Diversidad e importancia económica de los tábanos (Diptera ...de Francisco Morazán (22) y Olancho...

Diversidad e importancia económica de los

tábanos (Diptera: Tabanidae) de Honduras

Ronel Josué Argueta Menéndez

Escuela Agrícola Panamericana, Zamorano

Honduras Noviembre, 2020

i

ZAMORANO

CARRERA INGENIERÍA AGRONÓMICA

Diversidad e importancia económica de los

tábanos (Diptera: Tabanidae) de Honduras

Proyecto especial de graduación presentado como requisito parcial para optar

al título de Ingeniero Agrónomo en el

Grado Académico de Licenciatura.

Presentado por


Zamorano, Honduras Noviembre, 2020

ii

Diversidad e importancia económica de los tábanos

(Diptera: Tabanidae) de Honduras

Presentado por:


Aprobado:

______________________________ ______________________________

Jesús Orozco, Ph.D. Rogel Castillo, M.Sc

Asesor Principal Director

Departamento de Ciencia y Producción

Agropecuaria

______________________________ ______________________________

John Jairo Hincapié, D.Sc.

Asesor

_______________________________ Katerin Aguilar, Lcda.

Asesora

Luis Fernando Osorio, PhD.

Vicepresidente y Decano Académico.

Jesus Orozco (Nov 11, 2020 14:08 CST)

John Hincapie (Nov 11, 2020 15:02 CST)

https://na1.documents.adobe.com/verifier?tx=CBJCHBCAABAASNOvNW4wO8-dD7m6Oh-87hweGqhHbK7t





iii

Diversidad e importancia económica de los tábanos (Diptera: Tabanidae) de Honduras


Resumen. A pesar de que los tábanos pueden representar un riesgo hacia los sectores agropecuarios

y de salud pública, Honduras carece de estudios sobre este grupo de moscas. Este trabajo buscó

explorar la diversidad de tábanos, estudiar su importancia dentro del territorio hondureño, y crear

una guía de identificación para los géneros más comunes en Zamorano. Se revisaron 351

especímenes depositados en la colección de Zamorano y se compilaron datos de la literatura. Los

especímenes se evaluaron morfológicamente mediante uso de claves dicotómicas y se identificaron

el nivel más bajo posible. Adicionalmente se instalaron dos trampas tipo H-trap durante el mes de

julio. Se reportaron 30 nuevas especies por primera vez en Honduras la cual ahora posee una

diversidad de 99 especies de tábanos, esto representa un incremento del 43.48% con respecto a los

datos conocidos. El departamento de Atlántida presentó la mayor diversidad (24 especies) seguido

de Francisco Morazán (22) y Olancho (20). Los meses con mayor incidencia de tábanos fueron

junio y mayo. Se analizó el comportamiento de ataque de los tábanos en bovinos, equinos y

humanos como también las enfermedades relacionadas con la familia, donde no se hallaron las

especies concretas en Honduras que transmiten las enfermedades. Se elaboró una guía ilustrada de

géneros comunes de la colección de insectos de Zamorano.

Palabras clave: Diversidad, Identificación, Incremento.

Abstract. Despite the importance of tabanids for animal and human health, little is known in

Honduras about them. This work sought to explore the diversity of horseflies, study their

importance within the Honduran territory, and create an identification guide for the most common

genera in Zamorano. 351 specimens deposited in the Zamorano collection were reviewed and data

from the literature were compiled. The specimens were morphologically evaluated using

dichotomous keys and the lowest possible level was identified. Additionally, two H-trap type traps

were installed during the month of July. 30 new species were reported for the first time in Honduras

which now has a diversity of 99 species of horseflies, this represents an increase of 43.48%

compared to known data. The department of Atlántida presented the highest number of diversity

(24 species) followed by Francisco Morazán (22) and Olancho (20). The months with the highest

incidence of horseflies were June and May. The attack behavior of horseflies in cattle, horses and

humans was analyzed as well as diseases related to the family, where the specific species in

Honduras that transmit the diseases were not found. An illustrated guide to common genera from

the Zamorano insect collection was produced.

Key words: Diversity, Identification, Increase.

iv

ÍNDICE GENERAL

Portada y portadilla……………………………………………………………………… i

Página de firmas………………………………………………………………………… ii

Resumen……………………………………………………………………………….. iii

Índice general …..……………….…………………………………………………….. iv

Índice de Cuadros y Figuras...………………………………………………………….. v

1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................ 1

2. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................................ 3

3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................................... 6

4. CONCLUSIONES ........................................................................................................... 38

5. RECOMENDACIONES................................................................................................. 39

6. LITERATURA CITADA ............................................................................................... 40

v

ÍNDICE DE CUADROS Y FIGURAS

Cuadros Página

1. Especies de tábanos de Honduras ........................................................................................... 7 ..

2. Especies de tábanos de Honduras (continuación) .................................................................. 8 ..

3. Especies de tábanos de Honduras (continuación) .................................................................. 9 ..

4. Especies de tábanos en la Colección de Zamorano .............................................................. 11 ..

5. Especies de tábanos en la Colección de Zamorano (continuación) ..................................... 12 ..

6. Especies de tábanos en la Colección de Zamorano (continuación) .................................... 13 ..

7. Especies reportadas por primera vez para Honduras ........................................................... 14 ..

8. Especies de tábanos presentes en Zamorano ........................................................................ 18 ..

Figuras Página

1. Mapa de la ubicación del Laboratorio de entomología, Zamorano ................................ 3 ..

2. Mapa de ubicación de trampas (H-trap) en Zamorano .................................................... 4 ..

3. H-Trap ............................................................................................................................. 4 ..

4. Diversidad de especies en los géneros de Tabanidae de Honduras .............................. 10 ..

5. Número de tábanos colectados en Honduras por mes .................................................. 15 ..

6. Tábanos colectados por departamento .......................................................................... 15 ..

7. Riqueza de especies de tábanos en los departamentos .................................................. 16 ..

8. Diversidad de especies de tábanos de Honduras y sus países fronterizos .................... 17 ..

9. Zonas anatómicas afectadas por tábanos en ganado bovino ......................................... 20 ..

10. Zonas de preferencia por tábanos en caballos ............................................................... 20 ..

11. Áreas en la anatomía humana afectadas por ataque de tábanos ................................... 21 ..

12. Tibias traseras con 2 espolones apicales ...................................................................... 23 ..

13. Tibias posteriores sin espolones apicales ..................................................................... 23 ..

14. Tercer segmento antenal con 7-8 flagelómeros distintos .............................................. 24 ..

15. Tercer segmento antenal con no más de 5 flagelómeros .............................................. 24 ..

16. Ojo desnudo .................................................................................................................. 24 ..

17. Ojo con pelos ................................................................................................................ 24 ..

18. Labela totalmente esclerotizada .................................................................................... 25 ..

19. Labela más ancha, parcial o totalmente esclerotizada .................................................. 26 ..

20. Las celdas r5 y m3 del ala están cerradas en el margen del ala .................................... 26 ..

21. Ala casi siempre con banda cruzada oscura .................................................................. 27 ..

22. Basicosta sin pelos fuertes comparado con la costa ...................................................... 28 ..

23. Basicosta con numerosos pelos fuertes al igual que la costa ........................................ 28 ..

24. Tercer segmento antenal con fuerte diente dorsobasal ................................................. 28 ..

25. Tercer segmento antenal usualmente esta con un ángulo dorsobasal agudo ................ 28 ..

26. Diente antenal que llega más allá del ápice del primer flagelómero ............................ 29 ..

27. Especies robustas, generalmente peludas y con apariencia de abejas .......................... 29 ..

28. Diente antenal corto ...................................................................................................... 30 ..

29. Callo basal delgado, en forma de cresta, más estrecho que el frontal .......................... 31 ..

vi

30. Callo basal tan ancho como el frontal ........................................................................... 31 ..

31. Primer segmento antenal, muy inflado y brillante ........................................................ 32 ..

32. Pelos cobrizos metálicos o verdosos como escamas ..................................................... 33 ..

33. Ausencia de callo basal ................................................................................................. 34 ..

34. Figura Labela al menos parcialmente brillante, esclerotizada ...................................... 34 ..

35. Alas entrecruzadas con sombras prominentes .............................................................. 36 ..

36. Ala con parche oscuro prominente ............................................................................... 36 ..

37. Palpo maxilar inflado y antenas más anchas ................................................................. 37 ..

38. Primer segmento antenal agrandado ............................................................................. 37 ..

39. Primer segmento antenal pequeño ................................................................................ 37 ..

1

1. INTRODUCCIÓN

La familia Tabanidae, incluye moscas conocidas como tábanos “horse-flies”, “deer-flies” y

“yellow-flies” en inglés. Son insectos medianos, de 3 a 35 mm con cabeza grande; los adultos se

encuentran en áreas abiertas y bosques y tienen un comportamiento diurno, pero algunas pocas

especies son crepusculares o nocturnos (Wolff y Miranda-Esquivel 2016). En su estado adulto,

existe dimorfismo sexual donde las hembras son hematófagas y los machos se alimentan de néctar,

además, también existen diferencias de actividad, razón por la cual los machos son escasamente

colectados y poco frecuentes en las colecciones entomológicas (Pechuman y Teskey 1981). Las

larvas son acuáticas, semiacuáticas o terrestres y pueden atravesar de seis a nueve estadios (Squitier

2003). Las larvas se pueden encontrar en vegetaciones saturadas de agua, pantanos, cerca

estanques, arroyos debajo de piedras y en hábitats terrestres como basura forestal (Mullens 2019)

Jones y Anthony (1964) señalan que prácticamente los estudios acerca de la familia Tabanidae han

expresado creencias que las larvas tienen tendencias caníbales, particularmente el género Tabanus.

