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Manejo de Nematodos Endoparásitos: Proyecciones Futuras.

Autores: Maylen Gómez y Magda Montes

I. Introducción:

En los últimos años, las investigaciones realizadas en el campo de los nematodos

fitoparásitos, han cobrado particular importancia, teniendo en cuenta el papel negativo que

desempeñan estos organismos en el desarrollo de cultivos de gran interés económico.

Si se comparan con aquellos de vida libre, solo unos pocos nematodos están involucrados en

el parasitismo de plantas; sin embargo, afectan una amplia variedad de cultivos, desde

temporales hasta árboles frutales y establecen en muchos casos relaciones biotróficas de gran

interés científico (Fenoll y Ohl, 1996), superadas únicamente por la simbiosis.

Las pérdidas que sufre la agricultura debido a la incidencia de los nematodos endoparásitos

sedentarios, alcanzan valores respetables. Por ejemplo, se plantea que la presencia del género

Meloidogyne en plantaciones de guayabo, constituye uno de los factores limitantes del cultivo

debido a las grandes pérdidas producidas. Se estima entre un 48 a un 57% de reducción en los

rendimientos (Suárez y Rosales, 1997)

Si añadimos que, además del daño directo que estos organismos ocasionan, muchas veces

dejan puertas de acceso para el establecimiento de hongos, bacterias y virus, estas cifras

pudieran alcanzar valores aún mayores. Aunque hoy se tiene claro el daño potencial que los

nematodos endoparásitos representan para la agricultura en general, todavía existen

dificultades con relación a su control.

En la actualidad, gracias al desarrollo alcanzado por la biotecnología y al estudio del

mecanismo de interacción planta nematodo, se concede gran importancia al empleo de

variedades resistentes como una posible alternativa de control. Estas ideas han surgido a partir

de los estudios de eventos bioquímicos, fisiológicos y moleculares que tienen lugar durante la

infección por nematodos. A estos temas nos referiremos en detalle en el curso del presente

trabajo.

II. Morfología y anatomía.

Los nematodos son organismos pluricelulares que miden generalmente menos de 2 mm de

largo. A pesar de su pequeño tamaño, su organización es bastante compleja. Poseen todos los

órganos y sistemas de órganos encontrados en los animales superiores, excepto sistema

circulatorio y respiratorio, los cuales no están definidos.

La mayor parte de estos organismos son generalmente alargados y cilíndricos. Se plantea que

en el caso de las hembras adultas de algunas especies fitoparásitas, cambian su forma

cilíndrica por la de saco, riñón u otras mostrando así un dimorfismo sexual entre la hembra y

el macho, aunque en otros casos el macho es quien presenta diferencias menos marcadas

(Bello y col., 1994)

En su mayoría, se reproducen de forma bisexual. Algunas especies presentan reproducción

partenogenética. El ciclo de vida es simple y directo y se divide en seis estadios: huevo,

cuatro estados larvarios y el adulto (Sijmons,1993).

Su sistema de alimentación consta de: boca, esófago e intestino. La boca en la mayor parte de

estos or ganismos esta provista de un estilete. Dicha estructura está provista de un conducto

interior y una musculatura que permite que el órgano sea retráctil y se pueda introducir en la

raíz y los tejidos de la planta para su alimentación (Bello y col., 1994).

III. Clasificación:

Los nematodos parásitos de plantas pertenecen al Phylum Nematoda. Generalmente se

clasifican en dos grandes grupos con relación a su ubicación en el tejido vegetal, o sea, al tipo

de relación biotrófica establecida con la planta hospedera (Bello y col., 1994). En este sentido

se habla de: nematodos ectoparásitos y nematodos endoparásitos.

Los ectoparásitos son aquellos que atacan la parte exterior de los tejidos. Se alimentan

introduciendo su estilete en los tejidos vegetales, pero cumplen todo o casi todo su ciclo

evolutivo en el exterior de la planta huésped (Sijmons, 1993). Los endoparásitos, como lo

indica su nombre, penetran el tejido vegetal (total o parcialmente). Se plantea que este grupo

pasa al menos una etapa de su vida en el in terior de los tejidos donde se alimenta y como

consecuencia produce serias lesiones: nódulos, agallas, deformaciones entre otras (Escobar y

col., 1999). Su persistencia en los tejidos por largos períodos supone el establecimiento de una

relación huésped – patógeno muy compleja, razón por la cual se trabaja hoy intensamente.

(Milligans y col., 1998; Sanz-Alférez y col., 1999).

Los endoparásitos a su vez se dividen en: migratorios y sedentarios. Los migratorios en

cualquier estado de desarrollo, excepto el de huevo, se mueven a través y fuera de los tejidos

del hospedero. Existen endoparásitos migratorios de partes aéreas y migratorios de partes

subterráneas.

Los endoparásitos sedentarios pueden ser divididos en dos grandes grupos: los nematodos

formadores de quistes y los nematodos formadores de nódulos o agallas en la raíz. Dentro de

este último grupo se encuentran ubicados los géneros Meloidogyne y Heterodera (Herreros y

col., 2001).

IV. Ciclo de Vida.

El ciclo de vida se inicia con la eclosión de los huevos y seguidamente la invasión de la raíz

por los estadíos infectivos. Estos estadíos son larvas de vida libre que habitan en la micela de

agua presente en los suelos y que necesitan penetrar en la raíz para completar su ciclo

reproductivo. Cuando estos estadios alcanzan la raíz, comienzan a explorar su superficie y

seleccionan una región particular para penetrar. Está región es la zona de elongación; donde

las células del meristemo apical se preparan para la diferenciación celular. Han sido

propuestas algunas posibilidades para la selección de este sitio, desde el reconocimiento de

moléculas específicas en la superficie de la raíz hasta señales físicas o químicas (Perry, 1997).

