en gozo, como solo tú sabes hacerlo. Cuando de pronto

olvide tu propósito en mí, me reafirmarás: “He aquí, yo estoy contigo, y te guardaré por

dondequiera que fueres, y volveré a traerte a esta tierra; porque no te dejaré hasta que haya hecho

lo que he dicho”. Definitivamente, tus promesas me mantienen de pie. Toda la gloria sea para ti,

amado Dios.

También quisiera dedicar esta tesis a mi madre Amanda y mi hermana Emily por todo el amor,

comprensión y apoyo incondicional, y a la memoria de mi padre Javier, porque siempre creyó en

mí y me motivó con su ejemplo a seguir adelante.

No podría terminar la dedicatoria sin hacer mención a mi mejor amigo de este mundo mundial,

Nahum, porque aprendimos juntos a enfrentar el proceso de la tesis y hoy nos toca disfrutar el logro

de haberla culminado. Tu amistad me hace mejor persona y me ayuda a crecer.

Kathy

AGRADECIMIENTOS En primer lugar, agradecemos a Dios, quien hace realidad este sueño profesional que tanto habíamos anhelado y nos sorprende con sus bendiciones, su misericordia, su gracia y su favor. A nuestro estimado asesor, el Q.F. Oscar Pedro Santisteban Rojas, por su dirección, apoyo, motivación, exigencia y contribuciones durante el desarrollo del presente trabajo de investigación. Al Dr. Jorge Ernesto Guevara Vásquez, director de la E.A.P. de Ingeniería Agroindustrial, por brindarnos el acceso a las instalaciones, equipos y materiales del laboratorio de Investigación y Desarrollo, por sus constantes revisiones al proyecto de tesis y por apoyarnos en los inicios de la presente tesis. Al Ing. Oscar Crisóstomo Gordillo, por las veces que nos brindó su ayuda cuando surgían dudas y contribuyó con sus aportes durante el desarrollo de la tesis, en especial, por su gran empeño en la enseñanza del manejo de los softwares estadísticos y del análisis estadístico de los datos. Al Ing. Carlos Suca Apaza, por su apoyo incondicional y orientación en el análisis proximal de las galletas. Al Ing. Leoncio Reyna Mariñas, por su apoyo incondicional al darnos el acceso a las instalaciones, equipos y materiales de la Planta Piloto de la Facultad de Química e Ingeniería Química para el desarrollo de la presente tesis. A los demás docentes y personal de la E.A.P. de Ingeniería Agroindustrial - UNMSM, por su gran dedicación, conocimientos impartidos y su apoyo durante nuestros estudios universitarios. Al Mg. Domingo Iparraguirre León, docente de la Facultad de Ciencias Biológicas, porque aun casi sin conocernos, nos regaló parte de su tiempo, nos orientó y brindó sabios consejos en la realización del proyecto de tesis y en la elaboración y ejecución inicial de la presente tesis, en especial, en el secado de la materia prima y proceso de extracción. Su excelente servicio nos motivó y conllevó a entablar una sincera amistad, aprecio y admiración hacia su persona. Al Dr. Julio Santiago Contreras y a su equipo de investigación, en especial a la Quím. Marlene Velásquez, del laboratorio de Investigación y Desarrollo de la Facultad de Química e Ingeniería Química – UNMSM, por ser ejemplos de dedicación y empeño en las actividades de investigación, por la paciencia, confianza, orientación y apoyo brindado durante los experimentos realizados en la presente tesis. A la Mg. Elizabeth Deza Marti, por su pronto apoyo y amabilidad al proporcionarnos los materiales que necesitábamos para los análisis instrumentales de la presente tesis.

Al Ing. Teófilo Meneses Solis, gracias al gran apoyo brindado y al carisma que le caracteriza hizo más llevadero el complicado proceso de la primera parte experimental de la tesis. A la Mg. María Rosario Calixto Cotos y Dra. Mónica Retuerto Figueroa, por brindarnos su apoyo, consejos y acceso a las instalaciones del laboratorio de Farmacognosia y Medicina Tradicional de la Facultad de Farmacia y Bioquímica, para la realización de la marcha fitoquímica del extracto hidroetanólico. A la bachiller Esperanza Salazar Ramires, por su sincera amistad y apoyo incondicional en la recolección y envío de la materia prima. A nuestras familias, principalmente a nuestros amados padres y hermanos, modelos de perseverancia, motivación y gran amor; entre ellos, a Irene Herrera y Jesús Capillo, y a Javier Navarro† y Amanda Valdez, sabemos que comparten nuestra alegría por un sueño más cumplido en nuestras vidas. A nuestros amigos, por sus palabras de ánimo durante la realización de esta tesis, en especial, al Ing. Marin Perez, por su calidad humana, sabiduría, enorme comprensión, empatía y apoyo en la redacción de la última parte de la tesis.

Muchas gracias.

“El Señor afirma los pasos del hombre

cuando le agrada su modo de vivir;

podrá tropezar, pero no caerá,

porque el Señor lo sostiene de la mano”

Salmos 37:23-24 (NVI)

“Deja en manos de Dios todo lo que haces,

y tus proyectos se harán realidad”

Proverbios 16:3 (TLA)

#VoyADisfrutarLaTesis

#LoMejorEstaPorVenir

1

ÍNDICE GENERAL

ÍNDICE GENERAL ....................................................................................................................................... 1

LISTA DE ABREVIATURAS ...................................................................................................................... 6

ÍNDICE DE TABLAS .................................................................................................................................... 8

ÍNDICE DE FIGURAS .................................................................................................................................. 9

ÍNDICE DE ANEXOS ................................................................................................................................. 11

RESUMEN .................................................................................................................................................... 12

SUMMARY .................................................................................................................................................. 13

I. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................................ 14

II. HIPÓTESIS .................................................................................................................................. 17

III. OBJETIVOS ................................................................................................................................. 17

3.1. OBJETIVO GENERAL .............................................................................................................. 17

3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ..................................................................................................... 17

IV. MARCO TEÓRICO .................................................................................................................... 18

4.1. ANTECEDENTES ....................................................................................................................... 18

4.1.1. ANTECEDENTES FITOQUÍMICOS .........................................................................................................18

4.1.2. ANTECEDENTES DE APLICACIÓN EN MATRICES ALIMENTARIAS ................................18

4.2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA .................................................................................................. 21

4.2.1. PROCESO DE OXIDACIÓN .........................................................................................................................21

4.2.1.1. Oxidación en los alimentos ....................................................................................................................21

4.2.1.2. Estrés oxidativo en el organismo ..........................................................................................................22

4.2.2. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES ..........................................................................................................24

4.2.2.1. Antioxidantes ..............................................................................................................................................24

4.2.2.2. Importancia de los antioxidantes ..........................................................................................................25

4.2.2.2.1. Rol de los antioxidantes en los alimentos ..........................................................................................25

4.2.2.2.2. Rol de los antioxidantes en la salud ....................................................................................................26

4.2.3. CLASIFICACIÓN DE LOS ANTIOXIDANTES ....................................................................................27

4.2.3.1. Tipos de antioxidantes según su mecanismo de acción.................................................................27

4.2.3.1.1. Antioxidantes primarios ..........................................................................................................................27

4.2.3.1.2. Antioxidantes secundarios ......................................................................................................................28

4.2.3.2. Tipos de antioxidantes según su origen ..............................................................................................29

4.2.3.2.1. Antioxidantes sintéticos ...........................................................................................................................29

2

4.2.3.2.2. Antioxidantes naturales ...........................................................................................................................31

4.2.4. COMPUESTOS FENÓLICOS .......................................................................................................................34

4.2.4.1. Compuestos fenólicos en las plantas ...................................................................................................34

4.2.4.2. Clasificación de los compuestos fenólicos ........................................................................................35

4.2.4.2.1. Ácidos fenólicos .........................................................................................................................................35

4.2.4.2.2. Flavonoides .................................................................................................................................................36

4.2.4.2.3. Lignanos y estilbenos ...............................................................................................................................39

4.2.4.3. Capacidad antioxidante de los compuestos fenólicos ....................................................................40

4.2.4.4. Residuos alimentarios como fuentes naturales de compuestos fenólicos ................................40

4.2.5. UNGURAHUI .....................................................................................................................................................43

4.2.5.1. Nombres comunes .....................................................................................................................................43

4.2.5.2. Descripción botánica ................................................................................................................................43

4.2.5.3. Aspectos geográficos y climatológicos ..............................................................................................45

4.2.5.4. Usos tradicionales .....................................................................................................................................45

4.2.5.4.1. Uso alimentario/ nutricional .................................................................................................................45

4.2.5.4.2. Uso medicinal /estético ............................................................................................................................46

4.2.5.4.3. Uso en construcción/ artesanía ............................................................................................................47

4.2.5.5. Potencial fenólico en la pulpa y semilla del fruto ...........................................................................47

4.2.6. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS ...............................................................................48

4.2.6.1. Métodos de extracción convencionales ..............................................................................................48

4.2.6.2. Métodos de extracción no convencionales ........................................................................................49

4.2.6.2.1. Extracción asistida por ultrasonido (EAU) ......................................................................................49

4.2.7. METODOLOGÍA DE SUPERFICIE DE RESPUESTA (MSR) ........................................................51

4.2.7.1. Definición ....................................................................................................................................................51

4.2.7.2. Representación matemática ....................................................................................................................52

4.2.7.3. Fases de la metodología ..........................................................................................................................53

4.2.7.4. Diseño Central Compuesto .....................................................................................................................53

4.2.7.5. Extracción de compuestos de interés mediante la MSR ...............................................................54

4.2.8. MÉTODOS PARA LA DETERMINACIÓN DE LA CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ..........55

4.2.8.1. Método del DPPH (2,2-difenil-1-picril-hidrazilo) ..........................................................................55

4.2.8.2. Método de la Capacidad Antioxidante Total (CAT) o del fosfomolibdeno............................56

4.2.8.3. Determinación del contenido fenólico total por Folin-Ciocalteu ...............................................57

4.2.9. MICROENCAPSULACIÓN ...........................................................................................................................57

4.2.9.1. Importancia de la microencapsulación ...............................................................................................58

3

4.2.9.2. Caracterización de las microcápsulas..................................................................................................58

4.2.9.3. Microencapsulación mediante secado por aspersión .....................................................................59

4.2.9.3.1. Descripción del proceso ..........................................................................................................................60

4.2.9.3.2. Maltodextrina como material encapsulante .....................................................................................61

4.2.9.4. Microencapsulación de compuestos fenólicos .................................................................................62

4.2.10. ALIMENTOS FUNCIONALES ....................................................................................................................62

4.2.10.1. Situación de los alimentos funcionales ...............................................................................................63

4.2.10.2. Galletas .........................................................................................................................................................66

4.2.10.2.1. Clasificación ..........................................................................................................................................67

4.2.10.2.2. Materias primas y su función en la elaboración de galletas ..................................................67

4.2.10.2.3. Galletas enriquecidas ..........................................................................................................................68

4.2.10.3. Caracterización en las galletas ..............................................................................................................69

4.2.10.3.1. Análisis de color ...................................................................................................................................69

4.2.10.3.2. Análisis sensorial ..................................................................................................................................70

4.2.10.3.3. Análisis proximal ..................................................................................................................................72

V. MATERIALES Y MÉTODOS .................................................................................................... 73

5.1. LUGAR DE EJECUCIÓN .......................................................................................................... 73

5.2. MATERIALES Y EQUIPOS ...................................................................................................... 73

5.2.1. REACTIVOS QUÍMICOS ..............................................................................................................................73

5.2.2. MATERIALES DE VIDRIO Y AFINES....................................................................................................73

5.2.3. OTROS MATERIALES ...................................................................................................................................74

5.2.4. INSUMOS .............................................................................................................................................................74

5.2.5. INSTRUMENTOS Y EQUIPOS ...................................................................................................................74

5.3. MATERIA PRIMA ...................................................................................................................... 75

5.4. ENSAYOS PRELIMINARES ..................................................................................................... 76

5.4.1. DETERMINACIÓN DE pH ............................................................................................................................76

5.4.2. MARCHA DE SOLUBILIDAD ....................................................................................................................76

5.4.3. MARCHA FITOQUÍMICA ............................................................................................................................77

5.5. OPTIMIZACIÓN DE LA EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS DE LA SEMILLA DE UNGURAHUI ..................................................................................................................... 80

5.5.1. DISEÑO EXPERIMENTAL ...........................................................................................................................80

5.5.2. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS ...............................................................................82

5.5.3. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LOS EU ................................................................83

5.5.3.1. Preparación de las muestras ...................................................................................................................83

4

5.5.3.2. Determinación del contenido fenólico total (CFT) .........................................................................83

5.5.3.3. Determinación de la capacidad antioxidante ....................................................................................84

5.5.3.3.1. Método de la Capacidad Antioxidante Total (CAT) o del fosfomolibdeno .............................84

5.5.3.3.2. Método del DPPH .....................................................................................................................................85

5.5.4. OPTIMIZACIÓN Y VALIDACIÓN DEL MODELO ...........................................................................86

5.6. MICROENCAPSULACIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA DE UNGURAHUI ............ 87

5.6.1. ANÁLISIS DE BARRIDO ESPECTRAL ..................................................................................................88

5.6.2. RENDIMIENTO DE LA MICROENCAPSULACIÓN .........................................................................88

5.6.3. EFICIENCIA DE LA MICROENCAPSULACIÓN ...............................................................................89

5.6.4. CARACTERIZACIÓN ORGANOLÉPTICA DE LOS EXTRACTOS ............................................89

5.6.5. ANÁLISIS DE MORFOLOGÍA Y TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS........................................89

5.6.6. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LAS MICROCÁPSULAS..............................90

5.6.7. ANÁLISIS DE ESTABILIDAD FENÓLICA DE LOS EXTRACTOS DURANTE EL ALMACENAMIENTO ........................................................................................................................................................90

5.7. ELABORACIÓN DE GALLETAS ENRIQUECIDAS CON EXTRACTOS DE SEMILLA DE UNGURAHUI ........................................................................................................................................ 91

5.7.1. FORMULACIÓN PARA LA ELABORACIÓN DE LAS GALLETAS ENRIQUECIDAS .....91

5.7.2. PROCEDIMIENTO PARA LA ELABORACIÓN DE LAS GALLETAS ENRIQUECIDAS .92

5.7.3. ANÁLISIS DE LAS CARACTERÍSTICAS DE CALIDAD ...............................................................93

5.7.3.1. Análisis de CFT de las galletas .............................................................................................................93

5.7.3.2. Medición del color de las galletas ........................................................................................................93

5.7.3.3. Análisis químico proximal de las galletas .........................................................................................94

5.7.3.4. Análisis sensorial de las galletas ..........................................................................................................94

5.8. ANÁLISIS ESTADÍSTICO ......................................................................................................... 96

VI. RESULTADOS Y DISCUSIONES ............................................................................................. 97

6.1. ENSAYOS PRELIMINARES ..................................................................................................... 97

6.1.1. DETERMINACIÓN DE pH ............................................................................................................................97

6.1.2. MARCHA DE SOLUBILIDAD ....................................................................................................................97

6.1.3. MARCHA FITOQUÍMICA ............................................................................................................................98

6.2. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS ............................................................... 100

6.2.1. ELECCIÓN DE LAS CONDICIONES DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN .......................... 100

6.3. OPTIMIZACIÓN DE LA EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS .................. 101

6.3.1. AJUSTE DE LOS MODELOS DE SUPERFICIE DE RESPUESTA ............................................ 101

6.3.2. ANÁLISIS DE LOS MODELOS DE SUPERFICIE DE RESPUESTA ....................................... 105

5

6.3.2.1. Rendimiento de extracción .................................................................................................................. 105

6.3.2.2. Contenido fenólico total ....................................................................................................................... 107

6.3.2.3. Método de la capacidad antioxidante total (CAT) o del fosfomolibdeno............................. 109

6.3.2.4. Método del DPPH .................................................................................................................................. 111

6.3.3. CORRELACIÓN ENTRE CFT Y CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ........................................... 112

6.3.4. OPTIMIZACIÓN Y VALIDACIÓN DEL MODELO ........................................................................ 113

6.4. MICROENCAPSULACIÓN ..................................................................................................... 116

6.4.1. ANÁLISIS DE BARRIDO ESPECTRAL ............................................................................................... 116

6.4.2. RENDIMIENTO DE LA MICROENCAPSULACIÓN (RM) .......................................................... 117

6.4.3. EFICIENCIA DE LA MICROENCAPSULACIÓN (EM) ................................................................. 118

6.4.4. CARACTERIZACIÓN ORGANOLÉPTICA DE LOS EXTRACTOS ......................................... 118

6.4.5. ANÁLISIS DE MORFOLOGÍA Y TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS..................................... 118

6.4.6. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LAS MICROCÁPSULAS........................... 121

6.4.7. ESTABILIDAD FENÓLICA DE LOS EXTRACTOS (EUL Y EUM) DURANTE EL ALMACENAMIENTO ..................................................................................................................................................... 122

6.5. INCORPORACIÓN DE LOS EXTRACTOS EN LAS GALLETAS.................................... 124

6.5.1. EFECTO SOBRE LAS CARACTERÍSTICAS DE CALIDAD DE LA GALLETA ................ 124

6.5.1.1. Efecto sobre el contenido fenólico total (CFT) ............................................................................. 124

6.5.1.2. Efecto sobre el color .............................................................................................................................. 126

6.5.1.3. Efecto sobre la composición proximal ............................................................................................ 127

6.5.1.4. Efecto sobre los atributos sensoriales .............................................................................................. 129

VII. CONCLUSIONES ...................................................................................................................... 131

VIII. RECOMENDACIONES ............................................................................................................ 132

IX. LISTA DE REFERENCIAS ...................................................................................................... 133

X. ANEXOS ..................................................................................................................................... 172

6

LISTA DE ABREVIATURAS

● AAR: Actividad antioxidante relativa.

● Absprom : Absorbancia promedio.

● ADN: Ácido desoxirribonucleico.

● AMF: Ácido molibdofosfórico.

● AOAC: Asociación de Químicos Analíticos Oficiales.

● ATP: Adenosín trifosfato.

● BHA: Butilhidroxianisol.

● BHT: Butilhidroxitolueno.

● CAT: Capacidad antioxidante total.

● CFSM: Contenido fenólico superficial de las microcápsulas.

● CFT: Contenido fenólico total.

● CFTM: Contenido fenólico total de las microcápsulas.

● C.V: Coeficiente de variación.

● DCC: Diseño central compuesto.

● DCCO: Diseño central compuesto ortogonal.

● DPPH: 2,2-difenil-1-picril-hidrazilo.

● EAA: Equivalente de ácido ascórbico.

● EAG: Equivalente de ácido gálico.

● EAU: Extracción asistida por ultrasonido.

● ED: Equivalente dextrosa.

● EM: Eficiencia de la microencapsulación.

● EROS: Especies reactivas de oxígeno.

● EtOH: Etanol.

● EU: Extractos de semilla de ungurahui.

● EUL: Extracto de semilla de ungurahui libre.

● EULM: Extracto de semilla de ungurahui libre, bajo condiciones de atomización, sin

maltodextrina.

● EUM: Extracto de semilla de ungurahui microencapsulado.

● FAO: Organización para la Alimentación y la Agricultura (sigla en inglés).

7

● FM: Fosfomolibdeno

● F-C: Folin-Ciocalteu

● FRAP: Poder antioxidante reductor del hierro (sigla en inglés).

● G-C: Galleta control

● G-EUL: Galleta con extracto de semilla de ungurahui libre

● G-EUM: Galleta con extracto de semilla de ungurahui microencapsulado

● GP: Galato de propilo

● HPLC: Cromatografía líquida de alta resolución (sigla en inglés).

● I.C: Intervalo de confianza

● LOF: Falta de ajuste

● MSR: Metodología de Superficie de Respuesta

● PA: Precisión adecuada

● RM: Rendimiento de la microencapsulación

● pH: Potencial de hidrógeno

● R2: Coeficiente de determinación

● SEM: Microscopía Electrónica de Barrido (sigla en inglés).

● TBC: Tuberculosis

● TBHQ: Terbutil hidroquinona

● TEAC: Capacidad antioxidante equivalente de Trolox (sigla en inglés).

● UV-vis.: Ultravioleta- visible

8

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Ventajas y desventajas de los antioxidantes naturales frente a los sintéticos…………… 33

Tabla 2. Compuestos fenólicos en residuos de diversas frutas…………….….…........………...... 42

Tabla 3. Composición fenólica del extracto de pulpa de ungurahui……………….….…...….….. 48

Tabla 4. Alimentos funcionales con ingredientes peruanos en su formulación…………...……… 64

Tabla 5. Declaraciones alimentarias en la etiqueta de los productos funcionales más vendidos a

nivel mundial en el 200λ…………………………………………………………………………... 65

Tabla 6. Alimentos enriquecidos con extractos vegetales……………………………..………...... 66

Tabla 7. Clasificación de las pruebas sensoriales………………………..…………………….….. 71

Tabla 8. Factores y niveles del Diseño Central Compuesto Ortogonal (DCCO)……………..…... 80

Tabla 9. Diseño experimental de las condiciones de extracción obtenidas con el Diseño Central

Compuesto Ortogonal (DCCO)………………………………………………………………..….. 81

Tabla 10. Formulación de las galletas enriquecidas……………………………………….….…... 92

Tabla 11. Marcha de solubilidad del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui………....... 98

Tabla 12. Marcha fitoquímica del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui…………....... 99

Tabla 13. Rendimiento de la extracción, contenido fenólico total y capacidad antioxidante de los

extractos de semilla de ungurahui (EU) aplicando el DCCO…………………………………..… 102

Tabla 14. Análisis de regresión múltiple de los modelos polinomiales de las variables de

respuesta……………………………….…………………………………………………...……. 103

Tabla 15. Valores optimizados de los factores de extracción…………………………….…….... 113

Tabla 16. Validación de los modelos de Superficie de Respuesta…………………………...…... 115

Tabla 17. Caracterización organoléptica de los extractos…………………..………………….... 118

Tabla 18. Contenido fenólico total y capacidad antioxidante (por DPPH) del EUM y su comparación

con el EUL…………………………………………………………………………..………....... 122

Tabla 19. Contenido fenólico total por paquete de galleta antes y después del horneado……….. 125

Tabla 20. Medición del color de las galletas……………………………………………..…….... 127

Tabla 21. Análisis químico proximal de las galletas…………………….………………..……... 128

Tabla 22. Aceptabilidad sensorial de las galletas………………………………………………..... 130

9

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1. Fuentes de radicales libres……………………………..……………………..……...…. 22

Figura 2. Alteración de la membrana celular por radicales libres……………………………...…. 23

Figura 3. Neutralización de un radical libre por un antioxidante…………………………………. 24

Figura 4. Mecanismo de acción del BHA….………………………..……………………………. 29

Figura 5. Estructura química del grupo fenol……………………………….……………..…...…. 34

Figura 6. Estructura química de los ácidos fenólicos………………….….………………..…....... 36

Figura 7. Estructura química de los flavonoides.….………………………………………..…..… 37

Figura 8. Palmera de ungurahui………………………………………………………………….. 44

Figura 9. Racimo de ungurahui con frutos maduros suspendidos...………………………...…… 44

Figura 10. Fruto de ungurahui con la señalización de sus partes…….……………………….…... 45

Figura 11. Cavitación producida por la EAU……….…………………………………………...... 50

Figura 12. Colapso de burbujas por cavitación y liberación de compuestos de interés………….. 50

Figura 13. Superficie 3D y de contorno de la MSR………………………………………………. 53

Figura 14. Diseño central compuesto de dos factores…………………………………………….. 54

Figura 15. Estructura del DPPH al reaccionar con un antioxidante ………………..…….....….… 56

Figura 16. Reacción estequiométrica del ensayo del fosfomolibdeno……………...…………….. 57

Figura 17. Morfología de diferentes tipos de microcápsulas………………...…………………… 59

Figura 18. Equipo de secado por aspersión tipo laboratorio………………………...……………. 60

Figura 19. Evolución del mercado de los ingredientes alimentarios y su previsión al 2020 .....…. 63

Figura 20. Espacio de color CIE L*a*b*………………………………...……………………...... 70

Figura 21. Flujo de operaciones para la obtención del polvo fino de semilla de ungurahui…...…. 75

Figura 22. Flujo de operaciones para la obtención y análisis del extracto de semilla de ungurahui

libre (EUL)……………………………………………………………………………………...… 87

Figura 23. Flujo de operaciones para la obtención y análisis del extracto de semilla de ungurahui

microencapsulado (EUM)………………………………………………………………………… 91

Figura 24. Flujo de operaciones para la obtención y análisis de las galletas enriquecidas……….. 95

Figura 25. Correlación entre los valores estimados y observados de las variables de respuesta… 104

Figura 26. Superficie 3D mostrando el efecto de concentración de etanol (X1, %) y tiempo de

extracción (X2, min) sobre el rendimiento de extracción …………………………………..….… 107


10

extracción (X2, min) sobre el contenido fenólico total…………………....…………………….... 109


agitación (X2, min) sobre la capacidad antioxidante medida por el método CAT……...……….... 110


extracción (X2, min) sobre la capacidad antioxidante medida por el método DPPH…….…….… 112

Figura 30. Correlación entre el CFT y la capacidad antioxidante de los 10 EU…….………........ 113

Figura 31. Deseabilidad de las condiciones óptimas de la extracción……………...….………… 114

Figura 32. Barrido espectral de los extractos hidroetanólicos de semilla de ungurahui……...….. 116

Figura 33. Morfología de los extractos a diferentes ampliaciones…………………………..…. 120

Figura 34. Curva de distribución del tamaño de partícula……………….……………...……….. 120

Figura 35. Evaluación de la estabilidad de compuestos fenólicos en los extractos almacenados.. 124

Figura 36. Color de las galletas horneadas……………………………………..….…………...... 127

Figura 37. Atributos sensoriales de las galletas…………………..…………..………………..... 130

Figura 38. Obtención del polvo fino de semilla de ungurahui…………………..…….……...…. 178

Figura 39. pH y prueba de solubilidad……………………………..………………..…………... 179

Figura 40. Marcha fitoquímica……………………………………………………….…...…..… 181

Figura 41. Obtención de los extractos de semilla de ungurahui (EU)……………………..…..… 184

Figura 42. Obtención del extracto de semilla de ungurahui libre (EUL)…………………..…….. 185

Figura 43. Obtención del extracto de semilla de ungurahui microencapsulado (EUM)……......... 187

Figura 44. Elaboración de galletas enriquecidas (G-EUL y G-EUM) y G-C……………….….... 188

Figura 45. Análisis del contenido fenólico total (CFT) por el método de Folin-Ciocalteu……… 189

Figura 46. Análisis de la capacidad antioxidante por el método DPPH…………………..….….. 190

Figura 47. Análisis de la capacidad antioxidante por el método CAT……………..……….....… 192

Figura 48. Análisis de morfología y tamaño de EUL y EUM……………………………..…...... 193

Figura 49. Desengrase de galletas para extracción y posterior análisis de CFT…………………. 194

Figura 50. Análisis proximal de las galletas (G-EUL, G-EUM y G-C) …………………....…… 196

Figura 51. Análisis sensorial de las galletas (G-EUL, G-EUM y G-C) ……….……….…...…… 197

11

ÍNDICE DE ANEXOS

Anexo I. Análisis taxonómico del Oenocarpus bataua Mart....................................................... 172

Anexo II. Análisis de capacidad antioxidante de los EU por el método DPPH…………….….. 173

Anexo III. Análisis de capacidad antioxidante de los EU por el método CAT……………….... 174

Anexo IV. Análisis de proteínas de G-C horneada....................................................................... 175

Anexo V. Análisis de proteínas de G-EUL horneada................................................................... 176

Anexo VI. Análisis de proteínas de G-EUM horneada................................................................. 177

Anexo VII. Galería de figuras....................................................................................................... 178

Anexo VIII. Ficha técnica de la maltodextrina……………………...……………………….… 198

Anexo IX. Formato del cuestionario para la prueba hedónica (análisis sensorial)…………..…. 199

Anexo X. Datos para la curva de calibración de ácido gálico a 760 nm………………..……..... 199

Anexo XI. Datos para la curva de calibración de ácido ascórbico a 695 nm………………….... 200

Anexo XII. Porcentaje de Actividad Antioxidante Relativa con respecto al ácido ascórbico (%

AAR) del extracto de semilla de ungurahui a 10 ppm (mg/L)………………………………..… 200

Anexo XIII. Pesos de la semilla de ungurahui en sus etapas de procesamiento……………..… 200

Anexo XIV. Determinación del CFT en g. de polvo fino, semilla y fruto………….………..… 201

Anexo XV. Determinación de la cantidad de EUL y EUM por unidad de galleta….………….. 201

12

RESUMEN

El presente trabajo tiene como objetivo evaluar el efecto de la adición del extracto hidroetanólico de

semilla de ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) en forma libre y microencapsulado sobre la calidad

de la galleta. El fruto fue adquirido en la ciudad de Pucallpa. La semilla seca y pulverizada fue

utilizada como soluto en las extracciones hidroetanólicas. Se realizaron análisis preliminares de pH,

marcha fitoquímica y solubilidad al extracto, el cual presentó pH casi neutro, compuestos fenólicos

con predominio de flavonoides y taninos, de mediana y alta polaridad.

La extracción fue optimizada mediante la Metodología de Superficie de Respuesta (MSR), usando

el Diseño Central Compuesto Ortogonal (DCCO), con dos factores: concentración de etanol (48.44

- 91.56 %) y tiempo de extracción (13.83 - 46.17 min), sobre cuatro variables de respuesta:

rendimiento, contenido fenólico total (CFT) y capacidad antioxidante por CAT y DPPH. Los

extractos secos fueron analizados. Los resultados mostraron que los compuestos fenólicos son los

principales responsables de la capacidad antioxidante. Las condiciones óptimas de extracción,

48.44% de etanol y 13.83 min, maximizaron simultáneamente todas las variables y fueron aplicadas

experimentalmente para validar el modelo y obtener el extracto de semilla de ungurahui libre (EUL).

El EUL fue microencapsulado con maltodextrina por secado por aspersión. Luego de la

encapsulación, se evidenció que la temperatura de secado no afectó al extracto de semilla de

ungurahui microencapsulado (EUM), ya que se conservó su CFT y su capacidad antioxidante. Se

obtuvieron rendimiento (84.16%) y eficiencia (83.96%) relativamente altos, y las microcápsulas

presentaron tamaño homogéneo y abolladuras superficiales, pero sin rupturas, preservando la

capacidad antioxidante del extracto. Tras 180 días de almacenamiento, el CFT del EUM, a diferencia

del EUL, se mantuvo estable debido al efecto protector de la maltodextrina.

El EUL y EUM fueron incorporados en galletas, a las cuales se realizaron pruebas de calidad.

Después del horneado, el CFT de la galleta enriquecida con EUL (G-EUL), a diferencia de aquella

con EUM (G-EUM), presentó significativa degradación fenólica; sin embargo, ambas galletas

tuvieron CFT similar (≈70 mg EAG/paquete). En el análisis sensorial, G-EUL presentó mejor color

y apariencia; sin embargo, la textura, sabor y olor de G-EUM resultaron más atractivos, además de

su menor contenido de grasa luego del horneado según el análisis proximal. Por lo tanto, EUL y

EUM poseen compuestos fenólicos que los potencializa como ingredientes naturales con poder

antioxidante para el enriquecimiento de galletas, las cuales, al ser consumidas presentan mayor

aceptabilidad que una galleta no enriquecida y de igual formulación.

Palabras claves: Oenocarpus bataua, extracción de compuestos fenólicos, microencapsulación, galleta enriquecida, antioxidante natural.

13

SUMMARY

The objective of this work is to evaluate the effect of the addition of hydroethanolic ungurahui seed

extract (Oenocarpus bataua Mart.) in free and microencapsulated form on cookie quality. The fruit

was acquired in Pucallpa city. Dried and powdered seed was used as solute in hydroethanolic

extractions. Preliminary analyzes of pH, phytochemical screening and solubility were made to the

extract, which presented almost neutral pH, phenolic compounds with predominance of flavonoids

and tannins, of medium and high polarity.

Extraction was optimized by Response Surface Methodology (MSR), using the Orthogonal

Composite Central Design (DCCO), with two factors: ethanol concentration (48.44 - 91.56 %) and

extraction time (13.83 - 46.17 min), on four response variables: yield, total phenolic content (CFT)

and antioxidant capacity by CAT and DPPH. The dried extracts were analyzed. The results showed

that phenolic compounds are the main responsible for the antioxidant capacity. The optimal

extraction conditions, 48.44% ethanol and 13.83 min, simultaneously maximized all the variables

and were applied experimentally to validate the model and obtain the free ungurahui seed extract

(EUL).

EUL was microencapsulated with maltodextrin by spray drying. After the encapsulation, it was

evidenced that drying temperature did not affect the microencapsulated ungurahui seed extract

(EUM), due to CFT and antioxidant capacity were retained. Yield (84.16%) and efficiency (83.96%)

were relatively high, and the microcapsules presented homogeneous size and superficial dents, but

without ruptures, preserving the extract antioxidant capacity. After 180 days of storage, EUM´s

CFT, unlike EUL´s, remained stable due to the protective effect of maltodextrin.

EUL and EUM were incorporated into cookies, to which quality tests were carried out. After baking,

cookie´s CFT enriched with EUL (G-EUL), unlike the one with EUM (G-EUM), presented

significant phenolic degradation; however, both cookies had similar CFT (≈70 mg EAG / pack). In the sensory analysis, G-EUL presented better color and appearance; however, G-EUM´s texture,

taste and odor were more attractive, in addition to its lower fat content after baking, according to the

proximal analysis. Therefore, EUL and EUM have phenolic compounds that potentiate them as

natural ingredients with antioxidant power for the enrichment of cookies, which, when consumed,

present greater acceptability than a non-enriched cookie of the same formulation.

Key words: Oenocarpus bataua, extraction of phenolic compounds, microencapsulation, enriched

cookie, natural antioxidant.

14

I. INTRODUCCIÓN

Los compuestos fenólicos son de considerable interés y han recibido más atención en los últimos

años debido a sus funciones bioactivas que incluyen propiedades antialérgicas, antivirales,

antiinflamatorias y antimutagénicas (Peng et al., 2010; Skowyra, 2014). En efecto, diversos estudios

han demostrado consistentemente que el consumo de alimentos derivados de plantas ricas en

polifenoles tiene un efecto protector contra el estrés oxidativo, ya que previenen las reacciones de

oxidación que pueden producir radicales libres, pero para hacerlo, ellos mismos deben oxidarse,

disminuyendo de esta manera el riesgo de enfermedades crónicas, enfermedades cardiovasculares,

cáncer y enfermedades degenerativas (Vasconcelos, Garcia-Diaz, Jimenez y Silva, 2013; Watson,

Preedy y Zibadi, 2014; Marquardt y Watson, 2014; González y González, 2010). Debido a la

preocupación creciente por parte de los consumidores sobre la necesidad de mantener la salud

corporal y el bienestar general, las industrias están interesadas en evitar el potencial daño de los

aditivos alimentarios sintéticos y en desarrollar nuevos alimentos funcionales que contengan

ingredientes que promuevan la salud (Barreiro y Ferreira, 2014). Entre los componentes bioactivos,

los antioxidantes fenólicos han sido vistos como una clase importante de ingredientes alimentarios,

ya sea como aditivos alimentarios o como ingredientes novedosos para darles valor agregado a los

productos y para introducir beneficios adicionales a la salud (Peng et al., 2010).

Entre los productos con valor agregado, se encuentran aquellos desarrollados a partir de los residuos

generados por las industrias de procesamiento de alimentos y agrícolas (Balasundram, Sundram y

Samman, 2006). Entre los residuos, se encuentran semillas, cáscaras, tallos y hojas de plantas que

contienen una cantidad sustancial de compuestos fenólicos e incluso, muchas veces, en cantidades

mayores que las porciones comestibles (Soong y Barlow, 2004; González y González, 2010); por lo

tanto, pueden usarse como fuentes baratas de antioxidantes naturales para aplicaciones

farmacéuticas, cosméticas y alimentarias (Natukunda, Muyonga y Mukisa, 2015). Las semillas de

frutas contienen una variedad de compuestos fitoquímicos activos, especialmente constituyentes

fenólicos, flavonoides, antocianinas, vitamina C y carotenoides que, gracias a su alta actividad

antioxidante, influyen positivamente en la salud humana (Shi, Yu, Pohorly y Kakuda, 2003; Jing et

al., 2012; Ghafoor, Choi, Jeon y Jo, 2009). Por lo tanto, una forma creativa de lograr aumentar la

ingesta de antioxidantes en la dieta humana es mediante el enriquecimiento de productos

alimenticios con semillas ricas en fitoquímicos. En la región amazónica, entre la diversidad de

15

palmeras que presentan amplias posibilidades de ser explotadas comercialmente y con frutos ricos

en antioxidantes naturales que pueden ser empleados en la industria alimentaria, se destaca el

ungurahui (Oenocarpus bataua M.) (Amazonas, 2008). La semilla del ungurahui es un residuo en

la obtención de la pulpa y aceite del fruto, con muy poca, pero relevante información bibliográfica

sobre su poder antioxidante (Hidalgo, Nunomura y Nunomura, 2016) y que tiene el potencial de

proporcionar antioxidantes de bajo costo, además de ser una alternativa económica para las

comunidades nativas y para la conservación de los bosques de Pucallpa.

Para realizar la extracción de compuestos fenólicos de fuentes vegetales en el menor tiempo, mínima

cantidad de solvente y mayor rendimiento posible es recomendable aplicar la técnica de extracción

asistida por ultrasonido (EAU), debido a que es rápida y eficaz (Dranca y Oroian, 2016; Larrea,

2012). Además, si esta técnica es optimizada, se logra extraer la mayor cantidad de compuestos

fenólicos de una muestra. Para este propósito, se utiliza la Metodología de Superficie de Respuesta

(MSR), que permite obtener las mejores condiciones de los factores para alcanzar la mayor respuesta

posible a partir de una cantidad reducida de experimentos, lo que resulta en una ventaja económica

frente a los métodos clásicos de experimentación (Gimeno, 2015). Al momento de analizar las

respuestas de la extracción, como la capacidad antioxidante y el contenido de fenoles totales de un

material vegetal o producto, existen numerosos métodos disponibles; entre ellos, el método del

DPPH y del fosfomolibdeno permiten conocer la capacidad antioxidante; mientras que el método

Folin-Ciocalteu, el contenido fenólico total. Estos métodos de análisis han venido demostrando

resultados bastante confiables y reproducibles en los últimos años (Larrea, 2012; Belizario y

Cahuama, 2014; Montes De Oca, 2014).

Por otro lado, durante el procesamiento de los alimentos, especialmente los que son sometidos a

tratamiento térmico, durante el almacenamiento, distribución y/o consumo, los componentes

alimentarios, especialmente, los aditivos fenólicos son vulnerables a la degradación o destrucción

por exposición al entorno ambiental adverso, pudiendo desencadenar alteraciones significativas en

sus capacidades antioxidantes y causando la reducción de su funcionalidad y disponibilidad; además,

algunos de ellos tienen sabor desagradable cuando se encuentran en su forma natural en los

alimentos (Garti y McClements, 2012; Peng et al., 2010). Ante esto, hay una necesidad de

protegerlos sin comprometer las propiedades sensoriales de los alimentos, y es la encapsulación de

los polifenoles la que ayudaría a solucionar esta necesidad. La microencapsulación del compuesto

bioactivo con un biopolímero lo protege del estrés físico y químico, es un proceso de atrapamiento,

16

envoltura e inmovilización del compuesto activo dentro de un material más estable, que puede ser

liberado a velocidad controlada y bajo condiciones específicas. Entre los métodos de

microencapsulación, el secado por aspersión o spray drying es la técnica más comúnmente utilizada

en la industria alimentaria (Shahidi y Han, 1993). Implica la atomización de un producto líquido en

una corriente de gas caliente y dentro de una cámara de secado para obtener instantáneamente un

polvo a base de microesferas o microcápsulas. Este proceso necesita de un encapsulante adecuado

y uno bastante conocido por formar película con facilidad, poseer baja densidad aparente, excelente

sensación en la boca y formar una barrera al oxígeno es la maltodextrina (Ezhilarasi, Indrani, Jena

y Anandharamakrishnan, 2013; Pasrija, Ezhilarasi, Indrani y Anandharamakrishnan, 2015; Garti y

McClements, 2012; Gharsallaoui, Roudaut, Chambin, Voilley y Saurel, 2007).

La incorporación de compuestos bioactivos microencapsulados en los alimentos es esencial para

aumentar su ingesta y permitir el desarrollo de nuevos alimentos funcionales; sin embargo, los

efectos de estos compuestos sobre la calidad del producto ha sido evaluado solamente en algunos

estudios (Ezhilarasi et al., 2013; Pasrija et al., 2015). Las galletas son productos de panadería

ampliamente consumidos, de bajo costo y larga vida útil, que en los últimos años han sido

seleccionadas como un modelo alimenticio adecuado en una variedad de estudios que buscan

examinar los antioxidantes de los polifenoles en el procesamiento térmico (Umesha, Manohar,

Indiramma, Akshitha y Naidu, 2015; Petrović, Loncarevic, Šaponjac, Pajin y Zaric, 2016;

Natukunda et al., 2015; Tumbas Šaponjac et al., 2016) Así que, las galletas se consideran apropiadas

para incorporar microencapsulados durante su preparación.

Por lo tanto, en esta tesis se evaluó el efecto de la adición del extracto hidroetanólico de semilla de

ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) en forma libre y microencapsulado sobre la calidad de la

galleta.

17

II. HIPÓTESIS

La adición de los extractos hidroetanólicos de semilla de ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) en

forma libre y microencapsulado, mejora significativamente la calidad de la galleta con respecto al

control (galleta sin adición de extractos).

III. OBJETIVOS

3.1. OBJETIVO GENERAL

Evaluar el efecto de la adición del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui (Oenocarpus

bataua Mart.) en forma libre y microencapsulado sobre la calidad de la galleta.

3.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS

3.2.1. Realizar las pruebas preliminares (determinación de pH, marcha de solubilidad y

marcha fitoquímica) al extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui.

3.2.2. Determinar las condiciones óptimas de tiempo de extracción y concentración de etanol

que maximicen simultáneamente las variables de respuesta (rendimiento, contenido

fenólico total (CFT) y capacidad antioxidante por DPPH y CAT) mediante la

Metodología de Superficie de Respuesta (MSR).

3.2.3. Evaluar la correlación entre el CFT y la capacidad antioxidante de los extractos de

semilla de ungurahui (EU).

3.2.4. Microencapsular el extracto de semilla de ungurahui libre (EUL) mediante secado por

aspersión, y evaluar el efecto protector de la maltodextrina mediante el análisis de

barrido espectral, CFT y capacidad antioxidante del extracto de semilla de ungurahui

microencapsulado (EUM).

3.2.5. Comparar las características organolépticas, morfología y tamaño de partícula y

estabilidad fenólica durante el almacenamiento entre el EUL y EUM.

3.2.6. Elaborar las galletas enriquecidas con EUL (G-EUL) Y EUM (G-EUM) y evaluar las

características de calidad (CFT, medición del color, análisis proximal y análisis

sensorial) de las mismas.

18

IV. MARCO TEÓRICO

4.1. ANTECEDENTES

4.1.1. ANTECEDENTES FITOQUÍMICOS

Hidalgo et al. (2016) en su artículo titulado “Plantas Oleaginosas Amazônicasμ Química e Atividade

Antioxidante de Patauá (Oenocarpus bataua Mart.)”, realizaron la extracción metanólica de pulpa

y semilla secas de 20 frutos de patauá, por separado, con hexano y metanol para la realización de

los ensayos antioxidantes y aislamiento fitoquímico. El extracto metanólico de semillas presentó un

elevado contenido de fenoles totales y mayor actividad antioxidante que el de pulpas, ya que

presentó una mayor capacidad reductora de Fe (III) y una menor concentración capaz de secuestrar

el 50% de radicales de DPPH. El valor de secuestro de radicales de DPPH presentado por el extracto

de semillas fue comparable al observado para el patrón de quercetina (CS50 = 6,5 g / ml), indicando

la significativa actividad para esa parte de los frutos. Estos resultados mostraron el gran potencial

del patauá para producir productos nutracéuticos.

Rezaire et al. (2014), a través del artículo “Amazonian palm Oenocarpus bataua (‘‘patawa’’)μ

Chemical and biological antioxidant activity – Phytochemical composition”, determinaron la

actividad antioxidante del fruto de esta palma y su composición de polifenoles usando como

referencia al Euterpe oleracea (açai). Los resultados mostraron que el fruto de ungurahui tenía una

capacidad antioxidante más fuerte que el açai1 en las pruebas TEAC (Capacidad antioxidante

equivalente de Trolox) y FRAP (Poder antioxidante reductor del hierro), y se observó una actividad

similar mediante el método de DPPH. La composición polifenólica, determinada por HPLC/MS,

implicó la presencia de antocianinas, taninos condensados, estilbenos y ácidos fenólicos, que son

bastante conocidos por sus actividades biológicas. Estos resultados presentan al ungurahui como un

nuevo recurso amazónico para alimentos.

4.1.2. ANTECEDENTES DE APLICACIÓN EN MATRICES ALIMENTARIAS

Tumbas Šaponjac et al (2016), en su artículo “Sour cherry pomace extract encapsulated in whey and

soy proteinsμ Incorporation in cookies”, extrajeron los compuestos bioactivos del orujo de cereza,

los encapsularon en suero (WE) y proteína de soya (SE) e incorporaron en galletas, reemplazando

el 10% (WE10 y SE10) y el 15% (WE15 y SE15) de la harina. Después de 4 meses de

almacenamiento, no hubo pérdida de polifenoles, mientras que la actividad antioxidante disminuyó

19

ligeramente. Los parámetros de color (L*, a* y b*) de las galletas se vieron influenciados por el

color de los encapsulados. Los resultados también mostraron que las galletas tenían cualidades

sensoriales aceptables. Se concluyó que los bioactivos encapsulados de orujo de cereza influyeron

positivamente en las características de las galletas fortificadas, siendo una forma prometedora para

el desarrollo funcional de alimentos debido al contenido de antioxidantes y la estabilidad de

almacenamiento que brinda la encapsulación.

Caleja et al (2016), en su artículo “Cottage cheeses functionalized with fennel and chamomile

extractsμ Comparative performance between free and microencapsulated forms”, incorporaron

extractos acuosos de hinojo y manzanilla, libre y microencapsulado, en el requesón. Los requesones

enriquecidos con extractos microencapsulados mostraron, después del sétimo día, una mayor

actividad antioxidante que estudios previos donde solo se incorporó el extracto libre, logrando una

bioactividad extendida. Por lo tanto, se concluyó que el requesón fue enriquecido efectivamente sin

causar variaciones considerables en los valores nutricionales y de color, o en los perfiles de ácidos

grasos.

Pasrija et al. (2015), en su artículo “Microencapsulation of green tea polyphenols and its effect on

incorporated bread quality” incorporaron extracto libre y extractos microencapsulados con

maltodextrina, por atomización y liofilización, de té verde en la preparación del pan con el objetivo

de evaluar las características de calidad en el producto final. Los resultados revelaron que el extracto

libre y los encapsulados de té verde incorporados al pan conservaron su calidad en términos de

volumen y consistencia de la miga y fueron casi similar al control. Por otra parte, no hubo mucha

diferencia significativa en el contenido fenólico total del extracto libre y los microencapsulados de

té verde incorporados a los panes durante la cocción. Sin embargo, el color y el sabor de los panes

con extracto encapsulado fue ligeramente mejor (estadísticamente insignificante) que el pan con

extracto libre. Se concluye que la fortificación del pan con polifenoles, como, por ejemplo, del té

verde, puede conservar las características de calidad del pan junto con la funcionalidad. Esto ayuda

a complementar la ingesta de polifenoles y reducir las enfermedades degenerativas.

Ribeiro et al. (2015), en su artículo “Spray-drying microencapsulation of synergistic antioxidant

mushroom extracts and their use as functional food ingredients”, trabajaron con extractos

hidroalcohólicos de dos especies de hongos, Suillus luteus (Sl) y Coprinopsis atramentaria (Ca),

por su efecto antioxidante sinérgico y su viabilidad como ingredientes alimentarios funcionales

probados por incorporación en el requesón. Las microcápsulas con Sl: Ca (1: 1) y con extracto libre

20

(en la misma proporción) se incorporaron al requesón. Los resultados mostraron que, en

comparación con la forma libre, los extractos encapsulados se volvieron más efectivos ya que la

actividad antioxidante se conservó a lo largo del tiempo. Ambas muestras de requesón enriquecidas

mantuvieron sus propiedades nutricionales en comparación con la muestra control; además, no se

notaron modificaciones de color.

Çam, İçyer y Erdoğan (2013), en su artículo “Pomegranate peel phenolicsμ Microencapsulation,

storage stability and potential ingredient for functional food development”, evaluaron el efecto de

la adición de un extracto acuoso óptimo de cáscara de granada a 0.5 y 1.0% (p/p), microencapsulado

con maltodextrina en relación 1:1, 1:3, 1:6 y 1:10 (p/p) en las propiedades funcionales del helado.

Los resultados mostraron una mejora significativa de las actividades inhibidoras de antioxidantes de

los helados enriquecidos en comparación con la muestra control, siendo las microcápsulas de

relación 1:1 y 1:3 (p/p) de extracto: maltodextrina las que tuvieron mayor contenido fenólico. Más

del 75% de los panelistas aceptaron los helados enriquecidos en la evaluación sensorial, pudiendo

ser introducidos al público en general como potenciales alimentos funcionales.