El interés por el estudio de esta familia se ha desarrollado desde siglos atrás tal como lo explica

Portillo Rubio (2002) que a mediados del siglo XVIII autores como Linneaus, Fabricius, Fourcroy,

Herbest, Olivier, Rossi, Scopoli, Ström, Thuberg y Villiers se dedicaron a describir las especies.

Los estudios taxonómicos de los tábanos cobraron mayor interés dentro de la comunidad científica

expandiéndose y logrando un gran desarrollo alrededor del mundo, debido a los impactos

económicos negativos en la salud y la importancia en la polinización de cultivos. Coscarón y

Papavero (2009) reportan 4,300 especies de tábanos en el mundo, las cuales están distribuidas en

tres subfamilias y 137 géneros; de estas, 1,205 especies contenidas en 71 géneros se encuentran en

la región neotropical.

Los tábanos transmiten algunos patógenos y parásitos biológicamente, en cuyo caso el agente de

la enfermedad se replica y/o se desarrolla dentro de la mosca durante un período de tiempo antes

de la transmisión (Mullens 2019). Los tábanos actúan como vectores mecánicos de enfermedades,

como anaplasmosis, tripanosomiasis, y tularemia entre otras (Artigas 1994). Trypanosoma evansi

(Steel), el principal causante de la enfermedad conocida como la surra o tripanosomosis equina,

son transportados en América por tábanos. La mordida de Diachlorus ferragatus (Fabricius) es

dolorosa para los humanos y a menudo produce una reacción severa en algunos individuos (Jones

y Anthony 1964). Crysops spp. (Meigen) es el agente vector de la enfermedad que se transmite por

tábanos más importante de los humanos que es el gusano ocular africano, Loa loa (Guyot), que

causa la loiasis humana (Mullens 2019). La única mención que se realiza de los tábanos en

Honduras fue en la revista Médica Hondureña donde Martin (1934) señala que los tábanos, que se

propagan especialmente en el ganado vacuno, son terribles plagas y epizootias; los mayores

requerimientos de energía causados por irritación y pérdida de sangre debido a los ataques de

tábanos se cree que es la fuente principal de reducción ganancias de peso (Perich et al. 1986).

Al igual que la familia Tabanidae existen otras familias que incluyen individuos que llegan a causar

molestia al ganado como la mosca del cuerno, (Haematobia irritans) (Linneus), esta permanece la

mayor parte del tiempo sobre los bovinos, alimentándose de su sangre varias veces por día (Barros

et al. 2002), cuya picadura es dolorosa y persistente, que multiplicada por los cientos de ejemplares

que parasitan al individuo producen una acción irritante severa (Filiberti et al. 2016). Otro ejemplo

2

es el caso de la mosca de los establos (Stomoxys calcitrans) (Linneus) los adultos son hematófagos,

tanto hembras y machos se alimentan de la sangre del ganado vacuno y equino (Solórzano 2014).

Estas moscas pueden causar pérdidas sustanciales al ganado, especialmente al de engorde y

lechero, este daño económico es provocado por la combinación de anemia, estrés e infecciones

inducidas por el insecto (Patra et al. 2018).

La información publicada para el territorio también es poca, únicamente se encuentran catálogos

generalizados realizados a nivel de Neotrópico. Autores como Hine, Walker, Kröber, Fairchild,

Fabricius, Philip han descrito tábanos para Honduras (Coscarón y Papavero 2009). Fairchild (1961)

generó la primera lista preliminar de Tabanidae de Costa Rica, posteriormente fue revisada y

modificada por Hogue y Fairchild (1974) logrando explorar la diversidad de especies encontradas

de aquel país, y conforme a los años se ha enriquecido agregando nuevas especies como lo hizo

Burger (2002).

Dentro del territorio hondureño existen cuatro colecciones entomológicas ubicadas en la Escuela

Agrícola Panamericana Zamorano, Universidad Nacional Autónoma de Honduras, Centro

Universitario Regional del Litoral Atlántico, Escuela Nacional de Ciencias Forestales; en ellos se

incluyen especímenes de la familia Tabanidae.

En Honduras existe el impedimento taxonómico el cual se refiere a la falta de conocimientos

disponibles sobre la magnitud, la identidad, la distribución de la biodiversidad, y a las limitaciones

que ello impone en las labores de conservación (González 2009). Este problema se ve reflejado en

la dificultad de identificar el material debido a la ausencia de expertos, claves y literatura, esto

justifica el objetivo de crear una guía de identificación. Resultado del impedimento taxonómico es

que se estima que al menos de la mitad de las especies de insectos en Honduras son desconocidas

(Linares y Orozco 2017).

El conocer las especies, facilita las acciones a tomar para fortalecer el desarrollo científico, médico

y agrícola. Debido a que no se han estudiado las especies presentes en el campus no hay

información sobre posibles vectores de patógenos y parásitos que afecten a bovinos, equinos e

inclusive humanos. Adicionalmente, la importancia de documentar las especies es generar

información para estudios de la familia Tabanidae no solo dentro de un país, sino como parte de

una base para los estudios de diversidad en la región centroamericana.

Los objetivos de esta investigación fueron:

• Explorar la diversidad de tábanos en Honduras.

• Estudiar la importancia de los tábanos en Honduras.

• Crear una guía de identificación para los géneros más comunes de la familia Tabanidae en

Zamorano.

3

2. MATERIALES Y MÉTODOS

Ubicación del estudio

El estudio se llevó a cabo en la República de Honduras, en el km 30 carretera a Danlí, Municipio

de Francisco Morazán, dentro de las instalaciones de La Escuela Agrícola Panamericana (Figura

1).

Análisis de diversidad

Se revisó el material de la familia Tabanidae depositado en la Colección de Insectos de Zamorano.

Se analizaron los especímenes encontrados dentro de la colección, se revisó el material de acuerdo

con su género, especie, país de procedencia, departamento, localidad, fecha y si estaba disponible

el método de captura, con ello se obtuvieron los niveles de diversidad y la abundancia de cada

departamento presente para conocer la distribución de tábanos dentro del país. Además, se revisó

la información disponible para el grupo en Williams (1971), Coscarón y Papavero en (2009) y

Maes et al. (2020) para determinar las especies que han sido reportadas en Honduras y países

fronterizos.

La mayoría del material depositado en la colección no estaba identificada, por lo que fue necesario

usar las claves de Hine (1920), Wilkerson (1978, 1982), de Brown et al. (2009) y de Krolow y

Henriques (2010). El estudio de caracteres se hizo bajo un estereoscopio Leica EZ4.

Adicionalmente se instalaron dos trampas en base a las conocidas como H-trap; para ello se

utilizaron dos tubos de PVC de ¾ de pulgada y 4.33 m de longitud, estos se curvaron en forma de

arco y se entrelazaron para tener el esqueleto de la trampa. Para la primera trampa se utilizó una

pelota inflable de playa de 1.93 m de diámetro la cual fue pintada de color negro con pintura en

Figura 1. Mapa de la ubicación del Laboratorio de entomología, Zamorano.

Fuente: Google Maps.

4

aerosol y colocada a 0.80 m del suelo; posterior se colocó una malla que cubría desde la parte

superior de la estructura hasta 1.10 m del suelo cubriendo a su vez la mitad de la esfera, y por

último utilizando una botella plástica de refresco de tres litros se realizó un embudo en la parte

superior. La trampa tenía una altura alrededor de 1.87 m.

Para la segunda trampa se realizó la misma metodología, pero se usó una esfera de 1.20 m a 0.80

m del suelo y la malla cubría desde la parte superior a 1.43 m del suelo. Las trampas fueron

instaladas en la entrada del club hípico y el corral número uno de la unidad de ordeño (Figura 2 y

3).

Figura 2. Mapa de ubicación de trampas (H-trap) en Zamorano.

Fuente: Google Maps.

Figura 3. A. H-Trap 1 instalada en la entrada del club hípico. B. H-trap 2 instalada en área de

ordeño.

A

r

B

r

5

Las H-trap funcionan con el principio de atracción por el calor, donde una esfera negra absorbe la

radiación del sol y con ayuda del movimiento de la bola simula a un animal en movimiento y el

insecto es atraído. Las trampas se revisaron del 5 de julio al 5 de agosto en el club Hípico y del 18

al 5 de agosto en ganado de ordeño. Los insectos colectados se extrajeron diariamente alrededor de

las 6:00 PM y se almacenaron en alcohol etílico al 70% en botes de 125 mL. Posteriormente se

montaron dentro de las instalaciones del laboratorio.

Importancia económica

A través de la revisión bibliográfica, se evaluó el impacto económico de las especies encontradas

en Honduras; se expandió la búsqueda a otros países para determinar la importancia económica

que pueden generar estos insectos dentro del país en la medicina veterinaria, humana y en la

agricultura.