Una vez que se produce el reconocimiento de esta región entonces se produce la invasión.

Al penetrar la raíz se produce una migración intercelular o intracelular según el tipo de

nematodo, que concluye en el cilindro vascular. Los nematodos seleccionan entonces una

célula específica como precursora para la formación de un sitio de alimentación (SA),

estructura en la que permanecen durante su desarrollo, hasta completar su reproducción,

(Fenoll y col., 1997; Wyss, 1997; Herreros y col., 2001). Las células que conforman estas

estructuras dejan de manifestar su patrón normal de crecimiento, su maquinaria biosintética se

pone al servicio del nematodo .

Poco después de iniciada la alimentación los nematodos comienzan a inmovilizarse. En el

interior de los tejidos sufren tres mudas, hasta alcanzar su madurez sexual. Los machos

abandonan la raíz y las hembras comienzan a engrosar su cuerpo. Como resultado de este

engrosamiento provocan la ruptura de los tejidos quedando conectados con sus estilete al sitio

de alimentación y el resto del cuerpo expuesto en la superficie de la raíz (Sijmons, 1993). Los

huevos igualmente quedan en el exterior de los tejidos hasta su eclosión. Pueden estar dentro

de la hembra formando quistes (nematodos formadores de quistes) o inmersos en una matrix

gelatinosa (nematodos de agallas). Dentro de los huevos se forma el primer estadío larval y se

produce la primera muda antes de alcanzar el estado en el cual eclosionan. La producción de

huevos es un proceso muy perjudicial para la planta infectada. La formación de los mismos

supone una gran demanda de agua, nutrientes y fotoasimilatos (Fenoll y Del Campo, 1998).

En el caso de los nematodos formadores de quistes el macho se desarrolla mas rápido. Se

plantea que deja de alimentarse después de la tercera muda y emerge de la cutícula en estado

de J3 moviéndose hacia las hembras guiado por la atracción de feromonas. La mayoría de las

especies exhiben una reproducción sexual. El ciclo se desarrolla entre 3 y 8 semanas,

dependiendo del hospedero y de las condiciones ambientales. Con el tiempo, el cuerpo del

nematodo se endurece dando lugar a la formación de un quiste (Sijmons, 1993).

En los nematodos formadores de nódulos la reproducción es partenogénetica, aunque se

encuentran machos. Como resultado de la infección se forma una agalla o nódulo en la raíz

frecuentemente empleado para diagnosticar la infección. La extensión de la agalla depende de

la población de nematodos en particular y de la especie hospedera. El ciclo de vida dura

aproximadamente 6 semanas, al finalizar el nematodo muere y la célula gigante degenera

(Fenoll y Del Campo, 1998).

V. Daños ocasionados:

Los nematodos endoparásitos agrupan especies altamente polífagas que producen afectaciones

en diversos cultivos que incluyen temporales y perennes (Del Campo y col., 1996) Se

reportan daños en tomate, pepino, pimiento, guayabo, melón de agua, café, papa, entre otros

(Fernández, 1991; Talavera y col., 1999; Rodríguez y col., 2001).

Sanz-Alférez y col. (1995) señalan que “desde el punto de vista agrícola, los nematodos

sedentarios son frecuentemente responsables de reducciones en la productividad de muchas

cosechas. En ocasiones con efectos catastróficos y consideran que el género Meloidogyne es

sin duda uno de los agentes principales que afectan las explotaciones hortícolas intensivas,

sobre todo en las regiones tropicales pues las altas temperaturas favorecen su desarrollo. Los

cultivos atacados generalmente son especies de alto costo en el mercado por lo que una

disminución de la productividad suponen un costo económico elevado”.

Los daños que producen los nematodos se efectúan sobre las raíces. Estos se inician con la

ruptura de las células de la planta a través de su estilete, por la disolución de las paredes

celulares o por la inducción de cambios fisiológicos en las células como resultado de la

inyección de sustancias por el nematodo a través del estilete (Sijmons, 1993; Van Der Eyken

y col., 1996; Milligans y col., 1998). Estas afectaciones provocan una predisposición de la

planta al ataque de otros microorganismos patógenos como hongos, bacterias y virus que

penetran la planta a través de la heridas ocasionadas por el daño mecánico producido por el

nematodo (Suárez y Rosales, 1997)

En las plantaciones estas afectaciones se manifiestan con la aparición de síntomas como:

marchitez, presencia de parches en el campo con zonas de clorosis, enrollamiento o muerte de

las hojas, detención del desarrollo, deformación de las semillas o de los frutos, necrosis

externa e interna de las raíces, presencia de agallas o quistes en las raíces y proliferación del

número de raíces por acumulación de sustancias de crecimiento. El resultado final es la

destrucción de la capacidad vegetativa del cultivo (Gónzalez, 1984; Perry, 1997; Perry y

Advisor, 1999).