Sun-Waterhouse et al. (200λ), en su artículo “Kiwifruit-based polyphenols and related antioxidants

for functional foods: kiwifruit extract-enhanced gluten-free bread”, investigaron la producción de

pan sin gluten mejorado con polifenoles y antioxidantes derivados de un extracto acuoso de puré de

kiwi verde-maduro previamente seleccionado por tener buenas cantidades de contenido fenólico y

de vitamina C, y buena estabilidad de almacenamiento. El pan resultante mejorado con extracto de

kiwi fue aceptable para el panel de degustación, con una textura más suave que el pan simple sin

gluten. Por lo tanto, el extracto acuoso de puré de kiwi tiene potencial como ingrediente funcional,

debido a la posibilidad de proporcionar componentes beneficiosos para la salud como polifenoles y

antioxidantes en la formulación de alimentos de consumo popular, siendo un enfoque novedoso en

el uso de bioactivos de fruta destinados a usuarios finales.

21

4.2. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA

4.2.1. PROCESO DE OXIDACIÓN

Los radicales libres son grupos de átomos que se caracterizan por tener un electrón no apareado en

el último orbital, por ello son muy reactivos (inestables) y reaccionan fácilmente con otras sustancias

para alcanzar su estabilidad (Maldonado, Jiménez, Guapillo, Ceballos y Méndez, 2010). El oxígeno

es la molécula más importante en la generación de radicales libres, siendo los principales radicales

derivados de este: el superóxido (O2-), el hidroxilo (OH-) y los radicales generados durante la

peroxidación lipídica (peroxilo (ROO-), alcoxi (RO-) e hidroperóxido (-ROOH)). El peróxido de

hidrógeno (H2O2), si bien no es un radical libre en sí, tiene la facilidad de formarlos cuando las

condiciones le son favorables (Gutiérrez y Morales, 2004). Estos radicales poseen una alta toxicidad

y tienen la capacidad de alterar el comportamiento de diversas biomoléculas, provocando daño a

nivel celular y tisular (González-Torres, Betancourt-Rule y Ortiz-Muñiz, 2000).

4.2.1.1. Oxidación en los alimentos

El deterioro oxidativo en los alimentos, especialmente los ricos en grasas, está influenciado

principalmente por las reacciones con el oxígeno molecular a través de un mecanismo autocatalítico

(descomposición de hidroperóxidos o catálisis metálica) y por las reacciones fotoquímicas donde

participan los pigmentos a través de la oxidación de componentes fotosensibles (Nawar, 1996). Los

hidroperóxidos, productos iniciales de la peroxidación lipídica, son insípidos e inodoros; sin

embargo, en presencia de calor, iones metálicos y/o luz, pueden descomponerse en compuestos que

contribuyen a la rancidez, la generación de malos olores y sabores desagradables en los alimentos

(Brewer, 2011). Entre los compuestos oxidados por descomposición de los hidroperóxidos tenemos

a las cetonas, aldehídos, alcanos y alquenos de bajo peso molecular y de alta volatilidad, que

determinan el nivel de rancidez en los alimentos (Rojano, Gaviria y Sáez, 2008).

Los alimentos deshidratados (cereales, galletas, leche en polvo, huevos en polvo, etc.), productos

fritos, carnes, aceites, y otros como el té, café o el jugo de naranja son susceptibles a la oxidación

por los iones metálicos (Kanner, 2010), ya que estos se encargan de catalizar la oxidación de lípidos,

compuestos fenólicos y otros compuestos reductores que están presenten en los alimentos. Se cree

que estos metales cambian su estado de oxidación para interactuar con los hidroperóxidos.

22

4.2.1.2. Estrés oxidativo en el organismo

En condiciones de metabolismo normal, la formación continua de especies reactivas de oxígeno

(EROS) y de otros radicales libres es importante para las funciones fisiológicas normales, ya que

están implicados en muchas reacciones químicas esenciales, como la generación de ATP, en

diversos procesos catabólicos y anabólicos y en los ciclos redox celulares (Rahal et al., 2014).

Alrededor del 95 al 98% del oxígeno consumido durante la respiración celular es para la producción

de energía, y el restante (2 a 5% del oxígeno metabolizado) produce EROS (Aparecida, 2014). Sin

embargo, si se producen más radicales libres de los que el cuerpo necesita, o si los métodos que

utiliza el cuerpo para manejar los radicales libres resultan inadecuados, se está frente a un problema

de estrés oxidativo (Youngson, 1994; Rahal et al., 2014).

El estrés oxidativo se origina por hábitos considerados inapropiados (consumo de alcohol, drogas,

tabaquismo, dieta inadecuada, comida altamente procesada, ejercicio físico exhaustivo o extremo,

exposición a la radiación no ionizante ultravioleta y otras ondas cortas); condiciones ambientales

inapropiadas (temperatura elevada y contaminación ambiental); envejecimiento y estados

psicológicos que provocan estrés emocional (ansiedad, fisiopatologías, anemia) que inactivan

enzimas antioxidantes, contribuyendo así a disminuir el sistema de defensa antioxidante del

organismo (De Oliveira et al., 2009a; Landete et al., 2013; Rahal et al., 2014) (Figura 1).

Figura 1. Fuentes de radicales libres

Fuente: Gregori, 2017

23

Este desequilibrio cambia el ambiente reductor que normalmente las enzimas, gracias a su aporte

constante de energía metabólica, mantienen dentro de las células. Las alteraciones de este estado

redox normal pueden causar efectos tóxicos a través de la producción de radicales libres que dañan

todos los componentes de la célula, incluyendo proteínas, lípidos y ADN, ocasionando una muerte

celular progresiva (Landete et al., 2013; Kanner, 2010). Tanto el oxígeno como los radicales libres

son más solubles en la bicapa lipídica que en la parte acuosa, por ello tienden a concentrarse en el

interior de la fase orgánica de la membrana (Figura 2).

Figura 2. Alteración de la membrana celular por radicales libres

Fuente: Bolaños, 2013

El proceso de oxidación que se da en los lípidos se denomina peroxidación lipídica, debido

principalmente a una serie de reacciones entre los ácidos grasos insaturados y los radicales libres

(Rojano, 1997). Este proceso de autooxidación incluye tres etapas: iniciación, propagación y

terminación (Chan, 2015). En la primera etapa, el lípido (RH) en presencia de cualquier iniciador

(radicales, metales, luz, calor, etc) origina al radical lipídico (R-). Este radical reacciona con el

oxígeno para formar radicales peroxilo (ROO-) que tienen la capacidad de sustraer un átomo de

hidrógeno de otras moléculas lipídicas para formar un nuevo radical lipídico y a los hidroperóxidos

(ROOH), de esta manera se produce la etapa de propagación. Los hidroperóxidos se fragmentan y

dan origen a otros radicales libres, como los alcoxi (RO-). El proceso termina cuando dos especies

radicales se unen entre sí para formar una especie estable no radical (R:R, ROOR). Las reacciones

de los radicales libres sobre la membrana pueden terminar alterándola o causando lisis celular

(Pamplona, 2008; Rojano, Gaviria y Sáez, 2008).

Tanto en las proteínas como carbohidratos, los radicales libres pueden inducir fragmentación con la

24

pérdida de la función de estas moléculas (González-Torres et al., 2000). El daño causado por el

radical libre a las enzimas azufradas y otras proteínas culmina en inactivación, desnaturalización y

entrecruzamiento de las cadenas peptídicas (Landete et al., 2013). La oxidación de aminoácidos

como la fenilalanina, tirosina, histidina y metionina resulta en la modificación de sus grupos R y la

formación de grupos carbonilos (Venereo, 2002). El daño oxidativo a los carbohidratos puede alterar

respuestas hormonales y de neurotransmisores asociados al receptor celular. Los ácidos nucleicos

también pueden ser atacados por los epóxidos que se unen a ellos, ocurriendo pérdida de expresión,

fragmentaciones, reordenamientos cromosómicos, etc. El daño posterior del ADN, que puede incluir

la inactivación o pérdida de algunos genes supresores de tumores, puede causar una mutación que

puede ser carcinogénica (Venereo, 2002; Landete et al., 2013).

4.2.2. COMPUESTOS ANTIOXIDANTES

4.2.2.1. Antioxidantes

Los antioxidantes son sustancias, también consideradas “moléculas suicidas” que, en

concentraciones relativamente bajas con respecto al sustrato oxidable (proteínas, lípidos, hidratos

de carbono, o moléculas de ADN), retrasan o previenen significativamente la oxidación de este

(Venereo, 2002; Tucker y Pigott, 2003; Díaz, Escobar y Pizarro, 2013), ya que se oxidan al

neutralizar a los radicales libres, mediante uno o varios de los siguientes procedimientos: (1)

secuestrando especies que inician la peroxidación, (2) quelando iones metálicos y haciéndolos

incapaces de generar especies reactivas o descomponer peróxidos lipídicos, (3) extinguiendo

superóxidos (O2)- y previniendo así la formación de peróxidos (O2)= , (4) rompiendo la reacción en

cadena autooxidativa, y/o (5) reduciendo las concentraciones de O2 localizadas (Figura 3). De esta

forma, los antioxidantes inhiben la formación o interrumpen la propagación de los radicales libres,

convirtiéndolos en especies estables (Lobo, Patil, Phatak y Chandra, 2010; Brewer, 2011).

Figura 3. Neutralización de un radical libre por un antioxidante.

Fuente: García, 2012.

25

Los grupos enzimáticos y no enzimáticos propios del organismo, también conocidos como

“antioxidantes endógenos” tratan de mantener el cuerpo en homeostasis al reaccionar rápidamente

con los radicales libres del oxígeno en una zona específica de la célula (membrana plasmática,

líquido extracelular e intracelular) (Camps, Ruffino, Majul y Joison, 2010). Entre los antioxidantes

endógenos destacan el superóxido dismutasa, el glutatión peroxidasa, la catalasa, el glutatión, el

ácido tióctico, entre otros (Dabrowski, Konturek, Konturek y Gabryelewicz, 1999; Criado y Moya,

2009). Por otro lado, los “antioxidantes exógenos”, son aquellas sustancias como la vitamina A, E,

C, carotenoides, flavonoides, minerales, entre otros, que ingerimos en la dieta y son los de mayor

interés para el sector farmacéutico y alimentario, ya que su ingesta puede neutralizar los radicales

libres y ayudar a disminuir la incidencia del daño inducido por el estrés oxidativo (Sen y

Chakraborty, 2011; Sánchez, 2013), ofreciendo bondades prometedoras para la salud, además del

interés creciente de la industria alimentaria en ampliar la gama de antioxidantes naturales que

ayuden a prevenir la oxidación en los alimentos.

4.2.2.2. Importancia de los antioxidantes

4.2.2.2.1. Rol de los antioxidantes en los alimentos

La función de los antioxidantes en los alimentos no solo está relacionada con su actividad de

eliminación de radicales libres (por ejemplo, inhibir la formación de hidroperóxidos) sino también

con su ubicación física (por ejemplo, el compuesto se concentra donde las reacciones oxidativas son

más frecuentes) y con su capacidad de participar en otras vías oxidantes (por ejemplo, inactivación

de metales y regeneración de antioxidantes endógenos) (Branen, Davidson, Salminen y Thorngate,

2001; Alamed, Chaiyasit, McClements y Decker, 2009).

Los extractos vegetales contienen una variedad de compuestos naturales, pero ciertos principios

activos son responsables de su capacidad antioxidante (Nanditha y Prabhasankar, 2008). Al

agregarlos en la formulación de alimentos procesados, estos últimos se convierten en alimentos

funcionales o enriquecidos que proporcionan múltiples beneficios para la salud (Pasrija et al., 2015).

Recientemente, muchos estudios epidemiológicos han sugerido que el consumo de alimentos ricos

en antioxidantes, tienen efectos protectores contra diversas enfermedades, y esta protección se ha

atribuido en parte a la presencia de varios componentes, como vitaminas, flavonoides, antocianinas

y otros compuestos fenólicos (Moo-huchin et al., 2014).

26

Los antioxidantes como aditivos alimentarios, entre ellos, vitamina A, vitamina E, vitamina C,

galatos y muchos compuestos polifenólicos como flavonoides, isoflavonas, flavonas, antocianinas,

cumarinas, lignanos, catequinas, isocatequinas, epicatequinas y ácidos fenólicos como el ácido

hidrocinámico, ácido hidrobenzoico, ácido gálico, ácido elágico, etc., han cobrado importancia

como fitoquímicos antioxidantes (Mehta y Gowder, 2015) y desempeñan un papel importante para

garantizar que los productos alimenticios conserven su sabor y color y permanezcan comestibles

durante un período más prolongado. Su uso es particularmente importante para evitar la oxidación

de los productos o enriquecerlos. Otra razón importante es que ciertas vitaminas y varios

aminoácidos pueden ser destruidos fácilmente por la exposición al aire, y los antioxidantes sirven

para protegerlos (Thorat et al., 2013).

Como consecuencia, los antioxidantes fenólicos añadidos a productos alimentarios mejoran sus

características organolépticas (Caleja et al., 2016; Çam et al., 2013), les dan más valor agregado,

alargan su vida útil (Tumbas Šaponjac et al., 2016) y mantienen su valor nutricional (Ribeiro et al.,

2015), convirtiéndose en sustancias atractivas que diferencian y vuelven único al producto que los

contiene frente a otros de la competencia y frente al consumidor.

4.2.2.2.2. Rol de los antioxidantes en la salud

Una producción anormal de radicales libres en el organismo puede producir desde la disminución

de la funcionalidad de algunas células, —con lo que aumenta el riesgo de envejecer—, hasta

alteraciones genéticas de determinadas células —con lo que aumenta el riesgo de cáncer—. Además,

los radicales libres y otras especies reactivas se han asociado con la patogénesis de enfermedades

cardiovasculares, enfermedades autoinmunes, trastornos neurodegenerativos (por ejemplo,

parkinson, alzheimer), trastornos gastrointestinales, enfermedades oculares, osteoporosis,

infertilidad y diabetes mellitus (Halliwell, 2001; Andrade y Fasolo, 2014; Tomás-Barberán, 2003;

Sen y Chakraborty, 2011). Por ello, la utilización de sustancias antioxidantes tiene por finalidad

mantener el equilibrio corporal mediante la protección de las biomoléculas frente a la oxidación

(Huang, Ou y Prior, 2005) y contribuir eficazmente a reducir su efecto perjudicial (Martínez-

Navarrete, Camacho y Martínez, 2008). Los antioxidantes pueden funcionar como moduladores

inmunes y pueden usarse para el tratamiento preventivo o terapia de ciertas enfermedades junto con

la terapia principal (Sen y Chakraborty, 2011).

La eficacia de los antioxidantes en la salud depende de cuestiones genéticas (enzimas) y de la

27

nutrición (vitaminas y otros captadores no vitamínicos de la dieta, como los polifenoles) (Martínez-

Navarrete et al., 2008). Debido a que nuestras defensas endógenas antioxidantes no parecen ser

completamente efectivas contra la susceptibilidad frente al estrés oxidativo, parece razonable

proponer una dieta rica en antioxidantes o, como ya se está experimentando, una suplementación

exógena de antioxidantes (Elejalde, 2001). El consumo de antioxidantes exógenos puede ayudar

directamente a inhibir las reacciones de radicales libres, prevenir la peroxidación de lípidos y elevar

el sistema antioxidante endógeno, manteniendo el cuerpo libre de enfermedades (Sen y Chakraborty,

2011).

4.2.3. CLASIFICACIÓN DE LOS ANTIOXIDANTES

4.2.3.1. Tipos de antioxidantes según su mecanismo de acción

4.2.3.1.1. Antioxidantes primarios

Los antioxidantes primarios son principalmente compuestos fenólicos (A:H) que pueden donar un

átomo de hidrógeno o un electrón al radical libre, convirtiéndolo así en un producto estable. Son

capaces de inhibir la etapa de iniciación al reaccionar con un radical lipídico (R-) o inhibir la etapa

de propagación al reaccionar con los radicales peróxidos de los lípidos (ROO- y RO-). (Armenteros,

Ventanas, Morcuende, Estevéz y Ventanas, 2012).

AH + R- A- + RH (Ec. 1)

AH + ROO- A- + ROOH (Ec. 2)

AH + RO- A- + ROH (Ec. 3)

Asimismo, como consecuencia de estas reacciones, el antioxidante se oxida formando un radical

libre estable (A-) que no propaga la reacción de oxidación. Este radical antioxidante puede interferir

aún más en las reacciones de propagación al formar compuestos con los radicales peroxilo o alcoxi

(Nanditha y Prabhasankar, 2008; Armenteros et al., 2012).

A- + ROO- ROOA (Ec. 4)

A- + RO- ROA (Ec. 5)

Los principales antioxidantes primarios son de tipo sintético, como el BHA (butilhidroxianisol),

BHT (butilhidroxitolueno), TBHQ (ter-butilhidroxiquinona) y los galatos de butilo, propilo o

28

dodecilo (Gil, 2010; Ardiles y Mozo, 2017), aunque también podrían incluirse dentro de este grupo

a los compuestos de fuente vegetal: carotenoides, tocoferoles, ácidos fenólicos y flavonoides (Chan,

2015), los cuales pueden ser clasificados como antioxidantes primarios y/o sinergistas (Ardiles y

Mozo, 2017). Las enzimas endógenas como la superóxido-dismutasa (SOD), catalasa y glutatión

peroxidasa (GPx) también son consideradas antioxidantes primarios (UNAM, 2009; Feduchi,

2010).

4.2.3.1.2. Antioxidantes secundarios

Los antioxidantes secundarios, conocidos como preventivos, reducen la velocidad de oxidación de

los lípidos a través de varios mecanismos; sin embargo, no influyen sobre el radical libre para que

este se vuelva más estable. La quelación y desactivación de un metal prooxidante, la donación de

un hidrógeno a un hidroperóxido sin formar especies radicales, la desactivación del oxígeno singlete

(1O2), la absorción de la radiación ultravioleta o la eliminación de oxígeno son acciones realizadas

por los antioxidantes secundarios. El ascorbil palmitato, el ácido tartárico, el ácido cítrico, el ácido

ascórbico y la lecitina son los más comunes y usados (Rojano, 1997; Terán, 2014).

a) Quelantes de metales: Interactúan con los metales y los oxidan, estabilizándolos y reduciendo

de esta manera su potencial oxidativo. El ácido cítrico, el ácido fosfórico, el EDTA (ácido

etilendiaminotetraacético) y el ácido ascórbico son ejemplos de quelantes de metales que

reducen la oxidación del aceite de forma indirecta (Chan, 2015).

b) Eliminadores de oxígeno: La eliminación de moléculas de oxígeno también genera actividad

antioxidante. Por ejemplo, el ácido ascórbico presenta comportamiento de agente reductor y

eliminador de oxígeno; asimismo, el oxígeno, en especial el de tipo singlete, puede ser atrapado

por aminoácidos, péptidos, proteínas, ascorbatos y compuestos fenólicos (Chan, 2015).

Cuando los antioxidantes secundarios activan a los antioxidantes primarios causan sinergismo, ya

que actúan como donantes de hidrógeno al radical fenoxi, regenerando así al antioxidante primario,

es decir, los antioxidantes fenólicos se pueden usar a niveles más bajos si un sinergista se incorpora

simultáneamente en el producto alimenticio (Nanditha y Prabhasankar, 2008). A este grupo de

sinergistas pertenecen los sulfitos, ácido ascórbico, ascorbil palmitato y ácido eritórbico.

29

4.2.3.2. Tipos de antioxidantes según su origen

4.2.3.2.1. Antioxidantes sintéticos

Estos antioxidantes son obtenidos por vías químicas in vitro. Entre los antioxidantes sintéticos se

encuentran aquellos análogos a los naturales (ácido ascórbico, tocoferoles, carotenos, etc.), como

también otros que no tienen análogos en el medio natural; entre ellos, el butilhidroxianisol (BHA),

butilhidroxitolueno (BHT), galato de propilo (GP) y ter-butil hidroquinona (TBHQ) son los más

empleados para la preservación de los alimentos (Ariel, 2014).

a) Butil-hidroxianisol (BHA- E 320): Este antioxidante es altamente soluble en grasas, mas no en

agua. Resulta muy eficaz en la fritura de grasas porque soporta altas temperaturas, evitando su

degradación o evaporación. Se utiliza para brindar protección a las grasas que se encuentran en

productos de repostería y en alimentos preparados en general, ya sean dulces o salados,

conservándolos por más tiempo. Suele ser usado en combinación con otros antioxidantes,

especialmente con el BHT, ya que potencia su efecto antioxidante (Muñoz, 2008). En la figura

4, se observa el mecanismo de acción del BHA que consiste en la eliminación de radicales libres

como los peroxilos presentes en una matriz alimentaria, ejerciendo actividad antioxidante al

romper la cadena durante la autooxidación de los lípidos (Shahidi y Zhong, 2005).

Figura 4. Mecanismo de acción del BHA (compuesto [1])

Fuente. Kadoma, Ito, Yokoe y Fujisawa, 2008

Sin embargo, el BHA es considerado como "Probablemente carcinógeno para el ser humano” en

30

la clasificación para los aditivos alimentarios establecida por la Food and Drug Administration

(FDA) (2018a), debido a los estudios científicos que han demostrado que el BHA exhibe

actividad promotora de tumores en animales de laboratorio. Por ejemplo, se encontró que es

citotóxico y carcinogénico en el estómago y vejiga urinaria del ratón, en el estómago y esófago

de ratas, ratones, hámsters y cerdos (Kadoma et al., 2008). Asimismo, es causante de irritación

a la piel, alergias e hiperactividad en humanos (Muñoz, 2008).

Su uso está autorizado en la mayoría de países (en Estados Unidos, su nivel máximo de uso

establecido por la FDA es 0.02% y por el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos

(USDA) es 0.01% en peso de grasa, y Europa permite su uso, junto con el BHT, hasta 0.02% en

peso de grasa), excepto en Japón, donde está prohibido desde 1958 y en Australia, donde no se

permite su consumo a niños (Shahidi y Zhong, 2005; FDA, 2018b; FDA, 2018c; Ayuso, 2015).

b) Butil-hidroxitolueno (BHT- E 321): Este antioxidante solamente es soluble en grasas y se utiliza

siempre mezclado con el BHA, tiene sus mismas aplicaciones, y, en general, las mismas

limitaciones legales (Muñoz, 2008; Ibáñez, Torre y Irigoyen, 2003). El BHT es de menor costo

que el BHA, pero es inestable cuando es sometido a procesos de calentamiento como

pasteurización u horneado.

Se ha probado que causó tumores cancerosos en ratas de laboratorio, causó daño pulmonar e

incrementó la incidencia de tumores hepáticos en ratones. y que puede aumentar el colesterol en

la sangre, causa alergias, urticaria, hemorragias y daños al hígado en altas concentraciones en el

ser humano (Muñoz, 2008; Race, 2009).

c) TBHQ y galato de propilo (GP): El TBHQ aumenta la estabilidad oxidativa y mejora el color de

los productos alimentarios que contienen específicamente aceites vegetales, mientras que el GP

estabiliza tanto aceites vegetales como grasas animales, siendo usado en productos cárnicos,

especias y aperitivos, además de su importante uso en la base de las gomas de mascar. Ambos

antioxidantes tienen, por separado, efecto sinérgico con el BHA y/o BHT. Sin embargo, algunos

estudios han demostrado que el TBHQ y el GP tienen potencial para formar moléculas complejas

con ácidos nucleicos y causar daño a la estructura de doble hélice del ADN (Dolatabadi y

Kashanian, 2010 citado en Apak, Capanoglu y Shahidi, 2018).

31

Los cuatro principales antioxidantes sintéticos en uso están sujetos a un límite máximo de buenas

prácticas de fabricación de 0.02% del contenido de grasa o aceite de los alimentos (Simic, 1981,

citado en Gülçin, 2011). Por lo tanto, la controversia sobre la toxicidad de los antioxidantes

sintéticos sobre la salud debido a su efecto tóxico y actividad carcinogénica de sus formas oxidadas,

y de sus productos de reacción con los constituyentes de los alimentos, además de los costos

elevados de fabricación de estos antioxidantes, han impulsado la tendencia a evitar o minimizar el

uso de sustancias sintéticas y a identificar fuentes alternativas naturales y probablemente más

seguras de antioxidantes alimentarios (Ariel, 2014).

4.2.3.2.2. Antioxidantes naturales

Son aquellos extraídos de fuentes vegetales, principalmente a partir de hierbas o partes de plantas

con concentraciones muy altas de determinados polifenoles, con buenas propiedades de donación

de electrones y de ruptura de cadenas (Branen et al., 2001).

Algunos de los aditivos antioxidantes más importantes utilizados en la actualidad, y que se

diferencian de otros por provenir de fuentes naturales, son los siguientes:

a) Extracto de romero: Ha sido aprobado como aditivo alimentario para su uso en la Unión Europea

desde 2008 y está etiquetado formalmente como "Extracto de romero - E392". Los extractos de

romero se utilizan como aditivo para conservar la carne, el pescado y los aceites (Santos-

Sánchez, Guadarrama-Mendoza, Salas-Coronado, Valadez-Blanco y Hernández-Carlos, 2017).

En el estudio de Ortuño, Serrano, Jordán y Bañón (2014), la suplementación con extracto de

romero en concentraciones de 200 y 400 ppm en la dieta de corderos durante la etapa de engorde,

permitió, luego del beneficio, que la vida media de la carne cruda en atmósfera controlada se

prolongue hasta 9 - 13 días.

b) Extracto de semilla de uva: Es considerado por la FDA como GRAS, “generalmente reconocido

como seguro” desde 2003, para ser usado como antioxidante agregado en bebidas, cereales,

aceites y grasas, productos de repostería, granos, productos lácteos, frutas procesadas y jugos de

frutas a niveles desde 100 a 800 ppm, tanto en sistemas agua/aceite y acuosos (Santos-Sánchez

et al., 2017). Sin embargo, en las galletas preparadas por Davidov-Pardo et al. (2012b), los

extractos de semilla de uva, libre y microencapsulado, a concentraciones de 0.8% y 2.6%,

respectivamente, les confirieron poder antioxidante; sin embargo, el extracto microencapsulado

32

les proporcionó mayor actividad antioxidante y mejoró sus características sensoriales.

c) Extracto de té verde: Se está utilizando como aditivo antioxidante natural en los alimentos. Las

catequinas del té se han utilizado en la conservación de carne de res, cerdo y aves (Santos-

Sánchez, 2017). Por ejemplo, en el estudio de Jamwal, Kumar, Bhat, Kumar y Kaur (2015),

empanadas de pollo con extracto de té verde en concentraciones de 400 ppm tuvieron una vida

útil de 21 días en almacenamiento bajo condiciones de refrigeración (4 ± 1 °C) reduciendo su

oxidación. Asimismo, el extracto de té verde a una concentración de 4% fue agregado por

Ahmad et al. (2015, citado en Santos-Sánchez, 2017) a la harina de trigo para la elaboración de

galletas, el cual aumentó la aceptabilidad del color, el aroma y el sabor del producto final.

A continuación, en la Tabla 1, se nombrará las ventajas y desventajas de los antioxidantes naturales

en comparación con los antioxidantes sintéticos:

33

Tabla 1. Ventajas y desventajas de los antioxidantes naturales frente a los sintéticos

Ventajas Desventajas

La mayoría presenta solubilidad tanto en agua

como en aceite (amplio rango de

solubilidades), siendo útiles en la preparación

de emulsiones y otras formulaciones (Moure et

al, 2001; Ariel, 2014).

Son de igual o mayor costo que los antioxidantes

sintéticos, dependiendo de la fuente de

extracción y la metodología empleada (Sarkar y

Ghosh, 2016). Son más caros si se purifican, y

menos eficientes si no son purificados

(Madhavi, Deshpande y Salunkhe, 1996).

Su aplicación en alimentos no se encuentra

restringida (Bonilla, Mayen, Merida y Medina,

1999).

Si son añadidos en concentraciones demasiado

altas, puede ocurrir cierta toxicidad (muy baja)

(Race, 2009).

Son inocuos, son rápidamente aceptados por

los consumidores, son metabolizados por

completo en el organismo y el interés de su uso

va en aumento (Sarkar y Ghosh, 2016; Gülçin,

2011).

Presentan un amplio rango de actividad

antioxidante (Sarkar y Ghosh, 2016). Aquellos

con actividad antioxidante baja deben ser

añadidos en cantidades mayores que los

antioxidantes sintéticos para producir el mismo

efecto.

Contribuyen a valorizar los recursos naturales,

ya que muchos de ellos son residuos vegetales,

favoreciendo al hombre y al medio ambiente

(De Oliveira et al., 2009b).

La fracción activa suele ser mucho más baja que

la adición real al alimento (presencia de otras

sustancias en su composición) (Pokorný, 2007),

Pueden favorecer las características de calidad

del alimento al que son añadidos al actuar

como colorantes, agentes de conservación e

impartir características sensoriales favorables

(Pokorný, 2007)

Pueden desfavorecer las características de

calidad del alimento al que son añadidos al

actuar como colorantes e impartir características

sensoriales desfavorables (Pokorný, 2007)

Pueden reemplazar parcial o totalmente a un

componente alimentario (Patel, 2015)

La cantidad agregada a los productos

alimenticios se adapta según los resultados

analíticos obtenidos (Thorat et al., 2013).

Fuente: Elaboración propia

34

4.2.4. COMPUESTOS FENÓLICOS

4.2.4.1. Compuestos fenólicos en las plantas

Los alimentos de origen vegetal son productos de gran interés, ya que, además de aportar

macronutrientes y micronutrientes, contienen una serie de sustancias químicas no nutritivas,

denominados compuestos bioactivos, los cuales pueden ser indispensables a largo plazo para

mejorar nuestra salud y reducir el riesgo o retrasar el desarrollo de muchas enfermedades (Martínez-

Navarrete et al., 2008; Barragán, 2011). En el reino vegetal podemos distinguir cuatro grandes

grupos de compuestos bioactivos, como son las sustancias terpénicas, las azufradas, las nitrogenadas

y, las más estudiadas, las fenólicas, que se encuentran de forma general en todos los alimentos de

origen vegetal (Tomás-Barberán, 2003).

Los compuestos fenólicos son moléculas que contienen al menos un grupo fenol, es decir, un anillo

aromático unido con uno o más grupos hidroxilo (Porras-Loaiza y López-Malo, 2009) (Figura 5), y

engloban a más de 8000 compuestos, desde moléculas sencillas de poco peso molecular hasta

polímeros complejos, y cuya característica más relevante es su comportamiento antioxidante

(Porras-Loaiza y López-Malo, 2009; Sotero et al., 2011; Gimeno, 2015; Martín, 2018). Estos

compuestos desempeñan una serie de funciones en el crecimiento y reproducción de las plantas,

protegiéndolas contra patógenos externos, el estrés, la radiación UV y los depredadores (Peñarrieta,

Tejeda, Mollinedo, Vila y Bravo, 2014). La disposición de los compuestos fenólicos en los vegetales

no es uniforme y varía de acuerdo con cada especie (El Gharras, 2009); sin embargo, estos

compuestos se encuentran preferentemente en la cáscara y semilla de muchos frutos (Ayala-Zavala

et al., 2011).

Figura 5. Estructura química del grupo fenol

Fuente: Peñarrieta et al., 2014

35

4.2.4.2. Clasificación de los compuestos fenólicos

Los compuestos fenólicos se clasifican de acuerdo con el número de anillos fenólicos que contienen

y con los elementos estructurales que enlazan estos anillos (Manach, Scalbert, Morand, Rémésy y

Jiménez, 2004). En ese sentido, los compuestos fenólicos se pueden agrupar en: ácidos fenólicos,

flavonoides, lignanos y estilbenos (Peña y Restrepo, 2013).

4.2.4.2.1. Ácidos fenólicos

Existen dos grupos de ácidos fenólicos: el ácido hidroxibenzoico y ácido hidroxicinámico (Manach

et al., 2004) (Figura 6). En general, estos compuestos pueden estar presentes en forma libre o

enlazados a muchos componentes vegetales, a través de enlaces acetal, éter o éster (Zadernowski,

Czaplicki y Naczk, 2009).

Los ácidos hidroxibenzoicos (C6-C1) incluyen al ácido p-hidroxibenzoico, ácido gálico, ácido

protocatéquico, ácido vanílico y ácido siríngico (Balasundram et al., 2006). Estos pueden estar

presenten en forma conjugada con azúcares o ácidos, así como también en forma libre (Çilek, 2012;

Häkkinen, Kärenlampi, Mykkänen y Törrönen, 2000). Estos ácidos han sido encontrados en especias

(nuez moscada, albahaca, clavo de olor, anís, canela y tomillo), frutos secos (nuez, dátil y castaña),

berries (arándano, cereza, fresa, frambuesa), té negro y aceitunas. El ácido gálico y su forma

dimérica (ácido elágico) son los componentes esenciales de estructuras complejas como los taninos

hidrolizables (galotaninos y elagitaninos) (Collado, 2011).

Dentro de los ácidos hidroxicinámicos (C6-C3), los compuestos más representativos son el ácido

ferúlico, p-cumárico, cafeico y sinápico (Bravo, 1998). Estos compuestos suelen encontrarse

esterificados con diversos ácidos orgánicos, como son el ácido quínico, shikímico o tartárico. La

esterificación de los ácidos cafeico y quínico origina al ácido clorogénico, que se encuentra

principalmente en el café y yerba mate (Gómez, 2015). El ácido ferúlico se encuentra principalmente

en el tomate, la cerveza, y en gran proporción en los granos de cereales (D’Archivio et al., 2007).

36

Figura 6. Estructura química de los ácidos fenólicos

Fuente: Ariel, 2014

4.2.4.2.2. Flavonoides

Los flavonoides conforman el conjunto de compuestos fenólicos más variado y extensamente

distribuido en los vegetales (Ariel, 2014). Se han identificado más de 5000 flavonoides diferentes,

y se estima que el número siga creciendo (Martínez-Flórez, González-Gallego, Culebras y Tuñón,

2002; Perea, 2013). La estructura básica de los flavonoides (C6-C3-C6) consiste en dos anillos fenilos

(A y B) unidos por un anillo pirano (C) (Figura 7.a), común en la mayoría de los flavonoides

(Escamilla, Cuevas y Guevara, 2009).

Las variaciones en el anillo C origina las principales clases de flavonoides, es decir, flavonoles,

flavonas, isoflavonas, flavanonas, antocianidinas y flavanoles (catequinas y proantocianidinas)

(Manach et al., 2004; Çilek, 2012). En cambio, las sustituciones en los anillos A y B originan

diversos compuestos para cada clase de flavonoide, y estas sustituciones comprenden alquilación,

oxigenación, acilación, sulfonación y glicosilación (Ignat, Volf y Popa, 2011). La Figura 7.b muestra

la estructura química de las distintas clases de flavonoides.

37

Figura 7. Estructura química de los flavonoides

A) Estructura básica de los flavonoides, B) Principales flavonoides y sus derivados

Fuente: Ariel, 2014

38

Los flavonoides se encuentran generalmente unidos con moléculas de azúcar, en forma de O-

glicósidos o C-glicósidos; sin embargo, también se les puede encontrar en las plantas en su forma

libre, conocidos como agliconas (Cartaya y Reynaldo, 2001; Martínez-Flórez et al., 2002), con

excepción de los flavanoles que no tienen enlace con ningún tipo de azúcar. La glicosilación permite

que los flavonoides sean más solubles (Martínez-Flórez et al., 2002). El residuo de azúcar más

frecuente en estos compuestos es la glucosa o ramnosa, aunque también pueden estar unidos con

otros residuos de azúcares (por ejemplo, galactosa, arabinosa, xilosa y ácido glucurónico) (Manach

et al., 2004).

Los flavonoles son los compuestos más ubicuos en los alimentos, siendo los glicósidos de quercetina

y kaempferol los más representativos (Manach et al., 2004). Las principales fuentes de flavonoles

son las frutas y verduras, como la cebolla, manzana y pimienta negra. También se encuentran en el

té y vino (Çilek, 2012). Los flavonoles generalmente se acumulan en el fruto y hojas de las plantas,

debido a que su biosíntesis es provocada principalmente por la luz solar (Price, 1994; Martínez-

Flórez et al., 2002; Cortell y Kennedy, 2006).

Las flavonas representan los flavonoides menos abundantes en las frutas y verduras, siendo los

glicósidos de luteolina y apigenina los más comunes. Las fuentes más importantes de flavonas son

el perejil, el apio, la manzanilla y el orégano (Khanam, Sam, Zakaria, Ching y Bhat, 2015; Hostetler,

Ralston y Schwartz, 2017).

Las isoflavonas poseen una estructura química análoga a la molécula “estradiol”, debido a esto, son

consideradas como hormonas vegetales o “fitoestrógenos” (D’Archivio et al., 2007). Las principales

isoflavonas son: genisteína, daidzeína y gliciteína, las cuales se pueden encontrar como agliconas

libres o como glicósidos, los cuales, a su vez, pueden estar esterificados con un grupo acetil o malonil

(Coward, Smith, Kirk y Barnes, 1998). Las isoflavonas están presentes en varias leguminosas,

principalmente en la soya y en productos que la contienen (Kudou et al, 1991).

Las flavanonas son encontradas en elevadas concentraciones en cítricos, menta y tomate. La

hesperetina en naranjas, eriodictiol en limones y naringenina en pomelo son los principales ejemplos

de flavanonas en alimentos (D’Archivio et al., 2007). Estos compuestos están unidos por enlace

glicosídico a un disacárido en la posición 7 (principalmente, rutinosa o neohesperidosida), el cual

39

es el responsable del sabor del alimento que lo contiene (Tomás-Barberán y Clifford, 2000).

Las antocianidinas se encuentran principalmente como glicósidos, siendo las formas más comunes

la pelargonidina, cianidina, peonidina, delfinidina, petunidina y malvidina (Aguilera, Reza, Chew y

Meza, 2011; Salinas, García, Coutiño y Vidal, 2013). Cuando las antocianidinas se encuentran en

su forma de glicósido se conocen como antocianinas (Okumura, Soares y Cavalheiro, 2002). Las

antocianinas se encuentran con mayor frecuencia en los tejidos de color rojo, azul y violeta de flores

y frutos (Perea, 2013). Están ampliamente distribuidas en la dieta humana, siendo encontradas en

ciertas variedades de cereales, vino tinto, uvas, fresas y bayas (Ariel, 2014; Gómez, 2015).

Los flavanoles, a diferencia del resto de los flavonoides, no se encuentran estructuralmente

glicosilados (Apeleo, 2016). En la naturaleza pueden aparecer como monómeros (catequinas) y

como polímeros (proantocianidinas o taninos condensados). Las catequinas más comunes son la

galocatequina, epigalocatequina, epicatequina galato y epigalocatequina. Se encuentran en frutas

como el albaricoque, mora y cereza, así como también en el vino, chocolate y té (Arts, Van de Putte

y Hollman, 2000a; Arts, Van de Putte y Hollman, 2000b). La polimerización de las catequinas

monoméricas da lugar a las proantocianidinas o taninos condensados, los cuales son los responsables

de la astringencia de frutas como la manzana, la uva, el durazno, de bebidas como el té, el vino, la

cerveza, y del amargor del cacao y su presencia en el chocolate (Gomez, 2015).

4.2.4.2.3. Lignanos y estilbenos

Los lignanos (C6-C3-C3-C6) están presentes principalmente en su forma libre. Se encuentran en

semillas como la linaza (fuente más rica de lignanos), granos ricos en fibra (trigo, cebada y avena),

leguminosas (frijol, lenteja y soja) y vegetales (ajo, espárrago, brócoli y zanahoria) (Saleem, Kim,

Ali y Lee, 2005; Gomez, 2015).

Los estilbenos (C6-C2-C6) no tienen una distribución muy amplia en los alimentos vegetales

(Martínez y Rivas, 2012). Su principal representante es el resveratrol, especialmente los isómeros

trans en forma glicosilada o libre. Se encuentran en alimentos como las bayas, maní y uvas, así

como en sus derivados (vinos) (Delmas, Lançon, Colin, Jannin and Latruffe, 2006).

40

4.2.4.3. Capacidad antioxidante de los compuestos fenólicos

Los compuestos fenólicos son considerados los principales agentes antioxidantes que se producen

en las plantas (Khaled-Khodja, Boulekbache-Makhlouf y Madani, 2014) y, por lo tanto, son los más

abundantes en la dieta (Andrade y Fasolo, 2014), actuando en la prevención de enfermedades

crónicas relacionadas con los procesos oxidativos a nivel celular, su propiedad de eliminación de

radicales libres protege las células de las lesiones causadas por estas moléculas altamente reactivas,

además poseen propiedades antiinflamatorias y antialérgicas y quimiopreventivas; y reducen el

riesgo de enfermedades cardiovasculares (Davidov-Pardo et al., 2012a ,Skowyra, 2014; Tomás-

Barberán, 2003); también actúan en la prevención de la oxidación progresiva en los alimentos que

los contienen (Branen et al., 2001).

La capacidad antioxidante de los compuestos fenólicos depende de su estructura química, en

particular del número y las posiciones de los grupos hidroxilo y sus conjugaciones, y de la cantidad

de sustituciones en el anillo aromático (Balasundram et al., 2006; Estrada, 2013; Landete et al.,

2013). El mecanismo de reacción entre un antioxidante fenólico (FenOH) y un radical libre como el

peroxilo (ROO°) puede ser descrito de la siguiente manera (Arias, 2016):

ROO° + FenOH ROOH + FenO° (Ec. 6)

FenO° + ROO° ROOFenO (Ec. 7)

FenO° + FenO° FenOH + Q (Ec. 8)

Donde FenO° es el radical libre del antioxidante fenólico oxidado, ROOH es el hidroperóxido,

ROOFenO es un producto estable y Q es cualquier quinona o metil-quinona, dependiendo del

número y posición de los grupos hidroxilo en el anillo aromático. El comportamiento de las

reacciones indica que el mecanismo corresponde al esquema de reacción de antioxidantes primarios.

4.2.4.4. Residuos alimentarios como fuentes naturales de compuestos fenólicos

Los residuos alimentarios son aquellos que se descartan luego de la cosecha, del consumo directo,

o procesamiento de los frutos para la producción de pulpas, jugos, refrescos, aceites, derivados

cosméticos, etc. Los residuos de un fruto están conformados por la cáscara, semilla, orujo y bagazo,

que habitualmente son botados por falta de creatividad en generar nuevos productos a partir de ellos,

y se estima que estos residuos pueden llegar a ser del 25 al 50% del peso total del fruto (Gimeno,

2015; Medina-Torres, Ayora-Talavera, Espinosa-Andrews, Sánchez-Contreras y Pacheco, 2017).

41

La falta de disposición final y el manejo inadecuado de estos residuos ha promovido la búsqueda de

un uso para ellos y, como tal, se les ha otorgado un valor agregado a través de la extracción de

fitoquímicos bioactivos (Medina-Torres et al., 2017), debido a que se ha demostrado que muchos

residuos, agrícolas e industriales, son fuentes atractivas de antioxidantes naturales, siendo los

compuestos fenólicos en su mayoría los responsables de dicha actividad antioxidante (Dorta, 2014;

Gimeno, 2015; Çilek, 2012; Aizpurua-Olaizola et al., 2015; Fernández-Agulló et al., 2013; Peng et

al., 2010; Ghafoor et al., 2009; González-Montelongo, Lobo y González, 2010).

En varios estudios se ha descubierto que el contenido de fenoles totales es particularmente alto en

la cáscara y/o semilla de los frutos en comparación con la pulpa (Soong y Barlow, 2004; Ayala-

Zavala et al., 2011; Contreras-Calderón, Calderón-Jaimes, Guerra-Hernández y García-Villanova,

2011). Por ejemplo, se han identificado compuestos fenólicos en semilla y cáscara de uva (Lu y Foo,

1999; Farhadi, Esmaeilzadeh, Hatami, Forough y Molaie, 2016), semilla y cáscara de mango (Soong

y Barlow, 2004; Ajila, Bhat y Prasada, 2007; Dorta, 2014), residuos de manzana (Balasundram et

al., 2006; Lu y Foo, 1λλ7), orujo de uva (Lapornik, Prošek y Wondra, 2005), semilla y cáscara de

cítricos (Tenorio, 2016), semilla de palta (Ayala-Zavala et al., 2011; Calderón-Oliver et al., 2016),

semilla y cáscara de guayaba (Khalifa, Barakat, El-Mansy y Soliman, 2016), mazorca de cacao, piel

de pitahaya (Gimeno, 2015), semilla de copoazú (Contreras-Calderón et al., 2011), cáscara de

plátano (González-Montelongo et al., 2010), cáscara de caimito y marañón (Moo-Huchin et al.,

2015), semilla de tamarindo (Sandesh, Velu y Singh, 2014), semilla y cáscara de zapote (Berto,

Ribeiro, De Souza, Fernandes y Chisté, 2015), entre otros. Algunos de estos ejemplos, se detallan a

continuación:

42

Tabla 2. Compuestos fenólicos en residuos de diversas frutas

E.C.: Equivalente de catequina; E.C.G.: Equivalente de cianidin-glucósido; E.R.: Equivalente de rutin; EAG: Equivalente de ácido gálico; E.Q.: Equivalente de quercetina. a Expresado en base húmeda (b.h) o base seca (b.s).


Residuo Compuesto

Fenólico Niveles a Referencia

Cáscara de

manzana

Flavonoides 22.99 mg EC/g b.s. Balasundram et al. (2006)

Antocianinas 1.69 mg ECG/g b.s.

Cáscara de mango Fenoles totales 70.1 ± 4.6 mg EAG/g b.s.

Dorta (2014). Flavonoides 21.2 ± 2.5 mg ER/g b.s.

Semilla de mango Fenoles totales 117 ± 13.5 mg EAG/g b.s. Soong y Barlow (2004)

Semilla de palta Fenoles totales 51.60 mg EAG/g b.h. Ayala-Zavala et al. (2011)

Semilla de guayaba

Flavonoides 0.21 ± 0.10 mg EQ/g b.s.

Khalifa et al. (2016) Flavonoles 0.13 ± 0.08 mg EQ/g b.s.

Fenoles totales 0.43 ± 0.16 mg EAG/g b.s.

Piel de pitahaya Fenoles totales 2.08 ± 0.80 mg EAG/g b.s. Gimeno (2015)

Semilla de copoazú Fenoles totales 4.97 ± 0.18 mg EAG/g b.h. Contreras-Calderón et al.

(2011)

Semilla de zapote Fenoles totales 23.50 mg EAG/g b.s. Berto et al. (2015)

Cáscara de zapote Fenoles totales 1.156 mg EAG/g b.s. Berto et al. (2015)

Cáscara de uva

Fenoles totales 27.56 ± 1.01 mg EAG/g b.s

Farhadi et al. (2016) Flavonoides 19.74 ± 0.77 mg EQ/g b.s.

Antocianinas 7.04 ± 0.03 mg ECG/g b.s.

Semilla de uva Fenoles totales 15.79 ± 0.48 mg EAG/g b.s

Farhadi et al. (2016) Flavonoides 9.96 ± 0.94 mg EQ/g b.s.

43

Dentro de los residuos vegetales, las semillas son capaces de almacenar metabolitos secundarios

como tocoferoles, compuestos fenólicos y carotenoides. Dentro de los compuestos fenólicos, los

flavonoides y taninos son los principales responsables del alto potencial antioxidante en los extractos

de semillas de frutos exóticos (Benariba et al., 2013; Omena et al., 2012; Jing et al., 2012). El interés

creciente en el estudio de semillas de especies exóticas y poco conocidas y su aprovechamiento

como fuentes naturales de compuestos fenólicos, además de brindar beneficios a la salud y reducir

la contaminación ambiental, da valor agregado al residuo, brinda beneficios económicos a los

agricultores de la región y posibilita el descubrimiento de nuevos principios activos (Oliveira,

Yamada, Fagg y Brandão, 2012; Barbosa, 2016; Medina-Torres et al., 2017).

4.2.5. UNGURAHUI

4.2.5.1. Nombres comunes

El ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.) es conocido con más de 50 nombres en la región tropical

del continente americano; sin embargo, los más conocidos son ungurahui o sacumama en Perú,

chapil en Ecuador, batauá o patauá en Brasil, majo o ch´ari en Bolivia, aricaguá o palma seje en

Venezuela y milpesos, patabá o seje en Colombia (Balick, 1992).

4.2.5.2. Descripción botánica

El ungurahui pertenece taxonómicamente a la familia Arecaceae, género Oenocarpus y especie

Oenocarpus bataua Mart (Montúfar y Pintaud, 2008). La palabra “Oenocarpus” significaμ oeno =

vino y carpus = fruto, o sea, “vino del fruto”, demostrando la importancia del jugo elaborado a partir

de la pulpa del fruto (Amazonas, 2008). La palmera mide aproximadamente de 15 a 35 m de altura

(Camacho, 2015). Los frutos son drupas ovoides o elipsoides, son de color verde cuando están

inmaduros, y mientras van madurando, se van tornando de color negro violáceo. El tamaño de los

frutos es de 2.3 a 3.6 cm de largo y 1.7 a 2.5 cm de diámetro, agrupados en racimos con peso entre

2 y 32 kg, con 500 a 4000 frutos. Los frutos presentan epicarpio liso y se encuentran recubiertos por

una capa cerosa y negra violácea; mesocarpio carnoso, oleaginoso, de aproximadamente 0.5 a 1.5

mm de espesor y de color entre crema y violeta; semilla dura, leñosa, cubierta por grandes fibras

delgadas y oscuras, endosperma duro. El contenido de cáscara más pulpa del fruto tiene un espesor

de 2 a 3 mm (Belizario y Cahuama, 2014; Camacho, 2015), el resto del espesor del fruto lo ocupa

la semilla. El peso total de un fruto oscila de 8.4 a 15.4 g, compuesto aproximadamente de 1.2 a 2.8

g de epicarpio, 1.3 a 2.7 g de mesocarpio y 5.8 a 10.2 g de endocarpio, y con un rendimiento de

44

pulpa entre 21.3 y 25.1% (Gonzáles, Mejía y Torres, 2014). Es decir, con respecto al peso total del

fruto, aproximadamente el 30%, le pertenece a la cáscara más pulpa, mientras el 70% del peso

restante es semilla (Quispe, Ayala, Ingunza, Landeo y Pascual, 2009).