Guía para la identificación

Se usó como base la clave dicotómica del manual de Díptera de América Central (Brown et al.

2009). Se tomaron fotografías de los caracteres diagnósticos de la clave usando una cámara Canon

EOS REBEL T5i® conectada al estereoscopio Leica EZ4 y haciendo uso del programa EOS

REBEL T5i®. Se tomaron una serie de fotografías de cada estructura a diferentes enfoques y

mediante el programa Zerene Stacker® se sobrepusieron dichas fotografías para producir una sola

foto.

6

3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Nuevos registros

Producto de la revisión del material sin identificar y la adición del material identificado, se

encontraron 79 especies en la colección, constituyendo 30 de estos nuevos registros para el país

(Cuadro 1). Para ello se revisaron un total de 351 especímenes depositados en la Colección de

Insectos de Zamorano (EAP). Entre este material se encontraron 19 géneros, 9 especies y 245

individuos sin identificar (Cuadro 2).

Coscarón y Papavero (2009) en su catálogo de Diptera del neotrópico incluyeron 30 tábanos con

distribución conocida en Honduras. Treinta y dos especies adicionales con distribución desde EUA

hacia países centroamericanos y sudamericanos que abarcan el territorio hondureño fueron también

consideradas para realizar la lista preliminar de la familia Tabanidae debido a que se puede asumir

con relativa seguridad que, a pesar de que esas especies no se han colectado en el país están

presentes. Adicionalmente Maes et al. (2020) registraron siete especies adicionales para Honduras

no incluidas en Coscarón y Papavero (2009). En total, previo a este trabajo y producto de la

compilación bibliográfica se conocían un total de 69 especies de tábanos para Honduras. Con la

nueva información presentada en este trabajo, Honduras ahora posee una diversidad de 99 tábanos,

esto representa un incremento del 43.48% con respecto a los datos conocidos.

Dentro de las nuevas especies para Honduras (Cuadro 3) se encuentran Bolbodimyia galindoi

(Fairchild), B. erythrocephala (Bigot), B. philipi (Stone) y B. nigra (Stone), tres especies no

identificadas del género Chlorotabanus además de Chlorotabanus flagellatus (Krolow y

Henriques) y C. parviceps (Kröber), la especie Dasybasis prunivita (Kröber), una especie no

identificada del género Cryptotylus, una especie no identificada de Dasychela, una especie no

identificada del género Lepiselaga, tres especies no identificadas del género Poeciloderas, 12

especies no identificadas de Tabanus, T. nebulosus (De Geer) y T. pseudoculus (Fairchild).

Se reportan por primera vez para el país cuatro géneros: Bolbodimyia, Cryptotylus, Dasybasis, y

Dasychela, lo que representa un aumento de un 21.05%, de 19 a 23 géneros. Bolbodimyia ha sido

reportado en Guatemala y El Salvador países que son fronterizos.

Cryptotylus es un reporte interesante ya que de acuerdo con Coscarón y Papavero (2009), las cinco

especies que posee este género se encuentran desde Panamá distribuidas hacia el sur. Dasybasis se

encuentra en países suramericanos y para Dasychela la única especie cercana es Dasychela badia

(Kröber), que se encuentra desde Costa Rica a Panamá (Coscarón y Papavero 2009).

El género dentro del material de la colección que presenta la mayor diversidad es Tabanus con 37

especies (Figura 4) y los meses con mayor número de individuos dentro de la colección son junio

y mayo (Figura 5).

La información recolectada del material de la colección se encuentra en mayor parte proveniente

de los departamentos de Francisco Morazán (125), seguido de Olancho (81), Atlántida (68) y

Gracias a Dios (52) (Figura 6). Francisco Morazán presenta el mayor índice de abundancia de

tábanos, esto se explica debido a que Zamorano está dentro del departamento y las zonas de

recolecta son cercanas a la universidad.

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Género Especie País Fuente

Chrysops auroguttatus (Kröber) México a Colombia Coscarón y Papavero

Chrysops latifasciatus (Bellardi) México a Nicaragua Coscarón y Papavero

Chrysops mexicanus (Kröber) México a Colombia Coscarón y Papavero

Chrysops pachycnemius (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Chrysops scalaratus (Bellardi) México a Panamá Coscarón y Papavero

Chrysops soror (Kröber) Honduras Coscarón y Papavero

Chrysops willistoni (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Chrysops Variegatus Honduras Maes et al.

Silvius aquila (Philip) Centroamérica Coscarón y Papavero

Silvius melanopterus (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Esenbeckia illota (Williston) Honduras Coscarón y Papavero

Esenbeckia mejiai (Fairchild) Honduras Coscarón y Papavero

Esenbeckia translucens (Macquart) México a Perú y Brasil Coscarón y Papavero

Fidena flavipennis (Kröber) México a Venezuela Coscarón y Papavero

Fidena rhinophora (Bellardi) México a Venezuela y

Perú Coscarón y Papavero

Scione aurulans (Wiedemann) México a Costa Rica Coscarón y Papavero

Bolbodimyia Galindoi Honduras Nuevo registro

Bolbodimyia Erythrocephala Honduras Nuevo registro

Bolbodimyia Philipi Honduras Nuevo registro

Bolbodimyia Nigra Honduras Nuevo registro

Catachlorops baliopterus (Gorayeb) Honduras Coscarón y Papavero

Catachlorops fulmineus (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Catachlorops scurrus (Fairchild) México a Panamá Coscarón y Papavero

Chlorotabanus Flagellates Honduras Nuevo registro

Chlorotabanus inanis (Fabricius) México a Perú y Brasil Coscarón y Papavero

Chlorotabanus mexicanus (Linnaeus) México a Ecuador Coscarón y Papavero

Chlorotabanus Parviceps Honduras Nuevo registro

Chlorotabanus sp. 1 Honduras Nuevo registro



Cuadro 1. Especies de tábanos de Honduras.

8


Cryptotylus sp. 1 Honduras Nuevo registro

Dasybasis Pruinivita Honduras Nuevo registro

Dasychela sp. 1 Honduras Nuevo registro

Diachlorus ferrugatus Honduras Coscarón y Papavero

Dichelacera costaricana (Fairchild) Honduras Coscarón y Papavero

Dichelacera grandis (Ricardo) Honduras Coscarón y Papavero

Dichelacera pulchra (Williston) Honduras Maes et al.

Dichelacera pulchroides (Fairchild y

Philip) Honduras Coscarón y Papavero

Dichelacera regina (Fairchild) Honduras Coscarón y Papavero

Dichelacera scapularis (Macquart) México a Panamá Coscarón y Papavero

Lepiselaga crassipes (Fabricius) México a Argentina Coscarón y Papavero

Lepiselaga sp. 1 Honduras Nuevo registro

Leucotabanus canithorax (Fairchild) México a Colombia Coscarón y Papavero

Leucotabanus nigriventris (Kröber) México a Panamá Coscarón y Papavero

Leucotabanus exaestuans (Linnaeus) Honduras Maes et al.

Phaeotabanus longiappendiculatus

(Macquart) Honduras Coscarón y Papavero

Philipotabanus kompi (Fairchild) Honduras Coscarón y Papavero

Philipotabanus magnificus (Kröber) Honduras Coscarón y Papavero

Philipotabanus nigrinubilus (Fairchild) Honduras Coscarón y Papavero

Selasoma tibiale (Fabricius) México a Argentina Coscarón y Papavero

Stenotabanus fulvistriatus (Hine) México a Panamá Coscarón y Papavero

Stenotabanus littoreus (Hine) México a Panamá Coscarón y Papavero

Stenotabanus maculifrons (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Stibasoma chionostigma (Osten

Sacken) México a Colombia Coscarón y Papavero

Stibasoma flaviventris (Macquart) México a Brasil Coscarón y Papavero

Stibasoma panamense (Curran) Honduras Coscarón y Papavero

Stypommisa captiroptera (Kröber) Honduras Maes et al.

Stypommisa u-nigrum (Philip) Honduras Coscarón y Papavero

Poeciloderas quadripunctatus

(Fabricius) México a Argentina Coscarón y Papavero

Cuadro 1 (Continuación). Especies de tábanos de Honduras.

9


Poeciloderas sp. 1 Honduras Nuevo registro



Tabanus atratus (Fabricius) América Coscarón y Papavero

Tabanus abattenuis (Philip) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus bigoti (Bellardi) Honduras Maes et al.

Tabanus colombensis (Macquart) Honduras Maes et al.

Tabanus commixtus (Walker) México a Venezuela,

Trinidad, Martinique Coscarón y Papavero

Tabanus defilippii (Bellardi) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus dorsifer (Walker) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus erebus (Osten Sacken) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus howdeni (Philip) México a Colombia Coscarón y Papavero

Tabanus jilamensis (Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus morbosus (Stone) México a Panamá Coscarón y Papavero

Tabanus Nebulosus Honduras Nuevo registro

Tabanus occidentalis (Linneus) México a Argentina Coscarón y Papavero

Tabanus oculus (Walker) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus pachypalpus (Bigot) México a Ecuador Coscarón y Papavero

Tabanus picturatus (Kröber) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus polyphemus (Fairchild) México a Colombia Coscarón y Papavero

Tabanus pruinosus (Bigot) Honduras Maes et al.