Generalmente los agricultores se inclinan a culpar la reducción de los rendimientos a

problemas como la carencia de fertilidad en el suelo, falta de agua, deficiencias de ciertos

elementos, quemaduras de sol, falta de luz entre otros factores, en circunstancias en que son

los nematodos la causa de estas anomalías (González, 1984)

En ocasiones estos organismos pueden estar presentes en el suelo y sin embargo, no se detecta

ningún efecto perjudicial sobre la planta, incluso puede que no se produzcan daños severos,

hasta pasado algún tiempo de establecido el cultivo.

VI. Mecanismo de interacción planta – nematodo.

VI.1 Nematodos formadores de quistes.

Los nematodos formadores de quistes poseen estiletes robustos que les permiten perforar la

pared celular. Los juveniles penetran la raíz en dirección al cilindro vascular,

perpendicularmente a la superficie de la raíz. La migración hacia el cilindro vascular, es

destructiva (intracelular) y los nematodos dejan un rastro de células muertas en su recorrido.

Cuando la endodermis es perforada y los nematodos penetran el cilindro vascular, la conducta

destructiva cambia por una explorativa; que finaliza con la identificación de la células

parenquimatosas y la selección de las células precursoras del sitio de alimentación (Wyss y

Zunke, 1986; Fenoll y del Campo, 1998).

Las secreciones inyectadas por los nematodos formadores de quistes disparan un proceso de

debilitamiento o caída de la pared celular entre la célula inicial del SA y las células

parenquimatosas vecinas a lo largo del cilindro vascular. Cambios a nivel de citoplasma y

núcleo son detectados a las pocas horas de iniciarse la alimentación. Los protoplastos se

fusionan dando lugar a un continuo de células, o sea un sincicio (Sijmons, 1993).

Los núcleos se agrandan y los nucléolos se hacen mas visibles. El citoplasma comienza a

hacerse denso con abundantes ribosomas y retículo endoplasmático, la vacuola central

desaparece y los plastídios y mitocondrias proliferan indicando un estado metabólico muy

activo. Las células vecinas son reclutadas para formar el sincicio, cuyo tamaño continua

incrementándose a lo largo del desarrollo del nematodo, especialmente cuando lo que se

desarrolla es una hembra. Las paredes celulares de las células que rodean al sincicio

comienzan a engrosarse e invaginarse en aquellos puntos próximos a los vasos del xilema

incrementándose la superficie para la toma de nutrientes (Zancheo and Bleve-Zancheo, 1995;

Golinowski y col., 1996).

Los nutrientes son tomados a partir de una estructura subcelular llamada tubo de

alimentación, que se forma alrededor del estilete del nematodo y que conecta la punta del

estilete con las regiones mas profundas del SA (Wyss y col., 1994). Esta estructura está

conectada con el retículo endoplasmático y está rodeada por un área de citoplasma libre de

organelos. De esta forma el nematodo puede liberar sus enzimas digestivas a través del tubo

para predigerir el citoplasma y producir moléculas de una talla conveniente para poder ser

tomadas por él durante su alimentación (Grundler y Bockenhoff, 1997).

VI. 2 Nematodos formadores de agallas.

Los nematodos formadores de agallas adoptan una estrategia diferente. La invasión se inicia

en la propia zona de elongación. En cambio, su estilete no es tan robusto como para perforar

las paredes celulares. Se plantea que estos nematodos segregan enzimas digestivas que

debilitan la lámina media entre células. Estos no penetran directamente al cilindro vascular

(Fenoll y Del Campo, 1998).

Los estadios juveniles se dirigen hacia el ápice de la raíz migrando a través de las células de la

corteza. Provocan con los movimientos vigorosos de sus cuerpos, el debilitamiento de las

paredes celulares, sin embargo no es una migración destructiva. Probablemente ellos sigan

esta conducta como consecuencia da la presencia de la banda de casparium, que puede

constituir una barrera física en su camino hacia el cilindro vascular (Wyss y col., 1992). Los

nematodos penetran cerca del meristemo donde la endodermis no se ha formado. Finalmente

rotan su migración 180º y penetran el cilindro vascular desde su base y continúan moviéndose

en dirección opuesta, hacia la zona de diferenciación, hasta su destino final (Sijmons y

col.,1991; Gravato y col., 1995).

Cuando los estadios juveniles alcanzan el cilindro vascular en desarrollo, reconocen una

célula particular y se establecen. Esta célula será la precursora para comenzar un sitio de

alimentación permanente, en el cuál el nematodo se alimentará durante su desarrollo completo

hasta su reproducción. A partir de esta momento dependen absolutamente de esta zona para

abastecerse de agua y de nutrientes (Sanz –Alférez y col., 1999; Herreros y col., 2001).

Después que se establecen, los músculos de la pared del cuerpo del nematodo degeneran y

este queda atrapado en la raíz (Fenoll y Del Campo, 1998).

Los nematodos formadores de nódulos inyectan secreciones de naturaleza desconocida, en las

células seleccionadas para comenzar el SA al igual que los formadores de quistes, pero la

respuesta de la célula precursora es diferente. El primer cambio detectable en la morfología

afecta el núcleo, con una serie de repetidas mitosis, mientras que la célula crece sin dividirse.

El resultado final es una célula grande multinucleada (Sijmons, 1993; Zancheo y Bleve-

Zancheo).

La distribución del retículo endoplasmático y los organelos concuerda en gran medida con la

del sincicio. Las células proximales a los vasos también se engrosan para aumentar la

superficie disponible para el intercambio. Frecuentemente el SA está compuesto por varias

células gigantes conectadas por plasmodesmos (Fenoll y Del Campo, 1998).