Figura 8. Palmera de ungurahui

Fuente: Machado, 2008

Figura 9. Racimo de ungurahui con frutos maduros suspendidos

Fuente: Natura, 2014

45

Figura 10. Fruto de ungurahui con la señalización de sus partes: epicarpio (cáscara), mesocarpio (pulpa) y endocarpio (semilla)

Fuente: Adaptado de Four Magazine, 2015

4.2.5.3. Aspectos geográficos y climatológicos

La palmera de ungurahui crece de forma silvestre en la selva tropical, a lo largo de la cuenca del río

Amazonas (Darnet, Silva, Rodrigues y Lins, 2011), se encuentra distribuida en Bolivia, Brasil,

Colombia, Ecuador, Perú, Venezuela y Guyana (Camacho, 2015). En la selva del Perú, está

distribuida en los departamentos de Madre de Dios, Loreto, Junín, Ucayali, San Martín, Pasco y

Huánuco (Camacho, 2015).

El clima tropical húmedo y tierras tanto inundables como no inundables son propicias para el

crecimiento de esta palmera. La siembra ocurre principalmente en épocas de gran precipitación

pluvial, en zonas con gran humedad acumulada, alternada con el aguaje. La cosecha ocurre durante

todo el año, pero se da con mayor frecuencia desde octubre hasta marzo. Una palmera tiene una

producción anual de 30 a 36.8 kg (Pinedo, Rengifo y Cerrutti, 1997), dependiendo de la geografía y

clima de la zona.

4.2.5.4. Usos tradicionales

4.2.5.4.1. Uso alimentario/ nutricional

Los frutos son utilizados tradicionalmente de diferentes maneras por las comunidades amazónicas

como medio de vida para subsistir, ya sea para consumirlas de forma natural, como para obtener de

manera artesanal diversos alimentos, tales como helados, refrescos, masato, chicha, leche (chapo de

ungurahui) y aceite comestible de sabor agradable, o para su comercialización en los mercados de

la localidad (Balick, 1992; Quispe et al., 2009). Las hojas jóvenes se utilizan para la extracción y

consumo del palmito del meristemo foliar, aportando gran cantidad de fibra (Miranda, Montaño,

46

Zenteno, Nina y Mercado, 2008).

El mesocarpio del ungurahui aproximadamente 7.4% de proteínas, siendo un valor elevado en

comparación con otros mesocarpios de frutas tropicales que poseen de 1-5% de proteínas en materia

seca. La composición de aminoácidos es comparable a la proteína animal y considerablemente

superior a la vegetal (Darnet et al. 2011; Miranda et al., 2008). Según Balick y Gershoff (1981,

citado en Pastore, Fernandes de Araújo, Petry, Martinez-Echevarria y Costa-Fernandes., 2005),

entre los aminoácidos no esenciales destacan el ácido aspártico (122 mg), ácido glutámico (96 mg),

prolina (75 mg), glicina (69 mg), alanina (58 mg), arginina (56mg) y serina (54 mg). Entre los

aminoácidos esenciales destacan la leucina (78 mg), treonina (69 mg), valina (68mg), lisina (53 mg),

isoleucina (47 mg) y tirosina (43 mg). Se ha determinado también predominancia de vitamina E (-

tocoferol) de 6.1 mg/ 100 g en materia seca en el mesocarpio de ungurahui (Rezaire et al., 2014) que

representa al 86% de los tocoferoles presentes en el fruto (Montúfar et al., 2010).

La torta y harina de ungurahui que poseen fibra, proteína, y carbohidratos, pueden ser

potencialmente aprovechadas en la industria de alimentos para la elaboración de insumos o

ingredientes alimentarios (Gonzáles y Torres, 2011).

En cuanto a la leche de ungurahui, de los 20 aminoácidos presentes en esta bebida, 18 superan los

valores mínimos requeridos por la FAO. La leche contiene esteroles (β-sitosterol y estigmasterol),

carbohidratos y provitamina A. Su contenido calórico es similar al de la leche humana, al de la carne

roja y superior al de la leche de soya por su mejor calidad proteica (Miranda et al., 2008).

El aceite del ungurahui es de mejor o igual calidad que el aceite de oliva debido al perfil de ácidos

grasos encontrados en la composición de la pulpa (ácido oleico, 72.9-82.4%; ácido palmítico, 6.0-

14.9%; ácido esteárico, 2.8-9.4%; ácido linoléico, 2.7-8.8%; ácido palmitoleico, 0.6%; ácido

mirístico, 0.4%; ácido linolénico, 0.2-4.6%; y ácido láurico, 0.2%) y a su rendimiento de extracción

(29.1%; similar al olivo, 18-35%) (Pastore et al., 2005; Darnet et al., 2011). Por otro lado, el valor

nutricional de la semilla de ungurahui es bajo, ya que contiene solo 2.9% de proteína y 0.3-3% de

aceite, en comparación con la pulpa del fruto (Miranda et al., 2008).

4.2.5.4.2. Uso medicinal /estético

Los frutos se usan principalmente contra la diabetes y el cáncer (Sosnowska, Ramirez y Millán,

2010). El aceite del fruto de ungurahui es bebido por las comunidades indígenas amazónicas cuando

47

ocurren problemas de asma y TBC. Por sus propiedades hidratantes, también se usa el aceite con

fines cosméticos, para el cuidado de la piel y o en fórmulas para el tratamiento de la caspa, para

revitalizar o combatir la caída del cabello, para mantener su color y brillo natural (Rainforest

Alliance, 2014); la infusión de las raíces adventicias es antidiarreico, antiparasitario y ayuda a

calmar la gastritis y controlar la diabetes, la raíz también es usada para teñir el cabello; la maceración

con agua de los frutos inmaduros triturados contrarresta el paludismo (Pinedo et al., 1997;

Sosnowska et al., 2010); la leche obtenida de la pulpa del fruto es utilizada como una bebida nutritiva

para combatir la anemia (Araujo-Murakami y Zenteno, 2006); y el palmito es consumido para

mejorar el hígado (Sosnowska et al., 2010).

4.2.5.4.3. Uso en construcción/ artesanía

Las hojas y los tallos del ungurahui son utilizados en la construcción de aldeas. Las hojas son usadas

para la fabricación de techos de las viviendas (Sosnowska et al., 2010). Las hojas jóvenes se utilizan

para fabricar canastillas, abanicos, paneras, morrales y escobas, mientras que las hojas maduras se

utilizan para elaborar dardos o flechas (Miranda et al., 2008). Los peciolos son usados en la

fabricación de dardos y los tallos son usados para confeccionar arcos y puntas de flechas (Pinedo et

al., 1997). Los frutos son utilizados para teñir. Algunos lugareños utilizan las semillas del fruto con

fines artesanales, de las cuales crean amuletos, pulseras, collares, botones, etc (Miranda et al., 2008).

4.2.5.5. Potencial fenólico en la pulpa y semilla del fruto

En el estudio de la composición fenólica del fruto de ungurahui realizada por Rezaire et al. (2014),

se realizó una comparación entre el ungurahui y el açai y se demostró que el ungurahui posee mayor

capacidad antioxidante en las pruebas TEAC y FRAP, y una capacidad antioxidante bastante similar

con el açai en el ensayo DPPH. El ungurahui también posee una alta capacidad antioxidante al

compararlo con otras bayas conocidas como “ricas en antioxidantes”, posicionándose como una

"súper fruta". Investigaciones previas han revelado una composición polifenólica original que no

ha sido reportada en otras especies del género Oenocarpus, en la cual destacan los estilbenos

(principalmente el “piceatanol”, considerado en algunos casos más activo que el resveratrol), ácidos

fenólicos (principalmente el ácido clorogénico), antocianinas y procianidinas (Rezaire et al., 2014).

La presencia de estos compuestos fenólicos demuestra el gran potencial del fruto como fuente de

antioxidantes (Rezaire et al., 2014; Hidalgo et al., 2016; Funasaki, Barroso, Fernandes y Menezes,

2016). Un aspecto importante es que la semilla de ungurahui, la cual representa aproximadamente

48

el 70% del peso del fruto, presenta un mayor contenido de fenoles totales y mayor actividad

antioxidante que la pulpa; además, la capacidad antioxidante por DPPH del extracto de semilla es

muy semejante a la observada para el patrón de quercetina (Hidalgo et al., 2016).

Tabla 3. Composición fenólica del extracto de pulpa de ungurahui

Grupo fenólico Composición Concentración

(ug/g de peso seco)

Esterol ∆5-avenasterol N. D.*

Estilbeno Dihexosa de resveratrol 220

Estilbeno Isorapontigenina 390

Estilbeno Piceatanol 1980

Ácido hidroxicinámico Ácido clorogénico 1530

Ácido hidroxibenzoico Hexosa de ácido siríngico 31

Antocianina Cianidina-3-rutinósido 470

Procianidina Taninos 18000

*: N.D significa que no está definido por el autor.

Fuente: Rezaire et al., 2014; Montúfar et al., 2010.

4.2.6. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS

El proceso de extracción permite la recuperación de compuestos fenólicos a partir de residuos

alimentarios. En la actualidad, no existe una técnica de extracción estandarizada (Fontana,

Antoniolli y Bottini, 2013). La selección del método para obtener extractos ricos en compuestos

antioxidantes determina el rendimiento, eficiencia y costo económico de la extracción (Dorta, 2014).

En general, los métodos de extracción pueden clasificarse como métodos convencionales y no

convencionales (Dueñas, 2017).

4.2.6.1. Métodos de extracción convencionales

Los métodos convencionales han sido muy utilizados, pero presentan tiempo de extracción bastante

prolongados, baja selectividad, bajo rendimiento de extracción, la técnica es laboriosa y requiere

cantidades relativamente grandes de solventes (Dorta, 2014). Asimismo, las elevadas temperaturas

49

utilizadas durante la extracción pueden producir degradación de compuestos fenólicos por

ionización, hidrólisis u oxidación (Dueñas, 2017).

Podemos encontrar dos métodos de extracción convencionales: extracción líquido-líquido y

extracción sólido-líquido. En el primer método, una solución líquida que contiene el soluto

(alimentación) se mezcla con un líquido inmiscible o casi inmiscible (solvente), y como resultado,

se obtiene dos soluciones: el extracto que consta del solvente y soluto extraído, y el refinado que

consta de los residuos de la solución inicial con prácticamente nada de soluto (Ignat et al., 2011).

Mientras que, en el segundo método, los solutos contenidos en una matriz sólida migran a un

solvente capaz de disolverlos (Skowyra, 2014). El tiempo requerido para que el solvente interactúe

con la matriz es crítico para la recuperación del soluto y depende de la solubilidad del soluto,

temperatura de extracción, área superficial de la matriz y viscosidad del solvente (Ballard, 2008).

4.2.6.2. Métodos de extracción no convencionales

Los métodos de extracción no convencionales permiten reducir el tiempo de extracción, preservar

el valor nutricional o fisiológico de los componentes de interés y reducir el costo económico del

proceso. Están basados en tecnologías más eficientes, selectivas y más respetuosas con el medio

ambiente para obtener extractos ricos en compuestos antioxidantes a partir de biorresiduos

(Puértolas, Luengo, Álvarez y Raso, 2012). Entre los métodos de extracción no convencionales

destacan la extracción con fluidos supercríticos, extracción asistida por microondas, extracción

asistida por altas presiones, extracción por pulsos eléctricos y extracción asistida por ultrasonido

(Dorta, 2014; Hemwimol, Pavasant y Shotipruk, 2006).

4.2.6.2.1. Extracción asistida por ultrasonido (EAU)

La extracción se lleva a cabo en baño ultrasónico (Ballard, 2008). La mayor eficiencia de EAU, en

comparación con las técnicas convencionales, se atribuye al fenómeno de cavitación (Figura 11).

Este fenómeno abarca la formación, crecimiento (expansión y compresión) y colapso de burbujas

durante la propagación de una onda de ultrasonido en un medio líquido (Chemat et al., 2016).

50

Figura 11. Cavitación producida por la EAU

Fuente: Soria y Villamiel, 2010

A medida que las ondas pasan a través del líquido, se generan burbujas que viajan en la superficie

del material vegetal a una velocidad que depende de la naturaleza de la onda y del material (Soria y

Villamiel, 2010) (Figura 12.A). Las burbujas crecen durante los ciclos de expansión (presión

mínima), y se comprimen durante los ciclos de compresión (presión máxima). Este aumento de

presión y temperatura causado por la compresión conduce a la implosión o colapso de las burbujas

muy cerca de la pared celular, alterando su permeabilidad y causando la disrupción celular (Toma,

Vinatoru, Paniwnyk y Mason, 2001; Hemwimol et al., 2006) (Figura 12.B). Finalmente, ocurre la

penetración del solvente al interior de la célula a través de los canales producidos por la implosión

de las burbujas, facilitando así la difusión de los componentes deseados fuera de la célula (Ballard,

2008; Dueñas, 2017; Medina-Torres et al., 2017) (Figura 12.C).

Figura 12. Colapso de burbujas por cavitación y liberación de compuestos de interés

(A) Representación de las burbujas y la célula vegetal, (B) Ruptura de la pared celular y colapso de las

burbujas y (C) Difusión del solvente a través de la disrupción celular y liberación de los compuestos

Fuente: Medina-Torres et al., 2017

51

La EAU es considerada una tecnología aplicable en el campo de la “Química Verde” por ser un

proceso sostenible y, por lo tanto, "amigable con el medio ambiente", con el que es posible utilizar

materias primas renovables, reduciendo el consumo de energía (Medina-Torres et al., 2017). Ha

demostrado ser un método eficiente de extracción no térmica (Binti, 2012) que permite realizar la

extracción a temperatura ambiente, siendo recomendable para compuestos termolábiles; sin

embargo, el ultrasonido puede ocasionar pequeñas oscilaciones de temperatura (Dueñas, 2017).

Además, mejora la eficiencia de extracción de compuestos de interés al aumentar el rendimiento y

acortar el tiempo de extracción en varios tejidos vegetales (Hemwimol et al., 2006). Sin embargo,

existen parámetros que influyen en el proceso de EAU como, por ejemplo, el solvente y el tiempo.

La selección del solvente de extracción no solo está determinada por la solubilidad de los

metabolitos de interés, sino también por los parámetros físicos, como la viscosidad, la tensión

superficial y la presión de vapor del solvente. Se prefiere un solvente con baja presión de vapor, ya

que el colapso de la burbuja de cavitación es más intenso en comparación con los solventes con alta

presión de vapor. Asimismo, solventes con baja viscosidad y tensión superficial producen burbujas

con mayor facilidad porque tienen menor densidad y requieren de menos energía (Chemat et al.,

2016).

Un adecuado tiempo de extracción permite ahorrar energía y aumenta la eficiencia del proceso

(Mokrani y Madani, 2016; Medina-Torres et al., 2017). El fenómeno de cavitación genera mayor

transferencia de masa y mayor interacción soluto-solvente, lo que resulta en un menor tiempo de

extracción en comparación con los métodos convencionales. El rendimiento de la extracción se

incrementa con el tiempo de contacto entre el soluto y el solvente; sin embargo, según Dueñas

(2017), se debe tener cuidado con tiempos excesivos de exposición a la sonicación, ya que la

intensidad de la energía del baño ultrasónico puede desestabilizar y reducir la calidad de los

compuestos de interés.

4.2.7. METODOLOGÍA DE SUPERFICIE DE RESPUESTA (MSR)

4.2.7.1. Definición

La Metodología de Superficie de Respuesta (MSR) fue introducida por primera vez por Box y

Wilson (1951). Es una herramienta estadística de análisis multivariable que permite establecer las

condiciones óptimas con el objetivo de mejorar un proceso (Rajaei, Barzegar, Hamidi y Sahari,

2010). Puede usarse para evaluar los efectos de múltiples factores (variables independientes), solos

52

o en combinación, y sus interacciones con una o más variables de respuesta (Li et al., 2016; Baş y

Boyacı, 2007; Jang, Lee, Lee, Choi y Kim, 2017). Esta metodología brinda una vasta información a

partir de una reducida cantidad de experimentos, ahorrando tiempo y dinero en comparación con las

metodologías tradicionales (Gimeno, 2015) como el análisis univariable, que solo toma en cuenta

un factor y requiere de una gran cantidad de experimentos para determinar los niveles óptimos (Sun,

Xu, Zhang, Hu y Zeng, 2011; Moreno, 2013).

La MSR analiza la información de las variables involucradas mediante gráficos de contorno (en un

solo plano) o gráficos 3D (en tercera dimensión) (Zambrano-Zaragoza, Gallardo-Navarro, Meléndez

y Arjona-Román, 2003). Esta metodología es aplicada tanto en laboratorios de investigación como

en maquinarias corporativas (Hunter y Koehler, 2005).

4.2.7.2. Representación matemática

En un lenguaje matemático, como ocurre en la MSR, se produce una supuesta “relación funcional”,

como se muestra en la ecuación 9: ƞ = (� , � ,…, � ) + ℇ , (Ec. 9)

donde ƞ es la respuesta, f es la función desconocida de respuesta, x1, x2, …, xn denotan las variables

independientes, n es el número de las variables independientes y finalmente Ɛ representa el ruido o

error estadístico que representan otras fuentes de variabilidad no cuantificadas por f (Martínez,

2016). La variable respuesta se expresa como una función polinomial, ya que se busca encontrar una

relación funcional adecuada entre ƞ y el conjunto de variables independientes para que pueda

ajustarse a un polinomio de primer o de segundo grado (Montgomery, 2004; Villanueva, 2014). Sin

embargo, ajustar los datos a un polinomio de segundo orden es el mayor inconveniente de la MSR

ya que no todos los sistemas que contienen curvatura están bien acomodados por esta función (Baş

y Boyacı, 2007).

Comúnmente, polinomios de orden bajo como de primer y segundo orden son utilizados sobre las

variables independientes. Si la respuesta se amolda a una función lineal de las variables

independientes, se obtiene un modelo de primer orden (lineal), pero si existe curvatura en la

respuesta, entonces se usará un modelo de segundo orden (cuadrático) (Escobar, Pardo, Buitrago y

López, 2004).

53

4.2.7.3. Fases de la metodología

Las fases típicas de la MSR son las siguientes (Gimeno, 2015):

Primera fase.- Se determinan las variables independientes y el rango de sus valores.

Segunda fase.- Se elige el diseño experimental deseado y se comprueba matemáticamente el modelo

obtenido. Los diseños de primer orden (factorial 2k) y de segundo orden (Central Compuesto o Box-

Behnken) son los más utilizados.

Tercera fase.- Se obtiene la ecuación polinomial, los gráficos de superficie de respuesta y los

gráficos de contorno (Figura 13), que ayudan a identificar los valores óptimos.

Figura 13. Superficie 3D y de contorno de la MSR, de izquierda a derecha

Fuente: Sun et al., 2011

4.2.7.4. Diseño Central Compuesto

El Diseño Central Compuesto es un diseño bastante útil para la MSR, ya que su lenguaje matemático

es sencillo, requiere menos tiempo de aplicación y es más eficiente que otros diseños, además es

ampliamente utilizado para estimar superficies de respuesta de segundo orden, o conocidas como

cuadráticas (Park, Kim y Cho, 2008; Carvalho de Lima, 2013). La optimización multirespuesta se

logra mediante la determinación de la mejor combinación de los factores tal que produzcan el óptimo

global, es decir que todas las respuestas den su mejor valor (Bacio, 2007).

El DCC genera puntos factoriales, puntos axiales y puntos centrales (Jiménez, 2015). La Figura 14

muestra un diseño central compuesto (DCC) de dos factores, en el que las 4 esquinas del cuadrado

54

representan los puntos factoriales del diseño (+/-1), los 4 puntos estrella representan los puntos

axiales del diseño (+/- α) y en el centro del cuadrado se ubica el punto central replicado.

Figura 14. Diseño central compuesto de dos factores

Fuente: Stat-Ease Inc., 2018

La ubicación de los puntos estrella (axiales) determina si el diseño es ortogonal o rotable. Un diseño

es rotable si puede hacer estimaciones con la misma cantidad de precisión en todas las direcciones

de la superficie ajustada. Un diseño es ortogonal si las estimaciones de todos los términos en la

superficie ajustada no están del todo correlacionadas (TIBCO Software Inc., 2018), esto significa

que los errores en la estimación de un efecto no varían la estimación del otro efecto. Los diseños

centrales compuestos ortogonales nos impiden confundir accidentalmente los efectos de dos factores

diferentes. (Wass, 2010).

4.2.7.5. Extracción de compuestos de interés mediante la MSR

La extracción de compuestos de interés utilizando la MSR no solo sirve como ayuda visual para

tener una imagen más clara de los efectos de diversos factores en la extracción, sino que también

nos ayuda a localizar la región donde se optimiza la extracción (Jang et al., 2017) y reduce el número

de ensayos experimentales en procedimientos de extracción estadísticamente complejos como en

los que intervienen matrices alimentarias (Lingzhu et al., 2015).

Diversos procesos en la industria alimentaria requieren ser optimizados para hacerse más eficientes

y la MSR ha sido utilizada para lograr ese objetivo en técnicas de molienda, hidrólisis de

polisacáridos (Rodríguez-Nogales, Ortega, Perez-Mateos y Busto, 2007) , síntesis de ácidos (Jang

et al., 2017), fermentación (Carvalho de Lima, 2013) y otros procesos bioquímicos, extracción de

compuestos de interés como pigmentos, aditivos, enzimas, aminoácidos, hidratos de carbono y

sustancias nutracéuticas (Gimeno, 2015). Actualmente, el diseño central compuesto de la MSR está

55

siendo utilizado con éxito en la optimización de la EAU de polifenoles a partir de fuentes naturales

como Origanum majorana (Hossain et al., 2012), barba de choclo (Lingzhu et al., 2015), melaza

(Chen, Zhao y Yu, 2015), hojas de Perilla frutescens (Li et al., 2016), entre otros.

4.2.8. MÉTODOS PARA LA DETERMINACIÓN DE LA CAPACIDAD

ANTIOXIDANTE

Existen diversos sistemas que generan radicales libres con la finalidad de determinar la capacidad

antioxidante de una determinada muestra. Por ello, los radicales libres reaccionan con la muestra, la

cual, gracias a su capacidad antioxidante, inhibe a los primeros (Ramírez, 2017). Esta inhibición de

los radicales libres es directamente proporcional a la capacidad antioxidante de la muestra (Cerón y

López, 2013).

La capacidad antioxidante de los alimentos ha sido medida a través de los años por diversos métodos

espectrofotométricos (Aparcana y Villarreal, 2014). Entre los ensayos espectrofotométricos más

utilizados se encuentran el método de barrido de radicales libres DPPH y el método de la Capacidad

Antioxidante Total (CAT) o también conocido como método del fosfomolibdeno. Asimismo, la

capacidad antioxidante de los alimentos se ha correlacionado linealmente con su contenido fenólico

en numerosos estudios (Karadag, Ozcelik y Saner, 2009). Por ello, se aplica el ensayo de Folin

Ciocalteu como un ensayo de rutina simple y reproducible en numerosos estudios de agroquímica y

alimentos que tratan sobre los antioxidantes (Huang et al., 2005).

4.2.8.1. Método del DPPH (2,2-difenil-1-picril-hidrazilo)

Este método fue propuesto originalmente por Brand-Williams, Cuvelier y Berset (1995) y se

fundamenta en la medición de la capacidad de un antioxidante para estabilizar el radical DPPH•

(Aparcana y Villarreal, 2014), mediante la desaparición de compuestos cromógenos de naturaleza

radical (que simulan ser EROS) (Arnao, 2000).

La molécula DPPH se caracteriza por ser un radical libre estable debido a la deslocalización de un

electrón desapareado sobre la molécula completa, por lo cual la molécula no se dimeriza, como es

el caso de la mayoría de los radicales libres. La absorción máxima del DPPH en etanol ocurre a 517

nm y se caracteriza por ser de color morado que es intensificado por la deslocalización de su electrón.

El color morado propio de la solución de DPPH• se desvanece y se torna amarillo cuando esta

reacciona con el antioxidante que le dona un átomo de hidrógeno, como se muestra en la Figura 15,

56

ocurriendo simultáneamente la disminución de la absorbancia. Este cambio de color es leído

espectrofotométricamente y nos permite determinar la propiedad antioxidante de una muestra, tras

un tiempo de reacción de 20-30 minutos (Alam, Bristi y Rafiquzzaman, 2012; Mishra, Ojhla y

Chaudhury, 2012).

Figura 15. Estructura del DPPH al reaccionar con un antioxidante

Fuente: Alam et al., 2012

4.2.8.2. Método de la Capacidad Antioxidante Total (CAT) o del fosfomolibdeno

El método de la Capacidad Antioxidante Total fue establecido por Prieto, Pineda y Aguilar (1999)

y tiene como principal especie implicada al molibdato de amonio. Es un método espectrofotométrico

que sirve para la determinación cuantitativa de la capacidad antioxidante total de una muestra, tanto

de sus componentes lipofílicos como hidrofílicos (Oliveira et al., 2016). El ensayo se basa en la

reducción de Mo (VI) a Mo (V) por el antioxidante, pasando de una coloración amarilla inicial a un

verde azulado a medida que es reducido por el antioxidante, con la formación del complejo de

fosofomolibdeno. La coloración verde azulada es más intensa cuanto mayor es la actividad

antioxidante de la muestra (Bora, Miguel, Andrade y Oliveira, 2005). La reacción ocurre en medio

fuertemente ácido, con temperatura cercana a ebullición y tiempo prolongado, y presenta un máximo

de absorción a 695 nm (Alam et al., 2012). Se utiliza el ácido ascórbico como estándar de referencia

(Montes De Oca, 2014).

La reacción ocurre en dos etapas, como se observa en la Figura 16. En la primera etapa, el fosfato

(PO43-) o sus formas protonadas reaccionan con el molibdato (MoO4

2-) (abreviatura derivada de la

sal comercial heptamolibdato de amonio tetrahidratado) para formar el ácido 12-molibdofosfórico

(12-AMF); y en la segunda etapa, éste es reducido al complejo verde de fosfomolibdato (FM) por

57

acción del antioxidante (AH) (Belizario y Cahuama, 2014).

Figura 16. Reacción estequiométrica del ensayo del fosfomolibdeno

Fuente: Adaptado de Belizario y Cahuama, 2014

4.2.8.3. Determinación del contenido fenólico total por Folin-Ciocalteu

La determinación cuantitativa de compuestos fenólicos en alimentos mediante el uso de reactivo

Folin-Ciocalteu es un método generalizado que se basa en una reacción de oxidación/reducción

(redox), y con el que se mide la capacidad de los compuestos fenólicos para reducir el molibdeno

del ácido fosfomolíbdico/fosfotúngstico a un complejo azul donde ocurre la reacción de

transferencia de electrones entre el Mo (VI) y el reductor (Tovar, 2013), según la ecuación 10:

Mo (VI) + e- (reductor) → Mo (V) (Ec. 10)

El método implica la oxidación de los compuestos fenólicos en medio alcalino (pH=10) originando

óxidos de tungsteno (W8O23) y de molibdeno (Mo8O23), y la medición espectrofotométrica del

complejo de molibdotungstofosfato azul resultante entre 750-765 nm. Generalmente, el ácido gálico

se usa como estándar de referencia (Magalhães, Segundo, Reis y Lima, 2008).

Se desconoce la naturaleza química exacta del reactivo F-C, pero se cree que contiene

heteropolifosfotungstatos-molibdatos (Huang et al., 2005). Para tener resultados reproducibles es

importante mezclar la muestra y el reactivo F-C en condiciones diluidas y agregar la solución de

carbonato al final de la preparación con un tiempo de incubación prolongado que puede ser superior

a 1 hora (Singleton, Orthofer y Lamuela-Raventós, 1999).

4.2.9. MICROENCAPSULACIÓN

La encapsulación, según Madene, Jacquot, Scher y Desobry (2006), es la técnica mediante la cual

un material se recubre o es atrapado dentro de otro material o sistema. El material central recubierto

58

se refiere a la sustancia que será encapsulada y se denomina “compuesto activo” o “núcleo”, y el

material de recubrimiento se refiere al polímero que se ubica alrededor del núcleo y se denomina

“material de pared” o “agente encapsulante”. Si las partículas generadas tras el proceso de

encapsulación presentan un diámetro medible en micrones, son micropartículas, y el proceso habrá

sido una microencapsulación.

4.2.9.1. Importancia de la microencapsulación

Una forma innovadora de brindar protección a compuestos de grado alimentario como pigmentos

naturales, aceites y grasas, colorantes y antioxidantes debido a la sensibilidad que poseen frente a la

luz, humedad, oxígeno, temperatura o metales que pueden causar su degradación es mediante la

microencapsulación (Gibbs, Kermasha, Alli y Mulligan, 1999; Rosenberg, Kopelman y Talmon,

1985; Herrera, 2013; Herazo, 2013), haciendo que estos materiales alimenticios resistan mejor las

condiciones ambientales, de procesamiento y empacado (Luna, López, Jiménez y Luna, 2016).

La industria alimentaria aplica la tecnología de la microencapsulación por los siguientes motivos

(Shahidi y Han, 1993; Gaonkar, Vasisht, Khare y Sobel, 2014):

1. Permite reducir la reactividad del núcleo (ingrediente activo sensible) en relación con el

entorno exterior; es decir, aumenta su estabilidad y controla su velocidad de transferencia.

2. Promueve un manejo más fácil del material central al convertir un líquido difícil de

transportar en micropartículas sólidas, con un tamaño y una superficie exterior bastante

similar a los otros materiales de la mezcla, y al evitar la formación de bultos.

3. Permite la liberación controlada del material del núcleo a fin de lograr un tiempo de espera

adecuado hasta el estímulo correcto (en condiciones deseadas).

4. Genera cambios fisicoquímicos deseados en la percepción sensorial del producto alimenticio

debido al enmascaramiento del sabor, color u aroma original del núcleo.

4.2.9.2. Caracterización de las microcápsulas

El tamaño, la estructura y la forma de las microcápsulas dependen de las características intrínsecas

(composición, propiedades fisicoquímicas, etc.) del núcleo y del encapsulante, y de la técnica de

microencapsulación (Gibbs et al., 1999). Cinco morfologías son las más conocidas: las cápsulas

multinúcleos, las cápsulas mononucleares o simples, las cápsulas multiparedes, la matriz que tienen

muchos núcleos incrustados y la cápsula con núcleo irregular (Fang y Bhandari, 2010; Gharsallaoui

et al., 2007; Cuaspud, 2015) (Figura 17).

59

Figura 17. Morfología de diferentes tipos de microcápsulas

Fuente: Adaptado de Gharsallaoui et al., 2007

Es importante que exista un equilibrio de masa entre el material encapsulante y el núcleo (Çam et

al., 2013; Çilek, 2012). Una relación entre núcleo: encapsulante (p/p) inferior a 1:2 puede conllevar

a que el núcleo quede expuesto en la superficie de las microcápsulas, mientras que una relación

superior a 1:4, puede resultar en un polvo con un contenido de núcleo muy bajo, lo que no es

deseable en aplicaciones alimentarias. (Robert et al., 2010; Gallardo et al., 2013).

4.2.9.3. Microencapsulación mediante secado por aspersión

Las técnicas para microencapsular compuestos de interés incluyen procesos físicos y químicos. Los

procesos químicos incluyen la polimerización interfacial, la coacervación, gelificación iónica,

incompatibilidad polimérica, co-cristalización y atrapamiento de liposomas. Los procesos físicos

incluyen el enfriamiento por atomización (spray chilling), extrusión, secado por lecho fluidizado,

separación por disco rotatorio y el secado por aspersión (spray drying), siendo este último uno de

los más importantes y más utilizados en la industria alimentaria (Gibbs et al., 1999; Herrera, 2013).

El secado por aspersión se basa en la atomización de un fluido de alimentación a través de la

formación de pequeñas gotitas en forma de chispas que son secadas a gran velocidad al tener

contacto con el aire caliente dentro de una cámara de secado y como producto de esa deshidratación

se forman partículas secas en forma de polvos o aglomerados (Ramírez, 2013).

60

Algunas de las ventajas que nos brinda el método de secado por aspersión son las siguientes: Produce

un producto de alta calidad con un costo relativamente bajo, presenta equipamiento disponible y

operación continua, brinda un secado rápido de las partículas debido al tiempo muy corto de contacto

con el calor y la alta velocidad de evaporación del solvente durante el proceso, permite obtener un

rendimiento alto y, sobretodo, tiene la capacidad para manejar muchos materiales sensibles al calor

sin causarles efectos perjudiciales significativos (Gharsallaoui et al., 2007; Fazaeli, Tahmasebi y

Emam-Djomeh, 2012; Desai y Park, 2005; Sosnik y Seremeta, 2015).

4.2.9.3.1. Descripción del proceso

El proceso de secado por aspersión empieza cuando el fluido de alimentación ingresa al dispositivo

de atomización, que está formado por una boquilla aspersora, una cámara de secado, un ciclón

separador y un tubo colector del producto seco, y termina con la obtención de pequeñas partículas

sólidas. (Ramírez, 2013) (Figura 18).

Figura 18. Equipo de secado por aspersión tipo laboratorio

Fuente: Ramírez, 2013

El secado por aspersión consiste en 5 etapas:

1. Bombeo de la alimentación: El líquido de alimentación (solventes + materiales de encapsulación)

ingresa al sitema, viaja por la sonda y es impulsada por la bomba peristáltica hasta llegar a las

boquillas aspersoras (Ramírez, 2013).

61

2. Contacto con el aire de secado: Cuando las pequeñas gotas del líquido de alimentación salen por

las boquillas aspersoras, se ponen en contacto con el aire de secado que ingresa a una temperatura

de 150-220 °C y se crea una superficie de transferencia máxima de calor entre el aire seco y el

líquido. El secado se puede dar en co-corriente o en contracorriente. En co-corriente, el líquido se

atomiza en la misma dirección que el flujo de aire; mientras que, en contracorriente, el líquido se

atomiza en dirección opuesta al flujo de aire (Ramírez, 2013).

3. Porcentaje de aspersión: Las finas gotas del líquido se secan en segundos gracias a la alta

velocidad con que se evapora el solvente (Gharsallaoui et al., 2007). Un aumento de la temperatura

de las gotas genera la formación de una fina película del material encapsulante y termina con la

formación de una costra seca en la superficie (Lozano, 2009; Ramírez, 2013).

4. Separación del producto seco del aire: Los polvos secos se exponen a temperaturas moderadas de

salida (50-80 °C) que limitan las degradaciones térmicas (Ramírez, 2013). El polvo obtenido está

hecho de partículas que se originan a partir de gotas esféricas después de encogerse (Gharsallaoui

et al., 2007). El ciclón ubicado a la salida de la cámara de secado (parte inferior derecha del equipo)

se encarga de separar el aire de las partículas encapsuladas, ya que estas últimas se adhieren a las

paredes del ciclón como consecuencia de la fuerza centrífuga que se genera (Lozano, 2009).

5. Recolección de las microcápsulas: El vaso colector que se encuentra debajo del ciclón separador,

recepciona las partículas encapsuladas que por gravedad terminan descendiendo, mientras que el

aire casi sin partículas es retirado por la parte superior del ciclón separador. En general, las

microcápsulas producidas son de tipo “matriz” (Ré, 1λλ8), de forma aproximadamente esférica, un

tamaño que varía entre 5 y 600 micras y, casi siempre, presentan una cubierta porosa (Lozano, 2009).

4.2.9.3.2. Maltodextrina como material encapsulante

Los materiales encapsulantes más comunes son proteínas como la gelatina y el suero de leche; gomas

como la arábiga, la acacia y el alginato; lípidos como la cera y la lecitina; polisacáridos como la

celulosa, los almidones y sus derivados (ciclodextrinas y maltodextrinas) (Ceballos, 2008).

La maltodextrina se obtiene por hidrólisis ácida suave de los granos de varios almidones (maíz, papa

u otros), está conformada por unidades de ß-D-glucosa unidas por puentes glucosídicos, de 5-10

unidades de glucosa por molécula (Ceballos, 2008). En general, las maltodextrinas tienen una alta

solubilidad en agua, baja viscosidad, capacidad formadora de película, sabor suave, alto contenido

62

de sólidos, bajo contenido de azúcar, inodoras, fácilmente digeribles, forman soluciones incoloras,

son razonablemente baratas, están disponibles comercialmente y se usan ampliamente como

encapsulante para la microencapsulación de diversas sustancias en la industria alimentaria (Gibbs et

al., 1999; Ferreira, Rocha y Coelho,2007; Ceballos, 2008; Sáenz, Tapia, Chávez y Robert, 2009;

Kha, Nguyen y Roach, 2010; Akhavan, Jafari, Assadpoor y Dehnad, 2016).

La elección de la maltodextrina como encapsulante depende principalmente del ingrediente activo

a ser encapsulado y de las condiciones del proceso. Comercialmente, las maltodextrinas se clasifican

por el contenido de equivalentes de dextrosa (ED). Las maltodextrinas con ED<10 pueden ser

usadas como sustitutos de grasas, mientras que las maltodextrinas con ED>10 son ampliamente

utilizadas como encapsulantes protegiendo y estabilizando compuestos de interés como los

polifenoles (Ruiz y Segura, 2016; Fang y Bhandari, 2010).

4.2.9.4. Microencapsulación de compuestos fenólicos

El método de encapsulación aplicado a los polifenoles tiene por objetivo reducir su alta reactividad

e inestabilidad, enmascarar su sabor y olor no deseados, potencializar su actividad y mantener su

integridad estructural y biodisponibilidad hasta el consumo, y con ello, extender su vida útil y áreas

de uso (Herrera, 2013; Çilek, 2012).

Diversos autores han microencapsulado compuestos fenólicos naturales extraídos de diferentes

plantas, como de grosella negra (Bakowska-Barczak y Kolodziejczykb, 2011), tuna (Sáenz et al.

2009), fresa china (Fang y Bhandari, 2011), yerba mate (Nunes et al., 2015), açaí (Tonon, Brabet y

Hubinger, 2008, 2010), semilla de la uva (Zhang, Mou y Du, 2007; Davidov-Pardo, Arozarena y

Marín-Arroyo, 2012a), orujo de la uva (Boonchu y Utama-ang, 2013), noni (Krishnaiah, Sarbatly y

Nithyanandam, 2012), cereza (Çilek, 2012), granada (Çam et al., 2013), entre otros.

Por lo tanto, la microencapsulación protege los compuestos de interés, para aplicarlos, por ejemplo,

como ingredientes y aditivos alimenticios en formulaciones nutracéuticas, incluso bajo condiciones

ambientales adversas (Herrera, 2013).

4.2.10. ALIMENTOS FUNCIONALES

Los alimentos funcionales son aquellos que, independientemente de aportar nutrientes, se ha

demostrado mediante estudios científicos que generan beneficios para la salud al mejorar las

funciones del organismo, reducir el riesgo de aparición de dolencias y complementar las dietas

63

diarias (Aranceta y Sarrea, 2003). Estos tipos de alimentos se caracterizan por ser sensorialmente

aceptables, fáciles de consumir y suelen ajustarse a los requerimientos nutricionales diarios

(Aranceta y Sarrea, 2003; Morones, 2012).

4.2.10.1. Situación de los alimentos funcionales

La revista Agraria.pe (2017) manifiesta que, existe una alternativa para cambiar la tendencia de

salud en el mundo, ya que, ocurren 38 millones de muertes anuales por enfermedades crónicas no

transmisibles (diabetes tipo 2, ataques cardíacos o cáncer) y esta alternativa es la producción de

alimentos funcionales. El consumo de alimentos funcionales en el mundo es cada vez más creciente.

La industria de alimentos funcionales en el 2011 alcanzó alrededor de 175 mil millones de dólares

que representa el 5% del mercado global de alimentos, con tasas de crecimiento anual de 48%

(Prochile, 2014; Fuentes Berrio, Acevedo Correa y Gelvez Ordoñez, 2015). Un estudio llevado a

cabo por Leatherhead Food Research en el 2011, reveló a los países más desarrollados como los

principales demandantes de alimentos funcionales: Japón con 38% de participación de mercado,

Estados Unidos con 31% y la Unión Europea con 29% (ProChile, 2014).

En la Figura 19 se observa distintos ingredientes utilizados por la industria alimentaria para la

elaboración de productos, siendo los ingredientes funcionales los de mayor venta en el 2015 y con

proyección de seguir liderando en el mercado en el 2020.

Figura 19. Evolución del mercado de los ingredientes alimentarios y su previsión al 2020

Fuente: Adaptado de MarketsandMarkets (citado por AINIA, 2015)

64

En Perú, diferentes instituciones vinculadas con el consumo de alimentos más saludables, como el

Laboratorio de Grasas, Aceites y Alimentos Funcionales de la Universidad de Lima donde, en mayo

del 2018, se realizó el proyecto “Elaboración de bebida funcional fuente de omega 3 y antioxidantes

microencapsulados de cáscaras de camu camu y mango para promover el desarrollo comercial de la

biodiversidad”, tiendas como “La Sanahoria” y “Ekovida”que impulsan a llevar un estilo de vida

más sano mediante la compra de productos orgánicos y funcionales, empresas como “Granotec

Perú”, dedicada a la producción de insumos e ingredientes para la industria de alimentos funcionales

que contribuyan a prevenir enfermedades, son grandes ejemplos que están impulsando el consumo

de alimentos funcionales en el Perú.

En cuanto a los productos de biocomercio, los granos andinos (como quinua y kiwicha), las frutas

nativas (como camu camu y aguaymanto) y el paiche son ejemplos de alimentos oriundos que

destacan por sus cualidades nutricionales y funcionales (PromPeru, 2014). Actualmente, se están

elaborando una gran variedad de alimentos funcionales procesados, no todos son producidos en el

Perú, pero sí contienen ingredientes peruanos en su formulación, y actualmente están siendo

vendidos en el mercado internacional:

Tabla 4. Alimentos funcionales con ingredientes peruanos en su formulación

Alimento funcional País de destino

Leche de espelta con granada Unión Europea

Polvo de supergranos Unión Europea

Snack a base de aguaymanto deshidratado Unión Europea

Galletas integrales con extracto de maíz morado Unión Europea

Hamburguesas de quinua al limón Unión Europea

Leche de arroz enriquecida con calcio Suiza

Pan enriquecido con harina de cañihua, Suiza

Galleta con chispas de chocolate, harina de quinua y kiwicha Suiza

Fuente: Adapatado de PromPeru, 2013a; PromPeru, 2013b; PromPeru, 2014

65

Dentro de la clasificación de los alimentos funcionales, se encuentran aquellos ricos en compuestos

fenólicos, que cumplen función antioxidante (Vásquez, De Cos y López-Nomdedeu, 2005). El

antioxidante puede ser el ingrediente funcional más prometedor para agregar a un producto

(Jesionkowska, Sijtsema, Konopacka y Symoneaux, 2009).

La Tabla 5 muestra el crecimiento en ventas que tuvieron los productos funcionales más vendidos

durante el 2009 con respecto al año anterior, en función a los ingredientes alimentarios declarados

en sus etiquetas. Por ejemplo, los productos que declararon el ingrediente “antioxidante” en sus

etiquetas, tuvieron un crecimiento en las ventas mayor al 29%, siendo solamente superados por los

productos que declararon al “omega” (>42%) como ingrediente (The Nielsen Company, 2009).

Tabla 5. Declaraciones alimentarias en la etiqueta de los productos funcionales más vendidos a

nivel mundial en el 2009

Declaración de la etiqueta Crecimiento en las ventas (2009) (%)

Omega +42%

Antioxidante +29%

Libre de gluten +16%

Probiótico +13%

Calcio +13%

Fibra +13%

Bajo índice glucémico +12%

Sin sal/sodio +10%

Fuente: The Nielsen Company, 2009

A continuación, se presentan estudios científicos en los que se elaboraron productos funcionales que

contenían extractos vegetales con propiedades antioxidantes en su formulación:

66

Tabla 6. Alimentos enriquecidos con extractos vegetales

Antioxidante incorporado Producto Referencia

Extracto microencapsulado de Garcinia

cambogia y de té verde Pan

Ezhilarasi, et al. (2013); Pasrija

et al. (2015).

Curcumina encapsulada Queso y

yogurt

Marcolino, Zanin, Durrant,

Benassi y Matioli (2011).

Curcumina encapsulada Helado Sousdaleff et al., 2013

Extracto de granada microencapsulado Yogurt Robert et al. (2010)

Extracto de granada microencapsulado Helado Çam et al. (2013)

Extracto de semilla de uva Galleta Davidov-Pardo et al. (2012b)


4.2.10.2. Galletas

Son productos obtenidos mediante el horneo apropiado de una masa (sólida o semisólida), de las

figuras formadas del amasado de derivados del trigo u otras harinas sucedáneas, con otros

ingredientes aptos para el consumo humano. Presentan un límite máximo de 12% de humedad (g/100

g) (NTP 206.001, 2016) y, por lo tanto, una vida útil prolongada. Su composición a base de harina,

azúcar, materias grasas y huevos brinda las calorías requeridas por personas activas, teniendo gran

aceptabilidad por la población en general, que las consume de preferencia entre las comidas (Mejía,

2009).

En el mercado peruano, se distribuye aproximadamente más de 100 marcas de galletas, cuya venta

supera los 300 millones de dólares, siendo un mercado muy grande y rivalizante. El consumo de

galletas está aumentando 7% anual y su consumo per cápita llega a 4.1 kg anuales, valor que se

encuentra sólo por debajo de Argentina (5 kg anuales) y Brasil (6.7 kg anuales), los cuales son los

consumidores mayoritarios en América del Sur. La venta de galletas ocurre principalmente en

pequeños paquetes individuales, los que podemos encontrar en las bodegas. Entre las galletas dulces

y saladas, las galletas dulces poseen el 60% del mercado (Contreras, 2015).

67

4.2.10.2.1. Clasificación

Según NTP 206.001 (2016), las galletas se clasifican:

a) Galleta salada o dulce: Producto que tiene un sabor predominantemente salado o dulce.

b) Galleta con o sin cobertura: Producto que podrá estar bañado parcial o totalmente por diferentes

tipos de coberturas.

c) Galleta con o sin relleno: Producto que contiene en su interior uno o más rellenos.

La clasificación es referencial, ya que podrá haber combinaciones de estas (NTP 206.001, 2016).

4.2.10.2.2. Materias primas y su función en la elaboración de galletas

a) Harina de trigo: Principal ingrediente, procedente de trigo blando (Triticum aestivum). Entre las

proteínas del gluten, las gliadinas contribuyen a la cohesión y elasticidad de la masa, haciéndola

más blanda y fluida, mientras que las gluteninas contribuyen a la extensibilidad, haciéndola más

fuerte y firme. Cuando se añade un solvente a la harina y se amasa, este hidrata las proteínas,

potencia las interacciones hidrofóbicas y la formación de puentes disulfuros, creando una red

proteica tridimensional y viscoelástica que retiene todos de los componentes de la harina,

incluido el gas (Cabeza, 2009).

b) Azúcar: La principal función del azúcar es dar dulzor a la galleta; sin embargo, brinda otras

características secundarias a la galleta: En primer lugar, tiene un efecto sobre el gluten,

ablandándolo y haciéndolo más extensible (apertura de la miga, aumento de viscosidad y

retención de gases); en segundo lugar, el azúcar le confiere dureza a la galleta, ya que se satura

en el horneado, y al enfriarse, se asienta rígidamente y; por último, debido a que el azúcar se

funde durante la cocción, forma una masa de jarabe derretido que, en presencia de aminoácidos,

péptidos y proteínas, da lugar a la reacción de Maillard (producción de melanoidinas de color

pardo oscuro) consiguiendo tonos morenos sobre la superficie de la galleta horneada., afectando

su textura y color (Pérez, 2017).

c) Mantequilla: La mantequilla desempeña una misión antiaglutinante en las masas, contribuye a

su plasticidad, suavidad y actúa como lubricante. Cuando se realiza la cocción de la masa, los

compuestos grasos se derriten y las partículas de aire contenidas en su interior son liberadas,

68

haciendo que la galleta se esponje y, por lo tanto, aumente su área superficial y reduzca su grosor

y peso. Además, la grasa frena la cristalización de la sacarosa y favorece el sabor y la textura de

las galletas obteniendo como resultado galletas menos duras, menos ásperas, más fragmentables

y con más tendencia a deshacerse en la boca. (Cabeza, 2009; Pérez, 2017).

d) Huevo: La lecitina del huevo posee componentes eficaces como emulsionantes llamados

fosfolípidos. Los emulsionantes en general hacen más extensibles las masas reduciendo la dureza

y tenacidad, aceleran la dispersión de los componentes grasos y acuosos reduciendo el tiempo

de mezclado y mejorando el sabor de las galletas (Contreras, 2015; Pérez, 2017; Cabeza, 2009;

Conde, 2016).

e) Sal: La sal se utiliza para potenciar el sabor de la galleta, endurecer el gluten (ayuda a mantener

la red de gluten) y producir masas menos adherentes (Pérez, 2017; Cabeza, 2009).

f) Esencia de vainilla: La vainilla es una de las esencias saborizantes más utilizadas en los

productos horneados, siendo la vainillina su principal componente que le da el sabor y el aroma

característico (Pérez, 2017).

g) Bicarbonato de sodio: El bicarbonato de sodio forma parte de los aireadores, llamados también

gasificantes o leudantes que, durante la cocción de la masa, produce anhidrido carbónico que

incrementa el volumen de la masa, de tal forma que se desarrolla una textura porosa dentro de

la galleta. Esta sal debe ser incorporada a la masa previo tamizado y se debe batir enérgicamente

luego de su incorporación para evitar residuos groseros de ella en la masa final (Pérez, 2017).