Tabanus Pseudoculus Honduras Nuevo registro

Tabanus pungens (Wiedemann) EUA y Neotrópico Coscarón y Papavero

Tabanus quinquepunctatus

(Hine) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus subruber (Bellardi) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus unipunctatus (Bigot) México a Colombia Coscarón y Papavero

Tabanus vittiger (Thomson) México a Surinam Coscarón y Papavero

Tabanus yucatanus (Townsend) Honduras Coscarón y Papavero

Tabanus sp. 1 Honduras Nuevo registro



10













111111111

2222

444

67

37

0 5 10 15 20 25 30 35 40

Cryptotylus

Dasybasis

Dasychela

Leucotabanus

Phaeotabanus

Philipotabanus

Scione

Stenotabanus

Stypommisa

Catachlorops

Esenbeckia

Lepiselaga

Stibasoma

Bolbodimyia

Chrysops

Poeciloderas

Dichelacera

Chlorotabanus

Tabanus

Figura 4. Diversidad de especies en los géneros de Tabanidae de Honduras.

11

Cuadro 2. Especies de tábanos depositados en la Colección de Insectos de Zamorano (EAPZ).

Tribu Género Especie No. De especímenes

Chrysopsini Chrysops Variegatus 9

Chrysopsini Chrysops sp. 1 15



Diachlorini Bolbodimyia Galindoi 2

Diachlorini Bolbodimyia erythrocephala 1

Diachlorini Bolbodimyia Philipi 1

Diachlorini Bolbodimyia Nigra 2

Diachlorini Catachlorops sp. 1 4

Diachlorini Catachlorops sp. 2 1

Diachlorini Chlorotabanus sp. 1 3



Diachlorini Chlorotabanus mexicanus 1

Diachlorini Chlorotabanus flagellatus 1

Diachlorini Chlorotabanus parviceps 1


Diachlorini Cryptotylus sp. 1 3

Diachlorini Dasybasis pruinivita 3

Diachlorini Dasychela sp. 1 23

Diachlorini Dichelacera sp. 1 1






Cuadro 2. Especies de tábanos depositados en la Colección de Insectos de Zamorano (EAPZ).

.

12


Diachlorini Lepiselaga sp. 1 17

Diachlorini Lepiselaga sp. 2 3

Diachlorini Leucotabanus sp. 1 1

Diachlorini Phaeotabanus sp. 1 3

Diachlorini Philipotabanus sp. 1 13

Diachlorini Stenotabanus sp. 1 5

Diachlorini Stibasoma sp. 1 1

Diachlorini Stibasoma sp. 2 1

Diachlorini Stypommisa sp. 1 47

Pangoniini Esenbeckia sp. 1 2

Pangoniini Esenbeckia sp. 2 1

Scionini Scione aurulans 1

Tabanini Poeciloderas quadripiunctatus 6

Tabanini Poeciloderas sp. 1 5



Tabanini Tabanus colombensis 2

Tabanini Tabanus nebulosus 2

Tabanini Tabanus occidentalis 53

Tabanini Tabanus oculus 16

Tabanini Tabanus pseudoculus 7

Tabanini Tabanus pungens 8

Tabanini Tabanus yucatanus 10

Tabanini Tabanus sp. 2 1



Cuadro 2 (Continuación). Especies de tábanos depositados en la Colección de Insectos de

Zamorano (EAPZ).

.

13


























Tabanini Tabanus sp.29 1



Cuadro 2 (Continuación). Especies de tábanos depositados en la Colección de Insectos de

Zamorano (EAPZ).

.

14

Subfamilia Tribu Género Especie

Tabaninae Diachlorini Bolbodimyia galindoi

Tabaninae Diachlorini Bolbodimyia erythrocephala

Tabaninae Diachlorini Bolbodimyia Philipi

Tabaninae Diachlorini Bolbodimyia Nigra

Tabaninae Diachlorini Chlorotabanus flagellatus

Tabaninae Diachlorini Chlorotabanus parviceps

Tabaninae Diachlorini Chlorotabanus sp. 1



Tabaninae Diachlorini Cryptotylus sp. 1

Tabaninae Diachlorini Dasybasis pruinivita

Tabaninae Diachlorini Dasychela sp. 1

Tabaninae Diachlorini Lepiselaga sp. 1

Tabaninae Tabanini Poeciloderas sp. 1



Tabaninae Tabanini Tabanus nebulosus

Tabaninae Tabanini Tabanus pseudoculus

Tabaninae Tabanini Tabanus sp. 1












Cuadro 3. Especies reportadas por primera vez para Honduras

15

Figura 6. Tábanos colectados por departamento.

Figura 5. Número de tábanos colectados en Honduras por mes.

1

1

1

2

3

4

11

52

68

81

125

0 20 40 60 80 100 120 140

Choluteca

Cortés

La Paz

Santa Barbara

El Paraiso

Yoro

Comayagua

Gracias a Dios

Atlántida

Olancho

Francisco Morazán

4

53

41

84

111116

91 94

72

82

0

20

40

60

80

100

120

140

16

A pesar de que Francisco Morazán es el departamento con mayor abundancia (125 especímenes)

seguido de Olancho (81 especímenes), el departamento con más riqueza es Atlántida (24 especies)

a pesar de poseer solamente 68 especímenes conocidos.

Localidades como el Refugio de vida silvestre Cuero y Salado, Parque Nacional Pico Bonito, Tela,

y la Ceiba son de donde se obtuvo el material en La Atlántida. La Figura 7 incluye también

especímenes reportados en la colección que fueron recolectados en los departamentos de Granada

y Nueva Segovia de Nicaragua y que forman parte de la colección.

Comparación de la riqueza de países cercanos

Número de especies. Para determinar el número de especies de Guatemala y El Salvador se hizo

uso del catálogo de Coscarón y Papavero (2009), donde Guatemala posee 44 especies y El Salvador

cuenta con siete reportadas, a estos números se le añadieron 25 especies para Guatemala y 32

especies para El Salvador que abarcan la distribución espacial EUA - México hacia países centro

y sudamericanos con un total de 69 y 39 especies respectivamente. Para determinar las especies en

Nicaragua se sumaron las descritas por Coscarón y Papavero (2009) y Maes et al. (2020) y se

obtuvo un total de 44 especies al igual que las anteriores se agregaron 22 especies que incluye la

distribución espacial EUA - México para concluir con un total de 66 especies. Con estos datos,

Honduras presenta el mayor número de especies conocidas, seguido por Guatemala, Nicaragua y,

por último, El salvador. En la Figura 8 se señala una gráfica comparativa del número de especies

entre los países aledaños a Honduras.

Figura 7. Riqueza de especies de tábanos en los departamentos.

1

1

1

1

1

2

3

4

5

10

20

22

24

0 5 10 15 20 25 30

Choluteca

Cortés

La Paz

Nueva Segovia

Granada

Santa Barbara

El Paraiso

Yoro

Comayagua

Gracias a Dios

Olancho

Francisco Morazán

Atlántida

17

Comparación de la riqueza de especies entre países. En esta sección no se tomó en cuenta las

especies de la distribución espacial, sino solamente las reportadas en cada territorio. Son 99

especies que representan la riqueza de los países centroamericanos, de las cuales se pueden destacar

28 de ellas que se han encontrado en más de una nación como es el caso de; Tabanus abattenuis y

T. yucatanus se encuentran en los cuatro países, Chrysops pachycnemius que se encuentran en

Guatemala, El Salvador y Honduras, Esenbeckia mejiai se comparte con Guatemala Nicaragua y

Honduras. C. soror, C. willistoni, Silvius melanopterus, Phaeotabanus longiappendiculatus,

Stenotabanus maculifrons, Stypommisa u-nigrum, T. quinquepunctatus y T. subruber son especies

que fueron reportadas tanto en Honduras como en Guatemala.

Honduras y Nicaragua comparten los reportes de C. variegatus, Esenbeckia illota, Diachlorus

ferrugatus, Dichelacera pulchra, Leucotabanus exaestuans, Stypommisa captiroptera, Tabanus

bigoti, T. colombensis, T. erebus, T. oculus, T. pruinosus. Las especies Stibasoma chionostigma,

T. occidentalis, T. secundus (Walker) y T. unistriatus (Hine) se pueden encontrar tanto en

Guatemala como en Nicaragua. En Guatemala y el Salvador se pueden encontrar Bolbodimyia

philipi. Por último, se comparó a Nicaragua con El Salvador donde ninguna especie coincidió. Esto

indica que Guatemala cuenta con 31 especies, Nicaragua con 26, y El Salvador con 4 especies

restantes que solamente están documentados dentro de sus respectivos territorios; al sumar estos

números se adquiere un total de 61 especies de tábanos que pueden ser introducidos, migrar o

incluso ya estar presente en el territorio hondureño, esto aumenta la cantidad de posibles especies

por descubrir. Claro ejemplo es T. Pseudoculus, T. nebulosus, que se encontraban reportados en

otros países de acuerdo con los catálogos, pero están presentes en el material de Zamorano y

capturados dentro de Honduras.

Figura 8. Diversidad de especies de tábanos de Honduras y sus países fronterizos.