En muchos hospederos las células que rodean este SA comienzan a proliferar, produciéndose

entonces una agalla o nódulo en la raíz. Las células gigantes quedan contenidas dentro de la

agalla, que es el resultado de una hipertrofia vascular (Escobar y col., 1999).

VII. Mecanismo de Inducción de los sitios de alimentación:

En la actualidad existe toda una gran polémica con relación al mecanismo de inducción de

estos sitios y numerosas son las investigaciones que se realizan. Aunque se han logrado

notables avances, todavía no se conocen exactamente toda una serie de eventos bioquímicos y

fisiológicos que conllevan a la formación y funcionamiento de los sincicios y células gigantes.

Hasta el momento sólo se conoce que tiene lugar una profunda reprogramación de la

expresión genética durante la infección. Se produce la inducción de algunos promotores

específicos y el silenciamiento de otros. Estos cambios son el resultado de la interferencia con

la maquinaria que coordina la expresión genética con el ciclo celular (Sanz-Alférez y col.,

1999; Escobar y col., 2001).

Desde hace algún tiempo se considera que los componentes de las secreciones de los

nematodos son los responsables de disparar los mecanismos implicados en la inducción de los

sitios de alimentación (Goverse y col., 1999). La naturaleza de las secreciones aún no se

conoce claramente; no obstante, algunas proteínas ya han sido identificadas. Entre éstas se

encuentran enzimas líticas como celulasas y peptinasas, que se piensa estén involucradas en la

penetración de los tejidos de la planta y establecimiento del SA. También se han identificado

enzimas digestivas (proteasas) que se relaciona con la propia alimentación del nematodo.

Algunos grupos de investigación han producido anticuerpos monoclonales que reconocen

como antígenos a elementos presentes en las secreciones. Algunos de estos antígenos han sido

identificados; sin embargo, su rol específico en los mecanismos de inducción de estos sitios

no ha quedado claro (De Boer y col., 1996; Willianson y Hussey, 1996; Fenoll y Del Campo,

1998). En trabajos recientes en el fraccionamiento de estas secreciones y las fracciones

resultantes han sido empleadas para inducir una respuesta en ausencia de nematodos

(Robertson y col., 1999).

Algunos autores ya han reportado cambios en la expresión de genes específicos en los SA

(Gheysen y col., 1996; Aristízabal y col., 1996; Fenoll y col., 1997). Los cambios en la

expresión génica en los S.A que han sido comprobados, ocurren probablemente a nivel de la

activación de promotores (Van der Eycken y col., 1996; Barthels y col., 1997).

Los primeros cambios en la expresión genética durante el desarrollo de estos sitios, fueron

detectados a nivel de RNA mensajeros, aunque estos cambios no fueron específicamente

asociados a la formación de los sitios (Fenoll y Del Campo, 1998). Desde entonces algunos

grupos científicos se dedicaron a la construcción de librerías genómicas.

A partir de monitoreos diferenciales de estas librerías, se han identificados genes, que son en

ocasiones, muy específicos de los SA. Este es el caso de los genes de tomate Lemmi8, así

como Lemmi9, altamente transcrito en células gigantes después de una infección con

Meloidogyne incognita (Van der Eycken y col., 1996; Fenoll y col., 1997; Escobar y col.,

1999).

Aunque se desconoce la función del gen Lemmi9 , la proteína que se deduce de su secuencia

presenta gran homología con la proteína de algodón LEA4, que se induce en condiciones de

estrés salino (Sanz- Alférez y col., 1999; Escobar y col., 1999). No ha sido encontrada una

función similar para Lemmi9. Se plantea que la acumulación de este gen en células gigantes

pudiera estar relacionada con cambios osmóticos durante el desarrollo y funcionamiento de

estas células (Escobar y col., 1999).

La extensina Lemmi8 es una proteína estructural de pared celular y es otro de los productos

génicos en los que se trabaja intensamente (Bucher y col., 1997). Estudios realizados revelan

que la expresión de este gen aumenta durante la infección por nematodos. Estos hechos

sugieren una implicación de las extensinas en los procesos defensivos de la planta.

Posiblemente las extensinas impidan el avance de estos patógenos al aumentar la rigidez de la

pared celular debido a su entrecruzamiento molecular (Hernández y col., 2001).

Para identificar genes de respuesta a nematodos se ha seguido como estrategia, el empleo de

plantas transgénicas con fusiones del gen reportero uidA (codifica para la B- glucoronidasa)

con promotores de genes conocidos. Esto permite detectar histoquimícamente la expresión

génica dentro del SA y así estos genes pudieran ser catalogados como específicos de los SA o

del tejido que rodea a este sitio (Del Campo y col., 1996; Fenoll y col., 1997; Escobar y col.,

2001).

En Tabaco uno de los promotores identificados por esta vía es el que corresponde al gen

TobRB7. Este gen codifica para una acuaporina de membrana, posiblemente involucrada en la

toma de agua en células gigantes(Sanz-Alférez y col., 1993; Opperman y Conkling, 1996).

Los promotores de los genes que codifican para las distintas isoformas de HMGRasa

(Hidroximetil- glutaril-Coa Reductasa) también se han reportado que responden ante una

infección por nematodos. Este gen se ha relacionado con la síntesis de esteroles vegetales que

los nematodos precisan para producir sus propias hormonas. Dentro de estos HMG2,

involucrado en la producción de fitoalexinas, es inducido por nematodos formadores de

agallas, quizá como un mecanismo de defensa.