4.2.10.2.3. Galletas enriquecidas

La adición de extractos vegetales ricos en compuestos fenólicos ha sido propuesta como una

alternativa para el desarrollo de alimentos funcionales, ya que incrementa el aporte de antioxidantes

a nuestra dieta (García, 2005; Soler, 2009). Las galletas son un candidato potencial para ser

enriquecidas con extractos fenólicos durante su formulación porque son productos variados, de bajo

costo y consumidos por casi todos los niveles socioeconómicos, tanto en países desarrollados como

en vías de desarrollo (Davidov-Pardo et al., 2012b). Las galletas han servido como matrices

alimentarias claves para ser enriquecidas con compuestos de interés por ser altamente palatables y

poseer una larga vida útil, siendo ventajas que las diferencian de otros productos alimentarios

69

(Mejía, 2009).

Existen varios estudios que han demostrado que el enriquecimiento de galletas con diversas fuentes

de compuestos bioactivos es un buen ejemplo para su utilización como alimentos funcionales.

Umesha et al. (2015) informaron que la encapsulación del aceite de semilla de berro evitó la

oxidación de los ácidos grasos omega 3 en la galleta durante la cocción y 5 meses de

almacenamiento. Davidov-Pardo et al. (2012b) adicionaron el extracto polifenólico libre y

microencapsulado de semilla de uva en la galleta y evaluaron la percepción sensorial y del

consumidor. De Camargo, Vidal, Canniatti-Brazaca y Shahidi (2014) incorporaron distintas

cantidades de cascarilla de maní a una formulación de galleta logrando aumentar el contenido

fenólico y con ello, aportar antioxidantes al producto final. Mišan et al. (200λ) agregaron una mezcla

de cuatro diferentes extractos antioxidantes de plantas a las galletas que sinérgicamente mejoraron

la estabilidad oxidativa y capacidad antioxidante del producto. Petrović et al. (2016) reportaron que

las galletas enriquecidas con una suma del 15% de compuestos bioactivos extraídos del orujo de la

cereza y encapsulados con proteínas de soya y suero de leche fueron las que presentaron mejores

características físicas. Por último, Tumbas Šaponjac et al. (2016) mostraron que el extracto de orujo

de cereza influyó positivamente en las características funcionales de las galletas fortificadas y su

conservación.

4.2.10.3. Caracterización en las galletas

4.2.10.3.1. Análisis de color

El color de un producto influye en la elección de compra por parte del consumidor debido a que

determina su grado de aceptabilidad individual y frente a otros productos con los que compite,

siendo una de las características de calidad más importantes en los alimentos. Durante la elaboración

de un producto se producen cambios en el color como consecuencia del horneado, maduración,

congelamiento, almacenamiento, cocción, enfriado, etc., los cuales pueden ser medidos. (Vargas,

2016).

Existen diversos sistemas que permiten medir los colores de un determinado producto, entre ellos,

se encuentra el sistema color Munsell, color CIE, espacios de color CIE L*a*b* (CIELAB), espacios

de color Hunter Lab y Lovibond. Uno de los espacios de color más usados en la actualidad es el

espacio CIELAB, utilizado no solo en el campo de los alimentos, sino también en medicina,

farmacia, minería, geología, etc. (Vargas, 2016).

70

Las coordenadas de color que son utilizadas en el sistema CIELAB permiten ubicar un determinado

color en el espacio y son las siguientes: L*, a * y b *. L* indica luminosidad y a* y b* son

coordenadas de cromaticidad. L* representa la diferencia entre la luz (L* = 100) y la oscuridad (L*

= 0). El componente a* representa la diferencia entre verde (-a*) y rojo (+ a*) y el componente b*

representa la diferencia entre azul (-b*) y amarillo (+ b*) (Sahin y Gülüm, 2006). El espacio de color

CIE L*a*b* se muestra en la Figura 20.

Figura 20. Espacio de color CIE L*a*b*

Fuente: Konica Minolta Sensing Americas Inc., s.f.

4.2.10.3.2. Análisis sensorial

La evaluación sensorial es utilizada para medir, analizar e interpretar reacciones de los materiales,

que son percibidas por los sentidos (vista, olfato, gusto, tacto y oído).

El análisis sensorial no puede ser reemplazado o reproducido por ningún aparato, ya que las

respuestas que generan los sentidos ante un determinado estímulo son bastante complejas, en ellas

se da la participación de una variedad de receptores corporales. La medición numérica de las

respuestas sensoriales son la clave para crear nuevos productos, reformularlos, investigar cambios

originados por el procesamiento, adición de un ingrediente nuevo o almacenamiento del producto,

manteniendo la calidad del producto en todas las etapas del proceso (Watts, Ylimaki, Jeffery y Elías,

2001).

71

A continuación, se muestran 3 tipos de pruebas sensoriales, que son utilizadas según el objetivo

planteado al momento de evaluar un alimento (Tabla 7):

Tabla 7. Clasificación de las pruebas sensoriales

Clasificación Objetivo Pregunta de interés

Tipo de prueba

Características de panelistas

Discriminatorias Determinar si dos productos son percibidos de manera diferente por el consumidor.

¿Existen diferencias entre los productos?

Analítica

(orientadas al producto)

Panel con agudeza sensorial, orientados al método usado, algunas veces entrenados, conformado por pocos panelistas.

Descriptivas Determinar la naturaleza de las diferencias sensoriales.

¿En qué tipos de características específicas difieren los productos?

Analítica

(orientadas al producto)

Panel con agudeza sensorial y motivación, entrenados o altamente entrenados, conformado por pocos panelistas.

Afectivas Determinar la aceptabilidad de consumo de un producto.

¿Qué productos gustan más y cuáles son los preferidos?

Hedónica (orientadas al consumidor)

Panel que usa constantemente el producto, no entrenados, conformado por muchos panelistas.

Fuente: Adaptado de Liria, 2007

Las pruebas afectivas, o también llamadas “orientadas al consumidor” o “hedónicas”, nos permiten

identificar si existe diferencias entre muestras y evaluar la magnitud de estas diferencias, para que

así, la característica diferencial se mantenga o se cambie. Las pruebas afectivas pueden ser pruebas

de preferencia y de aceptabilidad (Liria, 2007).

a) Pruebas de Preferencia: Se tiene varias muestras que serán evaluadas por los panelistas quienes

finalmente indicarán si prefieren una muestra sobre otra o si no tienen preferencia (Mejía, 2009).

b) Pruebas de Aceptabilidad: Mide cuánto puede agradar o desagradar una muestra, determinando

el grado de aceptación por parte del panelista (Mejía, 2009). Entre las escalas utilizadas para

realizar este tipo de prueba, se tiene una escala gráfica lineal, que se basa en una línea horizontal

72

con un límite mínimo y máximo, tabulada o no, acompañada de locuciones verbales en los

extremos; y escala hedónica de nueve puntos, que se basa en una lista de posibles respuestas que

indican distintos niveles de satisfacción por parte del consumidor, en el que el consumidor elige

la respuesta que más se asemeja a su percepción sobre el producto. Para esta prueba se utilizan

escalas categorizadas, que pueden tener diferente número de categorías y que comúnmente van

desde “me gusta extremadamente”, pasando por “no me gusta ni me disgusta”, hasta “me

disgusta extremadamente”. Los panelistas indican el grado en que les agrada cada muestra,

escogiendo la categoría apropiada (González, Rodeiro, Sanmartín y Vila, 2014).

4.2.10.3.3. Análisis proximal

El análisis proximal es aplicado cuando se requiere hacer formulaciones sobre un determinado

producto, para corroborar que se cumpla con las especificaciones o requerimientos indicados durante

una formulación, cuando se quiere comparar el valor nutricional de productos que compiten en el

mercado, etc. Este análisis comprende la evaluación del contenido de humedad, proteínas (nitrógeno

total), lípidos, ceniza y fibra en una muestra (Olvera, Martínez y Real de León, 1993).

73

V. MATERIALES Y MÉTODOS

5.1. LUGAR DE EJECUCIÓN

El estudio de análisis taxonómico se realizó en el Museo de Historia Natural de la Universidad

Nacional Mayor de San Marcos (UNMSM) (Anexo I). La parte experimental de la presente

investigación se realizó en el laboratorio de “Investigación y Desarrollo” de la Facultad de Química

e Ingeniería Química, y de “Química Analítica” de la Escuela Académico Profesional de Ingeniería

Agroindustrial, así como en los laboratorios del “Centro de Control Analítico” de Cenprofarma y de

“Farmacognosia y Medicina Tradicional” de la Facultad de Farmacia y Bioquímica, pertenecientes

a la UNMSM.

5.2. MATERIALES Y EQUIPOS

5.2.1. REACTIVOS QUÍMICOS

Etanol al 96% de la marca Alkofarma, etanol grado HPLC de la marca Fisher Scientific, reactivo

DPPH (2,2-difenil-1-picril-hidrazilo) de la marca Sigma-Aldrich, ácido sulfúrico y ácido clorhídrico

de la marca J. T. Baker, reactivo Folin- Ciocalteu 2N, hidróxido de sodio, éter de petróleo, metanol,

acetona, carbonato de sodio y molibdato de amonio de la marca Merck, fosfato de sodio

dodecahidratado de la marca Riedel-de-Haën, cloroformo, ácido gálico y n-hexano de la marca

Fermont, anhídrido acético, hidróxido de amonio y ácido nítrico de la marca J.A. Elmer, cloruro de

mercurio (II), ácido ascórbico, cloruro férrico y magnesio metálico de la marca Scharlau. También

se utilizaron otros reactivos preparados (Dragendorff, Mayer, Bertrand, Sonnenschein, Rosenheim,

Bornträger, de gelatina, de Grignard, de Fehling, de Ninhidrina y de vainillina alcohólica).

5.2.2. MATERIALES DE VIDRIO Y AFINES

Probetas graduadas de 50 y 100 ml, bureta de 50 ml, fiolas con tapa de 10, 50, 100 y 250 ml, pipetas

de 1, 5 y 10 ml, matraces aforados de 50 y 100 ml, balón de 500 ml, vasos precipitados de 50, 100,

250 y 500 ml, frascos de vidrio de 250 ml, crisoles de 40 ml, tubos de ensayo de 30 x 200 y 10 x 75,

desecador, bagueta, viales ámbar, placas petri y luna de reloj.

74

5.2.3. OTROS MATERIALES

Cuchillos de acero inoxidable, tabla de picar de PVC de alta densidad, mortero de porcelana, pinzas

para crisol, bandeja de acero inoxidable, parafilm, picetas, propipetas, tamiz de malla #80, espátulas

de acero inoxidable, espátula de plástico, bandejas de loza, rodillo, papel manteca, papel aluminio,

papel craft, rollo stretch film, bolsas de polietileno con cierre zipper ético, bolsas DoyPack

trilaminadas de PET/aluminio/polipropileno, moldes de acero inoxidable, glicerina, licuadora,

batidora, papel filtro n°2 (Whatman), cocinilla eléctrica, guantes de látex, nasobucal y cofias,

formatos de evaluación para panelistas, lapiceros, platos redondos de poliestireno expandido, vasos

descartables de plástico de 200 ml y servilletas.

5.2.4. INSUMOS

Se utilizó maltodextrina de la marca Sigma-Aldrich (Steinheim, Alemania) como material

encapsulante, así como los siguientes ingredientes: harina de trigo sin preparar, bicarbonato de

sodio, huevo, mantequilla sin sal, azúcar, sal y vainilla.

5.2.5. INSTRUMENTOS Y EQUIPOS

● Micropipetas de 5 a 50 uL y de 100 a 1000 uL (marca Accumax).

● Micropipetas de 0.5 a 5 ml (marca Eppendorf Research® plus).

● Termómetro (marca Boeco. Rango de temperatura -10 a 110 °C).

● pHmetro (marca HITECH, modelo PH-009 (III). Rango de medida PH 0.01 - 14.00).

● Refractómetro (marca HITECH, modelo RHB-32ATC).

● Molino de martillos (marca Pulvex, modelo MM200).

● Horno (marca Zenith Lab, modelo ODHG- 9053A. Temperatura máxima 300 °C).

● Mufla (marca Hobersal, modelo HD230PA. Temperatura máxima 1200 °C).

● Baño maría (marca Memmert, modelo WNB 45. Temperatura máxima 95 °C).

● Agitador magnético (marca IKA, modelo RCT basic. Rango de velocidad 0 - 1500 rpm).

● Analizador de humedad (marca OHAUS, modelo MB45. Rango de humedad 0.01 - 100 %).

● Balanza analítica (marca AyD, modelo GH-200. Capacidad 0.1 mg - 220 g).

● Balanza analítica (marca AyD, modelo HR-250AZ. Capacidad 0.1 mg - 252 g).

● Balanza analítica (marca ACCULAB, modelo ALC-210.4. Capacidad 0.1 mg - 210 g).

● Balanza electrónica de plataforma (modelo TS 60. Capacidad 0.5 - 50 Kg).

● Balanza electrónica digital (marca MH-Series, modelo Pocket Scale. Capacidad 0.01-200 g).

75

● Centrífuga (marca GREETMED, modelo GT119-100T. Velocidad máxima 4000 rpm).

● Rotavapor (marca BOECO, modelo RVO 400 SD).

● Baño ultrasónico (marca Branson, modelo B1510MTH. Capacidad ½ galón).

● Espectrofotómetro (marca Thermo Scientific, modelo Helios Beta).

● Atomizador (marca TOPTION, modelo TP-S15).

● Sistema de digestión (marca Büchi, modelo K-425).

● Equipo Soxhlet (extractor Soxhlet, condensador tipo Allihn y un matraz de balón).

● Horno de cocina (marca Electric).

● Refrigerador-congelador (marca LG).

5.3. MATERIA PRIMA

La materia prima fue el fruto maduro de ungurahui (Oenocarpus bataua Mart.), familia Arecaceae,

proveniente de la ciudad de Pucallpa, departamento de Ucayali - Perú. El fruto fue lavado y

desinfectado. La semilla fue separada manualmente de la cáscara y pulpa del fruto, fue sometida a

un secado por horno a 40°C por 48 horas y se redujo su tamaño utilizando un molino de martillos.

La semilla molida se secó a 40 °C hasta peso constante. Finalmente, fue pulverizada en una licuadora

(Oster) y tamizada (malla #80) hasta obtener un polvo fino que se colocó dentro de una bolsa

DoyPack trilaminada en congelación (-20°C) para las posteriores evaluaciones.

Figura 21. Flujo de operaciones para la obtención del polvo fino de semilla de ungurahui


76

5.4. ENSAYOS PRELIMINARES

Para esta primera parte, el proceso de extracción se realizó siguiendo el método descrito por Torres

(2018), con ligeras modificaciones. Para realizar la extracción para los ensayos preliminares, el

polvo fino de semilla de ungurahui se dejó macerar con una mezcla de agua-etanol al 50% usando

una relación de soluto-solvente de 1:30 (p/p) por 12 horas a temperatura ambiente. Luego, la

solución fue filtrada usando papel Whatman n°2 y el sobrenadante fue sometido a un sistema a vacío

para la evaporación parcial del solvente. Finalmente, la solución concentrada fue secada a 40°C

hasta peso constante. El extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui fue utilizado para realizar

ensayos como la prueba de solubilidad y marcha fitoquímica, en cambio, para la determinación del

pH se utilizó como muestra la solución concentrada del extracto.

La prueba de solubilidad se realizó con el objetivo de elegir el o los solvente(s) más adecuado(s)

para ser utilizado(s) en el proceso de optimización. Asimismo, la marcha fitoquímica buscó detectar

los principales grupos de metabolitos secundarios que contiene el extracto y de interés alimentario,

también para descartar la presencia de aquellos que podrían ser tóxicos para la salud como los

glucósidos cianogenéticos. Por último, la determinación de pH se realizó para tener conocimiento

de la acidez o alcalinidad del medio en que se realiza la extracción y su posible efecto sobre los

compuestos bioactivos.

5.4.1. DETERMINACIÓN DE pH

Para medir el pH del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui se utilizó un pHmetro digital

previamente calibrado con los buffers pH 4.00±0.01 y pH 10.00±0.01, según la metodología

descrita por Delgado (2007). Posteriormente, el electrodo del pHmetro se introdujo en la solución

concentrada y se leyó por triplicado el pH de la muestra.

5.4.2. MARCHA DE SOLUBILIDAD

El extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui se sometió a reacción con solventes de diferentes

polaridades, de acuerdo a lo descrito por Guillermo (2002), con ligeras modificaciones. En 7 tubos

de ensayo se añadieron, en cada uno, pequeñas porciones de extracto seco y 2 ml de solvente (agua,

metanol, etanol, acetona, cloroformo, hexano y éter de petróleo). A continuación, todos los tubos se

agitaron vigorosamente por 2 minutos y se observaron los resultados, los cuales se expresaron como

(+), (++) y (+++) para indicar “poco soluble”, “soluble” y “muy soluble”, respectivamente, y (-)

para “insoluble”.

77

5.4.3. MARCHA FITOQUÍMICA

Para el análisis cualitativo de los metabolitos secundarios, se colocó en una fiola 50 mg del extracto

hidroetanólico de semilla de ungurahui y se enrasó con una solución de etanol: agua (1:1) a 50 ml,

teniendo una concentración de extracto de 1000 ppm. Se utilizó el método de Matos (1997) con

ligeras modificaciones de Rondón et al. (2017), para las pruebas de alcaloides, taninos, flavonoides,

saponinas, azúcares, aminoácidos libres, terpenoides y glicósidos. Los resultados cualitativos se

expresaron como (+), (++) y (+++) para indicar cambio de color/precipitado leve, moderado o

intenso, respectivamente, y (-) para indicar la ausencia de fitoquímicos.

a) Prueba para carbohidratos

Ensayo de Molish: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico y 5 gotas

de la solución alcohólica de alfa-naftol, seguida de 5 gotas de H2SO4 concentrado a lo largo del lado

del tubo. La formación de un anillo violeta en la interfase indica la presencia de carbohidratos.

Ensayo de Fehling: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico, 5 gotas

del reactivo Fehling “A” (solución de CuSO4) y 5 gotas del reactivo Fehling “B” (solución de NaOH

y tartrato Na-K). Se colocó en baño maría a ebullición por 1 minuto. La formación de un precipitado

rojo ladrillo indica la presencia de azúcares reductores.

b) Prueba para alcaloides

Aproximadamente 1 ml de muestra se mezcló con HCl al 10% (5 gotas) en un tubo de reacción para

realizar los siguientes ensayos:

Ensayo de Dragendorff: Se añadió 3-4 gotas del reactivo de Dragendorff (solución de yoduro

potásico-bismútico). La formación de un precipitado rojo anaranjado indica la presencia de

alcaloides.

Ensayo de Mayer: Se añadió 3-4 gotas del reactivo de Mayer (solución de yoduro potásico-

mercúrico). La formación de un precipitado blanco o crema indica la presencia de alcaloides.

Ensayo de Bertrand: Se añadió 3-4 gotas del reactivo de Bertrand (solución de ácido sílico-

túngstico). La formación de un precipitado blanco lechoso indica la presencia de alcaloides.

78

Ensayo de Sonnenschein: Se añadió 3-4 gotas del reactivo de Sonnenschein (ácido fosfomolíbdico).

La formación de un precipitado verde azulado indica la presencia de alcaloides.

c) Prueba para terpenoides

Ensayo de Salkowski: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico, 2 ml

de cloroformo y 1 ml de H2SO4 concentrado a lo largo del lado del tubo. Una coloración marrón

rojiza en la interfase indica la presencia de terpenoide.

Ensayo de Liebermann-Burchard: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto

hidroetanólico, 10 gotas de cloroformo y 10 gotas de anhidrido acético. Se dejó enfriar y se agregó

H2SO4 concentrado (3-4 gotas) por las paredes del tubo. Una coloración verde azulada indica la

presencia de esteroides, mientras que una coloración pardo anaranjado indica la presencia de

triterpenoides.

d) Prueba para flavonoides y taninos

Ensayo de cloruro férrico: En un tubo de ensayo, se añadieron 1 ml del extracto hidroetanólico y 2

gotas de cloruro férrico al 5%. Una coloración o precipitado de azul oscuro indica la presencia de

taninos hidrosolubles, mientras que una coloración o precipitado verde oscuro indica la presencia

de taninos condensados o proantocianidinas.

Ensayo del hidróxido de sodio (10%): En un tubo de ensayo, se añadieron 1 ml del extracto

hidroetanólico y 3 gotas del reactivo de sodio al 10%. Una coloración amarilla-roja, naranja-café,

rojo-púrpura o azul indica la predominancia de xantonas y/o flavonas, flavonoles, chalconas o

antocianinas, respectivamente.

Ensayo de la gelatina: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico y 4

gotas del reactivo de gelatina. La formación de un precipitado blanco lechoso indica la presencia de

taninos.

Ensayo de Shinoda: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico, 5

virutas de magnesio metálico y 3 gotas del reactivo de HCl. Una coloración roja a salmón indica la

presencia de flavonoles, flavonas, flavononoles y flavanonas, mientras que una coloración amarilla

indica la presencia de isoflavonas. Isoflavononas, catequinas, auronas y chalconas no dan reacción.

79

Ensayo de Rosenheim: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico, 5

gotas del reactivo de HCl concentrado y se colocó en baño maría por 10 minutos a ebullición. Luego

de ser enfriado, se agregó 4 gotas del reactivo de Rosenheim (solución de alcohol amílico). La

formación de un precipitado rojo pardo indica la presencia de leucoantocianidina.

e) Prueba para saponinas

Ensayo de la espuma: Se añadió el extracto hidroetanólico (1 ml) con agua destilada (1 ml) en un

tubo de ensayo, se agitó vigorosamente por 30 segundos y se dejó en reposo por 10 minutos. La

formación de espuma indica la presencia de saponinas. El contenido de saponina se midió como

sigue: sin espuma (-); espuma inferior a 3 mm de altura (+); Espuma de 6 mm de altura (++) y

espuma superior a 8 mm de altura (+++).

f) Prueba para glicósidos

Ensayo de hidróxido de amonio: En un tubo de ensayo, se añadieron 1 ml del extracto hidroetanólico

y 2 gotas del reactivo de hidróxido de amonio concentrado. Después de dos minutos, una coloración

roja indica la presencia de glicósido de antraquinona.

Ensayo de Grignard: En un tubo de ensayo, se añadieron 20 mg del extracto seco, 1 ml de agua

destilada y 2 gotas de cloroformo. Se colocó una tira de papel impregnado con reactivo de Grignard

(“papel picrosódico”, preparado con carbonato de sodio al 10% y ácido pícrico al 1%) en la boca

del tubo, sin tocar los bordes y se tapa. Se calentó en estufa a 35°C y después de 24 horas se observó

el color desarrollado en el papel. Una coloración roja indica la presencia de glicósido cianogenético.

g) Prueba para aminoácidos libres

Ensayo de Ninhidrina: En un tubo de ensayo, se añadieron 10 gotas del extracto hidroetanólico y 3

gotas del reactivo de ninhidrina al 0.2%. Una coloración azul-violeta indica la presencia de

aminoácidos libres.

80

5.5. OPTIMIZACIÓN DE LA EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS DE LA

SEMILLA DE UNGURAHUI

5.5.1. DISEÑO EXPERIMENTAL

Se utilizó la Metodología de Superficie de Respuesta (MSR) para determinar los valores de los

factores que optimizaron el valor de las variables de respuesta. Para realizar esta optimización, se

utilizó el Diseño Central Compuesto Ortogonal (DCCO) con dos factores (concentración de etanol

y tiempo de extracción) y cinco niveles (Tabla 8). La selección y rango de los factores se decidió

sobre la base de la literatura científica. Las variables de respuesta fueron: rendimiento de extracción,

contenido fenólico total (CFT) y la capacidad antioxidante medida por los métodos CAT y DPPH.

Tabla 8. Factores y niveles del Diseño Central Compuesto Ortogonal (DCCO)

Niveles

Factores

Concentración de etanol (X1, %)

Tiempo de extracción (X2, min)

-1.07809 48.4382 13.8287

-1 50 15

0 70 30

+1 90 45

+1.07809 91.5618 46.1713


El diseño consistió en 10 tratamientos que incluyeron 4 puntos factoriales, 4 puntos axiales y 2

puntos centrales para estimar los errores (Tabla 9). Cada tratamiento se realizó por triplicado. Los

datos experimentales obtenidos para cada respuesta se ajustaron a diferentes modelos polinomiales

(lineal, interacción de dos factores o cuadrático) y para elegir el mejor modelo se llevó a cabo un

análisis de regresión múltiple.

81

Tabla 9. Diseño experimental de las condiciones de extracción obtenidas con el Diseño Central

Compuesto Ortogonal (DCCO)

Corrida Niveles codificados Niveles reales

EtOH (%)

Tiempo (min)

EtOH (%)

Tiempo (min)

1 -1.07809 0 48.4382 30

2 -1 -1 50 15

3 -1 +1 50 45

4 0 -1.07809 70 13.8287

5 0 0 70 30

6 0 0 70 30

7 0 +1.07809 70 46.1713

8 +1 -1 90 15

9 +1 +1 90 45

10 +1.07809 0 91.5618 30


La ecuación polinomial, ya sea de primer orden (Ec. 11) o de segundo orden (Ec. 12), que se utilizó

para realizar las predicciones de las variables de respuesta, fueron las siguientes:

Y = β + β X + β X (Ec. 11) Y = β + β X + β X + β X X + β X + β X (Ec. 12)

donde, es la variable de respuesta pronosticada, �0 es el intercepto, � y � representan los efectos

lineales, � es el efecto de interacción, � y � son los efectos cuadráticos, y son los niveles

codificados de los factores (concentración y tiempo) y la variable representa la interacción

lineal entre y .

Una vez que se obtuvieron los modelos para cada una de las respuestas, se generaron las gráficas de

82

superficie 3D, las cuales fueron analizadas para determinar el efecto de los factores sobre cada

variable de respuesta. Posterior a ello, se realizó la optimización de las cuatro respuestas en

simultáneo, asignándoles previamente una misma importancia. Para llevar a cabo la optimización

de múltiples respuestas, se utilizó la función deseabilidad, la cual definió en primer lugar, una

deseabilidad individual para cada respuesta, y a partir de la combinación de estos valores se definió

la deseabilidad global. Por lo tanto, al maximizar este parámetro se obtuvieron los valores óptimos

de concentración de etanol y tiempo de extracción que maximizaron las respuestas (rendimiento,

CFT, CAT y DPPH).

Para validar el modelo, se realizó un experimento con las nuevas condiciones de concentración y

tiempo de extracción. Los valores experimentales obtenidos para cada respuesta fueron comparados

con los pronosticados por el software, con la finalidad de asegurar que el modelo permita predecir

cada respuesta con precisión.

5.5.2. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS

La extracción se llevó a cabo en un baño ultrasónico Branson 1510, con una potencia de 150 W y

una frecuencia de 50-60 Hz. Antes de iniciar las extracciones, se buscó controlar el ligero

calentamiento del agua a medida que el tiempo de extracción aumentaba por encima de 20 minutos.

El objetivo fue mantener la temperatura en el rango requerido (25 ± 1°C). Entonces, para evitar una

posible interferencia de la temperatura sobre las respuestas en estudio, se decidió enfriar el agua y

controlar la temperatura durante el proceso con un termómetro digital.

Teniendo en cuenta el control de la temperatura, se siguió la metodología descrita por Lan, Lin y

Zheng (2014), con ligeras modificaciones, para realizar la extracción de compuestos fenólicos de la

semilla de ungurahui. Aproximadamente 10 g de polvo fino de semilla de ungurahui se extrajo con

300 ml de una mezcla de agua-etanol (solvente de extracción) a diferentes concentraciones (48.44 –

91.56 %) y tiempos de extracción (13.83 – 46.17 min). Durante la sonicación, se usó parafilm y

papel de aluminio para cubrir la “boca” de los matraces con la finalidad de evitar pérdidas de

solvente por evaporación y para minimizar la oxidación de compuestos bioactivos por acción del

oxígeno; de igual modo, se usó papel de aluminio grueso (37 micrones) para evitar la oxidación de

compuestos bioactivos por acción de la luz. Las diferentes mezclas fueron centrifugadas a 4000 rpm

por 15 min y filtradas con papel Whatman n°2, obteniendo de esta manera los sobrenadantes, que

83

fueron concentrados a 40°C, en agitación constante y bajo presión reducida en un balón de rotavapor

(sumergido parcialmente en una solución de glicerina y conectado a un sistema a vacío). Luego de

evaporar la mayor parte del solvente, los extractos fueron secados en un horno a 40°C hasta peso

constante y designados como “extractos de ungurahui” (EU). Estos extractos se recolectaron

mediante un raspado, se usó un mortero con pilón para reducir el tamaño de sus cristales y se

almacenaron en viales de color ámbar a -20°C hasta los posteriores análisis fenólicos y

antioxidantes. Cada tratamiento (n= 10) se realizó por triplicado, es decir, se obtuvieron 30 extractos.

El rendimiento de extracción (RE) se calculó como la relación entre el peso de los EU obtenidos al

final del proceso y el peso del polvo fino utilizado para el proceso de extracción (Ec. 13):

� % = � � � � � � � �� x (Ec. 13)

5.5.3. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LOS EU

5.5.3.1. Preparación de las muestras

Se pesaron 25 mg de cada EU, obtenidos a diferentes condiciones de extracción, y se disolvieron en

una solución hidroetanólica hasta 100 ml (250 ppm). Luego, para la determinación del CFT se

tomaron alícuotas de 10 ml de cada solución y se mezclaron con el mismo solvente hasta 25 ml,

siendo 100 ppm la concentración final de las muestras. Para la determinación de la capacidad

antioxidante por el método DPPH y CAT, se tomaron alícuotas de 4ml de cada solución y se

mezclaron con el mismo solvente hasta 100 ml, siendo 10 ppm la concentración final de las muestras.

5.5.3.2. Determinación del contenido fenólico total (CFT)

El método colorimétrico de Folin-Ciocalteu fue utilizado para realizar la medición del contenido de

fenoles totales (CFT) en los EU siguiendo la metodología de Leba et al. (2016), pero con ligeras

modificaciones. Para la realización del análisis, se mezcló 0.3 ml de cada muestra, 0.9 ml de reactivo

Folin-Ciocalteu (1 N), 4.5 ml de agua destilada y, por último, se añadió 0.3 ml de una solución de

carbonato de sodio (20 % p/v) a cada mezcla, se agitaron y fueron incubadas a temperatura ambiente

y en oscuridad por 1 h. Cumplido ese tiempo, se midieron las absorbancias a 750 nm utilizando un

espectrofotómetro UV-Vis.

84

Para la preparación del blanco, se mezcló 0.3 ml de solvente hidroetanólico, utilizado para disolver

los EU, con las mismas proporciones de Folin-Ciocalteu, agua destilada y carbonato de sodio y fue

analizado de la misma manera que las muestras. Todas las determinaciones fueron realizadas por

duplicado.

El ácido gálico fue usado como estándar o patrón de referencia para la determinación del CFT de

las muestras, a través de una curva de calibración con diferentes concentraciones de ácido gálico

(2.5 - 200 ug/ml). Los resultados fueron expresados como mg equivalente de ácido gálico por gramo

de extracto de semilla de ungurahui (mg EAG/g EU).

5.5.3.3. Determinación de la capacidad antioxidante

5.5.3.3.1. Método de la Capacidad Antioxidante Total (CAT) o del fosfomolibdeno

Para evaluar la capacidad antioxidante total de los EU mediante el método de fosfomolibdeno, se

utilizó la metodología desarrollada por Prieto et al. (1999) que consiste en la reducción del

molibdeno VI a molibdeno V por los compuestos antioxidantes del extracto y la subsecuente

formación de un complejo de fosfato/molibdeno de color verde-azul en un ambiente ácido. Para la

preparación del reactivo fosfomolibdato, se disolvió 0.4660 g de molibdato de amonio, 0.1064 g de

fosfato de sodio dodecahidratado y 0.3 ml de ácido sulfúrico concentrado en agua destilada para 100

ml de reactivo.

Para el análisis, se mezcló una alícuota de 450 µl de las muestras con 4.5 ml del reactivo

fosfomolibdato preparado anteriormente, los tubos fueron cerrados con parafilm e incubados en

baño maría a 95°C por 90 minutos. Después, las mezclas fueron enfriadas a través de un baño de

hielo y leídas a 695 nm en un espectrofotómetro UV-visible. Los resultados se expresaron como mg

equivalente de ácido ascórbico por gramo de extracto de semilla de ungurahui (mg EAA/g EU).

Para la preparación del blanco, se mezcló 450 ul de agua destilada con 4.5 ml del reactivo

fosfomolibdato, también se incubó en baño maría a 95°C por 90 minutos y se analizó de la misma

manera que las muestras. Todas las determinaciones fueron realizadas por triplicado. El ácido

ascórbico fue usado como estándar para obtener la curva de calibración a partir de soluciones de 5,

10, 20, 40, 60, 80 y 100 ug/ml que se sometieron al mismo procedimiento que las muestras para

obtener sus valores de absorbancia.

La absorbancia de la solución de ácido ascórbico a 10 ug/ml fue utilizada para comparar su

85

capacidad antioxidante con el EU que obtuvo el máximo valor de CAT, utilizando la siguiente

ecuación: �� % = �� á� �� , (Ec. 14)

Donde:

AAR (%) es el porcentaje de actividad antioxidante relativa con respecto al ácido ascórbico, Ac máx

EU es la máxima absorbancia corregida de los EU y Ac aa es la absorbancia corregida del ácido

ascórbico a 10 ppm.

5.5.3.3.2. Método del DPPH

Para preparar el reactivo DPPH, se pesó 10 mg de DPPH y se diluyó con etanol grado HPLC en una

fiola de 50 ml (solución madre). Luego se tomó 25 ml y se aforó a 250 ml con el mismo solvente,

obteniendo una concentración final de 20 ppm. La solución preparada se colocó en un frasco ámbar,

fue cubierta con papel aluminio y fue utilizada el mismo día de su preparación.

La capacidad de los compuestos antioxidantes para realizar el barrido del radical libre DPPH se

determinó siguiendo la metodología de Mahmoudi, Khali, Benkhaled, Benamirouche, y Baiti (2016)

con ligeras modificaciones. Se tomó 1.5 ml de cada muestra y se mezcló con 3.0 ml de la solución

fresca de DPPH preparada anteriormente. Las mezclas se agitaron enérgicamente por 20 segundos

y se dejaron reposar a temperatura ambiente por 30 minutos bajo oscuridad con el objetivo de

obtener valores estables de absorbancia. La absorbancia fue medida a 517 nm en un

espectrofotómetro UV- Vis. Para la preparación del control, se tomó 1.5 ml de la solución fresca de

DPPH y se mezcló con 3.0 ml de etanol grado HPLC. La mezcla se dejó reposar por 30 minutos

bajo oscuridad y se analizó de la misma manera que las muestras. Todas las determinaciones fueron

realizadas por triplicado.

El porcentaje de inhibición de la absorbancia debido al barrido del radical DPPH se calculó como

se muestra en la ecuación 15:

% � ℎ� � �� = �� −� � �� (Ec. 15)

Donde:

A muestra es la absorbancia de la muestra y A control es la absorbancia de la solución de DPPH.

86

5.5.4. OPTIMIZACIÓN Y VALIDACIÓN DEL MODELO

Los valores de concentración de etanol y tiempo de extracción que maximizaron las variables de

respuesta (rendimiento de extracción, contenido fenólico total y capacidad antioxidante) fueron

obtenidos mediante el programa Design Expert y fueron aplicados experimentalmente en un nuevo

proceso de extracción con el objetivo de obtener el EU óptimo, designado como “extracto de semilla

de ungurahui libre” (EUL).

Para la validación del modelo, se realizó los análisis de CFT y capacidad antioxidante al EUL, según

las secciones 5.5.3.2. y 5.5.3.3. Finalmente, los valores obtenidos experimentalmente fueron

comparados con lo valores pronosticados por el programa, estimando de esta manera el porcentaje

de error del modelo:

% = % � � � −% � ℎ% � ℎ x (Ec. 16)

87

Figura 22. Flujo de operaciones para la obtención y análisis del extracto de semilla de ungurahui libre (EUL)


5.6. MICROENCAPSULACIÓN DEL EXTRACTO DE SEMILLA DE UNGURAHUI

Para preparar la solución de alimentación, el EUL (4 g) fue disuelto en agua-etanol (44 g) a la

concentración óptima de extracción, y la maltodextrina (12 g), utilizada como material encapsulante,

fue disuelta en agua destilada (20 g). Ambas soluciones, por separado, se agitaron de forma continua

(800 rpm) por 1 hora a temperatura ambiente. Una vez que se obtuvo una solución clara de

maltodextrina, se transfirió a una bureta de 50 ml y se añadió lentamente a la solución que contenía

el extracto hasta alcanzar una concentración de sólidos en suspensión de 20 % (p/p). La mezcla (≈

80 ml) se homogenizó a 10000 rpm usando un homogenizador Ultra-Turrax durante 10 minutos y

se mantuvo en agitación hasta que fue microencapsulada.

88

La microencapsulación se realizó mediante la técnica de secado por aspersión utilizando un equipo

mini-Spray Dryer de laboratorio (Toption TP-S15, China) con dos boquillas de alimentación de 0.5

mm de diámetro y bajo las siguientes condiciones: temperatura de entrada a 150 °C, velocidad del

aire a 90% y velocidad de alimentación de 18% (6 ml/min). La mezcla se agitó constantemente para

asegurar la homogeneidad de la alimentación durante el secado. Como resultado del proceso, se

obtuvo microcápsulas de EUL, designadas como “extracto de semilla de ungurahui

microencapsulado” (EUM). La muestra microencapsulada fue pesada e inmediatamente colocada

en bolsa trilaminada para evitar que sea afectada por acción de la luz y humedad. La muestra fue

almacenada en un desecador hasta los análisis posteriores.

5.6.1. ANÁLISIS DE BARRIDO ESPECTRAL

Para evaluar cualitativamente la posible degradación de los compuestos fenólicos del extracto de

semilla de ungurahui a causa de la temperatura de microencapsulación, los extractos (EUL y EUM)

fueron sometidos a un análisis de barrido espectral utilizando un espectrofotómetro UV-Vis. en el

rango de 200 a 400 nm. Se prepararon tres soluciones con los extractos, utilizando como solvente la

mezcla de agua-etanol a la concentración óptima (48.44 %). El EUL se preparó a 100 ppm y el EUM

a 400 ppm, por último, se preparó una solución a 100 ppm con EUL sometido bajo condiciones de

atomización, pero sin maltodextrina con la finalidad de comparar la ausencia del efecto

protector de la maltodextrina a diferencia del EUM. Las tres soluciones preparadas fueron sometidas

al análisis de barrido espectral utilizando un espectrofotómetro UV-Vis de un solo haz.

5.6.2. RENDIMIENTO DE LA MICROENCAPSULACIÓN

El rendimiento de la microencapsulación (RM) se realizó con la finalidad de conocer cuánto material

inicial (extracto y maltodextrina) se pudo recuperar luego de la microencapsulación. El rendimiento

de la microencapsulación (RM) fue determinado gravimétricamente como la relación entre el peso

de las micropartículas obtenidas al final de la atomización (EUM) y el peso de los sólidos iniciales

añadidos (EUL y maltodextrina) (Ec. 17): � % = � � � � á � � � � � � + � � � � � (Ec. 17)

89

5.6.3. EFICIENCIA DE LA MICROENCAPSULACIÓN

La eficiencia de la microencapsulación (% EM) se determinó mediante una relación porcentual entre

el contenido fenólico total de las microcápsulas (CFTM) y el contenido fenólico superficial de las

microcápsulas (CFSM) (Ec. 18). La parte no encapsulada puede ser definida como la fracción que es

fácilmente extraída con solventes orgánicos sin ruptura de la matriz sólida (Gallardo et al., 2013).

Para obtener el CFTM, se desintegró 0.030 g de EUM y se disolvió en 25 ml de una solución

hidroetanólica (48.44%) con un Ultra Turrax T25 Basic (IKA, Alemania) a 10000 rpm durante 1

minuto, luego se agregaron 20 ml de la misma solución hidroetanólica, se agitó durante 5 min y se

filtró con papel Whatman n°2. Para obtener el CFSM, se usó el mismo procedimiento, pero a

diferencia de desintegrar las microcápsulas, se lavaron por goteo con 45 ml de solución

hidroetanólica durante 5 minutos (Davidov-Pardo et al., 2012a). Ambas soluciones filtradas fueron

transferidas a fiolas volumétricas y enrasadas a 50 ml con el objetivo de obtener los valores de CFTM

y CFSM del extracto total y superficial por espectrofotometría UV- vis.

% = − � �� (Ec.18)

5.6.4. CARACTERIZACIÓN ORGANOLÉPTICA DE LOS EXTRACTOS

Se realizó la caracterización organoléptica de los extractos (EUL y EUM) considerado aspecto,

color, olor y sabor, según la metodología de Inocente (2009).

5.6.5. ANÁLISIS DE MORFOLOGÍA Y TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS

Se realizó la evaluación de las partículas del EUL y EUM por Microscopía Electrónica de Barrido

(SEM por sus siglas en inglés, Scanning Electron Microscopy), donde, según Fazaeli et al. (2012),

la imagen es formada paso a paso con el barrido de un haz de electrones a través de la muestra. Este

análisis permitió detectar la posible agregación de las partículas, determinar su tamaño y visualizar

su estructura.

Las muestras se fijaron por adhesión en una cinta especial de carbono, que les permitió ser

conductoras, se colocaron en el portamuestras y se transfirió al microscopio electrónico modelo

EVO MA 10 (ZEISS, Alemania), operado en modo de alto vacío de 4×10−6mbar y a un voltaje de

aceleración de electrones de 20 kV. Se obtuvieron microimágenes en un rango de aumento de 500 -

90

10000 veces utilizando el software SmartSEM V05.06.

La obtención del diámetro promedio se realizó solo para las partículas de EUM. Esto fue posible a

través de la adquisición y análisis de imágenes por medio del programa ImageJ (software Fiji, USA)

y el software de procesamiento Origin 9.0 (Electronic Arts, USA). Se usaron las imágenes obtenidas

por SEM que tuvieron un aumento de 1000x alcanzandose un recuento de más de 1400 partículas.

5.6.6. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LAS MICROCÁPSULAS

Para los análisis fenólico y antioxidante, se preparó una concentración de EUM de tal forma que

contenía teóricamente la misma concentración del EUL que se utilizó en la validación del modelo

optimizado, con el objetivo de compararlos y evaluar el grado de degradación de los compuestos

antioxidantes tras el proceso de secado por aspersión. El análisis fenólico se realizó mediante la

determinación del CFT de las microcápsulas. Se pesó 20 mg de EUM y se disolvió en una solución

hidroetanólica hasta 50 ml (400 ppm), luego se siguió la metodología empleada en la sección 5.5.3.2.

El análisis antioxidante, se realizó mediante la determinación de la capacidad antioxidante por

DPPH. Se tomó 1 ml de la solución anterior y se mezcló con el mismo solvente hasta 10 ml, siendo

la concentración final de la muestra igual a 40 ppm, luego se siguió la metodología empleada en la

sección 5.5.3.3.2.

Cabe resaltar que los valores de CFT del EUL y EUM fueron transcritos en los resultados del día 0

en la Sección 5.6.7 que corresponde al “análisis de la estabilidad fenólica de los extractos durante

el almacenamiento”.

5.6.7. ANÁLISIS DE ESTABILIDAD FENÓLICA DE LOS EXTRACTOS DURANTE

EL ALMACENAMIENTO

Los extractos, EUL y EUM, fueron almacenados en viales translúcidos a temperatura ambiente

(25°C) por un periodo de 180 días. El análisis fenólico del EUL y EUM se realizó mediante el CFT

(método de Folin-Ciocalteu) cada 45 días, siguiendo la misma metodología descrita en la sección

5.5.3.2.

91

Figura 23. Flujo de operaciones para la obtención y análisis del extracto de semilla de ungurahui microencapsulado (EUM)


5.7. ELABORACIÓN DE GALLETAS ENRIQUECIDAS CON EXTRACTOS DE

SEMILLA DE UNGURAHUI

5.7.1. FORMULACIÓN PARA LA ELABORACIÓN DE LAS GALLETAS

ENRIQUECIDAS

Se prepararon tres tratamientos de galleta: (1) galletas enriquecidas con EUL (G-EUL), (2) galletas

enriquecidas con EUM (G-EUM) y (3) galletas control (G-C); es decir, sin la adición del EUL o

EUM. La tabla 10 muestra los ingredientes que se utilizaron en la formulación de las galletas. Como

se observa, se utilizó la misma formulación para todos los tratamientos, con la excepción de la

cantidad de extracto añadido a cada galleta. El peso de cada galleta fue aproximadamente 7 y 6 g

antes y después del horneado, respectivamente.

92

Tabla 10. Formulación de las galletas enriquecidas

Ingredientes

G-C

(g/batch)

G-EUL

(g/batch)

G-EUM

(g/batch)

Harina 228.62 228.62 228.62

Azúcar 114.31 114.31 114.31

Mantequilla 114.31 114.31 114.31

Esencia de vainilla 3.59 3.59 3.59

Huevo 60.81 60.81 60.81

Bicarbonato de sodio 3.17 3.17 3.17

Sal 0.18 0.18 0.18

EUL --- 2.64 ---

EUM --- --- 10.55*

(*) La cantidad añadida de EUM corresponde aproximadamente a una cantidad similar de compuestos fenólicos presentes en los 2.64 g de EUL.


5.7.2. PROCEDIMIENTO PARA LA ELABORACIÓN DE LAS GALLETAS

ENRIQUECIDAS

La preparación de las galletas, se derritió la mantequilla y se combinó con el azúcar, esencia de

vainilla y huevo mediante el uso de una batidora (Oster, U.S.A) a velocidad media, hasta lograr una

mezcla homogénea. Por otro lado, se cernió la harina de trigo junto con el EUL (previamente

cernido) o el EUM, según corresponda, y se combinó con la mezcla anterior mediante el uso de una

espátula de silicona. Se agregó bicarbonato de sodio y sal a la mezcla final y se continuó agitando

manualmente hasta homogeneizar por completo todos los ingredientes. La masa obtenida se estiró

con la ayuda de un rodillo y se cortó con la ayuda de un molde de acero, formando piezas circulares

de 50 mm de diámetro. Estas piezas fueron cocidas en un horno modelo Moulinex (Moulinex Ltda.,

93

Francia) durante 8 minutos a 180°C. Las galletas horneadas se enfriaron a temperatura ambiente

durante 2 horas y se almacenaron en frascos de vidrio con tapa hermética para evitar el ingreso de

humedad, y forrados con papel aluminio para evitar el ingreso de luz.

5.7.3. ANÁLISIS DE LAS CARACTERÍSTICAS DE CALIDAD

5.7.3.1. Análisis de CFT de las galletas

La evaluación de la estabilidad de los compuestos fenólicos en las muestras de galleta antes y

después del horneado, se realizó mediante el análisis de CFT. Se siguió la metodología descrita por

Davidov-Pardo et al. (2012b), con ligeras modificaciones. Las galletas fueron previamente

desengrasadas antes de medir el CFT para evitar cualquier interferencia en las mediciones por la

presencia de lípidos. De cada tratamiento, se tomaron dos muestras de 2.50 g de galleta cruda. La

primera muestra ―G-EUL y G-EUM crudas― fueron desengrasadas directamente, mientras que la

segunda muestra ―G-C, G-EUL y G-EUM crudas― fueron horneadas (con un peso final de 2.14

g) y molidas para luego ser sometidas al mismo proceso de desengrasado. Cada muestra a ser

desengrasada se colocó dentro de un cartucho de papel filtro y se desengrasó con 150 ml de éter de

petróleo (40-60°C de ebullición) en un equipo Soxhlet hasta la tercera sifonada, que permitió obtener

éter sin arrastre de grasa en el tubo extractor. Al terminar el proceso, se retiraron las muestras y se

dejaron secar durante la noche.

Para la determinación del CFT, las muestras secas y desengrasadas se sometieron al proceso de

extracción por ultrasonido con 120 ml de metanol al 95% por 15 min. El extracto se centrifugó a

4000 rpm, se filtró y el sobrenadante fue utilizado para realizar el ensayo Folin-Ciocalteu según lo

descrito en la sección 5.5.3.2. Para fines de cálculo, los resultados se expresaron en mg

EAG/paquete, considerando que un paquete de galletas contiene 10 unidades (≈ 60 g).