7

37

44

44

32

32

25

22

30

0 20 40 60 80 100 120

El Salvador

Honduras

Guatemala

Nicaragua

Especies reportadas Especies en la distribucion Nuevos Reportes

66

69

99

39

18

Tábanos dentro de Zamorano

Dentro del campus se encontraron 20 especies de tábanos las cuales 18 ya eran parte del material

de la colección, dos especies adicionales que fueron obtenidas por las capturas mediante las

trampas utilizadas para este estudio (Cuadro 4).

Especies capturadas dentro de Zamorano. Se capturaron 20 individuos en las trampas H-trap

dentro del campus, 10 individuos en las instalaciones del club Hípico incluyendo cinco individuos

no identificados de Tabanus, tres identificados como Tabanus pungens, uno como T. occidentalis,

y uno identificado como Chrysops variegatus. En el área de producción de ordeño se encontraron

10 especímenes: un Lepiselaga crassipes, cinco T. pungens, un T. occidentalis, dos Tabanus sin

identificar y un C. variegatus.

Tribu Género Especie Origen

Chrysopsini Chrysops Variegatus Colección/ Capturada en trampa H-trap

Chrysopsini Chrysops sp. 3 Colección

Diachlorini Dasybasis pruinivita Colección

Diachlorini Lepiselaga Crassipes Capturada en trampa H-trap

Diachlorini Lepiselaga sp. 1 Colección

Diachlorini Lepiselaga sp. 2 Colección

Tabanini Poeciloderas quadripiunctatus Colección

Tabanini Poeciloderas sp. 2 Colección

Tabanini Tabanus Colombensis Colección

Tabanini Tabanus Nebulosus Colección

Tabanini Tabanus oculus Colección

Tabanini Tabanus Occidentalis Colección/ Capturada en trampa H-trap

Tabanini Tabanus Pseudoculus Colección

Tabanini Tabanus pungens Colección/ Capturada en trampa H-trap

Tabanini Tabanus sp. 2 Colección





Tabanini Tabanus sp. 28 Capturada en trampa H-trap

Cuadro 4. Especies de tábanos presentes en Zamorano.

19

Importancia económica

Los tábanos transmiten algunos patógenos y parásitos biológicamente, en cuyo caso el agente de

la enfermedad se replica y/o se desarrolla dentro de la mosca durante un período de tiempo antes

de la transmisión (Mullens 2019). La única mención que se realiza de los tábanos en Honduras fue

en la revista Médica Hondureña donde Martin (1934) señala que los tábanos, que se propagan

especialmente en el ganado vacuno, son terribles plagas y epizootias. Estos afectan la productividad

del ganado provocando pérdidas en la ganancia diaria de peso, son mayores los requerimientos de

energía causados por irritación y pérdida de sangre debido a los ataques de tábanos que se cree que

es la fuente principal de reducción ganancias de peso (Perich et al. 1986).

La Figura 9 indica el estudio realizado por Mullens (1979) para determinar las zonas anatómicas

en la vaca que son de preferencia para diferentes especies de tábanos, para ello el autor dividió las

partes del animal de acuerdo con la longitud del pelo, mediante la observación el autor pudo

determinar los momentos oportunos durante el día para esquematizar las áreas que han sido

afectadas por las especies de tábanos. Las especies que fueron estudiadas no han sido reportadas

en la zona centroamericana, pero géneros como Tabanus y Leucotabanus sí se han manifestado en

el país y podrían tener patrones de comportamiento similar.

De acuerdo a Mullens (1979), el género Tabanus demostró tener una selección variada del cuerpo

de la vaca especies como T. americanus (Föster), T. atratus (Fabricius), T. calens (Linnaeus), T.

sulcifrons (Macquart) tienen mayor preferencia en el área espalda, T. fulvulus-pallidescens (Philip),

T. longus (Osten), T. lineola (Fabricius), T. moderator (Stone), T. trimaculatus (de Beauvois)

afectan patas, T. moderator, T. trimaculatus T. nigripes (Wiedemann), T. lineola atacan la cabeza

y T. sparus milleri (Whitney) tiene preferencia sobre el área de las orejas, por el otro lado

Leucotabanus annulatus (Say) ataca el vientre.

Las zonas con mayor longitud de pelo son el cuello, espalda y patas en razas Angus (Mullens 1979).

Se observó una correlación positiva (P < 0.025) entre la profundidad media del cabello del área de

aterrizaje y la longitud de la parte bucal (Mullens 1979) lo que indica que a mayor longitud de

cabello mayor será la longitud de la boca. Esto concuerda con lo propuesto por Lall y Davies (1971)

donde tábanos con mayor número de piezas bucales pueden alimentarse de animales de cabello de

mayor grosor o longitud.

La Figura 10 muestra el estudio llevado a cabo por Bassi et al. (2004) sobre el comportamiento de

tábanos de Brasil sobre los caballos, el cual señala las regiones anatómicas de preferencia para el

ataque de tábanos. Los autores encontraron un mayor número de tábanos que prefieren las patas

delanteras y traseras, seguidas por el vientre, ancas, cuello, espalda y cabeza. De estas especies

estudiadas T. occidentalis y P. quadripunctatus son conocidas de los departamentos de Francisco

Morazán y Gracias a Dios y de acuerdo con Bassi et al. (2014) la primera especie prefiere las patas

y la segunda el área del vientre.

En la Figura 11 se muestra las zonas de ataque de tábanos hacia humanos tomada del mismo

experimento de Bassi et al. (2004) y como estos se distribuyen por todo el cuerpo, teniendo una

mayor atracción hacia las piernas seguidas de hombros, brazo y cabeza. Poeciloderas

quandripuntatus y Tabanus occidentalis demostraron tener mayor incidencia en las piernas.

20

Figura 10. Zonas de preferencia por tábanos en caballos.

Fuente: Bassi et al. (2004)

Figura 9. Zonas anatómicas afectadas por tábanos en ganado bovino.

Fuente: Mullens (1979)

21

Enfermedades relacionadas por integrantes de la Familia Tabanidae

Para detallar las enfermedades relacionadas con la familia se tomó como base el listado realizado

por Mullens (2019) en el cual detalla las enfermedades donde Tabanus, Chrysops, Haematopota,

Hybomitra, Atylotus participan como vectores de agentes causales, la forma de transmisión, y su

distribución a nivel global. A pesar de que son múltiples las formas en las que una enfermedad se

puede diseminar la familia Tabanidae demuestra tener un papel importante en la transmisión de

patógenos y parásitos, predominantemente los géneros Tabanus y Chrysops que son parte de la

fauna centroamericana. A continuación, se detallan las enfermedades vinculadas con los tábanos.

Anemia infecciosa equina. Es una enfermedad infecciosa crónica y recurrente de los caballos

causada por un retrovirus que persiste de por vida en los animales infectados (Cheevers y McGuire

1985). Los síntomas que presenta los equinos pueden ser pirexia, depresión, pérdida de peso, y

anemia (Henson et al. 1971). Los tábanos son vectores del virus y estos lo transmiten de manera

mecánica, al momento que son interrumpidos al alimentarse con un huésped del virus y trasladarse

a un hospedero sano. La evidencia indica que los tábanos pueden ser efectivos vectores del virus

en situaciones en las que se produce una alimentación interrumpida (Krinsky 1976). Mullens

(2019) indica que los géneros Tabanus, Hybomitra, Chrysops son los transmisores del virus.

Leucosis bovina enzoótica. Tabanus, Chrysops e Hybomitra son los encargados de la transmisión

del virus de la leucosis bovina enzoótica (Toma et al. 1990). Stomoxys, un muscido, también es un

vector de esta enfermedad. La leucosis bovina enzoótica es producida por un virus del grupo

Figura 11. Áreas en la anatomía humana afectadas por ataque de tábanos.

Fuente: Bassi et al. (2004)

22

Retroviridae, se considera una enfermedad viral crónica que afecta el ganado bovino adulto (Rejf

y Trabattoni 2017).

Cólera porcina. Es conocida también como peste porcina clásica, causado por los virus del género

Pestivirus, los síntomas que son observables en cerdos son fiebre, acurrucamiento, pérdida de

apetito, apatía, debilidad, conjuntivitis, estreñimiento seguido de diarrea, y desplazamiento

irregular (OIE 2020). De acuerdo con SENASA (2017) se logró controlar y erradicar de Honduras,

por lo que se considera un territorio libre de la enfermedad que hasta la fecha no se han reportado

algún caso dentro del mismo. Los tábanos del género Tabanus representan un potencial peligro

para la porcicultura porque Tabanus lineola y T. quinquevittatus son capaces de transmitir la

enfermedad (Tidwel et al. 1972). A pesar de que estas especies no están reportadas dentro de

Honduras o países vecinos, no debe descartarse que otras especies del género distribuidas en la

región puedan obtener y transmitir de manera mecánica los virus.

Surra. Trypanosoma evansi es considerado como el primer tripanosoma de carácter patogénico

que demostró causar enfermedades en animales domésticos (Luckins 1988). Este patógeno causa

la enfermedad surra o también conocida como mal de caderas, la cual se distribuye en África, Asia

Centro y Sudamérica. Tabanus es el vector principal de T. evansi, tanto para el viejo y nuevo mundo

(Luckins 1988) siendo tambien Chrysops y Haematopota responsables de su transmisión (Mullens

2019).