El promotor de HMG1 también es inducido por nematodos en Arabidopsis (Aristízabal,

1996). En este caso la expresión es muy específica de células gigantes y puede ser detectada

fácilmente. La restringida expresión de este gen en células gigantes y el hecho de que su

expresión no ha sido correlacionada con un menor desarrollo del nematodo, sugiere tal vez,

una función diferente a la de su implicación en los mecanismos de defensa. Estudios mas

recientes en Arabidopsis parecen demostrar un papel mas claro de esta enzima en la

biogénesis de la pared celular, la membrana y también en el tráfico vesicular (Bleve-

Zancheo, 1997).

Son pocos lo genes reportados como específicos en estos sitios. Todavía quedan interrogantes

que hasta hoy no tienen claras respuestas. Queda por conocer dentro de estos promotores que

secuencias responden a nematodos y que factores transcripcionales regulan su expresión. El

estudio de estos factores de transcripción permitirá entender como estos nematodos inician

estas cascadas de eventos que concluyen con la diferenciación de un sitio de alimentación.

VIII. Estrategias de control.

Con relación a los métodos de control, hasta hace muy pocos años se realizaba mediante el

empleo de agroquímicos, uso de cultivares resistentes (resistencia natural) y determinadas

prácticas de manejo agronómico. El control químico en muchos casos resultó insuficiente, con

la agravante de la contaminación ocasionada por el uso indiscriminado de productos de gran

toxicidad y residualidad. Existe una tendencia mundial hacia evitar los riesgos de la

aplicación de plaguicidas para los agricultores y los consumidores.

Una estrategia promisoria para el control de estos organismos puede ser el uso de cultivares

resistentes la cual se ha ido fortaleciendo a medida que ha evolucionado el conocimiento

científico en estos últimos años.

La aparición reciente de la ingeniería genética, ha permitido obtener plantas resistentes a

través de la introducción de genes. Esta variante utilizada en la Nematología Agrícola, ha

tenido sus limitaciones porque en muchos casos estas plantas confieren resistencia a una

especie de nematodo en cuestión. Existen proyectos de investigación que persiguen obtener

plantas resistentes que confieran resistencia a más de una especie de nematodo. El primer

reporte ha sido en remolacha azucarera confiriendo resistencia a nematodos formadores de

quites (Cai y col., 1997; Fenoll y Del Campo, 1998).

IX. Proyecciones futuras

El incremento del conocimiento de eventos precisos que tienen lugar durante el proceso de

infección provocado por algunos nematodos está posibilitando designar nuevas estrategias

basadas en el empleo de plantas resistentes obtenidas por ingeniería genética.

Las investigaciones deberían enfocarse sobre los sitios de alimentación, ya sea bloqueando su

inducción o interfiriendo en su normal funcionamiento, de manera que los nematodos no

puedan completar su ciclo reproductivo (Del Campo y col., 1996; Fenoll y Del Campo, 1998;

Herreros y col., 2001). Para ello las investigaciones se han dirigido en dos sentidos, ambos

basados en el uso de promotores más o menos específicos de los SA y estas son:

1. Prevenir la acumulación del producto de determinados genes que son esenciales para la

alimentación del nematodo.

2. Provocar Expresión de proteínas citotóxicas en estos sitios.

El primer estudio fue realizado en plantas de tomate transformadas. La construcción consistía

en una fusión del promotor del gen TobRB7 con una versión antisentido de su propia región

de codificación (Opperman y Conckling, 1996). Como resultado se obtuvieron plantas donde

los niveles de infección con M. incognita se redujeron notablemente. Esto se debe a que no

hay acumulación de acuaporina en células gigantes, interfiriendo su normal funcionamiento.

El uso comercial de esta plantas, sin embargo, no tuvo muy buenos resultados. El promotor

TobRB7 es inducido por nematodos formadores de nódulos, por lo que no hay manifestación

de resistencia para los formadores de quistes. Además las plantas mostraron afectaciones en la

producción de semillas.

Ohl y col., en 1997, desarrollaron estudios sobre la expresión de proteínas citotóxicas en

sincicios de Arabidopsis. Para ello introdujeron promotores específicos en los sitios de

alimentación, reportándose una disminución significativa de la infección y de la producción

de huevos.

Las proteínas anti-nematodos también pueden interferir en el desarrollo y establecimiento de

la infección cuando son expresadas a altos niveles por promotores constitutivos. Estas

proteínas reconocen componentes moleculares implicados en el proceso de infección. Dentro

de ellas se destaca Orizacystatin, un inhibidor peptídico de proteasas de serina, aisladas de

semillas de arroz y que bloquea efectivamente proteasas digestivas de Globodera pallida.

Las plantas transgénicas que expresan el gen del inhibidor de proteasas bajo el control del

promotor 35S, tienen un nivel considerable de resistencia. Esto constituye un ejemplo de

cómo proteínas que interfieran en la correcta alimentación del nematodo y que ya han sido

empleadas para otros patógenos de plantas, pueden ser usadas en el control de nematodos

endoparásitos sedentarios (Urwin y col., 1995).

Otras estrategias empleadas son: el uso de anticuerpos contra las secreciones de estos

organismos, inhibidores de enzimas digestivas presentes en las secreciones, enzimas

hidrolíticas como colagenasas, que pueden afectar su cutícula y la B-endotoxina de Bacillus

thuringiensis (Burrows, 1996, Stiekema y col., 1997; Fenoll y Del Campo, 1998).