5.7.3.2. Medición del color de las galletas

La medida del color de las muestras se determinó mediante la metodología del sistema CIELAB

(León, Mery, Pedreschi y León, 2006). Se utilizaron los siguientes instrumentos: una cámara digital

Canon EOS Digital Rebel XS con 10 megapíxeles de resolución que fue colocada de forma vertical

a 30 cm de distancia de las muestras, una cartulina negra como fondo y dos focos ahorradores de

9W como fuentes de iluminación. El ángulo entre el eje del lente y los focos fue de 45 grados. Una

vez obtenidas las fotos, se seleccionó la parte central de cada muestra, la cual fue analizada en el

programa Paint con el objetivo de obtener los valores R, G y B. Se realizó la transformación del

94

modelo RGB255 al sistema CIE L*a*b* mediante el programa EasyRGB, donde la coordenada L*

representa luminosidad; la coordenada a*, enrojecimiento; y la coordenada b*, amarillez. Cada

muestra se analizó por triplicado para obtener un valor colorimétrico promedio.

5.7.3.3. Análisis químico proximal de las galletas

La composición proximal (humedad, proteínas, grasas y cenizas) de las muestras (G-C, G-EUL y

G-EUM) horneadas se analizó de acuerdo con los procedimientos de la AOAC. El contenido de

humedad se realizó utilizando el analizador de humedad; el contenido de proteína cruda (N x 6.25)

se estimó mediante el método de Kjeldahl (AOAC, 1995); el contenido de grasa se determinó

mediante extracción con éter de petróleo en un equipo Soxhlet (AOAC, 2000); el contenido de

cenizas se determinó mediante incineración a 525 ± 25°C (AOAC, 2005) y los carbohidratos totales

se calcularon por diferencia. La energía total se calculó de la siguiente manera:

Energía (kcal) = 4 x (g de proteínas + g de carbohidratos) + 9 x (g lípidos) (Ec. 19)

5.7.3.4. Análisis sensorial de las galletas

Las muestras fueron evaluadas 12 horas después de haber sido horneadas. Para evitar la ganancia de

humedad y preservar los atributos sensoriales en las muestras durante el transporte, se colocaron en

frascos de vidrio forrados con papel film y sellados herméticamente. En la primera etapa de la

evaluación, 56 estudiantes de la E.A.P de Ingeniería Agroindustrial de la UNMSM entre 17 y 25

años fueron interrogados sobre la frecuencia semanal con que consumían galleta y el tipo de galleta

que usualmente preferían, con el objetivo de seleccionar aquellos cuya frecuencia de consumo de

galleta era de al menos una vez por semana y que presentaran preferencia por las galletas dulces. Se

seleccionó a 30 estudiantes que cumplían con ambos requisitos para la segunda etapa de la

evaluación.

En la segunda etapa, se explicó el procedimiento de evaluación sensorial a los panelistas y se

aclararon las dudas surgidas antes de iniciar la prueba. Se aplicó un diseño completamente al azar

(DCA), en que las galletas se sirvieron en platos de poliestireno expandido, y fueron codificadas con

números aleatorios de 3 dígitos: 385 (G-C), 609 (G-EUL) y 217 (G-EUM). El tamaño de la muestra

fue una unidad entera de galleta y los panelistas bebieron agua al pasar de una muestra a otra. La

prueba se realizó en un salón, bajo luz blanca, a temperatura ambiente y con ventilación.

95

Los panelistas evaluaron los atributos sensoriales como olor, sabor, textura, color y apariencia en

cada una de las muestras mediante una escala lineal no estructurada de 10 cm, acotada en sus

extremos inicial y final con los términos “me disgusta mucho” y “me gusta mucho”,

respectivamente; asimismo, evaluaron la aceptabilidad global de las muestras mediante una escala

hedónica de nueve puntos, desde la categoría “me disgusta extremadamente” hasta “me gusta

extremadamente” (Handa, Goomer y Siddhu, 2011). En ambas escalas se les permitió asignar el

mismo valor a más de una muestra. El porcentaje de aceptabilidad de la galleta fue calculado

mediante la siguiente fórmula: % � � � = � (Ec. 20)

Donde: N = número de personas que prefirieron la galleta “X”.

No= número total de personas encuestadas.

Figura 24. Flujo de operaciones para la obtención y análisis de las galletas enriquecidas


96

5.8. ANÁLISIS ESTADÍSTICO

Todos los experimentos y medidas analíticas se llevaron a cabo al menos por duplicado y se

reportaron como la media ± la desviación estándar (Microsoft Excel 2016, Microsoft). El análisis

de regresión múltiple de los datos de optimización, según la MSR, se realizó usando el software

“Design Expert” (Versión 10.0, Stat-Ease Inc., Minneapolis, EE. UU), el cual permitió obtener las

gráficas de Superficie de Respuesta, de correlación y de deseabilidad. Las gráficas de Pareto se

obtuvieron a partir del software Statgraphics Centurion XVI versión 16.1.18 (StatPoint

Technologies Inc., Warrenton, Virginia). La diferencia significativa entre las medias de cada

tratamiento fue comparada mediante la prueba de Tukey (Minitab Inc., State College, EE. UU) con

un nivel de significancia de 0.05. La correlación de Pearson se utilizó para determinar las

asociaciones entre el CFT y la capacidad antioxidante de los extractos. Para la lectura de los análisis

espectrofotométricos, se utilizó los softwares “VISIONliteTM - Quant Application” y

“VISIONproTM” (Thermo Fisher Scientific Inc., Überlingen, Alemania). Para los análisis realizados

a las galletas enriquecidas, se utilizó un Diseño Completamente al Azar, los valores fueron

expresados como media ± desviación estándar (n = 3) y la diferencia significativa entre las medias

de cada tratamiento fueron comparadas mediante la prueba de Tukey con un nivel de significancia

de 0.05.

97

VI. RESULTADOS Y DISCUSIONES

6.1. ENSAYOS PRELIMINARES

6.1.1. DETERMINACIÓN DE pH

El pH del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui fue 6.39 ± 0.02. Según Mylonaki,

Kiassos, Makris y Kefalas (2008), los compuestos bioactivos son bastante estables a pH 6.0, el cual

les permite aumentar su solubilidad en medios polares debido a la disociación de los grupos -OH de

los ácidos fenólicos. El pH aproximadamente neutro del extracto evita la rápida degradación

oxidativa de los compuestos fenólicos, a diferencia de que si estuvieran en un pH > 7 debido a la

sensibilidad de estos compuestos en medios alcalinos (Pasrija et al., 2015; Boza et al., 2000 citado

en Reyes-Jurado, Palou y López-Malo, 2014; Garzón, 2008).

6.1.2. MARCHA DE SOLUBILIDAD

Los resultados de la marcha de solubilidad (Tabla 11) muestran que el extracto hidroetanólico de

semilla de ungurahui es soluble en solventes de alta y mediana polaridad, como el agua, metanol y

etanol, deduciendo que sus metabolitos secundarios también presentan dichas polaridades.

Diferentes autores como Rojas-Llanes, Martínez y Stashenko (2014) y Fernández-Agulló et al.

(2013) obtuvieron un mayor contenido de compuestos fenólicos utilizando una mezcla de solventes

polares. Esto puede atribuirse a varios factores como la constante dieléctrica y estructura química

de los solventes, y la estructura molecular de los metabolitos presentes en los extractos, que

contienen partes polares y no polares, cuya proporción los hace selectivamente extraíbles por

determinada mezcla de solventes (Dorta, 2014).

98

Tabla 11. Marcha de solubilidad del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui

Solvente Solubilidad

Éter de Petróleo -

Hexano -

Cloroformo -

Acetona -

Etanol ++

Metanol +++

Agua +

(-): insoluble, (+): poco soluble, (++): soluble, (+++): muy soluble.


6.1.3. MARCHA FITOQUÍMICA

Los resultados obtenidos en el estudio de los grupos de metabolitos secundarios presentes en el

extracto hidroetanólico se muestran en la Tabla 12. El análisis fitoquímico reveló la marcada

presencia de compuestos fenólicos como flavonoides (proantocianidinas y flavonoles) y taninos, a

los cuales se les han atribuido propiedades antioxidantes (Rice-Evans, Miller y Paganga, 1996;

Martínez-Navarrete et al., 2008), antiinflamatorias (Halliwell, 2001; Marquardt y Watson, 2014;

Mendes, 2014) y anticancerígenas (Hertog, Hollman, Katan y Kromhout., 1993; Andrade y Fasolo,

2014) a lo largo de los años. Estos compuestos fenólicos generalmente se encuentran en forma de

glicósidos, tal como señala Torres (2018). Probablemente por este motivo, la prueba de azúcares

reductores en el extracto dio positivo. También se observó la leve presencia de triterpenos,

terpenoides y saponina, que según Aparecida (2014) y Mendes (2014), contribuyen a la actividad

antiinflamatoria de muchas plantas. Por otro lado, hubo ausencia de alcaloides, glucósidos

cianogenéticos y antraquinona, lo cual es favorable si el extracto va a ser aplicado posteriormente a

una matriz alimentaria o presenta algún fin alimentario, ya que, se especula que estos metabolitos

pueden ser tóxicos para los humanos (Carretero, 2000 citado en Robles-García et al., 2016; Sánchez

y Santa, 2009; Elizalde, Porrilla y Chaparro, 2009). Cabe mencionar que en la literatura no figura

ningún análisis cualitativo realizado a la semilla de ungurahui previamente a este estudio.

99

Tabla 12. Marcha fitoquímica del extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui

Prueba Reacción típica Metabolitos secundarios Resultado

Molish Anillo violeta en la interfase Azúcares no reductores -

Fehling Precipitado rojo ladrillo Azúcares reductores ++

FeCl3 Coloración verde oscuro Taninos condensables

(proantocianidinas) +++

Gelatina Precipitado blanco lechoso Taninos ++

Shinoda Coloración roja a salmón Flavonoides (flavonoles, flavonas,

flavanonoles y flavanonas) ++

Hidróxido de sodio al 10%

Coloración café -naranja Flavonoides (flavonoles) +++

Rosenheim Precipitado rojo pardo Leucoantocianidinas ++

Lieberman- Burchard Coloración pardo anaranjado Triterpenos +

Salkowski Coloración marrón rojiza Terpenoides +

Ninhidrina Coloración violeta Aminoácidos libres -

Dragendorff Precipitado naranja Alcaloides -

Mayer Precipitado blanco Alcaloides -

Bertrand Precipitado blanco lechoso Alcaloides -

Sonnenschein Precipitado verde azulado Alcaloides -

Saponinas Formación de espuma Saponinas +

Grignard Coloración rosa o roja Glicósidos cianogenéticos -

Hidróxido de amonio Coloración roja Glicósidos de antraquinona -

(-): ausencia de fitoquímicos, (+): cambio de color/precipitado leve, (++): cambio de color/precipitado moderado,

(+++): cambio de color/precipitado intenso.


100

En el análisis del fruto de ungurahui, la presencia de flavonoides y taninos fue corroborada por

Hidalgo et al. (2016) que cuantificaron altos valores de fenoles y con ello, alta actividad antioxidante

en la semilla, indicando que estos extractos son normalmente ricos en taninos, que son los

responsables en su mayoría de la elevada capacidad antioxidante. Asimismo, triterpenos,

flavonoides y taninos fueron encontrados en el extracto etanólico de una mezcla de semilla y pulpa

del fruto de ungurahui realizado por Pires y Lima (2017), que a su vez reportaron la ausencia de

saponina. Aunque en este análisis se tuvo un resultado positivo para saponina, en la literatura no se

encuentra evidencia de la presencia de este metabolito en otras semillas de la misma familia o

género.

En el género Oenocarpus, el fruto del bacaba fue estudiado por Pina, Silva, Miranda y Almeida

(2017), que reportaron la presencia de flavonoides y triterpenos libres. Sin embargo, según Carvajal,

Hata, Sierra y Rueda (2009), la presencia de un tipo de metabolito en una planta no condiciona su

presencia en otras especies del mismo género. Por otro lado, Marinho (2017) reportó la presencia de

fenoles y flavonoides en la semilla de dos especies de açaí, en la familia Arecaceae.

6.2. EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS

6.2.1. ELECCIÓN DE LAS CONDICIONES DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN

Para la elección de las condiciones de extracción (factores) y del establecimiento de sus niveles, se

hizo una exhaustiva revisión bibliográfica sobre extracciones realizadas a la palmera del ungurahui

o a otras plantas similares, debido a que no se encontró antecedentes de extracción aplicados a la

semilla del fruto en estudio.

Estudios previos relacionados con la extracción de compuestos fenólicos del ungurahui reportaron

que una mezcla de acetona/agua 70/30 % (v/v) fue el mejor solvente para extraer especialmente

elagitaninos y proantocianidinas de alto peso molecular en la pulpa del fruto (Rezaire et al., 2014),

así como mezclas de acetona/agua 70/30 % (v/v) y metanol/agua 70/30 % (v/v) permitieron alcanzar

los valores más altos de fenoles totales en hojas y raíces de esta palmera (Leba et al., 2016).

En fitoterapia se recomienda macerar las plantas en soluciones hidroetanólicas a concentraciones de

30% (Hoffman, 1996 citado en Soto-García y Rosales-Castro, 2016), o 70% (Sosa, 1997) por ser un

procedimiento de extracción seguro y eficiente, debido a que el etanol es considerado como solvente

GRAS (Generalmente Reconocido como Seguro) (Fernández-Agulló et al., 2013; Xavier, Freire,

101

Vidal-Tato y González-Álvarez, 2015). A pesar de que en la literatura se han usado diversos

solventes que incluyen metanol, éter etílico, acetato de etilo y etanol para la extracción de

compuestos de interés de fuentes vegetales, el etanol es especialmente adecuado para su uso en

procesos alimentarios (Bonilla et al., 1999).

Al estudiar la capacidad extractiva del etanol puro y de la mezcla etanol-agua en distintas

proporciones, Giannuzzo, Nazareno, Mishima y López de Mishima (2000), encontraron que la

mezcla etanol-agua en las proporciones 70:30 y 60:40 % (v/v) permitieron obtener las mayores

concentraciones del flavonoide naringina debido a que la alta polaridad del agua permite mayor

penetración del solvente a las membranas de las células, logrando una mayor eficiencia de

extracción. Por otra parte, Fernández-Agulló et al. (2013) obtuvieron los valores más altos de

actividad antioxidante y contenido fenólico al utilizar agua-etanol como solvente de extracción en

la proporción 50:50 % (v/v) concluyendo que las mezclas de etanol y agua fueron más eficientes en

la extracción de compuestos bioactivos que los sistemas mono-solventes. Por ende, es más

conveniente utilizar como solvente una mezcla de agua y etanol para la obtención de extractos

naturales con altas concentraciones de compuestos bioactivos.

La duración del tiempo también influye en la extracción de compuestos bioactivos; por esto, varios

autores evaluaron el efecto de diferentes rangos de tiempo sobre el proceso de extracción (Yilmaz y

Toledo, 2006; Spigno, Tramelli y De Faveri, 2007; González- Montelongo et al., 2009; Lapornik et

al., 2005; Moreno, 2013). Tiempos largos de extracción por ultrasonido pueden producir una

recuperación menor del compuesto bioactivo, lo que podría explicarse por reacciones entre los

radicales generados por el ultrasonido y el compuesto bioactivo (Soria y Villamiel, 2010).

Por lo tanto, en base a la literatura revisada y según los resultados obtenidos en los ensayos

preliminares, se fijaron los niveles para los factores de la extracción por ultrasonido, es decir,

concentración de etanol entre 50 a 90 % y tiempo de extracción entre 15 a 45 minutos. La relación

sólido: líquido y la temperatura de extracción se mantuvieron constantes a 1:30 (p/v) y 25±3°C,

respectivamente.

6.3. OPTIMIZACIÓN DE LA EXTRACCIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS

6.3.1. AJUSTE DE LOS MODELOS DE SUPERFICIE DE RESPUESTA

Se usó la MSR para realizar la optimización de la extracción de compuestos fenólicos de la semilla

102

de ungurahui. Se utilizó uno de los diseños más importantes de esta metodología, el Diseño Central

Compuesto Ortogonal (DCCO), con el que se pudo determinar el efecto de la concentración de

etanol y tiempo de extracción sobre las variables de respuesta: rendimiento de extracción (RE),

contenido fenólico total (CFT) y capacidad antioxidante por CAT y DPPH. La Tabla 13 muestra los

resultados experimentales aplicando el DCCO.

Tabla 13. Rendimiento de la extracción, contenido fenólico total y capacidad antioxidante de los

extractos de semilla de ungurahui (EU) aplicando el DCCO

EtOH (%)

Tiempo (min)

RE (%)

CFT (mg EAG/g)

CAT (mg EAA/g)

DPPH (% Inhibición)

48.4382 30 24.82±0.05 AB 433.22±25.17 AB 1807.21±135.54 AB 74.23±1.10 AB

50 15 24.45±0.41 ABC 456.25±1.53 A 1947.83±101.69 A 76.35±2.83 A

50 45 25.17±0.45 A 412.88±8.36 BC 1692.75±129.73 BC 72.25±0.07 BC

70 13.8287 23.76±0.21 CD 446.82±5.36 A 1847.09±126.14 AB 74.85±1.27 AB

70 30 23.98±0.55 CD 415.92±0.84 BC 1737.76±36.99 BC 74.18±0.25 AB

70 30 24.17±0.44 BC 414.35±0.00 BC 1737.65±57.90 BC 72.43±1.11 BC

70 46.1713 24.22±0.48 BC 407.85±2.19 C 1457.94±90.25 DE 73.19±0.48 BC

90 15 22.78±0.21 E 410.12±15.29 C 1594.20±99.56 CD 71.64±2.17 C

90 45 23.31±0.53 DE 405.71±2.08 C 1401.64±48.67 E 65.77±1.21 D

91.5618 30 22.63±0.69 E 393.94±2.08 C 1378.26±92.23 E 65.13±0.34 D

Los valores están expresados como media ± desviación estándar. Las medias que no comparten una misma letra dentro de cada columna son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p < 0.05). Los valores son expresados en base seca. EtOH: etanol, RE: rendimiento de extracción, CFT: contenido fenólico total, CAT: capacidad antioxidante total, DPPH: 2,2-difenil-1-picril-hidrazilo. mg EAG/g: mg equivalente de ácido gálico por g de EU, mg EAA/g: mg equivalente de ácido ascórbico por g de EU.


103

En la Tabla 14, se muestran los resultados del análisis de regresión múltiple de los modelos

polinomiales obtenidos para las cuatro variables de respuesta bajo diferentes condiciones de

concentración de etanol (X1) y tiempo de extracción (X2), siendo evaluados términos lineales (X1,

X2), de interacción (X1*X2) y cuadráticos (X12, X2

2 ). Se eligió un modelo lineal para el rendimiento

(Y1) y CAT (Y3), mientras que, se eligió un modelo cuadrático para el CFT (Y2) y DPPH (Y4). La

elección de cada modelo polinomial fue el resultado de analizar el coeficiente de determinación,

falta de ajuste, coeficiente de varianza y precisión adecuada del análisis de regresión de todos los

modelos polinomiales inicialmente ofrecidos por el software para cada variable de respuesta.

Tabla 14. Análisis de regresión múltiple de los modelos polinomiales de las variables de respuesta

Y 1 Y 2 Y 3 Y 4

Fuente Coeficiente Estimado

valor-p Coeficiente Estimado



valor-p

Intercepto 23.93 - 416.02 - 1660.23 - 73.10 -

Lineal

X1 - EtOH -0.93 < 0.0001 -15.12 0.0016 -175.06 0.0003 -3.32 0.0054

X2 - tiempo 0.28 0.0046 -14.20 0.0020 -137.11 0.0013 -1.86 0.0372

Interacción

X1*X2 - - 9.74 0.0173 - - -0.44 0.5921

Cuadrático

X12 - - -3.00 0.3780 - - -2.74 0.0417

X22 - - 8.83 0.0434 - - 1.00 0.3423

Modelo - < 0.0001 - 0.0035 - 0.0002 - 0.0224

LOF - 0.5292 - 0.1417 - 0.0008 - 0.5030

R 2 0.9674 0.9712 0.9092 0.9256

R 2 ajust. 0.9581 0.9351 0.8833 0.8327

CV (%) 0.71 1.19 4.02 2.11

PA 26.025 16.777 17.067 8.929

X1: concentración de etanol; X2: tiempo de extracción; Y 1: rendimiento (%); Y 2: CFT (mg EAG/g); Y 3: CAT (mg EAA/g); Y 4: DPPH (%). LOF: falta de ajuste; CV: coeficiente de variación; PA: precisión adecuada.


104

El coeficiente de determinación (R2), que mide el grado de fiabilidad del ajuste del modelo a un

grupo de datos (Martínez, 2005), debe ser al menos 0.8 (Joglekar y May, 1987 citado en Saikia,

Mahnot y Mahanta, 2015; Binti, 2012). En este caso, se obtuvieron valores de R2 iguales a 0.9674,

0.9712, 0.9092 y 0.9250 para los modelos Y1, Y2, Y3 y Y4, respectivamente. Cuando R2 es mayor

que 0.9 y cercano a 1 indica una correlación satisfactoria entre los valores pronosticados (estimados)

y experimentales (observados) (Haaland, 1989 citado en Ramanjaneyulu y Rajasekhar, 2016), como

ocurre en el presente estudio, donde los valores pronosticados y experimentales se encuentran

distribuidos homogéneamente y muy cerca uno del otro, alrededor de la línea de ajuste (Figura 25).

Figura 25. Correlación entre los valores estimados y observados de las variables de respuesta: A) Rendimiento (%); B) CFT (mg EAG/g); C) CAT (mg EAA/g); D) DPPH (%)


Valor observado

Valo

r estim

ado

22.5

23.0

23.5

24.0

24.5

25.0

25.5

22.5 23.0 23.5 24.0 24.5 25.0 25.5

Valor observado

Valo

r estim

ado

380

400

420

440

460

480

380 400 420 440 460 480

Valor observado

Valo

r estim

ado

1300

1400

1500

1600

1700

1800

1900

2000

1300 1400 1500 1600 1700 1800 1900 2000

Valor observado

Valo

r estim

ado

64

66

68

70

72

74

76

78

64 66 68 70 72 74 76 78

456.246

393.939

25.172

22.6323

TOAC:

1947.83

1378.26

DPPH:

76.3514

65.1276

A B

C D

105

La falta de ajuste (LOF por sus siglas en inglés, lack of fit) permitió determinar si los modelos se

ajustaban a los datos experimentales con exactitud. Un valor de p > 0.05 permite deducir que un

modelo posee un buen ajuste de datos y que es capaz de predecir la respuesta (Moreno, 2013). La

falta de ajuste correspondiente a los modelos de Y1, Y2 y Y4 fue no significativa (p > 0.05); sin

embargo, el modelo de Y3 mostró una notoria falta de ajuste (p < 0.05) que produjo varios residuos

inusualmente grandes.

La precisión adecuada (P.A) mide la relación señal-ruido y siempre se espera que su valor sea mayor

que 4 para poder predecir las respuestas dentro de un determinado diseño. En este caso, se obtuvieron

valores de 26.168, 16.781, 17.067 y 8.924 para los modelos de Y1, Y2, Y3 y Y4, respectivamente,

que indican una adecuada señal.

El coeficiente de variación (C.V %) mide la dispersión de los datos con relación a la media. En este

caso, se obtuvieron C.V. bastante bajos. Los valores de C.V menores al 5% indican homogeneidad

(Rustom, 2012), precisión y fiabilidad de los experimentos (Ramanjaneyulu y Rajasekhar, 2016).

6.3.2. ANÁLISIS DE LOS MODELOS DE SUPERFICIE DE RESPUESTA

Mediante el análisis de regresión múltiple realizado a los datos experimentales, los factores de

concentración de etanol (X1) y tiempo de extracción (X2) fueron relacionados con las variables de

respuesta a través de ecuaciones predictivas de primer orden para el rendimiento (Y1) y CAT (Y3),

y de segundo orden para CFT (Y2) y DPPH (Y4).

6.3.2.1. Rendimiento de extracción

Experimentalmente, el rendimiento máximo de extracción (25.17 %) se logró con 50 % de etanol y

45 minutos de sonicación (Tabla 13), valores superiores a lo expuesto por Rezaire et al. (2014),

quienes obtuvieron 10.5% de rendimiento de extracción a partir de la pulpa de ungurahui, utilizando

una mezcla de acetona/agua 70:30 % (v/v) como solvente. Se cree que la mayor presencia de agua

reduce la viscosidad de la mezcla, por lo que se mejora la transferencia de masa (Hemwimol et al.,

2006).

La Tabla 14 muestra los coeficientes de regresión estimados para el rendimiento. Los términos

lineales afectaron significativamente (p<0.05). El tiempo de extracción tuvo un efecto positivo sobre

la respuesta, a diferencia de la concentración de etanol, que presentó un efecto negativo. Los

coeficientes de regresión del modelo fueron utilizados para formar la siguiente ecuación:

106

Y1 = + 23.93 - 0.93*X1 + 0.28*X2 (Ec. 21)

A partir de la ecuación, se construyó la gráfica de superficie 3D que muestra el efecto de los factores

sobre el rendimiento de extracción (Figura 26). Se observa un mayor rendimiento cuando el solvente

presenta 48.44% de etanol. Según lo reportado por Cacace y Mazza (2003), el rendimiento de la

extracción está primordialmente afectado por la polaridad del tipo de solvente utilizado. El agua en

el solvente genera hinchazón del material vegetal, lo que aumenta el contacto entre soluto-solvente

y la transferencia de masa (Li, Pordesimo y Weiss, 2004). Por lo tanto, se infiere que el rendimiento

es dependiente de la relación que guarda el solvente con el soluto en función de sus polaridades,

habiendo una mayor afinidad entre ellos al utilizar menor cantidad de etanol.

La relación positiva del tiempo con el rendimiento de extracción alcanzó su máximo valor con 46.17

minutos (Figura 26). Este comportamiento concuerda con lo reportado por otros autores (González-

Montelongo et al., 2010; Yang y Zhang, 2008; Zou, Wang, Gan y Ling, 2011) que obtuvieron

rendimientos máximos de extracción cuando sonicaron por tiempos prolongados. Las ondas

acústicas del ultrasonido inducen la cavitación (colapso de burbujas en la solución), y con ello,

ruptura de la pared celular del soluto y transferencia de masa hacia el solvente mientras la solución

se mantiene en sonicación (Annegowda, Bhat, Min-Tze, Karim y Mansor, 2011). Por ello, se

concluye que se obtiene mayor liberación de compuestos con el pasar del tiempo.

Robles-García et al. (2016) señalaron que la comparación del rendimiento de una planta con otra se

torna difícil dado que los rendimientos de las plantas dependen no solo de las condiciones de

extracción, sino también de su composición, lugar de desarrollo y parte de la planta en estudio. No

obstante, existen plantas que han presentado rendimientos máximos similares al ungurahui con el

común denominador que también fueron semillas sometidas a una optimización de EAU con

solventes mixtos; por ejemplo, Vitis vinifera L. (29.44%), Trigonella foenum-graecum L. (27.62%)

(Al-Juhaimi, Adiamo, Ghafoor y Babiker, 2015) y Persea americana Mill (22.56%) (Arlene, Prima,

Utama y Anggraini, 2015).

107


extracción (X2, min) sobre el rendimiento de extracción


6.3.2.2. Contenido fenólico total

Experimentalmente, el CFT máximo (456.25 mg EAG/g) se obtuvo con 50% de etanol y 15 minutos

de extracción (Tabla 13) y fue relativamente alto en comparación con otros estudios bajo

condiciones similares de extracción, en los que se obtuvieron 153.06 mg EAG/g en semilla de Vitis

vinifera (Andjelković et al., 2014) y 142.0 mg EAG/g en el fruto de Averrhoa carambola

(Annegowda et al., 2011).

La Tabla 14 muestra los coeficientes de regresión estimados para el CFT. Los términos lineales

tuvieron un efecto negativo significativo (p<0.05) sobre el CFT, mientras que, el término de

interacción lineal presentó un efecto positivo significativo (p<0.05). Con relación a los términos

cuadráticos, solo el tiempo de extracción tuvo un efecto positivo (p<0.05). Los coeficientes de

regresión del modelo fueron utilizados para formar la siguiente ecuación:

Y2 = + 416.02 - 15.12*X1 - 14.20*X2 + 9.74*X1*X2 - 3.00*X12 + 8.83*X2

2 (Ec. 22)

El efecto de los factores sobre el CFT se muestra en la Figura 27. Inicialmente, el CFT alcanza su

valor máximo con 48.44% de etanol y después disminuye progresivamente con el aumento de la

108

concentración. Un principio general en la extracción con solventes es "lo semejante disuelve lo

semejante", es decir, los solventes solo extraen aquellos fitoquímicos que tienen polaridad similar a

ellos (Zhang et al., 2007). Por lo tanto, la relación negativa entre la concentración de etanol y el CFT

ocurre por el descenso de la polaridad del solvente conforme se le adiciona mayor cantidad de etanol.

El CFT alcanzó su valor máximo con 13.83 minutos y luego disminuyó con el incremento del

tiempo. Según Tao, Wu, Zhang y Sun (2014), dentro de los primeros 10 minutos de EAU se lleva a

cabo la mayor disolución de los componentes de la superficie de la matriz y es en este periodo que

se puede lograr extraer hasta más del 90% de compuestos fenólicos, lo que indica una tasa de

extracción considerablemente rápida. Por lo tanto, se deduce que la mayoría de los compuestos

fenólicos del extracto se ubicaban en la zona superficial y en otros lugares de fácil acceso de la

matriz, lo que les permitió disolverse en el solvente rápidamente. Sin embargo, mayores tiempos de

sonicación fueron perjudiciales para el CFT. Se cree que una extracción dilatada causa deterioro por

oxidación de compuestos fenólicos al estar expuestos a la luz y el oxígeno (Chew et al., 2011; Kumar

y Sharma, 2016) y también puede originar que los polifenoles se polimericen dando lugar a nuevos

compuestos (Gimeno, 2015).

La disminución del CFT, conforme aumenta el tiempo de extracción, generó su valor más bajo en

torno a los 30 minutos (en la zona azul de la Figura 27), que corresponde a una extracción con una

concentración de etanol bastante alta, sin embargo, a medida que el tiempo continúa aumentando,

el CFT no aumenta de forma significativa (p>0.05). Este comportamiento puede ser explicado a

causa de la liberación de impurezas del material vegetal hacia el solvente durante la extracción

ultrasónica prolongada que pueden afectar la permeabilidad del solvente de extracción (Dong, Liu,

Liang y Wang, 2010).

109


extracción (X2, min) sobre el contenido fenólico total


6.3.2.3. Método de la capacidad antioxidante total (CAT) o del fosfomolibdeno

Experimentalmente, el valor máximo de CAT (1947.83 mg EAA/g) se obtuvo con 50 % de etanol y

15 minutos de extracción (Tabla 13), que fue equivalente a 240% de actividad antioxidante relativa

(AAR) con respecto al ácido ascórbico, es decir, el extracto de semilla de ungurahui a esas

condiciones de extracción, posee una capacidad antioxidante 2.4 veces superior al ácido ascórbico

(Anexo XII). Su capacidad antioxidante es mayor en comparación con otros estudios de diferentes

extractos vegetales, como el el fruto y hoja de Pittosporum pentandrum que poseían 21.97 y 11.10 mg

EAA/g, respectivamente (Montes De Oca, 2014); Colocasia esculenta, 68.54 mg EAA/100 g

(Kumar y Sharma, 2016); Mucuna pruriens, 361 mg EAA/g (Ganem, 2007); Dorstenia multiformis;

21.21% AAR (Balestrin, Gaspari, Gomes, Dall’Stella y Dallarmi, 2008); y Dicksonia sellowiana,

28.80 % AAR (Oliveira et al., 2016).

La Tabla 14 muestra los coeficientes de regresión estimados para la CAT. Los términos lineales de

concentración de etanol y tiempo de extracción tuvieron un efecto negativo significativo (p<0.05).

Los coeficientes de regresión del modelo fueron utilizados para formar la siguiente ecuación:

110

Y3 = + 1660.23 - 175.06*X1 - 137.11*X2 (Ec. 23)

La Figura 28 muestra los efectos de los factores sobre la CAT. Se observa el mayor valor de CAT

cuando el solvente presenta 48.44% de etanol. El método del fosfomolibdeno permite evaluar

compuestos tanto lipofílicos como hidrofílicos (Bezerra, 2014); entre ellos, los compuestos

hidrofílicos son los protagonistas de la capacidad antioxidante total en varias frutas estudiadas por

Cano y Arnao (2004). Por lo tanto, la capacidad antioxidante de los extractos tiene como principales

responsables a los compuestos hidrofílicos.

A medida que el tiempo de extracción aumentaba por encima de 13.83 minutos, se producía una

disminución de la CAT. Annegowda et al. (2011) manifiestan que una disminución de la capacidad

antioxidante en procesos extensos de sonicación, puede deberse a la generación de radicales libres

altamente reactivos como el hidroxilo y el peroxilo, que pueden inducir reacciones oxidativas

drásticas en el medio líquido, reaccionar con los compuestos antioxidantes presentes en el extracto

y degradarlos antes de que sean cuantificados por el ensayo.


extracción (X2, min) sobre la capacidad antioxidante medida por el método CAT


111

6.3.2.4. Método del DPPH

Experimentalmente, el mayor porcentaje de inhibición del radical DPPH (76.35 %) se obtuvo

utilizando 50 % de etanol y 15 minutos de extracción (Tabla 13). Los resultados del análisis de

regresión (Tabla 14) mostraron que los términos lineales de concentración de etanol y tiempo de

extracción afectaron significativamente (p<0.05) la actividad antioxidante por DPPH, mientras que,

de los términos cuadráticos, solo la concentración de etanol influyó significativamente (p<0.05).

Los coeficientes de regresión del modelo fueron utilizados para formar la siguiente ecuación:

Y4 = + 73.10 - 3.32*X1 - 1.86*X2 - 0.44*X1*X2 - 2.74*X12 + 1.00*X2

2 (Ec. 24)

La Figura 29 muestra el efecto de los factores sobre la capacidad antioxidante por DPPH. Se observa

que, un aumento inicial de la concentración de etanol hasta aproximadamente 60% generó un

incremento ligero en la actividad de barrido; sin embargo, a medida que la proporción de etanol

sigue aumentando, se produce una disminución de la respuesta evidenciándose el efecto cuadrático

negativo del etanol. Este fenómeno es similar a lo reportado por Kumar y Sharma (2016), en cuyo

estudio se alcanzó la máxima actividad de barrido con 60 % de metanol, la cual empezó a disminuir

conforme aumentaba la concentración. Gimeno (2015) y Chew et al. (2011) también reportaron

influencia cuadrática del etanol sobre la capacidad antioxidante por DPPH. Mercado-Mercado, De

la Rosa, Wall-Medrano, López y Álvarez-Parrilla (2013) señalan que, a diferencia de otros métodos

que miden la capacidad antioxidante, el DPPH es selectivo para medir la capacidad antioxidante de

compuestos poco polares. Por encima de un cierto límite de contenido de agua en el solvente, la

capacidad antioxidante decrece, ya que una parte del DPPH puede llegar a coagular y no ser

fácilmente accesible para la reacción con antioxidantes (Karadag et al., 2009). Esto indica que el

DPPH posee mayor afinidad con solventes que contengan agua en proporciones relativamente bajas,

favoreciendo incluso la extracción de compuestos antioxidantes lipofílicos. Sin embargo, ocurrió

una disminución de la capacidad antioxidante al utilizar concentraciones de etanol superiores al

60%. Chew et al. (2011) indicaron que concentraciones muy altas de etanol perjudican la extracción

de compuestos fenólicos de bajo peso molecular con poder antioxidante.

El tiempo de extracción tuvo el mismo efecto negativo que en el método de fosfomolibdeno, es

decir, tiempos de extracción superiores a 13.83 minutos, ocasionaron disminución del porcentaje de

inhibición. Por lo tanto, como se explicó anteriormente, una extracción ultrasónica prolongada puede

ocasionar una oxidación de los compuestos fenólicos, disminuyendo su capacidad antioxidante.

112


extracción (X2, min) sobre la capacidad antioxidante medida por el método DPPH

Fuente: Elaboración propia.

6.3.3. CORRELACIÓN ENTRE CFT Y CAPACIDAD ANTIOXIDANTE

Se realizó un análisis de correlación entre el contenido fenólico total (CFT) y la capacidad

antioxidante por DPPH y CAT para averiguar el grado de asociación entre estas respuestas. En la

Figura 30, se observa una alta correlación directa entre el CFT y la capacidad antioxidante por CAT

(r=0.89) y DPPH (r=0.78), es decir, existe una gran influencia positiva de los compuestos fenólicos

en la propiedad antioxidante de los extractos. Otros autores también observaron alta correlación

entre la capacidad antioxidante y el CFT en diferentes materiales vegetales. Se obtuvieron

correlaciones de r=0.89 en el extracto alcohólico de arándanos (Spagolla, Santos, Passos y Aguiar,

2009), r=0.92 en el extracto de hojas y frutos del género Rubus (Baltazar, 2012) entre el CAT y

CFT, y correlaciones de r=0.89 en el extracto etanólico de guayaba (Olaya y Restrepo, 2012), r=0.86

en extracto etanólico de Orthosiphon aristatus (Chew et al., 2011) entre el DPPH y CFT. Esto

corrobora que el interés en la extracción de compuestos fenólicos radica en su potencial antioxidante

(Dai y Mumper, 2010), ya que, mayor valor de capacidad antioxidante significa que los compuestos

fenólicos tienen una mayor capacidad para estabilizar radicales libres (Jacobo-Velázquez y

Cisneros-Zevallos, 2009).

113

Figura 30. Correlación entre el CFT y la capacidad antioxidante de los EU


6.3.4. OPTIMIZACIÓN Y VALIDACIÓN DEL MODELO

Luego de obtener los resultados numéricos y gráficos de los modelos de Superficie de Respuesta, se

optimizaron las condiciones de extracción colocando los factores en el rango estudiado y

maximizando los resultados de las cuatro variables de respuesta, todas con un mismo nivel de

importancia (+++). Por ende, el resultado de la optimización multirespuesta señala las condiciones

óptimas de extracción en función de la concentración de etanol y tiempo de extracción (Tabla 15).

Tabla 15. Valores optimizados de los factores de extracción

Factores Valores codificados Valores sin codificar

Concentración de etanol (%) -1.07809 48.4382

Tiempo de extracción (min) -1.07809 13.8287


114

La deseabilidad global del modelo optimizado fue 0.94 (Figura 31). Al ser un valor entre 0.8 y 1

dentro de la escala de deseabilidad, puede ser considerado como “muy bueno”, tal como lo indica

Lazic (2004 citado en Bacio, 2007). Como se observó anteriormente (Figura 26 - 29), las diferentes

respuestas requieren de diferentes condiciones óptimas de extracción para ser maximizadas y esto

podría conllevar a que, al usar ciertas condiciones de extracción para maximizar una de las

respuestas, las otras se reduzcan. Por este motivo, se utilizó un proceso de optimización

multirespuesta que busca maximizar todas las respuestas y que todas ellas satisfagan de manera

simultánea una sola deseabilidad global. Puesto que el software reveló que las condiciones óptimas

de extracción ocurren al utilizar la mínima concentración de etanol (48.44%) y el mínimo tiempo de

extracción (13.83 minutos), tanto el CFT como CAT tuvieron una deseabilidad igual a 1 porque sus

valores máximos también se obtienen a esas mínimas condiciones de extracción. No obstante, los

valores de deseabilidad de DPPH y rendimiento de extracción fueron 0.98 y 0.79, respectivamente;

en el caso del DPPH se debe a que su valor máximo se logra con una concentración de etanol mayor

al optimizado (59.51%) y en el caso del rendimiento de extracción, su valor máximo se logra con

un tiempo de extracción mayor al optimizado (46.17 minutos).

Figura 31. Deseabilidad de las condiciones óptimas de la extracción


Las condiciones óptimas de extracción fueron utilizadas por el software Design Expert para

pronosticar los valores óptimos de las variables de respuesta. El objetivo de realizar la validación es

115

demostrar la capacidad que tiene la MSR para predecir las respuestas generadas por el software

(Ong, Soh, Shahzad y Syarhabil, 2016). Para llevar a cabo la validación del modelo optimizado, se

realizó la corroboración de forma experimental y por triplicado de los valores pronosticados

(estimados). Los valores experimentales (observados) obtenidos para cada respuesta, con excepción

de la capacidad antioxidante por CAT, se encontraron dentro del intervalo de confianza (I.C) de

95% y presentaron pequeños porcentajes de error (< 5%) (Tabla 16), lo que indica que son valores

promedios aceptables y demuestran que la MSR es una herramienta confiable para realizar la

optimización del proceso de extracción de compuestos fenólicos. Por otro lado, el valor experimental

de CAT fue relativamente bajo en comparación con el valor pronosticado por el software,

presentando un porcentaje de error mayor al 5% y ubicándose, de esta manera, fuera del intervalo

de confianza de 95%. Esto puede deberse a que el valor pronosticado para CAT pudo haber sido

estadísticamente alterado, ya que el modelo anteriormente presentó un lack of fit significativo antes

de la optimización, indicando que el modelo aún precisaba de ajustes; asimismo, la velocidad de

enfriamiento de las muestras antes de realizar las lecturas de CAT por espectrometría también pudo

haber influenciado en este resultado.

Tabla 16. Validación de los modelos de Superficie de Respuesta

Respuestas

Valores

estimados

I.C.*

superior al

95%

I.C.*

inferior al

95%

Valores**

observados

%

Error

RE (%) 24.64 24.36 24.91 24.37±0.25 1.08

CFT (mg EAG/g EUL) 465.73 451.82 479.64 452.76±0.00 2.78

CAT (mg EAA/g EUL) 1996.78 1888.79 2104.77 1856.74±996.21 7.01

DPPH (%) 76.15 71.90 80.40 74.26±0.09 2.48

*I.C. = Intervalo de confianza. **Los valores están expresados como media ± desviación estándar y son expresados en base seca. EUL: extracto de semilla de ungurahui libre, RE: rendimiento de extracción, CFT: contenido fenólico total, CAT: capacidad antioxidante total, DPPH: 2,2-difenil-1-picril-hidrazilo. mg EAG/g EUL: mg equivalente de ácido gálico por g de EUL, mg EAA/g EUL: mg equivalente de ácido ascórbico por g de EUL.


116

6.4. MICROENCAPSULACIÓN

La microencapsulación del extracto óptimo de semilla de ungurahui se realizó mediante secado por

aspersión por ser el método más popular para formar microcápsulas, debido a que es fácil de

industrializar y permite la producción continua de partículas secas de buena calidad (Wu, Zou, Mao,

Huang y Liu, 2014; Akhavan et al., 2016). La maltodextrina de 10-12 equivalentes de dextrosa (ED)

fue seleccionada como material encapsulante debido a que Lopera, Guzmán, Cataño y Gallardo

(2009) señalan que este tipo de maltodextrina es la más efectiva en microencapsulación.

6.4.1. ANÁLISIS DE BARRIDO ESPECTRAL

En el análisis de barrido espectral realizado a las muestras de EUL, EUM y EULM en el UV-vis., se

observa que los picos de máxima absorción ocurren a una longitud de onda de 282 nm (Figura 32),

siendo este valor el primero en ser reportado en la literatura para los extractos de semilla de

ungurahui. Se infiere que existe una concentración de compuestos fenólicos que se manifiestan a

esta longitud de onda, ya que, según Santos-Buelga et al. (2003 citado por Vihakas, 2014), todos los

flavonoides tienen un máximo de absorción de alrededor de 240-290 nm, que se ve afectado

principalmente por la conjugación del anillo A y su patrón de sustitución.

EUL: extracto de semilla de ungurahui libre (100 ppm), EUM: extracto de semilla de ungurahui microencapsulado (400 ppm), EULM: extracto de semilla de ungurahui libre, bajo condiciones de atomización, sin maltodextrina (100 ppm). Los extractos fueron disueltos en una mezcla de etanol: agua (48.44 %).

Figura 32. Barrido espectral de los extractos hidroetanólicos de semilla de ungurahui


117

En el barrido espectral de las muestras, se deduce que la temperatura de entrada del aire (150°C) en

el secado por aspersión no alteró la naturaleza y/o concentración de los compuestos fenólicos

presentes en el EUM (Absprom = 0.7767) al compararlo con el EUL (Absprom = 0.7837); sin embargo,

ocurrió una degradación estadísticamente significativa de los compuestos de interés del EULM

(Absprom = 0.6610) debido a que este no poseía el material encapsulante (maltodextrina) que lo

protegiera. Çam et al. (2013) indican que la temperatura de salida y el tiempo total de secado son

considerados los parámetros más importantes para cualquier análisis relacionado con el secado por

aspersión. Según Chong et al. (2014), el tiempo de secado en el spray dryer es cuestión de unos

pocos segundos (0.3 a 1.7 segundos aproximadamente) debido a la gran superficie total de secado

de las gotitas de líquido expuestas al aire caliente. Ese tiempo fue suficiente para ocasionar la

degradación de los compuestos presentes en el EULM, a diferencia del EUM. Por otro lado, la

temperatura de salida estuvo en torno a 60 °C, valor que se encontró dentro del rango típico de

temperatura de salida (50-80 °C) que Medina-Torres et al. (2013) indican como adecuado para la

microencapulación de compuestos fenólicos que presentan fines alimentarios.

6.4.2. RENDIMIENTO DE LA MICROENCAPSULACIÓN (RM)

Se obtuvo un RM de 84.16%, similar al rendimiento (86.30%) obtenido por Bakowska-Barczak y

Kolodziejczyk (2011) en la atomización del extracto de baya de grosella negra al utilizar el mismo

encapsulante y temperatura de entrada del aire a la cámara de secado que en el presente estudio. Sin

embargo, según Nunes y Mercadante (2007), el RM depende más de la configuración del equipo

que de las características fisicoquímicas del núcleo o encapsulante. Como consecuencia de tener un

rendimiento superior a 50%, tal como manifiesta Bhandari, Datta, Crooks, Howes y Rigby (1997),

ha ocurrido un secado eficiente.

La “masa de las microcápsulas” luego de la encapsulación estuvo conformada por las partículas

recogidas del colector y del ciclón separador; mas las partículas adheridas a la cámara de secado no

fueron consideradas. Una de las ventajas de este proceso de secado, es que los compuestos fenólicos

se exponen a la temperatura de entrada por algunos segundos, por lo que son menos propensos a las

reacciones de oxidación (Martín, Morales, Gallardo y Ruiz, 2009). Por esta razón, no se recogió las

partículas acumuladas en las paredes de la cámara, ya que estuvieron expuestas a una temperatura

alta por un mayor tiempo.

118

6.4.3. EFICIENCIA DE LA MICROENCAPSULACIÓN (EM)

El contenido fenólico total y superficial de las microcápsulas, CFTM y CFSM, fueron 90.79 ± 0.83 y

14.56 ± 0.93 mg EAG/g de peso seco, respectivamente. Çilek (2012) afirma que cuanto menor sea

la cantidad de fenoles en la superficie de las microcápsulas, más eficiente es el proceso de

microencapsulación. Los resultados mostraron que la EM fue relativamente alta, ya que 83.96 ±

0.92% de los compuestos fenólicos resultaron encapsulados.

6.4.4. CARACTERIZACIÓN ORGANOLÉPTICA DE LOS EXTRACTOS

Los resultados de la caracterización organoléptica de los extractos (EUL y EUM) son mostrados en

la Tabla 17. Las partículas del EUL exhibieron un aspecto de tiras cristalinas y brillantes; de color

rojo oscuro que, debido a su intensidad, puede influenciar en la aceptación visual del producto

alimentario al que sea añadido; el olor era mentolado-leñoso, con predominancia del segundo

atributo y con tendencia a un aroma ligeramente maderero; el sentido del gusto caracteriza al

extracto como insípido y que produce un poco de astringencia, pero con ausencia de amargor. A

diferencia del EUL, las microcápsulas del EUM exhibieron un aspecto de polvo fino, opaco y con

tendencia al apelmazamiento; de color rosa pastel debido a la influencia de la maltodextrina durante

el proceso de microencapsulación; olor floral- dulce, que enmascaró el olor original del extracto; y

un sabor ligeramente dulce, siendo una característica propia del encapsulante añadido. Es decir, cada

extracto reflejó las características intrínsecas de sus componentes.

Tabla 17. Caracterización organoléptica de los extractos

Aspecto Color Olor * Sabor

EUL Cristales amorfos y

brillantes Rojo oscuro o

vino mentolado -

leñoso Insípido y astringente

EUM Partículas circulares

apelmazadas Rosa pastel floral - dulce

Ligeramente dulce

(*) Términos acuñados según Castro, Ramanathan y Chennubhotla, 2013.


6.4.5. ANÁLISIS DE MORFOLOGÍA Y TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS

Las partículas del EUL presentaron una morfología superficial irregular, tosca y de diferentes

tamaños producto de las fuerzas de impacto del pilón sobre los cristales del extracto seco cuando

119

fueron molidos en un mortero para su posterior almacenamiento (Figura 33.a). A diferencia de las

partículas del EUL, las partículas del EUM con maltodextrina (ED = 10-12) presentaron tendencia

para la aglomeración y redondez, además de ser más pequeñas al ser observadas por el microscopio

electrónico de barrido a una ampliación de 500x, es decir, se obtuvo una reducción en el tamaño de

las partículas del EUL luego de haber sido encapsulado (Figura 33. a y b).