Anaplasmosis. Los géneros que transmiten Anaplasma marginale (Theiler) son Tabanus,

Chrysops, y Haematobia poseen una distribución cosmopolita (Dantas-Torres y Otranto 2016). Los

síntomas comunes son anemia, fiebre, aborto, pérdida de peso, disminución en la producción de

leche, y potencial muerte (Martínez-Ocampo et al. 2020)

Loiasis. Es una enfermedad causada por un nemátodo filarial llamado Loa loa; se transmite

biológicamente por Chrysops en las selvas ecuatoriales de África occidental y central (Mullens

2019), Los parásitos adultos viven debajo de la piel o en la fascia intermuscular (Chesnais et al.

2017). Al momento que Chrysops ingiere la sangre de una persona infectada también absorben

microfilarias producidas por los adulos de Loa loa, estos se desarrollan en el intestino para

posteriormente moverse hacia la cabeza y piezas bucales del insecto donde esperan ingresar a un

nuevo huésped a través de la mordida. Los tábanos infectados pueden producir 100 o más larvas

de L. loa en estado infeccioso por mosca (Mullens 2019). A pesar de que esta enfermedad es

exclusiva de África, la primera descripción científica es de un caso clínico en Santo Domingo

(República Dominicana) (Pion y Chesnais 2016). Debido a que las zonas latitudinales

latinoamericanas y del continente africano son similares, no se debe pasar en alto que exista la

posibilidad de la introducción no voluntaria de este nematodo al neotrópico, donde este puede

encontrar condiciones favorables para su desarrollo y se encuentran especies del género Chrysops

que le permiten propagarse en las comunidades.

Tularemia. Es una enfermedad causada por Francisella tularensis (McCoy y Chapin), una bacteria

Gram negativa, que afecta a conejos y puede llegar a afectar humanos. Los síntomas son una lesión

ulcerosa local primaria, linfadenopatías regionales, síntomas sistémicos profundos y, en ocasiones,

una neumonía atípica (Bush y Perez 2018). Brotes periódicos de tularemia en Utah (EUA) desde

principios de 1900 se han vinculado de manera convincente a picaduras de tábanos especialmente

Chrysops discalis (Williston) (Mullens 2019). Esta especie no se encuentra en Honduras.

23

Clave de identificación para subfamilias, tribus y géneros de tábanos de Honduras

(Modificada de Brown et al. 2009)

1. Tibias traseras con 2 espolones apicales (Figura 12); basicosta y Subcosta sin macrotrichia;

gonoestiletes de los genitales masculinos bífidos, redondeada o puntiaguda; los extremos

caudales de los conductos espermatecales femeninos simples, sin extensiones en forma de

copa…………………………………………………………………………………...……2

- Tibias posteriores sin espolones apicales (Figura 13); basicosta desnuda o vellosa, vena

subcostal con macrotrichia al menos debajo; gonoestiletes de los genitales masculinos

truncados; conductos espermatecales con expansiones en forma de copa en los extremos

caudales; TABANINAE……………….………………………………………………10

2. Tercer segmento antenal con 7-8 flagelómeros distintos (Figura 14); terguito 9 no dividido;

PANGONONIINAE………………………………………………………………………3

- Tercer segmento antenal con no más de 5 flagelómeros distintos (Figura 15), el primer

flagelómero claramente más largo; terguito 9 dividido. CHRYSOPSINAE………………8

Figura 12. Tibias traseras con 2

espolones apicales. Figura 13. Tibias posteriores sin

espolones apicales.

Figura 13. Tibias posteriores sin

espolones apicales.

24

3. Ojos desnudos (Figura 16); gonoestilete de los genitales masculinos bífidos; aletas con callos

en forma de cresta, que pueden estar desnudos o peludos; Pangoniini; Esenbeckia

Rondani…………………………………………………………………………………….4

- Ojos con pelos (Figura 17); gonoestilete de los genitales masculinos simples; puntiagudo;

frontal plano, sin ningún tipo de callo; SCIONINI……………..………….………………6

Figura 14. Tercer segmento antenal

con 7-8 flagelómeros distintos.

Figura 14. Tercer segmento antenal

con 7-8 flagelómeros distintos.

Figura 15. Tercer segmento antenal con

no más de 5 flagelómeros.

Figura 16. Ojo desnudo. Figura 17. Ojo con pelos.

Figura 17. Ojo con pelos.

25

4. Probóscide gruesa y muy esclerotizada; labela totalmente esclerotizada (Figura 18), angosta y

en forma de fórceps, aparentemente sin pseudotraquea en la superficie interna, tórax y abdomen

negruzcos, tórax con pelos blanquecinos en la pleura, abdomen con áreas de pelos blancos finos

en todos los terguitos y esternitos...............Esenbenckia (Proboscoides) Philip

- Probóscide más delgada, labela solo parcialmente esclerotizado; tórax y al menos dos primeros

segmentos abdominales no negros………………………………………………5

5. Labela pequeña y esbelta; pocos o ningún pelo presente en el margen oculogenal debajo de las

bases de las antenas (hembra), o no con pelos densos (macho); palpos maxilares ranurado o

ahuecado en la superficie externa, generalmente menos de la mitad de la longitud de la

probóscide ................................................. Esenbeckia (Ricardoa) Enderlein

- Labela más ancha, parcial o totalmente esclerotizada (Figura 19) y con pseudotraquea en la

superficie interna; al menos una sola fila de pelos largos (hembra) o pelos densos (macho) a lo

largo del margen oculogenal inmediatamente debajo de la sutura subantenal; palpos maxilares

delgados a espatulados o puntiagudos, como mucho engordados en la superficie externa,

generalmente más de la mitad de la longitud de la

probóscide..................................................................... Esenbeckia (Esenbeckia) Rondani

Figura 18. Labela totalmente esclerotizada.

Figura 18. labela totalmente esclerotizada.

26

6. Tercer segmento antenal con proyecciones dorsal y ventral, bipectinado; celda r5, de ala cerrada

y peciolada al inclinarse hacia adelante de M1 para encontrarse con r5

.........................................................................................................Pityocera Giglio-Tos

7.

- Tercer segmento antenal simple, subulado; celda r5 del ala abierta o cerrada, pero si está

cerrada, r5 se dobla hacia abajo para encontrarse con M1…………………………………7

-

8. Las celdas r5 y m3 del ala están cerradas en el margen del ala (Figura 20) ...... Scione Walker

- Celda m3 de ala abierta, celda r5 cerrada o abierta en el margen del ala ........ Fidena Walker

9. Alas casi siempre con banda cruzada oscura (Figura 21); ojos en vida con patrón de puntos y

barras......................................................................................... Chrysops Meigen

Figura 19. Labela más ancha, parcial o totalmente esclerotizada.

Figura 19. Labela más ancha, parcial o totalmente esclerotizada.

Figura 20. Las celdas r5 y m3 del ala están cerradas

en el margen del ala.

Figura 20. Las celdas r5 y m3 del ala están cerradas

en el margen del ala.

27

- Alas transparentes o con sombras en las venas transversales o en otros lugares, pero no con una

banda cruzada distinta; patrón del ojo en la vida irregularmente moteado …………… Silvius

Meigen………………………………………………………………….………..…9

10. Tercer segmento antenal más largo que los dos segmentos anteriores juntos

................................................................................................. Silvius (Griseosilvius) Philip

- Tercer segmento antenal más corto que los dos segmentos anteriores, generalmente más corto

que el primer segmento ……………………………………Silvius (Assipala) Philip

-

11. Basicosta sin pelos fuertes o estas generalmente menos densas que en la costa contigua (Figura

22); si los pelos en la basicosta son tan densos como en la costa, entonces hay vestigios de

ocelos; a menudo con uno o más de los siguientes: vestigios de ocelos; labela esclerotizada de

probóscide; espina dorsal larga o diente en el tercer segmento antenal; subcallo, clípeo o primer

segmento antenal desnudo y brillante o inflado; tibias infladas; ala ilustrada;

DIACHLORINI……………………………………………………………11

- Basicosta con numerosos pelos fuertes iguales en tamaño y densidad a las de la costa contigua

(Figura 23), o si los pelos son escasas, entonces hay tubérculo en el vértice;

TABANINI………………………………………………………………………………39

Figura 21. Ala casi siempre con banda cruzada oscura

Figura 21. Ala casi siempre con banda cruzada oscura

28

12. Tercer segmento antenal con fuerte diente dorsobasal (Figura 24) o espina que apunta hacia

adelante que a menudo llega hasta el final del primer flagelómero o más allá………….12

- Tercer segmento antenal usualmente esta con un ángulo dorsobasal agudo (Figura 25), pero si

hay diente dorsobasal presente (una especie de Leucotabanus), entonces el abdomen con todos

los segmentos con bandas blancas (hembra) o cuerpo completamente canoso gris peludo y

velludo blanco (macho)…….....……………… ……………………..…………22

13. Ojo densamente peludo, pelos cortos; diente antenal que llega más allá del ápice del primer

flagelómero (Figura 26); probóscide al menos dos veces la longitud del palpo maxilar largo y

Figura 22. Basicosta sin pelos fuertes

comparado con la costa.

Figura 22. Basicosta sin pelos fuertes

comparado con la costa.

Figura 23. Basicosta con numerosos pelos

fuertes al igual que la costa.

Figura 23. Basicosta con numerosos pelos

fuertes al igual que la costa.