Los cultivares de tomate que portan el gen Mi (confiere resistencia a tres especies de

Meloidogyne ) también han sido muy utilizados en estos últimos años para contrarrestar los

efectos tan dañinos de este género. Desafortunadamente muchas de la poblaciones de

Meloidogyne han sobrepasado esta resistencia, lo que ha conllevado a la necesidad de

continuar estudiando mas a fondo la relación establecida entre estos fitoparásitos y sus

hospederos (Milligans y col., 1998).

En la naturaleza existen especies que manifiestan resistencia natural. Los aportes del

conocimiento humano han permitido que estas respuestas defensivas que poseen muchas

plantas ante el ataque por patógenos, puedan ser potenciada. Este es el caso de los llamados

elicitores (naturales y químicos), que pueden conferir una resistencia a partir de la activación

de genes asociados a la resistencia sistémica adquirida (Friendrich y col., 1996, Lawton y col.,

1996).

Existen en la actualidad resultados muy promisorios. Productos comerciales ofrecen una

excelente alternativa como elicitores naturales y químicos. Algunos de ellos manifiestan una

activación similar a un sistema de defensa natural de la planta con su aplicación exógena

(Lanfontaine y Benhamou, 1996; Benhamou y Bélaguer, 1998 (a) Benhamou y Belaguer,

1998 (b)). El quitosan es un potente elicitor de pared celular. Este producto es capaz de

inducir la actividad de quitinasas, fitoalexinas, inhibidores de proteasas y componentes

estructurales como callosa y lignina. Se plantea que pudiera ocasionar el engrosamiento de la

pared celular y por consiguiente restringir le crecimiento y multiplicación del patógeno

(Benhamou, 1996).

Actualmente el estudio de variedades resistentes es un tema al que se le está prestando

particular importancia, sin embargo, todavía se desconocen muchos de los mecanismos

involucrados en el desarrollo de una respuesta defensiva.

En las interacciones patógeno- hospedero subyace una interacción genética que, de manera

obligada, acarrea la co-evolución de ambos, fundamentalmente por presiones selectivas

recíprocas, aunque también favorecidas por otros factores tanto bióticos como abióticos. Es

necesario un conocimiento preciso de esta interacciones para poder definir nuevas estrategias

de manejo integrado (Slack, 2001; Del Campo col., 2001). Se hace necesario, por tanto,

profundizar en los procesos de interacción planta-nematodo con el fin de caracterizar las bases

moleculares de la resistencia y definir medidas de control respetuosas con ele ambiente y que

garanticen la seguridad del productor y el consumidor.

Bibliografía.

- Aristízabal, F. A. 1996. Identification y análisis de la expresión en plantas de genes

regulados por nematodos endoparásitos. PhD Dissertation.Universidad Autónoma, Madrid,

Spain.

- Aristízabal, F. A., Serna, L., Sanz-Alférez, S., Escobar, C., Del Campo, F.F., Grundler,

F.M.W, Fenoll, C. 1996. Molecular analysis of nematode inducible plant genes. 8 Congress

International on Molecular Plant-Microbe interactions, Knoxville, USA.

- Basthels, N., Van der Lee, F.M., Klap, J.C.,Goddijn, O.J.M., Karimi, M., Grundler, F.M.W,

Ohl, S.A., Lindsey, K., Robertson,L., Robertson, W.M., Van Montagu, M., Gheysen, G.,

Sijmons, P. y col. 1997. Regulatory sequences of Arabidopsis thaliana drive reporter gene

expression in feeding structure. Plant Cell. 9: 2119-2134.

- Bello, A., Escuer, M, Pastrana, M.A. 1994. Los nematodos fitoparásitos y su control en

ambientes mediterráneos. Patología vegetal II:1039-10100.

- Benhamou, N. 1996. Elicitor induced plant defence pathways. Trends in plant science. 1(7):

1360-1385.

- Benhamou, N. y Belanger, R. R. 1998 (a). Benzothiadiazole mediated induced resistance to

Fusarium oxysporum f. sp. radicis lycopersici in tomato. Plant Physiology. 118: 1203-1212.

- Benhamou, N. y Belanger, R. R. 1998 (b). Induction of systemic resistance to Phythium

damping off in cucumber plants by benzothidiazole: ultraestructure and cytochemistry of the

host response . Plant J. 14: 13-21.

- Bleve-Zancheo, T., Melillo, M.T., Zancheo, G., Arístizabal, F., Serna, L., Del campo, F.F.,

Ferre, A., Boranat, A., Fenoll, C. 1997. B- tubulin and HMGR colocalize in meristems and

nematode-indiced giant cells in Arabidopsis roots. XI European Congresss on Electron

Microscopy, Dublin,Ireland.

- Bucher, M., Schroeer, B., Willmitzer, L., Riesmeier, J.W. 1997. Two genes encoding

extensin- like proteins are predominantly expressed in tomato root hair cells. Plant Molecular

Biology 35: 497-508.

- Cai, D., Kleine, M., Harlof, H., Sandal, N., Marcker, K., Kleinlankhorst, R.M., Salentijm,

E., Lange, W., Skiema, W., Wyss, U., Grundler,F., Jung, C. Y col.1997. Positional cloning of

a gene for nematode resistance in sugar beet. Science, 275: 832-834.