Se observó que algunas microcápsulas fueron esféricas y superficialmente lisas, mientras que la

mayoría presentó una estructura menos redonda por causa de abolladuras en su superficie (Figura

33.c). Adicionalmente, se observó pequeñas partículas que ocupaban espacios vacíos dejados por

las abolladuras de las partículas más grandes (Figura 33.d). Autores como Cai y Corke (2000), Díaz,

Santos, Filardo, Villagómez y Scheinvar (2006) y Olaya, Castaño y Garzón (2009) también

obtuvieron microcápsulas que exhibían tanto superficies lisas como abolladas en sus estudios de

encapsulación por atomización usando maltodextrina como agente encapsulante en extracto de

Amaranthus, fruto de Opuntia lasiacantha, y fruto de Rubus glaucus y Solanum betaceum,

respectivamente. Rosenberg et al. (1985) indican que, la pérdida de humedad de las partículas

durante el proceso de secado por aspersión puede causar deshidratación de estas haciendo que se

contraigan y formen abolladuras en sus superficies; por su parte, Ré (1998) manifiesta que las

abolladuras pueden ser más notorias cuanto más lento se forme la película superficial en las

pequeñas gotas atomizadas. Este tipo de superficie dentada también es atribuido al uso de

polisacáridos como agentes encapsulantes en el proceso de atomización (Peres et al., 2011) debido

a que originan partículas menos esféricas y tersas (Pedroza-Islas, 2002).

Las microcápsulas variaron en tamaño y forma. Presentaron una distribución homogénea de tamaños

(Figura 34), cuyo promedio fue 5.05 ± 2.62 µm. Las microcápsulas obtenidas por spray drying

típicamente tienen un tamaño de partícula muy pequeño, generalmente menos de 10 m (Shahidi y

Han, 1993). Según De Souza et al. (2017), el tamaño de las partículas encapsuladas es un aspecto

fundamental desde la perspectiva de usarlas como ingredientes alimentarios, ya que partículas muy

grandes pueden ser indeseables al causar una sensación desagradable en la boca. Asimismo,

Teixeira, Andrade, Farina y Rocha-Leão (2004) indican que una distribución homogénea de

diámetros puede dar una distribución homogénea de sabor al ser añadido a alimentos.

Un aspecto importante en este estudio es que no se evidenció la presencia de fracturas, grietas o

fisuras en la superficie de las microcápsulas, lo que permite preservar la capacidad antioxidante del

EUM y garantiza la baja permeabilidad a los gases.

120

a) b)

c) d)

Figura 33. Morfología de los extractos a diferentes ampliaciones. a) EUL a 500x, b) EUM a 500x, c) EUM a 5000x e) EUM a 10000x


Figura 34. Curva de distribución del tamaño de partícula


121

6.4.6. ANÁLISIS FENÓLICO Y ANTIOXIDANTE DE LAS MICROCÁPSULAS

En la tabla 18, se muestra los valores promedios del CFT y la capacidad antioxidante por el método

DPPH para el EUM, sometido a secado por aspersión a 150°C con una relación 1:3 de extracto:

maltodextrina, y su comparación con el CFT y DPPH ya obtenidos anteriormente para el EUL. Se

observa que el CFT para EUM (110.08 mg EAG/g EUM) es aproximadamente la cuarta parte del

valor obtenido para EUL (452.76 mg EAG/g EUL), lo cual puede atribuirse a la adición de la

maltodextrina en la muestra que provoca una dilución del extracto, es decir, 1 g de polvo

encapsulado contiene aproximadamente 0.25 g de extracto libre (núcleo) y 0.75 g de maltodextrina

(material encapsulante). Otros autores han reportado resultados similares de la aparente disminución

del CFT por la adición de la maltodextrina que causó el efecto de dilución; por ejemplo, los

materiales encapsulantes diluyeron el CFT en la encapsulación de extractos etanólicos de residuos

de vino (Pérez-Serradilla y Luque de Castro, 2011), el CFT de los extractos microencapsulados de

semillas secas y sin fermentar de copoazú en una relación 1:1 con maltodextrina se redujo un 60%

comparado con el extracto original (Herrera, 2013).

Para facilitar la comparación del CFT antes y después de la encapsulación, se expresó ambas

muestras bajo la misma cantidad del EUL. El CFT se redujo 2.75% después de la encapsulación, lo

cual demuestra que la temperatura del aire que entró a la cámara de secado tuvo una leve influencia

sobre la recuperación de los compuestos fenólicos. A pesar de la termosensibilidad de algunos

compuestos fenólicos a la alta temperatura usada en el secado por aspersión, el tiempo de exposición

es demasiado corto, lo que genera degradaciones en proporciones muy bajas (Herrera, 2013). En el

presente estudio se obtuvo un buen porcentaje de retención de compuestos fenólicos (97.25%), en

comparación con los hallazgos de Kuck y Noreña (2016), quienes encontraron un porcentaje de

retención del 95.3% de CFT tras la microencapsulación del extracto acuoso de cáscara de uva con

goma arábiga mediante secado por aspersión; asimismo, en el estudio de Robert et al. (2010) se

recuperó más del 90% de CFT tras microencapsular el extracto etanólico de granada con

maltodextrina. Es posible afirmar que el uso de materiales encapsulantes como la maltodextrina,

cumplen efecto protector reduciendo las pérdidas de compuestos bioactivos.

En cuanto a la capacidad antioxidante por el método DPPH, no se observó diferencia

estadísticamente significativa (p < 0.05) entre los resultados obtenidos para el EUL (74.26%) y EUM

(74.59%), lo que indica que los compuestos antioxidantes del extracto de semilla de ungurahui

122

mostraron una tendencia estable tras el proceso de secado por aspersión. Esta variación del DPPH

fue inferior en comparación con el estudio realizado por Krishnaiah et al. (2012) donde reportaron

grandes pérdidas de la capacidad antioxidante luego de la encapsulación de los extractos acéticos de

noni con maltodextrina, pasando de una actividad antioxidante de 76% en el extracto fresco a 28%

en el extracto encapsulado. Papadakis y King (1988), y Sosnik y Seremeta (2015) concuerdan en

que el tiempo real de secado de las microcápsulas dentro del spray dryer es extremadamente corto,

en el rango de milisegundos a unos pocos segundos como máximo, evitando que el núcleo llegue a

tener contacto directo con la temperatura del aire de secado y conservando de esta manera sus

propiedades antioxidantes. Gharsallaoui et al. (2007) y Shahidi y Han (1993) también concuerdan

que, en el secado por aspersión, la rápida evaporación del agua del material de recubrimiento durante

la solidificación de las partículas mantiene la temperatura del núcleo por debajo de los 100 °C, a

pesar de las altas temperaturas utilizadas en el proceso; esto conlleva a que la gota atomizada

permanezca relativamente fría hasta alcanzar el estado de secado.

Tabla 18. Contenido fenólico total y capacidad antioxidante (por DPPH) del EUM y su

comparación con el EUL

Tratamiento CFT DPPH (%)

EUL 452.76 ± 0.00 (*) 113.19 ± 0.00 A (**) 74.26 ± 0.09 A

EUM 110.08 ± 0.00 (***) 110.08 ± 0.00 B (***) 74.59 ± 0.33 A

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n=3). Las medias que no comparten una misma letra dentro de cada columna son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p < 0.05). EUL: extracto de semilla de ungurahui libre (100 ppm), EUM: extracto de semilla de ungurahui microencapsulado (400 ppm), CFT: contenido

fenólico total. (*) mg EAG/g EUL, (**) mg EAG/0.25 g EUL, (***) mg EAG/g EUM.


6.4.7. ESTABILIDAD FENÓLICA DE LOS EXTRACTOS (EUL Y EUM) DURANTE

EL ALMACENAMIENTO

Los extractos estuvieron almacenados a temperatura ambiente (25°C) y en viales translúcidos

durante un periodo total de 180 días. Los resultados de la evaluación de la estabilidad fenólica del

EUL y EUM mediante el método de Folin-Ciocalteu cada 45 días de almacenamiento son mostrados

en la Figura 35. Se observa que las microcápsulas fueron más estables que el extracto en su forma

libre, pero con una leve tendencia a la aglomeración con el paso del tiempo. La variación del CFT

123

del EUM tras 180 días de almacenamiento fue no significativo (p > 0.05); sin embargo, hubo una

pérdida fenólica significativa (p < 0.05) de 24.88% para el EUL, mostrando una mayor degradación

en los últimos 45 días. El comportamiento fenólico de los extractos con el tiempo concuerda con lo

reportado por Aizpurua-Olaizola et al. (2015), quienes encontraron que los polifenoles encapsulados

de los residuos de uva fueron mucho más estables en comparación con los polifenoles libres tras 6

meses de almacenamiento; asimismo, en el estudio de Laine, Kylli, Heinonen y Jouppila (2008)

(2008), los polifenoles microencapsulados de la zarzamora fueron más estables que los que no

fueron encapsulados tras 64 días de almacenamiento a 25 °C.

La degradación fenólica del EUL en almacenamiento se puede deber principalmente a que los

compuestos fenólicos sin encapsular son más susceptibles a la oxidación en comparación con los

que se encuentran dentro de las microcápsulas; ya que, según Laine et al. (2008), puede ocurrir

reacciones de autooxidación e hidrólisis de los compuestos fenólicos del extracto no encapsulado en

almacenamiento que contribuyen con su degradación; siendo una solución a este inconveniente lo

expuesto por Sagis (2015), quien afirma que la microencapsulación ha demostrado retrasar o inhibir

la oxidación, protegiendo al material encapsulado de las condiciones ambientales adversas. Por otro

lado, la humedad adquirida por las partículas del EUM con el paso del tiempo no tuvo efecto

negativo sobre la estabilidad del CFT. El proceso de microencapsulación con maltodextrina trae

consigo la aglomeración de las partículas encapsuladas con el tiempo, sin embargo, esto contribuye

a reducir la exposición de los polvos frente al entorno externo (Ferrari et al., 2011). Por lo tanto, el

proceso de microencapsulación con maltodextrina mejoró la estabilidad de los compuestos fenólicos

durante el periodo de almacenamiento.

124

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n=3). Las medias que no comparten una misma letra son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p < 0.05).

Figura 35. Evaluación de la estabilidad de compuestos fenólicos en los extractos almacenados


6.5. INCORPORACIÓN DE LOS EXTRACTOS EN LAS GALLETAS

Los extractos de semilla de ungurahui (EUL y EUM) fueron incorporados en la preparación de

galletas dulces tipo vainilla. El peso de cada galleta fue aproximadamente 7 y 6 g, antes y después

del horneado, respectivamente. Para evaluar la factibilidad de los extractos en el desarrollo de

galletas funcionales, es importante considerar el efecto que tienen sobre las características de calidad

del producto original, ya que determina el nivel de aceptabilidad por parte del cliente (Davidov-

Pardo et al., 2012b).

6.5.1. EFECTO SOBRE LAS CARACTERÍSTICAS DE CALIDAD DE LA GALLETA

6.5.1.1. Efecto sobre el contenido fenólico total (CFT)

La Tabla 19 muestra el CFT por paquete (10 unidades) de G-C, G-EUL y G-EUM. Antes del

horneado, no se observó diferencia significativa (p>0.05) entre el CFT de las G-EUL y G-EUM

(113.45 y 77.83 mg EAG/paquete, respectivamente); sin embargo, el CFT inferior para G-EUM

pudo atribuirse a la formación de complejos irreversibles entre los compuestos fenólicos y los

enlaces glucosídicos de la maltodextrina durante la preparación de la masa (Shahidi y Naczk, 2003;

125

Sivam, Sun-Waterhouse, Quek y Perera, 2010). Después del horneado, se observa una concentración

similar de compuestos fenólicos en las G-EUL y G-EUM (70.20 y 70.22 mg EAG/paquete,

respectivamente), concentraciones significativamente mayores que en la G-C (22.50 mg

EAG/paquete) debido a los compuestos fenólicos proporcionados por el extracto de semilla de

ungurahui a las galletas enriquecidas. No obstante, la concentración fenólica en la G-C puede

atribuirse a la presencia del ácido ferúlico, ácido p-cumárico y derivados de la rutina que se

encuentran intrínsecamente en la harina de trigo (Pasrija et al., 2015).

Tabla 19. Contenido fenólico total por paquete de galleta antes y después del horneado

Contenido fenólico total (mg EAG/paquete)

Antes del Horneado Después del Horneado

G-C --- 22.50 ± 1.82 A

G-EUL 113.45 ± 11.51 A a 70.20 ± 4.21 B b

G-EUM 77.83 ± 20.45 A a 70.22 ± 5.65 B a

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n=3). Las medias que no comparten una misma letra mayúscula dentro de cada columna son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p<0.05). Las medias que no comparten una misma letra minúscula dentro de cada fila son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p<0.05). Los valores son expresados en base húmeda. G-C: galleta control, G-EUL: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui libre, G-EUM: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui microencapsulado.


Como consecuencia del proceso de horneado, la G-EUM presentó la mayor retención fenólica. Se

observó una degradación significativa (38.12%) de los compuestos fenólicos en la G-EUL, a

diferencia de una degradación no significativa (9.78%) en la G-EUM. La alta temperatura de

horneado (180°C) pudo haber causado la degradación parcial de los compuestos fenólicos de ambos

extractos (EUL y EUM); sin embargo, los compuestos fenólicos de la G-EUL presentaron mayor

superficie expuesta al calor facilitando su mayor degradación. Asami, Hong, Barrett y Mitchell

(2003) mencionan que las altas temperaturas de horneado se consideran desfavorables debido a la

posibilidad de inducir la condensación oxidativa o la descomposición de compuestos termolábiles

como los fenólicos (Asami et al., 2003); sin embargo, a pesar de las reacciones químicas que ocurren

dentro de los alimentos horneados, Sagis (2015) menciona que la microencapsulación protege al

126

compuesto activo contra el deterioro térmico y la oxidación al reducir su reactividad hacia la matriz,

mejorar su actividad y su biodisponibilidad.

Otros estudios también compararon productos de panadería enriquecidos con bioactivos como, por

ejemplo, Ashok et al. (2012) reportaron una alta retención del ácido tetrahidrofólico que estuvo

encapsulado en galletas horneadas a 180°C, a diferencia de las galletas enriquecidas con el ácido no

encapsulado. Pasrija et al. (2015) también obtuvieron mayor retención fenólica, aunque no

significativo, en el pan horneado que fue enriquecido con extracto de té verde encapsulado, en

comparación con el pan control y el que estuvo enriquecido con extracto de té verde sin encapsular.

Normalmente, se consume de 25 mg a 1 g de compuestos fenólicos por día, dependiendo del tipo de

dieta (Paladino, 2008; Manach et al., 2004; Scalbert and Williamson, 2000). En este caso, el aporte

fenólico de un paquete de galletas enriquecidas contiene aproximadamente 70 mg de fenoles,

expresado como ácido gálico equivalente, con la expectativa de que su capacidad antioxidante ayude

a prevenir enfermedades crónicas y degenerativas.

6.5.1.2. Efecto sobre el color

Los resultados del análisis de color realizado a las muestras de galleta se presentan en la Tabla 20.

Se observa que las G-EUL y G-EUM presentaron valores de luminosidad (L*) y amarillez (b*) más

bajos y valores de enrojecimiento (a*) más altos que la G-C debido a que el color característico del

EUL (rojo vino) influyó significativamente en el producto final. Este mismo comportamiento fue

reportado en el estudio de galletas enriquecidas con extracto de cereza encapsulado realizado por

Petrović et al. (2016) donde el color de las muestras enriquecidas fue significativamente diferente

de la muestra control.

El color característico de los productos de panadería también es atribuido a las reacciones de

caramelización y de Maillard que ocurren en el horno durante la cocción originando así el

pardeamiento en estos productos (Tong et al., 2010). La reacción de caramelización en la G-EUM

no solo tuvo como responsables a los azúcares comestibles presentes en la galleta, sino también a la

maltodextrina, ya que, Rowe, Sheskey y Quinn (2009) afirman que la maltodextrina sometida a altas

temperaturas puede desencadenar reacciones de oscurecimiento debido a su contenido de azúcares;

por ello, el color más oscuro de la G-EUM que el resto de galletas, reflejado en un menor valor de

127

L* y mayor valor de a* (Tabla 20), es el resultado de un mayor contenido de azúcares en su

formulación, concluyendo también que, la maltodextrina no logró enmascarar el color original del

núcleo en la G-EUM.

Tabla 20. Medición del color de las galletas

Galleta

Color

L* a* b*

G-C 77.65 ± 0.57 A -7.54 ± 0.56 A 31.36 ± 1.35 A

G-EUL 73.97 ± 1.08 B -4.57 ± 1.20 B 22.94 ± 0.72 B

G-EUM 66.63 ± 2.15 C 0.53 ± 0.06 C 23.67 ± 0.58 B

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n=3). Las medias que no comparten una misma letra mayúscula dentro de cada columna son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p<0.05). G-C: galleta control, G-EUL: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui libre, G-EUM: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui microencapsulado.


Figura 36. Color de las galletas horneadas. Izq.: G-C, centro: G-EUM, der.: G-EUL


6.5.1.3. Efecto sobre la composición proximal

En la Tabla 21, se muestra los resultados del análisis químico proximal de la G-C, G-EUL y G-

EUM. Se observa que, el porcentaje de humedad de todos los tratamientos se encuentra por debajo

del 12% de humedad que es la cantidad máxima permitida establecida por la NTP 206.001:2016. El

contenido de humedad fue mayor en la G-EUM, probablemente porque la maltodextrina retuvo una

mayor cantidad de agua en el alimento (Neri, 2007). Por otra parte, la adición de polvo encapsulado

provocó un aumento significativo (p<0.05) en el contenido de cenizas en la G-EUM con respecto a

la G-C. Tanto las fuentes naturales (Carbajal y Torres, 2016; Ocampo-Duran, Fernández-Lavado y

Castro-Lima, 2013) como la maltodextrina (Anexo VIII) presentan trazas de minerales en su

128

composición (Carbajal y Torres, 2016; Ocampo-Duran, Fernández-Lavado y Castro-Lima, 2013),

los que sumarían al contenido de cenizas en las galletas enriquecidas.

Hubo una reducción significativa (p<0.05) del contenido proteico debido a la incorporación de los

extractos. La G-C (5.91%) presentó un mayor contenido proteico que las enriquecidas (5.30 y

5.21%) debido a que esta galleta tiene mayor porcentaje de harina de trigo en su formulación, y entre

los componentes de la harina de trigo están las proteínas (10 - 12 %), particularmente las que integran

el gluten representan entre un 80 - 85 % del total de las proteínas del trigo (De la Vega, 2009).

Varastegani, Zzaman y Yang (2015) también reportaron que el contenido proteico de las galletas

disminuía conforme la harina de trigo era reemplazada en mayor porporción por la harina de pulpa

de papaya. El contenido de carbohidratos aumentó significativamente (p<0.05) debido a la adición

del polvo encapsulado a la galleta, ya que, la maltodextrina es un producto de alta pureza que, como

señala Badui (2001, citado en Medina, 2013), está integrada exclusivamente por hidratos de carbono.

El contenido graso fue significativamente menor (p<0.05) para la G-EUM en comparación con las

otras galletas probablemente como resultado de la ligera repulsión que se evidenció entre la

mantequilla y el EUM durante el amasado, provocando pérdida de grasa en el papel manteca antes

del horneado. Esto puede atribuirse a la ausencia de grupos lipofílicos en la estructura de la

maltodextrina (Ré, 1998; Yañez-Fernández et al., 2002), evitando así una mezcla homogénea entre

ambos ingredientes.

Tabla 21. Análisis químico proximal de las galletas

Composición (g/100 g) G-C G-EUL G-EUM

Humedad 3.65 ± 0.01 A 3.60 ± 0.00 A 3.86 ± 0.06 B

Cenizas 0.93 ± 0.04 A 1.01 ± 0.02 AB 1.02 ± 0.00 B

Proteínas 5.91 ± 0.06 A 5.30 ± 0.06 B 5.21 ± 0.19 B

Carbohidratos 68.51 ± 0.09 A 68.26 ± 0.79 A 71.25 ± 0.23 B

Grasas 21.00 ± 0.00 A 21.83 ± 0.71 A 18.67 ± 0.47 B

Energía (Kcal/100 g) 486.71 ± 0.13 A 490.74 ± 3.44 A 473.84 ± 2.60 B

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n=2). Las medias que no comparten una misma letra

mayúscula dentro de cada fila son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p<0.05).


129

6.5.1.4. Efecto sobre los atributos sensoriales

El efecto de los extractos (libre y encapsulado) sobre la calidad sensorial de las galletas se muestra

en la Tabla 22. La adición del EUL afectó negativamente el olor y sabor de la G-EUL, lo cual es

atribuido a la astringencia que puede aparecer en el producto cuando está enriquecido directamente

con compuestos fenólicos (Çam et al., 2013), como los de origen vegetal. Estos inconvenientes de

sabor y olor menguaron en la G-EUM, ya que, la encapsulación enmascaró parcialmente estas

características indeseables del EUL. Según Liu, Ma, Gao y McClements (2016) indican que la

formación de enlaces no covalentes de los polisacáridos, como la maltodextrina, con los polifenoles

reduce las interacciones de estos últimos con las proteínas salivales, reduciendo así su tendencia a

causar astringencia y mejorando el sabor en la masticación. Por otro lado, la adición del EUM

provocó un color más oscuro y la formación de grietas en la superficie de la G-EUM, lo cual no fue

muy agradable para los panelistas, recibiendo puntuaciones bajas en los atributos de color y

apariencia. Sin embargo, ambas galletas enriquecidas, G-EUL y G-EUM, presentaron mayor

aceptabilidad global que la G-C.

Se observa que la G-EUL presentó una aceptabilidad global significativamente mayor que la G-C

(p<0.05) debido principalmente a que obtuvo puntajes más altos en los atributos de color, apariencia

y textura. Asimismo, se observa que la G-EUM presentó una aceptabilidad global mayor que la G-

C con puntajes más altos en los atributos de color, apariencia, sabor, (estadísticamente no

significativos) y textura (estadísticamente significativo). La textura de las galletas enriquecidas fue

mejor a causa de la suma de características aportadas por los ingredientes en sus formulaciones.

Asimismo, Cuervo (2012) menciona que los consumidores posicionan el color y la apariencia por

encima de otros atributos cuando se promocionan nuevos productos.

No se encontraron diferencias significativas (p>0.05) en la aceptabilidad global entre las galletas

enriquecidas (EUL-6.43, EUM-5.77). Debido a que ambas galletas presentaron aceptabilidades

globales aceptables, resultaría conveniente la adición tanto del EUL como del EUM en este producto

de panadería, ya que, además de ser fuentes de compuestos antioxidantes, mejoraron la mayoría de

las características sensoriales del producto original.

130

Tabla 22. Aceptabilidad sensorial de las galletas

Galleta Color Apariencia Sabor Olor Textura Aceptabilidad

global

G-C 4.62 ± 2.07 A 4.24 ± 2.31 A 5.54 ± 2.65 A 6.56 ± 2.33 A 4.76 ± 2.35 A 5.20 ± 2.30 A

G-EUL 7.54 ± 1.72 B 7.52 ± 1.91 B 5.39 ± 2.25 A 5.25 ± 2.66 B 6.12 ± 1.97 B 6.43 ± 1.48 B

G-EUM 4.72 ± 2.02 A 4.99 ± 2.03 A 6.26 ± 1.58 A 5.89 ± 1.60 AB 6.13 ± 1.81 B 5.77 ± 1.87 AB

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n° panelistas=30). Las medias que no comparten una misma letra mayúscula dentro de cada columna son significativamente diferentes según la prueba de Tukey (p<0.05). G-C: galleta control, G-EUL: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui libre, G-EUM: galleta enriquecida con extracto de semilla de ungurahui microencapsulado.


Figura 37. Atributos sensoriales de las galletas


131

VII. CONCLUSIONES

1. El extracto hidroetanólico de semilla de ungurahui presentó pH casi neutro, metabolitos

secundarios con tendencia a la alta y mediana polaridad, y presencia de compuestos fenólicos,

en su mayoría, flavonoides y taninos.

2. Las condiciones óptimas de extracción, 48.44% de etanol y 13.83 minutos, pronosticaron un

valor máximo para cada variable de respuesta de forma simultánea que, tras la validación se

encontraron muy cerca de sus valores experimentales, con excepción del CAT, demostrando la

fiabilidad de la MSR en este proceso de extracción.

3. La capacidad antioxidante de los EU se debe principalmente a los compuestos fenólicos por la

alta correlación directa que existe entre ellos. Asimismo, el extracto con la mayor capacidad

antioxidante (método CAT) puede incluso duplicar la capacidad antioxidante del ácido

ascórbico.

4. Se comprobó el efecto protector de la maltodextrina mediante el barrido espectral ( =282 nm)

que mostró cualitativamente que la temperatura de secado por aspersión no afectó al EUM; y

mediante la conservación del CFT y la capacidad antioxidante.

5. La morfología y tamaño de partículas del EUL fue variable e irregular; en cambio, EUM presentó

partículas con tendencia redonda, tamaño homogéneo y sin rupturas superficiales, preservando

su capacidad antioxidante. En la caracterización organoléptica, cada extracto reflejó las

características propias de sus componentes. La maltodextrina también protegió al EUM durante

los 180 días de almacenamiento dándole estabilidad fenólica, mientras que, el EUL sufrió

gradual pérdida fenólica.

6. La G-EUL, a diferencia de la G-EUM, presentó degradación fenólica significativa luego del

horneado, pero finalmente ambas galletas presentaron cantidades similares de fenoles (≈70 mg

EAG/paquete) y mayor aceptabilidad global que la G-C. La G-EUL mejoró el color y la

apariencia; sin embargo, la textura, sabor y olor de la G-EUM resultaron más atractivos, además

de su menor contenido de grasa luego del horneado

En resumen, el EUL y EUM poseen compuestos fenólicos que pueden considerarse ingredientes

naturales para ser incorporados en la elaboración de galletas, mejorando la capacidad

antioxidante y características sensoriales de este producto alimentario.

132

VIII. RECOMENDACIONES

1. Evaluar otros métodos y/o parámetros de extracción para obtener extractos de semilla de

ungurahui con el mayor contenido fenólico.

2. Realizar un análisis de HPLC-MS al extracto de semilla de ungurahui para la separación,

identificación y cuantificación de los diferentes compuestos fenólicos.

3. Utilizar otros métodos para la determinación de la capacidad antioxidante del extracto de semilla

de ungurahui.Evaluar a qué grado de madurez del fruto de ungurahui se puede extraer mayores

concentraciones de compuestos fenólicos de la semilla.

4. Evaluar la estabilidad fenólica durante el almacenamiento y realizar pruebas microbiológicas a

las galletas enriquecidas para estimar su vida útil.

5. Adicionar el extracto microencapsulado en otras matrices alimentarias de menor costo y/o mayor

consumo, y evaluar el efecto protector del encapsulante sobre la capacidad antioxidante de estos

nuevos productos.

6. Fomentar en las comunidades nativas los beneficios de la semilla de ungurahui para su

producción y consumo en forma de extractos, e impulsar así el desarrollo social y económico de

la zona, así como la incorporación de estilos de vida más saludables entre los ciudadanos.

7. Realizar un estudio a las propiedades físicas y químicas de los residuos de la extracción para su

potencial uso en el proceso de compostaje y producir un abono orgánico de alta calidad.

8. Investigar la absorción, biodisponibilidad y metabolismo de los compuestos fenólicos en el

organismo luego de ser ingeridos, comprobando que la dosis ingerida cumpla con los beneficios

divulgados para la salud.

133

IX. LISTA DE REFERENCIAS

1. Agraria.pe. (2017, 30 enero). Perú ya cuenta con un primer laboratorio para crear

superalimentos funcionales. Recuperado 16 diciembre, 2017, de

http://agraria.pe/noticias/peru-ya-cuenta-con-un-primer-laboratorio-para-crear-13062

2. Aguilera, M., Reza, M., Chew, R., y Meza, J. (2011). Propiedades funcionales de las

antocianinas. Revista de ciencias biológicas y de la salud, 13(2), 16-22.

3. Aizpurua-Olaizola, O., Navarro, P., Vallejo, A., Olivares, M., Etxebarria, N., y Usobiaga, A.

(2016). Microencapsulation and storage stability of polyphenols from Vitis vinifera grape

wastes. Food Chemistry, 190, 614-621.

https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.05.117

4. Ajila, C., Bhat, S., y Prasada Rao, U. (2007). Valuable components of raw and ripe peels

from two Indian mango varieties. Food Chemistry, 102(4), 1006-1011.


5. Akhavan, S., Jafari, S. M., Assadpoor, E., y Dehnad, D. (2016). Microencapsulation

optimization of natural anthocyanins with maltodextrin, gum Arabic and gelatin.

International Journal of Biological Macromolecules, 85, 379-385.

https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2016.01.011

6. Al-Juhaimi, F., Adiamo, O. Q., Ghafoor, K., y Babiker, E. E. (2015). Optimization of

ultrasonic-assisted extraction of phenolic compounds from fenugreek (Trigonella foenum-

graecuml.) seed. CyTA - Journal of Food, 1-6.

https://doi.org/10.1080/19476337.2015.1110202

7. Alam, M. N., Bristi, N. J., y Rafiquzzaman, M. (2012). Review on in vivo and in vitro

methods evaluation of antioxidant activity. Saudi Pharmaceutical Journal, 21(2), 143-152.

https://doi.org/10.1016/j.jsps.2012.05.002

8. Alamed, J., Chaiyasit, W., McClements, D. J., y Decker, E. A. (2009). Relationships between

Free Radical Scavenging and Antioxidant Activity in Foods. Journal of Agricultural and

Food Chemistry, 57(7), 2969-2976. https://doi.org/10.1021/jf803436c

9. Amazonas, L. (2008). Estudo das propriedades físicas, químicas e termofísicas de óleos

regionais e suas misturas (Tesis de maestría). Universidade Federal do Pará, Belém, Brasil.

10. Andjelković, M. Z., Milenkovic-Andjelković, A. S., Radovanović, B. C., & Radovanović,

A. N. (2014). Optimization of Ultrasound-Assisted Extraction of Phenols From Seeds of

http://agraria.pe/noticias/peru-ya-cuenta-con-un-primer-laboratorio-para-crear-13062



https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2016.01.011

https://doi.org/10.1080/19476337.2015.1110202

https://doi.org/10.1016/j.jsps.2012.05.002

https://doi.org/10.1021/jf803436c

134

Grape Pomace. Acta Chim. Slov., 61, 858–865.

11. Andrade, J. M, y Fasolo, D. (2014). Polyphenol Antioxidants from Natural Sources and

Contribution to Health Promotion. In R. Watson, V. Preedy, y S. Zibadi (Eds.), Polyphenols

in Human Health and Disease (Ed. rev., pp. 253-265). https://doi.org/10.1016/B978-0-12-

398456-2.00020-7

12. Annegowda, H. V., Bhat, R., Min-Tze, L., Karim, A. A., y Mansor, S. M. (2011). Influence

of sonication treatments and extraction solvents on the phenolics and antioxidants in star

fruits. Journal of Food Science and Technology, 49(4), 510-514.

https://doi.org/10.1007/s13197-011-0435-8

13. AOAC. (1995). Official Methods of Analysis. 16th Edition, The Association of Official

Analytical Chemists, Washington, D.C., U.S.A.


Analytical Chemists, Gaithersburg, MD, U.S.A.


Analytical Chemists, Washington, D.C., U.S.A.

16. Apak, R., Capanoglu, E., y Shahidi, F. (2018). Measurement of Antioxidant Activity and

Capacity: Recent Trends and Applications. Northumberland, UK: Wile

17. Aparcana, I. M. y Villarreal, L. S. (2014). Evaluación de la capacidad antioxidante de los

extractos etanólicos del fruto de Physalis peruviana “aguaymanto” de diferentes lugares

geográficos del Perú (Tesis de pregrado). Universidad Nacional Mayor de San Marcos,

Lima, Perú.

18. Aparecida, T. (2014). Análise fitoquímica e avaliação do efeito antioxidante do extrato

metanólico das flores de Alternanthera paronichioides. (Tesis de maestría). Universidade

Católica Dom Bosco, Mato Grosso do Sul, Brasil.

19. Apeleo, E. (2016). Antioxidantes naturales en la dieta de cordero para preservar las

características físicas, químicas y sensoriales de su carne enriquecida en ácidos grasos

omega 3. Tesis doctoral, Facultad de Veterinaria, Universidad Complutense de Madrid,

Madrid, España.

20. Aranceta, J., y Serra, Ll. (2003). Guía de alimentos funcionales. Recuperado de

http://www.fesnad.org/resources/files/Publicaciones/guia_alimentos_funcionales.pdf

21. Araujo-Murakami, A. y Zenteno, F.S. (2006). Bosques de los Andes orientales de Bolivia y

sus especies útiles. In M. Moraes, B. Øllgaard, L. P. Kvist, F. Borchsenius, y H. Balslev

https://doi.org/10.1016/B978-0-12-398456-2.00020-7

https://doi.org/10.1016/B978-0-12-398456-2.00020-7

https://doi.org/10.1007/s13197-011-0435-8

http://www.fesnad.org/resources/files/Publicaciones/guia_alimentos_funcionales.pdf

135

(Eds.), Botánica Económica de los Andes Centrales (pp. 146-161).

22. Ardiles, N. E. y Mozo, V. J. (2017). Determinación del tiempo de vida útil del aceite crudo

de pescado usando antioxidantes sintéticos y naturales mediante uso del rancimat. (Tesis de

pregrado), Universidad Nacional del Santa, Ancash, Perú.

23. Arias, A. J. (2016, 8 de abril). Cinética de la reacción de los radicales libres con

antioxidantes naturales, fenoles. Trabajo de aplicación, Escuela de Ingeniería Química,

Universidad Industrial de Santander, Bucaramanga, Colombia.

24. Ariel, R. (2014). Obtención de ingredientes alimenticios con capacidad antioxidante

mejorada por aplicación de distintos procesos a semillas de quinoa (Chenopodium quinoa)

(Tesis doctoral). Universidad de Buenos Aires, Buenos Aires, Argentina.

25. Arlene, A. A., Prima, K. A., Utama, L., y Anggraini, S. A. (2015). The Preliminary Study of

the Dye Extraction from the Avocado Seed Using Ultrasonic Assisted Extraction. Procedia

Chemistry, 16, 334-340. https://doi.org/10.1016/j.proche.2015.12.061

26. Armenteros, M.; Ventanas, S.; Morcuende, D.; Estévez, M. y Ventanas, J. (2012). Empleo

de antioxidantes naturales en productos cárnicos. Extremadura, España: Universidad de

Extremadura, Facultad de Veterinaria.

27. Arnao, M. B. (2000). Some methodological problems in the determination of antioxidant

activity using chromogen radicals: a practical case. Trends in Food Science y Technology,

11(11), 419-421. https://doi.org/10.1016/s0924-2244(01)00027-9

28. Arts, I. C. W., Van de Putte, B., y Hollman, P. C. H. (2000a). Catechin Contents of Foods

Commonly Consumed in The Netherlands. 1. Fruits, Vegetables, Staple Foods, and

Processed Foods. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 1746–1751.

https://doi.org/10.1021/jf000025h

29. Arts, I. C. W., Van de Putte, B., y Hollman, P. C. H. (2000b). Catechin Contents of Foods

Commonly Consumed in The Netherlands. 2. Tea, Wine, Fruit Juices, and Chocolate Milk.

Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 1752–1757.

https://doi.org/10.1021/jf000026

30. Asami, D. K., Hong, Y., Barrett, D. M., y Mitchell, A. E. (2003). Comparison of the Total

Phenolic and Ascorbic Acid Content of Freeze-Dried and Air-Dried Marionberry,

Strawberry, and Corn Grown Using Conventional, Organic, and Sustainable Agricultural

https://doi.org/10.1016/j.proche.2015.12.061

https://doi.org/10.1016/s0924-2244(01)00027-9


https://doi.org/10.1021/jf000026

136

Practices. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51(5), 1237-1241.


31. Ayala-Zavala, J., Vega-Vega, V., Rosas-Domínguez, C., Palafox-Carlos, H., Villa-

Rodriguez, J., Siddiqui, M. W., … González-Aguilar G. A (2011). Agro-industrial potential

of exotic fruit byproducts as a source of food additives. Food Research International, 44(7),

1866–1874. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2011.02.021

32. Ayuso, M. (2015, 27 febrero). Cinco cosas prohibidas en otros países que comemos en

España. El Confidencial, pp. 1–2. Recuperado de https://www.elconfidencial.com/alma-

corazon-vida/2013-05-06/cinco-cosas-prohibidas-en-otros-paises-que-comemos-en-

espana_501942/

33. Bacio, L. V. (2007). Optimización Multi-Objetivo en el Problema de Metodología de

Superficie Multi-Respuesta (Tesis de maestría). Centro de Investigación en Matemáticas, A.

C., Guanajuato, México.

34. Bakowska-Barczak, A. M. y Kolodziejczyk, P. P. (2011). Black currant polyphenols: Their

storage stability and microencapsulation. Industrial Crops and Products, 34(2), 1301-1309.

https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2010.10.002

35. Balasundram, N., Sundram, K., y Samman, S. (2006). Phenolic compounds in plants and

agri-industrial by-products: Antioxidant activity, occurrence, and potential uses. Food

Chemistry, 99(1), 191-203. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2005.07.042

36. Balestrin, L., Gaspari, J., Gomes, O., Dall’Stella, D., y Dallarmi, M. (2008). Contribuição

ao estudo fitoquímico de Dorstenia multiformis Miquel (Moraceae) com abordagem em

atividade antioxidante. Revista Brasileira de Farmacognosia, 18(2), 230-235.

37. Balick, M. (1992). Jessenia y Oenocarpus: palmas aceiteras neotropicales dignas de ser

domesticadas. Roma: FAO.

38. Ballard, T. (2008). Optimizing the Extraction of Phenolic Antioxidant Compounds from

Peanut Skins (Tesis doctoral). Faculty of Virginia Polytechnic Institute and State University,

Blacksburg, VA, U.S.A.

39. Balslev, H., Grandez, C., Paniagua, N., Louise, A., y Lykke, S. (2008). Palmas (Arecaceae)

útiles en los alrededores de Iquitos, Amazonía Peruana. Rev. peru. biol, 15(1), 121-132.

40. Baltazar, A. (2012). Efeito do solvente nas propriedades antioxidantes e no conteúdo em

compostos fenólicos de extratos de frutos e folhas de Rubus (Tesis de maestría).

Universidade do Algarve, Faro, Algarve, Portugal.


https://doi.org/10.1016/j.foodres.2011.02.021

https://www.elconfidencial.com/alma-corazon-vida/2013-05-06/cinco-cosas-prohibidas-en-otros-paises-que-comemos-en-espana_501942/





137

41. Barbosa, M.O. (2016). Bioativos em sementes de sete espécies não convencionais ocorrentes

no Brasil. (Tesis doctoral). Universidade Federal de Pernambuco, Recife, Brasil.

42. Barragán, P. A. (2011). Potencial saludable de sustancias bioactivas de algunas verduras

(Tesis de pregrado). Pontificia Universidad Javeriana, Bogotá, Colombia.

43. Barreiro, M. F., y Ferreira, I. C. (2014, agosto). Microencapsulation of natural bioactives

for food applications. Ponencia presentada en LANOTEC‐ CeNAT‐ CONARE, San José,

Costa Rica. Recuperado de https://core.ac.uk/download/pdf/153413584.pdf

44. Baş, D., y Boyacı, İ. H. (2007). Modeling and optimization I: Usability of response surface

methodology. Journal of Food Engineering, 78(3), 836–845.

https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2005.11.024

45. Belizario, J.C., y Cahuama, P. (2014). Evaluación de la capacidad antioxidante del copoazú

(Theobroma grandiflorum) y ungurahui (Oenocarpus bataua) en el proceso de la

elaboración del néctar (Tesis de pregrado). Universidad Nacional Amazónica de Madre de

Dios, Puerto Maldonado, Madre de Dios, Perú.

46. Benariba, N., Djaziri, R., Bellakhdar, W., Belkacem, N., Kadiata, M., Malaisse, W. J., y

Sener A. (2013). Phytochemical screening and free radical scavenging activity of Citrullus

colocynthis seeds extracts. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine, 3(1), 35-40.

https://doi.org/10.1016/s2221-1691(13)60020-9

47. Berardini, N., Knödler, M., Schieber, A., y Carle, R. (2005). Utilization of mango peels as a

source of pectin and polyphenolics. Innovative Food Science y Emerging Technologies, 6(4),

442–452. https://doi.org/10.1016/j.ifset.2005.06.004

48. Berto, A., Ribeiro, A. B., De Souza, N. E., Fernandes, E., y Chisté, R. C. (2015). Bioactive

compounds and scavenging capacity of pulp, peel and seed extracts of the Amazonian fruit

Quararibea cordata against ROS and RNS. Food Research International, 77, 236–243.


49. Bezerra, C. (2014). Asemeia extraaxillaris (Chodat) J.F.B. Pastore y J.R. Abbott

(Polygalaceae) E Microlobius foetidus (Subsp. Paraguensis (Benth.) M. Sousa et G.

Andrade) (Fabaceae-Mimosoideae): Contribuição ao estudo fitoquímico e investigação das

atividades biológicas (alelopática, antiploriferativa, antineoplásica, antimicrobiana,

antioxidante, tóxica e larvicida) (Tesis doctoral). Universidade Federal do Paraná, Curitiba,

Brasil.

50. Bhandari, B. R., Datta, N., Crooks, R., Howes, T., y Rigby, S. (1997). A semi-empirical

https://core.ac.uk/download/pdf/153413584.pdf


https://doi.org/10.1016/s2221-1691(13)60020-9

https://doi.org/10.1016/j.ifset.2005.06.004


138

approach to optimise the quantity of drying aids required to spray dry sugar-rich foods.

Drying Technology, 15(10), 2509–2525. https://doi.org/10.1080/07373939708917373

51. Binti. H. (2012). Optimization of extraction parameters of total phenolic compound from

Cosmos caudatus (Tesis de pregrado). Universiti Malaysia Pahang, Malaysia.

52. Bolaños, A. (2013, 26 de abril). Antioxidantes más usados: Su efecto sobre la inmunidad y

parámetros productivos de las aves. Actualidad Avipecuaria, pp. 1–2. Recuperado de

http://www.actualidadavipecuaria.com/articulos/antioxidados-mas-usados-su-efecto-sobre-

la-inmunidad-y-parametros-productivos-de-las-aves.html

53. Bonilla, F., Mayen, M., Merida, J., y Medina, M. (1999). Extraction of phenolic compounds

from red grape marc for use as food lipid antioxidants. Food Chemistry, 66(2), 209-215.

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(99)00046-1

54. Boonchu, T., y Utama-ang, N. (2013). Optimization of extraction and microencapsulation of

bioactive compounds from red grape (Vitis vinifera L.) pomace. Journal of Food Science

and Technology, 52(2), 1-10. https://doi.org/10.1007/s13197-013-1079-7

55. Bora, K., Miguel, O., Andrade, C., y Oliveira, C. A. (2005). Determinação da concentração

de polifenóis e do potencial antioxidante das diferentes frações do extrato de folhas de

Dicksonia sellowiana, (Presl.) Hook, Dicksoniaceae. Visão Acadêmica, 6(2), 6-15.

https://doi.org/10.1007/s13197-013-1079-7

56. Box, G. E. P., y Wilson, K. B. (1951). On the Experimental Attainment of Optimum

Conditions. Journal of the Royal Statistical Society. Series B (Methodological), 13(1), 1–45.

57. Brand-Williams, W., Cuvelier, M., y Berset, C. (1995). Use of a free radical method to

evaluate antioxidant activity. LWT - Food Science and Technology, 28(1), 25–30.

https://doi.org/10.1016/s0023-6438(95)80008-5

58. Branen, A. L., Davidson, P. M., Salminen, S., y Thorngate, J. (2001). Food Additives (2ª

ed.). New York, USA: Marcel Dekker Inc.

59. Bravo, L. (1998). Polyphenols: Chemistry, Dietary Sources, Metabolism, and Nutritional

Significance. Nutrition Reviews, 56(11), 317–333. https://doi.org/10.1111/j.1753-

4887.1998.tb01670.x

60. Brewer, M. (2011). Natural Antioxidants: Sources, Compounds, Mechanisms of Action, and

Potential Applications. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 10(4), 1-

27. https://doi.org/10.1111/j.1541-4337.2011.00156.x

61. Cabeza, S. (2009). Funcionalidad de las materias primas en la elaboración de galletas

https://doi.org/10.1080/07373939708917373

http://www.actualidadavipecuaria.com/articulos/antioxidados-mas-usados-su-efecto-sobre-la-inmunidad-y-parametros-productivos-de-las-aves.html

http://www.actualidadavipecuaria.com/articulos/antioxidados-mas-usados-su-efecto-sobre-la-inmunidad-y-parametros-productivos-de-las-aves.html

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(99)00046-1

https://doi.org/10.1007/s13197-013-1079-7

https://doi.org/10.1007/s13197-013-1079-7

https://doi.org/10.1016/s0023-6438(95)80008-5

https://doi.org/10.1111/j.1753-4887.1998.tb01670.x


https://doi.org/10.1111/j.1541-4337.2011.00156.x

139

(Tesis de maestría). Universidad de Burgos, España.

62. Cacace, J., y Mazza, G. (2003). Mass transfer process during extraction of phenolic

compounds from milled berries. Journal of Food Engineering, 59(4), 379-389.

https://doi.org/10.1016/s0260-8774(02)00497-1

63. Cai, Y., y Corke, H. (2000). Production and Properties of Spray-dried Amaranthus

Betacyanin Pigments. Journal of Food Science, 65(6), 1248-1252.


64. Calderón-Oliver, M., Escalona-Buendía, H. B., Medina-Campos, O. N., Pedraza-Chaverri,

J., Pedroza-Islas, R., y Ponce-Alquicira, E. (2016). Optimization of the antioxidant and

antimicrobial response of the combined effect of nisin and avocado byproducts. LWT - Food

Science and Technology, 65, 46-52. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2015.07.048

65. Caleja, C., Ribeiro, A., Barros, L., Barreira, J. C., Antonio, A. L., Oliveira, B. P., ... Ferreira,

I. (2016). Cottage cheeses functionalized with fennel and chamomile extracts: Comparative

performance between free and microencapsulated forms. Food Chemistry, 199, 720–726.


66. Çam, M., İçyer, N. C., y Erdoğan, F. (2013). Pomegranate peel phenolics: Microencapsulation, storage stability and potential ingredient for functional food development. LWT - Food Science and Technology, 55(1), 1-7. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2013.09.011

67. Camacho, R. (2015). Evaluación de la actividad antioxidante e irritabilidad dérmica del

aceite de ungurahui Oenocarpus bataua para uso cosmético (Tesis de maestría).

Universidad Nacional Mayor De San Marcos, Lima, Perú.

68. Camps, D., Ruffino, S., Majul, E., y Joison, A. (2010). Bioquímica del estrés oxidativo.

Córdoba, Argentina: Lulu.

69. Cano, A., y Arnao, M. B. (2004). Actividad antioxidante hidrofílica y lipofílica y contenido

en vitamina c de zumos de naranja comerciales: relación con sus características

organolépticas. Ciencia y Tecnología Alimentaria, 4(3), 185-189.

https://doi.org/10.1080/11358120409487759

70. Carbajal, S. y Torres, C. (2016). Evaluación bromatológica del Oenocarpus bataua C.

(ungurahui) (Tesis de pregrado). Universidad Nacional de la Amazonía, Iquitos, Perú.

71. Cartaya, O., y Reynaldo, I. (2001). Flavonoides: Características químicas y aplicaciones.

Cultivos Tropicales, 22(2), 5–14.

72. Carvajal, L., Hata, Y., Sierra, N., y Rueda, D. (2009). Análisis fitoquímico preliminar de

https://doi.org/10.1016/s0260-8774(02)00497-1


https://doi.org/10.1016/j.lwt.2015.07.048



https://doi.org/10.1080/11358120409487759

140

hojas, tallos y semillas de cupatá (Strychnos Schultesiana Krukoff). Revista Colombia

Forestal, 12, 161-170.

73. Carvalho de Lima, C .M. (2013). Application of response surface methodology (RSM) to

optimize the hybridization efficiency of a PNA probe targeting Saccharomyces cerevisiae

(Tesis de maestría). University of Porto, Porto, Portugal.

74. Castro, J. B., Ramanathan, A., y Chennubhotla, C. S. (2013). Categorical Dimensions of

Human Odor Descriptor Space Revealed by Non-Negative Matrix Factorization. PLoS ONE,

8(9), 1–16. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0073289

75. Ceballos, A. (2008). Estudio comparativo de tres sistemas de secado para la producción de

un polvo deshidratado de fruta (Tesis de maestría). Universidad Nacional de Colombia,

Manizales, Colombia.

76. Cerón, L. y López, I. (2013). Extracción y cuantificación de compuestos con actividad

antioxidante a partir de cáscaras de tres variedades de papa (Solanum tuberosum) en el

departamento de Nariño (Tesis de pregrado). Universidad de Nariño, San Juan de Pasto,

Colombia.

77. Chan, J. P. (2015). Eficacia antioxidante de los compuestos fenólicos de la mashua

(Tropaeolum tuberosum) en la estabilidad del aceite de linaza (Linum usitatissimum l.)

(Tesis de pregrado). Universidad Nacional Agraria La Molina, Lima, Perú.

78. Chemat, F., Rombaut, N., Sicaire, A., Meullemiestre, A., Fabiano-Tixier, A., y Abert-Vian,

M. (2017). Ultrasound assisted extraction of food and natural products. Mechanisms,

techniques, combinations, protocols and applications. A review. Ultrasonics Sonochemistry,

34, 1-66. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2016.06.035

79. Chen, M., Zhao, Y., y Yu, S. (2015). Optimisation of ultrasonic-assisted extraction of

phenolic compounds, antioxidants, and anthocyanins from sugar beet molasses. Food

Chemistry, 172, 543–550. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.09.110

80. Chew, K. K., Khoo, M. Z., Ng, S. Y., Thoo, Y. Y., Wan Aida, W. M., y Ho, C. W. (2011).

Effect of ethanol concentration, extraction time and extraction temperature on the recovery

of phenolic compounds and antioxidant capacity of Orthosiphon stamineus extracts.