Figura 24. Tercer segmento antenal con fuerte

diente dorsobasal.

Figura 24. Tercer segmento antenal con fuerte

diente dorsobasal.

Figura 25. Tercer segmento antenal usualmente

esta con un ángulo dorsobasal agudo.

Figura 25. Tercer segmento antenal usualmente

esta con un ángulo dorsobasal agudo.

29

delgado, aproximadamente igual a la altura de la cabeza; labela corta, no esclerotizada; callo

en forma de mazo, mucho más estrecho que el frontal; ala con parche discal oscuro

difuso…………………………………………………....................... Dasychela Enderlein

- Ojo desnudo; otras características variables …………………………………………….13

14. Especies robustas, generalmente peludas y con apariencia de abejas, generalmente con tibia

delantera inflada, (Figura 27) flecos de pelo largo en al menos tibias posteriores, palpos

maxilares inflados, antenas cortas y robustas con diente dorsal que se extiende más allá del

ápice del primer flagelómero, y labela esclerotizada brillante; Stibasoma Schines………14

- Especies más esbeltas o sin la combinación de características anteriores……………….15

15. Abdomen verde o verdoso escasamente cubierto de pelos; franja tibial posterior moderada,

todas las tibias delgadas ……………………………...…….Stibasoma (Rhabdotylus) Lutz

Figura 27. Especies robustas, generalmente peludas y con apariencia de abejas.

Figura 27. Especies robustas, generalmente peludas y con apariencia de abejas.

Figura 26. Diente antenal que llega más allá del ápice del primer flagelómero.

30

- Abdomen no verdoso, densamente erizado, franja tibial trasera larga, al menos inflada hacia

adelante ................................................................................Stibasoma (Stibasoma) Schiner

16. Escapo antenal delgado y claramente alargado; clípeo inflado y brillante; cuerpo como una

avispa; Acanthocera Macquart……………………………….......……………………….16

- Escapo antenal no muy alargado; clípeo no claramente inflado y brillante, o si es así, el cuerpo

no tiene forma de púa…………………….………………………………………17

17. Escapo solo moderadamente alargado, el largo es tres veces el ancho en la base, flagelo

claramente más largo que el escapo; espina antenal delgada y puntiaguda; dos segmentos

abdominales basales no fuertemente contraídos, abdomen no fuertemente

arqueado.............................................................. Acanthocera (Nothocanthocera) Fairchild

- Escapo muy alargado, aproximadamente de la misma longitud que el flagelo; espina antenal

grande y parecida a un pulgar; dos segmentos abdominales fuertemente contraídos basalmente,

abdomen fuertemente arqueado................Acanthocera (Polistimima) Fairchild

18. Callo basal reducido a una pequeña mancha desnuda mediana mal definida o marca en forma

de mazo; palpo maxilar inflado basalmente; diente antenal corto (Figura 28), sin llegar al final

del primer flagelómero; especies pálidas, unicolor, de color amarillo fuerte, naranja o marrón

con alas sin marcar .......................................................... Cryptoylus Luts

- Callo basal no muy reducido, bien definido; diente antenal más largo, delgado, agudo; palpo

maxilar delgado, ala generalmente con marcas oscuras, a veces tenues…………………..18

Figura 28. Diente antenal corto.

Figura 28. Diente antenal corto.

31

19. Especies robustas, totalmente negras, alas con banda cruzada negra, pero celda d con área

redonda y clara; diente dorsal antenal largo y agudo; vestigios de 3 ocelos presentes en el

vértice; labela de probóscide sin esclerotizar o debilmente

esclerotizada………………………………………………………........... Dicladocera Lutz

- Especies no completamente negras, o si es así, alas sin mancha clara en la celda d; diente antenal

dorsal de corto a largo; labela de probóscide esclerotizada y brillante a totalmente

membranosa……………………………………………………………………………..19

20. Callo basal delgado, en forma de cresta, más estrecho que el frontal (Figura 29), labela en gran

parte brillante, esclerotizado; ojo unicolor verde brillante en la vida, raramente bicolor o con

una línea media tenue; mesoescudo unicolor o débilmente rayado, sin bandas

transversales………………………………………............. Catachlorops (Psalidia) Lutz

- Callo basal tan ancho como el frontal (Figura 30), labela variada, esclerotizado o no; ojos

rayados o unicolor negruzcos en vida; mesoescudo a menudo con bandas transversales;

Dichelacera Macquart……………….……………………………………………………20

21. Especies delgadas, negras, alas con base y banda discal ancha negra, dejando el área alrededor

de los extremos de las células br y bm, la mitad basal de la celda d, y el ápice más allá de la

bifurcación de las venas R4 y R5 transparentes; tibia delantera bicolor, tibia media y posterior

completamente negra peluda; terguito 4 con prominente triangulo

blanco…………………………………………Dichelacera (Desmatochelacera) Fairchild

- No del todo negras, pero si es así, el patrón de las alas no es como el anterior y todas las tibias

son muy blancas; abdomen y mesoescudo generalmente con bandas transversales; terguito 4

sin triángulo mediano blanco prominente; ala estampada con banda diagonal, a veces

tenue……………………………………………………………………………….21

Figura 29. Callo basal delgado, en forma

de cresta, más estrecho que el frontal. Figura 30. Callo basal tan ancho como el

frontal.

Figura 30. Callo basal tan ancho como el

frontal.

32

22. Mesoescuto oscuro con 2 rayas pálidas cortas en la parte anterior, lados y lóbulos notopleurales

amarillos (hembra) o mesoescudo y escutelo totalmente amarillo y peludos amarillos (macho);

ala transparentes amarillenta, tercio exterior más allá de la horquilla subcallo ligeramente

ahumado (hembra, macho) con una mancha media desnuda

(hembra)………………………………….................Dichelacera (Idiochelacera) Fairchild

- Mesescuto sin rayas longitudinales, generalmente con al menos una banda prescutelar

transversal peluda pálida; varias alas; subcallus enteramente

peludo…..……………………………………........... Dichelacera (Dichelacera) Macquart

23. Subcallo presente, por lo general primer segmento antenal, muy inflado y brillante; segmento

antenal 3 largo y delgado, con ángulo dorsobasal obtuso (Figura 31); tibia delgada o

ligeramente incorporada; alas negras o parcialmente negras, ápice extremo marcadamente

transparente, mitad apical de la vena R4 inclinada bruscamente hacia adelante; palpo maxilar

moderadamente delgado, peludo; clípeo velloso……................ Bolbodimyia Bigot

- Sin la combinación de las anteriores características………………………………………23

24. Tibias, especialmente los dos primeros pares, muy engrosadas, subcallo, clípeo y gena

desnudos y brillantes; palpo maxilar brillante y aplanado; alas basalmente negras al menos

hasta los extremos de las células br y bm; labela sin esclerotizar………………………..24

- Tibias, ligeramente engrosadas o no, sin las combinaciones anteriores…………...………26

25. Especies grandes y brillantes de color negro ruborizado; color negro basal del ala que llena la

mitad de la celda d; primer flagelómero ancho y plano, más de 3 veces la longitud de los

flagelómeros apicales, su ángulo dorsal obtuso y en la mitad del primer

flagelómero……………………………………………………............ Selasoma Macquart

- Especies pequeñas, o cuerpo no negro azulado brillante; primer flagelómero delgado,

flagelómero apical proporcionalmente más largo…………………………….…………..25

Figura 31. Primer segmento antenal, muy

inflado y brillante.

Figura 31. Primer segmento antenal, muy

inflado y brillante.

33

26. Ala negra solo hasta los extremos de las celdas br y bm, margen distal del área negra vertical

desde la costa hasta la punta de la copa de la celda; abdomen desnudo y brillante,

morado…………………………………………................ Himantostylus Lutsz

- Ala negra hasta el final de la celda d, con triángulo transparente en las celdas m3 y cu1;

mesoescudo, y frecuentemente el abdomen, con pelos cobrizos metálicos o verdosos como

escamas (Figura 32) ……….………………………………….... Lepiselaga Macquart

27. Moscas pequeñas, parecidas a múscidos, con tórax rayado azulado y negro y abdomen con

bandas con grandes triángulos medianos pálidos que surgen de los márgenes posteriores

pálidos; abdomen de la hembra agudamente alargado puntiagudo apicalmente; ala

clara…………………………………..................................................... Myiotabanus Lutz

- Sin la combinación de los caracteres anteriores, si tiene un aspecto similar a múscido, por

ejemplo, Stipommisa maruccii (Fairchild), el ala no es transparente y el abdomen no se extiende

hacia el punto agudo apicalmente………………………….………………….27

28. Mesopleura vellosa brillante o matizado, en contraste con el resto de la pleura; labela sin

esclerotizar; tibia delantera casi siempre moderadamente espesa; clípeo casi siempre brillante

e inflado; ala usualmente con parche subapical oscuro…Diachlorus Osten Sacken

- Mesopleura no velluda brillante ni perlado, al menos no contrasta con otros escleritos pleurales;

alas sin parche subapical oscuro………………………………………………..28

29. Ausencia de callo basal (Figura 33); moscas uniformemente velludas pálidas con cuerpo de

color verde pálido, ojo sin bandas, labela esclerotizada y ala transparente o

manchada………………………………………………………..Chlorotabanus lutz

- Callo basal presente, aunque a veces muy reducido………………………………………29

Figura 32. Pelos cobrizos metálicos o verdosos como escamas.