- De Boer, J., Smant,G., Goverse, A., Davis, E.L., Overmars, H.A., Pomp, H., Van Gent-

Pelzer, M., Silverentant, J.F., Stokkermans, J.P.W.G., Hussey, R.S., Gommers, F.J., Bakker,

J., Schots, A. 1996. Secretory granule proteins from the subventral esophagel glands of the

potato cyst nematode identified by monoclonal antibodies to a protein fraction from second

stagejuveniles. Mol Plant Microbe interactions, 9: 39-46.

- Del Campo, F. F. 1996. Promoter analysis of plant genes, whoes expression is altered upon

root-knot nematode infection. X FESPP C0ongress. Florence.

- Del Campo, F. F. Y col. 2001. Caracterización de la resistencia natural e inducida en

guayabo frente a Meloidogyne spp. Programa de cooperación científica con iberoamérica

2001. Proyectos conjuntos de investigación.

- Escobar, C., De Meutter, J., Aristízabal, F., Sanz-Alférez, S., Del Campo, F.F., Barthels, N.,

Van Der Eycken, W., Seurinck, J., montagu, M., Gheysen, G., Fenoll, C. 1999. Isolation of

LEMMI9 gene and promoter analysis during a compatible plant nematode interactions.

Molecular plant microbe interactions 12(5): 440-449.

- Escobar, C., Barcala, M., Portillo, M., Aubareda, A., Fenoll, C. 2001. Análisis de la

actividad promotara del gen de respuesta a choque termico Ha hsp17.7GA en planatas de

tabaco infectadas con Meloidogyne incognita. Regulación de la expesión genica y

transducción de señales. IV reunión de Bilogía Molecualr de Plantas. Toledo. España: 88.

- Favery, B.P., Lecomte, P., Gil, N., Bechtold,N., Bouchez, D., Dalmasso, A., Abad, P. 1998.

RPE. A plant gene involved in early developmental steps of nematodes feeding cells.

EMBOM J. 17: 6799-6811.

- Fenoll, C., Aristízabal, F.A., Sanz-Alférez, S., Del Campo, F.F. 1997. Regulations of Gene

Expression in Feeding Site. Cellular and Molecular Aspects of Plant Nematode Interactions.

Kluwer Academic Publ. Netherlans: 133-149.

- Fenoll, C y Ohl, S.A. 1996. Root endoparasitic nematodes: enemieis underground.Trens in

plant sicience 1(8):1360-1385.

- Fenoll, C. y Del Campo, F. F. 1998. The molecualr basis of nematode endoparasitism in

plants. Physiology Molecualr Biology Plants 4: 9-18.

- Fernández, E. Los nematodos del género Meloidogyne Goeldi en le cultivo de la guayaba (

Psidium guajava L.) y su control. Tesis presentada en opción la grado de Doctor en Cinecias

Agrícolas.

- Friedrich, L., Lawton, K., Ruess, W., Masner, P., Specker, N., Gut Rella, M., Meier, B.,

Dincher, S., Staub., T., Uknes, S. 1996. A benzothiadiazole deriva te induces systemic

acquired resistence in tobacco. Plant J. 10: 61-70.

- Gheysen, G., De Almeida-Engler, J., Van Montagu, M. 1997. Cell cycle regulation in

nematode feeding sites. Cellular and molecular aspects of plant nematode interaction. Kluwer

Academic Publ, Dordrecht, Netherland: 10-132.

- González, H. 1984. Principales problemas causados por nematodos fitosanitarios en Chile.

Rev ACONEX. 7: 11-15

- Golinoswski, W., Grundler, F.M.W., Sobezak, M. 1996. Changes in the structure of

Arabidopsis thaliana induced during development of females of the plant parasitic nematode

Heterodera schachtii. Proplasma. 194: 103-116.

- Goverse, A., Rouppe Van der Voorty, J., Rouppe Van der Voorty, C. Kavelaars,A., Smant,

G., Schots, A., Bakker, J., Helder, J. 1999. Naturally induced secretions of the potato cyst

nematode co-estimulate the proliferation of both tabacco leaf protoplasts and human

peripheral blood mononuclear cells. Mol. Plant. Microbe Interactions.

- Gravato, M.J., Von Mende, N., Dolan, L., Schmidt, K.P., Evnans, K., Mulligan, B.1995.

Inmunolabelling of cell surfaces of Arabidopsis thaliana roots following infections by

Meloidogyne incognita. J. Expt. Bot. 46: 1711-1720.

- Grundler, F.M. y Bockenhoff, A. 1997. Physiology of nematodes feedong and feeding sites.

Cellular and molecular interactions. Kluwer Academic Publ. Dordrecht. Netherlands: 107-

119.

- Hernández, L.E., Uria. V., Donate, E., Gómez, M., Del Campo, F.F. 2001. Posible

implicación de la expresión temprana de genes de extensina en la respuesta sistémica de

defensa de tomate a Meloidogyne spp. Interacción planta -patógeno. IV Reunión de biología

Molecular de plantas. Toledo. España: 166.

- Herreros, E., Escobar, C., Muñoz-Martin, M., Mullineaux, P., Fernández-Lobato, M., Fenoll,

C. 2001. Inducción de promotores virales en plantas transgénicas infectadas por nematodos

fitopatógenos. VI Reunión de Biología Molecular de Plantas.Toledo. España: 156.

- Lanfotaine, P.J., Benhamou, N. 1996. Chitosan treatment: a emerging strategy for enhancing

resistance of greenhose tomate plants to infection by Fusarium oxysporum. F.sp. radicis-

lycopersici.Biocontrol Sci. Technol. 6: 111-124.