International Food Research Journal, 18(4), 1427-1435.

81. Chong, P., Yusof, Y., Aziz, M., Nazli, N. M., Chin, N., y Muhammad, S. S. (2014). Effects

of Spray Drying Conditions of Microencapsulation of Amaranthus gangeticus Extract on

Drying Behaviour. Agriculture and Agricultural Science Procedia, 2, 33-42.

https://doi.org/10.1371/journal.pone.0073289

https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2016.06.035


141

https://doi.org/10.1016/j.aaspro.2014.11.006

82. Chordi, S. (2013). Contenido fenólico y capacidad antioxidante de fresa mínimamente

procesada sometida a tratamientos de conservación por pulsos de luz de alta intensidad

(Tesis de pregrado). Universitat de Lleida, Lleida, España.

83. Çilek, B. (2012). Microencapsulation of phenolic compounds extracted from sour cherry

(prunus cerasus l.) pomace (Tesis de maestría). Middle East Technical University, Turkey.

84. Collado, J. (2011). Identificación de los polifenoles en zumos de frutas rojas. (Tesis de

maestría). Universidad Politécnica de Cartagena, Cartagena, España.

85. Conde, CH. (2016). Efecto de la inclusión de semillas. de chía (salvia hispánica l.),

temperatura y tiempo de horneado en la elaboración de galletas enriquecidas (Tesis de

pregrado). Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga, Ayacucho, Perú.

86. Contreras-Calderón, J., Calderón-Jaimes, L., Guerra-Hernández, E., y García-Villanova, B.

(2011). Antioxidant capacity, phenolic content and vitamin C in pulp, peel and seed from 24

exotic fruits from Colombia. Food Research International, 44(7), 2047-2053.


87. Contreras, L. (2015). Desarrollo de una galleta dulce enriquecida con harina de quinua

blanca (Chenopodium quinoa) utilizando diseño de mezclas. (Tesis de pregrado).

Universidad Nacional Agraria La Molina, Lima, Perú.

88. Cortell, J. M., y Kennedy, J. A. (2006). Effect of Shading on Accumulation of Flavonoid

Compounds in (Vitis vinifera L.) Pinot Noir Fruit and Extraction in a Model System. Journal

of Agricultural and Food Chemistry, 54(22), 8510–8520. https://doi.org/10.1021/jf0616560

89. Coward, L., Smith, M., Kirk, M., y Barnes, S. (1998). Chemical modification of isoflavones

in soyfoods during cooking and processing. The American Journal of Clinical Nutrition,

68(6), 1486–1491. https://doi.org/10.1093/ajcn/68.6.1486s

90. Criado, C., y Moya, M. (Eds.). (2009). Vitaminas y Antioxidantes (Ed. rev.). Madrid,

España: Sanidad y Ediciones S.L.

91. Cuaspud, M. (2015). Obtención de aceite de aguacate microencapsulado mediante secado

por atomización (Tesis de pregrado). Escuela Politécnica Nacional, Quito, Ecuador.

92. Cuervo, S. (2012). El poder del color: La influencia de los colores en el consumidor. (Tesis

de pregrado). Universidad de León, León, España.

93. D'Archivio, M., Filesi, C., Di Benedetto, R., Gargiulo, R., Giovannini, C., y Masella, R.

(2007). Polyphenols, dietary sources and bioavailability. Annali dell’ Istituto Superiore di

https://doi.org/10.1016/j.aaspro.2014.11.006


https://doi.org/10.1021/jf0616560

https://doi.org/10.1093/ajcn/68.6.1486s

142

Sanità, 43(4), 348–361.

94. Dąbrowski, A., Konturek, S. J., Konturek, J. W., y Gabryelewicz, A. (1999). Role of

oxidative stress in the pathogenesis of caerulein-induced acute pancreatitis. European

Journal of Pharmacology, 377(1), 1–11. https://doi.org/10.1016/s0014-2999(99)00421-5

95. Dai, J., y Mumper, R. J. (2010). Plant Phenolics: Extraction, Analysis and Their Antioxidant

and Anticancer Properties. Molecules, 15(10), 7313–7352.

https://doi.org/10.3390/molecules15107313

96. Darnet, S., Silva, L., Rodrigues, A., y Lins, R. (2011). Nutritional composition, fatty acid

and tocopherol contents of buriti (Mauritia flexuosa) and patawa (Oenocarpus bataua) fruit

pulp from the Amazon region. Ciência e Tecnologia de Alimentos, 31(2), 488-491.

97. Davidov-Pardo, G., Arozarena, I., y Marín-Arroyo, M. R. (2012a). Optimization of a Wall

Material Formulation to Microencapsulate a Grape Seed Extract Using a Mixture Design of

Experiments. Food and Bioprocess Technology, 6(4), 941-951.

https://doi.org/10.1007/s11947-012-0848-z

98. Davidov-Pardo, G., Moreno, M., Arozarena, I., Marín-Arroyo, M., Bleibaum, R., y Bruhn,

C. M. (2012b). Sensory and Consumer Perception of the Addition of Grape Seed Extracts in

Cookies. Journal of Food Science, 77(12), 430-438. https://doi.org/10.1111/j.1750-

3841.2012.02991.x

99. De Camargo, A. C., Vidal, C. M. M., Canniatti-Brazaca, S. G., y Shahidi, F. (2014).

Fortification of Cookies with Peanut Skins: Effects on the Composition, Polyphenols,

Antioxidant Properties, and Sensory Quality. Journal of Agricultural and Food Chemistry,

62, 1-8. https://doi.org/10.1021/jf503625p

100. De la Vega, G. (2009). Proteínas de la harina de trigo: clasificación y propiedades

funcionales. Temas de Ciencia y Tecnología, 13(38), 27–32.

101. De Oliveira, A. C., Valentim, I. B., Goulart, M. O. F., Silva, C. A., Bechara, E. J. H., y

Trevisan, M. T. S. (2009a). Fontes vegetais naturais de antioxidantes. Química Nova,

32(3), 689–702.

102. De Oliveira, A. C., Valentim, I. B., Silva, C. A., Bechara, E. J. H., Barros, M. P., Mano,

C. M., y Goulart, M. O. F. (2009b). Total phenolic content and free radical scavenging

activities of methanolic extract powders of tropical fruit residues. Food Chemistry, 115(2),

469–475. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2008.12.045

103. De Souza, V. B., Thomazini, M., Echalar Barrientos, M. A., Nalin, C. M., Ferro-Furtado,

https://doi.org/10.1016/s0014-2999(99)00421-5

https://doi.org/10.3390/molecules15107313

https://doi.org/10.1007/s11947-012-0848-z

https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2012.02991.x

https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2012.02991.x

https://doi.org/10.1021/jf503625p


143

R., Genovese, M. I., y Favaro-Trindade, C. S. (2017). Functional properties and

encapsulation of a proanthocyanidin-rich cinnamon extract (Cinnamomum zeylanicum) by

complex coacervation using gelatin and different polysaccharides. Food Hydrocolloids,

77, 297–306. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2017.09.040

104. Decker, E., Elias, R., y McClements, J. (Eds.). (2010). Oxidation in foods and beverages

and antioxidant applications. Cornwall, UK: Woodhead Publishing Series.

105. Delmas, D., Lançon, A., Colin, D., Jannin, B., y Latruffe, N. (2006). Resveratrol as a

Chemopreventive Agent: A Promising Molecule for Fighting Cancer. Current Drug

Targets, 7(4), 423–442. https://doi.org/10.2174/138945006776359331

106. Desai, K. G. H., y Jin Park, H. (2005). Recent Developments in Microencapsulation of

Food Ingredients. Drying Technology, 23(7), 1361-1394. https://doi.org/10.1081/drt-

200063478

107. Díaz, F., Santos, E., Filardo, S., Villagómez, R., y Scheinvar, L. (2006). Colorant

extraction from red prickly pear (Opuntia lasiacantha) for food application. Electronic

Journal of Environmental, Agricultural and Food Chemistry, 5(2), 1330-1337.

108. Díaz, G., Escobar, W., y Pizarro, E. (2013). Estrés Oxidativo Cuando el equilibrio se

pierde. Motricidad y Persona, 13, 45-60.

109. Dong, J., Liu, Y., Liang, Z., y Wang, W. (2010). Investigation on ultrasound-assisted

extraction of salvianolic acid B from Salvia miltiorrhiza root. Ultrasonics Sonochemistry,

17(1), 61-65. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2009.05.006

110. Dorta, E. (2014). Obtención de extractos con elevada actividad antioxidante y/o

antimicrobiana a partir de piel y semilla de mango. In M. González, y M. G. Lobo (Eds.),

TD. Ciencias (pp. 1–278). Recuperado de http://riull.ull.es/xmlui/handle/915/66

111. Dos Santos, M., Mamede, R., Rufino, M., De Brito, E., y Alves, R. (2015). Amazonian

Native Palm Fruits as Sources of Antioxidant Bioactive Compounds. Antioxidants, 4(3),

591–602. https://doi.org/10.3390/antiox4030591

112. Dranca, F., y Oroian, M. (2016). Optimization of ultrasound-assisted extraction of total

monomeric anthocyanin (TMA) and total phenolic content (TPC) from eggplant (Solanum

melongena L.) peel. Ultrasonics Sonochemistry, 31, 1-10.


113. Dueñas, J. (2014). Optimización de las condiciones de extracción de compuestos fenólicos

a partir de cáscara de uva variedad Quebranta (Ica, Perú) empleando técnicas

https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2017.09.040

https://doi.org/10.2174/138945006776359331

https://doi.org/10.1081/drt-200063478

https://doi.org/10.1081/drt-200063478


http://riull.ull.es/xmlui/handle/915/66

https://doi.org/10.3390/antiox4030591


144

convencionales y extracción asistida por ultrasonido. (Tesis de maestría). Pontificia

Universidad Católica del Perú, Lima, Perú.

114. El Gharras, H. (2009). Polyphenols: food sources, properties and applications - a review.

International Journal of Food Science y Technology, 44(12), 2512–2518.

https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2009.02077.x

115. Elejalde, J. I. (2001). Estrés oxidativo, enfermedades y tratamientos antioxidantes. Anales

de Medicina Interna, 18(6), 326–335.

116. Elizalde, A., Porrilla, Y., y Chaparro, D. C. (2009). Factores antinutricionales en semillas.

Facultad de Ciencias Agropecuarias, 7(1), 45–54.

117. Escamilla, C. I., Cuevas, E. Y., y Guevara, J. (2009). Flavonoides y sus acciones

antioxidantes. Rev Fac Med UNAM, 52(2), 1–3.

118. Escobar, J., Pardo, E., Buitrago, G., & López, L. (2004). Análisis exploratorio para la

optimización de un medio de cultivo para la fermentación de Bacillus thuringiensis.

Revista colombiana de Biotecnología, 6(2), 43–53.

119. Espín, J. C., y Tomás-Barberán, F. A. (2005). Constituyentes bioactivos no nutricionales

de origen vegetal. In M. Juárez, A. Olano, y F. Morais (Eds.), Alimentos Funcionales (pp.

101–153). Madrid, España: RUMAGRAF S.A.

120. Estrada, K. (2013). Estudio de la liberación de antocianinas y otros compuestos fenólicos

de maíz morado desde el interior de una emulsión doble W1/O/W2 y determinación del

coeficiente de difusión. (Tesis de maestría). Universidad Iberoamericana, México D.F.;

México.

121. Ezhilarasi, P., Indrani, D., Jena, B., y Anandharamakrishnan, C. (2013). Freeze drying

technique for microencapsulation of Garcinia fruit extract and its effect on bread quality.

Journal of Food Engineering, 117(4), 513–520.


122. Fang, Z., y Bhandari, B. (2010). Encapsulation of polyphenols – a review. Trends in Food

Science y Technology, 21(10), 510–523. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2010.08.003

123. Fang, Z., y Bhandari, B. (2011). Effect of spray drying and storage on the stability of

bayberry polyphenols. Food Chemistry, 129(3), 1139–1147.


124. Farhadi, K., Esmaeilzadeh, F., Hatami, M., Forough, M., y Molaie, R. (2016).

Determination of phenolic compounds content and antioxidant activity in skin, pulp, seed,

https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2009.02077.x


https://doi.org/10.1016/j.tifs.2010.08.003


145

cane and leaf of five native grape cultivars in West Azerbaijan province, Iran. Food

Chemistry, 199, 847–855. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.12.083

125. Fazaeli, M., Tahmasebi, M., y Emam-Djomeh, Z. (2012). Characterization of food texture:

application of Microscopic technology. Current Microscopy Contributions to Advances in

Science and Technology, 855–871.

126. Feduchi, E. (2010). Rutas centrales del metabolismo intermediario. In E. Feduchi, I.

Blasco, C. Romero, y E. Yáñez (Eds.), Bioquímica: Conceptos esenciales (Ed. rev., pp.

237–252). Madrid, España: Editorial Médica Panamericana.

127. Fernández-Agulló, A., Pereira, E., Freire, M., Valentão, P., Andrade, P., González-

Álvarez, J., y Pereira, J. (2013). Influence of solvent on the antioxidant and antimicrobial

properties of walnut (Juglans regia L.) green husk extracts. Industrial Crops and Products,

42, 126–132. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2012.05.021

128. Ferrari, C. C., Pereira, C., Liserre, A. M., Moreno, I., Marconi, S., y De Aguirre, J. M.

(2011). Spray Drying of Blackberry Juice using Maltodextrin or Gum Arabic as Carrier

Agents. Documento presentado en Proceedings of the 6th CIGR Section VI International

Symposium “Towards a sustainable Food Chain”. Food Process, Bioprocessing and Food

Quality Management., Nantes, France.

129. Ferreira, I., Rocha, S., y Coelho, M. (2007). Encapsulation of Antioxidants by Spray-

Drying. Chemical Engineering Transactions, 11(2), 713–717.

130. Fontana, A. R., Antoniolli, A., y Bottini, R. (2013). Grape Pomace as a Sustainable Source

of Bioactive Compounds: Extraction, Characterization, and Biotechnological Applications

of Phenolics. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 61(38), 8987–9003.

https://doi.org/10.1021/jf402586f

131. Food and Drug Administration (2018a). List of classifications, Volumes 1-123. Recuperado

de https://monographs.iarc.fr/list-of-classifications-volumes/

132. Food and Drug Administration (2018b, 9 abril). CFR - Code of Federal Regulations Title

21. Recuperado 10 septiembre, 2018, de

https://www.accessdata.fda.gov/scripts/cdrh/cfdocs/cfCFR/CFRSearch.cfm?fr=172.110

133. Food and Drug Administration (2018c, 9 abril). CFR - Code of Federal Regulations Title

21. Recuperado 10 septiembre, 2018, de


134. Four Magazine. (2015, 16 diciembre). Chefs Pantry | Central [Foto]. Recuperado 13



https://doi.org/10.1021/jf402586f

https://monographs.iarc.fr/list-of-classifications-volumes/



146

diciembre, 2017, de http://www.four-magazine.com/tasting-notes/chefs-pantry-central/

135. Fuentes Berrio, L., Acevedo Correa, D., y Gelvez Ordoñez, V. M. (2015). Alimentos

funcionales: Impacto y retos para el desarrollo y bienestar de la sociedad colombiana.

Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial, 13(2), 140–149.

https://doi.org/10.18684/bsaa(13)140-149

136. Funasaki, M., Barroso, H. S., Fernandes, V. L. A., y Menezes, I. S. (2016). Amazon

rainforest cosmetics: Chemical approach for quality control. Química Nova, 39(2), 194–

209. https://doi.org/10.5935/0100-4042.20160008

137. Gallardo, G., Guida, L., Martinez, V., López, M. C., Bernhardt, D., Blasco, R., y Hermida,

L. G. (2013). Microencapsulation of linseed oil by spray drying for functional food

application. Food Research International, 52(2), 473–482.


138. Ganem, J. (2007). Atividade biológica da semente de Mucuna pruriens (Tesis de maestría).

Universidade Federal do Paraná, Curitiba, Brasil.

139. Gaonkar, A., Vasisht, N., Khare, A., y Sobel, R. (2014). Microencapsulation in the food

industry. California, USA: Elsevier.

140. García, F. J. (2005). Evaluación in vitro e in vivo de la funcionalidad de un producto rico

en antioxidantes (Tesis doctoral). Universidad de Murcia, España.

141. García, R. (2012, 21 febrero). La Salud Integral: Radicales libres. Recuperado 22

septiembre, 2017, de http://www.lasaludintegral.es/index.php/2012/02/21/radicales-

libres/

142. Garti, N., y McClements, D. J. (2012). Encapsulation Technologies and Delivery Systems

for Food Ingredients and nutraceuticals. Cambridge, UK: Woodhead Publishing.

143. Garzón, G. A. (2008). Las antocianinas como colorantes naturales y compuestos

bioactivos: Revisión. Acta Biológica Colombiana, 13(3), 27–36.

144. Ghafoor, K., Choi, Y. H., Jeon, J. Y., y Jo, I. H. (2009). Optimization of Ultrasound-

Assisted Extraction of Phenolic Compounds, Antioxidants, and Anthocyanins from Grape

(Vitis vinifera) Seeds. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 57(11), 4988–4994.

https://doi.org/10.1021/jf9001439

145. Gharsallaoui, A., Roudaut, G., Chambin, O., Voilley, A., y Saurel, R. (2007). Applications

of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An overview. Food Research

International, 40(9), 1107–1121. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2007.07.004

http://www.four-magazine.com/tasting-notes/chefs-pantry-central/

https://doi.org/10.18684/bsaa(13)140-149

https://doi.org/10.5935/0100-4042.20160008


http://www.lasaludintegral.es/index.php/2012/02/21/radicales-libres/

http://www.lasaludintegral.es/index.php/2012/02/21/radicales-libres/

https://doi.org/10.1021/jf9001439


147

146. Giannuzzo, A. N., Nazareno, M. A., Mishima, H. T., y López de Mishima, B. A. (2000).

Extracción de naringina de Citrus paradisi L. estudio comparativo y optimización de

técnicas extractivas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, 20(2), 257–261.

https://doi.org/10.1590/s0101-2061200000020002

147. Gibbs, B., Kermasha, S., Alli, I., y Mulligan, C. N. (1999). Encapsulation in the food

industry: a review. International Journal of Food Sciences and Nutrition, 50, 213–224.

148. Gimeno, D. (2015). Optimización de la extracción de compuestos de interés en

subproductos de frutas tropicales para su aplicación en matrices alimentarias. (Tesis de

maestría). Universidad de Zaragoza, España.

149. Gómez, M. (2015). Metabolismo de flavonoides y ácidos hidroxicinámicos de la dieta.

Estudios de transporte in vitro y de disponibilidad en humanos (Tesis doctoral).

Universidad Complutense de Madrid, Madrid, España.

150. Gonzáles, A., y Torres, G. (2011). Manual de producción de plantones de Oenocarpus

bataua C. Martius “Ungurahui”. Iquitos: IIAP. Recuperado de:

http://repositorio.iiap.org.pe/bitstream/IIAP/95/2/gonzales_Libro_2011.pdf

151. Gonzáles, A., Mejía, K., y Torres, G. (2014). Caracterización morfológica de frutos de

Oenocarpus bataua C. Martius “ungurahui”. Folia Amazónica, 23(2), 131–138.

152. González, M., y González, V. (2010). Sample preparation of tropical and subtropical fruit

biowastes to determine antioxidant phytochemicals. Analytical Methods, 2(12), 1842–

1866. https://doi.org/10.1039/c0ay00361a

153. González, V., Rodeiro, C., Sanmartín, C., y Vila, S. (2014). Introducción al Análisis

Sensorial: Estudio hedónico del pan en el IES Mugardos. Recuperado de

http://www.seio.es/descargas/Incubadora2014/GaliciaBachillerato.pdf

154. González-Montelongo, R., Lobo, M., y González, M. (2010). Antioxidant activity in

banana peel extracts: Testing extraction conditions and related bioactive compounds. Food

Chemistry, 119(3), 1030–1039. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2009.08.01

155. González-Torres, M. C., Betancourt-Rule, M., y Ortiz-Muñiz, R. (2000). Daño Oxidativo

y Antioxidantes. Bioquimia, 25(1), 3–9.

156. Gregori, S. (2017, 8 mayo). La formación de los radicales libres [Publicación en un blog].

Recuperado 22 septiembre, 2017, de http://www.binipatia.com/la-formacion-de-los-

radicales-libres/

157. Gülçin, İ. (2011). Antioxidant activity of food constituentsμ an overview. Archives of

https://doi.org/10.1590/s0101-20612000000200022

http://repositorio.iiap.org.pe/bitstream/IIAP/95/2/gonzales_Libro_2011.pdf

https://doi.org/10.1039/c0ay00361a

https://doi.org/10.1039/c0ay00361a

http://www.seio.es/descargas/Incubadora2014/GaliciaBachillerato.pdf


http://www.binipatia.com/la-formacion-de-los-radicales-libres/

http://www.binipatia.com/la-formacion-de-los-radicales-libres/

148

Toxicology, 86(3), 345–391. https://doi.org/10.1007/s00204-011-0774-2

158. Gutiérrez, J., y Morales, J. (2004). Producción de radicales libres derivados del oxígeno y

el daño al hepatocito. Medicina Interna de México, 20(4), 287–295.

159. Häkkinen, S. H., Kärenlampi, S. O., Mykkänen, H. M., y Törrönen, A. R. (2000). Influence

of Domestic Processing and Storage on Flavonol Contents in Berries. Journal of

Agricultural and Food Chemistry, 48(7), 2960–2965. https://doi.org/10.1021/jf991274c

160. Halliwell, B. (2001). Role of Free Radicals in the Neurodegenerative Diseases. Drugs y

Aging, 18(9), 685–716. https://doi.org/10.2165/00002512-200118090-00004

161. Handa, C., Goomer, S., y Siddhu, A. (2011). Physicochemical properties and sensory

evaluation of fructoligosaccharide enriched cookies. Journal of Food Science and

Technology, 49(2), 192–199. https://doi.org/10.1007/s13197-011-0277-4

162. Hemwimol, S., Pavasant, P., y Shotipruk, A. (2006). Ultrasound-assisted extraction of

anthraquinones from roots of Morinda citrifolia. Ultrasonics Sonochemistry, 13(6), 543–

548. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2005.09.009

163. Herazo, I. C. (2013). Obtención y estabilización de antocianinas de berenjena (Solanun

melongena L.) mediante microencapsulación y su evaluación como compuesto funcional

en la industria alimentaria (Tesis de maestría). Universidad de Córdoba, Argentina.

164. Herrera, Y. M. (2013). Microencapsulación de compuestos con poder antioxidante

extraídos a partir de semillas sin fermentar de Theobroma cacao y Theobroma

grandiflorum (Tesis de maestría). Universidad Nacional de Colombia, Bogotá D.C.,

Colombia.

165. Hertog, M. G. L., Hollman, P. C. H., Katan, M. B., y Kromhout, D. (1993). Intake of

potentially anticarcinogenic flavonoids and their determinants in adults in the Netherlands.

Nutrition and Cancer, 20(1), 21–29. https://doi.org/10.1080/01635589309514267

166. Hidalgo, P. S. P., Nunomura, R. C. S., y Nunomura, S. M. (2016). Amazon Oilseeds:

Chemistry and Antioxidant Activity of Patawa (Oenocarpus bataua Mart.). Revista Virtual

de Química, 8(1), 130-140. https://doi.org/10.5935/1984-6835.20160009

167. Hossain, M. B., Brunton, N. P., Patras, A., Tiwari, B., O’Donnell, C., Martin-Diana, A. B.,

y Barry-Ryan, C. (2012). Optimization of ultrasound assisted extraction of antioxidant

compounds from marjoram (Origanum majorana L.) using response surface methodology.

Ultrasonics Sonochemistry, 19(3), 582–590.


https://doi.org/10.1007/s00204-011-0774-2


https://doi.org/10.2165/00002512-200118090-00004

https://doi.org/10.1007/s13197-011-0277-4


https://doi.org/10.1080/01635589309514267

https://doi.org/10.5935/1984-6835.20160009


149

168. Hostetler, G. L., Ralston, R. A., y Schwartz, S. J. (2017). Flavones: Food Sources,

Bioavailability, Metabolism, and Bioactivity. Advances in Nutrition: An International

Review Journal, 8(3), 423–435. https://doi.org/10.3945/an.116.012948

169. Huang, D., Ou, B., y Prior, R. L. (2005). The Chemistry behind Antioxidant Capacity

Assays. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 53(6), 1841–1856.


170. Hunter, W. G., y Koehler, T. L. (2005). Metodología de la superficie de respuesta. In J. M.

Juran, F. M. Gryna,, y R. S. Bingham (Eds.), Manual de control de la calidad (2ª ed., pp.

917–927). Barcelona, España: Editorial Reverté.

171. Ibáñez, F. C., Torre, P., y Irigoyen, A. (2003). Aditivos Alimentarios. Nutrición y

Bromatología, 1–10.

172. Ignat, I., Volf, I., y Popa, V. I. (2011). A critical review of methods for characterisation of

polyphenolic compounds in fruits and vegetables. Food Chemistry, 126(4), 1821–1835.


173. Inocente (2009). Actividad antioxidante y antimicrobiana de los compuestos fenólicos del

extracto hidroalcohólico de la corteza de Triplaris americana L. (Tangarana colorada)

(Tesis de pregrado). Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú.

174. Jacobo-Velázquez, D., y Cisneros-Zevallos, L. (2009). Correlations of Antioxidant

Activity against Phenolic Content Revisited: A New Approach in Data Analysis for Food

and Medicinal Plants. Journal of Food Science, 74(9), 107–113.

https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2009.01352.x

175. Jamwal, A., Kumar, S., Bhat, Z. F., Kumar, A., y Kaur, S. (2015). The quality and storage

stability of chicken patties prepared with different additives. Nutrition y Food Science,

45(5), 728–739. https://doi.org/10.1108/nfs-01-2015-0009

176. Jang, S., Lee, A. Y., Lee, A. R., Choi, G., y Kim, H. K. (2017). Optimization of ultrasound-

assisted extraction of glycyrrhizic acid from licorice using response surface methodology.

Integrative Medicine Research, 6(4), 388–394. https://doi.org/10.1016/j.imr.2017.08.003

177. Jesionkowska, K., Sijtsema, S. J., Konopacka, D., y Symoneaux, R. (2009). Dried fruit and

its functional properties from a consumer’s point of view. The Journal of Horticultural

Science and Biotechnology, 84(6), 85–88.

https://doi.org/10.1080/14620316.2009.11512601

178. Jiménez, M. G. (2015). Superficies de Respuesta mediante un Diseño Central Compuesto.

https://doi.org/10.3945/an.116.012948



https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2009.01352.x

https://doi.org/10.1108/nfs-01-2015-0009

https://doi.org/10.1016/j.imr.2017.08.003

https://doi.org/10.1080/14620316.2009.11512601

150

Revista Varianza, 11, 31–36.

179. Jing, P., Ye, T., Shi, H., Sheng, Y., Slavin, M., Gao, B., … Yiu, L. (2012). Antioxidant

properties and phytochemical composition of China-grown pomegranate seeds. Food


180. Kadoma, Y., Ito, S., Yokoe, I., y Fujisawa, S. (2008). Comparative Study of the Alkyl and

Peroxy Radical-scavenging Activity of 2-t-Butyl-4-methoxyphenol (BHA) and its Dimer,

and their Theoretical Parameters. In vivo, 22, 289–296.

181. Kanner, J. (2010). Metals and food oxidation. In E. A. Decker, R. J. Elias, y D. J.

McClements (Eds.), Oxidation in foods and beverages and antioxidant applications (pp.

36–54). Cambridge, UK: Woodhead Publishing Series.

182. Karadag, A., Ozcelik, B., y Saner, S. (2009). Review of Methods to Determine Antioxidant

Capacities. Food Analytical Methods, 2(1), 41–60. https://doi.org/10.1007/s12161-008-

9067-7

183. Kha, T. C., Nguyen, M. H., y Roach, P. D. (2010). Effects of spray drying conditions on

the physicochemical and antioxidant properties of the Gac (Momordica cochinchinensis)

fruit aril powder. Journal of Food Engineering, 98(3), 385–392.


184. Khaled-Khodja, N., Boulekbache-Makhlouf, L., y Madani, K. (2014). Phytochemical

screening of antioxidant and antibacterial activities of methanolic extracts of some

Lamiaceae. Industrial Crops and Products, 61, 41–48.


185. Khalifa, I., Barakat, H., El-Mansy, H. A., y Soliman, S. A. (2016). Optimizing Bioactive

Substances Extraction Procedures from Guava, Olive and Potato Processing Wastes and

Evaluating their Antioxidant Capacity. Journal of Food Chemistry and Nanotechnology,

2(1). https://doi.org/10.17756/jfcn.2016-027

186. Khanam, Z., Wen, C. S., y Bhat, I. U. H. (2015). Phytochemical screening and

antimicrobial activity of root and stem extracts of wild Eurycoma longifolia Jack (Tongkat

Ali). Journal of King Saud University - Science, 27(1), 23–30.

https://doi.org/10.1016/j.jksus.2014.04.006

187. Konica Minolta Sensing Americas Inc. (s.f.). Entendiendo El Espacio de Color CIE

L*A*B* [Publicación en un blog]. Recuperado 10 octubre, 2017, de

http://sensing.konicaminolta.com.mx/2014/09/entendiendo-el-espacio-de-color-cie-lab/


https://doi.org/10.1007/s12161-008-9067-7

https://doi.org/10.1007/s12161-008-9067-7



https://doi.org/10.17756/jfcn.2016-027


http://sensing.konicaminolta.com.mx/2014/09/entendiendo-el-espacio-de-color-cie-lab/

151

188. Krishnaiah, D., Sarbatly, R., y Nithyanandam, R. (2012). Microencapsulation of Morinda

citrifolia L. extract by spray-drying. Chemical Engineering Research and Design, 90(5),

622–632. https://doi.org/10.1016/j.cherd.2011.09.003

189. Kuck, L. S., y Noreña, C. P. Z. (2016). Microencapsulation of grape (Vitis labrusca var.

Bordo) skin phenolic extract using gum Arabic, polydextrose, and partially hydrolyzed

guar gum as encapsulating agents. Food Chemistry, 194, 569–576.


190. Kudou, S. H., Fleury, Y., Welti, D., Magnolato, D., Uchida, T., Kitamura, K. et al. (1991).

Malonyl Isoflavone Glycosides in Soybean Seeds (Glycine max MERRILL). Agric. Biol.

Chem., 55(9), 2227–2233.

191. Kumar, V., y Sharma, H. K. (2016). Process optimization for extraction of bioactive

compounds from taro (Colocasia esculenta), using RSM and ANFIS modeling. Journal of

Food Measurement and Characterization, 11(2), 704–718.

https://doi.org/10.1007/s11694-016-9440-y

192. Laine, P., Kylli, P., Heinonen, M., y Jouppila, K. (2008). Storage Stability of

Microencapsulated Cloudberry (Rubus chamaemorus) Phenolics. Journal of Agricultural

and Food Chemistry, 56(23), 11251–11261. https://doi.org/10.1021/jf801868h

193. Lan, S., Lin, J., y Zheng, N. (2014). Evaluation of the Antioxidant Activity of Coreopsis

tinctoria Nuff. and Optimisation of Isolation by Response Surface Methodology. Acta

Pharmaceutica, 64(3), 369–378. https://doi.org/10.2478/acph-2014-0026

194. Landete, J. M. (2013). Dietary Intake of Natural Antioxidants: Vitamins and Polyphenols.

Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 53(7), 706–721.

https://doi.org/10.1080/10408398.2011.555018

195. Lapornik, B., Prošek, M., y Wondra, A. (2005). Comparison of extracts prepared from

plant by-products using different solvents and extraction time. Journal of Food

Engineering, 71(2), 214–222. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2004.10.036

196. Larrea, J. (2012). Obtención de extractos polifenólicos a partir de uva para uso

alimentario. (Tesis de maestría). Universidad Pública de Navarra, España.

197. Leba, L., Brunschwig, C., Saout, M., Martial, K., Bereau, D., y Robinson, J. (2016).

Oenocarpus bacaba and Oenocarpus bataua Leaflets and Roots: A New Source of

Antioxidant Compounds. International Journal of Molecular Sciences, 17(7), 1014.

https://doi.org/10.3390/ijms17071014

https://doi.org/10.1016/j.cherd.2011.09.003


https://doi.org/10.1007/s11694-016-9440-y


https://doi.org/10.2478/acph-2014-0026

https://doi.org/10.1080/10408398.2011.555018



152

198. León, K., Mery, D., Pedreschi, F., y León, J. (2006). Color measurement in L∗a∗b∗ units

from RGB digital images. Food Research International, 39(10), 1084–1091.


199. Li, H., Pordesimo, L., y Weiss, J. (2004). High intensity ultrasound-assisted extraction of

oil from soybeans. Food Research International, 37(7), 731–738.


200. Li, H., Zhang, Z., Xue, J., Cui, L., Hou, T., Li, X., y Chen T. (2016). Optimization of

ultrasound-assisted extraction of phenolic compounds, antioxidants and rosmarinic acid

from perilla leaves using response surface methodology. Food Science and Technology,

36(4), 686–693. https://doi.org/10.1590/1678-457x.13516

201. Lingzhu, L., Lu, W., Dongyan, C., Jingbo, L., Songyi, L., Haiqing, Y., y Yuan Y. (2015).

Optimization of ultrasound-assisted extraction of polyphenols from maize filaments by

response surface methodology and its identification. Journal of Applied Botany and Food

Quality, 88, 152–163. https://doi.org/10.5073/JABFQ.2015.088.022

202. Liria, M. (2007). Guía para la Evaluación Sensorial de Alimentos. Lima: Agrosalud.

Recuperado de http://lac.harvestplus.org/wp-content/uploads/2008/02/Guia-para-la-

evaluacion-sensorial-de-alimentos.pdf

203. Liu, F., Ma, C., Gao, Y., y McClements, D. J. (2016). Food-Grade Covalent Complexes

and Their Application as Nutraceutical Delivery Systems: A Review. Comprehensive

Reviews in Food Science and Food Safety, 16(1), 76–95. https://doi.org/10.1111/1541-

4337.12229

204. Lobo, V., Patil, A., Phatak, A., y Chandra, N. (2010). Free radicals, antioxidants and

functional foods: Impact on human health. Pharmacognosy Reviews, 4(8), 118–126.

https://doi.org/10.4103/0973-7847.70902

205. Lopera, S., Guzmán, C., Cataño, C., y Gallardo, C. (2009). Desarrollo y caracterización de

micropartículas de ácido fólico formadas por secado por aspersión, utilizando goma

arábiga y maltodextrina como materiales de pared. Vitae, 16(1), 55–65.

206. Lozano, M. (2009). Obtención de microencapsulados funcionales de zumo de opuntia

stricta mediante secado por atomización. (Tesis de pregrado). Universidad Politécnica de

Cartagena, Cartagena, España.

207. Lu, Y., y Foo, L. (1997). Identification and quantification of major polyphenols in apple

pomace. Food Chemistry, 59(2), 187–194. https://doi.org/10.1016/s0308-8146(96)00287-



https://doi.org/10.1590/1678-457x.13516

https://doi.org/10.5073/JABFQ.2015.088.022

http://lac.harvestplus.org/wp-content/uploads/2008/02/Guia-para-la-evaluacion-sensorial-de-alimentos.pdf

http://lac.harvestplus.org/wp-content/uploads/2008/02/Guia-para-la-evaluacion-sensorial-de-alimentos.pdf

https://doi.org/10.1111/1541-4337.12229

https://doi.org/10.1111/1541-4337.12229

https://doi.org/10.4103/0973-7847.70902

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(96)00287-7

153

7

208. Lu, Y., y Foo, L. (1999). The polyphenol constituents of grape pomace. Food Chemistry,

65(1), 1–8. https://doi.org/10.1016/s0308-8146(98)00245-3

209. Luna, J. J., López, J. M., Jiménez, O., y Luna, L. (2016). Microencapsulación de algunos

compuestos bioactivos mediante secado por aspersión. Revista Iberoamericana de las

Ciencias Biológicas y Agropecuarias, 5(10), 1–11.

210. Machado, A. (2008, 20 agosto). Patauá na terra da gente [Foto]. Recuperado 13 diciembre,

2017, de http://www.altinomachado.com.br/2008/08/patau-na-terra-da-gente.html

211. Madene, A., Jacquot, M., Scher, J., y Desobry, S. (2006). Flavour encapsulation and

controlled release - a review. International Journal of Food Science and Technology,

41(1), 1–21. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2005.00980.x

212. Madhavi, D. L., Salunkhe, D. K., y Deshpande, S. S. (1996). Food Antioxidants:

Technological: Toxicological and Health Perspectives. New York, USA: Marcel Decker.

213. Magalhães, L. M., Segundo, M. A., Reis, S., y Lima, J. L. (2008). Methodological aspects

about in vitro evaluation of antioxidant properties. Analytica Chimica Acta, 613(1), 1–19.

https://doi.org/10.1016/j.aca.2008.02.047

214. Mahmoudi, S., Khali, M., Benkhaled, A., Benamirouche, K., y Baiti, I. (2016). Phenolic

and flavonoid contents, antioxidant and antimicrobial activities of leaf extracts from ten

Algerian Ficus carica L. varieties. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine, 6(3),

239–245. https://doi.org/10.1016/j.apjtb.2015.12.010

215. Maldonado, O., Jiménez, E., Guapillo, M., Ceballos, G., y Méndez, E. (2010). Radicales

libres y su papel en las enfermedades crónico-degenerativas. Rev Med UV, 33–39.

216. Manach, C., Scalbert, A., Morand, C., Rémésy, C., y Jiménez, L. (2004). Polyphenols:

food sources and bioavailability. The American Journal of Clinical Nutrition, 79(5), 727–

747. https://doi.org/10.1093/ajcn/79.5.727

217. Manley, D. (2001). Biscuit, cracker and cookie recipes for the food industry (3ª ed.).

Florida, USA: CRC Press.

218. Marcolino, V. A., Zanin, G. M., Durrant, L. R., Benassi, M. D. T., y Matioli, G. (2011).

Interaction of Curcumin and Bixin with β-Cyclodextrin: Complexation Methods, Stability,

and Applications in Food. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 59(7), 3348–3357.

https://doi.org/10.1021/jf104223k

219. Marinho, M. (2017). Caracterização fitoquímica dos extratos de resíduo de duas espécies

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(96)00287-7

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(98)00245-3

http://www.altinomachado.com.br/2008/08/patau-na-terra-da-gente.html

https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2005.00980.x

https://doi.org/10.1016/j.aca.2008.02.047

https://doi.org/10.1016/j.apjtb.2015.12.010

https://doi.org/10.1093/ajcn/79.5.727

https://doi.org/10.1021/jf104223k

154

euterpe e sua aplicabilidade biotecnológica. Ponencia presentada en el 57º Congresso

Brasileiro de Química, Centro de Eventos da FAURGS, Gramado, Rio Grande do Sul,

Brasil.

220. Marquardt, K. C., y Watson, R. R. (2014). Polyphenols and Public Health. In R. R. Watson,

V. R. Preedy, y S. Zibadi (Eds.), Polyphenols in Human Health and Disease (pp. 9–15).

https://doi.org/10.1016/B978-0-12-398456-2.00002-5

221. Martín, M. J., Morales, M. E., Gallardo, V., y Ruiz, M. A. (2009). Técnicas de

microencapsulación: una propuesta para microencapsular probióticos. ARS

Pharmaceutica, 50(1), 43–50.

222. Martín, D. A. (2018). Los compuestos fenólicos: un acercamiento a su biosíntesis, síntesis

y actividad biológica. Revista de Investigación Agraria y Ambiental, 9(1). Recuperado:

http://hemeroteca.unad.edu.co/index.php/riaa/article/view/1968/2366

223. Martínez, C. I., Rivas, S. M. (2012). Aplicación de la técnica de Folin-ciocalteu para

cuantificación de polifenoles totales en cápsulas fitomedicinales. (Tesis de pregrado).

Universidad Nacional Autónoma de Nicaragua, León, Nicaragua.

224. Martínez, E. (2005). Errores frecuentes en la interpretación del coeficiente de

determinación lineal. Anuario Jurídico y Económico Escurialense, 38, 315–322.

225. Martínez-Flórez, S., González-Gallego, J., Culebras, J. M., y Tuñón, M. J. (2002). Los

flavonoides: propiedades y acciones antioxidantes. Nutrición Hospitalaria, 17(6), 271–

278.

226. Martínez, M. P. (2016). Residuos de alcachofa (Cynara scolymus L.) variedad ‘Lorca’

como fuente de compuestos fenólicos y su aplicación como antioxidantes (Tesis de

maestría). Universidad Nacional Agraria La Molina, Lima, Perú.

227. Martínez-Navarrete, N., Camacho, M., y Martínez, J. (2008). Los compuestos bioactivos

de las frutas y sus efectos en la salud. Actividad Dietética, 12(2), 64–68.

https://doi.org/10.1016/s1138-0322(08)75623-2

228. Matos, F. J. A. (1997). Introduo fitoquímica experimental (2ª ed.). Fortaleza, Brasil:

Edições UFC.

229. Medina, L. (2013). Obtención de maltodextrinas por vía enzimática a partir del almidón

de camote (Ipomoea batatas). (Tesis de maestría). Instituto Politécnico Nacional,

Jiquilpan, Michoacán, México.

230. Medina-Torres, L., García-Cruz, E., Calderas, F., González Laredo, R., Sánchez-Olivares,

https://doi.org/10.1016/B978-0-12-398456-2.00002-5

http://hemeroteca.unad.edu.co/index.php/riaa/article/view/1968/2366

https://doi.org/10.1016/s1138-0322(08)75623-2

155

G., Gallegos-Infante, J., … Rodríguez-Ramírez, J. (2013). Microencapsulation by spray

drying of gallic acid with nopal mucilage (Opuntia ficus indica). LWT - Food Science and

Technology, 50(2), 642–650. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2012.07.038

231. Medina-Torres, N., Ayora-Talavera, T., Espinosa-Andrews, H., Sánchez-Contreras, A., y

Pacheco, N. (2017). Ultrasound Assisted Extraction for the Recovery of Phenolic

Compounds from Vegetable Sources. Agronomy, 7(3), 47.

https://doi.org/10.3390/agronomy7030047

232. Mehta, S. K., y Gowder, S. J. T. (2015). Members of Antioxidant Machinery and Their

Functions. Basic Principles and Clinical Significance of Oxidative Stress.

http://dx.doi.org/10.5772/61884

233. Mejía, C.M. (2009). Elaboración de galletas enriquecidas con concentrado proteico foliar

de zanahoria (Daucus carota). (Tesis de maestría). Universidad Nacional José Faustino

Sánchez Carrión, Huacho, Perú.

234. Mendes, R. F. (2014). Investigação do potencial químico e farmacológico de Xylopia

sericea A. St.-Hil. (Annonaceae) (Tesis de maestría). Universidade Federal de Juiz de Fora,

Juiz de Fora, Brasil.

235. Mercado-Mercado, G., De la Rosa, L., Wall-Medrano, A., López, J., y Álvarez-Parrilla, E.

(2013). Compuestos polifenólicos y capacidad antioxidante de especias típicas consumidas

en México. Nutrición Hospitalaria, 28(1), 36–46.

https://doi.org/10.3305/nh.2013.28.1.6298

236. Miranda, J., Montaño, F., Zenteno, F., Nina, H., y Mercado, J. (2008). El Majo

(Oenocarpus bataua): una Alternativa de Biocomercio en Bolivia. La Paz, Bolivia:

Trópico.

237. Mishra, K., Ojha, H., y Chaudhury, N. K. (2012). Estimation of antiradical properties of

antioxidants using DPPH assay: A critical review and results. Food Chemistry, 130(4),


238. Mišan, A., Mimica-Dukić, N., Sakač, M., Mandić, A., Sedej, I., Šimurina, O., y Tumbas,

V. (2011). Antioxidant Activity of Medicinal Plant Extracts in Cookies. Journal of Food

Science, 76(9), 1239–1244. https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2011.02400.x

239. Mokrani, A., y Madani, K. (2016). Effect of solvent, time and temperature on the extraction

of phenolic compounds and antioxidant capacity of peach (Prunus persica L.) fruit.

Separation and Purification Technology, 162, 68–76.


https://doi.org/10.3390/agronomy7030047

http://dx.doi.org/10.5772/61884

https://doi.org/10.3305/nh.2013.28.1.6298


https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2011.02400.x

156

https://doi.org/10.1016/j.seppur.2016.01.043

240. Montes De Oca, D. (2014). Contenido fenólico y actividad antioxidante de extractos

metanólicos obtenidos de las hojas y los frutos de Pittosphorum pentandrum (Tesis de

pregrado), Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas, Santa Clara, Cuba.

241. Montgomery, D. C. (2004). Diseño y análisis de experimentos (2ª ed.). Ciudad de México,

México: Limusa.

242. Montúfar, R., y Pintaud, J. C. (2008). Estatus taxonómico de Oenocarpus bataua

(Euterpeae, Arecaceae) inferido por secuencias del ADN cloroplástico. Rev. peru. biol.,

15(1), 73–78.

243. Montúfar, R., Laffargue, A., Pintaud, J., Hamon, S., Avallone, S., y Dussert, S. (2010).

Oenocarpus bataua Mart. (Arecaceae): Rediscovering a Source of High Oleic Vegetable

Oil from Amazonia. Journal of the American Oil Chemists' Society, 87(2), 167–172.

https://doi.org/10.1007/s11746-009-1490-4

244. Moo-Huchin, V. M., Estrada-Mota, I., Estrada-León, R., Cuevas-Glory, L., Ortiz-Vázquez,

E., Vargas, M. L. V., … Sauri-Duch, E. (2014). Determination of some physicochemical

characteristics, bioactive compounds and antioxidant activity of tropical fruits from

Yucatan, Mexico. Food Chemistry, 152, 508–515.


245. Moo-Huchin, V. M., Moo-Huchin, M. I., Estrada-León, R. J., Cuevas-Glory, L., Estrada-

Mota, I. A., Ortiz-Vázquez, E., … Sauri-Duch, E. (2015). Antioxidant compounds,

antioxidant activity and phenolic content in peel from three tropical fruits from Yucatan,

Mexico. Food Chemistry, 166, 17–22. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.05.12

246. Moreno, J. (2013). Extracción de compuestos antioxidantes del gel de Aloe vera.

Optimización del proceso mediante la aplicación de la metodología de superficie de

respuesta. (Tesis de pregrado). Universitat de les Illes Balears, Illes Balears, España.

247. Morones, P. M. (2012). Efecto de la fortificación de galletas de avena con harina de

lenteja y aceite de linaza y su impacto en la vida de anaquel (Tesis de maestría).

Universidad Autónoma de Nuevo León, México.

248. Moure, A., Cruz, J. M., Franco, D., Domınguez, J., Sineiro, J., Domınguez, H., ... Parajó,

J. C. (2001). Natural antioxidants from residual sources. Food Chemistry, 72(2), 145–171.

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(00)00223-5

249. Muñoz, A. M., Fernández, A., Ramos, F., y Alvarado-Ortiz, C. (2007). Evaluación de la


https://doi.org/10.1007/s11746-009-1490-4



https://doi.org/10.1016/s0308-8146(00)00223-5

157

actividad antioxidante y contenido de compuestos fenólicos en vinos producidos en Perú.

Rev Soc Quím Perú, 73(1), 30–40.

250. Mylonaki, S., Kiassos, E., Makris, D. P., y Kefalas, P. (2008). Optimisation of the

extraction of olive (Olea europaea) leaf phenolics using water/ethanol-based solvent

systems and response surface methodology. Analytical and Bioanalytical Chemistry,

392(5), 977–985. https://doi.org/10.1007/s00216-008-2353-9

251. Nanditha, B., y Prabhasankar, P. (2008). Antioxidants in Bakery Products: A Review.

Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 49(1), 1–27.

https://doi.org/10.1080/10408390701764104

252. Natukunda, S., Muyonga, J. H., y Mukisa, I. M. (2015). Effect of tamarind (Tamarindus

indica L.) seed on antioxidant activity, phytocompounds, physicochemical characteristics,

and sensory acceptability of enriched cookies and mango juice. Food Science y Nutrition,

4(4), 494–507. https://doi.org/10.1002/fsn3.311

253. Natura. (2014). Natura Campus [Foto]. Recuperado 13 diciembre, 2017, de

http://www.naturacampus.com.br/cs/naturacampus/post/2017-11/post-4-patau%C3%A1

254. Nawar, W. W. (1996). Lipids. In O. R. Fennema (Ed.), Food Chemistry (3ª ed., pp. 225–

304). New York, USA: Food science and technology (Marcel Dekker, Inc.).

255. Neri, E. P. (2007). Estudio del efecto reológico en la elaboración de pastel de chocolate

bajo en grasa y carbohidratos utilizando maltodextrina y celulosa como sustitutos (Tesis

de pregrado). Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo, Tulancingo Hgo., México.

256. NTP 206.001. (2016). PANADERÍA, PASTELERÍA Y GALLETERÍA. Galletas.

Requisitos (pp. 1-7). Lima: INACAL.