34

30. Clípeo y gena parcialmente brillantes, proyectados, cara cónica; tercer segmento antenal

subcilíndrico, sin ángulo dorsal; callo basal en forma de mazo, plano; ala inusualmente larga,

completamente negra excepto por las mitades apicales de las células br y

bm…………………………………………....................................... Hemichrysops Kröber

- Clípeo y gena no se proyectan, este último raramente brilla; callo y ala no como arriba…..30

31. Labela al menos parcialmente brillante, esclerotizada (Figura 34); frons estrecho, generalmente

de 5 veces más alto que el ancho basal; callo pequeño, más estrecho que el frons; ojo en vida,

unicolor, sin bandas; tercer segmento antenal con fuerte ángulo

dorsal……………………………………………………....................... Phaeotabanus Lutz

- Labela no esclerotizada; frons generalmente menos de 4 veces más alto que el ancho basal; ojo

en la vida usualmente con bandas; tercer segmento antenal con ángulo dorsal débil o

fuerte…………..………………………………………………………………….31

Figura 33. Ausencia de callo basal.

Figura 34. Labela al menos parcialmente brillante, esclerotizada.

Figura 34. Labela al menos parcialmente brillante, esclerotizada.

35

32. Ojos desnudos, con al menos 2 bandas transversales en vida, claro sobre oscuro u oscuro sobre

claro, color claro generalmente verdoso, color oscuro morado o negruzco; en su mayoría

especies pequeñas con frondas medianamente anchas, a menudo con una mancha mediana de

pelo oscuro y callos redondeados o cuadrados generalmente tan anchos como las frondas;

Stenotabanos Lutz……………………......………………………………….32

- Ojos con, como máximo, una banda mediana oscura, generalmente unicolor o raramente

bicolor, piloso o desnudo; sin la combinación anterior de caracteres……………………34

33. Frons extremadamente ancho, menos del doble de alto que el ancho basal, callo basal pequeño,

redondeado, más estrecho que el frontal; hoyos tentoriales negros y brillantes por dentro;

flagelómeros apicales parcialmente fusionados de modo que solo 3 son

distinguibles..........................................................Stenotabanus (Brachytabanus) Fairchild

- Frons más estrecho, callos tan anchos como frontal; fosas tentoriales peludas; cuatro

flagelómeros apicales claramente visibles……………………………………………...33

34. Callo basal por lo general más alto que ancho, y con una prolongación anterior ensanchada

hacia un callo mediano más o menos definido, generalmente rodeado por una partícula de

cabello oscuro en contraste; ojos generalmente morados con 2 manchas verdes en la vida;

especies más oscuras, no restringidas a hábitats costeros o cercanos a la

costa……………………………………………….........Stenotabanus (Stenotabanus) Lutz

- Callo basal por lo general más ancho que alto, sin callo medio ni parche de cabello contrastante;

ojos generalmente morados con 3 bandas verdes o verdoso con 4 bandas oscuras en vida;

principalmente especies costeras pálidas ..........Stenotabanus (Aegialomyia) Philip

35. Con tubérculo bien marcado en el vértice y/o con claros vestigios de ocelos; ojos desnudos;

frons estrecho, callo basal en forma de mazo o en forma de

cresta……………………………………………………………………….…………..35

- Sin tubérculo en el vértice o vestigios claros de ocelos, aunque rara vez con tubérculo

ligeramente elevado, brillante o descolorido; si el tubérculo está presente, los ojos son pilosos,

o el frons ancho, o el callo basal redondeado………………………………39

36. Vestigios de ocelos casi siempre presentes; tibia ya sea todo fuertemente bicolor o

completamente negro; ala no estampada o manchada, a veces teñida o celda c amarillenta,

usualmente clara, escutelo y mesoescudo a veces con vestidura amarilla o blanca, a menudo

contrastando con el abdomen, rara vez todo negro; pelos en basicosta tan densas como en la

costa (excepcionalmente, una especie poco común con fuerte espina dorsobasal en el primer

flagelómero ................................................................................. Leucotabanus Lutz

- Vestigios de ocelos evidentes o no; tibias medias y traseras no prominentemente bicolor; alas

rara vez claras, ya sea teñidas, manchadas o con patrón oscuro; setas en basicosta casi siempre

de densidad reducida; raramente ausente; escutelo rara vez con vestidura pálida que contrasta

con el abdomen…………………………..………………………………...36

37. Alas claras, teñidas o con venas marginadas, o entrecruzadas con nubes prominentes, a menudo

más o menos oscurecidas apicalmente (Figura 35)…...........Stypommisa Enderlein

36

- Alas con un patrón oscuro prominente, que puede reducirse a un área pequeña debajo del

estigma, pero no consisten en sombras en las venas transversales o parche oscuro apical

prominente (Figura 36); Philipotabanus Fairchild…………………………….……..37

38. Alas con patrón oscuro irregular de extensión variable que deja áreas claras que rodean todas

las venas transversales y la bifurcación de la vena R4 y R5, (excepto P. grassator (Fairchild),

que tiene ala transparente excepto por un leve tinte pardusco debajo del estigma)

……………………………………Philipotabanus (Melasmatabanus) Fairchild

- Alas que van desde casi completamente negruzcas a transparentes, con un área pequeña y

oscura debajo del estigma, pero las venas transversales al final de la celda d y la bifurcación de

las venas R4 y R5 no están rodeadas por fenestras claras cuando se incluyen en un patrón

oscuro……………………………………………………………………………………38

39. Especies delgadas con frons 7 veces más altas que el ancho basal o más estrechas, palpos

maxilares y antenas delgadas; probóscide considerablemente más larga que los palpos

maxilares, con labela pequeña; alas con una banda negra debajo del estigma que incluye toda

la celda d pero no alcanzan el margen trasero o la bifurcación de las venas R4 y R5; ojos verdes

brillante en vida, macho con grandes facetas oculares

desnudas...........................................................Philipotabanus (Melasmatabanus) Fairchild

- Especies más gruesas con frons más ancho, no más de 6 veces más alto que el ancho basal;

palpo maxilar inflado y antenas más anchas (Figura 37); alas no como la anterior; probóscide

apenas más larga que el palpo maxilar, labela grande; ojo verde o rojo tinte en la vida,

desvaneciéndose a negro verdoso; macho con grandes facetas oculares largas

pilosas……………………………………………Philipotabanus (Mimotabanus) Fairchild

Figura 35. Alas entrecruzadas con

sombras prominentes.

Figura 35. Alas entrecruzadas con

sombras prominentes.

Figura 36. Ala con parche oscurol

prominente.

Figura 36. Ala con parche oscurol

prominente.

37

40. Con tubérculo pequeño redondeado en el vértice, a veces indistinto; primer segmento antenal

agrandado (Figura 38), más ancho que el tercer segmento; ojo de la hembra generalmente

vellosos, del macho densamente; ala con todas las venas cruzadas prominentemente manchadas

y celda r5 cerrada o fuertemente angostada en el margen del ala

……............................................................................................ Poeciloderas Lutz

- Sin la combinación de caracteres anterior; raramente con tubérculo en el vértice (Figura

39)…………………………………………………………………. …Tabanus Linnaeus

Figura 37. Palpo maxilar inflado y

antenas más anchas.

Figura 37. Palpo maxilar inflado y

antenas más anchas.

Figura 39. Primer segmento antenal

pequeño. Figura 38. Primer segmento antenal

agrandado.

figura 38. primer segmento antenal

agrandado.

38

4. CONCLUSIONES

• Se determinó la diversidad de la Familia Tabanidae en Honduras en donde se realizó un listado

preliminar de las 69 especies con las que contaba el país previo al estudio. A su vez se

reportaron 30 nuevas especies por primera vez en Honduras por lo que ahora el territorio cuenta

con una diversidad de 99 especies de tábanos lo que representa un aumento 43.48% con

respecto a los datos conocidos.

• Se analizó la importancia de los tábanos para el sector salud, pecuario y agrícola, se

describieron siete enfermedades relacionadas con la familia Tabanidae, que afectan caballos,

ganado bovino y humanos, no se hallaron las especies que transmiten las enfermedades de

acuerdo con la literatura, pero si existen dentro del territorio dos de los géneros que engloban

los principales vectores como: Chrysops y Tabanus.

• Se elaboró una clave dicotómica ilustrada, a partir de una clave existente, para facilitar la

identificación de subfamilias, tribus, y géneros comunes para el campus de Zamorano.

39

5. RECOMENDACIONES

• Identificar a nivel de especie los individuos faltantes.

• Desarrollar estudios de mayor amplitud de los tábanos dentro del campus utilizando distintas

trampas y comparar la eficacia de cada una.

• Realizar el análisis de los especímenes de las colecciones entomológicas de la Universidad

Nacional Autónoma de Honduras, Centro Universitario Regional del Litoral Atlántico, Escuela

Nacional de Ciencias Forestales.

• Realizar análisis de sangre en los caballos del campus para determinar la presencia de

tripanosomiasis y con ello determinar sí los tábanos dentro de la universidad son vectores de

dicha enfermedad.

40

6. LITERATURA CITADA

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