- Lawton, K.A., Friedrich, L., Hunt., M., Weymann, K., Delaney, T., Kessmann, H., Staub, T.,

Ryals, J. 1996. Benzothiadiazole induces disease resistance in Arabidopsis by activation of

the systemic acquired resistance signal transduction pathway. Plant J. 10: 71-82.

- Milligans, S. B, Bodeau, J., Yaghoobi,J., Kaloshian,i., Zabel, P., Williamson, V. 1998. The

root knot nematode resistance gene Mi from Tomato is a member of de Leucine Zipper,

nucleotide binding, leucine rich repeat family of plant genes. Plant Cell 10: 1307-1319.

- Ohl, S., Van der Leee, F.M., Sijmons, P.1997. Anti-feeding structure approaches to

nematode resistance. Cellular and molecular aspects of plant-nematode interactions. Kluwer

Academic Publ., Dordrecht, Netherlands:250-261.

- Perry, R.N. 1997. Plant signals in nematode hatching and attractions. Cellular and molecular

aspects of plant- nematode interactions. Kluwer Academic Publ. Dordrecht. Netherlands.:38-

50.

- Perry, E. y Advisor, F. 1999. Plnat Ahead for effefctive garden nematode control. Plant

Ahead For Effective Garden Nematode Control.htm:1-2.

- Robertson, L.W.M. y Robertson, J.T. 1999. Direct analysis of secretions of the potato cyst

nematode Globodera rostochiensis. Parasitology 119.

- Rodríguez, M.G, Sánchez, L., Arocha, Y., Peteira, B., Solórzano,E., Rowe, J. Identification

and characterization of Meloidogyne mayaguensis from Cuba. #3 Reunión Anual de la

Organización de Nematólogos de los Trópicos Americanos.: 6.

- Sanz-Alférez, S., Del Campo, F.F., Fenoll, C. 1993. Modificación por nematodos del

programa de expresión génica en raíces. II reunión de Biología Molecular de Plantas. 7: 10.

- Sanz-Alferéz, S., Serna, L., Aristízabal, F.A., Santamaría, B., Del Campo, F.F., Fenoll,

C.1995. Elementos de respuesta a nematodos en promotores de genes vegetales. III Reunión

de Biología Molecular de Plantas. 21-23.

- Sanz-Alferéz, S., Uribe, X., Aristízabal, F.A., Herreros, E., Del Campo, F.F., Fenoll, C.

1999. Cis elements in nematode responsive promoters. Phytosfere´99. Highlights in Eupean

Plant Biotechnology: 177-182.

- Slack, S.A. 2001. Plant pathology in the new millenium. Conferencia magistral. Seminario

Científico Internacional de Sanidad Vegetal. Cuba: 4.

- Sijmons, P.C., Grundler, F.M.W., von Mende, N., Burrows, P.R., Wyss, U. 1991.

Arabidopsis thaliana as a new model host for plant parasitic nematodes. Plant J. 1: 245-254.

- Sijmons, P.C. 1993. Plant nematode interactions. Plant molecular biology 23: 917-931.

Stiekema, W.J. y col., 1997. Towards plantibody-mediated resistance against nematodes.

Cellular and molecular aspects of plant-nematode interactions. Kluwer Academic Publ.,

Dordrecht. Netherlands: 26-271.

- Suaréz, Z; Rosales, L.C. 1997. Nematodos asociados a los frutales y su control. I: Frutales

perennes.http://www. fonaiap.gov.ve/publica/divulga/fd59/nemato.htm.

- Talavera, M., Valor, H., Tobar, A. 1999. Nematodos parásitos de los cultivos intensivos bajo

plástico en las áreas de carchuna ( Granada) y balanegra ( Almería). Cuadernos de

Fitopatología. 1 er Trimestre: 4-7.

- Urwin,P.E., Atkinson,H, J., Waller, D.A., McPherson, M.J. 1995. Engineered oryzacystatin-

I expressed in trasgenic hairy roots confers resistance to Globodera pallida.Plnat J. 8: 121-

131.

- Van der Eycken, W., de Almeida Englert, J., Inze, D., Van Montagu, M., Gheysen, G. 1996.

A molecular study of root knot nematode induced feeding sites. Plant J. 9: 45-54.

- Willianson, V. M. y Hussey, R.M. 1996. Nematode pathogenesis and resistance in plants.

Plant Cell, 8: 1735-1745.

- Wyss, U. y Zunke, U. 1986. Observations on the behaviour of second stage juveniles of

Heterodera schachtii inside host roots. Revue Nematol. ): 153-165.

- Wyss, U., Grundler, F.M.W., Munch, A. 1992. The parasitic behaviour of second stage

juveniles of Meloidogyne incognita in roots of Arabidopsis thaliana. Nematologica. 38: 98-

111.

- Wyss, U. 1997. Root parasitic nematodes: An overview, in: Cellullar and molecular aspects

of plant-nematode interactions. C. Fenoll ,F.M.W. Glundler and S.A. Ohl.. Kluwer academic

publishers. Netherlands: 5-22.

- Zancheo, G. y Bleve-Zancheo, T. 1995. Plant nematode interactions: histological,

physiological and biochemical interactions. Pathogenesis and Host specificity in plnat

diseases. Histopathological, Biochemical, genetic and Molecular Bases. Vol II Eukaryotes.

Pergaman Press, Oxford, uk: 321-353.