257. Nunes, I. L., y Mercadante, A. Z. (2007). Encapsulation of lycopene using spray-drying

and molecular inclusion processes. Brazilian Archives of Biology and Technology, 50(5),

893–900. https://doi.org/10.1590/s1516-89132007000500018

258. Nunes, G. L., Boaventura, B. C. B., Pinto, S. S., Verruck, S., Murakami, F. S., Prudêncio,

E. S., y De Mello Castanho Amboni, R. D. (2015). Microencapsulation of freeze

concentrated Ilex paraguariensis extract by spray drying. Journal of Food Engineering,

151, 60–68. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2014.10.031

259. Ocampo-Duran, A., Fernández-Lavado, A. P., y Castro-Lima, F. (2013). Aceite de la

palma de seje Oenocarpus bataua Mart. por su calidad nutricional puede contribuir a la

conservación y uso sostenible de los bosques de galería en la Orinoquia Colombiana.

https://doi.org/10.1007/s00216-008-2353-9

https://doi.org/10.1080/10408390701764104

https://doi.org/10.1002/fsn3.311

http://www.naturacampus.com.br/cs/naturacampus/post/2017-11/post-4-patau%C3%A1

https://doi.org/10.1590/s1516-89132007000500018


158

Orinoquia, 17(2), 215–229.

260. Okumura, F., Soares, M. H. F. B., y Cavalheiro, É. T. G. (2002). Identificação de

pigmentos naturais de espécies vegetais utilizando-se cromatografia em papel. Química

Nova, 25(4), 680–683. https://doi.org/10.1590/s0100-40422002000400025

261. Olaya, C. M., Castaño, M. P., y Garzón, G. A. (2009). Efecto de la temperatura,

almacenamiento y la actividad de agua sobre la estabilidad de antocianinas de Rubus

glaucus y Solanum betaceum Cav.dark-red strain. Acta biológica Colombiana, 14(3),

143–158.

262. Olaya, J. A., y Restrepo, L. P. (2012). Estudio del contenido de fenoles y actividad

antioxidante de guayaba en diferentes estados de madurez. Acta biológica Colombiana,

17(3), 611–624.

263. Oliveira, V. B., Yamada, L. T., Fagg, C. W., y Brandão, M. G. (2012). Native foods from

Brazilian biodiversity as a source of bioactive compounds. Food Research International,

48(1), 170–179. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2012.03.011

264. Oliveira, V., Zuchetto, M., Oliveira, C., Paula, C., Duarte, A., Miguel, M., y Miguel, O.

(2016). Efeito de diferentes técnicas extrativas no rendimento, atividade antioxidante,

doseamentos totais e no perfil por clae-dad de dicksonia sellowiana (presl.). Hook,

dicksoniaceae. Revista Brasileira de Plantas Medicinais, 18(1), 230–239.

https://doi.org/10.1590/1983-084x/15_106

265. Olvera, M. A., Martínez, C. A., y Real de León, E. (1993, mayo). Manual de Técnicas para

Laboratorio de Nutricion de Peces y Crustáceos. Recuperado 17 diciembre, 2017, de

http://www.fao.org/docrep/field/003/AB489S/AB489S00.htm

266. Omena, C. M. B., Valentim, I. B., Guedes, G. S., Rabelo, L. A., Mano, C. M., Bechara, E.

J. H., … Goulart, M. O. (2012). Antioxidant, anti-acetylcholinesterase and cytotoxic

activities of ethanol extracts of peel, pulp and seeds of exotic Brazilian fruits. Food

Research International, 49(1), 334–344. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2012.07.010

267. Ong, L. J., Soh, A. S., Shahzad, M., y Syarhabil, M. (2016). Optimization of Ficus

deltoidea Using Ultrasound-Assisted Extraction by Box-Behnken Statistical Design.

Recent Advances in Biology and Medicine, 02, 71–78.

https://doi.org/10.18639/rabm.2016.02.293654

268. Ortuño, J., Serrano, R., Jordán, M. J., y Bañón, S. (2014). Shelf life of meat from lambs

given essential oil-free rosemary extract containing carnosic acid plus carnosol at 200 or

https://doi.org/10.1590/s0100-40422002000400025


https://doi.org/10.1590/1983-084x/15_106

http://www.fao.org/docrep/field/003/AB489S/AB489S00.htm


https://doi.org/10.18639/rabm.2016.02.293654

159

400mgkg−1. Meat Science, 96(4), 1452–1459. https://doi.org/10.1016/j.meatsci.2013.11.021

269. Paladino, S. C. (2008). Actividad antioxidante de los compuestos fenólicos contenidos en

las semillas de la vid (Vitis vinifera l.). (Tesis de maestría). Universidad Nacional de Cuyo,

Mendoza, Argentina.

270. Pamplona, R. (2008). Membrane phospholipids, lipoxidative damage and molecular

integrity: A causal role in aging and longevity. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -

Bioenergetics, 1777(10), 1249–1262. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2008.07.003

271. Papadakis, S. E., y King, C. J. (1988). Air temperature and humidity profiles in spray

drying. 2. Experimental measurements. Industrial y Engineering Chemistry Research,

27(11), 2116–2123. https://doi.org/10.1021/ie00083a027

272. Park, S. H., Kim, H. J., y Cho, J. I. (2008). Optimal Central Composite Designs for Fitting

Second Order Response Surface Linear Regression Models. In C. H. Shalabh (Ed.), Recent

Advances in Linear Models and Related Areas (pp. 323–339). Heidelberg, Germany:

Physica-Verlag HD.

273. Pasrija, D., Ezhilarasi, P., Indrani, D., y Anandharamakrishnan, C. (2015).

Microencapsulation of green tea polyphenols and its effect on incorporated bread quality.

LWT - Food Science and Technology, 64(1), 289–296.


274. Pastore, F., Fernandes de Araújo, V., Petry, A. C., Martinez-Echevarria, R., y Costa-

Fernandes, E. (2005). Plantas da Amazônia para Produção Cosmética: uma abordagem

química - 60 espécies do extrativismo florestal não-madeireiro da Amazônia (Projeto

ITTO PD 31/99). Brasília, Brasil: Universidade de Brasília, Instituto de Química,

Laboratório de Tecnologia Química.

275. Patel, S. (2015). Emerging Bioresources with Nutraceutical and Pharmaceutical

Prospects. California, USA: Springer.

276. Pedroza-Islas, R. (2002). Alimentos Microencapsulados: Particularidades de los procesos

para la microencapsulación de alimentos para larvas de especies acuícolas. In: Cruz-

Suárez, L. E., Ricque-Marie, D., Tapia-Salazar, M., Gaxiola-Cortés, M. G., Simoes, N.

(Eds.). VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola: Vol. 6. Avances en Nutrición

Acuícola. Cancún, Quintana Roo, México.

277. Pekić, B., Kovač, V., Alonso, E., y Revilla, E. (1998). Study of the extraction of

proanthocyanidins from grape seeds. Food Chemistry, 61(1/2), 201–206.

https://doi.org/10.1016/j.meatsci.2013.11.021

https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2008.07.003

https://doi.org/10.1021/ie00083a027


160

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(97)00128-3

278. Peng, X., Ma, J., Cheng, K., Jiang, Y., Chen, F., y Wang, M. (2010). The effects of grape

seed extract fortification on the antioxidant activity and quality attributes of bread. Food


279. Peña, C. B., y Restrepo, L. P. (2013). Compuestos fenólicos y carotenoides en la papa:

revisión. Nutrición, 14(1), 25–32.

280. Peñarrieta, J. M., Tejeda, L., Mollinedo, P., Vila, J. L., y Bravo, J. A. (2014). Compuestos

fenólicos y su presencia en alimentos. Revista Boliviana de Química, 31(2), 68–81.

281. Perea, X. P. (2013). Análisis de compuestos fenólicos y valoración de la bioactividad de

extractos de testa de Jatropha curcas L. no tóxica. (Tesis de maestría). Instituto Politécnico

Nacional, Guasave, Sinaloa, México.

282. Peres, I., Rocha, S., Gomes, J., Morais, S., Pereira, M. C., y Coelho, M. (2011).

Preservation of catechin antioxidant properties loaded in carbohydrate nanoparticles.

Carbohydrate Polymers, 86(1), 147–153. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2011.04.029

283. Pérez, H. (2017). Industria de elaboración de galletas. (Tesis de pregrado). Universidad

de La Rioja, España.

284. Pérez-Serradilla, J., y Luque de Castro, M. (2011). Microwave-assisted extraction of

phenolic compounds from wine lees and spray-drying of the extract. Food Chemistry,

124(4), 1652–1659. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2010.07.046

285. Petrović, J., Loncarevic, I., Šaponjac, V. T., Pajin, B., y Zaric, D. (2016). Physical

characteristics of cookies enriched with microencapsulated cherry pomace extract.

International Journal of Nutrition and Food Engineering, 10(4), 223–226.

286. Pina, N., Silva, J., Miranda, E., y Almeida, G. (2017, noviembre). Estudo fitoquímico e

atividade antimicrobiana dos frutos de Oenocarpus bacaba MART. [Arecaceae]. Ponencia

presentada en el 54° Congresso Brasileiro de Química. Natal/Rio Grande do Norte, Brasil.

287. Pinedo, M., Rengifo, E., y Cerrutti, T. (1997). Plantas medicinales de la Amazonía

peruana, estudio de su uso y cultivo. Iquitos, Perú: Instituto de Investigaciones de la

Amazonía Peruana. Recuperado de http://repositorio.iiap.org.pe/handle/IIAP/131

288. Pires, S. S., y Lima, R. A. (2017, junio). Prospecção fitoquímica do extrato etanólico de

Oenocarpus bataua MART. (Aracaceae). Ponencia presentada en el VIII Seminário de

Pós-Graduação e Pesquisa y I Simpósio de Inovação, Propriedade Intelectual e Tecnologia,

Universidade Federal de Rondônia, Rondônia, Brasil.

https://doi.org/10.1016/s0308-8146(97)00128-3


https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2011.04.029


http://repositorio.iiap.org.pe/handle/IIAP/131

161

289. Pokorný, J. (2007). Are natural antioxidants better – and safer – than synthetic

antioxidants? European Journal of Lipid Science and Technology, 109(6), 629–642.

https://doi.org/10.1002/ejlt.200700064

290. Porras-Loaiza, A. P., y López-Malo, A. (2009). Importancia de los grupos fenólicos en los

alimentos. Temas selectos de Ingeniería de Alimentos, 3(1), 121–134.

291. Price S. F. (1994). Sun Exposure and Flavonols in Grapes. Tesis doctoral. Oregon State

University, Oregon, USA.

292. Prieto, P., Pineda, M., y Aguilar, M. (1999). Spectrophotometric Quantitation of

Antioxidant Capacity through the Formation of a Phosphomolybdenum Complex: Specific

Application to the Determination of Vitamin E. Analytical Biochemistry, 269(2), 337–341.

https://doi.org/10.1006/abio.1999.4019

293. ProChile. (2014). Tendencias del Mercado: Alimentos Funcionales en Reino Unido.

Recuperado de https://www.prochile.gob.cl/documento-biblioteca/alimentos-funcionales-

en-el-reino-unido/

294. PromPeru. (2013a). El mercado de productos naturales, para la industria de Alimentos

Funcionales, Cosmética y Farmacéutica en Suiza. Recuperado de

http://repositorio.promperu.gob.pe/repositorio/bitstream/handle/123456789/2877/Mercad

o_productos_naturales_industria_alimentos_funcionales_cosmetica_Suiza_2013_keywor

d_principal.pdf?sequence=1&isAllowed=y

295. PromPeru. (2013b). Alimentos peruanos para el mundo. Recuperado de

http://www.siicex.gob.pe/siicex/documentosportal/529122432rad8267E.pdf

296. PromPeru. (2014). Canales de Distribución de Insumos Naturales para Alimentos

Funcionales en la Unión Europea. Recuperado de

http://www.siicex.gob.pe/siicex/resources/estudio/866047590radC4768.pdf

297. Puértolas, E., Luengo, E., Álvarez, I., y Raso, J. (2012). Improving Mass Transfer to Soften

Tissues by Pulsed Electric Fields: Fundamentals and Applications. Annual Review of Food

Science and Technology, 3(1), 263–282. https://doi.org/10.1146/annurev-food-022811-

101208

298. Quispe, F., Ayala, M., Ingunza, G., Landeo, E., y Pascual, G. (2009). Caracterización de

aceites, tortas y harinas de frutos de ungurahui (Jessenia polycarpa) y aguaje (Mauritia

flexuosa L.) de la Amazonía peruana. Rev Soc Quím Perú, 75(2), 243–253.

299. Race, S. (Ed.). (2009). Antioxidants. Northumberland, UK: Tigmor Books.

https://doi.org/10.1002/ejlt.200700064

https://doi.org/10.1006/abio.1999.4019

https://www.prochile.gob.cl/documento-biblioteca/alimentos-funcionales-en-el-reino-unido/

https://www.prochile.gob.cl/documento-biblioteca/alimentos-funcionales-en-el-reino-unido/

http://repositorio.promperu.gob.pe/repositorio/bitstream/handle/123456789/2877/Mercado_productos_naturales_industria_alimentos_funcionales_cosmetica_Suiza_2013_keyword_principal.pdf?sequence=1&isAllowed=y



http://www.siicex.gob.pe/siicex/documentosportal/529122432rad8267E.pdf

https://doi.org/10.1146/annurev-food-022811-101208

https://doi.org/10.1146/annurev-food-022811-101208

162

300. Rahal, A., Kumar, A., Singh, V., Yadav, B., Tiwari, R., Chakraborty, S., y Dhama, K.

(2014). Oxidative Stress, Prooxidants, and Antioxidants: The Interplay. BioMed Research

International, 2014, 1–19. https://doi.org/10.1155/2014/761264

301. Rainforest Alliance. (2014). Ungurahui: una alternativa económica para las comunidades

nativas y para la conservación de los bosques de Madre de Dios. Recuperado: 23 de agosto

del 2017, de https://www.rainforest-alliance.org/lang/es/publications/ungurahui-

communities

302. Rajaei, A., Barzegar, M., Hamidi, Z., y Sahari, M. A. (2010). Optimization of Extraction

Conditions of Phenolic Compounds from Pistachio (Pistachia vera) Green Hull through

Response Surface Method. J. Agr. Sci. Tech., 12, 605–615.

303. Ramanjaneyulu, G., y Rajasekhar Reddy, B. (2016). Optimization of Xylanase Production

through Response Surface Methodology by Fusarium sp. BVKT R2 Isolated from Forest

Soil and Its Application in Saccharification. Frontiers in Microbiology, 7, 1–16.

https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.01450

304. Ramírez, M. J. (2013). Evaluación de variables de un proceso de microencapsulación para

la estabilización de polifenoles. (Tesis de maestría). Universidad Nacional de Colombia,

Manizales, Colombia.

305. Ramírez, M. E. (2017). Propiedades funcionales de hoy. Cuautitlán, México:

OmniaScience.

306. Ré, M. (1998). Microencapsulation by spray drying. Drying Technology, 16(6), 1195–

1236. https://doi.org/10.1080/07373939808917460

307. Reyes-Jurado, F., Palou, E., y López-Malo, A. (2014). Métodos de evaluación de la

actividad antimicrobiana y de determinación de los componentes químicos de los aceites

esenciales. Temas Selectos de Ingeniería de Alimentos, 8(1), 68–78.

308. Rezaire, A., Robinson, J., Bereau, D., Verbaere, A., Sommerer, N., Khan, M., … Fils-

Lycaon, B. (2014). Amazonian palm Oenocarpus bataua (“patawa”)μ Chemical and

biological antioxidant activity – Phytochemical composition. Food Chemistry, 149, 62–

70. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.10.077

309. Ribeiro, A., Ruphuy, G., Lopes, J. C., Dias, M. M., Barros, L., Barreiro, F., y Ferreira, I.

C. (2015). Spray-drying microencapsulation of synergistic antioxidant mushroom extracts

and their use as functional food ingredients. Food Chemistry, 188, 612–618.


https://doi.org/10.1155/2014/761264

https://www.rainforest-alliance.org/lang/es/publications/ungurahui-communities

https://www.rainforest-alliance.org/lang/es/publications/ungurahui-communities

https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.01450

https://doi.org/10.1080/07373939808917460



163

310. Rice-Evans, C. A., Miller, N. J., y Paganga, G. (1996). Structure-antioxidant activity

relationships of flavonoids and phenolic acids. Free Radical Biology and Medicine, 20(7),

933–956. https://doi.org/10.1016/0891-5849(95)02227-9

311. Robert, P., Gorena, T., Romero, N., Sepulveda, E., Chavez, J., y Saenz, C. (2010).

Encapsulation of polyphenols and anthocyanins from pomegranate (Punica granatum) by

spray drying. International Journal of Food Science y Technology, 45(7), 1386–1394.

https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2010.02270.x

312. Robles-García, M. A., Aguilar, A. J., Gutiérrez-Lomelí, M., Rodríguez-Félix, F., Morales-

Del-Río, J. A., Guerrero-Medina, P. J., … Del-Toro-Sánchez, C. L. (2016). Identificación

cualitativa de metabolitos secundarios y determinación de la citotoxicidad de extractos de

tempisque (Sideroxylum capiri PITTIER). Revista de Ciencias Biológicas y de la Salud,

18(3), 3–8.

313. Rodríguez-Nogales, J. M., Ortega, N., Perez-Mateos, M., y Busto, M. D. (2007).

Experimental design and response surface modeling applied for the optimisation of pectin

hydrolysis by enzymes from A. niger CECT 2088. Food Chemistry, 101(2), 634–642.


314. Rojano, B. A. (1997). Oxidación de lípidos y antioxidantes. Medellín, Colombia:

Universidad Nacional de Colombia, Departamento de Química.

315. Rojano, B. A., Gaviria, C. A., y Sáez, J. A. (2008). Determinación de la actividad

antioxidante en un modelo de peroxidación lipídica de mantequilla inhibida por el

isoespintanol. Vitae, 15(2), 212–218.

316. Rojas-Llanes, P., Martínez, J. R., Stashenko, E. E., y Rojas-Llanes, J. (2014). Contenido

de compuestos fenólicos y capacidad antioxidante de extractos de mora (Rubus glaucus

Benth) obtenidos bajo diferentes condiciones. Vitae, 21(3), 218–227.

317. Rondón, M., Moncayo, S., Cornejo, X., Santos, J., Villalta, D., Siguencia, R., y Duche, J.

(2017). Preliminary phytochemical screening, total phenolic content and antibacterial

activity of thirteen native species from Guayas province Ecuador. Journal of King Saud

University - Science, 1–19. https://doi.org/10.1016/j.jksus.2017.03.009

318. Rosenberg, M., Kopelman, I. J., y Talmon, Y. (1985). A Scanning Electron Microscopy

Study of Microencapsulation. Journal of Food Science, 50(1), 139–144.


319. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., y Quinn, M. E. (2009). Handbook of Pharmaceutical

https://doi.org/10.1016/0891-5849(95)02227-9

https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2010.02270.x




164

Excipients. (6ª ed.). London, UK: Pharmaceutical Press.

320. Ruiz, J. C., y Segura, M. R. (2016). New Polymers for Encapsulation of Nutraceutical

Compounds. West Sussex, UK: Wiley.

321. Rustom, A. (2012). Estadística descriptiva, probabilidad e inferencia. Una visión

conceptual y aplicada. Santiago, Chile: Universidad de Chile, Facultad de Ciencias

Agronómicas, Departamento de Economía Agraria.

322. Sáenz, C., Tapia, S., Chávez, J., y Robert, P. (2009). Microencapsulation by spray drying

of bioactive compounds from cactus pear (Opuntia ficus-indica). Food Chemistry, 114(2),


323. Sagis, L. M. C. (2015). Microencapsulation and Microspheres for Food Applications.

London, UK: Elsevier.

324. Sahin, S., y Gülüm, S. (2006). Physical Properties of foods. Ankara, Turkey: Board.

325. Saikia, S., Mahnot, N. K., y Mahanta, C. L. (2015). Optimisation of phenolic extraction

from Averrhoa carambola pomace by response surface methodology and its

microencapsulation by spray and freeze drying. Food Chemistry, 171, 144–152.


326. Salazar, R., Espinoza, G., Ruiz, C., Fernández, M. F., y Rojas, R. (2011). Compuestos

fenólicos, actividad antioxidante, contenido de resveratrol y componentes del aroma de 8

vinos peruanos. Rev Soc Quím Perú, 77(2), 135–143.

327. Salazar-González, C., Vergara-Balderas, F. T., y Guerrero-Beltrán, J. A. (2009).

Evaluación de agentes antioxidantes de un extracto de flor de jamaica microencapsulado.

Temas Selectos de Ingeniería de Alimentos, 3(2), 14–25.

328. Saleem, M., Kim, H. J., Ali, M. S., y Lee, Y. S. (2005). An update on bioactive plant

lignans. Natural Product Reports, 22(6), 696. https://doi.org/10.1039/b514045p

329. Salinas, Y., García, C., Coutiño, B., y Vidal, V. A. (2013). Variabilidad en contenido y

tipos de antocianinas en granos de color azul/morado de poblaciones mexicanas de maíz.

Revista fitotecnia mexicana, 36(3-A), 285–294.

330. Sánchez, V. y Santa, J. F. (2009). Estudio de antraquinonas presentes en extractos de

mucílago y hojas de Aloe vera de plantas cultivadas en la región cafetera. (Tesis de

pregrado). Universidad Tecnológica de Pereira, Pereira, Colombia.

331. Sánchez, M. A. (2013). Antioxidantes: Consumo de antioxidantes Naturales em adultos

mayores de entre 65 y 75 años com Dislipidemia. (Tesis de pregrado). Universidad Abierta



https://doi.org/10.1039/b514045p

165

Interamericana, B.A., Argentina.

332. Sandesh, P., Velu, V., y Singh, R. P. (2014). Antioxidant activities of tamarind

(Tamarindus Indica) seed coat extracts using in vitro and in vivo models. Journal of Food

Science and Technology, 51(9), 1965–1973. https://doi.org/10.1007/s13197-013-1210-9

333. Santos-Sánchez, N. F., Salas-Coronado, R., Valadez-Blanco, R., Hernández-Carlos, B., y

Guadarrama-Mendoza, P. C. (2017). Natural antioxidant extracts as food preservatives

[pdf]. Acta Scientiarum Polonorum Technologia Alimentaria, 16(4), 361–370.

https://doi.org/10.17306/j.afs.2017.0530

334. Sarkar, A., y Ghosh, U. (2016). Natural Antioxidants - The Key to Safe and Sustainable

Life. International Journal of Latest Trends in Engineering and Technology, 6(3), 460–

466.

335. Scalbert, A., y Williamson, G. (2000). Chocolate: Modern Science Investigates an Ancient

Medicine. Journal of Medicinal Food, 3(2), 121–125.

https://doi.org/10.1089/109662000416311

336. Segovia, F., Lupo, B., Peiró, S., Gordon, M., y Almajano, M. (2014). Extraction of

Antioxidants from Borage (Borago officinalis L.) Leaves—Optimization by Response

Surface Method and Application in Oil-in-Water Emulsions. Antioxidants, 3(2), 339–357.


337. Segovia, F., Peiró, S., Gallego, M., Mohd, N., y Almajano, M. (2014). Avocado Seeds:

Extraction Optimization and Possible Use as Antioxidant in Food. Antioxidants, 3(2), 439–

454. https://doi.org/10.3390/antiox3020439

338. Segovia, F. J., Corral-Pérez, J. J., y Almajano, M. P. (2016). Avocado seed: Modeling

extraction of bioactive compounds. Industrial Crops and Products, 85, 213–220.


339. Sen, S., y Chakraborty, R. (2011). The Role of Antioxidants in Human Health. In S.

Andreescu, y M. Hepel (Eds.), Oxidative Stress: Diagnostics, Prevention, and Therapy

(pp. 1–37). https://doi.org/10.1021/bk-2011-1883.ch001

340. Shahidi, F., y Han, X. (1993). Encapsulation of food ingredients. Critical Reviews in Food

Science and Nutrition, 33(6), 501–547. https://doi.org/10.1080/10408399309527645

341. Shahidi, F., y Naczk, M. (2003). Phenolics in Food and Nutraceuticals. Florida, USA:

CRC Press.

342. Shahidi, F., y Zhong, Y. (2005). Antioxidants: Regulatory Status. In F. Shahidi (Ed.),

https://doi.org/10.1007/s13197-013-1210-9

https://doi.org/10.17306/j.afs.2017.0530

https://doi.org/10.1089/109662000416311




https://doi.org/10.1021/bk-2011-1883.ch001

https://doi.org/10.1080/10408399309527645

166

Bailey’s Industrial Oil and Fat Products (6ª ed., pp. 491–509). Newfoundland, Canada:

John Wiley y Sons.

343. Shi, J., Yu, J., Pohorly, J. E., y Kakuda, Y. (2003). Polyphenolics in Grape Seeds—

Biochemistry and Functionality. Journal of Medicinal Food, 6(4), 291–299.

https://doi.org/10.1089/109662003772519831

344. Sing de Ugaz, O. L. (1997). Colorantes Naturales (Ed. rev.). Lima, Perú: Fondo Editorial

de la Pontificia Universidad Católica del Perú.

345. Singleton, V. L., Orthofer, R., y Lamuela-Raventós, R. M. (1999). Analysis of total

phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-ciocalteu

reagent. Methods in Enzymology, 299, 152–178. https://doi.org/10.1016/s0076-

6879(99)99017-1

346. Sivam, A. S., Sun-Waterhouse, D., Quek, S., y Perera, C. O. (2010). Properties of Bread

Dough with Added Fiber Polysaccharides and Phenolic Antioxidants: A Review. Journal

of Food Science, 75(8), 163–174. https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2010.01815.x

347. Skowyra, M. (2014). Antioxidant properties of extracts from selected plant materials

(Caesalpinia spinosa, Perilla frutescens, Artemisia annua and Viola wittrockiana) in vitro

and in model food systems. Tesis doctoral, Department of Chemical Engineering,

Universitat Politècnica de Catalunya, Barcelona, España.

348. Soler, A. (2009). Estudio de la capacidad antioxidante y la biodisponibilidad de los

compuestos fenólicos del aceite de oliva. Primeras etapas en el desarrollo de un aceite de

oliva funcional (Tesis doctoral). Universidad de Lleida, España.

349. Soong, Y., y Barlow, P. J. (2004). Antioxidant activity and phenolic content of selected

fruit seeds. Food Chemistry, 88(3), 411–417.


350. Soria, A. C., y Villamiel, M. (2010). Effect of ultrasound on the technological properties

and bioactivity of food: A review. Trends in Food Science y Technology, 21(7), 323–331.


351. Sosa, R. (1997). El poder medicinal de las Plantas. Benito Juárez, México: Gema Editores.

352. Sosnik, A., y Seremeta, K. P. (2015). Advantages and challenges of the spray-drying

technology for the production of pure drug particles and drug-loaded polymeric carriers.

Advances in Colloid and Interface Science, 223, 40–54.

https://doi.org/10.1016/j.cis.2015.05.003

https://doi.org/10.1089/109662003772519831

https://doi.org/10.1016/s0076-6879(99)99017-1

https://doi.org/10.1016/s0076-6879(99)99017-1

https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2010.01815.x



https://doi.org/10.1016/j.cis.2015.05.003

167

353. Sosnowska, J., Ramirez, D., y Millán, B. (2010). Palmeras usadas por los indígenas

Asháninkas en la Amazonía Peruana. Rev. peru. biol., 17(3), 347–352.

354. Sotero, V., Maco, M., Vela, J., Merino, C., Dávila, E., y García, D. (2011). Evaluación de

la actividad antioxidante y compuestos fenólicos en pulpa y semillas de cuatro frutales

amazónicos de la familia Sterculiaceae. Revista de la Sociedad Química del Perú, 77(1),

66–74.

355. Soto-García, M., y Rosales-Castro, M. (2016). Efecto del solvente y de la relación

masa/solvente, sobre la extracción de compuestos fenólicos y la capacidad antioxidante de

extractos de corteza de Pinus durangensis y Quercus sideroxyla. Maderas. Ciencia y

tecnología, 18(4), 701–714. https://doi.org/10.4067/s0718-221x2016005000061

356. Sousdaleff, M., Baesso, M. L., Neto, A. M., Nogueira, A. C., Marcolino, V. A., y Matioli,

G. (2013). Microencapsulation by Freeze-Drying of Potassium Norbixinate and Curcumin

with Maltodextrin: Stability, Solubility, and Food Application. Journal of Agricultural and

Food Chemistry, 61(4), 955–965. https://doi.org/10.1021/jf304047g

357. Spagolla, L. C., Santos, M. M., Passos, L. M. L., y Aguiar, C. L. (2009). Extração alcoólica

de fenólicos e flavonóides totais de mirtilo “Rabbiteye” (Vaccinium ashei) e sua atividade

antioxidante. Revista de Ciências Farmacêuticas Básica e Aplicada, 30(2), 187–191.

358. Spigno, G., Tramelli, L., y De Faveri, D. M. (2007). Effects of extraction time, temperature

and solvent on concentration and antioxidant activity of grape marc phenolics. Journal of

Food Engineering, 81(1), 200–208. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2006.10.021

359. Stat-Ease Inc. (2018). Central Composite Design (CCD). Recuperado de

https://www.statease.com/docs/v11/designs/ccd.html

360. Sun, Y., Xu, W., Zhang, W., Hu, Q., y Zeng, X. (2011). Optimizing the extraction of

phenolic antioxidants from kudingcha made from Ilex kudingcha C.J. Tseng by using

response surface methodology. Separation and Purification Technology, 78(3), 311–320.


361. Sun-Waterhouse, D., Chen, J., Chuah, C., Wibisono, R., Melton, L. D., Laing, W., …

Skinner, M. A. (2009). Kiwifruit-based polyphenols and related antioxidants for functional

foods: kiwifruit extract-enhanced gluten-free bread. International Journal of Food

Sciences and Nutrition, 60(sup7), 251–264. https://doi.org/10.1080/09637480903012355

362. Tao, Y., Wu, D., Zhang, Q., y Sun, D. (2014). Ultrasound-assisted extraction of phenolics

from wine lees: Modeling, optimization and stability of extracts during storage.

https://doi.org/10.4067/s0718-221x2016005000061

https://doi.org/10.1021/jf304047g


https://www.statease.com/docs/v11/designs/ccd.html


https://doi.org/10.1080/09637480903012355

168

Ultrasonics Sonochemistry, 21(2), 706–715.


363. Teixeira, M. I., Andrade, L. R., Farina, M., y Rocha-Leão, M. H. M. (2004).

Characterization of short chain fatty acid microcapsules produced by spray drying.

Materials Science and Engineering: C, 24(5), 653–658.

https://doi.org/10.1016/j.msec.2004.08.008

364. Tenorio, M. (2016). Flavonoids extracted from orange peelings tangelo (Citrus reticulata

x Citrus paradisi) and their application as a natural antioxidant in sacha inchi (Plukenetia

volubilis) vegetable oil. Scientia Agropecuaria, 7, 419–431.

https://doi.org/10.17268/sci.agropecu.2016.04.07

365. Terán, R. (2014). Diseño de mezclas de compuestos fenólicos en función a su eficacia

antioxidante en el aceite de sacha inchi (Plukenetia volubilis) (Tesis de maestría).

Universidad Nacional Agraria La Molina, Lima, Perú.

366. The Nielsen Company. (2009, 27 diciembre). U.S. Healthy Eating Trends Part 1

Commitment Trumps the Economic Pinch. Recuperado 16 diciembre, 2017, de

https://www.nielsen.com/us/en/insights/news/2010/healthy-eating-trends-pt-1-

commitment-trumps-the-economic-pinch.html

367. Thorat, I. D., Jagtap, D. D., Mohapatra, D., Joshi, D. C., Sutar, R. F., y Kapdi, S. S. (2013).

Antioxidants, their properties, uses in food products and their legal implications.

International Journal of Food Studies, 2, 81–104. https://doi.org/10.7455/ijfs/2.1.2013.a7

368. TIBCO Software Inc. (2017). Statistica Help. Recuperado de

http://documentation.statsoft.com/STATISTICAHelp.aspx?path=Experimental/Doe/Exa

mples/Example5CentralCompositeResponseSurfaceDesigns

369. Toma, M., Vinatoru, M., Paniwnyk, L., y Mason, T. (2001). Investigation of the effects of

ultrasound on vegetal tissues during solvent extraction. Ultrasonics Sonochemistry, 8(2),

137–142. https://doi.org/10.1016/s1350-4177(00)00033-x

370. Tomás-Barberán, F. A., y Clifford, M. N. (2000). Flavanones, chalcones and

dihydrochalcones – nature, occurrence and dietary burden. Journal of the Science of Food

and Agriculture, 80, 1073–1080. https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0010(20000515)80:7

371. Tomás-Barberán, F. A. (2003). Los polifenoles de los alimentos y la salud. Alimentación,

Nutrición Y Salud, 10(2), 41–53.

372. Tong, Q., Zhang, X., Wu, F., Tong, J., Zhang, P., y Zhang, J. (2010). Effect of honey


https://doi.org/10.1016/j.msec.2004.08.008

https://doi.org/10.17268/sci.agropecu.2016.04.07

https://www.nielsen.com/us/en/insights/news/2010/healthy-eating-trends-pt-1-commitment-trumps-the-economic-pinch.html

https://www.nielsen.com/us/en/insights/news/2010/healthy-eating-trends-pt-1-commitment-trumps-the-economic-pinch.html

https://doi.org/10.7455/ijfs/2.1.2013.a7

http://documentation.statsoft.com/STATISTICAHelp.aspx?path=Experimental/Doe/Examples/Example5CentralCompositeResponseSurfaceDesigns



https://doi.org/10.1016/s1350-4177(00)00033-x

https://doi.org/10.1002/(SICI)1097-0010(20000515)80:7

169

powder on dough rheology and bread quality. Food Research International, 43(9), 2284–

2288. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2010.08.002

373. Tonon, R. V., Brabet, C., y Hubinger, M. D. (2008). Influence of process conditions on the

physicochemical properties of açai (Euterpe oleraceae Mart.) powder produced by spray

drying. Journal of Food Engineering, 88(3), 411–418.


374. Tonon, R. V., Brabet, C., y Hubinger, M. D. (2010). Anthocyanin stability and antioxidant

activity of spray-dried açai (Euterpe oleracea Mart.) juice produced with different carrier

agents. Food Research International, 43(3), 907–914.


375. Torres, A. (2018). Determinación de compuestos fenólicos y su capacidad antioxidante de

extractos de orujo (epicarpo) de Vitis vinífera L. var. Italia y Negra criolla de residuos

vitivinícolas como fuente de principios bioactivos aprovechables (Tesis de pregrado).

Universidad Nacional de San Agustín, Arequipa, Perú.

376. Tovar, J. (2013). Determinación de la actividad antioxidante por DPPH y ABTS de 30

plantas recolectadas en la Ecorregión cafetera (Tesis de pregrado). Universidad

Tecnológica de Pereira, Pereira, Colombia.

377. Tucker, B. W., y Pigott, G. M. (2003c). FISH OILS|Composition and Properties. In B.

Caballero (Ed.), Encyclopedia of Food Sciences and Nutrition (2ª ed., pp. 2495–2501).

https://doi.org/10.1016/B0-12-227055-X/00481-8

378. Tumbas Šaponjac, V., Ćetković, G., Čanadanović-Brunet, J., Pajin, B., Djilas, S., Petrović,

J., … Sladana, J. V. (2016). Sour cherry pomace extract encapsulated in whey and soy

proteins: Incorporation in cookies. Food Chemistry, 207, 27–33.


379. Umesha, S., Manohar, R. S., Indiramma, A., Akshitha, S., y Naidu, K. A. (2015).

Enrichment of biscuits with microencapsulated omega-3 fatty acid (Alpha-linolenic acid)

rich Garden cress (Lepidium sativum) seed oil: Physical, sensory and storage quality

characteristics of biscuits. LWT - Food Science and Technology, 62(1), 654–661.


380. Varastegani, B., Zzaman, W., y Yang, T. A. (2015). Investigation on Physicochemical and

Sensory Evaluation of Cookies Substituted with Papaya Pulp Flour. Journal of Food

Quality, 38(3), 175–183. https://doi.org/10.1111/jfq.12129




https://doi.org/10.1016/B0-12-227055-X/00481-8



https://doi.org/10.1111/jfq.12129

170

381. Vargas, E. (2016). Caracterización fisicoquímica de pan molde blanco con sustitución

parcial de harina de pajuro (Erythrina edulis). (Tesis de pregrado). Universidad Peruana

Unión, Lima, Perú.

382. Vasconcelos, A. G., Garcia-Diaz, D. F., Jimenez, P., y Silva, P. I. (2013). Bioactive

compounds and health benefits of exotic tropical red–black berries. Journal of Functional

Foods, 5(2), 539–549. https://doi.org/10.1016/j.jff.2013.01.029

383. Vásquez, C., De Cos, A. I., y López-Nomdedeu, C. (2005). Alimentación y Nutrición.

Manual teórico-práctico. (2ª ed.). Madrid, España: Díaz de Santos.

384. Venereo, J. R. (2002). Daño oxidativo, radicales libres y antioxidantes. Rev Cubana Med

Milit, 31(2), 126–133.

385. Vidal, N. (2015b). La era saludable: Alimentos funcionales, nutricosmética y

nutracéuticos. Recuperado 16 diciembre, 2017, de https://www.ainia.es/insights/la-era-

saludable-alimentos-funcionales-nutricosmetica-y-nutraceuticos/

386. Vihakas, M. (2014): Flavonoids and other phenolic compounds: characterization and

interactions with lepidopteran and sawfly larvae. Tesis doctoral, Department of

Chemistry/Faculty of Mathematics and Natural Sciences, University of Turku, Turku,

Finland.

387. Villanueva A. (2014). Optimización multirrespuesta según la velocidad de lanzado ,

número de operadores, frecuencia de moto reductor , sobre el % de desviación del calibre

y % de aprovechamiento final, en el proceso de selección de espárrago blanco fresco en

Agualima S.A.C. (Tesis de pregrado). Universidad Nacional de Trujillo, Trujillo, Perú.

388. Wass, J. A. (2010). First Steps in Experimental Design— The Screening Experiment. J.

Valid. Technol., 16, 49–57.

389. Watson, R. R., Preedy, V., y Zibadi, S. H. (2014). Polyphenols in human health and

disease. London, UK: Elsevier.

390. Watts, B. M., Ylimaki, G. L., Jeffery, L. E., y Elías, L. G. (2001). Métodos sensoriales

básicos para la evaluación de alimentos. Ottawa, Canadá: Universidad de Manitoba,

Facultad de Ecología Humana, Departamento de Alimentos y Nutrición.

391. Wu, Y., Zou, L., Mao, J., Huang, J., y Liu, S. (2014). Stability and encapsulation efficiency

of sulforaphane microencapsulated by spray drying. Carbohydrate Polymers, 102, 497–

503. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.11.057

392. Xavier, L., Freire, M. S., Vidal-Tato, I., y González-Álvarez, J. (2015). Application of

https://doi.org/10.1016/j.jff.2013.01.029

https://www.ainia.es/insights/la-era-saludable-alimentos-funcionales-nutricosmetica-y-nutraceuticos/

https://www.ainia.es/insights/la-era-saludable-alimentos-funcionales-nutricosmetica-y-nutraceuticos/

https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.11.057

171

aqueous two phase systems based on polyethylene glycol and sodium citrate for the

recovery of phenolic compounds from Eucalyptus wood. Maderas. Ciencia y tecnología,

17(2), 345–354. https://doi.org/10.4067/s0718-221x2015005000032

393. Yang, Y., y Zhang, F. (2008). Ultrasound-assisted extraction of rutin and quercetin from

Euonymus alatus (Thunb.) Sieb. Ultrasonics Sonochemistry, 15(4), 308–313.


394. Yáñez-Fernández, J., Salazar, J. A., Chaires, L., Jiménez, J., Márquez, M., y Ramos, E. G.

(2002, septiembre). Aplicaciones biotecnológicas de la microencapsulación. Avance y

Perspectiva, 21(1), 313–319.

395. Yilmaz, Y., y Toledo, R. T. (2006). Oxygen radical absorbance capacities of grape/wine

industry byproducts and effect of solvent type on extraction of grape seed polyphenols.

Journal of Food Composition and Analysis, 19(1), 41–48.

https://doi.org/10.1016/j.jfca.2004.10.009

396. Youngson, R. (1994). Antioxidantes y radicales libres. London, UK: Harpercollins

Publishers.

397. Zadernowski, R., Czaplicki, S., y Naczk, M. (2009). Phenolic acid profiles of mangosteen

fruits (Garcinia mangostana). Food Chemistry, 112(3), 685–689.


398. Zambrano-Zaragoza, M. L., Gallardo-Navarro, Y. T., Meléndez, P. R., y Arjona-Román,

J. L. (2003). Metodología de superficie de respuesta aplicada a la optimización de la

capacidad de hidratación en un extruido de cascarilla de maíz con base en avena.

Información Tecnológica, 14(3), 37–40.

399. Zhang, L., Mou, D., y Du, Y. (2007). Procyanidins: Extraction and microencapsulation.

Journal of the Science of Food and Agriculture, 87, 2192–2197.

400. Zou, T., Wang, M., Gan, R., y Ling, W. (2011). Optimization of Ultrasound-Assisted

Extraction of Anthocyanins from Mulberry, Using Response Surface Methodology.

International Journal of Molecular Sciences, 12(5), 3006–3017.


https://doi.org/10.4067/s0718-221x2015005000032


https://doi.org/10.1016/j.jfca.2004.10.009



172

X. ANEXOS

Anexo I. Análisis taxonómico del Oenocarpus bataua Mart

173

Anexo II. Análisis de capacidad antioxidante de los EU por el método DPPH

174

Anexo III. Análisis de capacidad antioxidante de los EU por el método CAT

175

Anexo IV. Análisis de proteínas de G-C horneada

176

Anexo V. Análisis de proteínas de G-EUL horneada

177

Anexo VI. Análisis de proteínas de G-EUM horneada

178

Anexo VII. Galería de figuras

Figura 38. Obtención del polvo fino de semilla de ungurahui.

A. Fruto de ungurahui lavado y desinfectado, B. Secado de semillas enteras (T=40°C), C.

Molienda, D. Secado de semillas molidas (T=40°C), E. Pulverizado, F. Tamizado (malla # 80),

G. Polvo fino de semilla

A B

C D

E F G

179

Figura 39. pH y prueba de solubilidad

A. Medición del pH, B. Solventes de diferentes polaridades, C. Reacción (t=0 min.), D. Reacción

(t=2 min.)

A B

C

D

180

M

M M

M

A

B C D E F

G H I J K L

181

Leyenda: M: Muestra (extracto diluido + reactivo), B: Blanco (solvente + reactivo)

Figura 40. Marcha fitoquímica

A. Reactivos, B. Ensayo de Molish, C. Ensayo de Fehling, D. Ensayo de cloruro férrico, E. Ensayo

de Gelatina, F. Ensayo de Shinoda, G. Hidróxido de sodio al 10 %, H. Ensayo de Rosenheim, I.

Ensayo de Lieberman-Burchard, J. Ensayo de Salkowski, K. Ensayo de Ninhidrina, L. Ensayo de

Dragendorff, M. Ensayo de Mayer, N. Ensayo de Bertrand, O. Ensayo de Ensayo de

Sonnenschein, P. Ensayo de Saponina, Q. Ensayo de Hidróxido de amonio (Glicósidos de

antraquinona), R y S. Ensayo de Grignard (Glicósidos cianogenéticos)

M N O P

Q R S

182

A B C

D E F

G H

183

I J

K L

M N

184

Figura 41. Obtención de los extractos de semilla de ungurahui (EU)

A, B y C. Preparación de los extractos, D. Extracción asistida por ultrasonido, E. Centrifugación

(4000 rpm x 15 min.), F. Filtración, G y H. Sistema de concentración al vacío (T=40°C), I y J.

Distribución del extracto concentrado en placas de Petri, K y L. Secado de los EU (T=40°C), M y

N. Raspado y recolección de los EU, O. Almacenamiento de los EU

O

185

Figura 42. Obtenciòn del extracto de semilla de ungurahui libre (EUL)

A. Pesado del polvo fino de semilla, B. Extracción ultrasónica a las condiciones óptimas. C.

Preparación de los tubos de centrifugación. D. Filtrado, E. Extracto filtrado, F. Extracto seco, G.

Reducción del tamaño de los cristales, H. Almacenamiento del extracto de semilla de ungurahui

libre (EUL).

A B C

D E

F G H

186

A B C

D E F

187

Figura 43. Obtención del extracto de semilla de ungurahui microencapsulado (EUM)

A, B, C, D y E. Preparación de la solución de alimentación, F. Equipo mini-Spray Dryer, G.

Cámara de secado, H. Ciclón separador, I. Botella colectora, J. Condiciones de secado, K. Pesado

del EUM

G H I

J K

188

Figura 44. Elaboración de galletas enriquecidas (G-EUL y G-EUM) y G-C

A. Primer mezclado (mantequilla, azúcar, esencia de vainilla y huevo), B. Segundo mezclado

(adición de harina, bicarbonato de sodio, sal y extracto), C. Masa cruda de G-C, G-EUL y G-

EUM, D. Amasado y cortado, E. Galletas antes de hornear, F. Galletas horneadas (T=180°C x 8

min.)

A B

C D

E F

189

Figura 45. Análisis del contenido fenólico total (CFT) por el método de Folin-Ciocalteu

A. Reactivo Folin - Ciocalteu, B. Ácido gálico a 1000 ppm, C. Carbonato de sodio (20% p/v), D.

Concentraciones de 2.5 a 200 ppm del estándar ácido gálico, E. Coloración de las reacciones en las

cubetas, F. Lectura de las muestras, G. Curva de calibración del estándar

A B C D

E F

G

190

Figura 46. Análisis de la capacidad antioxidante por el método DPPH

A. Reactivo DPPH, B. Solución madre de DPPH, C. Reactivo Ácido ascórbico, D. Ácido

ascórbico a 10 ppm, E. Extracto a 10 ppm, F. Reacción: muestra (extracto o acido ascórbico) +

DPPH, G. Muestra en reposo (t=30 min.), H. Lectura de la muestra

A B C

D E F

G H

191

A B C

F

D

E

192

Figura 47. Análisis de la capacidad antioxidante por el método CAT

A. Reactivo molibdato de amonio, B. Reactivo fosfato de sodio dodecahidratado, C. Reactivo

fosfomolibdato, D. Concentraciones de 5 a 100 ppm del estándar ácido ascórbico, E. Incubación

de las muestras y del estándar en baño maría (95°C x 90 min), F. Enfriamiento en baño de hielo,

G. Curva de calibración del estándar

G

193

Figura 48. Análisis de morfología y tamaño de EUL y EUM

A. Microscopio electrónico de barrido, B. Adhesión de las muestras al portamuestras, C.

Colocación del portamuestras en el microscopio

A

B C

194

Figura 49. Desengrase de galletas para extracción y posterior análisis de CFT

A, B. Pesado de galletas crudas y horneadas, C. Desengrase de galletas por Soxhlet, D. Galletas

crudas secas y desengrasadas, E. Galletas horneadas secas y desengrasadas.

A B C

D

E

195

A B C

D E

F G

196

Figura 50. Análisis proximal de las galletas (G-EUL, G-EUM y G-C)

A, B y C. Determinación del contenido de humedad; D y E. Digestión de las muestras para la

determinación del contenido de proteína cruda; F, G, H, I y J. Determinación de grasa mediante el

equipo Soxhlet; K y L. Determinación del contenido de cenizas

H I J

K L

197

Figura 51. Análisis sensorial de las galletas (G-EUL, G-EUM y G-C)

A. Muestras de galleta para evaluación, B. Presentación de las muestras durante la evaluación

sensorial, C y D. Desarrollo del análisis sensorial, E. Registro del cuestionario de un panelista

A

B C

D E

198

Anexo VIII. Ficha técnica de la maltodextrina

199

Anexo IX. Formato del cuestionario para la prueba hedónica (análisis sensorial)


Anexo X. Datos para la curva de calibración de ácido gálico a 760 nm


200

Anexo XI. Datos para la curva de calibración de ácido ascórbico a 695 nm


Anexo XII. Porcentaje de Actividad Antioxidante Relativa con respecto al ácido ascórbico (%

AAR) del extracto de semilla de ungurahui a 10 ppm (mg/L).


Anexo XIII. Pesos de la semilla de ungurahui en sus etapas de procesamiento

Los valores están expresados como media ± desviación estándar (n° frutos=100).


Fruto Semilla Semilla seca Polvo fino EUL

Peso (g) 9.07 ± 0.61 6.53 ± 0.44 6.27 ± 0.42 1.13 ± 0.08 0.28 ± 0.02

La semilla representó

aprox. el 72% del fruto.

La semilla redujo aprox.

4% de su humedad inicial.

18% de la semilla seca,

fue recuperada después del tamizado

El rendimiento para la

obtención del EUL es 24.37%

201

Anexo XIV. Determinación del CFT en g. de polvo fino, semilla y fruto

Para la determinación del contenido fenólico total por g. de polvo fino de semilla: � � = . � × . � = . � �

Para la determinación del contenido fenólico total por g. de semilla: � � � = . � � × . � � = . � �

Para la determinación del contenido fenólico total por g. de fruto: � � = . � � × . �. = . �

Anexo XV. Determinación de la cantidad de EUL y EUM por unidad de galleta

Para la determinación de la cantidad de EUL por unidad de galleta (G-EUL): = . ℎ × ℎ. × = .

Para la determinación de la cantidad de EUM por unidad de galleta (G-EUM): = . ℎ × ℎ. × = .

Efecto de la adición del extracto hidroetanólico de ...

Documents

Transcript of Efecto de la adición del extracto hidroetanólico de ...